Tinciones selectivas

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

MICROBIOLOGÍA GENERAL

TEMA:TINCIONES SELECTIVASEQUIPO:4 GRUPO:3QM1

TINCIONES

SIMPLES

DIFERENCIALES

TINCIÓN DE GRAM

TINCIÓN DE ZIEHL-NEELSEN

SELECTIVAS

TINCIONES NEGATIVAS

TINCIONES ESPECIALES PARA CADA

ESTRUCTURA DE LA CELULA

TINCIÓN SELECTIVASon aquellas en las que se aprovechan características químicas y físicas de la bacteria, manifestando algunas estructuras:

Cápsula

Esporas

Imágenes tomadas del libro Microbiología y parasitología médica –Pumarola,Torres , Editorial Masson, Madrid.

Pared celular

Granulos metacromáticos

TINCIÓN SELECTIVA

Imágenes tomadas del libro Microbiología de Stanier, Ingraham Editorial Reverte, Barcelona.

TINCIONES NEGATIVAS Esta tinción tiene como característica colorear

el campo excepto a la célula.

FUNDAMENTO La capsula no es afín a los colorantes. Presencia basta de agua (99%) Esta formada de polisacáridos o polipéptidos

anionicos. Se usan colorantes ácidos para generar un

contraste con las estructuras.

Imagen tomada del libro Microbiología médica de Jawetz, Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

Rojo Congo

Nigrosina

TINCIÓN DE KNAYSI

El mordente, compuesto de ácido tánico y alumbre de potasio, engrosa la pared, debido al tamaño molecular del alumbre de potasio.

Posterior a esto se realiza una tinción para la observación de la pared


TINCIÓN DE SHAEFFER Y FULTON (esporas)

Son impermeables a los colorantes.

Tiene una capa proteica externa que proporciona resistencia.

El verde de malaquita es un colorante débilmente básico.

Cuando se calienta penetra las esporas.

Cuando se lava sale de la celula pero no de la espora.


Verde de malaquita

TINCIÓN DE LOEFFLER

Material de reserva Cúmulos de

polimetafosfato. Con azul de Löeffer se

observan de rojo violeta

El citoplasma de color azul.

Imágenes tomadas del libro Microbiología médica de Jawetz, Melnick y Adelberg Ed Mc Graw Hill

Azul de metileno Metafosfato

OBJETIVOS1. Conocer nuevas técnicas de coloración, así como saber su comportamiento ante

las estructuras

2. Manifestar estructuras de la célula por medio de estas tinciones

3. Conocer los fundamentos de cada tinción en base a su afinidad a los colorantes (fundamentos físico-químicos)

4. Realizar varias técnicas de coloración selectiva que permitirán observar algunas estructuras bacterianas.

I. OBSERVACIÓN DE CÁPSULA.a) Método de la tinta China.

Colocar con el asa una pequeña gota de tinta china en el centro de un portaobjetos.

Poner una gota del mismo tamaño de agua a un lado de la tinta.

Tomar Klebsiella pneumoniae

Realizar una suspensión en la gota de agua y mezclar con la tinta sin extender.

Colocar un cubre objetos

sobre la suspensión sin

que deje burbujas. OBSERVAR

INMEDIATAMENTE

• Seco fuerte e inmersión

Desechar la preparación en un

recipiente con antiséptico.

b) Método del rojo Congo.

Colocar una gota de rojo Congo en

el centro del portaobjetos.

Tomar Klebsiella pneumoniae

Suspender K. pneumoniae en la gota de rojo Congo y hacer

un frotis.

Secar al aire.

NO FIJAR AL CALOR Cubrir el frotis con

mordente de capsula durante 1min.

Lavar el frotis con agua destilada.

Dejar secar al

aire.

OBSERVAR Objetivo de inmersión



II. Observación de la Pared Celular con la Tinción de Knaysi.

Realizar un frotis de Bacillus megaterium

Fijar al calor.

Cubrir con mordente Knaysi durante 10 min.

Lavar con agua destilada.

Colocar una gota de fucsina sobre la preparación.

Colocar un cubre objetos

sobre la suspensión sin

que deje burbujas.

OBSERVAR INMEDIATAME

NTE Objetivo de inmersión



III. Observación de esporas con la tinción de Shaeffer y Fulton.

Realizar un frotis de B. megaterium

Fijar al calor.

Cubrir todo el portaobjetos con verde de malaquita.

Calentar suavemente a emisión de vapores durante 5min.

El colorante no debe secarse ni hervir, añadir más si es necesario.

Lavar exhaustivamente con agua.

Cubrir la preparación

con Safranina por 1min.

Lavar y dejar secar al aire.




IV. Observación de gránulos metacromáticos con la tinción de

Lôeffler.

Realizar un frotis de Corynebacterium sp.

Fijar al calor. Cubrir la

preparación con Azul de Metileno de Lôeffler por

1min.Lavar con agua y dejar secar al aire.




RESULTADOS:

Tinción Negativa Nigrosina

Equipo 8 Lab 3 100x

Equipo 4 lab 4 100x

Equipo 4 lab 3 100x

Klebsiella pneumoniae

Observación de levaduras en tinta china. Imagen obtenida de internet.

Presencia de cápsula usando nigrosina. 100x Klebsiella pneumoniae

RESULTADOS:

TINCIÓN NEGATIVA ROJO CONGO

Equipo 3 lab. 3 100x

Equipo 2 lab 3 100x

Equipo 7 lab 4100x

Equipo 8 lab 3 100x

Equipo 8 lab 4 100x

Equipo 4 lab 4100x

Klebsiella pneumoniae

RESULTADOS

TINCIÓN DE PARED CELULAR (TINCIÓN DE KNAYSI)


Equipo 2 lab.3 100x

Equipo 8 lab.4 100x

Equipo 8 lab.3 100x

Equipo 4 lab.4 100x

Equipo 8 lab.4 100x

Bacillus megaterium

RESULTADOS:

TINCIÓN DE ESPORAS(MÉTODO DE SHAEFFER Y FULTON)


Equipo 5 lab 3 100x Equipo 2 lab 3100x

Equipo 8 lab 4 100x Equipo 4 lab 4 100x

Bacillus megaterium

RESULTADOS

TINCIÓN DE GRANULOS METACROMÁTICOS(TINCIÓN DE LöEFFLER)

Equipo 3 lab. 3100x

Equipo 8 lab 4 100x Equipo 3 lab 3 100x

Equipo 5 lab 3 100xEquipo 8 lab 3 100x

Equipo 4 lab 4 100x

Corynebacterium sp

50%50%

TINCIONES NEGATIVASROJO CONGO Y TINTA CHINA

POSITIVO (SE LOGRA LA TINCIÓN)

NEGATIVO (NO SE LOGRA LA TINCIÓN)

Las tinciones negativas implican una excelente manipulación de los com-ponentes (colorantes).Se aprecia que solo la mitad de los equipos lograron esa técnicaFactores como: la cantidad de agua, muestra tomada, e incluso la canti-dad de colorante son variables de este procedimiento.

82%

18%

TINCIÓN DE KNAYSI(PARED CELULAR) logran manifestar la pared celu-

larno logran manifestar la pared celular

Con el microorganismo traba-jado contaba con pared celu-lar.En la observación hubo varia-ciones en la tonalidad de la pared celular ya que algunos era un color más intensos o más tenue de lo esperado.Factores: tempo, concentración del colorante, manipulación del frotis.

82%

18%

TINCIÓN DE SHAEFFER Y FULTON(ESPORAS)

COLOREARON ENDOESPORAS

NO COLOREARON ENDOESPORAS

Los microorganismos presentes en esta práctica contaban todos con esporas internas o externas, estas se manifestaron de color verde jade.En la sección un pequeño porcentaje no logro el objetivo.factores: calor uniforme, un buen frotis, manipulación del frotis en la coloración.

50%

50%

TINCIÓN DE LOEFFLER(GRÁNULOS METACROMATICOS)

TINCIÓN DE GRÁ-NULOS METACRO-MATICOS

NO TINCIÓN DE GRÁNULOS ME-TCROMATICOS

Solo la mitad de los equipos logro esta coloración ya que en la mayoría de los frotis el color era tan tenue que no se lograba distinguir muy claramente la presencia de los gránulos.Factores: tiempo ,manipulación del frotis, concentración del colorante.

CONCLUSIÓN

Dependiendo de la estructura bacteriana que se quiera observar, es la técnica que se usará.

Se observaron las estructuras de cápsula, pared celular, espora y gránulos metacromáticos.

CUESTIONARIO 1) ¿Por qué la cápsula no se puede teñir?

-La cápsula por su estructura es impermeable y gracias a sus componentes excluye a los colorantes ácidos o partículas de carbono, en la estructura química de los colorantes tenemos presentes carbono o algunos colorantes son ácidos por lo tanto es difícil colorear y penetrarla esta estructura.

2) Cite 3 microorganismos que tengan cápsula-Streptococcus mutans -Bacillus anthracis -Clostridium perfringens

3) ¿Tienen pared celular todas las bacterias?-Las células procariontes si poseen pared celular, que es lo que permite

clasificar a las bacterias como gram - o +,compuesta principalmente por peptidoglucanos.

4) ¿Cuáles son las funciones de la cápsula y su naturaleza química?-Las cápsulas están constituidas normalmente por polisacáridos, las

cápsulas no es necesarias para el crecimiento y multiplicación bacteriana ,confieren varias ventajas a las bacterias cuando éstas crecen. Les ayudan a resistir la fagocitosis por células fagocíticas. Cuando carece de cápsula se destruye fácilmente y no causa enfermedad.

Las cápsulas contienen una gran cantidad de agua y puede proteger a las bacterias frente a la desecación. Evitan los virus bacterianos y la

mayoría de los materiales tóxicos hidrofóbicos.. 5) ¿Pueden teñirse con la tinción de Shaeffer y Fulton las esporas de

los actinomicetos o de hongos?-Algunas estructuras de los hongos, como los conidios o esporas

sexuaales , se pueden observar por esta técnica lo único que cambia es el tiempo para calentar (solo se hace 1 minuto).

BIBLIOGRAFÍA

GERARD J. TORTORA, BERDELL R. FUNKE, CHRISTINE L. CASE 2008 ‘’INTRODUCCIÓN A LA MICROBIOLOGÍA’’ EDITORIAL PANAMERICANA 9ª EDICIÓN MÉXICO

ROGER Y. STANIER, JOHN L. INGRAHAM, MARK L, WHEELIS, PAGE R. PAINTER 1992 ‘’MICROBIOLOGÍA’’ EDITORIAL REVERTÉ 2DA EDICIÓN BARCELONA

PUMAROLA A., RODRIGUEZ-TORRES A., GARCÍA RODRÍGUEZ J. A., PIEDROLA ANGULO G. 1999‘’MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA MÉDICA’’ EDITORIALL MASSON 2DA EDICIÓN, MADRID

F, BROOKS, CARROL, KAREN, S. BUTEL JANET MORSE STEPHEN, 2011JAWETZ, MELNICK Y ADELBERG MICROBIOLOGÍA MÉDICA EDITORIAL MC GRAW HILL 25ª EDICIÓN

COSTERTON, J.W., G.G. GEESEY, K.-J. CHENG (1978): EL MECANISMO DE ADHERENCIA EN LAS BACTERIAS. INV. Y CIENCIA (MARZO): 66-77.

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TECNICAS_DE_HISTOLOGIA_VEGETAL/DOCUMENTOS/COLORANTES.HTM

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