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MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

SECCION 5

ORIENTACION PARA MUESTREO, MONITOREO Y ANALISIS DE DATOS

Dr. Robert V. Thomann Manhattann College

Anexo 5.A.I preparado por la Dra. Linda Henry

Drexel Institute of technology

Organización Panamericana de la Salud - División de Salud y Ambiente Oficina Regional de la Organización Mundial de la Salud

Lima, Perú 1994

Indice General

5.1. Introducción 5.2. Propiedad de las sustancias químicas 5.3. Escala de espacio y tiempo 5.4. Descargas 5.5. Toxicidad 5.6. Transporte 5.7. Sólidos 5.8. Muestreo de Sustancias químicas - Columna de Agua y Sedimiento 5.9. Muestreo de Sustancias químicas en el ecosistema Acuático 5.10. Experimentos en laboratorio 5.11. Análisis y presentación de datos Referencias Anexo 5.I. Recomendaciones concernientes a la selección de organismos para

bioensayos acuáticos Anexo 5.II. Problemas Ejemplos - Análisis de Datos

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5.1 Introducción

El propósito de esta sección es suministrar guías y orientación general para el muestreo y monitoreo de sustancias tóxicas en aguas superficiales. Se enfatiza en el destino de la sustancia, aunque también se discuten los efectos de las sustancias químicas en el ecosistema acuático, en términos de medición de toxicidad. Asimismo, se dan algunas sugerencias para el análisis estadístico y la presentación de datos.

Consideraciones generales Muestreo Monitoreo Alcance de la sección

Consideraciones generales

Existen diversas consideraciones esenciales que gobiernan la extensión y magnitud del esfuerzo de muestreo y monitoreo (Figura 5.1):

La naturaleza del contexto del problema, esto es: ¿El problema abarca solamente un sondeo (una primera evaluación general) del posible impacto de una o varias sustancias químicas? o ¿Es necesario desarrollar una estrategia de control específica para un río, lago o estuario donde existe un problema real o potencial?

Los recursos financieros disponibles, y La capacitación técnica de los recursos humanos disponible.

Esas tres consideraciones frecuentemente deben ser integradas en un esfuerzo específico de monitoreo. Restricciones de tipo presupuestario y de mano de obra pueden determinar, y frecuentemente lo hacen, la extensión del esfuerzo de muestreo. No obstante, es necesario conocer los diversos componentes técnicos involucrados en el muestreo y monitoreo de sustancias tóxicas, a fin de poder tomar decisiones con mayor conocimiento, basadas en las limitaciones de naturaleza presupuestaria y de recursos humanos.

Muestreo

El término "muestreo" es usado en el contexto de la determinación en el campo, de la distribución de una o varias sustancias químicas (y los efectos tóxicos resultantes) en las diversas fases del sistema acuático. La distribución de la sustancia o sustancias químicas y los efectos resultantes pueden ser necesarios para respaldar el desarrollo de un programa de manejo de sustancias

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tóxicas y sus componentes, tales como el desarrollo de estándares de calidad de agua, construcción y validación de las bases de un modelo matemático de predicción y la asignación de niveles permisibles para las descargas al sistema hídrico (véase secciones anteriores de este manual).

la concentración o toxicidad de sustancias químicas descargadas y los caudales asociados, tanto de fuentes puntuales como dispersas; la concentración de sustancias químicas en la fase líquida, tanto en partículas como disuelta; la concentración en el sedimento de fondo, comprendiendo igualmente la sustancia química en las partículas y en el agua intersticial en los sedimentos; la concentración en los diversos sectores de la biota acuática, incluyendo los niveles más bajos de la cadena alimenticia (por ejemplo, plantas acuáticas e invertebrados) y también los niveles más altos (por ejemplo, peces); esas concentraciones deben incluir la infauna y epifauna bentónicas; los efectos de las concentraciones de sustancias químicas, tales como son medidas con las pruebas de toxicidad.

En el contexto de un problema particular, puede no ser necesario muestrear todas esas fases y compartimientos, de forma que la determinación de la importancia relativa de las fases, la definición de cuáles sustancias químicas deben ser muestreadas o si el muestreo debe tener como objetivo el efecto de una mezcla de sustancias químicas, se transforma en el problema central para el diseño del plan de muestreo. Además, la frecuencia de muestreo en el tiempo y espacio es una determinación adicional importante que es necesario realizar.

Para algunas sustancias químicas y contextos asociados al problema, puede ser necesario complementar el muestreo de campo con experimentos de laboratorio. Tales experimentos pueden incluir, por ejemplo, la determinación de coeficientes de partición entre sólidos y agua, tasas de hidrólisis o biodegradación.

Esas consideraciones se discuten más adelante utilizando el esquema general del modelo del destino de sustancias tóxicas presentado en las Secciones 3 y 4.

Monitoreo

El término "monitoreo" puede ser considerado en tres contextos:

Pruebas de vigilancia para determinar la naturaleza y extensión del problema de sustancias químicas en el medio ambiente acuático y si están apareciendo nuevas sustancias químicas en aguas superficiales y biota; Pruebas de verificación del cumplimiento a las exigencias de un permiso de descarga, asignación u otro componente de un programa de control de sustancias tóxicas; y Pruebas de certificación de calidad para determinar si las técnicas de laboratorio y análisis químicos están dentro de los límites de precisión y sensibilidad requeridos.

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El monitoreo, por lo tanto, puede tener un ámbito muy amplio tal como en el monitoreo de vigilancia, en el cual una investigación de reconocimiento puede conducirse sólo para delinear las dimensiones de algún problema existente o potencial. Por otro lado, el monitoreo para verificar el acatamiento de los reglamentos puede ser muy detallado e intensivo, pudiendo ser conducido con un esfuerzo de autoacatamiento por parte de la propia entidad que descarga con verificaciones periódicas de la agencia de control.

El énfasis de esta Sección en términos de monitoreo de sustancias tóxicas consiste en la primera categoría de monitoreo de vigilancia.

Alcance de la sección

Se pretende que esta sección sea apenas un documento de orientación general. Se discuten los principales componentes de un plan de muestreo, así como también las formas de las sustancias químicas y las consideraciones de naturaleza espacial y temporal. El punto central se basa en el desarrollo del muestreo y monitoreo como apoyo a programas de manejo de sustancias tóxicas. Por tal motivo, el texto no presenta los detalles de los análisis de sustancias tóxicas en laboratorios ni los procedimientos de laboratorio recomendables. Otras referencias que detallan estos aspectos podrán ser consultadas para este fin (por ejemplo, APHA 1985).

Referencias

APHA (American Public Health Association). 1985. Standard methods for the examination of water and waste water, 16th Edition, Washington, D.C. 874 pp. ARMSTRONG, G.T.; BRINK, R.H. y LEIFER, A. 1980. EPA Support Document, Test Data Development Standards. EPA-560/11-80-027. BOPP, R.F.; SIMPSON, H.J.; OLSEN, C.R.; TRIER, R.M. y KOSTYK, N. 1982. Chlorinated hydrocarbons and radionuclide chronologies in sediments of the Hudson River and Estuary, New York. Environ. Sci. Technol. 16:666-676. CALLAHAN et al. 1979. Water-related environmental fate of 129 priority pollutants, Volumes I and II. U.S. Environmental Protection Agency, Office of Water Planning and Standards and Office of Water and Waste Management. EPA-440/4-79-029. CPPS (Comisión Permanente del Pacífico Sur). 1988. Curso Regional CPPS/PNUMA/COI/FAO sobre bioensayos y pruebas de toxicidad para evaluar el efecto de la contaminación en organismos marinos del Pacífico Sudeste. Informe del curso. DI TORO, D.M. y HALLDEN, J.A. 1985. A mass balance analysis of cerodaphnia toxicity in the Naugatuck river. Draft Report prepared by HydroQual, Inc. for U.S. EPA, Monitoring & Data Support Division, Office of Water, 4 Sects. DI TORO, D.M. et al. 1986. Effects of nonreversibility, particle concentration, and ionic

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values. Water, Air and Soil Pollution, 24(4):431-442. U.S. EPA. 1980. Treatability manual. Vol. I. Treatability data. 1980. EPA-600/8-80-042a, ORD, U.S. EPA, Wash. D.C., 15 Chapters. U.S. EPA. 1985. Technical support document for water quality-based toxics control. Off. of Water Enforcement and Permits, Office of Water Regulations and Standards, Washington, D.C., 74 pp., 5 Append. U.S. GEOLOGICAL SURVEY (U.S. GS). 1970. Measurement of time of travel and dispersion by dye tracing. Preliminary Report, Book 3, Chapter A9 in Techniques of Water Resources Investigations; by Kilpatrick, F.A., Mortens, L.A. and Wilson, J.F. VERSCHUEREN, K. 1983. Handbook of environmental data on organic chemicals. Van Nostrand Reinhold Co., N.Y., N.Y. 1310 pp. WISWESSER, W.J., Ed. 1976. Pesticide index. Entomological Society of America, College Park, Md. 328 pp. (Available from ULTRA-Scientific, 1 Main St., Hope, R.I. 02831, U.S.).

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MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

Anexo 5.A.I. Recomandaciones concernientes a la selección de organismos para bioensayos acuáticos

Dra.Linda HenryDrexel Institute of Technology

3. Organismos para bioensayo Referencias

1. Introducción 2. Proceso de selección

Introducción

Este informe trata acerca de los grandes grupos de organismos que pueden usarse para bioensayos acuáticos y los criterios para seleccionar las especies más apropiadas. En algunos casos, se mencionan las especies que se consideran apropiadas; sin embargo, se debe reconocer que las especies que son relevantes y apropiadas en América del Norte pueden no serlo, en todos los casos, en América Central o del Sur. Sin embargo, ha habido considerable investigación sobre ciertas especies, lo que podría ayudar en el proceso de selección.

La selección de organismos para bioensayos debe basarse en:

los objetivos del programa toxicológico, la información disponible sobre los posibles organismos, las características de las especies, las instalaciones y equipo del laboratorio, el nivel de capacitación de los técnicos.

Los bioensayos acuáticos pueden aplicarse a un amplio rango de programas. Sin embargo, es importante entender claramente todas las facetas del proceso de selección a fin de diseñar programas que se acercarán efectivamente a los objetivos.

El informe consta de dos secciones principales. La Sección 2, Proceso de Selección, discute el rol que juegan los objetivos del programa en los procesos de selección. Se presenta una serie de

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preguntas y cómo las respuestas afectan a los procesos de selección. La Sección 3, Organismos de Bioensayo, trata acerca de cada uno de los grupos principales de organismos y su adecuación a varios tipos de bioensayos. Se hacen recomendaciones específicas en los casos en que es posible hacerlo.

2. Proceso de selección

Esta sección discute los objetivos para los estudios toxicológicos y cómo ellos influyen en el proceso de selección, en particular, ya sea que se seleccionen organismos estándares criados en el laboratorio o indígenos recolectados en el campo.

Organismos criados en el laboratorio para bioensayos Organismos recolectados en el campo para bioensayos Recomendaciones

Organismos criados en el laboratorio para bioensayos

Ventajas

Disponibilidad en forma inmediata de organismos aclimatados, saludables, que han sido criados bajo las mismas condiciones.

La respuesta de los organismos para bioensayos a la sustancia tóxica está influenciada por factores tales como su edad (los animales jóvenes son usualmente más sensibles), dieta (los animales bien alimentados brindan respuestas más consistentes), presión (los organismos alterados o presionados son más sensibles) y condiciones físicas como temperatura, luz y el nivel de oxígeno disuelto en el agua.

Los organismos para bioensayos que se cultivan en el laboratorio representan una fuente predecible de organismos de prueba de una edad conocida. El uso de condiciones estándares de laboratorio y de alimentación asegurará que todos los organismos de prueba responderán a las sustancias tóxicas en una forma similar con el paso del tiempo. Esta es una característica importante cuando se comparan los resultados de diferentes laboratorios.

Desventajas

Muchos organismos con ciclos complejos de vida o información insuficiente sobre su cultivo no pueden ser cultivados en el laboratorio. Por lo tanto, la variedad de organismos está más limitada cuando se usan los que han sido criados en el laboratorio.

Los requerimientos de cultivo para organismos acuáticos varían sustancialmente, aún entre

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especies estrechamente relacionadas. Es necesario conocer el alimento óptimo, la temperatura, el ciclo de luz y el agua a fin de mantener cultivos continuos en el laboratorio. Esta información requiere de años de investigación. Aunque muchas algas, invertebrados y especies de peces se han usado como organismos para bioensayos, sólo existe información disponible sobre algunas especies, que permite un cultivo satisfactorio de laboratorio.

Falta de representatividad a las condiciones y organismos en la comunidad a ser probada.

El aspecto negativo de los organismos estándares criados en el laboratorio es que ellos no son necesariamente representativos de la comunidad acuática o de las condiciones de salud de los organismos de cada lugar. Por lo tanto, si el objetivo es estudiar un efluente específico o la descarga a un río o lago, entonces deben considerarse los organismos recolectados en el campo como una alternativa.

Organismos recolectados en el campo para bioensayos

Hay circunstancias en las que los organismos recolectados en el campo son apropiados. Las siguientes son algunas preguntas que necesitan hacerse antes de decidir usar los organismos recolectados directamente de un río o un lago.

¿Puede recolectarse el organismo directamente del campo? ¿Esto ocurre en poblaciones grandes, monoespecíficas? ¿Están los organismos disponibles durante todo el año o sólo durante ciertas estaciones? ¿Es el organismo sensible al manejo durante su recolección y transporte al laboratorio? ¿Se adaptará el organismo al agua del laboratorio o se necesita un abastecimiento de agua fresca diariamente desde el campo?

Ventajas

El más representativo de la comunidad impactada por el efluente.

Se puede seleccionar una especie importante en una comunidad específica.

Las pruebas de microcosmos conteniendo muchas especies puede prepararse fácilmente.

Se pueden desarrollar exámenes con varias especies en la misma cámara de prueba. Los organismos que son compatibles, tales como caracoles, almejas, peces y plantas acuáticas pueden incluirse en la misma cámara de prueba, permitiendo un estudio simultáneo de efectos múltiples.

Desventajas

La alta presión y mortalidad frecuentemente están asociadas con los procedimientos de recolección y transferencia.

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Muchos organismos pueden morir antes o durante la prueba y otros pueden ser inusualmente sensibles a sustancias tóxicas como resultado de la presión asociada con los procedimientos de recolección y transferencia. Las muertes en los controles pueden invalidar la prueba.

La disponibilidad de los organismos puede estar limitada.

Muchas especies no abundan durante todo el año o tienen varios cambios en su ciclo de vida.

La edad, salud y condiciones de cultivo de los organismos son desconocidas.

No existe manera de obtener organismos "estandarizados" del campo y frecuentemente hasta la edad es desconocida.

Recomendaciones

En general, es preferible utilizar organismos criados en el laboratorio en vez de los recolectados en el campo porque los exámenes estandarizados requieren de un abastecimiento siempre disponible de organismos en buena salud provenientes de cultivos de condiciones conocidas y constantes. Los bioensayos hechos en el laboratorio usando organismos recolectados en el campo han sido menos satisfactorios, con muy pocas excepciones. Los organismos recolectados en el campo son más satisfactorios cuando el laboratorio está cerca al lugar de recolección y el abastecimiento de agua desde allí está siempre disponible.

3. Organismos para bioensayos

El uso de más de una especie permitirá una determinación más cuidadosa de toxicidad porque los organismos acuáticos varían en sus respuestas a las sustancias tóxicas. Por ejemplo, los peces pueden ser mucho más sensibles que los invertebrados a una sustancia química, mientras que puede suceder lo contrario con otra sustancia química. Una especie de cada uno de los siguientes grupos ha sido encontrada adecuada.

algas plantónicas invertebrados peces

Esta sección trata cada uno de los principales grupos de organismos para bioensayos - algas, invertebrados y peces - y la información para ayudar en la selección de especies específicas de prueba dentro de cada grupo. Se presentan las ventajas y desventajas de cada grupo, así como de

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los subgrupos de invertebrados.

La Tabla 5.A.I.1 presenta los principales grupos de organismos para bioensayos e indica su adaptabilidad al cultivo de laboratorio versus la recolección de campo y la cantidad de información disponibe en los métodos de cultivo y prueba.

Criterios generales de selección Selección de especies Recomendaciones

Criterios generales de selección El primer paso es hacerse cada una de las siguientes preguntas.

¿Existe suficiente información sobre la historia de vida del organismo? ¿Sobre las técnicas de cultivo? ¿Sobre los procedimientos de bioensayos?

Los organismos acuáticos frecuentemente tienen ciclos de vida y requerimientos de cultivo y de manejo complejos. El desarrollo de esta información es una tarea larga que frecuentemente requiere años de investigación. Es muy recomendable que se consideren sólo aquellos organismos de los que se tiene información suficiente en cada una de estas áreas. Las especies con información limitada sobre cultivo y procedimientos de prueba deben evitarse.

¿Es apropiado el ciclo de vida de los organismos a los objetivos y diseño?

El diseño de los bioensayos tiene que ser cuidadosamente considerado en el contexto del ciclo de vida del organismo. La mayoría de protocolos de bioensayos agudos y crónicos requieren organismos jóvenes o recién nacidos. Sin embargo, algunos protocolos, tales como la prueba de crecimiento de ostras, se aplican a organismos adultos. Asimismo, para pruebas crónicas que involucran reproducción, el tiempo requerido para la reproducción del organismo es un factor clave.

¿El bioensayo es para toxicidad en agua o en sedimentos? Para sedimentos, ¿es el objetivo determinar las sustancias tóxicas que se filtrarán hacia el agua superficial o las sustancias tóxicas que pueden acumularse en los organismos bénticos?

Los sedimentos pueden servir como fuentes de sustancias tóxicas para el agua superficial o para los organismos bénticos que viven en los sedimentos. Las sustancias tóxicas que se mueven desde los sedimentos hacia el agua superficial pueden ser determinados preparando lixiviados del sedimento para bioensayos. También pueden ser de preocupación las sustancias tóxicas que están estrechamente ligadas a los sedimentos y que pueden ser bioconcentradas en organismos bentónicos, particularmente cuando éstos son un componente importante de una cadena alimenticia que resulta en la exposición humana.

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Los bioensayos para determinar toxicidad en agua o de sedimentos en contacto con agua se realizan en mejor forma con organismos plantónicos o de libre natación. Aún cuando el sedimento puede ser el material de prueba, la toxicidad puede ser evaluada exponiendo los organismos plantónicos a un lixiviado o a un extracto del sedimento usando el agua superficial.

Si se sospecha la presencia de sustancias tóxicas firmemente ligadas a los sedimentos, entonces deben usarse los organismos bentónicos en contacto directo con los sedimentos. Estas pruebas revelarán cualquier toxicidad de los sedimentos y también el potencial de bioacumulación de las sustancias tóxicas y su transferencia a través de la cadena alimenticia.

Selección de especies

Algas

Las algas representan un componente importante de cualquier comunidad acuática porque son el primer eslabón en la cadena alimenticia. Una sustancia tóxica no necesita ser directamente tóxica a los peces y otros animales acuáticos para impactar severamente sobre la salud de un sistema acuático.

Ventajas y desventajas de las algas como organismos de prueba

Ventajas

Existen sustancias químicas tóxicas para las algas tales como los herbicidas que pueden reducir la productividad del agua receptora, pero que no afectarán a los peces ni a los invertebrados. Se detectará la presencia de nutrientes que pueden incrementar la eutroficación y resultar en la muerte de los peces y los invertebrados.

La prueba de algas ayudará a determinar cuáles descargas son los principales contribuyentes de nutrientes y eutroficación. Los nutrientes estimularán el crecimiento de algas en el cuerpo receptor y resultarán en condiciones indeseables y toxicidad para los peces a través de los bajos niveles de oxígeno disuelto cuando el exceso de algas muere.

Existe información adecuada sobre cultivos y procedimientos de pruebas para muchas especies estándares. Los requerimientos de equipo y de espacio no son amplios ni costosos. Una prueba completa crónica generalmente requiere sólo de cuatro días. Las técnicas de cultivo y de pruebas son fáciles de aprender.

La capacitación necesaria sobre las técnicas de cultivo es relativamente mínima y puede ser aprendida frecuentemente de manuales y otra literatura, aunque es siempre preferible una

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capacitación "práctica" dada por un técnico experimentado.

Desventajas

Las sustancias químicas que sólo son tóxicas para animales no serán detectadas por algas. La numeración de las algas en las soluciones de prueba al final del período de prueba pueden ser largas y requerir tanto como un día completo para su realización.

Criterios para la selección de especies de algas

Características

Las especies "ideales" de algas para bioensayos deben tener las siguientes características:

Ser representativas de un eslabón importante en la cadena alimenticia

Muchas especies de algas verdes y diatomeas son alimento para el zooplancton y, por lo tanto, son apropiadas para bioensayos. Otras especies, tales como el alga filamentosa azul- verde, no son una buena fuente de alimento para organismos superiores en la cadena alimenticia y frecuentemente son indeseables debido a los problemas de sabor, olor y subproductos que son tóxicos para los animales.

Disponibilidad en cultivo puro

El aislamiento de un cultivo puro del agua natural requiere de mucho tiempo y habilidad. Se recomienda una especie proveniente de un laboratorio de abastecimiento algal.

Las algas crecerán en una célula simple o en pequeños grupos de células suspendidos en el agua.

La preparación de las algas para la prueba requiere de una suspensión uniforme de las células algales. Las formas filamentosas o las colonias grandes de células no pueden prepararse fácilmente en una suspensión uniforme. Asimismo, el conteo microscópico, una forma común de determinar el crecimiento algal, no es posible con formas filamentosas. Además, las especies que crecen adheridas a superficies no son tan deseables como las especies que crecen flotando libremente en el agua.

Suficiente información sobre requisitos para el crecimiento de nutrientes.

Las especies de algas varían en sus requisitos para cultivos, tales como nutrientes, temperatura, luz y aeración. Estos requisitos se establecen a través de pruebas

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exhaustivas y los de muchas especies ya son conocidos. Se deben evitar las especies de las que no se tiene tal información.

Fácilmente cultivables a temperatura ambiental.

Las especies algales que requieren soluciones complejas de nutrientes o condiciones especiales de temperatura y luz complicarán innecesariamente el bioensayo. Asimismo, deben evitarse las especies con períodos de descanso o ciclos complejos de vida. Preferentemente, las especies de prueba deben mantenerse en una fase vegetativa de crecimiento por períodos indefinidos de tiempo, cuando se les abastece de solución fresca de nutrientes regularmente.

Capaz de crecer en cultivos de agar

Los cultivos puros de algas pueden frecuentemente mantenerse por un año o más en cultivos de agar dentro de un refrigerador oscuro. Las especies que se adaptan a estas condiciones son deseables como un abastecimiento inmediato de cultivo puro y pueden mantenerse siempre listas con poco esfuerzo.

Recomendaciones para las especies de prueba

Los ensayos algales se recomiendan además de otras pruebas para consumo de oxígeno, tales como DBO si la eutroficación es un problema en el cuerpo de agua receptor.

Selenastrum capricornutum, es un alga verde unicelular, usada extensamente para trabajo de bioensayos y de la que existe considerable información sobre sus características de crecimiento y sus métodos de cultivo. También es apropiada como alimento para invertebrados tales como Daphnia y, por lo tanto, puede tener un doble propósito en el laboratorio. La U.S. EPA (1985) proporciona los métodos de cultivo y de prueba. Cualquier especie que tenga las características requeridas puede usarse como un organismo de prueba. Muchas algas verdes y diatomeas han sido usadas satisfactoriamente, aunque hay una tendencia a preferir las algas verdes. Una especie regional puede ser más representativa de las poblaciones naturales que el Selenastrum capricornutum.

Protozoos

Aunque los protozoos se cultivan fácilmente en el laboratorio, esta especie no hay sido ampliamente aceptada como un organismo estándar para bioensayos. Probablemente esto es debido a su pequeño tamaño y a las dificultades asociadas con la determinación de su respuesta a la sustancia tóxica, por ejemplo, el número de individuos vivos versus el número de muertos.

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Invertebrados

Los invertebrados son un grupo mucho más diverso que las algas o los peces, con diferencias dramáticas en su forma física, sus características históricas de vida y sus requisitos de cultivo.

Rotíferos

Los rotíferos son fácilmente cultivados en el laboratorio pero no han sido ampliamente utilizados, probablemente debido a su pequeño tamaño. Sin embargo, recientemente se ha desarrollado una prueba que permite la eclosión de los organismos de prueba de los huevos secos y la evaluación de toxicidad rápida. Hasta la fecha esta prueba no ha sido usada extensivamente.

Cladoceros

Los cladoceros, incluyendo dáfnidos, están dentro de los organismos más utilizados para bioensayos y son el grupo recomendado en este informe para representar a los invertebrados.

Ventajas

Corto ciclo reproductivo

Los cladoceros son organismos partenogenéticos, es decir, tienen la habilidad de reproducirse sin machos. Esta habilidad simplifica significativamente su uso como organismos para bioensayos porque su período de reproducción es corto y simple.

Representante de un eslabón intermedio importante en la cadena alimenticia

El zooplancton, especialmente los "predadores" tales como dáfnidos que se alimentan de algas, es un eslabón importante entre los productores primarios y los peces. Las comunidades acuáticas pueden sufrir un daño significativo por sustancias tóxicas, tales como sulfato de cobre, que son más tóxicas para el zooplancton que para los peces.

Alta sensibilidad a sustancias tóxicas en el agua

En general, se ha encontrado que los dáfnidos son más sensibles que los peces a las sustancias tóxicas.

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Información extensa sobre técnicas de cultivo

Los dáfnidos, tales como Daphnia magna, Ceriodaphnia sp., han sido usados ampliamente para pruebas de bioensayos y existe considerable información sobre las técnicas de cultivo y la sensibilidad a las sustancias tóxicas. Los requisitos de temperatura, luz y nutrientes están bien definidos.

Las técnicas de cultivo son relativamente simples

Como con las algas, la necesidad de capacitación en las técnicas de cultivo es relativamente mínima, y puede aprenderse frecuentemente de manuales y otra literatura, aunque la capacitación "práctica" por un técnico experimentado es siempre preferible.

Los requerimientos de cultivo no son prohibitivos

El zooplancton es pequeño y requiere de poca agua comparado con los peces. Los refrigeradores de temperatura regulada tales como los usados para análisis de DBO pueden usarse para su cultivo y prueba.

Pruebas de toxicidad crónica o de ciclo de vida pueden hacerse en 1 a 3 semanas

El ciclo de vida de los invertebrados es relativamente corto y se puede monitorear su reproducción dentro de un período corto. Aunque el tiempo para un estudio crónico de invertebrados es mayor que para algas, es considerablemente menor que para peces.

Se puede usar para pruebas de suelo y sedimento así como para pruebas de agua

Los dáfnidos son de libre natación y, por lo tanto, son más apropiados para examinar agua y no sedimentos. Sin embargo, los dáfnidos también han sido usados satisfactoriamente con lixiviados de suelos y sedimentos. La toxicidad del lixiviado se usa entonces para reflejar la toxicidad del suelo o del sedimento.

Desventajas

Los dáfnidos son los organismos preferidos y tienen pocas desventajas comparados con otros organismos.

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Recomendaciones para las especies de prueba

Las especies comunes de prueba son Daphnia magna, D. pulex, D. similis y Ceriodaphnia sp. Existe gran cantidad de información disponible sobre cultivo y pruebas con estos organismos. La U.S. EPA (diciembre 1985 y marzo 1985) proporciona métodos de cultivo y de prueba.

Copépodos

Los copépodos no han sido extensamente usados como organismos para bioensayos, aunque existen procedimientos y métodos de cultivo para varias especies. Los copépodos tienen reproducción sexual (se requieren de machos y hembras) y nadan muy rápidamente, haciendo difícil su captura. Es probable que estas características hayan limitado su uso en bioensayos.

Camarones

Los camarones, particularmente algunas especies de aguas saladas y de estuarios, tales como Mysidopsis sp., han sido usados extensivamente en bioensayos agudos. Los organismos pueden ser cultivados en el laboratorio o recolectados en el campo. Los camarones se reproducen sexualmente y por lo tanto los métodos de cultivo son algo más complicados que para los cladoceros. Sin embargo, se han cultivado camarones en forma satisfactoria en el laboratorio.

También existen camarones de agua salada en poblaciones grandes y de monoespecies en muchas áreas costeras, y la recolección de campo es un método satisfactorio para obtener organismos de prueba. Los adultos son recolectados del campo y mantenidos en tanques. Los recién nacidos y las hembras que tienen huevos en el momento de la recolección son usados en el bioensayo.

Existen métodos estándares de cultivo y pruebas agudas de 96 horas para Mysidopsis sp. Estas directrices también pueden ser útiles si se selecciona una especie diferente de camarón de agua salada. Además, hay métodos de cultivo disponibles para otras especies, pero la M. sp. ha sido la más utilizada. La U.S. EPA (marzo 1985) proporciona métodos de cultivo y de prueba.

Anélidos, insectos, moluscos y crustáceos

Estos grupos también pueden usarse para pruebas de sedimento ya que las formas son predominantemente bentónicas. En general, existe menos información sobre cultivos y protocolos de bioensayos para organismos

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bentónicos que para especies plantónicas. Como ya se ha mencionado, las pruebas para sedimento frecuentemente se realizan con especies plantónicas preparando lixiviados o extractos de los sedimentos. Sin embargo, especialmente si la bioconcentración es una consideración principal, es importante usar un organismo que esté en contacto directo con los sedimentos.

Los organismos bentónicos son frecuentemente apropiados para la recolección de campo porque muchas especies pueden sobrevivir a los rigores de la recolección y la transferencia al laboratorio mejor que los organismos plantónicos. Asimismo, los organismos bentónicos son muy adecuados para las pruebas in situ, particularmente para estudios de bioconcentración. Una consideración importante es la disponibilidad de organismos suficientes en la etapa apropiada del ciclo de vida.

Anélidos

Los anélidos no han sido muy usados para bioensayos de agua dulce aunque las pruebas de agua salada con animales recolectados en el campo son más comunes. Existen protocolos para cultivo y pruebas para ambos grupos.

Insectos

Los insectos acuáticos son un grupo increíblemente diverso de organismos. La característica más sobresaliente relacionada a bioensayo es que, en muchos casos, las larvas o los organismos jóvenes son acuáticos, mientras que los adultos son terrestres y aéreos. Esta característica complica el proceso de cultivo de laboratorio, aunque se han desarrollado métodos exitosos para especies tales como Chironomus sp.

Muchos insectos acuáticos pueden recolectarse de ríos o lagos y transferirse al laboratorio satisfactoriamente. El problema principal está asociado con los cortos ciclos de vida, lo que significa que la etapa apropiada puede no estar disponible todo el año.

Moluscos

Los moluscos incluyen caracoles, almejas y ostras. Los caracoles no son estrictamente organismos bentónicos pero son apropiados para bioensayos porque ellos pueden criarse en el laboratorio y recolectarse del campo. Sin embargo, muy raras veces son considerados como organismos estándares para bioensayos.

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Las almejas de agua dulce o salada son usadas ampliamente para pruebas in situ, particularmente para exámenes de bioconcentración. Estos organismos pueden fácilmente transferirse del campo al laboratorio, pueden encontrarse en grupos pluri o monoespecíficos, tienen un largo ciclo de vida adulta y se alimentan filtrando el material dentro y fuera de los sedimentos. Estas características hacen que las almejas sean apropiadas para bioensayos en un área específica. Sin embargo, su limitado éxito en el cultivo de laboratorio significa que los adultos de almejas y ostras probablemente no son una buena elección para un programa estándar ampliamente aplicado.

Existen protocolos para pruebas con larvas. Las adultas se recolectan en el campo y en el laboratorio se induce la producción de larvas de natación libre. Estas técnicas han sido usadas satisfactoriamente y frecuentemente son seleccionadas para pruebas con agua salada en las que el número de organismos de natación libre para bioensayos está más limitado que en agua dulce. Sin embargo, las larvas no están en contacto con los sedimentos si no son de natación libre.

Crustáceos

Los anfípodos son crustáceos bentónicos que han sido usados satisfactoriamente en bioensayos, principalmente, recolectados del campo. Si una fuente de anfípodos es identificada, existe suficiente información en la literatura para desarrollar protocolos para su examen.

Peces

Los peces todavía están considerados por muchos toxicólogos acuáticos como los organismos de prueba más apropiados porque tienen la importancia más directa a los seres humanos. Los peces ofrecen la ventaja adicional de permitir análisis biológicos más sofisticados tales como estudios histológicos y patológicos. Además, debido a que los peces son consumidos directamente por los seres humanos, la información acerca de la concentración de las sustancias tóxicas en sus tejidos es un componente importante de un programa toxicológico.

Existen muchos protocolos de bioensayos para peces en diferentes etapas de su ciclo de vida, incluyendo pruebas para su primera edad, para huevos y larvas, así como para su crecimiento a largo plazo y su reproducción.

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1.

Ventajas y desventajas de peces como organismos de bioensayos

Ventajas

El nivel más alto de la cadena alimenticia y el predictor más directo de la salud de una comunidad acuática

La selección de una especie de peces de importancia económica clave como organismo para bioensayos permite una extrapolación directa de toxicidad al impacto. Mientras que, si el objetivo del bioensayo es proteger los peces, el uso de algas o invertebrados siempre conllevará un alto grado de incertidumbre.

Puede usarse para estudios toxicológicos más sofisticados que los invertebrados o algas

La toxicología de los peces es extensa porque los efectos, tales como la química de la sangre, los tejidos corporales y los órganos, puede fácilmente ser estudiada, mientras que estos tipos de estudios no son posibles en invertebrados.

Desventajas

Requieren un laboratorio de temperatura controlada y un abastecimiento inmediato de grandes volúmenes de agua de prueba Requieren de un conocimiento muy profundo de las técnicas de cultivo y de prueba Sus características de largo plazo de reproducción e historia de crecimiento de vida reprimen este tipo de pruebas

Recomendaciones

Un programa toxicológico completo debería incluir pruebas con peces. La prueba actualmente recomendada es una de larvas de peces de 7 días que proporciona datos crónicos en un corto período de tiempo. Los peces jóvenes representan un componente sensible y clave de cualquier sistema acuático. La información adecuada sobre cultivos de laboratorio y la facilidad de inducir la reproducción en el laboratorio son necesarias para esta prueba. La U.S. EPA (diciembre 1985, marzo 1985) proporcionan detalles de los métodos de prueba y de cultivo. Rand, et al. (1985) proporciona una revisión de las capacidades de prueba.

Referencias

BUIKEMA, A.L.; NEIDERLEHNER, B.B. y CAIRNS, J. Jr. 1982. Biological

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2.

3.

4.

monitoring. Part IV - Toxicity testing. Water Research, Vol. 16, pp. 239-262. RAND, G.M. y PETROCELLI, S.R. 1985. Fundamentals of aquatic toxicology. McGraw- Hill International Book Company, Ciudad de México y Sao Paulo. *U.S. ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY. Diciembre de 1985. Short-term methods for estimating the chronic toxicity of effluents and receiving waters to freshwater organisms. EPA/600/4-85/014. *U.S. ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY. Marzo de 1985. Methods for measuring the acute toxicity of effluents to freshwater and marine organisms. EPA/600/4- 85/013.

________________ * Disponibles de: National Technical Information Service

U.S. Department of Commerce 5285 Port Royal Road Springfield, Virginia 22161, U.S.A.

Dra. Linda L. Henry, Ph.D. BCM Engineers, Inc. 1 Plymouth Meeting Plymouth Meeting, PA 19462 U.S.A.

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MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

Anexo 5.A.II: Problema Ejemplo: Análisis de datos

Preparado por: Ing. Enrique Ortíz Profesional Joven Residente, CEPIS SEDUE, México

Concentraciones de plomo presentes en las aguas del río Rímac (Perú) durante la campaña de muestreo realizada del 9-83 al 10-86, siguiendo los pasos presentados en la Sección 5.11.

PASOS 1, 2, 3 y 4:

DATOS DE PLOMO EN EL RIO RIMAC Punto 1 (km 73)

(m/n+1) 100 ln

(Pb) Pb

(mg/l) No.(m)

7,14 -3,32 0,036 1

14,29 -2,81 0,060 2

21,43 -2,49 0,083 3

28,57 -2,33 0,097 4

35,71 -2,30 0,100 5

42,86 -2,12 0,120 6

50,00 -1,61 0,200 7

57,14 -1,20 0,300 8

64,29 -0,94 0,390 9

71,43 -0,69 0,500 10

78,57 -0,19 0,830 11

85,71 -0,06 0,940 12

92,86 0,59 1,800 13

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PASOS 5 y 7 (ver en hoja gráfica)

PASO 7:

Cálculo de ln X0,05, ln X0,50, ln X0,84 y ln X0,95 a partir de la Figura 5.A.II.1:

ln X0,05 = -3,58 ln X0,50 = -1,44 ln X0,84 = -0,15 ln X0,95 = 0,71

PASO 8:

Cálculo de la mediana (igual al promedio) y de la desviación estándar de los logaritmos naturales:

Mlnx = µlnx = ln X0,50 = -1,44 ....(5.12)

õlnx = ln X0,84 - ln X0,50 ........(5.13)

õlnx = -0,15 - (-1,44) = 1,29

õ2lnx = 1,66

PASO 9:

Cálculo de los valores estadísticos (mediana, promedio y varianza) de los datos originales no transformados.

Mx = exp µlnx ...........(5.8)

Mx = exp (-1,44) = 0,24

µ(x) = exp [µlnx + (1/2) õ2lnx ] ...........(5.9)

µ(x) = exp [-1,44 + (1,66/2)] = 0,54

õ2x = [exp (2µlnx + õ2lnx)] [exp õ2 - 1] ......(5.10)

õ2 x = [exp (2(-1,44) + 1,66)] [exp 1,66 - 1]

õ2 x = 1,26

õx = 1,12

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PASO 10:

Cálculo de los percentiles X0,05 y X0,95 de los datos originales no transformados.

X0,05; 0,95 = exp [µlnx ±: 1,64 õlnx] .........(5.11)

X0,05; 0,95 = exp [-1,44 + 1,64 (1,29)]

X0,95 = 1,9652

X0,05 = 0,0286

RESUMEN:

= 0,0286 X0,05

= 0,24 Mx

= 0,54 µ(x)

= 1,12 õx

= 1,26 õ2x

= 1,9652 X0,95

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a.b.c.d.

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1.2.

3.

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c.

1.2.

MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.10 Experimentos en laboratorio

Para un estudio de una sustancia química tóxica en un lugar específico, el mejor método para obtener los coeficientes de reacción y de transferencia para el modelo es a través de experimentos directos usando agua y sedimentos del lugar. Estos experimentos de laboratorio incluyen:

Partición de los sólidos Degradación Toxicidad Factor de bioconcentración para peces residentes.

Si no se dispone de datos en la literatura, deben determinarse los siguientes parámetros a través de experimentos de laboratorio:

Constante de Henry Coeficiente de partición octanol-agua.

En cada uno de estos experimentos se debe tener cuidado al aislar el proceso en estudio. Se debe seguir la siguiente orientación:

(1) Partición con sólidos:

Use un recipiente cerrado para evitar la pérdida de la sustancia química por volatilización. Use tiempos de equilibrio de 2 a 4 horas para minimizar la pérdida de sustancia química debido a reacciones. Conduzca experimentos con diferentes concentraciones de sólidos para determinar si el coeficiente de partición varía con dicha concentración.

(2) Pérdidas:

Use un recipiente cerrado para impedir la volatilización Para determinar la hidrólisis (véase también la Sección 4.5.2.1c):

Esterilice el sistema para eliminar la degradación biológica. Cubra el recipiente de la experimentación para eliminar la fotólisis.

Para determinar la fotólisis (véase también la Sección 4.5.2.1b):

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d.

1.2.

3.

4.5.

1.2.

a.

b.

c.

Esterilice el sistema. Coloque el recipiente de la experimentación a la luz del sol en el cuerpo de agua sometido a estudio. La duración de la prueba debe ser de un múltiplo de días completos para obtener una tasa diaria integrada. Las pruebas deben llevarse a cabo en días con sol y en días nublados. La tasa de fotólisis es igual a la tasa de pérdida total menos la tasa de hidrólisis.

Para determinar la biodegradación (véase también la Sección 4.5.2.1d): Cubrir el recipiente experimental La tasa de biodegradación es igual a la tasa de pérdida total menos la tasa de hidrólisis.

(3) Bioconcentración: (véase también la Sección 4.6.1).

La exposición total del animal a la sustancia química (agua y alimento) tiene que ser cuantificada. La duración de las pruebas debe ser tal que el animal alcance o esté cerca de llegar al equilibrio final. Los cambios de peso durante el experimento deben ser determinados de modo que el factor de bioconcentración pueda ser adaptado al crecimiento del animal.

Los procedimientos específicos para cada experimento en laboratorio son presentados en varias publicaciones. Los ejemplos representativos por experimento son:

- Karickhoff y Brown, 1979- Karickhoff, et al. 1979 - Horzempa y Di Toro, 1983- Di Toro, et al. 1986

a. Partición con sólidos

b. Hidrólisis

- Miller, et al. 1980 c. Fotólisis

d. Biodegradación

e. Bioconcentración

- Mackay, et al. 1979 f. Constante de Henry

- Karickhoff y Brown, 1979 octanol-agua- Armstrong, et al. 1980

g. Coeficiente de Partición

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Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.11 Análisis y presentación de datos

Datos del Tipo "por debajo del límite de detección" Calculo de la media "ajustada" Calculo de la madia y el desvío estándar "Windsorized"

Los datos de sustancias químicas en cuerpos de agua naturales tienden a ser muy variables en espacio y tiempo. En general, se pueden considerar los datos distribuidos de acuerdo a una distribución de probabilidad log-normal y como tal, es ventajoso analizar los datos usando aquella distribución. La función de probabilidad log-normal es dada por:

2 1 1 x f(x) = --------- exp[ - 1/2 (---- ln [--] )]........(5,7) xõ PI2 õ M lnx lnx x

donde:

= la desviación estándar de los logaritmos de x, õlnx

M = la mediana = exp µ ...............(5.8) x lnx

donde:

µlnx = es el promedio del logaritmo de x

El valor promedio de la variable no transformada es entonces:

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1.2.3.

4.

5.6.7.

8.

1 2 µ = exp [µ + --- õ ] ......... (5.9) (x) lnx 2 lnx

La varianza es

õ2x = exp[2µlnx + õ2

lnx ][exp õ2lnx - 1] ..........(5.10)

Los niveles de 5 y 95% son:

x0,05;0,95 = exp[2µlnx ± 1,64 õlnx] ........(5.11)

Mientras que estos cálculos suministran estimados de los parámetros estadísticos relevantes, es útil graficar los datos de la sustancia química en hoja de probabilidad log-normal y estimar la mediana (igual al promedio) y la desviación estándar de los logaritmos de los datos.

Para graficar los datos en la hoja de probabilidad log-normal, se sugiere lo siguiente:

Disponer los datos en orden creciente. Calcular los logaritmos naturales de los datos. Asignar un número índice consecutivo, m, a cada valor (m = 1, 2, .... n, donde n es el número de datos). Para cada uno de los datos, calcular su posición en el gráfico (por ejemplo, el porcentaje de valores iguales o menores) por medio de la expresión:

m p = ------- 100 ................ (5.12) (n+1)

Graficar el n de los datos versus [(m/n+1) 100] en una hoja de probabilidad. Ajustar los puntos de la gráfica a una línea recta. Calcular por medio de interpolación los logaritmos naturales de los siguientes percentiles: X0,05, X0,50, X0,84, X0,95. Estimar el valor de la mediana (igual al promedio) y de la desviación estándar de los logaritmos naturales de los datos a partir de las siguientes ecuaciones y del gráfico (ver Figura 5.5):

Mlnx = µlnx = ln X0,50 ........(5.12)

õlnx = ln X0,84 - ln X0,50 .......(5.13)

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9.

10.

Calcular los valores estadísticos (mediana, promedio y varianza) de los datos originales no transformados por medio de las Ecuaciones 5.8, 5.9 y 5.10, respectivamente. Calcular los valores de los percentiles 5% y 95% de los datos originales no transformados por medio de la Ecuación 5.11.

La Figura 5.5 ilustra el gráfico final. Con fines de presentación, se sugiere que el promedio, la mediana y los percentiles de 5 y 95% sean graficados versus la distancia o tiempos considerados. La Figura 5.6 ilustra esquemáticamente el gráfico. Es claro que se pueden también determinar otras pruebas estadísticas para representar el comportamiento de la sustancia química en estudio. En el Anexo 5.A.II de esta sección se incluye un ejemplo ilustrativo del análisis y presentación de los datos.

Datos del tipo "por debajo del límite de detección"

Debido a las bajas concentraciones en que se encuentran algunas sustancias químicas de interés, los datos son frecuentemente reportados como "por debajo del límite de detección". Estos datos pueden ser tratados de la misma manera que en el análisis precedente, arreglando los "datos por debajo del límite" al principio de la serie ascendente de datos. En la medida en que hay una cantidad suficiente de datos por encima del límite de detección, es todavía posible estimar la mediana y desviación estándar de los logaritmos de los datos. La Figura 5.7 muestra una gráfica típica en la cual los "datos por debajo del límite" han sido incluidos.

Cálculo de la media "ajustada" (Gilbert, 1987)

Una alternativa para el cómputo de datos "menores que el límite de detección" o "trazas" es el cálculo de media ajustada a 100p%, donde O p 0,50. Para ello se calcula la media aritmética de los n(1 - 2p) datos remanentes luego de la eliminación de los valores mayores y menores que el producto np.

Si el número de valores reportados como "menor que" o "trazas" es menor que np, luego se puede calcular la media ajustada. El rango sugerido para p es 0,15 a 0,25. Si los datos son de tipo log-normal, emplear logaritmos.

Como ejemplo supongamos que tenemos n = 27 datos de una distribución simétrica con una media real. Si queremos estimar empleando una media ajustada al 25%, hacemos el producto np igual a 6,75. Luego se descartan los seis valores superiores e inferiores de la serie. La media aritmética de los valores de los 15 datos restantes es un estimado de.

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1.

2.

3.4.

Cálculo de la media y de la desviación estándar "Windsorized"

Otra técnica para evaluar la media y el desvío estándar de una distribución simétrica, cuando pocos datos de la serie son menores que el límite de detección o trazas, es la siguiente (Gilbert, 1987):

Reemplazar los valores "menores que" por el primer valor reportado por encima del límite de detección. Reemplazar una cantidad equivalente de los valores superiores por el primer valor numérico inferior a éstos. Calcular la media de la muestra xw y la desviación estándar, S, del nuevo conjunto de datos. La nueva desviación estándar estará dada por:

S (n - 1)Sw = ----------- v - 1

donde n es el número total de datos y v es el número de datos no reemplazados. Si la distribución de los datos es log-normal, este procedimiento puede ser aplicado a los logaritmos de los datos y luego se deben emplear las transformaciones para calcular la media y el desvío estándar.

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1.2.3.4.5.6.7.8.9.

1.2.3.4.5.6.7.

1.2.3.4.5.6.

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Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.2 Propiedades de las sustancias químicas

Como se puntualizó previamente en la secciones 3 y 4 algunas informaciones básicas sobre las propiedades de sustancias químicas en general y de sustancias orgánicas en particular, son necesarias para iniciar la evaluación de la naturaleza y extensión del programa de muestreo y monitoreo. Las propiedades básicas de las sustancias químicas orgánicas incluyen:

Nombre químico de la sustancia Nombre comercial Fórmula estructural Fórmula molecular Masa molecular Punto de fusión Presión de vapor Solubilidad en agua Coeficiente de partición octanol-agua.

Además de esas propiedades, es conveniente contar con información sobre lo siguiente:

Constante de Henry Productos de degradación y conversión Tasa de hidrólisis Tasa de fotólisis Tasa de biodegradación Coeficiente de partición sólidos-agua Factor de bioconcentración

Algunas fuentes que pueden suministrar en parte esta información incluyen:

Handbook of Chemical Property Estimation Methods (Lyman et al. 1982) Pesticide Index (Wiswesser, 1976) Treatability Manual (U.S. EPA, 1980) Water Quality Assessment (Mills et al. 1982) Handbook of Environmental Data on Organic Chemicals (Verschueren, 1983) Water-Related Environmental Fate of 129 Priority Pollutants Volumes I and II (Callahan, et

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al. 1979)

En algunos casos, puede ser necesario llevar a cabo experimentos de laboratorio para determinar ciertas propiedades en condiciones locales específicas, tales como el tipo y concentración de sólidos, población de microbianas y plantas y animales acuáticos. Estas pruebas específicas de laboratorio serán discutidas más adelante en la Sección 5.10.

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Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.3 Escalas de espacio y tiempo

Prosiguiendo con la determinación de las propiedades de las sustancias químicas y con la revisión del marco analítico de la sustancia química bajo estudio, el próximo paso consiste en una evaluación de las escalas de espacio y tiempo bajo las cuales se deberá conducir el programa de muestreo. La Sección 3.2 de este manual contiene este aspecto para una evaluación preliminar del problema.

La principal interrogante para este propósito es:

"¿En qué extensión, en qué lugares y con qué frecuencia deberán ser colectadas las muestras"?

Escala de espacio Escala de Tiempo

Escalas de espacio

Para la determinación de la escala de espacio apropiada sobre la cual se van a colectar las muestras, deben tomarse en cuenta las siguientes escalas:

Zona de mezcla local - 0,1 a 1-5 Km Escala regional - 1-5 a 10-50 Km Escala de cuenca - 50 Km

Zona de mezcla. La zona de mezcla local es la región donde se permite que la concentración de la sustancia química exceda un estándar específico de calidad de agua. El muestreo debe realizarse lateralmente a través del río o radialmente extendiéndose hacia afuera de las orillas de un lago, a fin de describir la extensión de espacio en que se puede efectuar la hipótesis de mezcla completa. Puede ser necesario realizar un muestreo local tan detallado una o dos veces, a fin de describir la zona de mezcla.

Escalas regional y de cuenca. Para un río, la ecuación básica de estado permanente que describe

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a.

b.c.

la distribución longitudinal de una sustancia química ha sido descrita en las secciones 3 y 4. La ecuación es:

vT xcT = c exp (- --- --- ) = cTo exp (-KT t) ..............(5.1) H U

Se hace notar que la distribución depende de la tasa neta de pérdida de las sustancias químicas y de la hidrología del río (profundidad y velocidad). La concentración máxima (admitiendo mezcla completa) ocurre en el punto de descarga.

Por lo tanto, la extensión de la escala regional en la cual se conducirá el muestreo longitudinal, se determinará por medio de tres factores principales:

Lugares críticos de probable interferencia de la descarga con el uso del agua, tales como puntos de toma de agua para abastecimiento público o impactos locales sobre el ecosistema acuático; Si hay más de una fuente descargando sustancias tóxicas a lo largo del río, y La velocidad del río y la tasa neta de pérdida de la sustancia química.

Si no existen puntos críticos o potenciales aguas abajo de la descarga y si no hay otra fuente significativa sobre el cuerpo de agua, entonces puede ser necesario solamente un programa de muestreo cerca de la descarga para describir la zona de mezcla y las concentraciones máximas.

No obstante, si existen puntos de toma de agua para abastecimiento (u otras áreas de usos críticos de agua) aguas abajo de la descarga, sería necesaria una evaluación de la distancia longitudinal en la cual debe realizarse el muestreo. Esta evaluación puede efectuarse basada en lo descrito en las Secciones 3.2 y 3.4.

Si es necesario el muestreo aguas abajo de la descarga, las estaciones de muestreo deberán situarse aguas arriba y aguas abajo de todas las principales fuentes puntuales, fuentes dispersas y entrada de afluentes tributarios. Esto se ilustra en la Figura 5.2, la cual también indica que una estación deberá estar localizada en el punto de toma de agua para abastecimiento, así como en el lugar de distribución al consumidor.

Escalas de tiempo

Las consideraciones para determinar cuándo y con qué frecuencia muestrear incluyen:

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Los efectos agudos de las sustancias tóxicas descargadas en un corto período ( 1-4 días); tales fluctuaciones pueden impactar el ecosistema acuático o dar como resultado altas concentraciones al entrar en un sistema de distribución de agua; Los efectos crónicos de sustancias tóxicas (esto es, semanas a meses) sobre la salud pública o ecosistema acuático; y La posible acumulación a largo plazo de la sustancia química en los sedimentos, con una subsecuente reaparición potencial por resuspensión o difusión desde los sedimentos.

En la Sección 3.2.2 se discuten estos factores.

Por cuestiones de naturaleza práctica, no es usualmente factible muestrear sobre toda la escala de tiempo debido a limitaciones de costos y de recursos humanos. Si se conoce que los vertidos en el área de estudio varían en forma de "pulso" (como por ejemplo escurrimiento de áreas agrícolas luego de una aplicación esporádica de plaguicidas), las investigaciones de campo deben ser realizadas precisamente antes, y continuar por un período de varios días posteriormente.

Como guía general, las investigaciones de campo deben llevarse a cabo a escalas de espacio intensivas y en forma semanal o bisemanal, varias veces al año. Las investigaciones estacionales deben realizarse durante períodos de bajo flujo y durante períodos de erosión potencial de sedimentos, si hay partición de la sustancia química a los sólidos suspendidos.

Es preferible este esquema de monitoreo, en el cual se realizan varios muestreos intensivos durante el año, a un programa de monitoreo más disperso a lo largo del año y con pocas estaciones. Para cubrir los intervalos entre los muestreos intensivos, se pueden mantener varias estaciones clave de monitoreo o de control, con muestreos semanales durante el año. Sin embargo, se debe recordar que los análisis de laboratorio para la mayoría de las sustancias tóxicas son complejos y que la especificación de una cantidad excesiva de muestras puede resultar una actividad irrealista para una determinada situación.

Asimismo, como se observará más adelante, la colocación de biomonitores en el campo, tales como peces o crustáeos, permite obtener una muestra integrada por un período más largo (por ejemplo, semanas) con un esfuerzo considerablemente menor que efectuar una muestra compuesta a partir de muestras individuales sacadas en el mismo lapso.

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MANUAL DE EVALUACION Y MANEJO DE SUSTANCIAS TOXICAS EN AGUAS SUPERFICIALES

Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.4 Descargas

Luego de haber determinado las escalas de espacio y tiempo adecuadas, debe considerarse el muestreo de las descargas al sistema hídrico. Los tipos generales de descargas son:

Fuentes puntuales - continuas o intermitentes Descargas de residuos domésticos y municipales Descargas de residuos industriales

Fuentes dispersas - continuas o intermitentes Escorrentías de áreas agrícolas Escorrentías de áreas urbanas y suburbanas Aportes atmosféricos

Para los efluentes de fuentes puntuales en estudios de sustancias tóxicas, sería conveniente efectuar estimados o mediciones de:

Masa de sustancias químicas usadas o producidas Flujo Conductividad, cloruros Sólidos suspendidos totales Concentración total de sustancia(s) química(s) bajo estudio Concentración disuelta de sustancia(s) química(s) Toxicidad total del efluente

Como se explicó anteriormente, si la descarga incluye una mezcla de muchas sustancias químicas, entonces se deberá medir la toxicidad total del efluente. El uso de mediciones de toxicidad se discute en más detalle en las Secciones 3.1 y 5.5.

Como información adicional básica, es frecuentemente útil incluir en el muestreo de la fuente puntual los parámetros más tradicionales como:

Temperatura Demanda bioquímica de oxígeno (DBO) Oxígeno disuelto (OD) Serie de nitrógeno (amonio, nitrito, nitrato)

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a.b.c.

Estas mediciones pueden ser necesarias si, por ejemplo, los bajos valores de oxígeno pueden estar agravando un problema de sustancias tóxicas. Para las fuentes dispersas, en particular las de tipo intermitente que tienden a estar asociadas con escorrentías agrícolas y urbanas producidas por precipitaciones, debe realizarse un esfuerzo para medir la descarga durante estos eventos transitorios. Por lo tanto, para las descargas de fuentes dispersas deberán realizarse mediciones de:

Tasas de aplicación o uso de sustancia(s) química(s) Precipitación Escorrentías Conductividad, cloruros Sólidos suspendidos totales Forma total y disuelta de la(s) sustancia(s) química(s) Toxicidad

Si los aportes atmosféricos se consideran significativos (como por ejemplo, en lagos o en la proximidad de altas concentraciones atmosféricas en áreas agrícolas o industriales), pueden requerirse mediciones de:

Concentración de partículas en la atmósfera Concentración de la(s) sustancia(s) química(s) en las partículas Concentración de la(s) sustancia(s) química(s) en la fase de vapor

En algunos casos puede ser necesario el uso de áreas experimentales de terreno para medir el aporte de carga tóxica en condiciones controladas. Midiendo toda la carga tóxica que entra y que sale de una cuenca experimental, se puede disponer de bases para extrapolar los resultados a áreas más extensas de la región de estudio.

Las áreas experimentales pueden ser del orden de 1-10 hectáreas o más. Un lote de tierra en el cual no se aplican sustancias químicas es usualmente necesario para el control.

Se instalan equipos para mediciones de lluvia y de escorrentía superficial (por ejemplo, vertederos) a efectos de medir el coeficiente de escorrentía para las condiciones de suelo existentes en el área. Se emplean tasas conocidas de aplicación o de aporte de sustancias químicas (por ejemplo, plaguicidas), y las concentraciones de sustancias tóxicas (total y disuelta) se miden en el agua de salida. Estos resultados experimentales pueden suministrar algunas relaciones empíricas sencillas entre tasas de aplicación o de aporte y las cargas de sustancias químicas que resultan en el agua de salida (véase la Sección 3.3.2).

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Sección 5 : Orientación para muestreo, monitoreo y análisis de datos

5.5 Toxicidad

El enfoque principal en el análisis de sustancias químicas tóxicas en aguas naturales es la evaluación del impacto potencial de dicha sustancia sobre la población humana expuesta y sobre el ecosistema acuático. Para la descarga de una única sustancia química, las concentraciones calculadas por el modelo pueden ser comparadas con datos toxicológicos para evaluar su impacto. No obstante, cuando varias sustancias químicas están presentes en el cuerpo de agua, la interacción toxicológica entre estas sustancias puede invalidar los datos de toxicidad de las sustancias aisladas. Además, la elaboración de un inventario completo de las sustancias químicas presentes y sus concentraciones individuales puede resultar difícil o imposible de realizar. Para estos casos, puede ser útil la determinación de la toxicidad total de las descargas al cuerpo de agua y también la del cuerpo de agua mismo. Esta medición de toxicidad puede emplearse para evaluar el significado de cada descarga en el cuerpo de agua. También puede ser utilizada como variable de calibración en un modelo de toxicidad.

Mount et al. (1984) ha desarrollado procedimientos experimentales para medir efectos agudos y crónicos de sustancias químicas tóxicas en dos organismos indicadores: Ceriodaphnia y "fathead minnow". Se define una serie de diluciones de muestras de agua (muestras de descargas o de agua de río). Los organismos introducidos en estas diluciones son monitoreados para un efecto específico tal como mortalidad o disminución de la fecundidad. Los resultados de estas pruebas son empleados para determinar la dilución de la descarga, o de la muestra del cuerpo de agua, de la cual se espera un efecto específico en 50% de los animales expuestos (esto es, EC50 para un efecto subletal, LC50 para un efecto letal o NOEL para el nivel en que no se observa ningún efecto). (Véase también la Sección 3.1).

Las diluciones correspondientes a EC50 o LC50 o NOEL pueden convertirse en una medida más útil llamada Unidad de Toxicidad (TU):

TU = 100/(EC50 o LC50 o NOEL) .................. (5.2)

Las unidades de toxicidad son una medición de la toxicidad de una muestra en múltiplos de EC50 o LC50 o NOEL. La ventaja de las unidades de toxicidad es que éstas pueden ser tratadas de forma análoga a unidades de concentración cuando se hacen cálculos de dilución u otro cálculo de balance de masa como en los modelos de calidad de agua (véase la Sección 3.4).

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Las unidades de toxicidad deben determinarse para todas las descargas a cuerpos de agua que se sospeche sean tóxicas y también en estaciones de muestreo del mismo. Las estaciones de muestreo en el cuerpo de agua deben ser colocadas de forma tal que se permita obtener un perfil espacial de la toxicidad en el cuerpo de agua. De esta forma, se puede efectuar una comparación cuantitativa del perfil de toxicidad en el río con la toxicidad de las descargas, a fin de evaluar la importancia de cada descarga individual. Para esta comparación, las unidades de toxicidad en cada descarga deben convertirse en unidades de masa, multiplicándolas por el caudal correspondiente a la descarga.

La U.S. EPA (1985) desarrolló un procedimiento de selección que puede ser utilizado para comparar descargas en cuerpos de agua en términos de sus impactos tóxicos potenciales. Esta selección se basa en la comparación entre el caudal de las aguas receptoras (un caudal mínimo de diseño) y el caudal de la descarga, expresada como razón de dilución para el efluente. Los pasos a seguir en este procedimiento se resumen a continuación:

(1) razón de dilución 10 000 a 1: baja prioridad para estudios de toxicidad (2) razón de dilución entre 1000 a 1 y 10 000 a 1: realizar un cuadro de toxicidad aguda como sigue:

colectar de 4 a 6 muestras del efluente en un día; para cada muestra, realizar bioensayos agudos durante 24 horas con efluente de concentración 100%, usando daphnia y peces; si se presenta mortalidad mayor o igual al 50% en 3 o más muestras, se requiere efectuar pruebas posteriores.

(3) razón de dilución entre 100 a 1 y 1000 a 1: realizar un cuadro de toxicidad crónica por 7 días como sigue:

colectar 4 a 6 muestras compuestas del efluente de 24 horas por un período de 4 a 6 días consecutivos; para cada muestra realizar bioensayos crónicos con efluente de concentración 100%, usando cladoceros y peces; si se observa un efecto del 50% o más entre los organismos de control y los testigos, se requiere realizar pruebas posteriores.

(4) tasa de dilución 100 a 1: En lugar de realizar los cuadros de sondeo como en los casos anteriores, hacer una caracterización completa de toxicidad.

Los procedimientos para una caracterización completa de toxicidad se presentan en el documento de U.S. EPA (1985). Estos procedimientos incluyen pruebas intensivas de bioensayos con una variedad de organismos en un esfuerzo por reducir las incertidumbres en la evaluación de toxicidad.

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Para información adicional sobre técnicas, metodologías y organismos adecuados para pruebas de bioensayos, hacemos referencia a los siguientes documentos:

ORTIZ, E., et al. 1988. Manual para bioensayos con cladoceros. Incluye información detallada sobre planificación y realización de bioensayos, así como sobre la biología de las especies. Claro y fácil de entender para el no especialista. GOULDEN y HENRY, L. 1987. Recoge la metodología detallada sobre el cultivo de Daphnia sp para las pruebas de toxicidad. COMISION PERMANENTE DEL PACIFICO SUR (CPPS). 1988. Documento interesante que resume el Curso Regional organizado por esta Comisión en conjunto con otros organismos internacionales (PNUMA/LOI/FAO) sobre bioensayos y pruebas de toxicidad con organismos marinos. HENRY, L. 1988. Se trata de un breve informe que proporciona información útil acerca de los criterios de selección y las ventajas y desventajas del uso de los principales grupos de organismos para pruebas de bioensayos. Se adjunta como Anexo 5.A.I. TREVORS y LUSTY. 1985. Presenta un programa para computador personal en lenguaje BASIC para calcular la dosis letal en bioensayos.

Se puede efectuar un análisis cuantitativo de toxicidad a un cuerpo receptor, aplicando un modelo de destino a la toxicidad descargada al mismo. Resulta complicado desarrollar un modelo de toxicidad ya que su comportamiento en un cuerpo de agua depende del tipo de sustancia química descargada y de la interacción de estas sustancias con otras ya presentes en el mismo. Un análisis de toxicidad en el río Naugatuck en Connecticut fue moderadamente exitoso (Di Toro y Hallden, 1985) y es la única aplicación disponible de un modelo de toxicidad en cursos de agua.

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5.6 Transporte

Flujo de Agua Velocidad y dispersión

Flujo de agua

El flujo de agua en ríos se determina por la hidrología de la cuenca del río y las prácticas operacionales de las estructuras de control tales como presas. La variación del flujo a lo largo del año tiene un efecto significativo en las concentraciones de sustancias tóxicas en el río. La relación entre concentración y flujo dependerá de tres factores:

el tipo de descarga (fuente puntual vs. fuente dispersa): Para una fuente puntual la dilución de la descarga causa disminución de la concentración en la medida que el caudal aumenta (véase la Sección 3.4.1). Debido a que una sustancia química que se origina en una fuente dispersa es arrastrada por la escorrentía, las concentraciones tienden a aumentar con el caudal. Sin embargo, la relación entre concentración y caudal es complicada por diversas razones:

el área en la cual se origina la sustancia química puede representar apenas una parte del área de drenaje total de la cuenca. Las variaciones en la precipitación dentro de la cuenca tenderían a confundir cualquier relación general con el caudal. la sustancia química puede estar presente en la cuenca apenas parte del año. Las concentraciones tienden a aumentar después de un evento hidrológico solamente durante aquella parte del año. Los plaguicidas y herbicidas son sustancias químicas que siguen ese comportamiento.

grado de adsorción de la sustancia química a los sedimentos: Como se vió en las Secciones 3 y 4, las sustancias químicas que se adsorben a los sólidos tienden a acumularse en los sedimentos. Cuando el sedimento es erosionado y conducido a la columna de agua, la sustancia química asociada al sedimento es también conducida a la columna líquida y la concentración aumenta. Como resultado, la relación típica entre descarga y concentración para una fuente puntual de una sustancia química que se adsorbe, es un decaimiento inicial en la concentración seguido de un crecimiento en la medida que el caudal se torna

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3.

suficientemente alto para erosionar los sedimentos del fondo. La Figura 5.3 ilustra esa relación para PCBs en el río Hudson. la presencia en cuerpos de agua de estructuras de control tales como presas: La presencia de estructuras de control aguas arriba, tales como presas, afecta significativamente el movimiento de la sustancia química en el cuerpo de agua. Las concentraciones aguas abajo dependen de la descarga a través de la estructura y también de la profundidad en que el agua es lanzada desde la estructura. Las presas y los reservorios retienen detrás de ellos las sustancias químicas, particularmente aquellas asociadas con los sólidos suspendidos que se depositan en el reservorio. Cualquier actividad que dé como resultado la resuspensión y transporte de esos sedimentos, aumentará la concentración de sustancias químicas aguas abajo. Estas actividades pueden incluir caudales muy altos que arrastran los sedimentos de fondo o que la descarga de agua de la presa esté muy cerca del fondo del embalse. En ausencia de estas actividades, el efecto principal de una presa es disminuir estos efectos y, por lo tanto, la concentración de sustancias químicas aguas abajo.

Dado que el enfoque de una evaluación de sustancias químicas en un cuerpo de agua es determinar y analizar las condiciones que representan alguna condición crítica, la elección de condiciones de flujo debe reflejar el tipo de fuente, las características de adsorción de la sustancia química y la presencia de estructuras de control en el cuerpo de agua. Para la mayoría de los casos, los períodos de flujos bajos representan la condición crítica.

La determinación de los flujos durante los períodos de estudio del cuerpo de agua se inicia con los datos de caudales proporcionados por las estaciones de aforo y estructuras de control. Estos datos suministran caudales en puntos específicos a lo largo del cuerpo de agua. Para estimar la variación de caudal entre estos puntos se pueden emplear dos aproximaciones: 1) estudio directo en el río, o, 2) aplicación de tasas de flujo con respecto al área.

La medición directa del caudal en el río se basa en el aforo directo o en el cálculo de dilución en el lugar de descarga de una fuente puntual continua de un trazador conservativo. Para esta última, la ecuación que define el caudal en el río es:

c - c i r2 Q = Q -------------- ..........(5.3) r1 i c - c r2 r1

en la cual:

= caudal del río arriba de la fuente puntual i (L3 /T) Qr1

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1.

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3.4.

1.

= caudal de la fuente puntual i (L3 /T) Qi

= concentración de trazador conservativo en la fuente puntual i (M/L3) ci

= concentración de trazador conservativo en el río arriba de la fuente puntual i (M/L3) cr1

= concentración de trazador conservativo en el río abajo de la fuente puntual i (M/L3) cr2

En condiciones ideales, el trazador es un parámetro fácilmente medible cuya concentración en la fuente puntual i es diferente a la del río. De estos trazadores, la conductividad es el que se emplea más comúnmente. En ausencia de una fuente puntual con un trazador conservativo utilizable, se puede inyectar un trazador fluorescente en el río a una tasa constante. La concentración de trazador fluorescente medida en la solución inyectada y en el río y la tasa de inyección del trazador son utilizadas para determinar el flujo del río. Rodamina WT es el trazador fluorescente más utilizado debido a que se degrada lentamente y no es adsorbido significativamente a los sólidos en el río. Se hace notar que la concentración abajo de la fuente puntual i tiene que ser medida luego de que la fuente puntual se ha mezclado en toda la sección transversal del río.

El flujo del río en puntos entre estaciones de aforo puede también ser estimado sin ninguna medición directa en el río. El procedimiento es el siguiente:

determine el área de drenaje de la cuenca en los lugares del río en que hay estaciones de aforo y en los lugares entre estaciones donde se quiere conocer el caudal. calcule el caudal por unidad de área de drenaje (caudal específico) en las estaciones de aforo. calcule el área de drenaje incremental entre la estación de aforo y el punto de interés. multiplique el área de drenaje incremental por el caudal específico de la estación de aforo y sume el resultado al caudal de la estación de aforo. Pese a que este método es menos costoso que el de las mediciones directas en el río, resulta también menos preciso.

Velocidad y dispersión

En los sistemas fluviales discutidos en las secciones anteriores, se asumió que el río estaba completamente mezclado lateral y verticalmente. Por lo tanto, es necesario estimar solamente velocidad y dispersión en la dirección longitudinal. Una estimación de ambas puede realizarse a partir de un estudio con trazador fluorescente en el río. La orientación para el estudio con trazadores fluorescentes puede apreciarse en la publicación del "United States Geological Survey" (U.S.GS, 1970) (ver también Thomann y Mueller, 1987). En resumen, las etapas de un estudio con trazadores fluorescentes para determinación de velocidad y dispersión son las siguientes:

Una cantidad de trazador fluorescente es lanzada al agua como una fuente puntual instantánea a través del ancho del río.

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2. Las muestras de agua son colectadas a lo largo del tiempo en diferentes puntos aguas abajo del lugar de lanzamiento. Esas muestras son analizadas para medir la concentración del trazador usando un fluorómetro.

En la Figura 5.4 se pueden apreciar los resultados típicos de estos experimentos.

La velocidad promedio entre las estaciones de muestreo puede ser calculada según el tiempo de traslación del trazador. El tiempo de traslación es la diferencia entre los instantes correspondientes a los centros de gravedad de la curva de distribución temporal del trazador en cada estación. Por ejemplo, en la Figura 5.4 el tiempo de traslación entre las estaciones 1 y 2 es 2,1 horas (esto es, 2,9 - 0,8). La velocidad promedio se obtiene, por lo tanto, dividiendo la distancia de 1000 metros, entre las estaciones, entre el tiempo de traslación de 2,1 horas, es decir, 0,13 m/s. Nótese que esta velocidad promedio puede usarse para determinar la profundidad promedio del río, H, si se ha medido el ancho:

Q H = ------- ...............(5.4) U . B

donde:

= caudal del río (L3/T) Q

= velocidad promedio obtenida de los estudios con trazadores (L/T) U

= ancho promedio del río (L) B

La profundidad promedio es un parámetro importante tanto en el modelaje de contaminantes convencionales como en el de contaminantes tóxicos. Esta está incluida en las formulaciones para reaeración y demanda de oxígeno de los sedimentos en modelos de contaminantes convencionales y en la volatilización y sedimentación en modelos de contaminantes tóxicos.

La dispersión se estima adecuando los datos experimentales de los trazadores a la ecuación que describe la distribución en tiempo y espacio de una función delta o lanzamiento instantáneo del trazador en un río de sección transversal uniforme y flujo constante:

2 - (x - Ut) --------- - kt M 4 Et C = ------------- e ..........(5.5)

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______ 2A \/ PI Et

en la cual:

= masa de trazador lanzada (M) M

= área de la sección transversal del río (L2) A

= coeficiente de dispersión (L2/T) E

= tiempo (T) t

= distancia desde el lanzamiento del trazador (L) x

= tasa de decaimiento del trazador (1/T) k

El valor del coeficiente de dispersión se obtiene ya sea por calibración directa de la ecuación (5.5) a los datos del trazador o por la siguiente linearización de la ecuación (5.6):

-- -- M 1 | (x - Ut)2 | __ | |ln(\/t e C) = ln ---------- - ---- | ------------- | ............... (5.6) ____ | | 2A \/PI E 4E | t | -- --

2 __ kt (x - Ut) Un gráfico de n(\/ t e C) versus -------- suministra una línea recta t 1 con pendiente - --- (véase Thomann y Mueller, 1987, para mayores detalles y 4E y discusiones).

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5.7 Sólidos

Los sólidos en la columna líquida de un río u otro cuerpo de agua están sujetos a los mismos procesos de transporte de flujo o dispersión que los constituyentes disueltos. Además, éstos son transportados verticalmente debido a la sedimentación. En la interfase entre la columna de agua y los sedimentos (esto es, la interfase agua-lecho), los sólidos provenientes de la columna de agua pueden abandonar el fondo debido a la resuspensión.

Los sólidos, por su tamaño, generalmente se clasifican en tres categorías: arcillas, limos y arenas, correspondiendo a rangos de tamaños de 2 micrones, 2-50 micrones y 50 micrones, respectivamente. La velocidad de sedimentación aumenta con el tamaño de la partícula. Los valores típicos para las tres categorías de tamaño son: 1 m/d para arcillas, 10 m/d para limos y 100 m/d para arenas (véase también la Sección 4.5.2.3a). La mayoría de los estudios del modelo de sustancias químicas tóxicas no considera las categorías individuales de tamaño de los sólidos. La elección de una velocidad de sedimentación cuando se considera un solo tipo de sólido se basa en la distribución medida de los sólidos en el sistema.

Los parámetros que deben ser medidos para los sólidos suspendidos en la columna de agua incluyen:

concentración distribución de tamaño (por tamizado o filtración secuencial) contenido de carbono orgánico (o contenido de materia orgánica basado en la pérdida de peso por ignición).

Para los sedimentos del lecho, los parámetros arriba mencionados deben determinarse en función de la profundidad dentro de los sedimentos. Lo ideal sería extraer muestras testigo (con muestreador tipo "Core") del sedimento de fondo y analizar los estratos a cada uno o dos centímetros. Además de los parámetros citados, se deberían analizar los sedimentos de cada sección de la muestra testigo para:

concentración de un trazador que pueda ser utilizado para determinar la edad de los estratos de sedimento. (En el Hemisferio Norte se utiliza normalmente el cesio depositado como consecuencia de las pruebas nucleares en la atmósfera), porosidad o contenido de agua.

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Estableciendo la edad de los estratos de la muestra testigo se determina la tasa de acumulación de sedimentos en el lecho. Esta tasa es la velocidad de sedimentación que se discute en la Sección 4.

Los procedimientos empleados para obtener los parámetros antes mencionados son analizados en varias publicaciones. Las referencias principales incluyen:

muestreo de sedimento del lecho - Olsen, 1979 análisis de sedimento del lecho (porosidad, edad) - Olsen, 1979

Bopp, et al. 1982 contenido de carbono orgánico en los sólidos - Mills y Quinn, 1979

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5.8 Muestreo de Sustancias Químicas - Columna de Agua y Sedimento

Columna de agua

Concentración total de la sustancia química Concentración de la sustancia química disuelta (usualmente en el nivel de 0,45 m)

concentración se puede determinar por diferencia aunque ocasionalmente se debe realizar un análisis de las cantidades independientes para confirmar la técnica analítica). Unidades de toxicidad

Se debe enfatizar el extremo cuidado que se debe de tomar en el manejo de las muestras, a fin de que el equipo de muestreo no esté contaminado por usos previos y que el material del mismo no proporcione una contaminación. Las botellas de vidrio o acero inoxidable son las más apropiadas. Asimismo, es necesario tener cuidado al obtener una muestra de agua a fin de que las espumas superficiales no se introduzcan en la botella de la muestra, ni que los sedimentos de fondo sean captados por error.

Se debe también considerar el uso de biomonitores en jaula tales como mariscos o peces de agua dulce o salada. El procedimiento consiste en poner un cierto número de esos organismos en jaulas y suspenderlos en la columna de agua en varias estaciones de muestreo localizadas en el río. A partir de los datos del factor de bioconcentración y de las tasas de excreción de la sustancia química, se efectúa una estimación del tiempo para alcanzar el equilibrio. Estos valores varían típicamente de días a semanas para la mayoría de las sustancias químicas. Los organismos son, por lo tanto, dejados en el cuerpo de agua durante, por lo menos, ese lapso, siendo luego retirados y analizados para determinar el contenido de la sustancia química.

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a.

Los datos resultantes pueden entonces ser utilizados para estimar la tasa neta de pérdida de la sustancia química para un cuerpo de agua específico (véase la Sección 4). Además, si se dispone

factor empírico de bioacumulación en el campo para usarlo posteriormente con los datos de biomonitoreo. Por lo menos, pueden llevarse a cabo experimentos de bioconcentración con los

Sedimento

La determinación de la sustancia química en los sedimentos del lecho abarca el muestreo con

sea posible, se debe medir lo siguiente:

Concentración de las sustancias químicas en los sedimentos (en base seca) luego del

Concentración de sustancias químicas en el agua intersticial existente en los poros del sedimento.

operacionales que se han empleado para el análisis de metales pesados en sedimentos.

Si se sospecha que la sustancia química ha sido distribuida a profundidad en el sedimento, debido a

estratos del sedimento sacados de la muestra no alterada. El espesor de los estratos puede estimarse en base a la velocidad neta de deposición de sólidos en el cuerpo de agua particular.

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5.9. Muestreo de sustancias químicas en el ecosistema acuático

En algunos casos es deseable, y aún necesario, el análisis de la concentración de sustancias químicas en el tejido de organismos acuáticos. Los peces y los mariscos, en particular, pueden resultar una fuente de alimento contaminado para la población humana. Además, se pueden emplear datos de concentración en especies residentes a fin de estimar concentraciones en la columna líquida.

Se pueden efectuar muestreos por medios tales como redes o técnicas para producir un shock en los peces. Durante las investigaciones intensivas de los compartimentos físicoquímicos, es deseable llevar a cabo el muestreo de algunas especies representativas al mismo tiempo.

Los organismos que han sido muestreados comprenden:

Peces - niveles tróficos altos e intermedios Mariscos - ostras, almejas, mejillones Crustáceos - langostas Invertebrados bentónicos Anfibios - sapos Aves acuáticas

A los organismos muestreados, además de identificar su especie, se les debe determinar:

Peso Longitud Sexo Contenido de lípidos Concentración de la sustancia química en todo el organismo, en órganos específicos o partes del organismo (por ejemplo, en la parte comestible del pez).

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Lista de Figuras

Figura 5.1. Componentes de un programa de muestreo y monitoreo Figura 5.2. Esquema de ubicación espacial de estaciones de muestreo Figura 5.3. Concentración de PCBs vs. flujo, río Hudson en Schuglerville, N.Y. (de Hetling et al. 1978, datos de

Turk, U.S.GS.), marzo 30 - setiembre 27, 1977) Figura 5.4. Perfil temporal típico de concentración de trazador en tres estaciones aguas abajo de un lanzamiento

instantáneo del trazador Figura 5.5. Ilustración del uso de gráfico log. probabilístico para estimar mediana, desviación estándar y percentiles

de 5% y 95% Figura 5.6. Ilustración de representación espacial de datos Figura 5.7. Esquema de gráfico probabilístico de un conjunto de datos con algunos abajo del límite de detección,

estimativas de mediana, percentiles 5% y 95% y desviación estándar de lnc

Lista de Figuras de los Anexos

Figura 5.A.II.1 - Plomo en el río Rímac

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Figura 5.1. Componentes de un programa de muestreo y monitoreo

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Figura 5.2. Esquema de ubicación espacial de estaciones de muestreo

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Figura 5.3. Concentración de PCBs vs. flujo, río Hudson en Schuglerville, N.Y. (de Hetling et al. 1978, datos de Turk, U.S.GS.), marzo 30 - setiembre 27, 1977)

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Figura 5.4. Perfil temporal típico de concentración de trazador en tres estaciones aguas abajo de un lanzamiento instantáneo del trazador Figura 5.5.

Ilustración del uso de gráfico log. probabilístico para estimar mediana, desviación estándar y percentiles de 5% y 95%

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Figura 5.5. Ilustración del uso de gráfico log. probabilístico para estimar mediana, desviación estándar y percentiles de 5% y 95%

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Figura 5.6. Ilustración de representación espacial de datos

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Figura 5.7. Esquema de gráfico probabilístico de un conjunto de datos con algunos abajo del límite de detección, estimativas de mediana, percentiles 5%

y 95% y desviación estándar de lnc

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Tabla 5.A.I.1: Adaptabilidad de los organismos como especies para bioensayos

comúnmente usado como un organismo para

bioensayo

Adaptabilidad del organismo Organismos para

bioensayos Recolección de campo Cultivo de laboratorio

Sí Muy difícil de reco- lectar, cultivo puro

Excelente 1. Algas

Muy limitado Muy difícil de reco-

Excelente 2. Protozoos

3. Invertebrados

a. Plantónicos

Limitado Muy difícil de recolectar, cultivo puro

Bueno 1. Rotíferos

Sí Alta tasa de mortandad después de la recolección de campo

Excelente 2. Cladóceros

Limitado Alta tasa de mortandad después de la recolección de campo

Mediano 3. Copépodos

Sí Bueno Bueno 4. Camarones

b. Bénticos

Limitado Mediano Mediano 1. Anélidos

Sí Mediano Bajo 2. Insectos

Sí Mediano Bueno 3. Moluscos

Mediano Bajo 4. Crustáceos

Sí Alta tasa de mortandad después de la recolección de campo

Excelente 4. Peces

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Figura 5.A.II.1 - Plomo en el río Rímac

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