Embed Size (px)
DESCRIPTION
Investigación sobre la producción de tilapias triploides utilizando shock termico
Citation preview
Universidad de San Carlos de Guatemala
Centro de Estudios del Mar y Acuicultura
Práctica Profesional II
INFORME FINAL
“VALIDACIÓN DEL MÉTODO DE SHOCK TÉRMICO PARA LA
PRODUCCIÓN DE TILAPIAS TRIPLOIDES”
Presentado por:
T.A. Mario Abraham Hernández Sagastume
Guatemala, enero de 2011
Universidad de San Carlos de Guatemala
Centro de Estudios del Mar y Acuicultura
Práctica Profesional II
INFORME FINAL
“VALIDACIÓN DEL MÉTODO DE SHOCK TÉRMICO PARA LA
PRODUCCIÓN DE TILAPIAS TRIPLOIDES”
Presentado por:
T.A. Mario Abraham Hernández Sagastume
Carné: 20042053.
Asesorado por: Ms. C. Leonel Carrillo
Guatemala, enero de 2011
DEDICATORIA
A Dios por ser mi creador y permitirme crecer espiritual e intelectualmente, por
bendecirme y guiarme en mi vida.
A mis padres por ser ejemplo, al enseñarme conducirme y a sembrar principios morales
y éticos, que se reflejan en mi conducta y actitud profesional.
A mis hermanos por su apoyo que me han demostrado permitiéndome seguir adelante
ante cualquier adversidad.
A mi abuela mamá Tila por ser pilar en mi vida, y brindarme sabiduría.
A mis primos, tíos, sobrinos y padrinos por estar incentivándome a superarme cada día.
A mis amigos con los cuales nos hemos reído, aprendido y apoyado, por brindarme su
amistad sabiendo que puedo contar con ellos siempre. Especialmente a Manuel Reyes y
Pedro Rodríguez por incentivarme y ayudarme a destacarme.
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad de San Carlos de Guatemala, por ser la casa de estudios superiores que
me permite alcanzar mis metas profesionales y poderme desarrollar intelectualmente.
Al Centro de Estudios del Mar y Acuicultura, por brindarme el conocimiento necesario
para contribuir y servir a mi querida Guatemala.
A mis catedráticos que me instruyeron con sus conocimientos en la materia de estudio.
Al Laboratorio de Investigación Aplicada, por permitirme usar las instalaciones y
brindarme equipo para la realización de la investigación.
Al M. Sc. Leonel Carrillo Ovalle por su apoyo incondicional, consejos, por su confianza
y asesoría durante la investigación.
A Dr. Lenin Arias, de la Universidad de Juárez Autónoma de Tabasco, por brindarme su
colaboración en reactivos.
Al personal de la Estación las Ninfas en Amatitlán especialmente a la Licda. Silvia
Guerra por brindarme los peces que fueron utilizados en la investigación.
Al Ing. Gustavo Elías Ogaldez por su apoyo durante la investigación.
i
RESUMEN
Desde principios del siglo pasado, y tras el redescubrimiento de las leyes de Mendel, se
comenzó a aplicar la mejora genética de los organismos, entre los métodos mas
prometedores están los métodos de manipulación cromosómica como es la triploidía.
Díaz et al. (2005) dice que la aplicación de choques térmicos calientes para la
producción de peces triploides tanto en la trucha, el salmón, la carpa, peces planos y
hasta en la ostra japonesa, reportan excelentes resultados tanto en lo que concierne a la
eficacia del tratamiento como a la supervivencia de los descendientes.
Este estudio tuvo como objetivo evaluar la eficacia del empleo de choque térmico post
fecundación para la producción de tilapias triploides, determinar la intensidad de
temperatura que genere mas triploidía y cuantificar la sobrevivencia del choque térmico.
Adicionalmente, se evaluó el crecimiento entre las tilapias diploides y triploides durante
tres meses haciendo muestreos de crecimiento cada quince días.
Los gametos fueron obtenidos a través de masaje abdominal de reproductores maduros,
se mezclaron en seco y se activaron con agua para su fecundación. Después de la
fecundación, el número total de huevos fue dividido en 4 tratamientos según la
intensidad de temperatura del choque térmico: T1 el control (24°C), T2 35°C, T3 38°C y
T4 40°C. El efecto del choque térmico, consiste en que si se aplica a un cigoto recién
fecundado impide la extrusión del segundo cuerpo polar, produciéndose una
descendencia triploide.
Al finalizar 3 meses de cultivo, los peces fueron sacrificados para la determinación de
ploidía utilizando el método de citogenética de tejido branquial y de riñon. Se
contabilizaron campos cromosómicos para determinar el número modal diploide y
triploide.
Se obtuvo la supervivencia final en el T2 35°C de 22.26%, para el T3 38°C, la
supervivencia fue de 10.9%, para el T4 40°C de 0% y para el control 38%, lo que sugiere
ii
que la mortandad no fue ocasionada solamente por el estrés del choque térmico, sino
también por el mecanismo de incubación y fecundación in vitro.
En el caso del nivel de ploidía el numero modal diploide para tilapia es 2n = 44
cromosomas y 3n = 66 cromosomas, el T3 38°C presento 100% de triploides mientras el
de T2 35°C presentó un 70% de eficacia en la producción de tilapias triploides.
Los alevines triploides al principio mostraron un crecimiento mas rezagado que los
diploides, pero al final de los tres meses de cultivo en la prueba de hipótesis con un 95%
de significancia, se revelo que los triploides tienen un mejor crecimiento.
Se puede deducir, que dese el punto de vista de la mejora, la importancia de las técnicas
de manipulación cromosómica destinadas a la inducción de peces triploides radica en el
control que la triploidía ejerce sobre la maduración sexual, ya que estos no la presentan,
mostrando así un mejor crecimiento y un cultivo mas controlado.
En conclusión, los organismos triploides manifestaron mejor crecimiento, aunque su
supervivencia es baja, por lo que se recomienda continuar con la estandarización del
método con la finalidad de aumentar el número de organismos vivos.
iii
ÍNDICE DE CONTENIDO
Página
1. INTRODUCCIÓN. 1
2. MARCO TEORICO. 3
2.1. Biotecnología aplicada a la acuicultura. 3
2.2. Poliploidia 4
2.3. Procedimientos para la manipulación cromosómica. 5
2.4. Principios básicos de la preparación de cromosomas en peces. 6
2.5. Determinación de ploidía. 7
2.6. Choque con temperatura para producir tilapias triploides. 7
2.7. Crecimiento en peces triploides. 8
2.8. Ventajas de los peces triploides. 8
2.9. Biología de la especie. 9
3. HIPOTESIS 13
4. OBJETIVOS 14
4.1.Objetivo general. 14
4.2. Objetivos específicos. 14
5. METODOLOGÍA 15
5.1. Ubicación geográfica. 15
5.2. Procedimiento. 16
5.3. Análisis estadístico. 21
5.4. Variables. 21
5.5. Análisis de resultados. 22
5.6. Recursos. 22
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 23
7. CONCLUSIONES 32
8. RECOMENDACIONES 33
9. BIBLIOGRAFÍA 34
10. ANEXOS 37
iv
ÍNDICE DE CUADROS
Página
Cuadro No. 1. Tasa de supervivencia final y porcentaje de triploides
inducido en cada uno de los niveles térmicos ensayados en
tilapia O. niloticus.
23
Cuadro No. 2. Supervivencia durante el tiempo de incubación. 23
Cuadro No. 3. Moda de los tratamientos indicando el número de
cromosomas.
27
Cuadro No. 4. Datos de crecimiento al inicio y al final del experimento. 28
Cuadro No. 5 A. Sobrevivencia de huevos ensayo 4.
Cuadro No. 6 A. Sobrevivencia de huevos ensayo 5.
Cuadro No. 7 A. Resumen de las medias por muestreo de la evaluación de
crecimiento.
Cuadro No. 8 A. Materiales, equipo, recursos financieros y recursos
humanos.
v
ÍNDICE DE FIGURAS
Página
Figura No. 1. Ejemplar de tilapia O. niloticus. 10
Figura No. 2. (A) Extracción de semen con la ayuda de una pipeta pasteur;
(B) masaje abdominal a una hembra de tilapia para la
obtención de ovocitos, también se puede apreciar la papila
urogenital de color rojo intenso; (C) mezcla en seco del
semen y los huevos; (D) activación de los gametos con agua.
16
Figura No. 3. Incubadora de huevos. 17
Figura No. 4. Hidratación de tejido branquial en citrato de sodio al 1%. 19
Figura No. 5. Tubos eppendorf con tejido fijado. 20
Figura No. 6. Larva de tilapia recién eclosionada. 24
Figura No. 7. Comparación de las tasas de supervivencia y porcentajes de
triploides inducidos en tilapia según distintos niveles
térmicos aplicados.
25
Figura No. 8. (A) Huevos que presentan forma de gemelos; (B) diferencia
de tamaño de los huevos que presentaron anomalías.
26
Figura No. 9. (A) Campo cromosómico triploide 3n=66 cromosomas de
tilapia; (B) Campo cromosómico diploide 2n=44
cromosomas de tilapia.
28
Figura No. 10. Crecimiento de las tilapias diploides y triploides. 29
Figura No. 11. Muestreo rutinario de peces triploides. 29
Figura No. 12 A. Sacrificio de los organismos post inhibidor mitótico.
Figura No. 13 A. Tinción de laminillas en solución giemsa.
1
1. INTRODUCCIÓN.
La demanda constante de proteína animal para consumo humano a partir de cultivos en
estanques, y no por extracción directa del medio natural, se abre paso como alternativa
en países en desarrollo como forma de aliviar la presión por alimentación de una
creciente población mundial. Esta oportunidad de suplir la gran demanda global, deja
abierta la posibilidad de un mercado de carne de pescado muy prometedor para nuestro
país, si se consigue aumentar la producción de esta especie por medios biotecnológicos.
La tilapia es una especie africana de alto valor nutricional que se cultiva alrededor de
todo el mundo. En Guatemala el cultivo de tilapia se lleva a cabo a nivel extensivo y
semiintensivo llegando a la talla comercial de 0.45 kg en seis a ocho meses dependiendo
del manejo, alimentación y la genética utilizada.
En Guatemala, el cultivo de tilapia aunque con poca tecnología, se ha alcanzado una
importante producción anual que satisface las demandas internas de forma conveniente,
un mejoramiento de los actuales procedimientos aumentaría las posibilidades
económicas de sus productores con miras a un mercado externo más competitivo.
El mejoramiento genético de las especies es importante para optimizar los cultivos
acuícolas. En Guatemala se ha mejorado el cultivo de tilapia a través de hormonas
masculinizantes, también mejoramiento genético a través de programas de selección y
actualmente con peces GMT (Tilapia Genéticamente Macho) utilizando supermachos
como reproductores. Sin embargo existen técnicas más baratas y rápidas para el
mejoramiento genético de las especies para su cultivo como es la triploidía a través de
shock térmico. Los peces triploides según la literatura tienen un mejor crecimiento al no
presentar desarrollo gonadal.
La posibilidad de producir tilapias triploides es viable en nuestro país, los beneficios de
generar individuos triploides con la ayuda de la biotecnología son mucho más evidentes
en los aspectos productivos y económicos, ya que se obtendría un aumento de la
producción a un menor costo. Los peces triploides al ser estériles optimizan el cultivo
2
evitando peces precoces y gasto de energía en producción de gónadas, que en peces
triploides es aprovechada para el crecimiento, por lo que la utilización de tilapias
triploides reducen los costos de producción al evitarnos la compra de la hormona
masculinizadora. Sin embargo, el método de shock térmico tiene grandes tasas de
mortalidad de alevines. La meta es diferenciar cuantitativamente el porcentaje de
supervivencia, el porcentaje de peces triploides y las variables zoomorfométricas
atribuidas a la respuesta fisiológica de las tilapias triploides.
A ciencia cierta no se sabe el porcentaje estándar de peces triploides que se obtienen
utilizando el shock térmico, adicionalmente no se sabe el nivel de mortalidad que se
tiene con este método. Por lo que la presente investigación aunque no se pudo validar el
método, sirve como referencia y guía respecto a esas dudas que se tienen de acuerdo a la
triploidía en tilapia.
3
2. MARCO TEORICO.
2.1. Biotecnología aplicada a la acuicultura.
Díaz y Neira (2005), afirman que en la actualidad existe una beneficiosa interacción
entre biotecnología, concebida como un conjunto de técnicas que utilizan o se aplican a
organismos vivos para modificar o fabricar un producto de consumo o uso, y
acuicultura, concebida como la producción de organismos acuáticos en sistemas
controlados y con aplicaciones tecnológicas que permiten manejar densidades
poblacionales mayores que las naturales, optimizando su manejo en los cultivos, lo que
habla de una acuicultura intensiva.
En la reproducción de especies acuícolas cultivadas, existen biotecnologías, fisiológicas
y genéticas, cuya aplicación puede producir efectos favorables para incrementar la
capacidad productiva de especies económicamente importantes. La factibilidad de
aplicación de estas técnicas se ha demostrado en una amplia gama de especies.
Hermes et al,. (2004), asegura que para mejorar la producción, la biotecnología,
proporciona las mejores ventajas en crecimiento y manejo debido al efecto de esterilidad
producido por la poliploidía, a través de la manipulación cromosómica mediante choque
térmico para obtener individuos triploides.
Según Hermes et al (2004), gran parte de Latinoamérica ha permanecido al margen de
muchas de las .aplicaciones biotecnológicas en peces como manipulación cromosómica
(ginogénesis, androgénesis y poliploides), la tecnología de la expresión proteica, los
análisis de caracterización genética poblacional, el mapeo génico, las vacunas de DNA,
y los organismos modificados genéticamente (OMG). Muchos países, con amplia
tradición pesquera en Asia, Europa y Norteamérica, reconocen la utilidad de estas
metodologías en la acuicultura como una estrategia para el desarrollo de una mayor
fuente de proteína animal para alimentar grandes grupos humanos, y crear otros
derivados nutritivos para la dieta en animales. Por lo tanto, la biotecnología, como
metodología de trabajo, abre la posibilidad de aumentar la producción bajo los
parámetros de seguridad alimentaria y producción primaria a pequeños cultivadores en
4
la región, proporcionando peces con mejores ventajas como mayor tamaño y peso
corporal mediante la manipulación genética, y específicamente, la producción de
individuos triploides.
Hermes et al. (2004), asegura que la biotecnología ha hecho grandes contribuciones en
todas las disciplinas de las ciencias biomédicas, la agricultura y las industrias
farmacéuticas en las últimas décadas, lo que posibilita su aplicación en la acuicultura.
Dentro de la manipulación cromosómica en peces, se destacan los avances realizados en
ginogénesis, androgénesis y poliploidías en muchas especies de peces.
2.2. Poliploidía.
Díaz y Neira (2005), indica que la poliploidía es una variación cuantitativa del genoma
que afecta al conjunto de los cromosomas de las células, aumentando el número de
juegos cromosómicos. En peces, la inducción experimental de poliploidías se realiza,
evitando que se complete la meiosis II en la hembra, una vez que el ovocito es
fecundado. De este modo se impide la reducción del número de cromosomas a la mitad
(n). Por lo tanto, el embrión presentará una constitución cromosómica triploide (3n),
formada por dos juegos cromosómicos maternos y uno paterno. Esta es una metodología
económica, muy eficiente, con baja mortalidad, cuya única desventaja es la pobre
respuesta por parte de los machos. No obstante, es muy útil cuando se manejan
poblaciones constituidas sólo por hembras.
Los métodos experimentales utilizados para la obtención de poliploides corresponden a.
1. Métodos físicos, ej. Choques térmicos de calor o frío, choques de presión o
termoeléctricos, 2. Métodos químicos, ej. Aplicaciones de citocalasina B, colchicina o 6-
dimetilaminopurina, y 3. Métodos genéticos, ej. Cruzamientos de hembras diploides con
machos tetraploides.
Hermes et al (2004), indica que la producción de poliploides mediante el tratamiento
físico de los gametos se ha convertido en una importante herramienta comercial para la
industria de la acuicultura mundial, centrada principalmente en la producción de
5
individuos triploides en varias especies de peces. El perfeccionamiento de las técnicas
desarrolladas para la manipulación de la ploidía en peces ha venido acompañado de un
aumento en el interés por la viabilidad y el rendimiento de los individuos triploides.
Díaz y Neira (2005), dice que la producción de individuos poliploides tiene varias
aplicaciones posibles. En el caso de los triploides, siendo éstos total o parcialmente
estériles, tienen utilidad para aumentar la eficiencia de producción de carne al reducir el
gasto de energía en el proceso de maduración sexual, incrementando el crecimiento,
evitando el deterioro en la calidad de la carne y previniendo cambios en la coloración de
la piel. Con la utilización de peces estériles se puede además retrasar las cosechas,
logrando peces de mayor peso y edad. También se evita la aparición de machos precoces
entre los peces destinados a cosecha.
2.3. Procedimientos para la manipulación cromosómica.
Hermes et al (2004), expresa que aunque la poliploidia es un fenómeno de baja
probabilidad en peces del medio natural, su frecuencia aumenta en la acuicultura donde
los métodos selectivos para su inducción como choques térmicos, por presión o agentes
químicos son de uso habitual. En este texto, sólo considerará el método de choque
térmico por alta temperatura por ser el más fácil para cualquier acuicultor, ya que es
posible disponer de los recursos logísticos para alcanzar un alto porcentaje de triploides,
y particularmente ventajosos debido al gran número de ovas que pueden ser tratadas. El
procedimiento para el choque térmico en caliente de forma experimental en tilapia (O.
niloticus) requiere de agua a temperatura graduada con termostato y un reloj con
marcación de segundos. Por el contrario, los choques por presión requieren de equipos
hidráulicos especializados y los choques por agentes químicos de sustancias de alto
costo y en algunos casos de obligada importación.
La inducción de poliploidías se ha aplicado a numerosas especies de peces donde se ha
trabajado con las familias como Salmonidae, Characidae, Cyprinidae, Centrarchidae,
Ciclilidae, Pleuronectidae. También se ha analizado la utilización de choques térmicos
fríos en la inducción comercial de triploides, investigando los efectos de la duración del
6
choque térmico frío en la supervivencia y en los porcentajes de tripliodías. Díaz y Neira
(2005), refiere que el objetivo de estas investigaciones ha sido obtener un 100 % de
triploides, con la mejor supervivencia de larvas posible y comparar la supervivencia
temprana y el crecimiento de triploides relación con diploides.
Los efectos de la inducción de triploidía en el metabolismo, la fisiología, los parámetros
citogenéticos, la estructura de órganos y tejidos, el comportamiento y la calidad y
conservación de la canal han sido investigados en varias especies de teleósteos.
Hermes et, al. (2004), señala que cuando consideramos que la producción de peces
triploides mediante choque térmico en caliente es una posibilidad biotecnológica viable
para implementar porque requiere de un bajo presupuesto, y los conocimientos
fundamentales de un personal capacitado.
2.4. Principios básicos de la preparación de cromosomas en peces.
Arias (1998), dice que antes de iniciar la aplicación de la técnica citogenética es
necesario, conocer y discutir algunos aspectos básicos y generales del procedimiento a
seguir ya que este permitirá, dependiendo del manejo que se haga la experiencia que se
logre al respecto, obtener una buena cantidad de células detenidas en metafase con la
calidad requerida para ser apropiadamente identificadas. Estas requerirán de una
hidratación, fijación, tinción montaje adecuado, lo que nos facilitara observar
dispersiones cromosómicas.
Kirpichinikov (1981), puntualiza que los cromosomas de peces son vistos al
microscopio con más facilidad durante la metafase de la mitosis, cuando ellos están
solamente condensados y definidos, según Thorard y Disney (1990) y mejor aún cuando
han sido sometidos a una técnica de tinción específica.
Thorard y Disney (1990), indican que las preparaciones cromosómicas de células
mitóticas en división, se pueden obtener a partir de una variedad de tejidos durante
7
diferentes fases de la vida del pez, también pueden ser obtenidas células meióticas a
partir de las gónadas indican.
Un procedimiento ampliamente extendido entre los citogenetistas para la determinación
de pares cromosómicos es el desarrollado por Levan et al. (1964) en él se describe un
sistema de clasificación de los cromosomas basado en la posición del centrómero por lo
que se clasifican en varias categorías con base en la posición de esta estructura y el
tamaño que guardan los brazos cromosómicos atendiendo a la posición de este.
2.5. Determinación de ploidía.
Para conocer el porcentaje de poliploides en los lotes donde se hayan realizado los
tratamientos térmicos, se han descrito una de las metodologías como es la citogenética la
cual se describe a continuación.
2.5.1. Citogenética.
Hermes et al. (2004), indica que la citogenética determina el número de cromosomas de
una especie, el cual tiene un significado adaptativo y evolutivo. En el caso de la tilapia
O. niloticus se ha determinado que su número diploide es 2n= 44 cromosomas. En
citogenética, la determinación se realiza contando el número de cromosomas en la
metafase de las células, lo que significa que para esta especie un organismo haploide
tendría un número n= 22, triploide 3n= 66 y tetraploide 4n= 88 cromosomas.
2.6. Choque con alta temperatura para la producción de tilapias triploides.
Brämick et al. (1995), revela que los procedimientos de choque térmico en caliente para
la producción de triploides, teniendo en cuenta la temperatura y la duración del choque
térmico, así como tiempo después de la fertilización, han sido descritos por varios
autores con diferentes porcentajes de éxito. El procedimiento consiste en tomar los
oocitos fecundados y colocarlos en un baño maría con temperatura alta constante (40ºC)
por un intervalo de tiempo apropiado (3 min.) para no permitir la migración de los
cromosomas por daño del huso nuclear y alcanzar un alto porcentaje de triploides.
8
Brämick et al. (1995), exterioriza que se pueden obtener tanto triploides (sí el choque
térmico se hace al poco tiempo después de la fertilización de tal forma que se retenga el
segundo cuerpo polar - choque térmico meiótico o temprano), como tetraploides (si el
choque térmico se hace una vez se han iniciado las divisiones mitóticas, de tal forma que
se duplique el número cromosómico - choque térmico mitótico o tardío).
Brämick et al. (1995), dice que ciertamente, un efecto drástico del cambio de
temperatura en el proceso de desarrollo embrionario ocasiona una mortalidad de un 50%
en promedio, lo que es susceptible de reducir en cada una de las diferentes incubadoras,
mediante pruebas de ensayo y error de pequeñas cantidades de ovas bajo distintos
tratamientos térmicos. Sin duda, cada cultivador debe estandarizar su procedimiento de
producción de triploides según las condiciones reproductivas y de agua.
2.7 Crecimiento en peces triploides.
Vázquez et al. (2002), menciona que el crecimiento de los peces triploides de diversas
especies ha sido objetivo de múltiples trabajos cuyos resultados no indican una pauta
sostenida de comportamiento en cuanto a esta variable, obteniéndose a menudo
resultados contradictorios, incluso entre individuos de la misma especie.
Las comparaciones indican que las similitudes son mayores entre cada grupo triploide y
su control correspondiente que las existentes entre los grupos con el mismo nivel de
ploidía, lo que parece sugerir un mayor peso de los factores ambientales y genéticos en
el crecimiento que del factor ploidía. Estos resultados son coincidentes con los
encontrados por diferentes autores para distintas especies, como tilapia O. niloticus.
2.8. Ventajas de los peces triploides.
Los individuos triploides tienen como característica fundamental su esterilidad, lo que
les confiere utilidad en campos diversos.
Vázquez et al. (2002), asegura que los organismos triploides difieren de los diploides
tanto en el número de células como en el tamaño de las mismas, lo que, a menudo, da
9
como resultado diferencias en el crecimiento y en el comportamiento cuando se
comparan diploides y triploides mantenidos en las mismas condiciones.
Galbreath et al. (1994), menciona que en algunos casos se logran mejores conversiones
de alimento con reducción de costos, y se obtienen peces con buena calidad de carne
para su procesamiento y comercialización.
2.9. Biología de la especie.
2.9.1. Distribución geográfica.
De acuerdo a Pillay (1993), las tilapias son peces de la familia Cichlidae nativos de
África que han sido introducidos a un gran número de países con climas tropicales y
subtropicales en todo el mundo.
2.9.2 Taxonomía.
Reyno: Animal
Phylum: Chordata
Subphylum: Vertebrata
Superclase: Gnathostomata
Serie: Pisces
Clase: Actinopterygii
Orden: Perciformes
Suborden: Percoidei
Familia: Cichlidae
Género: Oreochromis
Especie: niloticus
Nombre Científico: Oreochromis niloticus
Nombre Común: Tilapia.
Cantor, (2007).
2.9.3 Características biológicas.
Mair G, y Little D, (1991); Maclntosh D, y Little D, (1995), aseguran en cuanto a su
apariencia general, O. niloticus presenta una coloración normal gris plateada con franjas
10
de tono gris oscuro a negras. Los ejemplares presentan usualmente un grado
significativo de dimorfismo sexual, que incluye diferente patrón de coloración, siendo
generalmente lo machos más grandes que las hembras a la misma edad y con mayor
coloración en la temporada de desove. Las formas rojas corresponden a individuos
originados en un inicio de líneas puras en Egipto; o bien el híbrido rojo proveniente del
entrecruzamiento entre Oreochromis niloticus y Oreochromis mossambicus que a su vez
ha sido hibridizado con otras especies, proporcionando una amplia gama de mezcla de
color. Estas características particulares y en conjunto con su rápido crecimiento hacen a
la especie atractiva para el cultivo.
Figura No. 1 Ejemplar de tilapia O. niloticus.
Fuente: Elaboración Propia.
2.9.4. Hábitat.
Iturbide (2004), dice que las tilapias o mojarras, como se les conoce comúnmente en
Guatemala son especies aptas para el cultivo en zonas tropicales y subtropicales del país.
Según Gómez (2005), se les encuentra habitando en aguas lénticas (lentas),
principalmente someras o turbias (estancadas o inactivas) como lagos, lagunas, litorales,
bordos, estanques, charcos así como también en loticas (aguas corrientes) a orillas de
ríos entre piedras y plantas acuáticas e inclusive en aguas marinas.
11
Cantor (2007), exterioriza que el hábitat que prefieren es de fondo lodoso, toleran altas
salinidades, son peces eurihalinos, o sea que pueden vivir en aguas dulces, salobres y
marinas, el rango de tolerancia es de 0°/00 a 40°/00(partes por mil) y en algunos casos,
se ha presentado por arriba de esta salinidad.
2.9.5. Hábitos alimenticios.
Teich-Coddington et al. (1997), afirma que los cíclidos son considerados como
omnívoros que hasta su etapa de cría de 5 cm. presenta preferencias fitoplanctofagas,
puesto que su alimentación se basa en el consumo de zooplancton, insectos y vegetales
acuáticos, y de alimentos artificiales como harinas y granos. Es considerado un pez
filtrador por lo que tiene la capacidad de capturar eficientemente organismos
planctónicos de la columna de agua. Asimismo, digiere con gran éxito la mayoría de los
componentes de las dietas, en particular resulta interesante la alta digestibilidad que
presentan algunos compuestos que no son aprovechables por otras especies de peces
como los carbohidratos complejos y alimentos ricos en fibra. La digestión y asimilación
del material es buena ya que realiza en su intestino largo, que puede llegar a medir 6
veces la longitud total del pez.
MacIntosh y Little (1995), dicen que en el caso de las crías, son principalmente
planctófagas, aunque pueden consumir una amplia variedad de alimentos particulados.
En el cultivo, el crecimiento y supervivencia de las crías son mejorados notablemente
cuando se alimentan con frecuencia; de esta manera se garantiza que siempre tenga
alimento disponible.
2.9.6. Hábitos reproductivos.
Según Iturbide (2004), la madurez sexual ocurre como en la mayoría de los organismos
como una respuesta a ciertas condiciones ambientales como la temperatura, fotoperiodo,
disponibilidad de alimento, la presencia del sexo opuesto y la densidad. La tilapia del
Nilo, puede madurar sexualmente en los primeros 6 meses de vida, inclusive cuando es
muy pequeña con 40 g de peso. La madurez sexual depende del tamaño y la edad de los
organismos.
12
Mair y Little (1991); Macintosh y Little (1995); Teichert-Coddington et al. (1997),
revelan que en condiciones silvestres en los lagos de África de donde es originaria,
Oreochromis niloticus madura a los 10 o 12 meses de edad con peso de 350 a 500 gr.
Cuando es cultivada en estanques y con condiciones favorables para su crecimiento a los
4 a 6 meses con un peso de 150 gr; o bien, inclusive en un ambiente con escasez de
alimento o limitaciones de espacio puede alcanzar la madurez a un peso tan bajo como
de 20 gr. Esto se debe a que la especie como estrategia de supervivencia de sus
poblaciones tienen la capacidad de desviar o sacrificar parte de su energía originalmente
destinada al crecimiento y utilizarla en eventos reproductivos.
13
3. HIPOTESIS.
H1. Existen diferentes formas de producción de peces triploides, por lo que el
tratamiento de shock térmico producirá al menos 90% de tilapias triploides,
adicionalmente estas presentaran una mejor tasa de crecimiento y sobrevivencia en
relación al testigo.
14
4. OBJETIVOS.
4.1. Objetivo general.
4.1.1. Validar el método de shock térmico para la producción de tilapias
triploides.
4.2. Objetivos específicos.
4.2.1. Determinar el porcentaje de tilapias triploides producidas por shock
térmico.
4.2.2. Conocer la sobrevivencia de alevines de tilapia sometidos al tratamiento
de shock térmico.
4.2.3. Evaluar el crecimiento entre tilapias diploides y triploides durante tres
meses.
15
5. METODOLOGÍA
5.1. Ubicación geográfica.
La investigación se llevo a cabo en tres lugares, la inducción a la ploidía se llevo a cabo
durante los meses de agosto a octubre del año 2010 en la Estación Experimental Las
Ninfas Amatitlán. La incubación de los huevos en un laboratorio ubicado en la zona 7 de
la Ciudad de Guatemala y la fase de crecimiento y evaluación de ploidía se llevo a cabo
de octubre a diciembre del año 2010, en el Laboratorio de Investigación Aplicada LIA
del Centro de Estudios del Mar y Acuicultura CEMA, ubicado en el edificio T14 de la
Ciudad Universitaria, de la Universidad de San Carlos de Guatemala USAC, en la zona
12, de la ciudad de Guatemala.
5.2. Procedimiento.
El experimento se baso en la producción de tilapias triploides utilizando la técnica de
shock térmico, también se evaluó el crecimiento de las tilapias triploides con el de
tilapias diploides (normales) durante tres meses, así como la sobrevivencia y eficacia del
tratamiento de shock térmico. La investigación se dividió en 5 fases que a continuación
se explican:
5.2.1. Fase 1
Se prestaron reproductores de tilapia (4 hembras y 2 machos) de la Estación
Experimental las Ninfas ubicada en Amatitlán. Los especímenes fueron transportados a
tanques (1,000 litros), donde se les dio las condiciones adecuadas en calidad de agua
(oxigeno, temperatura y transparencia) hasta que maduraron y fueron empleados para
dar cumplimiento a la reproducción
.
En esta fase se realizo la inducción al desove de O. niloticus adultos después de haber
observado el estado gonadal de la hembra a través de la observación al estereoscopio de
los óvulos utilizando la solución aclaradora (anexo 1), y la papila urogenital de la
hembra la cual al estar de color rojiza intensa indica que los huevos están maduros.
Luego los óvulos y los espermatozoides fueron extraídos a través de masaje abdominal
(Figura No. 2), seguidamente los huevos de las hembras se mezclaron en seco con la
16
ayuda de una pluma juntamente con el semen de los machos y seguidamente se
activaron los gametos a través de agua para la fertilización.
Figura No. 2. (A) Extracción de semen con la ayuda de una pipeta pasteur; (B) masaje
abdominal a una hembra de tilapia para la obtención de ovocitos, también se puede
apreciar la papila urogenital de color rojo intenso; (C) mezcla en seco del semen y los
huevos; (D) activación de los gametos con agua. Fuente: Elaboración propia.
5.2.2. Fase 2
Después de la fertilización, el número total de huevos fue dividida en cuatro
tratamientos: T1 el control, T2 35°C, a T3 38°C y a T4 40°C.. Se espero 4 minutos post
fecundación y se inicia el tratamiento de triploidización, el cual consiste en quitar los
huevos de temperatura ambiente (24°C) y colocarlos por un lapso de 4.5 minutos en
baño maría con los tratamientos antes mencionados a T2 35°C, a T3 38°C y a T4 40°C.
17
Luego los huevos son llevados a un diseño especial de incubadora la cual mantuvo un
flujo constante de agua que mantiene los huevos suspendidos en el agua y oxigenados,
con una gota de azul de metileno por galón así evitando que se adhirieran hongos a
estos, se colocaron a temperatura ambiente 24°C. Donde permanecieron un promedio de
siete días hasta la eclosión de los huevos.
Figura No. 3. Incubadora de huevos. Fuente: Elaboración propia.
5.2.3. Fase 3.
Se evaluó el crecimiento de las tilapias triploides versus las tilapias normales durante 3
meses, la evaluación consistió en 3 tratamientos, 3 del de shock térmico de 35°C y 38°C
(supuestas triploides) y el control (normales).
Los alevines de tilapia fueron trasladados a acuarios a una densidad de 25 organismos
por m2, quedando así cada tratamiento de 8 individuos, los cuales fueron tomados cada
uno como unidad experimental.
18
El crecimiento fue evaluado a través de cuadros con los índices zootécnicos aplicados a
tilapia (edad en semanas, peso, longitud, FCA y la tasa de crecimiento), los muestreos
fueron rutinarios cada 15 días.
Las tasas de crecimiento han sido calculadas mediante la fórmula:
TC = [ (PT – pt) / (T – t)]
Donde PT y pt representan los pesos medios en los tratamientos efectuados en los
tiempos T y t, la diferencia (T-t) el número de días transcurridos.
5.2.4. Fase 4
La evaluación de ploidía se hizo a través de técnicas citogenéticas. La cual se describe a
continuación:
Se seleccionaron 10 organismos al azar para cada tratamiento, es decir se evaluaron un
total de 30 muestras.
Se hizo de acuerdo a la metodología de Arias-Rodriguez et al., (2006), donde a los
organismos vivos, se les inyecto colchicina disuelta en una solución de citrato de sodio
al 0.1% a una concentración de 30 μg/g de peso del ejemplar y exposición de 6 horas.
Siguiendo la metodología de Arias-Rodríguez et al. (2006), los peces tratados fueron
sacrificados con shock térmico frío y se les extrajo los tejidos de las branquias y el riñón
para ser hidratados por 80 minutos en una solución de citrato de sodio al 1.0% (Figura
No. 4).
Los tejidos fueron fijados posteriormente con metanol (4℃) y ácido acético en
proporción 4:1, respectivamente. Y estos fueron introducidos en tubos de reacción
eppendorf de 2.5 ml.
19
Figura No. 4. Hidratación de tejido branquial en citrato de sodio al 1%.
Fuente: Elaboración propia.
El fijador se reemplazo cada 10 minutos después de cada centrifugado a 4°C con una
centrifuga en frío (equipo disponible CEMA Laboratorio de Biología molecular) a 5000
rpm por cuatro veces, a continuación los tejidos se preservaron a -20°C.
La solución fijada de cada tejido, se utilizo para preparar las laminillas por la técnica de
goteo desde una altura aproximada de 1.70 m, dejando caer sobre laminillas esteriles y
frías, seguido se uso la técnica de secado a la flama con un mechero de alcohol;
consecutivamente las laminillas se incubaron en una estufa por 24 hrs a 45°C.
La tinción de las laminillas secas se realizo con una solución de giemsa al 10%, que se
preparo en fosfato buffer a pH=7.0, se sumergen las laminillas durante 15 minutos en el
colorante, luego se lavan y ponen a secar por 2 horas.
20
Figura No. 5. Tubos eppendorf con tejido fijado.
Fuente: Elaboración propia.
Se analizo 1 laminilla por cada tejido extraído, branquial y de riñón, es decir 2
laminillas por organismo y fueron 10 organismos por tratamiento que se seleccionaron,
es decir 40 laminillas por tratamiento (control, 35°C y 38°C) para tener un total de 120
laminillas.
Se realizo el conteo cromosómico con la ayuda de un microscopio óptico donde se
vieron las laminillas y se buscaron y se contabilizaron las 10 mejores dispersiones
cromosómicas (menos encimadas y contraídas) en mitosis, con los objetivos 10X, 40X y
100X y las mejores dispersiones pudieron foto digitalizarse con un microscopio óptico
adaptado a una cámara digital para evidenciar el hecho.
El número cromosómico modal de ploidia, se determino por conteo de las mejores
dispersiones cromosómicas bajo el microscopio y en foto impresos de alta resolución de
las figuras cromosómicas digitalizadas.
21
La variación en el número de cromosomas fue evaluada por la frecuencia registrada en
triploides y diploides, de ese modo se determinarnó el número de organismos triploides
obtenidos a través del tratamiento de shock térmico.
5.2.5. Fase 5
La fase 5, consistió en la evaluación estadística y trabajo de gabinete donde se
analizaron los resultados para la presente publicación.
5.3. Análisis estadístico.
El análisis estadístico del crecimiento se llevo a cabo por medio de una prueba de
hipótesis comparando las medias de la tasa de crecimiento final entre los tratamientos de
peces triploides 35°C y 38°C (µ1) y el peso promedio de las tilapias normales control
(µ2), donde la hipótesis tendrá un nivel de significancia del 95%, quedando la hipótesis
planteada de la siguiente manera:
H0: µ1 = µ2
H1: µ1 > µ2
La variación en el número de cromosomas será evaluada al final de la investigación por
la frecuencia registrada en triploides y diploides, de ese modo podrá determinarse el
número de organismos triploides obtenidos a través del tratamiento de shock térmico
realizando el respectivo histograma de la frecuencia del numero de cromosomas.
5.4 Variables.
5.4.1 Variables dependientes.
Peso (g).
Porcentaje de triploidía (%)
Porcentaje de sobrevivencia (%)
5.4.2. Variables independientes.
Shock térmico a 35°C, 38°C y 40°C
22
5.5. Análisis de resultados.
La tabulación de los datos se hizo a través del programa Microsoft Excel 2007, el cual
fue utilizado para el análisis estadístico, correlación de datos, y se diseño en él una hoja
de cálculo para cada tratamiento a manera de calcular las variables independientes y
plasmar las dependientes, los resultados son presentados en forma de cuadros y gráficos.
5.6. Recursos.
Ver anexos cuadro No. 8 A.
23
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.
Los resultados obtenidos con el choque térmico aplicado a tres diferentes temperaturas
T2 35°C, T3 38°C y T4 40°C por 4.5 minutos post fecundación se muestran resumidos en
el Cuadro No. 2. Junto con el número total de huevos que fueron sometidos a los
tratamientos, y los valores de supervivencia hasta los 7 días de vida.
Cuadro No. 1. Tasa de supervivencia final y porcentaje de triploides inducido en cada
uno de los niveles térmicos ensayados en tilapia O. niloticus.
Tratamiento
Total de
huevos
Sobrevivencia
final% Triploides
T1 24°C 107 38.08% ± 0.82% 0%
T2 35°C 109 22.26% ± 3.88% 70%
T3 38°C 109 10.90% ± 0.52% 100%
T4 40°C 131 0.00% ± 0.00% 0%
Fuente: Elaboración propia.
El tratamiento T2 35°C fue el que mostró la mayor supervivencia pero el menor
porcentaje de triploides y el tratamiento de T4 40°C presento mayor mortalidad con 0%
de supervivencia. Cabe recalcar que se tiene igualmente un bajo porcentaje de
sobrevivencia en el control.
Cuadro No. 2. Supervivencia media durante el tiempo de incubación.
Supervivencia No. de individuos
Tratamiento Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7
T1 24°C 107 88 71 65 56 44 41
T2 35°C 109 75 61 56 46 31 25
T3 38°C 109 83 76 52 39 26 12
T4 40°C 131 50 31 7 0 0 0
Fuente: Elaboración propia.
Se observó una alta mortalidad de los embriones entre el momento de la fertilización y la
primera semana de vida como se observa en el Cuadro No. 3. Este hecho también fue
reportado por Hussain et al. (1993) y Ávila, (2004).
24
El sistema de incubación y el método utilizados en la fecundación in vitro, en este
estudio pudieron haber contribuido a la baja tasa de supervivencia, como lo sugiere
Shelton (2002), quien concluye que la tasa de supervivencia baja observada pueden
atribuirse al hecho de que el mecanismo de manipulación de la reproducción y la
incubación artificial de tilapia (exclusión de los gametos, fecundación in vitro y la
incubación artificial) puede afectar las tasas de mortalidad en comparación con la cría y
la eclosión natural. Así mismo, Arai (2001), describe que las técnicas para inhibir la 1 °
división de embriones generalmente resultan en bajas tasas de supervivencia.
Figura No. 6. Larva de tilapia recién eclosionada. Fuente: Elaboración propia.
25
Figura No. 7. Comparación de las tasas de supervivencia y porcentajes de triploides
inducidos en tilapia según distintos niveles térmicos aplicados. Fuente: Elaboración
propia.
Como puede observarse en la Figura No. 7, el porcentaje de triploides es directamente
proporcional a la temperatura de choque térmico, e inversamente proporcional con la
supervivencia.
Mair (1993), explica que las causas que determinan la inducción de triploidia con
cambios bruscos de temperatura, es debido a la influencia de las altas temperaturas sobre
la oogénesis. Concretamente si se aplica el choque térmico a un cigoto recién fecundado,
impide la extrusión del segundo cuerpo polar produciéndose una descendencia triploide.
La distinción de individuos poliploides en base a características morfológicas es difícil
en la mayoría de las especies. Sin embargo, se pudo apreciar que los huevos diploides
eclosionaron unas 8 horas antes que los sometidos a tratamiento, además las larvas del
control presentaron mayor motilidad y más dinámicos que los sometidos al shock
térmico.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Control (24°C) 35°C 38°C 40°C
%
Nivel Térmico
Triploides
Sobrevivencia final%
26
Cabe señalar que algunos huevos de tilapia resultantes de los tratamientos, presentaron
anomalías o deformidades, se encontró cambios muy visibles. Cambios encontrados que
se encuentran en el estudio fueron que los huevos tenían un gran tamaño, deformaciones
en los huevos no parecían redondos ni ovoides, algunos eran gemelos y eran débiles
debido a esto se morían rápido. Los huevos que presentaron estas anomalías eran
triploides, ya que sólo estos tratamientos los presentaron en muy poco porcentaje (13%
del total) pero era importante mencionarlos.
Figura No. 8. (A) Huevos que presentan forma de gemelos; (B) diferencia de tamaño de
los huevos que presentaron anomalías. Fuente: Elaboración propia.
Se analizaron un total de 30 peces, 10 de cada tratamiento, para determinar el nivel de
ploidía, donde se contabilizaron un total de 100 campos cromosómicos por tratamiento,
y así se estimo la moda de cada tratamiento.
Todos los otros tratamientos mostraron triploidía a excepción claro del control. El
tratamiento T3 38°C, presentó el 100% de los individuos triploides. Mientras el
tratamiento de choque térmico T2 35°C presentó un 70% de triploidía (Cuadro No. 3).
27
Cuadro No. 3. Moda de los tratamientos indicando el número de cromosomas.
moda
T1 T2 35° T3 38°
44 66 66
44 44 66
44 66 66
44 66 66
44 44 66
44 66 66
44 66 66
44 66 66
44 44 66
44 66 66
100% 70% 100%
Fuente: Elaboración propia.
La moda del número de los campos cromosómicos contados de los 10 organismos de
cada tratamiento. El T2 35°C muestra que no es uniforme debido a que el 30% son
diploides, mientras que el T3 38°C muestra 100% de triploidía, los individuos sometidos
a análisis cromosómico en diferentes tratamientos mostró que el número modal de
diploides normales de la especie, 2n = 44 cromosomas, y 3n = 66 (Figura No. 9), esta de
acuerdo con la resultados obtenidos por Myers, (1986), El Gamal et al. (1999), Shelton,
(2002), Herbst (2002) y Ávila, (2004). Los tratamientos de choque térmico se
consideran los más adecuados para inducir poliploidía, con base en porcentajes de los
individuos poliploides viables producidos y la supervivencia concluyo Hussain et al.
(1993).
Es importante tener en cuenta la dificultad de inducir a la tilapia al desove, ya que esta
especie desova ovocitos en varias ocasiones en el curso de desove. Por esta razón, los
ovarios de estos peces contienen los ovocitos en todas las etapas de desenvolvimiento,
que van madurando en cuotas, que caracteriza asincronismo en el desove de los peces
Carrillo y Rodriguez, (2001).
28
Figura No. 9. (A) Campo cromosómico triploide 3n=66 cromosomas de tilapia; (B)
Campo cromosómico diploide 2n=44 cromosomas de tilapia. Fuente: Elaboración
propia.
El método de citogenética para la evaluación de ploidía, es de los más empleados
debido a la exactitud del mismo. La determinación del número cromosómico en
metafase mitótica es fácil en estados de crecimiento de los peces, debido al alto índice
de células que se encuentran en metafase, sin embargo es una técnica destructiva.
Cuadro No. 4. Datos de crecimiento al inicio y al final del experimento.
Tratamiento Peso inicial g. Peso Final g.
No. De
organismos
Tasa de
crecimiento
T1 Control 2.83 ± 0.932 29.84 ± 2.495 8 0.47 g/día
T2 35° 2.08 ± 0.785 31.45 ± 3.71 8 0.51 g/día
T3 38° 1.58 ± 0.650 33.78 ± 3.352 8 0.55g/día
Edad días 31 89
Fuente: Elaboración propia
La Tasa de Crecimiento TC fue calculada con la siguiente formula:
TC = [(PT – pt)/(T – t)]
Donde PT y pt representan los pesos medios en los tratamientos efectuados en los
tiempos T y t, la diferencia (T-t) el número de días transcurridos. En los primeros días
los diploides tienen mayor peso. Sin embargo, se observa que T235°C y T3 38°C son
muy parecidos y tienen ligero incremento de peso final superior al control.
29
Figura No. 10. Crecimiento de las tilapias diploides y triploides.
Fuente: Elaboración propia.
Figura No. 11. Muestreo rutinario de peces triploides.
Fuente: Elaboración propia.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
19 31 48 60 76 87
Pe
so (
g.)
Días
Control
35°
38°
30
Para la prueba de hipótesis se tomaran los datos finales en peso (g.) de los peces
triploides y diploides.
Media g. Desv. Est.
Diploide 29.84 2.495
Triploides 32.615 1.6475588
H0: µ1 = µ2 Diferencia se debe al azar
H1: µ1 > µ2 Hay diferencia significativa
Donde se utilizo las desviaciones típicas muéstrales como estimaciones de σ1 y σ2.
Con un contraste de una cola al nivel de significación 0.05, rechazamos la hipótesis nula
ya que z es mayor que 1.645 el cual es el valor crítico de z para pruebas unilaterales.
Según los datos, también al principio los triploides presentan bajo crecimiento debido al
estrés sufrido en la etapa larvaria, sin embargo se espera que ese crecimiento se vea
compensado en la formación de las gónadas de los diploides. Ya que se observo que al
finalizar los 3 meses hay diferencia significativa entre los peces triploides y diploides
Se puede deducir, que desde el punto de vista de la mejora, la importancia de las
técnicas de manipulación cromosómica destinadas a la inducción de peces triploides,
radica en el control que la triploidía ejerce sobre la maduración sexual, ya que en esta
edad cuando los diploides empezaron a formar gónadas, mientras que los triploides
siguieron creciendo.
31
Según Brämick (1995), a pesar de los beneficios de los triploides, en tilapia se presenta
menor viabilidad cuando la especie cultivada se somete a un programa de triploidización
artificial, este descenso de la viabilidad viene marcado principalmente por el menor
número de huevos con respecto a los diploides.
32
7. CONCLUSIONES.
7.1. No se pudo validar el método de shock térmico para la producción de tilapias
triploides pues el sistema de incubación, la manipulación de la reproducción y
fecundación in vitro pudieron ser mal manejados, ocasionando así baja tasa de
supervivencia.
7.2. El porcentaje de tilapias triploides varia de acuerdo a la intensidad del choque
térmico pues para este experimento a una intensidad de 35°C se obtiene un 70%
de tilapias triploides mientras que a 38°C un total de 100%.
7.3. La aplicación de choque térmico resultó en un índice de muy alta mortalidad.
Alcanzando una sobrevivencia de 11% y 22.26% para los tratamientos de 38°C y
35°C respectivamente, mientras que a una intensidad de 40°C de choque térmico
la sobrevivencia es 0%.
7.4. Al finalizar los tres meses de evaluación de crecimiento se observa diferencia
significativa entre las medias de los diploides y los triploides, presentando mejor
crecimiento los triploides.
7.5. Para la aplicación de la técnica de shock térmico, se requiere de la experiencia
previa en el manejo de los reproductores, la obtención de los gametos y la
fertilización artificial. Así mismo, conocer el tiempo después de la fertilización
de los huevos en el que aplicar el tratamiento con el fin de manipular los juegos
enteros de cromosomas.
33
8. RECOMENDACIONES.
8.1. Realizar más pruebas que corroboran la inducción de triploidía a través de
cambios bruscos de temperatura, principalmente a 35°C y 38°C.
8.2. Evaluar el crecimiento de tilapias triploides por un ciclo completo.
34
9. BIBLIOGRAFÍA.
9.1. Arai, K. 2001. Genetic improvement of Aquaculture finfish species by
chromosome manipulation techniques in Japan. Aquaculture, 197:205-228.
9.2. Arias, L. 1998. Variación morfológica y estudio citogenético en la mojarra pinta
Heros (Nandopsis) managuensis. Tesis Lic. Biólogo. Tabasco, MX, UJAT. 116 p.
9.3. Arias-Rodriguez, L; Páramo-Delgadillo, S; Durán-González, A. 2006.
Caracterización citogenética del pez tropical de agua dulce Parachromis
managuensis (Pisces: Cichlidae). Revista Biología Tropical 54: 35-42.
9.4. Ávila, M. 2004. Indução á tetraploidia em tilápia nilotica, Oreochromis niloticus
utilizando-se choque térmico. Dissertação de mertrado Universidade Estadual
Paulista. Centro de Acuicultura da UNESP. Jaboticabal.
9.5. Brämick, U; Puckhaber, B; Langholz, H; Hörstegen-Schwark, G. 1995. Testing of
triploid tilapia (Oreochromis niloticus) under tropical pond conditions. Aquaculture
137: 343-353.
9.6. Cantor, F. 2007. Manual de producción de tilapia (en linea). Puebla, MX.
Consultado 2 mar. de 2010. Disponible en http://www.sdr.gob.mx.
9.7. Carrillo, M; Rodríguez, J. 2001. Fundamentos de Acuicultura Continental.
Instituto Nacional de Pesca y Acuicultura, INPA. Bogotá, Colômbia. Segunda
edición. p. 423.
9.8. Díaz, NF; Neira, R. 2005. Biotecnología aplicada a la acuicultura. Ciencia e
Investigación Agraria 32: 45-59.
35
9.9. El Gamal, A; Davis, K; Jenkins, J; Torras, E. 1999. Induction of triploid and
tetraploid in nile tilápia, Oreochromis niloticus. Journal of the Wold Aquaculture
Society 30: 269-275.
9.10. Galbreath, PF; Jean, ST; Anderson, WS; Thorgaard, GH. 1994. Freshwater
performance of all female diploid and triploid Atlantic salmon. Aquaculture 128:
41-49.
9.11. Gómez, LM. 2005. Cultivo de tilapia nilótica Oreochromis niloticus y tilapia roja
en la finca San Agustín Patulul Suchitepéquez. Seminario T.A. Guatemala, USAC.
45 p.
9.12. Herbst, E. 2002. Induction of tetraplóiy in Zebrafish Danio rerio and Nile Tilápia
Oreochromis niloticus. Máster Thesis. B. A., University of North Carolina at
Carlotte.
9.13. Hermes, S; Jaramillo, J; Echeverri, D; Olivera, M. 2004. Triploidía en trucha
arcoiris (Oncorhynchus mykiss): posibilidades en Colombia. Revista colombiana de
ciencias pecuarias 17(1): 45-52.
9.14. Hussain, M; Penman, D; Macandrew, B; Johnstone, R. 1993. Supression of first
cleavage in the Nile tilápia. Oreochromis niloticus L. – a comparison of the relative
effectiveness of pressure and heat shock. Aquaculture. 111: 263-270.
9.15. Iturbide, K. 2004. Impacto de la estación acuícola de Amatitlán en el desarrollo de
la tilapicultura en Guatemala. Tesis. Lic. Acuicultura. Guatemala, USAC. 40 p.
9.16. Kirpichinicov, V. 1981. Genetic bases of fish selection. New York, USA. 410 p.
9.17. Levan, A; Fredga, K; Sandberg, AA. 1964. Nomenclature for centromeric position
on chromosomes. Hereditas 52:201-220.
36
9.18. Macintosh, DJ; Little, DC. 1995. Nile tilapia (Oreochromis niloticus). In Bromage,
NR; Roberts eds. Broodstock management and egg and larval quality. Oxford,
Blackwell Science Ltd. p. 277-320.
9.19. Mair, G. 1993. Chromosome-set manipulation in tilapia – techniques, problems and
prospects. Aquaculture, 111: 227-244.
9.20. Mair, GC; Little, DC. 1991. Population control of farmed tilapias. In International
Center for Living Aquactic Resources Management. Naga, Phillipines, the
ICLARM Quaterly. p. 8-13.
9.21. Myers, J. 1986. Tetraploids induction in Oreochromis spp. Aquaculture, 57:281-
287.
9.22. Pillay, TVR. 1993. Aquaculture: principles and practices. Great Britian, Fishing
New Books. p. 360-376.
9.23. Shelton, W. 2002. Monosex tilápia production through androgenesis. Nineteenth
Annual Technical Report. Pond Dynamica/Aquaculture CRSP, Oregón State
University, Corvallis, Oregón. P. 1-9.
9.24. Thorgard, G; Disney, J. 1990. Chromosomes preparation and analysis. In Schreck,
CB; Moyle, PB. eds. Methods for fish biology. Estados Unidos, AFS. p. 45-60.
9.25. Vázquez, E; Fernández Pato, C; Martínez Tapia, C; Blanco, G. 2002. Evolución de
las tasas de crecimiento en individuos diploides y triploides de rodaballo
Scophthalmus maximus (L., 1758). Boletín. Instituto español de oceanografía 18:
239-243.
37
10. ANEXOS.
Anexo No. 1 Solución YBAG/85 (Solución aclaradora)
La solución aclaradora de ovulos se compone de lo siguiente:
Alcohol etílico absoluto 6 ml
Formol 3 ml
Glicerol 2 ml
Ácido acético glacial 1 ml
Todos los componentes se mezclan y se conserva la solución en un frasco ámbar.
Cuando los ovocitos estén disponibles, colocarlos en una caja Petri, mismos a los que se
les agregará la solución en una proporción de 1:10. Siendo posible la observación de los
ovocitos aclarados en un estereoscopio después de 4 minutos de expuestos a la solución,
alrededor de 25 minutos hasta que se degrade el ovocito.
Fuente: Arias (1998).
Cuadro No.5 A. Sobrevivencia de huevos ensayo 4.
Ensayo 4
Fecha: 1/10/2010
Temperatura Shock
Día
Control 24°C 35° 38° 40°
sob
revi
ven
cia
1 75 68 71 82
2 56 50 48 38
3 42 41 41 23
4 38 39 28 4
5 38 32 21 0
6 32 23 14 0
7 29 17 8 0
Porcentaje 39% 25% 11% 0%
Fuente: Elaboración propia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
1 2 3 4 5 6 7
Sob
revi
en
cia
de
hu
evo
s N
o.
Días
Control 24°C
35°
38°
40°
1 2 3 4
Series1 39% 25% 11% 0%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
Sob
revi
ven
cia
Porcentaje de sobrevivencia
Cuadro No. 6 A. Sobrevivencia de huevos ensayo 5.
Ensayo 5
Fecha: 19/10/2010
Temperatura Shock
Día Control 35° 38° 40°
Sob
revi
ven
cia
1 32 41 38 49
2 32 25 35 12
3 29 20 35 8
4 27 17 24 3
5 18 14 18 0
6 12 8 12 0
7 12 8 4 0
Porcentaje 38% 20% 11% 0
Fuente: Elaboración propia
0
10
20
30
40
50
60
1 2 3 4 5 6 7Sob
revi
en
cia
de
hu
evo
s N
o.
Días
Control
35°
38°
40°
Cuadro No. 7 A. Resumen de las medias por muestreo de la evaluación de crecimiento.
fecha Tratamiento Talla cm Peso g FCA Sobrevivencia
19/10/2010 Muestreo 1
2n 3.73 100%
3n 35° 3.38 100%
3n 38° 2.98 100%
02/11/2010 Muestreo 2
2n 5.18 2.83 1.94 100%
3n 35° 4.93 2.08 2.45 100%
3n 38° 4.45 1.58 2.82 100%
19/11/2010 Muestreo 3
2n 6.05 8.44 1.82 100%
3n 35° 5.92 8.32 1.9 100%
3n 38° 5.90 7.80 2.3 100%
01/12/2010 Muestreo 4
2n 9.61 12.45 1.75 100%
3n 35° 7.4 11.93 1.47 100%
3n 38° 8.34 11.81 1.73 100%
17/12/2010 Muestreo 5
2n 11.5 17.98 1.7 100%
3n 35° 10.65 18.45 1.85 100%
3n 38° 10.37 21.7 1.82 100%
28/12/2010 Muestreo 6
2n 14.96 29.84 1.46 100%
3n 35° 13.85 31.45 1.89 100%
3n 38° 14.38 33.78 1.97 100%
Fuente: Elaboración propia.
Figura No. 12 A. Sacrificio de los organismos post inhibidor mitótico. Fuente:
Elaboración propia.
Figura No. 13 A. Tinción de laminillas en solución giemsa. Fuente: Elaboración propia.
Cuadro No.8 A – Materiales, equipo, recursos financieros y recursos humanos.
Material Recurso financiero
Reproductores de tilapia -------------
Incubadoras de Huevos Q300.00
Pesceras -------------
Cajas de Petri Q125.00
Estuche de Disección Q160.00
Termostatos -------------
Colchicina -------------
Inyecciones para insulina Q25.00
Citrato de Sodio -------------
Giemsa -------------
Metanol -------------
Alimento de tilapias Q250.00
Tubos Eppendorf ------------
Porta Objetos Q75.00
Tinaco de Transporte -------------
Mangueras de aireación -------------
Piedras difusoras -------------
Gasolina Q200.00
Cabezas de Poder Q400.00
Regletas de electricidad Q300.00
TOTAL Q.2,260.00
Equipo
Centrifuga en Frío -------------
Microscopio -------------
Mechero -------------
Transformador de energía -------------
Vehiculo -------------
Congelador -------------
Recursos Humanos
T.A. Mario Abraham Hernández Investigador
Ms. C. Leonel Carrillo Asesor de investigación
Ing. Gustavo Elías Ogaldez Responsable de curso
Dr. Lenín Arias Rodríguez Colaborador
Fuente: elaboración propia.
