WARSZAWSKI UNIWERSYTET MEDYCZNY

WYDZIAŁ FARMACEUTYCZNY

Z ODZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

PRZEWODNIK DYDAKTYCZNY

DLA STUDENTÓW II ROKU

KIERUNKU ANALITYKA MEDYCZNA

Rok akademicki 2017/2018

2

WSTĘP

Przewodnik dydaktyczny wprowadza studentów w tok pracy II roku studiów na

Wydziale Farmaceutycznym z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej Warszawskiego

Uniwersytetu Medycznego.

Zgodnie z programem ministerialnym, studentów II roku obowiązują następujące

przedmioty: analiza instrumentalna, biochemia, biologia molekularna, chemia fizyczna,

fizjologia, higiena i epidemiologia, immunologia, psychologia, socjologia, technologia

informacyjna, język angielski.

Oddany do użytku studentów II roku przewodnik dydaktyczny szczegółowo

przedstawia organizację jednostek, które prowadzą zajęcia z wyżej wymienionych

przedmiotów, cele i formy nauczania, regulaminy oraz piśmiennictwo w zakresie

podręczników i czasopism naukowych.

Przewodnik dydaktyczny ma pomóc studentom II roku w poznaniu ich obowiązków

i warunków studiowania.

Przewodniczącą Rady Pedagogicznej II roku studiów jest Dr Zofia Suchocka z Katedry

Biochemii i Chemii Klinicznej.

Dziekan Wydziału Farmaceutycznego

z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej

Prof. dr hab. Piotr Wroczyński

3

Spis treści WSTĘP ...................................................................................................................................................... 2

WŁADZE WARSZAWSKIEGO UNIWERSYTETU MEDYCZNEGO ............................................................... 4

ANALIZA INSTRUMENTALNA ................................................................................................................... 6

BIOLOGIA MOLEKULARNA ..................................................................................................................... 17

CHEMIA FIZYCZNA ................................................................................................................................. 20

FIZJOLOGIA ............................................................................................................................................ 23

HIGIENA I EPIDEMIOLOGIA .................................................................................................................. 28

IMMUNOLOGIA ..................................................................................................................................... 30

JĘZYK ANGIELSKI ................................................................................................................................... 33

PSYCHOLOGIA ........................................................................................................................................ 35

SOCJOLOGIA .......................................................................................................................................... 37

TECHNOLOGIA INFORMACYJNA ........................................................................................................... 39

4

WŁADZE WARSZAWSKIEGO UNIWERSYTETU MEDYCZNEGO

REKTOR

prof. dr hab. MIROSŁAW WIELGOŚ

Prorektor ds. Dydaktyczno-Wychowawczych

prof. dr hab. BARBARA GÓRNICKA

Prorektor ds. Nauki i Współpracy z Zagranicą

prof. dr hab. JADWIGA TURŁO

Prorektor ds. Klinicznych, Inwestycji i Współpracy z Regionem

dr hab. WOJCIECH BRAKSATOR

Prorektor ds. Kadr

prof. dr hab. ANDRZEJ DEPTAŁA

Prorektor ds. Umiędzynarodowienia, Promocji i Rozwoju

prof. dr hab. KRZYSZTOF FILIPIAK

DZIEKAN WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO

Z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

prof. dr hab. PIOTR WROCZYŃSKI

Prodziekan ds. dydaktyczno-wychowawczych

dr hab. JOANNA KOLMAS

Prodziekan ds. nauki

dr hab. MARCIN SOBCZAK

Prodziekan ds. Oddziału Medycyny Laboratoryjnej

prof. dr hab. GRAŻYNA NOWICKA

Prodziekan do spraw Umiędzynarodowienia i Rozwoju

dr hab. PIOTR LULIŃSKI

5

DZIEKANAT WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO

Z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa

KIEROWNIK ZASTĘPCA KIEROWNIKA

mgr Katarzyna Stańczyk

pokój 07

tel.: (0-22) 57 20 788

fax: (0-22) 57 20 773

katarzyna.stanczyk@wum.edu.pl

mgr Aneta Markucińska

pokój 06

tel.: (0-22) 57 20 713

fax: (0-22) 57 20 773

aneta.markucinska@wum.edu.pl

TOK STUDIÓW KIERUNKU ANALITYKA MEDYCZNA

pokój 06

sprawy toku studiów I-IV roku,

praktyki po III i IV roku

pokój 06

mgr Wioleta Widłak

tel.: (0-22) 57 20 779

wioleta.widlak@wum.edu.pl

sprawy toku studiów V roku,

pokój 06

mgr Małgorzata Pyzel

tel.: (0-22) 57 20 787

malgorzata.pyzel@wum.edu.pl

plany studiów analityka medyczna,

pokój 05

mgr Beata Spychalska

tel.: (0-22) 57 20

778beata.spychalska@wum.edu.pl

Godziny przyjęć w Dziekanacie:

poniedziałek, czwartek -godz. 1000

-1400

wtorek, środa -godz. 1000

-1300

Piątek -nieczynne

FINANSE, DELEGACJE

mgr Anna Artymiuk

pokój 05

tel.: (0-22) 57 20 739

anna.artymiuk@wum.edu.pl

6

ANALIZA INSTRUMENTALNA

Katedra Farmacji Fizycznej i Bioanalizy

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel. 572 09 49

Kierownik Katedry: prof. dr hab. Piotr Wroczyński

Odpowiedzialni za dydaktykę: prof. dr hab. Piotr Wroczyński

dr Piotr Kalny (kierownik ćwiczeń)

Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 60 godz. (wykłady - 15, ćwiczenia - 45).

Miejsce wykładów - sale wykładowe w gmachu Wydziału Farmaceutycznego, ul. Banacha 1.

Miejsce ćwiczeń – Zakład Analizy Leków.

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: codziennie, 10.00 – 14.00

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Program przerabiany jest w semestrze letnim.

Przedmiot obejmuje omówienie różnych metod i technik stosowanych w analizie chemicznej, dając

studentom podstawowe wiadomości w zakresie ich podstaw teoretycznych, a także konkretnych

zastosowań w badaniu próbek rzeczywistych różnego pochodzenia.

PROGRAM NAUCZANIA

1. Temat wykładów 1. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej

2. Metody spektroskopii UV-Vis

3. Metody spektrofluorymetryczne

4. Spektroskopia w podczerwieni

5. Spektrometria atomowa i spektrometria mas

6. Metody polarymetryczne i refraktometryczne

7. Elektrochemia – metody potencjometryczne

8. Elektrochemia – metody konduktometryczne i polarograficzne

9. Metody chromatograficzne

10. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC)

2. Tematy ćwiczeń laboratoryjnych

1. Spektrofotometria UV

2. Spektrofotometria w zakresie widzialnym

3. Oznaczenia spektrofluorymetryczne

4. Absorpcyjna spektrometria atomowa (ASA)

5. Elektroforeza

6. Chromatografia cienkowarstwowa (TLC)

7. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC)

8. Oznaczania konduktometryczne

9. Pehametria

10. Potencjometria - wyznaczania pK aminokwasów

11. Badania polarymetryczne i refraktometryczne

12. Ćwiczenia rachunkowe

7

METODY ORGANIZACJI PRACY

W trakcie ćwiczeń z przedmiotu studenci poznają różne metody analityczne oraz wykonują

indywidualne zadania analityczne zgodnie z tematami ćwiczeń.

FORMY KONTROLI I OCENY WYNIKÓW NAUCZANIA

Szczegółowe warunki zaliczenia przedmiotu oraz terminy wykonywanych ćwiczeń

i repetytoriów są podane na tablicy ogłoszeń.

Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest zaliczenie ćwiczeń i repetytoriów (obejmujących tematy

wykładów i ćwiczeń – system punktowy) oraz zdanie egzaminu w letniej sesji egzaminacyjnej.

LITERATURA ZALECANA

1. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej.

Część I. Podstawowe zasady stosowane w metodach analizy instrumentalnej. WUM, 2012.

2. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”.

Część II. Spektrofotometria UV-Vis. WUM, 2012.

3. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”.

Część III. Spektroskopia w podczerwieni. WUM, 2012.

4. Cygański A. Chemiczne metody analizy ilościowej. WNT, wyd. IV, 2010.

5. Cygański A.: Metody spektroskopowe w chemii analitycznej, wyd. IV rozszerzone

WNT, 2009.

6. Kocjan R.: Chemia analityczna. Tom 2. Podręcznik dla studentów. Analiza

instrumentalna. Wydawnictwo Lekarskie, PZWL, 2002.

7. Przewodnik ISO nr 30 (ISO Guide 30: 1992).

8. Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna, tom 3, wyd. 10, zm., PWN,

Warszawa 2005.

9. Witkiewicz Z.: Podstawy chromatografii. WNT, 2005.

10. Szczepaniak W.: Metody instrumentalne w analizie chemicznej. Wydanie: V,

Wydawnictwo Naukowe PWN, 2011.

8

BIOCHEMIA

KATEDRA BIOCHEMII I CHEMII KLINICZNEJ WUM

Zakład Biochemii i Chemii Klinicznej

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, Sekretariat tel/fax.(022)5720735,

email: katedrabiochemii@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Kierownik Zakładu: Prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: Wt. i Pt 10-14.

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Kierownik ćwiczeń: dr Zofia Suchocka

tel. (022)5720766 zofia.suchocka@wum.edu.pl

Roczny wymiar wykładów: 30 godzin

Roczny wymiar ćwiczeń: 75 godzin

Ćwiczenia odbywają się na terenie Katedry Biochemii i Chemii Klinicznej,

w sali im. Profesora Włodzimierza Bicza (plan ramowyćwiczeń znajduje się na

stronie internetowej Zakładu Biochemii i Farmakogenomiki..

Wykłady:

Poniedziałek godzina: 815

– 1000

Terminy: 2.X., 9.X., 16.X., 23.X., 30.X., 6.XI., 13.XI. 2017 r.

Miejsce: Sala im. Prof. Stanisława Krauzego, ul. Banacha 1.

Czwartek godzina: 815

– 1000

Terminy: 5.X., 12X., 19.X., 26.X., 2.XI., 9.XI., 16.XI., 23.XI. 2017 r.

Miejsce: Sala im. Prof. Jakuba Derynga, ul. Banacha 1.

1. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU:

poznanie i zrozumienie chemicznego podłoża procesów fizjologicznych

i patologicznych w stopniu, który podczas nauczania chemii klinicznej oraz

biochemii klinicznej umożliwi ocenę prawidłowości działania szlaków

metabolicznych u poszczególnych pacjentów na podstawie wyników badań

laboratoryjnych.

zapoznanie z wybranymi zagadnieniami enzymologii:

9

wyrobienie w studencie nawyku samokształcenia w zakresie biochemii.

2. PROGRAM NAUCZANIA:

Tematyka wykładów:

Lp.

bloku

(Ilość

godzin)

1 2 Struktura i funkcje biologiczne białek.

2 2 Enzymy

3

2

Struktura i funkcje błon biologicznych

4

2

Utlenianie biologiczne

5

4

Kierunki przemian regulacja metabolizmu węglowodanów oraz

ich znaczenie dla prawidłowego funkcjonowania organizmu

człowieka.

6

4

Metabolizm lipidów.

7

4

Biosynteza kwasów nukleinowych

i białek.

8 2 Katabolizm białek.

9

4

Hormony.

10 2 Biotransformacja substancji egzogennych i endogennych.

11

2

Biochemia a medycyna i farmacja.

Leki jako modyfikatory metabolizmu.

Tematyka ćwiczeń:

Lp. Zagadnienia

10

1. Białka I.

A. Budowa, właściwości aminokwasów peptydów i białek oraz metody ich

rozdziału – prezentacja multimedialna.

B. Zasady doboru i obsługi pipet automatycznych (ćwiczenie praktyczne).

2 Białka II.

A. Metoda biuretowa oznaczania białka całkowitego w surowicy krwi

B. Rejestracja widma produktu reakcji.

C. Dobór pomiarowej długości fali.

Forum dyskusyjne 1

Hemoglobina i mioglobina - budowa i funkcja. Budowa, klasyfikacja oraz

funkcje enzymów.

3. Białka III.

A. Metody oznaczania białka cd.

Oznaczanie białka w świetle UV.

B. Zasady wykonywania

buforów.

4. Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody HPLC

jako sposób na oznaczenie obok siebie substratu i metabolitu wówczas,

kiedy ich maksima absorbancji nie różnią się od siebie.

Forum dyskusyjne 2.

Utlenianie biologiczne.

5. Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody HPLC.

cd.

Forum dyskusyjne 3

Metabolizm węglowodanów - przebieg i regulacja.

6. Kinetyka reakcji enzymatycznej na przykładzie paraoksonazy .

Wyznaczanie parametrów kinetycznych reakcji enzymatycznej (KM i Vmax).

7. Wpływ inhibitorów na aktywność enzymu, wyznaczanie typu inhibicji

11

dla reakcji podlegającej kinetyce Michaelisa-Menten.

Forum dyskusyjne 4

Trawienie oraz przemiany podstawowe lipidów. Synteza i rozpad

triglicerydów oraz fosfolipidów. Synteza cholesterolu, witaminy D oraz

hormonów steroidowych.

8 Sprawdzian praktycznego wykorzystania umiejętności nabytych

w trakcie ćwiczeń z biochemii.

Forum dyskusyjne 5

Lipoliza w tkance tłuszczowej – przebieg i regulacja hormonalna.

Metabolizm lipoprotein.

9 Sprawdzian wiedzy z zakresu podstaw teoretycznych wykonywanych

ćwiczeń, obliczeń biochemicznych i praktycznego wykorzystania w

laboratorium biochemicznym oznaczonych (maksima absorbancji) lub

wyliczonych parametrów (KM, Vmax, równanie prostej, współczynnik

determinacji R2).

Forum dyskusyjne 6

Metabolizm aminokwasów.

10 Forum dyskusyjne 7

Biosynteza i degradacja hemu. Porfirie. Udział hemoprotein

w metabolizmie. Metabolizm barwników żółciowych. Metabolizm

nukleotydów purynowych i pirymidynowych. Dna moczanowa oraz

biochemiczne podstawy jej występowania i terapii. Kamica moczowa jako

wynik zaburzenia metabolizmu puryn.

11 Forum dyskusyjne 8

Współzależność przemian metabolicznych oraz zasady ich regulacji.

12 Forum dyskusyjne 9

Regulacja hormonalna metabolizmu węglowodanów oraz lipidów jako

podstawa homeostazy energetycznej.

3. METODY ORGANIZACJI PRACY:

12

Dla uzyskania odpowiednich kompetencji diagnosty laboratoryjnego w dziedzinie

biochemii studenci mają do dyspozycji:

wykłady

ćwiczenia laboratoryjne

fora dyskusyjne

samokształcenie– do tego celu oprócz obowiązkowego podręcznika

Biochemia Harpera służą opracowane przez doświadczonych pracowników

Katedry – 3 pozycje, które kierują samokształceniem studenta stymulując

go do samodzielnego poszukiwania odpowiedzi na pytania dotyczące

zagadnień biochemicznych szczególnie ważnych w pracy diagnosty

laboratoryjnego:

skrypt pt. Biochemia w pytaniach część I ( zbiór ponad 500

przykładowych pytań testowych bez odpowiedzi)

Przewodnik dydaktyczny do zajęć z biochemii zawierający

zbiór zagadnień, które będą dyskutowane na forach dyskusyjnych,

spis wymaganych wzorów oraz wprowadzenie teoretyczne ( na

stronie internetowej Zakładu Biochemii i Farmakogenomiki

http://biochemia-i-farmakogenomika.wum.edu.pl/content/biochemia-dla-studentow-ii-roku

Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń laboratoryjnych z

biochemii – skrypt dla studentów II roku studiów kierunku

analityki medycznej WUM.

5. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA:

Ocena wyników nauczania odbywa się systemem punktowym i obejmuje:

Rodzaj (liczba zajęć) Maksymalna liczba

punktów

Minimalna ilość punktów

niezbędnych do zaliczenia

Fora dyskusyjne (9) 9 x 4 = 36 10

Kartkówki z wzorów (4) 4 x 1 = 4 3

Kolokwia (4) 4 x 15 = 60 40

Ćwiczenia laboratoryjne (7)

7 x 2 = 14

7

Kartkówki z zakresu ćwiczeń 7 x 2 = 14

7

Test zaliczeniowy z ćwiczeń

laboratoryjnych (1) 12 7

13

Łącznie 140 74

5.1 Ocena z forum dyskusyjnego, które mają charakter repetytoriów oraz dyskusji jest

wystawiana na podstawie:

dobrowolnego udziału studenta w zespołowych dyskusjach panelowych,

odpowiedzi na pytania indywidualnie zadane studentowi przez asystenta.

prezentacji multimedialnych prezentujących wybrane zagadnienia

5.2 Ocena z ćwiczeń laboratoryjnych jest wystawiana na podstawie:

znajomości zagadnień związanych z tematyką i wykonaniem bieżącego ćwiczenia

( kartkówka przed ćwiczeniem oraz dyskusja uzyskanych wyników);

właściwego wykonania ćwiczenia, zgodnie z dostarczoną instrukcją, zawartą w pozycji

pt. Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń laboratoryjnych z biochemii – skrypt dla

studentów II roku studiów kierunku analityki medycznej WUM., wydanym przez

zespół nauczający biochemii (przewodnik do nabycia w Oficynie wydawniczej WUM),

poprawności opisu, terminowości zaliczenia ćwiczeń u asystenta prowadzącego. Po

zakończeniu pełnego cyklu ćwiczeń przeprowadza się egzamin praktyczny oraz testowy

sprawdzian wiadomości z zakresu zagadnień objętych programem ćwiczeń

laboratoryjnych w tym umiejętność dokonywania obliczeń z uwzględnieniem

rozcieńczenia próbki podczas oznaczenia.

5.3. Kartkówki ze znajomości wzorów chemicznych ( zakres podany na stronie

internetowej Zakładu Biochemii i Farmakogenomiki http://biochemia-i-

farmakogenomika.wum.edu.pl/content/biochemia-dla-studentow-ii-roku

W przypadku niedostatecznej znajomości wzorów student jest zobowiązany zaliczyć w/w

kartkówkę przed przystąpieniem do kolokwium, którego zaliczenie zależy m.in. od

znajomość tych wzorów. Zestaw obowiązujących wzorów podani w Przewodniku

dydaktycznym do zajęć z biochemii.

5.4 Kolokwia

Po wysłuchaniu odpowiednich wykładów i przedyskutowaniu zagadnień z nimi

związanych w ramach forum odbywa się kolokwium testowe (test wielokrotnej

odpowiedzi). Wiedza z biochemii egzekwowana jest w ramach 4 kolokwiów. Obowiązuje

system oceny punktowej (zasady w powyższej tabeli). Aby uzyskać ocenę dostateczną

należy poprawnie odpowiedzieć na min 60% pytań (nie odejmuje się punktów za

nieprawidłowe odpowiedzi, sumuje się jedynie punkty za odpowiedzi poprawne).

14

ZAKRES MATERIAŁU OBOWIĄZUJĄCEGO DO KOLOKWIÓW

Kolokwium I:

Zagadnienia referowane na ćwiczeniu 1 w ramach

prezentacji multimedialnej + forum dyskusyjne 1

oraz wykłady z zakresu białek i enzymów. Wzory

koenzymów i grup prostetycznych oraz witamin jako

prekursorów koenzymów.

Kolokwium II:

Zagadnienia forów dyskusyjnych 2 i 3

oraz wykłady z zakresu bioenergetyki i węglowodanów.

Kolokwium III:

Zagadnienia forów dyskusyjnych 4 i 5

oraz wykłady z zakresu lipidów.

Kolokwium IV:

Zagadnienia forów dyskusyjnych 6 – 9

oraz pozostałe wykłady

Kolokwia poprawkowe

Studentowi, który w przewidzianym terminie nie zaliczył kolokwiów, tzn. nie uzyskał

z każdego z nich minimum 10 punktów, przysługuje prawo do zdawania kolokwium

poprawkowego – w terminie wyznaczonym przez Zakład. Przy ocenie kolokwiów

poprawkowych obowiązuje system oceny punktowej, identyczny jak w przypadku I terminu

kolokwium. Punkty uzyskane na kolokwium poprawkowym są wpisywane jako ocena

końcowa z aktualnie zaliczanego kolokwium. Student może uzyskać tylko jeden termin

każdego z kolokwiów poprawkowych. Nieobecność na kolokwium, nawet spowodowana

chorobą, potwierdzoną zwolnieniem lekarskim nie jest podstawą do przyznania

automatycznie dodatkowego terminu kolokwium w najbliższym tygodniu po powrocie na

zajęcia. Terminy kolokwiów poprawkowych przewidziane są w styczniu 2018 roku.

W przypadku niezaliczenia kolokwium(ów) w terminie poprawkowym studentowi

przysługuje prawo do zdawania kolokwium wyjściowego.

Kolokwium wyjściowe

Dodatkową możliwością zaliczenia zajęć z biochemii jest kolokwium wyjściowe. Jego

termin ustala Zakład. Kolokwium prowadzone oraz oceniane jest przez komisję wyznaczoną

przez Kierownika Katedry. Odbywa się pod koniec semestru zimowego, po zakończeniu zajęć

z biochemii. Do kolokwium wyjściowego może zostać dopuszczony student, który uzyska

pozytywną opinię asystenta prowadzącego zajęcia. W przypadku, gdy kolokwium wyjściowe

odbywa się podczas trwania sesji egzaminacyjnej lub po jej zakończeniu, wymagana jest

uprzednio pisemna zgoda Kierownika Katedry oraz Dziekana Oddziału Medycyny

Laboratoryjnej na przystąpienie do niego. Konieczne jest także napisanie podania do

Dziekana z prośbą o warunkowe dopuszczenie do sesji egzaminacyjnej z niezaliczoną

15

biochemią). Student może uzyskać tylko jeden termin kolokwium wyjściowego. Student,

który zdał kolokwium wyjściowe może przystąpić do egzaminu z biochemii wyłącznie

w okresie sesji egzaminacyjnej, w terminach zatwierdzonych przez Radę Pedagogiczną.

5.5. Egzamin

Warunki dopuszczenia do egzaminu z biochemii

Warunkiem zaliczenia zajęć z biochemii oraz dopuszczenia do egzaminu z tego

przedmiotu jest uzyskanie sumarycznie co najmniej 74 punktów oraz osiągnięcie

wymaganych minimów punktowych z poszczególnych składowych ( patrz punkt 5). Zaliczenie ćwiczeń z biochemii (łącznie: forów dyskusyjnych oraz ćwiczeń laboratoryjnych)

jest potwierdzane wpisem do indeksu oraz karty egzaminacyjnej (podpis Kierownika

Katedry). Wpis należy uzyskać przed sesją egzaminacyjną. Brak w/w wpisu

uniemożliwia przystąpienie do egzaminu.

Testowy egzamin z biochemii odbywa się w zimowej sesji egzaminacyjnej

w terminach uzgodnionych na posiedzeniu Rady Pedagogicznej II roku kierunku Analityki

Medycznej. Nieobecność na egzaminie uważa się za usprawiedliwioną, jeżeli student lub

jego pełnomocnik, najpóźniej w ciągu 3 dni od wyznaczonego terminu egzaminu, dostarczy

do Katedry zwolnienie lekarskie i okaże je kierownikowi ćwiczeń. Dla osób chorych

w okresie sesji egzaminacyjnej, zostanie wyznaczony specjalny termin zdawania egzaminu,

na początku sesji poprawkowej. W przypadku niezaliczenia egzaminu w terminie

wyznaczonym dla chorych, student jest obowiązany przystąpić do egzaminu poprawkowego

jeszcze w czasie trwania tej samej sesji egzaminacyjnej.

W dniu egzaminu student powinien stawić się z indeksem oraz kartą egzaminacyjną

z wpisem potwierdzającym zaliczenie przedmiotu.

Uzyskanie łącznie 90 pkt. w trakcie całego toku zajęć z biochemii podwyższa ocenę

z egzaminu o 0,5 stopnia.

Egzamin w terminie zerowym

Student, który w trakcie trwania zajęć uzyskał co najmniej 110 punktów oraz zaliczył

wszystkie kolokwia w I terminie na ocenę co najmniej dobrą, może ubiegać się o możliwość

zdawania egzaminu ustnego w terminie „0”, wyznaczonym przez Kierownika Katedry,

w okresie poprzedzającym sesję egzaminacyjną. Termin ten jest traktowany formalnie jako

pierwszy termin egzaminu (nie jest dodatkowym terminem egzaminu).

6. LITERATURA OBOWIĄZKOWA

1. Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor W. Rodwell: Biochemia

Harpera, PZWL Warszawa 2012 wydanie 6 lub nowsze.

16

2. Zofia Suchocka, Jadwiga Piwowarska: Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń

laboratoryjnych z biochemii – skrypt dla studentów II roku studiów kierunku analityki

medycznej WUM. Wyd. Oficyna Wydawnicza WUM 2016 r. (lub nowsze).

4. Zofia Suchocka: Biochemia w pytaniach Skrypt dla studentów II roku kierunku analityki

medycznej WUM. Wyd. Oficyna Wydawnicza WUM 2016 r. (lub nowsze).

7. LITERATURA ZALECANA

Jako źródło pomocnicze do przygotowania dyskusji z zakresu białek i enzymów oraz budowy

kwasów nukleinowych:

1. B.D. Hames, N.M. Hooper, J.D. Houghton: „Krótkie wykłady Biochemia”. PWN

Warszawa 2010 (lub nowsze).

2. Jeremy M. Berg, John L.Tymoczko, Lubert Stryer – Biochemia, Wydawnictwo Naukowe

PWN Warszawa 2013 (lub nowsze).

17

BIOLOGIA MOLEKULARNA

KATEDRA I ZAKŁAD FARMACJI STOSOWANEJ

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel/fax 022 5720 978

www.farmacjamolekularna.wum.edu.pl

e-mail: farmacjamolekularna@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Maciej Małecki

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: mgr Agnieszka Zajkowska

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: ustalane i podane do wiadomości studentów na

pierwszym wykładzie

Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 45 godzin

wykłady – 15 godz.

ćwiczenia – 30 godz.

Miejsce wykładów: sale wykładowe Wydziału Farmaceutycznego z Oddziałem Medycyny

Laboratoryjnej

Miejsce seminariów i ćwiczeń: sale ćwiczeniowe Katedry Farmacji Stosowanej

Liczba punktów ECTS: 5

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Celem prowadzenia kursu jest zapoznanie studentów z molekularnymi podstawami

biologii komórki głównie w zakresie funkcjonowania genów oraz białek. Przekazywane

informacje dotyczą biologii komórek prawidłowych, jak i nowotworowych. W sposób

szczególny omawiane są zagadnienia związane z molekularnymi podstawami cyklu

komórkowego, apoptozy, nowotworzenia. Kurs biologii molekularnej obejmuje również

zapoznanie studentów ze współczesnymi osiągnięciami dyscyplin biomedycznych w zakresie

metod, technik i technologii – omówienia innowacyjnych metod terapii chorób – terapii

genowej, oraz metod wykorzystywanych w diagnostyce molekularnej.

W zakresie ćwiczeń laboratoryjnych kurs biologii molekularnej uczy studentów wybranych

metod molekularnych związanych z DNA, RNA oraz białkiem – izolacja, ocena ilościowa,

jakościowa, identyfikacja, amplifikacja.

18

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy wykładów:

1. Genomy, transkryptomy, proteomy

2. Niekodujące cząsteczki RNA

3. Molekularne podstawy cyklu komórkowego

4. Metody biologii molekularnej w farmacji i diagnostyce medycznej

5. Molekularne podstawy kancerogenezy

6. Terapia genowa

Tematy ćwiczeń:

1. RNA – przygotowanie materiału biologicznego oraz izolacja RNA

2. Analiza ekspresji genów – ocena jakościowa i ilościowa uzyskanego RNA, reakcja

odwrotnej transkrypcji, amplifikacja wybranej sekwencji metodą Real-time PCR, analiza

wyników

3. DNA genomowe – izolacja z materiału biologicznego, ocena jakościowa i ilościowa

DNA, amplifikacja wybranych sekwencji metodą PCR, analiza elektroforetyczna

uzyskanych produktów

4. Białka – izolacja z materiału biologicznego, ocena ilości, analiza elektroforetyczna,

barwienie białek w żelach poliakrylamidowych, zasady metody Western Blot

METODY ORGANIZACJI PRACY

Wykłady odbywają się w semestrze zimowym w wymiarze 3-4 godzin tygodniowo.

Ćwiczenia odbywają się raz w tygodniu (4 ćwiczenia x 7,5 godz.).

FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

1. Wykonanie i zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych.

2. Egzamin w formie pisemnego testu końcowego, odbywa się w sesji egzaminacyjnej.

Minimum zaliczeniowe – 60%.

Warunkiem dopuszczenia studenta do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA

1. Węgleński P.: Genetyka molekularna, PWN, 2012

2. Turner P.C, McLennan A.G., Bates A.D., White M.R.H.: Biologia molekularna. Krótkie

19

wykłady. Wydanie trzecie, Wydawnictwo naukowe PWN, 2013 (copyright 2011)

LITERATURA ZALECANA

1. Brown T.A.: Genomy, PWN, 2012

2. Krzakowski M.: Onkologia Kliniczna tom I i II, Borgis Wydawnictwo Medyczne,

Warszawa 2006

20

CHEMIA FIZYCZNA

ZAKŁAD CHEMII FIZYCZNEJ

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel.: (22) 5720 950

Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Iwona Wawer

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr Agnieszka Zielińska

Przyjęcia w sprawach studenckich: środa g. 11-13

Roczny wymiar zajęć: 45 godzin, semestr letni

• wykład: 15 godz. (sala wykładowa na Wydziale Farmaceutycznym)

• ćwiczenia: 30 godz. (laboratorium Zakładu, sale seminaryjne)

Liczba punktów ECTS: 3

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Chemia fizyczna dla Oddziału Analityki Medycznej obejmuje następujące ogólne działy:

termodynamikę, kinetykę, statykę, elektrochemię, właściwości roztworów, równowagi

fazowe oraz zjawiska powierzchniowe. Znajomość podstaw chemii fizycznej jest niezbędna

do zrozumienia mechanizmów procesów chemicznych i biochemicznych oraz zjawisk

fizycznych, z którymi studenci spotykają się w dalszym toku studiów i w pracy zawodowej.

PROGRAM NAUCZANIA

Wykłady

Termodynamika i równowaga chemiczna

• Właściwości gazów doskonałych

• Pierwsza zasada termodynamiki. Termochemia

• Druga zasada termodynamiki

• Entalpia swobodna G, energia swobodna F

• Stan i stała równowagi reakcji chemicznej

Równowagi fazowe, właściwości mieszanin

• Przemiany fazowe substancji czystych

• Układy dwuskładnikowe i trójskładnikowe

• Właściwości koligatywne roztworów

Elektrochemia

• Roztwory elektrolitów

• Ogniwa elektrochemiczne

21

• Procesy elektrodowe i elektrochemiczne

• Zjawiska elektrokinetyczne

Kinetyka reakcji chemicznych

• Szybkość, cząsteczkowość i rząd reakcji

• Teoria kompleksu aktywnego

• Reakcje elementarne, następcze, odwracalne i enzymatyczne

• Kataliza homogeniczna

Procesy na granicy faz

• Napięcie powierzchniowe i międzyfazowe

• Adsorpcja

• Kataliza heterogeniczna

Makrocząsteczki i koloidy

• Lepkość

• Oddziaływania hydrofilowe i hydrofobowe

• Właściwości elektryczne koloidów

Podstawy magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR)

• Zjawisko rezonansu

• Efekt przesłaniania i przesunięcie chemiczne

• Rozszczepienie spinowo-spinowe

• Zastosowania rezonansu protonowego i węglowego

Ćwiczenia rachunkowe (5 godz. w grupach po ok. 15 os.)

• I i II zasada termodynamiki

• Termochemia

• Równowagi fazowe

• Kinetyka chemiczna

• Równowaga chemiczna

Ćwiczenia laboratoryjne (25 godz. w zespołach 2-os.):

• Adsorpcja – „Wyznaczanie izotermy adsorpcji w układzie węgiel aktywny - wodny

roztwór kwasu octowego”

• Lepkość koloidów – „Wyznaczanie punktu izoelektrycznego wodnego roztworu

żelatyny metodą pomiaru jego lepkości”

• Napięcie powierzchniowe – „Wyznaczanie izotermy adsorpcji Gibbsa metodą pomiaru

napięcia powierzchniowego w układzie wodny roztwór kwasu propionowego -

powietrze.”

22

• Równowaga chemiczna – „Pomiar stałej równowagi J2 + J¯ J3¯ metodą

spektrofotometryczną”

• Równowaga ciecz-para – „Badanie równowagi ciecz-para nasycona w układzie

homoazeotropowym (heksan-aceton)”

• Prawo podziału – „Wyznaczenie współczynnika podziału kwasu organicznego

w układzie toluen-woda”

• Kinetyka – „Kinetyka reakcji pierwszego rzędu: badanie kinetyki reakcji rozkładu

nadtlenku wodoru w roztworach wodnych katalizowanego jonami Fe3+”

• Kompleksometria – „Wyznaczanie składu związków kompleksowych w roztworach

wodnych siarczanu miedzi (II) i etylenodiaminy metodą spektrofotometryczną”

• Przewodnictwo – „Wyznaczanie stałej dysocjacji słabego kwasu metodą

konduktometryczną”

• SEM – „Wyznaczanie wartości funkcji termodynamicznych reakcji elektrodowej.

Wyznaczanie wartości stopnia dysocjacji kwasu octowego metodą potencjometryczną”

METODYKA ZAJĘĆ I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Ćwiczenia laboratoryjne wykonywane są w grupach dwuosobowych. Przed każdymi

zajęciami studenci zdają kolokwium wejściowe, które dopuszcza do wykonania ćwiczenia.

Wyniki uzyskane z pomiarów są samodzielnie opracowywane przez studentów po zajęciach.

Łączna ocena z ćwiczenia obejmuje kolokwium wejściowe oraz ocenę ze sprawozdania.

Warunkiem zaliczenia laboratorium jest zaliczenie wszystkich ćwiczeń, a więc zaliczenie

kolokwiów, prawidłowe wykonanie ćwiczeń i zaliczenie sprawozdań.

Ćwiczenia rachunkowe obejmują rozwiązywanie zadań obliczeniowych z wybranych

działów. Zajęcia zaliczane są na podstawie obecności i kolokwium końcowego.

Dokładne informacje na temat warunków zaliczenia pracowni i ćwiczeń rachunkowych

zamieszczone są w regulaminie wywieszonym w gablocie Zakładu.

Na zakończenie semestru studenci przystępują do egzaminu pisemnego. Warunkiem

dopuszczenia do egzaminu jest zaliczenie laboratorium i ćwiczeń rachunkowych.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA:

1. Farmacja fizyczna, praca zbior. pod red. T.W. Hermanna, PZWL 2007.

2. Ćwiczenia laboratoryjne z chemii fizycznej. Skrypt dla studentów Farmacji i

Analityki Medycznej. Oficyna wydawnicza WUM

3. A.G. Whittaker, A.R. Mount, Chemia fizyczna. Krótkie wykłady, PWN 2003.

LITERATURA UZUPEŁNIAJĄCA:

4. P. T. Atkins, Podstawy chemii fizycznej, PWN 2002

5. K. Pigoń, Z. Róziewicz, Chemia fizyczna, PWN 1980

23

FIZJOLOGIA

Zakład Fizjologii i Patofizjologii Człowieka, Laboratorium Fizjologii i Patofizjologii

Człowieka, Centrum Badań Przedklinicznych i Technologii Warszawskiego

Uniwersytetu Medycznego, ul. Banacha 1B

02-097 Warszawa; pokój FC01; tel.: (48) 22 116 61 61; http://zfc.wum.edu.pl

Kierownik Zakładu: profesor dr hab. n. med. Paweł Szulczyk

Godziny przyjęć w sprawach studenckich:

- prof. dr hab. n. med. Paweł Szulczyk: piątki 10.30-11.30

- dr n. biol. Ewa Nurowska: poniedziałki 14.00-15.00, tel.: 22 116 61 63

- dr n. farm. Przemysław Kurowski: wtorki 13.00-14.00, tel.: 22 116 61 69

- dr n. med. Grzegorz Witkowski: środy 14.00-15.00, tel.: 22 116 61 63

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr n. farm. Przemysław Kurowski, email:

przemyslaw.kurowski@wum.edu.pl, tel. 22 116 61 69

Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: wykłady 30 godzin, ćwiczenia/seminaria 45 godzin.

Liczba punktów ECTS – 7

Zajęcia dydaktyczne: miejsce odbywania zajęć dydaktycznych zostanie podane na stronie

internetowej Zakładu Fizjologii i Patofizjologii Człowieka – www.zfc.wum.edu.pl

Cel nauczania i zakres przedmiotu

Celem nauczania fizjologii jest zapoznanie studentów z mechanizmami funkcjonowania

organizmu człowieka na poziomie molekularnym, komórkowym i systemowym. Zakres

nauczania obejmuje m.in.: układ nerwowy, krążenia, oddechowy, pokarmowy, moczowy,

płciowy i hormonalny człowieka.

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy wykładów:

1. Fizjologia błon komórkowych.

2. Mechanizm przekazywania sygnału w obszarze pojedynczej komórki nerwowej.

3. Fizjologia synaps nerwowych.

4. Mechanizmy przekazywania informacji między komórkami.

5. Fizjologia układu autonomicznego.

24

6. Fizjologia układu czuciowego.

7. Fizjologia układu ruchowego.

8. Fizjologia układu hormonalnego.

9. Fizjologia serca.

10. Kontrola funkcji serca przez układ autonomiczny oraz przez odruchy neuronalne.

11. Fizjologia układu naczyniowego.

12. Fizjologia układu pokarmowego.

13. Fizjologia układu oddechowego.

14. Fizjologia nerek.

15. Fizjologia równowagi kwasowo-zasadowej i wodno-elektrolitowej.

Tematy ćwiczeń/seminariów:

1. Fizjologia komórki. Fizjologia krwi. Fizjologia i regulacja procesu krwiotworzenia.

Fizjologia i regulacja procesu krzepnięcia krwi. Transport substancji odżywczych

i metabolitów przez krew. Demonstracja komputerowa transportu substancji

odżywczych i metabolitów przez krew.

2. Fizjologia komórek pobudliwych. Funkcja i klasyfikacja kanałów jonowych.

Mechanizm powstawania potencjału spoczynkowego i czynnościowego. Fizjologia

propagacji potencjału czynnościowego wzdłuż aksonu. Demonstracja komputerowa

mechanizmów działania kanałów jonowych i potencjałów czynnościowych.

3. Mechanizmy przekazywania informacji między komórkami. Mechanizm skurczu

mięśni. Przekazywanie informacji na drodze chemicznej: synaptycznej, parakrynowej,

endokrynowej, za pośrednictwem feromonów. Klasyfikacja synaps nerwowych.

Budowa i mechanizm działania synapsy nerwowo-mięśniowej. Blokery i aktywatory

synapsy nerwowo-mięśniowej. Sprzężenie elektrochemiczne. Potencjały

czynnościowe mięśni poprzecznie prążkowanych. Sprzężenie elektromechaniczne.

Mechanizm skurczu mięśni poprzecznie prążkowanych. Elektromiogram. Regulacja

siły skurczu mięśni poprzecznie prążkowanych. Demonstracja oceny siły mięśniowej

w skali Lovett'a. Komputerowa demonstracja mechanizmu działania złącza nerwowo-

mięśniowego i modelu ślizgowego skurczu mięśnia poprzecznie prążkowanego.

4. Fizjologia układu czuciowego. Klasyfikacje receptorów czuciowych. Klasyfikacje

dróg czuciowych ośrodkowych. Budowa kory czuciowej. Badanie czucia

dyskryminacji przestrzennej bodźca, badanie czucia powierzchniowego i głębokiego.

Badanie rozmieszenia receptorów czuciowych na powierzchni skóry przy pomocy

włosów von Frey’a. Struktura i funkcja narządów zmysłów: smaku i węchu.

5. Fizjologia układu czuciowego narządy zmysłów. Struktura i funkcja narządów

zmysłów: wzrok, słuch, narząd równowagi. Demonstracja przewodzenia kostnego

i powietrznego. Odruch źrenic na światło i nastawność – anatomia, fizjologia,

znaczenie diagnostyczne odruchu. Oglądanie dna oka przy pomocy oftalmoskopu.

Demonstracja złudzeń wzrokowych, kolorów dopełniających, istnienia plamki ślepej.

Badanie dominacji oka. Demonstracja komputerowa anatomii i fizjologii narządu

słuchu.

6. Układ ruchowy. Funkcja i klasyfikacja odruchów neuronalnych. Odruch na

rozciąganie. Odruch z ciałek ścięgnistych Golgiego. Funkcja alfa i gamma

motoneuronów. Klasyfikacja i funkcja dróg ruchowych rdzeniowych. Struktura

i funkcja jąder podkorowych. Struktura i funkcja móżdżku. Objawy uszkodzenia

móżdżku. Fizjologia kory ruchowej. Demonstracja i badanie odruchów rdzeniowych.

Demonstracja prób móżdżkowych.

25

7. Seminarium sprawdzające (pierwsza połowa ćwiczeń); układ autonomiczny

(druga połowa ćwiczeń). Struktura układu autonomicznego. Receptory czuciowe

(własne) układu autonomicznego. Regulacja funkcji układu autonomicznego. Efektory

układu autonomicznego. Regulacja funkcji mięśniówki gładkiej dróg oddechowych,

naczyń krwionośnych, przewodu pokarmowego, pęcherza moczowego przez układ

autonomiczny. Regulacja funkcji gruczołów wydzielania zewnętrznego przez układ

autonomiczny. Demonstracja i wyjaśnienie powstawania białego i czerwonego

dermografizmu. Demonstracja odruchu źrenicznego na światło. Zasada działania

wariografu.

8. Układ hormonalny. Podwzgórze, przysadka mózgowa, szyszynka, tarczyca,

przytarczyce, grasica, trzustka, nadnercza, jądra, jajniki.

9. Fizjologia układu oddechowego. Objętości i pojemności oddechowe. Opór

i podatność w układzie oddechowym. Dyfuzja gazów w pęcherzykach płucnych.

Nerwowa kontrola układu oddechowego: regulacja funkcji mięśnia przeponowego

i mięśni międzyżebrowych przez nerwy somatyczne, regulacja funkcji mięśniówki

gładkiej i gruczołów dróg oddechowych przez nerwy układu autonomicznego.

Odruchowa kontrola mięśni oddechowych poprzecznie prążkowanych, mięśniówki

gładkiej i gruczołów dróg oddechowych. Pojęcie centralnego generatora

oddechowego. Komputerowa prezentacja cyklu oddechowego, demonstracja zmian

ciśnienia zewnątrzopłucnowego i wewnątrzopłucnowego w czasie cyklu

oddechowego. Spirometria.

10. Fizjologia serca. Struktura i funkcja układu bodźcoprzewodzącego serca.

Elektrofizjologia komórek układu bodźcoprzewodzącego serca. Potencjały

czynnościowe komórek mięśnia sercowego. EKG. Sprzężenie elektromechaniczne

w komórkach mięśnia serca. Unerwienie układu bodźcoprzewodzącego i mięśnia

sercowego przez układ autonomiczny współczulny i przywspółczulny. Regulacja

funkcji mięśnia sercowego przez odruch z baroreceptorów tętniczych,

chemoreceptorów tętniczych i receptorów czuciowych mięśnia sercowego. Praca

mechaniczna mięśnia sercowego. Autoregulacyjna odpowiedź mięśnia sercowego na

obciążenie. Rejestracja EKG. Demonstracja niemiarowości oddechowej.

Komputerowa demonstracja mechanizmu powstawania potencjału czynnościowego

w komórkach mięśnia sercowego i szerzenia się pobudzenia w mięśniu sercowym.

11. Fizjologia układu krążenia. Biofizyka przepływu krwi. Struktura i organizacja

naczyń krwionośnych. Regulacja nerwowa, regulacja miejscowa i autoregulacja

mięśniówki gładkiej naczyń krwionośnych. Mikrokrążenie. Regulacja układu krążenia

przez odruch z baroreceptorów tętniczych i odruch z chemoreceptorów tętniczych.

Odrębność regulacji mięśniówki gładkiej naczyń krwionośnych wieńcowych,

nerkowych, mięśniowych, płucnych i układu pokarmowego. Pomiar ciśnienia

tętniczego krwi. Osłuchiwanie serca.

12. Fizjologia układu pokarmowego. Ogólna struktura układu pokarmowego człowieka.

Mechanizm rozdrabniania i absorbcji substancji pokarmowych. Struktura, funkcja

i mechanizmy kontroli działania żołądka. Regulacja i rola wydzielania trzustkowego.

Regulacja i rola wydzielania żółci. Struktura, funkcja, kontrola funkcji jelita cienkiego

i jelita grubego.

13. Fizjologia nerek. Anatomia czynnościowa nerek. Struktura i funkcja nefronu.

Mechanizmy tworzenia i zagęszczania moczu. Demonstracja komputerowa

mechanizmu filtracji kłębuszkowej i mechanizmu funkcjonowania nefronu.

14. Seminarium sprawdzające (pierwsza połowa ćwiczeń); równowaga kwasowo-

zasadowa, równowaga wodno-elektrolitowa (druga połowa ćwiczeń).

26

15. Fizjologia cyklu menstruacyjnego. Zmiany w organizmie matki w czasie ciąży

i porodu.

REGULAMIN ZAJĘĆ STUDENCKICH

1. Warunkiem zaliczenia ćwiczeń i dopuszczenia do egzaminu z przedmiotu jest

zaliczenie wszystkich zajęć dydaktycznych. Maksymalna ilość usprawiedliwionych

nieobecności (zwolnienie lekarskie lub karta informacyjna ze szpitala) w ciągu

semestru - 2. Usprawiedliwione nieobecności na zajęciach należy zaliczyć u asystenta

prowadzącego zajęcia. Zaliczanie przedmiotu i przystąpienie do egzaminu

w przypadku braku usprawiedliwienia nieobecności lub przy większej liczbie

nieobecności usprawiedliwionych jest uzależnione od decyzji Dziekanatu.

2. Studenci zobowiązani są do odbywania zajęć we własnych grupach dziekańskich.

Odrabianie zajęć z inną grupą jest ograniczone do sytuacji wyjątkowych i możliwe

w uzasadnionych przypadkach po uprzednim uzyskaniu pisemnej zgody kierownika

Zakładu.

3. Adiunkci Zakładu prowadzą dyżury dydaktyczne, w wyznaczonych godzinach,

w trakcie których studenci mogą uzyskać dodatkowe informacje oraz odbyć

konsultacje dotyczące zajęć z przedmiotu.

4. Studenci są zobowiązani do przygotowania się do aktualnych zajęć aby w pełni

wykorzystać czas ćwiczeń i seminariów. Stopień przygotowania do ćwiczeń

i seminariów może być sprawdzany w formie pisemnej (test lub pytania otwarte).

5. W semestrze zostaną przeprowadzone dwa seminaria sprawdzające w formie pisemnej

(test lub pytania otwarte).

6. Podstawą dopuszczenia do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń i seminariów oraz

uzyskanie pozytywnej oceny z 2 seminariów sprawdzających.

7. Studenci, którzy nie uzyskali zaliczenia ćwiczeń i seminariów w celu dopuszczenia do

egzaminu muszą zaliczyć kolokwium wyjściowe.

8. Studenci, którzy zaliczyli zajęcia dydaktyczne i uzyskali średnią ocenę z seminariów

sprawdzających co najmniej 4.5 i mogą przystąpić do egzaminu w terminie zerowym

po uprzednim uzgodnieniem terminu egzaminu z sekretariatem Zakładu.

9. Egzamin z przedmiotu w pierwszym terminie odbywa się w sesji zimowej w formie

testowej lub zastosowania pytań otwartych.

10. W czasie testów obowiązuje zakaz używania telefonów komórkowych

i fotografowania książeczek testowych i kart odpowiedzi.

LITERATURA

Literatura obowiązkowa:

1. Fizjologia człowieka; skrypt dla studentów farmacji i medycyny laboratoryjnej pod

redakcją Pawła Szulczyka i Magdaleny Okarskiej-Napierały;

2. Fizjologia człowieka z elementami fizjologii stosowanej i klinicznej, Autorzy:

Władysław Traczyk, Andrzej Trzebski.

Literatura uzupełniająca:

1. Fizjologia Człowieka, Autor: Stanisław Konturek.

27

KOŁO NAUKOWE

Przy Zakładzie Fizjologii i Patofizjologii Człowieka działa Studenckie Koło Naukowe

CEREBRUM (https://cerebrum.wum.edu.pl/). Opiekunem naukowym koła jest Pan

dr Przemysław Kurowski, email: przemyslaw.kurowski@wum.edu.pl, tel.: 22 116 61 69.

28

HIGIENA I EPIDEMIOLOGIA

Zakład Badania Środowiska Wydziału Farmaceutycznego WUM w Warszawie

ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa, tel. (22) 5720 795; FAX (22) 5720 738

kierownik: prof. dr hab. Grzegorz Nałęcz-Jawecki

Osoba odpowiedzialna za nauczanie przedmiotu: prof. dr hab. Grzegorz Nałęcz-Jawecki

Kierownik ćwiczeń: mgr Beata Świętochowska

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: codziennie 10-13

Roczny wymiar zajęć 30 godzin, w tym:

Wykłady: 10 godzin

Seminaria: -

Ćwiczenia: 20 godzin.

Wykłady odbywają się w sali wykładowej Wydziału Farmaceutycznego WUM, ćwiczenia

w sali ćwiczeniowej Zakładu Badania Środowiska, ul. Banacha 1, gmach II, piętro 2.

Cel nauczania i zakres przedmiotu:

Celem nauczania przedmiotu jest zapoznanie studentów z oddziaływaniem zdrowotnym

czynników środowiska naturalnego i zmienionego działalnością człowieka na organizm

i populacje oraz oceną jakości zdrowotnej stanu środowiska i możliwościami działań

profilaktycznych. Ma to na celu stworzenie podstaw do kompleksowego ujmowania

zagadnień ochrony zdrowia niezbędnych absolwentom kierunku analityka medyczna.

Tematyka wykładów

1. Czynniki i elementy środowiska

2. Zanieczyszczenie środowiska związane z działalnością człowieka

3. Higiena elementów środowiska – powietrza, wody, gleby

4. Higiena środowiska zamieszkania

5. Higiena środowiska pracy – choroby zawodowe

6. Wpływ zanieczyszczeń środowiska na zdrowie ludzi

7. Podstawy epidemiologii – planowanie i strategia badań epidemiologicznych

8. Środowiskowe czynniki ryzyka chorób nowotworowych.

Tematyka ćwiczeń

1. Badanie wybranych czynników środowiska pracy

29

2. Biokontrola obciążeń chemicznych środowiska - biotesty

3. Zastosowanie podstawowych technik epidemiologicznych w celu wykrycia i oceny

czynników ryzyka powodujących wystąpienie danej jednostki chorobowej; sposoby

obliczania Ryzyka Względnego i Przypisanego

4. Zaprojektowanie badania epidemiologicznego oceniającego wpływ czynników

środowiskowych i swoistych czynników etiologicznych na konkretne jednostki

chorobowe.

Efekty nauczania oceniane są na podstawie bieżącej realizacji ćwiczeń praktycznych,

indywidualnych prezentacji na ćwiczeniach oraz wyniku pisemnego zaliczenia końcowego.

Piśmiennictwo obowiązujące:

1. Nałęcz-Jawecki G. [red.]. A. Bonisławska, B. Świętochowska, K. Demkowicz-

Dobrzański. Higiena i Epidemiologia. Zakład Badania Środowiska, Akademia Medyczna

w Warszawie, 2007.

2. Jędrychowski W. Epidemiologia – wprowadzenie i metody badań. PZWL, Warszawa,

1999.

3. Jędrychowski W. Epidemiologia w medycynie klinicznej i zdrowiu publicznym.

Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego, 2010.

Piśmiennictwo zalecane:

1. Jethon Z., Grzybowski A. [red.]. Medycyna zapobiegawcza i środowiskowa. PZWL,

Warszawa, 2000.

2. Walker C.H., Hopkin S.P., Sibly R.M., Peakall D.B. Podstawy ekotoksykologii. PWN,

Warszawa, 2002.

3. Nałęcz-Jawecki G., Bonisławska A., Skrzypczak A., Demkowicz-Dobrzański K.,

Ekotoksykologia. Zakład Badania Środowiska, WUM, 2010.

30

IMMUNOLOGIA

Zakład Biochemii i Farmakogenomiki, Katedra Biochemii i Chemii Klinicznej, Wydział

Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej

ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa, budynek farmacji WUM, pokój nr 4, parter (BLOK I)

tel/fax: (22) 572 07 35, e-mail: katedrabiochemii@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Godziny przyjęć w sprawach studenckich:

Poniedziałek, środa godz.: 10:00–12:00.

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr hab.n.med. Mirosław Szczepański

Opiekun zajęć: dr n. farm. Sławomir Białek

Roczny wymiar wykładów i seminariów:

Wykłady 10 godzin (5wykładów po 2 godziny)

Ćwiczenia 20 godzin (10 ćwiczeń) po 2 godziny

Egzamin w sesji zimowej

Miejsce wykładów i seminariów:

Zgodnie z planem zajęć

Cel nauczania i zakres przedmiotu:

Celem nauczania immunologii jest zapoznanie studentów z budową i funkcją układu

odpornościowego, mechanizmami odpowiedzi immunologicznej w zdrowiu i chorobie,

a także zastosowaniem odkryć immunologicznych w terapii i diagnostyce chorób człowieka

Program nauczania:

Tematy wykładów:

W.1. Wprowadzenie do układ odpornościowy: komórki, tkanki i narządy układu

odpornościowego, przeciwciała, układ dopełniacza, receptory limfocytów T, cząsteczki MHC.

W.2. Rodzaje odpowiedzi immunologicznej: odporność wrodzona, prezentacja antygenu,

współdziałanie komórek w wytwarzaniu przeciwciał, komórki żerne w odporności,

cytotoksyczność odpowiedzi immunologicznej, regulacja odpowiedzi immunologicznej,

odpowiedzi immunologiczne w tkankach.

31

W.3. Immunologia zakażeń: odporność przeciwwirusowa, odporność przeciwbakteryjna

i przeciwgrzybiczna, odporność na inwazje pasożytnicze, pierwotne niedobory odporności,

AIDS i wtórne niedobory odporności, szczepienia.

W.4. Odpowiedzi immunologiczne przeciw tkankom: tolerancja immunologiczna,

autoimmunizacja i choroby autoimmunizacyjne, przeszczep i odrzucenie, odporność na

nowotwory.

W.5. Nadwrażliwości: typu I (natychmiastowa), typu II, typu III, typu IV.

Tematy ćwiczeń:

C1 - Definicje podstawowe. Budowa narządów limfatycznych. Budowa przeciwciał

i receptorów limfocytów T rozpoznających antygen. Zastosowania w diagnostyce.

C2 - Odpowiedź wrodzona. Funkcja układu dopełniacza. Interferony. Funkcje makrofagów

i granulocytów. Cytotoksyczność naturalna i zależna od przeciwciał. Mechanizmy

cytotoksyczności limfocytów. Zastosowania w diagnostyce.

C3 - Źródła różnorodności przeciwciał i receptorów limfocytów T rozpoznających antygen.

Zastosowanie przeciwciał monoklonalnych i ich pochodnych terapii i diagnostyce.

C4 - Główny układ zgodności tkankowej. Prezentacja antygenów limfocytom T. Typy

odpowiedzi immunologicznej. Zastosowania w diagnostyce.

C5 - Populacji i subpopulacje limfocytów. Cytokiny i ich receptory. Rola cytokin i cząsteczek

powierzchniowych w aktywacji, proliferacji i różnicowaniu limfocytów. Regulacja

odpowiedzi immunologicznej humoralnej i komórkowej. Zastosowanie cytokin w medycynie.

Zastosowania w diagnostyce.

C6 - Pierwotne i wtórne niedobory odporności. Diagnostyka niedoborów odporności oraz

funkcjonowania układu odpornościowego. Terapia genowa. Testy diagnostyczne.

C7 - Tolerancja immunologiczna. Mechanizmy zabezpieczające przed autoagresją.

Mechanizmy indukujące autoagresję. Choroby autoimmunologiczne. Zastosowania

diagnostyczne.

C8 - Nadwrażliwość. Typy nadwrażliwości ze szczególnym uwzględnieniem nadwrażliwości

typu I. Immunoterapia alergenem. Zastosowania w diagnostyce.

C9 - Immunologia transplantacyjna. Mechanizmy odrzucania przeszczepów alogenicznych.

Charakterystyk przeszczepów różnych narządów. Indukcja tolerancji transplantacyjnej.

Zastosowania w diagnostyce.

C10 - Immunologia nowotworów. Mechanizmy ucieczki nowotworu spod kontroli układu

odpornościowego. Odpowiedź przeciwnowotworowa układu odpornościowego. Współczesna

immunoterapia nowotworów. Zastosowania w diagnostyce.

Metody organizacji pracy:

Kurs składa się z wykładów i ćwiczeń. Na wykładach przedstawiane są aktualne osiągnięcia

w wybranych dziedzinach immunologii. Przed ćwiczeniami Studenci proszeni są

o wcześniejsze zapoznanie się z tematami zajęć. Szczegółowe informacje dotyczące

planu/tematyki zajęć dostępne są na stronie internetowej Katedry Biochemii i Chemii

Klinicznej. Na ćwiczeniach studenci m.in. przygotowują prezentacje na zadany temat oraz

zachęcani są do aktywnej dyskusji z prowadzącym zajęcia.

32

Formy kontroli i ocena wyników nauczania:

Podstawą zaliczenia przedmiotu „Immunologia” jest egzamin testowy przeprowadzany

w sesji zimowej. Obejmuje on 30 pytań (15 jednokrotnego i 15 wielokrotnego wyboru) i trwa

45 minut. Aby zostać dopuszczonym do egzaminu, należy brać czynny udział w zajęciach

(być obecnym min. na 8 z 10 ćwiczeń) oraz zaliczyć kolokwium.

Literatura obowiązkowa:

1. “Immunologia” DB Roth , D. Male , I. Roitt, J. Brostoff, wydanie polskie pod red. Jan

Żeromskiego. Edra Urban & Partner, Wrocław 2008.

2. „Immunologia” pod redakcją J. Gołąba, M. Jakóbisiaka, W. Laska i T. Stokłosy.

Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2012r.

Literatura uzupełniająca:

1. „Diagnostyka immunologiczna w praktyce lekarskiej” J. Żeromski, K.Madaliński, JM

Witkowski. Mediton, Łódź 2017, wyd.1

33

JĘZYK ANGIELSKI

STUDIUM JEZYKÓW OBCYCH

ul. Księcia Trojdena 2a; 02-109 Warszawa

tel. (022) 5720 863

www.sjo.wum.edu.pl

e-mail: sjosekretariat@wum.edu.pl

Kierownik SJO:

dr Maciej Ganczar

Godziny przyjęć w sprawach studenckich:

Godziny przyjęć w sprawach studenckich oraz godziny konsultacji lektorów podane są do

wiadomości zainteresowanych na tablicy ogłoszeń w Studium Języków Obcych.

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę:

mgr Jolanta Budzyńska

Roczny wymiar zajęć:

60 godzin ćwiczeń

3 pkt. ECTS

Miejsce zajęć:

Studium Języków Obcych: ul. Księcia Trojdena 2a (Centrum Dydaktyczne).

2. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMlOTU

Ćwiczenie umiejętności językowych pozwalających na osiągnięcie biegłości języka

angielskiego w dziedzinie medycyny laboratoryjnej, zgodnie z wymaganiami określonymi dla

poziomu B2+ Europejskiego Systemu Opisu Kształcenia Językowego Rady Europy.

3. PROGRAM NAUCZANIA

Tematyka zajęć:

1/Analiza leksykalna i składniowa tekstów specjalistycznych w zakresie: biochemii, biologii

molekularnej, fizjologii, immunologii, histologii oraz analizy instrumentalnej.

34

2/Ćwiczenie struktur gramatycznych i funkcji językowych charakterystycznych dla języka

specjalistycznego oraz komunikacji w środowisku akademickim i zawodowym.

3/Słuchanie instrukcji, wykładów i prezentacji na tematy specjalistyczne.

4/Pisanie sformalizowanych tekstów, takich jak instrukcja, raport, opis procesu, procedury.

5/Przedstawienie samodzielnie przygotowanej przez studenta prezentacji o tematyce

specjalistycznej.

4. METODY ORGANIZACJI PRACY

Lektorat języka angielskiego obowiązuje wszystkich studentów II roku Wydziału Analityki

medycznej. Stanowi kontynuację nauki rozpoczętej na I roku studiów. Prowadzony jest

w semestrze zimowym i letnim w wymiarze rocznym 60 godzin (po 30 godzin lekcyjnych

w każdym semestrze; 1 ćwiczenia 90-minutowe tygodniowo) i kończy się egzaminem w sesji

letniej II roku studiów.

5. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Podstawę zaliczenia przedmiotu stanowi systematyczny, aktywny udział w zajęciach,

pozytywne oceny ze sprawdzianów oraz prezentacja opracowanego samodzielnie tekstu

o tematyce specjalistycznej.

W sesji letniej studenci przystępują do końcowego egzaminu pisemnego z tematów

obejmujących dwa lata lektoratu.

6. LITERATURA OBOWIĄZKOWA

Zajęcia prowadzone są w systemie autorskim, z wykorzystaniem materiałów własnych

opracowanych na podstawie podręczników specjalistycznych, artykułów z czasopism

specjalistycznych i bieżącej prasy oraz źródeł internetowych.

35

PSYCHOLOGIA

Prowadzący: mgr Barbara Kochlewska psycholog kliniczny, psychotraumatolog, terapeuta

EMDR

Roczny wymiar wykładów: 20 godzin (semestr zimowy)

CELE NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Celem nauczania jest zapoznanie studentów z podstawowymi zagadnieniami z psychologii

klinicznej, osobowości, psychologii społecznej i komunikacji interpersonalnej.

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy wykładów obejmują następujące zagadnienia:

1. Główne kierunki i specjalizacje psychologii

2. Podejście ewolucjonistyczne w psychologii – teoria przywiązania, teoria mózgu

trójjedynego, poliwagalna.

3. Temperament, osobowość.

4. Procesy poznawcze, style poznawcze

5. Zasady społecznej percepcji

6. Komunikacja interpersonalna Komunikacja w ujęciu teorii wpływu społecznego

7. Komunikacja w grupie, teoria ról społecznych, procesy grupowe

8. Stres, zespół wypalenia zawodowego – źródła, sposoby zapobiegania i radzenia sobie.

9. Komunikacja bez przemocy (NVC): jak być asertywnym i nie dać się zmanipulować

10. Konflikt, negocjacje

METODA PRACY

Wykład konwersatoryjny.

EFEKTY KSZTAŁCENIAZnajomość podstawowych mechanizmów psychologicznych

zachowań ludzkich. Identyfikowanie i rozwiązywanie problemów w zespołach zawodowych,

w relacjach pracownicy ochrony zdrowia – pacjenci. Wybór sposobu komunikacji na

podstawie danych obserwacyjnych. Krytyczne weryfikowanie wybranych sposobów

sposobów komunikacji.

METODY OCENY:

Zaliczenie pisemne – test wiadomości. Obowiązuje materiał przedstawiony na wykładach

oraz lektura obowiązkowa.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA:

36

1. P.G. Zimbardo. Psychologia i życie. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 1999.–

wybrane rozdziały.

lub

2. Strelau Jan (red. nauk.) Psychologia. Podręcznik akademicki (t. I, II, III) Gdańskie

Wydawnictwo Psychologiczne, Gdańsk 2006. - wybrane rozdziały

LITERATURA DODATKOWA:

1. Aronson E. Człowiek istota społeczna, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa

2005.

2. Cialdini R.B. Wywieranie wpływu na ludzi, Gdańskie Wydawnictwo Psychologiczne,

GdańsK 2004.

3. Eliot L. Co tam się dzieje? Jak rozwija się mózg i umysł w pierwszychpięciu latach

życia, Media Rodzina, Poznań 2003.

4. Gazzaniga M. Kto tu rządzi – ja czy mój mózg? Wydawnictwo Smak słowa, Sopot

2013.

5. Siegel D. J., Rozwój umysłu. Jak stajemy się tym kim jesteśmy? Kraków 2009.

6. Siegel D.J., Psychowzroczność, Poznań 2011.

7. McKay M.,Davis M.,Fanning P. Sztuka skutecznego porozumiewania się, Gdańskie

Wydawnictwo Psychologiczne, Gdańsk 2004.

8. Rosenberg M.B.,Porozumienie bez przemocy, Wydawnictwo Jacek Santorski& Co,

Warszawa 2003

37

SOCJOLOGIA

ZAKŁAD EPIDEMIOLOGII

02-007 Warszawa, ul. Oczki 3

tel. 22 629 02 43

Kierownik Zakładu: dr hab. n. med. Józef Knap

Odpowiedzialna za dydaktykę: dr n. hum. Cecylia Łabanowska

Godziny przyjęć w sprawach studenckich:

zgodnie z dostępną w Zakładzie listą dyżurów

Przedmiot obejmuje 15 godzin wykładów

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Głównym celem nauczania jest zapoznanie studentów z podstawową wiedzą socjologiczną

dotyczącą społecznych uwarunkowań zachowań człowieka, ze szczególnym uwzględnieniem

kontekstu medycznego. Program uwzględnia analizę wybranych uwarunkowań z poziomu

mikrospołecznego oraz makrospolecznego oraz związków między nimi, a także wiedzę o

metodach oceny wiarygodności wyników badań .

PROGRAM NAUCZANIA.

Tematyka wykladów:

Jak poznajemy świat społeczny? Wiedza potoczna a naukowa. Typowe błędy w myśleniu

potocznym. Konformizm i opinia publiczna. Wiarygodność sondaży opinii publicznej.

Poprawność wnioskowania i możliwości generalizacji wyników. Nauka i metoda naukowa.

Wiarygodność sondaży opinii publicznej

Perspektywy interpretacyjne wyników badań na ludziach i ich uwarunkowania.

Specyfika nauk o człowieku. Metody badawcze w socjologii. Wyjaśnianie w naukach

o ludziach a przewidywanie. Typy więzi. Grupa a sieć. Założenia badawcze a interpretacja

wyników badań. Zmiany typu społeczeństwa a zmiany relacji. Cechy społeczeństwa

współczesnego. Wiarygodność źródeł internetowych.

Nierówności społeczne a zdrowie. Procesy globalizacji a nierówności społeczne.

Stratyfikacja społeczna. Elitaryzm, egalitaryzm i merytokracja. Nierówności w zdrowiu

związane z pozycja społeczną oraz płcią. Problemy i zachowania zdrowotne kobiet

i mężczyzn. Teorie nierówności społecznych w zdrowiu: naturalnej selekcji, deprywacji

materialnej i kulturowej.

38

Rodzina a zdrowie i choroba. Ważne dla zdrowia kategorie zachowań socjalizowanych

i realizowanych w rodzinie. Rodzina jako element systemu opieki zdrowotnej. Formy

i funkcje rodziny. Przemoc w rodzinie. Rodziny dysfunkcjonalne. Przemiany instytucji

rodziny w społeczeństwie nowoczesnym.

Dewiacja i piętno a zdrowie. Dewiacja społeczna a patologia. Wybrane aspekty patologii

życia społecznego. Formy kontroli społecznej a typy norm. Typy adaptacji dewiacyjnej.

Stygmatyzacja i jej konsekwencje. Choroba jako dewiacja i piętno.

Proces starzenia – dominujące postawy, potrzeby zdrowotne i społeczne. Proces starzenia

Ludzie starzy w procesie przemian społecznych. Starzenie się społeczeństw i konsekwencje

społeczne tego procesu. Choroba a niepełnosprawność. Jakość życia ludzi starych w Polsce.

Makrospołeczne uwarunkowania sytuacji ludzi starych. Dyskryminacja ze względu na wiek.

Nowoczesne państwo a zdrowie. Ochrona zdrowia a modele polityki społecznej: anglosaski,

kontynentalny i skandynawski. Prawo do ochrony zdrowia a rozwój koncepcji obywatelstwa.

Różne systemy ochrony zdrowia, problemy finansowania i dostępności.

METODY ORGANIZACJI PRACY

Wykład odbywa się w czasie i miejscu podanym przez Dziekanat.

FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Zaliczenie na stopień w postaci testu odbywa się na ostatnim wykładzie.

LITERATURA ZALECANA:

A. Giddens. Socjologia. PWN, 2004

M. Blaxter, Zdrowie, Sic!, 2009

39

TECHNOLOGIA INFORMACYJNA

Katedra Farmacji Fizycznej i Bioanalizy

Zakład Chemii Fizycznej

Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel. 5720-950

Kierownik Katedry: Profesor dr hab. Piotr Wroczyński

Kierownik Pracowni: Dr inż. Andrzej Cichowlas

Email: Andrzej.Cichowlas@wum.edu.pl

Odpowiedzialny za dydaktykę: dr inż. Andrzej Cichowlas - godziny konsultacji zostaną

podane na początku semestru.

Roczny wymiar zajęć: 30 godzin

Ćwiczenia – 30 godz.

Miejsce ćwiczeń: pracownia komputerowa

Punkty ECTS - 2

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Celem nauczania jest przygotowanie studentów do korzystania z komputerów

i zasobów Internetu. Studenci poznają zasady funkcjonowania sprzętu komputerowego oraz

obsługę komputerowych programów biurowych z pakietu Microsoft Office

i aplikacji przydatnych w analityce medycznej. Program ćwiczeń umożliwia studentom

praktyczne opanowanie umiejętności samodzielnego napisania pracy dyplomowej, wykonania

niezbędnych obliczeń, zastosowania elementów statystyki do analizy danych i interpretacji

obserwacji oraz pomiarów w praktyce laboratoryjnej, przygotowania wykresów, rysowania

złożonych struktur chemicznych – leków, korespondencji. Ważną częścią programu

nauczania jest korzystanie, tworzenie i obsługa baz danych (Access).

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy ćwiczeń obejmują następujące zagadnienia:

I. Edytor tekstu Microsoft Word

a. kopiowanie/przenoszenie/wstawianie tekstu

b. pasek narzędzi

c. listy numerowane, punktowe, symbole

d. formatowanie tekstu – ustawienia stylu, marginesów, orientacji strony, akapity

e. tabulatory, tworzenie kolumn, style

f. tabele – wstawianie, scalanie komórek, style tabeli

40

g. podział dokumentu na sekcje, nagłówki i stopki

h. tworzenie przypisów, spisu treści, indeksów, spisu tabel i rysunków, kody pól

i. edytor równań Microsoft

j. rysowanie i wstawianie grafiki

k. tworzenie bibliografii - EndNote/Word

II. Arkusz kalkulacyjny Microsoft Excel

a) pojęcia i opis środowiska arkusza kalkulacyjnego

b) wprowadzanie danych liczbowych i tekstu, formatowanie

c) wstawianie funkcji – matematycznych, statystycznych, logicznych, daty i czasu

d) adresowanie względne, bezwzględne i mieszane w formułach

e) stosowanie sortowania i filtrowania danych, listy, konspekty

f) rozwiązywanie problemów decyzyjnych i optymalizacji przy użyciu modułu

Solver

g) statystyka opisowa - Analysis Tool Pack, histogramy i funkcje tablicowe,

częstości

i) symulacja doświadczeń losowych – rzut monetą, rzut kostką

ii) wyznaczenie skośności i kurtozy, dominanty, mody, odchylenia

standardowego

iii) wyznaczenie i analiza statystyczna regresji liniowej oraz linii trendu

iv) wyznaczenie współczynnika korelacji Pearsona

i) zagadnienia statystyczne (gęstość prawdopodobieństwa, dystrybuanta) –

rozkład Gaussa, chi-kwadrat, Poissona, t-studenta

j) tworzenie i formatowanie wykresów

k) tworzenie i rejestracja makr, wprowadzenie do VBA

l) Tabele Przestawne w Excelu

1. analiza danych

2. przygotowanie danych arkusza i tworzenie listy

3. korzystanie z kreatora Tabel Przestawnych

4. dodawanie pól

5. filtrowanie przy użyciu pola strony

6. wykresy przestawne

III. Program BIOVIA Draw

a) rysowanie struktur chemicznych

b) korzystanie z szablonów

c) struktury DNA i białek

41

d) określenie właściwości związków i nazwy chemicznej

e) łączenie z dokumentami tekstowymi

IV. Program PowerPoint i Prezi

a) tworzenie prezentacji, master slajd

b) wstawianie tekstu, wykresów i grafiki do slajdów

c) ustawienie slajdów do pokazu

d) tworzenie animacji i przejść między slajdami

e) sposoby poprawnego wystąpienia i przygotowania prezentacji

V. Bazy danych Microsoft Access

a) tworzenie bazy danych – podstawy teoretyczne i terminologia

b) rodzaje danych i atrybuty pól

c) klucz główny, klucz obcy

d) tworzenie tabel

e) tabele nadrzędne, podrzędne i przeglądowe

f) formularze – kreator, formanty, autoformularze

g) kwerendy

o wybierające, parametryczne

o podsumowujące

o aktualizujące

h) raporty

i) tworzenie relacji między tabelami

Metody Organizacji Pracy:

Ćwiczenia odbywają się w grupach 10 osobowych – każdy student ma indywidualny

dostęp do komputera. Do prowadzenia zajęć wykorzystywany jest projektor multimedialny.

Ćwiczenia prowadzone są raz w tygodniu. Każde ćwiczenie poprzedzone jest krótkim

wprowadzeniem do tematu, po czym studenci wykonują samodzielnie zadania i projekty.

Studenci korzystają z pakietu Office 365.

FORMY KONTRTOLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Kontrola i ocena wyników nauczania przeprowadzana jest w formie kolokwium,

obejmującego większość elementów z realizowanego programu nauczania. Ponadto, studenci

42

wykonują prace domowe, np. prezentacja przy użyciu Power Point, których wyniki są

uwzględniane w końcowej ocenie z przedmiotu.

LITERATURA ZALECANA.

1. Microsoft Word 2016. Krok po kroku, Lambert Joan, 2016

2. Excel 2016 Pl Biblia , John Walkenbach, 2016

3. Excel 101 makr gotowych do użycia, Michael Alexander, John Walkenbach 2013

4. Tworzenie makr w VBA dla Excela 2010/2013 Ćwiczenia, Lewandowski Mirosław

2014

5. Excel dla chemików i nie tylko, W.Ufnalski K.Mądry 2000

6. Daniel W.W.: Biostatistics, John Wiley & Sons, Inc., 9 wyd., 2010

7. Excel Tabele i Wykresy Przestawne, Paul McFedries, 2007

8. Access 2010 PL, Groh Michael R., 2013

9. Linux Praktyczny kurs, R. Grant 2005

10. SQL dla każdego, Rafe Coburn 2000

11. Poznaj Unix, S. Moritsugu 1999

12. Czasopisma komputerowe.