Embed Size (px)
Citation preview
UNIVERZITET U NIŠU
PRIRODNO-MATEMATIČKI FAKULTET
DEPARTMAN ZA BIOLOGIJU I EKOLOGIJU
Šelmić Nevevna
“EFEKAT RAZLIČITIH REGULATORA RASTENJA NA REGENERACIJU
Micromeria pulegium in vitro”
Master rad
UNIVERZITET U NIŠU
PRIRODNO-MATEMATIČKI FAKULTET
DEPARTMAN ZA BIOLOGIJU I EKOLOGIJU
“EFEKAT RAZLIČITIH REGULATORA RASTENJA NA REGENERACIJU
Micromeria pulegium in vitro”
Master rad
Kandidat: Mentor:
Šelmić Nevena, broj indeksa: 9 Dr Dragana Stojičić,docent
Niš, 2013.
UNIVERSITY OF NIŠ
FACULTY OF SCIENCES AND MATHEMATICS
DEPARTMENT OF BIOLOGY AND ECOLOGY
“THE EFFECT OF DIFFERENT GROWTH REGULATORS ON THE REGENERATION OF
Micromeria pulegium in vitro"
Master thesis
Candidat: Mentor:
Šelmić Nevena, nbr. of index:9 Dr Dragana Stojičić,assistant professor
Niš, 2013.
Posebnu zahvalnost želim da uputim svom mentoru, dr Dragani Stojičić na izboru teme, na savetima i dragocenoj pomoći prilikom izrade master rada.
Zahvaljujem se i asistentkinji Svetlani Tošić na pruženoj pomoći pri izradi eksperimenata. Ovaj master rad je rađen u okviru doktorske disertacije asistenta Svetlane Tošić i sadrži još uvek nepublikovane rezultate. Za analizu je kirišćen materijal sakupljen za potrebe izrade disertacije.
Ovaj rad posvećujem svojim roditeljima, bratu, sestri i svom dečku s ljubavlju...
Hvala vam što ste verovali u mene!
Sadržaj
1. UVOD 1
1.1Micromeria pulegium (Rochel) Bentham 2
1.2.Tipovi kulture in vitro 4
1.3. Izolacija i inokulacija eksplantata 6
1.4. Vegetativno razmnožavanje in vitro 7
1.4.1. Mikropropagacija 9
1.4.2. Sistemi (faze) mikropropagacije 11
2. CILJ RADA 13
3. MATERIJAL I METODE 15
3.1. Biljni material 16
3.2. Sterilizacija biljnog materijala 16
3.3. Sterilizacija hranljive podloge, rastvora i laboratorijskog pribora 16
3.4. Hranljiva podloga 17
3.4.1. Hranljive podloge za indukciju aksilarnih pupoljaka 18
3.5.Hranljive podloge za razviće aksilarnih pupoljaka Micromeria pulegium 19
3.6. Hranljive podloge za indukciju korenova na aksilarnim izdancima
Micromeria pulegium 19
4. REZULTATI 20
4.1. Uvođenje M. pulegium u kulturu in vitro 21
4.2. Indukcija aksilarnih pupoljaka na nodalnim eksplantatima M. pulegium 21
4.3.Indukciju korenova na aksilarnim izdancima Micromeria pulegium 27
5. DISKUSIJA 28
6. ZAKLJUČAK 31
7. LITERATURA 33
SKRAĆENICE
kin - 6-furfuril-aminopurin, kinetin
IAA - indol-3-sirćetna kiselina
Apstrakt
Endemična vrsta južnih Karpata Micromeria pulegium prema dostupnoj literaturi do sada nije
uvedena u kulturu in vitro. Korišćenjem različitih regulatora rastenja iz grupe citokinina i
auksina, indukovani su aksilarni pupoljci na nodalnim eksplantatima ove biljne vrste.
Najefikasnija kombinacija regulatora rastenja bila je 30 μM kin i 0,57 μM IAA. Dobijeni
izdanci su ožiljavani korišćenjem auksina, najveći procenat ožiljenih izdanaka dobijen je na
hranljivoj podlozi sa 0,1 μM IAA. Na ovaj način je Micromeria pulegium uspešno
regenerisana u uslovima in vitro.
Ključne reči : Micromeria pulegium, kinetin, aksilarni pupoljci.
Abstract
The endemic species of the Southern Carpathians Micromeria pulegium, according to the
available literature, has not yet been introduced in culture in vitro. By using different growth
regulators from the group of cytokinins and auxins, axillary buds have been induced on nodal
explants of this plant species. The most effective combination of growth regulators has been
30 μM kin and 0.57 μM IAA. The obtained shoots have been propagated by using auxin, the
highest percentage of the propagated shoots has been obtained on a culture medium with 0.1
μM IAA. In this way, Micromeria pulegium has been successfully regenerated in vitro.
Keywords: Micromeria pulegium, kinetin, axillary buds.
1
1. UVOD
2
1. Micromeria pulegium (Rochel) Bentham
Plantae
Magnoliophyta
Magnoliopsida
Asteridae
Lamiales
Lamiaceae
Micromeria pulegium (Rochel) Bent
Micromeria pulegium je vrsta koja spada u rod Micromeria. Naime Micromeria se deli na:
Pseudomelissa (M. thymifolia, M. albanica, M. dalmatica i M. pulegium) i Eumicromeria (M.
croatica, M. juliana, M. cristata i M. parviflora). Red kome pripada biljka koju ispitujemo u
ovom radu, je red Lamiales, a familija Lamiaceae.
Lamiales su zeljaste, jednogodišnje i višegodišnje, ređe drvenaste i lijanske biljke. Listovi su
bez stipula, naspramno raspoređeni, prosti ili na različite načine sečeni. Cvetovi su zigomorfni
ili aktinomorfni, petočlani ili četvoročlani, retko višečlani, dvopolni ili ređe jednopolni.
Perijant se sastoji iz čašice i krunice. Čašica je, po pravilu, cevasta. Krunica je većinom
dvousnata, retko odsutna. Andreceum se sastoji od 4, ređe 2, ili iz jednog prašnika. Tučak je
sinkarpan sastoji se iz 2, retko više, ili iz jednog oplodnog listića. Cvetovi su složeni u
cimozne ili botrične cvasti, retko pojedinačni.
Red Lamiales sadrži familije: Verbenaceae, Lamiaceae,Phrymaceae i Callitrichaceae.
Familija usnatice (Lamiaceae, Labiate) predstavlja jednu veoma važnu i brojnu grupu biljaka.
Prema različitim procenama ovoj grupi pripada od 3200 pa sve do 6-7000 hiljada vrsta.U
našoj zemlji ima 147 vrsta, i oko trideset rodova. Uglavnom vole suva staništa sa puno sunca.
Najčešće su kosmopolitskog rasprostranjenja, a najveća raznolikost vrsta prisutna je u oblasti
Mediterana, Male i Centralne Azije.
3
Među vrstama postoje značajne razlike u rasprostranjanju, neke poput dobričice (Glechoma
hederacea) rastu na skoro svim kontinentima, dok neke poput rtanjske metlice (Nepeta
rtanjensis) rastu na jednoj jedinoj planini-Rtnju. Od svih familija viših biljaka Lamiaceaesu
drugepo broju vrsta u ovom delu Evrope. Od navedenog broja vrsta čak 84 vrste su Balkanski
endemiti.
Cvetovi su zigomorfni, retko aktinomorfni, dvopolni, petočlani, ponegde četvoročlani. Čašica
je petočlana ili petoperna ili dvousnata, trajna i postfloralno razrasta. Krunica je cevasta,
petoperna uvek više-manje dvousnata, izuzetno jednousnata. Andreceum se sastoji od četiri
dinamična prašnika, ili dva prašnika i dve staminodije. Tučak je sinkarpan, sagrađen od dva
oplodna listića; plodnik je nadcvetan dvook, ili zbog sekundarno razvijene pregrade
četvorook, i u svakom okcu po jedan semeni zametak. Stubić je uvučen između okaca i na
njegovoj osnovi inseriran. Plod se sastoji od četiri oraščića ili usled zakržljalosti samo tri ili
jednog oraščića.
Mogu biti zeljaste biljke, polužbunovi, žbunovi i nisko drveće. Listovi su dekusirani bez
zalizaka, prosti i na različite načine deljeni. Cvetovi su grupisani u cimozne cvasti, koje su
ujedinjene u kombinovane cvasti vrlo retko su pojedinačni cvetovi. Na nadzemnim
vegetativnim organima nalaze se žlezdane dlake, često u obliku glavice ili žlezdane ljuspice.
Lamiaceaesadrže eterična ulja vrlo aromatičnog sastava (aromatični alkoholi, fenoli, terpeni,
ketoni, aldehidi itd). Kod roda Salvia prašnici su izmenjeni tako da sadrže karakterističnu
polugu koja primorava insekte da izvrše oprašivanje.
Usnatice imaju značajnu primenu u narodnoj medicini, jer sadrze veliki broj aktivnih
sastojaka. Jedno od najznačajnijih je da sadrže ETARSKA ULJA.
Prestavnici ove familije koji su poznati u narodu su: lavanda, zalfija, ruzmarin, bosiljak,
vranilova trava, grčki origano, majčina dušica, timijan, miloduh, matičnjak., trava iva,
dobričica, mrtva kopriva, nana, srdačica....
Micromeria pulegium je rasprostranjena na teritoriji Rumunije, Srbije, Federacije Bosne i
Hercegovine. Na području Srbije, zabeležena su staništa na području planine Tare (Zaovine),
kao i u istočnoj Srbiji, u klisuri Svrljiškog Timoka.
4
1.2.Tipovi kulture in vitro
Metoda kulture tkiva omogućava regeneraciju biljaka iz izolovanih biljnih organa, tkiva i
pojedinačnih ćelija, u uslovima in vitro, na sterilnoj hranljivoj podlozi. Postoje brojne tehnike
za izolaciju i kulturu in vitro biljnog materijala. Pristupi u klasifikaciji kulture tkiva su
različiti, ali se generalno sve tehnike mogu podeliti :
- prema tipu eksplantata koji se uvodi u kulturu (ćelije, organi, tkiva) i
- prema nameni.
Sam naziv kultura biljnog tkiva se upotrebljava kao zajednički naziv za manipulaciju i
kulitivisanje bilo kog dela biljke u uslovima in vitro. U kulturi tkiva su moguće dve vrste
rasta: organizovani i neorganizovani rast.
- Organizovani rast se odnosi na stvaranje ili održavanje diferenciranih struktura. On nastaje
kada se delovi biljke ili organa (apikalni meristemi, listovi, mladi cvetni pupoljci ili plodovi)
uvedu u kulturu i nastave svoj rast, pri čemu sačuvaju svoju početnu strukturu. Prema vrsti
eksplantata razlikuju se sledeći tipovi kultura :
*kultura embriona
*kultura organa
*kultura meristema
*kultura izdanka
*kultura nodija
- Neorganizovani rast je vrlo redak u prirodi, ali se često javlja u kulturi tkiva. Tu se ubrajaju :
*kultura biljnog tkiva
*kultura ćelija
*kultura pojedinačnih ćelija
*kultura protoplasta
U ovom radu korišćeni su nodalni eksplantati biljke Micromeria pulegium, što spada u vrstu
organizovanog rasta.
5
Svrha propagacije biljaka putem kulture tkiva, odnosno mikropropagacije, je propagacija
istovetnih biljaka, klonova. Biljke dobijene iz kulture tkiva zovu se mikrobiljke. Mali delovi
biljke ili organi koji se koriste u svrhu mikropropagacije nazivaju se eksplantati. Koji delovi
biljke će biti korišćeni kao eksplantati zavisi od :
- tipa kulture koji će biti iniciran;
- svrhe predložene kulture i
- biljne vrste koja se koristi.
Izbor eksplantata je vrlo važan korak kulture in vitro, jer dobar izbor eksplantata znatno utiče
na uspeh kulture. Biljke poreklom iz spoljašnje sredine mogu biti kontaminirane različitim
mikroorganizmima. Takve kontaminacije mogu biti samo površinske, ali isto tako mogu biti i
sistemske, unutar tkiva. S obzirom da se eksplantati stavljaju na hranljive podloge koje mogu
da koriste i mikroorganizmi, usled kompeticije dolazi do ugrožavanja rasta biljnih eksplantata.
Zato je neophodno da biljni materijal, eksplantat, bude oslobođen mikrobnih kontaminacija.
To podrazumeva: rast stock biljaka u uslovima koji će minimizirati infekciju, tretiranje
biljnog materijala dezinfekcionim sredstvima u cilju uništavanja mikroorganizama na
površini eksplantata upotrebom sterilnog pribora, upotrebom sterilnog posuđa i podloga na
kojima kulture rastu.
Inicijacija kulture tkiva započinje izolacijom eksplantata i njegovom postavljanjem
(inokulacijom) na podlogu. I izolacija i inokulacija eksplantata se moraju obavljati u sterilnim
uslovima. Sam uspeh kulture tkiva zavisi od brojnih faktora među kojima se najčešće pominju
izbor eksplantata, okruženje kultura, podloga itd.
6
1.3.Izolacija i inokulacija eksplantata
Početni eksplantat je veći ili manji deo biljke, koji će se nakon sterilizacije uvesti u kulturu u
sterilnim uslovima. Kao početni eksplantat može poslužiti bilo koji deo biljke, ali se najčešće
upotrebljavaju meristemi. U zavisnosti od toga šta se koristi kao početni eksplantat, postupci
tokom izolacije mogu biti različiti. Za izolaciju meristema koriste se nodalni ili apikalni
segmenti iz kojih se, nakon sterilizacije, vrši izolacija meristema. Takođe, početni eksplantati
mogu biti i različiti delovi biljke, koji se prethodno sterilišu, a zatim inokuliraju na podlogu.
Ukoliko se koristi seme ono se odmah nakon sterilizacije inokulira na podlogu.
Biljne kulture se započinju postavljanjem eksplantata na sterilne hranljive podloge, što se
označava terminom inokulacija eksplantata na podlogu. Načini inokulacije mogu biti
različiti, što zavisi od početnog materijala. Bitno je naglasiti da eksplantati zadržavaju
polarnost i nakon izolacije i inokulacije na podlogu. Prilikom indukcije organa treba voditi
računa koja je strana uronjena u podlogu a koja je okrenuta ka gore.
U ovom radu korišćena je kultura izdanka ili kultura vrha izdanka.
7
1.4. Vegetativno razmnožavanje in vitro
Biljke se mogu razmnožavati na dva načina: polno i vegetativno (bespolno). Polno
razmnožavanje podrazumeva spajanje roditeljskih gameta i razviće iz zigotskog embriona,
koji je smešten unutar semena. Obično su potomci različiti od roditelja i predstavljaju novu
kombinaciju gena dobijenu tokom formiranja gameta i njihovim spajanjem. Nasuprot tome,
vegetativnim razmnožavanjem dobijaju se potomci identični roditelju. Tako da su biljke
dobijene na ovaj način genetički identične roditeljskoj biljci i označavaju se kao klon.
Propagacija semenom ima određene prednosti: seme se produkuje u velikim količinama tako
da su biljke dobijene iz semena jeftine; većina semena može se čuvati i održavati duži period
bez gubitka vijabilnosti; lako se distribuira; većina biljaka dobijenih iz semena su bez bolesti
Ipak, za potrebe poljoprivredne i hortikulturne proizvodnje potrebno je dobiti klonove ili
populacije biljaka koje su praktično identične.
In vitro tehnike poseduju sledeće prednosti u odnosu na tradicionalne metode razmnožavanja:
- kultura se započinje od vrlo malo početnog materijala;
- metode su pogodne za dobijanje biljaka oslobođenih od virusa;
- u kulturi in vitro razmnožavaju se samo zdrave biljke;
- stepen propagacije se može povećati, podešavanjem faktora koji pogoduju vegetativnoj
regeneraciji kao što su nutrijenti, regulatori rastenja, svetlost, temperatura itd.;
- moguće je razmnožavati biljke koje se sporo ili teško vegetativno razmnožavaju, što je
omogućeno rejuvenilizacijom koja se javlja u uslovima in vitro;
- in vitro razmnožavanjem je moguće dobiti biljke sa novim privremenim karakteristikama
koje su vrlo povoljne;
- produkcija se može obavljati tokom čitave godine i nezavisna je od sezonskih promena;
- vegetativno reprodukovan materijal često se može sačuvati duži period;
- manje energije i prostora je potrebno za propagaciju i održavanje matičnih biljaka;
- biljni materijal treba manje pažnje između subkultura;
- razmnožavanje in vitro mnogo je brže u odnosu na razmnožavanje in vivo;
- kultura in vitro posebno je korisna za osnivanje banke gena koja čuva zdrav, od virusa
slobodni biljni materijal, na niskoj temperaturi i malom prostoru;
- neke biljke porebno je „ustaliti“ i razmnožavati vegetativno jer su polno sterilne;
8
- mikropropagacija je od najveće prednosti kada su troškovi manji u odnosu na tradicionalne
metode multiplikacije.
In vitro tehnike poseduju i sledeće nedostatke:
-specijalizovana i nekad jako skupa produkcija;
- biljke dobijene na ovakav način su jako male i nekad mogu imati nepoželjne karakteristike;
- genetička stabilnost je, u nekim slučajevima razmnožavanja in vitro, vrlo niska;
- adaptacija biljka na spoljašnje uslove sredine kod nekih vrsta je posebno težak i zahtevan
postupak;
- regenerativna sposobnost kod biljke se može izgubiti nakon određenog broja subkultura.
9
1.4.1. Mikropropagacija
Mikropropagacija je postupak u kojem se za kultivisanje biljaka u in vitro uslovima koriste
isključivo izdanci stabla osovinskog porekla, vršni i pazušni pupoljci. Ovaj proces se zasniva
na dodavanju citokinina u ciljuaktiviranja postojećih pazušnih pupoljaka.
Ono što je karakteristično kod ove metode je što se kulture održavaju kao tzv. „kulture
izdanaka“ koje nemaju korenov sistem sve dok se za njim ne ukaže potreba. Veličina
pupoljaka koja se za mikropropagaciju koristi nije propisana. Ukoliko je to potrebno može se
ići na smanjivanje veličine početnog eksplantata. To znači da se umesto celog pupoljka
velikog 1,0-5.0 cm koristi samo vršni meristem pupoljka, ova podvarijanta mikropropagacije
se naziva kultura meristema.
Postoji određena razlika između mikropropagacije kod dikotiledonih i monokotiledonih
biljaka.Kod dikotiledonih biljaka, kulture izdanaka se sastoje od razgranatih izdanaka. Dok
kod monokotiledonih biljaka, kulture izdanaka izgledaju kao busenovi izdanaka spojenih pri
osnovi s tim što je nejasno da li su svi izdanci prisutni u busenu aksilarnog ili adeventivnog
porekla.
Mikropropagacija je svoju primenu prvi put našla sredinom 70-tih godina na voćnim vrstama
a posebno na jagodama i podlogama za razne vrste roda Prunus. Među istraživačima aktivnim
u ovom periodu značajan doprinos dao je Boxus serijom radova u periodu od 1971-1977. Rad
o mikropropagaciji jagode iz 1974. smatra seposebno značajnim za početak masovne primene
metoda kulture in vitro u klonskom razmnožavanju voćnih vrsta. U ovom radu se po prvi put i
spominje termin mikro-propagacija.
Mikropropagacija je najbolja metoda kulture in vitroza klonsko razmnožavanje biljaka, jer je
obezbedila izuzetno veliku brzinu razmnožavajna i to tokomcele godine u laboratorijskim
10
uslovima u kojima je moguće obezbediti apsolutnu kontrolu uslova rasta i zdravstvenog stanja
kultura.
Osim u voćarstvu mikropropagacija je našla i primenu u rasadničkoj proizvodnji cveća,
posebno rezanog, gde su ključni radovi bili na hrizantemi (Ben-Jaacov i Langhans, 1972.;
Earl i Langhans, 1974.), gerberu (Murashige i sar.,1974.; Pierik i sar.,1973.,1975.) i tropskim
dekorativnim vrstama (Miller i Murashige, 1976.).
Osim u cvećarstvu, mikropropagacija je našla svoju primenu i u šumarstvu.
Mikropropagacija može da se koristi kod dikotiledonih širokolisnih šumskih vrsta kao što su
topole itd. Da bi ovakve vrste mogle da se mikropropagiraju potebno ih je prethodno
rejuvenizirati odnosno podmladiti.
11
1.4.2. Sistemi (faze) mikropropagacije
Kod mikropropagacije postoji nekoliko značajnih faza. Postoji podela faza koju je predložio
Murashige, 1974. i podela koju su predložili Debergh i Maene 1981.
Murashige je FazuI definisao kao dobijanje kulture bez očiglednih zaraza, tako da
zadovoljavajući procenat eksplantata preživljava u kulturi, i daje brzo rastenje eksplantata.
Faza II obuhvata, adventivnu organogenezu izdanaka i stimulisanje adventivnih izdanaka. Na
kraju Murashige je za Fazu III naveo ožiljavanje izdanaka i presađivanje u zemljište.
Debergh i Maene izdvojli prvo Fazu 0 higijenski uzgoj biljaka sa kojih se uzimaju
eksplantati; Fazu1 uspostavljanje aseptičnih kultura. Operacije koje se obavljaju u ovoj fazi
su: priprema, skupljanje i transport biljaka; površinska sterilizacija; postavljanje primarnih
eksplantata in vitro; provera na zaraze. Faza II obuhvataindukciju meristemskih centara,
njihov razvoj u izdanke i multiplikaciju, a Faza IIIa uniformno izduživanje izdanaka. Faza
III b –ex vitro- isecanje izduženih izdanaka a zatim ožiljavanje i adaptacija takvih reznica.
Mikropropagacija je definisana kao postupak in vitro razmnožavanja u kojem se kao početni
eksplantati koriste aksilarni izdanci koji podrazumevaju da se kulture odžavaju u formi
„kulture izdanaka“ sa kojih se izduženi izdanci izoluju i prenose na ožiljavanje. Ova definicija
se označava i kao mikropropagacija u „užem smislu“ jer podrazumeva izvesne specifičnosti
vezane za proizvodnju sadnog materijala.
Mikropropagacija postoji kao termin u „širem smislu“ u kojem se podrazumeva bilo koji
postupak metode kulture in vitro koju obezbeđuje klonsko razmnožavanje, odnosno da je
ishodni materijal razmnožavanja genetički identičan polaznom.
12
Postoje mnoge varijante mikropropagacije u kojima se iz pojedinih organa i tkiva biljaka
izdanci regenerišu manje – više direktno bez stvaranja kalusa. Ima mišljenja da u terminu
mikropropagacija uopšte ne treba striktno insistirati na tome da početni eksplantat mora biti
aksilarnog porekla. Karakteristika ovog postupka je postojanje „ kulture izdanaka“ i ako se
one jednom uspostave i pokaže da se ne razlikuju od materinske biljke , onda način na koji su
te kulture dobijene postaje praktično nebitan.
Ipak, dok se široko prihvaćeno značenje termina mikropropagacija ne izmeni, svi postupci u
kojima se ne koriste aksilarni izdanci kao početni materijal treba da se deklarišu kao „ in vitro
razmnožavanje“ ili „klonsko razmnožavanje metodama kulture in vitro“. Treba npomenuti da
se u upotrebi ponekad javlja i termin „ mikrorazmnožavanje“ koji sigurno nije ni bolji ni
pravilniji od već široko prihvaćenog termina mikropropagacija.
13
2. CILJ RADA
14
Cilj ovog rada bio je ispitivanje mogućnosti regeneracije biljaka Micromeria pulegiumu
kulturi in vitro. Korišćenjem različitih regulatora rastenja iz grupe citokinina i auksina
stimulisana je indukcija aksilarnih pupoljaka, zatim njihova multiplikacija i izduživanje.
Takođe, ispitivan je uticaj auksina na stimulisanje ožiljavanja kod dobijenih izdanaka i
formiranje kompletne biljke.
15
3. MATERIJAL I METODE
16
3.1. Biljni material
Biljni material korišćen u ovom eksperimentalnom radu je Micromeria pulegium iz
vegetativne faze. Lokalitet sa kog je biljka ubrana je klisura Svrljiškog Timoka. Za
razmnožavanje i gajenje u uslovima in vitro, korišćeni su nodalni eksplantati ove biljne vrste.
3.2. Sterilizacija biljnog materijala
Pre sterilizacije biljke su izdeljene na nodalne eksplantate, veličine oko 1 cm. Eksplantati su
sterilisani 30%-tnim rastvorom varikine (komercijalni naziv natrijum hipohlorita - NaOCl sa
60 g aktivnog hlora/l) u trajanju od 25 minuta, i ispirani sterilnom destilovanom vodom 3
puta. Nakon sterilizacije eksplantati su izlagani dejstvu sterilnog rastvora nistatina (5%) u
trajanju 24 časa radi uklanjanja gljivičnih infekcija. Na kraju su eksplantati isprani 3 puta
destilovanom vodom i postavljeni na unapred pripremljenu sterilnu hranljivu podlogu.
3.3. Sterilizacija hranljive podloge, rastvora i laboratorijskog pribora
Sterilizacija hranljive podloge i rastvora vršena je u autoklavu na temperaturi 120 °C u
trajanju 30 minuta. Laboratorijski pribor je sterilisan u suvom sterilizatoru 2 časa na
temperaturi 120 °C. Radi obezbeđivanja sterilnog radnog prostora korišćena je UV lampa
najmanje 2 sata pre početka rada. Radna površina je pre i za vreme rada više puta prebrisana
etil-alkoholom. Sterilizacija medicinskih instrumenata (pinceta i skalpela) vršena je najpre
iskuvavanjem u destilovanoj vodi 25 minuta, a zatim kratkotrajnim uranjanjem u 96%-tni etil-
alkohol i opaljivanjem na plamenu. U cilju sprečavanja kontaminacije podloge i eksplantata
instrumenti su često naknadno vraćani u alkohol i sterilisani na plamenu.
17
3.4. Hranljiva podloga
Hranljiva podloga korišćena u ovom radu je podloga Murashige, T. and Skoog, F. (1962) – MS.
U sastav hranljive podloge ulaze makro i mikro mineralne soli, organski dodaci, šećer.
Makro mineralne soli (mg/l)
NH4NO3 1650
KNO3 1900
CaCl2 × 2H2O 440
MgSO4× 7H2O 370
KH2PO4 170
Mikro mineralne soli (mg/l)
Mn SO4 × 4H2O 22.3
Zn SO4× 7H2O 8.6
H3BO3 6.2
KJ 0.83
NaMoO4 × 2H2O 0.25
CuSO4 × 5 H2O 0.025
CoCl2 × 6 H2O 0.025
FeSO4 × 7H2O 27.8
Na2EDTA 37.3
Organski dodaci (mg/l)
vitamin B1 0.4
vitamin B6 0.5
nikotinska kiselina 0.5
glicin 2.0
18
Hranljivoj podlozi dodaje se i:
mioinozitol 0.1 g/L
saharoza 30.0 g/L
agar 7.0 g/L
pH vrednost podloge je podešavana na 5.8.
3.4.1. Hranljive podloge za indukciju aksilarnih pupoljaka
Ispitivanje uticaja regulatora rastenja na indukcija aksilarnih pupoljaka je vršeno na podlozi MS:
1. kontrola (bez hormona)
2. 0,57 µM IAA
1. 0,1 µM kinetin + 0,57 µM IAA
2. 0,3 µM kinetin + 0,57 µM IAA
3. 1 µM kinetin + 0,57 µM IAA
4. 3 µM kinetin + 0,57 µM IAA
5. 10 µM kinetin + 0,57 µM IAA
6. 30 µM kinetin + 0,57 µM IAA
Nodalni eksplantati su postavljani u staklene teglice, vertikalno, donjom stranom uronjeni u
podlogu. Na svaku podlogu postavljano je po 3x10 eksplantata.
Uslovi za gajenje kulture bili su: temperatura 21 ± 2 °C, fotoperiod od 16 sati svetlosti i 8 sati
mraka, pri svetlosti fluorescentih belih cevi „Tesla” - Pančevo i gustinom fotonskog fluksa od
50 μmol s-1m-2.
Eksplantati su gajeni na različitim hranljivim podlogama četiri nedelje, nakon toga se
pristupilo evidentiranju broja aksilarnih pupoljaka po eksplantatu, i merenju njihovih dužina.
19
3.5.Hranljive podloge za razviće aksilarnih pupoljaka Micromeria pulegium
U cilju izduživanja aksilarnih izdanaka korišćena je podloga MS bez regulatora rastenja. Na
ovoj podlozi izdanci su gajeni najmanje 4 nedelje, a zatim su oni preneti na podloge za
ožiljavanje.
3.6.Hranljive podloge za indukciju korenova na aksilarnim izdancima Micromeria
pulegium
Za ožiljavanje korišćeni su izdanci stari najmanje mesec dana koji nisu bili manji od 10 mm.
Hranljiva podloga na koju su postavljeni eksplantati radi ožiljavanja je MS podloga sa indol-3
sirćetnom kiselinom (IAA) u koncentracijama 0,1, 0,2 i 0,3 μM, i α-naftil-sirćetna kiselina
(NAA) u koncentracijama 0,1, 0,2 i 0,3 μM. pH vrednost hranljive podloge je podešena na
5,8 pre autoklaviranja na temperaturi od 120 ºC i pritisku od 1,5 atm tokom 30 minuta.
Indukcija korena vršena je u teglicama veličine (5×5×12 cm), sa 70 ml hranljive podloge. Na
svaki od tretmana postavljeno je po 30 eksplantata, u tri tegle po 10. Eksplantati su gajeni na
fotoperiodu od 8 sati mraka i 16 sati svetlosti na temperaturi od 21°C. Nakon tri nedelje
evidentiran je broj formiranih korenova na bazalnom kraju eksplantata.
20
4. REZULTATI
21
4.1. Uvođenje M. pulegium u kulturu in vitro
Iz pregleda literature uočeno je da M. pulegium do sada nije uvedena u kulturu in vitro. Biljke
iz prirode su izdeljene na nodalne segmente, a zatim su ovi segmenti sterilisani i postavljeni
na hranljivu podlogu MS bez regulatora rastenja. Ova prva faza je faza uvođenja eksplanata u
kulturu in vitro i za to vreme su eliminisani eksplantati koji su zaraženi infekcijom (virusnom
ili bakterijskom), kao i eksplantati kod kojih se pojavila nekroza tkiva. Prenošenje zdravog
materijala na svežu hranljivu podlogu vršeno je nakon svake 4 nedelje. Ovaj biljni materijal
bio je primarni eksplantat korišćen je za indukciju aksilarnih pupoljaka na nodalnim
segmentima M. pulegium.
4.2. Indukcija aksilarnih pupoljaka na nodalnim eksplantatima M. pulegium
Nodalni eksplantati M. pulegium dužine oko 10 mmsu postavljeni na podlogu sa različitim
koncentracijama citokinina kinetina (od 0,1 do 30 μM) i konstantnom koncentracijom auksina
IAA (0,57 μM). Jedna grupa eksplantata postavljena je na podlogu sa IAA (0,57 μM) bez
citokinina. Kontrolni eksplantati gajeni su na podlozi MS bez regulatora rastenja.
Slika 1. M. pulegium u kulturi in vitro
22
Tokom četiri nedelje, koliko su gajeni na induktivnoj podlozi, došlo je do formiranja velikog
broja aksilarnih pupoljaka na svim eksplantatima bez obzira na primenjeni tretman (Tab. 1.).
Tabela 1. prikazuje, osim procenta eksplantata na kojima su aksilarni pupoljci formirani, i
prosečan broj pupoljaka po eksplantatu i prosečnu dužinu formiranih pupoljaka. Na podlozi
bez hormona došlo je do indukcije aksilarnih pupoljaka na svim eksplantatima (Tab. 1.). Na
eksplanatatima gajenim na ovoj podlozi prosečno je formirano 13,20 pupoljaka po
eksplantatu, sa prosečnom dužinom 6,77 mm.
Tabela 1. Indukcija aksilarnih pupoljaka na nodalnim eksplantatima
Tretman % eksplantata sa aksilarnim pupoljcima
Prosečan broj pupoljaka po eksplantatu
Prosečna dužina pupoljaka (mm)
Bez hormona 100 13,20 ± 0,99 6,77 ± 0,41 0,57 μM IAA 100 14,18 ± 1,61 4,81 ± 0,51 0,1 μM kin + 0,57 μM IAA 100 14,19 ± 1,36 5,56 ± 0,48
0,3 μM kin + 0,57 μM IAA 100 14,95 ± 1,87 6,21 ± 0,48
1 μM kin + 0,57 μM IAA 100 12,39 ± 1,30 5,67 ± 0,44
3 μM kin + 0,57 μM IAA 100 14,14 ± 1,78 3,34 ± 0,31
10 μM kin + 0,57 μM IAA 100 15,52 ± 1,88 3,97 ± 0,29
30 μM kin + 0.57 μM IAA 100 15,83 ± 1,20 4,88 ± 0,27
Na eksplantatima koji su gajeni na podlozi MS sa 0,57 μM indol–3–sirćetne kiseline (IAA)
prosečan broj formiranih aksilarnih pupoljaka bio je 14,18, a njihova prosečna dužina bila je
4,81 mm. Znači da je niska koncentracija indol sirćetne kiseline stimulisala formiranje
pupoljaka, ali ne i njihovo izduživanje (Tab. 1.).
Kada se u hranljivoj podlozi nalazio i kinetin osim IAA (0,1 μM kin i 0,57 μM IAA) na
eksplantatima se prosečno razvijalo 14,19 aksilarnih pupoljaka prosečne dužine 5,56 mm. To
je neznatno povećanje broja pupoljaka ali i njihovih dužina u odnosu na podlogu bez kinetina
(Tab. 1.). Eksplantati su bili zdravi, vitalni, sa velikim brojem formiranih pupoljaka (Slika 2).
23
Slika 2. M. pulegium na podlozi MS sa 0,1 μM kinetina i 0,57 μM IAA
Na eksplantatima gajenim na podlozi sa 0,3 μM kin i 0,57 μM IAA prosečno je formirano
14,95 aksilarnih pupoljaka sa prosečnom dužinom 6,21 mm (Tab. 1.). Primećuje se da sa
povećanjem korišćene koncentracije kinetina povećava se broj pupoljaka po eksplantatu, dok
je dužina pupoljaka još uvek manja od prosečne dužine pupoljaka na kontrolnoj podlozi bez
regulatora rastenja (Slika 3.).
Slika 3. M. pulegium na podlozi MS sa 0,3 μM kinetina i 0,57 μM IAA
24
Na eksplantatima gajenim na podlozi sa 1 μM kinetina i 0,57 μM IAA formirano je prosečno
12,39 pupoljaka po eksplantatu, što se značajno razlikuje od trenda povećanja prosečnog broja
pupoljaka sa povećanjem korišćene koncentracije kinetina. Pupoljci su u proseku bili 5,67
mm dužine (Tab. 1.). Na slici 4. prikazani su reprezentativni eksplantati.
Slika 4. M. pulegium na podlozi MS sa 1 μM kinetina i 0,57 μM IAA
Slika 5. M. pulegium na podlozi MS sa 3 μM kinetina i 0,57 μM IAA
25
Gajenjem eksplantata M. pulegium na podlozi sa 3 μM kinetina i 0,57 μM IAA prosečno je
formirano 14,14 aksilarnih pupoljaka po eksplantatu čija je prosečna dužina bila 3,34 mm
(Tab. 1.). Kinetin je doveo do stimulacije formiranja pupoljaka ali je zato njihova dužina bila
značajno manja od dužine pupoljaka na kontrolnim eksplantatima, kao i na eksplantatima sa
ostalih podloga. Na slici 5 prikazana su dva ekplantata, jedan sa izrazito dugim, a jedan sa
izrazito kratkim internodijama.
Na podlozi sa 10 μM kinetina i 0,57 μM IAA na eksplantatima je prosečno formirano 15,52
aksilarnih pupoljaka, a njihova prosečna dužina bila je 3,97 mm (Tab. 1.). Broj pupoljaka se
povećava sa korišćenom koncentracijom kinetina, ali se zato njihova dužina smanjuje. Većina
eksplantata gajenih na ovoj podlozi ima žbunastu formu (Slika 6.).
Slika 6. M. pulegium na podlozi MS sa 10 μM kinetina i 0,57 μM IAA
Povećanje koncentracije kinetina u hranljivoj podlozi (MS sa 30 μM kinetina i 0,57 μM IAA)
dovelo je do formiranja prosečno 15,83 aksilarna pupoljka dužine 4,88 mm (Tab. 1.). Na ovoj
podlozi na eksplantatima je formiran najveći broj aksilarnih pupoljaka u poređenju sa
eksplantatima gajenim na ostalim korišćenim podlogama. Međutim, njihova dužina bila je
manja od dužine pupoljaka na eksplantatima gajenim na podlozi bez hormona (Slika 7.).
26
Slika 7. M. pulegium na podlozi MS sa 30 μM kinetina i 0,57 μM IAA
Dobijene rezultate takođe možemo prestaviti u histogramu 1. gde se jasnije može videti odnos
između korišćenih regulatora rastenja sa jedne strane i broja pupoljaka i njihove dužine sa
druge strane.
Histogram1. Uticaj hranljive podloge i regulatora rastenja na indukciju aksilarnih pupoljaka
M. pulegium
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
kontrola 0,57 IAA 0,1 kin + 0,57 IAA
0,3 kin + 0,57 IAA
1 kin + 0,57 IAA
3 kin + 0,57 IAA
10 kin + 0,57 IAA
30 kin + 0,57 IAA
broj pupoljaka
duzina pupoljaka
27
4.3.Indukciju korenova na aksilarnim izdancima Micromeria pulegium
Aksilarni izdanciM. pulegium dužine oko 10 mm, korišćeni su kao eksplantati za indukciju
korenova. Eksplantati su postavljani na MS hranljivu podlogu sa različitim koncentracijama
auksina IAA (0,1 μM; 0,2 μM; 0,3 μM).Kontrolni eksplantati gajeni su na podlozi MS bez
regulatora rastenja.
Tokom treće nedelje gajenja na induktivnoj podlozi, došlo je do formiranja korenova na
izdancima M. pulegium (Slika 8.).Na podlozi bez regulatora rastenja koren se formirao na
2,5% izdanaka (Tab. 2.). Na hranljivoj podlozi MS sa 0,1μM IAA procenat ožiljavanja je bio
20%, a na ostalim korišćenim podlogama 10%.
Tabela 2. Indukcija korenova na aksilarnim izdancimaM. pulegium
Tretman Ožiljene biljke (%)
Kontrola 2,5
IAA 0,1μM 20
IAA 0,2μM 10
IAA 0,3μM 10
Slika 8.Ožiljavanje M. pulegium na podlozi MS sa 0,1 μM IAA
28
5. DISKUSIJA
29
Prema dostupnim objavljenim literaturnim podacima Micromeria pulegium do sada nije
uvedena u kulturu in vitro. Međutim, uspešna indukcija adventivnih i aksilarnih pupoljaka
dobijena je na različitim eksplantatima ove vrstekorišćenjem različitih regulatora rastenja
(neobjavljeni rezultati Tošić, Stojičić, Zlatković).
Gajenje eksplanata na hranljivoj podlozi bez regulatora rastenja dovelo je do formiranja
aksilarnih pupoljaka. Indukcija aksilarnih pupoljaka bez regulatora rastenja u hranljivoj
podlozi zabeležena je i na nodalnim eksplantatima Salvia brachyodon (Mišić et al. 2006).
Na podlozi sa konstantnom koncentracijom IAA i rastućom koncentracijom kinetina broj
pupoljaka po eksplanatatu M. pulegium se povećavao (osim izuzetka na podlozi sa 1 μM kin i
0,57 μM IAA). Prosečno najveći broj pupoljaka formiran je na eksplantatima gajenim na
podlozi sa30 μM kin i 0.57 μM IAA. Kombinacija niske koncentracije auksina i različitih
koncentracija citokinina modifikuje frekvenciju indukcije aksilarnih pupoljaka kao i njihovo
rastenje, uglavnom stimulativno i kod drugih vrsta biljaka (Yuanet al. 1994, Vandemoortele et
al. 1996, Singh and Sehgal 1999, Çöçü et al. 2004). Kod vrste Mentha columna
mikropropagacija je bila uspešna kada se u podlozi nalazio citokinin kinetin koji je
stimulativno delovao na izduživanje izdanaka (Ionescu Malancus et al. 2009).
Kod vrste Mentha piperita, koja je gajena na različitim podlogama sa različitim
koncentracijama kinetina (0,2; 0,3; 0,4; 0,5 μM), zapaženo je da visoke koncentracije kinetina
u podlozi daju dobre rezultate (Venkatramalingam i Ebbie, 2011). Kinetin je pozitivno,
odnosno stimulativno delovao i na vrstu Salvia sclarea u cilju indukcije aksilarnih pupoljaka
(Sharafzadeh et al, 2011).
Inhibitorno dejstvo hormona kinetina je zabeleženo kod nekih vrsta iz roda Lamiaceae, neke
od tih su: Mentha arvensis L. (Akram, et al.2013); Ocimum kilimandscharicum (Saha et
al.2010); Coleus barbatus (Gupta et al. 2010).
Dužina pupoljaka formiranih na eksplantatima M. pulegium bila je najveća kada su eksplantati
gajeni na hranljivoj podlozi bez regulatora rastenja (6,77 mm). Ako se u podlozi nalazio samo
auksin ili kombinacija auksina sa rastućom koncentracijom citokinina dužina pupoljaka bila je
30
značajno manja. Slično se dešava i kod drugih vrsta iz familije Lamiaceae, ako se
dodajecitokinin BA u hranljivu podlogu izduživanje pulpoljaka bilo je inhibirano (Sánches-
Gras and Calvo 1996, Singhand Sehgal 1999, Meszaros et al. 1999, Mišić et al. 2005).
Na podlozi bez regulatora rastenja ožiljeno je 2,5% izdanaka M.pulegium. Takođe, izdanci
Salvia bancoana, S. valentine (Cuenca and Amo-Marco, 2000), and S. milthiorrhiza
(Morimoto et al. 1994) su formirali korenove bez prisustva auksina u podlozi.
Sve testirane koncentracije IAA su stimulisale ožiljavanje izdanaka M.pulegium. U poređenju
sa kontrolom najefektivnija bila je podloga sa 0,1μM IAA, na kojoj je ožiljeno 20%
izdanaka.Stimulativni efekat na ožiljavanje izdanaka Salvia brachyodon imale su različite
koncentracije IBA, IAA i NAA (Mišićet al. 2006). Auksin ima glavnu ulogu u indukciji
rizogeneze i kod S. fruticosa (Arikat et al. 2004).
31
6. ZAKLJUČAK
32
Uvođenje u kulturu vrste Micromeria pulegium je bilo uspešno. Gajenjem nodalnih
eksplanatata na hranljivoj podlozi sa različitim koncentracijama citokinina i malom dozom
auksina indukovani su brojni aksilarni pupoljci. Najefikasnija bila je podloga sa 30 μM kin i
0.57 μM IAA, na eksplantatima gajenim na ovoj podlozi formirano je prosečno 15,83
pupoljaka. Najveća dužina pupoljaka bila je na ekplantatima koji su gajeni na podlozi bez
regulatora rastenja. Prisustvo auksina i citokinina dužinu pupoljaka je smanjivalo.
Izdanci dobijeni indukcijom su nakon izduživanja postavljani na podloge za ožiljavanje. Na
kontrolnoj podlozi, bez regulatora rastenja, ožiljavanje izdanaka bilo je sporadično, samo
2,5%. Auksin IAA u svim korišćenim koncentracijama je pospešio ožiljavanje, najniža
koncentracija 0,1 μM IAA dovela je do ožiljavanja 20% izdanaka, a na podlogama sa 0,2 ili
0,3 μM IAA ožiljeno je po 10% izdanaka.
Mikropropagacija Micromeria pulegium omogućava dobijanje velikog broja biljaka od
početno male količine biljnog materijala. Ovaj protokol je samo jedna od mogućnosti da se
endemične i ugrožene vrste sačuvaju, ali i obnove na svojim prirodnim staništima.
33
7. LITERATURA
34
1. Akram et al. (2013): Monoterpene contents in in vitro cultures and field-grown
plants of Japanese mint Mentha arvensis L. Pak. j. biochem. mol. biol., 74-79
2. Arabaci T., Dirmenci T., Celep F.(2010): Morphological character analysis in
Turkish Micromeria Benth. (Lamiaceae) species with a numerical taxonomic
study. Turk J Bot 34, 379-389.
3. Bräuchler, C., Ryding, O. and Heubl, G. (2008): The genus Micromeria (Lamiaceae),
a synoptical update. Willdenowia 38: 363-410.
4. Cuenca, S., Amo-Marco, J.B. (2000): In vitro propagation of two Spanish endemic
species of Salvia through bud proliferation. - In Vitro cell. dev. Biol. Plant 36: 225-
229.
5. Gupta et al., (2010): Variations in growth of tubers of field grown Coleus
barbatus as affected by different hormonal treatments. African Journal of Plant
Science Vol. 4(12), pp. 467-473.
6. Ionescu-Malancus, I. et al. (2009) Preliminary Study Regarding in Vitro
Morohogenesis on Mentha Columna L - Veterinary Medicine 1-5.
7. Misic, D.; Grubisic, D.; Konjevic, R. (2006): Micropropagation of Salvia
brachyodon through nodal explants. Volume 50, Number 3, pp. 473-476(4)
8. Mišić, D., Ghalawenji, N.A., Grubišić, D., Konjević, R. (2005): Micropropagation
and reintroduction of Nepeta rtanjensis Diklić & Milojević, an endemic and
critically endangered perennial of Serbia. - Phyton 45: 9-20.
9. Murashige T. and Skoog F. (1962): A revised medium for rapid growth and
bioassays with tobaco tissue cultures. Phisiol. Plant. 15: 473-497.
10. Parić, A., Pustahija, F., Karalija E. (2011): Propagacija biljaka kulturom in vitro.
Prirodno – Matematički fakultet, Sarajevo. 65 – 95.
11. Sánches-Gras, M.C., Calvo, M.C. (1996): Micropropagation of Lavandula latifolia
through nodal bud culture of mature plants.-Plant Cell Tissue Organ Cult. 45: 259-
261.
12. Saha et al.(2010):Micropropagation of Ocimum kilimandscharicum guerke(Labiatae). Acta biologica cracoviensia Series Botanica 52/2 50–58.
13. Sharafzadeh et al. (2011): Influence of growth regulators on growth and secondary
metabolites of some medicinal plants from Lamiaceae family.
14. Silic C. (1979): Monographie der Gattungen Satureja L., Calamintha Miller,
Micromeria Benth., Acinos Miller und Clinopodium L. in der Flora Jugoslawiens,
Zemaljski Muzej BiH, Sarajevo, pp. 172 – 262.
35
15. Slavkovska V. , Couladis M., Bojovic S., Tzakou O., Pavlovic M., Lakusic B., and
Jancic R. (2005): Essential oil and its systematic significance in species of
Micromeria Bentham from Serbia and Montenegro. Pl. Syst. Evol. 255: 1–15
16. Stevanović V. et al. (1999): Crvena knjiga flore Srbije. 1, Isčezli i krajnje ugroženi
taksoni Ministarstvo za životnu sredinu republike Srbije, Beograd; Biološki
fakultet Univerziteta u Beogradu, Beograd; Zavod za zaštitu prirode Republike Srbije,
Beograd, 380-382.
17. Tatić B., Blečić V. (1984): Sistematika i filogenija viših biljaka.Univerzitetski
udžbenik, Zavod za udžbenike i nastavna sredstva, Beograd, 314 - 316.
18. Vandemoortele, J.L., Billard, J.P., Boucaud, J., Gaspar, T. (1996): Micropropagation
of parsley through axillary shoot proliferation. - Plant Cell Tissue Organ Cult. 44:
25-30.
19. Venkatramalingam, K., Ebbie M.G. (2011): An efficient in vitro culture method of
shoot regeneration for a medicinary important plant Mentha piperita.
20. Vinterhalter, D., Vinterhalter B., (1996): Kultura in vitro i mikropropagacija
biljaka. Axial, P.O., Beograd (15-54).
21. Yuan, Y.J., Hu, T.T., Yang, Y.M. (1994): Effects of auxins and cytokinins on
formation of Cataranthus roseus G. Don multiple shoots. - Plant Cell Tissue Organ
Cult. 37: 193- 196,.
36
Biografija kandidata
Nevena Šelmić rođena je 8. avgusta 1988. godine u Nišu. Završila je osnovnu školu ,,Ivo
Lola Ribar” u Laćisledu (matična škola Aleksandrovac), a nakon toga 2003. godine upisuje
srednju gimnaziju ,,Sv. Trifun” na opštem smeru.
Nakon srednje škole, 2007. godine, započinje osnovne akademske studije na Prirodno-
matematičkom fakultetu, Univerziteta u Nišu, na Departmanu za biologiju i ekologiju, koje
završava 2010. godine sa zvanjem ,,biolog”. Iste godine upisuje master akademske studije na
Departmanu za biologiju i ekologiju, smer Biologija, koje završava 2012. godine, sa
prosečnom ocenom 8,72.
ПРИРОДНO - MАТЕМАТИЧКИ ФАКУЛТЕТ НИШ
КЉУЧНА ДОКУМЕНТАЦИЈСКА ИНФОРМАЦИЈА Редни број, РБР:
Идентификациони број, ИБР:
Тип документације, ТД: монографска Тип записа, ТЗ: Tекстуални / графички Врста рада, ВР: Mастер рад Аутор, АУ: Невена Шелмић Ментор, МН: Драгана Стојичић Наслов рада, НР:
“ЕФЕКАТ РАЗЛИЧИТИХ РЕГУЛАТОРА РАСТЕЊА НА РЕГЕНЕРАЦИЈУ Micromeria pulegium in vitro”
Језик публикације, ЈП: српски Језик извода, ЈИ: енглески Земља публиковања, ЗП: Р. Србија Уже географско подручје, УГП: Југоисточна Србија Година, ГО: 2013. Издавач, ИЗ: ауторски репринт Место и адреса, МА: Ниш, Вишеградска 33. Физички опис рада, ФО: (поглавља/страна/ цитата/табела/слика/графика/прилога)
35 стр.; 8 слика, 3 табеле
Научна област, НО: Биологија Научна дисциплина, НД: Физиологија биљака Предметна одредница/Кључне речи, ПО: Micromeria pulegium,кинетин, аксиларни пупољци
УДК 581.143 : 582.929.4 + 581.143.5
Чува се, ЧУ: библиотека
Важна напомена, ВН: Извод, ИЗ:
Ендемична врста јужних Карпата Micromeria pulegium према доступној литератури до сада није уведена у културу in vitro. Коришћењем различитих регулатора растења из групе цитокинина и ауксина, индуковани су аксиларни пупољци на нодалним експлантатима ове биљне врсте. Најефикаснија комбинација регулатора растења била је 30 μМ кин и 0,57 μМ IАА. Добијени изданци су ожиљавани коришћењем ауксина, највећи проценат ожиљених изданака добијен је на хранљивој подлози са 0,1 μМ IАА. На овај начин је Micromeria pulegium успешно регенерисана у условима in vitro.
Датум прихватања теме, ДП:
Датум одбране, ДО:
Чланови комисије,
Председник:
Члан:
Члан, ментор:
Образац Q4.09.13 - Издање 1
Прилог 5/2
ПРИРОДНО - МАТЕМАТИЧКИ ФАКУЛТЕТ НИШ
KEY WORDS DOCUMENTATION
Accession number, ANO: Identification number, INO:
Document type, DT: Monograph Type of record, TR: Textual / graphic Contents code, CC: Master thesis Author, AU: Nevena Šelmić Mentor, MN: Dragana Stojičić Title, TI: “THE EFFECT OF DIFFERENT GROWTH REGULATORS ON
THE REGENERATION OF Micromeria pulegium in vitro"
Language of text, LT: Serbian Language of abstract, LA: English Country of publication, CP: Republic of Serbia Locality of publication, LP: SI Serbia Publication year, PY: 2013 Publisher, PB: author’s reprint Publication place, PP: Niš, Višegradska 33. Physical description, PD: (chapters/pages/ref./tables/pictures/graphs/
35 p.; 8 figures, 3 tables
Scientific field, SF: Biology Scientific discipline, SD: Plant Physiology Subject/Key words, S/KW: Micromeria pulegium, kinetin, axillary buds.
UC 581.143 : 582.929.4 + 581.143.5
Holding data, HD:
Note, N:
Abstract, AB: The endemic species of the Southern Carpathians Micromeria pulegium, according to the available literature, has not yet been introduced in culture in vitro. By using different growth regulators from the group of cytokinins and auxins, axillary buds have been induced on nodal explants of this plant species. The most effective combination of growth regulators has been 30 μM kin and 0.57 μM IAA. The obtained shoots have been propagated by using auxin, the highest percentage of the propagated shoots has been obtained on a culture medium with 0.1 μM IAA. In this way, Micromeria pulegium has been successfully regenerated in vitro.
Accepted by the Scientific Board on, ASB:
Defended on, DE:
Defended Board, DB: President: Member:
Member,
Образац Q4.09.13 - Издање 1
