Embed Size (px)
Citation preview
i
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
TESIS DE GRADO PREVIA A LA OBTENCIÓN DEL
TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO
TEMA:
“ESTUDIOS DE EFICACIA DE TRICHODERMA CEPA
G008 SOBRE EL COMPLEJO “MARCHITEZ DEL
TOMATE” (Lycopersicon esculentum Mill)”.
AUTORA:
SORAYA EFIGENIA CEVALLOS MARIDUEÑA
DIRECTORA DE TESIS:
Ing. agr. MSc. LETICIA VIVAS VIVAS
MILAGRO - ECUADOR
2010
ii
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
La presente tesis de grado titulada “ESTUDIOS DE EFICACIA DE
TRICHODERMA CEPA G008 SOBRE EL COMPLEJO
“MARCHITEZ DEL TOMATE” (Lycopersicon esculentum Mill)”
realizada por la Egda. SORAYA EFIGENIA CEVALLOS
MARIDUEÑA, bajo la dirección de la Ing. agr. MSc. Leticia Vivas
Vivas ha sido aprobada y aceptada por el Tribunal de Sustentación
como requisito parcial para obtener el título de:
INGENIERO AGRÓNOMO.
Tribunal de Sustentación
Ing. agr. MSc. Leticia Vivas Vivas Ing. agr. Valeriano Bustamante G.
PRESIDENTE EXAMINADOR PRINCIPAL
Ing. agr. Washington Peñafiel I. Ing. agr. MSc. José Carrillo P.
EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR ALTERNO
iii
AGRADECIMIENTO
La autora deja constancia de su agradecimiento en primer lugar a Dios creador de
mi fuerza y sabiduría.
A la Universidad de Guayaquil especialmente a la Facultad de Ciencias Agrarias
por mi formación académica.
Al Departamento Nacional de Protección Vegetal, Sección Fitopatología, de la
Estación Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto
Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP.
Al Ing. agr. MSc. Alfonso Espinoza, Jefe del Área de Fitopatología por las
sugerencias brindadas para la elaboración de esta tesis.
Agradezco de manera muy especial a la Ing. agr. MSc. Leticia Vivas Vivas
Directora del Proyecto PIC 2006-1-13. “Alternativas biológicas para combate de
insectos plagas y de fitopatógenos de suelo en cultivos hortícolas en las
provincias de Guayas y Manabí” y Directora de Tesis por sus consejos, apoyo
incondicional y confianza brindada durante la realización de esta tesis.
A los miembros del Tribunal de Sustentación de la Facultad de Ciencias Agrarias
por su valioso aporte en la corrección de esta tesis.
De igual manera a mis compañeros y amigos: Anita Alvarado, Vanessa Pino,
Elena Corozo, Sofía Gorotiza, Gina Delgado, Luisa Lara, Mariela Salazar, Nelson
Moreano, Rolando Capuz, Héctor Reyes, Roberto Preciado, Hugo Rivera, Diego
Portalanza por brindarme su amistad y colaboración.
A todas aquellas personas que directa o indirectamente me brindaron su apoyo
moral y aportaron para la culminación de esta etapa de formación profesional.
iv
DEDICATORIA
Con mucha sencillez y humildad dedico este trabajo a:
Dios por haberme permitido realizar esta labor siendo mi guía en todo momento.
A mis padres Sr. Joaquin Cevallos Lozano y Sra. Julia Maridueña de Cevallos por
su infinito amor, sus consejos y por el apoyo brindado para culminar una etapa de
mi vida.
A mis hermanas Reina Irrazabal (†) y Mercedes Cevallos que me brindaron su
estímulo de superación y por ser incondicionales en mi vida.
A mis sobrinos, Kerly, Jonathan, Elian, Navila, Miluska por llenar de alegría a
nuestra familia.
A mi esposo Sr. Byron Contreras por estar a mi lado brindándome su amor,
paciencia y apoyándome incondicionalmente en todas mis decisiones.
A mis hijos Byron Juniñho y Nayeska Fernanda por ser la luz que ilumina mis
días y me dan la fuerza para seguir avanzando.
v
Las investigaciones, resultados, conclusiones y
recomendaciones del presente trabajo, son de
exclusiva responsabilidad del autor.
_____________________________
SORAYA EFIGENIA CEVALLOS MARIDUEÑA
Email:[email protected]
vi
ÍNDICE
Contenido Página
I. INTRODUCCIÓN……………………………………….................... 1
Objetivo general…………………………………................................. 2
Objetivo específico……………………………………..……………... 2
II. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………………… 3
2.1. Marchitez bacterial…………………………………………….. 3
2.2. Marchitez causada por hongos………………………………… 4
2.2.1. Fusariosis del tomate………………………………….. 4
2.2.2. Tizón, pata seca Sclerotium rolfsii……………………. 6
2.2.3. Pudrición corchosa Macrophomina phaseolina……….. 7
2.2.4. Podredumbre de raíz, de la base del tallo, chancro del tallo y
podredumbre del fruto Rhizoctonia sp………… 8
2.3. Control biológico de enfermedades…………………………… 9
2.3.1. Características de Trichoderma…………………………... 11
III. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………. 15
3.1. Ubicación……………………………………………………… 15
3.2. Factores en estudio…………………………………………….. 15
3.3. Tratamientos…………………………………………………… 16
3.4. Diseño experimental…………………………………………… 17
3.5. Delineamiento experimental…………………………………… 17
3.6. Manejo del experimento……………………………………….. 18
3.6.1. Identificación de organismos causales de enfermedades y de
microorganismos antagonistas de fitopatógenos del
suelo……………………………………………….. 18
3.6.2. Obtención y multiplicación del antagonista…………… 19
3.6.3. Frecuencias y métodos de aplicación de antagonistas… 19
3.7. Labores de cultivo……………………………………………… 20
3.7.1. Preparación del terreno………………………………... 20
3.7.2. Riego………………………………………………….. 20
3.7.3. Control de malezas……………………………………. 21
3.7.4. Control de insectos–plaga y ácaros……………………. 21
vii
3.7.5. Fertilización de suelo…………………………………. 21
3.8. Variables registradas………………………………………….. 21
3.8.1. Microorganismos fitopatógenos………………………. 21
3.8.2. Antagonista……………………………………………. 21
3.8.3. Incidencia y severidad de fitopatógenos………………... 22
3.8.4. Rendimiento……………………………………………. 22
3.8.5. Efecto del antagonista sobre el cultivo………………... 22
3.8.6. Efecto del antagonista sobre otros organismos no objetos de
control……………………………………… 23
3.9. Estimativo económico de los tratamientos……………………… 23
IV. RESULTADOS………………………………………………………… 24
4.1. Identificación de microorganismos causales del complejo marchitez
del tomate………………………………………….. 24
4.2. Determinar la eficacia de Trichoderma asperellum cepa G-008 para
el manejo del complejo “marchitez del tomate”…………. 26
4.2.1. Experimento 1………………………………………… 26
4.2.2. Experimento 2………………………………………… 29
4.3. Forma y época de aplicación de Trichoderma asperellum en
condiciones de campo…………………………………………. 32
4.3.1. Experimento 1………………………………………… 32
4.3.2. Experimento 2………………………………………… 34
4.4. Estimativo económico de los tratamientos……………………. 36
4.4.1. Rendimiento………………………………………….. 36
4.4.2. Costo estimativo de los tratamientos……………………. 38
4.5. Efecto del antagonista sobre el cultivo y otros organismos no objetos
de control……………………………………………… 40
V. DISCUSIÓN…………………………………………………………… 41
VI. CONCLUSIONES……………………………………………………… 43
VII. RECOMENDACIONES……………………………………………….. 44
VIII. RESUMEN…………………………………………………………… 45
IX. SUMMARY………………………………………………………….. 47
X. BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………….. 49
viii
XI. ANEXOS…………………………………………………………….. 51
Índice de Cuadros
Cuadro 1. Microorganismos identificados en muestras de suelo y tejido del
cultivo de tomate…………………………………………… 25
Cuadro 2. Porcentaje de severidad del primer experimento en el cultivo de
tomate cultivar Miramar……………………………………….. 28
Cuadro 3. Porcentaje de severidad del segundo experimento en el cultivo de
tomate cultivar Floradade………………………………….. 31
Cuadro 4. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del cultivar Miramar en
el primer experimento……………………………. 33
Cuadro 5. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del cultivar Floradade
en el segundo experimento…………………………. 35
Cuadro 6. Promedios de rendimiento (kg/ha) del cultivar Miramar………. 38
Cuadro 7. Estimativo económico de los tratamientos……………………... 39
Cuadro 8. Análisis marginal de los tratamientos………………………….. 40
ix
Índice de Anexos
Anexo 1. Promedios de severidad del primer experimento cultivar
Miramar………………………………………………………… 52
Anexo 2. Porcentaje de severidad del segundo experimento cultivar
Floradade………………………………………………………. 53
Anexo 3. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del primer experimento
cultivar Miramar…………………………………. 54
Anexo 4. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del segundo
experimento cultivar Floradade……………………………….. 55
Anexo 5. Promedios de rendimiento (kg/ha) de cultivo de tomate cultivar
Miramar……… 56
Índice de Fotos
Foto 1. Plantas de Lycopersicon esculentum Mill., con síntomas iniciales (A),
intermedios (B), necrosis (C) y muerte (D). E. E. L. S.
2009………………………………………………………. 57
Foto 2. Raíces de plantas de L. esculentum Mill., con síntomas de marchitez
causadas por patógenos de suelo. E. E. L. S. 2009… 57
1
I. INTRODUCCIÓN
El tomate Lycopersicon esculentum Mill., es uno de los cultivos de importancia
económica entre las hortalizas en Ecuador. Datos estadísticos en el país del año
2006 dan a conocer que la superficie sembrada con tomate fue 677.59 ha, con una
producción de 1848.123 Tm (INEC, 2006).
En los cultivos hortícolas, las enfermedades son uno de los principales problemas
fitosanitarios, entre ellos la marchitez, causada por un complejo de varios
fitopatógenos en los que se incluyen hongos y bacterias cuya incidencia provoca
mortalidad de plantas (Zambrano y Mendoza, 1999).
La marchitez bacteriana causada por Ralstonia (Pseudomonas solanacearum
Smith) una de las enfermedades más destructivas y de gran importancia
económica, ya que afecta muchos cultivos (tomate, papa, tabaco, musáceas, entre
otros) y es endémica de países en zonas tropicales y subtropicales. También la
marchitez puede ser causada por hongos de los géneros Rhizoctonia, Sclerotium
entre otros.
El exceso de productos químicos en la agricultura ha aumentado llevando a una
dependencia de los mismos, lo cual ha originado daños en los sistemas agrícolas y
ecosistemas. Por otra parte, se ha generado resistencia de los fitopatógenos a estos
productos causando resurgimientos y brotes secundarios de las enfermedades. En
los últimos tiempos, la investigación sobre métodos de control de la marchitez
bacteriana y fungosa ha estado dirigida hacia la evaluación de enmiendas
orgánicas e inorgánicas y la aplicación de microorganismos antagonistas en las
2
semillas o las raíces de las plantas antes de la siembra. El control de la
enfermedad es difícil, debido al amplio rango de hospedantes, su amplia
distribución y a la variabilidad genética del patógeno.
Trichoderma, un tipo de hongo anaerobio facultativo que se encuentra de manera
natural en número importante de suelos agrícolas y otros medios, pertenece a la
subdivisión Deuteromicetes que se caracterizan por no poseer, o no presentar un
estado sexual determinado. De este microorganismo existe más de 30 especies,
todas con efectos benéficos para la agricultura y otras ramas, es el más versátil y
polifacético que abunda en los suelos. No se conoce que dicho microorganismo
sea patógeno de ninguna planta, pero si es capaz de parasitar, controlar y destruir
microorganismos que atacan a los cultivos.
En base a lo expuesto, la presente investigación tuvo los siguientes objetivos:
Objetivo general
Generar sistemas de combate biológico de fitopatógenos de suelo en cultivos
hortícolas.
Objetivos específicos
1. Determinar la eficacia de una cepa de Trichoderma para el manejo del
complejo “marchitez del tomate”.
2. Determinar la forma y época de aplicación de Trichoderma en condiciones
de campo.
3. Establecer el estimativo económico de los tratamientos.
3
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Marchitez bacterial
El agente causal de la marchitez bacterial es Ralstonia (Pseudomonas
solanacearum). Los síntomas iniciales consisten en la flacidez de una o más
hojas especialmente las más jóvenes ocurriendo luego marchitez y muerte total
en 2 a 3 días después de los síntomas iniciales. El sistema vascular se torna café
claro volviéndose café oscuro en marchitez total, en corte transversal se presenta
exudado fácilmente observable al sumergirlo en agua, externamente el tallo
muestra apariencia sana. Por otra parte, se menciona que existe necrosamiento
de las yemas, desintegración de los haces vasculares (xilema) y frutos pequeños.
La aparición de la enfermedad puede ser una consecuencia de la siembra
continua de especies solanáceas, uso de herramientas contaminadas, escorrentía
o la siembra de semilla infectada (García, 1999).
El amarillamiento y marchitamiento unilateral de las hojas va acompañada de la
pudrición interna del tallo; las raíces presentan en su interior una consistencia
acuosa y en la base del cuello se nota la formación de raíces adventicias y a
veces lesiones profundas. El tallo presenta coloración marrón y un exudado
blanco cremoso (Anderlini, 1991).
Existe un marchitamiento total y repentino de la planta las hojas bajeras pueden
desprenderse, si el tallo de una planta enferma se corta transversalmente cerca al
cuello de la raíz, la medula se presenta oscura y con apariencia acuosa. La
4
bacteria es común en suelos húmedos y livianos, siendo más destructiva arriba
de los 30 ºC (Suquilanda, 2003).
La enfermedad empieza con la flacidez de algunas de las hojas más jóvenes de la
planta que aumenta bajo condiciones ambientales favorables. En los tallos de
plantas infectadas pueden aparecer raíces adventicias. El sistema vascular toma
una coloración amarilla a pardo claro que luego se obscurece. Si se corta
transversalmente un tallo afectado rezuman desde los vasos del tejido vascular
dañado gotas diminutas de exudado viscoso blanco sucio a amarillento que
contiene un gran número de bacterias (McCarter, 2001).
R. solanacearum posee dos fuentes de inóculo: tubérculos-semillas infectados y
suelos contaminados, pudiendo ser diseminados por el agua de riego y por el
suelo adherido a zapatos y herramientas. Así mismo, el desarrollo de la
enfermedad depende principalmente de temperaturas altas, siendo escasa en
suelos fríos, apareciendo los síntomas cuando la temperatura diurna es superior a
20 ºC y la temperatura promedio del suelo es mayor de 14 ºC (Hernández et al.,
2005).
2.2. Marchitez causada por hongos
2.2.1. Fusariosis del tomate
La marchitez causada por Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici (Sacc.),
es de importancia mundial y al menos se ha descrito en 32 países. En
5
plantas pequeñas las hojas se vuelven flácidas y desarrollan epinastias,
algunas se tornan amarillentas. El tejido vascular toma una coloración
castaño claro a oscuro, luego de la marchitez mueren. En plantas adultas
los síntomas se manifiestan desde la floración a la cosecha. Estos síntomas
suelen afectar a un solo sector de la planta y con frecuencia los foliolos se
vuelven amarillos. El tejido vascular toma una coloración castaño oscuro
que se extiende hacia el extremo apical del tallo. La infección en el fruto
ocurre en forma ocasional (Jones, 2001).
La enfermedad es de clima cálido y prevalece en suelos ácidos y arenosos.
El patógeno permanece en suelo infectado por varios años. El desarrollo de
la enfermedad es favorecido por la temperatura del suelo y del aire 28 oC,
la humedad y deficiencias de nitrógeno, fósforo y potasio, bajo pH del
suelo y baja luminosidad. El patógeno ingresa por la raíz, coloniza el tallo
y por tanto al sistema vascular de la planta (Jones, 2001).
En plántulas, las hojas más viejas se doblan, se marchitan y luego mueren,
en plantas adultas las hojas bajeras se vuelven amarillas. La afección
puede empezar en un solo lado de la planta, las que logran sobrevivir
producen frutos más pequeños que los normales. Generalmente el ataque
se presenta acompañado de un ahuecamiento del tallo en las ramas
superiores. Esta enfermedad es común en zonas cálidas o frías
(Suquilanda, 2003).
Estos síntomas se observan con mas frecuencia en la floración o cuando se
están formando los frutos. Ocurre una pudrición de las raíces y cuello de la
6
planta. Los tejidos basales se encuentran necrosados tornándose de un
color marrón cobrizo, el follaje se muestra flácido al inicio y en estado
avanzado de infección se observa un marchitamiento y detención de
crecimiento de los frutos los cuales se secan, finalmente la planta muere
(Arbaiza, 1996).
El hongo penetra la planta por los tejidos corticales de las raíces causando
una lesión marrón achocolatada que se extiende por el sistema vascular.
Aunque las plantitas jóvenes pueden ser atacadas por el hongo en
inoculaciones artificiales, en condiciones de campo pueden mostrar
síntomas de marchitez al comienzo de la fructificación. Las podredumbres
visibles externamente, de raíces y base del tallo son con frecuencia un
síntoma de la enfermedad (Rodríguez, Tabares y Medina, 2001).
2.2.2. Tizón, pata seca Sclerotium rolfsii
S. rolfsii es un hongo que infecta a un amplio rango de hospedantes,
plantas cultivadas y silvestres; en especies sembradas como tomate,
pimiento, maní, ñame, zanahoria y otros cultivos de importancia
económica. Este patógeno causa pudrición en semilleros y plantas jóvenes;
esta distribuido en las regiones tropicales y subtropicales (McCarter,
2001). Los síntomas son amarillamiento en las hojas inferiores, lesiones en
la base de los hipocótilos, hundimiento y decoloración de la corteza. A
medida que la enfermedad avanza, las hojas de las ramas superiores
pueden marchitarse y al final la planta cae (Reyes et al., 2002; McCarter,
2001).
7
El ciclo de la enfermedad se inicia con los esclerocios que pueden
sobrevivir durante años en el suelo y en residuos de cosecha. Estos pueden
ser diseminados mediante la dispersión del suelo con material vegetal
infestado. El hongo es altamente saprófito y es capaz de formar abundante
micelio en varios sustratos (McCarter, 2001).
El ataque del hongo se localiza a nivel de cuello de la planta, los primeros
síntomas son marchitez de la planta y amarillamiento del follaje, también
puede atacar al fruto, donde se manifiesta en forma de manchas. En la
zona de la corona existe un secamiento cubierto por los crecimientos
algodonosos del hongo de color amarillo (Suquilanda, 2003).
La enfermedad comienza con el marchitamiento general de la planta, que
puede ser progresivo y ocasionar la muerte. En la base del tallo se puede
observar una podredumbre y formación de micelio blanquecino con
numerosos esclerocios esféricos de color marrón o mostaza. Finalmente
las plantas enfermas se marchitan y muere la parte aérea. Una vez
infectado el fruto se colapsa en 3 o 4 días: la cavidad de la lesión se llena
de micelio blanco y esclerocios (Arbaiza, 1996).
2.2.3. Pudrición corchosa, Macrophomina phaseolina
M. phaseolina causa enfermedades en más de 400 especies de plantas, el
patógeno infecta tanto a plantas jóvenes como adultas. Es una enfermedad
propia de ambientes cálidos (aproximadamente 32 oC o más). El patógeno
es polífago que habita en los trópicos, en zonas templadas y cálidas. En
plántulas los síntomas son chancros negruzcos, hundidos, situados por
8
debajo del nudo cotiledonario. En plantas adultas pueden marchitarse y sus
hojas bajeras se vuelven cloróticas. Los tejidos internos del tallo son de
color gris a negro debido a la presencia de esclerocios pequeños y oscuros
(Pohronezny, 2001).
Los síntomas incluyen amarillamiento y muerte de las hojas de la corona,
la lesión puede extenderse 5 – 15 cm. hacia arriba en la planta trepadora.
En el área afectada se producen características gotitas de exudado de
ámbar (gomosis), que eventualmente se secan hasta llegar a un color pardo
oscuro. La lesión acuosa de carbón desarrolla una apariencia seca de color
marrón en unos días acompañadas de numerosas grietas en el tallo. En los
tejidos enfermos aparecen incrustados pequeños microesclerosios negros
que en condiciones de humedad pueden estar acompañados por picnidios.
Cuando la enfermedad avanza el hongo penetra en el área entre los haces
conductores causando la muerte de las plantas. El tiempo que transcurre
desde la aparición del primer síntoma varía de 7 a 21 días. La
podredumbre de las raíces se la observa solamente en la última fase del
desarrollo de la enfermedad. Una sección transversal del fruto infectado
pone de manifiesto una pudrición grande, cambiándole el color normal a
rosa o rojo vino y a negro (Bruton y Wann., 2004).
2.2.4. Podredumbre de raíz, de la base del tallo, chancro del tallo y
podredumbre del fruto Rhizoctonia sp.
Rhizoctonia causa varias enfermedades en el tomate que incluyen muerte
de plántulas, podredumbre de la raíz, podredumbre de la base del tallo,
chancro del tallo y podredumbre del fruto (McCarter, 2001).
9
La muerte de plántulas ocurre tanto que pueden morir antes o después de
emerger. El patógeno ataca el ápice radical produce lesiones de coloración
marrón, pardo rojizas o casi negro en el hipocótilo, hace que estos se
ablanden, pierdan capacidad de sostén la planta se doble y muera. La
podredumbre de raíces es más severa cuando las plantas están estresadas o
dañadas por nematodos. Las lesiones son de color oscuro y presenta una
podredumbre de color rojiza o parda (McCarter, 2001).
Los chancros del tallo se pueden desarrollar por las heridas de las podas, la
enfermedad se presenta en cualquier etapa de la planta, cuyo síntomas son
una lesión hinchada de tono castaño a pardo rojizo que aparece en la línea
del suelo y la podredumbre del fruto es un problema en zonas cálidas y
húmedas. Los frutos en contacto con el suelo desarrollan la enfermedad
que se caracteriza por presentar bandas concéntricas claras y oscuras
(McCarter, 2001).
Esta enfermedad puede ser pre emergente o pos emergente, es decir que en
el primer caso la planta no alcanza ni siquiera a salir, mientras que en el
segundo caso el hongo ataca cuando la planta recién ha germinado
estrangulándole el cuello y doblándola (Suquilanda, 2003).
2.3. Control biológico de enfermedades
El control biológico es la utilización de organismos vivos para reducir la
población de determinados microorganismos nocivos. Los organismos utilizados
10
pueden ser enemigos naturales de los dañinos o individuos de la misma especie
manipulados de modo que perjudiquen a sus propios congéneres (Daxl, 1994).
En un sistema de control biológico existen estrategias directas e indirectas que
pueden aplicarse para contrarrestar a un fitopatógeno. Las estrategias directas
involucran la introducción de antagonistas microbianos específicos en el suelo y
en las indirectas se encuentra el uso de suelo orgánico que favorece la actividad
antagónica contra un patógeno específico. Estos son organismos que tienen
capacidad de proliferar y establecerse en un nicho ecológico apropiado para ser
activos contra el patógeno interfiriendo en su desarrollo (Ezziyyani et al, 2004).
Los agentes de control biológico que se emplean contra hongos fitopatógenos
suelen ser otros microorganismos antagonistas como bacterias (Bacillus spp.,
Pseudomonas y Streptomyces), virus y fundamentalmente otros hongos. Entre
estos últimos se comercializan algunas especies de los géneros Pythium,
Fusarium, Ampelomyces, Coniothyrium, Endothia, Gliocladium y Trichoderma.
La mayor parte de la investigación que se lleva a cabo sobre control de
enfermedades fúngicas se refiere a cepas del género Trichoderma, que se
descubrió hace más de 70 años y, desde entonces, numerosas especies
clasificadas dentro de este género se han utilizado en experimentos de control
biológico de muchos hongos patógenos de plantas; más de la mitad de los
productos existentes en el mercado destinados al control de hongos
fitopatógenos son preparados de Trichoderma. Actualmente se comercializan
principalmente cepas de Trichoderma viride, T. polysporum y T. harzianum,
siendo esta última la más empleada (Gasoni, 2004).
11
2.3.1. Características de Trichoderma
Pertenece a la clase Deuteromicetes que se caracterizan por no presentar
un estado sexual determinado. Es un hongo anaerobio facultativo que se
encuentra de manera natural en muchos suelos agrícolas y otros tipos de
medios. Está ampliamente distribuido en el mundo, en diferentes zonas y
hábitat, prefiere aquellos suelos que contienen materia orgánica o desechos
vegetales en descomposición, residuos de cultivos, especialmente aquellos
que son atacados por otros hongos. Su desarrollo se ve favorecido por la
presencia de altas densidades de raíces, las cuales son colonizadas
rápidamente por estos microorganismos. Trichoderma puede ser utilizado
en diferentes suelos, cultivos, climas y procesos tecnológicos, por la
capacidad de adaptación a diversas condiciones medioambientales y
sustratos (Gams y Bissett, 1998).
Trichoderma, actúa por medio de una combinación de competencia por
nutrientes, producción de metabolitos antifúngicos, enzimas hidrolíticas y
micoparasitismo. Posee un rápido crecimiento y desarrollo, también
produce una gran cantidad de enzimas inducibles con la presencia de
hongos fitopatógenos. Puede desarrollarse en una amplia gama de
sustratos, lo cual facilita su producción masiva para uso en la agricultura.
Su gran tolerancia a condiciones ambientales extremas donde los hongos
son causantes de diversas enfermedades, le permiten ser eficiente agente
de control (Reyes et al, 2002).
Cuando se protege las semillas con Trichoderma se evita que hongos
patógenos las deterioren haciendo que conserven su potencial germinativo
12
y productivo. Incluso protegen eficientemente las plántulas en el semillero.
Dicha protección se realiza con una suspensión acuosa de esporas o en
forma de polvo. La aplicación del Trichoderma directa al suelo ofrece
mayor protección a los cultivos. Cuando este microorganismo es utilizado
para el control de hongos del suelo, puede mezclarse con materia orgánica.
La forma más eficiente para transportar el bioagente es junto con el
sustrato donde el mismo se encuentra previamente establecido como
micobiota normal de la rizósfera. También se utiliza con frecuencia para el
control de patógenos radiculares, a través de su aplicación en combinación
con enmiendas (Fernández-Larrea, 2001).
Trichoderma toma nutrientes de los hongos (a los cuales degrada) y de
materiales orgánicos ayudando a su descomposición, por lo que la materia
orgánica y el compostaje lo favorecen; también requiere de humedad para
poder germinar, la velocidad de crecimiento de este organismo es alta, por
esto es capaz de establecerse en el suelo y controlar enfermedades
(Ezziyyani et al., 2004).
Una mejora de los agentes de control biológico pasa por el conocimiento
de sus mecanismos de acción. Trichoderma es el antagonista en el que más
se ha estudiado este fenómeno. Los mecanismos generales de control
biológico que Trichoderma emplea pueden dividirse según su efecto sobre
el patógeno de la planta sea directo o indirecto. Los de efecto directo
incluyen la inactivación de las enzimas del patógeno, la competición por el
espacio y los nutrientes, la secreción de metabolitos secundarios con efecto
13
antibiótico y el ataque directo al otro hongo o micoparasitismo. Además,
indirectamente, Trichoderma es capaz de proteger a la planta del patógeno
mediante la inducción de sus sistemas de defensa (Ezziyyani et al., 2004).
La resistencia inducida, que puede ser localizada o sistémica, se traduce en
una respuesta mayor y más rápida de los mecanismos de defensa de la
planta ante el ataque de un patógeno. Esta respuesta incluye la secreción
de enzimas como proteasas, peroxidasas, glucanasas y quitinasas, y
finalmente la lignificación de las paredes celulares que rodean el lugar de
infección para limitar la dispersión del patógeno (El Agro, 2005).
Se ha observado que muchas cepas de Trichoderma son capaces de inducir
resistencia sistémica en las plantas, ya que aplicadas en la rizósfera la
protegen contra patógenos del suelo o foliares. Esta resistencia viene
acompañada en muchos casos de un aumento de actividades peroxidasa y
quitinasa en zonas distantes de la raíz y de la síntesis de la planta de las
moléculas señal que intervienen en este tipo de respuesta, como es el ácido
salicílico. Las moléculas implicadas en el desarrollo de la resistencia
sistémica parecen ser las enzimas hidrolíticas que secreta Trichoderma. La
producción de xilanasas y celulasas por Trichoderma se ha relacionado
en muchos casos con la síntesis de etileno en las plantas, otra de las
hormonas implicada en la respuesta sistémica. La acción de estas enzimas
sobre la pared vegetal o la pared celular de los hongos circundantes puede
dar lugar a la liberación de moléculas que pueden servir como inductores
del sistema de defensa vegetal. Sin embargo se ha comprobado que las
14
enzimas hidrolíticas pueden servir como inductores independientemente de
su actividad. Celulasas activas o desnaturalizadas por calor son capaces de
activar la ruta del ácido salicílico o del etileno respectivamente (Lisboa,
Valadares y Félix, 2003).
Trichoderma es un hongo que ataca, parasita y desplaza a otros hongos
que producen enfermedades en las plantas. Además de ser un biofungicida
es un estimulante del crecimiento de raíces, lo que induce a la planta
mayor resistencia a los ataques de plagas y enfermedades. Las conidias de
Trichoderma, al entrar en contacto con el suelo y detectar la presencia de
un hongo fitopatógeno, generan una hifa o hilo que crece paralelamente a
la hifa del hongo patógeno. Después de reconocerlo, se adhiere y lo
penetra, enrollándolo hasta estrangularlo, consumiéndolo (parasitismo) y
compitiendo con él por espacio, energía y luz. La producción de
antibióticos por parte de Trichoderma hace que el área donde se desarrolla
este hongo este libre de otros hongos (antibiosis). Las conidias de
Trichoderma germinan y proliferan en la superficie de las semillas, lo que
muestra un significativo aumento en la velocidad y el porcentaje final de
germinación de las plántulas (Arias, 2004).
15
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación
Esta investigación se realizó durante el año 2009 bajo condiciones de campo en
la Estación Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del
Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP, ubicada
en el km. 26, al este de Guayaquil en la vía Durán – Tambo, parroquia Virgen de
Fátima, cantón Yaguachi, provincia del Guayas. Sus coordenadas son 2º 15′ 15″
latitud sur y 73° 38′ 40″ longitud occidental y a 17 msnm1/
, con una pluviosidad
de 1154.3 mm, temperatura media anual 26.5ºC y 76.2 % de humedad relativa
media anual2/
.
3.2. Factores estudiados
a. Métodos de aplicación de Trichoderma asperellum G-008
- Incorporado con arroz
- Incorporado con cáscara de cacao
- Suspensión de esporas
b. Épocas de aplicación
- Al transplante
- 7 días después del transplante
- Al transplante y 4 aplicaciones adicionales con intervalo semanal
---------- 1/
Instituto Nacional de Meteorología e Hidrología (INAMI) 2/
Datos Meteorológicos del año 2007 obtenidos en INIAP, Estación Experimental Boliche.
16
3.3. Tratamientos
En este estudio los tratamientos del 1 al 4 y del 6 al 11 correspondieron a
Trichoderma asperellum cepa G-008 en una concentración de 15x106
esporas/planta aplicado en forma líquida y sólida en las diferentes épocas, los
mismos que se describen a continuación:
No. Forma de aplicación Estado Época de aplicación
1 Solo Líquido Al momento de transplante
2 Mezcla Líquido Al momento de transplante
3 Solo Sólido Al momento de transplante
4 Mezcla Sólido Al momento de transplante
5 Solo Biológico
comercial
Líquido Al momento de transplante
6 Solo Líquido 7 días después transplante
7 Solo Sólido 7 días después transplante
8 Mezcla Líquido Al transplante y 4 aplicaciones
adicionales semanales
9 Mezcla Sólido Al transplante y 4 aplicaciones
adicionales semanales
10 Solo Líquido Al transplante y 4 aplicaciones
adicionales semanales
11 Solo Sólido Al transplante y 4 aplicaciones
adicionales semanales
12 Solo Testigo químico Líquido Al momento de transplante
13 Testigo absoluto Sin aplicación
3.4. Diseño experimental
17
Los datos se analizaron en un diseño de bloques completamente al azar (DBCA)
con tres repeticiones. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:
Fuentes de variación GL
Total (tr-1) 38
Tratamientos (t-1) 12
Repeticiones (r-1) 2
Error Experimental (t-1)(r-1) 24
Para la comparación de las medias se usó la prueba de rangos múltiples de Duncan
p= 0.05
3.5. Delineamiento experimental
Número de repeticiones 3
Número de tratamientos 13
Número de parcelas 39
Distancia entre repeticiones 1m
Distancia entre hileras 1m
Distancia entre plantas 1m
Largo de parcelas 5m
Ancho de parcela 4m
Área total de cada parcela 20m2
Área útil de cada parcela 12m2
Área total del ensayo 780m2
Área útil del ensayo 468m2
3.6. Manejo del experimento
18
3.6.1. Identificación de organismos causales de enfermedades y de
microorganismos antagonistas de fitopatógenos del suelo
Para determinar los causales de enfermedades se recolectaron muestras de
tallos, raíces y suelo de la rizósfera y se llevaron al laboratorio de
Fitopatología de la E. E. del Litoral Sur, del INIAP para su respectivo
aislamiento e identificación.
Para la identificación de causales en tejidos vegetales se realizó la
observación directa, que consistió en adherir un pedazo de cinta adhesiva
transparente en el tejido infectado y se ubicó en un portaobjeto el que
previamente contenía una gota de ácido láctico.
Cuando no fue posible identificar en forma directa se realizó una cámara
húmeda de la (s) muestra (s) de tejidos vegetales, se colocaron en una
funda plástica que contenía papel absorbente humedecido con agua estéril
y se dejó por 72 horas.
También se procedió a efectuar el aislamiento en medio de cultivo papa
dextrosa agar (PDA). Estas muestras fueron previamente desinfectadas con
una solución de hipoclorito de sodio al 1% y enjuagadas tres veces con
agua destilada estéril para eliminar residuos de cloro y evitar que afecten el
normal crecimiento de los patógenos.
Para el aislamiento del posible antagonista se tomó un gramo de suelo se
diluyó en 100 ml de agua destilada estéril hasta la -3 y se sembró en medio
de cultivo PDA.
19
3.6.2. Obtención y multiplicación del antagonista
El antagonista evaluado fue Trichoderma asperellum procedente de
Guayas con código G-008. Este se multiplicó masivamente en arroz
esterilizado, para este propósito se inoculó 5 ml de la suspensión agua–
hongo (1.5x107) por cada 200 gramos de arroz, se dejó en incubación
durante 10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego se
almacenó en una refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.
3.6.3. Frecuencias y métodos de aplicación de antagonistas
El estudio tuvo dos experimentos: en el primero se utilizó el cultivar
Miramar y en el segundo la variedad Floradade, en ambos casos la dosis
evaluada fue 15x106 esporas/planta de T. asperellum cepa G-008 y con los
mismos tratamientos. La frecuencia de aplicación para los tratamientos 1
al 4 fue únicamente al momento del transplante, el 6 y 7 a los 7 días
después del transplante; en los tratamientos 8 al 11 al momento del
transplante con cuatro aplicaciones semanales. Se comparó con un testigo
biológico, un químico y un absoluto.
En el tratamiento 1, los 15 g de arroz con crecimiento del antagonista se
diluyeron en un litro de agua, se agitaron durante cinco minutos y se
agregó un dispersante, se tamizó y luego se aplicó con un atomizador en la
base de las plántulas; igual procedimiento se realizó con el tratamiento 2
más la incorporación de 100 g de cáscara de cacao descompuesta. En el
tratamiento 3 los 15 g de arroz con crecimiento del hongo se colocaron
20
alrededor de la base de la plántula; igual en el tratamiento 4, más la
incorporación de 100 g de cáscara de cacao como en el tratamiento 2. Los
tratamientos 6 y 7 se aplicaron solo en forma líquida y sólida,
respectivamente, a los 7 días después del transplante. Los tratamientos 8 al
11 fueron similares a los cuatro primeros tratamientos (solo y mezcla,
líquido y sólido) con la diferencia que se realizaron 5 aplicaciones, es decir
al transplante y luego con frecuencia semanal hasta los 28 días después.
Los tratamientos 5 y 12 consistieron en el uso del producto comercial (GP)
a base de tres especies de Trichoderma: T. viride, T. polysporum y T.
harzianum en dosis de 5ml-1
l. y Captan en su orden, ambos al momento
del transplante, y el tratamiento 13 fue el testigo absoluto.
3.7. Labores de cultivo
3.7.1. Preparación del terreno
El terreno se preparó con un pase de arado y dos de rastra.
3.7.2. Riego
Se regó al momento del transplante y luego con frecuencia semanal de
acuerdo al requerimiento del cultivo.
3.7.3. Control de malezas
El control de malezas se realizó en base a las recomendaciones de la
sección Malezas de la E.E.L.S.
21
3.7.4. Control de insectos–plagas y ácaros
El control de insectos en los dos ensayos se realizó de acuerdo a las
recomendaciones de la sección Entomología de la E.E.L.S; además en el
segundo ensayo se presentó el ácaro Aculops lycopersici y para el manejo
se utilizó el acaricida difocol 210 g/l + tetradifol 75 g/l que posee doble
acción (sistémico y contacto) para el control de los tres estados biológicos,
la dosis utilizada fue de 0.6 litro/ha.
3.7.5. Fertilización de suelo
La fertilización se realizó en base al análisis de suelo y de acuerdo a las
recomendaciones del Departamento de Manejo de Suelos y Aguas
(DMSA).
3.8. Variables registradas
3.8.1. Microorganismos fitopatógenos
Se registró cada uno de los fitopatógenos encontrados en los muestreos.
3.8.2. Antagonistas
Se determinó la presencia de antagonistas y se expresó en porcentaje.
3.8.3. Incidencia y severidad de fitopatógenos
22
Se evaluó en campo la incidencia y severidad de los fitopatógenos de
acuerdo a la escala 0-5 modificada propuesta por el CIAT (1987) para
enfermedades de la raíz y tallo en fréjol; donde:
0 = sin síntomas visibles de la enfermedad;
1 = decoloración ligera, ya sea sin lesiones necróticas o con un 10% de los
tejidos de las raíces y hojas cubiertos con lesiones;
2 = aproximadamente el 20% de los tejidos están cubiertos con lesiones,
puede observarse decoloración fuerte;
3 = aproximadamente el 30% de los tejidos están cubiertos con lesiones, se
combinan con ablandamiento y pudrición;
4 = aproximadamente el 50% de los tejidos están cubiertos con
lesiones se combinan con ablandamiento y reducción considerable del
sistema radical;
5 = aproximadamente el 75% o más de los tejidos están afectados
por estado avanzado de pudrición, en combinación con la reducción severa
del sistema radical y muerte de la planta.
3.8.4. Rendimiento
En todos los tratamientos se pesó el rendimiento de cada planta y se expresó en
gramos/planta. Los datos fueron transformados a kg/ha.
3.8.5. Efecto del antagonista sobre el cultivo
Se evaluó el efecto de T. asperellum cepa G008 sobre el cultivo.
23
3.8.6. Efecto del antagonista sobre otros organismos no objetos de
control.
Se observó si T. asperellum cepa G008 tuvo efecto sobre insectos plaga y
benéficos.
3.9. Estimativo económico de los tratamientos
Se realizó un estimativo económico de los tratamientos de acuerdo a la
metodología del CIMMYT (1988).
24
IV. RESULTADOS
4.1. Identificación de microorganismos causales del complejo marchitez del
tomate.
En observación directa en plantas enfermas en los dos cultivares de tomate
(Miramar y Floradade), se relacionaron con hongos y bacterias. De aislamientos
en medio de cultivo en cinco evaluaciones se identificaron los siguientes
microorganismos, en la primera evaluación a Fusarium sp. en los tratamientos 2
(mezcla líquido al transplante) y 12 (testigo químico al transplante), en éste
último también hubo presencia de Macrophomina sp.(Cuadro 1).
En la segunda evaluación se presentó Ralstonia solanacearum en los
tratamientos 1 (solo líquido al transplante), 2 (mezcla líquido al transplante), 4
(mezcla sólido al transplante), 11 (sólido al transplante y 4 aplicaciones) y 12
(testigo químico al transplante) (Cuadro 1).
En la tercera evaluación se observó R. solanacearum en el tratamiento 3 (solo
sólido al transplante). En la cuarta evaluación se encontró Fusarium sp. en el
tratamiento 5 (biológico comercial al transplante) (Cuadro 1).
En la quinta evaluación de las muestras se observaron: R. solanacearum en los
tratamientos 5, 6 (solo líquido 7 días después del transplante), 7 (solo sólido 7
días después del transplante), 8 (mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones),
11, 12 y 13 (testigo absoluto); además de Fusarium sp. en los tratamientos 5, 7,
9 (mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones), 10 (mezcla líquido al
transplante y 4 aplicaciones) y 12; Macrophomina también se determinó en éste
último tratamiento (Cuadro 1).
25
Cuadro 1. Microorganismos identificados en muestras de suelo y tejido del cultivo de tomate. E.E.L.S. 2010
Tratamientos Microorganismos observados por evaluación
Primera Segunda Tercera Cuarta Quinta
1 Solo líquido al momento del transplante
Ralstonia
solanacearum
2 Mezcla líquido al momento del transplante Fusarium sp. Ralstonia
solanacearum
3 Solo sólido al momento del transplante
Ralstonia
solanacearum
4 Mezcla sólido al momento del transplante
Ralstonia
solanacearum
5 Solo biológico comercial líquido al momento del transplante
Fusarium sp.
Ralstonia
solanacearum y
Fusarium sp.
6 Solo líquido 7 días después del transplante
Ralstonia
solanacearum
7 Solo sólido 7 días después del transplante
Ralstonia
solanacearum y
Fusarium sp.
8 Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones
Ralstonia
solanacearum
9 Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones
Fusarium sp.
10 Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones
Fusarium sp.
11 Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones
Ralstonia
solanacearum
Ralstonia
solanacearum
12 Solo testigo químico líquido al momento del transplante Fusarium sp. y
Macrophomina sp.
Ralstonia
solanacearum
Ralstonia
solanacearum,
Fusarium sp. y
Macrophomina sp.
13 Testigo absoluto sin aplicación
Ralstonia
solanacearum
26
4.2. Determinar la eficacia de Trichoderma asperellum cepa G-008 para el
manejo del complejo “marchitez del tomate”.
4.2.1. Experimento 1
En el Cuadro 2 (anexo 1) se muestran los porcentajes promedios de
severidad en el cultivar Miramar durante 17 evaluaciones. El tratamiento 1
durante las ocho primeras semanas no presentó síntomas de la enfermedad,
a partir de la novena semana tuvo 0,83% de severidad y en las dos últimas
evaluaciones obtuvo 4,16%.
El tratamiento 2 en la tercera semana tuvo 2,41% de severidad con
aumento de los síntomas y se mantuvo con 5,00% en las seis últimas
evaluaciones.
En el tratamiento 3 en la cuarta semana se observaron los primeros
síntomas de la enfermedad con 0,41% de severidad el mismo que se
mantuvo hasta la onceava semana, en la última evaluación tuvo 1,16%.
El tratamiento 4 en la segunda semana presentó síntomas con 1,16% y en
la última evaluación registró 2,75% de severidad.
El tratamiento 5 en las doce primeras evaluaciones tuvo 0,41% de
severidad y en la última semana presentó 1,16%.
El tratamiento 6 en las tres primeras evaluaciones presentó 0,33% de
severidad y los demás con 0,41%.
27
El tratamiento 7 desde la tercera semana hasta la novena tuvo 0,41% de
severidad y en las dos últimas evaluaciones registró 4,16%.
El tratamiento 8 desde la segunda hasta la octava semana presentó 0,83%
de severidad y en las tres últimas evaluaciones se observó 3,75%.
En el tratamiento 9 a partir de la octava semana se observó síntomas de la
enfermedad con 0,16%, la que tuvo incremento hasta 3,16% en la última
evaluación.
En el tratamiento 10 en las dos últimas semanas se observó 0,25 y 0,41%
de severidad en su orden.
El tratamiento 11 presentó síntomas desde la segunda semana con 0,83%
de severidad, estos se incrementaron hasta llegar a 4,58% en la última
evaluación.
En el tratamiento 12 en las ocho primeras semanas se observó 0,41% de
severidad y en la última evaluación tuvo 4,16%.
El tratamiento 13 se inició con 0,75% y en las seis últimas semanas
registró 2,50% de severidad.
De acuerdo a los promedios generales de las 17 evaluaciones hubo
diferencias significativas entre tratamientos. El mayor porcentaje promedio
28
Cuadro 2. Porcentaje de severidad del primer experimento en el cultivo de tomate cultivar Miramar. E.E.L.S. 2010
Fecha
% Severidad / Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
19/05/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,41 0,33 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,41 0,75
26/05/2009 0,00 0,00 0,00 1,16 0,41 0,33 0,00 0,83 0,00 0,00 0,83 0,41 0,75
02/06/2009 0,00 2,41 0,00 1,91 0,41 0,33 0,41 0,83 0,00 0,00 0,83 0,41 1,25
09/06/2009 0,00 2,83 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,83 0,00 0,00 1,25 0,41 1,25
16/06/2009 0,00 2,83 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,83 0,00 0,00 1,25 0,41 1,66
23/06/2009 0,00 2,83 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,83 0,00 0,00 1,25 0,41 1,66
30/06/2009 0,00 2,91 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,83 0,00 0,00 1,41 0,41 1,66
07/07/2009 0,00 2,91 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,83 0,16 0,00 1,91 0,41 1,75
15/07/2009 0,83 3,25 0,41 2,08 0,41 0,41 0,41 0,91 0,41 0,00 2,41 0,66 1,83
22/07/2009 1,58 3,91 0,41 2,25 0,41 0,41 0,58 1,75 0,91 0,00 3,41 1,25 2,08
29/07/2009 2,83 4,83 0,41 2,50 0,41 0,41 1,66 2,58 1,25 0,00 4,16 2,41 2,41
05/08/2009 3,16 5,00 0,50 2,50 0,41 0,41 2,50 2,91 1,50 0,00 4,16 3,41 2,50
12/08/2009 3,58 5,00 0,66 2,50 0,58 0,41 3,00 3,25 1,66 0,00 4,33 3,75 2,50
19/08/2009 3,83 5,00 0,75 2,50 0,66 0,41 3,58 3,66 1,66 0,00 4,41 3,75 2,50
26/08/2009 4,08 5,00 0,83 2,50 0,75 0,41 4,00 3,75 2,08 0,00 4,50 3,91 2,50
03/09/2009 4,16 5,00 1,00 2,50 1,08 0,41 4,16 3,75 2,41 0,25 4,58 4,08 2,50
09/09/2009 4,16 5,00 1,16 2,75 1,16 0,41 4,16 3,75 3,16 0,41 4,58 4,16 2,50
Suma 28,21 58,71 8,18 35,55 9,15 6,73 26,51 32,12 15,2 0,65 45,27 30,66 32,05
Promedio 1,66 c1/ 3,45 a 0,48 ef 2,09 bc 0,54 ef 0,40 ef 1,56cd 1,89 c 0,89 de 0,04 f 2,66 b 1,80 c 1,89 c
C.V. (%) 6,78
1) Solo líquido al momento del transplante, 2) Mezcla líquido al momento del transplante, 3) Solo sólido al momento del transplante, 4) Mezcla sólido al momento del
transplante, 5) Solo biológico comercial líquido al momento del transplante, 6) Solo líquido 7 días después del transplante, 7) Solo sólido 7 días después del transplante, 8)
Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones, 10) Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones, 11) Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones, 12) Solo testigo químico al
transplante, 13) Testigo químico sin aplicación.
1/
Las cifras de los promedios con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de Rangos múltiples de Duncan p=0.05
29
de severidad lo presentó el tratamiento 2 (mezcla líquido al transplante)
con 3,45% estadísticamente diferente de los demás; seguido de los
tratamientos 11 (solo sólido al transplante y 4 aplicaciones) y 4 (mezcla
sólido al transplante) con 2,66 y 2,09% en su orden e iguales entre sí.
El promedio más bajo de severidad lo tuvo el tratamiento 10 (solo líquido
al transplante y 4 aplicaciones) con 0,04%, seguido de los tratamientos 6
(solo líquido 7 días después del transplante), 3 (solo sólido al transplante)
y 5 (solo biológico comercial líquido al transplante) con 0,39; 0,50 y
0,53% de severidad en su orden y fueron estadísticamente iguales entre sí.
4.2.2. Experimento 2
En el Cuadro 3 (anexo 2) se muestran los porcentajes promedios de
severidad en el cultivar Floradade durante 13 evaluaciones. El tratamiento
1 en las tres primeras semanas no presentó síntomas de la enfermedad, en
la cuarta evaluación tuvo 0,66% de severidad el mismo que fue
incrementándose hasta llegar a 2,58% en la última evaluación.
El tratamiento 2 presentó síntomas en la séptima semana con 0,25% de
severidad y en la última evaluación obtuvo 1,25%.
En el tratamiento 3 en las cinco primeras semanas no se observó síntomas,
a partir de la sexta semana tuvo 0,25% de severidad y en la última
evaluación presentó 0,58%.
30
El tratamiento 4 en las doce primeras evaluaciones no presentó síntomas
de la enfermedad y en la última semana registró 0,16%.
Los tratamientos 5 y 6 ambos presentaron 0,16 y 0,33% de severidad en
las dos últimas evaluaciones.
El tratamiento 7 en la quinta semana presentó 0,25% de severidad y en las
dos últimas evaluaciones registró 1,25%.
En el tratamiento 8 en las doce primeras semanas no hubo presencia de
síntomas, en la última evaluación tuvo 0,41% de severidad.
En el tratamiento 9 durante las evaluaciones no se observó síntomas de la
enfermedad.
El tratamiento 10 en la quinta semana tuvo 0,16% de severidad, y en las
dos últimas semanas presentó 0,83%.
En el tratamiento 11 los síntomas fueron observados en la cuarta semana
con 0,25% de severidad, y en la última evaluación registró 1,25%.
En el tratamiento 12 no se observó síntomas de la enfermedad en las
evaluaciones.
El tratamiento 13 presentó los primeros síntomas en la décima semana con
0,08% y en las dos últimas evaluaciones tuvo 0,83% de severidad.
31
Cuadro 3. Porcentaje de severidad del segundo experimento en el cultivo de tomate cultivar Floradade. E.E.L.S. 2010
Fecha
% Severidad / Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
28/09/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
02/10/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
09/10/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
16/10/2009 0,66 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,25 0,00 0,00
23/10/2009 1,08 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,25 0,00 0,00 0,16 0,42 0,00 0,00
30/10/2009 1,25 0,00 0,25 0,00 0,00 0,00 0,66 0,00 0,00 0,33 0,42 0,00 0,00
06/11/2009 1,50 0,25 0,41 0,00 0,00 0,00 0,83 0,00 0,00 0,41 0,42 0,00 0,00
13/11/2009 1,66 0,33 0,41 0,00 0,00 0,00 0,83 0,00 0,00 0,41 0,42 0,00 0,00
20/11/2009 1,66 0,42 0,41 0,00 0,00 0,00 0,83 0,00 0,00 0,41 0,42 0,00 0,00
27/11/2009 1,83 0,42 0,41 0,00 0,00 0,00 0,83 0,00 0,00 0,58 0,42 0,00 0,08
04/12/2009 2,08 0,42 0,41 0,00 0,00 0,00 1,08 0,00 0,00 0,75 0,58 0,00 0,66
11/12/2009 2,08 0,42 0,41 0,00 0,16 0,16 1,25 0,00 0,00 0,83 0,83 0,00 0,83
18/12/2009 2,58 1,25 0,58 0,16 0,33 0,33 1,25 0,41 0,00 0,83 1,25 0,00 0,83
Suma 16,38 3,51 3,29 0,16 0,49 0,49 7,81 0,41 0,00 4,71 5,43 0,00 2,40
Promedio 1,26 a1/ 0,27 b 0,25 b 0,01 b 0,04 b 0,04 b 0,60 ab 0,03 b 0,00 b 0,36 ab 0,42 ab 0,00 b 0,18 b
C.V. (%) 4,92
1) Solo líquido al momento del transplante, 2) Mezcla líquido al momento del transplante, 3) Solo sólido al momento del transplante, 4) Mezcla sólido al momento del
transplante, 5) Solo biológico comercial líquido al momento del transplante, 6) Solo líquido 7 días después del transplante, 7) solo sólido 7 días después del transplante, 8)
Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones, 9) Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones, 10) Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones, 11) Solo sólido al transplante
y 4 aplicaciones, 12) Solo testigo químico al momento del transplante, 13) Testigo absoluto sin aplicación. 1/
Las cifras de los promedios con la(s) misma(s) letra(s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de Rangos múltiples de Duncan p=0.05
32
De acuerdo a los promedios generales de las 13 evaluaciones hubo
diferencias significativas entre tratamientos. El mayor porcentaje promedio
de severidad lo presentó el tratamiento 1 (solo líquido al transplante)
con1,26% estadísticamente diferente de los demás; seguido de los
tratamientos 7 (solo sólido 7 días después del transplante) 11 (solo sólido
al transplante y 4 aplicaciones) y 10 (solo líquido al transplante y 4
aplicaciones) con 0,60; 0,42 y 0,36% en su orden y estadísticamente
iguales entre sí.
Los porcentajes promedio más bajos se presentaron en los tratamientos 9
(mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones) y 12 (testigo químico
líquido al transplante) sin presencia de la enfermedad, seguido de los
tratamientos 4 (mezcla sólido al transplante), 8 (mezcla líquido al
transplante y 4 aplicaciones), 5 (solo biológico comercial líquido al
transplante), 6 (solo líquido 7 días después del transplante), 13 (testigo
absoluto), 3 (solo sólido al transplante) y 2 (mezcla líquido al transplante)
con 0,01; 0,03; 0,04; 0,18; 0,25 y 0,27% en su orden, iguales
estadísticamente entre sí.
4.3. Forma y época de aplicación de Trichoderma asperellum en condiciones
de campo.
4.3.1. Experimento 1
En el Cuadro 4 (anexo 3) se muestra el porcentaje promedio de incidencia
de plantas con marchitez en el cultivar Miramar durante 17 evaluaciones.
El mayor porcentaje de incidencia se registró en los tratamientos 2 (mezcla
33
Cuadro 4. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del cultivar Miramar en el primer experimento. E.E.L.S. 2010
Fecha
% Incidencia / Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
19/05/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 8,33 16,67
26/05/2009 0,00 0,00 0,00 41,67 8,33 8,33 0,00 16,67 0,00 0,00 25,00 8,33 16,67
02/06/2009 0,00 50,00 0,00 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 0,00 0,00 25,00 8,33 33,33
09/06/2009 0,00 58,33 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 0,00 0,00 25,00 8,33 33,33
16/06/2009 0,00 58,33 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 0,00 0,00 25,00 8,33 33,33
23/06/2009 0,00 58,33 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 0,00 0,00 25,00 8,33 33,33
30/06/2009 0,00 58,33 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 0,00 0,00 33,33 8,33 33,33
07/07/2009 0,00 58,33 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 16,67 8,33 0,00 58,33 8,33 41,67
15/07/2009 41,67 66,67 8,33 41,67 8,33 8,33 8,33 25,00 8,33 0,00 58,33 41,67 41,67
22/07/2009 58,33 91,67 8,33 50,00 8,33 8,33 16,67 58,33 33,33 0,00 83,33 50,00 50,00
29/07/2009 66,67 100,00 8,33 50,00 8,33 8,33 50,00 58,33 33,33 0,00 83,33 75,00 50,00
05/08/2009 75,00 100,00 16,67 50,00 16,67 8,33 66,67 75,00 33,33 0,00 83,33 75,00 50,00
12/08/2009 83,33 100,00 16,67 50,00 16,67 8,33 75,00 75,00 33,33 0,00 91,67 75,00 50,00
19/08/2009 83,33 100,00 16,67 50,00 16,67 8,33 83,33 75,00 41,67 0,00 91,67 75,00 50,00
26/08/2009 83,33 100,00 16,67 50,00 16,67 8,33 83,33 75,00 50,00 0,00 91,67 83,33 50,00
03/09/2009 83,33 100,00 25,00 50,00 25,0 8,33 83,33 75,00 50,00 8,33 91,67 83,33 50,00
09/09/2009 83,33 100,00 25,00 58,33 25,0 8,33 83,33 75,00 66,67 8,33 91,67 83,33 50,00
SUMA 658,32 1199,99 183,32 741,69 208,31 141,61 599,97 708,35 358,32 16,66 983,33 708,3 683,33
PROMEDIO 38,72 70,59 10,78 43,63 12,25 8,33 35,29 41,67 21,08 0,98 57,84 41,66 40,20
significancia c a ef bc ef Ef cd c de f b c c
C.V. (%) 3.25
1) Solo líquido al momento del transplante, 2) Mezcla líquido al momento del transplante, 3) Solo sólido al momento del transplante, 4) Mezcla sólido al momento del
transplante, 5) Solo biológico comercial líquido al momento del transplante, 6) Solo líquido 7 días después del transplante, 7) Solo sólido 7 días después del transplante, 8)
Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones, 9) Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones, 10) Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones, 11) Solo sólido al transplante
y 4 aplicaciones, 12) Solo testigo químico líquido al momento del transplante, 13) Testigo absoluto sin aplicación.
1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de Rangos múltiples de Duncan p=0.05.
34
líquido al transplante) con 70,59% de plantas marchitas y fue diferente de
los demás, seguido del tratamiento 11 (solo sólido al transplante y 4
aplicaciones con 57,84% diferente estadísticamente. Los tratamientos 4
(mezcla sólido al transplante) con 43,63%; 8 (mezcla líquido al transplante y
4 aplicaciones) y 12 (testigo químico líquido al transplante) ambos con
41,67%; y 13 (testigo absoluto) con 40,20% fueron estadísticamente
iguales entre sí.
El promedio de incidencia más bajo se presentó en los tratamientos 10
(solo líquido al transplante y 4 aplicaciones) con 0,98% diferente de los
demás, seguido del tratamiento 6 (solo líquido 7 días después del
transplante) con 8,33%, 3 (solo sólido al transplante) 10,78%; 5 (solo
biológico comercial líquido al transplante) con 12,25% estadísticamente
iguales entre sí. El tratamiento 9 (mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones) con 21,05% estadísticamente diferente; seguido de los
tratamientos 7 (solo sólido 7 días después del transplante) con 35,29% y 1
(solo líquido al transplante) con 38,72% iguales entre sí.
4.3.2. Experimento 2
La incidencia de marchitez en plantas durante 13 evaluaciones se indica en
el Cuadro 5 (anexo 4). En las tres primeras semanas en todos los
tratamientos no se observó plantas marchitas.
La mayor incidencia se observó en el tratamiento 1 (solo líquido al
transplante) con 25,64% estadísticamente diferente de los demás, seguido
35
Cuadro 5. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del cultivar Floradade en el segundo experimento. E.E.L.S. 2010
Fecha
% Incidencia / Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
28/09/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
02/10/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
09/10/2009 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
16/10/20091/ 25,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 8,33 0,00 0,00
23/10/2009 25,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00
30/10/2009 25,00 0,00 8,33 0,00 0,00 0,00 16,67 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00
06/11/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 16,67 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00
13/11/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 16,67 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00
20/11/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 16,67 0,00 0,00 8,33 8,33 0,00 0,00
27/11/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 16,67 0,00 0,00 16,67 8,33 0,00 8,33
04/12/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 0,00 0,00 25,00 0,00 0,00 16,67 16,67 0,00 16,67
11/12/2009 33,33 8,33 8,33 0,00 8,33 8,33 25,00 0,00 0,00 16,67 16,67 0,00 16,67
18/12/2009 58,33 25,00 16,67 16,67 8,33 8,33 25,00 16,67 0,00 16,67 25,00 0,00 16,67
Suma 333,31 74,98 74,98 16,67 16,66 16,66 158,35 16,67 0,00 108,33 116,65 0,00 58,34
Promedio 25,64 a2/ 5,77 cd 5,77 cd 1,28 e 1,28 e 1,28 e 12,18 b 1,28 e 0,00 e 8,33 bc 8,97 b 0,00 e 4,49 d
C.V. (%) 3,87 1/
Datos considerados para análisis estadísticos
1) Solo líquido al momento del transplante, 2) Mezcla líquido al momento del transplante , 3) Solo sólido al momento del transplante, 4) Mezcla sólido al momento del
transplante, 5) Solo biológico comercial líquido al momento del transplante, 6) Solo líquido 7 días después del transplante, 7) Solo sólido 7 días después del transplante, 8)
Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones, 9) Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones, 10) Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones, 11) Solo sólido al
transplante y 4 aplicaciones, 12) Solo testigo químico líquido al momento del transplante, 13) Testigo absoluto sin aplicación.
2/Las cifras de los promedios con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de Rangos múltiples de Duncan p=0.05
36
de los tratamientos 7 (solo sólido 7 días después del transplante) con
12,18%, 11 (solo sólido al transplante y 4 aplicaciones) con 8,97% y
10(solo líquido al transplante y 4 aplicaciones) con 8,33% iguales
estadísticamente entre sí.
La menor incidencia se observó en los tratamientos 9 (mezcla sólido al
transplante y 4 aplicaciones) y 12 (testigo químico líquido al transplante)
ambos con 0,00%; seguido de los tratamientos 4 (mezcla sólido al
transplante), 5 (biológico comercial líquido al transplante), 6 (solo líquido
7 días después del transplante) y 8 (mezcla líquido al transplante y 4
aplicaciones) todos ellos con 1,28% de plantas marchitas y fueron iguales
estadísticamente entre sí. Los tratamientos 13 (testigo absoluto al
transplante) con 4,50%; 2 (mezcla líquido al transplante) y 3 (solo sólido
al transplante) ambos con 5,78% estadísticamente iguales entre sí.
4.4. Estimativo económico de los tratamientos.
4.4.1. Rendimiento
En el Cuadro 6 (anexo 5) se observan los rendimientos promedios (kg/ha) del
cultivar Miramar. El promedio más alto estuvo en el tratamiento 10 (solo líquido
al transplante y 4 aplicaciones) con 48035 kg/ha estadísticamente diferente;
seguido del tratamiento 6 (solo líquido 7 días después del transplante) con
46929 kg/ha diferente de los demás, 5 (solo biológico comercial líquido al
transplante) con 36068 kg/ha; 3 (solo sólido al transplante) con 33544 kg/ha; 4
(mezcla sólido al transplante) 33202 kg/ha y 13 (testigo absoluto) con 31750
37
kg/ha todos ellos diferentes estadísticamente entre sí y de los demás
tratamientos.
Los promedios más bajos fueron los tratamientos 11 (sólido al transplante y 4
aplicaciones) con 6797 kg/ha y 12 (testigo químico líquido al transplante) con
10525 kg/ha, diferentes entre sí y de los demás tratamientos; seguido de los
tratamientos 8 (mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones) con 21341 kg/ha
y 7 (solo sólido 7 días después del transplante) con 21304 kg/ha, iguales
estadísticamente entre sí; El tratamiento 1 (solo líquido al transplante) con
22708 kg/ha; 2 (mezcla líquido al transplante) con 18611 kg/ha y 9 (mezcla
sólido al transplante y 4 aplicaciones) con 24321 kg/ha; fueron diferentes
entre sí y de los demás tratamientos.
En el cultivar Floradade el rendimiento no fue considerado debido a la presencia
del ácaro A. lycopersici y para su control se utilizó azufre lo que provocó caída
de flores y por tanto no se pudo cuantificar el peso y número de frutos.
38
Cuadro 6. Promedios de rendimiento (kg/ha) del cultivo de tomate cultivar
Miramar. E.E.L.S. 2010
No. Tratamientos Promedios
kg/ha
1 Solo líquido al momento del transplante 22708 g1/
2 Mezcla líquido al momento del transplante 18611 i
3 Solo sólido al momento del transplante 33544 d
4 Mezcla sólido al momento del transplante 33202 d
5 Solo biológico comercial líquido al momento del
transplante 36068 c
6 Solo líquido 7 días después del transplante 46929 b
7 Solo sólido 7 días después del transplante 21304 h
8 Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones 21341 h
9 Mezcla sólido al transplante y 4 aplicaciones 24321 f
10 Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones 48035 a
11 Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones 6797 k
12 Solo testigo químico líquido al momento del
transplante 10525 j
13 Testigo absoluto sin aplicación 31750 e
CV 1,65 %
1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de
acuerdo a la prueba de Rangos múltiples de Duncan p=0.05.
4.4.2. Costo estimativo de los tratamientos
En el Cuadro 7 se observan los rendimientos brutos y ajustado al 15% en cada
uno de los tratamientos, el precio de campo fue $ 0,10 por kilogramo de fruto a
nivel de finca. También se detallan los costos que varían, el tratamiento de
mayor costo fue el 11 (solo sólido al transplante y 4 aplicaciones) con
$1950,00; y el de menor costo fue el tratamiento (solo líquido 7 días después
del transplante) con $60,00.
39
Cuadro 7. Estimativo económicos de los tratamientos. E.E.L.S. 2010
Variables Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Rendimiento bruto Kg/ha 22708 18611 33544 33202 36068 46929 21304 21341 24321 48035 6797 10525 31750
Rendimiento neto Kg/ha 19302 15819 28513 28222 30658 39890 18109 18140 20673 40830 5777 8946 26988
Precio de campo 0,10
Beneficio bruto de campo 1930 1582 2851 2822 3066 3989 1811 1814 2067 4083 578 895 2699
Costos que varían
Fungicidas
Trichoderma asperellum $10Kg 30 30 370 370 30 370 150 1850 150 1850
Cáscara de cacao 0.05Kg 4,2 4,2 21 21
Captan 10
Biológico comercial G.P 30
Aplicación jornal 20 30 20 30 20 20 20 30 30 100 100
Alquiler de equipo 10 10 10 10 50 50 10
Total Costos que Varían 60 74,2 390 404,2 60 60 390 251 1901 300 1950 20 0,00
Beneficio neto 1870 1508 2461 2418 3006 3929 1421 1563 166 3783 -1372 875 2699
40
En el Cuadro 8 se muestran el análisis marginal de beneficios netos, costos
y el porcentaje tasa interna de retorno (TIR). El tratamiento 6 tuvo una TIR
de 2050 %; seguido de los tratamientos 5 (biológico comercial) y el 10
(Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones) que tuvieron 512 % y 361 %
en su orden.
Cuadro 8. Análisis marginal de los tratamientos. E.E.L.S. 2010
Tratamientos
Costos que
varían
($/ha)
Beneficios
netos
($/ha)
TIR
(%)
13. Testigo absoluto 0,0 2699
12. Testigo químico 20,0 875
6. Solo líquido 7 días después del transplante 60,0 3929 2050
5. Solo biológico comercial líquido al momento
del transplante 60,0 3006 512
1. Solo líquido al momento del transplante 60,0 1870
2. Mezcla líquido al momento del transplante 74,2 1508
8. Mezcla líquido al transplante y 4 aplicaciones 251,0 1563
10. Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones 300,0 3783 361
3. Solo sólido al momento del transplante 390,0 2461
7. Solo sólido 7 días después del transplante 390,0 1421
4. Mezcla sólido al momento del transplante 404,2 2418
9. Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones 1901,0 166
11. Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones 1950,0 -1372
4.5. Efecto del antagonista sobre el cultivo y otros organismos no objetos de
control
No se observó ningún efecto fitotóxico de Trichoderma asperellum cepa G008
sobre el cultivo, ni sobre otros organismos no objetos de control especialmente
insectos benéficos.
41
V. DISCUSIÓN
Identificación de microorganismos
En observación directa en condiciones de campo, de acuerdo a su sintomatología
característica y a los aislamientos de laboratorio se detectó una bacteria y tres
hongos como los causales de la marchitez del tomate. De acuerdo a los
aislamientos se determinó mayormente a la bacteria Ralstonia (Pseudomonas)
solanacearum cuyos síntomas son marchitez en las hojas más jóvenes, el área
del sistema vascular se tornó café claro volviéndose oscuro, en un corte
transversal presentó un exudado cremoso que coincide con lo mencionado por
García (1999), Anderlini (1991), McCarter (2001) y Suquilanda (2003).
Se observaron plantas marchitas en época de floración, el causal de esta
anomalía fue identificado como Fusarium sp., el tejido vascular de las plantas
afectadas por este patógeno toma un color castaño oscuro lo que concuerda con
lo observado por Jones (2001).
En pocas plantas marchitas se observó la presencia del patógeno Macrophomina
phaseolina adicionalmente, hubo decoloración de las hojas bajeras, lo que
concuerda con Pohronezny (2001) quien indica que plantas adultas infectadas
por este microorganismo muestran clorosis y que los tejidos internos del tallo
toman una coloración que va desde gris a negro.
Eficacia de Trichoderma asperellum.
De acuerdo a los resultados obtenidos los promedios de incidencia y severidad más
bajos se presentaron en los tratamientos aplicados en forma líquida al transplante y 7
42
días después. Por otra parte, el porcentaje de reducción de la enfermedad en el segundo
ensayo fluctuó entre 0 y 100 %, no obstante a que se utilizó otro cultivar (Floradade),
el promedio general de reducción tanto para incidencia como para severidad fue 75 %.
Es importante destacar que en los tratamientos de T. asperellum con mezcla con
cáscara cacao redujeron significativamente el complejo marchitez del tomate,
resultados que se relacionan con los estudios de Díaz et al (2003) quienes evaluaron
enmiendas orgánicas (Compost) en la que encontraron respuesta positiva al disminuir
el efecto de la severidad de la enfermedad en plantas inoculadas con Pseudomonas
solanacearum.
El efecto antagonista de T. asperellum sobre R. solanacearum, Macrophomina
phaseolina y Fusarium sp., concuerda con lo expuesto por Daxl (1994) y Ezziyyani
(2004) quienes reportan que microorganismos antagonistas inhiben a los patógenos.
En el trabajo experimental el factor de estudio métodos de aplicación de T. asperellum
G008 mediante suspensión de esporas (líquido al transplante y 7 días después del
transplante) fueron los más eficientes por los mayores rendimientos obtenidos.
43
VI. CONCLUSIONES
En base a los resultados obtenidos en el presente estudio se concluye:
Los microorganismos causales del complejo marchitez del tomate en la
Estación Experimental Litoral Sur, fueron Ralstonia solanacearum
(Pseudomonas), Fusarium sp. y Macrophomina phaseolina.
El tratamiento 6 (solo líquido 7 días después del transplante) tuvo el
mejor efecto sobre la incidencia y severidad de la marchitez del tomate
fue T. asperellum cepa G-08 en forma líquida y en cuanto a reducción
de las mismas con adición de cáscara de cacao.
El tratamiento 10 (líquido al transplante y 4 aplicaciones) y 6 (solo
líquido 7 días después del transplante) fueron los que presentaron el
mayor de rendimiento promedio con 48035 kg/ha y 46929 kg/ha en su
orden.
La mejor tasa interna de retorno fue 2050 % en el tratamiento 6 (solo
líquido 7 días después del transplante).
44
VII. RECOMENDACIONES
En base a los resultados obtenidos se recomienda:
Efectuar estudios con otras dosis y frecuencias de aplicación en
condiciones de campo.
Realizar ensayos similares en otros lugares en la provincia del Guayas a
fin de obtener una información que consolide aún más los resultados.
Intensificar esta investigación utilizando otras cepas o productos biológicos
que ejerzan un combate efectivo y económico.
45
VIII. RESUMEN
El cultivo de tomate es afectado por un complejo de patógenos de suelo que
causan marchitez. Para su manejo los productores utilizan productos químicos
que aumentan los costos de producción. Un estudio preliminar estableció que
Trichoderma asperellum cepa G-008 tiene potencial antagonista. El presente
estudio tuvo los siguientes objetivos: 1) Determinar la eficacia de una cepa de
Trichoderma para el manejo del complejo “marchitez del tomate”, 2) Determinar
la forma y época de aplicación de Trichoderma en condiciones de campo y 3)
Establecer el estimativo económico de los tratamientos.
La investigación se realizó durante el año 2009 bajo condiciones de campo en la
Estación Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del
Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP.
La aplicación de Trichoderma fue: incorporada con arroz (sólido), incorporada
con cáscara de cacao y en suspensión de esporas (líquido).
Se evaluaron los cultivares Miramar y Floradade, en ambos se utilizaron 13
tratamientos: 10 con Trichoderma (las frecuencias de aplicación fueron al
transplante, 7 días después del transplante y al transplante con 4 aplicaciones
adicionales), 2 productos comerciales (GP) a base de tres especies de
Trichoderma y Captan en su orden ambos aplicados al momento del transplante,
y 1 testigo absoluto (sin aplicación).
46
El diseño estadístico que se utilizó fue DBCA con tres repeticiones. La severidad
de la enfermedad se evaluó en base a la escala de 5 grados propuestas por el
CIAT.
La severidad más baja en los dos cultivares se obtuvo en los tratamientos 6 (solo
líquido 7 días después del transplante), 3 (solo sólido al momento del
transplante) y 9 (solo líquido al transplante y 4 aplicaciones).
El mejor rendimiento se registró en el tratamiento 10 (solo líquido al transplante
y 4 aplicaciones) con 48035 kg/ha. De acuerdo al estimativo económico la TIR
(tasa interna de retorno) más alta fue en el tratamiento 6 (solo líquido 7 días
después del transplante) con 2050 %.
47
IX. SUMMARY
Tomato cultivar is affected by a complex of soil pathogens that cause wilt, for this kind
of handling the producers use chemical products that increase production costs,
preliminary studies indicate that the antagonist Trichoderma asperellum strain G-008
has antagonist potential. The investigation bellow had the following objectives: 1) To
determinate the efficacy of a Trichoderma strains for the management of the "tomato
wilt complex ", 2) To determinate the correct form and season of Trichoderma
application in field conditions, and 3) To set the economic estimated value for the
treatments.
The Trichoderma application was: incorporated with rice (solid), incorporated with
cocoa shell and also spore suspension (liquid).
Miramar and Floradade cultivars were evaluated, in both were used 13 treatments: 10
with Trichoderma (the application frequencies were to the transplant, 7 days after the
transplant and during the transplant with 4 additional applications), 2 commercial
products (GP) based on three Trichoderma strains and Captan both to the transplant,
and 1 absolute witness (with out application).
The statistical design used was CRBD (completely at random block design) with three
replications. The severity of the disease was evaluated taking a based 5 grade scale
proposed by the CIAT.
48
The lower severity in both cultivars was in the treatment 6 (only liquid 7 days after the
transplant), 3 (only solid to the transplant) and 9 (only liquid to the transplant and 4
applications).
The best efficiency was registered in the treatment 10 (only liquid to the transplant and
4 applications) with 48035 kg / ha. According to the economic estimate the higher IIR
(internal rate of return) was the treatment 6 (only liquid 7 days after transplant) with
2050%.
49
X. BIBLIOGRAFÍA
Anderlini, R. 1991. El cultivo de tomate. Guías de agricultura y ganadería,
CEAC, Barcelona. p. 68.
Arbaiza, A. 2002. Guía práctica y manejo de plagas con 26 cultivares. Chiclayo-
Perú. p. 651, 654 y 659.
Arias, M. 2004. Hongos antagonistas o micopatógenos. Guía de Insumos
Biológicos para el Manejo Integrado de Plagas. Cali, Colombia. p. 59-61.
Bruton, B; Wann, E. 2004. Podredumbre del carbón. Plagas y enfermedades de las
cucurbitáceas. The American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-
Prensa. Madrid. p. 11.
CIAT. 1987. Sistema Estándar para la evaluación de germoplasma de Frijol. Cali,
Colombia.
CIMMYT. 1998. La formulación de recomendaciones a partir de datos
agronómicos: Un manual metodológico de evaluación económica. México. p.
79.
Daxl, R. 1994. El manejo integrado de plagas. Rossdorf - Alemania. p. 25.
Díaz, J; Bustamante, E; Sánchez, V; Schlönvoigt, A. 2003. Enmiendas y
microorganismos antagonistas para el manejo de Pseudomonas solanacearum
en tomate. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología (Costa Rica). No. 69.
p. 27-33.
El Agro. 2005. Revista ediciones No 107 y 111 Editorial Uminasa S.A. Guayaquil
Ecuador. p. 17 y 51.
Ezziyyani, M; Pérez, C; Sid, A; Requena, M; Candela, M. 2004. Trichoderma
harzianum como biofungicida para el control de Phytophtora capsici en
plantas de pimiento (Capsicum annum L.). Murcia – España. p. 35-36.
Fernández-Larrea, O. 2001. Temas interesantes acerca del control
microbiológico de plagas. Instituto de investigaciones de sanidad vegetal.
Cuba. p. 35-36, 42-43.
García, R. 1999. Marchitez bacteria del tomate caudada por el biovar 2a, de
Ralstonia solanacearum en algunas localidades del estado de Mérida.
Venezuela. p. 2 - 6.
Gams, W; and Bisssett, J. 1998. Morphology and identification of Trichoderma.
In Trichoderma and Gliocladium. Cornell University. California. VV. p. 3.
50
Gasoni, L. 2004. Bioinsumos. Una contribución a la agricultura sustentable. 1ra
edición. Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria. Argentina. p. 57.
Hernández, Y; Mariño, N; Trujillo, G; Urbina de Navarro, C. 2005. Invasión de
Ralstonia solanacearum en tejidos de tallos de tomate (Lycopersicon
esculentum Mill). Revista de la Facultad de Agronomía. Caracas-Venezuela.
Abril. V. 22. N2.
INEC-MAG-SICA. 2006. Encuesta de superficie y Producción Agropecuaria
Continua. Sistema Estadístico Agropecuario Nacional. Resultados Nacionales
y Provinciales. Quito, Ecuador. P. 16.
Jones, J. P. 2001. La fusariosis Vascular del Tomate. Plagas y enfermedades del
tomate. The American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-Prensa.
Madrid. p. 14.
Lisboa, J; Valadares, M; Félix, C. 2003. Producción de enzimas hidrolíticas por
cepas de Trichoderma con actividad antagonista contra Crinipellis
perniciosa, agente causal de la escoba de bruja del cacao. Revista Brasileña
de Microbiología. Sao Paulo. Vol. 34. N 1.
McCarter, S. 2001. La marchitez bacteriana. Plagas y enfermedades del tomate.
The American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
p. 28 - 29.
McCarter, S. 2001. La Podredumbre Negra. Plagas y enfermedades del tomate.
The American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
p. 21-22.
McCarter, S. 2001. El Tizón del Sur. Plagas y enfermedades del tomate. The
American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid. p. 22
- 23.
Pohronezny, K. 2001. La Podredumbre Carbonosa. Plagas y enfermedades del
tomate. The American Phytopathological Society. Ediciones Mundi-Prensa.
Madrid. p. 12.
Reyes, R; Barranco, B; García, G; Jiménez, G. 2002. Actividad in vivo de
Trichoderma harzianum sobre Sclerotium rolfssi en plántulas de tomate. En
Manejo Integrado de Plagas. Agroecología. Costa Rica. N.66. p.45-48.
Rodriguez, R; Tabares, J; Medina, J. 2001. La podredumbre de raíces y base del
tallo. Cultivo Moderno del Tomate. Madrid. p. 171.
Suquilanda, M. 2003. Producción orgánica de hortalizas en la sierra y norte
central del Ecuador. Pichincha. p. 47-54.
Zambrano, O; Mendoza de Arroyave, A. 1999. Combate de enfermedades. En
manual de cultivos hortícolas. Estación Experimental Portoviejo. Portoviejo.
p. 19-27.
51
ANEXOS
52
Anexo 1. Promedios de severidad del primer experimento cultivar Miramar. E.E.L.S. 2010
Tratamientos Repeticiones
Suma Promedios I II III
1. Solo líquido al momento del transplante 1,40 1,57 2,04 5,01 1,67 c
2. Mezcla líquido al momento del transplante 3,75 3,30 3,29 10,34 3,45 a
3. Solo sólido al momento del transplante 1,46 0,03 0,06 1,54 0,51 ef
4. Mezcla sólido al momento del transplante 1,77 3,40 1,12 6,28 2,09 bc
5. Solo biológico comercial líquido al
momento del transplante 1,65 0,00 0,00 1,65 0,55 ef
6. Solo líquido 7 días después transplante 0,00 1,21 0,00 1,21 0,40 ef
7. Solo sólido 7 días después transplante 1,81 1,19 1,69 4,69 1,56 cd
8. Mezcla líquido al transplante y 4
Aplicaciones 3,43 0,80 1,49 5,72 1,91 c
9. Mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones 0,47 0,29 1,93 2,69 0,90 de
10. Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones 0,12 0,02 0,01 0,15 0,05 f
11. Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones 3,63 2,50 1,90 8,03 2,68 b
12. Solo testigo químico líquido al momento
del transplante 0,72 2,04 2,66 5,42 1,81 c
13. Testigo absoluto sin aplicación 1,82 1,10 2,74 5,67 1,89 c
ANÁLISIS DE VARIANZA (datos transformados a √x+1)
F. de V. Grados de
Libertad
Suma de
Cuadrados
Cuadrados
Medios F - Cal F- Tabla
Repeticiones 2 4.03 0.252 12.27 0.05 – 0.01
Tratamientos 12 43.40 3.617 175.95 2.18 - 3.03
Error 24 3.95 0.021
Totales 38 51.38
Gran media = 2.116 Gran suma =467.670 Total de casos = 221
Coeficiente de variación: 6.78 %
53
Anexo 2. Porcentaje de severidad del segundo experimento cultivar Floradade. E.E.L.S. 2010
Tratamientos Repeticiones
Suma Promedios I II III
1. Solo líquido al momento del
transplante 1,29 1,00 1,50 3,79 1,26 a
2. Mezcla líquido al momento del transplante 0,09 0,09 0,61 0,79 0,27 b
3. Solo sólido al momento del transplante 0,77 0,00 0,00 0,77 0,25 b
4. Mezcla sólido al momento del transplante 0,03 0,00 0,00 0,03 0,01 b
5. Solo biológico comercial líquido al
momento del transplante 0,00 0,00 1,50 1,50 0,04 b
6. Solo líquido 7 días después transplante 1,50 0,00 0,00 1,50 0,04 b
7. Solo sólido 7 días después transplante 0,73 0,82 0,25 1,80 0,60 ab
8. Mezcla líquido al transplante y 4
aplicaciones 0,08 0,00 0,02 0,10 0,03 b
9. Mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 b
10. Solo líquido al transplante y 4 aplicaciones 0,31 0,79 0,00 1,10 0,36ab
11. Solo sólido al transplante y 4 aplicaciones 1,15 0,09 0,00 1,24 0,42 ab
12. Solo testigo químico líquido al momento
del transplante 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 b
13. Testigo absoluto sin aplicación 0,00 0,55 0,00 0,55 0,18 b
ANÁLISIS DE VARIANZA (datos transformados a √x+1)
F. de V. Grados de
Libertad
Suma de
Cuadrados
Cuadrados
Medios F - Cal F - Tabla
Repeticiones 2 0.04 0.005 1.00 0.05 – 0.01
Tratamientos 12 14.05 1.171 244.31 2.18 - 3.03
Error 24 0.52 0.005
Totales 38 14.61
Gran media = 1.408 Gran suma =183.040 Total de casos = 130
Coeficiente de Variación: 4.92 %
54
Anexo 3. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del primer experimento cultivar Miramar.
E.E.L.S. 2010
Tratamientos Repeticiones
Suma Promedios I II III
1. Solo líquido al momento del transplante 33,82 35,29 47,05 116,16 38,72 c
2. Mezcla líquido al momento del
transplante 75,00 67,64 69,11 215,75 70,59 a
3. Solo sólido al momento del transplante 32,35 0,00 0.00 32,35 10,78 ef
4. Mezcla sólido al momento del transplante 36,76 70,58 23,52 130,86 43,63 bc
5. Solo biológico comercial líquido al
momento del transplante 36,76 0,00 0,00 36,76 12,25ef
6. Solo líquido 7 días después transplante 0,0 25,00 0,00 25,00 8,33 ef
7. Solo sólido 7 días después transplante 39,70 27,94 38,23 105,9 35,25 cd
8. Mezcla líquido al transplante y 4
aplicaciones 70,58 20,58 33,82 125,0 41,67 c
9. Mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones 11,76 7,35 44,11 63,22 21,08 de
10. Solo líquido al transplante y 4
aplicaciones 2,94 0,00 0,00 2,94 0,98 f
11. Solo sólido al transplante y 4
aplicaciones 75,00 55,88 42,64 173,52 57,84 b
12. Solo testigo químico líquido al momento
del transplante 17,64 50,00 57,35 124,99 41,66 c
13. Testigo absoluto sin aplicación 39,70 22,05 58,82 120,57 40,20 c
ANÁLISIS DE VARIANZA (datos transformados a √x+1)
F. de V. Grados de
Libertad
Suma de
Cuadrados
Cuadrados
Medios F - Cal F - Tabla
Repeticiones 2 0.93 0.058 1.36 0.05 – 0.01
Tratamientos 12 902.17 75.181 1769.32 2.18 - 3.03
Error 24 8.16 0.042
Totales 38 911.26
Gran media = 6.338 Gran suma =1400.801 Total de casos = 221
Coeficiente de Variación: 3.25 %
55
Anexo 4. Porcentaje de incidencia de plantas marchitas del segundo experimento cultivar
Floradade. E.E.L.S. 2010
Tratamientos Repeticiones
Suma Promedio I II III
1. Solo líquido al momento del transplante 23,07 21,15 32,69 76,91 25,64 a
2. Mezcla líquido al momento del
transplante 1,92 1,92 13,46 17,3 5,77 cd
3. Solo sólido al momento del transplante 17,30 0,00 0,00 17,3 5,77 cd
4. Mezcla sólido al momento del transplante 3,84 0,00 0,00 3,84 1,28 e
5. Solo biológico comercial líquido al
momento del transplante 0,00 0,00 3,84 3,84 1,28 e
6. Solo líquido 7 días después transplante 3,84 0,00 0,00 3,84 1,28 e
7. Solo sólido 7 días después transplante 15,38 15,38 5,76 36,52 12,18 b
8. Mezcla líquido al transplante y 4
aplicaciones 1,92 0,00 1,92 3,84 1,28 e
9. Mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 e
10. Solo líquido al transplante y 4
aplicaciones 7,69 17,30 0,00 24,99 8,33 bc
11. Solo sólido al transplante y 4
aplicaciones 25,00 1,92 0,00 26,92 8,97 b
12. Solo testigo químico líquido al momento
del transplante 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 e
13. Testigo absoluto sin aplicación 0,00 13,46 0,00 13,46 4,49 d
ANÁLISIS DE VARIANZA (datos Transformados a √x+1)
F. de V. Grados de
Libertad
Suma de
Cuadrados
Cuadrados
Medios F - Cal F - Tabla
Repeticiones 2 0.43 0.048 3.57 0.05 – 0.01
Tratamientos 12 249.47 20.789 1545.82 2.18 - 3.03
Error 24 1.45 0.013
Totales 38 251.35
Gran media = 2.998 Gran suma =389.790 Total de casos = 130
Coeficiente de Variación: 3.87 %
56
Anexo 5. Promedios de rendimiento de cultivo de tomate cultivar Miramar. E.E.L.S. 2010
Tratamientos Repeticiones
Suma Promedios I II III
1. Solo líquido al momento del
transplante 22625,0 22791,7 22708,0 68124,67 22708,22 g
2. Mezcla líquido al momento del
transplante 18125,0 19000,0 18708,3 55833,33 18611,11 i
3. Solo sólido al momento del
transplante 34000,0 33083,3 33550,0 100633,33 33544,44 d
4. Mezcla sólido al momento del
transplante 32450,0 33812,5 33343,8 99606,25 33202,08 d
5. Solo biológico comercial líquido
al momento del transplante 35450,0 36404,2 36350,0 108204,17 36068,06 c
6. Solo líquido 7 días después
transplante 46812,5 47500,0 46475,0 140787,50 46929,17 b
7. Solo sólido 7 días después
transplante 21304,2 21458,3 21150,0 63912,48 21304,16 h
8. Mezcla líquido al transplante y 4
aplicaciones 21702,1 21340,7 20979,2 64021,92 21340,64 h
9. Mezcla sólido al transplante y 4
aplicaciones 24125,0 24812,5 24025,0 72962,50 24320,83 f
10. Solo líquido al transplante y 4
aplicaciones 48625,0 48033,3 48145,8 144804,17 48268,06 a
11. Solo sólido al transplante y 4
aplicaciones 6781,25 6796,87 6812,5 20390,62 6796,87 k
12. Solo testigo químico líquido al
momento del transplante 10450,0 10500,0 10625,0 31575,00 10525,00 j
13. Testigo absoluto sin aplicación 32708,3 31500 31041,7 95250,00 31750,00 e
ANALISIS DE VARIANZA
F. de V. Grados de
Libertad
Suma de
Cuadrados
Cuadrados
Medios F - Cal F - Tabla
Repeticiones 2 379297.04 189648.518 0.93 0.05 – 0.01
Tratamientos 12 5622443006.17 468536917.181 2293.19 2.18 - 3.03
Error 24 4903597.94 204316.581
Totales 38 5627725901.15
Gran media = 27336.039 Gran suma =1066105.521 Total de casos = 39
Coeficiente de Variación: 1.65 %
57
A
Soraya Cevallos
Foto 1. Plantas de Lycopersicon esculentum Mill., con
síntomas iniciales (A), intermedios (B), necrosis (C)
y muerte (D). E. E. L. S. 2009.
D
B
C Soraya Cevallos
Soraya Cevallos Soraya Cevallos Soraya Cevallos
Soraya Cevallos Soraya Cevallos
Soraya Cevallos
Foto 2. Raíces de plantas de L. esculentum Mill., con síntomas de
marchitez causadas por patógenos de suelo. E. E. L. S.
2009.
