ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO DE LA PARATUBERCULOSIS OVINA … · mostraron que la paratuberculosis ovina tiene una baja distribución geoespacial, pero es importante su monitoreo por la

UNIVERSIDAD VERACRUZANA

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO DE LA

PARATUBERCULOSIS OVINA EN LA REGIÓN

DE LOS TUXTLAS DEL ESTADO DE

VERACRUZ

TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:

TESIS

COMO REQUISITO PARCIAL PARA

OBTENER EL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

PRESENTA:

CECILIA NÁKID CORDERO

ASESORES:

DR. DAVID I. MARTÍNEZ HERRERA

MVZ MC. JOSÉ ALFREDO VILLAGÓMEZ CORTÉS

H. VERACRUZ, VER. ENERO 2014

http://www.uv.mx/neuro/pdias/

ii

CONTENIDO

CONTENIDO ......................................................................................................... ii

INDICE DE CUADROS .......................................................................................... v

INDICE DE FIGURAS ........................................................................................... vi

DEDICATORIA ..................................................................................................... vii

AGRADECIMIENTOS .......................................................................................... viii

RESUMEN ............................................................................................................ ix

ABSTRACT........................................................................................................... ix

1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 1

2. REVISION DE LITERATURA ............................................................................. 4

2.1 GENERALIDADES ....................................................................................... 4

2.2 ETIOLOGÍA .................................................................................................. 5

2.2.1 EL COMPLEJO Mycobacterium avium .................................................. 6

2.2.2 Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis ...................................... 7

2.3 ESPECIES SUSCEPTIBLES ........................................................................ 7

2.4 VÍAS DE TRANSMISIÓN .............................................................................. 8

2.5 DIAGNÓSTICO ............................................................................................ 9

2.5.1 BACTERIOLOGÍA E HISTOPATOLOGÍA ............................................ 10

2.5.2 SEROLOGÍA ........................................................................................ 11

2.6 EPIDEMIOLOGÍA ....................................................................................... 11

2.6.1 FACTORES DE RIESGO ..................................................................... 12

2.6.1.1 Manejo de recién nacido ................................................................ 12

2.6.1.2 Edad del animal .............................................................................. 13

iii

2.6.1.3 Sanidad y enfermedades ................................................................ 13

2.6.1.4 Factores asociados con el patógeno .............................................. 14

2.6.1.5 Características del rebaño .............................................................. 14

2.6.1.6 Procedencia de los animales .......................................................... 14

2.6.2 IMPACTO ECONÓMICO ..................................................................... 14

2.6.2.1 Situación Nacional .......................................................................... 15

2.6.3 DISTRIBUCIÓN ESPACIAL ................................................................. 16

2.6.3.1 Mapas coropléticos ........................................................................ 16

2.6.3.1.1 Mapas puntuales ...................................................................... 16

2.6.3.1.2 Mapas de distribución .............................................................. 17

3. JUSTIFICACIÓN .............................................................................................. 18

4. HIPÓTESIS ...................................................................................................... 20

5. OBJETIVOS ..................................................................................................... 21

5.1 OBJETIVO GENERAL ................................................................................ 21

5.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ...................................................................... 21

6. MATERIAL Y MÉTODOS ................................................................................. 22

6.1 LUGAR DE ESTUDIO Y LOCALIZACIÓN .................................................. 22

6.2 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN Y TAMAÑO DE MUESTRA .................. 23

6.3 CRITERIOS DE INCLUSIÓN Y EXCLUSIÓN ............................................. 24

6.3.1. CRITERIOS DE INCLUSIÓN .............................................................. 24

6.3.2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN ............................................................. 24

6.4 TOMA DE MUESTRAS SEROLÓGICAS .................................................... 24

6.5 DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO .................................................................. 25

6.6 VARIABLES ............................................................................................... 25

6.7 GEOREFERENCIACIÓN DE LAS UNIDADES DE PRODUCCIÓN ............ 26

iv

6.8 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ........................................................................... 26

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................................... 28

7.1 SEROPREVALENCIA Y FACTORES DE RIESGO .................................... 28

7.1.1 Seroprevalencia general ...................................................................... 28

7.1.2 Seroprevalencia por municipio ............................................................. 30

7.1.3 Seroprevalencia por sexo .................................................................... 31

7.1.4 Seroprevalencia por estado productivo ................................................ 32

7.1.5 Seroprevalencia por edad .................................................................... 33

7.1.6 Seroprevalencia por origen .................................................................. 34

7.1.7 Seroprevalencia por unidad de producción en el manejo de excretas .. 35

7.1.8 Seroprevalencia por unidad de producción en la limpieza de

instalaciones ................................................................................................. 36

7.2 CARACTERIZACIÓN DE LAS UNIDADES DE PRODUCCIÓN.................. 38

7.2.1 Tamaño de la unidad de producción .................................................... 38

7.2.2 Manejo del recién nacido ..................................................................... 38

7.2.3 Sistema de producción y alimentación ................................................. 39

7.2.4 Higiene y sanidad ................................................................................ 40

7.3 DISTRIBUCIÓN ESPACIAL ....................................................................... 41

7.3.1 Distribución de la seroprevalencia en la región de Los Tuxtlas en el

estado de Veracruz. ...................................................................................... 41

7.3.2 Distribución de las unidades de producción ovina ................................ 43

8. CONCLUSIONES ............................................................................................ 45

9. LITERATURA CITADA..................................................................................... 46

ANEXOS .............................................................................................................. 54

v

INDICE DE CUADROS

Pág.

CUADRO 1. Seroprevalencias (%) general y especiales de paratuberculosis ovina en la región de Los Tuxtlas.

28

CUADRO 2. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina por municipios de la región de Los Tuxtlas.

30

CUADRO 3. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al sexo de los animales en la región de Los Tuxtlas.

31

CUADRO 4. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al estado productivo de los animales en la región de Los Tuxtlas.

32

CUADRO 5. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la edad (meses) de los animales en la región de Los Tuxtlas.

33

CUADRO 6. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la procedencia de los animales en la región de Los Tuxtlas.

35

CUADRO 7. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al manejo de excretas por unidad de producción en la región de Los Tuxtlas.

35

CUADRO 8. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la limpieza de instalaciones, bebederos y comederos por unidad de producción en la región de Los Tuxtlas.

37

CUADRO 9. Tamaño y composición de los rebaños ovinos de la región de Los Tuxtlas.

38

CUADRO 10. Tasa (%) de alimentos utilizados por sistema de producción ovino en la región de Los Tuxtlas.

39

CUADRO 11. Tasa (%) de unidades de producción que realizan limpieza de instalaciones (área de encierro nocturno), comederos y bebederos según la frecuencia.

40

CUADRO 12. Manejo de excretas por sistema de producción ovino en la región de Los Tuxtlas.

41

vi

INDICE DE FIGURAS

Pág.

FIGURA 1. Municipios de estudio de la región de Los Tuxtlas, Veracruz. En Negro el Distrito de Desarrollo Rural 009. Municipios: 1.- Ángel R. Cabada, 2.-Santiago Tuxtla, 3.- San Andrés Tuxtla y 4.- Catemaco.

23

FIGURA 2. Mapa coroplético de distribución de la paratuberculosis ovina en los municipios de la región de Los Tuxtlas del estado de Veracruz.

42

FIGURA 3. Mapa coroplético puntual de la distribución de las unidades de producción en los municipios muestreados de la región de Los Tuxtlas del estado de Veracruz.

44

vii

DEDICATORIA

A mi Mamá que siempre ha sido mi fortaleza y que ha sabido formarme con

buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual me ha permitido salir adelante y

concluir otro gran logro en mi vida. ¡Gracias Chula!

A mi Papá †, que se que desde algún lugar me cuida y que hoy estaría orgulloso

de mí.

A mis Hermanos Lía y Toño por su cariño y apoyo incondicional.

A Rafael Zavala Barradas por estar siempre a mi lado y ayudarme a superar las

dificultades de la vida.

viii

AGRADECIMIENTOS

A la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana,

por ser mí casa de estudio y por brindarme la oportunidad de una formación

profesional.

Al Dr. David I. Martínez Herrera por impulsar mi desarrollo profesional, por sus

consejos, por su amistad y por todo el tiempo y esfuerzo que ha dedicado a este

trabajo de investigación.

Al Dr. José Alfredo Villagómez Cortés por su asesoría en la realización de la tesis

y por sus enseñanzas y correcciones.

Al Dr. Miguel A. Rodríguez Chessani por sus consejos y participación en esta

última etapa de mi carrera.

A la Dra. Dalia Ester Romero Becerra, por su valiosa ayuda y participación en el

trabajo de campo y la Dra. Melina Romero Becerra por todas las atenciones y

detalles que nos brindó.

A todos los Ovinocultores de Santiago Tuxtla, San Andrés Tuxtla, Catemaco y

Ángel R. Cabada que nos permitieron el uso de sus instalaciones y animales para

la realización de este trabajo y por todas las atenciones prestadas.

Al equipo de trabajo del Dr. David por su apoyo en los muestreos, la familia

Román - Ramírez y en especial a mis amigos Javier, Jorge y Arturo por las largas

jornadas que me acompañaron en el laboratorio.

Con agradecimiento especial a la Dra. Nelly del J. Ibarra Priego por su apoyo

incondicional y consejos como mi tutora y amiga durante toda mi carrera.

A mis Profesores por sus enseñanzas y dedicación dentro del aula

ix

RESUMEN

Nákid Cordero, Cecilia. 2014. ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO DE LA PARATUBERCULOSIS OVINA EN LA REGIÓN DE LOS TUXTLAS DEL ESTADO DE VERACRUZ. Tesis de licenciatura. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, Ver. Asesores: Dr. David. I. Martínez Herrera, MVZ MC. José Alfredo Villagómez Cortés. La paratuberculosis o enfermedad de Johne es una enteritis granulomatosa crónica causada por Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis que afecta a rumiantes domésticos y otras especies silvestres. El objetivo de este trabajo fue realizar un estudio transversal polietápico y estratificado, para conocer la seroprevalencia, factores de riesgo y distribución de la paratuberculosis ovina en los municipios de Ángel R Cabada, Catemaco, San Andrés Tuxtla y Santiago Tuxtla que conforman la región de los Tuxtlas en el estado de Veracruz, México. El estudio se realizó entre septiembre y noviembre de 2013. El tamaño de muestra se calculó con el programa Win Episcope Ver. 2.0 y para la selección de las unidades de producción (UP) se utilizó la tabla de valores propuesta por Canon y Roe donde se obtuvo una n=151 animales procedentes de 20 UP. Se tomaron muestras de seis hembras mayores de tres meses por UP y de todos los sementales. El diagnóstico serológico se realizó en serie con dos kits comerciales de ELISA indirecto en modalidades de tamiz y confirmatorio. Se realizaron dos cuestionarios: uno general por UP y uno individual por animal muestreado para analizar los factores de riesgo; además, se georeferenció cada UP con un GPS para después construir un mapa coroplético de distribución y otro puntual. La seroprevalencia se calculó con el programa en línea VassarStats® y la asociación entre variables por razón de momios (RM) con el programa Win Episcope Ver. 2.0® . La seroprevalencia general fue de 1.32% (IC95%: 0.23-5.19), por municipio de 25% (IC95%: 0.32-78.06) y 5%(IC95%: 0.26-26.94) por rebaño. Se identificaron como factores de riesgo a los individuos del municipio de San Andrés Tuxtla y las hembras y no se encontraron factores protectores. Los mapas coropléticos mostraron que la paratuberculosis ovina tiene una baja distribución geoespacial, pero es importante su monitoreo por la estrecha relación que hay entre las unidades de producción. Palabras clave: Paratuberculosis, ovinos, seroprevalencia, factores de riesgo, distribución.

x

ABSTRACT

Nákid Cordero, Cecilia. 2014. EPIDEMIOLOGICAL STUDY OF OVINE PARATUBERCULOSIS IN THE TUXTLAS REGION OF THE STATE OF VERACRUZ, MEXICO. Veterinary Bachelor Degree Thesis. School of Veterinary Medicine and Animal Science, University of Veracruz. Veracruz, México. Advisors: Dr. David I. Martínez-Herrera, Dr. José Alfredo Villagómez Cortés. Paratuberculosis or Johne’s disease is a chronic granulomatous enteritis caused by Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis that affects domestic ruminants and wild life. The aim of this study was to conduct a stratified cross-sectional study to determine seroprevalence, risk factors and distribution of ovine paratuberculosis in four municipalities of “Los Tuxtlas” region in south Veracruz State of Mexico. The study was conducted between September and November of 2013. Sample size was estimated by using the Win Episcope 2.0® software and the number of production units (PU) included was calculated using the tables of values proposed by Cannon and Roe, resulting in 151 animals and 20 farms. Blood samples were obtained of six females older than three months randomly selected and all bucks in each PU. Serological diagnosis was performed in series by two commercial indirect ELISA kits for screening and verification. Also two surveys were conducted, one collecting data from each PU, and another for each individual sheep to analyze risk factors. Seroprevalence was determined with the online software VassarStats®, and the risk factors were evaluated by the odds ratio (OR) using Win Episcope Ver. 2.0®. Overall seroprevalence was 1.32% (IC95%: 0.23-5.19), seroprevalence by municipality was 25% (IC95%: 0.32-78.06) and 5% (IC95%: 0.26-26.94) by flock. Animals that came from San Andrés Tuxtla municipality and females were detected as risk factors and no protective factors were found in this study. Choropleth maps showed that ovine paratuberculosis has a low geospatial distribution, however epidemiological screening is important because of the close relationship among the PU. Key words: Paratuberculosis, sheep, seroprevalence, risk factors, distribution.

1

1. INTRODUCCIÓN

La paratuberculosis o enfermedad de Johne es una enteritis granulomatosa de

curso crónico que afecta a rumiantes domésticos y silvestres, y que produce

grandes pérdidas económicas en ganadería a nivel mundial (Pribylova, 2011).

Esta enfermedad es causada por Mycobacterium avium subespecie

paratuberculosis (Map), que en rumiantes ocasiona diarreas crónicas, emaciación

y merma en la vida productiva de los animales al disminuir la fertilidad y la

producción láctea, además de predisponer a mastitis, y conllevar al desecho

precoz de los animales enfermos (Radostits et al., 2006).

Las especies domésticas que sufren mayor impacto económico por pérdidas

debido a esta enfermedad son bovinos, ovinos y caprinos. Se estima que a nivel

mundial se producen pérdidas entre el 3 al 10% de la producción lechera y cárnica

en ovinos adultos mayores de 2 años (Carter y Wise, 2004; Rodríguez, 2005).

México tiene un inventario ovino aproximado de siete millones de cabezas de

ganado, donde los estados con mayor producción son Estado de México, Hidalgo,

y Veracruz (SIAP-SAGARPA, 2011). Este último, con un inventario de alrededor

de 462,000 ovinos, para una producción de carne superior a 9,600 toneladas

(Pérez et al, 2011).

La ovinocultura en Veracruz se distribuye en toda la entidad, se practica

en regiones marginadas, por lo general como negocio familiar de supervivencia,

donde las condiciones manejo son poco tecnificadas, la nutrición de los animales

2

es deficiente y los terrenos son sobrepoblados y en consecuencia

sobrepastoreados (Pérez et al., 2011).

Existen pocos estudios a nivel nacional sobre la prevalencia y factores de

riesgo asociados con la paratuberculosis en ovinos y ninguno en el estado de

Veracruz a pesar de estar demostrada la enfermedad en rebaños caprinos y

bovinos (Callejas et al., 2013; Martínez et al., 2012a; Martínez et al., 2012b); sin

embargo, diversos trabajos demuestran la presencia de paratuberculosis en

rebaños ovinos de varios estados asociados comercialmente (en el sector ovino)

con Veracruz (Estévez et al., 2007; Hernández et al., 2012; Jaimes et al., 2008;

Mejía et al., 2011; Méndez et al., 2008; Morón et al., 2013; Rodríguez, 2005);

además no existen campañas nacionales de control de la paratuberculosis en

ninguna especie doméstica y se carece de información sobre la enfermedad en los

sectores más marginados.

El sector ovino en México ha alcanzado la magnitud necesaria para

representar una importancia económica en la ganadería del país; no obstante, la

producción nacional actual es insuficiente para cubrir la demanda poblacional

(Martínez et al., 2010), por lo que es apremiante identificar las principales

problemáticas que retienen el crecimiento y desarrollo de los sistemas de

producción ovina, comenzando por la salud animal.

Es necesario realizar estudios epidemiológicos completos para conocer la

prevalencia, distribución y factores de riesgo asociados con la paratuberculosis

ovina. Hasta el momento se carece de información sobre la presencia e impacto

de la enfermedad y no hay tratamiento o vacuna efectivos que permitan

3

controlarla. Es necesario el desarrollo de estrategias resolutivas con base en

problemas identificados; así como, realizar protocolos preventivos para evitar que

se disemine la infección y disminuir la presencia de la enfermedad en los rebaños,

municipios, entidades y de forma eventual, en el país.

4

2. REVISION DE LITERATURA

2.1 GENERALIDADES

La paratuberculosis (Ptb) fue descrita por primera vez en 1807 por Edward Skellet,

quien habla de una enfermedad consuntiva y debilitante en el ganado; luego,

Hurtrel d’Aroval en 1826 y Hansen y Nielsen observaron en 1881 una forma de

enteritis en bovinos, que cursa con diarrea crónica (Vázquez, 2012). En 1894,

Heinrich Albert Johne junto con el Dr. Langdon Frothingham, recibieron en la

Unidad de Patología Veterinaria de Dresden, los intestinos, estómago y omento de

una vaca que provenía de Oldenburg, sospechosa de tuberculosis intestinal (Behr

y Collins, 2010). Johne y Frothingham observaron la mucosa intestinal engrosada

y los nódulos mesentéricos agrandados y al realizar la histopatología de los tejidos

encontraron la pared intestinal infiltrada de células epitelioides y gigantes; además,

mediante una tinción para organismos ácido resistentes observaron grandes

cantidades de bacilos teñidos de rojo, muy similares a los causantes de la

tuberculosis humana. Después, aislaron e identificaron a la bacteria causal como

perteneciente al género Mycobacterium y propusieron el nombre de “enteritis

pseudotuberculosa” para denominar a la enfermedad.

A principios del siglo XX ya se consideraba a la Ptb como una enfermedad

nueva llamada “Enfermedad de Johne”, el bacilo causal fué denominado

Mycobacterium paratuberculosis, aunque posteriormente, por su cercanía genética

se reclasifica como subespecie de M. avium (De Juan, 2005). Según Praxedis

(1991), en México, Unzueta diagnosticó la Ptb por primera vez en 1936 en ganado

5

bovino con pruebas de intradermorreacción y en 1970 se comenzaron a utilizar

técnicas serológicas para el diagnóstico de la enfermedad en ovinos.

2.2 ETIOLOGÍA

El agente etiológico de la paratuberculosis, pertenece al género Mycobacterium,

único de la familia Mycobacteriaceae del orden Actinomycetales, clase

Actinobacteria y phylum Actinobacteria; esta clasificación se basa en principio en

dos características presentes en todos los miembros del género, la morfología

(bacilos inmóviles) y la tinción (ácido-alcohol resistente); sin embargo, hasta hoy

se han descrito como criterios adicionales la estructura de la pared celular (Gram

positiva), el perfil de ácidos micólicos y la proporción de citosina-guanina en su

genoma (entre 61-71%) (Castellanos, 2010).

Las especies del género Mycobacterium se clasifican por lo general, de

acuerdo a la velocidad de crecimiento de las colonias en medios de cultivo sólidos.

Este sistema de clasificación fue propuesto por Runyon en 1954 donde los grupos

I (fotocromógenas), II (escotocromógenas) y III (no cromógenas) presentan

crecimiento lento, mayor a 7 días; por otro lado, el grupo IV de Runyon (no

cromógenas o de crecimiento rápido) presentan crecimiento rápido en menos de 7

días. Esta clasificación no tiene validez taxonómica pero sí clínica, ya que las

especies de crecimiento lento suelen ser patógenas (Quinn et al., 2002).

6

2.2.1 EL COMPLEJO Mycobacterium avium

Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis, antes denominado

Mycobacterium paratuberculosis, se clasifica dentro del complejo Mycobacterium

avium (MAC) al emplearse tecnologías moleculares para el estudio del ADN

micobacteriano, donde se demuestra la existencia de homologías entre éste y

cepas de M. avium – intracellulare (Rodríguez, 2005).

Thorel y Levy-Frebault (1990) subdividen a la especie Mycobacterium

avium de acuerdo con sus características bioquímicas, su patogenicidad y su

rango de hospedadores en tres subespecies: M. avium subespecie avium, M.

avium subespecie silvaticum y M. avium subespecie paratuberculosis; luego Mijs

et al. (2002), proponen la reclasificación de la subespecie M. avium subespecie

avium en dos subespecies distintas: M. avium subespecie avium para los

aislamientos de origen aviar y M. avium subespecie hominissuis para los que

proceden de porcinos y del hombre.

En la actualidad MAC se conforma de cuatro especies, M. intracellulare, M

avium, M. chimaera y M. colombiense, ésta última descubierta en 2006 en

pacientes positivos a VIH-SIDA en Colombia (Murcia et al., 2006).

Los miembros de MAC presentan características genotípicas y fenotípicas

que permiten su crecimiento y supervivencia en “vida libre” sin modificar su

potencial patógeno (Portaels y Pattyn, 1982); entre estas características, se

encuentra su amplio rango de temperaturas de crecimiento (20 a 37 °C) y la alta

capacidad de adaptación a diferentes pH del suelo (4 a 7.5).

7

2.2.2 Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis

Map es un bacilo Gram positivo, ácido-alcohol resistente, que mide 1.5 a 2 µm de

largo por 0.5µm de ancho (Carter y Wise, 2004); es de crecimiento muy lento y

forma colonias rugosas visibles a las 3-12 semanas, aunque puede alargarse

hasta los 6 meses (Radostits et al., 2006). La temperatura óptima para su

crecimiento es de 37 °C, necesita un aporte externo de micobactina y tiene la

capacidad de sobrevivir varios meses en el medio ambiente (suelo) siempre que

se encuentre protegido de la luz solar y la deshidratación (Hirsh, 1999).

Dentro de la clasificación de Runyon, Map pertenece al grupo III (no

cromógenas), ya que por lo general produce colonias rugosas sin pigmentos

(Quinn et al., 2002); sin embargo, existen colonias que producen un pigmento

amarillo-anaranjado que se observa en medios de cultivo sólido y en lesiones

granulomatosas pigmentadas en la mucosa intestinal. Este tipo de colonias de

Map cromógenas son características de ovejas y de acuerdo con De Juan (2005),

el primer caso fue documentado por Mahmoud en una lesión granulomatosa

pigmentada en el hígado de una oveja infectada con Map.

2.3 ESPECIES SUSCEPTIBLES

La enfermedad de Johne es una enteritis granulomatosa, debilitante y de curso

crónico, que se presenta por lo general en herbívoros silvestres y rumiantes

domésticos. Las especies domésticas susceptibles a Map incluyen bovinos,

ovinos, caprinos, camellos, llamas, alpacas y conejos; además, se ha descrito una

amplia variedad de especies silvestres (rinoceronte, bisonte, alce, venado rojo,

corzo y gamo europeo, liebre y diversas especies de aves) susceptibles a la

8

infección por Map (Whittington et al., 2000). La convivencia entre animales

silvestres y domésticos durante el pastoreo favorece la transmisión de

enfermedades, por otro lado, se ha demostrado que herbívoros silvestres

funcionan como reservorios naturales y diseminadores de la bacteria (Pribylova,

2011). La enfermedad de Johne también ha sido descrita en mamíferos

monogástricos tales como chimpancés y varias especies de monos; además, se

ha sugerido a Map como un posible agente etiológico de la enfermedad de Crohn

en humanos (Chamberlin et al., 2001; Rocca et al., 2010).

2.4 VÍAS DE TRANSMISIÓN

Los animales jóvenes y neonatos son los más susceptibles a adquirir una infección

por Map, porque por lo general se infectan al ingerir las bacterias a través de la

leche, el calostro o las glándulas mamarias contaminadas con heces de animales

infectados (Harris y Barleta, 2001). También se ha demostrado que la transmisión

vertical es posible ya que Map se ha aislado de tejidos fetales y cotiledones

(Rodríguez, 2005). Según Whittington y Windsor (2009), Doyle en 1958 estableció

que existe riesgo de infección al momento del parto si la madre estaba infectada.

Aunque la infección por Map suele ocurrir antes del primer año de vida, la

enfermedad clínica y la excreción bacteriana no se evidencian sino hasta varios

años después (Eisenberg et al., 2010). Los animales en fases clínica y sub-clínica

de la enfermedad diseminan a Map mediante las heces al contaminar superficies,

agua y forraje (Pribylova et al. 2011). La infección natural por Map ocurre casi

siempre por la vía fecal-oral, al ingerir agua y forrajes contaminados con la

bacteria (Li et al., 2009).

9

El reservorio del microorganismo es el tracto intestinal de los animales

infectados, incluso de aquellos que presentan un cuadro asignológico de la

enfermedad, pues se considera que en un rebaño infectado, los portadores –

diseminadores asignológicos son 20 veces más numerosos que aquellos que

presentan el cuadro clínico de la enfermedad (Hirsh, 1999).

En cuanto a la participación de los sementales en la diseminación de la

enfermedad, se cree que el semen puede ser una fuente de contaminación para

las hembras, ya que se ha aislado Map de muestras de semen, túbulos

seminíferos y próstata de toros infectados (Hirsh, 1999); además, según Callejas

et al. (2013), ha identificado como un posible factor de riesgo a los machos cabríos

seropositivos a Map por la técnica de ELISA indirecta.

2.5 DIAGNÓSTICO

La Ptb es una enfermedad de difícil diagnóstico ya que son pocos los animales

que presentan signos clínicos; en ovinos la enfermedad se comienza a manifestar

después del primer año de edad y durante mucho tiempo pueden eliminar la

bacteria en cantidades variables y contaminar al rebaño sin presentar signología

clínica (Rodríguez, 2005). La enfermedad se caracteriza por presentar el efecto

“iceberg o de témpano”, donde solo un pequeño porcentaje de la población

infectada presenta signología clínica lo que favorece al subdiagnóstico de la

enfermedad (Castellanos, 2010).

El signo clínico más representativo de la enfermedad es la diarrea

persistente y profusa, puede presentarse de forma repentina y causar una rápida

pérdida de peso y la muerte en cuestión de dos a tres semanas o solo causar

10

emaciación progresiva sin diarrea ni pérdida de apetito aparente (Quinn et al.,

2002); además, en ovinos la diarrea es menos marcada que en bovinos e incluso

puede no presentarse (Hirsh, 1999).

Los ovinos afectados pueden perder peso durante 4 meses, estar casi

anoréxicos, desprender secciones de lana y presentar depresión y disnea. En

ocasiones, en la fase final de la enfermedad las heces ya han perdido su textura

compacta y se presentan suaves y pastosas (Radostits et al., 2006).

2.5.1 BACTERIOLOGÍA E HISTOPATOLOGÍA

El aislamiento de Map de tejidos del hospedero se considera el diagnóstico

definitivo por excelencia ya que no produce resultados falsos positivos (Whittington

et al., 1999). El cultivo se realiza a partir de heces y biopsias de linfonodos e

intestino en medios como Middlebrook 7H9, Middlebrook 7H10, Middlebrook 7H11,

Herrold, Lowestein-Jensen, Watson-Reid, Dubos y BACTEC 12B adicionados con

micobactina (Carter y Wise, 2004; De Juan, 2005; Radostits et al., 2006); además,

en cepas de ovinos se ha demostrado el mejor crecimiento a partir de biopsias de

intestino en medios BACTEC 12B, Middlebrook 7H9, 7H10 y 7H11 (Whittington et

al., 1999).

La observación directa de Map se puede realizar en improntas de linfonodos

mesentéricos, en frotis de hisopados intestinales y en cortes histológicos del

intestino delgado a nivel del íleon y yeyuno teñidos con la técnica de Ziehl-Neelsen

(Quinn et al., 2002). Los cortes histológicos también se pueden teñir mediante la

técnica de Hematoxilina-eosina para revelar las típicas lesiones granulomatosas

en intestino (Hirsh, 1999).

11

2.5.2 SEROLOGÍA

La técnica serológica más utilizada para el diagnóstico y determinación de

seroprevalencia de Ptb en rumiantes es el inmuno ensayo enzimático o ELISA (por

sus siglas en inglés: enzyme-linked immunosorbent assay) (Doré et al., 2012).

Existen diversos kits comerciales para la identificación de Map que admiten el uso

de muestras de suero, plasma y leche en bovinos y solo de suero en el caso de

muestras de ovinos y caprinos (IDEXX Laboratories, Inc. ©, 2010).

Las técnicas diagnósticas para Map como cultivo bacteriológico, observación

directa en microscopio y reacción en cadena de la polimerasa (PCR) en ovinos

tienen un valor muy limitado por su baja sensibilidad; por otro lado, la prueba de

ELISA presenta una sensibilidad alta (>90%) (Radostits et al., 2006); sin embargo,

esto también es controversial, porque existen evidencias de trabajos que no le

confieren una sensibilidad mayor a 60% (Martínez et al., 2012b) y otros que

hablan de 70 a 80% (Sonawane y Tripathi, 2013; Garrido et al., 1998).

Las pruebas serológicas para el diagnóstico de Map también presentan

limitaciones, ya que la identificación de anticuerpos contra Map varía de acuerdo

con el estado de la enfermedad que presenta el individuo al momento de la toma

de muestra sanguínea (Timms et al., 2011).

2.6 EPIDEMIOLOGÍA

La epidemiología es el estudio de una enfermedad y los factores de riesgo

asociados con su presencia dentro de una población, término que se relacionó al

principio con estudios de poblaciones humanas y que a la postre sustituyó el de

12

epizootiología para los estudios de poblaciones animales. La epidemiología

analítica es el análisis observacional que utiliza un método de diagnóstico

adecuado y procedimientos estadísticos, donde los estudios observacionales son

los utilizados con mayor frecuencia en medicina veterinaria, ya que sirven para

identificar factores de riesgo y estimar de forma cuantitativa las causas que

contribuyen a la ocurrencia de una enfermedad (Thrusfield, 2005).

2.6.1 FACTORES DE RIESGO

De acuerdo con la Organización Mundial de la Salud (©OMS, 2013), un factor de

riesgo es cualquier rasgo, característica o exposición de un individuo que aumente

su probabilidad de sufrir una enfermedad o lesión.

2.6.1.1 Manejo de recién nacido

Se ha descrito que en hatos lecheros de bovinos en Irlanda, la separación

inmediata de la cría al nacimiento, la alimentación con sustitutos de leche y el

encierro individual de los lactantes son factores protectores contra Map, mientras

que las lactancias prolongadas, el uso de madres sustitutas y la alimentación de

lactantes con leche y calostro mezclado de varias vacas, constituyen factores de

riesgo para la presencia de la enfermedad en el hato (Cashman et al., 2008). Doré

et al. (2012) y Bolt et al. (2011), refieren que el factor de riesgo más importante

para la transmisión de Map en neonatos y lactantes, es el contacto de éstos con

heces de animales adultos.

13

2.6.1.2 Edad del animal

McKenna et al. (2006), mencionan que el contagio con Map está relacionado con

la edad del animal y el nivel de exposición (dosis de organismos); animales

jóvenes requieren una dosis menor de organismos (1.6 x107 organismos) para

adquirir la enfermedad, mientras que animales adultos pueden exponerse a Map

sin infectarse, a menos que la contaminación ambiental sea alta. Un rasgo

característico de la Ptb es que la infección ocurre a temprana edad, por lo general

dentro de los primeros 30 días de vida y que la enfermedad clínica se presenta

después de los 12-18 meses de vida (Radostits et al., 2006).

2.6.1.3 Sanidad y enfermedades

El manejo sanitario y limpieza de las instalaciones pueden representar factores de

riesgo para la presencia y transmisión de Map en las UP con sistemas de manejo

tradicionales, el uso de las excretas como abono en las áreas de pastoreo de los

animales favorece la diseminación y contagio (Coelho et al., 2007; Daniels et al.,

2002), también se ha detectado que la frecuencia de lavado de comederos,

bebederos e instalaciones puede representar un factor protector (limpieza diaria) o

de riesgo (limpieza semanal o mensual) (McKenna et al., 2006).

Algunos factores poco documentados que se han asociado con la infección

con Map son estrés, agentes inmunosupresores y el nivel de hierro en la dieta, por

otro lado se ha demostrado que el estrés (parto, movilización, deficiencias

nutricionales) favorece la presentación clínica de la enfermedad (Radostits et al.,

2006).

14

2.6.1.4 Factores asociados con el patógeno

A diferencia de otras micobacterias, Map presenta alta resistencia térmica y

ambiental, características que favorecen su supervivencia en el medio ambiente,

en leche pasteurizada y en subproductos lácteos (McKenna et al., 2006). Map

puede sobrevivir en la naturaleza por más de un año, en heces por 55 semanas,

en plantas por 24 y en pasto por 15 (Pribylova et al., 2011); además, resiste en

leche y calostro a la pasteurización a 56°C por 30 minutos (Favila et al., 2007).

2.6.1.5 Características del rebaño

Un estudio realizado por Coelho et al. (2007), en rebaños ovinos en Portugal,

indica que la seroprevalencia de Map en UP con mas 31 cabezas de ovinos es

mayor, que en aquellos de menor tamaño.

2.6.1.6 Procedencia de los animales

Otro factor de riesgo bien documentado es la introducción de animales al rebaño,

ya que no se toma en cuenta la Ptb en los certificados sanitarios de rutina para la

movilización y venta de animales, además son pocos los países que cuentan con

campañas nacionales de control (Cashman et al., 2008; Radostits et al., 2006).

McKenna et al. (2006), mencionan que una medida para controlar la Ptb en un

rebaño es mediante la compra de animales a una sola UP, la cual deberá tener un

programa de control superior.

2.6.2 IMPACTO ECONÓMICO

La Ptb es una enfermedad de distribución mundial y afecta a todos los rumiantes

domésticos, pero en ovinos y caprinos se estima que se producen pérdidas

15

anuales en producción de carne y leche del 3 a 10% a nivel mundial, en particular

en animales adultos mayores de 2 años (Carter y Wise, 2004; Rodríguez, 2005).

Las pérdidas productivas ocurren con la disminución de producción láctea y

el desecho precoz de animales; además, se ha relacionado la enfermedad con

disminución de la fertilidad y predisposición a la mastitis (Radostits et al., 2006).

En Europa se estimó que las pérdidas por vaca infectada ascienden a 209 libras

(5, 946.03 MXN) debido a la disminución en la producción láctea, que se presenta

en 16% de los animales infectados (Benedictus et al., 1987). En pequeños

rumiantes son escasos los trabajos que evalúan las pérdidas económicas; sin

embargo, se calcula que en ovinos ascienden entre 60 y 120 euros (1, 042.98

MXN y 2 ,085.95 MXN) para razas cárnicas y de leche, respectivamente

(Rodríguez, 2005); además, un estudio realizado en Australia reporta que la

mortalidad en rebaños ovinos con Ptb aumenta entre 4-6% (Bush et al., 2006).

2.6.2.1 Situación Nacional

Según Rodríguez (2005), en México no existen datos suficientes que permitan

establecer la situación real de la Ptb ovina en cuanto a prevalencia y factores de

riesgo asociados; sin embargo, trabajos (Estévez et al., 2007; Hernández et al.,

2012; Jaimes et al., 2008; Mejía et al., 2011; Méndez et al., 2008; Morón et al.,

2013) que incluyen exámenes clínicos, serológicos, histológicos y bacteriológicos,

demuestran la presencia de Map en rebaños ovinos y caprinos de varios estados

con prevalencias que oscilan entre 7.09% y 33%.

16

2.6.3 DISTRIBUCIÓN ESPACIAL

La epidemiología espacial es la descripción y análisis de las variaciones

geográficas de una enfermedad, con respecto a los factores de riesgo

demográficos, ambientales, socioeconómicos, de comportamiento, genéticos e

infecciosos (Elliott y Wartenberg, 2004). En epidemiología veterinaria el uso de

mapas permite georreferenciar unidades de producción, poblaciones animales y

otras instalaciones con animales para controlar el brote de una enfermedad y

evaluar estrategias para prevenir la diseminación de enfermedades infecciosas

(Norstrom, 2001).

Los mapas de enfermedades permiten visualizar información compleja de

forma rápida y detectar patrones en los datos, que se pierden en presentaciones

tabulares (Elliott y Wartenberg, 2004).

2.6.3.1 Mapas coropléticos

Los mapas cuantitativos de superficie presentan información sobre el fenómeno de

estudio tanto como su distribución espacial, los de tipo coroplético se caracterizan

por mostrar valores por unidad de área (UP, municipio, distrito, estado, región o

país) de forma simple, concisa y con el objetivo de transmitir una impresión

concreta de la realidad del fenómeno (Fallas, 2003).

2.6.3.1.1 Mapas puntuales

Son adimensionales, presentan los datos de forma puntual sin importar la

superficie que presente la variable. Los puntos pueden representar a una UP, una

17

localidad, un edificio e incluso una ciudad de acuerdo con el grado de abstracción

del mapa (Fallas, 2003).

2.6.3.1.2 Mapas de distribución

Son adimensionales. Muestran áreas (Municipio, región, estado o país) sobre las

cuales aparece la enfermedad y se pueden indicar áreas geográficas endémicas y

epidémicas de una enfermedad (Peña, 2012).

18

3. JUSTIFICACIÓN

La paratuberculosis ovina es una enfermedad que disminuye la producción láctea y

cárnica; se producen grandes pérdidas económicas en el sector ovino por desecho

precoz de los animales e infertilidad; por otro lado, en México se producen también

pérdidas económicas derivadas de la necesidad de importar insumos ovinos por su

creciente demanda en la población, la cual no se abastece con la baja producción

nacional.

El estado de Veracruz ocupa el tercer lugar en inventario ovino de México,

donde el mayor número de cabezas de ganado se encuentran al sur del estado. La

mayoría de las unidades de producción ovina, se encuentran en zonas marginadas y

presentan sistemas de producción que por lo general son de subsistencia (Pérez et al.,

2011) por lo que las medidas de higiene y bioseguridad son deficientes y favorecen la

presencia de enfermedades.

Los Tuxtlas es una de las regiones de producción importantes del estado y

presenta un gran potencial de producción ovina por su clima y geografía; sin embargo,

la producción se encuentra limitada por la presencia de enfermedades que los

productores desconocen o bien, que no saben cómo controlar.

Debido a que se carece de información sobre la prevalencia de la

paratuberculosis ovina en el estado de Veracruz y en particular en la región de Los

Tuxtlas, es necesario realizar un estudio epidemiológico para establecer su prevalencia

general y espacial en esa zona, así como los factores de riesgo asociados y su

distribución espacio temporal; con la finalidad de hacer las recomendaciones

19

específicas a los productores en busca del control y la prevención de la enfermedad y

en consecuencia la disminución de pérdidas productivas y económicas a causa de

ésta.

20

4. HIPÓTESIS

La seroprevalencia general de la paratuberculosis ovina en los municipios de Ángel R.

Cabada, Catemaco, San Andrés Tuxtla y Santiago Tuxtla, Veracruz, es de al menos

50%, tiene una amplia distribución entre estos municipios y se encuentra asociada con

varios factores de riesgo.

21

5. OBJETIVOS

5.1 OBJETIVO·GENERAL

Realizar un estudio epidemiológico de la paratuberculosis ovina en la región de Los

Tuxtlas del estado de Veracruz, México durante el 2013.

5.2 OBJETIVOS·ESPECÍFICOS

5.2.1. Determinar las seroprevalencias general y espacial de la paratuberculosis

ovina en los municipios de Ángel R. Cabada, Catemaco, San Andrés Tuxtla y

Santiago Tuxtla, del Estado de Veracruz.

5.2.2. Identificar los factores de riesgo asociados con la presencia de la

paratuberculosis ovina en los municipios de Ángel R. Cabada, Catemaco,

San Andrés Tuxtla y Santiago Tuxtla, del estado de Veracruz.

5.2.3. Conocer la distribución espacio-temporal de la paratuberculosis ovina en las

unidades de producción de la región Los Tuxtlas.

22

6. MATERIAL Y MÉTODOS

6.1 LUGAR DE ESTUDIO Y LOCALIZACIÓN

El estudio se realizó en los municipios de Catemaco, Santiago Tuxtla, San Andrés

Tuxtla y Ángel R. Cabada que corresponden al área de influencia del Distrito de

Desarrollo Rural (DDR) 009 “Los Tuxtlas” de la Delegación Estatal de la SAGARPA,

que se encuentra en el sureste del estado de Veracruz entre los paralelos 94°52´ y

95°56´de latitud norte y entre los paralelos 17°35´ a 18° 42´ de longitud oeste del

meridiano de Greenwich. El DDR 009 colinda al norte con el Golfo de México, al sur

con el estado de Oaxaca, al oeste con el DDR 008 y al este con el DDR 010; abarca 11

municipios: San Andrés Tuxtla, Santiago Tuxtla, Catemaco, Ángel R, Cabada, Lerdo de

Tejada, Saltabarranca, Isla, Juan Rodríguez Clara, José Azueta, Playa Vicente y

Santiago Sochiapan (Red Comunitaria Vasconcelos, 2009).

Los municipios tienen una altitud que varía desde 10 hasta 150 m.s.n.m. en la

sierra oeste y hasta 1,560 m.s.n.m. en el volcán de San Martín en la sierra de Los

Tuxtlas. En el área del distrito se reconocen dos regiones climáticas principales, el

primer grupo es cálido- húmedo, con una temperatura media de 24.74°C; el segundo

grupo es semi-cálido húmedo, con una temperatura mínima de 12°C y una máxima de

40°C (Red Comunitaria Vasconcelos, 2009).

23

FIGURA 1. Municipios de estudio de la región de Los Tuxtlas, Veracruz. En negro el Distrito de

Desarrollo Rural 009 que incluye los municipios: 1.- Ángel R. Cabada, 2.-Santiago Tuxtla, 3.- San

Andrés Tuxtla y 4.- Catemaco (Modificado de: INEGI 2013).

El inventario ovino de la región de Los Tuxtlas asciende a 8,192 cabezas

distribuidas en 102 UP: (3,054 cabezas) en Santiago Tuxtla, 95 UP (2,843 cabezas) en

San Andrés Tuxtla, 51 UP (1,542 cabezas) en Catemaco y 25 UP (753 cabezas) en

Ángel R. Cabada (INEGI, 2008).

6.2 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN Y TAMAÑO DE MUESTRA

El tipo de estudio fue transversal polietápico y estratificado, en el cual los rebaños se

seleccionaron al azar a partir de conglomerados. Para la selección de las UP se utilizó

la tabla de valores propuesta por Canon y Roe (1982) con una seroprevalencia de 50%

24

y una confiabilidad del 95%, para resultar una n= 20 UP para el estudio. El tamaño de

muestra se estimó con el programa Win Episcope Ver. 2.0® donde se consideró una

prevalencia del 50%, con un 95% de confianza y un 5% de error (Thrusfield et al.,

2001), lo que arrojó una “n” de por lo menos 77 animales a ser estudiados y una

fracción de muestreo de seis hembras y todos los sementales por UP. En total se

muestrearon 151 animales.

6.3 CRITERIOS DE INCLUSIÓN Y EXCLUSIÓN

6.3.1. CRITERIOS DE INCLUSIÓN

Para el estudio, se tomaron muestras al azar de hembras mayores a los tres meses de

edad, así como también de todos los sementales presentes en cada UP ya sean

propios o prestados por otro productor.

6.3.2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN

No se tomaron muestras de las crías menores de tres meses de edad ni de los machos

que no se destinarán como sementales.

6.4 TOMA DE MUESTRAS SEROLÓGICAS

Las muestras séricas se obtuvieron entre septiembre y noviembre del 2013 por medio

de punción de la vena yugular con el empleo de tubos al vacío y sin anticoagulante.

Una vez tomadas las muestras de sangre, se transportaron en hieleras a 4 °C al

Laboratorio de Microbiología de la Posta Zootécnica “Torreón del Molino” de la Facultad

de Medicina Veterinaria y Zootecnia, en donde se extrajo el suero y se almacenó en

viales tipo Eppendorf® para su congelación a -20⁰C, hasta su procesamiento

serológico.

25

6.5 DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO

Las muestras de suero sanguíneo se probaron en serie para la identificación de

anticuerpos contra Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis mediante los kits de

ELISA del laboratorio IDEXX para prueba tamiz (Paratuberculosis Screening Ab Test) y

confirmatoria (Paratuberculosis Verification Ab Test).

La prueba de ELISA seleccionada tiene una sensibilidad absoluta mayor al 50% y

una especificidad absoluta del 99%. Las microplacas de poliestitreno se encuentran

revestidas de extracto protoplásmico de Map como antígeno y para evitar las

reacciones cruzadas con micobacterias ambientales, las muestras de suero son

mezcladas con extracto de Mycobacterium phlei (IDEXX Laboratories, Inc.©, 2010). La

lectura se realizó a 450 nm de longitud de onda en un espectrofotómetro Biotek modelo

680 al utilizar el software de IDEXX xChekPlus®.

6.6 VARIABLES

Se realizaron dos cuestionarios, uno general y otro individual (Anexos 1 y 2). El

cuestionario general estuvo dirigido a cada unidad de producción y se consideraron

variables como el tipo de unidad productiva, movilización de animales, manejo

reproductivo, manejo de la cría al nacer y medidas de higiene y bioseguridad.

El cuestionario individual se aplicó para cada animal muestreado e incluyó

variables como procedencia del animal, edad, estado e historial productivo, ingesta de

calostro y condición corporal, la cual se evaluó en las regiones lumbar, esternal y

caudal (Thompson y Meyer, 1994); además, se realizó un examen físico general para

26

conocer las constantes fisiológicas e identificar cuadros patológicos asociados con la

Ptb.

Las variables de interés para este estudio son en primer lugar: la procedencia de

los animales, el tipo de unidad de producción, la edad, la limpieza de instalaciones, los

comederos y bebederos, el manejo de las excretas, la etapa productiva del animal y el

sexo.

6.7 GEOREFERENCIACIÓN DE LAS UNIDADES DE PRODUCCIÓN

Todas la unidades de producción se georreferenciaron en dos puntos con un

dispositivo GPS 60 de la marca Garmin®, que tiene un margen de error de ±3 m; las

coordenadas se tomaron en “universal transversal mercator” (UTM), y se utilizó el

software “ArcGis 10.1” del Instituto de Investigación de Sistemas Ambientales (ESRI

por sus siglas en inglés) para construir dos mapas coropléticos, uno de distribución y

otro puntual. El mapa de distribución muestra las seroprevalencias en escala de grises

por cada municipio y el puntual muestra la distribución de las UP con puntos, donde los

de color negro son las UP negativas a Ptb ovina y los rojos son las seropositivas a la

Ptb ovina; además, a este último mapa se le incluyó un área de proximidad búfer, para

poder inferir el área donde se pueden presentar nuevos casos.

6.8 ANÁLISIS ESTADÍSTICO

La seroprevalencia se determinó con la fórmula propuesta por Thrusfield (2005), en la

cual se divide el número de animales reactores confirmados por la prueba de ELISA

entre el número total de animales muestreados, con el programa en línea VassarStats®

27

bajo la modalidad de proporciones, para obtener también los intervalos de confianza

(IC95%).

También se calculó la asociación entre variables mediante la razón de momios

(RM) con el programa Win Episcope Ver. 2.0® (Thrusfield et al., 2001) en el que

además, se consideraron para la interpretación de riesgo, los intervalos de confianza

95% (IC95%) en aproximación logarítmica.

Dónde:

A= animales enfermos expuestos

B= animales enfermos no expuestos

C= animales sanos expuestos

D= animales sanos no expuestos.

28

17. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1 SEROPREVALENCIA Y FACTORES DE RIESGO

7.1.1 Seroprevalencia general

De los 151 ovinos muestreados de las 20 UP en cuatro municipios de la región de Los

Tuxtlas, dos animales resultaron seropositivos (1.32%; IC95%: 0.23-5.19). De acuerdo

con los hallazgos de este estudio, uno de cuatro municipios de la región de Los Tuxtlas

tiene un rebaño infectado con Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis

(Cuadro 1).

CUADRO 1. Seroprevalencias (%) general y especiales de paratuberculosis ovina en la

región de Los Tuxtlas.

Seroprevalencia Total, No. Seropositivos, No. Seroprevalencia *IC 95%

General 151 2 1.32 0.23-5.19

Por municipio 4 1 25 0.32-78.06

De rebaño 20 1 5 0.26-26.94

*IC 95%= intervalo de confianza

La seroprevalencia general encontrada fue menor que la notificada en otros

estados del país, ya que Morón et al. (2013), obtuvieron una seroprevalencia de 9.48%

en dos municipios de San Luis Potosí y Mejía et al. (2011), encontraron

seroprevalencias de 7.09% en el Estado de México y 14.66% en el estado de Hidalgo,

lo cual demuestra que en estos estados la enfermedad ya es un problema endémico;

además, los datos presentados coinciden con la seroprevalencia de Map identificada

por Martínez et al. (2012b) en rebaños caprinos de Veracruz, quienes reconocieron una

seroprevalencia general de 0.6 % (IC95% 0.03-3.5), esto se considera de importancia ya

29

que los sistemas de producción ovina y caprina se encuentran en estrecha relación

(Chávez et al., 2004).

A nivel internacional, Nielsen y Toft (2009), notifican una seroprevalencia de Ptb

ovina de 20% en el continente europeo, basándose en estudios epidemiológicos

realizados en diferentes países (Austria, República de Croacia, Eslovenia, Portugal,

España, Inglaterra, Irlanda, Suiza, Grecia y Noruega); en Austria, Khol et al. (2006),

identifican una seroprevalencia de 6% (n=169), dato similar a la seroprevalencia

encontrada por Attili et al. (2011) en la zona centro de Italia y por Cvetnic (2002) en la

República de Croacia de 6.29% (IC95%: 5.23–7.34; n = 2086) y 0.6% (n=356)

respectivamente; en Portugal, Mendes et al. (2004) y Cohelo et al. (2007), obtuvieron

una seroprevalencia del 2.6% (n=608) y 3.7% (IC95%: 3.1-4.3), respectivamente;

mientras que en Alemania se presentó otra de 14% en ovinos y de 21% en caprinos

(Stau et al., 2012). Se considera que la diferencia tan amplia entre seroprevalencias se

debe en gran parte al tipo de manejo que reciben los animales. La mayor parte de los

estudios antes mencionados se realizaron en UP con manejo intensivo para la

producción de leche, por lo que los animales están siempre en estrecho contacto. En

cambio, en México y en especial en Veracruz, el manejo de los ovinos es en su

mayoría extensivo y la función zootécnica se orienta a la producción de carne, de modo

que los animales se encuentran dispersos en amplios territorios de pastoreo, lo cual

disminuye la transmisión horizontal de algunas enfermedades, como es el caso de la

Ptb.

30

7.1.2 Seroprevalencia por municipio

Los dos animales que resultaron seropositivos provienen de San Andrés Tuxtla,

municipio que tuvo una seroprevalencia de 5.71% (IC95%: 0.9-20.5). Al calcular la razón

de momios (Cuadro 2), se determinó que los animales de éste municipio representan

un factor de riesgo (RM= 73.6; IC95%: 2.8-1,923), pero sin que haya diferencia

significativa (p=0.8) con los otros municipios. De acuerdo con lo anterior, se interpreta

que los animales del municipio de San Andrés Tuxtla tienen casi 74 veces más

probabilidades de estar infectados de Ptb que los de otros municipios; sin embargo, el

no encontrar diferencia significativa entre municipios implica que cualquier animal de

algún otro municipio puede infectarse en cualquier momento.

CUADRO 2. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina por municipios de la región

de Los Tuxtlas.

Municipio No de

animales Animales positivos

Seroprevalencia *IC 95% **RM *IC 95% ***p

Ángel R Cabada

37 0 0 0 0 0 0

Catemaco 39 0 0 0 0 0 0

San Andrés Tuxtla

35 2 5.71 0.9-20.5 73.6 2.8- 1,923 0.8

Santiago Tuxtla

40 0 0 0 0 0 0

*IC 95%= intervalo de confianza; **RM= Razón de momios; ***p= Valor de Probabilidad.

En un estudio realizado en San Luis Potosí, Morón et al. (2013) analizaron 211

muestras procedentes de dos municipios y encontraron un total de 20 animales

positivos, de los cuales 16 procedían del municipio de Villa de Ramos, el cual presentó

31

una seroprevalencia de 8.25%, que es similar a la presentada en este estudio en el

municipio de San Andrés Tuxtla.

7.1.3 Seroprevalencia por sexo

Se tomaron muestras de 121 hembras y de 30 de sementales, de los cuales dos

hembras resultaron seropositivas (Cuadro 3).

CUADRO 3. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al sexo de los

animales en la región de Los Tuxtlas.

Sexo Total de animales

Animales positivos

Seroprevalencia

*IC 95% **RM *IC 95% ***p

Machos 30 0 0 0 5.307 2.1-13.4 0.85

Hembras 121 2 1.65 0.2-6.4


Santeliz et al. (2013) mencionan que el sexo del individuo no representa un factor

de riesgo para que éste se infecte con Map; sin embargo, al estimar la razón de

momios en este trabajo, las hembras aparentan ser un factor de riesgo (RM= 5.307;

IC95%: 2.1-13.4). Es decir, las hembras tienen 5.3 veces mayor probabilidad de

infectarse con Map que los machos; por otro lado, no se encontró diferencia

significativa entre ambos sexos (p=0.85).

En un análisis descriptivo de casos recibidos para diagnóstico de Ptb ovina en

Querétaro, México realizado por Méndez et al. (2008), identifican que 91% de los

animales diagnosticados seropositivos a Ptb son hembras, lo que coincide con los

resultados encontrados en este trabajo. De lo anterior se debe tomar en cuenta que las

hembras conforman la mayoría de cualquier rebaño y suelen permanecer por periodos

más largos como pie de cría, mientras que los machos utilizados como sementales son

32

minoría y suelen rotarse con más frecuencia cuando sus hijas crecen y se utilizan como

pie de cría, con objeto de evitar consanguinidad, por lo que la enfermedad puede estar

subdiagnosticada en machos; de la misma manera, Méndez et al. (2008) mencionan

que uno de los motivos más frecuentes por los cuales se remiten muestras para

diagnóstico de Ptb es la venta de vientres destinados a ser pie de cría.

7.1.4 Seroprevalencia por estado productivo

Como se aprecia en el Cuadro 4, los animales se clasificaron en seis etapas

productivas con objeto de identificar si alguna está relacionada con la presencia de Ptb;

sin embargo, ninguna etapa parece estar asociada con la seropositividad, a pesar de

que el grupo de gestantes resultó positivo.

CUADRO 4. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al estado

productivo de los animales en la región de Los Tuxtlas.

Estado Productivo

No de animales

Animales positivos


Destetado 3 0 0 0 0 0 0

Primala 10 0 0 0 0 0 0

Gestante 67 2 2.99 0.5-11.3 27.13 0.4-1,531 0.38

En lactación

8 0 0 0 0 0 0

Seca 33 0 0 0 0 0 0

Semental 30 0 0 0 0 0 0


Como ya se mencionó, los animales utilizados para pie de cría tienden a

permanecer varios años dentro del rebaño, lo que permite que desarrollen una

33

inmunidad humoral identificable por pruebas serológicas a diferencia de los animales

que son desechados más jóvenes (McKenna et al., 2006; Nielsen & Toft, 2008;

Thirunavukkarasu et al., 2013). Por tanto, existe la sospecha que la prevalencia real de

Map es más alta y que aún no puede ser identificada por serología debido al efecto

“iceberg o de témpano” y con ello, reconocer con claridad en qué fase de la

enfermedad se encuentran los animales.

7.1.5 Seroprevalencia por edad

Para mostrar la relación entre edad y seroprevalencia de la enfermedad, todos los

animales se clasificaron en cinco categorías (Cuadro 5). De los 151 animales

muestreados, los dos que resultaron seropositivos a ambas pruebas de ELISA (tamiz y

confirmatoria) fueron hembras de 18 y 36 meses de edad, respectivamente; sin

embargo, no se encontró relación entre la seroprevalencia y la edad.

CUADRO 5. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la edad

(meses) de los animales en la región de Los Tuxtlas.

Edad No de



3-12 42 0 0 0 0 0 0

13-24 29 1 3.45 0.18-19.63 4.13 0.30-55.58 0.8

25-36 42 1 2.38 0.12-14.09 2.54 0.17- 38.23 0.9

37-48 29 0 0 0 0 0 0

49-60 7 0 0 0 0 0 0


El grupo de edad con la seroprevalencia más alta fue el de 13-24 meses, seguido

por el grupo de 25-36 meses. Es más probable identificar por métodos serológicos a los

34

animales adultos infectados con Map (>12 meses) que a los animales jóvenes (<12

meses); ya que, una de las principales características de la enfermedad es la respuesta

inmune de tipo celular (TH1) en las primeras etapas que, conforme avanza el cuadro

clínico, los niveles de anticuerpos séricos aumentan y se perfila entonces una

respuesta con predominancia humoral (TH2) en las fases finales (Fernández et al.,

2011; McKenna et al., 2006; Nielsen y Toft, 2008; Thirunavukkarasu et al., 2013).

Stau et al. (2012) han indicado resultados similares en un estudio realizado en

Alemania, donde los grupos de tres, cuatro y 10 años presentan las seroprevalencias

más altas (15%, 15% y 22%); así, la presencia de animales infectados de 10 años de

edad manifiesta resistencia de la especie ovina a la presentación clínica tras la

infección por Map, en comparación con bovinos y caprinos que presentan cuadros más

severos (Hirsh, 1999; Radostits et al., 2006).

7.1.6 Seroprevalencia por origen

De acuerdo con las encuestas epidemiológicas realizadas, se encontró que 15% de los

animales, en general los sementales, proceden de otro rebaño y el otro 85% nacen

dentro de éste (por lo regular, hembras de reemplazo). Al analizar los datos se

identificó que los dos animales positivos nacieron dentro del rebaño. Este bajo número

impidió determinar si la procedencia de los animales representa un factor de riesgo

para adquirir la enfermedad (Cuadro 6). Sin embargo, la introducción de animales

ajenos al rebaño como hembras para reemplazo y sementales, es un factor de riesgo

bien identificado, ya que en pocos países existe un programa nacional de control de

Ptb que exija el diagnóstico de la enfermedad como un requisito para la movilización y

venta de animales (Cashman et al., 2008; McKenna et al. 2006; Radostits et al., 2006).

35

CUADRO 6. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la

procedencia de los animales en la región de Los Tuxtlas.

Procedencia No de



Nacidos en el hato 121 2 1.65 0.29-6.44 5.307 0.05- 544 0.82

Nacidos fuera del

hato 30 0 0 0 0 0 0


Espejo et al. (2012) recomiendan adquirir animales de rebaños con baja

prevalencia de Ptb y realizar el diagnóstico de los animales mediante ELISA y cultivo

bacteriano de heces antes de introducirlos a una UP. McKenna et al. (2006) mencionan

que una medida para controlar la Ptb en un rebaño es mediante la compra de animales

a una sola UP, la cual deberá contar con un programa de bioseguridad superior.

7.1.7 Seroprevalencia por unidad de producción en el manejo de excretas

En la UP donde se identificaron los animales seropositivos a Map, las excretas se

utilizan como abono para los potreros donde pastorean los animales (Cuadro 7);

además, se encontró que esta es la práctica de manejo de excretas más utilizada entre

las UP de la región de Los Tuxtlas (Cuadro 12).

CUADRO 7. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo al manejo de

excretas por unidad de producción en la región de Los Tuxtlas.

Manejo de excretas

Número de UP

UP positivas Seroprevalencia *IC 95% **RM *IC 95% ***p

Abono/potrero 18 1 5.56% 0.3-29.4 1.35 0.58-2.15 0.18

Otros 2 0 0 0 0 0 0


36

El uso de excretas como abono para las áreas de pastoreo no representó ser un

factor de riesgo (RM= 1.35; IC95%: 0.58-2.15) a pesar de lo indicado por Coelho et al.

(2007) y Daniels et al., (2002); sin embargo, sí se considera de importancia, ya que, en

la UP positiva, los animales neonatos y lactantes se encuentran en contacto constante

con las heces de los animales seropositivos, lo cual ha sido identificado como un factor

de riesgo en otros estudios (Doré et al., 2012; Bolt et al., 2011). Como ya se mencionó,

la vía de transmisión de Map más importante es la fecal-oral (Li et al., 2009); además,

si se considera la baja seroprevalencia de Ptb encontrada en la región y el tamaño de

muestra, es difícil descartar de forma definitiva esta variable como factor de riesgo.

7.1.8 Seroprevalencia por unidad de producción en la limpieza de instalaciones

Casi todos los productores afirmaron mantener limpias sus instalaciones, a pesar de

que menos del 40% realiza esta actividad a diario (Cuadro 11). Para determinar el

grado de limpieza, se tomaron en cuenta tres variables: limpieza de instalaciones,

limpieza de bebederos y limpieza de comederos, a partir de la información

proporcionada por los productores en la encuesta.

Como se observa en el Cuadro 8, ninguna de las tres variables representó ser un

factor de riesgo, ya que en la UP seropositiva se hace la limpieza de manera rutinaria;

no obstante, la frecuencia de la limpieza varía mucho entre productores e incluso entre

instalaciones dentro de una misma UP. McKenna et al. (2006) determinaron que la

limpieza diaria de comederos, bebederos e instalaciones es un factor protector para la

infección por Map; sin embargo, solo 30% de los productores limpian a diario sus

instalaciones y comederos y 35% los bebederos; por otro lado, también identificaron

que a menor frecuencia de limpieza (semanal, mensual, anual), mayor es el riesgo de

37

que se transmita la enfermedad, ya que Map sobrevive por largos periodos en el medio

ambiente y en superficies contaminadas con heces (Pribylova et al., 2011).

Cabe resaltar que en la UP seropositiva a Map se identificó que el área de

encierro nocturno y los comederos solo se limpian una vez al mes y los bebederos una

vez por semana; además, durante la toma de muestras se pudo observar que los

comederos se encontraban contaminados con heces, lo cual sugiere un manejo

sanitario inapropiado que puede favorecer la presencia y transmisión de Map.

CUADRO 8. Seroprevalencia (%) de paratuberculosis ovina de acuerdo con la limpieza

de instalaciones, bebederos y comederos por unidad de producción en la región de Los

Tuxtlas.

No de UP

UP positivas Seroprevalencia *IC 95% **RM *IC 95% ***p

Limpieza de instalaciones

Si 19 1 5.26% 0.3-28.1 0.67 0.6-1.7 0.03

No 1 0 0 0 0 0 0

Limpieza de bebederos

Si 19 1 5.26% 0.3-28.1 0.67 0.6-1.7 0.03

No 1 0 0 0 0 0 0

Limpieza de comederos

Si 12 1 8.33% 0.4-40.2 8.27 0.5-6.4 0.83

No 2 0 0 0 0 0 0

No hay 6 0 0 0 0 0 0

*IC95%= intervalo de confianza; **RM= Razón de momios; ***p= Valor de Probabilidad.

38

7.2 CARACTERIZACIÓN DE LAS UNIDADES DE PRODUCCIÓN

7.2.1 Tamaño de la unidad de producción

En las 20 UP muestreadas en la región de Los Tuxtlas, se encontró que el tamaño

promedio de los rebaños ovinos es de 50 cabezas y que 65% de las UP tienen entre 15

y 50 animales, a diferencia de lo señalado por Pérez et al. (2011) en un estudio de los

sistemas de producción ovina en el estado de Veracruz, donde se menciona que solo el

21% de las UP tienen entre 15 y 50 animales. Esto toma importancia ya que Coelho et

al. (2007) han indicado que la seroprevalencia de Map es mayor en rebaños ovinos de

entre 30 y 60 cabezas, que en aquellos rebaños con menos de 20 animales o más de

70; sin embargo, en este estudio el único rebaño positivo a Map tenía 131 ovinos.

CUADRO 9. Tamaño y composición de los rebaños ovinos de la región de Los Tuxtlas.

Tamaño del rebaño

Crías <12 meses Hembras en producción

Sementales

47 ± 29* 15 ±13 30 ± 20 2 ± 1

* Media aritmética ± desviación estándar

7.2.2 Manejo del recién nacido

De acuerdo con las encuestas realizadas a los productores, todos los animales toman

calostro al nacer y 74% de los productores utilizan madres sustitutas para amamantar a

los corderos huérfanos. Esto contrasta con lo mencionado por Cashman et al. (2008),

quienes indican que el uso de madres sustitutas es un factor de riesgo para la

presencia de la paratuberculosis en un rebaño; sin embargo, en la única UP que resultó

seropositiva a Ptb en este estudio no se utilizan madres sustitutas.

39

7.2.3 Sistema de producción y alimentación

El sistema de producción más común es el pastoreo (65% de las UP), seguido del

sistema semiestabulado (25%), en el que los animales pastorean en la temporada de

lluvias y se estabulan durante el estiaje. El sistema estabulado solo se utiliza en dos UP

(10%). Los datos anteriores difieren de lo publicado por Pérez et al. (2011), quienes

mencionan que el sistema de producción más común en el estado de Veracruz es el

semi-estabulado; por otro lado, ambos estudios coinciden en que el sistema de

producción menos utilizado es el estabulado.

En cuanto a la alimentación, se encontró que en todos los sistemas de

producción se administran minerales con frecuencia, como se observa en el Cuadro 10.

CUADRO 10. Tasa (%) de alimentos utilizados por sistema de producción ovino en la

región de Los Tuxtlas.

Estabulado, % Semiestabulado, % Pastoreo, %

Suplementación 0 23 13

Pastoreo 0 100 100

Ensilado 50 20 6

Heno 100 63 0

Concentrado 100 63 0

Vitaminas 0 0 7

Minerales 100 100 66

Otro 50 57 26

La mayor parte de las UP utilizan comederos de cemento (30%), plástico (23%) y

metal (19%), pero 46% de los sistemas de pastoreo no tienen comederos. En todas las

UP hay bebederos en las áreas de encierro nocturno, por lo general de plástico (63%).

40

7.2.4 Higiene y sanidad

El 95% de los productores limpia eventualmente los comederos, bebederos e

instalaciones (Cuadro 11); la mayor parte de ellos obtiene el agua de la red de agua

potable comunitaria y de fuentes naturales de agua cercanas a la UP, lo cual coincide

con lo señalado por Pérez et al. (2011).

CUADRO 11. Tasa (%) de unidades de producción que realizan limpieza de

instalaciones (área de encierro nocturno), comederos y bebederos según la frecuencia.

Frecuencia Instalaciones Comederos Bebederos

Diario 30% 29% 35%

Cada tres días 15% 29% 15%

Semanal 10% 21% 35%

Mensual 15% 7% 10%

Anual 30% 0% 0%

No limpian 0% 14% 5%

Todas las UP, sin importar el sistema de alimentación que utilicen, tienen áreas

de encierro nocturno para los animales, por lo general techadas y protegidas con malla

de alambre para evitar que se escapen los animales.

En cuanto al manejo de excretas, la mayor parte de los productores las utilizan

de forma directa como abono para sus potreros y solo uno comentó que las incinera en

ocasiones (Cuadro 12); esta práctica de manejo tradicional ha sido señalada en

trabajos anteriores como un factor de alto riesgo (Coelho et al., 2007; Daniels et al.,

2002).

41

CUADRO 12. Manejo de excretas por sistema de producción ovino en la región de Los

Tuxtlas.

Estabulado Semiestabulado Pastoreo

Abono 100 % 90% 95 %

Composta 0 % 10% 0 %

Las vende 0 % 0 % 0 %

Incineración

0 % 0 % 5 %

Robbe-Austerman (2011), menciona que una estrategia para disminuir la

transmisión de Map a través de las excretas es pastorear a los jóvenes y hembras de

reemplazo en potreros diferentes al resto de los animales adultos; de la misma manera

señala que utilizar un sistema de rotación de potreros para disminuir la carga

parasitaria funciona como una estrategia de control de la Ptb, ya que si bien el

microorganismo sobrevive hasta un año en el pasto, pierde virulencia los primeros

meses.

7.3 DISTRIBUCIÓN ESPACIAL

7.3.1 Distribución de la seroprevalencia en la región de Los Tuxtlas en el estado

de Veracruz.

La seroprevalencia de paratuberculosis ovina tuvo una baja frecuencia en los cuatro

municipios estudiados de la región de Los Tuxtlas del estado de Veracruz, y por tanto

su distribución fue también baja; como se observa en la Figura 2. La tonalidad gris

representa a los municipios que no presentaron animales seropositivos a Map (Ángel

R. Cabada, Santiago Tuxtla y Catemaco) y la tonalidad negra corresponde a San

Andrés Tuxtla, el cual presentó una seroprevalencia de 5.71% (IC95% 0.9-20.5).

42

FIGURA 2. Mapa coroplético de distribución de la paratuberculosis ovina en municipios de la región de

Los Tuxtlas del estado de Veracruz.

El pertenecer al municipio de San Andrés Tuxtla se puede considerar como un

factor de riesgo (Cuadro 2), ya que los animales de éste municipio tienen casi 74 veces

(RM=73.6; IC95% 2.8- 1,923) más probabilidad de ser seropositivos a Map, que los

animales que provienen de otros municipios. Esto se confirma al observar que el

municipio de San Andrés Tuxtla se encuentra rodeado al noroeste por el de Ángel R.

Cabada, al oeste por el de Santiago Tuxtla y al este por el de Catemaco Figura 2, por lo

que es posible que pueden aparecer casos de Ptb en estos municipios en cualquier

43

momento, o bien que ya existan animales infectados y que se encuentran en las

primeras fases de la enfermedad en las que no hay producción de anticuerpos, razón

por la cual no se reconocieron con la prueba de ELISA (McKenna et al., 2006; Nielsen

& Toft, 2008; Thirunavukkarasu et al., 2013).

7.3.2 Distribución de las unidades de producción ovina

De las 20 UP muestreadas (cinco por municipio), solo una resultó con animales

seropositivos y se encuentra localizada en el municipio de San Andrés Tuxtla, en la

localidad de Nompita. Como se observa en la Figura 3, las UP seronegativas a Map

están representadas por puntos negros y la seropositiva de color rojo; además, se

muestra un análisis de proximidad búfer representado por círculos que rodean los

puntos, que corresponden al área focal donde se infiere que se pueden presentar los

nuevos casos. El área de proximidad búfer es de 1km de radio a partir de la UP.

La UP seropositiva se encuentra localizada en la frontera entre los municipios de

San Andrés Tuxtla y Catemaco. En la Figura 3 se observan cinco UP dentro del área

búfer de la seropositiva, de las cuales cuatro se encuentran en el municipio de San

Andrés Tuxtla y una en Catemaco, por lo que se puede esperar que aparezcan más

casos de Ptb en ésta área. Por otro lado, como se menciona en el Cuadro 12, el

manejo de las excretas más común es como abono en potrero y de las cuatro UP

aledañas a la positiva, una presenta un sistema semi-estabulado y las otras cuatro de

pastoreo, por lo que se puede inferir que durante el pastoreo exista interacción entre

animales de rebaños seronegativos con los del seropositivo o bien con las excretas

depositadas en el potrero de la UP seropositiva, principalmente en el caso de la UP

vecina a la seropositiva.

44

Cabe destacar que, de acuerdo con los datos obtenidos, la UP que se observa

sobrepuesta con la seropositiva, se encuentra a menos de 300 m de distancia y

durante la toma de muestras se observó que la división entre ambas UP es una cerca

natural con alambre, la cual puede ser atravesada por los animales sin dificultad.

FIGURA 3. Mapa coroplético puntual de la distribución de las unidades de producción en los municipios

muestreados de la región de Los Tuxtlas del estado de Veracruz.

.

45

8. CONCLUSIONES

o La seroprevalencia general de la paratuberculosis ovina en la región Los Tuxtlas

del estado de Veracruz fue 1.32%, por municipio 25% y de rebaño 5%.

o Los únicos posibles factores de riesgo identificados fueron ovinos procedentes

del municipio de San Andrés Tuxtla y las hembras.

o La paratuberculosis es una enfermedad que mostró una baja distribución

geoespacial, pero es importante su monitoreo por la estrecha relación que hay

entre las unidades de producción y la cercanía entre los municipios.

46

9. LITERATURA CITADA

Al-Majali, A.M., Jawasreh, K., Al-Nsour, A. 2008. Epidemiological studies on foot and mouth disease and paratuberculosis in small ruminants in Tafelah and Ma’an, Jordan. Small Ruminant Research. 78:197-201.

Attili, A.R., Ngu, N.V., Preziuso, S., Pacifici, L., Domesi, A., Cuteri, V. 2011. Ovine Paratuberculosis: A seroprevalence study in dairy flocks reared in the Marche Region, Italy. Veterinary Medicine International. 2011:782-875.

Behr, M.A., Collins, D.M. 2010. Paratuberculosis: Organism, Disease, Control. CABI. Londres, Reino Unido. P:2. http://books.google.com.mx/books?id=iS8P8x2-O68C&printsec=frontcover&hl=es&source=gbs_ge_summary_r&cad=0#v=onepage&q&f=false [Consultado el 20 de enero del 2014].

Benedictus, G., Dijkhuizen, A., Stelwagen, J. 1987. Economic losses due to paratuberculosis in dairy cattle. Veterinary Record. 121(7):142-146.

Bolton, M.W., Pillars, R.B., Kaneene, J.B., Mauer, W.A., Grooms, D.L. 2011. Detection of Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis in naturally exposed dairy heifers and associated risk factors. Journal of Dairy Science. 94(9):4669–4675.

Bush, R.D., Windsor, P.A., Toribio, J. 2006. Losses of adult sheep due to ovine Johne’s disease in 12 infected flocks over a 3-year period. Australian Veterinary Journal. 84(7):246-253.

Callejas, G.S.A., Martínez, H.D.I., Villagómez, C.J.A., Sarabia, B.C.C., Peniche, C.A., Rodríguez Ch.M.A., Morales, A.J.F., Flores, C.R. 2013. Epidemiología de la paratuberculosis caprina en la zona centro del estado de Veracruz. P:42. En Memorias de la XLIX Reunión Nacional de Investigación Pecuaria. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Boca del Rio, Veracruz, México.

Cannon, R.M., Roe, R.T. 1982. Livestock disease surveys: a field manual for veterinarians. Bureau of Animal Health. Canberra, Australia.

Carter, G.R.; Wise, D.J. 2004. Essentials of veterinary bacteriology and mycology. 6ta ed. Iowa State Press. Ames, Iowa, Estados Unidos. Pp: 207–213.

Cashman, W., Buckley, J., Quigley, T., Fanning, S., More, S., Egan, J., Berry, D., Grant, I., O’Farrell, K. 2008. Risk factors for the introduction and within-herd transmission of Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis (MAP) infection on 59 Irish dairy herds. Irish Veterinary Journal. 6(7):464-467.

Castellanos E. 2010. Caracterización molecular de aislados de Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis. Mapa epidemiológico en España. Tesis de doctorado. Facultad de Veterinaria. Universidad Complutense de Madrid. Madrid, España. Pp:59-62. http://eprints.ucm.es/11626/1/T32337.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

47

Chamberlin, W., Graham, D.Y., Hulten, K., El-Zimaity, H.M.T., Schwartz, M.R., Naser, S., Shafran, I., El-Zaatari, F.A.K. 2001. Review article: Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis as one cause of Crohn's disease. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 15:337-346.

Chávez, G.G., Trigo, T.F.J., Svastova, P., Pavlik, I. 2004. Identificación del polimorfismo genético de aislamientos de Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis de caprinos del centro de México. Veterinaria México. 35(1):1-7.

Coelho, A.C., Pinto, M.L., Silva, S., Coelho, A.M., Aires, A., Garrido, J.M., Rodrigues, J., Juste, R.A. 2007. Factors associated with Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis seroprevalence in sheep in Trás-os-Montes e Alto Douro, Portugal. Pp:257-260. In Proceedings of the 9th International Colloquium on Paratuberculosis. International Association for Paratuberculosis. Tsukuba, Japón. http://www.paratuberculosis.info/images/stories/pdfs/264 [Consultado el 20 de enero del 2014].

Daniels, M.J., Hutchings, M.R., Allcroft, D.J., McKendrick, I.J., Greig, A. 2002. Risk factors for Johne’s disease in Scotland – the results of a survey of farmers. The Veterinary Record. 150(5):135-139.

De Juan, L. 2005. Paratuberculosis caprina: aportaciones a su diagnóstico, epidemiología molecular y control. Tesis de doctorado. Facultad de Veterinaria. Universidad Complutense de Madrid. Madrid, España. Pp:1-48. http://pendientedemigracion.ucm.es/BUCM/tesis/vet/ucm-t28577.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Doré, E., Paré, J., Côté, G., Buczinski, S., Labrecque, O., Roy, J.P., Fecteau, G. 2012. Risk factors associated with transmission of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis to calves within dairy herd: a systematic review. Journal of Veterinary Internal Medicine. 26:32–45.

Eisenberg, S.W.F., Nielen, M., Santema, W., Houwers, D.C., Heederik, D., Koets, A.P. 2010. Detection of spatial and temporal spread of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis in the environment of a cattle farm through bio-aerosols. Veterinary Microbiology. 143:284-292.

Elliott, P., Wartenberg, D. 2004. Spatial epidemiology: current approaches and future challenges. Environmental Health Perspectives. 112(9):998-1006.

Espejo, L.A., Godden, S., Hartman, W.L., Wells, S.J. 2012. Reduction in incidence of Johne’s disease associated with implementation of a disease control program in Minnesota demonstration herds. Journal of Dairy Science. 95:4141-4152.

Estévez, DI., Hernández, R.C., Trujillo, A.M.G., Chávez, G.G. 2007. Detection of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis in goat and sheep flocks in Mexico. Small Ruminant Research 72:209–213.

48

Fallas, J. 2003. Conceptos básicos de cartografía. Laboratorio de Teledetección y Sistemas de Información Geográfica, Universidad Nacional. Heredia, Costa Rica. Pp:16-18.

Favila, H.L., Hernández, C.R., Chávez, G.G. 2007. Detección de Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis en leche de cabras por PCR en México. V° Congreso de especialistas en pequeños rumiantes y camélidos sudamericanos. Mendoza, Argentina. http://www.produccionbovina.com/sanidad_intoxicaciones_metabolicos/enfermedades_caprinos/10-chavez,%20mycobacterium.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Garrido, J.M., Aduriz, G., García, M.J.F., Pérez, V., Chávez, G., Juste, R.A. 1998. Mejora del ELISA indirecto para el diagnóstico de la paratuberculosis ovina. Producción Ovina y Caprina. 23: 287-290.

Harris, N.B., y Barletta, R.G. 2001. Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis in Veterinary Medicine. Clinical Microbiology Reviews. 14:489-512. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC88986/ [Consultado el 20 de enero del 2014].

Hernández, A.L., Carrera, S.E.M., Alvarado, I.A., Escobar, R.M., Gómez, R.S., Ángeles, M.L., Santillán, F.M.A., Socci, E.G., Banda, R.V. 2012. Determinación de microorganismos patógenos mediante PCR en estiércol ovino. P:24. En Memorias de la XLVIII Reunión Nacional de Investigación Pecuaria. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Querétaro, Querétaro, México. http://www.uaaan.mx/DirInv/marcoreferencia/ligas/Otros-docs-interes/02_Memorias%20de%20las%20Reuniones%20nacionales%20de%20Investigacion%20e%20Innovacion_2912/02_MEMORIA%20PECUARIA%20CD.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Hirsh, D.C. 1999. Veterinary Microbiology. Blackwell Science, inc. Massachusetts, Estados Unidos. Pp:104-108.

IDEXX Laboratories, Inc. ©. Paratuberculosis Screening Ab Test Informational Sheet. 2010. En línea: http://www.idexx.co.uk/pdf/en_gb/livestock-poultry/paratuberculosis-screening-ab-test-sheet.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática –INEGI. Anuario estadístico del Estado de Veracruz de Ignacio de la Llave. 2010. En línea: http://www.inegi.org.mx/est/contenidos/espanol/sistemas/aee12/estatal/ver/default.htm [Consultado el 20 de enero del 2014].

Instituto Nacional de Estadística y Geografía – INEGI . Cuéntame INEGI. http://cuentame.inegi.org.mx/mapas/pdf/entidades/div_municipal/veracruz.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Jaimes, N., Santillán, M.A., Hernández, O.A., Córdova, D., Guzmán, C.C., Arellano, B., Díaz, E., Tenorio, V.R., Cuéllar, A. 2008. Detección de Mycobacterium avium

49

subespecie paratuberculosis, por medio de PCR-anidada a partir de muestras de heces de ovinos. Veterinaria México. 39(4):377-386.

Li, L., Singh, S., Bannantine, J., Kanjilal, S., Kapur, V. 2009. Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis. Pp:65-83. En Genome Mapping and Genomics in Animal-Associated Microbes. Nene, V., Kole, C. (Eds.). Springer-Verlag. Berlin, Alemania. http://link.springer.com/book/10.1007/978-3-540-74042-1/page/1#page-1 [Consultado el 20 de enero del 2014].

Martínez, C.A., Santillán, F.M.A., Mejía, E.F., Barradas, P.F., Peña, C.A.L., Hernández, A.L., García, C.L., Milián, S.F. 2012a. Distribución y prevalencia de la paratuberculosis en la ganadería lechera en México. P:63. En Memorias de la XLVIII Reunión Nacional de Investigación Pecuaria. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Querétaro, Querétaro, México. http://www.uaaan.mx/DirInv/marcoreferencia/ligas/Otros-docs-interes/02_Memorias%20de%20las%20Reuniones%20nacionales%20de%20Investigacion%20e%20Innovacion_2912/02_MEMORIA%20PECUARIA%20CD.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Martínez, D.I., Sarabia, C.C., Peniche, A., Villagómez, J. A., Magdaleno, A., Hernández S.G., Morales, J.F., Flores, R. 2012b. Seroepidemiology of goat paratuberculosis in five municipalities of central Veracruz, México, Tropical and Subtropical Agroecosystems. 15(Sup 2):S82-S88.

Martínez, G.S., Aguirre, O.J., Gómez, D.A.A., Ruíz, F.M., Lemus, F.C., Macías, C.H., Moreno, F.M.A., Salgado, M.S., Ramírez, L.M.H. 2010. Tecnologías para mejorar la producción ovina en México. Revista Fuente. 2(5):41-51.

Mendes, S., Boinas, F., Albuquerqu, T., Fernandes, L., Afonso, A., Amado, A. 2004. Epidemiological studies on paratuberculosis in small ruminants in Portugal. Épidémiologie et Santé Animale. 45:61-71.

McKenna, S.L.B., Keefe, P.G., Tiwari, A., VanLeeuwen, J., Barkema, W.H. 2006. Johne’s disease in Canada Part II: Disease impacts, risk factors, and control programs for dairy producers. Canadian Veterinary Journal. 47:1089–1099.

Méndez, G.M., Perea, A.R., Enrique, V.A., García, C.L. 2008. Análisis descriptivo de casos recibidos para diagnóstico de paratuberculosis ovina y caprina en el laboratorio de patología animal de Calamanda, México. http://www.ovinos-caprinos.com.ar/SANIDAD/Analisis%20para%20el%20diagnostico%20de%20Partuberculosis%20Ovina%20y%20Caprina.pdf [Consultado el 06 de octubre del 2013].

Mejía, S.P., Díaz, A.E., Aguilar, R.F., Favila, H.L., Palomares, R.G., Santillán, F.M.A., De la Cruz, C.L., Fajardo, G.J., Córdova, L.D., Huerta, M.I.S. 2011. Enfermedades infecciosas que afectan la producción ovina en el Estado de México e Hidalgo, epidemiología. P:32. En Memorias de la XLVII Reunión Nacional de Investigación Pecuaria. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. León,

50

Guanajuato, México. http://www.reunionesnacionales.org.mx/2011/memorias.php [Consultado el 20 de enero del 2014].

Mijs, W., de Haas, P., Rossau, R., Van der, L.T., Rigouts, L., Portaels, F., Van Soolingen, D. 2002. Molecular evidence to support a proposal to reserve the designation Mycobacterium avium subsp. avium for bird-type isolates and “Mycobacterium avium subsp. Hominissuis” for the human/porcine type of M. avium. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 52:1505-1518.

Morón, C.F.J., Cortez, R.C., Gallegos, S.J., Figueroa, S.B., Aquino, P.G., Amante, O.A. 2013. Prevalencia de la infección por Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis en rebaños de ovinos de dos municipios de San Luis Potosí, México. Revista Científica FCV-LUZ. 23(4):293:299.

Murcia, M.I., Tortoli, E., Menendez, M.C., Palenque, E., Garcia, M.J. 2006. Mycobacterium avium complex and description of MAC-X as a new ITS genetic variant. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 56:2049-2054.

Nielsen, S.S., Toft N. 2008. Ante mortem diagnosis of paratuberculosis: A review of accuracies of ELISA, interferon gamma assay and fecal culture techniques. Veterinary Microbiology. 129(3):217-235.

Nielsen, S.S., Toft N. 2009. A review of prevalences of paratuberculosis in farmed animals in Europe. Preventive Veterinary Medicine. 88:1–14.

Norstrom, M. 2001. Geographical Information System (GIS) as a tool in surveillance and monitoring of animal diseases. Acta Veterinaria Scandinavica. 94:79-85.

Organización Mundial de la Salud - ©OMS. 2013. Temas de salud. http://www.who.int/topics/risk_factors/es/ [Consultado el 20 de enero del 2014].

Peña, J.A. 2012. Estudio epidemiológico de leptospirosis caprina en la zona centro del estado de Veracruz. Tesis de Maestría. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, México. P:21.

Pérez, V., García, M.J.F., Badiola, J.J. 1996. Description and classification of different types of lesion associated with natural paratuberculosis infection in sheep. Journal of Comparative Pathology. 114(2):107-122.

Pérez, P., Vilaboa, J., Chalate, H., Candelaria, B., Díaz, P., López, S. 2011. Análisis descriptivo de los sistemas de producción con ovinos en el estado de Veracruz, México. Revista Científica FCV-LUZ. 21(4):327-334.

Ponnusamy, D., Periasamy, S., Tripathi, B. N., Pal, A. 2013. Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis invades through M cells and enterocytes across ileal and jejunal mucosa of lambs. Research in Veterinary Science. 94:306-312.

51

Portaels, F., y Pattyn, S.R. 1982. Growth of mycobacteria in relation to the pH of the medium. Annales de Microbiologie. 133(2):213-221.

Praxedis, M.J. 1991. Determinación de la prevalencia de la paratuberculosis en caprinos y ovinos sacrificados en cuatro rastros periféricos al D.F. Tesis de licenciatura. Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. Universidad Nacional Autónoma de México. Cuautitlán, Estado de México, México.

Pribylova, R., Slana, I., Kaevska, M., Lamka, J., Babak, V., Jandak, J., Pavlik, I. 2011. Soil and plant contamination with Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis after exposure to naturally contaminated mouflon feces. Current Microbiology. 62:1405-1410.

Quinn, P.J., Markey, B.K., Carter, M.E. 2002. Microbiología y enfermedades infecciosas veterinarias. Acribia, Zaragoza. Pp:115-124.

Radostits, O.M., Gay, C.C., D.C., Hinchcliff, K.W., Constable, P.D. 2006. Veterinary medicine: a textbook of the diseases of cattle, sheep, pigs, goats and horses. 10th ed. Saunders, Pp:1017-1044.

Rastogi, N., Legrand, E., Sola, C. 2001. The mycobacteria: an introduction to nomenclature and pathogenesis. Revue Scientifique et Technique de l’Office International des Epizooties. 20(1):21-54.

Red Comunitaria Vasconcelos 2009. Manual por regiones: Distrito de Desarrollo Rural 09 San Andrés Tuxtla, octubre de 2009. http://www.slideshare.net/horripy/manual-ddr09-san-andres-tuxtla [Consultado el 20 de enero del 2014].

Rinaldi, L., Musella, V., Biggeri, A., Cringoli, G. 2006. New insights into the application of geographical information systems and remote sensing in veterinary parasitology. Geospatial Health. 1:33-47.

Rocca, S., Cubeddu, T., Nieddu, A.M., Pirino, S., Appino, S., Antuofermo, E., Tanda, T., Verin, R., Sechi, L.A., Taccini, A., Leoni, A. 2010. Detection of Mycobacterium avium spp. paratuberculosis (Map) in samples of sheep paratuberculosis (Johne's disease or JD) and human Crohn's disease (CD) using liquid phase RT-PCR, in situ RT-PCR and immunohistochemistry. Small Ruminant Research. 88(2-3):126-134.

Robbe-Austerman, S. 2011. Control of paratuberculosis in small ruminants. Veterinary Clinics of North America Food Animal Practice. 27:609-620.

Rodríguez, V.R.I. 2005. Enfermedades de importancia económica en producción animal. McGraw-Hill. México. Pp:393-401.

Santeliz, S., Giménez, J., Bastidas, Z., Cova, V. 2013. Seroprevalencia de paratuberculosis en bovinos de la parroquia Buría, municipio Simón Planas, estado Lara 2008. Revista del Colegio de Médicos Veterinarios del Estado Lara. 5(1). http://revistacmvl.jimdo.com/suscripci%C3%B3n/volumen-5/paratuberculosis/ [Consultado el 20 de enero del 2014].

52

Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera - SIAP. Secretaria De Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación - SAGARPA. http://www.campomexicano.gob.mx/portal_siap/Integracion/EstadisticaBasica/Pecuario/PoblacionGanadera/ProductoEspecie/ovino.pdf [Consultado el 20 de enero del 2014].

Sivakumar, P., Tripathi, B.N., Singh, N., Sharma, A.K. 2006. Pathology of naturally occurring paratuberculosis in water buffaloes (Bubalus bubalis). Veterinary Pathology. 43:455-462.

Sonawane, G.G., Tripathi, B.N. 2013. Comparison of a quantitative real-time polymerase chain reaction (qPCR) with conventional PCR, bacterial culture and ELISA for detection of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis infection in sheep showing pathology of Johne’s disease. Springer Plus. 2:45.

Stau, A., Seelig, B., Walter, D., Schroeder, C., Ganter, M. 2012. Seroprevalence of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis in small ruminants in Germany. Small Ruminant Research. 105:361-365.

Thirunavukkarasu, S., Plain, K.M., Eckstein, T.M., De Silva, K., Whittington, R.J. 2013. Cellular and humoral immunogenicity of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis specific lipopentapeptide antigens. Research in Veterinary Science. 95:123–129.

Thompson, J., Meyer, H. 1994. Body condition scoring of sheep. Oregon State University. Oregon, Estados Unidos.

Thorel, M.F., Krichevsky, M., y Levy-Frebault, V.V. (1990) Numerical taxonomy of mycobactin-dependent mycobacteria, emended description of Mycobacterium avium, and description of Mycobacterium avium subsp. avium subsp. nov., Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis subsp. nov., and Mycobacterium avium subsp. silvaticum subsp. nov. International Journal of Systematic Bacteriology. 40:254-260.

Thrusfield, M. 2005. Veterinary Epidemiology. 3a. edition. Blackwell Science. Oxford, Inglaterra. Pp:90, 600.

Thrusfield, M., Ortega, C., Blas, I., Noordhuizen, J.P., Frankena, K. 2001. Win Episcope 2.0: Improved epidemiological software for veterinary medicine. Veterinary Record. 148:567-572.

Timms, V.J., Gehringer, M.M., Mitchell, H.M., Daskalopoulos, G., Neilan, B.A. 2011. How accurately can we detect Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis infection?. Journal of Microbiological Methods. 85:1-8.

Vázquez, C.T. 2012. Diagnóstico y estimación de factores de riesgo de paratuberculosis en búfalos de agua (Bubalus bubalis) de la zona sur del estado de Veracruz. Tesis de Maestría. Facultad de Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, México. P:2.

53

VinodhKumar, O.R., Gunaseelan, L., Ronald, B.S.M., Sakthivelan, S.M. 2013. Slaughterhouse prevalence of ovine paratuberculosis in Southern India. Tropical Animal Health and Production. 45:1063-1069.

Whittington, R.J., Marsh, I., McAllister, S., Turner, M.J., Marshall, D.J., Fraser, C.A. 1999. Evaluation of modified BACTEC 12B radiometric medium and solid media for culture of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis from sheep. Journal of Clinical Microbiology. 37(4):1077-1083.

Whittington, R.J., Hope, A.J., Marshall, C.A., Taragel, C.A., Marsh, I. 2000. Molecular epidemiology of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis: IS900 restriction fragment length polymorphism and IS1311 polymorphism analyses of isolates from animals and a human in Australia. Journal of Clinical Microbiology. 38(9):3240-3248.

Whittington, R.J., Windsor, P.A. 2009. In utero infection of cattle with Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis: A critical review and meta-analysis. The Veterinary Journal. 179(1):60-69.

54

ANEXOS

ANEXO 1. Cuestionario general

Número de control: _____________

Encuestador: _______________________________________ Fecha: (____/ ____/_____)

Nombre del Rancho: ___________________________________________________________

Nombre del propietario: _________________________________________________________

Domicilio: ____________________________________________________________________

Municipio: ___________________________ Localidad: _______________________________

Sistema de producción: □ Estabulado □ Semi-estabulado □ Pastoreo.

¿Posee sala de ordeño?: □ Si □ NO Tipo de ordeña: □ Manual □ Mecánica

¿Qué hace con la leche?: □ Queso □ La vende, pasteurizada □ La vende, cruda

□ Otro: especifique: ______________________

Número total de ovinos: ___________

Método de identificación: □ Arete de campaña □ Arete SINIIGA □ Tatuaje □ Otro

arete, □ Ninguno □ Otro método: ______________________________________

Unidades de producción vecinas: □ SI ¿Cuántas? _____________ □ NO

Otras especies:

Domesticas:

Etapa Raza Cantidad

Crías lactantes

Destetados

Hembras en producción

Engorda

Sementales

Gestantes

Especie Fin Zootécnico Distancia

55

X Especie No. X Especie No.

Caprinos Aves de corral

Bovinos Perros y/o Gatos

Porcinos Equinos

Otros, Especifique:

Fauna Silvestre:

□ Zopilotes ( ) □ Tlacuaches ( ) □ Venados ( ) □ Armadillos ( )

□ Murciélagos ( ) □ Coyotes ( ) □Otros: ___________________________

Fauna Nociva:

□ Ratas ( ) □ Ratones ( )

□ Moscas ( ) □ Cucarachas ( )

Alimentación: □ Pastoreo □ Ensilado □ Henificado □ Concentrado □ Sales minerales

□ Otros: ____________________________________________________________________

Tipo de comedero: _____________________________________________________________

Animales/Comedero: ______ ¿Limpia los comederos? □ SI □ NO

¿Cómo los limpia?: ____________________________________________________________

Frecuencia de la limpieza: _______________________________________________________

Fuente (s) de agua: □ Arroyo/Río □ Pozo profundo □ Red de agua potable

□ Estanque, □ Otros: _______________________________________________________

¿Posee zonas inundables o de agua estancada? □ Si □ NO

En caso afirmativo, ¿beben ahí los animales? □ Si □ NO

En caso afirmativo, ¿en qué época y/o durante cuánto tiempo? ____________________

Tipo de bebedero: _____________________________________________________________

No. animales/bebedero: ________ ¿Limpia los bebederos? □ Si □ NO

¿Cómo limpia los bebederos?: ___________________________________________________

Frecuencia de la limpieza: _______________________________________________________

56

Sanidad y Manejo:

Recibe algún tipo de atención veterinaria: □ Si □ NO

En caso afirmativo, ¿Con que frecuencia?: ____________________________________________

Motivo de la consulta: _____________________________________________________________

¿Vacuna a sus animales?: □ Si □ NO

¿Desparasita a sus animales?: □ Si □ NO

Realiza encierro nocturno: □ SI □ NO

Lotifica los animales: □ SI □ NO

En caso afirmativo, ¿con qué criterio? □ Etapa productiva □ Edad □ Peso □ Raza

□ Otro: ________________________

Densidad (m2 /animal/corral): ____________________________

¿Dónde almacena los alimentos? _________________________________________________

Limpieza de instalaciones:

¿Limpia sus instalaciones (corrales, sala de ordeña, bodega, etc.)?: □ Si □ NO

¿Cómo limpia sus instalaciones?__________________________________________________

¿Con qué frecuencia? _________________

Eliminación de excretas: □ Abono/Potrero □ Composta □ Las Vende Otros________________________________________________________________________ Eliminación de Cadáveres: □ Incineración □ Se entierra □ Encalado

Enfermedad Periodicidad Etapa productiva

Producto Periodicidad Etapa productiva

57

□ Descomposición/aire libre □ Otro (s) _____________________________________

Remplazos:

Porcentaje de reemplazos por año: ________ %

Procedencia de reemplazos: Nacidos en el rancho: No. ________ Importados: No. _______

Estado (s): ________________________ Município (s): _______________________________

País: _______________________

Moviliza sus animales: □ Si □ NO

En caso afirmativo, lugar: _________________________________________________

Frecuencia:________________ Número de animales que moviliza: ________________

Motivos por los cuales moviliza sus animales: □ Engorda □ Venta □ Cambio de potreros □ Cambio de instalaciones □ Ferias y/o exposiciones □ Otros: _____________________________________________ Manejo reproductivo: □ Empadre Continuo □ Empadre Controlado □ Transferencia embrionaria □Inseminación artificial □ Todos ¿Presta su semental(es)? □ Si □ NO

En caso afirmativo, ¿a quién se los presta? (Rancho o Lugar): _______________________

¿Le prestan semental(es)? □ Si □ NO En caso afirmativo, ¿quién se los presta? (Rancho o Lugar): ________________________

Abortos: ¿ha tenido casos de abortos en el rancho?: □ Si □ NO

En caso afirmativo, última vez que se presentaron casos: __________________________

No. De Animales afectados: __________________________________________________

Manejo al nacimiento:

Toma calostro: □ Si □ NO

Uso de madres sustitutas: □ Si □ NO

Otros: ______________________________________________________________________

Última temporada de partos:

58

Fecha: ___________ Número de nacimientos: ______ Hembras: _____ Machos: ____

Muertes dentro de los primeros 60 días: ______ Hembras: _____ Machos: ____

Total de corderos destetados: _______ Edad al destete: __________________

Comentarios:

59

Anexo 2. Cuestionario individual

Número de control: _____________

Encuestador: _______________________________________ Fecha: (____/ ____/_____)

Nombre del Rancho: ___________________________________________________________

Nombre del propietario: _________________________________________________________

Domicilio: ____________________________________________________________________

Municipio: ___________________________ Localidad: _______________________________

No. Identificación: ________________ Raza: ____________________ Sexo: __________

Edad (meses): ___________ Condición corporal (1-5): _____________

Estado Productivo: _______________________

Procedencia: Estado: ______________________ Municipio: __________________________

País: ____________________

¿Tomó calostro?: □ Si □ NO

Signos clínicos

Adultos:

□ Problemas articulares Miembros afectados: □ M.A. □ M.P. □ Mastitis □ Tos □ Secreción nasal □ Fiebre □ Dificultad para respirar □ Ruidos a la auscultación □ Pérdida de apetito □ Palidez de las mucosas □ Mucosas de color amarillo □ Orina de color rojo □ Aborto

□ Infertilidad □ Pérdida de la Condición Corporal □ Retención placentaria □ Baja en la producción de leche □ Diarrea: □ aguda □ crónica.

60

Crías:

□ Incapacidad para mamar □ Debilidad □ Rigidez muscular □ Postración □ Parálisis: Miembros afectados □ M.A. □ M.P. □ Flacidez muscular □ Fiebre, □ Movimientos de pedaleo □ Tos □ Secreción nasal □ Ruidos pulmonares a la auscultación □ Diarrea

Documents

ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO DE LA PARATUBERCULOSIS OVINA … · mostraron que la paratuberculosis ovina tiene una baja distribución geoespacial, pero es importante su monitoreo por la