Upload
truongquynh
View
223
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
UNIVERSITA’ DI PISA
Corso di Laurea Magistrale in Medicina Veterinaria
Una nuova preparazione
farmaceutica di GnRH impiegata
nell’allevamento suino
Candidato: Francalacci Chiara Relatori: Prof. Soldani Giulio
Dott. Giorgi Mario
ANNO ACCADEMICO 2008-2009
RIASSUNTO
Parole chiave: GnRH, proteine-G rodopsino simili, analoghi di sintesi, vaccino, odore
di verro, Improvac®
In questo lavoro abbiamo caratterizzato i principi generali del GnRH (Gonadotropin-
Releasing Hormone), un decapeptide sintetizzato da specifiche cellule neurosecretrici
dell’ipotalamo che viene riversato in maniera pulsatile direttamente nei capillari del sistema
portale ipotalamo-ipofisario e condotto all’ipofisi anteriore. Sono state descritte le sue
isoforme ed il suo meccanismo d’azione. Il GnRH si lega a specifici recettori della famiglia
delle proteine G rodopsino-simili posti sulla superficie delle cellule gonadotrope, attivando
una serie di meccanismi intracellulari, il cui esito finale è la biosintesi e la secrezione delle
gonadotropine ipofisarie: l’ormone follicolo stimolante (FSH) e l’ormone luteinizzante (LH o
ICSH). Il GnRH svolge un ruolo centrale nella fisiologia riproduttiva dei mammiferi essendo
il regolatore chiave delle funzioni riproduttive. Vengono decritti alcuni analoghi di sintesi ad
attività agonista ed antagonista che vengono utilizzati sia nella pratica clinica veterinaria che
in medicina umana. Infine viene descritto un nuovo preparato: un vaccino contro l’odore di
verro a base di un analogo incompleto di sintesi del GnRH naturale (Improvac®), il quale,
ponendosi come valida alternativa alla castrazione fisica precoce dei suinetti, soddisfa le
recenti norme dell’UE in fatto di rispetto del benessere animale.
ABSTRACT
Keywords: GnRH, rhodopsin-like G-protein, synthetic analog vaccine, boar taint,
Improvac®
In this work the general principles of GnRH (Gonadotropin Releasing Hormone),
have been characterized. GnRH is a decapeptide synthesized by specific neurosecretory cells
of hypothalamus that is released in a pulsatile manner directly into the hypothalamus-pituitary
portal system capillaries and to the anterior pituitary. Its isoforms and its mechanism of action
have been described. GnRH binds to specific rhodopsin-like G protein-coupled receptors
located onto the gonadotrope cell surface, activating a series of intracellular mechanisms,
whose final outcome is the biosynthesis and secretion of pituitary gonadotropins: follicle
stimulating hormone (FSH) and luteinizing hormone (LH or ICSH). GnRH plays a key role in
mammals reproductive physiology being the key regulator of their reproductive functions.
Thereafter some of its agonist and antagonist synthetic preparations that are commonly used
both in clinical veterinary and human medicine have been described. Finally, a new
preparation has been described. It is a vaccine against boar taint based on an incomplete
synthetic GnRH analog (Improvac®), that, placing itself as a viable alternative to early
surgical castration of piglets, meets the advanced standards of EU in terms of respect of
animal welfare.
5
1 INDICE
1 INDICE.................................................................................................................................. 5
2 GENERALITÀ DEL GnRH............................................................................................... 7
3 ISOFORME DEL GnRH .................................................................................................. 11
3.1 A.GnRH-I (GnRH MAMMIFERO) ............................................................................ 14
3.2 B.GnRH-II (GnRH AVIARE) ..................................................................................... 17
3.3 C.GnRH-III (GnRH del SALMONE) ......................................................................... 20
4 STRUTTURA DEL GnRH E PEPTIDI ANALOGHI.................................................. 21
5 RECETTORI DEL GnRH ................................................................................................. 27
6 PREPARAZIONI FARMACEUTICHE......................................................................... 35
6.1 GENERALITA’ SUI FARMACI CONTENENTI GnRH............................................ 35
6.2 IMPROVAC®............................................................................................................. 48
6.2.1 GENERALITA’ .................................................................................................... 48
6.2.2 PROPRIETA’ CHIMICO-FISICHE .................................................................... 52
6.2.3 MECCANISMO D’AZIONE ............................................................................... 53
6
6.2.4 FARMACOCINETICA ........................................................................................ 57
6.2.5 EFFETTI DELLA VACCINAZIONE CON IMPROVAC®.............................. 61
6.2.5.1 RISPOSTA ANTICORPALE........................................................................ 61
6.2.5.2 FUNZIONE TESTICOLARE ....................................................................... 62
6.2.5.3 PERFORMANCE .......................................................................................... 63
6.2.5.4 ODORE DI VERRO ...................................................................................... 65
6.2.5.5 LESIONI SULLA CARCASSA.................................................................... 65
6.2.6 TOSSICITA’ ......................................................................................................... 66
6.2.6.1 EFFETTI ACUTI ........................................................................................... 66
6.2.6.2 EFFETTI CRONICI....................................................................................... 68
6.2.7 CONCLUSIONI.................................................................................................... 68
7 INDICE DELLE FIGURE................................................................................................ 72
8 BIBLIOGRAFIA................................................................................................................ 73
7
2 GENERALITÀ DEL GnRH
Il gonadotropin-releasing hormone è stato isolato per la prima
volta dall’ipotalamo dei mammiferi (GnRH-I) nel 1971 da un gruppo di
ricercatori guidati da A.V.Schally e R.C.L. Guillemin i quali, per tale
scoperta, ricevettero nel 1977, il premio Nobel. Si tratta di un
decapeptide (pGlu-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly.NH2) che
svolge un ruolo centrale nella fisiologia riproduttiva dei mammiferi
dato che è il regolatore chiave delle funzioni riproduttive.
Figura 1 Struttura del GnRH
8
Esso viene sintetizzato da specifiche cellule neurosecretrici
localizzate nel nucleo arcuato e nell’area preottica dell’ipotalamo.
I neuroni responsabili della secrezione del GnRH mostrano
molte caratteristiche inusuali. Per esempio, questi non si originano a
livello del S.N.C. ma migrano nel S.N.C. dal lobo olfattorio che, nelle
prime fasi di sviluppo della vita fetale, è una struttura esterna al
cervello. Durante le fasi iniziali della gestazione, queste cellule
entrano nel S.N.C. attraverso il tratto olfattorio fino alla loro sede
definitiva localizzandosi, prevalentemente, nell’area del nucleo
arcuato dell’ipotalamo. Anomalie nello sviluppo embrionale e nella
normale migrazione dei neuroni del GnRH, spiegano alcuni casi di
carenza di GnRH associata ad assenza totale del bulbo olfattorio o di
sue porzioni nell’uomo (sindrome di Kallmann).
In tali neuroni il GnRH viene processato a partire da un
polipeptide precursore attraverso un processo enzimatico ed
impacchettato in granuli di stoccaggio che vengono trasportati
attraverso gli assoni fino alla zona esterna dell’eminenza mediana,
riversato in maniera pulsatile direttamente nei capillari del sistema
9
portale-ipofisario e condotto, attraverso questo specifico e veloce
sistema di comunicazione, all’ipofisi anteriore (Conn, 1991) . A
questo livello si lega, con elevata affinità, a specifici recettori posti
sulla superficie delle cellule gonadotrope (recettori di tipo I del
GnRH), attivando una serie di meccanismi intracellulari, il cui esito
finale è la biosintesi e la secrezione delle gonadotropine ipofisarie:
l’ormone follicolo stimolante (FSH) e l’ormone luteinizzante (LH o
ICSH), glicoproteine costituite da una catena ! comune ed una
catena " distinta. Tali ormoni agiscono direttamente a livello delle
gonadi di entrambi i sessi dove regolano la steroidogenesi e la
gametogenesi in ovaie e testicoli.Tra le caratteristiche peculiari che
possiede il GnRH, una delle più interessanti è quella per cui in
natura la sua secrezione è di natura pulsatile (viene rilasciato ogni
30-120 minuti) e le cellule gonadotrope richiedono questa forma
intermittente di stimolo-secrezione al fine di secernere le
gonadotropine in maniera fisiologica. Inoltre, la continua
stimolazione dell’ipofisi, sia con GnRH naturale sia con agonisti long-
acting, desensibilizza la secrezione delle gonadotropine come
10
risultato di una soppressione a livello gonadale, cosa questa che ha
importanti applicazioni cliniche. Infine, la secrezione del GnRH da
parte dell’ipotalamo, mostra un preciso modello di sviluppo tale che,
durante il periodo neonatale, la secrezione è transitoriamente attiva
mentre è quiescente nell’infanzia ed aumenta, fino a raggiungere i
livelli degli adulti, nella pubertà.
Dato che l’emivita del GnRH è di 2-3 minuti e data
l’inaccessibilità anatomica del sistema portale-ipofisario, il GnRH
non può essere generalmente rilevato nella circolazione periferica in
maniera significativa. Conseguentemente, la maggior parte delle
informazioni disponibili riguardo alla sua fisiologia nell’uomo, è stata
dedotta in maniera indiretta e cioè esaminando la secrezione
pulsatile di LH nel circolo periferico mediante l’uso di campionamenti
frequenti. La secrezione basale o tonica del GnRH, e quindi di
gonadotropine, è di tipo pulsatile soprattutto per quanto riguarda
l’LH (Levine, Duffy, 1988). Ogni pulsazione del GnRH stimola una
pulsazione di rilascio di LH mentre le pulsazioni di FSH sono meno
distinte. Inoltre la frequenza degli impulsi di GnRH è più elevata
11
durante la secrezione di LH nell’ovulazione (picco preovulatorio) e
più bassa nella fase luteinica del ciclo ovarico. Il modo di rilascio
asincrono di LH ed FSH dipende da diversi fattori: tra questi, oltre
che dai cambiamenti nella frequenza di pulsazione di GnRH, anche
dagli effetti modulanti degli steroidi gonadali e degli ormoni peptidici
sulle risposte dell’FSH ed LH al GnRH e dalle differenze nelle emivite
dei due ormoni.
3 ISOFORME DEL GnRH
Inizialmente si pensava che il GnRH mammifero, isolato
dall’ipotalamo, fosse una struttura unica. Il suo ruolo cruciale nella
regolazione della secrezione di FSH ed LH e quindi nella
riproduzione, ha avuto come immediata conseguenza,
l’intensificazione della ricerca di peptidi appartenenti alla stessa
famiglia. Attualmente sono state identificate 23 diverse isoforme di
GnRH: 13 nei vertebrati, 9 nei protocordati (Millar et al., 2004) ed
un 12-amino acido omologo da una specie di polpo (Iwakoschi et
al., 2002). Tutte le varianti strutturali del GnRH consistono di 10
12
aminoacidi ed hanno una struttura simile con almeno il 50% di
identità nella loro sequenza (Terakado, 2001). Le diverse varianti
strutturali del GnRH sono state denominate in base alla specie dalla
quale sono state isolate per la prima volta. Nella maggior parte delle
specie vertebrate studiate, coesistono almeno due o, normalmente,
tre forme di GnRH. Per esempio, il GnRH mammifero è ampiamente
conservato negli anfibi e nei pesci ossei primitivi e il GnRH-II del
pollo è presente nella maggior parte delle specie vertebrate, uomo
compreso. Queste varianti strutturali sono distribuite in un gran
numero di tessuti nei vertebrati in cui hanno diverse funzioni tra le
quali: neuroendocrina (per esempio rilascio di GH in alcune specie di
pesci), paracrina (per esempio nella placenta e nelle gonadi),
autocrina (nei neuroni del GnRH, cellule immunitarie, cellule del
cancro alla prostata ed al polmone) e ruolo di
neurotrasmettitore/neuromodulatore nel sistema nervoso centrale e
periferico (gangli del simpatico e del mesencefalo). Dato che,
queste diverse funzioni del GnRH non sono mediate dalla sua
secrezione diretta nel circolo generale, è verosimile che una singola
13
forma di GnRH sia teoricamente capace di svolgere tutti questi ruoli.
Le forme di GnRH coesistenti nelle stesse specie sono localizzate
diversamente nel cervello ed hanno diverse origini embrionali. E’
stato proposto un modello di due sistemi neuronali del GnRH: il
sistema nervo-setto-preottico terminale e il cGnRH-II altrimenti
chiamato sistema mesencefalico (Muske, 1993). Le cellule del primo
sistema hanno la loro origine embriologica nel placode olfattivo;
migrano durante lo sviluppo nel cervello colonizzando il cervello
anteriore ventrale; esse sono principalmente confinate nel
telencefalo ventrale, nell’area preottica, nell’ipotalamo basale e
nell’ipofisi. Questi neuroni esprimono diverse varianti del GnRH a
seconda delle loro rispettive specie e sono responsabili della
regolazione delle funzioni ipofisarie. Il sistema cGnRH-II ha
un’origine embriologica da una struttura non placoidale posta nel
punto di fusione tra mesencefalo anteriore e diencefalo posteriore.
In questi neuroni il GnRH svolge invece un ruolo di
neurotrasmettitore/neuromodulatore. Nei mammiferi il GnRH è stato
isolato per primo e chiamato GnRH-I mentre l’isoforma altamente
14
conservata durante l’evoluzione, scoperta nel pollo, é stata
chiamata GnRH-II. Successivamente, è stata scoperta, nei
mammiferi, una terza isoforma (il GnRH di salmone) chiamata
GnRH-III. Nel genoma umano sono stati trovati soltanto il GnRH
tipo I e II, codificati da due geni diversi. L’espressione di GnRH III
invece, è ritenuta dubbia (Neil, 2002).
3.1 A.GnRH-I (GnRH MAMMIFERO)
Negli anni 60 è stato scoperto che il GnRH-I gioca un ruolo
centrale nella stimolazione della riproduzione dei mammiferi;
l’isolamento e l’identificazione della sua struttura sono avvenuti
successivamente (Matsuo et al., 1971).
pGln-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2
Figura 2 Sequenza del GnRH-I
Il gene del GnRH-I nel genoma umano è localizzato nell’ottavo
cromosoma, più precisamente nella regione 8p11.2 p21 (Yang-Feng
15
et al., 1986). Tale gene codifica la sintesi di un preormone con 92
aminoacidi ed è organizzato in 4 esoni e tre introni. Il primo esone
codifica per la regione non tradotta 5’ e il secondo codifica per un
peptide segnale di 23 aminoacidi, per il decapeptide del GnRH, ed i
primi aminoacidi del peptide associato al GnRH (GAP) il quale
consiste di 56 aminoacidi. Il terzo esone codifica la seconda parte
del GAP ed il quarto esone codifica gli ultimi aminoacidi di GAP e la
regione non tradotta 3’. La funzione del GAP non è ancora chiara; il
suo ruolo può essere quello di sopprimere il rilascio di prolattina e di
incrementare il rilascio di FSH e, secondariamente, quello di LH.
Dopo il legame con il suo recettore sulle cellule gonadotrope
ipofisarie, il GnRH-I stimola la biosintesi e la secrezione di LH ed
FSH ma, oltre a questa funzione endocrina, è ormai chiaro che il
GnRH-I è un regolatore autocrino e paracrino potenzialmente
importante anche in alcuni comparti extraipofisari. Infatti, anche se
l’espressione del GnRH-I non è stata osservata a livelli elevati al di
fuori del cervello (l’immunoreattività del GnRH-I è localizzata
prevalentemente nell’eminenza mediana del cervello umano),
16
nell’uomo l’espressione dell’mRNA del GnRH-I è ritrovata, oltre che
nell’ipotalamo, anche in altri tessuti come la placenta. A questo
livello si rilevano sia l’mRNA del GnRH-I che quello del GnRH-II ma,
solo il GnRH-I, è espresso anche nella fase finale della gravidanza;
inoltre, con metodi immunoistochimici entrambi gli ormoni sono
stati localizzati nei villi mononucleati ed in sottopopolazioni distinte
del citotrofoblasto extravilloso. Il GnRH-I è presente anche nello
strato più esterno del sinciziotrofoblasto multinucleato. Nelle ovaie,
è stata dimostrata l’espressione degli mRNA di entrambi i GnRH a
livello delle cellule della granulosa luteale (GL), delle cellule della
superficie ovarica (OSE) e delle cellule del carcinoma ovarico.
Inoltre l’mRNA del GnRH-I è espresso nelle cellule epiteliali delle
tube di Falloppio durante la fase luteinica del ciclo riproduttivo.
L’immunoreattività del GnRH-I è stata rilevata in tutti i tipi di cellule
endometriali con una colorazione più intensa nella fase luteinica.
Entrambe le forme di GnRH sono espresse nel tessuto mammario
normale dell’uomo e sovraespresse nel cancro alla mammella.
Alcune cellule del sistema immunitario (linfociti T e cellule
17
mononucleate del sangue) producono sia GnRH-I che GnRH-II.
L’mRNA del GnRH-I inoltre è stato rilevato nei tubuli seminiferi e
negli embrioni preimpiantati (Cheng et al., 2005). Per questo
motivo, fin dalla sua scoperta, sono stati sviluppati ed ampiamente
studiati molti analoghi di sintesi del GnRH-I con maggior potenza
biologica, utilizzati nei trattamenti di varie endocrinopatie
riproduttive, mentre altri sono stati ampiamemte adottati in regimi
di iperstimolazione ovarica controllata per tecniche di riproduzione
assistita.
3.2 B.GnRH-II (GnRH AVIARE)
La seconda forma di GnRH, la più diffusa (dato che è stata
rilevata in varie specie), è stata isolata per la prima volta nel
cervello del pollo.
pGln-His-Trp-Ser-His-Gly-Trp-Tyr-Pro-Gly-NH2
Figura 3 Sequenza del GnRH-II
18
Tra tutte le isoforme fin ora note probabilmente, quella del
GnRH-II è la più antica e la conservazione completa della sua
struttura (che differisce da quella del GnRH-I per tre residui
aminoacidici nelle posizioni 5, 7 e 8) per più di 500 milioni di anni
(dai pesci meno evoluti fino all’uomo), fa supporre che abbia un
ruolo chiave nel regolare le funzioni riproduttive e non solo.
Nell’uomo il gene che codifica per il GnRH-II è presente sul
ventesimo cromosoma, è organizzato in quattro esoni e tre introni
come quello che codifica il GnRH-I ma è significativamente più corto
(White et al., 1998). La vasta distribuzione del GnRH-II nel sistema
nervoso centrale e periferico, ne suggerisce un ruolo come
neurotrasmettitore/neuromodulatore. Il GnRH-II (ma non il GnRH-I)
ha effetti eccitatori diretti nei roditori ed essendo il GnRH-II
localizzato nelle aree del cervello associate al comportamento
riproduttivo, confermerebbe che questo peptide possa avere un
ruolo fondamentale nell’influenzare tale comportamento. Il GnRH-II
ed un suo analogo, sono entrambi potenti stimolanti del
comportamento riproduttivo nelle tortore dal collare, nei passeri
19
canterini e nel topo muschiato (Temple et al., 2003). Recentemente
si è scoperto che il recettore coniugato del GnRH-II, clonato dal
callitricide, è distribuito in quelle aree del cervello del primate
associate ai comportamenti riproduttivi. L’infusione del GnRH-II nel
terzo ventricolo della femmina di callitricide aumenta i
comportamenti sessuali. Nel cervello dell’uomo, il GnRH-II, è
presente principalmente nell’area preottica ed ipotalamica
mediobasale come il GnRH-I ma è particolarmente espresso nel
mesencefalo in aree come l’ippocampo, nucleo caudato e amigdala.
Segnali immunopositivi sono localizzati principalmente nella regione
periacqueduttale. Ma ciò che differenzia sostanzialmente il GnRH-II
dal GnRH-I è che i livelli di mRNA codificante il GnRH-II rilevato nei
tessuti extraencefalici come reni, midollo osseo, endometrio, ovaie,
trofoblasto, placenta, cellule del polmone, prostata e cellule del
cancro ovarico a livelli notevolmente più alti rispetto a quelli del
cervello (Grundker et al., 2002).
L’immunoreattività del GnRH-II è espressa nelle cellule dello
stroma ed epiteliali dell’ endometrio soprattutto nelle fasi iniziali e
20
centrali della secrezione piuttosto che nelle fasi finali e proliferative
della secrezione. La sua conservazione per milioni di anni, la sua
larga distribuzione in natura, i molteplici siti della sua espressione
nel corpo umano, suggeriscono che questa isoforma del GnRH abbia
funzioni diverse dal GnRH-I e che serva ad un largo spettro di
funzioni non solo riproduttive (Kang et al., 2003).
3.3 C.GnRH-III (GnRH del SALMONE)
In molte specie di vertebrati una terza forma conservata di
GnRH (GnRH del salmone) è localizzata a livello del nervo terminale
del cervello anteriore dei pesci teleostei ed è denominata GnRH-III.
Oltre che nel GnRH-II, anche nel GnRH-III si assiste ad una
conservazione completa della sequenza ma, quest’ultimo, è
presente solo nei pesci teleostei suggerendo che il gene codificante
questo peptide si sia originato dopo l’allontanamento dei teleostei
dal ramo evolutivo dei vertebrati. Esiste una specie di salmone che
possiede due geni che codificano per il GnRH-III. E’ proprio l’analisi
21
strutturale dei geni che codificano i GnRH, a supportare questa
classificazione generale in tre forme e questa conclusione è
confermata da una più estensiva analisi filogenetica.
4 STRUTTURA DEL GnRH E PEPTIDI
ANALOGHI
La molecola del GnRH ha conservato, nel corso di milioni di
anni di evoluzione, alcune caratteristiche strutturali identiche a
partire dalle specie primitive fino ai mammiferi a conferma
dell’antico e comune ruolo evolutivo del peptide come regolatore
delle funzioni riproduttive nelle diverse specie animali. Tutti i GnRH,
infatti sono costituiti da 10 aminoacidi e sono caratterizzati dalla
conservazione dei terminali -NH2 (pGlu-His-Trp-Ser) e -COOH (Pro-
Gly.NH2) ad eccezione di due sostituzioni conservative della tirosina.
La conservazione della lunghezza del peptide e dei terminali –N e
–C sono caratteristiche criticamente importanti sia per il legame,
che per l’attivazione del recettore. Oltre a ciò, tutti i GnRH delle
specie più evolute (pesci cartilaginei e ossei, anfibi, rettili, uccelli e
22
mammiferi), hanno in comune una parte aminoacidica centrale achirale
in posizione sei (Gly6), mentre (fatta eccezione per il tunicato ciona VI)
nelle specie meno evolute, il residuo in posizione 6 è occupato da
aminoacidi chirali. Questa apparentemente insignificante sostituzione di
un singolo aminoacido, per altro in un sito remoto rispetto ai domini di
legame e di attivazione del GnRH, ha invece un effetto importante sulla
conformazione del ligando ed incide fortemente sulla sua interazione
con i siti di legame del recettore e, quindi sulla sua attività biologica
(Sealfon et al., 1997). La Gly achirale in posizione 6 non solo é
importante per l’attività biologica del peptide ma è essenziale per
permettere al GnRH mammifero di assumere una conformazione a
curva " tipo II' che include i residui Tyr-Gly-Leu-Arg in maniera tale che i
residui –NH2 e –COOH siano posizionati vicini e la molecola del GnRH
assuma, nel complesso, una struttura compatta che fa sì che il peptide
dei mammiferi si presenti al recettore con una conformazione ripiegata.
23
Figura 4 Relazione struttura-attività
I GnRH delle specie meno evolute, invece, hanno un
aminoacido chirale in tale posizione e ciò implica che, il GnRH degli
esseri primitivi si lega in una conformazione più estesa col proprio
recettore. Ciò rivela una co-evoluzione del GnRH e del suo recettore
correlato. Esiste una stretta relazione tra configurazione dei peptidi
e la loro attività biologica. La sostituzione dell’aminoacido chirale
con la glicina nel GnRH, durante l’evoluzione, permette una
conformazione più vincolata per il legame con il recettore e quindi
una più alta attività biologica. Infatti, la sostituzione della glicina
con qualsiasi altro L-aminoacido nel GnRH mammifero ne diminuisce
24
l'attività biologica dato che la conformazione a curva ß tipo II ' è
meno favorita; al contrario, la sostituzione della glicina con D-
aminoacidi in posizione 6 vincola il peptide nella conformazione a
curva ß di tipo II ' ed aumenta l’affinità di legame e l’attività
biologica nei mammiferi, uccelli, anfibi e pesci mascellati. I GnRH
dei protocordati hanno sia un’affinità di legame che un’attività
biologica molto basse a livello dei recettori del GnRH dei mammiferi
ma entrambe queste proprietà vengono notevolmente incrementate
quando il naturale aminoacido chirale in posizione 6 dei protocordati
(che limita la conformazione a curva ß II’) viene sostituito dalla
glicina achirale, caratteristica dei vertebrati. Questa sostituzione
quindi modifica la struttura dei GnRH dei protocordati permettendo
una migliore interazione col recettore mammifero. La capacità dei
GnRH endogeni dei protocordati e del GnRH dei mammiferi, di
stimolare la riproduzione nelle specie protocordate (Powell et al.,
1996) indica anche che i recettori del GnRH dei protocordati non
distinguono il GnRH dei mammiferi, da quello dei protocordati. Ciò
perché i GnRH con aminoacidi chirali o achirali in posizione sei
25
possono entrambi assumere una conformazione lineare estesa,
rilassata. I recettori del GnRH mammifero, aviario, e teleosteo
hanno una affinità di legame molto bassa per i GnRH con aminoacidi
chirali in posizione sei mentre i recettori mammiferi sono altamente
selettivi per i GnRH con glicina achirale. Inoltre, la variazione
considerevole del residuo in posizione 8, nei GnRH naturali,
suggerirebbe che qualunque residuo è virtualmente tollerato in tale
posizione. Questo non è il caso del recettore di tipo I del GnRH dei
mammiferi che richiede Arg in posizione 8 per un’ elevata affinità di
legame con il proprio peptide correlato. L’Arg in posizione 8 gioca un
ruolo fondamentale nella struttura del GnRH mammifero in quanto
essa possiede una catena laterale di guanidina la quale dà luogo ad
interazioni non covalenti che stabilizzano ulteriormente tutta la
struttura principale del peptide contribuendo in maniera
determinante all’assunzione della conformazione a curva "-II’; oltre
a ciò l’Arg8 interagisce con un residuo acidico nel ciclo extracelluare
3 del recettore del GnRH, aumentando l’affinità di legame per il
recettore stesso (Fromme et al., 2001). Quindi la combinazione di
26
Gly6 e Arg8 nel GnRH mammifero produce un peptide configurato
con alta affinità per il recettore dei mammiferi.
Il GnRH-II è un’eccezione intrigante alla generale conclusione
che la sostituzione del D-aminoacido con Gly6 aumenta l’affinità di
legame del GnRH. Una spiegazione può essere che il GnRH-II è già
stabilizzato nella conformazione con curva "-II’ e l’incorporazione di
un D-aminoacido in posizione 6 non stabilizza ulteriormente questa
conformazione. Si pensa che i residui His5, Trp7, Tyr8
contribuiscano alla stabilizzazione del GnRH-II. Gly6 è essenziale
per permettere l’assunzione della conformazione piegata e le
sequenze con i terminali NH2 e COOH sono essenziali per il legame
e l’attivazione del recettore. Quindi sembra che tutti gli aminoacidi
abbiano ruoli cruciali e questo offre una spiegazione della
conservazione totale della struttura del GnRH-II per oltre 500
milioni di anni di evoluzione. In conclusione la struttura del GnRH
nel corso dell’evoluzione è stata cooptata in diversi modi al fine di
regolare la riproduzione nelle varie specie. Mentre nelle specie meno
evolute il GnRH ha un ruolo di feromone (Cameron et al., 1999) e
27
viene secreto direttamente da terminazioni nervose su cellule
gonadali, nei vertebrati invece, esso svolge un ruolo neuroendocrino
più complesso ed i fattori ambientali esterni (come la luce) possono
favorire la secrezione del GnRH nei vasi portali per indurre la
secrezione delle gonadotropine ipofisarie e stimolare infine le
gonadi. La diluizione del GnRH nei vasi portali può pertanto aver
guidato l’evoluzione dei GnRH più compatti con una maggior affinità
di legame per il proprio recettore. Tuttavia, dato che il GnRH ed i
suoi recettori sono presenti nelle gonadi di pesci, anfibi e
mammiferi, ciò suggerisce che esso abbia conservato, come nei
protocordati, effetti diretti sulle gonadi (Dalkin et al., 1981).
5 RECETTORI DEL GnRH
La presenza di tre forme di GnRH nella maggior parte delle
specie vertebrate, ha suggerito l’ esistenza di altrettanti sottotipi di
recettori coniugati che sarebbero andati incontro ad un’evoluzione
parallela a quella dei rispettivi ligandi. I recettori del GnRH sono
stati raggruppati in 3 classi distinte: recettori di tipo I, tipo II e tipo
28
III. La sequenza aminoacidica del recettore di tipo I del GnRH è
stata dedotta per la prima volta per il recettore del topo clonato
dalla linea cellulare !T3 delle cellule gonadotrope dell’ ipofisi
(Tsutsumi et al., 1992). Questa sequenza ha fornito le basi per la
clonazione dei recettori ipofisari di tipo I del GnRH di altre specie
quali ratto, uomo, ovino, bovino, suino che condividono una
composizione aminoacidica comune all’80%, mentre i recettori non
mammiferi (che, tra di loro, condividono dal 58 al 67% degli
aminoacidi) hanno al massimo una similitudine del 42-47% con i
recettori dei mammiferi. Oltre ai recettori di tipo I, nei vertebrati
primitivi sono presenti anche recettori di tipo II e III del GnRH.
Esiste però un’intrigante e sporadica inattivazione o eliminazione del
gene del recettore di tipo II nell’uomo, nello scimpanzé, nei bovini e
negli ovini o, addirittura, una sua eliminazione nel topo e
apparentemente anche nei pesci per cui, in tali specie, non è stato
identificato un recettore di tipo II del GnRH mentre, un recettore di
tipo II pienamente funzionante, è presente nelle scimmie, nel suino
così come in anfibi e rettili. Questo apparente silentamento del
29
recettore di tipo II è paradossale se confrontato con la straordinaria
conservazione del GnRH-II dai pesci ossei fino all’ uomo. Inoltre
solo i pesci e gli anfibi hanno conservato un recettore di tipo III. Il
GnRH-I, il GnRH-II (eccetto che nel topo) ed il recettore di tipo I si
sono universalmente conservati in contrasto alla soppressione del
recettore di tipo II in un gran numero di specie. Conseguentemente
il recettore di tipo I è in grado di legare, non solo il GnRH I ma
anche il GnRH-II con elevata affinità in modo da assumere il ruolo
del recettore di tipo II mentre l’ inverso non può avvenire a causa
dell’elevata selettività del recettore di tipo II per il GnRH-II (Millar,
2003). Il quadro che ne emerge è che, più una specie è evoluta e
strutturalmente complessa e meno sottotipi di recettore e ligando
sembrano esserci. Un’interpretazione di questi risultati è che ogni
famiglia recettore-ligando può essersi evoluta per soddisfare diverse
funzioni in fisiologia riproduttiva e che l’inattivazione, la
modificazione o la perdita del gene specie-specifico può essere
avvenuta durante l’evoluzione quando particolari ruoli sono diventati
30
obsoleti o soggetti a regolazione per mezzo di un altro percorso
biochimico (Pawson et al., 2003).
I recettori del GnRH appartengono alla superfamiglia dei
recettori accoppiati alle proteine G (GPCR). Dal punto di vista
strutturale i GPCR sono costituiti da un’unica catena polipeptidica
che attraversa sette volte la membrana plasmatica e che presenta
un’estremità aminoterminale rivolta verso lo spazio extracellulare e
un’estremità carbossiterminale all’interno della cellula. I 7 domini
elicoidali TM (responsabili della configurazione del recettore) sono
connessi da 3 domini intracellulari e 3 domini extracellulari. Dalle
informazioni strutturali derivanti dall’analisi di circa 500 sequenze
della famiglia dei GPCR-rodopsino-simili, è stato dimostrato che i 7
domini TM di tutti i GPCR hanno una struttura molto simile, mentre i
domini EC e IC sono altamente variabili nella sequenza aminoacidica
e probabilmente nella loro struttura terziaria. Le catene laterali dei
residui TM2 e TM7 del recettore del GnRH svolgono un ruolo
fondamentale nello stabilizzare il recettore nello stato inattivo.
Esistono altre interazioni (legami ad idrogeno, ponti disolfuro, forze
31
di Van Der Waals, ecc.) che contribuiscono a mantenere il recettore
nello stato base. Tra i domini EC, l’EC3 è il principale determinante
della selettività del recettore per le varianti strutturali del GnRH
(Troskie et al., 1998) ma anche le regioni superficiali dei TM sono
normalmente coinvolte nel legame con il GnRH.
Figura 5 Struttura del recettore del GnRH
In seguito all’interazione ligando-recettore, si assiste ad un
cambiamento conformazionale di TM3 (attivazione del recettore)
che si trasmette direttamente ed indirettamente alle altre TM
32
generando dei movimenti di rotazione di circa 30 gradi in senso
orario (vista dalla superficie citoplasmatica) che a loro volta
modificano la configurazione dei domini IC i quali interagiscono con
la proteina G posta in loro stretta vicinanza, attivando la
trasduzione intracellulare del segnale. La porzione intracellulare del
recettore è una zona ricca di siti di fosforilazione importanti per il
disaccoppiamento funzionale del recettore dalla proteina G, alla
base del fenomeno della desensibilizzazione. Una caratteristica
unica del recettore di tipo I mammifero del GnRH è l’assenza della
coda terminale carbossilica che invece è presente in tutti gli altri
GPCR ed in tutti i recettori di tipo II mammiferi e non. La perdita
della coda carbossi-terminale è alla base dell’efficiente
funzionamento del recettore mammifero di tipo I. Essa impedisce
che il recettore venga sottoposto alla rapida internalizzazione e
conseguente desensibilizzazione tipica dei GPCR. Quindi, il recettore
di tipo I, rimane attivo più a lungo sulla membrana cellulare
cosìcché, gli analoghi del GnRH, legandosi a tale recettore, portano
ad un’attivazione protratta dei vari percorsi di segnalazione
33
intracellulare tra i quali, quelli che inibiscono la proliferazione
cellulare e che sono alla base degli effetti antiproliferativi diretti del
GnRH e dei suoi analoghi, sulle cellule cancerose (Everest et al.,
2001; Franklin et al., 2003). Secondo il modello classico, le GPCR si
trovano in una stato di equilibrio tra la conformazione attiva R* ed
uno stato inattivo R. La conformazione R* ha un’alta affinità per gli
agonisti i quali stabilizzano tale conformazione spingendo l’equilibrio
ulteriormente verso R*. Al momento dell’ attivazione del recettore
da parte dell’agonista (R*), il recettore subisce un cambiamento
conformazionale che si trasmette alla proteina G la quale è un
eterotrimero costituito da 3 subunità denominate in base al peso
molecolare !, " , e #. Nello stato di riposo la subunità ! della
proteina G lega il GDP ed è strettamente connessa a sua volta al
complesso "#; con l’attivazione, il GDP viene sostituito da GTP nel
complesso proteina G eterotrimerico. Tale sostituzione promuove un
ulteriore cambiamento conformazionale della proteina G con
separazione della subunità ! dal complesso "# che consente ad
entrambi di interagire con gli effettori regolandone l’attività. Tale
34
dissociazione, successivamente, dà luogo ad idrolisi di GTP a GDP
grazie all’attività GTPasica della sub-unità !, con la riformazione del
complesso G!-GDP"# ed un ritorno del recettore allo stato inattivo
(R) (Carli et al., 2008). L’ occupazione dei recettori da parte
dell’agonista del GnRH porta alla attivazione di molteplici vie di
trasduzione del segnale. Nelle cellule gonadotrope per esempio, il
GnRH attiva un enzima citoplasmatico, la fosfolipasi di tipo ß (PLCß)
via Gq/11 ! (ed in alcuni casi via Gq-11"#), provocando l'idrolisi del
fosfolipide di membrana fosfatidilinositolo 4,5-difosfato (PIP2), in
inositolo 1,4,5-trifosfato (IP3) e diacilglicerolo (DAG), entrambi
secondi messaggeri; l’IP3 diffonde a livello citoplasmatico e
mobilizza il calcio intracellulare mentre il DAG (rimanendo confinato
a livello di membrana plasmatica) attiva le proteinchinasi C (PKC),
promuovendone la traslocazione dal citoplasma alla membrana.
Questi a loro volta stimolano la biosintesi e la secrezione delle
gonadotropine, LH e FSH. Il recettore del GnRH è accoppiato
prevalentemente alla proteina Gq/11 ma una serie di studi hanno
dimostrato che altre proteine G possono mediare l’azione dei
35
recettori del GnRH. Tra queste Gi, la cui attivazione sarebbe alla
base degli effetti antiproliferativi del GnRH in molti tumori (Grundker
et al., 2000) e Gs. Per queste proteine G invece l’effettore è
rappresentato da un enzima di membrana ubiquitario, l’adenilato
ciclasi, la cui attività esita nella sintesi di AMPc. Anche i MAPK
(Mitogen Activated Protein Kinase) svolgono un ruolo fondamentale
nella segnalazione intracellulare GPCR-mediata. Anche se le vie di
segnalazione che portano all’avvio di una serie di reazioni a cascata
indotte sia da parte della subunità !, che dal complesso "# delle
GPCR, siano meno chiare, sembra che esse siano PKC-dipendenti
(Naorr et al., 2000).
6 PREPARAZIONI FARMACEUTICHE
6.1 GENERALITA’ SUI FARMACI CONTENENTI GnRH
La sostituzione di numerosi aminoacidi nella struttura iniziale
del GnRH ha portato allo sviluppo di composti agonisti molte volte
più potenti rispetto al GnRH naturale (GnRH-a). Queste molecole di
36
sintesi sono infatti caratterizzate da una più alta affinità per i
recettori, da una elevata resistenza alla degradazione proteolitica e
da una ridotta eliminazione renale e dunque una maggiore emivita.
Inizialmente, la somministrazione degli agonisti del GnRH determina
un’aumentata secrezione di FSH ed LH (effetto flare-up). La
somministrazione prolungata, invece, induce una parziale
desensibilizzazione dei recettori ipofisari del GnRH (d o w n
regulation) con coseguente soppressione della secrezione di FSH ed
LH, una condizione simile all’ipopituitarismo, con conseguente
ipogonadismo (Rabin et al., 1980). Dunque, la somministrazione del
GnRH e dei suoi analoghi permette di influenzare l’asse ipotalamo-
ipofisario-gonadale e ciò trova diverse applicazioni cliniche.
Da un lato è possibile mimare la fisiologica secrezione pulsatile di
GnRH da parte dell’ipotalamo attraverso l’uso di una pompa ad
infusione portatile utilizzata in medicina umana, che permette di
ripristinare potenzialmente la fertilità in uomini e donne sterili a
causa di disordini della secrezione endogena di GnRH. L’uso di
questo tipo di impianti è legato al fatto che, essendo di natura
37
peptidica, gli analoghi del GnRH hanno l’inconveniente di avere una
emivita troppo breve e di non poter essere somministrati per os.
Quindi si ricorre a impianti parenterali che consentono, con una sola
applicazione, di mantenere bassa la concentrazione ematica degli
ormoni gonadotropi per periodi di 1, 3 e 12 mesi. Tali impianti sono
di due tipi:
-impianti biodegradabili
-impianti non biodegradabili (questi ultimi hanno lo
svantaggio di dover essere rimossi al termine del periodo di rilascio
del farmaco).
Figura 6 Pompa osmotica
38
Per uso veterinario è disponibile una preparazione a base di
gonadorelina, un derivato di sintesi del GnRH, molte volte più
potente del composto naturale, la quale viene impiegata per il
trattamento delle cisti follicolari nel bovino e nel coniglio, per
migliorare il tasso di concepimento nella bovina e per indurre
l’ovulazione nella cavalla. I vantaggi di questo derivato di sintesi
sono molteplici rispetto alle sostanze ad attività gonadotropino-
simile: esso non provoca anafilassi, né problemi di refrattarietà al
prodotto (Drost e Thatcher, 1992), è più economico e meglio
conservabile (Ngategize e coll., 1987). Come precedentemente
accennato invece, la somministrazione sia di GnRH naturale che di
agonisti a lunga durata d’azione, provoca una desensibilizzazione
paradossa della secrezione delle gonadotropine ipofisarie; ciò a sua
volta determina un completo annullamento delle funzioni dell’asse
riproduttivo. Nell’uomo, questa castrazione chimica completa,
selettiva e prontamente reversibile con l’interruzione della
somministrazione dell’agonista, si ottiene attraverso l’uso di
formulazioni deposito mensile o somministrazioni quotidiane per via
39
intranasale o intramuscolare e viene utilizzata per eliminare la
produzione di ormoni steroidei che aggravano malattie quali
l’endometriosi, i fibromi uterini nella donna, il tumore della prostata
nell’uomo e la precocità sessuale in entrambi i sessi (triptorelina
formulazione depot). Diversi sono i farmaci in commercio che
sfruttano le proprietà antiproliferative ed antimetastatiche degli
analoghi del GnRH nella terapia dei tumori ormono-dipendenti
come, ad esempio, la goserelina C la quale viene impiegata nel
trattamento ormonale del carcinoma prostatico. Essa, agendo
sull’asse ipotalamo-ipofisi-gonadi, riduce la produzione di
testosterone a livelli di castrazione; la somministrazione di
formulazioni deposito di goserelina, in diversi trial clinici controllati,
é risultata efficace quanto l’orchiectomia. La stessa evidenza si ha
anche per la triptorelina, la buserelina e la leuprolide. In genere,
nella malattia avanzata, entro i primi 3 mesi di trattamento, le
risposte obiettive si aggirano intorno al 50%; un ulteriore 25%
mostra una stabilità della malattia, mentre il restante 25%
progredisce. Sulla base dello stesso principio buserelina, goserelina
40
e leuprolide sono impiegati nella terapia dei tumori mammari
ormono-dipendenti in quanto sopprimono la funzionalità ovarica,
riducendo gli estrogeni circolanti (AIFA-Bollettino d’informazione sui
farmaci, 2006).
In ambito veterinario recentemente è stato studiato un sistema a
rilascio prolungato (SABER™) per somministrare deslorelina, un
altro potente analogo del GnRH, per indurre l’ovulazione ad un
preciso e prevedibile momento sia nelle giovenche, che nelle scrofe,
prima dell’inseminazione artificiale (Rothen Weinhold et al., 2000).
Il sistema di somministrazione SABER™ utilizza una composto base
ad elevata viscosità per fornire il rilascio controllato del farmaco
durante uno specifico periodo di tempo. E’ costituito da una
molecola di saccarosio completamente esterificata (SAIB); si tratta
di un prodotto a basso peso molecolare con molte proprietà tipiche
dei materiali polimerici. Con l’aggiunta di una piccola quantità di
solvente, SAIB si converte in un liquido facilmente iniettabile. Una
volta all’interno del corpo il solvente si dissipa e si forma un
impianto semisolido biodegradabile. L’uso di diversi solventi ed
41
additivi permette di modificare la durata del rilascio di questo
sistema di somministrazione da alcune ore a mesi.
Per il bovino, è attualmente in studio un altro prodotto che
utilizza la tecnologia SAIB per il rilascio controllato di deslorelina a
breve termine: il SABER Mate B, una formulazione acetato che viene
utilizzata nel trattamento con OVSYNC® (GnRH/PGF2!/GnRH) per
indurre la sincronizzazione della maturazione dei follicoli, la
regressione del corpo luteo e l’ovulazione al fine di rendere possibile
l’inseminazione programmata entro 12-24 ore dopo il
completamento del protocollo con OVSYNC® (Rathbone et al.,
2002). Per il suino invece, é stata prodotta una formulazione per il
rilascio controllato di deslorelina a breve termine, per indurre lo
sviluppo follicolare e l’ovulazione entro 40 ore dalla
somministrazione, nelle scrofe e scrofette in estro (SABER Mate P).
Con lo scopo di sopprimere la funzionalità dell’intero asse
riproduttivo, sono stati studiati impianti a lento rilascio di
deslorelina acetato o di leuprolide per il cane ed il gatto; anche in
queste specie infatti, la somministrazione protratta di alte dosi di
42
analoghi del GnRH, si é dimostrata efficace nel sopprimere la
produzione di spermatozoi nel maschio ed indurre l’anestro nelle
femmine (Junaidi et al., 2003). Limitazioni al loro uso nella pratica
clinica di routine però, sono rappresentate da un lato dal fatto che,
per ottenere questi effetti, il trattamento deve iniziare due mesi
prima della stagione riproduttiva e dall’altro, dall’elevato costo di
questi prodotti (Gobello et al., 2002).
Anche nell’allevamento dei pesci si sta sempre più diffondendo
l’uso di agonisti sintetici del GnRH i quali vengono sfruttati al fine di
indurre lo sviluppo dell’ovario, la maturazione finale degli oociti
(FOM), l’ovulazione e la spermiazione. I peptidi di sintesi, essendo
molto piccoli, non innescano una risposta immunitaria e quindi,
hanno il vantaggio di poter essere utilizzati nella successiva
stagione riproduttiva, senza che si verifichi una riduzione della loro
efficacia. Inoltre, data la similarità nella struttura dei GnRH di molte
specie di pesci (Sherwood et al., 1994), è possibile utilizzare con
successo lo stesso analogo del GnRH per un vasto gruppo di specie
ittiche. Come molti animali non domestici allevati in cattività, la
43
maggior parte dei pesci allevati in acquacoltura mostra alcuni gradi
di disfunzioni riproduttive. Molte specie di pesci non spermiano in
cattività oppure la spermiazione non è sincrona ed è imprevedibile,
il che rappresenta un ostacolo per l’allevamento.
Per ottenere la deposizione sono necessari trattamenti
multipli, ma ciò nei pesci determina un forte stress che può causare
un’elevata mortalità, oltre a richiedere un elevato costo in termini di
tempo e di personale. Per tale motivo sono stati sviluppati dei
sistemi di trasporto per l’analogo del GnRH a lento e continuo
rilascio.
Si tratta di un sistema di trasporto fabbricato in forma di
microsfere biodegradabili; tale formulazione, è stata studiata
tenendo conto della bassa temperatura corporea dei pesci.
Le microsfere comprendono una molteplicità di piccole
particelle sferiche con un diamentro minore di 200 !m. Queste,
sono sistemi di riserva monolitici consistenti di una matrice
polimerica in cui il farmaco è, o disperso o dissolto, a seconda della
propria solubilità (Mylonas et al., 1995; Zohar et al., 1990). Sono
44
stati sviluppati diversi tipi di microsfere contenenti analoghi del
GnRH. Alcuni con copolimeri di dimeri di acidi grassi ed acido
sebacico, altre con copolimero di acido lattico e glicolico (PLGA),
altre ancora contenenti copolimeri di etilene vinile acetato (EVAC);
queste formulazioni vengono utilizzate per stimolare l’aumento a
lungo termine di gonadotropine plasmatiche ed indurre la
spermiazione in molti pesci.
In particolare, le microsfere di PLGA sono biodegradabili e
vengono preparate con il metodo dell’evaporazione del solvente
(Okada et al., 1994a,b); al loro interno il GnRH è sciolto in gocce di
acqua microscopiche, che vengono intrappolate in una a matrice di
LGA. Il rilascio dell’ormone dalle microsfere è immediato e può
durare fino ad alcuni mesi. La maggior parte dei sistemi a lento
rilascio costituiti da microsfere biodegradabili, utilizzati per
l’induzione della deposizione nei pesci, sono disponibili in commercio
sotto forma di prodotti già confezionati (Zohar, 1988; Zohar et al.,
1990; Breton et al., 1990; Chang et al., 1995; Barbaro et al., 1997)
essendo utilizzati anche per il controllo della fertilità negli uomini e
45
nel bestiame (Favero et al., 1995; Barbieri e Hornstein, 1999) o per
trattamenti antitumorali (Emons e Schally, 1994). Un altro
vantaggio è che lo stesso preparato può essere utilizzato
indifferentemente per trattare pesci di taglia diversa da pochi
grammi fino ad alcuni chili. Ciò perché le microsfere sono costituite
da prodotti naturali e vengono completamente riassorbite dai pesci
trattati, consentendo di vendere e consumare il prodotto senza
alcun rischio di residui nelle carni.
Gli antagonisti del GnRH, bloccano immediatamente la
produzione di GnRH e dunque delle gonadotropine legandosi
competitivamente al recettore. Inducono quindi una ipofisectomia
fisiologica. Dato il loro meccanismo d’azione, non determinano gli
svantaggi legati alla profonda soppressione ipofisaria che si ottiene
invece con gli agonisti. Gli antagonisti del GnRH sopprimono la
secrezione di LH in maniera dose-dipendente. A piccole dosi la
soppressione dell’LH è minima, mentre a dosi elevate può essere
raggiunta una completa soppressione della secrezione dell’ormone.
46
Figura 7 Analoghi antagonisti di sintesi del GnRH
Gli antagonisti vengono somministrati per via sottocutanea ad
alte dosi o come preparati a lento rilascio. Le limitazioni all’uso degli
antagonisti risiedono sostanzialmente nei loro parametri
farmacocinetici. Nell’uomo trovano applicazione nella fecondazione
in vitro con embryo transfer, come antitumorali (anche se i loro
efftetti a lungo termine e la sopravvivenza non sono stati ancora
determinati da studi clinici), nelle malattie ginecologiche benigne,
nella pubertà precoce e nella contraccezione ormonale maschile.
Provocano effetti collaterali limitati come prurito o bruciore nel sito
di inoculo.
47
In medicina veterinaria ci sono alcune situazioni in cui è
desiderabile sopprimere in parte o del tutto il sistema riproduttivo
endocrino di una specie animale. In particolare è noto che, nei
cavalli da competizione, l’allenamento, le prestazioni o le
performance atletiche possono essere compromesse da
comportamenti sessuali o aggressivi. Gli approcci terapeutici più
utilizzati per ottenere la soppressione della funzionalità riproduttiva
includono la gonadotomia e la somministrazione di progestageni; il
primo sistema comporta rischi chirurgici (soprattutto nei soggetti
anziani con frequenti emorragie) e comprende la perdita
irreversibile del potenziale riproduttivo, mentre il secondo sistema,
per essere efficace, richiede frequenti somministrazioni per periodi
estesi ed è vietato in alcuni animali da competizione come
potenziale anabolizzante. In questo contesto prevenire l’azione del
GnRH bloccando i suoi recettori ipofisari, potrebbe essere una valida
alternativa per sopprimere la secrezione di testosterone o la
spermatogenesi negli stalloni. A questo scopo sono stati fatti alcuni
studi su antarelix e cetrorelix i quali permettono, una volta
48
interrotta la loro somministrazione, il ritorno a normali livelli di
testosterone circolante (Stout et al., 2004).
E’ stato inoltre riportato che l’aciclina, un altro analogo del
GnRH, provoca l’interruzione della gravidanza in cagne gravide
senza indurre effetti collaterali di particolare rilievo.
6.2 IMPROVAC®
6.2.1 GENERALITA’
Nel maggio 2009 la Commissione Europea ha dato il via libera
in tutta Europa alla commercializzazione di Improvac®, un
innovativo vaccino per suini destinato a prevenire il cosiddetto
“odore di verro”. Anche se il vaccino è una novità assoluta per
l’Europa, in realtà ha già oltre 10 anni di vita ed è in uso con
successo in molte nazioni di diversi continenti. Improvac® è stato
sviluppato in Australia da una partnership fra governo e Pfizer a
partire dal 1990 per poi essere registrato in tale paese ed in Nuova
Zelanda nel 1998. A partire dal 2004 fino al 2006, é seguita poi una
rapida diffusione, che ha coinvolto Medio Oriente, Sud Africa e
49
Centro-Sud America. Improvac® può essere definito un vaccino
zootecnico destinato, non a proteggere da una patologia, ma a
prevenire quegli odori e sapori sgradevoli, tipici delle carni
provenienti da suini maschi interi, che le rendono praticamente
immangiabili (Bonneau, 1982). Rappresenta un’alternativa efficiente
e rispettosa del benessere animale, alla castrazione fisica precoce
dei suinetti. L’odore di verro è un odore sgradevole rilasciato dalla
carne di maiale durante la cottura. Il livello di odore di verro varia a
seconda del suino ma è particolarmente intenso nella carne dei suini
maschi interi. E’ causato da alcune sostanze che si accumulano nel
tessuto adiposo quando il verro raggiunge la maturità sessuale. I
due composti principali che lo determinano sono: l’androstenone e
lo scatolo.
Figura 8 Struttura chimica dell’androstenone.
50
L’androstenone é un feromone maschile prodotto nei testicoli
che si accumula nelle ghiandole salivari. Il livello di androstenone è
direttamente influenzato dall’attività testicolare e per questo,
aumenta notevolmente quando l’animale raggiunge la pubertà. E’
altamente lipofilo, per cui si accumula nel tessuto adiposo,
contribuendo all’insorgenza dell’odore di verro.
Lo scatolo viene prodotto sia nelle scrofe, sia nei verri
castrati; é un prodotto di scarto derivante dalla digestione batterica
dell'aminoacido triptofano nell’intestino, dal quale viene assorbito e
metabolizzato a livello epatico.
Figura 9 Struttura chimica dello scatolo
La metabolizzazione epatica dello scatolo é meno efficiente nei
suini maschi interi rispetto alle femmine ed ai maschi castrati in
quanto essa è inibita dagli steroidi sessuali; al raggiungimento della
51
pubertà le gonadi cominciano a produrre una maggiore quantità di
ormoni sessuali ed anch’esso tende ad accumularsi nel tessuto
adiposo (EFSA Journal., 2004). Poiché l’odore di verro aumenta con
la maturità sessuale, l'aumento di peso alla macellazione, è
associato con un aumento del rischio di odore di verro. Essendo il
GnRH il regolatore chiave delle funzioni riproduttive degli individui,
l’immunizzazione contro il GnRH rappresenta un metodo efficace e
sicuro per inibire lo sviluppo sessuale e ridurre, conseguentemente,
l’odore di verro (Caraty e Bonneau, 1986; Dunshea et al., 1993;
Bonneau et al., 1994). Tuttavia, la maggior parte dei sistemi di
vaccinazione utilizzati fin’ora sono stati inadeguati poiché richiedono
più iniezioni o si verificano reazioni nel sito di iniezione che
richiedono un lungo intervallo di tempo tra vaccinazione e
macellazione.
Improvac® è un vaccino che contiene una forma modificata
del GnRH con un sistema adiuvante acquoso che determina scarse
lesioni tissutali.
52
La formulazione del vaccino e il protocollo, consentono ai suini
di ricevere la seconda dose del vaccino circa 4-5 settimane prima
della macellazione.
Le sostanze responsabili dell’odore di verro già presenti al
momento della somministrazione vengono progressivamente
metabolizzate, consentendo la macellazione del suino intero ad un
peso vivo maggiore, senza odori e dopo che ha beneficiato degli
effetti sulla crescita dovuti ai propri steroidi endogeni.
6.2.2 PROPRIETA’ CHIMICO-FISICHE
Improvac® si presenta come una soluzione acquosa priva di
odori particolari. Come accennato il vaccino è formulato con un
adiuvante non lipidico, il tiomersale, che lo rende solubile in acqua e
quindi somministrabile per inoculazione.
Ha un peso specifico di 1,052 ed un punto di fusione a 0° C ;
il PH è compreso tra 7,4 e 7,8. Improvac® non ha proprieta’
ossidanti, né corrosive, non è infiammabile. La pressione di vapore
53
è: 3,19 kPa a 25°C. Deve essere conservato tra 2 ed 8°C, può
essere refrigerato ma non congelato (www.improvac.com).
6.2.3 MECCANISMO D’AZIONE
Improvac® è un analogo incompleto di sintesi del GnRH
naturale costituito da 9 aminoacidi. Di per se’ l’analogo non è
immunologicamente attivo, per cui, è stato coniugato con una
proteina carrier di maggiori dimensioni, ottenuta dal
Corynebacterium Diphtheriae, che lo rende immunogeno. Tali
modifiche impediscono qualunque legame dell’analogo di sintesi con
i recettori ipofisari per il GnRH e quindi, ne eliminano
completamente ogni attività ormonale. L’immunizzazione con
Improvac® stimola il sistema immunitario del suino a produrre
anticorpi specifici contro il GnRH endogeno, neutralizzandone gli
effetti. Come precedentemente detto, il GnRH endogeno, liberato
dall’ipotalamo, si lega a specifici recettori nella ghiandola ipofisaria,
dove induce il rilascio di LH ed FSH i quali, nel maschio, stimolano e
54
controllano la crescita e l'attività dei testicoli che determinano il
raggiungimento della maturità sessuale, le modificazioni del
comportamento, nonché la comparsa dell’odore di verro (Dunshea
et al., 2001).
Figura 10 Meccanismo di azione di Improvac®
La vaccinazione con Improvac®, causa una castrazione
chimica del suino, bloccando la funzione delle gonadi e quindi
l'accumulo dei composti che generano l’odore di verro.
55
Come per molti altri vaccini, un’immunizzazione completa del
soggetto si verifica a seguito di due somministrazioni effettuate ad
una distanza minima di quattro settimane l’una dall’altra.
La prima dose di innesco viene effettuata generalmente allo
svezzamento (intorno alle 8 settimane di vita) ed è seguita da una
seconda dose di richiamo effettuata almeno 4 settimane più tardi.
L’effetto desiderato si manifesta tra le quattro e le sei
settimane dalla somministrazione della seconda dose. Per tale
motivo la seconda dose deve essere ben calibrata in funzione della
data prevista per la macellazione (http://www.evsrl.it/
vet.journal/approfondimento.php?codnotizia=3265). La dose iniziale
del vaccino, stimola le cellule della memoria del sistema
immunitario dell'animale, ma non stimola la produzione di livelli
effettivi di anticorpi anti-GnRH (Font i Furnols et al., 2009).
Pertanto, non è sufficiente a sopprimere la funzione testicolare ed il
suino continua a crescere normalmente potendo beneficiare dei
propri fattori di crescita naturali. Ciò si traduce in un potenziale
aumento dei ricavi per l’allevatore dal momento che i maschi
56
vaccinati possono crescere come maschi interi per gran parte del
periodo di ingrasso, vantaggio che si perde quando i suinetti
vengono castrati precocemente.
Figura 11 Rappresentazione schematica delle variazioni della concentrazione degli
anticorpi anti-GnRH e dell’odore di verro, a seguito della somministrazione di Improvac®.
La seconda dose, somministrata in prossimità della
macellazione (in genere quattro, sei settimane prima), produce un
rapido e marcato aumento di anticorpi circolanti specifici anti-GnRH,
i quali si legano con il GnRH endogeno, neutralizzandolo. Ciò arresta
57
temporaneamente la stimolazione dell’ipofisi e quindi inibisce la
funzione testicolare. Quando la produzione testicolare di
testosterone diminuisce, allo stesso modo si riduce la produzione di
androstenone, portando l’odore di verro a livelli analoghi a quelli dei
suini castrati chirurgicamente (Bernal et al., 2006).
Contemporaneamente il fegato riacquista la propria capacità di
metabolizzare in modo efficace lo scatolo accumulato. Gli studi
clinici indicano che, entro 3-4 settimane dopo la seconda dose, i
livelli di androstenone e scatolo diminuiscono a livelli trovati in
femmine e suini maschi castrati e che ogni contaminazione già
presente al momento della vaccinazione, viene eliminata.
6.2.4 FARMACOCINETICA
Poiché il prodotto è formulato con un adiuvante acquoso, la
vaccinazione viene effettuata tramite somministrazione per via
sottocutanea alla base dell’orecchio. Numerosi sono stati gli studi
per dimostrare che Improvac® non ha alcuna attività ormonale
58
intrinseca ma che si tratta, semplicemente, di un prodotto che
sfrutta il sistema immunitario del suino per ottenere una
temporanea e reversibile castrazione chimica.
A dimostrazione di ciò, in alcune pecore è stato inoculato
direttamente nel circolo sanguigno sia 1µg di GnRH naturale, sia 50
µg dell'antigene Improvac® o di soluzione salina . I campioni di
sangue prelevati ad intervalli regolari dopo l’iniezione ed analizzati,
per valutare la concentrazione di LH, hanno dimostrato che l'attività
di stimolazione del rilascio dell’LH da parte dell’ipofisi, è pari a zero
(Lagerkvist et al., 2006).
59
Figura 12 Effetti dell’antigene Improvac® o della soluzione salina e del GnRH
naturale sulla liberazione di LH.
Generalmente, le molecole biologiche complesse presenti nei
vaccini, vengono rapidamente degradate nel soggetto vaccinato;
nell’eventualita’ che l’animale dovesse essere macellato
precocemente, tali molecole vengono inattivate con la cottura o, nel
caso di consumo crudo, nel tratto gastro-intestinale del
consumatore. Studi efettuati nel suino (che rappresenta un ottimo
modello della fisiologia gastrica umana) per valutare la
biodisponibilita’ orale dell’antigene Improvac®, hanno rivelato che,
60
a seguito di due dosi orali di Improvac®, non c’é alcuna risposta
anticorpale e che la concentrazione di testosterone nei suini trattati
non é diversa da quella dei suini di controllo (Clarke et al., 2008).
Quindi l’antigene Improvac® non é biodisponibile quando
somministrato per via orale e non produce né effetti immunologici,
nè ormonali. Lo stesso vale per ripetute assunzioni orali di antigene.
Animali da laboratorio trattati con dosi 70 volte superiori a quelle
della massima esposizione possibile se un essere umano mangiasse
un intero sito di iniezione crudo subito dopo la vaccinazione (pari
all’assunzione di una dose completa di 2!L di vaccino), ha
dimostrato di non produrre alcuna attività sul sistema immunitario,
sulla funzione testicolare, biochimica, ematologica o sulla salute e il
benessere generale degli animali. Oltre a non avere biodisponibilità
orale, non esistono antigeni quantificabili rilevabili nel siero se il
vaccino è somministrato per via SC (Giffin et al., 2008).
A conferma che l’ipotetico consumo di carne contenente
residui di vaccino, non avrebbe effetti biologici sia immunologici che
ormonali, il tempo di sospensione per questo prodotto é di 0 giorni.
61
6.2.5 EFFETTI DELLA VACCINAZIONE CON IMPROVAC®
6.2.5.1 RISPOSTA ANTICORPALE
I titoli anticorpali contro il GnRH sono stati utilizzati per
monitorare l'effetto primario della vaccinazione con Improvac®
nello stimolare una risposta immunologica nei suini. Una risposta
immunitaria contro il GnRH e’ rilevabile in tutti i suini trattati con
due dosi di Improvac® somministrate ad una distanza di 4
settimane l’una dall’altra. Anche se la risposta può essere più bassa
in alcuni singoli soggetti, non ci sono suini trattati con Improvac® in
cui non venga rilevata una risposta immunitaria. Nel caso in cui i
suini vengano macellati 7-8 settimane dopo la seconda dose, il titolo
anticorpale decresce al di sotto dei livelli efficaci, la funzione
testicolare riprende gradualmente così come l’accumulo dei
composti che generano odore di verro.
62
6.2.5.2 FUNZIONE TESTICOLARE
La prima dose del vaccino contro il GnRH sembra non avere
alcun effetto fisiologico sulla funzione testicolare valutata attraverso
la dimensione dei testicoli e le concentrazioni di testosterone sierico.
Comunque, entro 2 settimane dalla somministrazione della seconda
dose di vaccino, la crescita dei testicoli e la secrezione di
testosterone risultano soppressi (www.pfizer.com). La soppressione
della crescita testicolare si mantiene per almeno 4 settimane dopo
la seconda vaccinazione. Al momento della macellazione, i pesi di
entrambi i testicoli e delle ghiandole bulbo-uretrali dei suini trattati
con Improvac®, è circa la metà di quello dei verri interi della stessa
eta’ (Dunshea et al., 2001). Ciò indica chiaramente l'efficacia del
vaccino e, contemporaneamente, fornisce un possibile mezzo di
monitoraggio, da parte dell’allevatore stesso, per individuare quei
pochi individui in cui la vaccinazione non é stata pienamente
efficace.
63
L'effetto del vaccino, nel sopprimere la concentrazione del
testosterone plasmatico, si mantiene almeno per le 4 settimane
successive alla seconda dose.
6.2.5.3 PERFORMANCE
Le performance di crescita non vengono compromesse dalla
riduzione del testosterone conseguente alla seconda dose del
vaccino (Campbell e Taverner, 1988; Dunshea et al., 1993). Da un
confronto tra suini immunocastrati e suini interi, é emerso che i
suini immunocastrati ed i suini interi hanno le stesse performances
e che i soggetti immunocastrati hanno un’efficienza di conversione
degli alimenti dal 10 al 12% maggiore ed un rendimento in carne
magra dal 3 al 4% più elevato, rispetto ai castrati (Bonneau et al,
1994).
Questo perché, prima della seconda vaccinazione, i verri
vaccinati con Improvac® beneficiano dei naturali fattori di crescita
anabolizzanti presenti nei maschi interi. La castrazione fisica
64
precoce per il controllo dell’odore di verro invece, elimina i fattori di
crescita naturali, riducendo così l'efficienza della crescita, l'efficienza
della conversione degli alimenti e la massa magra.
Nelle 4 settimane successive alla seconda dose del vaccino, i
suini trattati crescono del 7% più velocemente rispetto ai suini
castrati precocemente.
Il maggiore accrescimento degli immunocastrati rispetto ai
suini interi è collegato ad una diminuzione del comportamento
aggressivo e sessuale, conseguenza della soppressione della
funzione testicolare e quindi della riduzione del testosterone
circolante; gli animali impiegano il tempo ad alimentarsi piuttosto
che ad aggredirsi (Stookey e Gonyou, 1994). Infine la riduzione
dello stress nelle ultime settimane precedenti la macellazione da’
luogo a migliori performance nella fase di finissaggio (Finnerty et al.
1996) e si traduce in ultima analisi in una migliore qualità della
carne e in una riduzione dell’incidenza di DFD (Sather et al., 1985;
D'Souza et al., 1999) e di PSE (D'Souza et al., 1998).
65
6.2.5.4 ODORE DI VERRO
L'efficacia di Improvac nella prevenzione dell’odore di verro è
inequivocabile; nel 100% dei suini vaccinati, i livelli di androstenone
e di scatolo sono ridotti al di sotto dei livelli soglia sopra la quale
l’odore di verro può essere rilevato dai comitati dei consumatori. Le
concentrazioni medie dei due composti, nei soggetti vaccinati, sono
a livelli simili a quelli osservati nei castrati (Desmoulins e Bonneau,
1982; Bonneau et al., 1982; Bonneau, 1998).
6.2.5.5 LESIONI SULLA CARCASSA
I primi studi su vaccini a base oleosa, permisero di ottenere
alti titoli anticorpali ma questi vaccini erano associati con
un'incidenza inaccettabile di reazioni nel sito di somministrazione
(Hall et al., 1989; Straw et al., 1985, 1990).
Anche se questo può non essere un grosso problema nei suini
macellati molti mesi dopo la vaccinazione (Oishi et al., 1997), lo
diventa quando i suini vengono macellati poco dopo la vaccinazione.
66
Improvac® non contenendo olio, provoca un’incidenza molto bassa
di qualsiasi reazione cutanea visibile o palpabile. In uno studio
condotto su 200 suini vaccinati, c’è stato un solo caso di ascesso o
di grave reazione nel sito di inoculum attribuibile al vaccino.
L’ascesso è comparso 21 giorni dopo la prima vaccinazione ma, al
momento della macellazione, si presentava completamente
scomparso e residuava solo una piccola cicatrice.
6.2.6 TOSSICITA’
6.2.6.1 EFFETTI ACUTI
Questo prodotto non viene considerato patogeno per l’uomo,
tuttavia, particolari attenzioni devono essere prese in sede di
somministrazione del vaccino, da parte dell’operatore addetto
all’intervento. Improvac, infatti, non è specie-specifico, quindi
agisce anche sull’operatore qualora accidentalmente se lo
inoculasse, inducendo gli stessi effetti che produce nel suino ovvero
una temporanea riduzione degli ormoni sessuali ed una ridotta
67
capacita’ riproduttiva nell’uomo e nella donna, compresi problemi in
caso di gravidanza. Al riguardo sono state studiate speciali siringhe
di sicurezza che, grazie ad un particolare sistema a scomparsa
dell’ago, tutelano al meglio l’operatore da eventuali auto-
vaccinazioni (www.anmvi.it/files/39_2008pdf). Inoltre in caso di
contatto prolungato con la pelle, questo prodotto può causare
reazioni allergiche o, nel caso di iniezione accidentale, reazioni nel
sito di iniezione a causa di coadiuvante usato.
Improvac® non è tossico, ma può essere nocivo se ingerito in
grandi quantità.
Nel caso di contatto con gli occhi la soluzione, a causa di un
conservante utilizzato, può determinare leggere irritazioni.
L’inalazione non costituisce normalmente un rischio data la
natura non-volatile del prodotto. L’esposizione a nebulizzazioni
ripetute (prodotte per esempio con la siringa) può arrecare danni
alle vie respiratorie superiori e ai polmoni, determinando fenomeni
di sensibilizzazione e / o allergia fino all’asma.
68
6.2.6.2 EFFETTI CRONICI
Non sono disponibili dati specifici per il prodotto per i sintomi
da esposizione cronica. Gli ingredienti non sono classificati come
cancerogeni.
6.2.7 CONCLUSIONI
Per eliminare l’odore di verro, in alcuni paesi, per esempio nel
Regno Unito, i suini maschi non vengono sottoposti a castrazione
ma sono macellati precocemente, prima che aumenti il rischio di
accumulo delle sostanze responsabili dell’odore di verro nella carne.
Questo però impedisce agli allevatori di beneficiare del vantaggio
economico relativo alle performance produttive dell’animale durante
l’ingrasso, con il rischio di produrre una carne meno “matura” quindi
di qualità inferiore.
Tra gli altri metodi consigliati per il controllo dell’odore di
verro c’è l’uso del seme sessato per l’allevamento delle sole
femmine. È stata inoltre vagliata la possibilità di seguire diete
69
speciali in grado di ridurre l’odore di verro e di eseguire analisi
chimiche della carne nella linea di macellazione per identificare ed
eliminare le carcasse che presentano il problema.
Tutti questi sistemi suggeriti al fine di ridurre l’odore di verro,
presentano il fianco a diversi limiti, soprattutto di ordine pratico, ed
è per tale motivo che a livello mondiale circa il 95% dei suinetti
maschi vengono castrati in età precoce. Tuttavia la castrazione
fisica non è esente da pecche, quali ad esempio:
• Calo della crescita a causa di infezioni, ferite o ernie
• Criptorchidi che sfuggono alla pratica chirurgica
• Dolore e stress per l’animale
le quali sono da tenere in giusta considerazione al momento
dell’applicazione di questa pratica.
Molti studi condotti in condizioni commerciali hanno
dimostrato che i suini vaccinati con Improvac®, in alternativa alla
castrazione fisica, presentano una migliore efficienza alimentare ed
una maggiore percentuale di massa magra della carcassa, grazie
alle caratteristiche di performance più simili a quelle dei maschi
70
interi. Quindi anche in sede di macellazione la carcassa risulta più
apprezzata di quanto non sia quella del castrato, decisamente più
grassa. In definitiva il maschio vaccinato si colloca, in termini di
presenza di grasso, in posizione intermedia fra il soggetto intero e
quello castrato. Ne consegue che, il ritorno economico in termini
zootecnici, sia in grado da solo di ripagare pienamente il costo
dell’intervento vaccinale. I benefici derivanti dall’utilizzo di
Improvac® potrebbero rivoluzionare l’allevamento del suino nel
nostro continente.
L’assenza di residui nelle carni garantisce la sicurezza
dell’alimento.
Da considerare anche la riduzione dell’impatto ambientale
legato all’uso del vaccino il quale permette di ottenere carcasse di
peso maggiore di quelle ottenute da suini castrati chirurgicamente
ma con un consumo minore della razione da parte dell’animale. Ciò
si traduce in un minore impatto ambientale dell’allevamento per la
riduzione della produzione di feci, quindi meno azoto e fosforo;
71
minor movimento di mezzi in azienda e quindi riduzione delle
emissioni di anidride carbonica.
Da non dimenticare infine che, oltre ai vantaggi zootecnici,
l’uso del vaccino, ponendosi come valida alternativa alla castrazione
fisica dei suinetti, soddisfa le presenti e future norme dell’UE in fatto
di rispetto del benessere animale. La Svizzera è il primo paese
dell’UE ad aver vietato la castrazione precoce dei suinetti, senza
anestesia, con una legge entrata in vigore nel gennaio del 2010 ed
è anche il primo Stato ad aver autorizzato l’uso di Improvac®; é
quindi probabile che, ad una prima fase di applicazione all’interno di
alcune nazioni, segua una estensione del provvedimento legislativo
anche al resto dell’Europa ed una diffusione dell’uso di questo
farmaco nell’allevamento del suino, anche nel vecchio continente.
72
7 INDICE DELLE FIGURE
Figura 1 Struttura del GnRH...................................................... 7
Figura 2 Sequenza del GnRH-I .................................................14
Figura 3 Sequenza del GnRH-II ................................................17
Figura 4 Relazione struttura-attività..........................................23
Figura 5 Struttura del recettore del GnRH..................................31
Figura 6 Pompa osmotica.........................................................37
Figura 7 Analoghi antagonisti di sintesi del GnRH........................46
Figura 8 Struttura chimica dell’androstenone..............................49
Figura 9 Struttura chimica dello scatolo.....................................50
Figura 10 Meccanismo di azione di Improvac®...........................54
Figura 11 Rappresentazione schematica delle variazioni della
concentrazione degli anticorpi anti-GnRH e dell’odore di verro, a
seguito della somministrazione di Improvac®.......................56
Figura 12 Effetti dell’antigene Improvac® o della soluzione salina e
del GnRH naturale sulla liberazione di LH. ............................59
73
8 BIBLIOGRAFIA
! AIFA-Agenzia Italiana del Farmaco I n: Bollettinod’informazione sui farmaci. Anno XIII-N. 6 2006.
! Barbaro A, Francescon A, Bozzato G, Merlin A, Belvedere P,Colombo L. (1997) “Induction of spawning in giltheadseabream, Sparus aurata L., by long-acting GnRH agonist andits effects on egg quality and daily timing of spawning”.Aquaculture 154:349–359.
! Barbieri RL, Hornstein MD. (1999) “Assisted reproduction—invitro fertilization success is improved by ovarian stimulationwith exogenous gonadotropins and pituitary suppression withgonadotropin-releasing analogues”. Endocr. Rev.20:249–252.
! Bernal G, Casarin A, Hodge A, Hennessy D. (2006) “Growthperformance and carcass quality in male pigs given the boartaint vaccine Improves compared to surgical castrates”. InProceedings. 20th Cong Int Pig Vet Soc.
! Bonneau M, Dufour R, Chouvet C, Roulet C, Meadus W,Squires E. (1994) “The effects of immunization againstluteinizing hormone-releasing hormone on performance,sexual development, and levels of boars taint-relatedcompounds in intact male pigs”. J. Anim. Sci. 72:14-20.
! Bonneau M. (1982) “Compounds responsible for boar taint,with special emphasis on androstenone: A review”. Livest.Prod. Sci. 9:687-705.
! Bonneau M. (1998) “Use of entire males for pig meat in theEuropean Union”. Meat. Sci. 49(Suppl. 1):S257-S272.
! Breton B., Weil C, Sambroni E., Zohar Y. (1990) “Effects ofacute versus sustained administration of GnRHa on GtHrelease and ovulation in the rainbow trout, Oncorhyncus
mykiss”. Aquaculture 91:371–383.
74
! Cameron CB, Mackie GO, Powell JF, Lescheid DW, SherwoodNM. (1999) “Gonadotropin-releasing hormone in mulberrycells of Saccog l o s sus and Ptychodera (Hemichordata:Enteropneusta)”. Gen. Comp. Endocrinol. 114(1):2-10.
! Campbell RG, Taverner MR. (1988) “Genotype and sex effectson the relationship between energy intake and proteindeposition in growing pigs”. J. Anim. Sci. 66:676-686.
! Caraty A, Bonneau M. (1986) “Immunisation active du porcmâle contre la gonadolibérine: effets sur la sécrétiond'hormones gonadotropes et sur la teneur en 5-alpha-androst-16-ène-3-one du tissu adipeux”. C. R. Acad. Sci. ParisSérie D, 303:673-676.
! Carli S, Ormas P, Re G, Soldani G. (2009) “Meccanismod’azione dei farmaci”. In: Farmacologia Veterinaria. Idelson-Gnocchi ed. 7:96-103.
! Chang CF, Yueh WS, Lee MF, Schally AV. (1995) “Amicroencapsulated analog of LH-RH accelerates maturationbut without stimulating sex reversal in the protandrous blackporgy, Acanthopagrus schlegeli”. Reprod. Nutr. Dev.35:339–349.
! Cheng CK, Leung PC. (2005) “Molecular biology ofgonadotropin releasing hormone (GnRH)-I, GnRH-II, and theirreceptors in humans”. Endocr. Rev. 26:283-306.
! Clarke I, et al. (2008) “Inherent food safety of a syntheticgonadotropin-releasing factor (GnRF) vaccine for the controlof boar taint in entire male pigs”. Intern. J. Appl. Res. Vet.Med. 6:7-14.
! D’Souza DN, Warner RD, Dunshea FR, Leury BJ. (1998)“Effects of on-farm and preslaughter handling of pigs on meatquality”. Aust. J. Agric. Res. 49:1021-1025.
! Dalkin Ac, Bourne Ga, Pieper Dr, Regiani S, Marshall Jc.(1981) “Pituitary and gonadal gonadotropin-releasinghormone receptors during sexual maturation in the rat”.Endocrinology 108(5):1658-1664.
! Desmoulis B, Bonneau M. (1982) “Consumer testing of porkand processed meat from boars: the influence of fatandrostenone one level”. Livest. Prod. Sci. 9:707-715.
75
! Drost M, Thatcher WW. (1992) “Application of gonadotropinreleasing hormone as therapeutic agent in animalreproduction”. Anim. Reprod. Sci., 28(1-4):11-19.
! D'Souza DN, Dunshea FR, Leury BJ, Warner RD. “Effect ofmixing boars during lairage and pre-slaughter handling onpork quality”. Australian Journal of Agricultural Research50(1):109–113.
! Dunshea FR, Biden RS, Moss BA, Trigg TE. (1993)“Immunisation against gonadotrophin releasing hormoneinhibits testes growth in young boars”. In: Manipulating PigProduction IV. E. S. Batterham ed. p 182. Australas. Pig Sci.Assoc., Werribee, Australia.
! Dunshea FR, Colantoni C, Howard K. (2001) “Vaccination ofboars with a GnRH vaccine (Improvac) eliminates boar taintand increases growth performance”. J. Anim. Sci.79(10):2524-2535.
! EFSA (2004) Report “Welfare Aspects of the Castration ofPiglets”. EFSA Journal. 91:11-18.
! Emons G, Schally AV. (1994) “The use of luteinizing hormonereleasing hormone agonists and antagonists in gynaecologicalcancers”. Hum. Reprod. 9:1364–1379.
! Everst HM, Hislop JN, Uney JB, Fynn A, Millar RP, McArdle CA.(2001) “Signaling and antiproliferative effects mediated byGnRH receptors after expression in beast cancer cells usingricombinant adenovirus”. Endocrinology 142:4663-4672.
! Favero RJ, Cruz LC, Kesler DJ. (1995) “The effect of constantdelivery of gonadotropin releasing hormone on fertility ofcattle”. Drug Dev. Ind. Pharm. 21:2377–2384.
! Finnerty M, Enright WJ, Prendiville DJ, Spicer LJ, Roche JF.(1996) “The effects of different levels of gonadotropin-releasing hormone antibody titers on plasma hormoneconcentrations, sexual and aggressive behavior, testis sizeand performance of bulls”. Anim. Sci. 63:51-63.
! Font i Furnolsa M, Gonzáleza J, Gisperta M, Olivera MA,Hortósa M, Pérezb J, Suárezc P and Guerreroa L. (2009)“Sensory characterization of meat from pigs vaccinatedagainst gonadotropin releasing factor compared to meat from
76
surgically castrated, entire male and female pigs”. MeatScience 83(3):438-442.
! Franklin J, Hislop J, Flynn A, McArdle CA. (2003) “Signalingand antiproliferative effects mediated by GnRH receptors afterexpression in breast cancer cells using ricombinantadenovirus”. Endocrinology 176:275-284.
! Fromme BJ, Katz AA, Roeske RW, Millar RP, Flanagan CA.(2001) “Role of aspartate 7.32(302) of the humangonadotropin-releasing hormone receptor in stabilizing a higt-affinity ligand conformation”. Mol. Pharmacol. 60:1280-1287.
! Giffin BJ, Allison JRD, Martin S, Ward P, Tschopp A. (2008)“Consumer acceptance of the use of vaccination to controlboar taint”. Int. Pig Veterinarian Sci.
! Gobello C, Corrada Y. (2002) “Control de la reproduccion encarnivoros de zoologico”. Rev. Int. Vet. Perù 13(1):1-5.
! Grundker C, Gunthert AR, Millar RP, Emons G. (2002)“Expression of gonadotropin-releasing hormone II (GnRH-II)receptor in human endometrial and ovarian cancer cells andeffects of GnRH-II on tumor cell proliferation”. J. Clin.Endocrinol. Metab. 87:1427-1430.
! Grundker C, Schulz K, Gunthert AR, Emons G. (2000)“Luteinizing hormone-releasing hormone induces nuclearfactor B-activation and inhibits apoptosis in ovarian cancercells”. J Clin Endocrinol Metab. 85:3815-3820.
! Hall W, Molitor TW, Joo HS, Pijoan C. (1989) “Comparison ofprotective immunity and inflammatory responses of pigsfollowing immunization with different Actinobacilluspleuropneumoniae preparations with and without adjuvants”.Vet. Immunol. Immunopathol. 22:175-186.
! Iwakoshi E, Takuwa-kuroda K, Fujisawa Y, Hisada M, Ukena K,Tsutsui K, Minakata H. (2002) Biochem. Biophys. Res.Commun. 291:1187-93.
! Junaidi A, Williamson PE, Cummins JM, Martin GB, BlackberryMA, Trigg TE. (2003) “Use of a new drug delivery formulationof the gonadotrophin-releasing hormone analogue Deslorelinfor reversible long-term contraception in male dogs”.Reproduction, Fertility and Development 15(6):317-322.
77
! Kang SK, Choi KC, Yang HS, Leung PC. (2003) “Potential roleof gonadotropin-releasing hormone (GnRH)-I and GnRH-II inthe ovary and ovarian cancer”. Endocr. Relat. Cancer.10:169-177.
! Lagerkvist C, Carlsson F, Viske D. (2006) “Swedish ConsumerPreferences for Animal Welfare and Biotech: A ChoiceExperiment”. AgBioForum 9(1):51-58.
! Levine JE, DuffY MT. (1988) “Simultaneous measurement ofluteinizing hormone (LH)-releasing-hormone , LH, and follicle-stimulating hormone release in intact and short-term castraterats”. Endocrinology 122:2211-21.
! Matsuo H, Baba RMG, Nair A, Arimura A, Schally AV. (1971)“Structure of the porcine LH and FSH-releasing hormone. I:the proposed aminoacid sequence”. Biochem. Biophys. Res.Commun. 43:1334-1339.
! Millar RP, Lu ZL, Pawson AJ, Flanagan CA, Morgan K,Maudsley S. (2004) “Gonadotropin-releasing hormonereceptors”. Endocrine Reviews 25:235-275.
! Millar RP. (2003) “GnRH II and type II GnRH receptors”.Trends Endocrinol. Metab. 14:35-43.
! Muske LE. (1993) “Evolution of Gonadotropin-ReleasingHormone (GnRH) Neuronal Systems”. Brain. Behav. Evol.42:215-230.
! Mylonas CC, Tabata Y, Langer R, Zohar Y. (1995) “Preparationand evaluation of polyanhydride microspheres containinggonadotropin-releasing hormone (GnRH), for inducingovulation and spermiation in fish”. Journal of ControlledRelease 35(1):23-34.
! Naor Z, Bernard O, Seger R. (2000) “Activation of MAPKcascade by G-protein-coupled receptors: the case ofgonadotropin-releasing hormone receptor”. Trends Endocrinol.Metab. 11:91-99.
! Nederveld H, Hart F, Runnels P. (2006) “Occurrence of boartaint and taint compounds in backfat from pork carcasses inthe U.S.”. in Proceedings 20th Cong Int Pig Vet Soc.;Copenhagen, Denmark.
78
! Neil J. (2002) “Minireview: GnRH and GnRH Receptor Genes inthe Human Genome”. Endocrinology 143:737-743.
! Ngategize PK, Kaneene JB, Harsh SB, Bartlett PC, Mather EL.(1987) “A financial analysis of alternative managementstrattegies of cystic follicles”. Prev. Vet. Med. 4(5-6):463-470.
! Oishi ET, Kitajima T, Nakamura H, Matsuda C, Amimoto K,Yasuhara H. (1997) “A field trial of oil adjuvante trivalentActinobacillus pleuropneumoniae vaccine”. J. Vet. Med. Sci.59:421-423.
! Okada H, Doken Y, Ogawa Y, Toguchi H. (1994a) “Preparationof three-month depot injectable microspheres of leuprorelinacetate using biodegradable polymers”
! Okada H, Yamamoto M, Heya T, Inoue Y, Kamei S, Ogawa Y,Toguchi H. (1994b) “Drug delivery biodegradablemicrospheres”. J. Control. Release 28:121-129.
! Pawson AP, Morgan K, Maudsley SR, Millar RP. (2003) “TypeII gonadotrophin-releasing hormone (GnRH-II) inreproductive biology”. Reproduction 126:271-278.
! Powell JF, Reska-Skinner SM, Prakash MO, Fischer WH, ParkM, Rivier JE, Craig AG, Mackie GO, Sherwood NM. (1996)“Two new forms of gonadotropin-releasing hormone in aprotochordate and the evolutionary implications”. Proc. Natl.Acad. Sci. U. S. A. 93:10461-10464.
! Rabin D, McNeil LW. (1980) “Pituitary and gonadaldesensitisation after continous luteinizing hormone-releasinghormone infusion in normal females”. J. Clin. Endocrinol.Metab. 51:873.
! Rathbone MJ, Gurny R. (2000) “Controlled release drugdelivery systems for estrus control of domesticated livestock”.In Controlled Release Veterinary Drug Delivery: Biological andPharmaceutical Considerations”. Elsevier Science Publishers7:201-228.
! Rathbone MJ, Martinaz MN. (2002) “Modified release drugdelivery in veterinary medicine”. DDT 7(15):823-829.
79
! Rothen-Weinhold A, Dahn M, Gurny R. (2000) “Formulationand technology aspects of controlled drug delivery inanimals”. PSTT 3(7):222-231.
! Sather AP, Jones DM, Squires EJ, Schaefer AL, Robertson WM,Tong AKW, Zawadski S. (1985) “Antemortem handling effectson the behavior, carcass yield and meat quality of marketweight entire male pigs”. Can. J. Anim. Sci. 75:45-56.
! Sealfon SC, Weinstein H, Millar RP. (1997) “Molecularmechanisms of ligand interaction with the gonadotropin-releasing hormone receptor”. Endocr. Rev. 18(2):180-205.
! Sherwood NM, Parker DB, McRory JE, Lescheid DW. (1994)“Molecular evolution of growth hormone-releasing hormoneand gonadotropin-releasing hormone”. MolecularEndocrinology of Fish, Academic Press, New York, vol.XIII:3-66.
! Stookey JM, Gonyou HW. (1994) “The effects of regrouping onbehavioral and production parameters in finishing swine”. J.Anim. Sci. 72:2804-2811.
! Stout TAE, Colenbrander B. (2004) “Suppressing reproductiveactivity in horses using GnRH vaccines, antagonists oragonists”. Animal reproduction science 82-83:633-43.
! Straw BE, MacLachlan NJ, Corbett WT, Carter PB, Schey HM.(1985) “Comparison of tissue reactions produced byHaemophilus pleuropneumoniae vaccines made with sixdifferent adjuvants in swine”. Can. J. Comp. Med. 49:149-151.
! Straw BE, Shin S, Callihan D, Petersen M. (1990) “Antibodyproduction and tissue irritation in swine vaccinated withActinobacillus bacterins containing various adjuvants”. J. Am.Vet. Med. Assoc. 196:600-604.
! Temple JL, Millar LP, Rissman EF. (2003) “An evolutionarilyconserved form of gonadotropin-releasing hormonecoordinates energy and reproductive behavior”. Endocrinology144:13-19.
! Troskie B, Illing N, Rumbak E, Sun Y-M, Hapgood J, Sealfon S,Conklin D, Millar RP. (1998) “Identification of three putative
80
GnRH receptor sub-types in vertebrates”. Gen. Comp.Endocrinol. 112:296-302.
! Tsutsumui M, Zhou W, Millar RP, Mellon PL, Roberts JL,Flanagan CA, Dong K, Gillo B, Sealfon SC. (1992) “Cloningand functional expression of a mouse gonadotropin-releasinghormone receptor”. Mol. Endocrinol. 6:1163-1169.
! White RB, Eisen JA, Kasten TL, Fernald RD. (1998) “Secondgene for gonadotropin-releasing hormone in humans”. Proc.Natl. Acad. Sci. U S A. 95:305-309.
! Yang-Feng T, Seeburg P, Franke U. (1986) “Human luteinizinghormone-releasing hormone gene (LHRH) is located on shortarm of chromosome 8 (region 8p11.2—›p21)”. Somatic CellMol. Genet. 12:95-100.
! Zohar Y, Pagelson G, Gothilf Y, Dickhoff WW, Swanson P,Duguay S, Gombotz W, Kost J, Langer R. (1990) “Controlledrelease of gonadotropin releasing hormones for themanipulation of spawning in farmed fish”. Control. Rel. Bioact.Mater. 17:51–52.
! Zohar Y. (1988) “Gonadotropin releasing hormone inspawning induction in teleost: basic and appliedconsideration”. In: Reproduction In Fish: Basic and AppliedAspects in Endocrinology and Genetics. INRA Press, Paris47–62.
! www.agbioforum.org
! www.anmvi.it
! www.boartaint.com
! www.improvac.com
! www.pfizer.com
! www.evsrl.it/vetjournal
81
RINGRAZIAMENTI
Ringrazio di cuore il Chiarissimo Prof. Soldani per avermi costantemente seguito
ed incoraggiato nella stesura di questo lavoro.
Grazie ai miei genitori, a nonna ed a mio fratello che finalmente si è deciso a far
ripartire la mia Vespa, quale regalo più bello per la mia laurea !!
Grazie a Cecco, per la pazienza e tutto il tempo che mi ha dedicato; senza il tuo
aiuto, probabilmente, sarebbero passati altri eoni prima di tagliare il traguardo. Ringrazio
le mie amiche Silvia e Manu per essere sempre state al mio fianco in questa “crociata”
con le parole e, spesso, con i silenzi.
Ringrazio Giacomo (per i suoi mitici appunti) e tutti quelli che in questi anni hanno
fatto un pezzetto di strada con me: Silvia P., Michela, Ele, Baby, Ombretta, Roberta,
Alessandro e tante altre persone che non ho citato ma che sono nel mio cuore.
Ringrazio Martina per la sua amicizia ed il suo incredibile tifo da stadio, Marisa
perché mi ricorda sempre che io sono “la torre preziosa” ed Alessandro per il suo
contagioso ottimismo e costante sostegno.
Grazie a Filippo, caro amico ed esperto di Mac per aver fatto del mio super Mac,
un super-mega-Mac veloce come una saetta.
Grazie al Dott. Galli per la sua assistenza. Ringrazio, inoltre, tutti coloro che
hanno contribuito a fare in modo che questo obbiettivo fosse raggiunto.
E per ultimo grazie anche a me: perché, a volte, essere testardi è un pregio!