4. Analyse yon biologischem Material 235

in 0,001 n Salzsi~ure und stellt den Apparat auf 0 ein. Dann stellt man in einer zweiten Kiivette unter Verwendung yon TEE-L5sung an Stelle yon T den gleiehen Ans~tz her und bestimmt yore Zeitpunkt der Zugabe der Fermentl5sung ~b die optisehe Dichte in Zeitabst~nden yon je 15 see, bis auch hier der Wert 0 erreicht ist. I kann auf analoge ~Veise unter Verwendung yon BA bzw. B AEE bestimmt werden. Beziiglich der Auswertung der Messungen wird auf alas Original verwiesen.

K. S6LLNEI~

Zur Bestimmung yon Triosephosphaten und der Aldolaseaktivit~it nach J. A. SIB~EY und A. L. LEH~rI~GEt~ 1 teilt W. S. BECK 2 Verbesserungen mit. Unterwirft man ein Triosephosphat, z .B. Glycerinaldehyd-3-phosphat (G-3-P) oder Dioxy- acetonphosphat (DHA-P), der Reaktionsfolge yon SIBL~Y und LEHNI~OER, indem man eine dieser Substanzen an Ste]le yon Fructose-l,6-diphosphat (und TvVasser an Stelle yon biologischem, d. h. enzymhaltigem Gewebe) bei p~ 8,6 mit Hydrazin- 16sung zun~chst 30 rain bei 38 ~ C h~lt, dann mit Trichloressigs~ure versetzt, mit Natron]auge alkalisch maeht, zur Phosphorss 10 rain bei Zimmer- temperatur stehen l~gt, sMzsaure 2,4-Dinitrophenylhydrazin]Ssung (2,4-DNPH) hinzufiigt, zur Farbstoffbfldung 10 rain bei 38~ aufbewahrt, mit Natron]auge wieder alkMiseh macht und naeh nochmals 10 rain die Extinktion bei 540 m~ miBt, so erh~lt man bei ])HA-P einen Wert, der 1,Smal so grog ist wie der bei G-3-P. Liegt ein Gemiseh yon Dt tA-P und G-3-P vor, so kann man aus der Extinktion bei 540 m# und dem gesondert bestimmten GehMt an dureh Alkali abspMtb~rem P (entspreehend der Summe der beiden Triosephosphate) das 5Iengenverh~Itnis der Best~ndteile berechnen. DHA-P und G-3-P ergeben dieselben farbigen Reaktions- produkte, ni~mlieh Methylglyoxal-2,4-dinitrophenylos~zon neben wenig Brenz- traubens/~ure-2,4-dinitrophenylhydrazon, aber G-3-P reagiert langsamer. Erst wenn man die Reaktionszeit mit 2,4-DNPH (vor dem Zusetzen der N~tron]auge) yon 10 auf 60 rain ~msdehnt, erh~lt man mit beiden Triosephosphaten denselben Extink- tionswert. Da bei der ersten Alkalizugabe (naeh dem Unterbrechen der Enzym- wirkm~g dureh Trichloressigs~ure) die Phosphors~ure bereits abgespMten wird, kann m~n bei Aldolasebestimmungen die leiehter zug~ngliehen phosphors~urefreien Triosen als Eiehsubstanzen benutzen, wobei man mit 2,4-DNKP 60 start 10 min reagieren l ~ t . Die Dauer der Enzymeinwirkung kann man yon 30 auf 15 min bei 38 ~ C abkiirzen. F. N ~ v ~

Zur colorimetrisehen Bestimmung" yon BIut-Arginase versetzt man nach M. M. FRIEDMA~ und E. BECKER 3 zun~ehst 1 ml Oxalat-Blut mit 9 ml 0,05~oiger Saponin- lOsung, mischt und l~Bt 30 rain bei l~aumtemperatur stehen. Nach weiterem Zusatz yon 0,5 ml 20~ MnC12 �9 4 H20-LSsung zur Aktivierung der Arginase l~Bt man weitere 2 Std stehen und iiberfiihrt yon dem Ansatz 2 Proben zu je 2 ml in zwei mit T 1 und T 2 markierte l~eagensgl~ser. Zu T 1 wird 1 In] Arginin-Substrat (AS) (9,0 g 1-Argininmonohydrochlorid ,,merck" ~- 3,2 ml C02-freie 9 n Natron]auge, mit Wasser auf 50 ml aufges ergibt clue 0,85 m LSsung mit p~ 9,5) gegeben, genau 10 rain bei 25 ~ C stehen gelassen und dunn mit 2,0 ml 15~oiger Trichloressigs~urel6sung (TCS) versetzt. T 2 erh~lt zuerst 2 ml TCS und dann 1 ml AS. Nach 15 rain Stehen filtriert man beide Ans~tze. Ein Blindreagens (B) wird durch Misehen yon 0,1 ml Mangan]6snng mit 1,9 ml SaponinlSsung, 2,0 ml TCS und 1 ml Arginhl-Substrat hergestellt. Je 2 ml T~, T 2 und B mischt man mit je 15 ml Sehwefel-Phosphors~ure (SPS) (90 ml konz. Schwefels~ure ~ 270 ml 85O/oige Phosphors~ure, mit Wasser auf 1000 ml erg~nzt), iiberfiihrt je 10 ml in Pyrex-Gli~ser, gibt ie 0,5 ml einer 3~

1 j . biol. Chemistry 177, 859 (1949). J. biol. Chemistry 212, 847--857 (1955). Univ. Los Angeles, California (USA).

a Clin. Chemistry 1, 110--116 (1955). Pack Medical Foundation, NewYork (USA).

236 Bericht: Spezielle analytisehe Methoden

LSsung yon ~-Isonitrosopropiophenon (I) in 95~oigem Athanol zu, versehlieBt mit cinem mit einer Capfllare versehenen Gummistopfcn und erw~irmt im Dunkeln 1 Std im siedenden Wasserbad. Dann kiihlt man die Gl~ser auf 50--55 ~ C, fi~llt deren Inhalt in angew~irmte Kiivetten and bestimmt im Colorimeter mit einem 540 m#-Fflter die Extinktion der drei LSsungen, wobei die DurchNissigkeit von B g]eich 100 gesetzt wird. Zur Herste]lung der Eichkurve bringt man zu 1, 2, 3, 4, 5 und 6 ml einer Harnstoff-ArbeitslSsung, die durch Misehen yon 1 T1. einer LSsung yon 67,3 nag Harnstoff in 100 ml Wasser mit 24 T]. SPS erhalten wurde, 8, 7, 6, 5, 4 und 3 m] SPS, setzt jedem RShrchen 1 ml einer Misehung yon 5 Inl AS, 10 ml TCE und 5 ml Wasser zu und fiihrt naeh der beschriebenen Methode die Harnstoff- bestimmung dutch Zusatz yon I u n d Messen der Extinktion dureh. Da 1 ml der tIarnstoff-ArbeitslSsung 10 Blut-Arginase-Einheiten entspricht, kann deren Geha]t im Blur unmittelbar auf der Kurve abgelesen werden, nachdem der Wert yon T 2 yon T 1 subtrahiert wurde. K. SSI~I~R

iJber die fluorimetrisehe Best |mmung yon fl-Gincosidase beriehten D. ROBI~SO~ und R. T. WILLIAlVIS 1. Man Nil3t das Enzym auf 0,0005 m L5sungen des/~-Glucosides in einem 0,14 m Acetat-Puffer bei pH 5,2 genau 1/2 Std einwirken. Die Mengen yon Enzym, Substrat und Puffer entspreehen denen, we]ehe friiher 2 mitgeteilt wurden. Das in Freiheit gesetzte 4-Mcthylumbelliferon wird fluorimetriseh in einem Glycin- Puffer bei PR 10,3 bestimmt. Die /5-Glucosidase konnte yon der /~-Glueuronidase untersehieden werden dadureh, daI~ das letztgenannte Enzym durch Saecharat gehemmt wird und dal3 die Wirkungen beider Substrate bei Zugabe zu Heu- sehreckenkropfflfissigkeit sich addierten.

Kaliuln-4-Methy]umbelliferonsulfat war ungeeignet fiir die fluorimetrische Be- stimmung der Arylsulphatasc, da es 230real schw~ieher fluoresciert als 4-Methyl- umbelliferon. Es wurde d~her am besten dureh die Arylsulphatase der Tak~diastase bei pH 5,4---5,8 hydrolysiert. J. EIS~I~A~I)

Fiir die eolorimetrische Bestimmung yon Dihydr0streptomyein (I) empfehlen K. KAKEMI und T. AXlTA 3 die Farbreaktion, die I (und aueh Streptomycin) mit N~trium-pentacyano-amminfcm'oat und Kaliumhexaeyanoferrat(III) auf Zusatz yon Aceton gibt. Die Farbintensit~t folgt dem BEEaschen Gesetz. Die Eichkurve wird mit Dihydrostreptomycin als Standard aufgestellt. Die erhaltenen Werte zeigten gute ~Tbcreinstimmung mit denen der mikrobiologischcn Methode.

H. SI~ERLICI~

Zur Bestimmung yon Benzylpenieillin in Giiransiitzen haben G. C. ASHTON und M. C. FOST~I~ t eine Isotopenverdfinnungstechnik entwickelt. Die chemische Be- stimmung yon Benzylpeniefllin neben andern Penicillinen grt~ndet sich auf die Bestimmung der Phenylacctylgruppe, die aber kompliziert wh'd durch die gleich- zeitige Anwesenheit anderer Pheny]acetylderivate. Nach dem Verfahren der Verff. wird 14C-Benzylpeniefllin von einer bestimmten Radioaktivitat der zu unter- suchenden LSsung zugcgeben. Naeh Extraktion der Ans~tze mit Chloroform werden die Penieilline in gut krista]lisierende Derivate iibergefiihrt, wobei den Isopr0pyl- ~theraten vor den ~-J~thylpiperidiniumsalzen der Vorzug gegeben wird. Daraus wird dann nach Hydrolyse reine Pheny]essigs~iure hergestellt und die l~adioaktivitiit

1 Bioehemie. J. 61 (Prec.), V (1955). St. Mary's Hospital Medical School, London. 2 MEAD, J . A. 1:~., J . 1~. SMIT~I and 1~. T. WILLIAMS: Biochcmie. J . 58, X X X V

(1954). s j . pharmac. Soc. Japan 75, 192--193 (1955) [Japaniseh]. (Nach engl. Zus.fass.

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