Temelji neuroznanosti - neuron.mefst.hrneuron.mefst.hr/docs/katedre/neuroznanost/katedra_neuroznanost/medicina... · Temelji neuroznanosti Vodič kroz vježbe (broj, veličina, oblik

Temelji neuroznanosti Vodič kroz vježbe

1. Stanična građa, izgled i raspodjela sive i bijele tvari kralježnične moždine i mozga

Cilj vježbe je prikazati studentima građu središnjega živčanog sustava

studiranjem mikroskopskih i makroskopskih preparata mozga i kralježnične moždine.

1.1 Uvod

Različitim neurohistološkim tehnikama moguće je na mikroskopskim

preparatima prikazati raznolikost građe središnjega živčanog sustava. Golgijevom

metodom prikazuje se izgled neurona, Nisslovom metodom oboje se tijela neurona, a

Weigertovom metodom bojenja vizualiziraju se mijelinizirani aksoni.

Makropreparatima mozga fiksiranog u formaldehidu prikazujemo sivu i bijelu

tvar velikog mozga, malog mozga i moždanog debla. Osim prikaza vanjskog izgleda,

moguće je različitim presjecima u nekoliko ravnina istražiti i unutrašnju građu tih

struktura.

Tri temeljne neurohistološke metode uveli su krajem prošlog stoljeća Camillo

Golgi, Franz Nissl i Carl Weigert.

Golgijevom metodom možemo prikazati stvarni izgled neurona

Srebrnim solima možemo obojiti samo neke neurone u malom komadiću

moždanog tkiva, no tada se oboje svi dijelovi neurona (soma, dendriti i akson). Ta je

(Golgijeva) metoda po prvi put omogućila spoznaju iznimne raznolikosti oblika

neurona i njihovih međusobnih odnosa. Golgijeva metoda pokazuje stvarni izgled

neurona, ali ne i citološke pojedinosti (cijeli je neuron zacrnjen talogom srebrnih soli,

pa se niti jezgra ne vidi) ili neurotransmitersku narav.

Nisslovom metodom prikazujemo citoarhitektoniku, tj. opći plan staničnog

ustrojstva sive tvari središnjega živčanog sustava.

Tom se metodom oboji Nisslova tvar, tj. nukleinske kiseline jezgre i

ribosoma, pa se tako prikažu tijela svih stanica središnjega živčanog sustava. Pritom

se prikažu cijela tijela neurona te samo početni dijelovi dendrita i aksona. Stoga se

tom metodom ne može prikazati stvarni izgled neurona (kao Golgijevom metodom),

ali se može prikazati opći plan stanične građe sive tvari središnjega živčanog sustava

3


1. Stanična građa, izgled i raspodjela sive i bijele tvari kralježnične moždine i mozga

Cilj vježbe je prikazati studentima građu središnjega živčanog sustava

studiranjem mikroskopskih i makroskopskih preparata mozga i kralježnične moždine.

1.1 Uvod

Različitim neurohistološkim tehnikama moguće je na mikroskopskim

preparatima prikazati raznolikost građe središnjega živčanog sustava. Golgijevom

metodom prikazuje se izgled neurona, Nisslovom metodom oboje se tijela neurona, a

Weigertovom metodom bojenja vizualiziraju se mijelinizirani aksoni.

Makropreparatima mozga fiksiranog u formaldehidu prikazujemo sivu i bijelu

tvar velikog mozga, malog mozga i moždanog debla. Osim prikaza vanjskog izgleda,

moguće je različitim presjecima u nekoliko ravnina istražiti i unutrašnju građu tih

struktura.

Tri temeljne neurohistološke metode uveli su krajem prošlog stoljeća Camillo

Golgi, Franz Nissl i Carl Weigert.

Golgijevom metodom možemo prikazati stvarni izgled neurona

Srebrnim solima možemo obojiti samo neke neurone u malom komadiću

moždanog tkiva, no tada se oboje svi dijelovi neurona (soma, dendriti i akson). Ta je

(Golgijeva) metoda po prvi put omogućila spoznaju iznimne raznolikosti oblika

neurona i njihovih međusobnih odnosa. Golgijeva metoda pokazuje stvarni izgled

neurona, ali ne i citološke pojedinosti (cijeli je neuron zacrnjen talogom srebrnih soli,

pa se niti jezgra ne vidi) ili neurotransmitersku narav.

Nisslovom metodom prikazujemo citoarhitektoniku, tj. opći plan staničnog

ustrojstva sive tvari središnjega živčanog sustava.

Tom se metodom oboji Nisslova tvar, tj. nukleinske kiseline jezgre i

ribosoma, pa se tako prikažu tijela svih stanica središnjega živčanog sustava. Pritom

se prikažu cijela tijela neurona te samo početni dijelovi dendrita i aksona. Stoga se

tom metodom ne može prikazati stvarni izgled neurona (kao Golgijevom metodom),

ali se može prikazati opći plan stanične građe sive tvari središnjega živčanog sustava

3


(broj, veličina, oblik i međusobni raspored tijela neurona i glije), tj. citoarhitektonika

različitih moždanih područja.

Mijeloarhitektonika temelji se na Weigertovoj metodi bojanja mijeliniziranih

aksona solima nekih teških metala. Mijelinske ovojnice mijeliniziranih aksona mogu

se obojiti tamnosmeđe ili crno, kad rezove moždanog tkiva uronimo u vodene otopine

soli nekih teških metala. Takvo (Weigertovo) bojanje otkriva nam opći plan građe

bijele tvari, odnosno međusobni raspored i usmjerenost već ih i manjih snopova

mijeliniziranih aksona (ali ne i nemijeliniziranih aksona!). Stoga govorimo o

mijeloarhitektonici pojedinih moždanih područja. Temeljna vrijednost te metode je u

tome što nam pokazuje topografski položaj i usmjerenost glavnih moždanih putova,

tj. većih snopova aksona što polaze od neurona smještenih u jednom području sive

tvari (jezgri, sloju), imaju istu putanju (i obično istu funkciju), a završe

(uspostavljajući sinapse) na neuronima u nekom drugom području sive tvari (jezgri,

sloju).

Neuronske putove može se istražiti metodama što se temelje na prirodnoj

pojavi aksonskog prenošenja. Putanju aksona može se prikazati autoradiografijom

radioaktivno označenih aminokiselina što aksonskim prenošenjem putuju

anterogradno (od some neurona do presinaptičkog završetka aksona). Ta se metoda

temelji na pojavi anterogradnog aksonskog prenošenja, tj. polaganog premještanja

raznovrsnih molekula i organela od tijela neurona do presinaptičkog završetka aksona

(za opis pojave vidi 6. poglavlje udžbenika!). U neko područje sive tvari (jezgru, sloj)

uštrca se finom iglom ili mikropipetom mala količina aminokiseline (npr. leucin ili

prolin) označene tricijem. Ta aminokiselina anterogradno se prenosi duž aksona te se

(nakon određenog vremena) može autoradiografskim postupkom (na histološkom rezu

tkiva) prikazati i dotični akson i njegovo završno razgranjenje, tj. ciljno područje u

kojemu završava. Tako su primjerice David Hubel i Thorsten Wiesel (Nobelova

nagrada za fiziologiju i medicinu 1981. godine!) uspješno prikazali kolumnarni

završetak talamokortikalnih aksona vidnog puta u primarnoj vidnoj moždanoj kori

(vidi 28. poglavlje). Putanju aksona može se prikazati histokemijski, na temelju

retrogradnog (od presinaptičkog aksonskog završetka prema somi) aksonskog

prenošenja peroksidaze hrena (HRP).

Ta se metoda temelji na pojavi retrogradnog aksonskog prenošenja, tj.

putovanja raznovrsnih molekula i organela od presinaptičkog završetka aksona do

some neurona (vidi također 6. poglavlje). U lokalizirano područje sive tvari uštrcamo

4


(broj, veličina, oblik i međusobni raspored tijela neurona i glije), tj. citoarhitektonika

različitih moždanih područja.

Mijeloarhitektonika temelji se na Weigertovoj metodi bojanja mijeliniziranih

aksona solima nekih teških metala. Mijelinske ovojnice mijeliniziranih aksona mogu

se obojiti tamnosmeđe ili crno, kad rezove moždanog tkiva uronimo u vodene otopine

soli nekih teških metala. Takvo (Weigertovo) bojanje otkriva nam opći plan građe

bijele tvari, odnosno međusobni raspored i usmjerenost već ih i manjih snopova

mijeliniziranih aksona (ali ne i nemijeliniziranih aksona!). Stoga govorimo o

mijeloarhitektonici pojedinih moždanih područja. Temeljna vrijednost te metode je u

tome što nam pokazuje topografski položaj i usmjerenost glavnih moždanih putova,

tj. većih snopova aksona što polaze od neurona smještenih u jednom području sive

tvari (jezgri, sloju), imaju istu putanju (i obično istu funkciju), a završe

(uspostavljajući sinapse) na neuronima u nekom drugom području sive tvari (jezgri,

sloju).

Neuronske putove može se istražiti metodama što se temelje na prirodnoj

pojavi aksonskog prenošenja. Putanju aksona može se prikazati autoradiografijom

radioaktivno označenih aminokiselina što aksonskim prenošenjem putuju

anterogradno (od some neurona do presinaptičkog završetka aksona). Ta se metoda

temelji na pojavi anterogradnog aksonskog prenošenja, tj. polaganog premještanja

raznovrsnih molekula i organela od tijela neurona do presinaptičkog završetka aksona

(za opis pojave vidi 6. poglavlje udžbenika!). U neko područje sive tvari (jezgru, sloj)

uštrca se finom iglom ili mikropipetom mala količina aminokiseline (npr. leucin ili

prolin) označene tricijem. Ta aminokiselina anterogradno se prenosi duž aksona te se

(nakon određenog vremena) može autoradiografskim postupkom (na histološkom rezu

tkiva) prikazati i dotični akson i njegovo završno razgranjenje, tj. ciljno područje u

kojemu završava. Tako su primjerice David Hubel i Thorsten Wiesel (Nobelova

nagrada za fiziologiju i medicinu 1981. godine!) uspješno prikazali kolumnarni

završetak talamokortikalnih aksona vidnog puta u primarnoj vidnoj moždanoj kori

(vidi 28. poglavlje). Putanju aksona može se prikazati histokemijski, na temelju

retrogradnog (od presinaptičkog aksonskog završetka prema somi) aksonskog

prenošenja peroksidaze hrena (HRP).

Ta se metoda temelji na pojavi retrogradnog aksonskog prenošenja, tj.

putovanja raznovrsnih molekula i organela od presinaptičkog završetka aksona do

some neurona (vidi također 6. poglavlje). U lokalizirano područje sive tvari uštrcamo

4


malu količinu jednog enzima, peroksidaze hrena (engl., horseradish- peroxidase,

HRP). Enzim prodire u okolne presinaptičke aksonske završetke (endocitoza

posredstvom receptora - 6. poglavlje!) i potom retrogradnim aksonskim prenošenjem

dospije u somu neurona. Kako je na enzim prije uštrcavanja vezana neka

fluorescentna boja, tijela dotičnih neurona možemo prikazati histokemijskom

obradom histoloških rezova (histofluorescencija). Tako dobijemo odgovor na sljedeće

pitanje: odakle (i od koje vrste neurona) u dotično područje mozga dolaze aksoni?

Slika 1.1 Praćenje neuronskih putova metodom retrogradnog (lijevo) i anterogradnog (desno) aksonskog prenošenja. Za pojedinosti vidi tekst.

Dakle, metoda je posebno pogodna za istraživanje aferentnih projekcijskih

veza (npr. aferentnih putova moždane kore ili talamusa). Metodom dvostrukog

označavanja (retrogradnim prenošenjem dviju različitih fluorescentnih boja) može se

pokazati da se jedan akson svojim ograncima projicira u dva različita moždana

područja. Uvođenje te metode dovelo je do pravog prevrata u istraživanju nekih

moždanih putova. Jednu fluorescentnu boju uštrcamo u jedno, a drugu u drugo

područje sive tvari (npr. u dva različita kortikalna polja iste ili suprotne moždane

polutke). Obje boje retrogradnim aksonskim prenošenjem putuju do tijela neurona.

Ukoliko posebnom metodom histofluorescencije uočimo da tijelo jednog neurona

fluoresceira u dvije različite boje, doznali smo da je jedan ogranak aksona tog neurona

sinaptički završio u jednom, a drugi ogranak u drugom području sive tvari. Tako je

primjerice Patricia Goldman-Rakić u rezus majmuna pokazala da neki piramidni

neuroni III. sloja asocijacijske moždane kore čeonog režnja istodobno inerviraju

(preko ogranaka svojih aksona) i homolognu (čeonu) moždanu koru suprotne

5


malu količinu jednog enzima, peroksidaze hrena (engl., horseradish- peroxidase,

HRP). Enzim prodire u okolne presinaptičke aksonske završetke (endocitoza

posredstvom receptora - 6. poglavlje!) i potom retrogradnim aksonskim prenošenjem

dospije u somu neurona. Kako je na enzim prije uštrcavanja vezana neka

fluorescentna boja, tijela dotičnih neurona možemo prikazati histokemijskom

obradom histoloških rezova (histofluorescencija). Tako dobijemo odgovor na sljedeće

pitanje: odakle (i od koje vrste neurona) u dotično područje mozga dolaze aksoni?

Slika 1.1 Praćenje neuronskih putova metodom retrogradnog (lijevo) i anterogradnog (desno) aksonskog prenošenja. Za pojedinosti vidi tekst.

Dakle, metoda je posebno pogodna za istraživanje aferentnih projekcijskih

veza (npr. aferentnih putova moždane kore ili talamusa). Metodom dvostrukog

označavanja (retrogradnim prenošenjem dviju različitih fluorescentnih boja) može se

pokazati da se jedan akson svojim ograncima projicira u dva različita moždana

područja. Uvođenje te metode dovelo je do pravog prevrata u istraživanju nekih

moždanih putova. Jednu fluorescentnu boju uštrcamo u jedno, a drugu u drugo

područje sive tvari (npr. u dva različita kortikalna polja iste ili suprotne moždane

polutke). Obje boje retrogradnim aksonskim prenošenjem putuju do tijela neurona.

Ukoliko posebnom metodom histofluorescencije uočimo da tijelo jednog neurona

fluoresceira u dvije različite boje, doznali smo da je jedan ogranak aksona tog neurona

sinaptički završio u jednom, a drugi ogranak u drugom području sive tvari. Tako je

primjerice Patricia Goldman-Rakić u rezus majmuna pokazala da neki piramidni

neuroni III. sloja asocijacijske moždane kore čeonog režnja istodobno inerviraju

(preko ogranaka svojih aksona) i homolognu (čeonu) moždanu koru suprotne

5


moždane polutke (komisurna vlakna!) i tjemenu moždanu koru iste moždane

hemisfere (asocijacijska vlakna!) Upravo te veze, značajne za neurobiologiju

pozornosti i pamćenja, opisane su u 42. poglavlju udžbenika. Na sličan način moglo

se otkriti zapanjujuću činjenicu da jedan noradrenalinski neuron smješten u

moždanom deblu (locus coeruleus) istodobno inervira različita područja međumozga i

velikog mozga. Naime, aksoni takvih neurona imaju tisuće kolaterala, pri čemu jedna

kolaterala može uspostaviti sinapsu u moždanom deblu, druga u talamusu ili

hipotalamusu, a treća u moždanoj kori!

Sve tri opisane metode praćenja neuronskih veza mogu se primijeniti jedino na

pokusnim životinjama. No, odnedavno postoje karbocijaninske fluorescentne boje

(DiI, DiO) što se u istu svrhu mogu vrlo uspješno primijeniti (i za anterogradno, i za

retrogradno praćenje, i za dvostruko označavanje!) na debelim rezovima mrtvog tkiva

ljudskog mozga fiksiranog u formalinu. Time su otvorene neslućene mogućnosti za

istraživanje neuronskih veza izravno u ljudskom mozgu, kako odraslom, tako i

tijekom prenatalnog i postnatalnog razvoja. Dotad se o postojanju takvih veza

zaključivalo gotovo isključivo neizravno, uglavnom na temelju nalaza u mozgu

majmuna. Ne treba posebno isticati da čak ni mozak čimpanze ne može služiti kao

potpun model za eksperimentalno proučavanje ljudskog mozga. Dovoljno je

spomenuti sposobnost govora ili duševne bolesti. Stoga vam je zasigurno posve jasno

koliko je golemo značenje uvođenja tih metoda, ali isto tako i dostupnosti za izravno

proučavanje tkiva fetalnog i odraslog ljudskog mozga, naravno, uz poštivanje svih

etičkih načela. Imunocitokemijskim metodama možemo prikazati raznovrsne signalne

molekule i neurotransmitersku narav neurona. Moguće je načiniti monoklonska i

poliklonska protutijela na neki neurotransmiter ili njegov sintetski enzim i tako obojiti

samo one neurone što sintetiziraju taj neurotransmiter. Naime, na protutijelo se još

doda fluorescentna boja, ili se rabi neki drugi postupak vizualizacije, a takav neuron

lako promatramo svjetlosnim mikroskopom. Riječ je o imunocitokemijskim ili

imunohistokemijskim metodama prikaza odabranih tkivnih elemenata u histološkim

rezovima moždanog tkiva. Tako se mogu prikazati ključni enzimi za sintezu klasičnih

neurotransmitera: kolin-acetiltransferaza (acetilkolinski neuroni), tirozin-hidroksilaza

(dopaminski neuroni), dopamin-hidroksilaza (noradrenalinski neuroni), a u novije

doba mogu se prikazati i sami neurotransmiteri (npr. acetilkolin, glutamat, GABA,

serotonin). No, ta je metoda posebno pogodna za prikaz neuroaktivnih peptida (npr.

neuropeptida Y). Ukratko, ključna prednost imunocitokemijske metode je u tome što

6


moždane polutke (komisurna vlakna!) i tjemenu moždanu koru iste moždane

hemisfere (asocijacijska vlakna!) Upravo te veze, značajne za neurobiologiju

pozornosti i pamćenja, opisane su u 42. poglavlju udžbenika. Na sličan način moglo

se otkriti zapanjujuću činjenicu da jedan noradrenalinski neuron smješten u

moždanom deblu (locus coeruleus) istodobno inervira različita područja međumozga i

velikog mozga. Naime, aksoni takvih neurona imaju tisuće kolaterala, pri čemu jedna

kolaterala može uspostaviti sinapsu u moždanom deblu, druga u talamusu ili

hipotalamusu, a treća u moždanoj kori!

Sve tri opisane metode praćenja neuronskih veza mogu se primijeniti jedino na

pokusnim životinjama. No, odnedavno postoje karbocijaninske fluorescentne boje

(DiI, DiO) što se u istu svrhu mogu vrlo uspješno primijeniti (i za anterogradno, i za

retrogradno praćenje, i za dvostruko označavanje!) na debelim rezovima mrtvog tkiva

ljudskog mozga fiksiranog u formalinu. Time su otvorene neslućene mogućnosti za

istraživanje neuronskih veza izravno u ljudskom mozgu, kako odraslom, tako i

tijekom prenatalnog i postnatalnog razvoja. Dotad se o postojanju takvih veza

zaključivalo gotovo isključivo neizravno, uglavnom na temelju nalaza u mozgu

majmuna. Ne treba posebno isticati da čak ni mozak čimpanze ne može služiti kao

potpun model za eksperimentalno proučavanje ljudskog mozga. Dovoljno je

spomenuti sposobnost govora ili duševne bolesti. Stoga vam je zasigurno posve jasno

koliko je golemo značenje uvođenja tih metoda, ali isto tako i dostupnosti za izravno

proučavanje tkiva fetalnog i odraslog ljudskog mozga, naravno, uz poštivanje svih

etičkih načela. Imunocitokemijskim metodama možemo prikazati raznovrsne signalne

molekule i neurotransmitersku narav neurona. Moguće je načiniti monoklonska i

poliklonska protutijela na neki neurotransmiter ili njegov sintetski enzim i tako obojiti

samo one neurone što sintetiziraju taj neurotransmiter. Naime, na protutijelo se još

doda fluorescentna boja, ili se rabi neki drugi postupak vizualizacije, a takav neuron

lako promatramo svjetlosnim mikroskopom. Riječ je o imunocitokemijskim ili

imunohistokemijskim metodama prikaza odabranih tkivnih elemenata u histološkim

rezovima moždanog tkiva. Tako se mogu prikazati ključni enzimi za sintezu klasičnih

neurotransmitera: kolin-acetiltransferaza (acetilkolinski neuroni), tirozin-hidroksilaza

(dopaminski neuroni), dopamin-hidroksilaza (noradrenalinski neuroni), a u novije

doba mogu se prikazati i sami neurotransmiteri (npr. acetilkolin, glutamat, GABA,

serotonin). No, ta je metoda posebno pogodna za prikaz neuroaktivnih peptida (npr.

neuropeptida Y). Ukratko, ključna prednost imunocitokemijske metode je u tome što

6


prikaže cijeli neuron kao i Golgijeva metoda, ali pritom još i doznamo koji neuroni

sintetiziraju koji neurotransmiter ili neuropeptid, što je prvi korak u upoznavanju

njihove funkcije u sklopu neuronskih krugova. Osim neurotransmitera i njihovih

enzima, tom metodom mogu se prikazati i drugi sastojci neurona, npr. sastojci

citoskeleta, podjedinice receptornih molekula ili ionskih kanala, te druge vrste

zanimljivih molekula.

Ključna prednost imunocitokemijskih metoda je u tome što se mogu izravno

primijeniti na histološke rezove fiksiranog ljudskog mozga.

1.2 Mikroskopiranje

Nastavno štivo: Temelji neuroznanosti, Poglavlje 2.

Svaki će student za vježbu mikroskopiranja dobiti tri različita mikroskopska

preparata. Molimo Vas da preparate proučite i opišete koje ste stanice vidjeli, te

kojom je histološkom tehnikom preparat priređen:

Mikroskopski preparat 1:



7


prikaže cijeli neuron kao i Golgijeva metoda, ali pritom još i doznamo koji neuroni

sintetiziraju koji neurotransmiter ili neuropeptid, što je prvi korak u upoznavanju

njihove funkcije u sklopu neuronskih krugova. Osim neurotransmitera i njihovih

enzima, tom metodom mogu se prikazati i drugi sastojci neurona, npr. sastojci

citoskeleta, podjedinice receptornih molekula ili ionskih kanala, te druge vrste

zanimljivih molekula.

Ključna prednost imunocitokemijskih metoda je u tome što se mogu izravno

primijeniti na histološke rezove fiksiranog ljudskog mozga.

1.2 Mikroskopiranje


Svaki će student za vježbu mikroskopiranja dobiti tri različita mikroskopska

preparata. Molimo Vas da preparate proučite i opišete koje ste stanice vidjeli, te

kojom je histološkom tehnikom preparat priređen:




7


1.3 Sekcija mozga i kralježnične moždine

Nastavno štivo: Temelji neuroznanosti, Poglavlje 4 i 5.

Za proučavanje izgleda i raspodjele sive i bijele tvari kralježnične moždine i

mozga potrebno je napraviti presjeke anatomskih preparata ovih organa, a potom

prepoznati svaku pojedinu strukturu na horizontalnom, sagitalnom i frontalnom

presjeku. Postupite prema naputku za svaki pojedini presjek.

1.3.1 Veliki mozak

1.3.1.1 Veliki mozak – mediosagitalni presjek

Naputak: Velikim nožem presijecite mozak u mediosagitalnoj ravnini i

odvojite hemisfere. Označite one strukture koje ste na presjeku vidjeli:

Comissura anterior ٱ

Lamina terminalis ٱ

Chiasma opticum ٱ

Hypothalamus ٱ

Infundibulum ٱ

Corpus mamillare ٱ

Thalamus ٱ

Corpus callosum ٱ

Septum pellucidum ٱ

Fornix ٱ

Foramen interventriculare ٱ

Comisura epithalamica ٱ

Gyrus cinguli ٱ

Sulcus cinguli ٱ

Gyrus hippocampi ٱ

Sulcus collateralis ٱ

Sulcus parietooccipitalis ٱ

8


1.3 Sekcija mozga i kralježnične moždine

Nastavno štivo: Temelji neuroznanosti, Poglavlje 4 i 5.

Za proučavanje izgleda i raspodjele sive i bijele tvari kralježnične moždine i

mozga potrebno je napraviti presjeke anatomskih preparata ovih organa, a potom

prepoznati svaku pojedinu strukturu na horizontalnom, sagitalnom i frontalnom

presjeku. Postupite prema naputku za svaki pojedini presjek.

1.3.1 Veliki mozak

1.3.1.1 Veliki mozak – mediosagitalni presjek

Naputak: Velikim nožem presijecite mozak u mediosagitalnoj ravnini i

odvojite hemisfere. Označite one strukture koje ste na presjeku vidjeli:

Comissura anterior ٱ

Lamina terminalis ٱ

Chiasma opticum ٱ

Hypothalamus ٱ

Infundibulum ٱ

Corpus mamillare ٱ

Thalamus ٱ

Corpus callosum ٱ


Fornix ٱ

Foramen interventriculare ٱ

Comisura epithalamica ٱ

Gyrus cinguli ٱ

Sulcus cinguli ٱ

Gyrus hippocampi ٱ

Sulcus collateralis ٱ

Sulcus parietooccipitalis ٱ

8


1.3.1.2 Veliki mozak-frontalni presjek

Naputak: Velikim nožem napravite frontalni presjek kroz corpora mamillaria.

Označite strukture koje ste na presjeku vidjeli:

Corpus callosum ٱ


Ventriculus lateralis, pars centralis ٱ

Fornix ٱ

Nucleus caudatus, corpus ٱ

Thalamus ٱ

Capsula interna ٱ

Globus pallidus ٱ

Putamen ٱ

Capsula externa ٱ

Claustrum ٱ

Capsula exstrema ٱ

Ventriculus tertius ٱ

Hypothalamus ٱ

Hippocampus ٱ

Corpus amigdaloideum ٱ

Nucleus caudatus, cauda ٱ

Ventriculus lateralis, cornu temporale ٱ

1.3.1.3 Veliki mozak-horizontalni presjeci

Naputak: Velikim nožem napravite seriju horizontalnih presjeka režući od

vrha hemisfera prema bazi mozga. Na horizontalnom presjeku kroz središnji dio treće

moždane komore označite strukture koje ste vidjeli:

Corpus callosum ٱ

Ventriculus lateralis, cornu frontale ٱ

Fornix ٱ

Nucleus caudatus, caput ٱ

Thalamus ٱ

Capsula interna ٱ

9


1.3.1.2 Veliki mozak-frontalni presjek

Naputak: Velikim nožem napravite frontalni presjek kroz corpora mamillaria.

Označite strukture koje ste na presjeku vidjeli:

Corpus callosum ٱ


Ventriculus lateralis, pars centralis ٱ

Fornix ٱ

Nucleus caudatus, corpus ٱ

Thalamus ٱ

Capsula interna ٱ

Globus pallidus ٱ

Putamen ٱ

Capsula externa ٱ

Claustrum ٱ

Capsula exstrema ٱ


Hypothalamus ٱ

Hippocampus ٱ

Corpus amigdaloideum ٱ


Ventriculus lateralis, cornu temporale ٱ

1.3.1.3 Veliki mozak-horizontalni presjeci

Naputak: Velikim nožem napravite seriju horizontalnih presjeka režući od

vrha hemisfera prema bazi mozga. Na horizontalnom presjeku kroz središnji dio treće

moždane komore označite strukture koje ste vidjeli:

Corpus callosum ٱ

Ventriculus lateralis, cornu frontale ٱ

Fornix ٱ

Nucleus caudatus, caput ٱ

Thalamus ٱ

Capsula interna ٱ

9


Globus pallidus ٱ

Putamen ٱ

Capsula externa ٱ

Claustrum ٱ

Capsula exstrema ٱ



Ventriculus lateralis, cornu occipitale ٱ

Hippocampus ٱ

Gyrus hippocampi ٱ

1.3.2 Mali mozak

Naputak: Odvojite mali mozak od velikog mozga i moždanog debla rezom

kroz korijenove malog mozga. Označite strukture koje ste vidjeli na površini malog

mozga:

Vermis ٱ

Nodulus ٱ

Flocculus ٱ

Hemispherium cerebelli ٱ

1.3.3 Moždano deblo

1.3.3.1 Moždano deblo – baza

Naputak: Moždano deblo odvojite od velikog mozga rezom kroz srednji

mozak. Na bazi moždanog debla označite strukture koje ste vidjeli:

Pons ٱ

Fissura mediana anterior medullae oblongatae ٱ

Pyramis ٱ

Oliva ٱ

10


Globus pallidus ٱ

Putamen ٱ

Capsula externa ٱ

Claustrum ٱ

Capsula exstrema ٱ



Ventriculus lateralis, cornu occipitale ٱ

Hippocampus ٱ

Gyrus hippocampi ٱ

1.3.2 Mali mozak

Naputak: Odvojite mali mozak od velikog mozga i moždanog debla rezom

kroz korijenove malog mozga. Označite strukture koje ste vidjeli na površini malog

mozga:

Vermis ٱ

Nodulus ٱ

Flocculus ٱ

Hemispherium cerebelli ٱ

1.3.3 Moždano deblo

1.3.3.1 Moždano deblo – baza

Naputak: Moždano deblo odvojite od velikog mozga rezom kroz srednji

mozak. Na bazi moždanog debla označite strukture koje ste vidjeli:

Pons ٱ

Fissura mediana anterior medullae oblongatae ٱ

Pyramis ٱ

Oliva ٱ

10


1.3.3.2 Moždano deblo – dorzalni dio

Naputak: na dorzalnom dijelu moždanog debla označite strukture koje ste

vidjeli:

Colliculus superior ٱ

Colliculus inferior ٱ

Pedunculus cerebri ٱ

Pedunculus cerebellaris medius ٱ

Pedunculus cerebellaris superior ٱ

Velum medullare superius ٱ

Fossa rhomboidea ٱ

Sulcus medianus posterior medullae oblongatae ٱ

1.3.4 Kralježnična moždina – poprečni presjek

Naputak: Na poprečnom presjeku označite strukture koje ste vidjeli:

Cornu ventrale ٱ

Cornu laterale ٱ

Cornu dorsale ٱ

Funiculus ventarlis ٱ

Funiculus lateralis ٱ

Funiculus dorsalis ٱ

Sulcus dorsolateralis ٱ

Sulcus ventrolateralis ٱ

Fissura mediana ventralis ٱ

Sulcus medianus dorsalis ٱ

Radix ventralis ٱ

Radix dorsalis ٱ

11


1.3.3.2 Moždano deblo – dorzalni dio

Naputak: na dorzalnom dijelu moždanog debla označite strukture koje ste

vidjeli:

Colliculus superior ٱ

Colliculus inferior ٱ

Pedunculus cerebri ٱ

Pedunculus cerebellaris medius ٱ

Pedunculus cerebellaris superior ٱ

Velum medullare superius ٱ

Fossa rhomboidea ٱ

Sulcus medianus posterior medullae oblongatae ٱ

1.3.4 Kralježnična moždina – poprečni presjek

Naputak: Na poprečnom presjeku označite strukture koje ste vidjeli:

Cornu ventrale ٱ

Cornu laterale ٱ

Cornu dorsale ٱ

Funiculus ventarlis ٱ

Funiculus lateralis ٱ

Funiculus dorsalis ٱ

Sulcus dorsolateralis ٱ

Sulcus ventrolateralis ٱ

Fissura mediana ventralis ٱ

Sulcus medianus dorsalis ٱ

Radix ventralis ٱ

Radix dorsalis ٱ

11


2. Kliničko-anatomski sindromi kralježnične moždine

Cilj vježbe je osposobiti studenta da primjenom dosadašnjih saznanja o građi i

unutrašnjem ustrojstvu kralježnične moždine riješi zadani klinički problem.

2.1 Uvod

Osim usvajanja činjenica o građi središnjega živčanog sustava osobito je

važno razvijati sposobnost primjene tog znanja u kliničkoj praksi. To se najbolje

postiže rješavanjem kliničkih problema. U središtu pozornosti svakog kliničkog

problema nije struktura, već pacijent s određenim simptomima. Na Vama je da

primjenom znanja o anatomskim strukturama pretpostavite koja je od struktura

zahvaćena bolešću ili ozlijeđena.

Za vježbu je potreban program Lamperti A, Sodicoff M., Oxbery B,

Neuroanatomy Laboratory Assistant. Program sadrži atlas s opisom struktura i

kliničke primjere. Kao uvod u vježbu pregledat ćemo atlas kralježnične moždine, a

potom riješiti zadane kliničke slučajeve.

2.2 1. Vježba


Naputak: Pokrenite program Neuroanatomy. Otvorite atlas kliknuvši na ikonu

atlas i odaberite kralježničnu moždinu. Obnovite znanje o putovima i jezgrama

kralježnične moždine studirajući presjeke različitih segmenata.

12


2. Kliničko-anatomski sindromi kralježnične moždine

Cilj vježbe je osposobiti studenta da primjenom dosadašnjih saznanja o građi i

unutrašnjem ustrojstvu kralježnične moždine riješi zadani klinički problem.

2.1 Uvod

Osim usvajanja činjenica o građi središnjega živčanog sustava osobito je

važno razvijati sposobnost primjene tog znanja u kliničkoj praksi. To se najbolje

postiže rješavanjem kliničkih problema. U središtu pozornosti svakog kliničkog

problema nije struktura, već pacijent s određenim simptomima. Na Vama je da

primjenom znanja o anatomskim strukturama pretpostavite koja je od struktura

zahvaćena bolešću ili ozlijeđena.

Za vježbu je potreban program Lamperti A, Sodicoff M., Oxbery B,

Neuroanatomy Laboratory Assistant. Program sadrži atlas s opisom struktura i

kliničke primjere. Kao uvod u vježbu pregledat ćemo atlas kralježnične moždine, a

potom riješiti zadane kliničke slučajeve.

2.2 1. Vježba


Naputak: Pokrenite program Neuroanatomy. Otvorite atlas kliknuvši na ikonu

atlas i odaberite kralježničnu moždinu. Obnovite znanje o putovima i jezgrama

kralježnične moždine studirajući presjeke različitih segmenata.

12


2.3 2. Vježba

Naputak: Otvorite kliničke primjere. Pročitajte klinički primjer, a potom od

predložena tri presjeka patološki promijenjene kralježnične moždine izaberite onaj

koji smatrate uzrokom stanja Vašeg pacijenta. Upišite odgovore:.

13


2.3 2. Vježba

Naputak: Otvorite kliničke primjere. Pročitajte klinički primjer, a potom od

predložena tri presjeka patološki promijenjene kralježnične moždine izaberite onaj

koji smatrate uzrokom stanja Vašeg pacijenta. Upišite odgovore:.

13


Primjer 1:______________________________________________________

Primjer 2:______________________________________________________

Primjer 3:______________________________________________________

Primjer 4:______________________________________________________

Primjer 5:______________________________________________________

Primjer 6:______________________________________________________

Primjer 7:______________________________________________________

Primjer 8:______________________________________________________

Primjer 9:______________________________________________________

Primjer 10:_____________________________________________________

14


Primjer 1:______________________________________________________

Primjer 2:______________________________________________________

Primjer 3:______________________________________________________

Primjer 4:______________________________________________________

Primjer 5:______________________________________________________

Primjer 6:______________________________________________________

Primjer 7:______________________________________________________

Primjer 8:______________________________________________________

Primjer 9:______________________________________________________

Primjer 10:_____________________________________________________

14


2A. Računalni pregled neuroanatomskih struktura

Cilj vježbe je omogućiti studentu da pregledom brojnih presjeka mozga i

kralježnične moždine ostvari uvid u povezanost struktura središnjega živčanog

sustava.

2.4 Uvod

Studiranje morfologije središnjega živčanog sustava podijeljeno je iz

edukativnih razloga u nekoliko cjelina. Ipak, sve su strukture, bez obzira da li

pripadaju malom mozgu, velikom mozgu, moždanom deblu ili kralježničnoj moždini,

međusobno povezane ili se neprekinute protežu iz jednog dijela središnjega živčanog

sustava u drugi. Stoga, osim znanja o postojanju i smještaju neke jezgre ili puta,

osobito je važno dobro naučiti međusobne odnose i povezanost te strukture sa

susjednim ili udaljenim strukturama.

Naputak: Pokrenite program Lamperti A, Sodicoff M., Oxbery B,

Neuroanatomy Laboratory Assistant. Svaki student dobit će pet zadataka. Na prvi

zadatak morate uz pomoć atlasa odgovoriti kući.

Zadatak 1. Nađite u atlasu strukture središnjega živčanog sustava koje prenose

osjet boli i stavite ih u odgovarajući redoslijed počevši od periferije (kože).

Osjet boli prenose:

Zadatak 2:

15


2A. Računalni pregled neuroanatomskih struktura

Cilj vježbe je omogućiti studentu da pregledom brojnih presjeka mozga i

kralježnične moždine ostvari uvid u povezanost struktura središnjega živčanog

sustava.

2.4 Uvod

Studiranje morfologije središnjega živčanog sustava podijeljeno je iz

edukativnih razloga u nekoliko cjelina. Ipak, sve su strukture, bez obzira da li

pripadaju malom mozgu, velikom mozgu, moždanom deblu ili kralježničnoj moždini,

međusobno povezane ili se neprekinute protežu iz jednog dijela središnjega živčanog

sustava u drugi. Stoga, osim znanja o postojanju i smještaju neke jezgre ili puta,

osobito je važno dobro naučiti međusobne odnose i povezanost te strukture sa

susjednim ili udaljenim strukturama.

Naputak: Pokrenite program Lamperti A, Sodicoff M., Oxbery B,

Neuroanatomy Laboratory Assistant. Svaki student dobit će pet zadataka. Na prvi

zadatak morate uz pomoć atlasa odgovoriti kući.

Zadatak 1. Nađite u atlasu strukture središnjega živčanog sustava koje prenose

osjet boli i stavite ih u odgovarajući redoslijed počevši od periferije (kože).

Osjet boli prenose:

Zadatak 2:

15


Odgovor

Zadatak 3:

Odgovor

Zadatak 4:

Odgovor

Zadatak 5:

Odgovor

16


Odgovor

Zadatak 3:

Odgovor

Zadatak 4:

Odgovor

Zadatak 5:

Odgovor

16


4. Potencijal u stanju mirovanja

4.1 Uvod

Razumijevanje mehanizma nastanka potencijala u stanju mirovanja temelj je

razumijevanja elektrofiziologije podražljivosti neurona i aksona.

Zajedničko svojstvo svih stanica jest postojanje razlike električnog potencijala

s dvije strane stanične membrane. Tu razliku nazivamo membranski ili

transmembranski potencijal. Membranski potencijal jako je važno stanično svojstvo

koje se može izjednačiti sa životom kao takvim. Stanice za održavanje života moraju

imati membranske potencijale. Stanice koje su izgubile sposobnost održavanja

električnog potencijala kroz svoju membranu su mrtve stanice.

Membranski potencijal neophodan je za izvođenje različitih staničnih funkcija

putem njenih organela. U živčanim stanicama, te mišićnim i žljezdanim stanicama

koje su s njima u vezi, membranski potencijal izvor je posebnih funkcija. Brze

promjene membranskog potencijala osnova su električnog signaliziranja. Iz

navedenoga očito je kako se studiranje električkih zbivanja u stanicama i izvan njih

mora započeti detaljnim razumijevanjem osnova membranskog potencijala.

U razmatranju sila koje djeluju na ione s jedne i druge strane membrane

moramo istaknuti jednadžbu koja opisuje stanje ravnoteže tj. ono stanje u kojemu su

dvije sile, električna i kemijska, jednake. To je jednadžba koju je izveo njemački

kemičar Walther Nernst 1988., a koja definira potencijal pri kojemu nema neto

protoka dotičnog iona kroz membranu. Ukoliko u vašem studiranju elektrofiziologije

želite upamtiti makar jednu jednadžbu, neka to bude upravo Nernstova jednadžba koja

opisuje temeljnu prirodu električnog potencijala u svim stanicama. Promjene

membranskog potencijala povezane su s različitim vidovima električne aktivnosti

stanica, kao što je akcijski potencijal, signaliziranje pomoću sinaptičkih veza i

stvaranje postsinaptičkih potencijala.

4.2 Ionske ravnoteže i membranski potencijal mirovanja

Kroz plazmatske membrane životinjskih stanica postoji razlika u električnom

potencijalu (napon). Citoplazma je obično električki negativna za razliku od

izvanstanične tekućine. Budući da razlika u električnom potencijalu postoji i u

17


4. Potencijal u stanju mirovanja

4.1 Uvod

Razumijevanje mehanizma nastanka potencijala u stanju mirovanja temelj je

razumijevanja elektrofiziologije podražljivosti neurona i aksona.

Zajedničko svojstvo svih stanica jest postojanje razlike električnog potencijala

s dvije strane stanične membrane. Tu razliku nazivamo membranski ili

transmembranski potencijal. Membranski potencijal jako je važno stanično svojstvo

koje se može izjednačiti sa životom kao takvim. Stanice za održavanje života moraju

imati membranske potencijale. Stanice koje su izgubile sposobnost održavanja

električnog potencijala kroz svoju membranu su mrtve stanice.

Membranski potencijal neophodan je za izvođenje različitih staničnih funkcija

putem njenih organela. U živčanim stanicama, te mišićnim i žljezdanim stanicama

koje su s njima u vezi, membranski potencijal izvor je posebnih funkcija. Brze

promjene membranskog potencijala osnova su električnog signaliziranja. Iz

navedenoga očito je kako se studiranje električkih zbivanja u stanicama i izvan njih

mora započeti detaljnim razumijevanjem osnova membranskog potencijala.

U razmatranju sila koje djeluju na ione s jedne i druge strane membrane

moramo istaknuti jednadžbu koja opisuje stanje ravnoteže tj. ono stanje u kojemu su

dvije sile, električna i kemijska, jednake. To je jednadžba koju je izveo njemački

kemičar Walther Nernst 1988., a koja definira potencijal pri kojemu nema neto

protoka dotičnog iona kroz membranu. Ukoliko u vašem studiranju elektrofiziologije

želite upamtiti makar jednu jednadžbu, neka to bude upravo Nernstova jednadžba koja

opisuje temeljnu prirodu električnog potencijala u svim stanicama. Promjene

membranskog potencijala povezane su s različitim vidovima električne aktivnosti

stanica, kao što je akcijski potencijal, signaliziranje pomoću sinaptičkih veza i

stvaranje postsinaptičkih potencijala.

4.2 Ionske ravnoteže i membranski potencijal mirovanja

Kroz plazmatske membrane životinjskih stanica postoji razlika u električnom

potencijalu (napon). Citoplazma je obično električki negativna za razliku od

izvanstanične tekućine. Budući da razlika u električnom potencijalu postoji i u

17


stanicama koje miruju, taj se potencijal obično naziva membranski potencijal

mirovanja. Membranski potencijal mirovanja vrlo je važan za podražljivost živčanih

i mišićnih stanica te za neke druge stanične reakcije.

Glavna je zadaća ovog prikaza razmotriti način kako gradijenti

elektrokemijskog potencijala pojedinih iona kroz plazmatsku membranu proizvode

membranski potencijal mirovanja.

U prvom se dijelu obrađuju neki osnovni pojmovi i definicije kojima se

opisuje protok iona kroz membrane.

4.3 Ionske ravnoteže

4.3.1 Elektrokemijski potencijali iona

Zamislimo jednostavan model u kojemu membrana odjeljuje vodenu otopinu u

dva odjeljka (A i B). Pretpostavimo da je koncentracija Na+ veća u odjeljku A nego u

odjeljku B. Ako između odjeljaka A i B nema razlike u električnom potencijalu, Na+

će difundirati iz odjeljka A u odjeljak B, baš kao da je riječ o molekuli bez naboja.

No, ako je odjeljak A električki negativan u odnosu prema odjeljku B, prilike postaju

mnogo složenije. Difuzija Na+ iz odjeljka A u odjeljak B zbog razlike u koncentraciji

postoji i dalje, ali se sada Na+ kreće i u suprotnome smjeru (iz B u A) zbog razlike u

električnom potencijalu kroz membranu. Smjer neto-putovanja Na+ ovisi o tome koje

djelovanje prevladava - učinak razlike u koncentraciji ili učinak razlike u električnom

potencijalu. Uspoređujući ta dva učinka, koncentracijski i električni, može se

predvidjeti smjer neto-protoka Na+.

Veličina pomoću koje možemo usporediti relativni udio koncentracije nekog

iona i električnog potencijala zove se elektrokemijski potencijal (µ) tog iona.

Elektrokemijski potencijal definira se kao

µ = µ0 + RTlnC + zFE (1)

gdje su: µ0 = elektrokemijski potencijal iona u nekom određenom stanju (npr. koncentracija 1 M, temperatura 0 ºC, električni potencijal jednak nuli), R = opća plinska konstanta, T = apsolutna temperatura, InC = prirodni logaritam koncentracije, z = broj naboja iona (+2 za Ca++, -1 za Cl-, itd.), F = Faradayev broj, E = električni potencijal.

18


stanicama koje miruju, taj se potencijal obično naziva membranski potencijal

mirovanja. Membranski potencijal mirovanja vrlo je važan za podražljivost živčanih

i mišićnih stanica te za neke druge stanične reakcije.

Glavna je zadaća ovog prikaza razmotriti način kako gradijenti

elektrokemijskog potencijala pojedinih iona kroz plazmatsku membranu proizvode

membranski potencijal mirovanja.

U prvom se dijelu obrađuju neki osnovni pojmovi i definicije kojima se

opisuje protok iona kroz membrane.

4.3 Ionske ravnoteže

4.3.1 Elektrokemijski potencijali iona

Zamislimo jednostavan model u kojemu membrana odjeljuje vodenu otopinu u

dva odjeljka (A i B). Pretpostavimo da je koncentracija Na+ veća u odjeljku A nego u

odjeljku B. Ako između odjeljaka A i B nema razlike u električnom potencijalu, Na+

će difundirati iz odjeljka A u odjeljak B, baš kao da je riječ o molekuli bez naboja.

No, ako je odjeljak A električki negativan u odnosu prema odjeljku B, prilike postaju

mnogo složenije. Difuzija Na+ iz odjeljka A u odjeljak B zbog razlike u koncentraciji

postoji i dalje, ali se sada Na+ kreće i u suprotnome smjeru (iz B u A) zbog razlike u

električnom potencijalu kroz membranu. Smjer neto-putovanja Na+ ovisi o tome koje

djelovanje prevladava - učinak razlike u koncentraciji ili učinak razlike u električnom

potencijalu. Uspoređujući ta dva učinka, koncentracijski i električni, može se

predvidjeti smjer neto-protoka Na+.

Veličina pomoću koje možemo usporediti relativni udio koncentracije nekog

iona i električnog potencijala zove se elektrokemijski potencijal (µ) tog iona.

Elektrokemijski potencijal definira se kao

µ = µ0 + RTlnC + zFE (1)

gdje su: µ0 = elektrokemijski potencijal iona u nekom određenom stanju (npr. koncentracija 1 M, temperatura 0 ºC, električni potencijal jednak nuli), R = opća plinska konstanta, T = apsolutna temperatura, InC = prirodni logaritam koncentracije, z = broj naboja iona (+2 za Ca++, -1 za Cl-, itd.), F = Faradayev broj, E = električni potencijal.

18


Jedinica µ svakoga člana jednadžbe (1) jest energija po molu. Elektrokemijski

je potencijal potencijalna kemijska energija koju ima jedan mol nekog iona zbog

svoje koncentracije i zbog električnog potencijala.

Neto-protok nekog iona zbivat će se iz mjesta gdje mu je elektrokemijski

potencijal veći prema mjestu gdje mu je elektrokemijski potencijal manji. Zamislimo

da membrana odjeljuje dva odjeljka (A i B), od kojih svaki sadrži otopljene ione x.

Sklonost iona kretanju iz A u B razmjerna je µ(x) na strani A, a sklonost iona kretanju

iz B u A razmjerna je µ(x) na strani B. Neto-sklonost iona x kretanju iz A u B je

µA(x) - µB(x). Ta razlika jest razlika u elektrokemijskom potencijalu iona x kroz

membranu (∆µ).

∆µ(x) = µΑ(x) - µΒ(x) (2)

Ako se u jednadžbu (2) uvrste vrijednosti µA(x) i µB(x) iz jednadžbe (1), dobit

će se:

µA(x) = µ0(x) + RTln[x]A + zFEA

µB(x) = µ0(x) + RTln[x]B + zFEB

pa je:

∆µ(x) = µΑ(x) - µΒ(x) = RTln([x]A/[x]B) + zF(EA-EB) (3)

Prvi član s desne strane jednadžbe (3) RTln([x]A/[x]B) predočuje težnju iona x

da se kreće iz A u B zbog razlike u koncentraciji, a drugi član zF(EA - EB) nastojanje

iona da se kreće iz A u B zbog razlike u električnom potencijalu. Prvi član označava

razliku u kemijskom potencijalu između jednog mola iona x u odjeljku A i jednog

mola iona x u odjeljku B koja nastaje zbog razlike u koncentraciji. Drugi pak član

označava razliku u električnom potencijalu između jednog mola iona x u odjeljku A i

jednog mola iona x u odjeljku B koja nastaje zbog razlike u električnom potencijalu

između A i B. Prema tome, ∆µ opisuje razliku u kemijskome potencijalu između

jednog mola iona x u odjeljku A i jednog mola iona x u odjeljku B koja nastaje i zbog

razlike u koncentraciji i zbog razlike u električnom potencijalu.

Ioni x putovat će iz mjesta gdje je elektrokemijski potencijal veći prema

mjestu gdje je manji. ∆µ definira se kao elektrokemijski potencijal iona u odjeljku A

minus elektrokemijski potencijal tog iona u odjeljku B. Ako je ∆µ pozitivan, ioni se

kreću iz A u B; ako je ∆µ nula, neto-putovanja iona uopće nema, a ako je ∆µ

negativan, ioni se kreću iz B u A.

19


Jedinica µ svakoga člana jednadžbe (1) jest energija po molu. Elektrokemijski

je potencijal potencijalna kemijska energija koju ima jedan mol nekog iona zbog

svoje koncentracije i zbog električnog potencijala.

Neto-protok nekog iona zbivat će se iz mjesta gdje mu je elektrokemijski

potencijal veći prema mjestu gdje mu je elektrokemijski potencijal manji. Zamislimo

da membrana odjeljuje dva odjeljka (A i B), od kojih svaki sadrži otopljene ione x.

Sklonost iona kretanju iz A u B razmjerna je µ(x) na strani A, a sklonost iona kretanju

iz B u A razmjerna je µ(x) na strani B. Neto-sklonost iona x kretanju iz A u B je

µA(x) - µB(x). Ta razlika jest razlika u elektrokemijskom potencijalu iona x kroz

membranu (∆µ).

∆µ(x) = µΑ(x) - µΒ(x) (2)

Ako se u jednadžbu (2) uvrste vrijednosti µA(x) i µB(x) iz jednadžbe (1), dobit

će se:

µA(x) = µ0(x) + RTln[x]A + zFEA

µB(x) = µ0(x) + RTln[x]B + zFEB

pa je:

∆µ(x) = µΑ(x) - µΒ(x) = RTln([x]A/[x]B) + zF(EA-EB) (3)

Prvi član s desne strane jednadžbe (3) RTln([x]A/[x]B) predočuje težnju iona x

da se kreće iz A u B zbog razlike u koncentraciji, a drugi član zF(EA - EB) nastojanje

iona da se kreće iz A u B zbog razlike u električnom potencijalu. Prvi član označava

razliku u kemijskom potencijalu između jednog mola iona x u odjeljku A i jednog

mola iona x u odjeljku B koja nastaje zbog razlike u koncentraciji. Drugi pak član

označava razliku u električnom potencijalu između jednog mola iona x u odjeljku A i

jednog mola iona x u odjeljku B koja nastaje zbog razlike u električnom potencijalu

između A i B. Prema tome, ∆µ opisuje razliku u kemijskome potencijalu između

jednog mola iona x u odjeljku A i jednog mola iona x u odjeljku B koja nastaje i zbog

razlike u koncentraciji i zbog razlike u električnom potencijalu.

Ioni x putovat će iz mjesta gdje je elektrokemijski potencijal veći prema

mjestu gdje je manji. ∆µ definira se kao elektrokemijski potencijal iona u odjeljku A

minus elektrokemijski potencijal tog iona u odjeljku B. Ako je ∆µ pozitivan, ioni se

kreću iz A u B; ako je ∆µ nula, neto-putovanja iona uopće nema, a ako je ∆µ

negativan, ioni se kreću iz B u A.

19


4.3.2 Elektrokemijska ravnoteža i Nernstova jednadžba

∆µ možemo zamisliti kao neto-silu na ion, dok je RTln([x]A/[x]B) sila

uzrokovana razlikom u koncentraciji, a zF(EA - EB) je sila uzrokovana razlikom u

električnom potencijalu. Kad su te dvije sile jednake i suprotnoga smjera, ∆µ = 0, tada

nema neto-sile na ion. Kad nema neto-sile na ion, neće biti ni neto-putovanja iona, pa

se kaže da kroz membranu za taj ion postoji elektrokemijska ravnoteža. U ravnoteži

∆µ = 0, pa iz jednadžbe (3) slijedi:

RTln([x]A/[x]B) + zF(EA - EB) = 0 (4) Potraživši rješenje za EA - EB, dobit ćemo:

EA - EB = -(RT/zF) . In([x]A/[x]B) = (RT/zF) . In([x]B/[x]A) (5)

Jednadžba (5) zove se Nernstova jednadžba. U njezinu se izvođenju

pretpostavlja da postoji stanje ravnoteže i zato Nernstova jednadžba vrijedi samo za

one ione koji su u ravnoteži. Pomoću nje može se izračunati potrebna razlika u

električnom potencijalu, EA - EB, da bi se proizvela električna sila zF(EA - EB), koja bi

bila jednaka i suprotna koncentracijskoj sili, RTln([x]A/[x]B) što pokreće ion iz A u B.

4.3.3 Primjena Nernstove jednadžbe.

Obično je Nernstovu jednadžbu korisno prevesti u oblik u kojemu se

primjenjuju dekadski (log10x) umjesto prirodnih logaritama (lnx = 2,303 log10x).

Budući da se biološki potencijali obično izražavaju u milivoltima (mV), jedinice za R

odabiru se tako da RT daje rezultat u milivoltima. Na 29,2 °C vrijednost 2,303RT/F

jednaka je 60 mV. Ta je vrijednost razmjerna apsolutnoj temperaturi, a približno se

mijenja za samo 1/273 za svaki stupanj. Prema tome, vrijednost od 60 mV za

2,303RT/F približno će vrijediti za većinu eksperimentalnih uvjeta, pa će koristan

oblik Nernstove jednadžbe biti:

EA - EB = -60 mV/z . Iog([x]A/[x]B) = 60 mV/z . Iog([x]B/[x]A) (6)

20


4.3.2 Elektrokemijska ravnoteža i Nernstova jednadžba

∆µ možemo zamisliti kao neto-silu na ion, dok je RTln([x]A/[x]B) sila

uzrokovana razlikom u koncentraciji, a zF(EA - EB) je sila uzrokovana razlikom u

električnom potencijalu. Kad su te dvije sile jednake i suprotnoga smjera, ∆µ = 0, tada

nema neto-sile na ion. Kad nema neto-sile na ion, neće biti ni neto-putovanja iona, pa

se kaže da kroz membranu za taj ion postoji elektrokemijska ravnoteža. U ravnoteži

∆µ = 0, pa iz jednadžbe (3) slijedi:

RTln([x]A/[x]B) + zF(EA - EB) = 0 (4) Potraživši rješenje za EA - EB, dobit ćemo:

EA - EB = -(RT/zF) . In([x]A/[x]B) = (RT/zF) . In([x]B/[x]A) (5)

Jednadžba (5) zove se Nernstova jednadžba. U njezinu se izvođenju

pretpostavlja da postoji stanje ravnoteže i zato Nernstova jednadžba vrijedi samo za

one ione koji su u ravnoteži. Pomoću nje može se izračunati potrebna razlika u

električnom potencijalu, EA - EB, da bi se proizvela električna sila zF(EA - EB), koja bi

bila jednaka i suprotna koncentracijskoj sili, RTln([x]A/[x]B) što pokreće ion iz A u B.

4.3.3 Primjena Nernstove jednadžbe.

Obično je Nernstovu jednadžbu korisno prevesti u oblik u kojemu se

primjenjuju dekadski (log10x) umjesto prirodnih logaritama (lnx = 2,303 log10x).

Budući da se biološki potencijali obično izražavaju u milivoltima (mV), jedinice za R

odabiru se tako da RT daje rezultat u milivoltima. Na 29,2 °C vrijednost 2,303RT/F

jednaka je 60 mV. Ta je vrijednost razmjerna apsolutnoj temperaturi, a približno se

mijenja za samo 1/273 za svaki stupanj. Prema tome, vrijednost od 60 mV za

2,303RT/F približno će vrijediti za većinu eksperimentalnih uvjeta, pa će koristan

oblik Nernstove jednadžbe biti:

EA - EB = -60 mV/z . Iog([x]A/[x]B) = 60 mV/z . Iog([x]B/[x]A) (6)

20


Primjeri za uporabu Nernstove jednadžbe: Primjer 1. Ako je K+ deset puta koncentriraniji u odjeljku A (0,1 M) nego u

odjeljku B (0,01 M), izračunat ćemo kolika razlika u električnom potencijalu mora

postojati između odjeljaka kako bi K+ bio u ravnoteži s jedne i s druge strane

membrane.

Budući da smo postavili zahtjev da K+ bude u ravnoteži, vrijedit će Nernstova

jednadžba.

EA - EB = -60 mV/+1 x log([K+]A/[K+]B)

= -60 mV log(0,1/0,01)(7) (7) = -60 mV log(10) = -60 mV

Nernstova nam jednadžba kaže da u stanju ravnoteže odjeljak A mora biti 60

mV negativan u odnosu prema odjeljku B. Možemo se uvjeriti da je takva polarnost

ispravna. Naime, zbog te električne sile K+ će se kretati iz B u A i time poništiti

njegovo kretanje iz A u B zbog razlike u koncentraciji.

Taj primjer pokazuje da razlika u električnom potencijalu od oko 60 mV može

održati ravnotežu desetorostrukoj razlici u koncentraciji nekog jednovalentnog iona.

To je korisno nepisano pravilo.

Primjer 2. Pomoću Nernstove jednadžbe možemo odlučiti primjerice je li

HCO3- u ravnoteži ili nije. Na primjer, ako je HCO3

- deset puta koncentriraniji u

odjeljku A (1 M) u kojem je pozitivan naboj, nego u odjeljku B (0,1 M) u kojem je

negativan naboj te EA - EB = +100 mV. Ukoliko HCO3-, nije u ravnoteži, Nernstova će

jednadžba odrediti smjer neto-protoka HCO3-.

Nernstova jednadžba kaže nam kolika je razlika u električnom potencijalu, EA

- EB, koja će upravo poništiti učinak razlike u koncentraciji HCO3- kroz membranu.

EA - EB = -60 mV/-1 x log([HCO3

-]A/[ HCO3-]B)

= 60 mV log(1/0,1) (8) = 60 mV log(10) = 60 mV

Dakle, razlika u potencijalu od +60 mV između A i B upravo bi održala

ravnotežu kretanju HCO3- iz A u B zbog razlike u koncentraciji. No, stvarni EA - EB

jest +100 mV, što znači da je predznak električnog potencijala takav da se može

suprotstaviti koncentracijskoj sili, ali da je istodobno za 40 mV veći od onog koji bi

bio potreban da upravo održi ravnotežu koncentracijskoj sili. Dakle, električna sila u

21


Primjeri za uporabu Nernstove jednadžbe: Primjer 1. Ako je K+ deset puta koncentriraniji u odjeljku A (0,1 M) nego u

odjeljku B (0,01 M), izračunat ćemo kolika razlika u električnom potencijalu mora

postojati između odjeljaka kako bi K+ bio u ravnoteži s jedne i s druge strane

membrane.

Budući da smo postavili zahtjev da K+ bude u ravnoteži, vrijedit će Nernstova

jednadžba.

EA - EB = -60 mV/+1 x log([K+]A/[K+]B)

= -60 mV log(0,1/0,01)(7) (7) = -60 mV log(10) = -60 mV

Nernstova nam jednadžba kaže da u stanju ravnoteže odjeljak A mora biti 60

mV negativan u odnosu prema odjeljku B. Možemo se uvjeriti da je takva polarnost

ispravna. Naime, zbog te električne sile K+ će se kretati iz B u A i time poništiti

njegovo kretanje iz A u B zbog razlike u koncentraciji.

Taj primjer pokazuje da razlika u električnom potencijalu od oko 60 mV može

održati ravnotežu desetorostrukoj razlici u koncentraciji nekog jednovalentnog iona.

To je korisno nepisano pravilo.

Primjer 2. Pomoću Nernstove jednadžbe možemo odlučiti primjerice je li

HCO3- u ravnoteži ili nije. Na primjer, ako je HCO3

- deset puta koncentriraniji u

odjeljku A (1 M) u kojem je pozitivan naboj, nego u odjeljku B (0,1 M) u kojem je

negativan naboj te EA - EB = +100 mV. Ukoliko HCO3-, nije u ravnoteži, Nernstova će

jednadžba odrediti smjer neto-protoka HCO3-.

Nernstova jednadžba kaže nam kolika je razlika u električnom potencijalu, EA

- EB, koja će upravo poništiti učinak razlike u koncentraciji HCO3- kroz membranu.

EA - EB = -60 mV/-1 x log([HCO3

-]A/[ HCO3-]B)

= 60 mV log(1/0,1) (8) = 60 mV log(10) = 60 mV

Dakle, razlika u potencijalu od +60 mV između A i B upravo bi održala

ravnotežu kretanju HCO3- iz A u B zbog razlike u koncentraciji. No, stvarni EA - EB

jest +100 mV, što znači da je predznak električnog potencijala takav da se može

suprotstaviti koncentracijskoj sili, ali da je istodobno za 40 mV veći od onog koji bi

bio potreban da upravo održi ravnotežu koncentracijskoj sili. Dakle, električna sila u

21


ovom primjeru na HCO3- veća je od koncentracijske sile, pa će to odrediti smjer neto-

kretanja iona HCO3-.

Neto-protok HCO3- bit će iz B u A.

Ukratko, pomoću Nernstove jednadžbe može se predvidjeti u kojem će smjeru

teći ioni i to:

1. Ako je razlika u potencijalu koja je izmjerena kroz membranu jednaka

razlici u potencijalu koja je za neki ion izračunata Nernstovom jednadžbom, onda je

taj ion u elektrokemijskoj ravnoteži pa kroz membranu neće biti neto-protoka tog

iona.

2. Ako izmjereni električni potencijal ima isti predznak kao potencijal

izračunat Nernstovom jednadžbom za neki određeni ion, ali je brojčano veći, onda je

električna sila veća od koncentracijske pa će neto-kretanje tog iona biti u smjeru

određenom električnom silom.

3. Kad je razlika u električnome potencijalu istoga predznaka, ali je brojčano

manja od vrijednosti izračunate Nernstovom jednadžbom za neki određeni ion, onda

je koncentracijska sila veća od električne sile, pa će neto-kretanje tog iona teći u

smjeru koji određuje razlika u koncentraciji.

4. Ako je izmjerena razlika u električnome potencijalu kroz membranu

suprotna predznaka od onog koji za određeni ion predviđa Nernstova jednadžba, onda

i električna sila i koncentracijska sila djeluju u istome smjeru. Prema tome, taj ion ne

može biti u ravnoteži i kretat će se u smjeru koji je određen i električnom i

koncentracijskom silom.

4.3.4 Izvođenje vježbe

U ovoj ćemo vježbi izvesti pokuse na mehanizmima kojima se ostvaruje

potencijal u stanju mirovanja.

Alan Hodgkin, Andrew Huxley i Bernard Katz radeći u Plymouth Biological

Laboratory u Engleskoj iskoristili su prednost rada na velikom, neki vole reći

divovskom (približno 1 mm u promjeru), aksonu lignje za intracelularno snimanje i

ispitivanje uloge iona u nastanaku akcijskog potencijala (Hodgkin & Katz, 1949).

Za simulaciju pokusa potrebno je pokrenuti aplikaciju CCWin. Preko

padajućeg izbornika File izaberite naredbu Open i pokrenite datoteku REST.CCS.

Simulaciju možete započeti tako da pomoću padajućeg izbornika Run izaberete

22


ovom primjeru na HCO3- veća je od koncentracijske sile, pa će to odrediti smjer neto-

kretanja iona HCO3-.

Neto-protok HCO3- bit će iz B u A.

Ukratko, pomoću Nernstove jednadžbe može se predvidjeti u kojem će smjeru

teći ioni i to:

1. Ako je razlika u potencijalu koja je izmjerena kroz membranu jednaka

razlici u potencijalu koja je za neki ion izračunata Nernstovom jednadžbom, onda je

taj ion u elektrokemijskoj ravnoteži pa kroz membranu neće biti neto-protoka tog

iona.

2. Ako izmjereni električni potencijal ima isti predznak kao potencijal

izračunat Nernstovom jednadžbom za neki određeni ion, ali je brojčano veći, onda je

električna sila veća od koncentracijske pa će neto-kretanje tog iona biti u smjeru

određenom električnom silom.

3. Kad je razlika u električnome potencijalu istoga predznaka, ali je brojčano

manja od vrijednosti izračunate Nernstovom jednadžbom za neki određeni ion, onda

je koncentracijska sila veća od električne sile, pa će neto-kretanje tog iona teći u

smjeru koji određuje razlika u koncentraciji.

4. Ako je izmjerena razlika u električnome potencijalu kroz membranu

suprotna predznaka od onog koji za određeni ion predviđa Nernstova jednadžba, onda

i električna sila i koncentracijska sila djeluju u istome smjeru. Prema tome, taj ion ne

može biti u ravnoteži i kretat će se u smjeru koji je određen i električnom i

koncentracijskom silom.

4.3.4 Izvođenje vježbe

U ovoj ćemo vježbi izvesti pokuse na mehanizmima kojima se ostvaruje

potencijal u stanju mirovanja.

Alan Hodgkin, Andrew Huxley i Bernard Katz radeći u Plymouth Biological

Laboratory u Engleskoj iskoristili su prednost rada na velikom, neki vole reći

divovskom (približno 1 mm u promjeru), aksonu lignje za intracelularno snimanje i

ispitivanje uloge iona u nastanaku akcijskog potencijala (Hodgkin & Katz, 1949).

Za simulaciju pokusa potrebno je pokrenuti aplikaciju CCWin. Preko

padajućeg izbornika File izaberite naredbu Open i pokrenite datoteku REST.CCS.

Simulaciju možete započeti tako da pomoću padajućeg izbornika Run izaberete

22


naredbu Begin. Nakon izvođenja prethodnih koraka dobit ćete prikaz kao na slici 4.1

koja prikazuje potencijal velikog aksona lignje u stanju mirovanja.

Slika 4.1 Membranski potencijal velikog aksona lignje u stanju mirovanja.

Uočite da je potencijal u stanju mirovanja -65 mV, što je po vrijednosti negdje

između ravnotežnog potencijala za K+ (-100 mV) i Na+ (+41 mV).

Ukoliko samo Na+ prolazi kroz staničnu membranu, membranski potencijal

pomiče se prema ravnotežnom potencijalu za Na+, ENa (+41 mV). Kad prolazi samo

K+, membranski potencijal pomiče se prema EK (-100 mV). Kad je membrana

propusna za oba iona (K+ i Na+), membranski potencijal dolazi u područje između

vrijednosti EK i ENa, ali ipak bliže vrijednosti EK.

Slika 4.2 Parametri koji određuju potencijal membrane u stanju mirovanja.

23


naredbu Begin. Nakon izvođenja prethodnih koraka dobit ćete prikaz kao na slici 4.1

koja prikazuje potencijal velikog aksona lignje u stanju mirovanja.

Slika 4.1 Membranski potencijal velikog aksona lignje u stanju mirovanja.

Uočite da je potencijal u stanju mirovanja -65 mV, što je po vrijednosti negdje

između ravnotežnog potencijala za K+ (-100 mV) i Na+ (+41 mV).

Ukoliko samo Na+ prolazi kroz staničnu membranu, membranski potencijal

pomiče se prema ravnotežnom potencijalu za Na+, ENa (+41 mV). Kad prolazi samo

K+, membranski potencijal pomiče se prema EK (-100 mV). Kad je membrana

propusna za oba iona (K+ i Na+), membranski potencijal dolazi u područje između

vrijednosti EK i ENa, ali ipak bliže vrijednosti EK.

Slika 4.2 Parametri koji određuju potencijal membrane u stanju mirovanja.

23


Prolazak iona kroz staničnu membranu u stanju mirovanja važan je za

nastanak potencijala mirovanja. Ioni prolaze niz koncentracijski gradijent (iz područja

više u područje niže koncentracije) ukoliko se nalaze u različitim koncentracijama s

vanjske i unutarnje strane membrane, a da pri tome postoji mogućnost prolaza kroz

membranu. Posljedica takvog kretanja iona je promjena membranskog potencijala kao

posljedica električkog naboja iona. Tako nastala promjena membranskog potencijala

ima učinak na distribuciju iona. Prisjetite se na trenutak srednje škole gdje ste učili da

se istoimeni naboji, primjerice pozitivni i pozitivni odbijaju, dok se raznoimeni

(pozitivni i negativni) privlače.

Kad se utjecaji koncentracijskog gradijenta i membranskog potencijala

izjednače, kažemo da se ioni nalaze "u stanju ravnoteže". Vrijednost potencijala

membrane koja u ravnoteži drži razliku u koncentracijskom gradijentu (primjerice -

100 mV potrebno je za sprječavanje izlaska K+ iz stanice zbog veće koncentracije u

stanici) naziva se ravnotežni potencijal. Ravnotežni potencijal može se izračunati

korištenjem Nernstove jednadžbe.

Goldman, Hodgkin i Katz napravili su modifikaciju Nernstove jednadžbe tj.

Goldman-Hodgkin-Katzovu jednadžbu konstantnog polja (GHK).

eClClP

iNaNaP

iKKP

iClClP

eNaNaP

eKKP

FRT

mV

−+

++

+

−+

++

+

= ln

GHK omogućuje izračunavanje potencijala s unutarnje strane membrane u

čijem nastanku sudjeluju dva jednovalentna kationa, natrij (Na+) i kalij (K+) i jedan

jednovalentan anion, klorid (Cl-). Detaljnije objašnjenje značenja te jednadžbe može

se vidjeti u udžbeniku.

4.4 Zadaci za vježbu

Vježba 4.1: Ravnotežni potencijal

Cilj vježbe je simulacija mijenjanja ravnotežnoga membranskog potencijala

ovisno o propusnosti membrane za ione Na+ i K+. U aplikaciji CCWIN propusnost za

K+ označena je s pKleak, dok je propusnost za Na+ označena s pNaleak.

24


Prolazak iona kroz staničnu membranu u stanju mirovanja važan je za

nastanak potencijala mirovanja. Ioni prolaze niz koncentracijski gradijent (iz područja

više u područje niže koncentracije) ukoliko se nalaze u različitim koncentracijama s

vanjske i unutarnje strane membrane, a da pri tome postoji mogućnost prolaza kroz

membranu. Posljedica takvog kretanja iona je promjena membranskog potencijala kao

posljedica električkog naboja iona. Tako nastala promjena membranskog potencijala

ima učinak na distribuciju iona. Prisjetite se na trenutak srednje škole gdje ste učili da

se istoimeni naboji, primjerice pozitivni i pozitivni odbijaju, dok se raznoimeni

(pozitivni i negativni) privlače.

Kad se utjecaji koncentracijskog gradijenta i membranskog potencijala

izjednače, kažemo da se ioni nalaze "u stanju ravnoteže". Vrijednost potencijala

membrane koja u ravnoteži drži razliku u koncentracijskom gradijentu (primjerice -

100 mV potrebno je za sprječavanje izlaska K+ iz stanice zbog veće koncentracije u

stanici) naziva se ravnotežni potencijal. Ravnotežni potencijal može se izračunati

korištenjem Nernstove jednadžbe.

Goldman, Hodgkin i Katz napravili su modifikaciju Nernstove jednadžbe tj.

Goldman-Hodgkin-Katzovu jednadžbu konstantnog polja (GHK).

eClClP

iNaNaP

iKKP

iClClP

eNaNaP

eKKP

FRT

mV

−+

++

+

−+

++

+

= ln

GHK omogućuje izračunavanje potencijala s unutarnje strane membrane u

čijem nastanku sudjeluju dva jednovalentna kationa, natrij (Na+) i kalij (K+) i jedan

jednovalentan anion, klorid (Cl-). Detaljnije objašnjenje značenja te jednadžbe može

se vidjeti u udžbeniku.


Vježba 4.1: Ravnotežni potencijal

Cilj vježbe je simulacija mijenjanja ravnotežnoga membranskog potencijala

ovisno o propusnosti membrane za ione Na+ i K+. U aplikaciji CCWIN propusnost za

K+ označena je s pKleak, dok je propusnost za Na+ označena s pNaleak.

24


Stanični potencijal u stanju mirovanja može se izračunati pomoću GHK

jednadžbe. Pojava curenja (engl., leak) odnosi se na činjenicu da se propusnost

stanične membrane za ione Na+ i K+ ne mijenja s promjenama membranskog

potencijala. To dodatno objašnjava i činjenicu da i u stanju mirovanja postoji protok

iona kroz staničnu membranu.

Za ispitivanje utjecaja protoka iona potrebno je napraviti slijedeće:

• Ukoliko ste pokrenuli aplikaciju CCWIN i otvorili datoteku REST.CCS te

izabrali naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run, na zaslonu je prikazan

početni dijagram koji pokazuje membranski potencijal u stanju mirovanja od

-65 mV (slika 4.1). Da bi simulirali promjenu membranskog potencijala

ovisno o propusnosti za ione Na+ i K+ potrebno je izabrati naredbu

Conductance iz padajućeg izbornika Parameters. Promijenite vrijednost za

natrij (pNaleak) u tablici s 0.06 u 0. Nakon što ste promijenili vrijednost

morate pritisnuti OK, a da bi vidjeli rezultat promjene trebate odabrati

naredbu Overlay iz padajućeg izbornika Run.

• Uočite kako se početna vrijednost membranskog potencijala od -65 mV brzo

promijenila na vrijednost približno -100 mV, koja odgovara ravnotežnom

potencijalu za K+ (vidi slike 4.2 i 4.3).

• Koristeći aplikaciju CCWIN u tablicu 4.1 upišite parametre koji nedostaju

kako bi se tablica u cijelosti popunila.

Tablica 4.1 Vrijednosti membranskog potencijala ovisno o parametrima propusnosti membrane za ione Na+ i K+

pNaleak pKleak Potencijal0.5 1 0 2

0.06 -65mV

• Proizvoljno smanjujte i povećavajte vrijednost propusnosti za ione Na+ i K+.

Zapišite rezultate barem deset vaših pokusa.

25


Stanični potencijal u stanju mirovanja može se izračunati pomoću GHK

jednadžbe. Pojava curenja (engl., leak) odnosi se na činjenicu da se propusnost

stanične membrane za ione Na+ i K+ ne mijenja s promjenama membranskog

potencijala. To dodatno objašnjava i činjenicu da i u stanju mirovanja postoji protok

iona kroz staničnu membranu.

Za ispitivanje utjecaja protoka iona potrebno je napraviti slijedeće:

• Ukoliko ste pokrenuli aplikaciju CCWIN i otvorili datoteku REST.CCS te

izabrali naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run, na zaslonu je prikazan

početni dijagram koji pokazuje membranski potencijal u stanju mirovanja od

-65 mV (slika 4.1). Da bi simulirali promjenu membranskog potencijala

ovisno o propusnosti za ione Na+ i K+ potrebno je izabrati naredbu

Conductance iz padajućeg izbornika Parameters. Promijenite vrijednost za

natrij (pNaleak) u tablici s 0.06 u 0. Nakon što ste promijenili vrijednost

morate pritisnuti OK, a da bi vidjeli rezultat promjene trebate odabrati

naredbu Overlay iz padajućeg izbornika Run.

• Uočite kako se početna vrijednost membranskog potencijala od -65 mV brzo

promijenila na vrijednost približno -100 mV, koja odgovara ravnotežnom

potencijalu za K+ (vidi slike 4.2 i 4.3).

• Koristeći aplikaciju CCWIN u tablicu 4.1 upišite parametre koji nedostaju

kako bi se tablica u cijelosti popunila.

Tablica 4.1 Vrijednosti membranskog potencijala ovisno o parametrima propusnosti membrane za ione Na+ i K+

pNaleak pKleak Potencijal0.5 1 0 2

0.06 -65mV

• Proizvoljno smanjujte i povećavajte vrijednost propusnosti za ione Na+ i K+.

Zapišite rezultate barem deset vaših pokusa.

25


Slika 4.3 Promjena membranskog potencijala nakon promjene vrijednosti protoka Na+ iona (pNaleak = 0).

Poznato je da je koncentracija kalijevih iona značajno veća u unutarstaničnom

prostoru nego u izvanstaničnom. Kad smo započeli simulaciju na -65 mV, kalijevi

ioni prolazili su kroz staničnu membranu niz koncentracijski gradijent (smjerom iz

stanice prema van). Prilikom takvog kretanja kalijevih iona membranski potencijal

postaje više negativan što stvara silu (engl., 'pull') na K+ ione koja im ne dozvoljava

da napuste unutarstanični prostor. Nakon što težnja K+ iona za kretanjem niz

koncentracijski gradijent, tj. za izlaskom u izvanstanični prostor, bude izjednačena s

težnjom K+ da uđe u stanicu poradi negativnog naboja unutar stanice, ioni dolaze u

stanje ravnoteže. Kao posljedica tih procesa membranski potencijal ostaje jednak

ravnotežnom potencijalu.

Uočite kako, premda postoji neto protok iona kad je membranski potencijal po

vrijednosti daleko od ravnotežnog potencijala za odgovarajući ion, broj iona koji

prolaze kroz staničnu membranu u odnosu na ukupan broj iona unutar stanice i u

tekućem mediju između stanica izuzetno je malen. Stoga se koncentracija s obje

strane membrane mijenja u zanemarivo malim vrijednostima.

VJEŽBA 4.2: Učinci promjena koncentracije iona.

Cilj vježbe je ispitivanje učinka promjene unutarstanične i izvanstanične

koncentracije na vrijednost ravnotežnog potencijala.

Za izvođenje simulacije potrebno je napraviti nekoliko koraka:

• Ukoliko imate otvorenu datoteku REST.CCS odaberite naredbu Ions iz

padajućeg izbornika Parameters. Propusnost za natrij (pNaleak) ostavite na

26


Slika 4.3 Promjena membranskog potencijala nakon promjene vrijednosti protoka Na+ iona (pNaleak = 0).

Poznato je da je koncentracija kalijevih iona značajno veća u unutarstaničnom

prostoru nego u izvanstaničnom. Kad smo započeli simulaciju na -65 mV, kalijevi

ioni prolazili su kroz staničnu membranu niz koncentracijski gradijent (smjerom iz

stanice prema van). Prilikom takvog kretanja kalijevih iona membranski potencijal

postaje više negativan što stvara silu (engl., 'pull') na K+ ione koja im ne dozvoljava

da napuste unutarstanični prostor. Nakon što težnja K+ iona za kretanjem niz

koncentracijski gradijent, tj. za izlaskom u izvanstanični prostor, bude izjednačena s

težnjom K+ da uđe u stanicu poradi negativnog naboja unutar stanice, ioni dolaze u

stanje ravnoteže. Kao posljedica tih procesa membranski potencijal ostaje jednak

ravnotežnom potencijalu.

Uočite kako, premda postoji neto protok iona kad je membranski potencijal po

vrijednosti daleko od ravnotežnog potencijala za odgovarajući ion, broj iona koji

prolaze kroz staničnu membranu u odnosu na ukupan broj iona unutar stanice i u

tekućem mediju između stanica izuzetno je malen. Stoga se koncentracija s obje

strane membrane mijenja u zanemarivo malim vrijednostima.

VJEŽBA 4.2: Učinci promjena koncentracije iona.

Cilj vježbe je ispitivanje učinka promjene unutarstanične i izvanstanične

koncentracije na vrijednost ravnotežnog potencijala.

Za izvođenje simulacije potrebno je napraviti nekoliko koraka:

• Ukoliko imate otvorenu datoteku REST.CCS odaberite naredbu Ions iz

padajućeg izbornika Parameters. Propusnost za natrij (pNaleak) ostavite na

26


vrijednosti 0. Promijenite vrijednost izvanstanične koncentracije K+ iona

([K]o) u vrijednost 135. Nakon što ste promijenili vrijednost koncentracije K+

iona pritisnite naredbu OK. Odaberite naredbu Overlay iz padajućeg

izbornika Run i pogledajte rezultat simulacije (Slika 4.4).

Slika 4.4 Vrijednost membranskog potencijala nakon promjene izvanstanične koncentracije K+ iona.

Uočite kako je sada vrijednost membranskog potencijala 0 mV. Ova promjena

nastaje zbog toga što više ne postoji koncentracijski gradijent za K+ ione. Dakle,

ioni dolazi u stanje ravnoteže kad nema razlike potencijala kroz membranu.

Da bi ispitali kako se mijenja membranski potencijal ovisno o propusnosti

membrane za Na+ ione, potrebno je napravite sljedeće:

• Iz padajućeg izbornika Parameters odaberite naredbu Conductance. U

tablici koja se pojavila na zaslonu vratite vrijednost pNaleak u početnih 0.06,

a pKleak promijenite iz vrijednosti 1 u 0. Pritisnite OK te uz uz pomoć

naredbe Overlay iz padajućeg izbornika Run usporedite rezultat simulacije

(Slika 4.5).

27


vrijednosti 0. Promijenite vrijednost izvanstanične koncentracije K+ iona

([K]o) u vrijednost 135. Nakon što ste promijenili vrijednost koncentracije K+

iona pritisnite naredbu OK. Odaberite naredbu Overlay iz padajućeg

izbornika Run i pogledajte rezultat simulacije (Slika 4.4).

Slika 4.4 Vrijednost membranskog potencijala nakon promjene izvanstanične koncentracije K+ iona.

Uočite kako je sada vrijednost membranskog potencijala 0 mV. Ova promjena

nastaje zbog toga što više ne postoji koncentracijski gradijent za K+ ione. Dakle,

ioni dolazi u stanje ravnoteže kad nema razlike potencijala kroz membranu.

Da bi ispitali kako se mijenja membranski potencijal ovisno o propusnosti

membrane za Na+ ione, potrebno je napravite sljedeće:

• Iz padajućeg izbornika Parameters odaberite naredbu Conductance. U

tablici koja se pojavila na zaslonu vratite vrijednost pNaleak u početnih 0.06,

a pKleak promijenite iz vrijednosti 1 u 0. Pritisnite OK te uz uz pomoć

naredbe Overlay iz padajućeg izbornika Run usporedite rezultat simulacije

(Slika 4.5).

27


Slika 4.5 Promjena membranskog potencijala nakon promjene propusnosti za ione Na+.

Uočite kako je vrijednost membranskog potencijala sada +41 mV što odgovara

ravnotežnom potencijalu za Na+ ion (ENa, +41 mV: vidi sliku 4.1; krivulja curenja

Na+).

Kad više različitih iona prolazi kroz staničnu membranu, membranski

potencijal stanice dolazi u stanje mirovanja negdje između vrijednosti ravnotežnog

potencijala za različite ione, što opet ovisi o relativnoj propusnosti stanične membrane

za svaki od različitih iona.

Taj podatak možete ispitati tako da promijenite vrijednosti pNaleak i pKleak

na slijedeći način:

• Promijenite vrijednost pKleak s 0 na 10. Pritisnite OK i pomoću naredbe

Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Slika 4.6 Promjena membranskog potencijala nakon promjene propusnosti za ione K+.

28


Slika 4.5 Promjena membranskog potencijala nakon promjene propusnosti za ione Na+.

Uočite kako je vrijednost membranskog potencijala sada +41 mV što odgovara

ravnotežnom potencijalu za Na+ ion (ENa, +41 mV: vidi sliku 4.1; krivulja curenja

Na+).

Kad više različitih iona prolazi kroz staničnu membranu, membranski

potencijal stanice dolazi u stanje mirovanja negdje između vrijednosti ravnotežnog

potencijala za različite ione, što opet ovisi o relativnoj propusnosti stanične membrane

za svaki od različitih iona.

Taj podatak možete ispitati tako da promijenite vrijednosti pNaleak i pKleak

na slijedeći način:

• Promijenite vrijednost pKleak s 0 na 10. Pritisnite OK i pomoću naredbe

Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Slika 4.6 Promjena membranskog potencijala nakon promjene propusnosti za ione K+.

28


Uočite kako je membranski potencijal bliže vrijednosti EK (-100 mV) nego

kada je vrijednost pKleak jednaka 1.

Poznato je da na veličinu potencijala u stanju mirovanja uglavnom utječe

distribucija K+, što je izravna posljedica veće propusnosti stanične membrane za K+ u

odnosu na propusnost za Na+. Pojednostavnili smo prilike u simulaciji tako da smo

namjestili propusnost za Na+ samo na dio propusnosti za K+ u stanju mirovanja.

Ispitajte što će se dogoditi ukoliko povećate izvanstaničnu koncentraciju Ca2+

iona s 2 na 10? Upišite zapažanja.

Provjerite kolike moraju biti unutarstanične i vanstanične koncentracije iona

da bi potencijal mirovanja bio -100mV? Koji ioni imaju najviše utjecaja na potencijal

membrane u mirovanju?

Vježba 4.3: Pasivna električna svojstva membrane

Osim snimanja membranskog potencijala aksona i neurona, uporabom

posebnih elektroničkih pojačala može se membranski potencijal izravno mijenjati s

promjenama veličine injicirane struje tj. podražaja. Dobiveni rezultati izravna su

posljedica aktivnih svojstava ionskih kanala smještenih u samoj membrani, a ne samo

pasivnih električnih svojstava plazmatske membrane.

Za izvođenje simulacije potrebno je napraviti slijedeće korake:

• Pokrenite program CCWIN te pomoću padajućeg izbornika File i naredbe

Open otvorite datoteku PASSIVE.CSS. Nakon što ste otvorili datoteku

izaberite naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run. Dakle, na grafičkom

prikazu vidljiv je pasivni odgovor membrane.

29


Uočite kako je membranski potencijal bliže vrijednosti EK (-100 mV) nego

kada je vrijednost pKleak jednaka 1.

Poznato je da na veličinu potencijala u stanju mirovanja uglavnom utječe

distribucija K+, što je izravna posljedica veće propusnosti stanične membrane za K+ u

odnosu na propusnost za Na+. Pojednostavnili smo prilike u simulaciji tako da smo

namjestili propusnost za Na+ samo na dio propusnosti za K+ u stanju mirovanja.

Ispitajte što će se dogoditi ukoliko povećate izvanstaničnu koncentraciju Ca2+

iona s 2 na 10? Upišite zapažanja.

Provjerite kolike moraju biti unutarstanične i vanstanične koncentracije iona

da bi potencijal mirovanja bio -100mV? Koji ioni imaju najviše utjecaja na potencijal

membrane u mirovanju?

Vježba 4.3: Pasivna električna svojstva membrane

Osim snimanja membranskog potencijala aksona i neurona, uporabom

posebnih elektroničkih pojačala može se membranski potencijal izravno mijenjati s

promjenama veličine injicirane struje tj. podražaja. Dobiveni rezultati izravna su

posljedica aktivnih svojstava ionskih kanala smještenih u samoj membrani, a ne samo

pasivnih električnih svojstava plazmatske membrane.

Za izvođenje simulacije potrebno je napraviti slijedeće korake:

• Pokrenite program CCWIN te pomoću padajućeg izbornika File i naredbe

Open otvorite datoteku PASSIVE.CSS. Nakon što ste otvorili datoteku

izaberite naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run. Dakle, na grafičkom

prikazu vidljiv je pasivni odgovor membrane.

29


• Putem padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Protocol.

Promijenite vrijednost Injected current s 1.5 u 2.0. Nakon promjene pritisnite

OK, te pomoću naredbe Overlay iz izbornika Run pogledajte krajnji rezultat

(slika 4.7 i 4.8).

Slika 4.7 Pasivni i aktivni odgovor membrane na modelu aksona. (A) injiciranje strujnog udara od 1.5 nA ima za posljedicu pasivni odgovor koji je posljedica značajki membrane u vidu otpora i kapaciteta. (B) injiciranje struje od 2.0 nA rezultira serijom akcijskih potencijala.

Slika 4.8 Promjena membranskog potencijala nakon promjene veličine podražaja.

30


• Putem padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Protocol.

Promijenite vrijednost Injected current s 1.5 u 2.0. Nakon promjene pritisnite

OK, te pomoću naredbe Overlay iz izbornika Run pogledajte krajnji rezultat

(slika 4.7 i 4.8).

Slika 4.7 Pasivni i aktivni odgovor membrane na modelu aksona. (A) injiciranje strujnog udara od 1.5 nA ima za posljedicu pasivni odgovor koji je posljedica značajki membrane u vidu otpora i kapaciteta. (B) injiciranje struje od 2.0 nA rezultira serijom akcijskih potencijala.

Slika 4.8 Promjena membranskog potencijala nakon promjene veličine podražaja.

30


4.5 Pitanja: Potencijal u stanju mirovanja

1. Koja su dva glavna čimbenika koja određuju prolaz iona kroz staničnu

membranu?

a) ___________________________

b) ___________________________

2. Što podrazumijeva pojam "ravnotežni potencijal" iona?

3. Zašto je ravnotežni potencijal K+ iona -100 mV, a Na+ iona +41 mV, premda

su oba pozitivni ioni?

4. Ako je potencijal stanice u stanju mirovanja -65mV, što bi se dogodilo ukoliko

mijenjate koncentraciju iona K+ i Na+ u izvanstaničnom i unutarstaničnom

prostoru? Provjerite ispravnost tvrdnje mijenjajući koncentracije iona pomoću

simulacije koristeći program CCWIN i datoteku REST.CCS.

5. Otvorite PASSIVE.CCS. Što očekujete da će se dogoditi s veličinom

membranskog potencijala i odgovorom na depolarizacijsku struju ukoliko

udvostručite i pKleak i pNaleak? Pokušajte izvesti taj eksperiment i provjerite

jeste li u pravu. Ukratko objasnite rezultat.

31


4.5 Pitanja: Potencijal u stanju mirovanja

1. Koja su dva glavna čimbenika koja određuju prolaz iona kroz staničnu

membranu?

a) ___________________________

b) ___________________________

2. Što podrazumijeva pojam "ravnotežni potencijal" iona?

3. Zašto je ravnotežni potencijal K+ iona -100 mV, a Na+ iona +41 mV, premda

su oba pozitivni ioni?

4. Ako je potencijal stanice u stanju mirovanja -65mV, što bi se dogodilo ukoliko

mijenjate koncentraciju iona K+ i Na+ u izvanstaničnom i unutarstaničnom

prostoru? Provjerite ispravnost tvrdnje mijenjajući koncentracije iona pomoću

simulacije koristeći program CCWIN i datoteku REST.CCS.

5. Otvorite PASSIVE.CCS. Što očekujete da će se dogoditi s veličinom

membranskog potencijala i odgovorom na depolarizacijsku struju ukoliko

udvostručite i pKleak i pNaleak? Pokušajte izvesti taj eksperiment i provjerite

jeste li u pravu. Ukratko objasnite rezultat.

31


6. Koja je razlika između pojmova vodljivost i propusnost membrane?

7. Napišite Nernstovu jednadžbu i provjerite značenje svakog simbola. Što znači

kad kažemo da neki ion zadovoljava Nernstovu jednadžbu?

8. Odjeljci A i B odvojeni su membranom. U odjeljku A je 1 mol KNO3, dok

odjeljak B sadrži 0,1 mol KNO3-. K+ ioni nalaze se u ravnoteži. Odgovorite

kolika je razlika potencijala EA-EB, u standardnim uvjetima pri temperaturi

29,2oC? Koja je strana električki pozitivna?

9. U slijedećoj tablici nalaze se podaci koji se odnose na m. sartorius u žabe

("South American spotted tree frog").

IONI: unutarst. konc. izvanst. konc. vodljivost Na+ 12 mM 120 mM 0,05 K+ 120 mM 4 mM 0,5 Cl- 4 mM 120 mM 0,45

Izračunajte potencijal mirovanja za tu mišićnu stanicu. Je li unutarstanični

prostor električki negativan ili pozitivan u odnosu na izvanstanični prostor?

32


6. Koja je razlika između pojmova vodljivost i propusnost membrane?

7. Napišite Nernstovu jednadžbu i provjerite značenje svakog simbola. Što znači

kad kažemo da neki ion zadovoljava Nernstovu jednadžbu?

8. Odjeljci A i B odvojeni su membranom. U odjeljku A je 1 mol KNO3, dok

odjeljak B sadrži 0,1 mol KNO3-. K+ ioni nalaze se u ravnoteži. Odgovorite

kolika je razlika potencijala EA-EB, u standardnim uvjetima pri temperaturi

29,2oC? Koja je strana električki pozitivna?

9. U slijedećoj tablici nalaze se podaci koji se odnose na m. sartorius u žabe

("South American spotted tree frog").

IONI: unutarst. konc. izvanst. konc. vodljivost Na+ 12 mM 120 mM 0,05 K+ 120 mM 4 mM 0,5 Cl- 4 mM 120 mM 0,45

Izračunajte potencijal mirovanja za tu mišićnu stanicu. Je li unutarstanični

prostor električki negativan ili pozitivan u odnosu na izvanstanični prostor?

32


5. Akcijski potencijal

5.1 Uvod

Mehanizam nastanka akcijskog potencijala, kao i potencijala u stanju

mirovanja, neobično je važan za razumijevanje elektrofizioloških obilježja

podražljivih stanica. Neuroni i njihovi aksoni "rade" mnogo više od jednostavnog

postizanja potencijala mirovanja. Oni aktivno stvaraju, i svojom membranom provode

akcijske potencijale s jednog dijela stanice na drugi, te uz pomoć oslobađanja

neurotransmitora, omogućuju i komunikaciju s drugim stanicama.

Akcijski potencijal brza je promjena membranskoga potencijala, nakon koje

slijedi povratak na membranski potencijal mirovanja (slika 5.1). Veličina i oblik

akcijskoga potencijala znatno se razlikuju od jednoga podražljivog tkiva do drugoga.

Akcijski se potencijal, ne mijenjajući oblik i veličinu, širi cijelom dužinom aksona

živca ili mišićne stanice. Sposobnost živčane stanice da prenosi signale zasniva se na

pojavi akcijskoga potencijala. Akcijski potencijal omogućuje da se svi dijelovi neke

izdužene mišićne stanice kontrahiraju gotovo istodobno. U ovom ćemo poglavlju

raspravljati o ionskim strujama koje proizvode akcijski potencijal, o ionskim kanalima

koji omogućuju tok struje i o načinu kako se akcijski potencijal rasprostire i provodi.

Primjenjuju li se sve jači i jači depolarizacijski udari strujom, napokon se

dosegne točka u kojoj se pojavljuje drukčija vrsta reakcije, akcijski potencijal.

Akcijski potencijal izbija kad je depolarizacija tolika da membranski potencijal

dosegne vrijednost praga, a taj za m. sartorius žabe iznosi oko -60 mV.

Akcijski se potencijal razlikuje od lokalne depolarizacijske reakcije prema

ovim dvjema važnim pojavama:

akcijski je potencijal mnogo jača reakcija, tako da se polarnost

membranskog potencijala čak obrće (unutrašnjost stanice postaje pozitivna

u odnosu prema okolici),

akcijski se potencijal širi bez slabljenja cijelom duljinom mišićnoga vlakna.

Dok putuje duž mišićnoga vlakna, veličina i oblik akcijskoga potencijala

ostaju jednaki, tj. veličina se ne smanjuje razmjerno s udaljenošću, kao što

je to u lokalnoj reakciji. Primijeni li se podražaj koji je jači od praga,

veličina se i oblik akcijskoga potencijala ne mijenjaju, tj. veličina se

33


5. Akcijski potencijal

5.1 Uvod

Mehanizam nastanka akcijskog potencijala, kao i potencijala u stanju

mirovanja, neobično je važan za razumijevanje elektrofizioloških obilježja

podražljivih stanica. Neuroni i njihovi aksoni "rade" mnogo više od jednostavnog

postizanja potencijala mirovanja. Oni aktivno stvaraju, i svojom membranom provode

akcijske potencijale s jednog dijela stanice na drugi, te uz pomoć oslobađanja

neurotransmitora, omogućuju i komunikaciju s drugim stanicama.

Akcijski potencijal brza je promjena membranskoga potencijala, nakon koje

slijedi povratak na membranski potencijal mirovanja (slika 5.1). Veličina i oblik

akcijskoga potencijala znatno se razlikuju od jednoga podražljivog tkiva do drugoga.

Akcijski se potencijal, ne mijenjajući oblik i veličinu, širi cijelom dužinom aksona

živca ili mišićne stanice. Sposobnost živčane stanice da prenosi signale zasniva se na

pojavi akcijskoga potencijala. Akcijski potencijal omogućuje da se svi dijelovi neke

izdužene mišićne stanice kontrahiraju gotovo istodobno. U ovom ćemo poglavlju

raspravljati o ionskim strujama koje proizvode akcijski potencijal, o ionskim kanalima

koji omogućuju tok struje i o načinu kako se akcijski potencijal rasprostire i provodi.

Primjenjuju li se sve jači i jači depolarizacijski udari strujom, napokon se

dosegne točka u kojoj se pojavljuje drukčija vrsta reakcije, akcijski potencijal.

Akcijski potencijal izbija kad je depolarizacija tolika da membranski potencijal

dosegne vrijednost praga, a taj za m. sartorius žabe iznosi oko -60 mV.

Akcijski se potencijal razlikuje od lokalne depolarizacijske reakcije prema

ovim dvjema važnim pojavama:

akcijski je potencijal mnogo jača reakcija, tako da se polarnost

membranskog potencijala čak obrće (unutrašnjost stanice postaje pozitivna

u odnosu prema okolici),

akcijski se potencijal širi bez slabljenja cijelom duljinom mišićnoga vlakna.

Dok putuje duž mišićnoga vlakna, veličina i oblik akcijskoga potencijala

ostaju jednaki, tj. veličina se ne smanjuje razmjerno s udaljenošću, kao što

je to u lokalnoj reakciji. Primijeni li se podražaj koji je jači od praga,

veličina se i oblik akcijskoga potencijala ne mijenjaju, tj. veličina se

33


akcijskoga potencijala ne povećava pojačanjem podražaja. Nekim

podražajem akcijski se potencijal ili neće izazvati (subliminalni podražaj),

ili će se proizvesti akcijski potencijal potpune veličine i oblika. Prema

tome, akcijski je potencijal zapravo reakcija po načelu “sve ili ništa”.

Oblik akcijskog potencijala Na slici 5.3 prikazan je oblik akcijskoga potencijala u divovskom aksonu

lignje. Kad se membrana depolarizira do razine praga, nastane eksplozivna

depolarizacija kojom se membrana, ne samo potpuno depolarizira, već se pojavi i

prebačaj, tj. membrana se polarizira u suprotnome smjeru. Vršak akcijskoga

potencijala doseže vrijednost od oko +50 mV. Potom se membranski potencijal vraća

prema vrijednosti membranskoga potencijala mirovanja, i to gotovo jednakom

brzinom kao što se depolarizirao. Nakon repolarizacije uslijedi prolazna

hiperpolarizacija koja se naziva hiperpolarizacijski naknadni potencijal, a traje

otprilike 4 ms. U idućem odsječku razmotrit ćemo ionske struje koje uzrokuju

pojedine faze akcijskoga potencijala.

Slika 5.1 Reakcija membranskog potencijala na sve jače udare depolarizacijske struje. Kad se stanica depolarizira do razine praga, izbija akcijski potencijal.

Ionski mehanizmi akcijskog potencijala

Ranije ste pomoću jednadžbe za vodljivost kabela mogli vidjeti da je

membranski potencijal rezultat međusobno suprotnih djelovanja gradijenta za K+, koji

nastoji električni potencijal membrane (Em) približiti ravnotežnome potencijalu za K+,

te gradijenta za Na+, koji nastoji Em približiti ravnotežnome potencijalu za Na+.

Povećanje vodljivosti za bilo koji od tih iona povećat će silu kojom taj ion "vuče" Em

34


akcijskoga potencijala ne povećava pojačanjem podražaja. Nekim

podražajem akcijski se potencijal ili neće izazvati (subliminalni podražaj),

ili će se proizvesti akcijski potencijal potpune veličine i oblika. Prema

tome, akcijski je potencijal zapravo reakcija po načelu “sve ili ništa”.

Oblik akcijskog potencijala Na slici 5.3 prikazan je oblik akcijskoga potencijala u divovskom aksonu

lignje. Kad se membrana depolarizira do razine praga, nastane eksplozivna

depolarizacija kojom se membrana, ne samo potpuno depolarizira, već se pojavi i

prebačaj, tj. membrana se polarizira u suprotnome smjeru. Vršak akcijskoga

potencijala doseže vrijednost od oko +50 mV. Potom se membranski potencijal vraća

prema vrijednosti membranskoga potencijala mirovanja, i to gotovo jednakom

brzinom kao što se depolarizirao. Nakon repolarizacije uslijedi prolazna

hiperpolarizacija koja se naziva hiperpolarizacijski naknadni potencijal, a traje

otprilike 4 ms. U idućem odsječku razmotrit ćemo ionske struje koje uzrokuju

pojedine faze akcijskoga potencijala.

Slika 5.1 Reakcija membranskog potencijala na sve jače udare depolarizacijske struje. Kad se stanica depolarizira do razine praga, izbija akcijski potencijal.

Ionski mehanizmi akcijskog potencijala

Ranije ste pomoću jednadžbe za vodljivost kabela mogli vidjeti da je

membranski potencijal rezultat međusobno suprotnih djelovanja gradijenta za K+, koji

nastoji električni potencijal membrane (Em) približiti ravnotežnome potencijalu za K+,

te gradijenta za Na+, koji nastoji Em približiti ravnotežnome potencijalu za Na+.

Povećanje vodljivosti za bilo koji od tih iona povećat će silu kojom taj ion "vuče" Em

34


prema svojemu ravnotežnom potencijalu. Brzi porast gNa u ranoj fazi akcijskoga

potencijala pomakne membranski potencijal prema ravnotežnome potencijalu za Na+

(+60 mV). No, vršak akcijskoga potencijala dosegne samo oko +50 mV. Razlog za to

je što se vodljivost za K+, iako znatno sporije, također povećava, što ima suprotan

učinak na membranski potencijal od povećanja gNa. Drugi razlog je taj što se gNa

brzo smanjuje kako se vrijednost membranskog potencijala vraća prema vrijednosti u

mirovanju. Brzi povratak membranskoga potencijala prema vrijednosti u mirovanju

posljedica je brzoga smanjenja gNa i kontinuiranog povećanja gK, jer i jedna i druga

promjena smanjuju vrijednost natrijskog i povećavaju vrijednost kalijskog člana u

jednadžbi za vodljivost kabela. Za vrijeme hiperpolarizacijskoga naknadnog

potencijala, kad je membranski potencijal zapravo negativniji (više polariziran) nego

membranski potencijal mirovanja, gNa se već vratio na početnu razinu, ali je gK još

uvijek iznad razine u mirovanju. Zato je, kratko vrijeme dok traje takvo stanje, Em

povučen bliže prema ravnotežnome potencijalu za K+ (-100 mV).

Temelji znanja o akcijskom potencijalu

Početkom 20. stoljeća pretpostavljalo se da akcijski potencijal nastaje zbog

prolaznoga povećanja propusnosti plazmatske membrane za sve ione. Poslije se

ustanovilo da glavnu ulogu u postanku akcijskoga potencijala ima ulazak Na+ u

stanicu. Ako se Na+ odstrani iz izvanstanične tekućine, nema akcijskog potencijala. I

visina akcijskoga potencijala i maksimalna brzina depolarizacije u tijeku akcijskog

potencijala ovise o koncentraciji Na+ u izvanstaničnoj tekućini. I jedna i druga se

povećaju kad se poveća razina izvanstaničnog Na+.

Slika 5.2 Akcijski potencijal (EM) u divovskom aksonu lignje prikazan na istoj vremenskoj ljestvici zajedno s brojem otvorenih ionskih kanala za Na+ i K+.

35


prema svojemu ravnotežnom potencijalu. Brzi porast gNa u ranoj fazi akcijskoga

potencijala pomakne membranski potencijal prema ravnotežnome potencijalu za Na+

(+60 mV). No, vršak akcijskoga potencijala dosegne samo oko +50 mV. Razlog za to

je što se vodljivost za K+, iako znatno sporije, također povećava, što ima suprotan

učinak na membranski potencijal od povećanja gNa. Drugi razlog je taj što se gNa

brzo smanjuje kako se vrijednost membranskog potencijala vraća prema vrijednosti u

mirovanju. Brzi povratak membranskoga potencijala prema vrijednosti u mirovanju

posljedica je brzoga smanjenja gNa i kontinuiranog povećanja gK, jer i jedna i druga

promjena smanjuju vrijednost natrijskog i povećavaju vrijednost kalijskog člana u

jednadžbi za vodljivost kabela. Za vrijeme hiperpolarizacijskoga naknadnog

potencijala, kad je membranski potencijal zapravo negativniji (više polariziran) nego

membranski potencijal mirovanja, gNa se već vratio na početnu razinu, ali je gK još

uvijek iznad razine u mirovanju. Zato je, kratko vrijeme dok traje takvo stanje, Em

povučen bliže prema ravnotežnome potencijalu za K+ (-100 mV).

Temelji znanja o akcijskom potencijalu

Početkom 20. stoljeća pretpostavljalo se da akcijski potencijal nastaje zbog

prolaznoga povećanja propusnosti plazmatske membrane za sve ione. Poslije se

ustanovilo da glavnu ulogu u postanku akcijskoga potencijala ima ulazak Na+ u

stanicu. Ako se Na+ odstrani iz izvanstanične tekućine, nema akcijskog potencijala. I

visina akcijskoga potencijala i maksimalna brzina depolarizacije u tijeku akcijskog

potencijala ovise o koncentraciji Na+ u izvanstaničnoj tekućini. I jedna i druga se

povećaju kad se poveća razina izvanstaničnog Na+.

Slika 5.2 Akcijski potencijal (EM) u divovskom aksonu lignje prikazan na istoj vremenskoj ljestvici zajedno s brojem otvorenih ionskih kanala za Na+ i K+.

35


Opetovanim podraživanjem divovskog aksona lignje u mediju koji sadrži

radioaktivni 22Na+ ustanovljeno je da u tijeku jednoga akcijskog potencijala u akson

uđe 3 do 4 x 10-12 mola Na+ kroz svaki četvorni centimetar površine membrane. Ta se

količina Na+ dobro slaže s vrijednošću izračunatom na osnovi električnih razmatranja

o tome kolika količina Na+ mora ući u akson. Kapacitet membrane (C) definira se kao

dQ/dV, tj. kao količina naboja koja mora proteći da bi se razlika u potencijalu

promijenila za 1 V. Zna se da je kapacitet 1 cm2 aksonske membrane lignje otprilike 1

mikrofarad (10-6 farada). Količina naboja koja mora proteći da bi se svaki cm2

membranskoga kondenzatora izbio za 100 mV (tolika je približna vrijednost

akcijskoga potencijala) računa se kao umnožak kapaciteta (C) i potencijala (V): 10-6

farada x 10-1 V = 10-7 kulona. Ako tu vrijednost podijelimo s količinom naboja koju

nosi 1 mol iona Na+ (96 500 kulona/molu), dobit ćemo da približno 10-12 mola iona

Na+ mora proći kroz svaki četvorni centimetar aksonske membrane da bi se

membrana depolarizirala za 100 mV.

Ako su u proces uključeni samo Na+ i K+, onda količina K+ koja napušta

stanicu u tijeku repolarizacije mora biti jednaka količini Na+ koja je tijekom

depolarizacije ušla u stanicu. Na+/K+-ATPaza izbacuje Na+ koji je ušao u stanicu i

ponovno nagomilava izgubljeni K+. Budući da je broj iona koji prolaze sa svakim

impulsom mali, Na+/K+-ATPaza, gledano na kraći rok, nije nužna. Akson lignje koji

je otrovan cijanidom ili uabainom tako da je aktivno prebacivanje iona obustavljeno,

još će uvijek odaslati približno 100 000 akcijskih potencijala prije no što u tome

zakaže. Manji aksoni, kod kojih je omjer volumena prema površini mnogo manji,

zakazat će nakon odašiljanja manjega broja impulsa, u slučaju da je Na+/K+ crpka

otrovana.

36


Opetovanim podraživanjem divovskog aksona lignje u mediju koji sadrži

radioaktivni 22Na+ ustanovljeno je da u tijeku jednoga akcijskog potencijala u akson

uđe 3 do 4 x 10-12 mola Na+ kroz svaki četvorni centimetar površine membrane. Ta se

količina Na+ dobro slaže s vrijednošću izračunatom na osnovi električnih razmatranja

o tome kolika količina Na+ mora ući u akson. Kapacitet membrane (C) definira se kao

dQ/dV, tj. kao količina naboja koja mora proteći da bi se razlika u potencijalu

promijenila za 1 V. Zna se da je kapacitet 1 cm2 aksonske membrane lignje otprilike 1

mikrofarad (10-6 farada). Količina naboja koja mora proteći da bi se svaki cm2

membranskoga kondenzatora izbio za 100 mV (tolika je približna vrijednost

akcijskoga potencijala) računa se kao umnožak kapaciteta (C) i potencijala (V): 10-6

farada x 10-1 V = 10-7 kulona. Ako tu vrijednost podijelimo s količinom naboja koju

nosi 1 mol iona Na+ (96 500 kulona/molu), dobit ćemo da približno 10-12 mola iona

Na+ mora proći kroz svaki četvorni centimetar aksonske membrane da bi se

membrana depolarizirala za 100 mV.

Ako su u proces uključeni samo Na+ i K+, onda količina K+ koja napušta

stanicu u tijeku repolarizacije mora biti jednaka količini Na+ koja je tijekom

depolarizacije ušla u stanicu. Na+/K+-ATPaza izbacuje Na+ koji je ušao u stanicu i

ponovno nagomilava izgubljeni K+. Budući da je broj iona koji prolaze sa svakim

impulsom mali, Na+/K+-ATPaza, gledano na kraći rok, nije nužna. Akson lignje koji

je otrovan cijanidom ili uabainom tako da je aktivno prebacivanje iona obustavljeno,

još će uvijek odaslati približno 100 000 akcijskih potencijala prije no što u tome

zakaže. Manji aksoni, kod kojih je omjer volumena prema površini mnogo manji,

zakazat će nakon odašiljanja manjega broja impulsa, u slučaju da je Na+/K+ crpka

otrovana.

36



Vježba 5.1: Aktivna električna svojstva membrane

Za ispitivanje promjena električnih svojstava membrane, potrebno je napraviti

slijedeće:

• Ukoliko ste pokrenuli aplikaciju CCWIN otvorite datoteku PASSIVE.CCS,

te izaberite naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Protocols.

• Promijenite veličinu strujnog podražaja (Injected current (nA)) iz 1.5 u 2.0

(Slika 5.3).

• Pritisnike naredbu OK te pomoću padajućeg izbornika Run izaberite naredbu

Overlay (Slika 5.3).

Slika 5.3 Depolarizacija nakon zadavanja strujnog podražaja veličine 2 nA.

37



Vježba 5.1: Aktivna električna svojstva membrane

Za ispitivanje promjena električnih svojstava membrane, potrebno je napraviti

slijedeće:

• Ukoliko ste pokrenuli aplikaciju CCWIN otvorite datoteku PASSIVE.CCS,

te izaberite naredbu Begin iz padajućeg izbornika Run.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Protocols.

• Promijenite veličinu strujnog podražaja (Injected current (nA)) iz 1.5 u 2.0

(Slika 5.3).

• Pritisnike naredbu OK te pomoću padajućeg izbornika Run izaberite naredbu

Overlay (Slika 5.3).

Slika 5.3 Depolarizacija nakon zadavanja strujnog podražaja veličine 2 nA.

37


Slika 5.4 Posljedice smanjenja [Na+]o i [K+]o na nastanak akcijskog potencijala. (A) smanjenje [Na+]o na 0.1 mM ima za posljedicu hiperpolarizaciju stanice. (B) kompenzacija hiperpolarizacije zadavanjem strujnog podražaja upućuje na to da smanjenje [Na+]o blokira nastanak akcijskog potencijala, ukazujući na važnu ulogu Na+ u nastanku aktivnog odgovora. (C) smanjenje [K+]o ima za posljedicu hiperpolarizaciju stanice. (D) kompenzacija hiperpolarizacije zadavanjem strujnog podražaja obnavlja akcijski potencijal. Povećanje hiperpolarizacije nakon svakog akcijskog potencijala sugerira na važnost K+ u nastanku istog.

Pojačanje strujnog podražaja dovodi do depolarizacije aksona iznad

vrijednosti praga okidanja za akcijski potencijal (Slika 5.4). Uočite kako vršak

akcijskog potencijala prelazi 0 mV, pokazujući kako nije nastao kao rezultat

jednostavnog i neselektivnog povećanja propusnosti stanične membrane za sve ione

(što bi dovelo do obrata potencijala pri 0 mV), već uslijed znatno složenijeg procesa

kakav je selektivna promjena propusnosti membrane.

• Odredite najmanju vrijednost podražaja potrebnog za izazivanje akcijskog

potencijala u tom primjeru.

Injected current (nA)= ___________

• Što će se dogoditi ako pojačate strujni podražaj na 2.5 nA, 3.0 nA, 3.5 nA?

38


Slika 5.4 Posljedice smanjenja [Na+]o i [K+]o na nastanak akcijskog potencijala. (A) smanjenje [Na+]o na 0.1 mM ima za posljedicu hiperpolarizaciju stanice. (B) kompenzacija hiperpolarizacije zadavanjem strujnog podražaja upućuje na to da smanjenje [Na+]o blokira nastanak akcijskog potencijala, ukazujući na važnu ulogu Na+ u nastanku aktivnog odgovora. (C) smanjenje [K+]o ima za posljedicu hiperpolarizaciju stanice. (D) kompenzacija hiperpolarizacije zadavanjem strujnog podražaja obnavlja akcijski potencijal. Povećanje hiperpolarizacije nakon svakog akcijskog potencijala sugerira na važnost K+ u nastanku istog.

Pojačanje strujnog podražaja dovodi do depolarizacije aksona iznad

vrijednosti praga okidanja za akcijski potencijal (Slika 5.4). Uočite kako vršak

akcijskog potencijala prelazi 0 mV, pokazujući kako nije nastao kao rezultat

jednostavnog i neselektivnog povećanja propusnosti stanične membrane za sve ione

(što bi dovelo do obrata potencijala pri 0 mV), već uslijed znatno složenijeg procesa

kakav je selektivna promjena propusnosti membrane.

• Odredite najmanju vrijednost podražaja potrebnog za izazivanje akcijskog

potencijala u tom primjeru.

Injected current (nA)= ___________

• Što će se dogoditi ako pojačate strujni podražaj na 2.5 nA, 3.0 nA, 3.5 nA?

38


• Što će se dogoditi ako zadate podražaj negativnog predznaka npr. -1.5 nA?

Kako to objašnjavate?

Vježba 5.2 Učinci različitih iona na nastanak akcijskog potencijala

Kako bi dokazali koji su ioni značajni u nastanku akcijskog potencijala,

možete mijenjati pojedinačnu koncentraciju različitih iona u umjetnoj otopini

("morskoj vodi" koja okružuje vanstaničnu površinu aksona) te promatrati rezultate.

Poznato je da među različitim ionima u morskoj vodi značajnu količinu čine ioni Na+,

K+, Ca++, Mg++ i Cl-.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Ions i promijenite

veličinu izvanstanične koncentracije Mg++ ([Mg]o) u 0.1.

• Ponovno zadajte strujni podražaj u stanicu te pomoću padajućeg izbornika

Run izaberite naredbu Overlay i proučite dobiveni rezultat.

Zamijetite kako promjena koncentracije izvanstaničnoga magnezija ne utječe

na potencijal u stanju mirovanja i na nastanak akcijskog potencijala.

Ponovite isti eksperiment koristeći aplikaciju CCWIN tako da mijenjate

koncentracije drugih iona [Na+]o, [K+]o, [Ca++]o, [Cl-]o na niže vrijednosti (0.1 mM).

Izmjene uvijek radite zasebno za svaki pojedini ion. To znači da prije svake slijedeće

promjene vratite sve vrijednosti na početne. Zapamtite da uvijek možete vratiti

početne vrijednosti pomoću datoteke ACTIVE.CCS nakon svake pojedine

simulacije.

• Upišite rezultate vaših zapažanja.

39


• Što će se dogoditi ako zadate podražaj negativnog predznaka npr. -1.5 nA?

Kako to objašnjavate?

Vježba 5.2 Učinci različitih iona na nastanak akcijskog potencijala

Kako bi dokazali koji su ioni značajni u nastanku akcijskog potencijala,

možete mijenjati pojedinačnu koncentraciju različitih iona u umjetnoj otopini

("morskoj vodi" koja okružuje vanstaničnu površinu aksona) te promatrati rezultate.

Poznato je da među različitim ionima u morskoj vodi značajnu količinu čine ioni Na+,

K+, Ca++, Mg++ i Cl-.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters izaberite naredbu Ions i promijenite

veličinu izvanstanične koncentracije Mg++ ([Mg]o) u 0.1.

• Ponovno zadajte strujni podražaj u stanicu te pomoću padajućeg izbornika

Run izaberite naredbu Overlay i proučite dobiveni rezultat.

Zamijetite kako promjena koncentracije izvanstaničnoga magnezija ne utječe

na potencijal u stanju mirovanja i na nastanak akcijskog potencijala.

Ponovite isti eksperiment koristeći aplikaciju CCWIN tako da mijenjate

koncentracije drugih iona [Na+]o, [K+]o, [Ca++]o, [Cl-]o na niže vrijednosti (0.1 mM).

Izmjene uvijek radite zasebno za svaki pojedini ion. To znači da prije svake slijedeće

promjene vratite sve vrijednosti na početne. Zapamtite da uvijek možete vratiti

početne vrijednosti pomoću datoteke ACTIVE.CCS nakon svake pojedine

simulacije.

• Upišite rezultate vaših zapažanja.

39


Uočite kako pojedinačno najveći utjecaj imaju ioni Na+ i K+. Nakon što ste

smanjili veličinu koncentracije Na+ u izvanstaničnom prostoru na 0.1, membranski

potencijal stanice postaje značajno negativniji. To ukazuje na činjenicu da pasivni

utok Na+ u stanicu utječe na membranski potencijal u stanju mirovanja tako da dovodi

do depolarizacije od -65 mV. Onog trenutka kad onemogućite ulazak, ili obrnete

smjer ulaska iona Na+, membranski potencijal postaje značajno hiperpolariziran.

"Nadoknadu" nastale hiperpolarizacije možete postići tako da zadate strujni podražaj

pomoću mikroelektrode i vratite membranski potencijal u stanici na -65 mV.

Simulaciju možete izvesti na slijedeći način:

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Protocol promijenite

veličinu Base current (nA) u 2.25. Pritisnite OK te pomoću padajućeg

izbornika Run i naredbe Begin promatrajte rezultat.

Uočite kako je onemogućen nastanak akcijskog potencijala što ukazuje na

značenje izvanstaničnoga Na+ u nastanku istog. Čak i kad povećate jačinu strujnog

podražaja na 4 nA, u stanici neće nastati akcijski potencijal.

• Pronađite kolika mora biti izvanstanična koncentracija natrijevih iona pri kojoj

dolazi do nastanka akcijskog potencijala, ako pritom zadate strujni podražaj od

2.25 nA.

[Na]o=___________

Sad ćemo ispitati utjecaj K+ iona:

• Otvorite datoteku ACTIVE.CCS i pomoću naredbe Begin iz padajućeg

izbornika Run započnite simulaciju.

• Preko izbornika Parameters pronađite naredbu Ions i u tablici promijenite

koncentraciju izvanstaničnog K+ na 0.1 mM.

• Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay iz izbornika Run promatrajte

rezultat (Slika 5.5).

40


Uočite kako pojedinačno najveći utjecaj imaju ioni Na+ i K+. Nakon što ste

smanjili veličinu koncentracije Na+ u izvanstaničnom prostoru na 0.1, membranski

potencijal stanice postaje značajno negativniji. To ukazuje na činjenicu da pasivni

utok Na+ u stanicu utječe na membranski potencijal u stanju mirovanja tako da dovodi

do depolarizacije od -65 mV. Onog trenutka kad onemogućite ulazak, ili obrnete

smjer ulaska iona Na+, membranski potencijal postaje značajno hiperpolariziran.

"Nadoknadu" nastale hiperpolarizacije možete postići tako da zadate strujni podražaj

pomoću mikroelektrode i vratite membranski potencijal u stanici na -65 mV.

Simulaciju možete izvesti na slijedeći način:


veličinu Base current (nA) u 2.25. Pritisnite OK te pomoću padajućeg

izbornika Run i naredbe Begin promatrajte rezultat.

Uočite kako je onemogućen nastanak akcijskog potencijala što ukazuje na

značenje izvanstaničnoga Na+ u nastanku istog. Čak i kad povećate jačinu strujnog

podražaja na 4 nA, u stanici neće nastati akcijski potencijal.

• Pronađite kolika mora biti izvanstanična koncentracija natrijevih iona pri kojoj

dolazi do nastanka akcijskog potencijala, ako pritom zadate strujni podražaj od

2.25 nA.

[Na]o=___________

Sad ćemo ispitati utjecaj K+ iona:

• Otvorite datoteku ACTIVE.CCS i pomoću naredbe Begin iz padajućeg

izbornika Run započnite simulaciju.

• Preko izbornika Parameters pronađite naredbu Ions i u tablici promijenite

koncentraciju izvanstaničnog K+ na 0.1 mM.

• Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay iz izbornika Run promatrajte

rezultat (Slika 5.5).

40


Slika 5.5 Rezultat promjene koncentracije K+ iona u izvanstaničnom prostoru.

Ponovno uočite kako membranski potencijal stanice u stanju mirovanja postaje

značajno više hiperpolariziran (što se i očekuje prema Nernstovoj i GHK jednadžbi;

vidi Vježbu 4), što pokazuje da "curenje" K+ iona kroz membranu pomaže u

određivanju membranskog potencijala u stanju mirovanja.

Nadoknadu promjene membranskog potencijala možete postići promjenom

Base current (nA) u 0.8 preko izbornika Parameters i naredbe Protocol. Pritisnite

OK i pomoću naredbe Begin promatrajte rezultat (Slika 5.6).

Slika 5.6 Promjena membranskog potencijala nakon promjene Base current.

Uočili ste da smanjenje koncentracije [K+]o, za razliku od smanjenja [Na+]o, ne

sprječava izbijanje akcijskog potencijala te da je hiperpolarizacijski potencijal nakon

41


Slika 5.5 Rezultat promjene koncentracije K+ iona u izvanstaničnom prostoru.

Ponovno uočite kako membranski potencijal stanice u stanju mirovanja postaje

značajno više hiperpolariziran (što se i očekuje prema Nernstovoj i GHK jednadžbi;

vidi Vježbu 4), što pokazuje da "curenje" K+ iona kroz membranu pomaže u

određivanju membranskog potencijala u stanju mirovanja.

Nadoknadu promjene membranskog potencijala možete postići promjenom

Base current (nA) u 0.8 preko izbornika Parameters i naredbe Protocol. Pritisnite

OK i pomoću naredbe Begin promatrajte rezultat (Slika 5.6).

Slika 5.6 Promjena membranskog potencijala nakon promjene Base current.

Uočili ste da smanjenje koncentracije [K+]o, za razliku od smanjenja [Na+]o, ne

sprječava izbijanje akcijskog potencijala te da je hiperpolarizacijski potencijal nakon

41


svakog akcijskog potencijala veći nego ranije (usporedite sliku 5.4A i 5.4D). Te

promjene možete izravno promatrati pomoću datoteke ACTIVE.CCS i naredbe

Overlay iz padajućeg izbornika Run. Porast hiperpolarizacije nakon svakog

akcijskog potencijala uz smanjenje [K+]o ukazuje na značaj pomaka K+ kroz

membranu.

Dakle, uočili smo da smanjenje [K+]o dovodi do porasta hiperpolarizacije

nakon akcijskog potencijala, kao i da ta hiperpolarizacija ide ispod početne razine

membranskog potencijala ("undershoot"). Iz toga slijedi da je koncentracija K+ veća

unutar stanice nego u izvanstaničnom prostoru te da se kalij kreće niz koncentracijski

gradijent tijekom faze repolarizacije akcijskog potencijala!

• Kako bi ispitali tu činjenicu u eksperimentu promijenite i intracelularnu

koncentraciju K+ iona ([K+]i). Obrazložite dobiveni rezultat.

Vježba 5.3 "Toothpaste" eksperiment

Baker, Hodgkin i Shaw (1962) u izvornom su eksperimentu iskoristili veličinu

divovskog aksona lignje i iz njega istisnuli aksoplazmu (kao da je akson nalik na

zubnu pastu, odakle i potječe naziv ovog eksperimenta). Zamijenili su aksoplazmu

umjetnim nadomjestkom različitih ionskih koncentracija.

Za simulaciju tog pokusa u aplikaciji CCWIN potrebno je napraviti slijedeće

korake:

• Otvorite datoteku K_INTRA.CCS i izaberite naredbu Begin iz padajućeg

izbornika Run.

• Preko naredbe Ions Smanjite koncentraciju [K+]i na 0.6 mM.

• Pritisnike OK te odaberite naredbu Begin i uočite kako se depolarizira

membranski potencijal (Slika 5.7A).

• Za poništenje te promjene odaberite naredbu Protocol pomoću izbornika

Parameters, pa promijenite Base current (nA) u -3 nA i odaberite naredbu

Begin. U ovom trenutku akson stvara akcijski potencijal, ali ne dolazi do

42


svakog akcijskog potencijala veći nego ranije (usporedite sliku 5.4A i 5.4D). Te

promjene možete izravno promatrati pomoću datoteke ACTIVE.CCS i naredbe

Overlay iz padajućeg izbornika Run. Porast hiperpolarizacije nakon svakog

akcijskog potencijala uz smanjenje [K+]o ukazuje na značaj pomaka K+ kroz

membranu.

Dakle, uočili smo da smanjenje [K+]o dovodi do porasta hiperpolarizacije

nakon akcijskog potencijala, kao i da ta hiperpolarizacija ide ispod početne razine

membranskog potencijala ("undershoot"). Iz toga slijedi da je koncentracija K+ veća

unutar stanice nego u izvanstaničnom prostoru te da se kalij kreće niz koncentracijski

gradijent tijekom faze repolarizacije akcijskog potencijala!

• Kako bi ispitali tu činjenicu u eksperimentu promijenite i intracelularnu

koncentraciju K+ iona ([K+]i). Obrazložite dobiveni rezultat.

Vježba 5.3 "Toothpaste" eksperiment

Baker, Hodgkin i Shaw (1962) u izvornom su eksperimentu iskoristili veličinu

divovskog aksona lignje i iz njega istisnuli aksoplazmu (kao da je akson nalik na

zubnu pastu, odakle i potječe naziv ovog eksperimenta). Zamijenili su aksoplazmu

umjetnim nadomjestkom različitih ionskih koncentracija.

Za simulaciju tog pokusa u aplikaciji CCWIN potrebno je napraviti slijedeće

korake:

• Otvorite datoteku K_INTRA.CCS i izaberite naredbu Begin iz padajućeg

izbornika Run.

• Preko naredbe Ions Smanjite koncentraciju [K+]i na 0.6 mM.

• Pritisnike OK te odaberite naredbu Begin i uočite kako se depolarizira

membranski potencijal (Slika 5.7A).

• Za poništenje te promjene odaberite naredbu Protocol pomoću izbornika

Parameters, pa promijenite Base current (nA) u -3 nA i odaberite naredbu

Begin. U ovom trenutku akson stvara akcijski potencijal, ali ne dolazi do

42


repolarizacije (vidi sliku 5.7B). Rezultat tog eksperimenta ukazuje da je izlaz

K+ iona iz unutarstaničnog prostora ključan trenutak za nastanak repolarizacije

akcijskog potencijala.

Slika 5.7A Depolarizacija membranskog potencijala nakon promjene unutarstanične koncentracije K+ iona.

Slika 5.7B Nastanak akcijskog potencijala bez repolarizacije nakon promjene Base current (nA).

• Pri kojoj unutarstaničnoj koncentraciji K+ iona dolazi do repolarizacije?

[K+]i=_______________

43


repolarizacije (vidi sliku 5.7B). Rezultat tog eksperimenta ukazuje da je izlaz

K+ iona iz unutarstaničnog prostora ključan trenutak za nastanak repolarizacije

akcijskog potencijala.

Slika 5.7A Depolarizacija membranskog potencijala nakon promjene unutarstanične koncentracije K+ iona.

Slika 5.7B Nastanak akcijskog potencijala bez repolarizacije nakon promjene Base current (nA).

• Pri kojoj unutarstaničnoj koncentraciji K+ iona dolazi do repolarizacije?

[K+]i=_______________

43


• Što će se dogoditi ako povećate unutarstaničnu koncentraciju K+ iona i zašto?

5.3 Pitanja: Akcijski potencijal

• Što je akcijski potencijal i zašto nastaje?

• Nacrtajte krivulju akcijskog potencijala divovskog aksona lignje (membranski

potencijal u mV, vrijeme u ms). Na krivulji označite: potencijal mirovanja,

prag, vršak, prebačaj, razdoblje depolarizacije, razdoblje hiperpolarizacije.

Nacrtajte krivulje ionskih struja i označite koja krivulja odgovara struji Na+, a

koja struji K+.

a) akcijski potencijal

-80

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

t (ms)

U (m

V)

44


• Što će se dogoditi ako povećate unutarstaničnu koncentraciju K+ iona i zašto?

5.3 Pitanja: Akcijski potencijal

• Što je akcijski potencijal i zašto nastaje?

• Nacrtajte krivulju akcijskog potencijala divovskog aksona lignje (membranski

potencijal u mV, vrijeme u ms). Na krivulji označite: potencijal mirovanja,

prag, vršak, prebačaj, razdoblje depolarizacije, razdoblje hiperpolarizacije.

Nacrtajte krivulje ionskih struja i označite koja krivulja odgovara struji Na+, a

koja struji K+.

a) akcijski potencijal

-80

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

t (ms)

U (m

V)

44


b) ionske struje

• U kojem smjeru prolaze ioni za vrijeme uzlaznog dijela krivulje akcijskog

potencijala, a u kojem za vrijeme silaznog dijela krivulje akcijskog

potencijala?

• Zbog čega vršak akcijskog potencijala ne doseže ravnotežni potencijal za

natrij? Odgovor možete pronaći ako pobliže ispitate ionske struje pomoću

pokretanja datoteke actn_pot.ccs.

• Što uzrokuje apsolutnu refrakternost (nepodražljivost)? Što uzrokuje relativnu

refrakternost? Zašto akcijski potencijal ima prag?

45


b) ionske struje

• U kojem smjeru prolaze ioni za vrijeme uzlaznog dijela krivulje akcijskog

potencijala, a u kojem za vrijeme silaznog dijela krivulje akcijskog

potencijala?

• Zbog čega vršak akcijskog potencijala ne doseže ravnotežni potencijal za

natrij? Odgovor možete pronaći ako pobliže ispitate ionske struje pomoću

pokretanja datoteke actn_pot.ccs.

• Što uzrokuje apsolutnu refrakternost (nepodražljivost)? Što uzrokuje relativnu

refrakternost? Zašto akcijski potencijal ima prag?

45


• Koja je uloga Na+/K+ ATP-aze u nastajanju akcijskog potencijala?

46


• Koja je uloga Na+/K+ ATP-aze u nastajanju akcijskog potencijala?

46


6. Sinaptički potencijali

6.1 Uvod

Nekad je postojalo mišljenje kako su sve sinaptičke veze u živčanom sustavu

ekscitacijskoga tipa. Charles Sherrington (1906.) je u svojoj studiji o spinalnim

refleksima pokazao postojanje inhibicijskih i ekscitacijskih veza među neuronima.

Četrdesetih i pedestih godina Sir John Eccles vršio je intracelularno snimanje

motornih neurona leđne moždine i došao do otkrića tzv. inhibicijskih

postsinaptičkih potencijala (IPSPs), koji su jednako važni kao i ekscitacijski

postsinaptički potencijali (EPSPs) u prenošenju informacija u neuronskim

krugovima.

Danas znamo da u zamjetno brzom prijenosu informacija pomoću

neurotransmitera (milisekunde) postoje dva osnovna mehanizma: ekscitacija i

inhibicija. Osnovna razlika je u tome što ekscitacijska neurotransmisija povećava

mogućnost nastanka akcijskog potencijala, dok inhibicijska neurotransmisija

smanjuje mogućnost nastanka akcijskog potencijala. Vjeruje se kako je najčešći

ekscitacijski neurotransmiter u mozgu glutamat ili neke druge slične aminokiseline

koje mogu aktivirati oba postsinaptička receptora (AMPA/kainatni i NMDA

receptor). Najvažniji inhibicijski neurotransmiter je GABA koji aktivira GABAA i

GABAB receptore.

Vježba 6.1: Ekscitacijski postsinaptički potencijali

Zamislite na trenutak kako snimate hipokampalne ili kortikalne piramidne

stanice (ili neurone iz bilo kojeg dijela mozga čovjeka ili životinje) i aktivirate

aferentni ekscitacijski put pomoću kratkotrajnog električnog podražaja. Zapis koji

dobijete snimanjem predstavlja brzi EPSP praćen bifazičnom hiperpolarizacijom zbog

IPSP-a (slika 6.1; desni trag zapisa). Pretpostavite da IPSP nastaje zbog aktivacije

lokalnih GABA-ergičkih neurona. I odista, kad snimate te stanice vidjet ćete kako se

one kratkotrajno aktiviraju, kao odgovor na kratkotrajnu aferentnu stimulaciju (slika

6.1.; lijevi trag zapisa). Ekscitacija nastaje zbog otpuštanja glutamata nakon aferentne

stimulacije, dok posljedični inhibicijski potencijal nastaje zbog otpuštanja GABA-e iz

lokalnih GABA-ergičkih interneurona. I te inhibicijske stanice također se podraže

zbog djelovanja glutamata nakon aferentne stimulacije (slika 6.2.)

47


6. Sinaptički potencijali

6.1 Uvod

Nekad je postojalo mišljenje kako su sve sinaptičke veze u živčanom sustavu

ekscitacijskoga tipa. Charles Sherrington (1906.) je u svojoj studiji o spinalnim

refleksima pokazao postojanje inhibicijskih i ekscitacijskih veza među neuronima.

Četrdesetih i pedestih godina Sir John Eccles vršio je intracelularno snimanje

motornih neurona leđne moždine i došao do otkrića tzv. inhibicijskih

postsinaptičkih potencijala (IPSPs), koji su jednako važni kao i ekscitacijski

postsinaptički potencijali (EPSPs) u prenošenju informacija u neuronskim

krugovima.

Danas znamo da u zamjetno brzom prijenosu informacija pomoću

neurotransmitera (milisekunde) postoje dva osnovna mehanizma: ekscitacija i

inhibicija. Osnovna razlika je u tome što ekscitacijska neurotransmisija povećava

mogućnost nastanka akcijskog potencijala, dok inhibicijska neurotransmisija

smanjuje mogućnost nastanka akcijskog potencijala. Vjeruje se kako je najčešći

ekscitacijski neurotransmiter u mozgu glutamat ili neke druge slične aminokiseline

koje mogu aktivirati oba postsinaptička receptora (AMPA/kainatni i NMDA

receptor). Najvažniji inhibicijski neurotransmiter je GABA koji aktivira GABAA i

GABAB receptore.

Vježba 6.1: Ekscitacijski postsinaptički potencijali

Zamislite na trenutak kako snimate hipokampalne ili kortikalne piramidne

stanice (ili neurone iz bilo kojeg dijela mozga čovjeka ili životinje) i aktivirate

aferentni ekscitacijski put pomoću kratkotrajnog električnog podražaja. Zapis koji

dobijete snimanjem predstavlja brzi EPSP praćen bifazičnom hiperpolarizacijom zbog

IPSP-a (slika 6.1; desni trag zapisa). Pretpostavite da IPSP nastaje zbog aktivacije

lokalnih GABA-ergičkih neurona. I odista, kad snimate te stanice vidjet ćete kako se

one kratkotrajno aktiviraju, kao odgovor na kratkotrajnu aferentnu stimulaciju (slika

6.1.; lijevi trag zapisa). Ekscitacija nastaje zbog otpuštanja glutamata nakon aferentne

stimulacije, dok posljedični inhibicijski potencijal nastaje zbog otpuštanja GABA-e iz

lokalnih GABA-ergičkih interneurona. I te inhibicijske stanice također se podraže

zbog djelovanja glutamata nakon aferentne stimulacije (slika 6.2.)

47


• Pokrenite aplikaciju CCWIN te otvorite datoteku EP_IPSP.CCS. Sad možete

izolirati EPSP od bifazičkog IPSP-a primjenom antagonista GABA receptora.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Synaptic Currents

pronađite gIPSP i promijenite vrijednost u 0. Pritisnite OK i pomoću naredbe

Overlay iz podajućeg izbornika Run usporedite EPSP prije i nakon blokiranja

inhibicije.

Možete vidjeti da EPSP postaje značajno veći nakon blokiranja inhibicije

(slika 6.2.). Kod stvarnog neuronskog kruga, jaki porast amplitude EPSP-a nakon

blokiranja inhibicije može imati za posljedicu "bježanje" ekscitacije među spojenim

ekscitacijskim neuronima (obrazac karakterističan za epileptiformne poremećaje).

Farmakolozi su iskoristili tu spoznaju u liječenju epilepsije uspostavljanjem ravnoteže

između ekscitacijskih i inhibicijskih mehanizama.

Ispitivanjem izoliranog EPSP-a otkrivate postojanje dva tipa receptora koje

selektivno aktiviraju agonisti AMPA i NMDA. Ispitivanjem naponske ovisnosti i

ionske osjetljivosti odgovora na podražaj posredovanog AMPA i NMDA receptorima,

provjerite kako oba receptor/kanal sustava propuštaju Na+ i K+ ione i stoga odgovor

nastaje na oko 0 mV.


Base current(nA) u 1.78 i vrijednost Starting Vm(mV) u 20. Pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay iz padajućeg izbornika Run promatrajte rezultat

simulacije.

EPSP se okreće prema hiperpolarizaciji obzirom da je membranski potencijal

pozitivniji prema potencijalu obrata (slika 6.2.; obrnuti EPSP). NMDA komponenta

EPSP-a ima neobično veliku naponsku ovisnost, postaje veća uz depolarizaciju iako

ste bliži potencijalu obrata! Kako biste ispitali tu činjenicu izolirajte NMDA

komponentu blokiranjem AMPA komponente pomoću selektivnog antagonista.

• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku NMDA.CCS (slika 6.3.). Sad će

aferentna stimulacija imati za posljedicu nastanak EPSP-a posredovanog

NMDA receptorom.

48


• Pokrenite aplikaciju CCWIN te otvorite datoteku EP_IPSP.CCS. Sad možete

izolirati EPSP od bifazičkog IPSP-a primjenom antagonista GABA receptora.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Synaptic Currents

pronađite gIPSP i promijenite vrijednost u 0. Pritisnite OK i pomoću naredbe

Overlay iz podajućeg izbornika Run usporedite EPSP prije i nakon blokiranja

inhibicije.

Možete vidjeti da EPSP postaje značajno veći nakon blokiranja inhibicije

(slika 6.2.). Kod stvarnog neuronskog kruga, jaki porast amplitude EPSP-a nakon

blokiranja inhibicije može imati za posljedicu "bježanje" ekscitacije među spojenim

ekscitacijskim neuronima (obrazac karakterističan za epileptiformne poremećaje).

Farmakolozi su iskoristili tu spoznaju u liječenju epilepsije uspostavljanjem ravnoteže

između ekscitacijskih i inhibicijskih mehanizama.

Ispitivanjem izoliranog EPSP-a otkrivate postojanje dva tipa receptora koje

selektivno aktiviraju agonisti AMPA i NMDA. Ispitivanjem naponske ovisnosti i

ionske osjetljivosti odgovora na podražaj posredovanog AMPA i NMDA receptorima,

provjerite kako oba receptor/kanal sustava propuštaju Na+ i K+ ione i stoga odgovor

nastaje na oko 0 mV.


Base current(nA) u 1.78 i vrijednost Starting Vm(mV) u 20. Pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay iz padajućeg izbornika Run promatrajte rezultat

simulacije.

EPSP se okreće prema hiperpolarizaciji obzirom da je membranski potencijal

pozitivniji prema potencijalu obrata (slika 6.2.; obrnuti EPSP). NMDA komponenta

EPSP-a ima neobično veliku naponsku ovisnost, postaje veća uz depolarizaciju iako

ste bliži potencijalu obrata! Kako biste ispitali tu činjenicu izolirajte NMDA

komponentu blokiranjem AMPA komponente pomoću selektivnog antagonista.

• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku NMDA.CCS (slika 6.3.). Sad će

aferentna stimulacija imati za posljedicu nastanak EPSP-a posredovanog

NMDA receptorom.

48


• Izazovite hiperpolarizaciju neurona tako da iz izbornika Parameters izaberete

Protocol te promijenite vrijednosti Base current(nA) sa 0 u -0.52 nA i Starting

Vm u -90. Pritisnite OK i pomoću Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako je EPSP posredovan NMDA-receptorom vrlo malen kod

hiperpolariziranog membranskog potencijala (slika 6.3).

• Promijenite vrijednost Base current (nA) u 0.525, a vrijednost Starting Vm u –

30. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako je EPSP veći kod depolariziranog membranskog potencijala iako

ste bliži potencijalu obrata.

Slika 6.1. Aktivacija ekscitacijske aferentne veze humanih kortikalnih piramidnih stanica ima za posljedicu ekscitaciju praćenu inhibicijskim postsinaptičkim potencijalom. Električno podraživanje aferentnog ekscitacijskog puta ima za posljedicu jaku aktivnost akcijskih potencijala u lokalnim intrakortikalnim inhibicijskim (GABAergičkim) interneuronima (lijevo) kao i izravne depolarizacije piramidnih neurona (desno, EPSP). Snažna aktivnost GABAergičkih neurona ima za posljedicu hiperpolarizaciju (inhibiciju) piramidnih stanica povećanjem vodljivosti za Cl- putem GABAA receptora i povećanjem vodljivosti za K+ putem GABAB receptora.

49


• Izazovite hiperpolarizaciju neurona tako da iz izbornika Parameters izaberete

Protocol te promijenite vrijednosti Base current(nA) sa 0 u -0.52 nA i Starting

Vm u -90. Pritisnite OK i pomoću Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako je EPSP posredovan NMDA-receptorom vrlo malen kod

hiperpolariziranog membranskog potencijala (slika 6.3).

• Promijenite vrijednost Base current (nA) u 0.525, a vrijednost Starting Vm u –

30. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako je EPSP veći kod depolariziranog membranskog potencijala iako

ste bliži potencijalu obrata.

Slika 6.1. Aktivacija ekscitacijske aferentne veze humanih kortikalnih piramidnih stanica ima za posljedicu ekscitaciju praćenu inhibicijskim postsinaptičkim potencijalom. Električno podraživanje aferentnog ekscitacijskog puta ima za posljedicu jaku aktivnost akcijskih potencijala u lokalnim intrakortikalnim inhibicijskim (GABAergičkim) interneuronima (lijevo) kao i izravne depolarizacije piramidnih neurona (desno, EPSP). Snažna aktivnost GABAergičkih neurona ima za posljedicu hiperpolarizaciju (inhibiciju) piramidnih stanica povećanjem vodljivosti za Cl- putem GABAA receptora i povećanjem vodljivosti za K+ putem GABAB receptora.

49


Slika 6.2. Ekscitacijski i inhibicijski postsinaptički potencijal. Ekscitacijski postsinaptički potencijal posredovan je AMPA i NMDA receptorima, dok je inhibicijski postsinaptički potencijal posredovan GABAA i GABAB receptorima staničnog modela. Blokiranje inhibicijskog potencijala ima za posljedicu povećanje amplitude EPSP-a. EPSP dovodi do obrata polarnosti na 0 mV.

Izmjenom izvanstanične koncentracije različitih iona, Linda Nowak, Philip

Ascher i suradnici, došli su do spoznaje o značenju iona Mg++ u izvanstaničnoj

tekućini u naponskoj ovisnosti EPSP-a posredovanog NMDA receptorom (Nowak i

sur., 1984.).

• Vratite vrijednosti Base current na 0 i Starting Vm na -55mV.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Ions promijenite

izvanstaničnu koncentraciju [Mg++]o iz vrijednosti 1.2 u 0.01 mM. Pritisnite

OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije. Uočite kako je

EPSP znatno veći nakon što ste uklonili Mg++ iz tekućeg medija (slika 6.3.).

• Ispitajte je li moguće dobiti isti učinak ako je membrana depolarizirana tako

da pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Protocol promijenite

vrijednosti Base current (nA)= u 0.525 i Starting Vm u -30. Pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

• Provjerite kakav je učinak ako je membrana hiperpolarizirana. Promijenite

vrijednost Base current u –0.52, a Starting Vm u –90mV. Pritisnite OK i

Overlay i pokušajte objasniti promjene koje vidite.

Ukoliko na zaslonu vidite samo promjene sa smanjenim vrijednostima

magnezija, učinite slijedeće:

50


Slika 6.2. Ekscitacijski i inhibicijski postsinaptički potencijal. Ekscitacijski postsinaptički potencijal posredovan je AMPA i NMDA receptorima, dok je inhibicijski postsinaptički potencijal posredovan GABAA i GABAB receptorima staničnog modela. Blokiranje inhibicijskog potencijala ima za posljedicu povećanje amplitude EPSP-a. EPSP dovodi do obrata polarnosti na 0 mV.

Izmjenom izvanstanične koncentracije različitih iona, Linda Nowak, Philip

Ascher i suradnici, došli su do spoznaje o značenju iona Mg++ u izvanstaničnoj

tekućini u naponskoj ovisnosti EPSP-a posredovanog NMDA receptorom (Nowak i

sur., 1984.).

• Vratite vrijednosti Base current na 0 i Starting Vm na -55mV.

• Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Ions promijenite

izvanstaničnu koncentraciju [Mg++]o iz vrijednosti 1.2 u 0.01 mM. Pritisnite

OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije. Uočite kako je

EPSP znatno veći nakon što ste uklonili Mg++ iz tekućeg medija (slika 6.3.).

• Ispitajte je li moguće dobiti isti učinak ako je membrana depolarizirana tako

da pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Protocol promijenite

vrijednosti Base current (nA)= u 0.525 i Starting Vm u -30. Pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

• Provjerite kakav je učinak ako je membrana hiperpolarizirana. Promijenite

vrijednost Base current u –0.52, a Starting Vm u –90mV. Pritisnite OK i

Overlay i pokušajte objasniti promjene koje vidite.

Ukoliko na zaslonu vidite samo promjene sa smanjenim vrijednostima

magnezija, učinite slijedeće:

50


• Promijenite [Mg++]o s 0 na 1.2 te pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay

promatrajte rezultat. Uočite kako ioni magnezija imaju malen učinak na EPSP

posredovan NMDA receptorom kad je membrana depolarizirana, nasuprot

hiperpolariziranom membranskom potencijalu (slika 6.3.).

Slika 6.3. Naponska ovisnost NMDA receptora posredovana je blokirajućim učinkom iona magnezija. Prilikom smanjenja koncentracije magnezija u izvanstaničnom prostoru, amplituda EPSP-a posredovanog NMDA receptorom veća je pri hiperpolariziranom membranskom potencijalu (-90 mV) nego pri depolariziranom membranskom potencijalu (-30 mV) zahvaljujući približavanju ravnotežnom potencijalu za NMDA struju (0 mV). Nasuprot tome, uz normalne vrijednosti Mg++ iona u izvanstaničnom prostoru, ovaj ion blokira NMDA struju pri hiperpolariziranom membranskom potencijalu (-55 i -90 mV) i stoga rezultira neobičnom naponskom ovisnošću.

51


• Promijenite [Mg++]o s 0 na 1.2 te pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay

promatrajte rezultat. Uočite kako ioni magnezija imaju malen učinak na EPSP

posredovan NMDA receptorom kad je membrana depolarizirana, nasuprot

hiperpolariziranom membranskom potencijalu (slika 6.3.).

Slika 6.3. Naponska ovisnost NMDA receptora posredovana je blokirajućim učinkom iona magnezija. Prilikom smanjenja koncentracije magnezija u izvanstaničnom prostoru, amplituda EPSP-a posredovanog NMDA receptorom veća je pri hiperpolariziranom membranskom potencijalu (-90 mV) nego pri depolariziranom membranskom potencijalu (-30 mV) zahvaljujući približavanju ravnotežnom potencijalu za NMDA struju (0 mV). Nasuprot tome, uz normalne vrijednosti Mg++ iona u izvanstaničnom prostoru, ovaj ion blokira NMDA struju pri hiperpolariziranom membranskom potencijalu (-55 i -90 mV) i stoga rezultira neobičnom naponskom ovisnošću.

51


Slika 6.4. Analiza naponske ovisnosti struje posredovane NMDA receptorom. (A) Aktivacija EPSP-a posredovanog NMDA receptorom pomoću tehnike priklještenja napona stanice na različite membranske potencijale uvjetuje jači, a zatim slabiji odgovor uz porast stanične depolarizacije. (B) točka vrška NMDA struje (označena kao + u dijelu A) nalazi se na osi Y dok je na osi X membranski potencijal. Uočite kako NMDA struja postaje veća kako se membranski potencijal depolarizira od -100 do -20 mV, a potom postaje manja i obrće smjer pri 0 mV. (C) uklanjanje Mg++ iz izvanstaničnog prostora ima za posljedicu izravnanje EPSP-a posredovanog NMDA receptorom. (D) točka vrška NMDA struje nalazi se na osi Y dok je na osi X membranski potencijal. Amplituda EPSP-a isključivo je određena udaljenošću od potencijala obrata (0 mV). Uočite razliku NMDA strujne skale u B i D dijelu slike. Odgovor uz normalan [Mg++]o radi usporedbe prikazan je u dijelu slike pod D.

Kako biste detaljno ispitali naponsku ovisnost odgovora posredovanog NMDA

receptorom morate primijeniti tehniku priklještenja napona.

• Pomoću programa VCWIN otvorite datoteku NMDA.VCS. Tu ćete aktivirati

sinapsu posredovanu NMDA receptorom postsinaptičkog neurona za vrijeme

priklještenja napona pri različitim membranskim potencijalima (slika 7.4A).

Mjerenjem i prikazom protoka struje kroz NMDA kanale pri različitim

vrijednostima membranskog potencijala dobit ćete grafički zapis naponske

ovisnosti NMDA struje (slika 6.4. B).

• Pomoću naredbe Begin iz padajućeg izbornika promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako se membranski potencijal depolarizira od -100 do -30 mV

52


Slika 6.4. Analiza naponske ovisnosti struje posredovane NMDA receptorom. (A) Aktivacija EPSP-a posredovanog NMDA receptorom pomoću tehnike priklještenja napona stanice na različite membranske potencijale uvjetuje jači, a zatim slabiji odgovor uz porast stanične depolarizacije. (B) točka vrška NMDA struje (označena kao + u dijelu A) nalazi se na osi Y dok je na osi X membranski potencijal. Uočite kako NMDA struja postaje veća kako se membranski potencijal depolarizira od -100 do -20 mV, a potom postaje manja i obrće smjer pri 0 mV. (C) uklanjanje Mg++ iz izvanstaničnog prostora ima za posljedicu izravnanje EPSP-a posredovanog NMDA receptorom. (D) točka vrška NMDA struje nalazi se na osi Y dok je na osi X membranski potencijal. Amplituda EPSP-a isključivo je određena udaljenošću od potencijala obrata (0 mV). Uočite razliku NMDA strujne skale u B i D dijelu slike. Odgovor uz normalan [Mg++]o radi usporedbe prikazan je u dijelu slike pod D.

Kako biste detaljno ispitali naponsku ovisnost odgovora posredovanog NMDA

receptorom morate primijeniti tehniku priklještenja napona.

• Pomoću programa VCWIN otvorite datoteku NMDA.VCS. Tu ćete aktivirati

sinapsu posredovanu NMDA receptorom postsinaptičkog neurona za vrijeme

priklještenja napona pri različitim membranskim potencijalima (slika 7.4A).

Mjerenjem i prikazom protoka struje kroz NMDA kanale pri različitim

vrijednostima membranskog potencijala dobit ćete grafički zapis naponske

ovisnosti NMDA struje (slika 6.4. B).

• Pomoću naredbe Begin iz padajućeg izbornika promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako se membranski potencijal depolarizira od -100 do -30 mV

52


(NMDA struja postaje veća iako pri većim vrijednostima depolarizacije

ponovno postaje manja i čak dolazi do obrata smjera pri 0 mV, slika 7.4.B).

• Smanjite koncentraciju izvanstaničnog magnezija [Mg++]o na 0.001 mM.

Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako EPSP posredovan NMDA receptorom više nema naponsku

ovisnost (slika 6.4. C i D)

Rezultat te simulacije navodi Vas na postavljanje hipoteze prema kojoj

NMDA receptori imaju naponsku ovisnost zato što kod hiperpolariziranog

membranskog potencijala, negativni potencijal unutar stanice privlači Mg++ koji će

pokušati ući u stanicu. Onog trenutka kada ioni magnezija uđu u NMDA kanale, isti

postaju "začepljeni" tako da nema prolaza za druge ione.

Kad je membranski potencijal depolariziran, privlačenje Mg++ za ulazak u

stanicu znatno je smanjeno. Stoga, kad su NMDA kanali otvoreni, svega ih nekoliko

ostaje začepljeno ionima Mg++.

Možete izvesti sličan pokus s izoliranim EPSP-om posredovanim AMPA

receptorom. Zaključak bi trebao biti da AMPA receptori nisu ovisni o naponu i na njih

ne utječe [Mg++]o.

Vježba 6.2: Inhibicijski postsinaptički potencijali

Blokiranjem ekscitacijskih postsinaptičkih receptora posredno pomoću

farmakoloških pripravaka ili izravno stimulacijom inhibicijskih interneurona, ispitat

ćete inhibicijske postsinaptičke potencijale.

• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku IPSPS.CCS te preko naredbe

Begin iz padajućeg izbornika Run promatrajte rezultat. Uočite bifazični ili

dvodijelni, inhibicijski potencijal. Provjerite kako je prvi dio posredovan

aktivacijom GABAA receptora, dok je drugi dio posredovan aktivacijom

GABAB receptora (slika 6.5.).

• Sad ispitajte ionski mehanizam nastanka različitih IPSP-a mijenjanjem

membranskog potencijala i koncentracije iona u tekućem izvanstaničnom

mediju. Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Protocol

promijenite vrijednost Base current (nA) od 0 u -0.38 nA te Starting Vm u -85

mV. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promotrite rezultat simulacije.

53


(NMDA struja postaje veća iako pri većim vrijednostima depolarizacije

ponovno postaje manja i čak dolazi do obrata smjera pri 0 mV, slika 7.4.B).

• Smanjite koncentraciju izvanstaničnog magnezija [Mg++]o na 0.001 mM.

Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promatrajte rezultat simulacije.

Uočite kako EPSP posredovan NMDA receptorom više nema naponsku

ovisnost (slika 6.4. C i D)

Rezultat te simulacije navodi Vas na postavljanje hipoteze prema kojoj

NMDA receptori imaju naponsku ovisnost zato što kod hiperpolariziranog

membranskog potencijala, negativni potencijal unutar stanice privlači Mg++ koji će

pokušati ući u stanicu. Onog trenutka kada ioni magnezija uđu u NMDA kanale, isti

postaju "začepljeni" tako da nema prolaza za druge ione.

Kad je membranski potencijal depolariziran, privlačenje Mg++ za ulazak u

stanicu znatno je smanjeno. Stoga, kad su NMDA kanali otvoreni, svega ih nekoliko

ostaje začepljeno ionima Mg++.

Možete izvesti sličan pokus s izoliranim EPSP-om posredovanim AMPA

receptorom. Zaključak bi trebao biti da AMPA receptori nisu ovisni o naponu i na njih

ne utječe [Mg++]o.

Vježba 6.2: Inhibicijski postsinaptički potencijali

Blokiranjem ekscitacijskih postsinaptičkih receptora posredno pomoću

farmakoloških pripravaka ili izravno stimulacijom inhibicijskih interneurona, ispitat

ćete inhibicijske postsinaptičke potencijale.

• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku IPSPS.CCS te preko naredbe

Begin iz padajućeg izbornika Run promatrajte rezultat. Uočite bifazični ili

dvodijelni, inhibicijski potencijal. Provjerite kako je prvi dio posredovan

aktivacijom GABAA receptora, dok je drugi dio posredovan aktivacijom

GABAB receptora (slika 6.5.).

• Sad ispitajte ionski mehanizam nastanka različitih IPSP-a mijenjanjem

membranskog potencijala i koncentracije iona u tekućem izvanstaničnom

mediju. Pomoću padajućeg izbornika Parameters i naredbe Protocol

promijenite vrijednost Base current (nA) od 0 u -0.38 nA te Starting Vm u -85

mV. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay promotrite rezultat simulacije.

53


Uočite prvi IPSP koji je obrnut (depolarizacijski), dok kasniji IPSP nije (još

uvijek je hiperpolarizacijski) (slika 6.5.). Vjerojatno je razlog utjecaj različitih iona

na njihov nastanak.

Ispitajte sada ovisnost različitih IPSP-a o koncentracijama iona u

izvanstaničnoj tekućini.

• Ponovno otvorite datoteku IPSPS.CCS. Pretpostavite sljedeće: rani GABAA

IPSP posredovan je ionima Cl-, što proizlazi iz rezultata ispitivanja ovisnosti o

naponu koji su pokazali obrat prema ravnotežnom potencijalu za Cl- (ECl; -75

mV).

• Smanjite [Cl-]o sa 120 na 7 mM. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay

promotrite rezultat simulacije.

Uočite kako se GABAA IPSP sad depolarizira, što ukazuje na promjenu

ravnotežnog potencijala za Cl- na način da membranski potencijal stanice postaje

pozitivan (što je u skladu s promjenom smjera protoka kloridnih iona). U stanju

mirovanja, ioni Cl- prolaze iz izvanstaničnog prostora u unutarstanični, a potom se

pomiču u obrnutom smjeru tj. iz unutarstaničnog prostora u izvanstanični (slika 6.5.;

[Cl-]i=[Cl-]o).

• Ponovno otvorite datoteku IPSPS.CSS (vraćamo se na početne vrijednosti).

• Promijenite izvanstaničnu koncentraciju K+ s 3.1 na 25 mM te vrijednost Base

current(nA) u -0.5. Uočite da se kasni GABAB IPSP depolarizira, što je

rezultat povećanja K+ vodljivosti (slika 6.5.; [K+]o=25).

Često zbunjuje podatak da se sinaptička transmisija matematički prikazuje kao

jednakost između depolarizacijskog potencijala i ekscitacijske transmisije, te

hiperpolarizacijskog sinaptičkog potencijala i inhibicijske sinaptičke transmisije.

Vidjeli ste kako hiperpolarizacijom stanice iznad ECl, hiperpolarizacijski IPSP

može postati depolarizacijski. Dovodi li to do promjene inhibicijskog sinaptičkog

potencijala u ekscitacijski? Odgovor je NE, jer je činjenica da iako se IPSP

depolarizira, njegov ravnotežni potencijal još je uvijek -75 mV, dakle 20 mV iznad

praga okidanja za nastanak akcijskog potencijala (obično -55 mV).

54


Uočite prvi IPSP koji je obrnut (depolarizacijski), dok kasniji IPSP nije (još

uvijek je hiperpolarizacijski) (slika 6.5.). Vjerojatno je razlog utjecaj različitih iona

na njihov nastanak.

Ispitajte sada ovisnost različitih IPSP-a o koncentracijama iona u

izvanstaničnoj tekućini.

• Ponovno otvorite datoteku IPSPS.CCS. Pretpostavite sljedeće: rani GABAA

IPSP posredovan je ionima Cl-, što proizlazi iz rezultata ispitivanja ovisnosti o

naponu koji su pokazali obrat prema ravnotežnom potencijalu za Cl- (ECl; -75

mV).

• Smanjite [Cl-]o sa 120 na 7 mM. Pritisnite OK i pomoću naredbe Overlay

promotrite rezultat simulacije.

Uočite kako se GABAA IPSP sad depolarizira, što ukazuje na promjenu

ravnotežnog potencijala za Cl- na način da membranski potencijal stanice postaje

pozitivan (što je u skladu s promjenom smjera protoka kloridnih iona). U stanju

mirovanja, ioni Cl- prolaze iz izvanstaničnog prostora u unutarstanični, a potom se

pomiču u obrnutom smjeru tj. iz unutarstaničnog prostora u izvanstanični (slika 6.5.;

[Cl-]i=[Cl-]o).

• Ponovno otvorite datoteku IPSPS.CSS (vraćamo se na početne vrijednosti).

• Promijenite izvanstaničnu koncentraciju K+ s 3.1 na 25 mM te vrijednost Base

current(nA) u -0.5. Uočite da se kasni GABAB IPSP depolarizira, što je

rezultat povećanja K+ vodljivosti (slika 6.5.; [K+]o=25).

Često zbunjuje podatak da se sinaptička transmisija matematički prikazuje kao

jednakost između depolarizacijskog potencijala i ekscitacijske transmisije, te

hiperpolarizacijskog sinaptičkog potencijala i inhibicijske sinaptičke transmisije.

Vidjeli ste kako hiperpolarizacijom stanice iznad ECl, hiperpolarizacijski IPSP

može postati depolarizacijski. Dovodi li to do promjene inhibicijskog sinaptičkog

potencijala u ekscitacijski? Odgovor je NE, jer je činjenica da iako se IPSP

depolarizira, njegov ravnotežni potencijal još je uvijek -75 mV, dakle 20 mV iznad

praga okidanja za nastanak akcijskog potencijala (obično -55 mV).

54


• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku IP_EPSP.CCS. Pritisnite OK i

pomoću Begin promotrite rezultat simulacije. Slika pokazuje izolirani EPSP

aktiviran pri -85 mV što dovodi do okidanja i nastanka akcijskog potencijala

(slika 6.6.; izolirani EPSP).

• Sad promijenite vrijednost gEPSP s 0.15 u 0 (čime ćete isključiti EPSP), a

zatim promijenite vrijednost gIPSP u 0.2, čime uključujete IPSP (u ovom

slučaju samo GABAA). Pritisnite OK i pomoću Begin promatrajte izgled

zapisa. Uočite kako se IPSP sad depolarizira (slika 6.6.; obrnuti IPSP).

• Nakon toga promijenite vrijednost gEPSP= ponovno u 0.15 nS, pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay promotrite rezultat simulacije. Uočite da u tom

trenutku EPSP ne dovodi do nastanka akcijskog potencijala (slika 6.6.;

EPSP+IPSP) budući da IPSP "gura" vršak EPSP-a natrag do ECl(-75 mV), ili

točnije, dalje od praga okidanja za nastanak akcijskog potencijala. Stoga su

postsinaptički potencijali koji nastaju uslijed povećanja membranske

vodljivosti i koji imaju obrat potencijala iznad praga okidanja za akcijski

potencijal (-55 mV) inhibicijski, iako se depolariziraju.

Slika 6.5. Ionska ovisnost dvije faze IPSP-a (GABAA i GABAB). Promjena koncentracije iona klora utječe na prvi IPSP posredovan GABAA receptorom; dok promjena koncentracije iona kalija utječe na drugi IPSP posredovan GABAB receptorom. Obrat GABAA IPSP-a u normalnoj otopini je -75 mV, dok je potencijal obrata GABAB IPSP-a -100 mV.

55


• Pomoću aplikacije CCWIN otvorite datoteku IP_EPSP.CCS. Pritisnite OK i

pomoću Begin promotrite rezultat simulacije. Slika pokazuje izolirani EPSP

aktiviran pri -85 mV što dovodi do okidanja i nastanka akcijskog potencijala

(slika 6.6.; izolirani EPSP).

• Sad promijenite vrijednost gEPSP s 0.15 u 0 (čime ćete isključiti EPSP), a

zatim promijenite vrijednost gIPSP u 0.2, čime uključujete IPSP (u ovom

slučaju samo GABAA). Pritisnite OK i pomoću Begin promatrajte izgled

zapisa. Uočite kako se IPSP sad depolarizira (slika 6.6.; obrnuti IPSP).

• Nakon toga promijenite vrijednost gEPSP= ponovno u 0.15 nS, pritisnite OK i

pomoću naredbe Overlay promotrite rezultat simulacije. Uočite da u tom

trenutku EPSP ne dovodi do nastanka akcijskog potencijala (slika 6.6.;

EPSP+IPSP) budući da IPSP "gura" vršak EPSP-a natrag do ECl(-75 mV), ili

točnije, dalje od praga okidanja za nastanak akcijskog potencijala. Stoga su

postsinaptički potencijali koji nastaju uslijed povećanja membranske

vodljivosti i koji imaju obrat potencijala iznad praga okidanja za akcijski

potencijal (-55 mV) inhibicijski, iako se depolariziraju.

Slika 6.5. Ionska ovisnost dvije faze IPSP-a (GABAA i GABAB). Promjena koncentracije iona klora utječe na prvi IPSP posredovan GABAA receptorom; dok promjena koncentracije iona kalija utječe na drugi IPSP posredovan GABAB receptorom. Obrat GABAA IPSP-a u normalnoj otopini je -75 mV, dok je potencijal obrata GABAB IPSP-a -100 mV.

55


Slika 6.6. Obrat (depolarizacija) IPSP-a je inhibicijski proces. Aktivacija EPSP-a ima za posljedicu nastanak akcijskog potencijala. Aktivacija IPSP-a posredovanog ionima Cl- pri membranskom potencijalu -85 mV ima za posljedicu depolarizacijski IPSP (isprekidana crta). Aktivacija EPSP-a i IPSP-a zajedno rezultira inhibicijom EPSP-a tako da više ne izbija akcijski potencijal.

56


Slika 6.6. Obrat (depolarizacija) IPSP-a je inhibicijski proces. Aktivacija EPSP-a ima za posljedicu nastanak akcijskog potencijala. Aktivacija IPSP-a posredovanog ionima Cl- pri membranskom potencijalu -85 mV ima za posljedicu depolarizacijski IPSP (isprekidana crta). Aktivacija EPSP-a i IPSP-a zajedno rezultira inhibicijom EPSP-a tako da više ne izbija akcijski potencijal.

56


6.2 Pitanja: Sinaptički potencijali

• Kakav je učinak glutamata na stanicu? Kako djeluje GABA?

• Ako se koncentracija izvanstaničnog i unutarstaničnog Cl- izjednači, hoće li

aktivacija GABAA receptora biti inhibicijska ili aktivacijska? Zašto? (To

možete ispitati ako otvorite datoteku IPSP.CCS koristeći aplikaciju CCWin,

izjednačenjem [Cl-]o=[Cl-]i, uključite Na+ i kasnu odgođenu struju K+ na 10

odnosno 2 µS).

• Koja su tri glavna čimbenika kontrole amplitude EPSP-a posredovanog

NMDA receptorom?

• Zašto EPSP posredovan NMDA i AMPA receptorom obrće polarnost pri 0

mV?

57


6.2 Pitanja: Sinaptički potencijali

• Kakav je učinak glutamata na stanicu? Kako djeluje GABA?

• Ako se koncentracija izvanstaničnog i unutarstaničnog Cl- izjednači, hoće li

aktivacija GABAA receptora biti inhibicijska ili aktivacijska? Zašto? (To

možete ispitati ako otvorite datoteku IPSP.CCS koristeći aplikaciju CCWin,

izjednačenjem [Cl-]o=[Cl-]i, uključite Na+ i kasnu odgođenu struju K+ na 10

odnosno 2 µS).

• Koja su tri glavna čimbenika kontrole amplitude EPSP-a posredovanog

NMDA receptorom?

• Zašto EPSP posredovan NMDA i AMPA receptorom obrće polarnost pri 0

mV?

57


7. Prostorna i vremenska konstanta

7.1 Uvod

Aplikacija Neurosim simulira pasivna svojstva neurona koji ne stvara akcijske

potencijale. Pretpostavimo izgled tog neurona. Neuron ima beskonačno dug akson u

kojemu su postavljene četiri elektrode. Jedna elektroda služi za injiciranje pozitivne

struje, dok preostale elektrode služe za mjerenje napona. Program daje mogućnost

promjene amplitude i trajanja injicirane struje te promjene položaja elektroda za

snimanje napona u odnosu na položaj elektrode za injiciranje struje. Također, postoji

mogućnost izmjene građe aksona prema vlastitoj želji mijenjanjem membranskih

svojstava i promjera aksona izborom odgovarajućih opcija u izborniku.

Cilj vježbe je ispitati kako promjene napona nakon injiciranja struje variraju

vremenom i udaljenošću u ovisnosti o temeljnim svojstvima aksona.

Detaljno proučite dobivene rezultate budući da je razumijevanje osnovnih

obilježja građe aksona neobično važno za razumijevanje funkcioniranja neurona u

SŽS-u.

• Pronađite folder naziva "Neurosim" i u njemu "Cable", a zatim ikonu naziva

"Cable". S obzirom da je taj program pisan u DOS verziji nećete moći koristiti

miša u daljnjem dijelu vježbe. Umjesto toga koristite tipkovnicu kao i ranije.

• Otvorite "experiment" i uočite četiri zapisa na zaslonu ekrana. Krivulje

predstavljaju napone snimljene pomoću tri elektrode u aksonu. Najveći otklon

daje elektroda za snimanje postavljena najbliže mjestu injiciranja struje.

Ljestvica u lijevom dijelu zapisa pokazuje vrijednost napona. Četvrti zapis ima

kvadratasti otklon i predstavlja podražaj injiciranom strujom. Ljestvica u

donjem desnom dijelu zapisa predstavlja jakost injicirane struje.

• GRAĐA AKSONA ponuđeni su niže navedeni parametri:

Otpor aksoplazme (Ri): To je unutarnji otpor citoplazme aksona. Ne pokazuje

značajne razlike među različitim aksonima. Prihvatljiv raspon veličine je 0,02

– 0,5 kOhm cm2

Otpor membrane (Rm): To je otpor dijela membrane po centimetru površine.

Pokazuje značajne varijacije među različitim tipovima aksona. Prihvatljiv

raspon veličine je 0,1 - 50 kOhm cm2.

58


7. Prostorna i vremenska konstanta

7.1 Uvod

Aplikacija Neurosim simulira pasivna svojstva neurona koji ne stvara akcijske

potencijale. Pretpostavimo izgled tog neurona. Neuron ima beskonačno dug akson u

kojemu su postavljene četiri elektrode. Jedna elektroda služi za injiciranje pozitivne

struje, dok preostale elektrode služe za mjerenje napona. Program daje mogućnost

promjene amplitude i trajanja injicirane struje te promjene položaja elektroda za

snimanje napona u odnosu na položaj elektrode za injiciranje struje. Također, postoji

mogućnost izmjene građe aksona prema vlastitoj želji mijenjanjem membranskih

svojstava i promjera aksona izborom odgovarajućih opcija u izborniku.

Cilj vježbe je ispitati kako promjene napona nakon injiciranja struje variraju

vremenom i udaljenošću u ovisnosti o temeljnim svojstvima aksona.

Detaljno proučite dobivene rezultate budući da je razumijevanje osnovnih

obilježja građe aksona neobično važno za razumijevanje funkcioniranja neurona u

SŽS-u.

• Pronađite folder naziva "Neurosim" i u njemu "Cable", a zatim ikonu naziva

"Cable". S obzirom da je taj program pisan u DOS verziji nećete moći koristiti

miša u daljnjem dijelu vježbe. Umjesto toga koristite tipkovnicu kao i ranije.

• Otvorite "experiment" i uočite četiri zapisa na zaslonu ekrana. Krivulje

predstavljaju napone snimljene pomoću tri elektrode u aksonu. Najveći otklon

daje elektroda za snimanje postavljena najbliže mjestu injiciranja struje.

Ljestvica u lijevom dijelu zapisa pokazuje vrijednost napona. Četvrti zapis ima

kvadratasti otklon i predstavlja podražaj injiciranom strujom. Ljestvica u

donjem desnom dijelu zapisa predstavlja jakost injicirane struje.

• GRAĐA AKSONA ponuđeni su niže navedeni parametri:

Otpor aksoplazme (Ri): To je unutarnji otpor citoplazme aksona. Ne pokazuje

značajne razlike među različitim aksonima. Prihvatljiv raspon veličine je 0,02

– 0,5 kOhm cm2

Otpor membrane (Rm): To je otpor dijela membrane po centimetru površine.

Pokazuje značajne varijacije među različitim tipovima aksona. Prihvatljiv

raspon veličine je 0,1 - 50 kOhm cm2.

58


Kapacitet membrane (Cm): To je kapacitet 1 cm2 površine membrane.

Obzirom da je najvećim dijelom određen debljinom i sastavom tj. građom

lipidnog dvosloja (sličan je kod većine stanica) ne mijenja se značajno među

aksonima. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 0,1 - 10 µF/cm2.

Radijus aksona: Prihvatljiv raspon veličine je 0,1 - 500 µm.

Vremenska i prostorna konstanta. Razmatrajući gore navedene značajke

aksona koje određuju vremensku i prostornu konstantu i otpor injiciranom

podražaju proizlazi sljedeće:

VREMENSKA KONSTANTA= CmRm*

PROSTORNA KONSTANTA= rarm /

slijedi:

rm= radius

Rm**2 π

ra= radiusRi

2*π

ulazni otpor= 2* rarm

Izvedene parametre ne možete izravno mijenjati, dok osnovne značajke

neurona možete odrediti i mijenjati u glavnom izborniku.

• Određivanje podražaja ("SET STIMULUS")

Ulaskom u taj podizbornik glavnog izbornika možete primijeniti dva podražaja

struje u akson. Više od dva podražaja možete dodati pritiskom na tipkovnicu

"space bar". Pogledajte u "Options and operations-Change Parameters" kako

unijeti novi parametar i kako se vratiti u glavni izbornik. Određeni su sljedeći

parametri:

Amplituda: Određuje amplitudu injicirane struje. Prihvatljiv raspon vrijednosti

je 0 - 999 nA.

Trajanje podražaja: Određuje trajanje injicirane struje. Prihvatljiv raspon

vrijednosti je 0 - 999 ms.

59


Kapacitet membrane (Cm): To je kapacitet 1 cm2 površine membrane.

Obzirom da je najvećim dijelom određen debljinom i sastavom tj. građom

lipidnog dvosloja (sličan je kod većine stanica) ne mijenja se značajno među

aksonima. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 0,1 - 10 µF/cm2.

Radijus aksona: Prihvatljiv raspon veličine je 0,1 - 500 µm.

Vremenska i prostorna konstanta. Razmatrajući gore navedene značajke

aksona koje određuju vremensku i prostornu konstantu i otpor injiciranom

podražaju proizlazi sljedeće:

VREMENSKA KONSTANTA= CmRm*

PROSTORNA KONSTANTA= rarm /

slijedi:

rm= radius

Rm**2 π

ra= radiusRi

2*π

ulazni otpor= 2* rarm

Izvedene parametre ne možete izravno mijenjati, dok osnovne značajke

neurona možete odrediti i mijenjati u glavnom izborniku.

• Određivanje podražaja ("SET STIMULUS")

Ulaskom u taj podizbornik glavnog izbornika možete primijeniti dva podražaja

struje u akson. Više od dva podražaja možete dodati pritiskom na tipkovnicu

"space bar". Pogledajte u "Options and operations-Change Parameters" kako

unijeti novi parametar i kako se vratiti u glavni izbornik. Određeni su sljedeći

parametri:

Amplituda: Određuje amplitudu injicirane struje. Prihvatljiv raspon vrijednosti

je 0 - 999 nA.

Trajanje podražaja: Određuje trajanje injicirane struje. Prihvatljiv raspon

vrijednosti je 0 - 999 ms.

59


Interval između dva podražaja: Dva podražaja okidaju automatski u toj

simulaciji. Prvi nastaje na početku krivulje potencijala, dok je razmak do

početka drugog automatski određen. Podražaj može nastati i automatski

pritiskom na "space bar" tijekom simulacije. Prihvatljiv raspon veličine je 0,5

- 999 ms.

• Postavljanje elektroda ("PLACE ELECTRODES")

Na raspolaganju Vam stoje tri mikroelektrode za snimanje napona označene

kao E1-E3 koje mogu biti postavljene u aksonu na različitim udaljenostima

(mjereno u milimetrima) od mjesta strujnog podražaja. Bilo koja elektroda

postavljena dalje od otprilike 4 prostorne konstante od mjesta injiciranja struje

snima izuzetno male ili gotovo nezamjetne promjene napona. Najveću i

najbržu promjenu napona zabilježit ćete ako elektrodu postavite točno na

mjesto injiciranja. Možete postaviti više od jedne elektrode na to mjesto, pa će

u tom slučaju doći do pojačanja odgovora. Prihvatljiv raspon veličina je 0 -

999 mm.

• Prikazivanje krivulja "TOGGLE TRACE"

Možete mijenjati svaku pojedinu krivulju zapisa elektroda za snimanje, zatim

brisati pomoću ("n") ili ponovno upisati pomoću ("y").

• Prikazivanje ljestvica mjerenja "DISPLAY SCALES"

Time se određuje horizontalni i vertikalni trag zapisa. Za izbor imate:

Napon: Određuje ljestvicu mjerenja za napon. Odgovara okomitoj crti na

lijevom dijelu zaslona. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 mV.

Struja: Određuje ljestvicu mjerenja za struju. Odgovara okomitoj crti na

desnom dijelu zaslona. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 nA.

Vrijeme: Odgovara vodoravnoj crti na zaslonu (apscisa). Ukoliko je vrijeme

kraće od desetine vremenske konstante, izgled zapisa na zaslonu neće biti

pregledan. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 ms.

• "ZAPIS"

• Pohranjivanje parametara "SAVE PARAMETERS"

Automatski izbor imena u slučaju pohranjivanja podataka je ".cab".

• Prikazivanje pohranjenih parametara "LOAD PARAMETERS"

60


Interval između dva podražaja: Dva podražaja okidaju automatski u toj

simulaciji. Prvi nastaje na početku krivulje potencijala, dok je razmak do

početka drugog automatski određen. Podražaj može nastati i automatski

pritiskom na "space bar" tijekom simulacije. Prihvatljiv raspon veličine je 0,5

- 999 ms.

• Postavljanje elektroda ("PLACE ELECTRODES")

Na raspolaganju Vam stoje tri mikroelektrode za snimanje napona označene

kao E1-E3 koje mogu biti postavljene u aksonu na različitim udaljenostima

(mjereno u milimetrima) od mjesta strujnog podražaja. Bilo koja elektroda

postavljena dalje od otprilike 4 prostorne konstante od mjesta injiciranja struje

snima izuzetno male ili gotovo nezamjetne promjene napona. Najveću i

najbržu promjenu napona zabilježit ćete ako elektrodu postavite točno na

mjesto injiciranja. Možete postaviti više od jedne elektrode na to mjesto, pa će

u tom slučaju doći do pojačanja odgovora. Prihvatljiv raspon veličina je 0 -

999 mm.

• Prikazivanje krivulja "TOGGLE TRACE"

Možete mijenjati svaku pojedinu krivulju zapisa elektroda za snimanje, zatim

brisati pomoću ("n") ili ponovno upisati pomoću ("y").

• Prikazivanje ljestvica mjerenja "DISPLAY SCALES"

Time se određuje horizontalni i vertikalni trag zapisa. Za izbor imate:

Napon: Određuje ljestvicu mjerenja za napon. Odgovara okomitoj crti na

lijevom dijelu zaslona. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 mV.

Struja: Određuje ljestvicu mjerenja za struju. Odgovara okomitoj crti na

desnom dijelu zaslona. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 nA.

Vrijeme: Odgovara vodoravnoj crti na zaslonu (apscisa). Ukoliko je vrijeme

kraće od desetine vremenske konstante, izgled zapisa na zaslonu neće biti

pregledan. Prihvatljiv raspon vrijednosti je 1 - 999 ms.

• "ZAPIS"

• Pohranjivanje parametara "SAVE PARAMETERS"

Automatski izbor imena u slučaju pohranjivanja podataka je ".cab".

• Prikazivanje pohranjenih parametara "LOAD PARAMETERS"

60


7.2 Zadaci – prostorna i vremenska konstanta

1. Prema prethodno navedenim formulama izračunajte:

Vremensku konstantu_______________________________________

Prostornu konstantu________________________________________

Ulazni otpor______________________________________________

2. Odredite pomoću podataka dobivenih iz mjerenja vršnog potencijala iz

krivulja dobivenih snimanjem elektrodama za snimanje kolika je vremenska konstanta

u datim eksperimentalnim uvjetima. Podudara li se izmjereni rezultat s rezultatom

dobivenim matematički u prethodnom postupku?

Vremenska konstanta=___________ms

3. U glavnom izborniku nalazi se podizbornik Build axon s temeljnim

pasivnim svojstvima neurona koje možete mijenjati prema vlastitim željama. Ispitajte

i odgovorite kako ovisi prostorna konstanta o promjeni radijusa aksona?

Ukoliko ste u pokusu dokazali tu ovisnost, potvrdite rezultat računanjem

pomoću prethodno navedenih formula.

4. Ispitajte i odgovorite kako ovisi prostorna konstanta o promjeni otpora

membrane? Što se događa ako otpor raste, a što ako otpor pada?

61


7.2 Zadaci – prostorna i vremenska konstanta

1. Prema prethodno navedenim formulama izračunajte:

Vremensku konstantu_______________________________________

Prostornu konstantu________________________________________

Ulazni otpor______________________________________________

2. Odredite pomoću podataka dobivenih iz mjerenja vršnog potencijala iz

krivulja dobivenih snimanjem elektrodama za snimanje kolika je vremenska konstanta

u datim eksperimentalnim uvjetima. Podudara li se izmjereni rezultat s rezultatom

dobivenim matematički u prethodnom postupku?

Vremenska konstanta=___________ms

3. U glavnom izborniku nalazi se podizbornik Build axon s temeljnim

pasivnim svojstvima neurona koje možete mijenjati prema vlastitim željama. Ispitajte

i odgovorite kako ovisi prostorna konstanta o promjeni radijusa aksona?

Ukoliko ste u pokusu dokazali tu ovisnost, potvrdite rezultat računanjem

pomoću prethodno navedenih formula.


membrane? Što se događa ako otpor raste, a što ako otpor pada?

61



aksoplazme? Što se događa ako otpor raste, a što ako otpor pada?

6. Ukoliko ste u eksperimentu dokazali kako prostorna konstanta ovisi o

promjeni otpora, potvrdite rezultat računanjem pomoću prethodno navedenih formula.

7. Što je vremenska konstanta? Što je prostorna konstanta? Je li sumacija

lakša (ili teža) uz veću (ili manju) prostornu i vremensku konstantu i zašto?

7.3 Vremenska konstanta i otpor ulaznog signala

Otvorite datoteku "c1". Uočite na zaslonu zapis jedne elektrode, E1 koja je

postavljena na mjesto injiciranja struje. U glavnom izborniku otvorite "experiment".

Pomoću pokazivača (u gornjem desnom dijelu zaslona nalazi se ikona u znaku

križića) izmjerite konačnu vrijednost potencijala izmjerenu elektrodom E1 i potvrdite

da je otpor ulaznog signala istovjetan zapisu u glavnom izborniku (ako se ne možete

prisjetiti te vrijednosti, vratite se u glavni izbornik pomoću <ESC>, provjerite

vrijednost i pritisnite "view").

Konačna vrijednost napona=______mV

62



aksoplazme? Što se događa ako otpor raste, a što ako otpor pada?

6. Ukoliko ste u eksperimentu dokazali kako prostorna konstanta ovisi o

promjeni otpora, potvrdite rezultat računanjem pomoću prethodno navedenih formula.

7. Što je vremenska konstanta? Što je prostorna konstanta? Je li sumacija

lakša (ili teža) uz veću (ili manju) prostornu i vremensku konstantu i zašto?

7.3 Vremenska konstanta i otpor ulaznog signala

Otvorite datoteku "c1". Uočite na zaslonu zapis jedne elektrode, E1 koja je

postavljena na mjesto injiciranja struje. U glavnom izborniku otvorite "experiment".

Pomoću pokazivača (u gornjem desnom dijelu zaslona nalazi se ikona u znaku

križića) izmjerite konačnu vrijednost potencijala izmjerenu elektrodom E1 i potvrdite

da je otpor ulaznog signala istovjetan zapisu u glavnom izborniku (ako se ne možete

prisjetiti te vrijednosti, vratite se u glavni izbornik pomoću <ESC>, provjerite

vrijednost i pritisnite "view").


62


Izmjerite napon nakon latencije jedne vremenske konstante (npr. 10ms) nakon

početka injiciranja struje.

Napon=_________mV

Izračunajte koliki je to postotak konačne vrijednosti potencijala?

=________%

Napomena: U većini udžbenika možete pročitati da je vremenska konstanta

vrijeme potrebno da injicirani strujni podražaj nabije membranski kapacitet na 63%

njegove konačne vrijednosti. Pa ipak, takva se definicija može koristiti samo za

stanicu sferičkog oblika, dok na beskonačno dugom aksonu kakav ovdje promatramo

nije primjenjiva.

Pokušajte zapamtiti i usporediti taj rezultat sa sličnim pokusom kojim se

koristi program "psp.exe" (vidi ispod).

Vratite se u glavni izbornik bez brisanja zapisa (pritisnite <ESC>).

Otvorite datoteku "c2". Uočite da je izgled zapisa istovjetan prethodnom, osim

što je membranski kapacitet dvostruko veći. Otvorite "experiment" i ponovite ista

mjerenja kao u "c1".




Napon=_________mV


=________%


63




Napon=_________mV


=________%

Napomena: U većini udžbenika možete pročitati da je vremenska konstanta

vrijeme potrebno da injicirani strujni podražaj nabije membranski kapacitet na 63%

njegove konačne vrijednosti. Pa ipak, takva se definicija može koristiti samo za

stanicu sferičkog oblika, dok na beskonačno dugom aksonu kakav ovdje promatramo

nije primjenjiva.

Pokušajte zapamtiti i usporediti taj rezultat sa sličnim pokusom kojim se

koristi program "psp.exe" (vidi ispod).


Otvorite datoteku "c2". Uočite da je izgled zapisa istovjetan prethodnom, osim

što je membranski kapacitet dvostruko veći. Otvorite "experiment" i ponovite ista

mjerenja kao u "c1".




Napon=_________mV


=________%


63


Otvorite datoteku "c3". Uočite da je membranski kapacitet ponovno vraćen na

početne vrijednosti, dok je otpor membrane dvostruko veći. Otvorite "experiment" i

ponovite ista mjerenja kao u "c2".




Napon=_________mV


=________%

Zašto je vrijednost konačnog napona različita?

Što se događa s vremenskom konstantom?


Pronađite i otvorite datoteku "c4". Membranski kapacitet i membranski otpor

ponovno su vraćeni na početne vrijednosti, dok se promijenio promjer aksona.

64


Otvorite datoteku "c3". Uočite da je membranski kapacitet ponovno vraćen na

početne vrijednosti, dok je otpor membrane dvostruko veći. Otvorite "experiment" i

ponovite ista mjerenja kao u "c2".




Napon=_________mV


=________%

Zašto je vrijednost konačnog napona različita?

Što se događa s vremenskom konstantom?


Pronađite i otvorite datoteku "c4". Membranski kapacitet i membranski otpor

ponovno su vraćeni na početne vrijednosti, dok se promijenio promjer aksona.

64


Kakve posljedice ima promjena promjera aksona u tom pokusu?


Otvorite datoteku "c5". Svi parametri osim otpora aksoplazme istovjetni su

prethodnim.

Kakve posljedice ima promjena otpora aksoplazme na ovaj pokus?

Pritisnite "c" za brisanje svih zapisa.

7.4 Prostorna konstanta

Otvorite datoteku "c6". U prikazanom pokusu tri su elektrode postavljene na

različitim udaljenostima od mjesta na kojemu je položena elektroda za injiciranje

struje. Otvorite "experiment".

Izmjerite konačne vrijednosti potencijala kod tri elektrode

E1=______mV

E2=______mV

E3=______mV Mijenjajte položaj elektroda za snimanje i odaberite barem još pet različitih udaljenosti od

elektrode za snimanje i nacrtajte grafikon odnosa konačnih vrijednosti potencijala (os y, mV) i

udaljenosti (os x, mm).

65


Kakve posljedice ima promjena promjera aksona u tom pokusu?


Otvorite datoteku "c5". Svi parametri osim otpora aksoplazme istovjetni su

prethodnim.

Kakve posljedice ima promjena otpora aksoplazme na ovaj pokus?

Pritisnite "c" za brisanje svih zapisa.

7.4 Prostorna konstanta

Otvorite datoteku "c6". U prikazanom pokusu tri su elektrode postavljene na

različitim udaljenostima od mjesta na kojemu je položena elektroda za injiciranje

struje. Otvorite "experiment".

Izmjerite konačne vrijednosti potencijala kod tri elektrode

E1=______mV

E2=______mV

E3=______mV Mijenjajte položaj elektroda za snimanje i odaberite barem još pet različitih udaljenosti od

elektrode za snimanje i nacrtajte grafikon odnosa konačnih vrijednosti potencijala (os y, mV) i

udaljenosti (os x, mm).

65


Na kojoj udaljenosti dolazi do smanjenja elektronički vođene promjene

membranskog potencijala na 37% početne vrijednosti?

Usporedite dobiveni rezultat s prostornom konstantom ponuđenom u glavnom

izborniku.

Promijenite vrijednosti pojedinačnih parametara građe aksona kao u

prethodnoj vježbi i proučite kakve učinke to ima na prostornu konstantu:

dvostruko veći kapacitet membrane:

dvostruko veći otpor membrane:

66


Na kojoj udaljenosti dolazi do smanjenja elektronički vođene promjene

membranskog potencijala na 37% početne vrijednosti?

Usporedite dobiveni rezultat s prostornom konstantom ponuđenom u glavnom

izborniku.

Promijenite vrijednosti pojedinačnih parametara građe aksona kao u

prethodnoj vježbi i proučite kakve učinke to ima na prostornu konstantu:

dvostruko veći kapacitet membrane:

dvostruko veći otpor membrane:

66


promjena promjera aksona:

promjena otpora aksoplazme:

Otvorite datoteku "c7". Razlika između tog i prethodnog pokusa je u tome što

su kod ovog ljestvice proširene, a vremenski zapis brži. Uočite da pomicanjem

elektroda duž aksona, tj. dalje od mjesta injiciranja strujnog podražaja, dolazi do sve

većeg kašnjenja u promjeni potencijala. Iako teorijski dolazi do promjene potencijala

kod svih elektroda postavljenih dalje od mjesta injiciranja struje, oblik krivulje

mijenja se tako da ona postaje gotovo izravnata sigmoidna krivulja, to više što je

elektroda postavljena dalje od mjesta injiciranja struje.

67


promjena promjera aksona:

promjena otpora aksoplazme:

Otvorite datoteku "c7". Razlika između tog i prethodnog pokusa je u tome što

su kod ovog ljestvice proširene, a vremenski zapis brži. Uočite da pomicanjem

elektroda duž aksona, tj. dalje od mjesta injiciranja strujnog podražaja, dolazi do sve

većeg kašnjenja u promjeni potencijala. Iako teorijski dolazi do promjene potencijala

kod svih elektroda postavljenih dalje od mjesta injiciranja struje, oblik krivulje

mijenja se tako da ona postaje gotovo izravnata sigmoidna krivulja, to više što je

elektroda postavljena dalje od mjesta injiciranja struje.

67


8. Sinaptička signalizacija

8.1 Uvod

U ovoj vježbi putem Interneta učit ćete o sinaptičkoj signalizaciji, o sintezi

neurotransmitera, njihovom otpuštanju u sinaptičku pukotinu, o ulozi i načinu rada

postsinaptičkih receptora te o inaktivaciji neurotransmitera. Multimedia

Neuroscience Education Project financiran je od strane National Science

Foundation (NSF) da bi se unaprijedila primjena tehnologije u neuroznanstvenoj

edukaciji. Dvodimenzionalni prikazi postaju nedostatni u prikazivanju kompleksnih

fenomena kao što je sinaptička signalizacija. U vježbi ćete sažeti i utvrditi već

postojeća znanja uz pomoć trodimenzijskih animacija na adresi:

http://www.williams.edu/imput/synapse/pages/index.html.

Kliknite na enter the site i nakon što pročitate uvodni tekst odaberite prvo od

četiri ponuđena poglavlja (I Synthesis and Storage of Neurotransmitters). Proučite

sintezu malih molekula neurotranmitera (A) odnosno sintezu neuropeptida (B)

pomažući se ponuđenim trodimenzijskim animacijama i odgovorite na pitanja

postavljena na kraju vježbe.

Vratite se na uvodnu stranicu odabirom Introduction ili Return to

Introduction, pa potom odaberite drugo poglavlje (II Neurotransmitter Release).

Proučite ciklus sinaptičkih mjehurića (A Vesicles) te odgovorite na pitanja


Opet se vratite na Introduction i odaberite treće poglavlje (III

Neurotransmitter Postsynaptic Receptors) te proučite karakteristike ionotropnih (A) i

metabotropnih (B) receptora koristeći ponuđene animacijama. Na kraju vježbe

odgovorite na postavljena pitanja.

Odaberite i četvrto poglavlje (IV Inactivation of Neurotransmitters), proučite

enzimatsku inaktivaciju (A) te “reuptake” inaktivaciju (B) uz pomoć animacija, pa


68


8. Sinaptička signalizacija

8.1 Uvod

U ovoj vježbi putem Interneta učit ćete o sinaptičkoj signalizaciji, o sintezi

neurotransmitera, njihovom otpuštanju u sinaptičku pukotinu, o ulozi i načinu rada

postsinaptičkih receptora te o inaktivaciji neurotransmitera. Multimedia

Neuroscience Education Project financiran je od strane National Science

Foundation (NSF) da bi se unaprijedila primjena tehnologije u neuroznanstvenoj

edukaciji. Dvodimenzionalni prikazi postaju nedostatni u prikazivanju kompleksnih

fenomena kao što je sinaptička signalizacija. U vježbi ćete sažeti i utvrditi već

postojeća znanja uz pomoć trodimenzijskih animacija na adresi:

http://www.williams.edu/imput/synapse/pages/index.html.

Kliknite na enter the site i nakon što pročitate uvodni tekst odaberite prvo od

četiri ponuđena poglavlja (I Synthesis and Storage of Neurotransmitters). Proučite

sintezu malih molekula neurotranmitera (A) odnosno sintezu neuropeptida (B)

pomažući se ponuđenim trodimenzijskim animacijama i odgovorite na pitanja


Vratite se na uvodnu stranicu odabirom Introduction ili Return to

Introduction, pa potom odaberite drugo poglavlje (II Neurotransmitter Release).

Proučite ciklus sinaptičkih mjehurića (A Vesicles) te odgovorite na pitanja


Opet se vratite na Introduction i odaberite treće poglavlje (III

Neurotransmitter Postsynaptic Receptors) te proučite karakteristike ionotropnih (A) i

metabotropnih (B) receptora koristeći ponuđene animacijama. Na kraju vježbe


Odaberite i četvrto poglavlje (IV Inactivation of Neurotransmitters), proučite

enzimatsku inaktivaciju (A) te “reuptake” inaktivaciju (B) uz pomoć animacija, pa


68


8.2 Multimedia Neuroscience Education Project1

Synaptic Transmission: A Four Step Proces

I.Synthesis and Storage of Neurotransmitters

A. Synthesis of small molecule neurotransmitters

Acetylcholine: a representative small molecule neurotransmitter

Uptake of choline, a precursor of acetylcholine

Choline acetyltransferase: the binding of choline and acetate

Storage of acetylcholine in vesicles

Clinical Application: Acetylcholine and Alzheimer's Disease

B. Synthesis of neuropeptide neurotransmitters

Endorphins: a representative family of neuropeptide neurotransmitters

Translation of genomic message to endorphin prepropeptide

Packaging, transport and final processing of the endorphin propeptides

Arrival of the synthesized peptide at the terminal

Clinical Application: Endorphins and Autism

II. Neurotransmitter Release

A. Vesicles

Calcium influx: initation of neurotransmitter release

Mobilization of synaptic vesicles

Role of specialized proteins

Vesicle docking, fusion, and exocytosis

Recycling of synaptic vesicles

III. Neurotransmitter Postsynaptic Receptors

A. Ionotropic (ligand-gated) receptors

1 © Williams College Neuroscience, 1998

69


8.2 Multimedia Neuroscience Education Project1

Synaptic Transmission: A Four Step Proces

I.Synthesis and Storage of Neurotransmitters


Acetylcholine: a representative small molecule neurotransmitter

Uptake of choline, a precursor of acetylcholine

Choline acetyltransferase: the binding of choline and acetate

Storage of acetylcholine in vesicles

Clinical Application: Acetylcholine and Alzheimer's Disease


Endorphins: a representative family of neuropeptide neurotransmitters

Translation of genomic message to endorphin prepropeptide

Packaging, transport and final processing of the endorphin propeptides

Arrival of the synthesized peptide at the terminal

Clinical Application: Endorphins and Autism


A. Vesicles

Calcium influx: initation of neurotransmitter release

Mobilization of synaptic vesicles

Role of specialized proteins

Vesicle docking, fusion, and exocytosis

Recycling of synaptic vesicles

III. Neurotransmitter Postsynaptic Receptors


1 © Williams College Neuroscience, 1998

69


GABAa receptors: a representative family of ligand-gated receptors

GABAa receptor function: inhibitory postsynaptic potentials

Postsynaptic GABA recognition by its receptor

Binding of GABA to receptor

Structure of the GABAa receptor

Ion channel opening: mechanism of action

Positive neuromodulation of GABAa receptors: tranquilizers

Negative neuromodualtion of GABAa receptors: anxiogenics

Clinical Application: GABA and Anxiety

B. Metabotropic (G-protein coupled) receptors

Dopamine Receptors: a representative family of metabotropic

receptors

Dopamine D1 receptor

Function of the G-protein

G-proteins, cAMP, and ion channel opening

Dopamine receptor blockade: antipsychotic drugs

Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia

IV. Inactivation of Neurotransmitters

A. Enzymatic inactivation of neurotransmitters

Acetylcholinesterase: a representative inactivation enzyme

Location, structure and function of acetylcholinesterase

Enzyme inhibition: anticholinesterases

Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and Myasthenia Gravis

B. Presynaptic transporters: inactivation of neurotransmitters by reuptake

Serotonin transporter: a representative reuptake pump

Location and structure of the serotonin transporter

Mechanism of action of the serotonin transporter

Transporter inhibition: selective serotonin reuptake inhibitors

Clinical Application: Serotonin and Depression

70


GABAa receptors: a representative family of ligand-gated receptors

GABAa receptor function: inhibitory postsynaptic potentials

Postsynaptic GABA recognition by its receptor

Binding of GABA to receptor

Structure of the GABAa receptor

Ion channel opening: mechanism of action

Positive neuromodulation of GABAa receptors: tranquilizers

Negative neuromodualtion of GABAa receptors: anxiogenics

Clinical Application: GABA and Anxiety


Dopamine Receptors: a representative family of metabotropic

receptors

Dopamine D1 receptor

Function of the G-protein

G-proteins, cAMP, and ion channel opening

Dopamine receptor blockade: antipsychotic drugs

Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia

IV. Inactivation of Neurotransmitters


Acetylcholinesterase: a representative inactivation enzyme

Location, structure and function of acetylcholinesterase

Enzyme inhibition: anticholinesterases

Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and Myasthenia Gravis

B. Presynaptic transporters: inactivation of neurotransmitters by reuptake

Serotonin transporter: a representative reuptake pump

Location and structure of the serotonin transporter

Mechanism of action of the serotonin transporter

Transporter inhibition: selective serotonin reuptake inhibitors

Clinical Application: Serotonin and Depression

70


INTRODUCTION

The nervous system is comprised of billions of specialized cells called

neurons. Efficient communication between these cells is crucial to the normal

functioning of the central and peripheral nervous systems. In this section we will

investigate the way in which the unique morphology and biochemistry of neurons

makes such communication possible.

The cell body, or soma, of a neuron is like that of any other cell, containing

mitochondria, ribosomes, a nucleus, and other essential organelles. Extending from

the cell membrane, however, is a system of dendritic branches which serve as receptor

sites for information sent from other neurons. If the dendrites receive a strong enough

signal from a neighboring nerve cell, or from several neighboring nerve cells, the

resting electrical potential of the receptor cell's membrane becomes depolarized.

Regenerating itself, this electrical signal travels down the cell's axon, a specialized

extension from the cell body which ranges from a few hundred micrometers in some

nerve cells, to over a meter in length in others. This wave of depolarization along the

axon is called an action potential. Most axons are covered by myelin, a fatty substance

that serves as an insulator and thus greatly enhances the speed of an action potential.

In between each sheath of myelin is an exposed portion of the axon called a node of

Ranvier. It is in these uninsulated areas that the actual flow of ions along the axon

takes place.

The end of the axon branches off into several terminals. Each axon terminal is

highly specialized to pass along action potentials to adjacent neurons, or target tissue,

in the neural pathway. Some cells communicate this information via electrical

synapses. In such cases, the action potential simply travels from one cell to the next

through specialized channels, called gap junctions, which connect the two cells.

Most cells, however, communicate via chemical synapses. Such cells are

separated by a space called a synaptic cleft and thus cannot transmit action potentials

directly. Instead, chemicals called neurotransmitters are used to communicate the

signal from one cell to the next. Some neurotransmitters are excitatory and depolarize

the next cell, increasing the probability that an action potential will be fired. Others

are inhibitory, causing the membrane of the next cell to hyperpolarize, thus decreasing

the probability of that the next neuron will fire an action potential.

71


INTRODUCTION

The nervous system is comprised of billions of specialized cells called

neurons. Efficient communication between these cells is crucial to the normal

functioning of the central and peripheral nervous systems. In this section we will

investigate the way in which the unique morphology and biochemistry of neurons

makes such communication possible.

The cell body, or soma, of a neuron is like that of any other cell, containing

mitochondria, ribosomes, a nucleus, and other essential organelles. Extending from

the cell membrane, however, is a system of dendritic branches which serve as receptor

sites for information sent from other neurons. If the dendrites receive a strong enough

signal from a neighboring nerve cell, or from several neighboring nerve cells, the

resting electrical potential of the receptor cell's membrane becomes depolarized.

Regenerating itself, this electrical signal travels down the cell's axon, a specialized

extension from the cell body which ranges from a few hundred micrometers in some

nerve cells, to over a meter in length in others. This wave of depolarization along the

axon is called an action potential. Most axons are covered by myelin, a fatty substance

that serves as an insulator and thus greatly enhances the speed of an action potential.

In between each sheath of myelin is an exposed portion of the axon called a node of

Ranvier. It is in these uninsulated areas that the actual flow of ions along the axon

takes place.

The end of the axon branches off into several terminals. Each axon terminal is

highly specialized to pass along action potentials to adjacent neurons, or target tissue,

in the neural pathway. Some cells communicate this information via electrical

synapses. In such cases, the action potential simply travels from one cell to the next

through specialized channels, called gap junctions, which connect the two cells.

Most cells, however, communicate via chemical synapses. Such cells are

separated by a space called a synaptic cleft and thus cannot transmit action potentials

directly. Instead, chemicals called neurotransmitters are used to communicate the

signal from one cell to the next. Some neurotransmitters are excitatory and depolarize

the next cell, increasing the probability that an action potential will be fired. Others

are inhibitory, causing the membrane of the next cell to hyperpolarize, thus decreasing

the probability of that the next neuron will fire an action potential.

71


The process by which this information is communicated is called synaptic

transmission and can be broken down into four steps. First, the neurotransmitter must

be synthesized and stored in vesicles so that when an action potential arrives at the

nerve ending, the cell is ready to pass it along to the next neuron. Next, when an

action potential does arrive at the terminal, the neurotransmitter must be quickly and

efficiently released from the terminal and into the synaptic cleft. The neurotransmitter

must then be recognized by selective receptors on the postsynaptic cell so that it can

pass along the signal and initiate another action potential. Or, in some cases, the

receptors act to block the signals of other neurons also connecting to that postsynaptic

neuron. After its recognition by the receptor, the neurotransmitter must be inactivated

so that it does not continually occupy the receptor sites of the postsynaptic cell.

Inactivation of the neurotransmitter avoids constant stimulation of the postsynaptic

cell, while at the same time freeing up the receptor sites so that they can receive

additional neurotransmitter molecules, should another action potential arrive.

Most neurotransmitters are specific for the kind of information that they are

used to convey. As a result, a certain neurotransmitter may be more highly

concentrated in one area of the brain than it is in another. In addition, the same

neurotransmitter may elicit a variety of different responses based on the type of tissue

being targeted and which other neurotransmitters, if any, are co-released. The integral

role of neurotransmitters on the normal functioning of the brain makes it clear to see

how an imbalance in any one of these chemicals could very possibly have serious

clinical implications for an individual. Whether due to genetics, drug use, the aging

process, or other various causes, biological disfunction at any of the four steps of

synaptic transmission often leads to such imbalances and is the ultimately source of

conditions such as schizophrenia, Parkinson's disease, and Alzheimer's disease. The

causes and characteristics of these conditions and others will be studied more closely

are as we focus specifically on the four steps of synaptic transmission, and trace the

actions of several important neurotransmitters.

72


The process by which this information is communicated is called synaptic

transmission and can be broken down into four steps. First, the neurotransmitter must

be synthesized and stored in vesicles so that when an action potential arrives at the

nerve ending, the cell is ready to pass it along to the next neuron. Next, when an

action potential does arrive at the terminal, the neurotransmitter must be quickly and

efficiently released from the terminal and into the synaptic cleft. The neurotransmitter

must then be recognized by selective receptors on the postsynaptic cell so that it can

pass along the signal and initiate another action potential. Or, in some cases, the

receptors act to block the signals of other neurons also connecting to that postsynaptic

neuron. After its recognition by the receptor, the neurotransmitter must be inactivated

so that it does not continually occupy the receptor sites of the postsynaptic cell.

Inactivation of the neurotransmitter avoids constant stimulation of the postsynaptic

cell, while at the same time freeing up the receptor sites so that they can receive

additional neurotransmitter molecules, should another action potential arrive.

Most neurotransmitters are specific for the kind of information that they are

used to convey. As a result, a certain neurotransmitter may be more highly

concentrated in one area of the brain than it is in another. In addition, the same

neurotransmitter may elicit a variety of different responses based on the type of tissue

being targeted and which other neurotransmitters, if any, are co-released. The integral

role of neurotransmitters on the normal functioning of the brain makes it clear to see

how an imbalance in any one of these chemicals could very possibly have serious

clinical implications for an individual. Whether due to genetics, drug use, the aging

process, or other various causes, biological disfunction at any of the four steps of

synaptic transmission often leads to such imbalances and is the ultimately source of

conditions such as schizophrenia, Parkinson's disease, and Alzheimer's disease. The

causes and characteristics of these conditions and others will be studied more closely

are as we focus specifically on the four steps of synaptic transmission, and trace the

actions of several important neurotransmitters.

72


I. Synthesis and Storage of Neurotransmitters

The first step in synaptic transmission is the synthesis and storage of

neurotransmitters. There are two broad categories of neurotransmitters. Small-

molecule neurotransmitters are synthesized locally within the axon terminal. Some of

the precursors necessary for the synthesis of these molecules are taken up by selective

transporters on the membrane of the terminal. Others are byproducts of cellular

processes that take place within the neuron itself and are thus readily available. The

enzymes necessary to catalyze an interaction among these precursors are usually

produced in the cell body and transported to the terminal by slow axonal transport.

Acetylcholine (ACh), is an example of an excitatory small-molecule

neurotransmitter. This important, well-studied neurotransmitter, made up of choline

and acetate, is found at various locations throughout the central and peripheral

nervous systems and at all neuromuscular junctions. The synthesis of ACh requires

the enzyme choline actyltransferase and, like all small-molecule neurotransmitters,

takes place within the nerve terminal.

Neuropeptides are the second category of neurotransmitters. These messengers

differ from small-molecule neurotransmitters in both size and in the way that they are

synthesized. Neuropeptides generally range from 3 to 36 amino acids in length, and

are thus larger than small-molecule neurotransmitters. Also, neuropeptides must made

in the cell body because their synthesis requires peptide bond formation. This process

is a great deal more involved than the simple enzymatic reactions involved in making

smaller neurotransmitters.

The synthesis of a neuropeptide is very much like the synthesis of any

secretory protein made by the cell. First, within the cell nucleus, gene transcription

takes place, during which a specific peptide-coding sequence of DNA is used as a

template to construct a corresponding strand of messenger RNA. The mRNA then

travels to a ribosome, where the process of translation begins. During translation, the

sequence of nucleotides that make up the mRNA act as a code to string together a

corresponding sequence of amino acids that will eventually become the neuropeptide

needed at the terminal. Before this molecule can be transported to the terminal for

release into the synaptic cleft, it must be processed in the endoplasmic reticulum (ER),

73


I. Synthesis and Storage of Neurotransmitters

The first step in synaptic transmission is the synthesis and storage of

neurotransmitters. There are two broad categories of neurotransmitters. Small-

molecule neurotransmitters are synthesized locally within the axon terminal. Some of

the precursors necessary for the synthesis of these molecules are taken up by selective

transporters on the membrane of the terminal. Others are byproducts of cellular

processes that take place within the neuron itself and are thus readily available. The

enzymes necessary to catalyze an interaction among these precursors are usually

produced in the cell body and transported to the terminal by slow axonal transport.

Acetylcholine (ACh), is an example of an excitatory small-molecule

neurotransmitter. This important, well-studied neurotransmitter, made up of choline

and acetate, is found at various locations throughout the central and peripheral

nervous systems and at all neuromuscular junctions. The synthesis of ACh requires

the enzyme choline actyltransferase and, like all small-molecule neurotransmitters,

takes place within the nerve terminal.

Neuropeptides are the second category of neurotransmitters. These messengers

differ from small-molecule neurotransmitters in both size and in the way that they are

synthesized. Neuropeptides generally range from 3 to 36 amino acids in length, and

are thus larger than small-molecule neurotransmitters. Also, neuropeptides must made

in the cell body because their synthesis requires peptide bond formation. This process

is a great deal more involved than the simple enzymatic reactions involved in making

smaller neurotransmitters.

The synthesis of a neuropeptide is very much like the synthesis of any

secretory protein made by the cell. First, within the cell nucleus, gene transcription

takes place, during which a specific peptide-coding sequence of DNA is used as a

template to construct a corresponding strand of messenger RNA. The mRNA then

travels to a ribosome, where the process of translation begins. During translation, the

sequence of nucleotides that make up the mRNA act as a code to string together a

corresponding sequence of amino acids that will eventually become the neuropeptide

needed at the terminal. Before this molecule can be transported to the terminal for

release into the synaptic cleft, it must be processed in the endoplasmic reticulum (ER),

73


packaged in the golgi apparatus, and transported in storage vesicles down the axon to

the terminal.

The endogenous opioids, a large family of neuropeptides that act as natural

analgesics, provide a good example of how post-translational processing of just one

precursor molecule can result in a whole spectrum of different, but related,

neurotransmitters. Selective cleaving and splicing of each just three precursor

molecules results in the production of the various opioids included in this family of

neurotransmitters.

Once they are synthesized, neurotransmitters, both small molecules and

neuropeptides, are stored in vesicles within the axon terminal until an action potential

arrives and they are released. Most small-molecule neurotransmitters are stored in

small vesicles that range from 40 to 60 nm in diameter and, in electron micrographs,

appear to have clear centers. The vesicles that store neuropeptides are larger, ranging

from 90 to 250 nm in diameter. These vesicles appear dark and electron-dense in

electron micrographs. For a table of small molecule neurotransmitters and their site of

synthesis, go to http://web.indstate.edu/thcme/mwking/nerves.html#table


IA1. Acetylcholine: A Representative Small Molecule

Neurotransmitter This is a side view of a human brain, facing left. The lights are showing you a

few of the areas that use the neurotransmitter acetylcholine. Let's look at one neuron

close up. Here's a neuron that starts in the septal nucleus of the hypothalamus and

sends its axon to the hippocampus. Let's follow the action potential down the axon to

the terminal to see how acetylcholine is synthesized.

Acetylcholine (ACh), the first neurotransmitter ever to be identified, is a

small- molecule excitatory neurotransmitter with a wide variety of known functions.

In the sympathetic and parasympathetic nervous systems and at all neuromuscular

junctions, ACh is used to signal muscle movement. Within the central nervous

system, cholinergic cells (neurons that use ACh as a neurotransmitter) are found in

several different locations of the brain, including the striatal complex, the basal

forebrain, the diencephalon, pontomesencephalic cell groups, and the medulla.

Depending on which area of the brain it is found in, ACh may be involved in any one

74


packaged in the golgi apparatus, and transported in storage vesicles down the axon to

the terminal.

The endogenous opioids, a large family of neuropeptides that act as natural

analgesics, provide a good example of how post-translational processing of just one

precursor molecule can result in a whole spectrum of different, but related,

neurotransmitters. Selective cleaving and splicing of each just three precursor

molecules results in the production of the various opioids included in this family of

neurotransmitters.

Once they are synthesized, neurotransmitters, both small molecules and

neuropeptides, are stored in vesicles within the axon terminal until an action potential

arrives and they are released. Most small-molecule neurotransmitters are stored in

small vesicles that range from 40 to 60 nm in diameter and, in electron micrographs,

appear to have clear centers. The vesicles that store neuropeptides are larger, ranging

from 90 to 250 nm in diameter. These vesicles appear dark and electron-dense in

electron micrographs. For a table of small molecule neurotransmitters and their site of

synthesis, go to http://web.indstate.edu/thcme/mwking/nerves.html#table


IA1. Acetylcholine: A Representative Small Molecule

Neurotransmitter This is a side view of a human brain, facing left. The lights are showing you a

few of the areas that use the neurotransmitter acetylcholine. Let's look at one neuron

close up. Here's a neuron that starts in the septal nucleus of the hypothalamus and

sends its axon to the hippocampus. Let's follow the action potential down the axon to

the terminal to see how acetylcholine is synthesized.




junctions, ACh is used to signal muscle movement. Within the central nervous

system, cholinergic cells (neurons that use ACh as a neurotransmitter) are found in

several different locations of the brain, including the striatal complex, the basal

forebrain, the diencephalon, pontomesencephalic cell groups, and the medulla.

Depending on which area of the brain it is found in, ACh may be involved in any one

74


of several different functions. Some of these functions include the conduction of pain,

the regulation of neuroendocrine function, the regulation of REM sleep cycles, and

the process of learning and memory formation.

Within the basal forebrain, it is the cholinergic cells of the septal nuclei that

play a large role in learning and memory. These neurons send major projections to the

hippocampus, a structure particularly important for the normal formation of

declarative memories. Several noteworthy clinical cases have shown that lesions in

this area of the brain alone can greatly impair an individual's ability to form new

declarative memories. It is this cholinergic system, among others, that has been shown

to suffer serious neurodegeneration in Alzheimer's disease, a condition characterized

by a significant failure of memory and other cognitive functions.

IA2. Uptake of Choline, a Precursor of Acetylcholine Here we see a section of the terminal bouton. Choline is transported into the

cell by a transporter protein in the membrane of the presynaptic neuron where it will

eventually combine with acetyl CoA to synthesize the neurotransmitter acetylcholine.

IA3. Choline Acetyltransferase: The Binding of Choline and

Acetate This animation shows the synthesis of the neurotransmitter acetylcholine.

Choline approaches from the left, while Cofactor A approaches from the top right

carrying acetate. Both bind to the much larger enzyme choline acetyltransferase. The

enzyme facilitates the transfer of acetate to the choline, producing the

neurotransmitter acetylcholine. After completing the reaction, the enzyme releases the

neurotransmitter and the Cofactor A carrier molecule.

The acetate required for the synthesis of ACh comes from Acetyl CoenzymeA.

Coenzyme A (CoA) forms a covalent bond with the acyl group in acetate and thus

serves as a carrier of the acetate. Acetyl CoA is synthesized in the mitochondria of all

cells as a by-product of the pyruvate dehydrogenase complex. Much of the Acetyl

CoA produced by this process is used to generate ATP in the Krebs cycle. However,

in cholinergic cells, some of this acetyl CoA is transported across the mitochondrial

membrane into the cytoplasm for use in the synthesis of ACh.

75


of several different functions. Some of these functions include the conduction of pain,

the regulation of neuroendocrine function, the regulation of REM sleep cycles, and

the process of learning and memory formation.

Within the basal forebrain, it is the cholinergic cells of the septal nuclei that

play a large role in learning and memory. These neurons send major projections to the

hippocampus, a structure particularly important for the normal formation of

declarative memories. Several noteworthy clinical cases have shown that lesions in

this area of the brain alone can greatly impair an individual's ability to form new

declarative memories. It is this cholinergic system, among others, that has been shown

to suffer serious neurodegeneration in Alzheimer's disease, a condition characterized

by a significant failure of memory and other cognitive functions.

IA2. Uptake of Choline, a Precursor of Acetylcholine Here we see a section of the terminal bouton. Choline is transported into the

cell by a transporter protein in the membrane of the presynaptic neuron where it will

eventually combine with acetyl CoA to synthesize the neurotransmitter acetylcholine.

IA3. Choline Acetyltransferase: The Binding of Choline and

Acetate This animation shows the synthesis of the neurotransmitter acetylcholine.

Choline approaches from the left, while Cofactor A approaches from the top right

carrying acetate. Both bind to the much larger enzyme choline acetyltransferase. The

enzyme facilitates the transfer of acetate to the choline, producing the

neurotransmitter acetylcholine. After completing the reaction, the enzyme releases the

neurotransmitter and the Cofactor A carrier molecule.

The acetate required for the synthesis of ACh comes from Acetyl CoenzymeA.

Coenzyme A (CoA) forms a covalent bond with the acyl group in acetate and thus

serves as a carrier of the acetate. Acetyl CoA is synthesized in the mitochondria of all

cells as a by-product of the pyruvate dehydrogenase complex. Much of the Acetyl

CoA produced by this process is used to generate ATP in the Krebs cycle. However,

in cholinergic cells, some of this acetyl CoA is transported across the mitochondrial

membrane into the cytoplasm for use in the synthesis of ACh.

75


Coenzyme A remains bonded to the acyl group of acetate until it reacts with

choline to form ACh. This simple, one-step reaction requires the enzyme choline

acetyltransferase (CAT). CAT is synthesized in the rough endoplasmic reticulum of

all cholinergic cells and then transported by slow axoplasmic transport to the axon

terminal, where it is readily available for the synthesis of ACh.

It is thought that acetylcholine synthesis begins with CAT first forming a

complex with acetyl CoA. Next, choline binds to an adjacent site on the enzyme.

After both precursors are bound, choline is transferred to acetyl CoA and the two

molecules form a complex. CAT and coenzyme A are then released, and what remains

is acetylcholine.

IA4. Storage of Acetylcholine in Vesicles Following its synthesis, the neurotransmitter acetylcholine travels to a vesicle,

where a transporter protein actively pumps the choline into the vesicle. Acetylcholine

is stored until the neurotransmitter needs to be released.

After its synthesis, acetylcholine (ACh) is packaged into vesicles. ACh is

transported from the cytoplasm into individual vesicles by means of a carrier protein

on the vesicle membrane called the vesicular ACh transporter (VAChT). VAChT is an

antiporter that couples an influx of ACh with an efflux of protons (H+). Once

packaged in a vesicle, acetylcholine is stored at the nerve ending until an action

potential arrives and allows for its release into the synaptic cleft.

IA5. Clinical Application: Acetylcholine and Alzheimer's Disease

The acetylcholine has been synthesized and stored in a vesicle. We zoom out

to see other vesicles inside the terminal bouton, one of the many endings of an axon.

These neurons form the septal-hippocampal pathway, a pathway that is important for

learning and memory.

During the course of the normal aging process, concentrations of ACh tend to

decrease, resulting in the sporadic lapses of short-term memory that many elderly

individuals tend to experience from time to time. This normal, non-debilitating

decline in memory, referred to as Age-Associated Memory Impairment, or benign

senescent forgetfulness, should not be confused with Alzheimer's Disease, a serious

brain disorder, in which levels of ACh can drop by up to 90 percent. The gradual

76


Coenzyme A remains bonded to the acyl group of acetate until it reacts with

choline to form ACh. This simple, one-step reaction requires the enzyme choline

acetyltransferase (CAT). CAT is synthesized in the rough endoplasmic reticulum of

all cholinergic cells and then transported by slow axoplasmic transport to the axon

terminal, where it is readily available for the synthesis of ACh.

It is thought that acetylcholine synthesis begins with CAT first forming a

complex with acetyl CoA. Next, choline binds to an adjacent site on the enzyme.

After both precursors are bound, choline is transferred to acetyl CoA and the two

molecules form a complex. CAT and coenzyme A are then released, and what remains

is acetylcholine.

IA4. Storage of Acetylcholine in Vesicles Following its synthesis, the neurotransmitter acetylcholine travels to a vesicle,

where a transporter protein actively pumps the choline into the vesicle. Acetylcholine

is stored until the neurotransmitter needs to be released.

After its synthesis, acetylcholine (ACh) is packaged into vesicles. ACh is

transported from the cytoplasm into individual vesicles by means of a carrier protein

on the vesicle membrane called the vesicular ACh transporter (VAChT). VAChT is an

antiporter that couples an influx of ACh with an efflux of protons (H+). Once

packaged in a vesicle, acetylcholine is stored at the nerve ending until an action

potential arrives and allows for its release into the synaptic cleft.

IA5. Clinical Application: Acetylcholine and Alzheimer's Disease

The acetylcholine has been synthesized and stored in a vesicle. We zoom out

to see other vesicles inside the terminal bouton, one of the many endings of an axon.

These neurons form the septal-hippocampal pathway, a pathway that is important for

learning and memory.

During the course of the normal aging process, concentrations of ACh tend to

decrease, resulting in the sporadic lapses of short-term memory that many elderly

individuals tend to experience from time to time. This normal, non-debilitating

decline in memory, referred to as Age-Associated Memory Impairment, or benign

senescent forgetfulness, should not be confused with Alzheimer's Disease, a serious

brain disorder, in which levels of ACh can drop by up to 90 percent. The gradual

76


death of cholinergic brain cells results in a progressive and significant loss of

cognitive and behavioral function.

Research in the last two decades has revealed that Alzheimer's Disease begins

in the entorhinal cortex and proceeds to the hippocampus. As hippocampal cells lose

their connection to other neurons and die, short-term memory falters and, as a result,

individuals may become easily confused. Once competent individuals may lose the

ability to remember simple facts like where they live, what year it is, or what they had

for breakfast. Next, neurons in the cerebral cortex begin to degenerate, leading to a

greater difficulty with language and judgement. Appetite may decline and individuals

may also begin to lose control over bladder and bowel function. As the disease

progresses even further, many patients cannot recognize even close members of their

family and become unable to perform simple tasks such as bathing or eating. Many

suffer from anxiety, suspiciousness, and may wander or pace. The disease finally

leads to a complete loss of mental function and an inability to communicate in any

way.

Significant loss of cholinergic neurons is not the only biological explanation

for this devastating condition. Autopsies of those who have died from Alzheimer's

reveal an abnormal presence of intracellular neurofibrillary tangles and extracellular

beta amyloid patches, called neuritic plaques, in the cholinergic pathways of the brain.

It is thought that neurofibrillary tangles are the result of a mutated protein normally

involved in the healthy functioning of microtubules. In affected cells, these tangles

interfere with axonal transport of enzymes, nutrients, and other materials essential to

the cell. The exact role of neuritic plaques in the progression of Alzheimer's disease

is, however, somewhat less clear. Excess concentrations of beta amyloid are

associated with neuron death, yet the mechanism by which this occurs is still not

known.

Though there is no cure for Alzheimer's, there are two drugs presently on the

market which can help to ease some of the symptoms of the disease. Both of these

drugs work to inhibit acetylcholinesterase, the enzyme which inactivates ACh at the

synapse. Inhibiting this enzyme prevents the normal breakdown of ACh and is a way

of compensating for the lowered concentrations of ACh characteristic of Alzheimer's

disease. Tetrohydroaminoacridine (THA), marketed in 1993 under the name Tacrine

or Cognex, was the first Alzheimer's drug to be approved by the U.S. FDA and has

77


death of cholinergic brain cells results in a progressive and significant loss of

cognitive and behavioral function.

Research in the last two decades has revealed that Alzheimer's Disease begins

in the entorhinal cortex and proceeds to the hippocampus. As hippocampal cells lose

their connection to other neurons and die, short-term memory falters and, as a result,

individuals may become easily confused. Once competent individuals may lose the

ability to remember simple facts like where they live, what year it is, or what they had

for breakfast. Next, neurons in the cerebral cortex begin to degenerate, leading to a

greater difficulty with language and judgement. Appetite may decline and individuals

may also begin to lose control over bladder and bowel function. As the disease

progresses even further, many patients cannot recognize even close members of their

family and become unable to perform simple tasks such as bathing or eating. Many

suffer from anxiety, suspiciousness, and may wander or pace. The disease finally

leads to a complete loss of mental function and an inability to communicate in any

way.

Significant loss of cholinergic neurons is not the only biological explanation

for this devastating condition. Autopsies of those who have died from Alzheimer's

reveal an abnormal presence of intracellular neurofibrillary tangles and extracellular

beta amyloid patches, called neuritic plaques, in the cholinergic pathways of the brain.

It is thought that neurofibrillary tangles are the result of a mutated protein normally

involved in the healthy functioning of microtubules. In affected cells, these tangles

interfere with axonal transport of enzymes, nutrients, and other materials essential to

the cell. The exact role of neuritic plaques in the progression of Alzheimer's disease

is, however, somewhat less clear. Excess concentrations of beta amyloid are

associated with neuron death, yet the mechanism by which this occurs is still not

known.

Though there is no cure for Alzheimer's, there are two drugs presently on the

market which can help to ease some of the symptoms of the disease. Both of these

drugs work to inhibit acetylcholinesterase, the enzyme which inactivates ACh at the

synapse. Inhibiting this enzyme prevents the normal breakdown of ACh and is a way

of compensating for the lowered concentrations of ACh characteristic of Alzheimer's

disease. Tetrohydroaminoacridine (THA), marketed in 1993 under the name Tacrine

or Cognex, was the first Alzheimer's drug to be approved by the U.S. FDA and has

77


been shown to improve memory and language deficits in early stages of the disease.

The drug is less effective in later stages when the total number of cholinergic neurons

has been reduced even further. THA is not helpful in alleviating the paranoia,

hallucinations, and aggressive behavior that many patients exhibit and has many side

effects including nausea, liver dysfunction, vomiting, diarrhea, anorexia, and

dizziness. The wide range of side effects produced by THA are due to a lack of the

drug's substrate specificity. Though it can successfully target and prevent the

breakdown of ACh in cholinergic pathways, it also reacts with additional, unrelated

chemicals in the body, thus producing the undesired symptoms. A second drug, one

with more substrate specificity, was approved by the FDA in 1996. Donepezil,

marketed under the name Aricept, targets only ACh in the brain and allows for the

same improvements in cognitive function as THA, yet without as many side effects.

Neither of these drugs, however, is a cure and neither can slow the progression

of the disease. The difficulty in finding a cure for Alzheimer's Disease reflects the

immense complexity of the condition. A deficit in ACh is only one of the many

factors contributing to this devastating brain disorder. To learn more about

Alzheimer's a helpful list of informative links can be reached at

http://www.alzweb.org.


IB1. Endorphins: A Representative Family of Neuropeptide

Neurotransmitter Many areas of the brain use endorphin neuropeptides for neurrotansmitters.

The endogenous opioids are a large family of neuropeptides widely distributed

throughout the central and peripheral nervous systems. These neurotransmitters are

crucial to the normal functioning of important processes such as motor coordination,

learning and memory, gastrointestinal function, the control of seizures, and the

hormonal regulation of the reproductive system, yet they are most often recognized

for their central role in the modulation of pain. Opiate pain-killers such as Morphine

and Demorol, as well as narcotic street drugs like Heroin, act at the receptors for these

neuropeptide neurotransmitters. In fact, opium derivatives were used for centuries in

the treatment of pain before the mechanism behind their analgesic effect was ever

understood. Once it was discovered that these chemicals work at specific receptor

78


been shown to improve memory and language deficits in early stages of the disease.

The drug is less effective in later stages when the total number of cholinergic neurons

has been reduced even further. THA is not helpful in alleviating the paranoia,

hallucinations, and aggressive behavior that many patients exhibit and has many side

effects including nausea, liver dysfunction, vomiting, diarrhea, anorexia, and

dizziness. The wide range of side effects produced by THA are due to a lack of the

drug's substrate specificity. Though it can successfully target and prevent the

breakdown of ACh in cholinergic pathways, it also reacts with additional, unrelated

chemicals in the body, thus producing the undesired symptoms. A second drug, one

with more substrate specificity, was approved by the FDA in 1996. Donepezil,

marketed under the name Aricept, targets only ACh in the brain and allows for the

same improvements in cognitive function as THA, yet without as many side effects.

Neither of these drugs, however, is a cure and neither can slow the progression

of the disease. The difficulty in finding a cure for Alzheimer's Disease reflects the

immense complexity of the condition. A deficit in ACh is only one of the many

factors contributing to this devastating brain disorder. To learn more about

Alzheimer's a helpful list of informative links can be reached at

http://www.alzweb.org.


IB1. Endorphins: A Representative Family of Neuropeptide

Neurotransmitter Many areas of the brain use endorphin neuropeptides for neurrotansmitters.

The endogenous opioids are a large family of neuropeptides widely distributed

throughout the central and peripheral nervous systems. These neurotransmitters are

crucial to the normal functioning of important processes such as motor coordination,

learning and memory, gastrointestinal function, the control of seizures, and the

hormonal regulation of the reproductive system, yet they are most often recognized

for their central role in the modulation of pain. Opiate pain-killers such as Morphine

and Demorol, as well as narcotic street drugs like Heroin, act at the receptors for these

neuropeptide neurotransmitters. In fact, opium derivatives were used for centuries in

the treatment of pain before the mechanism behind their analgesic effect was ever

understood. Once it was discovered that these chemicals work at specific receptor

78


sites in the body, it was proposed that our bodies must naturally produce chemicals

that are similar in nature and action. The endogenous opioids were subsequently

isolated and named to reflect the amazing ability of our bodies to produce its own

painkillers. These neuropeptides are often referred to as endorphins, endo- derived

from "endogenous," and -orphin derived from the suffix common in the names of

many opiates.

The endorphins consist of three subfamilies, each derived from a separate

precursor molecule. Each precursor molecule, called a "pre-propeptide," is coded for

by a separate gene and thus a separate molecule of mRNA. Each of these precursors is

made up of a chain of amino acids that can be selectively cleaved and spliced by

specific enzymes to synthesize any number of several related neuropeptides.

Proenkephalin (PENK), one of the three endogenous opioid precursors, consists of

267 amino acids and is cleaved at several loci to produce Leu-enkephalin, Met-

enkephalin, Peptides E, F, and B, in addition to several other peptides. The most

abundant of the three families of endorphins, these neuropeptides are found in many

different areas of both the central and peripheral nervous systems. They are most

concentrated, however, in the medium spiny neurons of the striatum, the ventromedial

nucleus of the hypothalamus, and the granule cells of the dentate gyrus, within the

hippocampus.

Prodynorphin (PDYN), another one of the three endogenous opioid precursors,

is a chain of 254 amino acids and can be cleaved to produce Leu-enkephalin, and

several Leu-enkephalin-containing peptides, including dynorphinA, dynorphin B, and

alpha- and beta-neoendorphin. For the most part, the distribution of these

neuropeptides closely parallels that of the neuropeptides derived from PENK. Levels

of PDYN mRNA are, however, particularly concentrated in the magnocellular cells of

the hypothalamus and in the granule cell layer of the dentate gyrus, within the

hippocampal formation.

Proopiomelanocortin (POMC) is made up of 267 amino acids which can be

cleaved to produce beta-lipoprotein and beta-endorphin, in addition to several non-

opioid neuropeptides, including ACTH, alpha-MSH, beta-MSH, and gamma-MSH.

POMC neuropeptides are found in the basal ganglia, cortex, amygdala, anterior and

intermediate lobes of the pituitary, the arcuate nucleus of the hypothalamus, and the

nucleus tractus solitarius in the medulla.

79


sites in the body, it was proposed that our bodies must naturally produce chemicals

that are similar in nature and action. The endogenous opioids were subsequently

isolated and named to reflect the amazing ability of our bodies to produce its own

painkillers. These neuropeptides are often referred to as endorphins, endo- derived

from "endogenous," and -orphin derived from the suffix common in the names of

many opiates.

The endorphins consist of three subfamilies, each derived from a separate

precursor molecule. Each precursor molecule, called a "pre-propeptide," is coded for

by a separate gene and thus a separate molecule of mRNA. Each of these precursors is

made up of a chain of amino acids that can be selectively cleaved and spliced by

specific enzymes to synthesize any number of several related neuropeptides.

Proenkephalin (PENK), one of the three endogenous opioid precursors, consists of

267 amino acids and is cleaved at several loci to produce Leu-enkephalin, Met-

enkephalin, Peptides E, F, and B, in addition to several other peptides. The most

abundant of the three families of endorphins, these neuropeptides are found in many

different areas of both the central and peripheral nervous systems. They are most

concentrated, however, in the medium spiny neurons of the striatum, the ventromedial

nucleus of the hypothalamus, and the granule cells of the dentate gyrus, within the

hippocampus.

Prodynorphin (PDYN), another one of the three endogenous opioid precursors,

is a chain of 254 amino acids and can be cleaved to produce Leu-enkephalin, and

several Leu-enkephalin-containing peptides, including dynorphinA, dynorphin B, and

alpha- and beta-neoendorphin. For the most part, the distribution of these

neuropeptides closely parallels that of the neuropeptides derived from PENK. Levels

of PDYN mRNA are, however, particularly concentrated in the magnocellular cells of

the hypothalamus and in the granule cell layer of the dentate gyrus, within the

hippocampal formation.

Proopiomelanocortin (POMC) is made up of 267 amino acids which can be

cleaved to produce beta-lipoprotein and beta-endorphin, in addition to several non-

opioid neuropeptides, including ACTH, alpha-MSH, beta-MSH, and gamma-MSH.

POMC neuropeptides are found in the basal ganglia, cortex, amygdala, anterior and

intermediate lobes of the pituitary, the arcuate nucleus of the hypothalamus, and the

nucleus tractus solitarius in the medulla.

79


IB2. Translation of Genomic Message to Endorphin

Prepropeptide Synthesis of neuropeptides starts with the transcription of the DNA code by

messenger RNA. The messenger RNA then binds with ribosomes to create a long

chain of amino acids called a propetide. The propeptide, with the enzyme protease,

enters the Golgi apparatus where they are both packaged into a vesicle to be sent

down the axon. The processing of neuropeptide precursors, which takes place within

the endoplasmic reticulum, Golgi apparatus, and transporting vesicles, makes it

possible for neurons to synthesize a large number of endogenous opioids from just

three different pe ptide chains. Such post-translational processing also makes it

possible for cells to efficiently react to changing environmental conditions. Because

much of the post-translational processing is regulated by feedback mechanisms, the

concentration of a pa rticular neurotransmitter can be altered simply, by splicing one

of the three precursor peptides at different signal sites instead of altering the level of

mRNA that is constructed during transcription in the nucleus.

Gene transcription in the nucleus results in a newly formed protein-coding

strand of mRNA. This mRNA molecule travels to the cytoplasm, where translation

begins on a free-floating ribosome. In the case of neuropeptides, translation starts with

th e construction of a "signal sequence" at the N-terminus of the peptide. This short

sequence of hydrophobic amino acids directs the mRNA, the attached ribosome, and

the "nascent" peptide chain to the membrane of the endoplasmic reticulum (ER).

The translational complex binds to the endoplasmic reticulum (ER)

membrane, translation continues, and the growing chain of polypeptides is "fed" into

the lumen of the ER. When transcription is complete, the result is a string of amino

acids contained completely within the ER lumen and anchored to the membrane by

the signal sequence.

Processing of the pre-propeptide in the endoplasmic reticulum (ER) begins

with the cleavage of the signal sequence by an enzyme called a signal peptidase.

Peptidases are enzymes which cleave designated sections of a propeptide by

hydrolyzing the peptide bonds that hold amino acids together. Specific sequences

along the chain of amino acids serve as signals to direct the enzymes where to cleave.

The ER contains numerous peptidases, each type recognizing different signals and

cleaving at different locations, resulting in the specificity necessary to synthesize the

80


IB2. Translation of Genomic Message to Endorphin

Prepropeptide Synthesis of neuropeptides starts with the transcription of the DNA code by

messenger RNA. The messenger RNA then binds with ribosomes to create a long

chain of amino acids called a propetide. The propeptide, with the enzyme protease,

enters the Golgi apparatus where they are both packaged into a vesicle to be sent

down the axon. The processing of neuropeptide precursors, which takes place within

the endoplasmic reticulum, Golgi apparatus, and transporting vesicles, makes it

possible for neurons to synthesize a large number of endogenous opioids from just

three different pe ptide chains. Such post-translational processing also makes it

possible for cells to efficiently react to changing environmental conditions. Because

much of the post-translational processing is regulated by feedback mechanisms, the

concentration of a pa rticular neurotransmitter can be altered simply, by splicing one

of the three precursor peptides at different signal sites instead of altering the level of

mRNA that is constructed during transcription in the nucleus.

Gene transcription in the nucleus results in a newly formed protein-coding

strand of mRNA. This mRNA molecule travels to the cytoplasm, where translation

begins on a free-floating ribosome. In the case of neuropeptides, translation starts with

th e construction of a "signal sequence" at the N-terminus of the peptide. This short

sequence of hydrophobic amino acids directs the mRNA, the attached ribosome, and

the "nascent" peptide chain to the membrane of the endoplasmic reticulum (ER).

The translational complex binds to the endoplasmic reticulum (ER)

membrane, translation continues, and the growing chain of polypeptides is "fed" into

the lumen of the ER. When transcription is complete, the result is a string of amino

acids contained completely within the ER lumen and anchored to the membrane by

the signal sequence.

Processing of the pre-propeptide in the endoplasmic reticulum (ER) begins

with the cleavage of the signal sequence by an enzyme called a signal peptidase.

Peptidases are enzymes which cleave designated sections of a propeptide by

hydrolyzing the peptide bonds that hold amino acids together. Specific sequences

along the chain of amino acids serve as signals to direct the enzymes where to cleave.

The ER contains numerous peptidases, each type recognizing different signals and

cleaving at different locations, resulting in the specificity necessary to synthesize the

80


wide range of neurotransmitters that may be derived from just one propeptide (in this

case, the synthesis of one of several possible endogenous opioids from one of three

precursor peptides). Which enzymes are present in a particular neuron dictates which

neuropeptides will be synthesized and ultimately depends upon the genes that are

expressed by the cell, the changing demands of the cell, and which area of the brain

the cell is located in.

After processing in the Endoplasmic Reticulum (ER), a sequence of amino

acids on the propeptide directs the molecule to the Golgi apparatus, where it is further

processed by peptidases, packaged into a vesicle along with a pool of peptidases, and

released for transport down the axon.

IB3. Packaging, Transport and Final Processing of the Endorphin

Propeptides The vesicle is actively transported down the axon along microtubules, seen in

yellow, getting passed from one kinesin protein to the next. Meanwhile, inside the

vesicle, enzymes called proteases, which were packaged into the vesicle with the

propeptide, cleave the longer propeptide chain into several smaller pieces. These

small chains, shown here in dark green, are the active neurotransmitters. The extra

yellow pieces are inactive. Leaving the cell body, the vesicle contains both chains of

amino acids and proteases which cleave the peptide chain, creating a vesicle filled

with both active neurotransmitter and excess amino acid chains. Fast anterograde

transport is the means by which materials produced in the cell body are carried,

enclosed by vesicles, down the axon to the terminals of the nerve cell. This process is

dependent upon a system of microtubules running lengthwise along the interior of the

axon. These microtubules provide a track by which the direction of vesicle movement

is guided. The actual movement of vesicles down the axon is facilitated by a second

protein called kinesin. Kinesin is a rod-shaped ATP-ase which forms cross-bridges

between individual vesicles and microtubules. At one end of the kinesin molecule are

two globular heads which bind to the microtubule. The other end is characterized by a

fan-shaped tail which binds to proteins on the vesicular membrane. A hinge along the

middle of the rod allows the kinesin molecule to bend and pass the vesicle on to other

kinesin molecules further down the axon. The vesicle thus slides along the length of

81


wide range of neurotransmitters that may be derived from just one propeptide (in this

case, the synthesis of one of several possible endogenous opioids from one of three

precursor peptides). Which enzymes are present in a particular neuron dictates which

neuropeptides will be synthesized and ultimately depends upon the genes that are

expressed by the cell, the changing demands of the cell, and which area of the brain

the cell is located in.

After processing in the Endoplasmic Reticulum (ER), a sequence of amino

acids on the propeptide directs the molecule to the Golgi apparatus, where it is further

processed by peptidases, packaged into a vesicle along with a pool of peptidases, and

released for transport down the axon.

IB3. Packaging, Transport and Final Processing of the Endorphin

Propeptides The vesicle is actively transported down the axon along microtubules, seen in

yellow, getting passed from one kinesin protein to the next. Meanwhile, inside the

vesicle, enzymes called proteases, which were packaged into the vesicle with the

propeptide, cleave the longer propeptide chain into several smaller pieces. These

small chains, shown here in dark green, are the active neurotransmitters. The extra

yellow pieces are inactive. Leaving the cell body, the vesicle contains both chains of

amino acids and proteases which cleave the peptide chain, creating a vesicle filled

with both active neurotransmitter and excess amino acid chains. Fast anterograde

transport is the means by which materials produced in the cell body are carried,

enclosed by vesicles, down the axon to the terminals of the nerve cell. This process is

dependent upon a system of microtubules running lengthwise along the interior of the

axon. These microtubules provide a track by which the direction of vesicle movement

is guided. The actual movement of vesicles down the axon is facilitated by a second

protein called kinesin. Kinesin is a rod-shaped ATP-ase which forms cross-bridges

between individual vesicles and microtubules. At one end of the kinesin molecule are

two globular heads which bind to the microtubule. The other end is characterized by a

fan-shaped tail which binds to proteins on the vesicular membrane. A hinge along the

middle of the rod allows the kinesin molecule to bend and pass the vesicle on to other

kinesin molecules further down the axon. The vesicle thus slides along the length of

81


the axon in a stop-and-go (saltatory) fashion, from kinesin to kinesin, until it reaches

the terminal.

The majority of neuropeptide-processing takes place within the vesicle as it

travels down the axon. This is where PENK, for example, may be cleaved to produce

four copies of Met-enkephalin (ME), a single copy of Leu-enkephalin (LE), and

single copies of the extended MEs, ME-Arg-Gly-Leu and ME-Arg-Phe. PENK may

also be cleaved into larger ME- and LE-containing fragments to produce Peptides E,

F, and B. ME and LE share similar structures. Both are relatively simple peptides

made up of five amino acids (pentapeptides). The chemical structure of LE is H-

tyrosine-glycine-glycine-phenylalanine-leucine-OH, while the structure for ME is the

same, except for the last amino acid: H-tyrosine-glycine-glycine-phenylalanine-

methionine-OH. The larger LE- or ME-containing peptides derived from PENK

contain within their structure one of these two base chains in addition to any number

of adjacent amino acids that make up the propeptide chain.

IB4. Arrival of the Synthesized Peptide at the Terminal The vesicle, with the small active neuropeptides inside, comes to the end of

the axon and binds to the vesicle cage in the terminal.

Vesicles containing neuropeptide neurotransmitters are referred to as large

dense-core vesicles, as compared to the small clear-core vesicles containing small

molecule neurotransmitters. This refers to the larger amount of material inside the

dense-core vesicles, which contain not only neurotransmitters, but also proteases and

other peptide chains that have been cleaved from the active neurotransmitter. Large

dense core vesicles also tend to be stored, in cages in the bouton, farther from the

synapse than the small clear-core vesicles; this means that the release of neuropeptide

neurotransmitters generally has a longer delay than the release of small molecule

neurotransmitters. When it arrives at the terminal, the necessary neurotransmitter has

been fully synthesized and processed and is ready for release.

The vesicles are held in place by the interaction of synapsin and actin

molecules. Synapsin I, found on the membrane of the pre-synaptic vesicles, binds to

actin filaments, microtubules, spectrin, and other elements of the cytoskeleton to hold

the vesicle in a "cage," awaiting an action potential. For a more in depth report on the

82


the axon in a stop-and-go (saltatory) fashion, from kinesin to kinesin, until it reaches

the terminal.

The majority of neuropeptide-processing takes place within the vesicle as it

travels down the axon. This is where PENK, for example, may be cleaved to produce

four copies of Met-enkephalin (ME), a single copy of Leu-enkephalin (LE), and

single copies of the extended MEs, ME-Arg-Gly-Leu and ME-Arg-Phe. PENK may

also be cleaved into larger ME- and LE-containing fragments to produce Peptides E,

F, and B. ME and LE share similar structures. Both are relatively simple peptides

made up of five amino acids (pentapeptides). The chemical structure of LE is H-

tyrosine-glycine-glycine-phenylalanine-leucine-OH, while the structure for ME is the

same, except for the last amino acid: H-tyrosine-glycine-glycine-phenylalanine-

methionine-OH. The larger LE- or ME-containing peptides derived from PENK

contain within their structure one of these two base chains in addition to any number

of adjacent amino acids that make up the propeptide chain.

IB4. Arrival of the Synthesized Peptide at the Terminal The vesicle, with the small active neuropeptides inside, comes to the end of

the axon and binds to the vesicle cage in the terminal.

Vesicles containing neuropeptide neurotransmitters are referred to as large

dense-core vesicles, as compared to the small clear-core vesicles containing small

molecule neurotransmitters. This refers to the larger amount of material inside the

dense-core vesicles, which contain not only neurotransmitters, but also proteases and

other peptide chains that have been cleaved from the active neurotransmitter. Large

dense core vesicles also tend to be stored, in cages in the bouton, farther from the

synapse than the small clear-core vesicles; this means that the release of neuropeptide

neurotransmitters generally has a longer delay than the release of small molecule

neurotransmitters. When it arrives at the terminal, the necessary neurotransmitter has

been fully synthesized and processed and is ready for release.

The vesicles are held in place by the interaction of synapsin and actin

molecules. Synapsin I, found on the membrane of the pre-synaptic vesicles, binds to

actin filaments, microtubules, spectrin, and other elements of the cytoskeleton to hold

the vesicle in a "cage," awaiting an action potential. For a more in depth report on the

82


energy requirements and kinetics of synapsin's binding to synaptic vesicles, go to

http://physiology.cup.cam.ac.uk/JPhysiol/1997/504p3/7005/7005

IB5. Clinical Applications: Endorphins and Autism The vesicles, filled with active neurotransmitter and other material, remain in

the bouton awaiting an action potential. In times of stress and injury, endorphin levels

increase and their release allows us, and other animals, to ignore pain. Such a

mechanism is adaptive, allowing us to focus our energy on productive behaviors that

will help us to escape potentially harmful situations. Thus, if you are bitten by a snake

in the woods, you may not feel the pain as you run away at top speed from the

dangerous animal.

Endogenous opioids, through their analgesic qualities, are also thought to

mediate the motivation that many animals exhibit for forming social attachments. In

the absence of pain, the release of endorphins can result in feelings of well-being and

sensations of pleasure. Accepting the fact that social attachments tend to be adaptive

(i.e. lions are more likely to find food if they hunt as a pride, children are more likely

to survive if they are taken care of by their mother, etc.), it is not unreasonable to

hypothesize that a reward mechanism, in the form of endorphin release, exists to

promote such adaptive behaviors. Thus, we seek social attachments and interactions to

increase the natural release of endorphins, which, in turn motivates us to continue to

seek such attachments.

The idea that the formation of social attachments is mediated by endogenous

opiates is supported by the fact that, in most cases, social isolation results in a state of

distress. When juvenile guinea pigs are removed from their mothers and isolated from

all social interaction, their level of distress can be quantified by measuring distress

vocalizations (i.e. crying). If separation distress is indeed mediated by a lack (or

lowered level) of endogenous opioids, then administering an opiate agonist, a

substance that mimics the action of the endogenous opioids, should alleviate such

distress. This is just what has been shown. When juvenile guinea pigs are separated

from their mothers and isolated from any social contact, those treated with Morphine,

an opiate agonist, show a markedly lower level of distress vocalizations than those in

a control condition. (Herman and Panksepp, 1977).

83


energy requirements and kinetics of synapsin's binding to synaptic vesicles, go to

http://physiology.cup.cam.ac.uk/JPhysiol/1997/504p3/7005/7005

IB5. Clinical Applications: Endorphins and Autism The vesicles, filled with active neurotransmitter and other material, remain in

the bouton awaiting an action potential. In times of stress and injury, endorphin levels

increase and their release allows us, and other animals, to ignore pain. Such a

mechanism is adaptive, allowing us to focus our energy on productive behaviors that

will help us to escape potentially harmful situations. Thus, if you are bitten by a snake

in the woods, you may not feel the pain as you run away at top speed from the

dangerous animal.

Endogenous opioids, through their analgesic qualities, are also thought to

mediate the motivation that many animals exhibit for forming social attachments. In

the absence of pain, the release of endorphins can result in feelings of well-being and

sensations of pleasure. Accepting the fact that social attachments tend to be adaptive

(i.e. lions are more likely to find food if they hunt as a pride, children are more likely

to survive if they are taken care of by their mother, etc.), it is not unreasonable to

hypothesize that a reward mechanism, in the form of endorphin release, exists to

promote such adaptive behaviors. Thus, we seek social attachments and interactions to

increase the natural release of endorphins, which, in turn motivates us to continue to

seek such attachments.

The idea that the formation of social attachments is mediated by endogenous

opiates is supported by the fact that, in most cases, social isolation results in a state of

distress. When juvenile guinea pigs are removed from their mothers and isolated from

all social interaction, their level of distress can be quantified by measuring distress

vocalizations (i.e. crying). If separation distress is indeed mediated by a lack (or

lowered level) of endogenous opioids, then administering an opiate agonist, a

substance that mimics the action of the endogenous opioids, should alleviate such

distress. This is just what has been shown. When juvenile guinea pigs are separated

from their mothers and isolated from any social contact, those treated with Morphine,

an opiate agonist, show a markedly lower level of distress vocalizations than those in

a control condition. (Herman and Panksepp, 1977).

83


Administering opiate agonists not only alleviates the distress that results from

social isolation but has also been shown to reduce the need to seek out social

attachments. Measures of infant/maternal proximity-maintenance time provide an

animal model to which we can compare approach attachment behavior normally

exhibited by humans. When guinea pigs are treated with Morphine, the amount of

time they choose to spend in close proximity to their mothers is significantly lower

than juveniles not given the opiate agonist. (Herman and Panksepp, 1977). Such

findings support the idea that direct administration of opiate agonists replaces the

need to form social bonds, a process which naturally raises endorphin levels. If

artificial opiates are administered to an individual, that individual then has no

motivation to take the actions (i.e. seeking out social attachments) that would

naturally raise levels of endogenous opioids. Such individuals thus avoid these

actions.

This finding can be observed in humans who are addicted to narcotic

analgesics such as Morphine and Heroin. Individuals dependent on such drugs are

activating their opioid receptors on a regular basis, thus substituting the need for

normal social behavior. As a result, these individuals tend to be emotionally and

socially withdrawn. They also tend to exhibit a decreased interest in other endorphin-

releasing stimuli, such as food and sex. Interestingly, many of the withdrawal

symptoms exhibited by recovering heroin addicts are similar to the expressions of

grief exhibited by those who have recently suffered the loss a loved social one: crying,

depression, insomnia, irritability, and anorexia.

If individuals who artificially introduce opiates into their bodies exhibit

abnormal social and emotional behaviors, it seems possible that similar avoidance

behaviors in non-dependent individuals could signal a clinical condition in which

naturally-occurring endogenous opioids are present in abnormally high

concentrations. In fact, overactive opioid neurons are thought to be one of the

physiological explanations behind Autism, a pervasive developmental disorder

characterized by mildly to severely impaired social interaction. Autism affects two to

ten out of every 10,000 people, with males four times as likely as females to develop

the condition. It is thought that autistic children lack normal concentrations of the

enzymes necessary to break down endorphins. As a result, the brain of an autistic

individual remains saturated with opioids.

84


Administering opiate agonists not only alleviates the distress that results from

social isolation but has also been shown to reduce the need to seek out social

attachments. Measures of infant/maternal proximity-maintenance time provide an

animal model to which we can compare approach attachment behavior normally

exhibited by humans. When guinea pigs are treated with Morphine, the amount of

time they choose to spend in close proximity to their mothers is significantly lower

than juveniles not given the opiate agonist. (Herman and Panksepp, 1977). Such

findings support the idea that direct administration of opiate agonists replaces the

need to form social bonds, a process which naturally raises endorphin levels. If

artificial opiates are administered to an individual, that individual then has no

motivation to take the actions (i.e. seeking out social attachments) that would

naturally raise levels of endogenous opioids. Such individuals thus avoid these

actions.

This finding can be observed in humans who are addicted to narcotic

analgesics such as Morphine and Heroin. Individuals dependent on such drugs are

activating their opioid receptors on a regular basis, thus substituting the need for

normal social behavior. As a result, these individuals tend to be emotionally and

socially withdrawn. They also tend to exhibit a decreased interest in other endorphin-

releasing stimuli, such as food and sex. Interestingly, many of the withdrawal

symptoms exhibited by recovering heroin addicts are similar to the expressions of

grief exhibited by those who have recently suffered the loss a loved social one: crying,

depression, insomnia, irritability, and anorexia.

If individuals who artificially introduce opiates into their bodies exhibit

abnormal social and emotional behaviors, it seems possible that similar avoidance

behaviors in non-dependent individuals could signal a clinical condition in which

naturally-occurring endogenous opioids are present in abnormally high

concentrations. In fact, overactive opioid neurons are thought to be one of the

physiological explanations behind Autism, a pervasive developmental disorder

characterized by mildly to severely impaired social interaction. Autism affects two to

ten out of every 10,000 people, with males four times as likely as females to develop

the condition. It is thought that autistic children lack normal concentrations of the

enzymes necessary to break down endorphins. As a result, the brain of an autistic

individual remains saturated with opioids.

84


It is thought that excessive opioid activity in autistic infants may interfere with

many of the various early childhood socialization experiences. The first symptoms

usually appear during the first three years of childhood and may include a failure of

the child to respond to his or her name, a failure to respond to other people's emotions,

difficulty in interpreting tone of voice, or difficulty in interpreting the facial

expressions of others. Autistic children tend to develop speech at a later age and may

refer to themselves by name, instead of "I" or "me." Later, they seem uninterested in

developing friendships and seem unable to initiate or sustain logical conversations

with others. Many use a sing-song voice to speak on a narrow range of seemingly odd

topics, with little regard for the interest level of the other person.

In addition to demonstrating an abnormal disregard for seeking social

attachments and interactions, autism is often marked by a stubborn adherence to

specific routines and rituals. Individuals often become upset by any change in their

normal routine. Many autistics also exhibit abnormal responses to auditory, tactile,

and other sensory stimulation. Perhaps because of increased opioid activity, these

individuals often exhibit a reduced sensitivity to pain, yet a negative hyper-sensitivity

to other sensations ordinarily thought of as benign, or even pleasurable. This might

explain why certain autistic children avoid hugging or cuddling with parents.

(www.autism.org) Such individuals often engage in repetitive, "self-stimulatory," and

sometimes self-injurious behavior, such as rocking, hair-twirling, biting, and head-

banging. One theory suggests that autistics engage in this seemingly self-injurious

behavior to stimulate the pain-induced release of endogenous opiates.

If an excess of opoid activity is, in fact, responsible for causing the

characteristic behaviors associated with autism, then blocking the receptors for these

neurotransmitters should prove to be an effective treatment for this disorder.

Naltrexone is an opiate antagonist which is thought to aid in the treatment of autistic

behaviors. An antagonist is a substance which blocks the receptors for a specific

neurotransmitter. In several trials, naltrexone helped to increase socialization, eye

contact, and general happiness in autistic individuals. In addition, pain sensitivity was

normalized, and a decrease in self-injurious and other self stimulatory behaviors was

observed. (www.autism.org/naltrex.html) Not all trials, however, offer such promising

results. In some cases the administration of Naltrexone helped to significantly reduce

85


It is thought that excessive opioid activity in autistic infants may interfere with

many of the various early childhood socialization experiences. The first symptoms

usually appear during the first three years of childhood and may include a failure of

the child to respond to his or her name, a failure to respond to other people's emotions,

difficulty in interpreting tone of voice, or difficulty in interpreting the facial

expressions of others. Autistic children tend to develop speech at a later age and may

refer to themselves by name, instead of "I" or "me." Later, they seem uninterested in

developing friendships and seem unable to initiate or sustain logical conversations

with others. Many use a sing-song voice to speak on a narrow range of seemingly odd

topics, with little regard for the interest level of the other person.

In addition to demonstrating an abnormal disregard for seeking social

attachments and interactions, autism is often marked by a stubborn adherence to

specific routines and rituals. Individuals often become upset by any change in their

normal routine. Many autistics also exhibit abnormal responses to auditory, tactile,

and other sensory stimulation. Perhaps because of increased opioid activity, these

individuals often exhibit a reduced sensitivity to pain, yet a negative hyper-sensitivity

to other sensations ordinarily thought of as benign, or even pleasurable. This might

explain why certain autistic children avoid hugging or cuddling with parents.

(www.autism.org) Such individuals often engage in repetitive, "self-stimulatory," and

sometimes self-injurious behavior, such as rocking, hair-twirling, biting, and head-

banging. One theory suggests that autistics engage in this seemingly self-injurious

behavior to stimulate the pain-induced release of endogenous opiates.

If an excess of opoid activity is, in fact, responsible for causing the

characteristic behaviors associated with autism, then blocking the receptors for these

neurotransmitters should prove to be an effective treatment for this disorder.

Naltrexone is an opiate antagonist which is thought to aid in the treatment of autistic

behaviors. An antagonist is a substance which blocks the receptors for a specific

neurotransmitter. In several trials, naltrexone helped to increase socialization, eye

contact, and general happiness in autistic individuals. In addition, pain sensitivity was

normalized, and a decrease in self-injurious and other self stimulatory behaviors was

observed. (www.autism.org/naltrex.html) Not all trials, however, offer such promising

results. In some cases the administration of Naltrexone helped to significantly reduce

85


only some characteristic behaviors, while other behaviors remained at baseline. In

other trials there was no observable change in behavior at all.

Because autism is a disorder defined by a wide range of symptoms and

behaviors, each individual presents a unique range of characteristics and differs in his

or her level of severity. In addition, many autistics are plagued by a number of

associated neurological disorders ranging from attention deficit hyperactivity disorder

to profound mental retardation. The efficacy of Naltrexone varies from patient to

patient and seems to depend on the specific condition of the individual. As a result,

individual differences must be taken into consideration when treatment methods are

selected.

Further complicating the matter of treatment is the fact that endorphins are not

the only neurotransmitters thought to be involved in autism. Abnormal concentrations

of serotonin and dopamine are also thought contribute to the condition. As a result,

while Naltrexone may help to alleviate some of the symptoms modulated by the

endogenous opioids, this powerful antagonist does not present an ultimate answer in

the treatment of autism.


At rest, neurotransmitter-containing vesicles are stored at the terminal of the

neuron in one of two places. A small number of vesicles are positioned along the pre-

synaptic membrane in places called "active zones." This is where neurotransmitter

release occurs. Most vesicles, however, are held close to these zones, yet further from

the membrane itself until they are needed. These vesicles are held in place by Ca2+-

sensitive vesicle membrane proteins (VAMPs), which bind to actin filaments,

microtubules, and various other elements of the cytoskeleton. When an action

potential reaches the terminal of a presynaptic neuron, voltage-dependent calcium

(Ca2+) channels embedded in the pre-synaptic membrane open and Ca2+ rushes in.

This influx of calcium ions triggers a series of events, which ultimately results in the

release of the neurotransmitter from a storage vesicle into the synaptic cleft.

The first step in this process involves freeing the neurotransmitter-containing

vesicles from the bonds that hold them to the cytoskeleton. The vesicles are then free

86


only some characteristic behaviors, while other behaviors remained at baseline. In

other trials there was no observable change in behavior at all.

Because autism is a disorder defined by a wide range of symptoms and

behaviors, each individual presents a unique range of characteristics and differs in his

or her level of severity. In addition, many autistics are plagued by a number of

associated neurological disorders ranging from attention deficit hyperactivity disorder

to profound mental retardation. The efficacy of Naltrexone varies from patient to

patient and seems to depend on the specific condition of the individual. As a result,

individual differences must be taken into consideration when treatment methods are

selected.

Further complicating the matter of treatment is the fact that endorphins are not

the only neurotransmitters thought to be involved in autism. Abnormal concentrations

of serotonin and dopamine are also thought contribute to the condition. As a result,

while Naltrexone may help to alleviate some of the symptoms modulated by the

endogenous opioids, this powerful antagonist does not present an ultimate answer in

the treatment of autism.


At rest, neurotransmitter-containing vesicles are stored at the terminal of the

neuron in one of two places. A small number of vesicles are positioned along the pre-

synaptic membrane in places called "active zones." This is where neurotransmitter

release occurs. Most vesicles, however, are held close to these zones, yet further from

the membrane itself until they are needed. These vesicles are held in place by Ca2+-

sensitive vesicle membrane proteins (VAMPs), which bind to actin filaments,

microtubules, and various other elements of the cytoskeleton. When an action

potential reaches the terminal of a presynaptic neuron, voltage-dependent calcium

(Ca2+) channels embedded in the pre-synaptic membrane open and Ca2+ rushes in.

This influx of calcium ions triggers a series of events, which ultimately results in the

release of the neurotransmitter from a storage vesicle into the synaptic cleft.

The first step in this process involves freeing the neurotransmitter-containing

vesicles from the bonds that hold them to the cytoskeleton. The vesicles are then free

86


to travel to the active zones, where docking takes place. Docking is the process by

which the vesicle and the pre-synaptic membrane line up in a position that will allow

them to fuse easily. Fusion then takes place, in which the vesicle membrane and the

pre-synaptic membrane connect to form a small opening, a pore, connecting the

lumen of the vesicle with the synaptic cleft. This pore grows larger and larger until the

vesicle membrane collapses into the pre-synaptic membrane and releases its contents

into the synaptic cleft, a process called exocytosis.

Following exocytosis, the vesicular membrane, presently a continuous

extension of the pre-synaptic membrane, forms a pit and pinches off into the terminal

to form a new, vacant vesicle. This vesicle is then either recycled and refilled with

more of the neurotransmitter, or sent to the cell body, where it is broken down,

processed into a new vesicle, and transported to the terminal where it can then be

filled with the neurotransmitter.

A. Vesicles: two types, one process

IIA1. Calcium Influx: Initiation of Neurotransmitter Release

This is a side view of a human brain, facing left, showing an action potential

travelling down the axon. This action potential is initiated when the cell body has

received enough excitatory signals from other neurons. When the action potential

reaches the terminal, it activates voltage-dependent calcium channels, allowing

calcium ions to flow into theterminal.

In the resting state, neurotransmitters are stored in vesicles at the pre-synaptic

terminal. Most neurons contain at least two types of synaptic vesicles, small (about 50

nm diameter) and large (70-200 nm diameter). Neurotransmitters are released in

quantal units as each vesicle contains a given amount of transmitter. The vesicles are

concentrated near "active zones," dense bodies along the pre-synaptic membrane

where neurotransmitter release occurs. At rest, only a small number of vesicles are

actually positioned at the active zones. Rather, most are held near the active zones by

the proteins synapsin I and actin. Synapsin I, a protein associated with the vesicle

membrane, binds to actin, a cytoskeletal filament holding the vesicles in place.

Calcium (Ca2+) is a vital element in the process of neurotransmitter release;

when Ca2+ channels are blocked, neurotransmitter release is inhibited. When the

87


to travel to the active zones, where docking takes place. Docking is the process by

which the vesicle and the pre-synaptic membrane line up in a position that will allow

them to fuse easily. Fusion then takes place, in which the vesicle membrane and the

pre-synaptic membrane connect to form a small opening, a pore, connecting the

lumen of the vesicle with the synaptic cleft. This pore grows larger and larger until the

vesicle membrane collapses into the pre-synaptic membrane and releases its contents

into the synaptic cleft, a process called exocytosis.

Following exocytosis, the vesicular membrane, presently a continuous

extension of the pre-synaptic membrane, forms a pit and pinches off into the terminal

to form a new, vacant vesicle. This vesicle is then either recycled and refilled with

more of the neurotransmitter, or sent to the cell body, where it is broken down,

processed into a new vesicle, and transported to the terminal where it can then be

filled with the neurotransmitter.

A. Vesicles: two types, one process

IIA1. Calcium Influx: Initiation of Neurotransmitter Release

This is a side view of a human brain, facing left, showing an action potential

travelling down the axon. This action potential is initiated when the cell body has

received enough excitatory signals from other neurons. When the action potential

reaches the terminal, it activates voltage-dependent calcium channels, allowing

calcium ions to flow into theterminal.

In the resting state, neurotransmitters are stored in vesicles at the pre-synaptic

terminal. Most neurons contain at least two types of synaptic vesicles, small (about 50

nm diameter) and large (70-200 nm diameter). Neurotransmitters are released in

quantal units as each vesicle contains a given amount of transmitter. The vesicles are

concentrated near "active zones," dense bodies along the pre-synaptic membrane

where neurotransmitter release occurs. At rest, only a small number of vesicles are

actually positioned at the active zones. Rather, most are held near the active zones by

the proteins synapsin I and actin. Synapsin I, a protein associated with the vesicle

membrane, binds to actin, a cytoskeletal filament holding the vesicles in place.

Calcium (Ca2+) is a vital element in the process of neurotransmitter release;

when Ca2+ channels are blocked, neurotransmitter release is inhibited. When the

87


action potential reaches the nerve terminal, voltage-dependent Ca2+ channels open and

Ca2+ rushes into the neuron terminal due to a greater extracellular concentration.

Ca2+ channels appear to be localized near the active zones of the vesicular

membrane. In the giant squid neuron, it has been found that Ca2+ influx is ten times

greater in the area of the active zone than elsewhere in the neuron. Furthermore,

during an action potential Ca2+ concentration at the active zone can rise one-

thousandfold, from 100 nM (nano-molar concentration) to 100 micro-M within a few

hundred microseconds. The observation of intramembranous proteins thought to be

Ca2+ channels near active zones is consistent with rapid neurotransmitter release

following Ca2+ influx.

IIA2. Mobilization of synaptic vesicles

When the calcium ions enter the pre-synaptic terminal, they activate the

protein calmodulin, shown in blue, which then activates protein kinase II, seen in

aqua-white. The protein kinase then phosphoylates Synapsin, releasing the vesicle

from its actin cage. The vesicle falls to the active zone at the presynaptic terminal.

Once in the pre-synaptic terminal, calcium triggers a series of events that lead

to neurotransmitter release. The entire process, from the opening of Ca2+ channels to

neurotransmitter release, may occur quickly within 200 micro-seconds or take up to

50 milli-seconds. Time variations are most likely attributed to the location of pre-

synaptic vesicles when Ca2+ enters the neuron. For rapid release it is assumed that the

synaptic vesicles involved and the site of exocytosis are located at or very close to the

Ca2+ channels. In delayed reactions, synaptic vesicles must be recruited and guided to

the active zones before neurotransmitter release can occur.

The first step in the Ca2+ dependent process of neurotransmitter release is to

free synaptic vesicles from actin and other cytoskeletal elements. At rest, the synaptic

vesicle protein synapsin I is found in a dephosphorylated state where it binds to

elements of the cytoskeleton including actin filaments, microtubules, and spectrin as

well as exhibiting a high affinity toward synaptic vesicles. Synapsin I, by binding to

both the cytoskeleton and the vesicle, immobilizes vesicles.

Synapsin I, however, when phosphorylated, loses its binding affinity for

synaptic vesicles. Phosphorylation, a process where phosphate (PO4-) is transferred

88


action potential reaches the nerve terminal, voltage-dependent Ca2+ channels open and

Ca2+ rushes into the neuron terminal due to a greater extracellular concentration.

Ca2+ channels appear to be localized near the active zones of the vesicular

membrane. In the giant squid neuron, it has been found that Ca2+ influx is ten times

greater in the area of the active zone than elsewhere in the neuron. Furthermore,

during an action potential Ca2+ concentration at the active zone can rise one-

thousandfold, from 100 nM (nano-molar concentration) to 100 micro-M within a few

hundred microseconds. The observation of intramembranous proteins thought to be

Ca2+ channels near active zones is consistent with rapid neurotransmitter release

following Ca2+ influx.

IIA2. Mobilization of synaptic vesicles

When the calcium ions enter the pre-synaptic terminal, they activate the

protein calmodulin, shown in blue, which then activates protein kinase II, seen in

aqua-white. The protein kinase then phosphoylates Synapsin, releasing the vesicle

from its actin cage. The vesicle falls to the active zone at the presynaptic terminal.

Once in the pre-synaptic terminal, calcium triggers a series of events that lead

to neurotransmitter release. The entire process, from the opening of Ca2+ channels to

neurotransmitter release, may occur quickly within 200 micro-seconds or take up to

50 milli-seconds. Time variations are most likely attributed to the location of pre-

synaptic vesicles when Ca2+ enters the neuron. For rapid release it is assumed that the

synaptic vesicles involved and the site of exocytosis are located at or very close to the

Ca2+ channels. In delayed reactions, synaptic vesicles must be recruited and guided to

the active zones before neurotransmitter release can occur.

The first step in the Ca2+ dependent process of neurotransmitter release is to

free synaptic vesicles from actin and other cytoskeletal elements. At rest, the synaptic

vesicle protein synapsin I is found in a dephosphorylated state where it binds to

elements of the cytoskeleton including actin filaments, microtubules, and spectrin as

well as exhibiting a high affinity toward synaptic vesicles. Synapsin I, by binding to

both the cytoskeleton and the vesicle, immobilizes vesicles.

Synapsin I, however, when phosphorylated, loses its binding affinity for

synaptic vesicles. Phosphorylation, a process where phosphate (PO4-) is transferred

88


from adenosine triphosphate (ATP) to a protein, is a mechanism for changing the state

or shape of a protein, and thus affecting its function.

Synapsin I is phosphorylated by the Ca2+ dependent protein, Ca2+ /calmodulin-

dependent protein kinase II (CaM kinase II). With Ca2+ influx, Ca2+ /calmodulin is

formed, which then binds to CaM kinase II. In its inactive state, CaM kinase II has an

auto-inhibitory sequence which overlaps with the Ca2+ /calmodulin binding domain.

Binding of Ca2+ /calmodulin changes the conformation of the kinase, relieves the

inhibitory block, and activates the kinase. When activated, CaM kinase II

phosphorylates synapsin I. Consequently, synapsin I loses its affinity for synaptic

vesicles and the vesicles are released from the cytoskeleton. It has been found that

most synaptic vesicles within 30 nm of the terminal membrane do not have synapsin I

(Hirokawa et al 1989). Thus, it seems dephosphorylated synapsin I holds vesicles in

place at a distance from the synaptic terminal. Vesicles released by phosphorylated

synapsin I, however, move to the active zone where they are ready for exocytosis.

IIA3. Role of Specialized Proteins The vesicle, shown in green, arrives at the active zone, shown in purple.

Docking the vesicle to the presynaptic membrane involves the cooperation of many

specialized proteins. Some of these proteins are found in the wall of the vesicle, some

in the presynaptic membrane, and some in the cytoplasm between the two

membranes. Interactions between these proteins bring the vesicle very close to the

presynaptic membrane.

Specialized proteins which are involved in neurotransmitter release have been

identified on the vesicle membrane and the pre-synaptic membrane, as well as within

the cytoplasm. The many proteins are thought to be involved in keeping the vesicles

in place, sensing calcium influx, guiding the vesicles to active zones, docking vesicles

at the pre-synaptic membrane, and in allowing fusion and exocytosis to occur. The

exact role of the identified proteins continues to be a major topic in neuroscience.

VAMP's (vesicle membrane proteins) are involved in holding vesicles in

place, sensing Ca++ influx, and in the initial phases of exocytosis. The synapsin

group, a family of four proteins of which synapsin I and synapsin II are the best

studied, have been identified on the vesicle membrane and are thought to play a role

in holding vesicles in place. Rab3a and Rab3b, two members of a class of proteins

89


from adenosine triphosphate (ATP) to a protein, is a mechanism for changing the state

or shape of a protein, and thus affecting its function.

Synapsin I is phosphorylated by the Ca2+ dependent protein, Ca2+ /calmodulin-

dependent protein kinase II (CaM kinase II). With Ca2+ influx, Ca2+ /calmodulin is

formed, which then binds to CaM kinase II. In its inactive state, CaM kinase II has an

auto-inhibitory sequence which overlaps with the Ca2+ /calmodulin binding domain.

Binding of Ca2+ /calmodulin changes the conformation of the kinase, relieves the

inhibitory block, and activates the kinase. When activated, CaM kinase II

phosphorylates synapsin I. Consequently, synapsin I loses its affinity for synaptic

vesicles and the vesicles are released from the cytoskeleton. It has been found that

most synaptic vesicles within 30 nm of the terminal membrane do not have synapsin I

(Hirokawa et al 1989). Thus, it seems dephosphorylated synapsin I holds vesicles in

place at a distance from the synaptic terminal. Vesicles released by phosphorylated

synapsin I, however, move to the active zone where they are ready for exocytosis.

IIA3. Role of Specialized Proteins The vesicle, shown in green, arrives at the active zone, shown in purple.

Docking the vesicle to the presynaptic membrane involves the cooperation of many

specialized proteins. Some of these proteins are found in the wall of the vesicle, some

in the presynaptic membrane, and some in the cytoplasm between the two

membranes. Interactions between these proteins bring the vesicle very close to the

presynaptic membrane.

Specialized proteins which are involved in neurotransmitter release have been

identified on the vesicle membrane and the pre-synaptic membrane, as well as within

the cytoplasm. The many proteins are thought to be involved in keeping the vesicles

in place, sensing calcium influx, guiding the vesicles to active zones, docking vesicles

at the pre-synaptic membrane, and in allowing fusion and exocytosis to occur. The

exact role of the identified proteins continues to be a major topic in neuroscience.

VAMP's (vesicle membrane proteins) are involved in holding vesicles in

place, sensing Ca++ influx, and in the initial phases of exocytosis. The synapsin

group, a family of four proteins of which synapsin I and synapsin II are the best

studied, have been identified on the vesicle membrane and are thought to play a role

in holding vesicles in place. Rab3a and Rab3b, two members of a class of proteins

89


that bind GTP, are thought to be involved in guiding mobile vesicles to active zones

where docking occurs. Synaptobrevin, another VAMP, is a protein that may be

involved in recognition of the plasma membrane.

Two other well studied proteins associated with the vesicle membrane are

synaptotagmin and synaptophysin. Synaptotagmin, with a membrane spanning region,

has a Ca++ binding domain and, in the presence of Ca++, binds phospholipids. It is

thought to play a role in sensing Ca++ influx and starting the process of vesicle

fusion. Synaptophysin, of which there are about 10-20 copies per vesicle, may be

involved in forming a fusion pore with the pre-synaptic membrane.

Proteins have also been identified on the presynaptic membrane which are

necessary for neurotransmitter release. Syntaxin, a membrane spanning protein, may

be involved in recognizing the vesicle membrane. SNAP-25 (no relation to

cytoplasmic SNAP's) attaches to the plasma membrane through fatty acid groups and

acts as a SNARE (SNAP receptor protein) in vesicle docking. Another protein on the

presynaptic membrane, physophilin, may be involved in forming a fusion pore. In

vitro, physophilin and synaptophysin join to form a pore.

Finally, there are two sets of cytoplasmic proteins involved in vesicle docking.

The N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) is one group and the second is

called the soluble NSF attachment proteins (SNAP). In the fusion of synaptic vesicles

to the pre-synaptic membrane, these general cytoplasmic proteins are thought to

intervene between two specific proteins, one on the vesicle and one of the pre-

synaptic membrane, to create a fusion pore.

IIA4. Vesicle Docking, Fusion, and Exocytosis The arrival of the action potential causes the first influx of calcium ions,

allowing the vesicle to dock at the active zone. But the fusion proteins are only

activated by a second influx of calcium ions through additional channels at the zone.

When the proteins fuse the vesicle to the presynaptic membrane, the vesicle opens and

empties its neurotransmitters into the synaptic cleft.

Docking is the process during which the vesicle and pre-synaptic membrane

line up in a fusion-ready state. Following docking, the membranes fuse to create a

small opening which grows larger until the vesicle membrane collapses into the pre-

synaptic membrane and exocytosis occurs. While the exact mechanisms behind

90


that bind GTP, are thought to be involved in guiding mobile vesicles to active zones

where docking occurs. Synaptobrevin, another VAMP, is a protein that may be

involved in recognition of the plasma membrane.

Two other well studied proteins associated with the vesicle membrane are

synaptotagmin and synaptophysin. Synaptotagmin, with a membrane spanning region,

has a Ca++ binding domain and, in the presence of Ca++, binds phospholipids. It is

thought to play a role in sensing Ca++ influx and starting the process of vesicle

fusion. Synaptophysin, of which there are about 10-20 copies per vesicle, may be

involved in forming a fusion pore with the pre-synaptic membrane.

Proteins have also been identified on the presynaptic membrane which are

necessary for neurotransmitter release. Syntaxin, a membrane spanning protein, may

be involved in recognizing the vesicle membrane. SNAP-25 (no relation to

cytoplasmic SNAP's) attaches to the plasma membrane through fatty acid groups and

acts as a SNARE (SNAP receptor protein) in vesicle docking. Another protein on the

presynaptic membrane, physophilin, may be involved in forming a fusion pore. In

vitro, physophilin and synaptophysin join to form a pore.

Finally, there are two sets of cytoplasmic proteins involved in vesicle docking.

The N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) is one group and the second is

called the soluble NSF attachment proteins (SNAP). In the fusion of synaptic vesicles

to the pre-synaptic membrane, these general cytoplasmic proteins are thought to

intervene between two specific proteins, one on the vesicle and one of the pre-

synaptic membrane, to create a fusion pore.

IIA4. Vesicle Docking, Fusion, and Exocytosis The arrival of the action potential causes the first influx of calcium ions,

allowing the vesicle to dock at the active zone. But the fusion proteins are only

activated by a second influx of calcium ions through additional channels at the zone.

When the proteins fuse the vesicle to the presynaptic membrane, the vesicle opens and

empties its neurotransmitters into the synaptic cleft.

Docking is the process during which the vesicle and pre-synaptic membrane

line up in a fusion-ready state. Following docking, the membranes fuse to create a

small opening which grows larger until the vesicle membrane collapses into the pre-

synaptic membrane and exocytosis occurs. While the exact mechanisms behind

90


synaptic fusion have not been determined in full, the process is known to be calcium

dependent.

There is evidence that rab 3A and rab 3B, two G-proteins, guide synaptic

vesicles to active zones. Once at the active zone, vesicle and plasma membrane

proteins, with the assistance of cytoplasmic proteins, recognize each other and

docking occurs. The cytoplasmic proteins, NSF and SNAPs, are involved in assuring

proper vesicle targeting. NSF and SNAPs along with SNAP receptors (SNAREs) may

form an initial complex between the vesicle and presynaptic membrane. Possible

proteins on the vesicle membrane and pre-synaptic membrane that act as SNAREs

are, respectively, synaptobrevin and syntaxin. These two proteins may allow the

vesicle and presynaptic membrane to recognize each other.

Following docking, there is a second influx of calcium at the active zone,

which causes the vesicle membrane to fuse to the presynaptic membrane, forming a

temporary ion channel. This early fusion pore, similar to a gap junction, is a

cytoplasmic bridge that connects the lumen of the vesicle with the space outside the

neuronal terminal. The fusion pore is composed of two halves, one in the vesicle

membrane and one in the pre-synaptic membrane. Proteins potentially involved in

forming the fusion pore include synaptophysin on the vesicle membrane and

physophilin on the pre-synaptic membrane. When aligned, these proteins may fuse the

vesicle membrane to the pre-synaptic membrane. The formation of this pore is an

energetically unfavorable event and, thus requires energy provided when NSF

hydrolyzes ATP.

Without calcium influx, there is no fusion pore formed. There is evidence that

the vesicle protein synaptotagmin is the key calcium sensor and plays a significant

role in activating fusion. Synaptotagmin has membrane binding abilities, binds

calcium, and has been observed in close proximity to the site of calcium influx. In the

absence of calcium, synaptotagmin acts as a clamp and inhibits vesicle fusion; the

vesicle remains in a fusion-ready state but does not form a fusion pore.

Synaptotagmin acts as a calcium sensor and, with calcium influx, activates fusion.

Synaptotagmin does not appear to participate in the actual fusion event but may pull

the vesicle and pre-synaptic membrane into closer contact with each other or induce

conformational changes in fusion proteins.

91


synaptic fusion have not been determined in full, the process is known to be calcium

dependent.

There is evidence that rab 3A and rab 3B, two G-proteins, guide synaptic

vesicles to active zones. Once at the active zone, vesicle and plasma membrane

proteins, with the assistance of cytoplasmic proteins, recognize each other and

docking occurs. The cytoplasmic proteins, NSF and SNAPs, are involved in assuring

proper vesicle targeting. NSF and SNAPs along with SNAP receptors (SNAREs) may

form an initial complex between the vesicle and presynaptic membrane. Possible

proteins on the vesicle membrane and pre-synaptic membrane that act as SNAREs

are, respectively, synaptobrevin and syntaxin. These two proteins may allow the

vesicle and presynaptic membrane to recognize each other.

Following docking, there is a second influx of calcium at the active zone,

which causes the vesicle membrane to fuse to the presynaptic membrane, forming a

temporary ion channel. This early fusion pore, similar to a gap junction, is a

cytoplasmic bridge that connects the lumen of the vesicle with the space outside the

neuronal terminal. The fusion pore is composed of two halves, one in the vesicle

membrane and one in the pre-synaptic membrane. Proteins potentially involved in

forming the fusion pore include synaptophysin on the vesicle membrane and

physophilin on the pre-synaptic membrane. When aligned, these proteins may fuse the

vesicle membrane to the pre-synaptic membrane. The formation of this pore is an

energetically unfavorable event and, thus requires energy provided when NSF

hydrolyzes ATP.

Without calcium influx, there is no fusion pore formed. There is evidence that

the vesicle protein synaptotagmin is the key calcium sensor and plays a significant

role in activating fusion. Synaptotagmin has membrane binding abilities, binds

calcium, and has been observed in close proximity to the site of calcium influx. In the

absence of calcium, synaptotagmin acts as a clamp and inhibits vesicle fusion; the

vesicle remains in a fusion-ready state but does not form a fusion pore.

Synaptotagmin acts as a calcium sensor and, with calcium influx, activates fusion.

Synaptotagmin does not appear to participate in the actual fusion event but may pull

the vesicle and pre-synaptic membrane into closer contact with each other or induce

conformational changes in fusion proteins.

91


Once an initial pore is formed, it quickly dilates leading to exocytosis and

neurotransmitter release. The vesicle membrane joins the plasma membrane and the

contents of the vesicle are released into the synaptic cleft.

IIA5. Recycling of Synaptic Vesicles After the vesicle has fused with the cell membrane, the vesicular membrane

moves away from the active zone. It then pinches off back into the presynaptic

terminal, and travels away from the presynaptic membrane. The vesicle is eventually

absorbed into a cistern, shown in purple, to begin the process again.

In exocytosis, the membrane of the vesicle fuses with the membrane of the

synaptic terminal. Without a compensatory mechanism, the pre-synaptic membrane

would enlarge as vesicular membrane would continuously be added to the plasma

membrane. This enlargement, however, does not occur as the vesicle membrane is

retrieved from the pre-synaptic membrane and is recycled to form another synaptic

vesicle. Following exocytosis, excess membrane on the synaptic terminal forms a pit

coated with the protein clathrin. This clathrin-coated pit pinches off from the pre-

synaptic membrane and, after the clathrin is removed, re-forms a synaptic vesicle.

Not all of the retrieved membrane is directly recycled into vesicles through the

cistern. Some are returned to the cell body where it is degraded and processed into

new vesicles which are then transported to the synaptic terminal.

III. Neurotransmitter Postsynaptic Receptors After release into the synaptic cleft, neurotransmitters interact with receptor

proteins on the membrane of the postsynaptic cell, causing ionic channels on the

membrane to either open or close. When these channels open, depolarization occurs,

res ulting in the initiation of another action potential.

There are two types of postsynaptic receptors that recognize neurotransmitters.

Ionotropic receptors, also referred to as ligand-gated ion channels , act quickly to

depol arize the neuron and pass on the action potential (or hyperpolarize the neuron

and inhibit additional action potentials). These receptors are made up of five

individual protein subunits embedded in the cell membrane, and arranged to form a

single pore th at spans this membrane. When a neurotransmitter associates with the

92


Once an initial pore is formed, it quickly dilates leading to exocytosis and

neurotransmitter release. The vesicle membrane joins the plasma membrane and the

contents of the vesicle are released into the synaptic cleft.

IIA5. Recycling of Synaptic Vesicles After the vesicle has fused with the cell membrane, the vesicular membrane

moves away from the active zone. It then pinches off back into the presynaptic

terminal, and travels away from the presynaptic membrane. The vesicle is eventually

absorbed into a cistern, shown in purple, to begin the process again.

In exocytosis, the membrane of the vesicle fuses with the membrane of the

synaptic terminal. Without a compensatory mechanism, the pre-synaptic membrane

would enlarge as vesicular membrane would continuously be added to the plasma

membrane. This enlargement, however, does not occur as the vesicle membrane is

retrieved from the pre-synaptic membrane and is recycled to form another synaptic

vesicle. Following exocytosis, excess membrane on the synaptic terminal forms a pit

coated with the protein clathrin. This clathrin-coated pit pinches off from the pre-

synaptic membrane and, after the clathrin is removed, re-forms a synaptic vesicle.

Not all of the retrieved membrane is directly recycled into vesicles through the

cistern. Some are returned to the cell body where it is degraded and processed into

new vesicles which are then transported to the synaptic terminal.

III. Neurotransmitter Postsynaptic Receptors After release into the synaptic cleft, neurotransmitters interact with receptor

proteins on the membrane of the postsynaptic cell, causing ionic channels on the

membrane to either open or close. When these channels open, depolarization occurs,

res ulting in the initiation of another action potential.

There are two types of postsynaptic receptors that recognize neurotransmitters.

Ionotropic receptors, also referred to as ligand-gated ion channels , act quickly to

depol arize the neuron and pass on the action potential (or hyperpolarize the neuron

and inhibit additional action potentials). These receptors are made up of five

individual protein subunits embedded in the cell membrane, and arranged to form a

single pore th at spans this membrane. When a neurotransmitter associates with the

92


extracellular recognition site, the membrane-spanning subunits of the receptor quickly

open to form a pore through which the necessary ions can pass. Depolarization

usually occurs a m illisecond or two after the action potential has been received and

lasts only up to ten milliseconds.

?-aminobutyric acid(GABA) is one example of a neurotransmitter recognized

by an ionotropic receptor. GABA is an inhibitory neurotransmitter used at roughly

one-third of the synapses in the brain. The binding of GABA at the GABA

recognition site c auses the membrane-spanning channel of the receptor protein to

open and allow an influx of negatively charged chloride ions. This influx of negative

ions serves to hyperpolarize the cell thus inhibiting the firing of an action potential.

Though in the c ase of GABA, the ionotropic receptor is used to inhibit the firing of

an action potential, there are other ionotropic receptors which recognize excitatory

neurotransmitters and thus stimulate the firing of action potentials in post-synaptic

cells. < /P>

Metabotropic receptors, or G-protein linked receptors , do not work as simply

as ligand-gated ion channels do. Like ionotropic receptors, metabotropic receptors

also have an extracellular neurotransmitter recognition site, yet these receptors do not

form a membrane-spanning pore that can allow the direct passage of ions. Instead,

when a neurotransmitter associates with the extracellular recognition site, an

intermediate molecule within the postsynaptic cell, called a G-protein, is activated

and, either directly or through a series of enzymatic reactions, opens or closes ion

channels located at other places on the cell membrane. Because the action of

metabotropic recepto rs is not as direct, their action is slower. Depolarization takes

longer, typically lasting up to hundreds of milliseconds, and in some cases, going on

for several minutes, hours, or even days.

Metabotropic receptors are used in the recognition of all neuropeptides and

several small-molecule neurotransmitters. Dopamine (DA), for example, is a small-

molecule neurotransmitter recognized by a G-protein coupled receptor. The binding of

DA a t the recognition site of a post-synaptic DA receptor sets off a chain of reactions

which ultimately cause ion pores along the post-synaptic membrane to open and an

action potential to be stimulated. Found in four major tracts of the brain (the nigrostri

al tract, the tuberoinfundibular tract, the mesolimbic tract, and the mesocortical tract),

DA plays an important role in the control of both motor and emotional behavior.

93


extracellular recognition site, the membrane-spanning subunits of the receptor quickly

open to form a pore through which the necessary ions can pass. Depolarization

usually occurs a m illisecond or two after the action potential has been received and

lasts only up to ten milliseconds.

?-aminobutyric acid(GABA) is one example of a neurotransmitter recognized

by an ionotropic receptor. GABA is an inhibitory neurotransmitter used at roughly

one-third of the synapses in the brain. The binding of GABA at the GABA

recognition site c auses the membrane-spanning channel of the receptor protein to

open and allow an influx of negatively charged chloride ions. This influx of negative

ions serves to hyperpolarize the cell thus inhibiting the firing of an action potential.

Though in the c ase of GABA, the ionotropic receptor is used to inhibit the firing of

an action potential, there are other ionotropic receptors which recognize excitatory

neurotransmitters and thus stimulate the firing of action potentials in post-synaptic

cells. < /P>

Metabotropic receptors, or G-protein linked receptors , do not work as simply

as ligand-gated ion channels do. Like ionotropic receptors, metabotropic receptors

also have an extracellular neurotransmitter recognition site, yet these receptors do not

form a membrane-spanning pore that can allow the direct passage of ions. Instead,

when a neurotransmitter associates with the extracellular recognition site, an

intermediate molecule within the postsynaptic cell, called a G-protein, is activated

and, either directly or through a series of enzymatic reactions, opens or closes ion

channels located at other places on the cell membrane. Because the action of

metabotropic recepto rs is not as direct, their action is slower. Depolarization takes

longer, typically lasting up to hundreds of milliseconds, and in some cases, going on

for several minutes, hours, or even days.

Metabotropic receptors are used in the recognition of all neuropeptides and

several small-molecule neurotransmitters. Dopamine (DA), for example, is a small-

molecule neurotransmitter recognized by a G-protein coupled receptor. The binding of

DA a t the recognition site of a post-synaptic DA receptor sets off a chain of reactions

which ultimately cause ion pores along the post-synaptic membrane to open and an

action potential to be stimulated. Found in four major tracts of the brain (the nigrostri

al tract, the tuberoinfundibular tract, the mesolimbic tract, and the mesocortical tract),

DA plays an important role in the control of both motor and emotional behavior.

93



1. GABAa Receptors: a representative family of ligand-gated receptors

2. GABAa receptor function: inhibitory postsynaptic potentials

3. Postsynaptic GABA recognition by its receptor

4. Binding of GABA to receptor

5. Structure of the GABAa receptor

6. Ion channel opening: mechanism of action

7. Positive neuromodulation of GABAa receptors: tranquilizers

8. Negative neuromodualtion of GABAa receptors: anxiogenics

9. Clinical Application: GABA and Anxiety


1. Dopamine Receptors: a representative family of metabotropic receptors

2. Dopamine D1 Receptor

3. Function of the G-protein

4. G-proteins, cAMP, and Ion Channel Opening

5. Dopamine Receptor Blockade: Antipsychotic Drugs

6. Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia


IIIA1. GABAa Receptors: A Representative Family of Ligand-

Gated Receptors This is a cross-section of a human brain, facing left. Inside lies the Limbic

System. One part of the limbic system is the amygdala, shown in pink. Inside the

amygdala are many neurons that use the neurotransmitter GABA to control feelings of

fear and anxiety.

GABA (gamma-aminobutyric acid) is the primary inhibitory neurotransmitter

in the brain. Unlike excitatory neurons, which "pass along" a message to the next

neuron by causing an Excitatory Post-Synaptic Potential (EPSP), inhibitory neurons

make the next neuron less likely to fire by causing an Inhibitory Post-Synaptic

Potential (IPSP). So when the arrival of an action potential at the axon terminal of a

gabaminergic neuron causes the release of GABA into the synaptic cleft to interact

94



1. GABAa Receptors: a representative family of ligand-gated receptors

2. GABAa receptor function: inhibitory postsynaptic potentials

3. Postsynaptic GABA recognition by its receptor

4. Binding of GABA to receptor

5. Structure of the GABAa receptor

6. Ion channel opening: mechanism of action

7. Positive neuromodulation of GABAa receptors: tranquilizers

8. Negative neuromodualtion of GABAa receptors: anxiogenics

9. Clinical Application: GABA and Anxiety


1. Dopamine Receptors: a representative family of metabotropic receptors

2. Dopamine D1 Receptor

3. Function of the G-protein

4. G-proteins, cAMP, and Ion Channel Opening

5. Dopamine Receptor Blockade: Antipsychotic Drugs

6. Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia


IIIA1. GABAa Receptors: A Representative Family of Ligand-

Gated Receptors This is a cross-section of a human brain, facing left. Inside lies the Limbic

System. One part of the limbic system is the amygdala, shown in pink. Inside the

amygdala are many neurons that use the neurotransmitter GABA to control feelings of

fear and anxiety.

GABA (gamma-aminobutyric acid) is the primary inhibitory neurotransmitter

in the brain. Unlike excitatory neurons, which "pass along" a message to the next

neuron by causing an Excitatory Post-Synaptic Potential (EPSP), inhibitory neurons

make the next neuron less likely to fire by causing an Inhibitory Post-Synaptic

Potential (IPSP). So when the arrival of an action potential at the axon terminal of a

gabaminergic neuron causes the release of GABA into the synaptic cleft to interact

94


with its post-synaptic receptors, these receptors open channels for chloride ions. The

rush of these negatively-charged chloride ions into the receiving neuron makes it

more negative inside, and thus less likely to fire.

GABA is recognized by both ligand-gated and G-protein-linked receptors. The

ligand-gated GABA receptor is called GABAa and represents a typical ligand-gated

receptor molecule. High concentrations of GABA and GABAa receptors are found

in the limbic system, an area of the brain where personal feelings and emotional

memories are generated and stored. When an individual experiences a strong emotion,

or is faced with a threatening challenge, it is the limbic system that interprets the

ambiguous physiological responses of the autonomic nervous system that accompany

these situations (i.e. change in heart rate, blood pressure, breathing, perspiration,

etc.) to determine exactly which emotion is being experienced. Is it fear? Excitement?

Anxiety? Anger? By analyzing the particular situation and comparing it to any

memories associated with that or similar experiences, the limbic system helps us to

identify and name the emotions we feel.

GABA neurons are present throughout the nervous system, from the eye (see

http://retina.anatomy.upenn.edu/~lance/Neurochem/gaba.html ), to the limbic system.

The amygdala (or amygdaloid complex), located in the medial temporal lobe, is one

of the most important elements of the limbic system, playing a crucial role in emotion

and memory. More specifically, it is thought that the amygdala plays a large role in

associating certain stimuli with rewards and in thus moderating some of our

behavioral responses. Several studies have illustrated the crucial role that

the amygdala plays in modulating the connection between our emotions and

our behavior, most specifically in the areas of fear and aggression. In one experiment,

rats were conditioned to experience a fear response to a neutral stimulus. This

response, characterized by increased blood pressure and periods of "freezing"

(immobility), was abolished after lesioning of the amygdala. In a second lesioning

experiment, usually aggressive rhesus monkeys became placid and fearless

around their caretakers after the removal of their amygdalas. In humans, electrical

stimulation of the amygdala has been shown to lead to uncontrolled rage.

The amygdala connects various sensory processing regions with

the hypothalamus and brain stem. Its inputs include projections from the olfactory

cortex, somatic sensory pathways, and the auditory complex. This diverse sensory

95


with its post-synaptic receptors, these receptors open channels for chloride ions. The

rush of these negatively-charged chloride ions into the receiving neuron makes it

more negative inside, and thus less likely to fire.

GABA is recognized by both ligand-gated and G-protein-linked receptors. The

ligand-gated GABA receptor is called GABAa and represents a typical ligand-gated

receptor molecule. High concentrations of GABA and GABAa receptors are found

in the limbic system, an area of the brain where personal feelings and emotional

memories are generated and stored. When an individual experiences a strong emotion,

or is faced with a threatening challenge, it is the limbic system that interprets the

ambiguous physiological responses of the autonomic nervous system that accompany

these situations (i.e. change in heart rate, blood pressure, breathing, perspiration,

etc.) to determine exactly which emotion is being experienced. Is it fear? Excitement?

Anxiety? Anger? By analyzing the particular situation and comparing it to any

memories associated with that or similar experiences, the limbic system helps us to

identify and name the emotions we feel.

GABA neurons are present throughout the nervous system, from the eye (see

http://retina.anatomy.upenn.edu/~lance/Neurochem/gaba.html ), to the limbic system.

The amygdala (or amygdaloid complex), located in the medial temporal lobe, is one

of the most important elements of the limbic system, playing a crucial role in emotion

and memory. More specifically, it is thought that the amygdala plays a large role in

associating certain stimuli with rewards and in thus moderating some of our

behavioral responses. Several studies have illustrated the crucial role that

the amygdala plays in modulating the connection between our emotions and

our behavior, most specifically in the areas of fear and aggression. In one experiment,

rats were conditioned to experience a fear response to a neutral stimulus. This

response, characterized by increased blood pressure and periods of "freezing"

(immobility), was abolished after lesioning of the amygdala. In a second lesioning

experiment, usually aggressive rhesus monkeys became placid and fearless

around their caretakers after the removal of their amygdalas. In humans, electrical

stimulation of the amygdala has been shown to lead to uncontrolled rage.

The amygdala connects various sensory processing regions with

the hypothalamus and brain stem. Its inputs include projections from the olfactory

cortex, somatic sensory pathways, and the auditory complex. This diverse sensory

95


information is integrated and processed in the amygdala, where evidence of long term

potentiation (LTP), and thus associative learning, has been shown. The processed

signals are then sent through projections to the hypothalamus and brain stem. In this

way, the amygdala has the ability to control both autonomic and somatic systems.

IIIA2. GABAa Receptor Function: Inhibitory Postsynaptic

Potentials First, the output neuron on the left receives excitatory signals from two

neurons on the right, generating an action potential. Then the third neuron on the right

fires. This time, the output neuron on the left does not generate an action potential,

and so no feelings of anxiety leave the amygdala. That's because the third neuron

produced an inhibitory postsynaptic potential. Let's follow the action potential down

the axon and find out how the GABA receptor works to produce this inhibition.

The various inputs received by the amygdala often transmit conflicting signals.

It is not uncommon for excitatory and inhibitory neurons to synapse on the same

neuron. The arrival of an excitatory signal triggers a wave of depolarization along the

membrane of a post-synaptic neuron known as an excitatory post-synaptic potential

(EPSP). Inhibitory signals have an opposite effect. Such signals cause a wave

of hyperpolarization along the membrane of a post-synaptic cell known as

an inhibitory post-synaptic potential (IPSP). When they arrive at the same neuron,

these opposing signals travel along the post-synaptic membrane until they reach the

axon terminal, where they are then integrated. If enough EPSPs arrive at the axon

terminal simultaneously, the membrane potential will rise above threshold, and an

action potential will fire. The presence of IPSPs, however, will lower the membrane

potential. If enough IPSPs have fired, these inhibitory signals will stop the

neuron from firing.

In times of stress, excitatory neurons in the amygdala fire rapidly, sending

excitatory signals to other areas of the brain. It is this type of firing that leads to a

feeling of panic or fear. The inhibitory interneurons in the amygdala modulate these

emotions by releasing GABA. The release of GABA, and its subsequent recognition

by post-synaptic receptors like the GABAa receptor, inhibits the excitatory signals

that result in feelings of anxiety and fear. GABA thus has a calming, tranquilizing

effect on our emotions and prevents us from becoming overwhelmed in stressful

96


information is integrated and processed in the amygdala, where evidence of long term

potentiation (LTP), and thus associative learning, has been shown. The processed

signals are then sent through projections to the hypothalamus and brain stem. In this

way, the amygdala has the ability to control both autonomic and somatic systems.

IIIA2. GABAa Receptor Function: Inhibitory Postsynaptic

Potentials First, the output neuron on the left receives excitatory signals from two

neurons on the right, generating an action potential. Then the third neuron on the right

fires. This time, the output neuron on the left does not generate an action potential,

and so no feelings of anxiety leave the amygdala. That's because the third neuron

produced an inhibitory postsynaptic potential. Let's follow the action potential down

the axon and find out how the GABA receptor works to produce this inhibition.

The various inputs received by the amygdala often transmit conflicting signals.

It is not uncommon for excitatory and inhibitory neurons to synapse on the same

neuron. The arrival of an excitatory signal triggers a wave of depolarization along the

membrane of a post-synaptic neuron known as an excitatory post-synaptic potential

(EPSP). Inhibitory signals have an opposite effect. Such signals cause a wave

of hyperpolarization along the membrane of a post-synaptic cell known as

an inhibitory post-synaptic potential (IPSP). When they arrive at the same neuron,

these opposing signals travel along the post-synaptic membrane until they reach the

axon terminal, where they are then integrated. If enough EPSPs arrive at the axon

terminal simultaneously, the membrane potential will rise above threshold, and an

action potential will fire. The presence of IPSPs, however, will lower the membrane

potential. If enough IPSPs have fired, these inhibitory signals will stop the

neuron from firing.

In times of stress, excitatory neurons in the amygdala fire rapidly, sending

excitatory signals to other areas of the brain. It is this type of firing that leads to a

feeling of panic or fear. The inhibitory interneurons in the amygdala modulate these

emotions by releasing GABA. The release of GABA, and its subsequent recognition

by post-synaptic receptors like the GABAa receptor, inhibits the excitatory signals

that result in feelings of anxiety and fear. GABA thus has a calming, tranquilizing

effect on our emotions and prevents us from becoming overwhelmed in stressful

96


situations. GABA is important in maintaining a normal level of firing for all kinds of

different systems; for information about GABA and epilepsy, a disease characterized

by seizures due to uncontrollable firing of certain neurons, go to

http://www.sfn.org/briefings/epilepsy.html.

IIIA3. GABA Release into the Synapse We now zoom in to the synapse, with the presynaptic membrane on top and

the postsynaptic membrane on bottom. Notice the input neuron releasing the

neurotransmitter GABA into the synaptic cleft. Now you see the GABA receptor on

the postsynaptic side.

GABA is a small-molecule neurotransmitter synthesized within

the presynaptic terminal of GABA-containing neurons. Once synthesized, GABA is

packaged in vesicles and stored at the post-synaptic terminal until the arrival of an

action potential causes these vesicles to release their contents into the synaptic cleft.

Once released, GABA molecules travel across the synapse to the post-synaptic

membrane, where they are recognized by GABA receptors.

97


situations. GABA is important in maintaining a normal level of firing for all kinds of

different systems; for information about GABA and epilepsy, a disease characterized

by seizures due to uncontrollable firing of certain neurons, go to

http://www.sfn.org/briefings/epilepsy.html.

IIIA3. GABA Release into the Synapse We now zoom in to the synapse, with the presynaptic membrane on top and

the postsynaptic membrane on bottom. Notice the input neuron releasing the

neurotransmitter GABA into the synaptic cleft. Now you see the GABA receptor on

the postsynaptic side.

GABA is a small-molecule neurotransmitter synthesized within

the presynaptic terminal of GABA-containing neurons. Once synthesized, GABA is

packaged in vesicles and stored at the post-synaptic terminal until the arrival of an

action potential causes these vesicles to release their contents into the synaptic cleft.

Once released, GABA molecules travel across the synapse to the post-synaptic

membrane, where they are recognized by GABA receptors.

97


IIIA4. Binding of GABA to Receptor Receptors for GABA are embedded in the post-synaptic membrane. When two

molecules of GABA bind to its receptor, the receptor channel opens, and chloride ions

rush into the neuron.

The GABAa receptor is made up of five subunit proteins. Each subunit

transverses the postsynaptic membrane in a generally symmetrical manner. The

five subunits are arranged to form a central pore, which, when opened, allows for the

passage of chloride ions into the postsynaptic neuron. The GABAa receptor molecule

has a specific site at which molecules of GABA bind. The interactions between

neurotransmitter and receptor at this site do not involve the formation of chemical

bonds, but do result in changingthe conformation of the receptor to consequently open

up the central pore. Opening this pore allows for the influx of chloride ions and the

initiation of an IPSP. After recognition, GABA is released from the receptor and taken

up by surrounding glial cells, which recycle the neurotransmitter for future use.

IIIA5. Structure of the GABA Receptor Let's look closely at the GABA receptor structure. Like all ligand-gated

receptors, it is composed of five subunit proteins, each a chain of amino acids that

runs in and out of the cell membrane four times. Notice a small kink in one of the

subunit proteins.

The GABAa receptor's structure is typical of most ligand-gated (ionotropic)

receptors. It is made up of five protein subunits arranged in a circle to form a pore, or

channel, that remains closed until its specific ligand (in this case, GABA) binds to the

recognition site. Each protein subunit is actually a string of amino acids which passes

in and out of the cell membrane four times. At the extracellular end of this string is a

large N-terminal; this end-chain is thought to mediate GABA-channel interactions. In

the middle of the string is a large intracellular loop of amino acids with four sites

where phosphorylation occurs.

Each of the five subunits that make up the receptor is about 50,000 daltons in

size. These subunits have been labeled with Greek letters, such as alpha, beta, gamma

and delta. It appears as though GABA requires both alpha and beta components in

order to bind. GABAa receptors are typically made up of two alpha and two beta

subunits among the five subunits, though the particular subunit composition often

98


IIIA4. Binding of GABA to Receptor Receptors for GABA are embedded in the post-synaptic membrane. When two

molecules of GABA bind to its receptor, the receptor channel opens, and chloride ions

rush into the neuron.

The GABAa receptor is made up of five subunit proteins. Each subunit

transverses the postsynaptic membrane in a generally symmetrical manner. The

five subunits are arranged to form a central pore, which, when opened, allows for the

passage of chloride ions into the postsynaptic neuron. The GABAa receptor molecule

has a specific site at which molecules of GABA bind. The interactions between

neurotransmitter and receptor at this site do not involve the formation of chemical

bonds, but do result in changingthe conformation of the receptor to consequently open

up the central pore. Opening this pore allows for the influx of chloride ions and the

initiation of an IPSP. After recognition, GABA is released from the receptor and taken

up by surrounding glial cells, which recycle the neurotransmitter for future use.

IIIA5. Structure of the GABA Receptor Let's look closely at the GABA receptor structure. Like all ligand-gated

receptors, it is composed of five subunit proteins, each a chain of amino acids that

runs in and out of the cell membrane four times. Notice a small kink in one of the

subunit proteins.

The GABAa receptor's structure is typical of most ligand-gated (ionotropic)

receptors. It is made up of five protein subunits arranged in a circle to form a pore, or

channel, that remains closed until its specific ligand (in this case, GABA) binds to the

recognition site. Each protein subunit is actually a string of amino acids which passes

in and out of the cell membrane four times. At the extracellular end of this string is a

large N-terminal; this end-chain is thought to mediate GABA-channel interactions. In

the middle of the string is a large intracellular loop of amino acids with four sites

where phosphorylation occurs.

Each of the five subunits that make up the receptor is about 50,000 daltons in

size. These subunits have been labeled with Greek letters, such as alpha, beta, gamma

and delta. It appears as though GABA requires both alpha and beta components in

order to bind. GABAa receptors are typically made up of two alpha and two beta

subunits among the five subunits, though the particular subunit composition often

98


varies widely among brain regions and species. In fact, among GABAa receptors, 17

different combinations of subunits have been identified. Having a family of receptors

that all share the same basic structure, but which differ in specific subunit

composition, allows for a greater level of functional diversity. Each of the receptor

varieties vary in binding affinity, channel activity, and the degree to which GABA

binding is affected by different endogenous modulators. As a result, inhibitory signals

can be more finely controlled. Such receptor heterogeneity also allows for more

control at the genomic level, allowing post-synaptic cells to respond to changing

developmental needs or variable activity at the synapse.

IIIA6. Ion Channel Opening: Mechanism of Action When two molecules of GABA bind to the outside of the receptor, chloride

ions rush into the cell. The channel opens because the subunit proteins rotate sideways

so that "kinks" keeping the channel closed swivel and open the channel.

The five protein subunits of the GABAa receptor are arranged in

circular formation to form a pore which transverses the membrane of the post-

synaptic neuron. When GABA is not present, this pore is shaped somewhat like an

hourglass. The openings at either end are relatively large, reaching a diameter of about

3 nm, yet the inside of the channel narrows to about .5 nm. The narrowing of the

channel is due to a kink in the three dimensional structure of the five protein units

which form the receptor. It is this narrow region which prevents chloride ions

from entering the neuron when GABA is not present. However, when GABA binds

to the recognition site, it induces several conformational changes in the receptor

molecule. One of these changes involves the rotation of the five protein subunits such

that the diameter of the kink is widened. A wider channel makes it possible for

choride ions to pass freely into the neuron.

IIIA7. Positive Neuromodulation of GABAa Receptors:

Tranquilizers Here we see how a drug can improve the binding of GABA. When GABA

binds to the receptor, negative chloride ions rush into the cell. This increases the

negative charge inside the postsynaptic cell. Now a tranquilizer, coming in from the

99


varies widely among brain regions and species. In fact, among GABAa receptors, 17

different combinations of subunits have been identified. Having a family of receptors

that all share the same basic structure, but which differ in specific subunit

composition, allows for a greater level of functional diversity. Each of the receptor

varieties vary in binding affinity, channel activity, and the degree to which GABA

binding is affected by different endogenous modulators. As a result, inhibitory signals

can be more finely controlled. Such receptor heterogeneity also allows for more

control at the genomic level, allowing post-synaptic cells to respond to changing

developmental needs or variable activity at the synapse.

IIIA6. Ion Channel Opening: Mechanism of Action When two molecules of GABA bind to the outside of the receptor, chloride

ions rush into the cell. The channel opens because the subunit proteins rotate sideways

so that "kinks" keeping the channel closed swivel and open the channel.

The five protein subunits of the GABAa receptor are arranged in

circular formation to form a pore which transverses the membrane of the post-

synaptic neuron. When GABA is not present, this pore is shaped somewhat like an

hourglass. The openings at either end are relatively large, reaching a diameter of about

3 nm, yet the inside of the channel narrows to about .5 nm. The narrowing of the

channel is due to a kink in the three dimensional structure of the five protein units

which form the receptor. It is this narrow region which prevents chloride ions

from entering the neuron when GABA is not present. However, when GABA binds

to the recognition site, it induces several conformational changes in the receptor

molecule. One of these changes involves the rotation of the five protein subunits such

that the diameter of the kink is widened. A wider channel makes it possible for

choride ions to pass freely into the neuron.

IIIA7. Positive Neuromodulation of GABAa Receptors:

Tranquilizers Here we see how a drug can improve the binding of GABA. When GABA

binds to the receptor, negative chloride ions rush into the cell. This increases the

negative charge inside the postsynaptic cell. Now a tranquilizer, coming in from the

99


left, binds to the receptor. This changes the receptor's conformation so GABA binds

more tightly. The channel is open for longer, letting in more chloride ions.

In addition to a distinct binding site for the neurotransmitter GABA, the

GABAa receptor has a second recognition site at which certain drugs can bind. In

1957, quite by accident, scientists at a drug company discovered that an unknown

compound reduced fear in animals. When tested on humans with anxiety disorders,

this drug, called Librium, was found to be a powerful tranquilizer. Since then, many

other drug companies have made minor chemical changes in the structure of Librium,

producing a large number of similarly-shaped drugs called Benzodiazepines. Two

well known Benzodiazepines are Valium and Xanax, tranquilizers which work to

reduce fear and anxiety.

Because they do not bind to the GABA recognition site, the Benzodiazepines

do not work as directly as GABA in allowing the free passage of chloride ions

through the pore of the receptor. Instead, when a drug like Valium of Xanax binds to

its specific recognition site, the 3-dimensional shape of the GABAa receptor changes

in such a way as to allow GABA to bind more easily to its own binding site.

Increased GABA-binding leads to an increased influx of choride ions at the post-

synaptic cell. Whether this increase in chloride influx is due to an increase in the

amount of time that the channel stays open, or to a greater affinity for the GABA

molecule at its binding site is not currently known. It is, however, clear that increased

chloride influx causes an increased number of inhibitory inputs (IPSPs) at the post-

synaptic neuron. This increase in IPSPs makes it difficult for any excitatory inputs

(EPSPs) to cause an action potential in the post-synaptic cell. When the excitatory

signals caused by fear or stress are inhibited in this way, the result is a marked

decrease in anxiety and a greater feeling of calm.

IIIA8. Negative Neuromodulation of GABAa Receptors:

Anxiogenics Some drugs, and even some endogenously produced proteins, such as DBI,

can impair the binding of GABA by changing the receptor's conformation and causing

GABA to bind less tightly. Now the protein DBI, coming in from the right, binds to

the receptor. Fewer chloride ions will now enter the cell.

100


left, binds to the receptor. This changes the receptor's conformation so GABA binds

more tightly. The channel is open for longer, letting in more chloride ions.

In addition to a distinct binding site for the neurotransmitter GABA, the

GABAa receptor has a second recognition site at which certain drugs can bind. In

1957, quite by accident, scientists at a drug company discovered that an unknown

compound reduced fear in animals. When tested on humans with anxiety disorders,

this drug, called Librium, was found to be a powerful tranquilizer. Since then, many

other drug companies have made minor chemical changes in the structure of Librium,

producing a large number of similarly-shaped drugs called Benzodiazepines. Two

well known Benzodiazepines are Valium and Xanax, tranquilizers which work to

reduce fear and anxiety.

Because they do not bind to the GABA recognition site, the Benzodiazepines

do not work as directly as GABA in allowing the free passage of chloride ions

through the pore of the receptor. Instead, when a drug like Valium of Xanax binds to

its specific recognition site, the 3-dimensional shape of the GABAa receptor changes

in such a way as to allow GABA to bind more easily to its own binding site.

Increased GABA-binding leads to an increased influx of choride ions at the post-

synaptic cell. Whether this increase in chloride influx is due to an increase in the

amount of time that the channel stays open, or to a greater affinity for the GABA

molecule at its binding site is not currently known. It is, however, clear that increased

chloride influx causes an increased number of inhibitory inputs (IPSPs) at the post-

synaptic neuron. This increase in IPSPs makes it difficult for any excitatory inputs

(EPSPs) to cause an action potential in the post-synaptic cell. When the excitatory

signals caused by fear or stress are inhibited in this way, the result is a marked

decrease in anxiety and a greater feeling of calm.

IIIA8. Negative Neuromodulation of GABAa Receptors:

Anxiogenics Some drugs, and even some endogenously produced proteins, such as DBI,

can impair the binding of GABA by changing the receptor's conformation and causing

GABA to bind less tightly. Now the protein DBI, coming in from the right, binds to

the receptor. Fewer chloride ions will now enter the cell.

100


The finding that Benzodiazepines bind to the GABAa receptor raises a very

interesting question: Why is that our brains have a naturally-occurring recognition site

for these synthetic chemicals? This question led scientists to the conclusion that there

had to be an endogenous neurochemical shaped like the benzodiazepines, which could

bind to the same spot on the GABAa receptor. Such a compound was

subsequently identified in the brains of rats and in the cerebral spinal fluid of humans.

This chemical, a peptide named Diazepam Binding Inhibitor (DBI), was indeed,

found to bind to the same site as the benzodiazepines, yet caused an effect that was

opposite to these tranquilizers. Upon binding, DBI changes the conformation of the

GABAa receptor such that the ability of GABA to bind to its receptor site is

decreased. This leads to a decrease in the influx of chloride ions into the postsynaptic

cell and, as a result, fewer inhibitory post-synaptic potentials. DBI is thus a negative

modulator of the GABAa receptor.

In order to determine the behavioral effect of this endogenous peptide,

neuroscientists worked on developing synthetic compounds which would bind to the

same recognition site as DBI and which, like DBI, would act as negative modulators

of the GABAa receptor. The production of these compounds, known as Inverse

Agonists, have helped to confirm the role of DBI as an endogenous anxiogenic. When

injected into human volunteers, one of these synthetic inverse agonists, FG7142,

caused sweating, nausea, palpitations, tightness in the chest, restlessness, tremors, and

feelings of worry and impending doom- all markers of increased anxiety. Some

people are naturally more anxious than others. Such behavioral variation most likely

results from individual differences in the steady state production of DBI, and thus the

amount of this peptide normally found in the brain. The steady state production of

DBI is thought to be a result of genetic background, as well as early conditioning

experiences.

It has recently been discovered that certain steroids also have a binding site on

the GABAa receptor. This binding site is again distinct -- it is not the place where

GABA binds, nor is it the place where DBI and the benzodiazepines bind. The

steroids that bind at these sites are unique in that they are synthesized from circulating

cholesterol locally in the glial cells of the brain. In times of stress, cholesterol is

converted to progesterone, which is then converted to allopregnanolone. Because of

its direct effect on neurotransmission, allopregnanolone is called a neuroactive

101


The finding that Benzodiazepines bind to the GABAa receptor raises a very

interesting question: Why is that our brains have a naturally-occurring recognition site

for these synthetic chemicals? This question led scientists to the conclusion that there

had to be an endogenous neurochemical shaped like the benzodiazepines, which could

bind to the same spot on the GABAa receptor. Such a compound was

subsequently identified in the brains of rats and in the cerebral spinal fluid of humans.

This chemical, a peptide named Diazepam Binding Inhibitor (DBI), was indeed,

found to bind to the same site as the benzodiazepines, yet caused an effect that was

opposite to these tranquilizers. Upon binding, DBI changes the conformation of the

GABAa receptor such that the ability of GABA to bind to its receptor site is

decreased. This leads to a decrease in the influx of chloride ions into the postsynaptic

cell and, as a result, fewer inhibitory post-synaptic potentials. DBI is thus a negative

modulator of the GABAa receptor.

In order to determine the behavioral effect of this endogenous peptide,

neuroscientists worked on developing synthetic compounds which would bind to the

same recognition site as DBI and which, like DBI, would act as negative modulators

of the GABAa receptor. The production of these compounds, known as Inverse

Agonists, have helped to confirm the role of DBI as an endogenous anxiogenic. When

injected into human volunteers, one of these synthetic inverse agonists, FG7142,

caused sweating, nausea, palpitations, tightness in the chest, restlessness, tremors, and

feelings of worry and impending doom- all markers of increased anxiety. Some

people are naturally more anxious than others. Such behavioral variation most likely

results from individual differences in the steady state production of DBI, and thus the

amount of this peptide normally found in the brain. The steady state production of

DBI is thought to be a result of genetic background, as well as early conditioning

experiences.

It has recently been discovered that certain steroids also have a binding site on

the GABAa receptor. This binding site is again distinct -- it is not the place where

GABA binds, nor is it the place where DBI and the benzodiazepines bind. The

steroids that bind at these sites are unique in that they are synthesized from circulating

cholesterol locally in the glial cells of the brain. In times of stress, cholesterol is

converted to progesterone, which is then converted to allopregnanolone. Because of

its direct effect on neurotransmission, allopregnanolone is called a neuroactive

101


steroid. Like the benzodiazepines, this hormone acts as a positive modulator of the

GABAa receptor, increasing the ability of GABA to bind to the receptor, and thus

increasing the influx of chloride ions at the post-synaptic membrane. A second

neuroactive steroid is a progesterone precursor known as pregnenolone. This

neuroactive steroid differs from allopregnanolone in that it is a negative modulator of

the GABAa receptor, thus producing the same effects as DBI. For a list of some

agonists/facilitators and antagonists of GABA, go to

http://www.pharmcentral.com/GABA.htm.

IIIA9. Clinical Application: GABA and Anxiety To sum up, GABA receptors open channels for negative chloride ions, making

it less likely that action potentials can be generated in output neurons in the amygdala.

These output neurons will then stop sending signals from the amygdala in the limbic

system to the frontal cortex.

In the inhibitory neurons of the amygdala, the arrival of an action potential at

the axon terminal causes the release of GABA into the synaptic cleft. Recognition by

GABAa post-synaptic receptors causes an influx of chloride through the post-synaptic

cell membrane, decreasing the effectiveness of EPSPs and thus decreasing the ability

of that neuron to fire action potentials. If no action potential is fired in this cell,

one excitatory circuit in the amygdala has thus been quieted. When this inhibitory

action occurs in many circuits at the same time, the activity of the amygdala as a

whole decreases, and it fires less excitatory signals to other areas of the brain. This in

turn leads to a reduction in the physiological and psychological markers of stress and

anxiety. To learn more about anxiety disorders, go to

http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/anxiety.html.


IIIB1. Dopamine Receptors: A Representative Family of

Metabotropic Receptors This is a cross-section of a human brain, facing left. The lights are showing

you some of the areas in the brain that use the neurotransmitter dopamine. One of

these areas is the mesolimbic pathway. Mesolimbic system neurons have their cell

bodies in the midbrain and send their axons forward to the limbic system and cortex.

102


steroid. Like the benzodiazepines, this hormone acts as a positive modulator of the

GABAa receptor, increasing the ability of GABA to bind to the receptor, and thus

increasing the influx of chloride ions at the post-synaptic membrane. A second

neuroactive steroid is a progesterone precursor known as pregnenolone. This

neuroactive steroid differs from allopregnanolone in that it is a negative modulator of

the GABAa receptor, thus producing the same effects as DBI. For a list of some

agonists/facilitators and antagonists of GABA, go to

http://www.pharmcentral.com/GABA.htm.

IIIA9. Clinical Application: GABA and Anxiety To sum up, GABA receptors open channels for negative chloride ions, making

it less likely that action potentials can be generated in output neurons in the amygdala.

These output neurons will then stop sending signals from the amygdala in the limbic

system to the frontal cortex.

In the inhibitory neurons of the amygdala, the arrival of an action potential at

the axon terminal causes the release of GABA into the synaptic cleft. Recognition by

GABAa post-synaptic receptors causes an influx of chloride through the post-synaptic

cell membrane, decreasing the effectiveness of EPSPs and thus decreasing the ability

of that neuron to fire action potentials. If no action potential is fired in this cell,

one excitatory circuit in the amygdala has thus been quieted. When this inhibitory

action occurs in many circuits at the same time, the activity of the amygdala as a

whole decreases, and it fires less excitatory signals to other areas of the brain. This in

turn leads to a reduction in the physiological and psychological markers of stress and

anxiety. To learn more about anxiety disorders, go to

http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/anxiety.html.


IIIB1. Dopamine Receptors: A Representative Family of

Metabotropic Receptors This is a cross-section of a human brain, facing left. The lights are showing

you some of the areas in the brain that use the neurotransmitter dopamine. One of

these areas is the mesolimbic pathway. Mesolimbic system neurons have their cell

bodies in the midbrain and send their axons forward to the limbic system and cortex.

102


At the axon terminal, vesicles containing dopamine fuse with the presynaptic cell

membrane, releasing the neurotransmitter into the synaptic cleft.

Dopamine (DA) is a small-molecule neurotransmitter involved in the control

of both motor and emotional behavior. Despite the large number of crucial functions it

performs, this chemical messenger is found in a relatively small number of brain cells.

In fact, while there are a total of 10 billion total cells in the cerebral cortex alone,

there are only one million dopaminergic cells in the entire brain.

Though small in number, dopaminergic cells are well dispersed among four

major tracts in the brain. The nigrostriatal tract begins in the substantia nigra. These

neurons extend to the putamen and caudate nucleus and are involved in the fine tuning

of movement. The breakdown of neurons in this pathway is associated with the

tremors, rigidity, bent posture, and slowness of movement characteristic of

Parkinson's Disease.

The neurons in the tuberoinfundibular tract have cell bodies in the arcurate

nucleus of the hypothalamus and extend to the pituitary stalk. These cells are involved

in the control of hormones.

There are two dopaminergic tracts within the mesolimbocortical system. Both

are involved in motivated and emotional behavior, and in organized thought

processes. The mesolimbic tract begins in the ventral tegmental area and projects to

many components of the limbic system. The mesocortical system also stems from the

ventral tegmental area, but then projects to the neocortex, mostly to the prefrontal

areas of the neocortex. Excess dopaminergic transmission within the two tracts of the

mesolimbocortical system is associated with the disordered thought and inappropriate

emotional behavior characteristic of schizophrenia.

Like all small-molecule neurotransmitters, dopamine (DA) is synthesized in

the nerve terminal and stored there until an action potential arrives. Once released into

the synaptic cleft, receptors on the postsynaptic cell recognize and interact with the

DA molecules to cause depolarization of the postsynaptic cell and the initiation of a

new action potential.

Six dopaminergic receptors have been well-characterized. All of these

receptors, known as D1, D2a, D2b, D3, D4, and D5, are metabotropic, or G-linked,

named so because they are linked to heterotrimeric GTP-binding (G) proteins. G-

proteins relay signals received by receptors at the cell surface to effector molecules

103


At the axon terminal, vesicles containing dopamine fuse with the presynaptic cell

membrane, releasing the neurotransmitter into the synaptic cleft.

Dopamine (DA) is a small-molecule neurotransmitter involved in the control

of both motor and emotional behavior. Despite the large number of crucial functions it

performs, this chemical messenger is found in a relatively small number of brain cells.

In fact, while there are a total of 10 billion total cells in the cerebral cortex alone,

there are only one million dopaminergic cells in the entire brain.

Though small in number, dopaminergic cells are well dispersed among four

major tracts in the brain. The nigrostriatal tract begins in the substantia nigra. These

neurons extend to the putamen and caudate nucleus and are involved in the fine tuning

of movement. The breakdown of neurons in this pathway is associated with the

tremors, rigidity, bent posture, and slowness of movement characteristic of

Parkinson's Disease.

The neurons in the tuberoinfundibular tract have cell bodies in the arcurate

nucleus of the hypothalamus and extend to the pituitary stalk. These cells are involved

in the control of hormones.

There are two dopaminergic tracts within the mesolimbocortical system. Both

are involved in motivated and emotional behavior, and in organized thought

processes. The mesolimbic tract begins in the ventral tegmental area and projects to

many components of the limbic system. The mesocortical system also stems from the

ventral tegmental area, but then projects to the neocortex, mostly to the prefrontal

areas of the neocortex. Excess dopaminergic transmission within the two tracts of the

mesolimbocortical system is associated with the disordered thought and inappropriate

emotional behavior characteristic of schizophrenia.

Like all small-molecule neurotransmitters, dopamine (DA) is synthesized in

the nerve terminal and stored there until an action potential arrives. Once released into

the synaptic cleft, receptors on the postsynaptic cell recognize and interact with the

DA molecules to cause depolarization of the postsynaptic cell and the initiation of a

new action potential.

Six dopaminergic receptors have been well-characterized. All of these

receptors, known as D1, D2a, D2b, D3, D4, and D5, are metabotropic, or G-linked,

named so because they are linked to heterotrimeric GTP-binding (G) proteins. G-

proteins relay signals received by receptors at the cell surface to effector molecules

103


within the cell, often setting off a cascade of intracellular reactions. In this section, we

will use the D1 receptor to illustrate one way that metabotropic receptors, and the

proteins they are linked to, can indirectly open the ion channels necessary to cause a

wave of depolarization.

IIIB2. Dopamine D1 Receptor When dopamine is released into the synaptic cleft, this neurotransmitter binds

to a G-protein linked receptor embedded in the post-synaptic membrane The

dopamine receptor protein is a string of amino acids that weaves in and out of the

postsynaptic cell membrane seven times.

The D1 receptor is made up of a string of 446 amino acids folded to form a

three dimensional protein embedded in the post-synaptic cell membrane. This string

of amino acids weaves in and out of the post-synaptic membrane to form seven

membrane-spanning domains. These transmembrane regions form a pocket which

functions as the recognition site for dopamine molecules. More specifically, it is the

third and fifth regions that are thought to be involved in transiently binding the

neurotransmitter to the receptor. The extracellular loops of the structure are also

thought to be involved in this ligand-binding action. It is the third intracellular loop of

the protein, however, which serves as the binding-site for the G-protein associated

with the receptor.

IIIB3. Function of the G-protein The dopamine receptor, shown in violet, is adjacent to a G-protein shown here

in yellow. In the inactive state, the G protein binds the nucleotide GDP. The G-protein

has three subunits, alpha, beta and gamma. Activation of the receptor by the

neurotransmitter dopamine causes the alpha subunit to exchange its GDP for a GTP.

The G protein then disassociates. The alpha subunit, with GTP, pulls away leaving

behind the beta and gamma subunits.

Heterotrimeric G-proteins are made up of alpha, beta, and gamma subunits.

The chemical qualities of the alpha subunit allow it to bind easily to one of two

guanine subunits, GDP or GTP. The protein thus has two functional formations. When

GDP is bound to the alpha subunit, the alpha subunit remains bound to the beta-

gamma subunit to form an inactive trimeric protein. However, when GTP binds to the

104


within the cell, often setting off a cascade of intracellular reactions. In this section, we

will use the D1 receptor to illustrate one way that metabotropic receptors, and the

proteins they are linked to, can indirectly open the ion channels necessary to cause a

wave of depolarization.

IIIB2. Dopamine D1 Receptor When dopamine is released into the synaptic cleft, this neurotransmitter binds

to a G-protein linked receptor embedded in the post-synaptic membrane The

dopamine receptor protein is a string of amino acids that weaves in and out of the

postsynaptic cell membrane seven times.

The D1 receptor is made up of a string of 446 amino acids folded to form a

three dimensional protein embedded in the post-synaptic cell membrane. This string

of amino acids weaves in and out of the post-synaptic membrane to form seven

membrane-spanning domains. These transmembrane regions form a pocket which

functions as the recognition site for dopamine molecules. More specifically, it is the

third and fifth regions that are thought to be involved in transiently binding the

neurotransmitter to the receptor. The extracellular loops of the structure are also

thought to be involved in this ligand-binding action. It is the third intracellular loop of

the protein, however, which serves as the binding-site for the G-protein associated

with the receptor.

IIIB3. Function of the G-protein The dopamine receptor, shown in violet, is adjacent to a G-protein shown here

in yellow. In the inactive state, the G protein binds the nucleotide GDP. The G-protein

has three subunits, alpha, beta and gamma. Activation of the receptor by the

neurotransmitter dopamine causes the alpha subunit to exchange its GDP for a GTP.

The G protein then disassociates. The alpha subunit, with GTP, pulls away leaving

behind the beta and gamma subunits.

Heterotrimeric G-proteins are made up of alpha, beta, and gamma subunits.

The chemical qualities of the alpha subunit allow it to bind easily to one of two

guanine subunits, GDP or GTP. The protein thus has two functional formations. When

GDP is bound to the alpha subunit, the alpha subunit remains bound to the beta-

gamma subunit to form an inactive trimeric protein. However, when GTP binds to the

104


alpha subunit, the alpha subunit dissociates from the beta-gamma complex and is then

free to interact with other effector molecules.

The unique chemical qualities of G-proteins are what allow metabotropic

receptors to indirectly control the opening and closing of ion channels located at other

places on the postsynaptic membrane. When there is no dopamine in the synaptic

cleft, GDP remains bound to the alpha subunit and the G-protein is inactive. However,

the binding of dopamine at the extracellular recognition site of the receptor causes the

receptor to change shape. This conformational change causes the alpha subunit to give

up its GDP in exchange for GTP. Once bound to GTP, the alpha subunit dissociates

from the beta-gamma complex. The free alpha-GTP complex then binds with

adenylate cyclase, a transmembrane protein which converts adenosine triphosphate

(ATP) to adenosine 3,5 monophosphate (cyclic AMP, or cAMP).

IIIB4. G-proteins, cAMP, and Ion Channel Opening The alpha subunit activates adenylate cyclase, in purple, and loses GTP.

Adenylate cyclase converts ATP to cyclic AMP, which then activates Protein Kinase,

shown in blue. Protein Kinase phosphorylates an ion channel, letting sodium ions rush

into the cell. Notice that the alpha subunit, now carrying GDP, has reattached to the

beta and gamma G protein subunits by the dopamine receptor.

Cyclic AMP (cAMP) is a protein messenger present in many different types of

cells which activates cAMP-dependent protein kinases, causing them to transfer

phosphate groups from free molecules of ATP to various proteins in the cell. In this

case, protein kinase A (PKA) transfers these phosphate groups to proteins on ion

channels on the cell membrane. Phosphorylating these channel proteins increases the

chances of the channels opening, thus increasing the chances of depolarizing the

postsynaptic neuron at the axon hillock and setting off an action potential. Such

events are called excitatory postsynaptic potentials (EPSPs). In this case, when

dopamine receptors are activated by dopamine, the linked G-protein dissociates and

stimulates the production of cAMP, which then activates the protein kinase, which in

turn phosphorylates the ion channel, allowing sodium (Na+) ions to rush into the

postsynaptic call and depolarize it. If enough depolarization occurs, an action

potential will be generated and a signal sent down the axon of the postsynaptic cell.

105


alpha subunit, the alpha subunit dissociates from the beta-gamma complex and is then

free to interact with other effector molecules.

The unique chemical qualities of G-proteins are what allow metabotropic

receptors to indirectly control the opening and closing of ion channels located at other

places on the postsynaptic membrane. When there is no dopamine in the synaptic

cleft, GDP remains bound to the alpha subunit and the G-protein is inactive. However,

the binding of dopamine at the extracellular recognition site of the receptor causes the

receptor to change shape. This conformational change causes the alpha subunit to give

up its GDP in exchange for GTP. Once bound to GTP, the alpha subunit dissociates

from the beta-gamma complex. The free alpha-GTP complex then binds with

adenylate cyclase, a transmembrane protein which converts adenosine triphosphate

(ATP) to adenosine 3,5 monophosphate (cyclic AMP, or cAMP).

IIIB4. G-proteins, cAMP, and Ion Channel Opening The alpha subunit activates adenylate cyclase, in purple, and loses GTP.

Adenylate cyclase converts ATP to cyclic AMP, which then activates Protein Kinase,

shown in blue. Protein Kinase phosphorylates an ion channel, letting sodium ions rush

into the cell. Notice that the alpha subunit, now carrying GDP, has reattached to the

beta and gamma G protein subunits by the dopamine receptor.

Cyclic AMP (cAMP) is a protein messenger present in many different types of

cells which activates cAMP-dependent protein kinases, causing them to transfer

phosphate groups from free molecules of ATP to various proteins in the cell. In this

case, protein kinase A (PKA) transfers these phosphate groups to proteins on ion

channels on the cell membrane. Phosphorylating these channel proteins increases the

chances of the channels opening, thus increasing the chances of depolarizing the

postsynaptic neuron at the axon hillock and setting off an action potential. Such

events are called excitatory postsynaptic potentials (EPSPs). In this case, when

dopamine receptors are activated by dopamine, the linked G-protein dissociates and

stimulates the production of cAMP, which then activates the protein kinase, which in

turn phosphorylates the ion channel, allowing sodium (Na+) ions to rush into the

postsynaptic call and depolarize it. If enough depolarization occurs, an action

potential will be generated and a signal sent down the axon of the postsynaptic cell.

105


IIIB5. Dopamine Receptor Blockade: Antipsychotic Drugs Here you can see the entire G-protein receptor process, from the activation of

the receptor by the neurotransmitter dopamine to the opening of the sodium ion

channel. Now an anti-psychotic drug comes in from the left and one binds to the

receptor. It binds better than dopamine, but can't activate the G-protein. Dopamine

tries to bind, but its binding site is occupied by the drug. This is how antipsychotic

drugs prevent sodium ions from entering the postsynaptic cell.

Excessive neurotransmission of dopamine is associated with schizophrenia , a

clinical condition marked by seriously disordered thought. Antipsychotics, also called

neuroleptics, are a class of compounds with a high affinity for several subtypes of

dopamine receptors. The chemical structure of the various antipsychotics allows them

to bind to dopamine receptors without triggering the postsynaptic response that the

binding of dopamine normally would. Because of their ability to block dopamine

receptors without causing the opening of ion channels and setting off an action

potential, neuroleptics can be administered to schizophrenic patients to help reduce

excess levels of dopamine, and to thus help alleviate the positive symptoms of the

disorder.

There are approximately thirty antipsychotic drugs presently available in

North America. Developed in the 1950's, the "typical antipsychotic drugs" include the

phenotiazines (e.g. chloropromazine), the thioanthenes (e.g. chlorprothixene), the

butyrophenones (e.g. haloperidol), the diphenypbutylpiperidines (e.g. pimozide), and

the dihydroindolones (e.g. molindone). These drugs illustrate a high affinity for the

D2 family of dopamine receptors and it is at these sites that they are thought to exert

their therapeutic action. Because D2 dopamine receptors are present not only on the

post-synaptic membrane, but on the cell bodies, dendrites and nerve terminals of

presynaptic cells as well, antipsychotic compounds can interfere with dopaminergic

neurotransmission at various sites in both the pre- and postsynaptic cell. Some

neuroleptics interfere with the release of DA at the presynaptic terminal, while others

block postsynaptic dopamine receptors so that postsynaptic cells cannot recognize

dopamine.

Using typical antipsychotic drugs to interfere with dopaminergic

neurotransmission in the limbic system and in the cerebral cortex (areas involved in

the control of motivated and emotional behavior and in facilitating organized thought)

106


IIIB5. Dopamine Receptor Blockade: Antipsychotic Drugs Here you can see the entire G-protein receptor process, from the activation of

the receptor by the neurotransmitter dopamine to the opening of the sodium ion

channel. Now an anti-psychotic drug comes in from the left and one binds to the

receptor. It binds better than dopamine, but can't activate the G-protein. Dopamine

tries to bind, but its binding site is occupied by the drug. This is how antipsychotic

drugs prevent sodium ions from entering the postsynaptic cell.

Excessive neurotransmission of dopamine is associated with schizophrenia , a

clinical condition marked by seriously disordered thought. Antipsychotics, also called

neuroleptics, are a class of compounds with a high affinity for several subtypes of

dopamine receptors. The chemical structure of the various antipsychotics allows them

to bind to dopamine receptors without triggering the postsynaptic response that the

binding of dopamine normally would. Because of their ability to block dopamine

receptors without causing the opening of ion channels and setting off an action

potential, neuroleptics can be administered to schizophrenic patients to help reduce

excess levels of dopamine, and to thus help alleviate the positive symptoms of the

disorder.

There are approximately thirty antipsychotic drugs presently available in

North America. Developed in the 1950's, the "typical antipsychotic drugs" include the

phenotiazines (e.g. chloropromazine), the thioanthenes (e.g. chlorprothixene), the

butyrophenones (e.g. haloperidol), the diphenypbutylpiperidines (e.g. pimozide), and

the dihydroindolones (e.g. molindone). These drugs illustrate a high affinity for the

D2 family of dopamine receptors and it is at these sites that they are thought to exert

their therapeutic action. Because D2 dopamine receptors are present not only on the

post-synaptic membrane, but on the cell bodies, dendrites and nerve terminals of

presynaptic cells as well, antipsychotic compounds can interfere with dopaminergic

neurotransmission at various sites in both the pre- and postsynaptic cell. Some

neuroleptics interfere with the release of DA at the presynaptic terminal, while others

block postsynaptic dopamine receptors so that postsynaptic cells cannot recognize

dopamine.

Using typical antipsychotic drugs to interfere with dopaminergic

neurotransmission in the limbic system and in the cerebral cortex (areas involved in

the control of motivated and emotional behavior and in facilitating organized thought)

106


can be helpful in alleviating the positive symptoms of schizophrenia. The inhibition of

dopamine transmission in other pathways, however, can result in a wide range of

highly undesirable side effects. Unfortunately, when typical antipsychotics are

administered, all D2 receptors are blocked, including those in areas of the brain

involved in the fine tuning of motor movement (namely, the basal ganglia and

cerebellum). As a result, when these drugs are administered to schizophrenic patients,

many experience the motor dysfunction characteristic of Parkinson's disease: tremors,

akinesia (a slowing of voluntary movements), spasticity and rigidity, and a kathesia

(discomfort and a feeling of restlessness in the legs). The use of typical antipsychotics

may also interfere with normal endocrine function, and can exert anticholinergic,

antiadrenergic, antihistaminic and antiserotonergic actions.

A second class of neuroleptics, known as "atypical antipsychotics," exert the

same therapeutic effects of the traditional antipsychotics without producing the

undesirable side effects of the older, typical antipsychotics. The atypical

antipsychotics illustrate a lower affinity for D2 receptors, yet readily bind with D3

and D4 dopamine receptors. Since the expression of D3 and D4 is restricted to the

neurons of the limbic system and cerebral cortex only, the action of these newer

antipsychotics is confined to areas involved in the pathology of schizophrenia.

IIIB6. Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia Learning about the function of the dopamine g-protein linked receptor and the

role of neurons in the mesolimbic system which use dopamine as their

neurotransmitter will help you to understand about behaviors such as motivation and

disorders such as schizophrenia.

Schizophrenia is a class of mental disorders marked by psychotic episodes

during which affected individuals exhibit gross distortions of thought and an inability

to test reality. The word schizophrenia , translated from Greek, means "split brain"

and refers to the splitting of cognitive function from emotional and motor behavior. In

patients with schizophrenia, the integrative centers of the brain, namely the limbic

system and the cortex of the prefrontal and temporal lobes, are not functioning

normally. The currently accepted hypothesis for this disturbance in function postulates

that, in patients with the condition, there is an overproduction of dopamine in the

mesolimbic neurons that project to the limbic system and to the prefrontal cortex. This

107


can be helpful in alleviating the positive symptoms of schizophrenia. The inhibition of

dopamine transmission in other pathways, however, can result in a wide range of

highly undesirable side effects. Unfortunately, when typical antipsychotics are

administered, all D2 receptors are blocked, including those in areas of the brain

involved in the fine tuning of motor movement (namely, the basal ganglia and

cerebellum). As a result, when these drugs are administered to schizophrenic patients,

many experience the motor dysfunction characteristic of Parkinson's disease: tremors,

akinesia (a slowing of voluntary movements), spasticity and rigidity, and a kathesia

(discomfort and a feeling of restlessness in the legs). The use of typical antipsychotics

may also interfere with normal endocrine function, and can exert anticholinergic,

antiadrenergic, antihistaminic and antiserotonergic actions.

A second class of neuroleptics, known as "atypical antipsychotics," exert the

same therapeutic effects of the traditional antipsychotics without producing the

undesirable side effects of the older, typical antipsychotics. The atypical

antipsychotics illustrate a lower affinity for D2 receptors, yet readily bind with D3

and D4 dopamine receptors. Since the expression of D3 and D4 is restricted to the

neurons of the limbic system and cerebral cortex only, the action of these newer

antipsychotics is confined to areas involved in the pathology of schizophrenia.

IIIB6. Clinical Application: Dopamine and Schizophrenia Learning about the function of the dopamine g-protein linked receptor and the

role of neurons in the mesolimbic system which use dopamine as their

neurotransmitter will help you to understand about behaviors such as motivation and

disorders such as schizophrenia.

Schizophrenia is a class of mental disorders marked by psychotic episodes

during which affected individuals exhibit gross distortions of thought and an inability

to test reality. The word schizophrenia , translated from Greek, means "split brain"

and refers to the splitting of cognitive function from emotional and motor behavior. In

patients with schizophrenia, the integrative centers of the brain, namely the limbic

system and the cortex of the prefrontal and temporal lobes, are not functioning

normally. The currently accepted hypothesis for this disturbance in function postulates

that, in patients with the condition, there is an overproduction of dopamine in the

mesolimbic neurons that project to the limbic system and to the prefrontal cortex. This

107


hypothesis is, of course, only one of many possible explanations behind this highly

complex brain disorder

The symptoms that result from the hypothesized dopminergic dysfunction can

be broken into two categories. Positive symptoms include cognitive, emotional, and

behavioral excesses. Hallucinations, delusions, incoherent speech, inappropriate

emotional responses, and an overly animated affect are all examples of positive

symptoms. Negative symptoms include cognitive, emotional, and behavioral deficits.

Blank stares, blunted affect, slowed movement and speech, and social withdrawal are

all examples of negative symptoms. Absorbed by distorted beliefs and out of touch

with the world around them, many schizophrenics exhibit bizarre behaviors such as

talking to themselves or sitting for several hours at a time in the same awkward

position.

Psychiatrists distinguish between five different types of schizophrenia, each

characterized by a different combination of stereotypic behaviors. Disorganized

schizophrenia is used to describe individuals who exhibit illogical thinking,

incoherent speech, childish mannerisms, overly animated emotions, and who often

neglect personal hygiene. Paranoid schizophrenics are characterized by a

preoccupation with delusions or hallucinations, often becoming irrationally suspicious

or hostile. Catatonic schizophrenia is a more rare form of the condition marked by

extremes in motor behavior. Individuals with catatonic schizophrenia may spend

hours in the same, motionless pose or, at the other extreme, may become overcome

with energetic bursts of hyperactivity. Undifferentiated schizophrenia is a term used

to describe those individuals who exhibit a wide range of symptoms and cannot be

classified under one specific category. Residual schizophrenics are individuals who

have had previous schizophrenic episodes but who are currently not experiencing any

major symptoms of the disorder.

It is estimated that close to 1% of the American population is afflicted with a

schizophrenic disorder. For men, the onset of symptoms tends to occur between the

ages of eighteen to twenty-five. For women, the onset is usually later, occurring

between the ages of twenty-six to forty-five. In some cases, after striking suddenly

and unexpectedly, the disorder disappears and may be followed by a full recovery. In

other cases, however, symptoms develop more gradually and remain problematic, if

left untreated, throughout the individual's lifetime. To learn more about this disturbing

108


hypothesis is, of course, only one of many possible explanations behind this highly

complex brain disorder

The symptoms that result from the hypothesized dopminergic dysfunction can

be broken into two categories. Positive symptoms include cognitive, emotional, and

behavioral excesses. Hallucinations, delusions, incoherent speech, inappropriate

emotional responses, and an overly animated affect are all examples of positive

symptoms. Negative symptoms include cognitive, emotional, and behavioral deficits.

Blank stares, blunted affect, slowed movement and speech, and social withdrawal are

all examples of negative symptoms. Absorbed by distorted beliefs and out of touch

with the world around them, many schizophrenics exhibit bizarre behaviors such as

talking to themselves or sitting for several hours at a time in the same awkward

position.

Psychiatrists distinguish between five different types of schizophrenia, each

characterized by a different combination of stereotypic behaviors. Disorganized

schizophrenia is used to describe individuals who exhibit illogical thinking,

incoherent speech, childish mannerisms, overly animated emotions, and who often

neglect personal hygiene. Paranoid schizophrenics are characterized by a

preoccupation with delusions or hallucinations, often becoming irrationally suspicious

or hostile. Catatonic schizophrenia is a more rare form of the condition marked by

extremes in motor behavior. Individuals with catatonic schizophrenia may spend

hours in the same, motionless pose or, at the other extreme, may become overcome

with energetic bursts of hyperactivity. Undifferentiated schizophrenia is a term used

to describe those individuals who exhibit a wide range of symptoms and cannot be

classified under one specific category. Residual schizophrenics are individuals who

have had previous schizophrenic episodes but who are currently not experiencing any

major symptoms of the disorder.

It is estimated that close to 1% of the American population is afflicted with a

schizophrenic disorder. For men, the onset of symptoms tends to occur between the

ages of eighteen to twenty-five. For women, the onset is usually later, occurring

between the ages of twenty-six to forty-five. In some cases, after striking suddenly

and unexpectedly, the disorder disappears and may be followed by a full recovery. In

other cases, however, symptoms develop more gradually and remain problematic, if

left untreated, throughout the individual's lifetime. To learn more about this disturbing

108


disorder, visit the schizophrenia homepage, an informative site with many helpful

links.

IV. Inactivation of Neurotransmitters After a neurotransmitter molecule has been recognized by a post-synaptic

receptor, it is released back into the synaptic cleft. Once in the synapse, it must be

quickly removed or chemically inactivated in order to prevent constant stimulation of

the post-synaptic cell and an excessive firing of action potentials.

Some neurotransmitters are removed from the synaptic cleft by special

transporter proteins on the pre-synaptic membrane. These transporter proteins carry

the neurotransmitter back into the pre-synaptic cell, where it is either re-packaged into

a vesicle and stored until it is once again needed to transmit a chemical message, or

broken down by enzymes. Serotonin is one neurotransmitter that gets recycled in this

way. Serotonin, a small-molecule neurotransmitter found in many areas throughout

the brain, is involved in a wide range of behaviors, including sleep, appetite, memory,

sexual behavior, neuroendocrine function, and mood.

Not all neurotransmitters are recycled by the presynaptic cell. Neuropeptide

neurotransmitters merely quickly diffuse away from the receptors into the surrounding

medium. One important neurotransmitter, acetylcholine, has a specialized enzyme for

inactivation right in the synaptic cleft called acetylcholinesterase (AChE. AChE is an

enzyme present at all cholinergic synapses which serves to inactivate acetylcholine by

hydrolysis. Acetylcholine (ACh), an excitatory small-molecule neurotransmitter found

at various locations throughout the central and peripheral nervous systems and at all

neuromuscular junctions, is composed of acetate and choline. AChE breaks ACh into

its component parts; acetate and choline. After hydrolysis, acetate quickly diffuses

into the surrounding medium, while choline gets taken back into the presynaptic cell

by a high affinity choline uptake (HACU) system. Choline is then recycled by the pre-

synaptic cell for use in the synthesis of more ACh.

109


disorder, visit the schizophrenia homepage, an informative site with many helpful

links.

IV. Inactivation of Neurotransmitters After a neurotransmitter molecule has been recognized by a post-synaptic

receptor, it is released back into the synaptic cleft. Once in the synapse, it must be

quickly removed or chemically inactivated in order to prevent constant stimulation of

the post-synaptic cell and an excessive firing of action potentials.

Some neurotransmitters are removed from the synaptic cleft by special

transporter proteins on the pre-synaptic membrane. These transporter proteins carry

the neurotransmitter back into the pre-synaptic cell, where it is either re-packaged into

a vesicle and stored until it is once again needed to transmit a chemical message, or

broken down by enzymes. Serotonin is one neurotransmitter that gets recycled in this

way. Serotonin, a small-molecule neurotransmitter found in many areas throughout

the brain, is involved in a wide range of behaviors, including sleep, appetite, memory,

sexual behavior, neuroendocrine function, and mood.

Not all neurotransmitters are recycled by the presynaptic cell. Neuropeptide

neurotransmitters merely quickly diffuse away from the receptors into the surrounding

medium. One important neurotransmitter, acetylcholine, has a specialized enzyme for

inactivation right in the synaptic cleft called acetylcholinesterase (AChE. AChE is an

enzyme present at all cholinergic synapses which serves to inactivate acetylcholine by

hydrolysis. Acetylcholine (ACh), an excitatory small-molecule neurotransmitter found

at various locations throughout the central and peripheral nervous systems and at all

neuromuscular junctions, is composed of acetate and choline. AChE breaks ACh into

its component parts; acetate and choline. After hydrolysis, acetate quickly diffuses

into the surrounding medium, while choline gets taken back into the presynaptic cell

by a high affinity choline uptake (HACU) system. Choline is then recycled by the pre-

synaptic cell for use in the synthesis of more ACh.

109


A. Enzymatic inactivation of neurotransmitters 1. Acetylcholinesterase: a representative inactivation enzyme

2. Location, structure and function of acetylcholinesterase

3. Enzyme inhibition: anticholinesterases

4. Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and Myasthenia Gravis

B. Presynaptic transporters: inactivation of neurotransmitters by

reuptake

1. Serotonin Transporter: a representative reuptake pump

2. Location and structure of the serotonin transporter

3. Mechanism of action of the serotonin transporter

4. Transporter inhibition: selective serotonin reuptake inhibitors

5. Clinical Application: Serotonin and Depression


IVA1. Acetylcholinesterase: A Representative Inactivation

Enzyme

This is the side view of the human brain, facing left. The lights are showing

you some of the places where neurons use acetylcholine as their neurotransmitter. We

now zoom in on one of these neurons which uses acetylcholine. The cell body, located

in the septal nucleus of the hypothalamus, sends its axon to the hippocampus. At the

end of the axon is the terminal bouton. After the arrival of an action potential, vesicles

containing acetylcholine fuse with the presynaptic membrane and release

acetylcholine into the synaptic cleft.



Within the central nervous system, cholinergic cells (neurons that use ACh as a

neurotransmitter) are found in several different locations of the brain, including the

striatal complex, the basal forebrain, the diencephalon, pontomesencephalic cell

groups, and the medulla. Depending on which area of the brain it is found in, ACh

may be involved in any one of several different functions. Some of these functions

include the conduction of pain, the regulation of neuroendocrine function, the

110


A. Enzymatic inactivation of neurotransmitters 1. Acetylcholinesterase: a representative inactivation enzyme

2. Location, structure and function of acetylcholinesterase

3. Enzyme inhibition: anticholinesterases

4. Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and Myasthenia Gravis


reuptake

1. Serotonin Transporter: a representative reuptake pump

2. Location and structure of the serotonin transporter

3. Mechanism of action of the serotonin transporter

4. Transporter inhibition: selective serotonin reuptake inhibitors

5. Clinical Application: Serotonin and Depression


IVA1. Acetylcholinesterase: A Representative Inactivation

Enzyme

This is the side view of the human brain, facing left. The lights are showing

you some of the places where neurons use acetylcholine as their neurotransmitter. We

now zoom in on one of these neurons which uses acetylcholine. The cell body, located

in the septal nucleus of the hypothalamus, sends its axon to the hippocampus. At the

end of the axon is the terminal bouton. After the arrival of an action potential, vesicles

containing acetylcholine fuse with the presynaptic membrane and release

acetylcholine into the synaptic cleft.



Within the central nervous system, cholinergic cells (neurons that use ACh as a

neurotransmitter) are found in several different locations of the brain, including the

striatal complex, the basal forebrain, the diencephalon, pontomesencephalic cell

groups, and the medulla. Depending on which area of the brain it is found in, ACh

may be involved in any one of several different functions. Some of these functions

include the conduction of pain, the regulation of neuroendocrine function, the

110


regulation of REM sleep cycles, and the process of learning and memory formation.


junctions, ACh is used to signal muscle movement.

Whether it is within the brain, or at the neuromuscular junction, when ACh is

released into the synaptic cleft, it transiently binds with a ligand-gated receptor

molecule on the post-synaptic neuron or muscle cell. This binding causes the receptor

molecule to open up, allowing for an exchange of ions which subsequently results in a

depolarization of the post-synaptic neuron. If this depolarization is strong enough, an

action potential is stimulated.

After depolarization, the neurotransmitter must be swiftly removed from the

receptor molecule and inactivated in order to prevent constant stimulation of the post-

synaptic membrane and an excessive firing of action potentials. ACh is one of several

neurotransmitters whose action at the synaptic cleft is terminated by the hydrolyizing

action of an enzyme. Once ACh has been recognized and the post-synaptic membrane

has been depolarized, ACh quickly dissociates from the receptor and binds to

acetylcholinesterase (AChE), an enzyme named for its ability to break the ester bond

that holds acetate and choline together. Removal of ACh from the recognition site

causes the membrane-spanning pore of the receptor to close. The electric potential of

the membrane then normalizes and the action potential ceases to fire. The breakdown

of ACh by AChE inactivates the neurotransmitter and prevents it from reassociating

with the receptor molecule.

111


regulation of REM sleep cycles, and the process of learning and memory formation.


junctions, ACh is used to signal muscle movement.

Whether it is within the brain, or at the neuromuscular junction, when ACh is

released into the synaptic cleft, it transiently binds with a ligand-gated receptor

molecule on the post-synaptic neuron or muscle cell. This binding causes the receptor

molecule to open up, allowing for an exchange of ions which subsequently results in a

depolarization of the post-synaptic neuron. If this depolarization is strong enough, an

action potential is stimulated.

After depolarization, the neurotransmitter must be swiftly removed from the

receptor molecule and inactivated in order to prevent constant stimulation of the post-

synaptic membrane and an excessive firing of action potentials. ACh is one of several

neurotransmitters whose action at the synaptic cleft is terminated by the hydrolyizing

action of an enzyme. Once ACh has been recognized and the post-synaptic membrane

has been depolarized, ACh quickly dissociates from the receptor and binds to

acetylcholinesterase (AChE), an enzyme named for its ability to break the ester bond

that holds acetate and choline together. Removal of ACh from the recognition site

causes the membrane-spanning pore of the receptor to close. The electric potential of

the membrane then normalizes and the action potential ceases to fire. The breakdown

of ACh by AChE inactivates the neurotransmitter and prevents it from reassociating

with the receptor molecule.

111


IVA2. Location, Structure and Function of Acetylcholinesterase Presynaptic vesicles release acetylcholine into the synaptic cleft where it binds

to its receptor. Right next to the receptor is acetylcholinesterase, the enzyme which

breaks up acetylcholine into acetate and choline.

AChE is a glycoprotein that exists is several forms. For images of

acetylcholinesterase's structure displayed in ribbon form, go to

http://jsdnt.claremont.edu/biochem98/acetylcholinesterase/AChEcontents.html. As a

result of the variety in chemical structure, some forms of AChE are hydrophobic,

while others are hydrophilic. The hydrophilic species generally work within the cell to

break down excess concentrations of intracellular ACh. The lipid-linked (hydophobic)

varieties, however, are the primary agents of ACh inactivation, working at the

synaptic cleft or the neuromuscular junction to break ACh into its component parts:

acetate and choline. Lipid-linked species of AChE are embedded within the post-

synaptic membrane and placed strategically close to the post-synaptic receptor

molecules in order to ensure quick inactivation of ACh.

Though the individual chemical qualities and anatomical arrangements vary

widely between the various forms of AChE, the mechanism of catalysis for all the

species remains strikingly similar. In all cases, the active site of AChE is made up of

two subsites, both of which are critical to the breakdown of ACh. The anionic site

serves to bind a molecule of ACh to the enzyme. When first discovered, this site was

thought to be made up of one or more negatively charged groups which

electrostatically interacted with the positively charged quaternary nitrogen of the ACh

molecule. More recently, however, it is thought that hydrophobic interactions are

equally, if not more important in binding this region of the substrate to the enzyme.

Once the ACh is bound, the hydrolytic reaction occurs at a second region of

the active site called the esteratic subsite. Here, the ester bond of ACh is broken,

releasing acetate and choline. Choline is then either temporarily trapped within the

junctional folds of the muscular endplate or immediately taken up again by the high

affinity choline uptake (HACU) system on the presynaptic membrane. Acetate,

however, becomes covalently bonded to serine residues within the esteratic subsite,

forming a temporary acetylated form of AChE. A molecule of water then reacts with

this intermediate, liberating the acetate group, which diffuses into the surrounding

112


IVA2. Location, Structure and Function of Acetylcholinesterase Presynaptic vesicles release acetylcholine into the synaptic cleft where it binds

to its receptor. Right next to the receptor is acetylcholinesterase, the enzyme which

breaks up acetylcholine into acetate and choline.

AChE is a glycoprotein that exists is several forms. For images of

acetylcholinesterase's structure displayed in ribbon form, go to

http://jsdnt.claremont.edu/biochem98/acetylcholinesterase/AChEcontents.html. As a

result of the variety in chemical structure, some forms of AChE are hydrophobic,

while others are hydrophilic. The hydrophilic species generally work within the cell to

break down excess concentrations of intracellular ACh. The lipid-linked (hydophobic)

varieties, however, are the primary agents of ACh inactivation, working at the

synaptic cleft or the neuromuscular junction to break ACh into its component parts:

acetate and choline. Lipid-linked species of AChE are embedded within the post-

synaptic membrane and placed strategically close to the post-synaptic receptor

molecules in order to ensure quick inactivation of ACh.

Though the individual chemical qualities and anatomical arrangements vary

widely between the various forms of AChE, the mechanism of catalysis for all the

species remains strikingly similar. In all cases, the active site of AChE is made up of

two subsites, both of which are critical to the breakdown of ACh. The anionic site

serves to bind a molecule of ACh to the enzyme. When first discovered, this site was

thought to be made up of one or more negatively charged groups which

electrostatically interacted with the positively charged quaternary nitrogen of the ACh

molecule. More recently, however, it is thought that hydrophobic interactions are

equally, if not more important in binding this region of the substrate to the enzyme.

Once the ACh is bound, the hydrolytic reaction occurs at a second region of

the active site called the esteratic subsite. Here, the ester bond of ACh is broken,

releasing acetate and choline. Choline is then either temporarily trapped within the

junctional folds of the muscular endplate or immediately taken up again by the high

affinity choline uptake (HACU) system on the presynaptic membrane. Acetate,

however, becomes covalently bonded to serine residues within the esteratic subsite,

forming a temporary acetylated form of AChE. A molecule of water then reacts with

this intermediate, liberating the acetate group, which diffuses into the surrounding

112


medium. What remains is an active form of the enzyme, ready to react with a newly

released molecule of ACh.

IVA3. Enzyme Inhibition: Anticholinesterases After the release of acetylcholine from vesicles, it binds to post-synaptic

receptors and is then broken down by the enzyme acetylcholinesterase. However,

when anticholinesterases bind to the enzyme, they prevent the neurotransmitter from

being broken down. Acetylcholine continues to activate its receptor.

Anticholinesterases (anti-AChE) are a class of chemicals which can take the

place of ACh at the active site of AChE, significantly reducing the neurotransmitter's

ability to bind with AChE and essentially limiting the rate at which ACh can be

broken down. Since there is no pre-synaptic re-uptake mechanism to transport ACh

back into the presynaptic cell and since ACh cannot readily dissolve into the

surrounding medium, the presence of AChE inhibitors result in an excess build-up of

ACh at the synapse. This build-up leads to an increased level of ACh activity at post-

synaptic receptor molecules and, subsequently, a continuous firing of action

potentials.

IVA4. Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and

Myasthenia Gravis Once acetylcholine is released into the synaptic cleft, it can bind to a post-

synaptic receptor and then be split into acetate and choline. Choline can then be

pumped back into the pre-synaptic terminal by its transporter to be reused for new

synthesis. Keeping a steady cycle of acetylcholine in the hippocampus helps maintain

memories.

The effect that a specific AChE inhibitor can have on the body depends largely

on the chemical properties of the molecule and the strength of the bond it forms with

AChE. Irreversible, or competitive AChE inhibitors are highly toxic. These

chemicals, also known as organophosphorus compounds or nerve gases, form

incredibly stable phosphorus bonds with AChE. These bonds can resist hydrolytic

cleavage for up to several hours, meanwhile inhibiting all normal AChE activity and

leading to an excessive, and possibly toxic, build-up of ACh at cholinergic synapses.

113


medium. What remains is an active form of the enzyme, ready to react with a newly

released molecule of ACh.

IVA3. Enzyme Inhibition: Anticholinesterases After the release of acetylcholine from vesicles, it binds to post-synaptic

receptors and is then broken down by the enzyme acetylcholinesterase. However,

when anticholinesterases bind to the enzyme, they prevent the neurotransmitter from

being broken down. Acetylcholine continues to activate its receptor.

Anticholinesterases (anti-AChE) are a class of chemicals which can take the

place of ACh at the active site of AChE, significantly reducing the neurotransmitter's

ability to bind with AChE and essentially limiting the rate at which ACh can be

broken down. Since there is no pre-synaptic re-uptake mechanism to transport ACh

back into the presynaptic cell and since ACh cannot readily dissolve into the

surrounding medium, the presence of AChE inhibitors result in an excess build-up of

ACh at the synapse. This build-up leads to an increased level of ACh activity at post-

synaptic receptor molecules and, subsequently, a continuous firing of action

potentials.

IVA4. Clinical Application: Acetylcholine, Nerve Gas and

Myasthenia Gravis Once acetylcholine is released into the synaptic cleft, it can bind to a post-

synaptic receptor and then be split into acetate and choline. Choline can then be

pumped back into the pre-synaptic terminal by its transporter to be reused for new

synthesis. Keeping a steady cycle of acetylcholine in the hippocampus helps maintain

memories.

The effect that a specific AChE inhibitor can have on the body depends largely

on the chemical properties of the molecule and the strength of the bond it forms with

AChE. Irreversible, or competitive AChE inhibitors are highly toxic. These

chemicals, also known as organophosphorus compounds or nerve gases, form

incredibly stable phosphorus bonds with AChE. These bonds can resist hydrolytic

cleavage for up to several hours, meanwhile inhibiting all normal AChE activity and

leading to an excessive, and possibly toxic, build-up of ACh at cholinergic synapses.

113


In the early 1930's, parathion, an irreversible AChE inhibitor, was

manufactured for use as an insecticide. However, when it was discovered that this

compound was toxic not only to insects, but to humans and other animals as well, i's

use was discontinued. Its potential as a lethal weapon, however, did not go unnoticed.

Several irreversible AChE inhibitors, including Sarin, Soman, and Tabun were

secretly manufactured in Germany prior to and during World War II for use as

chemical weapons. Though chemical warfare never actually broke out during this

time, the Allied forces, in an effort to respond to the German threat, also

manufactured their own nerve gas, called diisopropylfluoro-phosphate (DFP).

Organophosphorus compounds are stored as liquids but may be released as a

vapor cloud or a spray. Whether they come into direct contact with the skin or they

are inhaled, these deadly chemicals penetrate quickly into the bloodstream due to their

high liquid solubility. They readily pass across the blood-brain barrier, inactivating

AChE throughout the central and peripheral nervous systems and at all neuromuscular

junctions. As little as one milligram of these noxious compounds causes profuse

sweating, dimmed vision, uncontrollable vomiting and defecation, convulsions, filling

of the bronchial passages with mucus, bronchial constriction, and at last, paralysis and

asphyxiation from respiratory failure. (Feldman, Meyer, and Quenzer, 1997)

Though our bodies cannot naturally break the phosphate bond holding

organophosphorus compounds to AChE, several antidotes, including pralidoxim and

trimedoxime, can. These chemicals successfully break up the toxin-enzyme complex,

freeing the enzyme and allowing for the breakdown of accumulated ACh.

Not all ACh inhibitors are as toxic as the irreversible/competitive compounds.

Reversible AChE inhibitors are considered non-competitive because they can only

bind to AChE for a limited amount of time before the unstable complex dissociates

and ACh can once again bind to the enzyme. Because of the non-permanent nature of

their action, reversible anti-AChEs can be safely administered as therapeutic agents in

the treatment of disorders characterized by a decrease in cholinergic function. By

transiently inhibiting the enzyme, these drugs allow for the multiple use of one

molecule of ACh at the same receptor, thus compensating for the decrease in function

caused by the condition. The bond formed with AChE is, however, broken before the

accumulation of ACh in the synapse can become toxic.

114


In the early 1930's, parathion, an irreversible AChE inhibitor, was

manufactured for use as an insecticide. However, when it was discovered that this

compound was toxic not only to insects, but to humans and other animals as well, i's

use was discontinued. Its potential as a lethal weapon, however, did not go unnoticed.

Several irreversible AChE inhibitors, including Sarin, Soman, and Tabun were

secretly manufactured in Germany prior to and during World War II for use as

chemical weapons. Though chemical warfare never actually broke out during this

time, the Allied forces, in an effort to respond to the German threat, also

manufactured their own nerve gas, called diisopropylfluoro-phosphate (DFP).

Organophosphorus compounds are stored as liquids but may be released as a

vapor cloud or a spray. Whether they come into direct contact with the skin or they

are inhaled, these deadly chemicals penetrate quickly into the bloodstream due to their

high liquid solubility. They readily pass across the blood-brain barrier, inactivating

AChE throughout the central and peripheral nervous systems and at all neuromuscular

junctions. As little as one milligram of these noxious compounds causes profuse

sweating, dimmed vision, uncontrollable vomiting and defecation, convulsions, filling

of the bronchial passages with mucus, bronchial constriction, and at last, paralysis and

asphyxiation from respiratory failure. (Feldman, Meyer, and Quenzer, 1997)

Though our bodies cannot naturally break the phosphate bond holding

organophosphorus compounds to AChE, several antidotes, including pralidoxim and

trimedoxime, can. These chemicals successfully break up the toxin-enzyme complex,

freeing the enzyme and allowing for the breakdown of accumulated ACh.

Not all ACh inhibitors are as toxic as the irreversible/competitive compounds.

Reversible AChE inhibitors are considered non-competitive because they can only

bind to AChE for a limited amount of time before the unstable complex dissociates

and ACh can once again bind to the enzyme. Because of the non-permanent nature of

their action, reversible anti-AChEs can be safely administered as therapeutic agents in

the treatment of disorders characterized by a decrease in cholinergic function. By

transiently inhibiting the enzyme, these drugs allow for the multiple use of one

molecule of ACh at the same receptor, thus compensating for the decrease in function

caused by the condition. The bond formed with AChE is, however, broken before the

accumulation of ACh in the synapse can become toxic.

114


Reversible AChE inhibitors are used to treat myasthenia gravis, an

autoimmune disorder characterized by debilitating muscle weakness. This weakness is

caused by a progressive breakdown of ACh receptor sites on the muscular endplate.

Though ACh is present in normal concentrations, a lowered number of receptors on

post-synaptic muscle cells limits the transmission of nerve signals at neuromuscular

junctions, making muscle movement difficult. By causing a temporary excess of ACh

at the synapse, non-competitive anti-AChEs are helpful in utilizing each remaining

receptor molecule to its fullest capacity.

Pyridostigmine bromide, marketed under the name Mestinon or Regonol, is

the most widely used anti-AChE in the treatment of Myasthenia gravis. Others include

ambenonium chloride (Mytelase), and neostigmine methyl sulfate (Prostigmin). These

drugs cannot pass the blood-brain barrier, so their action is limited to the inactivation

of AChE at the neuromuscular junction. Because of this, they can be administered to

treat muscle weakness, without causing the psychotropic side-effects they might if

they could penetrate the cholinergic pathways of the central nervous system.

Reversible AChE inhibitors are also used in the treatment of Alzheimer's

disease , a serious brain disorder in which the gradual death of cholinergic brain cells

results in a progressive and significant loss of cognitive and behavioral function.

Because Alzheimer's affects brain cells, drugs used to treat this condition must readily

cross the blood-brain barrier. Tetrohydroaminoacridine (THA), known as Tacrine or

Cognex, and Donepezil, known as Aricept, are both reversible anti-AChEs with the

ability to penetrate the central nervous system. Though neither drug works as a cure or

can be used to slow the progression of the condition, administering these compounds

to Alzheimer's patients can help to ease some of the memory and language deficits

characteristic of this devastating disease.


reuptake

IVB1. Serotonin Transporter: A Representative Reuptake Pump This is the side view of the human brain, facing left. We see a major pathway

in the brain that uses serotonin for its neurotransmitter. The cell bodies for these

neurons are found in the raphe nucleus of the midbrain and the axons terminate in the

115


Reversible AChE inhibitors are used to treat myasthenia gravis, an

autoimmune disorder characterized by debilitating muscle weakness. This weakness is

caused by a progressive breakdown of ACh receptor sites on the muscular endplate.

Though ACh is present in normal concentrations, a lowered number of receptors on

post-synaptic muscle cells limits the transmission of nerve signals at neuromuscular

junctions, making muscle movement difficult. By causing a temporary excess of ACh

at the synapse, non-competitive anti-AChEs are helpful in utilizing each remaining

receptor molecule to its fullest capacity.

Pyridostigmine bromide, marketed under the name Mestinon or Regonol, is

the most widely used anti-AChE in the treatment of Myasthenia gravis. Others include

ambenonium chloride (Mytelase), and neostigmine methyl sulfate (Prostigmin). These

drugs cannot pass the blood-brain barrier, so their action is limited to the inactivation

of AChE at the neuromuscular junction. Because of this, they can be administered to

treat muscle weakness, without causing the psychotropic side-effects they might if

they could penetrate the cholinergic pathways of the central nervous system.

Reversible AChE inhibitors are also used in the treatment of Alzheimer's

disease , a serious brain disorder in which the gradual death of cholinergic brain cells

results in a progressive and significant loss of cognitive and behavioral function.

Because Alzheimer's affects brain cells, drugs used to treat this condition must readily

cross the blood-brain barrier. Tetrohydroaminoacridine (THA), known as Tacrine or

Cognex, and Donepezil, known as Aricept, are both reversible anti-AChEs with the

ability to penetrate the central nervous system. Though neither drug works as a cure or

can be used to slow the progression of the condition, administering these compounds

to Alzheimer's patients can help to ease some of the memory and language deficits

characteristic of this devastating disease.


reuptake

IVB1. Serotonin Transporter: A Representative Reuptake Pump This is the side view of the human brain, facing left. We see a major pathway

in the brain that uses serotonin for its neurotransmitter. The cell bodies for these

neurons are found in the raphe nucleus of the midbrain and the axons terminate in the

115


cortex. After the arrival of an action potential, vesicles fuse with the presynaptic

membrane and release serotonin into the synaptic cleft.

Serotonin (5-hydroxytryptamine, 5HT) , a monoamine neurotransmitter, plays

an important role in many behaviors including sleep, appetite, memory, sexual

behavior, neuroendocrine function, and mood. In the brain, the highest level of

serotonin is found in the dorsal and median raphe nuclear complex. Neurons in the

raphe system project beyond the raphe nucleus, most often in the lateral direction.

There are also many serotonergic neurons found in the reticular region of the lower

brain stem. For convenience, neurons in the brain stem are often divided into a caudal

system and a rostral system. Those in the caudal system descend to the spinal chord

along many pathways and are largely involved in sensory, motor, and autonomic

functioning. Serotonergic cells in the rostral system of the brainstem largely terminate

in the dorsal and median raphe nuclei.

Another major serotonergic pathway in the brain is one going from the

cerebellum that terminates in the cerebellar cortex and the cerebellar nuclei. Many

serotonergic neurons contribute to this pathway. The presence of serotonin has also

been observed in the pons, medulla, thalamus, hypothalamus, substantia nigra, and

locus coeruleus.

Serotonin is synthesized from the amino acid precursor tryptophan, packaged

into vesicles, and released into the synapse following an action potential. Once in the

synapse, serotonin can interact with both the pre- and postsynaptic receptors.

However, immediately after reacting with the pre- and postsynaptic receptors, it is

critically important that serotonin be removed from the synapse.

Re-uptake, the process of removing transmitters after release, determines the

extent, duration, and spatial domain of receptor activation. Any transmitter not

removed from the cleft prevents further signals from getting through. Active removal

reduces the level of transmitter in the cleft faster than diffusion, constrains the effects

of released transmitter to smaller areas, and allows at least part of the released

chemical to be recycled for further use. Re-uptake is carried out by transporter

proteins which bind to the released transmitter and carry it across the plasma

membrane into the pre-synaptic neuron.

116


cortex. After the arrival of an action potential, vesicles fuse with the presynaptic

membrane and release serotonin into the synaptic cleft.

Serotonin (5-hydroxytryptamine, 5HT) , a monoamine neurotransmitter, plays

an important role in many behaviors including sleep, appetite, memory, sexual

behavior, neuroendocrine function, and mood. In the brain, the highest level of

serotonin is found in the dorsal and median raphe nuclear complex. Neurons in the

raphe system project beyond the raphe nucleus, most often in the lateral direction.

There are also many serotonergic neurons found in the reticular region of the lower

brain stem. For convenience, neurons in the brain stem are often divided into a caudal

system and a rostral system. Those in the caudal system descend to the spinal chord

along many pathways and are largely involved in sensory, motor, and autonomic

functioning. Serotonergic cells in the rostral system of the brainstem largely terminate

in the dorsal and median raphe nuclei.

Another major serotonergic pathway in the brain is one going from the

cerebellum that terminates in the cerebellar cortex and the cerebellar nuclei. Many

serotonergic neurons contribute to this pathway. The presence of serotonin has also

been observed in the pons, medulla, thalamus, hypothalamus, substantia nigra, and

locus coeruleus.

Serotonin is synthesized from the amino acid precursor tryptophan, packaged

into vesicles, and released into the synapse following an action potential. Once in the

synapse, serotonin can interact with both the pre- and postsynaptic receptors.

However, immediately after reacting with the pre- and postsynaptic receptors, it is

critically important that serotonin be removed from the synapse.

Re-uptake, the process of removing transmitters after release, determines the

extent, duration, and spatial domain of receptor activation. Any transmitter not

removed from the cleft prevents further signals from getting through. Active removal

reduces the level of transmitter in the cleft faster than diffusion, constrains the effects

of released transmitter to smaller areas, and allows at least part of the released

chemical to be recycled for further use. Re-uptake is carried out by transporter

proteins which bind to the released transmitter and carry it across the plasma

membrane into the pre-synaptic neuron.

116


IVB2. Location and Structure of the Serotonin Transporter After the serotonin binds to its post-synaptic receptor, an ion dependent

serotonin transporter pumps the serotonin back into the pre-synaptic cell. The

transporter protein is a string of amino acids that passes in and out of the membrane

twelve times.

Transporter proteins are specific to their respective transmitter. In the case of

serotonin, a transporter protein found in the plasma membrane of serotonergic

neurons is responsible for re-uptake of the transmitter. The transporter protein acts as

a carrier of serotonin molecules across the membrane. Unlike channels which stay

open or closed, transporters undergo conformational changes (changes in their three

dimensional shape) and move one molecule in each cycle.

The serotonin transporter (SERT) is similar to other biogenic amine

transporters (e.g. norepinephrine and dopamine transporters) and is part of a family of

sodium (Na+) and chloride (Cl-) dependent transporters. The transporter gene has

been cloned from rat brain, human brain, and human placenta. While there have been

different species of mRNA found for the gene, all SERTs seem to have come from a

common gene. SERTs, with molecular weights of 60-80 kDA, have twelve

transmembrane domains (TM) with a large extracellular loop between TMs 3 and 4.

Both the N- and C-termini are located within the cytoplasm. There are six potential

sites of phosphorylation by protein kinase A and protein kinase C, and regulation of

SERTs by protein kinases has been reported. The large extracellular loop and the

intracellular parts of the N- and C-termini do not appear to be the significant sites that

determine interactions with 5-HT or transporter inhibitors. Rather, the areas important

for selective 5-HT affinity appear to be localized within TMs 1-3 and TMs 8-12. It is

believed that SERTs have a common binding site for 5HT and many of its inhibitors.

SERT activity, like serotonin, is seen most often in the raphe nuclear complex.

SERTs have also been seen in the amygdala, thalamus, hypothalamus, substantia

nigra, and locus coeruleus. In addition to being found on neurons, SERTs are seen in

the placenta, lungs, and blood platelets. Blood platelets utilize SERTs to obtain

serotonin from the environment because they cannot synthesize it themselves. In the

placenta, SERTs may protect heavily vascularized embryonic tissue from constricting

too early due to maternal serotonin.

117


IVB2. Location and Structure of the Serotonin Transporter After the serotonin binds to its post-synaptic receptor, an ion dependent

serotonin transporter pumps the serotonin back into the pre-synaptic cell. The

transporter protein is a string of amino acids that passes in and out of the membrane

twelve times.

Transporter proteins are specific to their respective transmitter. In the case of

serotonin, a transporter protein found in the plasma membrane of serotonergic

neurons is responsible for re-uptake of the transmitter. The transporter protein acts as

a carrier of serotonin molecules across the membrane. Unlike channels which stay

open or closed, transporters undergo conformational changes (changes in their three

dimensional shape) and move one molecule in each cycle.

The serotonin transporter (SERT) is similar to other biogenic amine

transporters (e.g. norepinephrine and dopamine transporters) and is part of a family of

sodium (Na+) and chloride (Cl-) dependent transporters. The transporter gene has

been cloned from rat brain, human brain, and human placenta. While there have been

different species of mRNA found for the gene, all SERTs seem to have come from a

common gene. SERTs, with molecular weights of 60-80 kDA, have twelve

transmembrane domains (TM) with a large extracellular loop between TMs 3 and 4.

Both the N- and C-termini are located within the cytoplasm. There are six potential

sites of phosphorylation by protein kinase A and protein kinase C, and regulation of

SERTs by protein kinases has been reported. The large extracellular loop and the

intracellular parts of the N- and C-termini do not appear to be the significant sites that

determine interactions with 5-HT or transporter inhibitors. Rather, the areas important

for selective 5-HT affinity appear to be localized within TMs 1-3 and TMs 8-12. It is

believed that SERTs have a common binding site for 5HT and many of its inhibitors.

SERT activity, like serotonin, is seen most often in the raphe nuclear complex.

SERTs have also been seen in the amygdala, thalamus, hypothalamus, substantia

nigra, and locus coeruleus. In addition to being found on neurons, SERTs are seen in

the placenta, lungs, and blood platelets. Blood platelets utilize SERTs to obtain

serotonin from the environment because they cannot synthesize it themselves. In the

placenta, SERTs may protect heavily vascularized embryonic tissue from constricting

too early due to maternal serotonin.

117


IVB3. Mechanism of Action of the Serotonin Transporter The serotonin transporter first binds a sodium ion, followed by serotonin, and

then a chloride ion. The transporter then flips inside the cell, releasing serotonin. A

potassium ion binds, and the transporter flips back out, ready to receive another

serotonin molecule.

Serotonin reuptake transporters (SERTs) are dependent on extracellular Na+

and extracellular Cl-. Unlike Na+, Cl- can be at least partly substituted for by NO2-, Br-

, and other anions. Intracellular potassium (K+) is also used in the process but can be

replaced by other ions, most notably hydrogen (H+). The driving force for the

energetically unfavorable transport of serotonin is the Na+ influx down its

concentration gradient. The Na+/K+ pump (Na+/K+ ATPase) maintains the

extracellular Na+ concentration as well as the intracellular K+ concentration. Na+/K+

ATPase pumps three Na+ ions our for each two K+ ions pumped into the cell. The

electrical potential produced, in addition to creating the Na+ concentration used by the

transporter protein, also leads to the loss of Cl- ions from the cell which are also used

in transport.

According to the present model of SERT function, the first step occurs when

Na+ binds to the carrier protein. Serotonin, in its protonated form (5HT+), then binds

to the transporter followed by Cl-. Chloride ions are not required for 5HT+ binding to

occur but are necessary for net transport to take place. The initial complex of

serotonin, Na+, and Cl- creates a conformational change in the transporter protein. The

protein, which began by facing the outside of the neuron, moves to an inward position

where the neurotransmitter and ions are released into the cytoplasm of the neuron.

Intracellular K+ then binds to the SERT to promote reorientation of the carrier for

another transport cycle. The unoccupied binding site becomes, once again, exposed to

the outside of the cell and the K+ is released outside the cell.

IVB4. Transporter Inhibition: Selective Serotonin Reuptake

Inhibitors Antidepressant drugs also bind to the serotonin transporter. These drugs have a

higher affinity for the transporter, so they block serotonin from binding and the

transporter from flipping inside the presynaptic cell. Excess serotonin in the synaptic

cleft means over-activation of the post-synaptic receptors.

118


IVB3. Mechanism of Action of the Serotonin Transporter The serotonin transporter first binds a sodium ion, followed by serotonin, and

then a chloride ion. The transporter then flips inside the cell, releasing serotonin. A

potassium ion binds, and the transporter flips back out, ready to receive another

serotonin molecule.

Serotonin reuptake transporters (SERTs) are dependent on extracellular Na+

and extracellular Cl-. Unlike Na+, Cl- can be at least partly substituted for by NO2-, Br-

, and other anions. Intracellular potassium (K+) is also used in the process but can be

replaced by other ions, most notably hydrogen (H+). The driving force for the

energetically unfavorable transport of serotonin is the Na+ influx down its

concentration gradient. The Na+/K+ pump (Na+/K+ ATPase) maintains the

extracellular Na+ concentration as well as the intracellular K+ concentration. Na+/K+

ATPase pumps three Na+ ions our for each two K+ ions pumped into the cell. The

electrical potential produced, in addition to creating the Na+ concentration used by the

transporter protein, also leads to the loss of Cl- ions from the cell which are also used

in transport.

According to the present model of SERT function, the first step occurs when

Na+ binds to the carrier protein. Serotonin, in its protonated form (5HT+), then binds

to the transporter followed by Cl-. Chloride ions are not required for 5HT+ binding to

occur but are necessary for net transport to take place. The initial complex of

serotonin, Na+, and Cl- creates a conformational change in the transporter protein. The

protein, which began by facing the outside of the neuron, moves to an inward position

where the neurotransmitter and ions are released into the cytoplasm of the neuron.

Intracellular K+ then binds to the SERT to promote reorientation of the carrier for

another transport cycle. The unoccupied binding site becomes, once again, exposed to

the outside of the cell and the K+ is released outside the cell.

IVB4. Transporter Inhibition: Selective Serotonin Reuptake

Inhibitors Antidepressant drugs also bind to the serotonin transporter. These drugs have a

higher affinity for the transporter, so they block serotonin from binding and the

transporter from flipping inside the presynaptic cell. Excess serotonin in the synaptic

cleft means over-activation of the post-synaptic receptors.

118


The reuptake process is susceptible to drug manipulation. By blocking the

action of serotonin reuptake inhibitors (SERTs), the amount of serotonin in the

synaptic cleft increases. Selective serotonin reuptake inhibitors (SSRIs) act primarily

at the 5HT transporter protein and have limited, if any, reaction with other

neurotransmitter systems. SSRIs bind to the transporter protein directly and block the

reuptake process. Consequently, more serotonin remains in the cleft where it is free to

travel further to more distant receptors as well as continue to react with nearby

receptors. Like the binding of substrates, antagonist binding to SERTs is also

dependent on extracellular Na+ although ion dependency is different for each SERT

antagonist. It is unclear whether SSRIs bind to the same SERT domain as serotonin or

operate through more indirect mechanisms. Recent evidence suggests that binding of

SSRIs to SERTs occurs at the same site as 5HT binding, but it has not been

determined conclusively.

There are many SSRIs either in the market or in development. SSRIs currently

available include citalopram, fluoxetine (Prozac), fluvoxamine, paroxetine (Paxil),

and sertraline (Zoloft). In addition, while not as selective as the above mentioned,

drugs of abuse such as cocaine, fenfluramine, and (3,4-methylenedioxy)

methamphetamine (MDMA or ecstasy) are inhibitors of serotonin uptake.

IVB5. Clinical Application: Serotonin and Depression The recycling of serotonin is controlled by the serotoin transporter. The

serotonin pathway from the midbrain to the cortex may be an important component in

the regulation of affect.

Selective serotonin reuptake inhibitors (SSRIs) are the focus of extensive

research into finding beneficial pharmacological therapies. There is evidence that

serotonergic pathways are the most closely related systems to mood disorders,

especially depression, and thus SSRIs may lead to significant therapy. Clinical

depression is one of the most common psychiatric disorders, with an incidence of

about 4% and a life-time prevalence of 15-20%. Despite significant research, the

neurobiological dysfunctions of major depression remain elusive. Findings implicate

multiple abnormalities in serotonergic pathways in the cause of depression. Findings

include 1) low concentrations of the major serotonin metabolite; 2) a low density of

brain and platelet serotonin transporters in depressed individuals; 3) a high density of

119


The reuptake process is susceptible to drug manipulation. By blocking the

action of serotonin reuptake inhibitors (SERTs), the amount of serotonin in the

synaptic cleft increases. Selective serotonin reuptake inhibitors (SSRIs) act primarily

at the 5HT transporter protein and have limited, if any, reaction with other

neurotransmitter systems. SSRIs bind to the transporter protein directly and block the

reuptake process. Consequently, more serotonin remains in the cleft where it is free to

travel further to more distant receptors as well as continue to react with nearby

receptors. Like the binding of substrates, antagonist binding to SERTs is also

dependent on extracellular Na+ although ion dependency is different for each SERT

antagonist. It is unclear whether SSRIs bind to the same SERT domain as serotonin or

operate through more indirect mechanisms. Recent evidence suggests that binding of

SSRIs to SERTs occurs at the same site as 5HT binding, but it has not been

determined conclusively.

There are many SSRIs either in the market or in development. SSRIs currently

available include citalopram, fluoxetine (Prozac), fluvoxamine, paroxetine (Paxil),

and sertraline (Zoloft). In addition, while not as selective as the above mentioned,

drugs of abuse such as cocaine, fenfluramine, and (3,4-methylenedioxy)

methamphetamine (MDMA or ecstasy) are inhibitors of serotonin uptake.

IVB5. Clinical Application: Serotonin and Depression The recycling of serotonin is controlled by the serotoin transporter. The

serotonin pathway from the midbrain to the cortex may be an important component in

the regulation of affect.

Selective serotonin reuptake inhibitors (SSRIs) are the focus of extensive

research into finding beneficial pharmacological therapies. There is evidence that

serotonergic pathways are the most closely related systems to mood disorders,

especially depression, and thus SSRIs may lead to significant therapy. Clinical

depression is one of the most common psychiatric disorders, with an incidence of

about 4% and a life-time prevalence of 15-20%. Despite significant research, the

neurobiological dysfunctions of major depression remain elusive. Findings implicate

multiple abnormalities in serotonergic pathways in the cause of depression. Findings

include 1) low concentrations of the major serotonin metabolite; 2) a low density of

brain and platelet serotonin transporters in depressed individuals; 3) a high density of

119


brain and platelet serotonin binding sites; and 4) a low concentration of tryptophan

which is used in serotonin synthesis. Of these, the low level of SERTs in depressed

patients has received the most attention. Still, while the precise cause of depression

eludes neuroscientists, SSRIs have been shown to alleviate the mood disorder and are

a common therapy for depression.

Fluoxetine, more commonly Prozac, is one antidepressant SSRI that has been

a popular topic in medical as well as social and psychological discussions. Because of

increased selectivity as compared to previous drugs (such as tricyclics and non-

selective MAO inhibitors which have affinity for amines, acetylcholine, and

norepinephrine transporters), SSRIs produce significantly fewer unwelcome side

effects because they work exclusively on serotonin pathways.

Fluoxetine blocks SERT activity immediately, however, therapeutic effects are

seen only after 2-3 weeks of treatment. A patient given Prozac may experience greater

depression before feeling better. Initially, a SERT antagonist blocks the reuptake

process, extracellular serotonin remains elevated and can activate receptors at greater

distances from the presynaptic neuron. High levels of serotonin over an enduring time

period create changes in the amount of pre- and postsynaptic receptors, the amount of

serotonin produced, as well as in the number of SERTs expressed. Neurons may set

the level of SERT expression based on the level of clearance needed. An increase in

serotonin creates a change in SERT expression and consequently effects mood and

other serotonin affected behaviors. It is these compensatory responses at receptors and

transporters that is thought to produce therapeutic effects.

To learn more about depression and the various treatments available, visit

these informative websites: http://www.cmhc.com/guide/depress.htm and

http://depression.cmhc.com.

120


brain and platelet serotonin binding sites; and 4) a low concentration of tryptophan

which is used in serotonin synthesis. Of these, the low level of SERTs in depressed

patients has received the most attention. Still, while the precise cause of depression

eludes neuroscientists, SSRIs have been shown to alleviate the mood disorder and are

a common therapy for depression.

Fluoxetine, more commonly Prozac, is one antidepressant SSRI that has been

a popular topic in medical as well as social and psychological discussions. Because of

increased selectivity as compared to previous drugs (such as tricyclics and non-

selective MAO inhibitors which have affinity for amines, acetylcholine, and

norepinephrine transporters), SSRIs produce significantly fewer unwelcome side

effects because they work exclusively on serotonin pathways.

Fluoxetine blocks SERT activity immediately, however, therapeutic effects are

seen only after 2-3 weeks of treatment. A patient given Prozac may experience greater

depression before feeling better. Initially, a SERT antagonist blocks the reuptake

process, extracellular serotonin remains elevated and can activate receptors at greater

distances from the presynaptic neuron. High levels of serotonin over an enduring time

period create changes in the amount of pre- and postsynaptic receptors, the amount of

serotonin produced, as well as in the number of SERTs expressed. Neurons may set

the level of SERT expression based on the level of clearance needed. An increase in

serotonin creates a change in SERT expression and consequently effects mood and

other serotonin affected behaviors. It is these compensatory responses at receptors and

transporters that is thought to produce therapeutic effects.

To learn more about depression and the various treatments available, visit

these informative websites: http://www.cmhc.com/guide/depress.htm and

http://depression.cmhc.com.

120


8.3 Pitanja – sinaptička signalizacija

I. Sinteza i pohrana neurotransmitera:

• Objasnite razliku između “gap junctions” i kemijskih sinapsi.

• Ukratko opišite sintezu acetilkolina iz kolina i acetata uz pomoć enzima

• Endorfini…?

II. Otpuštanje neurotransmitera:

• Objasnite ciklus sinaptičkih mjehurića

• Koja je uloga Ca2+ iona?

• Koji proteini sudjeluju u ciklusu sinaptičkih mjehurića i što im je zadaća?

• Objasnite proces egzocitoze i endocitoze sinaptičkih mjehurića.

III. Postinaptički receptori

• U koju skupinu receptora spadaju GABAa receptori?

• Jeli njihova uloga ekscitacijska ili inhibicijska?

• Objasnite strukturu i mehanizam djelovanja GABAa receptora.

• Što znate o kliničkoj aplikaciji agonista GABAa receptora.

• Koji je važan predstavnik metabotropnih receptora?

• Objasnite funkciju G-proteina.

IV. Inaktivacija neurotransmitera

• Koje sve načine inaktivacije neurotransmitera poznajete?

• Objasnite ulogu acetilkolintransferaze.

• Objasnite mehanizam “reuptake” tj ponovnog preuzimanja na primjeru

serotonina.

121


8.3 Pitanja – sinaptička signalizacija

I. Sinteza i pohrana neurotransmitera:

• Objasnite razliku između “gap junctions” i kemijskih sinapsi.

• Ukratko opišite sintezu acetilkolina iz kolina i acetata uz pomoć enzima

• Endorfini…?

II. Otpuštanje neurotransmitera:

• Objasnite ciklus sinaptičkih mjehurića

• Koja je uloga Ca2+ iona?

• Koji proteini sudjeluju u ciklusu sinaptičkih mjehurića i što im je zadaća?

• Objasnite proces egzocitoze i endocitoze sinaptičkih mjehurića.

III. Postinaptički receptori

• U koju skupinu receptora spadaju GABAa receptori?

• Jeli njihova uloga ekscitacijska ili inhibicijska?

• Objasnite strukturu i mehanizam djelovanja GABAa receptora.

• Što znate o kliničkoj aplikaciji agonista GABAa receptora.

• Koji je važan predstavnik metabotropnih receptora?

• Objasnite funkciju G-proteina.

IV. Inaktivacija neurotransmitera

• Koje sve načine inaktivacije neurotransmitera poznajete?

• Objasnite ulogu acetilkolintransferaze.

• Objasnite mehanizam “reuptake” tj ponovnog preuzimanja na primjeru

serotonina.

121


9. Fiziologija osjeta

9.1 Uvod

Cilj vježbe je približiti studentima pojam osjetila, osjetnih i njima sličnih

fenomena te osjetnih iluzija.

Postoji pet osnovnih osjetila: za vid, sluh, okus, miris i dodir (te stoga i osjeti

vida, sluha, okusa, mirisa i dodira). To je pojednostavljeni model. Dodatni osjetni

modaliteti uključuju i osjet temperature, bola, vibracije, položaja zglobova i

propriocepcije.

Mnogi kratki, ali informativni pokusi iz fiziologije osjeta, poput onih

prikazanih u ovoj vježbi, mogu se izvesti vrlo jednostavnom opremom i predmetima

iz svakodnevne uporabe.

Oprema potrebna za vježbu uključuje:

o igle i spajalice za papir

o bijeli i crni papir te olovku

o malu baterijsku lampu

o veliku laboratorijsku posudu

o hladnu, vruću i mlaku vodu

o štipalicu za nos

o jabuku, sirovi krumpir i sirovi crveni luk

o šećer, kuhinjsku sol i limunsku kiselinu

o 3 čaše

o štapiće s vrhom od pamuka

o rotirajuću stolicu

Uporaba navedene opreme kao i sve daljnje pripreme bit će objašnjene tijekom

vježbe.

122


9. Fiziologija osjeta

9.1 Uvod

Cilj vježbe je približiti studentima pojam osjetila, osjetnih i njima sličnih

fenomena te osjetnih iluzija.

Postoji pet osnovnih osjetila: za vid, sluh, okus, miris i dodir (te stoga i osjeti

vida, sluha, okusa, mirisa i dodira). To je pojednostavljeni model. Dodatni osjetni

modaliteti uključuju i osjet temperature, bola, vibracije, položaja zglobova i

propriocepcije.

Mnogi kratki, ali informativni pokusi iz fiziologije osjeta, poput onih

prikazanih u ovoj vježbi, mogu se izvesti vrlo jednostavnom opremom i predmetima

iz svakodnevne uporabe.

Oprema potrebna za vježbu uključuje:

o igle i spajalice za papir

o bijeli i crni papir te olovku

o malu baterijsku lampu

o veliku laboratorijsku posudu

o hladnu, vruću i mlaku vodu

o štipalicu za nos

o jabuku, sirovi krumpir i sirovi crveni luk

o šećer, kuhinjsku sol i limunsku kiselinu

o 3 čaše

o štapiće s vrhom od pamuka

o rotirajuću stolicu

Uporaba navedene opreme kao i sve daljnje pripreme bit će objašnjene tijekom

vježbe.

122


9.2 Binokularni vid

Binokularni vid zahtijeva da se odvojene slike lijevog i desnog oka "fuziraju" i

daju jedinstven pogled. Fuzija, tj. spajanje slika nekog objekta, moguća je jedino

ukoliko slike padaju na odgovarajući dio lijeve i desne retine. Ukoliko se to ipak ne

dogodi, rezultat će biti dvoslika promatranog objekta.

Postupak:

o Držite jednu ruku ispruženu i podignite uspravni kažiprst u razinu s

nekim udaljenim predmetom (npr. sat na zidu u blizini). Pogledajte

svoj prst (zadržite prst u fokusu), ali se pokušajte koncentrirati na

udaljeni predmet. Zamijetite da se udaljeni predmet vidi dvostruko -

postoje dvije slike jedna uz drugu.

o Pokrijte desno oko. Zamijetite kako slika udaljenog predmeta s desne

strane nestaje.

o Pogledajte s oba otvorena oka udaljeni predmet. Zamijetite kako sada

vidite dvostruku sliku prsta.

o Pokrijte desno oko i zamijetite kako nestaje lijeva slika vašega prsta.

o Zamolite dragovoljca da prvo pogleda udaljeni predmet, a potom drugi

predmet na neposrednoj udaljenosti od lica, otprilike 15 cm. Zamijetite

kako se prilikom gledanja drugog predmeta oči ispitanika okreću

prema unutra.

9.3 Akomodacija (fokusiranje)

Oko se može akomodirati (promijeniti fokus) tj. prilagoditi za gledanje bliskih

i udaljenih predmeta, promjenom oblika očne leće.

o Pokrijte ili zatvorite jedno oko i držite iglu 15 cm ispred drugog oka u

razini s nekim udaljenim predmetom.

o Pogledajte u udaljeni predmet i zamijetite kako se pojavljuje slika igle,

mutna i nejasna (nalazi se izvan fokusa).

o Sada pogledajte iglu. Zamijetite kako je sada slika udaljenog predmeta

postala mutna i nejasna. Zamijetite isto tako da akomodacija oka za

123


9.2 Binokularni vid

Binokularni vid zahtijeva da se odvojene slike lijevog i desnog oka "fuziraju" i

daju jedinstven pogled. Fuzija, tj. spajanje slika nekog objekta, moguća je jedino

ukoliko slike padaju na odgovarajući dio lijeve i desne retine. Ukoliko se to ipak ne

dogodi, rezultat će biti dvoslika promatranog objekta.

Postupak:

o Držite jednu ruku ispruženu i podignite uspravni kažiprst u razinu s

nekim udaljenim predmetom (npr. sat na zidu u blizini). Pogledajte

svoj prst (zadržite prst u fokusu), ali se pokušajte koncentrirati na

udaljeni predmet. Zamijetite da se udaljeni predmet vidi dvostruko -

postoje dvije slike jedna uz drugu.

o Pokrijte desno oko. Zamijetite kako slika udaljenog predmeta s desne

strane nestaje.

o Pogledajte s oba otvorena oka udaljeni predmet. Zamijetite kako sada

vidite dvostruku sliku prsta.

o Pokrijte desno oko i zamijetite kako nestaje lijeva slika vašega prsta.

o Zamolite dragovoljca da prvo pogleda udaljeni predmet, a potom drugi

predmet na neposrednoj udaljenosti od lica, otprilike 15 cm. Zamijetite

kako se prilikom gledanja drugog predmeta oči ispitanika okreću

prema unutra.

9.3 Akomodacija (fokusiranje)

Oko se može akomodirati (promijeniti fokus) tj. prilagoditi za gledanje bliskih

i udaljenih predmeta, promjenom oblika očne leće.

o Pokrijte ili zatvorite jedno oko i držite iglu 15 cm ispred drugog oka u

razini s nekim udaljenim predmetom.

o Pogledajte u udaljeni predmet i zamijetite kako se pojavljuje slika igle,

mutna i nejasna (nalazi se izvan fokusa).

o Sada pogledajte iglu. Zamijetite kako je sada slika udaljenog predmeta

postala mutna i nejasna. Zamijetite isto tako da akomodacija oka za

123


gledanje bliskih predmeta (u ovom primjeru igle) biva praćena

osjećajem napora.

o Pokrijte jedno oko i držite iglu u razini ruke. Dok gledate u vršak igle,

polako primičite iglu licu sve dok slika postane nejasna. Najkraća

udaljenost na kojoj maksimalno akomodirano oko još uvijek oštro

razabire ono što gleda (u ovom primjeru igla) naziva se bliska točka.

9.4 Slijepa pjega

Sastavni dio vidnog polja oba oka je slijepa pjega koja predstavlja optički

disk - dio mrežnice bez fotoreceptora.

o Promatrajte olovku koja piše crnom tintom, a ima bijeli držač.

Omotajte bijelim papirom držač olovke te ostavite nepokriven samo

crni dio za pisanje.

o Zabilježite križić na bijelom papiru. Zatvorite lijevo oko i mirno

gledajte križić na udaljenosti od 25cm. U nastavku te vježbe nastojte

glavu držati mirno i nastavite gledati u križić.

o Pomičite olovku udesno od križića. Kad dosegnete stanovitu udaljenost

vrh olovke postat će nevidljiv. Označite tu točku na papiru.

o Pomičite olovku i dalje udesno dok ponovno ne postane nevidljiva.

Obilježite i tu točku.

o Obilježite jednako tako gornju i donju granicu slijepe pjege.

Pažljivim i nadasve strpljivim radom moguće je odrediti granice slijepe pjege

u cijelosti. Slijepa pjega ima ovalan oblik i nepravilne rubove. Nepravilnosti

predstavljaju mjesta gdje mrežnične krvne žile izlaze iz optičkog diska.

124


gledanje bliskih predmeta (u ovom primjeru igle) biva praćena

osjećajem napora.

o Pokrijte jedno oko i držite iglu u razini ruke. Dok gledate u vršak igle,

polako primičite iglu licu sve dok slika postane nejasna. Najkraća

udaljenost na kojoj maksimalno akomodirano oko još uvijek oštro

razabire ono što gleda (u ovom primjeru igla) naziva se bliska točka.

9.4 Slijepa pjega

Sastavni dio vidnog polja oba oka je slijepa pjega koja predstavlja optički

disk - dio mrežnice bez fotoreceptora.

o Promatrajte olovku koja piše crnom tintom, a ima bijeli držač.

Omotajte bijelim papirom držač olovke te ostavite nepokriven samo

crni dio za pisanje.

o Zabilježite križić na bijelom papiru. Zatvorite lijevo oko i mirno

gledajte križić na udaljenosti od 25cm. U nastavku te vježbe nastojte

glavu držati mirno i nastavite gledati u križić.

o Pomičite olovku udesno od križića. Kad dosegnete stanovitu udaljenost

vrh olovke postat će nevidljiv. Označite tu točku na papiru.

o Pomičite olovku i dalje udesno dok ponovno ne postane nevidljiva.

Obilježite i tu točku.

o Obilježite jednako tako gornju i donju granicu slijepe pjege.

Pažljivim i nadasve strpljivim radom moguće je odrediti granice slijepe pjege

u cijelosti. Slijepa pjega ima ovalan oblik i nepravilne rubove. Nepravilnosti

predstavljaju mjesta gdje mrežnične krvne žile izlaze iz optičkog diska.

124


9.5 Mehanička stimulacija mrežnice

Oko je sastavljeno od elemenata sličnih onima kod kamere te je slika koja

nastaje na mrežnici obrnuta. Svjetlost koja dolazi na mrežnicu s jedne strane oka daje

vizualni odgovor na suprotnoj strani vidnog polja. Mehanička stimulacija mrežnice,

pritiskom na očnu jabučicu, jednako tako daje obrnuti vizualni odgovor.

o Usmjerite pogled ulijevo i zatvorite oba oka. Nastavite gledati ulijevo.

o Vrškom prsta nježno pritisnite desnu stranu desne očne jabučice.

Zamijetite vidni učinak što pri tome nastaje.

o Klizite lagano prstom prema gore i dolje te zamijetite smjer pomaka

vizualnog odgovora.

o Usmjerite pogled udesno i slično pritisnite lijevu stranu lijeve očne

jabučice, u lijevom kutu oka. Zamijetite nastali vidni učinak.

Trebali biste zamijetiti da je glavni odgovor na podražaj svijetli krug ili disk,

što nastaje na suprotnoj strani vidnog polja od one na kojoj je učinjen podražaj.

Podraživanje mrežnice na desnoj strani oka daje odgovor na lijevoj strani i obrnuto.

9.6 Pozitivna naknadna slika

Mrežnični fotoreceptori imaju iznenađujuće dugačak i spor odgovor na

svjetlosni podražaj. Kratkotrajan vidni podražaj uzrokuje odgovor koji traje duže od

same stimulacije dovoljno za nastanak pozitivne naknadne slike.

o Pogledajte u svijetlu i kontrastnu površinu kao što je prozor okrenut

suncu ili u jako osvijetljenu površinu radnog stola.

o Zatvorite oba oka i pokrijte ih rukama. Sačekajte 30 sekundi.

o Odmaknite ruke, otvorite oči za najkraće moguće vrijeme te ih

ponovno zatvorite.

o Zamijetite naknadnu sliku. Svijetli izgled površine koju ste prethodno

gledali ostaje vidljiv kroz kratko, ali mjerljivo vrijeme (značajan dio

sekunde).

125


9.5 Mehanička stimulacija mrežnice

Oko je sastavljeno od elemenata sličnih onima kod kamere te je slika koja

nastaje na mrežnici obrnuta. Svjetlost koja dolazi na mrežnicu s jedne strane oka daje

vizualni odgovor na suprotnoj strani vidnog polja. Mehanička stimulacija mrežnice,

pritiskom na očnu jabučicu, jednako tako daje obrnuti vizualni odgovor.

o Usmjerite pogled ulijevo i zatvorite oba oka. Nastavite gledati ulijevo.

o Vrškom prsta nježno pritisnite desnu stranu desne očne jabučice.

Zamijetite vidni učinak što pri tome nastaje.

o Klizite lagano prstom prema gore i dolje te zamijetite smjer pomaka

vizualnog odgovora.

o Usmjerite pogled udesno i slično pritisnite lijevu stranu lijeve očne

jabučice, u lijevom kutu oka. Zamijetite nastali vidni učinak.

Trebali biste zamijetiti da je glavni odgovor na podražaj svijetli krug ili disk,

što nastaje na suprotnoj strani vidnog polja od one na kojoj je učinjen podražaj.

Podraživanje mrežnice na desnoj strani oka daje odgovor na lijevoj strani i obrnuto.

9.6 Pozitivna naknadna slika

Mrežnični fotoreceptori imaju iznenađujuće dugačak i spor odgovor na

svjetlosni podražaj. Kratkotrajan vidni podražaj uzrokuje odgovor koji traje duže od

same stimulacije dovoljno za nastanak pozitivne naknadne slike.

o Pogledajte u svijetlu i kontrastnu površinu kao što je prozor okrenut

suncu ili u jako osvijetljenu površinu radnog stola.

o Zatvorite oba oka i pokrijte ih rukama. Sačekajte 30 sekundi.

o Odmaknite ruke, otvorite oči za najkraće moguće vrijeme te ih

ponovno zatvorite.

o Zamijetite naknadnu sliku. Svijetli izgled površine koju ste prethodno

gledali ostaje vidljiv kroz kratko, ali mjerljivo vrijeme (značajan dio

sekunde).

125


9.7 Negativna naknadna slika

Osjetljivost mrežničnih fotoreceptora raste postupno dok su podraženi

svjetlošću, a smanjuje se dok nisu podraženi. Adaptacija na svjetlo i tamu dopušta

funkciju vida u velikom rasponu svjetlosnih intenziteta. To ima i sporedni učinak koji

se ogleda u nastanku negativnih naknadnih slika.

o Postavite crni predmet na komad bijelog papira ili nacrtajte crni

kvadrat na papiru.

o Fiksirajte pogled na crni predmet 30 sekundi. Možete trepnuti, ali

nastojte što duže zadržati pogled fiksiranim.

o Premjestite pogled na komad ravnog bijelog papira i zamijetite

naknadnu sliku crnog predmeta. Slika traje nekoliko sekundi. Slika je

obrnuti kontrast (crni predmet daje svijetlu naknadnu sliku), odatle i

ime "negativna naknadna slika".

o Ponovite isto korištenjem obojanog predmeta i zamijetite promjenu

boje naknadne slike. Navodimo primjer: crveni predmet daje zelenu

naknadnu sliku.

9.8 Mrežnične krvne žile

Mrežnične krvne žile nalaze se u prednjem dijelu neuralnog i fotosenzitivnog

sloja. Apsorpcija i rasprostranjenost svjetla u krvnim žilama trebala bi prouzročiti

nastajanje slike. Slika je normalno suprimirana, ali mehanizmom koji nije dovoljno

razjašnjen. Mijenjanje smjera osvjetljenja krvnih žila privremeno nadvlada supresiju i

stvara sliku vidljivom. Dostatno osvjetljenje može ući u oko kroz bjeloočnicu, ukoliko

se malen izvor svjetla drži blizu, i to tako da malo svjetla ulazi kroz zjenicu.

o Zatvorite oba oka i usmjerite pogled ulijevo. Osvijetlite malom

baterijskom svjetiljkom kapak na desnoj strani desnog oka. Zadržite

svjetiljku u blizini oka tako da stvori malu svijetlu točku.

o Obrazac poput čipkaste mreže morao bi postati vidljiv za kratko

vrijeme, nakon čega počinje blijediti. Polaganim pomicanjem svjetla

126


9.7 Negativna naknadna slika

Osjetljivost mrežničnih fotoreceptora raste postupno dok su podraženi

svjetlošću, a smanjuje se dok nisu podraženi. Adaptacija na svjetlo i tamu dopušta

funkciju vida u velikom rasponu svjetlosnih intenziteta. To ima i sporedni učinak koji

se ogleda u nastanku negativnih naknadnih slika.

o Postavite crni predmet na komad bijelog papira ili nacrtajte crni

kvadrat na papiru.

o Fiksirajte pogled na crni predmet 30 sekundi. Možete trepnuti, ali

nastojte što duže zadržati pogled fiksiranim.

o Premjestite pogled na komad ravnog bijelog papira i zamijetite

naknadnu sliku crnog predmeta. Slika traje nekoliko sekundi. Slika je

obrnuti kontrast (crni predmet daje svijetlu naknadnu sliku), odatle i

ime "negativna naknadna slika".

o Ponovite isto korištenjem obojanog predmeta i zamijetite promjenu

boje naknadne slike. Navodimo primjer: crveni predmet daje zelenu

naknadnu sliku.

9.8 Mrežnične krvne žile

Mrežnične krvne žile nalaze se u prednjem dijelu neuralnog i fotosenzitivnog

sloja. Apsorpcija i rasprostranjenost svjetla u krvnim žilama trebala bi prouzročiti

nastajanje slike. Slika je normalno suprimirana, ali mehanizmom koji nije dovoljno

razjašnjen. Mijenjanje smjera osvjetljenja krvnih žila privremeno nadvlada supresiju i

stvara sliku vidljivom. Dostatno osvjetljenje može ući u oko kroz bjeloočnicu, ukoliko

se malen izvor svjetla drži blizu, i to tako da malo svjetla ulazi kroz zjenicu.

o Zatvorite oba oka i usmjerite pogled ulijevo. Osvijetlite malom

baterijskom svjetiljkom kapak na desnoj strani desnog oka. Zadržite

svjetiljku u blizini oka tako da stvori malu svijetlu točku.

o Obrazac poput čipkaste mreže morao bi postati vidljiv za kratko

vrijeme, nakon čega počinje blijediti. Polaganim pomicanjem svjetla

126


slika ponovno nastaje. Ukoliko nastavite ritmično pomicati izvor

svjetla, slika će ostati vidljiva.

o Krvne žile jasnije se mogu vidjeti ukoliko oči držite otvorenima, a

svjetlost usmjerite izravno prema bjeloočnici. Takav pokus zahtijeva

izvođenje u tamnoj sobi, ili ispitanik mora gledati nekakav bezličan

prizor poput ravne tamno obojane podloge ili zida.

o Strpljivim promatranjem postaje jasno vidljivo grananje i vijugav tok

krvnih žila. Središte vidnog polja ne sadrži krvne žile. Krvne žile

približavaju se radijalnim smjerom iz vanjskih dijelova polja.

o Većina ljudi može vidjeti izvorno grananje krvnih žila u području

desno od središta. To područje nazivamo optički disk ili pločica vidnog

živca (vidite vježbu 10.3).

9.9 Razlikovanje dviju točaka

Gustoća taktilnih receptora kože uvelike se razlikuje u različitim dijelovima

tijela.

o Uzmite metalnu spajalicu za papir i raširite je. Savijte je u oblik slova

U tako da razmak raširenih točaka bude oko 1 cm.

o Dotaknite lagano dvije točke na dlanu ispružene ispitanikove ruke.

Zamolite ga da Vam kaže je li osjetio jednu ili dvije točke dodira. Uz

razmak od 1 cm, lako se mogu razlikovati dva podražaja kao takva.

o Zamolite ispitanika da zatvori oči. Savijte spajalicu tako da vrhovi

budu bliže jedan drugom. Ponavljanjem pokušaja s različitim

razmakom vrhova spajalice pronađite najmanju udaljenost na kojoj

ispitanik može razlikovati dvije točke. Možete ispitati istinitost

ispitanikovih odgovora s vremena na vrijeme, ukošenjem spajalice i

pritiskanjem samo jedne točke.

o Izmjerite udaljenost dviju točaka ravnalom.

o Ponavljte korake 3 i 4 na različitim dijelovima tijela (npr. vršak prsta,

stražnji dio šake, stražnji dio podlaktice, na leđima i sl.).

127


slika ponovno nastaje. Ukoliko nastavite ritmično pomicati izvor

svjetla, slika će ostati vidljiva.

o Krvne žile jasnije se mogu vidjeti ukoliko oči držite otvorenima, a

svjetlost usmjerite izravno prema bjeloočnici. Takav pokus zahtijeva

izvođenje u tamnoj sobi, ili ispitanik mora gledati nekakav bezličan

prizor poput ravne tamno obojane podloge ili zida.

o Strpljivim promatranjem postaje jasno vidljivo grananje i vijugav tok

krvnih žila. Središte vidnog polja ne sadrži krvne žile. Krvne žile

približavaju se radijalnim smjerom iz vanjskih dijelova polja.

o Većina ljudi može vidjeti izvorno grananje krvnih žila u području

desno od središta. To područje nazivamo optički disk ili pločica vidnog

živca (vidite vježbu 10.3).

9.9 Razlikovanje dviju točaka

Gustoća taktilnih receptora kože uvelike se razlikuje u različitim dijelovima

tijela.

o Uzmite metalnu spajalicu za papir i raširite je. Savijte je u oblik slova

U tako da razmak raširenih točaka bude oko 1 cm.

o Dotaknite lagano dvije točke na dlanu ispružene ispitanikove ruke.

Zamolite ga da Vam kaže je li osjetio jednu ili dvije točke dodira. Uz

razmak od 1 cm, lako se mogu razlikovati dva podražaja kao takva.

o Zamolite ispitanika da zatvori oči. Savijte spajalicu tako da vrhovi

budu bliže jedan drugom. Ponavljanjem pokušaja s različitim

razmakom vrhova spajalice pronađite najmanju udaljenost na kojoj

ispitanik može razlikovati dvije točke. Možete ispitati istinitost

ispitanikovih odgovora s vremena na vrijeme, ukošenjem spajalice i

pritiskanjem samo jedne točke.

o Izmjerite udaljenost dviju točaka ravnalom.

o Ponavljte korake 3 i 4 na različitim dijelovima tijela (npr. vršak prsta,

stražnji dio šake, stražnji dio podlaktice, na leđima i sl.).

127


9.10 Dodirna iluzija

Prekrižite dva susjedna prsta, tako da nokti budu jedan uz drugoga, ali u

položaju suprotnom od normalnog. Većini ljudi najlakše je prekrižiti srednjak i

kažiprst.

Stavite malen predmet poput olovke u prostor između noktiju u obliku slova V

i lagano ga pomičite naprijed - natrag.

Pojavit će se očita iluzija u kojoj osjećate kako u ruci imate dva predmeta.

9.11 Temperaturna iluzija

Mnogi osjetni sustavi pokazuju adaptaciju: opadanje odgovora kod

kontinuiranog jednakomjernog podražaja. Temperaturni receptori u koži pokazuju

adaptaciju tako da osjećaj topline za toplo i hladno više ovisi o promjenama

temperature nego o samoj temperaturi.

o Napunite tri posude vodom. Jednu napunite vrućom vodom, ali ne tako

vrućom vodom da biste se mogli opeći. Drugu napunite hladnom, a

treću mlakom vodom.

o Stavite jednu ruku u hladnu vodu, drugu u vruću vodu. Zadržite ih tako

30 sekundi.

o Potom stavite obje ruke u mlaku vodu. Vodu ćete osjetiti kao toplu

jednom, a kao hladnu drugom rukom.

9.12 Okus i miris

Veliki dio osjeta koji se uobičajeno naziva "okusom", u stvari je miris.

o Zamolite dobrovoljca da zatvori oči i drži obje nosnice zatvorenima

tako da zrak kroz njih ne može prolaziti.

o Prethodno pripremljeni komad jabuke dajte ispitaniku u usta te ga

zamolite da identificira što mu je u ustima prema okusu.

o Ponovite to isto sa svježim krumpirom, a zatim sa svježim lukom.

Razlikovanje je izuzetno teško.

128


9.10 Dodirna iluzija

Prekrižite dva susjedna prsta, tako da nokti budu jedan uz drugoga, ali u

položaju suprotnom od normalnog. Većini ljudi najlakše je prekrižiti srednjak i

kažiprst.

Stavite malen predmet poput olovke u prostor između noktiju u obliku slova V

i lagano ga pomičite naprijed - natrag.

Pojavit će se očita iluzija u kojoj osjećate kako u ruci imate dva predmeta.

9.11 Temperaturna iluzija

Mnogi osjetni sustavi pokazuju adaptaciju: opadanje odgovora kod

kontinuiranog jednakomjernog podražaja. Temperaturni receptori u koži pokazuju

adaptaciju tako da osjećaj topline za toplo i hladno više ovisi o promjenama

temperature nego o samoj temperaturi.

o Napunite tri posude vodom. Jednu napunite vrućom vodom, ali ne tako

vrućom vodom da biste se mogli opeći. Drugu napunite hladnom, a

treću mlakom vodom.

o Stavite jednu ruku u hladnu vodu, drugu u vruću vodu. Zadržite ih tako

30 sekundi.

o Potom stavite obje ruke u mlaku vodu. Vodu ćete osjetiti kao toplu

jednom, a kao hladnu drugom rukom.

9.12 Okus i miris

Veliki dio osjeta koji se uobičajeno naziva "okusom", u stvari je miris.

o Zamolite dobrovoljca da zatvori oči i drži obje nosnice zatvorenima

tako da zrak kroz njih ne može prolaziti.

o Prethodno pripremljeni komad jabuke dajte ispitaniku u usta te ga

zamolite da identificira što mu je u ustima prema okusu.

o Ponovite to isto sa svježim krumpirom, a zatim sa svježim lukom.

Razlikovanje je izuzetno teško.

128


o Ponovite korake 2 i 3, ali ovoga puta dozvolite ispitaniku disanje kroz

nos. Sad je razlikovanje vrlo lagano.

9.13 Okus i raspodjela

Okusni receptori ("okusni pupoljci") uglavnom su pronađeni na jeziku, no

jednako tako i na nepcu te u farinksu. Razlikuju se četiri vrste okusa: slatko, kiselo,

slano i gorko. Svaka vrsta okusnih pupoljaka ima karakterističnu prostornu

rasprostranjenost na jeziku.

o Pripremite u plastične čaše sljedeće otopine.

• šećer (saharozu): 15 grama u 50 ml vode

• kuhinjsku sol (natrijev klorid): 5g u 50 ml vode

• limunsku kiselinu: 2 g u 50 ml vode

o Navlažite mali komadić čistog pamuka prvom otopinom, odstranite

suvišak tekućine i dotaknite pamukom stražnji dio ispitanikova jezika.

Zamolite ispitanika da Vam kaže što osjeća. Ponovite isto samo sada

dotaknite pamukom jednu stranu jezika, te potom vršak jezika.

Zamijetit ćete kako upravo vršak jezika daje najintenzivniji osjećaj

slatkog.

o Ponovite korak 2, ali ovaj put sa slanom otopinom. Zamijetite različitu

distribuciju osjeta za slano.

o Ponovite korak 3, ali ovaj put s otopinom limunske kiseline. Zamijetite

različitu distribuciju osjeta za kiselo.

129


o Ponovite korake 2 i 3, ali ovoga puta dozvolite ispitaniku disanje kroz

nos. Sad je razlikovanje vrlo lagano.

9.13 Okus i raspodjela

Okusni receptori ("okusni pupoljci") uglavnom su pronađeni na jeziku, no

jednako tako i na nepcu te u farinksu. Razlikuju se četiri vrste okusa: slatko, kiselo,

slano i gorko. Svaka vrsta okusnih pupoljaka ima karakterističnu prostornu

rasprostranjenost na jeziku.

o Pripremite u plastične čaše sljedeće otopine.

• šećer (saharozu): 15 grama u 50 ml vode

• kuhinjsku sol (natrijev klorid): 5g u 50 ml vode

• limunsku kiselinu: 2 g u 50 ml vode

o Navlažite mali komadić čistog pamuka prvom otopinom, odstranite

suvišak tekućine i dotaknite pamukom stražnji dio ispitanikova jezika.

Zamolite ispitanika da Vam kaže što osjeća. Ponovite isto samo sada

dotaknite pamukom jednu stranu jezika, te potom vršak jezika.

Zamijetit ćete kako upravo vršak jezika daje najintenzivniji osjećaj

slatkog.

o Ponovite korak 2, ali ovaj put sa slanom otopinom. Zamijetite različitu

distribuciju osjeta za slano.

o Ponovite korak 3, ali ovaj put s otopinom limunske kiseline. Zamijetite

različitu distribuciju osjeta za kiselo.

129


9.14 Osjećaj pritiska

Kapsule i ligamenti zglobova zaprimaju osjetnu inervaciju čime imaju

mogućnost zamjećivanja promjene položaja zglobova. Učinkovitost toga manje

poznatog osjeta kroz vježbu ćemo jednostavno demonstrirati.

o Zamolite dobrovoljca da ispruži ruku dlanom okrenutim prema gore i

ispruženim prstima.

o Držite ispitanikov kažiprst svojim palcem s jedne, a kažiprstom s druge

strane. Nemojte držati ispitanikov kažiprst s dorzalne i palmarne

strane, s obzirom da bi to moglo dati interpretaciju pokreta izazvanu

silama povlačenja prema dolje ili podizanja.

o Savijte ispitanikov prst prema gore i istovremeno recite: "Ovo je gore".

Sada potegnite prst prema dolje u početni položaj i istovremeno recite:

"Ovo je dolje".

o Zamolite ispitanika da zatvori oči. Sada testirajte njegovu/njezinu

sposobnost zamjećivanja promjene položaja prsta. Pokušajte izvesti

veće i manje pomake prsta.

9.15 Polukružni kanali

Polukružni kanali ispunjeni su tekućinom te su smješteni u temporalnoj kosti

lubanje i čine dio unutarnjeg uha. Imaju mogućnost zamjećivanja rotacijskih pokreta

glave u tri osovine.

Za izvođenje vježbe potrebna je rotacijska stolica (mora se moći rotirati lagano

u svojoj vertikalnoj osovini) npr. uredska stolica.

o Zamolite dobrovoljca da sjedne s objema nogama u zraku te da zatvori

oči.

o Zamolite ispitanika da Vam kaže kad počinje osjećati rotaciju i u

kojemu smjeru. Ispitajte njegovu mogućnost zamjećivanja rotacijskih

pokreta tako da rotirate stolicu različitim brzinama i u različitim

smjerovima. Trebali biste zamijetiti kako je moguće osjetiti i vrlo

lagane pomake.

130


9.14 Osjećaj pritiska

Kapsule i ligamenti zglobova zaprimaju osjetnu inervaciju čime imaju

mogućnost zamjećivanja promjene položaja zglobova. Učinkovitost toga manje

poznatog osjeta kroz vježbu ćemo jednostavno demonstrirati.

o Zamolite dobrovoljca da ispruži ruku dlanom okrenutim prema gore i

ispruženim prstima.

o Držite ispitanikov kažiprst svojim palcem s jedne, a kažiprstom s druge

strane. Nemojte držati ispitanikov kažiprst s dorzalne i palmarne

strane, s obzirom da bi to moglo dati interpretaciju pokreta izazvanu

silama povlačenja prema dolje ili podizanja.

o Savijte ispitanikov prst prema gore i istovremeno recite: "Ovo je gore".

Sada potegnite prst prema dolje u početni položaj i istovremeno recite:

"Ovo je dolje".

o Zamolite ispitanika da zatvori oči. Sada testirajte njegovu/njezinu

sposobnost zamjećivanja promjene položaja prsta. Pokušajte izvesti

veće i manje pomake prsta.

9.15 Polukružni kanali

Polukružni kanali ispunjeni su tekućinom te su smješteni u temporalnoj kosti

lubanje i čine dio unutarnjeg uha. Imaju mogućnost zamjećivanja rotacijskih pokreta

glave u tri osovine.

Za izvođenje vježbe potrebna je rotacijska stolica (mora se moći rotirati lagano

u svojoj vertikalnoj osovini) npr. uredska stolica.

o Zamolite dobrovoljca da sjedne s objema nogama u zraku te da zatvori

oči.

o Zamolite ispitanika da Vam kaže kad počinje osjećati rotaciju i u

kojemu smjeru. Ispitajte njegovu mogućnost zamjećivanja rotacijskih

pokreta tako da rotirate stolicu različitim brzinama i u različitim

smjerovima. Trebali biste zamijetiti kako je moguće osjetiti i vrlo

lagane pomake.

130


Polukružni kanalići zamjećuju rotaciju, ali nisu u mogućnosti signalizirati

položaj tijela. To možete ispitati tako da pokažete kako ispitanikov osjećaj u kojem se

smjeru okreće postaje nepouzdan, primjerice prilikom okretanja za jednu četvrtinu

kruga u jednom smjeru, a zatim za pola kruga u drugom smjeru. Međutim test nije

jednostavno izvesti jer se ispitanik može služiti drugim informacijama o smjeru

kretanja. Intenzitet osvjetljenja u prostoru može se mijenjati s rotacijama što se može

zamijetiti i kroz zatvorene kapke. Jednako tako i akustično okruženje nije

ravnomjerno. Trebalo bi obratiti pozornost na navedene čimbenike i pokušati umanjiti

njihov utjecaj.

131


Polukružni kanalići zamjećuju rotaciju, ali nisu u mogućnosti signalizirati

položaj tijela. To možete ispitati tako da pokažete kako ispitanikov osjećaj u kojem se

smjeru okreće postaje nepouzdan, primjerice prilikom okretanja za jednu četvrtinu

kruga u jednom smjeru, a zatim za pola kruga u drugom smjeru. Međutim test nije

jednostavno izvesti jer se ispitanik može služiti drugim informacijama o smjeru

kretanja. Intenzitet osvjetljenja u prostoru može se mijenjati s rotacijama što se može

zamijetiti i kroz zatvorene kapke. Jednako tako i akustično okruženje nije

ravnomjerno. Trebalo bi obratiti pozornost na navedene čimbenike i pokušati umanjiti

njihov utjecaj.

131


10. VRIJEME REAKCIJE

10.1 Uvod

Cilj vježbe je upoznavanje studenata sa značajkama vremena reakcije različitih

psihomotoričkih i kognitivnih procesa. Za ispitivanje vremena reakcije

psihomotoričkih i kognitivnih procesa koristit će se CRD serija psihodijagnostičkih

testova.

CRD (Complex Reactionmeter Drenovac) primjer je elektroničke izvedbe

psihologijskog mjernog instrumenta. Sastoji se od 38 standardiziranih testova koji se

izvode na četiri elektroničke ploče CRD 1-4.

Slika 10.1 CRD sustav

Elektronički instrumenti zajedno s računalom tvore cjelinu tog

psihodijagnostičkog sustava (slika 10.1). Korisno je napomenuti da CRD pripada

instrumentima koji koriste računalo isključivo u svrhu automatizacije mjerenja,

prikupljanja i obrade dobivenih podataka. Dakle, ne pripada instrumentima koji

koriste specifične elektroničke sklopove za simulaciju određenih kognitivnih ili

psihomotoričkih procesa.

Teorijska i metodološka osnova CRD psihodijagnostičkog instrumenta nije

novijeg datuma. Pojava prvog instrumenta datira još od sredine šezdesetih godina.

132


10. VRIJEME REAKCIJE

10.1 Uvod

Cilj vježbe je upoznavanje studenata sa značajkama vremena reakcije različitih

psihomotoričkih i kognitivnih procesa. Za ispitivanje vremena reakcije

psihomotoričkih i kognitivnih procesa koristit će se CRD serija psihodijagnostičkih

testova.

CRD (Complex Reactionmeter Drenovac) primjer je elektroničke izvedbe

psihologijskog mjernog instrumenta. Sastoji se od 38 standardiziranih testova koji se

izvode na četiri elektroničke ploče CRD 1-4.

Slika 10.1 CRD sustav

Elektronički instrumenti zajedno s računalom tvore cjelinu tog

psihodijagnostičkog sustava (slika 10.1). Korisno je napomenuti da CRD pripada

instrumentima koji koriste računalo isključivo u svrhu automatizacije mjerenja,

prikupljanja i obrade dobivenih podataka. Dakle, ne pripada instrumentima koji

koriste specifične elektroničke sklopove za simulaciju određenih kognitivnih ili

psihomotoričkih procesa.

Teorijska i metodološka osnova CRD psihodijagnostičkog instrumenta nije

novijeg datuma. Pojava prvog instrumenta datira još od sredine šezdesetih godina.

132


Nastao je integracijom različitih metodologija istraživanja koje su bile prisutne i prije

same izrade instrumenta. Pokazatelji učinka i njihovo tumačenje počiva na

kronometriji i pretpostavkama funkcioniranja neurofizioloških mehanizama koji

potječu od I.P. Pavlova. Postavke kronometrije polaze od hipoteze da se iz vremena

ispitanikovih reakcija mogu dobiti informacije o ustroju i funkcijama psihomotoričkih

i kognitivnih procesa.

Kako se razvijala tehnologija i postupci mjerenja, tako su napredovale i nove

izvedbe CRD serije. Počele su se uvoditi različite ideje, teorije i terminologija iz

područja kognitivne psihologije i računalne znanosti (engl., computer science). U

današnjoj izvedbi iskorištene su prednosti primjene računala, programskih jezika

novije generacije, relacijskih modela baza podataka i statističkih programskih paketa.

No, u području neuroznanosti postoji još dosta prostora za istraživanje i razvoj, kako

CRD serije, tako i konstrukcije novih instrumenata.

Uočljivo je da su i na današnjem stupnju informatičke i računalne razvijenosti

nedovoljno istraženi potencijali računalne primjene neuropsihologijskih testova. U

prvom redu to se odnosi na prikupljanje dodatnih podataka o ispitaniku i njihovu

dijagnostičku primjenu. Važno je napomenuti da tehnološke inovacije nisu same po

sebi dovoljne bez dobro osmišljene teorijske osnove, metodologije mjerenja i

znanstvene evaluacije i validacije psihodijagnostičkih instrumenata.

CRD testovi posjeduju formu složenog reakcionmetra. Namijenjeni su

iniciranju kognitivnih procesa, od uočavanja i diskriminacije promjena svjetlosnih i

zvučnih signala, pa do ispitivanja funkcija pamćenja i mišljenja.

CRD serija primjenjuje se u diferencijalnoj dijagnostici, profesionalnoj

orijentaciji i selekciji, te u dijagnostici i praćenju psihomotoričkih i kognitivnih

funkcija u znanstvenim istraživanjima.

Testovi CRD serije prilagođeni su ispitivanju:

perceptivnih sposobnosti (opažanje, diskriminacija, vizualna orijentacija),

pamćenja,

mišljenja (operativno mišljenje, zaključivanje, rješavanje problema),

različitih oblika jednostavnih i izbornih psihomotoričkih reakcija.

Primarni cilj primjene testova CRD serije je dijagnosticiranje i praćenje

vremena i točnosti izvođenja kognitivnih i psihomotoričkih procesa. Testovi su

133


Nastao je integracijom različitih metodologija istraživanja koje su bile prisutne i prije

same izrade instrumenta. Pokazatelji učinka i njihovo tumačenje počiva na

kronometriji i pretpostavkama funkcioniranja neurofizioloških mehanizama koji

potječu od I.P. Pavlova. Postavke kronometrije polaze od hipoteze da se iz vremena

ispitanikovih reakcija mogu dobiti informacije o ustroju i funkcijama psihomotoričkih

i kognitivnih procesa.

Kako se razvijala tehnologija i postupci mjerenja, tako su napredovale i nove

izvedbe CRD serije. Počele su se uvoditi različite ideje, teorije i terminologija iz

područja kognitivne psihologije i računalne znanosti (engl., computer science). U

današnjoj izvedbi iskorištene su prednosti primjene računala, programskih jezika

novije generacije, relacijskih modela baza podataka i statističkih programskih paketa.

No, u području neuroznanosti postoji još dosta prostora za istraživanje i razvoj, kako

CRD serije, tako i konstrukcije novih instrumenata.

Uočljivo je da su i na današnjem stupnju informatičke i računalne razvijenosti

nedovoljno istraženi potencijali računalne primjene neuropsihologijskih testova. U

prvom redu to se odnosi na prikupljanje dodatnih podataka o ispitaniku i njihovu

dijagnostičku primjenu. Važno je napomenuti da tehnološke inovacije nisu same po

sebi dovoljne bez dobro osmišljene teorijske osnove, metodologije mjerenja i

znanstvene evaluacije i validacije psihodijagnostičkih instrumenata.

CRD testovi posjeduju formu složenog reakcionmetra. Namijenjeni su

iniciranju kognitivnih procesa, od uočavanja i diskriminacije promjena svjetlosnih i

zvučnih signala, pa do ispitivanja funkcija pamćenja i mišljenja.

CRD serija primjenjuje se u diferencijalnoj dijagnostici, profesionalnoj

orijentaciji i selekciji, te u dijagnostici i praćenju psihomotoričkih i kognitivnih

funkcija u znanstvenim istraživanjima.

Testovi CRD serije prilagođeni su ispitivanju:

perceptivnih sposobnosti (opažanje, diskriminacija, vizualna orijentacija),

pamćenja,

mišljenja (operativno mišljenje, zaključivanje, rješavanje problema),

različitih oblika jednostavnih i izbornih psihomotoričkih reakcija.

Primarni cilj primjene testova CRD serije je dijagnosticiranje i praćenje

vremena i točnosti izvođenja kognitivnih i psihomotoričkih procesa. Testovi su

133


posebno korisni u praćenju i dijagnostici unutar različitih zanimanja koja zahtijevaju

aktualizaciju specifičnih znanja, vještina i sposobnosti u kratkom vremenu.

Konstrukcija zadataka u pojedinim testovima izvedena je u skladu s

pretpostavljenim manifestacijama i hijerarhijskim ustrojem kognitivnih procesa.

Prema navedenom, individualni rezultat na testu ili testovima CRD serije predstavlja

skup pokazatelja koji ukazuju na:

specifične sposobnosti (percepcija, pamćenje, mišljenje, i sl.),

funkcionalne karakteristike SŽS-a (brzina, stabilnost, i sl.),

funkcionalne smetnje (perseveracije, regresije).

Unutar perioda latencije uklopljena su vremena različitog trajanja određenih

neurofizioloških procesa. Period latencije predstavlja vrijeme od početka zadavanja

podražaja do pojave odgovora ispitanika na taj podražaj. U toku perioda latencije

odvijaju se različiti procesi na neurofiziološkoj razini.

U periodu latencije sadržana su vremena različitog trajanja potrebna za:

1. odvijanje pojednih neurofizioloških mehanizama pri primanju podražaja,

2. obradu podražajnog sadržaja na kortikalnoj razini,

3. izvođenje odgovora na podražaj,

4. djelovanje individualnih posebnih čimbenika,

5. djelovanje situacijskih čimbenika.

Mjerenjem vremena koje je potrebno za rješavanje zadataka u testovima CRD

serije nastoji se dobiti slika o organizaciji, varijacijama i čimbenicima koji određuju

vremenske odnose unutar elemenata različito složenih kognitivnih i psihomotoričkih

reakcija. Utvrđivanje strukture oslanja se na primjeni postupka frakcioniranja

ukupnog vremena reakcije tj. izdvajanju parcijalnih vremena potrebnih za odvijanje

pojedinog procesa. No, postoje i drugi pristupi koji nastoje proniknuti u strukturu

vremena koje je potrebno za odvijanje kognitivnih i psihomotoričkih procesa. Takvi

pristupi zahtijevaju multidisciplinarni i eksperimentalni rad i koriste primjenu

različitih tehnologija i fizioloških parametara koji čine osnovu vremenskih varijacija.

Dva su temeljna problema kronometrijskih mjerenja:

a) Koliko je vrijeme kognitivnih i psihomotoričkih procesa koji su rezultat

brzine širenja ekscitacije ovisno o karakteristikama neuralnih putova

(debljina i duljina vlakana)?

134


posebno korisni u praćenju i dijagnostici unutar različitih zanimanja koja zahtijevaju

aktualizaciju specifičnih znanja, vještina i sposobnosti u kratkom vremenu.

Konstrukcija zadataka u pojedinim testovima izvedena je u skladu s

pretpostavljenim manifestacijama i hijerarhijskim ustrojem kognitivnih procesa.

Prema navedenom, individualni rezultat na testu ili testovima CRD serije predstavlja

skup pokazatelja koji ukazuju na:

specifične sposobnosti (percepcija, pamćenje, mišljenje, i sl.),

funkcionalne karakteristike SŽS-a (brzina, stabilnost, i sl.),

funkcionalne smetnje (perseveracije, regresije).

Unutar perioda latencije uklopljena su vremena različitog trajanja određenih

neurofizioloških procesa. Period latencije predstavlja vrijeme od početka zadavanja

podražaja do pojave odgovora ispitanika na taj podražaj. U toku perioda latencije

odvijaju se različiti procesi na neurofiziološkoj razini.

U periodu latencije sadržana su vremena različitog trajanja potrebna za:

1. odvijanje pojednih neurofizioloških mehanizama pri primanju podražaja,

2. obradu podražajnog sadržaja na kortikalnoj razini,

3. izvođenje odgovora na podražaj,

4. djelovanje individualnih posebnih čimbenika,

5. djelovanje situacijskih čimbenika.

Mjerenjem vremena koje je potrebno za rješavanje zadataka u testovima CRD

serije nastoji se dobiti slika o organizaciji, varijacijama i čimbenicima koji određuju

vremenske odnose unutar elemenata različito složenih kognitivnih i psihomotoričkih

reakcija. Utvrđivanje strukture oslanja se na primjeni postupka frakcioniranja

ukupnog vremena reakcije tj. izdvajanju parcijalnih vremena potrebnih za odvijanje

pojedinog procesa. No, postoje i drugi pristupi koji nastoje proniknuti u strukturu

vremena koje je potrebno za odvijanje kognitivnih i psihomotoričkih procesa. Takvi

pristupi zahtijevaju multidisciplinarni i eksperimentalni rad i koriste primjenu

različitih tehnologija i fizioloških parametara koji čine osnovu vremenskih varijacija.

Dva su temeljna problema kronometrijskih mjerenja:

a) Koliko je vrijeme kognitivnih i psihomotoričkih procesa koji su rezultat

brzine širenja ekscitacije ovisno o karakteristikama neuralnih putova

(debljina i duljina vlakana)?

134


b) Koji su čimbenici i koliko vremena otpada na pojedine čimbenike koji

uvjetuju varijacije vremena latencije?

Prema kronometrijskom pristupu, cjelokupno vrijeme rješavanja pojedinog

zadatka odgovarajućeg testa je određeno. Po tom modelu ne postoji slučajni faktor

pogreške. Svako produženo vrijeme rješavanja zadatka ili pogreška uvjetovana je

jednim ili većim brojem čimbenika koji se nastoje tumačiti u terminima afektivne

inkontinencije, afektivnog stupora, mentalnim blokadama i perseveracijama.

Jedini pravi pokazatelj “potencijala” i sposobnosti svakog pojedinca za proces

koji mjeri odgovarajući test CRD serije je najkraće vrijeme rješavanja zadatka u testu

(TMIN). Ponavljanjem većeg broja zadataka u testu postoji i veća vjerojatnost da

ćemo “uhvatiti” ili se asimptotski u funkciji odvijanja testa približiti pravoj veličini

koju test mjeri. To znači da je ta mjera (TMIN) bolja mjera (prave veličine mjerenja)

od ukupnog vremena rješavanja testa u cjelini (UT). S druge strane, MT (srednje

vrijeme rješavanja testa CRD serije) je u slučaju uspoređivanja rezultata među

ispitanicima najprikladnija mjera. Naime, pri obavljanju različitih svakodnevnih

aktivnosti najveća je vjerojatnost da će se vremena obavljanja psihomotoričkih i

kognitivnih procesa kretati oko srednje vrijednosti.

Pokazatelji učinka na CRD testovima

U većini CRD testova učinak i uspješnost izražava se različitim vremenskim i

količinskim parametrima. Svi pokazatelji dostupni su putem računala. Za upravljanje

uređajima CRD serije koristi se aplikacija CRD-Psychodiagnostic System koja

omogućuje automatsko izračunavanje, prikaz i spremanje podataka u bazu.

Pokazatelji vremena rješavanja

1. Ukupno vrijeme rješavanja testa (TT) – ukupno vrijeme rješavanja testa,

predstavlja zbroj pojedinačnih vremena rješavanja zadataka; UT=∑(Ti),

gdje je Ti vrijeme potrebno za rješavanje pojedinog zadatka u testu.

Varijacije ukupnog vremena rješavanja cijelog testa rezultat su intereakcije

različitih čimbenika kao što su brzina, stabilnost, točnost i izdržljivost pri

rješavanju zadataka.

2. Prosječno vrijeme rješavanja zadataka u testu (MT) – za razliku od

ukupnog vremena rješavanja cjelokupnog testa, pogodnija je mjera i

pokazatelj interindividualnih razlika.

135


b) Koji su čimbenici i koliko vremena otpada na pojedine čimbenike koji

uvjetuju varijacije vremena latencije?

Prema kronometrijskom pristupu, cjelokupno vrijeme rješavanja pojedinog

zadatka odgovarajućeg testa je određeno. Po tom modelu ne postoji slučajni faktor

pogreške. Svako produženo vrijeme rješavanja zadatka ili pogreška uvjetovana je

jednim ili većim brojem čimbenika koji se nastoje tumačiti u terminima afektivne

inkontinencije, afektivnog stupora, mentalnim blokadama i perseveracijama.

Jedini pravi pokazatelj “potencijala” i sposobnosti svakog pojedinca za proces

koji mjeri odgovarajući test CRD serije je najkraće vrijeme rješavanja zadatka u testu

(TMIN). Ponavljanjem većeg broja zadataka u testu postoji i veća vjerojatnost da

ćemo “uhvatiti” ili se asimptotski u funkciji odvijanja testa približiti pravoj veličini

koju test mjeri. To znači da je ta mjera (TMIN) bolja mjera (prave veličine mjerenja)

od ukupnog vremena rješavanja testa u cjelini (UT). S druge strane, MT (srednje

vrijeme rješavanja testa CRD serije) je u slučaju uspoređivanja rezultata među

ispitanicima najprikladnija mjera. Naime, pri obavljanju različitih svakodnevnih

aktivnosti najveća je vjerojatnost da će se vremena obavljanja psihomotoričkih i

kognitivnih procesa kretati oko srednje vrijednosti.

Pokazatelji učinka na CRD testovima

U većini CRD testova učinak i uspješnost izražava se različitim vremenskim i

količinskim parametrima. Svi pokazatelji dostupni su putem računala. Za upravljanje

uređajima CRD serije koristi se aplikacija CRD-Psychodiagnostic System koja

omogućuje automatsko izračunavanje, prikaz i spremanje podataka u bazu.

Pokazatelji vremena rješavanja

1. Ukupno vrijeme rješavanja testa (TT) – ukupno vrijeme rješavanja testa,

predstavlja zbroj pojedinačnih vremena rješavanja zadataka; UT=∑(Ti),

gdje je Ti vrijeme potrebno za rješavanje pojedinog zadatka u testu.

Varijacije ukupnog vremena rješavanja cijelog testa rezultat su intereakcije

različitih čimbenika kao što su brzina, stabilnost, točnost i izdržljivost pri

rješavanju zadataka.

2. Prosječno vrijeme rješavanja zadataka u testu (MT) – za razliku od

ukupnog vremena rješavanja cjelokupnog testa, pogodnija je mjera i

pokazatelj interindividualnih razlika.

135


3. Najkraće vrijeme rješavanja testa (TMIN) – najkraće je vrijeme rješavanja

zadatka u pojedinom testu. Najkraće vrijeme predstavlja “potencijalnu

mentalnu brzinu” izvođenja kognitivne ili psihomotoričke zadaće.

4. Najduže vrijeme rješavanja zadatka (TMAX) – predstavlja maksimalan

učinak nepovoljnog djelovanja većeg broja čimbenika na brzinu izvođenja

određene psihomotoričke ili kognitivne aktivnosti.

Pokazatelji točnosti rješavanja zadataka

1. Ukupni broj pogrešaka u testu (UP) – pokazatelj pouzdanosti

neuropsihologijskih funkcija i točnosti rješavanja zadataka u testu. Broj

pogrešaka kod rješavanja jednog zadatka spada u pokazatelje

funkcionalnih smetnji (perseveracije, rigidnosti ili mentalne

inkontinencije), dok je UP pokazatelj koncentracije pozornosti.

2. Broj pokušaja ulaza u labirint (NU) – pokazatelj uspješnosti učenja i

pokazatelj koncentracije pozornosti.

3. Ukupni broj “lažnih uzbuna” (ULU) – pokazatelj slabe kontroliranosti

ponašanja uslijed povećane ekscitacije.

Pokazatelji fluktuacije tijekom testa:

1. Ukupni balast (ukupno izgubljeno vrijeme - UB) – pokazatelj stabilnosti

odvijanja određene psihomotoričke ili kognitivne funkcije. Ukupno

izgubljeno vrijeme, kao mjera suviška (“balasta”), dobiva se po slijedećem

algoritmu UB=∑(Ti – TMIN); gdje je Ti – vrijeme rješavanja pojedinačnog

zadatka u testu, UB – ukupni “balast”, TMIN – najkraće vrijeme rješavanja

zadatka u određenom testu.

2. Izgubljeno vrijeme u pojedinim sekvencijama (D1...Dn1) – predstavlja

parcijalni balast. To je suma razlika između vremena rješavanja pojedinih

zadatka u sekvenciji i najkraćeg vremena rješavanja zadatka u cijelom

testu.

3. Startna disocijacija (D1/UB) – daje informaciju o izgubljenom vremenu u

rješavanju prvih pet zadataka u testu. Startna disocijacija uvjetovana je

emocionalnim smetnjama u prvom susretu ispitanika s novim sadržajem.

1 D1…Dn predstavlja balast za pojedini niz zadataka. Tako npr. za zadatke od 5 do 10

parcijalni balast možemo označiti kao D5 i on predstavlja zbroj razlika između vremena rješavanja zadataka 5,6,7,8,9,10 i TMIN

136


3. Najkraće vrijeme rješavanja testa (TMIN) – najkraće je vrijeme rješavanja

zadatka u pojedinom testu. Najkraće vrijeme predstavlja “potencijalnu

mentalnu brzinu” izvođenja kognitivne ili psihomotoričke zadaće.

4. Najduže vrijeme rješavanja zadatka (TMAX) – predstavlja maksimalan

učinak nepovoljnog djelovanja većeg broja čimbenika na brzinu izvođenja

određene psihomotoričke ili kognitivne aktivnosti.

Pokazatelji točnosti rješavanja zadataka

1. Ukupni broj pogrešaka u testu (UP) – pokazatelj pouzdanosti

neuropsihologijskih funkcija i točnosti rješavanja zadataka u testu. Broj

pogrešaka kod rješavanja jednog zadatka spada u pokazatelje

funkcionalnih smetnji (perseveracije, rigidnosti ili mentalne

inkontinencije), dok je UP pokazatelj koncentracije pozornosti.

2. Broj pokušaja ulaza u labirint (NU) – pokazatelj uspješnosti učenja i

pokazatelj koncentracije pozornosti.

3. Ukupni broj “lažnih uzbuna” (ULU) – pokazatelj slabe kontroliranosti

ponašanja uslijed povećane ekscitacije.

Pokazatelji fluktuacije tijekom testa:

1. Ukupni balast (ukupno izgubljeno vrijeme - UB) – pokazatelj stabilnosti

odvijanja određene psihomotoričke ili kognitivne funkcije. Ukupno

izgubljeno vrijeme, kao mjera suviška (“balasta”), dobiva se po slijedećem

algoritmu UB=∑(Ti – TMIN); gdje je Ti – vrijeme rješavanja pojedinačnog

zadatka u testu, UB – ukupni “balast”, TMIN – najkraće vrijeme rješavanja

zadatka u određenom testu.

2. Izgubljeno vrijeme u pojedinim sekvencijama (D1...Dn1) – predstavlja

parcijalni balast. To je suma razlika između vremena rješavanja pojedinih

zadatka u sekvenciji i najkraćeg vremena rješavanja zadatka u cijelom

testu.

3. Startna disocijacija (D1/UB) – daje informaciju o izgubljenom vremenu u

rješavanju prvih pet zadataka u testu. Startna disocijacija uvjetovana je

emocionalnim smetnjama u prvom susretu ispitanika s novim sadržajem.

1 D1…Dn predstavlja balast za pojedini niz zadataka. Tako npr. za zadatke od 5 do 10

parcijalni balast možemo označiti kao D5 i on predstavlja zbroj razlika između vremena rješavanja zadataka 5,6,7,8,9,10 i TMIN

136


4. Startni balast (SB) – pokazatelj je izgubljenog vremena kod rješavanja

zadataka u prvoj polovini testa.

5. Završni balast (ZB) – pokazatelj je izgubljenog vremena u drugoj polovini

rješavanja testa.

Navedeni pokazatelji učinka dostupni su za sve testove koji se koriste u CRD-

seriji.

Označavanje varijabli unutar pojedinog testa vrlo je jednostavno. Tako za test

CRD-11 imamo slijedeće varijable:

1) CRD11_1 do CRD11_35 - vremena rješavanja pojedinačnih zadataka u

testu

2) TT_CRD11 - ukupno vrijeme rješavanja cjelokupnog testa od 35 zadataka

3) MT_CRD11 - prosječno vrijeme rješavanja zadataka u testu

4) TMIN_CRD11 - najkraće vrijeme rješavanja zadataka u testu

5) TMAX_CRD11 - najduže vrijeme rješavanja zadataka u testu

6) UP_CRD11 - ukupan broj pogreški u testu CRD11

7) UKTP_CRD11 - ukupno vrijeme provedeno u pogreškama u testu CRD11

8) TB_CRD11 - ukupni balast ili potrošeno vrijeme u testu

9) D1_UB_CRD11 - startna disocijacija

10) SB_CRD11 - startni balast

11) ZB_CRD11 - završni balast

12) SB_ZB_CRD11 - transfer iskustva tj. omjer startnog balasta i završnog

balasta

13) ZB_SB_CRD11 - indeks izdržljivosti tj. omjer završnog i startnog balasta

10.2 Upute za primjenu testova CRD serije:

Za izvedbu vježbe s CRD uređajima potrebno je:

1) uključiti sva četiri CRD uređaja,

2) pokrenuti aplikaciju CRD - Psychodiagnostic System,

137


4. Startni balast (SB) – pokazatelj je izgubljenog vremena kod rješavanja

zadataka u prvoj polovini testa.

5. Završni balast (ZB) – pokazatelj je izgubljenog vremena u drugoj polovini

rješavanja testa.

Navedeni pokazatelji učinka dostupni su za sve testove koji se koriste u CRD-

seriji.

Označavanje varijabli unutar pojedinog testa vrlo je jednostavno. Tako za test

CRD-11 imamo slijedeće varijable:

1) CRD11_1 do CRD11_35 - vremena rješavanja pojedinačnih zadataka u

testu

2) TT_CRD11 - ukupno vrijeme rješavanja cjelokupnog testa od 35 zadataka

3) MT_CRD11 - prosječno vrijeme rješavanja zadataka u testu

4) TMIN_CRD11 - najkraće vrijeme rješavanja zadataka u testu

5) TMAX_CRD11 - najduže vrijeme rješavanja zadataka u testu

6) UP_CRD11 - ukupan broj pogreški u testu CRD11

7) UKTP_CRD11 - ukupno vrijeme provedeno u pogreškama u testu CRD11

8) TB_CRD11 - ukupni balast ili potrošeno vrijeme u testu

9) D1_UB_CRD11 - startna disocijacija

10) SB_CRD11 - startni balast

11) ZB_CRD11 - završni balast

12) SB_ZB_CRD11 - transfer iskustva tj. omjer startnog balasta i završnog

balasta

13) ZB_SB_CRD11 - indeks izdržljivosti tj. omjer završnog i startnog balasta

10.2 Upute za primjenu testova CRD serije:

Za izvedbu vježbe s CRD uređajima potrebno je:

1) uključiti sva četiri CRD uređaja,

2) pokrenuti aplikaciju CRD - Psychodiagnostic System,

137


3) otvoriti već postojeću bazu podataka putem izbornika File-

OpenDatabase-CRD Database ili otvoriti novu bazu podataka preko

izbornika File-New...-CRD Database-Version 7.0 MDB,

4) Pokrenuti pojedini test izborom odgovarajućeg testa preko izbornika

Testing,

138


3) otvoriti već postojeću bazu podataka putem izbornika File-

OpenDatabase-CRD Database ili otvoriti novu bazu podataka preko

izbornika File-New...-CRD Database-Version 7.0 MDB,

4) Pokrenuti pojedini test izborom odgovarajućeg testa preko izbornika

Testing,

138


5) Izvršiti pregled rezultata za pojedinog ispitanika ili pojedini test koji se

može obaviti na više načina, (Jedan od načina je preko izbornika

Respondent ili Results. Drugi način je preko Database Window koji je

za cijelo vrijeme rada aplikacije aktivan, uz dvostruki klik mišem na

pojedini test.)

6) Izraditi crtovni, stupčasti i histogramski grafikon ili tablični prikaz

podataka. (Na grafičkom prikazu vidljivi su rezultati testiranja s

pripadajućim parametrima uz pojedine testove. Grafički prikaz podataka

139


5) Izvršiti pregled rezultata za pojedinog ispitanika ili pojedini test koji se

može obaviti na više načina, (Jedan od načina je preko izbornika

Respondent ili Results. Drugi način je preko Database Window koji je

za cijelo vrijeme rada aplikacije aktivan, uz dvostruki klik mišem na

pojedini test.)

6) Izraditi crtovni, stupčasti i histogramski grafikon ili tablični prikaz

podataka. (Na grafičkom prikazu vidljivi su rezultati testiranja s

pripadajućim parametrima uz pojedine testove. Grafički prikaz podataka

139


moguće je dobiti preko izbornika Respondent, Results ili preko Database

Window uz dvostruki klik mišem na pojedini test i klik na pripadajući

gumb za grafički prikaz).

10.3 Primjena testova

Vježba 1: CRD-431 Test jednostavne reakcije na svjetlosni podražaj

Testom CRD-431 ispituje se vrijeme jednostavne reakcije na svjetlosni

podražaj. U zadacima tog testa javlja se crveni svjetlosni signal na kojega treba

odgovorti brzim otpuštanjem prethodno pritisnute tipke C. Zadatak je da pritisnete i

držite pritisnutom tipku C, a kad se pojavi svjetlosni signal, brzo je otpustite. Čim ste

reagirali ponovno pritisnite tipku i pričekajte pojavu novog signala.

U slučaju da otpustite tipku prije negoli se pojavi signal, računalo bilježi

pogrešku.

Test se sastoji od 35 zadataka.

Vježba 2: CRD-432 Test jednostavne reakcije na zvučni podražaj

Taj test gotovo je jednak testu CRD-431. Za razliku od testa CRD-431 u tom

testu pojavljuje se zvučni signal. Dakle, pritisnite i držite pritisnutom tipku C, a kad

140


moguće je dobiti preko izbornika Respondent, Results ili preko Database

Window uz dvostruki klik mišem na pojedini test i klik na pripadajući

gumb za grafički prikaz).

10.3 Primjena testova

Vježba 1: CRD-431 Test jednostavne reakcije na svjetlosni podražaj

Testom CRD-431 ispituje se vrijeme jednostavne reakcije na svjetlosni

podražaj. U zadacima tog testa javlja se crveni svjetlosni signal na kojega treba

odgovorti brzim otpuštanjem prethodno pritisnute tipke C. Zadatak je da pritisnete i

držite pritisnutom tipku C, a kad se pojavi svjetlosni signal, brzo je otpustite. Čim ste

reagirali ponovno pritisnite tipku i pričekajte pojavu novog signala.

U slučaju da otpustite tipku prije negoli se pojavi signal, računalo bilježi

pogrešku.

Test se sastoji od 35 zadataka.

Vježba 2: CRD-432 Test jednostavne reakcije na zvučni podražaj

Taj test gotovo je jednak testu CRD-431. Za razliku od testa CRD-431 u tom

testu pojavljuje se zvučni signal. Dakle, pritisnite i držite pritisnutom tipku C, a kad

140


začujete zvučni signal, brzo otpustite tipku. U slučaju da otpustite tipku prije pojave

zvučnog signala, računalo bilježi pogrešku.

Test se sastoji od 35 zadataka i važno je što brže i točnije rješavati zadatke.

Vježba 3: CRD-443 Brzina i točnost razlikovanja svjetlosnog signala

(otpuštanje)

Testom CRD-443 ispituje se brzina i točnost razlikovanja svjetlosnih signala i

izbora odgovora. Za razliku od prethodnih testova, u tom testu na signalnom polju C

može se pojaviti crveni ili zeleni signal.

Prije negoli test započne, morate objema rukama pritisnuti velike tipke na

komandnoj ploči. Kad se pojavi zeleni signal, otpustit ćete lijevu tipku, a kad se

pojavi crveni signal, otpustit ćete desnu tipku.

U slučaju da otpustite bilo koju tipku prije pojave signala bilježi se pogreška.

Isto tako, ako otpustite krivu tipku prilikom pojave signala, računalo bilježi pogrešku.

Čim ste reagirali, ponovno pritisnite tipke i pričekajte pojavu novog signala.

Vježba 4: CRD-21 Jednostavna konvergentna vizualna orijentacija

Kod instrumenta CRD-2 signalni i komandni sklop čine jednu cjelinu. Uz

rubove instrumenta CRD-2 smještene su signalne lampice, a u središnjem dijelu tipke

za odgovor.

Zadatak počinje paljenjem dvije signalne lampice koje određuju stupac i red

položaja tipke za odgovor (Slika 10.2). Dakle, tipka za odgovor nalazi se na mjestu

križanja stupca i retka koje označavaju signalne lampice. U slučaju paljenja pete

lampice uz gornji rub ploče, ona označava da se tipka za odgovor nalazi u petom

stupcu. S druge strane, ako se upali lampica u četvrtom bočnom lijevom nizu, tipka za

odgovor nalazi se u četvrtom redu. Točan odgovor na taj zadatak je pritisak na tipku

koja se nalazi na križanju petog stupca i četvrtog retka.

141


začujete zvučni signal, brzo otpustite tipku. U slučaju da otpustite tipku prije pojave

zvučnog signala, računalo bilježi pogrešku.

Test se sastoji od 35 zadataka i važno je što brže i točnije rješavati zadatke.

Vježba 3: CRD-443 Brzina i točnost razlikovanja svjetlosnog signala

(otpuštanje)

Testom CRD-443 ispituje se brzina i točnost razlikovanja svjetlosnih signala i

izbora odgovora. Za razliku od prethodnih testova, u tom testu na signalnom polju C

može se pojaviti crveni ili zeleni signal.

Prije negoli test započne, morate objema rukama pritisnuti velike tipke na

komandnoj ploči. Kad se pojavi zeleni signal, otpustit ćete lijevu tipku, a kad se

pojavi crveni signal, otpustit ćete desnu tipku.

U slučaju da otpustite bilo koju tipku prije pojave signala bilježi se pogreška.

Isto tako, ako otpustite krivu tipku prilikom pojave signala, računalo bilježi pogrešku.

Čim ste reagirali, ponovno pritisnite tipke i pričekajte pojavu novog signala.

Vježba 4: CRD-21 Jednostavna konvergentna vizualna orijentacija

Kod instrumenta CRD-2 signalni i komandni sklop čine jednu cjelinu. Uz

rubove instrumenta CRD-2 smještene su signalne lampice, a u središnjem dijelu tipke

za odgovor.

Zadatak počinje paljenjem dvije signalne lampice koje određuju stupac i red

položaja tipke za odgovor (Slika 10.2). Dakle, tipka za odgovor nalazi se na mjestu

križanja stupca i retka koje označavaju signalne lampice. U slučaju paljenja pete

lampice uz gornji rub ploče, ona označava da se tipka za odgovor nalazi u petom

stupcu. S druge strane, ako se upali lampica u četvrtom bočnom lijevom nizu, tipka za

odgovor nalazi se u četvrtom redu. Točan odgovor na taj zadatak je pritisak na tipku

koja se nalazi na križanju petog stupca i četvrtog retka.

141


Slika 10.2 Elektronička ploča CRD-1

Vježba 5: CRD-11 Test konvergentnog mišljenja

Testom CRD-11 ispituje se brzina i točnost rješavanja jednostavnih računskih

zadataka, tj. zbrajanje ili oduzimanje brojeva. Na gornjem dijelu instrumenta CRD-1

nalazi se signalna ploča u čijem je središtu 12 signalnih lampica.

Uz rubove signalne ploče nalaze se prozorčići s brojevima. Uz gornji rub

nalaze se brojevi 13, 11, 12, 10, a uz bočne 4, 1 i 3. Osim brojeva, u lijevom i desnom

gornjem kutu signalne ploče smještena je po jedna signalna lampica. Te dvije lampice

označavaju računsku operaciju koju treba obaviti. Uz lampicu, u lijevom gornjem

kutu je oznaka zbrajanja, a u desnom oduzimanja.

Ispod signalne ploče nalazi se komandna ploča na kojoj je u dva reda

raspoređeno dvanaest tipki za odgovore ispod kojih se nalaze brojevi od 6 do 17.

U svakom zadatku istovremeno se pale dvije signalne lampice. Jedna lampica

u signalnom dijelu ploče označava stupac i red na čijim su krajevima prozorčići s

brojevima koje treba povezati u zadatak. Druga lampica upaljena je u gornjem lijevom

ili desnom kutu pokazujući koju računsku operaciju treba izvršiti sa zadanim

brojevima.

Odgovor se daje pritiskom tipke smještene ispod broja koji predstavlja rezultat

računanja.

Test se sastoji od 35 zadataka i pri rješavanju zadataka u testu bitni su točnost i

brzina. Nakon točno riješenog zadatka odmah se pojavljuje novi zadatak. Ukoliko se

ne pojavi novi zadatak, znači da niste točno odgovorili na tekući.

142


Slika 10.2 Elektronička ploča CRD-1

Vježba 5: CRD-11 Test konvergentnog mišljenja

Testom CRD-11 ispituje se brzina i točnost rješavanja jednostavnih računskih

zadataka, tj. zbrajanje ili oduzimanje brojeva. Na gornjem dijelu instrumenta CRD-1

nalazi se signalna ploča u čijem je središtu 12 signalnih lampica.

Uz rubove signalne ploče nalaze se prozorčići s brojevima. Uz gornji rub

nalaze se brojevi 13, 11, 12, 10, a uz bočne 4, 1 i 3. Osim brojeva, u lijevom i desnom

gornjem kutu signalne ploče smještena je po jedna signalna lampica. Te dvije lampice

označavaju računsku operaciju koju treba obaviti. Uz lampicu, u lijevom gornjem

kutu je oznaka zbrajanja, a u desnom oduzimanja.

Ispod signalne ploče nalazi se komandna ploča na kojoj je u dva reda

raspoređeno dvanaest tipki za odgovore ispod kojih se nalaze brojevi od 6 do 17.

U svakom zadatku istovremeno se pale dvije signalne lampice. Jedna lampica

u signalnom dijelu ploče označava stupac i red na čijim su krajevima prozorčići s

brojevima koje treba povezati u zadatak. Druga lampica upaljena je u gornjem lijevom

ili desnom kutu pokazujući koju računsku operaciju treba izvršiti sa zadanim

brojevima.

Odgovor se daje pritiskom tipke smještene ispod broja koji predstavlja rezultat

računanja.

Test se sastoji od 35 zadataka i pri rješavanju zadataka u testu bitni su točnost i

brzina. Nakon točno riješenog zadatka odmah se pojavljuje novi zadatak. Ukoliko se

ne pojavi novi zadatak, znači da niste točno odgovorili na tekući.

142


Vježba 6: CRD-13 Test prostorne vizualizacije

Testom prostorne vizualizacije ispituje se brzina i točnost prepoznavanja

likova. Likovi se javljaju u promjenjivim veličinama i različitim položajima u

prostoru.

U središnjem dijelu ploče CRD-1 nalazi se signalni dio s 12 lampica

raspoređenih u tri reda i četiri stupca. U svakom zadatku pali se određeni broj lampica

koje ocrtavaju nekakav lik. Lik može biti crta, rašlje, trokut, četverokut i sl. Važno je

napomenuti da isti likovi u različitim zadacima mogu biti različite veličine, ali i

različito zaokrenuti u prostoru.

Na donjem dijelu ploče CRD-1 nalazi se komandni dio. Na komandnoj su

ploči crteži likova, i to na gornjem dijelu ili u prvom retku komandne ploče likovi

otvorenih linija, a na donjem dijelu ili u drugom retku geometrijski likovi.

Zadatak je ispitanika da pronađe na komandnom dijelu ploče lik koji odgovara

liku ocrtanom lampicama na signalnom dijelu ploče.

Pri rješavanju zadatka nastojte što brže prepoznati lik kojeg tvori skupina

upaljenih signalnih lampica te među tipkama za odgovor (na komandnom dijelu

ploče) brzo pronaći i pritisnuti tipku iznad crteža zadanog lika.

Test se sastoji od 35 zadataka. Nakon točno riješenog zadatka odmah se

pojavljuje novi zadatak. Ukoliko se ne pojavi novi zadatak, znači da niste točno

odgovorili na tekući zadatak.

Pri rješavanju zadatka bitni su točnost i brzina.

Vježba 7: CRD-343

Testovi CRD-34x različite su varijante testova učenja labirinta. Testom CRD-

343 ispituje se brzina i točnost učenja labirinta. Na ploči CRD-3 nalaze se dva niza

tipki, i to gornji i donji niz, te središnji niz signalnih lampica. Svaka pojedina signalna

lampica ima svoj par tipki za odgovor. Dakle, jedna tipka u gornjem nizu i druga tipka

u donjem nizu.

Zadatak je ispitanika 'gašenje' signalnih lampica redom od A do I. Dakle, od

početka do kraja niza pritiskanjem 'ispravnih' tipki za odgovor u pripadajućem paru. U

svakom pripadajućem paru samo je jedna od dvije tipke 'ispravna' za odgovor i

pokretanje signalne lampice na slijedeći korak.

143


Vježba 6: CRD-13 Test prostorne vizualizacije

Testom prostorne vizualizacije ispituje se brzina i točnost prepoznavanja

likova. Likovi se javljaju u promjenjivim veličinama i različitim položajima u

prostoru.

U središnjem dijelu ploče CRD-1 nalazi se signalni dio s 12 lampica

raspoređenih u tri reda i četiri stupca. U svakom zadatku pali se određeni broj lampica

koje ocrtavaju nekakav lik. Lik može biti crta, rašlje, trokut, četverokut i sl. Važno je

napomenuti da isti likovi u različitim zadacima mogu biti različite veličine, ali i

različito zaokrenuti u prostoru.

Na donjem dijelu ploče CRD-1 nalazi se komandni dio. Na komandnoj su

ploči crteži likova, i to na gornjem dijelu ili u prvom retku komandne ploče likovi

otvorenih linija, a na donjem dijelu ili u drugom retku geometrijski likovi.

Zadatak je ispitanika da pronađe na komandnom dijelu ploče lik koji odgovara

liku ocrtanom lampicama na signalnom dijelu ploče.

Pri rješavanju zadatka nastojte što brže prepoznati lik kojeg tvori skupina

upaljenih signalnih lampica te među tipkama za odgovor (na komandnom dijelu

ploče) brzo pronaći i pritisnuti tipku iznad crteža zadanog lika.

Test se sastoji od 35 zadataka. Nakon točno riješenog zadatka odmah se

pojavljuje novi zadatak. Ukoliko se ne pojavi novi zadatak, znači da niste točno

odgovorili na tekući zadatak.

Pri rješavanju zadatka bitni su točnost i brzina.

Vježba 7: CRD-343

Testovi CRD-34x različite su varijante testova učenja labirinta. Testom CRD-

343 ispituje se brzina i točnost učenja labirinta. Na ploči CRD-3 nalaze se dva niza

tipki, i to gornji i donji niz, te središnji niz signalnih lampica. Svaka pojedina signalna

lampica ima svoj par tipki za odgovor. Dakle, jedna tipka u gornjem nizu i druga tipka

u donjem nizu.

Zadatak je ispitanika 'gašenje' signalnih lampica redom od A do I. Dakle, od

početka do kraja niza pritiskanjem 'ispravnih' tipki za odgovor u pripadajućem paru. U

svakom pripadajućem paru samo je jedna od dvije tipke 'ispravna' za odgovor i

pokretanje signalne lampice na slijedeći korak.

143


Na početku testa pali se prva lampica u nizu s lijeva na desno označena

slovom A. Ispitanik treba pogoditi koja od dvije tipke, gornja ili donja u stupcu A gasi

tu signalnu lampicu i pali slijedeću signalnu lampicu u nizu. U slučaju da ispitanik

pritisne krivu tipku ili bilo koju tipku osim one koja gasi upaljenu signalnu lampicu,

vraća se na početak niza tj. ponovno se pali signalna lampica A. Kad ispitanik dođe do

kraja labirinta, tj. kad bez greške ugasi svih devet lampica jednu za drugom, završen

je jedan cjelokupan prolaz kroz labirint bez pogreške. Na kraju uspješnog prvog

prolaza kroz labirint pojavljuje se zvučni signal i lampica se vraća na prvu lampicu A.

Vrlo je važno napomenuti, ukoliko izostane zvučni signal na zadnjoj lampici, došlo je

do pogreške.

Test je završen kad se tri puta zaredom uspješno bez pogreške prođe kroz

labirint.

144


Na početku testa pali se prva lampica u nizu s lijeva na desno označena

slovom A. Ispitanik treba pogoditi koja od dvije tipke, gornja ili donja u stupcu A gasi

tu signalnu lampicu i pali slijedeću signalnu lampicu u nizu. U slučaju da ispitanik

pritisne krivu tipku ili bilo koju tipku osim one koja gasi upaljenu signalnu lampicu,

vraća se na početak niza tj. ponovno se pali signalna lampica A. Kad ispitanik dođe do

kraja labirinta, tj. kad bez greške ugasi svih devet lampica jednu za drugom, završen

je jedan cjelokupan prolaz kroz labirint bez pogreške. Na kraju uspješnog prvog

prolaza kroz labirint pojavljuje se zvučni signal i lampica se vraća na prvu lampicu A.

Vrlo je važno napomenuti, ukoliko izostane zvučni signal na zadnjoj lampici, došlo je

do pogreške.

Test je završen kad se tri puta zaredom uspješno bez pogreške prođe kroz

labirint.

144


10.4 PITANJA:

1) Koji sve čimbenici stoje u osnovi razlika između rezultata na testovima

različite psihomotoričke i kognitivne složenosti?

2) Koji sve čimbenici mogu uvjetovati pogreške i fluktuacije vremena

reakcije na pojedine testove?

3) Objasnite aferentne i eferentne putove koji sudjeluju pri rješavanju

zadataka kod testova CRD-431 i CRD-432? Objasnite razliku u

prosječnom vremenu reakcije na svjetlo i zvuk? Opišite neurofiziološku

osnovu.

4) Je li najkraće vrijeme rješavanja zadatka u pojedinom testu (TMIN)

fiziološka granica pojedinog ispitanika?

5) U testu CRD-343 ispituju se funkcije kratkoročne memorije. Objasnite

neurofiziološku osnovu kratkoročne memorije.

6) Koji sve lijekovi mogu utjecati na vrijeme reakcije? Pogađaju li jednako

jednostavne psihomotoričke testove i testove koji ispituju brzinu

procesiranja viših kognitivnih funkcija?

7) Zamislite da imate pacijenta s jednostranim difuznim oštećenjem desne

hemisfere. Na kojim testovima CRD-serije možete očekivati produženje

vremena reakcije i veći broj pogrešaka?

8) Na kojim CRD testovima možete očekivati razliku u vremenu rješavanja

zadataka između muških i ženskih ispitanika?

145


10.4 PITANJA:

1) Koji sve čimbenici stoje u osnovi razlika između rezultata na testovima

različite psihomotoričke i kognitivne složenosti?

2) Koji sve čimbenici mogu uvjetovati pogreške i fluktuacije vremena

reakcije na pojedine testove?

3) Objasnite aferentne i eferentne putove koji sudjeluju pri rješavanju

zadataka kod testova CRD-431 i CRD-432? Objasnite razliku u

prosječnom vremenu reakcije na svjetlo i zvuk? Opišite neurofiziološku

osnovu.

4) Je li najkraće vrijeme rješavanja zadatka u pojedinom testu (TMIN)

fiziološka granica pojedinog ispitanika?

5) U testu CRD-343 ispituju se funkcije kratkoročne memorije. Objasnite

neurofiziološku osnovu kratkoročne memorije.

6) Koji sve lijekovi mogu utjecati na vrijeme reakcije? Pogađaju li jednako

jednostavne psihomotoričke testove i testove koji ispituju brzinu

procesiranja viših kognitivnih funkcija?

7) Zamislite da imate pacijenta s jednostranim difuznim oštećenjem desne

hemisfere. Na kojim testovima CRD-serije možete očekivati produženje

vremena reakcije i veći broj pogrešaka?

8) Na kojim CRD testovima možete očekivati razliku u vremenu rješavanja

zadataka između muških i ženskih ispitanika?

145

Documents

Temelji neuroznanosti - neuron.mefst.hrneuron.mefst.hr/docs/katedre/neuroznanost/katedra_neuroznanost/medicina... · Temelji neuroznanosti Vodič kroz vježbe (broj, veličina, oblik