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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE
FONDAMENTALE ET APPLIQUEE
MEMOIRE DE RECHERCHE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
D’ETUDES APPROFONDIES
Option : BIOTECHNOLOGIE
Soutenu leSoutenu leSoutenu leSoutenu le
RAZAFIARIMANANA Viviane
Devant les membres du jury
Président
Examinateurs
Rapporteur
DDDDDDDDDDDDYYYYYYYYYYYYNNNNNNNNNNNNAAAAAAAAAAAAMMMMMMMMMMMMIIIIIIIIIIIIQQQQQQQQQQQQUUUUUUUUUUUUEEEEEEEEEEEE DDDDDDDDDDDDEEEEEEEEEEEE LLLLLLLLLLLL
SSSSSSSSSSSSOOOOOOOOOOOOLLLLLLLLLLLLSSSSSSSSSSSS FFFFFFFFFFFFEEEEEEEEEEEERRRRRRRRRRRRTTTTTTTTTTTTIIIIIIIIIIIILLLLLLLLLLLLIIIIIIIIIIIISSSSSSSSSSSSEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS
CCCCCCCCCCCCRRRRRRRRRRRROOOOOOOOOOOOIIIIIIIIIIIISSSSSSSSSSSSSSSSSSSSSSSSAAAAAAAAAAAANNNNNNNNNNNNCCCCCCCCCCCC
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DES SCIENCES
*****************
DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE
FONDAMENTALE ET APPLIQUEE
MEMOIRE DE RECHERCHE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
D’ETUDES APPROFONDIES EN SCIENCES DE LA VIE
: BIOTECHNOLOGIE-MICROBIOLOGIE
Soutenu leSoutenu leSoutenu leSoutenu le 09 09 09 09 septembre septembre septembre septembre 2011201120112011
PPPParararar
RAZAFIARIMANANA Viviane
Maître ès Sciences
Devant les membres du jury composé de :
: Professeur RAHERIMANDIMBY Mar
: Docteur RANDRIANIERENANA Ando
: Docteur RAMAROSON Roseline
: Professeur ANDRIANARISOA Blandine
LLLLLLLLLLLLAAAAAAAAAAAA PPPPPPPPPPPPOOOOOOOOOOOOPPPPPPPPPPPPUUUUUUUUUUUULLLLLLLLLLLLAAAAAAAAAAAATTTTTTTTTTTTIIIIIIIIIIIIOOOOOOOOOOOONNNNNNNNNNNN FFFFFFFFFFFFOOOOOOOOOOOONNNNNNNNNNNNGGGGGGGGGGGGIIIIIIIIIIIIQQQQQQQQQQQQUUUUUUUUUUUU
SSSSSSSSSSSS PPPPPPPPPPPPAAAAAAAAAAAARRRRRRRRRRRR LLLLLLLLLLLLEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS PPPPPPPPPPPPRRRRRRRRRRRROOOOOOOOOOOODDDDDDDDDDDDUUUUUUUUUUUUIIIIIIIIIIIITTTTTTTTTTTTSSSSSSSSSSSS VVVVVVVVVVVVOOOOOOOOOOOOLLLLLLLLLLLLCCCCCCCCCCCC
CCCCCCCCCCCCEEEEEEEEEEEE DDDDDDDDDDDDEEEEEEEEEEEE ZZZeeeaaa mmmaaayyysss LLL... (((vvvaaarrr iiiééétttééé III RRRAAA
MEMOIRE DE RECHERCHE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
EN SCIENCES DE LA VIE
Professeur RAHERIMANDIMBY Mar son
Docteur RANDRIANIERENANA Ando
: Professeur ANDRIANARISOA Blandine
UUUUUUUUUUUUEEEEEEEEEEEE DDDDDDDDDDDDAAAAAAAAAAAANNNNNNNNNNNNSSSSSSSSSSSS LLLLLLLLLLLLEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS
CCCCCCCCCCCCAAAAAAAAAAAANNNNNNNNNNNNIIIIIIIIIIIIQQQQQQQQQQQQUUUUUUUUUUUUEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS EEEEEEEEEEEETTTTTTTTTTTT
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""""Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo
Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.""""
Ohabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1a
i
REMERCIEMENTSREMERCIEMENTSREMERCIEMENTSREMERCIEMENTS
Le présent travail a été effectué :
• au laboratoire de Biotechnologie –Microbiologie du Département de Biochimie
Fondamentale et Appliquée de la faculté des Sciences, Université d’Antananarivo;
• au laboratoire de Centre National de Recherches Industrielles et Technologiques ;
• à la serre FOFIFA d’Ambatobe.
Je remercie à Madame le Docteur RAKOTO Danielle Aurore Doll, qui nous a
accordé sa faveur pour la réalisation de ce mémoire au sein de son département.
Je tiens à exprimer ma profonde gratitude envers le Professeur ANDRIANARISOA
Blandine, d’avoir accepté de m’encadrer. Elle a toujours manifesté à mon égard la
plus grande patience et une écoute constante. Je suis profondément touchée par sa
gentillesse et sa compréhension.
J’adresse mes sincères remerciements :
Au président du Jury :
Monsieur le Professeur RAHERIMANDIMBY Marson qui, malgré ses multiples
occupations, a bien voulu accepter de me faire le grand honneur de présider le jury de
ce mémoire.
Aux examinateurs:
Madame le Docteur RANDRIANIERENANA Ando et Madame le Docteur
RAMAROSON Roseline, qui ont eu l'amabilité de bien vouloir apporter leurs
compétences dans le jugement de ce mémoire.
Ma profonde connaissance va également à Docteur TSIRINIRINDRAVO Herisetra
Lalaina pour ses conseils et ses expériences dont il m’a fait profiter durant mon stage.
Mes remerciements s’adressent aussi aux responsables du projet IFB/LAAC «Lutte
biologique intégrée contre Striga asiatica à Madagascar» qui ont accepté de financer
cette étude.
Je remercie également toute ma famille surtout mes parents et tous ceux qui ont
participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail.
ii
LISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONS
aw: activité de l’eau
Al: aluminium
C: compost
CA: Cormeal Agar
CEC: Capacité d’Echange Cationique
CNRIT: Centre National de Recherches Industrielles et Technologiques
FOFIFA: Foibe Fikarohana ho an’ny Fampandrosoana ny eny Ambanivohitra (Centre
National de Recherches Appliquées au Développement Rural)
IRAT: Institut de Recherches Agronomiques Tropical
Méq: Millier équivalent
OA: Oatmeal Agar
PDA: Potatoes Dextrose Agar
ppm: partie par million
S: souche
Si: silice
T: témoin
UFC: Unité Formant Colonie
WA: Water Agar
Zevo: Zezika Volkanika
ZevoA : Zezika Volkanika d’Analavory
ZevoB : Zezika Volkanika de Betafo
iii
GLOSSAIREGLOSSAIREGLOSSAIREGLOSSAIRE
Amendement: Incorporation d’une substance au sol pour améliorer ses propriétés
physiques.
Ammonisation: Une des phases de la transformation dans le sol des déchets organiques
azotés en sels minéraux sous l’action de microorganismes.
Carpophore: Organe de reproduction des champignons contenant des spores.
Cellulose: Glucide appartenant au groupe des polyholosides, caractéristique de la
membrane des cellules végétales.
Compost: Produit stable, riche en humus, résultant du mélange de résidus divers
d’origine végétale ou animale, mis en fermentation lente afin d’assurer
la décomposition des matières organiques, et utilisé comme engrais,
amendement ou support de culture.
Cryptogame: Se dit des plantes qui ont les organes de la reproduction cachés par
opposition à celles qui portent des fleurs.
Ecosystème: Système constitué d’une communauté d’espèces interagissant entre
elles et avec leur environnement.
Effet rhizosphère: Processus dynamique résultant de l’interaction entre la plante hôte, le
sol, les conditions climatiques, les pratiques culturales et les
interactions au sein des communautés microbiennes.
Fongique: Ce qui est en rapport avec le champignon.
Gamétange: Cellule ou extrémité de siphon d’un champignon ou d’une algue, où se
forment des gamètes.
Hôte: Individu qui héberge un parasite ou une symbiote dont il a investi les
tissus. Dans le cas des champignons parasites l’hôte est toujours spolié.
Dans le cas des symbioses fongiques ou bactériennes, il y a association
avec l’hôte.
Hyphe: Filament de champignon ; élément constitutif de la formation
morphologique de base chez ces êtres vivants.
Lichen: Végétal résultant de l’association symbiotique d’un champignon
ascomycète et d’une algue verte unicellulaire ou d’une cyanophycée.
Lignine: Substance organique composant des membranes de certains tissus
végétaux, en les rendant imperméables et inextensibles.
iv
Mode thallique : La formation des spores s’effectue à partir d’éléments préexistants du
thalle.
Mode blastique : Les spores sont formées par bourgeonnement à partir des cellules
conidiogènes différenciées ou pas, puis une cloison se forme à
l’émergence de bourgeon et la cellule fille se sépare de la cellule mère.
Mycélium: Ensemble de fin filament constituant la formation morphologique de
base du champignon. Il se forme à partir de la germination des spores
du champignon.
Mycorhize: Symbiose entre racines des plantes et champignon.
Nitrification: Processus se déroulant dans les sols sous l’action de certains
microorganismes spécifiques et qui conduit à la transformation de
l’ammoniac (ou de l’ammonium) en nitrite ou nitrate.
Pathogène: Qui provoque des maladies.
Parasite: Etre vivant qui prélève la totalité ou une partie de sa nourriture sur un
autre être vivant.
Saprophyte: Etre vivant hétérotrophe qui s’alimente de matière organique en
décomposition d’origine végétale.
Sporange: Sac ou urne produisant les spores, chez les cryptogames vasculaires et
les bryophytes.
Symbiose: Association de deux organismes différents, qui ont besoin l’un de
l’autre pour vivre.
Thalle: Appareil végétatif des végétaux inférieurs, où l’on ne peut distinguer ni
racine, ni tige, ni feuilles.
v
TABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERES
REMERCIEMENTS ......................................................................................................... i
LISTE DES ABREVIATIONS ........................................................................................ ii
GLOSSAIRE ..................................................................................................................... iii
TABLE DES ILLUSTRATIONS ..................................................................................... ix
Liste des figures ......................................................................................................... ix
Liste des photos .......................................................................................................... ix
Liste des tableaux
INTRODUCTION GENERALE ..................................................................................... 1
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................... 3
I. Le mycète ......................................................................................................................... 3
II. Structure .......................................................................................................................... 3
III. Place des champignons au sein des êtres vivants .......................................................... 3
IV. Importance des champignons au sein de l’écosystème ................................................. 4
V. Mode de reproduction des champignons inférieurs ....................................................... 5
V.1. Reproduction sexuée ou .parfaite ................................................................................ 5
V.2. Reproduction asexuée ou imparfaite ........................................................................... 6
VI. Biologie des champignons ............................................................................................ 6
VI.1. Besoins nutritionnels .................................................................................................. 6
VI.2. Mode de vie des champignons ................................................................................... 6
VI.2.1. Saprophytisme ................................................................................. 7
VI.2.2.Parasitisme ........................................................................................ 7
VI.2.3. Symbiose ......................................................................................... 7
VII. Ecologie des champignons .......................................................................................... 8
VII.1. Fréquence de répartition des genres fongiques ............................................. 8
VII.2. Groupe écologique ........................................................................................ 8
VII.3. Influence des facteurs ambiants sur la répartition fongique ......................... 8
vi
VII.3.1. Influence de l’aération et de la profondeur .................................... 9
VII.3.2. Influence du pH .............................................................................. 9
VII.3.3. Influence de l’humidité, température et saison .............................. 9
VII.3.4. Influence du climat et du type de sol ............................................. 10
VII.3.5. Influence de la fumure et de traitements divers ............................. 10
VIII. Rôle des champignons dans le sol .............................................................................. 10
VIII.1. Effet sur la structure du sol ...................................................................................... 10
VIII.2. Décomposition des substances organiques complexes azotées et carbonées .......... 10
VIII.2.1. Cellulolyse fongique ..................................................................... 11
VIII.2.2. Ligninolyse fongique .................................................................... 12
VIII.2.3. Assimilation d’azote minéral ........................................................ 12
VIII.2.4. Formation de l’humus ................................................................... 12
IX. Classification des champignons .................................................................................... 12
IX.1. Selon la morphologie du thalle ....................................................................... 13
IX.1.1. Les Septomycètes ........................................................................... 13
X.1.2. Les Siphomycètes ............................................................................. 13
IX.2. Selon la structure des cellules ........................................................................ 14
IX.2.1 Terminologie des divisions ............................................................... 14
IX.2.2. Classifications .................................................................................. 14
IX.2.2.1. Les Gymnomycota ............................................................ 15
IX.2.2.2. Les Mastigomycota ........................................................... 15
IX.2.2.3. Les Amastigomycota ........................................................ 15
IX.3. Selon la taille des carpophores ....................................................................... 15
IX.3.1. Les Macromycètes ........................................................................... 15
IX.3.2. Les Micromycètes ........................................................................... 15
DEUXIEME PARTIE : MATERIELS ET METHODES ............................................. 16
I. Matériel végétal .............................................................................................................. 16
II. Le sol et les fertilisants .................................................................................................. 16
II.1. Le sol témoin : T .............................................................................................. 16
II.2. Fertilisants ........................................................................................................ 17
II.2.1. Zevo d’Analavory et de Betafo : ZevoA et ZevoB ........................... 17
II.2.2. Compost : C ...................................................................................... 19
vii
II.2.3. Zevo mélangé avec le compost : Zevo+C ......................................... 19
III. Méthodes ....................................................................................................................... 19
III.1. Test de germination des graines ..................................................................... 19
III.2. Cultures ........................................................................................................... 20
III.2.1. Préparation des sols de culture ...................................................... 20
III.2.2. Méthodes de culture du maïs ........................................................... 20
IV. Dénombrement et identification des mycètes dans les différents traitements .............. 21
IV.1. Echantillonnage .............................................................................................. 21
IV.2. Préparation de la solution mère des échantillons du sol ................................. 21
IV.3. Préparation des milieux de culture pour les champignons ............................. 22
IV.3.1. Stérilisation ...................................................................................... 22
IV.3.2. Ensemencement ............................................................................... 22
IV.3.3. Coulage du milieu ............................................................................ 22
IV.3.4. Incubation et lecture ........................................................................ 23
IV.4. Dénombrement et identification des moisissures ........................................... 23
IV.4.1. Méthode de calcul ............................................................................ 23
IV.4.2. Identification .................................................................................... 23
IV.4.2.1. Purification des souches ................................................... 23
IV.4.2.2. Repiquage des souches ..................................................... 24
IV.4.2.3. Induction de la sporulation ............................................... 24
IV.4.2.4. Etude macroscopique ........................................................ 24
IV.4.2.5. Etude microscopique ........................................................ 25
IV.5. Conservation de souches ............................................................................... 26
IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons ................... 26
IV.5.2. Conservation par lyophilisation ...................................................... 26
V-Mesure des plants de maïs cultivés sur les sols témoins et les sols traités ..................... 27
TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET DISCUSSION ........................................... 28
I. Numération des souches de mycètes ................................................................................ 28
I.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin et les sols traités
par les produits volcaniques et compost .................................................................. 28
I.1.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin :
T et les sols traités : T+ ZevoA et T+ZevoA+ C ......................................... 28
viii
I.1.2. Evolution de la population fongique dans le sol témoin:
T et les sols traités : T+ ZevoB et T + ZevoB + C ...................................... 30
I.1.3. Evolution de la population fongique dans le sol témoin :
T et les sols traités : T + C ........................................................................... 31
I.2. Récapitulation ................................................................................................... 32
I.3. Variation du pH des six échantillons à chaque prélèvement ............................. 33
I.4. Interprétation ..................................................................................................... 34
I.5. Conclusion partielle .......................................................................................... 34
II. Isolement et identification partielle des moisissures telluriques .................................... 34
II.1. Caractères macroscopiques des souches isolées .............................................. 34
II.2. Observation macroscopique des treize souches ............................................... 35
II.3.Caractères microscopiques des souches isolées ................................................ 43
II.4. Observation microscopique des treize souches ............................................... 43
II.5.Interprétation ..................................................................................................... 46
II.6. Conclusion partielle ......................................................................................... 46
III. Evolution de la croissance des plants de maïs cultivés sur sols traités ......................... 48
IV. Discussions .................................................................................................................... 49
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES ..................................................... 52
ix
TABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONS
Liste des figures :
Figure 1 : Place des champignons au sein des êtres vivants .............................................. 4
Figure 2 : Importance des champignons au sein des êtres vivants ..................................... 5
Figure 3 : Classification écologique des champignons du sol ........................................... 8
Figure 4 : Décomposition de la cellulose ........................................................................... 11
Figure 5 : Classification des champignons ......................................................................... 13
Figure 6 : Structure et morphologie du thalle fongique .................................................... 14
Figure 7 : Répartition des zones volcaniques à Madagascar .............................................. 17
Figure 8 : Répartition des différents traitements dans une unité parcelle expérimentale .. 20
Figure 9 : Méthode du carré de gélose ............................................................................... 26
Figure 10 : Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités :
T+ ZevoA et T+ZevoA+ C............................................................................... 29
Figure 11 : Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités :
T+ ZevoB et T+ ZevoB+C .............................................................................. 30
Figure 12 : Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités :
T+C ................................................................................................................. 31
Figure 13 : Dénombrements des flores fongiques suivant les traitements dans l’ensemble au
j=0 ; j= 56 et j= 112 .......................................................................................... 32
Figure 14 : Evolution du pH dans les six échantillons de sol ............................................ 33
Figure 15 : Croissances des plants de mais pendant 112 jours suivants les fertilisants ..... 48
Liste des photos :
Photo 1 : Les stations de prélèvements A (Ambatomirajay) et B (Betafo) ........................ 18
Photo 2 : Solution des six échantillons : T ; T+ ZevoA ; T + ZevoB ; T + ZevoA + C ;
T+ ZevoB + C ; T+ C ....................................................................................... 21
Photo 3 : Milieu de culture de champignons Sabouraud .................................................... 22
Photo 4 : Caractères macroscopiques de la souche S1× 100 ............................................... 35
Photo 5 : Caractères macroscopiques de la souche S2× 100 ............................................... 35
Photo 6 : Caractères macroscopiques de la souche S3× 100 ............................................... 36.
Photo 7 : Caractères macroscopiques de la souche S4× 100 ............................................... 36
x
Photo 8 : Caractères macroscopiques de la souche S5× 100 ............................................... 37
Photo 9 : Caractères macroscopiques de la souche S6× 100 ............................................... 37
Photo 10 : Caractères macroscopiques de la souche S7× 100 ............................................. 38
Photo 11 : Caractères macroscopiques de la souche S8× 100 ............................................. 38
Photo 12 : Caractères macroscopiques de la souche S9× 100 ............................................. 39
Photo 13 : Caractères macroscopiques de la souche S10× 100 ........................................... 39
Photo 14 : Caractères macroscopiques de la souche S11× 100 ........................................... 40
Photo 15 : Caractères macroscopiques de la souche S12× 100 ........................................... 40
Photo 16 : Caractères macroscopiques de la souche S13× 100 ........................................... 41
Photo 17 : Caractères microscopiques de la souche S1× 100 ............................................. 43
Photo 18 : Caractères microscopiques de la souche S2× 100 ............................................. 43
Photo 19 : Caractères microscopiques de la souche S3× 100 ............................................. 43
Photo 20 : Caractères microscopiques de la souche S4× 100 ............................................. 43
Photo 21 : Caractères microscopiques de la souche S5× 100 ............................................. 44
Photo 22 : Caractères microscopiques de la souche S6× 100 ............................................. 44
Photo 23 : Caractères microscopiques de la souche S7× 100 ............................................. 44
Photo 24 : Caractères microscopiques de la souche S8× 100 ............................................. 44
Photo25 : Caractères microscopiques de la souche S9× 100 .............................................. 45
Photo 26 : Caractères microscopiques de la souche S10× 100 ............................................ 45
Photo 27 : Caractères microscopiques de la souche S11× 100 ............................................ 45
Photo 28 : Caractères microscopiques de la souche S12× 100 ............................................ 45
Photo 29 : Caractères microscopiques de la souche S13× 100 ............................................ 46
Liste des tableaux :
Tableau I : Richesse fongique de divers sols acides .......................................................... 9
Tableau II : Composition minéralogique du sol témoin : T .............................................. 16
Tableau III : Composition minéralogique du produit volcanique d’Analavory : ZevoA .. 18
Tableau IV : Composition minéralogique du produit volcanique de Betafo: ZevoB ........ 18
Tableau V : Caractère morphologiques des treize souches après observation
à l’œil nu sur milieu de Sabouraud, température d’incubation 25°c .............. 42
Tableau VI : Caractères des treize souches après observation microscopique .................. 47
xi
INTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALE
Introduction
1
INTRODUCTION GENERALE
La pratique culturale devient de plus en plus difficile à cause de la pauvreté de nos sols
en éléments nutritifs et de la présence de plantes parasites des cultures comme Striga asiatica
capable de se développer sur des sols pauvres. Le parasitisme dû à Striga constitue une grave
menace sur la production maïsicole d’Afrique (INSTITUT IBADAN, 1986)
Afin de pallier à l’utilisation abusive des traitements chimiques, de nouvelles approches par la
protection et l’amélioration des cultures ont été adoptées par la prise en compte des
interactions existantes entre les microorganismes naturellement présents dans le sol et la
plante hôte. Pour le cas du champignon Trichoderma, il colonise rapidement la rhizosphère et
met ainsi en place une véritable barrière physique empêchant le développement de
populations pathogènes. Il stimule le développement racinaire par l’excrétion d’analogues
hormonaux ainsi que par la libération d’éléments nutritifs et minéraux.
(http://www.indoorgardens.fr/catalog/fr/additifs-stimulateur-24/bacteries-benefiques-
225/canna-trichoderma-10g-1271.html, 2010).
Les organismes du sol sont très diversifiés à savoir les vers de terre, les protozoaires,
les bactéries et les mycètes. Ils jouent un rôle indéniable en agronomie, agriculture,
horticulture ainsi qu’en sylviculture.
Les indicateurs biologiques de la fertilité des sols actuellement utilisés sont ceux liés à
la taille, à la structure et à l’activité de la population microbienne (SCHOLTER et coll.,
2003). La biomasse microbienne est de plus en plus considérée comme un marqueur
écologique (SMITH et coll., 1990 ; DUVET, 1996 ; FRANCO et coll., 2004) et un indicateur
utile de l’amélioration ou de la dégradation des sols (ROS et coll., 2003 ; GIL-SOTRES et
coll., 2005).
En effet, l’activité de l’ensemble des organismes modifie les conditions physiques et
chimiques du sol dans un sens généralement favorable à la végétation : agrégation des
particules d’argile, solubilisation des éléments minéraux jusqu’à l’utilisation par la plante,
minéralisation de l’azote.
La fertilisation est aussi la règle pour augmenter la rentabilité de l’agriculture dans la
plupart des sols cultivés ou pour permettre la possibilité de culture. La plupart des agriculteurs
utilisent comme amendement du sol, les engrais d’origine biologique comme les fumiers de
fermes ou, les déchets végétaux et les composts qui sont actuellement produits par les
industries locales.
Introduction
2
L’apport en éléments nutritifs dans le sol peut aussi être satisfait par les roches
volcaniques. C’est le cas des cactées des milieux arides de Basse Californie, au Mexique
(PUENTE et coll., 2004a). En effet, ces plantes colonisent des roches volcaniques brutes. Les
chercheurs avaient observé que de nombreux cactus poussaient dans des roches brutes, qu’ils
étaient verts, sains et en bonne santé dans cet habitat dans lequel aucune plante ne pouvait
croître du fait de l’absence de minéraux et d’azote accessibles. Ainsi ces chercheurs ont
pensé que la seule explication possible résidait dans la présence de microorganismes qui
assistaient les plantes (PUENTE et coll., 2004b). Madagascar dispose de nombreux sites
volcaniques. Comme celle du cactus, l’évolution de la biomasse microbienne peut être suivie
dans les sols amendés par ces roches.
L’objectif des travaux à réaliser est d’étudier l’impact du fertilisant naturel dénommé
Zevo ou Zezika volkanika sur l’évolution de la population fongique et sur la croissance du
maïs et de le comparer avec les autres fertilisants biologiques tels que le compost.
Notre travail consiste :
- à la préparation des amendements de sol par les différents types de fertilisants pour la
culture de maïs en serre ;
- aux prélèvements des échantillons de sols ;
- au suivi de la flore fongique dans des échantillons de sol c'est-à-dire au dénombrement
et identification partielle de cette flore ;
- au suivi de la croissance des plants de maïs.
Dans cette étude, le plan ci-après a été suivi:
- une synthèse bibliographique en première partie,
- dans la seconde partie, les matériels et méthodes,
- dans la troisième partie les résultats et discussions seront présentés,
- enfin la conclusion générale et les perspectives d’avenir.
SYNTHESE SYNTHESE SYNTHESE SYNTHESE
BIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUE
Synthèse bibliographique
3
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Le mycète Le mot champignon désigne des organismes vivants différents du règne animal et
végétal (JOLY, 1993). Le règne fongique regroupe les champignons dits inférieurs (des
Siphomycètes aux Zygomycètes) et les champignons supérieurs (des Saccharomycétales aux
Protobasidiomycètes).
Selon COURTECUISSE (2000), le mode de nutrition des champignons est aussi très
différent de celui des animaux et végétaux. Ce sont des êtres vivants qui se nourrissent par
absorption, ils sont ainsi appelés absorbotrophes.
Dans le cadre de cette étude, nous nous sommes intéressés aux champignons inférieurs
se développant dans le sol.
II. Structure Le corps végétatif d’un mycète est appelé thalle. Celui-ci varie en complexité et en
taille depuis la cellule microscopique unique des levures jusqu’aux moisissures
multicellulaires et aux champignons microscopiques. Une moisissure consiste en filaments
fins, longs et ramifiés à structure cellulaire, appelés hyphes qui forment un mycélium c'est-à-
dire une masse emmêlée ou un ensemble tissulaire.
Il existe deux types principaux de thalle :
-Le thalle peut être continu, monocellulaire et coenocytique constitué par des hyphes
plus ou moins ramifiés de diamètre variant de 5-15µm mais typiquement non cloisonnées, des
cloisons pourraient se former lors de la sporulation, du vieillissement ou des conditions
favorables. C’est ce qui caractérise les Zygomycètes ;
-Le thalle peut être discontinu, pluricellulaire, formé d’hyphes ramifiés de 2 à 5µm de
diamètre avec des cloisonnements transversaux appelées septums percés soit d’un pore unique
soit de pores multiples. Ceux-ci permettent le passage du protoplasme. De tels hyphes sont
dits septés. Il s’agit des groupes d’Ascomycètes, de Basidiomycètes et de deutéromycètes
(BADILLET et coll., 1987).
III. Place des champignons au sein des êtres vivants
Les mycètes sont principalement des organismes terrestres, bien que certains soient
marins ou dulçaquicoles.
Synthèse bibliographique
4
La particularité biologique et morphologique des champignons a permis de les isoler
dans un règne à part à coté des autres eucaryotes animaux et plantes (BOUILLARD, 1997).
Ils sont classés dans le groupe des cryptogames cellulaires thallophytes et non
chlorophylliens. Ils ne produisent pas de fleurs en tant que cryptogames.
La figure 1 schématise la place des champignons au sein des êtres vivants:
Figure 1: Place des champignons au sein des être vivants (Source : BAOHANTA, 2006)
IV. Importance des champignons au sein de l’écosystème Les mycètes sont importants pour l’humanité tant par leurs effets bénéfiques que
nuisibles. Les champignons jouent des rôles importants au sein de l’écosystème
particulièrement au sein des écosystèmes forestiers. Ce sont des agents de décomposition.
Comme certaines bactéries, les mycètes dégradent les matières organiques complexes de
l’environnement en substances organiques simples et en molécules inorganiques. De toute
façon, le carbone, l’azote, le phosphore et d’autres constituants essentiels des organismes
vivants, se trouvent libérés et disponibles aussi pour d’autres organismes. Ils contribuent à la
santé, à la croissance et à la stabilité des différents peuplements. Ils sont aussi impliqués dans
le flux d’énergie, le cycle de carbone et le transfert d’éléments minéraux (CORRIOL et coll.,
2005).
La figure 2 résume l’importance des champignons au sein des écosystèmes. Les
saprophytes dégradent les déchets organiques animaux ou végétaux. Les mycorhizes aident
les plantes à se nourrir en substances minérales. Les parasites en produisant différents
métabolites qui, même s’ils peuvent ravager une récolte entière, assurent le maintien de
l’équilibre au sein d’une population.
EUCARYOTES PROCARYOTES
Règne animal
Règne végétal
Règne fongique
Bactéries
Archéobactéries
Cyanobactéries
Synthèse bibliographique
5
Figure 2: Importance des champignons au sein des êtres vivants (Source : BAOHANTA,
2006)
V. Mode de reproduction des champignons inférieurs Les champignons présentent deux modes de reproduction bien distincts : la
reproduction sexuée ou parfaite grâce et la reproduction asexuée ou imparfaite. Les deux
coexistent le plus souvent chez un même genre.
V.1. Reproduction sexuée ou parfaite
Elle implique l’union de noyaux compatibles. Certains espèces fongiques sont
autofertilisantes et produisent des gamètes sexuellement compatibles sur le même mycélium.
D’autres espèces requièrent un croisement entre des mycéliums différents mais compatibles
sexuellement. Selon les espèces, la fusion sexuée peut se faire entre les gamètes haploïdes,
des corps porteurs de gamètes appelés gamétanges.
La reproduction sexuée peut également produire des spores. Par exemple, le zygote se
transforme parfois en une zygospore, une ascospore ou une basidiospore.
Herbivores Vrais Consommateur
Primaires
Herbivores Mycophages
Carnivores Consommateurs
Secondaires
Débris organiques
PARASITES
Cellulo-lignivores
SAPROPHYTES
Végétaux Chlorophylliens
MYCORHIZIENS
Substances minérales
CO2
Synthèse bibliographique
6
V.2. Reproduction asexuée ou imparfaite
Elle réalise de différentes façons :
-Une cellule parentale se divise en deux cellules filles par constriction centrale
et formation d’une nouvelle paroi cellulaire,
-Les cellules végétatives bourgeonnent pour produire de nouveaux organismes.
Ceci est fréquent chez les levures,
-Le mode le plus commun est la production de spores
Dans la reproduction asexuée, ce sont des cellules spécialisées à fort pouvoir de
dissémination qui entrent en jeu. En général, ces spores asexuées sont produites soit
intérieurement dans des sporanges, soit extérieurement dans des hyphes plus ou moins
spécialisés, les conidiophores.
Ces spores produites par les mycéliums fongiques vont germer en tube germinatif qui
s’allonge et peu à peu se ramifie en mycélium. La sporulation dépend de l’âge du champignon
et des conditions ambiantes. Elles constituent la forme de résistance des champignons
assurant une survie de l’espèce sous des conditions extrêmes du milieu naturel.
VI. Biologie des champignons VI.1. Besoins nutritionnels Outre l’incapacité des champignons à synthétiser des composés carbonés, ils sont
également incapables d’absorber par phagocytose des substances solides, à la différence de
certains animaux. Ainsi, les champignons absorbent des substances organiques et minérales à
l’état dissous (BOUCHET, 1999).
Du point de vue nutrition, les champignons ont besoin :
- d’eau, de sels minéraux tels que phosphates, sulfates…, d’ions Mg2+, Na +, K+, Cl-
, …, d’oligoéléments (Fe, Cu,…) comme tout être vivant ;
- d’une source de carbone organique apportée le plus souvent par des sucres et des
acides organiques ;
- d’une source d’azote dont les nitrates, les sels ammoniacaux, les peptides et
certaines molécules azotées comme l’urée.
Synthèse bibliographique
7
VI.2. Mode de vie des champignons Les champignons étant incapables de synthétiser les substances organiques nécessaires
à leur croissance contrairement aux plantes vertes, ils doivent absorber des molécules
organiques disponibles, élaborées par d’autres êtres vivants. C’est la façon d’exploiter ces
matières organiques qui détermine leur mode de vie : le saprophytisme, le parasitisme et la
symbiose (DURRIEU, 1993).
VI.2.1. Saprophytisme
Les champignons saprophytes vivent généralement sur des débris organiques animaux
ou végétaux qui constituent leur principale source d’éléments nutritifs.
Avec les bactéries, ce sont les plus importants détritivores de la biosphère. Ils font
partie des organismes capables d’hydrolyser la lignine et la cellulose, permettant ainsi la
dégradation de ces derniers (BOUCHET, 1999).
VI.2.2. Parasitisme
Les champignons parasites se nourrissent aux dépens d’un organisme vivant (plantes,
animaux ou même des microorganismes) et ils sont les seuls à tirer profit de ce mode
d’existence (ROGER, 1945).
Deux sortes de parasites peuvent être distinguées:
- le parasite obligatoire qui ne peut survivre qu’à l’intérieur et ou en présence de
l’hôte.
- le parasite facultatif qui est normalement saprophyte et ne s’attaque qu’à des
organismes dont les défenses sont affaiblies. Cette attaque peut aller jusqu’à la mort de
l’organisme (BOUCHET, 1999).
Le parasitisme se rencontre souvent chez les champignons inférieurs pathogènes.
VI.2.3. Symbiose La symbiose est une association bénéfique entre les champignons inférieurs et
l’organisme hôte (DURRIEU, 1993).
Deux grands exemples d’association symbiotique peuvent être distingués chez les
champignons:
- les lichens sont des associations de mycètes avec des algues ou des cyanobactéries.
Synthèse bibliographique
8
- les mycorhiziens sont des associations entre le système racinaire des plantes
vasculaires et lesmycètes.
VII. Ecologie des champignons VII.1. Fréquence de répartition des genres fongiques De nombreux travaux portent sur la détermination de fréquence d’espèces fongiques
dans le sol. Ainsi d’après WAKSMAN (1927), les genres les plus fréquents sont: Penicillium,
Zygorhyncus, Trichoderma, Fusarium, Mucor, Aspergillus et Rhizopus.
VII.2. Groupe écologique
Selon WAKSMAN (1916, 1917, 1944) et GARRETT (1950, 1956), les champignons
telluriques se divisent en deux grands groupes écologiques : les champignons «Habitants»
c'est-à-dire qui ont la capacité de survie illimitée en saprophytes telluriques et les
champignons «Envahisseurs» appelés aussi les habitants des racines qui ont la faculté de se
développer sur l’hôte végétal et qui disparaissent après la mort de l’hôte.
Figure 3: Classification écologique des champignons du sol selon GARRETT (1956)
VII.3. Influence des facteurs ambiants sur la répartition fongique De nombreux facteurs influent sur les activités fongiques dans le sol. Ce sont des
facteurs intrinsèques liés à la physiologie générale du champignon (vitesse, intensité, forme
de développement et de sporulation, résistance, production d’antibiotique) et des facteurs
extrinsèques constituant les conditions écologiques proprement dites.
-Formateurs de mycorhizes
Parasites spécialisés
-Pathogènes
Parasites non spécialisés
Champignons infectant les racines :
Champignons saprophytes obligatoires
Les envahisseurs
Les habitants
Synthèse bibliographique
9
VII.3.1. Influence de l’aération et de la profondeur Les champignons sont définis comme des organismes essentiellement aérobies dont le
nombre global diminue, en cas d'aéro-anaérobie, donc avec le tassement du sol et suivant la
profondeur.
VII.3.2. Influence du pH
Le pH du milieu permettant le développement du mycélium est compris entre 3 et 6.
Un pH trop élevé constitue un facteur limitant de la croissance du champignon. Selon les
résultats de JENSEN (1931) sur divers types de sols danois, le sol limoneux à pH élevé 5,8
présente un taux fongique faible par rapport à la terre de bruyère à pH 3,7 et le sol sableux à
pH 4,7 d'après le tableau I.
Tableau I: Richesse fongique de divers sols acides (JENSEN, 1931)
Type de sol pH Champignons (103/g sol)
Terre de bruyère 3,7 610
Sol sableux 4,7 341
Sol limoneux 5,8 127
VII.3.3. Influence de l’humidité, température et saison
Selon la règle générale, l’inondation du sol est profondément néfaste aux
champignons. Une forte concentration en eau bloque la circulation de l’air et entraine
l’asphyxie tandis que la faible concentration ralentit la croissance et amène les champignons
en forme résistante. Cette concentration en eau est évaluée par le test de l’essorage. Par contre
les Phycomycètes montrent un développement optimum quand le sol est saturé d’eau
(GUILLEMAT et coll., 1956). La plupart des moisissures préfèrent des valeurs de l’activité
de l’eau aw entre 0,85 et 0,99 pour leur développement.
Quant à la température optimale de développement fongique dans les conditions
naturelles, elle serait de l’ordre de 20-22°C (GUILLEMAT et coll., 1956).
Pour les saisons, en général une baisse numérique des champignons a été constatée en été ;
par contre un taux maximum est atteint au printemps et en automne (GUILLEMAT et coll.,
1956).
Synthèse bibliographique
10
VII.3.4. Influence du climat et du type de sol
Du point de vue climat, le froid favorise surtout le développement des Mucorales
tandis que le climat chaud permet la croissance du genre Aspergillus (WAKSMAN, 1917).
Sur les sols de Madagascar, du Congo, et de la Côte d’Ivoire, il y a une prépondérance
d’espèces fongiques «chaudes» dominées par Aspergillus (FARROW, 1954).
VII.3.5. Influence de la fumure et de traitements divers
L’addition au sol d’engrais naturels ou artificiels impliquerait seulement une variation
quantitative non significative des champignons (RUSSELL, 1950). Cependant la technique de
CHOLODNY et la mesure du dégagement de CO2 ont montré que l’addition au sol de matière
organique déterminerait une prolifération fongique prédominante et dépendante de la
température (JENSEN, 1931).
L'apport de fumier est favorable aux espèces telluriques, telles que les Phycomycètes,
les Ascomycètes et la majorité des Mucédinées. Pour des engrais minéraux N, P, K, les
mêmes résultats sont constatés avec quelques différences c’est-à-dire la stimulation moins
forte des Phycomycètes, Ascomycètes et Mucédinées, et la forte stimulation sur le genre
Penicillium (GUILLEMAT et coll., 1956).
VIII. Rôle des champignons dans le sol VIII.1. Effet sur la structure du sol
Les champignons filamenteux occupent une place prédominante pour l’édification et
la stabilité de la structure du sol. Les champignons adhèrent de fines particules de sol à leurs
hyphes et forment des agrégats poreux, stables à l’eau et résistants (MARTIN et coll., 1940).
VIII.2. Décomposition des substances organiques complexes azotées et carbonées
Dans les séquences naturelles de décomposition microbiologique des restes végétaux,
les champignons semblent occuper les premières phases. En effet, ils prédominent souvent au
début de l’attaque des débris organiques, étant ensuite relayés par les bactéries qui trouvent
dans les mycéliums fongiques une source nutritive appropriée. Ils interviennent surtout dans
la dégradation de la cellulose et de la lignine, préparant ainsi l’humification et la
Synthèse bibliographique
11
décomposition des matières azotées en ammoniaque (ammonisation) et préparant la tâche des
microorganismes nitrificateurs.
VIII.2.1. Cellulolyse fongique
Les champignons sont des polyphages capables de métaboliser un très grand nombre
de sucres. Ils utilisent préférentiellement la cellulose comme substrats carbonés (figure 4).
Figure 4: Décomposition de la cellulose (DOMINIQUE, 1992)
Matière azotée
Fixation
Humine microbienne
Gelée cytophagiènne Milieu aéré et neutre bactéries aérobies
CO2 + H2O
Acide humique et humine d’insolubilisation
Composés phénoliques solubles
Milieu aéré et neutre champignons
CO2 + H2O
Accumulation de cellulose non décomposée
Milieu aéré mais très acide : champignons
CO2 + H2O
Cellulose
Méthane et hydrogène Acides organiques Milieu asphyxiant très humide:bactéries anaérobies
Synthèse bibliographique
12
VIII.2.2. Ligninolyse fongique La lignine est la partie la plus résistante du tissu végétal. Les mécanismes de
dégradation par la microflore tellurique ne sont pas encore bien élucidés. L’attaque se fait
surtout en aérobiose et il semble que les champignons soient plus actifs que les bactéries. Ces
processus sont étroitement liés à l’élaboration des humus.
VIII.2.3. Assimilation d’azote minéral
En présence d’une source d’énergie appropriée, les champignons assimilent pour leur
propre synthèse les composés azotés du sol, et ce, à plus grande échelle que les bactéries et les
actinomycètes d’où la compétition avec les végétaux supérieurs vis-à-vis de l’azote tellurique
(HALL et coll., 1908).
L’assimilation fongique de carbone énergétique (glucide ou cellulose) peut atteindre
30 à 40 %, suivant les exigences azotées correspondantes. Ce qui aboutit à une unité d’azote
transformée en protéines cellulaires pour 30 unités de cellulose décomposée (WAKSMAN
1927).
VIII.2.4. Formation de l’humus
Les champignons sont des agents puissants dans la formation de l’humus. D’ailleurs,
JENSEN (1931) a montré la formation des substances similaires à des substances humiques
dans des cultures de champignons sur cellulose ou autres composés végétaux dépourvus de
lignine.
IX. Classification des champignons L’ensemble des caractéristiques morphologiques a permis le classement des
moisissures. Il s’agit d’un véritable règne comprenant des divisions, elles mêmes subdivisées
en classes; les classes englobent des ordres qui rassemblent des familles, une famille peut
comprendre un ou plusieurs genres et le genre, à son tour rassemble une ou plusieurs espèces.
Chaque champignon porte un nom qui suit les règles de la nomenclature binomiale (genre et
espèce) énoncée au XVIIIe siècle par Carl Von Linné. La classification de KWON CHUNG et
coll., (1992) a été modifiée par DE HOOG et coll., (1995). La figure 5 présente cette
classification.
Synthèse bibliographique
13
Figure 5: Classification des champignons
IX.1. Selon la morphologie du thalle Les champignons peuvent être classés en deux groupes selon la morphologie du thalle.
IX.1.1. Les Septomycètes Ces champignons regroupent les Ascomycètes et les Basidiomycètes et possèdent des
mycéliums cloisonnés par des septums; il s'agit d’hyphes vrais.
X.1.2. Les Siphomycètes
Leurs mycéliums ne sont pas cloisonnés mais possèdent ce qu’on appelle des
«siphons». Les Tricomycètes, les Phycomycètes et les Zygomycètes font partie de ce groupe
(figure 6).
Champignons
Deutéromycètes
Chytridiomycète Basidiomycètes
Ascomycètes Zygomycètes
Oomycètes
Synthèse bibliographique
14
Figure 6: Structure et morphologie du thalle fongique selon ROLLAND et coll., (1985)
IX.2. Selon la structure des cellules
La structure des cellules permet aussi de diviser le règne fongique en trois grands
embranchements.
IX.2.1 Terminologie des divisions
Selon BOUCHET (1999), les terminaisons suivantes sont utilisées en fonction de la
division citée :
Embranchement: mycota
Sous-embranchement : mycotina
Classe : mycètes
Sous-classe: mycètidés
Ordre : ales
Famille: acées
IX.2.2. Classification Le règne fongique est subdivisé en trois grands embranchements: les Gymnomycota,
les Mastigomycota et les Amastigomycota.
Septomycètes Siphomycètes
Filaments cloisonnés Filaments non cloisonnés
appelés hyphes appelés siphons
Synthèse bibliographique
15
IX.2.2.1. Les Gymnomycota
Ce mot vient du mot grec gymnos qui veut dire nu. Ce sont des champignons issus des
protistes. Certains auteurs les appellent «champignons animaux» à cause de leurs cellules
pourvues de parois similaires à celles des animaux.
IX.2.2.2. Les Mastigomycota
Ce mot vient du mot grec mastix qui veut dire fouet. Ces champignons sont appelés
aussi champignons-algues car ils ont conservé un habitat aquatique et possèdent des cellules
nageuses flagellées pourvues de parois assurant leur multiplication et reproduction.
IX.2.2.3. Les Amastigomycota
Cet embranchement regroupe les champignons dits «champignon vrai». Les cellules
ne possèdent jamais de flagelle. La reproduction se fait par l’intermédiaire de spores qui sont
adaptées à une dispersion par voie aérienne. Ce sont des champignons terrestres.
IX.3. Selon la taille des carpophores
Selon la taille de la fructification des champignons, on peut distinguer.
IX.3.1. Les Macromycètes: La taille des carpophores est supérieure à 1mm et visibles à l’œil nu.
IX.3.2. Les Micromycètes: Ils possèdent des carpophores de petite taille et invisibles à l’œil nu.
MATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODES
Matériels et Méthodes
16
MATERIELS ET METHODES
I. Matériel végétal Le matériel végétal cultivé au cours de cette étude est les graines de maïs de variété
locale de Madagascar, c'est la troisième céréale vivrière après le riz et le manioc. Il entre pour
une grande partie dans la consommation humaine et animale contribuant efficacement à
atteindre l’objectif d’autosuffisance alimentaire du pays.
Les graines de maïs cultivées ont été fournies par le laboratoire de Physiologie
végétale, Faculté des Sciences. Le maïs appartient à la position systématique suivante
(BOSSER, 1969) :
Règne: Plantae
Classe: Monocotylédone
Ordre: Cypérales
Famille: Poaceae
Tribu: Maydae
Genre: Zea
Espèce: mays L.
Variété : IRAT 200
II. Le sol et les fertilisants
I.1. Le sol témoin : T
Le sol témoin T a été prélevé aux environs de l’Ecole Supérieure des Sciences
Agronomiques d’Ambohitsaina près des rizières. Il a été transporté à la serre du FOFIFA
d’Ambatobe. Les caractères physico-chimiques de ce sol sont consignés dans le tableau II.
Tableau II: Composition minéralogique du sol témoin (Source : RASOLONIAINA et
coll., 2010)
Sigle champs
pH
du
sol
C
( %)
N
( % ) C/N
P (Bray II)
(ppm)
Bases échangeables (méq/100g) CEC
(méq/100g) Ca Mg K Na
Sol de
référence 6,01 1,51 0,112 13,5 17,9 3,570 0,466 0,115 0,117 6,3
Matériels et Méthodes
17
I.2. Fertilisants
I.2.1. Zevo d’Analavory et de Betafo : ZevoA et ZevoB Le terme Zevo signifie Zezika Volkanika ou produit volcanique. Les produits
provenant de roches volcaniques ont été prélevés dans les secteurs d’Ambatondramirajay
Analavory- Itasy et de Betafo Antsirabe. La figure 7 montre la répartition des zones
volcaniques à Madagascar et la photo 1 les stations de prélèvements. Ainsi les débris de
roches ont été broyés à l'aide d’un broyeur électrique puis tamisés afin d'obtenir 3 types de
granulométrie: 0,2; 0,5; 2. Ce traitement a été effectué au laboratoire du Centre National de
Recherches Industrielles et Technologiques (CNRIT). Le produit obtenu après ces différents
traitements est dénommé Zevo ou Zezika Volkanika. Les tableaux III et IV présentent la
composition minéralogique des produits volcaniques respectivement d’Analavory Zevo A et
d’Antsirabe Zevo B.
Figure 7: Répartition des zones volcaniques à Madagascar
Matériels et Méthodes
18
A
B
Photo 1: Les stations de prélèvement A (Ambatomirajay) et B (Betafo) (Source : Auteur)
Tableau III : Composition minéralogique du produit volcanique d’Analavory ZevoA
(Source : RASOLONIAINA et coll., 2010)
Sigle
champs
pH de
ZevoA C (%) N (%) C/N
P (Olsen)
(ppm)
ELEMENTS TOTAUX
Ca Mg
K
ZevoA 6,89 0,117 0,028 4,17 74,08 11,32 0,50 0,93
Tableau IV: Composition minéralogique du produit volcanique d’Antsirabe ZevoB
(Source: RASOLONIAINA et coll., 2010)
Sigle
champs
pH de
ZevoB
C (%)
N (%)
C/N
P (Bray II)
(ppm)
Bases échangeables (méq/100g) CEC
(méq/100g) Ca Mg K Na
ZevoB 6,89 0,08 0,021 3,7 57,4 9,05 3,500 7,180 0,717 16,8
Les principaux composants présents constituent une source non négligeable
d’éléments minéraux tels que le quartz (SiO2), le diopside (Ca(Mg, Al) (Si, Al)2O6, l'apatite
(Ca5 (PO4)3F;Cl), l'olivine (Mg1,39Fe0,61(SiO4), l'anorthite ((Ca, Na) (Si, Al)O8 ) etc. Ces
minéraux servent d'éléments nutritifs aux organismes du sol.
Ces résultats ont été fournis par les équipes de recherche du CNRIT.
A
B
Matériels et Méthodes
19
I.2.2. Compost : C Le compost par définition est un produit solide et mature issu du compostage. Ce
dernier est un procédé dirigé de biooxydation d’un substrat organique hétérogène solide
incluant une phase thermophile (BNQ, 1996).
La qualité du compost est liée à son degré de maturité. Le développement de la plante
peut être freiné lorsque le compost est immature parce que l’installation des microorganismes
bénéfiques s’avère difficile, ce qui favorise la colonisation par des microorganismes
pathogènes.
Le compost améliore la structure physique du sol en favorisant la formation des
agrégats et en augmentant la capacité de rétention du sol. Sa richesse en matière organique
améliore l’environnement chimique du sol par l’intermédiaire des éléments fertilisants comme
le N, P, K.
L’utilisation du compost augmente le pH des sols acides. Ainsi, les plantes trouvent
des conditions favorables à leur croissance, d’où l’intérêt de l’utilisation du compost en
agriculture. Un compost de bonne qualité favorise l’augmentation du rendement par rapport à
des sols non fertilisés, même si la dose appliquée est faible (LESSARD, 1999).
I.2.3. Zevo mélangé de compost : Zevo+C
C’est le mélange d’un produit volcanique ou Zevo avec le compost.
III. Méthodes
III.1. Test de germination des graines
Les graines de maïs sont triées, les semences présentant des mauvais bourgeons sont
enlevées. Ils sont mis à germer dans des boites de Pétri sur du papier buvard imbibé d’eau à
28°C pendant dix jours. Le niveau de l’eau a été vérifié chaque jour. Le résultat a été noté
après dix jours d’incubation à 28°C.
Ces manipulations ont été effectuées au laboratoire de Physiologie végétale.
Les graines de maïs germées ont été repiquées sur les sols de culture.
Matériels et Méthodes
20
III.2. Cultures
III.2.1. Préparation des sols de culture Les sols destinés à la culture du maїs ont été préparés selon le protocole de la figure 8
T, T + ZevoA, T + ZevoB, T + ZevoA + C, T + ZevoB + C, T + C
15cm
= T = = T + ZevoA+C
= T + ZevoA = = T + ZevoB+C
= T + ZevoB = = T + C
Figure 8 : Répartition des différents traitements dans une unité de parcelle
expérimentale.
III.2.2. Méthodes de culture du maïs
Les sols sont répartis dans des pots en plastique de 15 litres et les fertilisants sont
ajoutés à raison de 100g pour chaque traitement.
Pour le témoin, aucun traitement n’a été appliqué aux sols.
15 cm 30 cm
15cm
15 cm 30cm
Matériels et Méthodes
21
Les graines de maïs germées sont repiquées dans les pots et placées sous serre selon
les conditions suivantes: 25°C le jour, 15°C la nuit et 10h environ de photopériode
(DUPONNOIS et coll., 2002).
Chaque traitement est effectué avec dix répétitions et arrosé tous les trois jours avec de
l’eau du robinet.
IV. Dénombrement et identification des mycètes dans les différents traitements
IV.1. Echantillonnage
A l'aide de spatule stérile, 1 à 3 prélèvements de sol ont été effectués par pied de maïs
et par traitement. Les prélèvements ont été réalisés tous les 14 jours.
IV.2. Préparation de la solution mère des échantillons du sol
Pour le dénombrement des champignons, 225 ml d’eau physiologique stérile sont
ajoutés à 22,5g d'échantillon de sol. Le tout est homogénéisé à l’aide d’un agitateur
magnétique pendant 30 minutes, c’est la suspension mère (photo 2). Ensuite, une série de
dilution au 1/10 a été effectuée à partir de la solution mère de l'échantillon de sol. La méthode
de MARCELOU KINTI et Coll., (1969) a été suivie. Tous les échantillons de sol ont été
traités de la même façon.
Photo 2: Solution des six échantillons T;T + ZevoA; T + ZevoB; T + ZevoA + C;
T + ZevoB + C; T + C
T T+ZevoA T+ZevoB T+ZevoA+C T+ZevoB+C T+C
Matériels et Méthodes
22
IV.3. Préparation des milieux de culture pour les champignons Dans cette étude, le milieu Sabouraud a été utilisé pour l’isolement et la culture des
levures et moisissures. Le pH est ajusté si c’est nécessaire suivant les cas. Ces milieux sont
utilisés soit liquide soit solide par ajout d'agar (photo 3). (annexe)
Photo 3 : Milieu de culture de champignons Sabouraud
IV.3.1. Stérilisation La stérilisation des milieux est réalisée dans un autoclave à 121°C pendant 20 minutes.
Les verreries sont stérilisées à 180 °C dans une étuve universelle pendant 30 minutes.
Il est noté que toutes manipulations microbiologiques sont effectuées dans des
conditions stériles c'est-à-dire autour d’une flamme d’un bec Bunsen.
IV.3.2. Ensemencement
A l’aide d’une micropipette stérile, un millilitre d’inoculum de chacune de deux
dilutions successives aux 1/10 et 1/100 est transféré en double dans des boites de Pétri
stériles.
L’ensemencent est réalisé en profondeur (dans la masse)
IV.3.3. Coulage du milieu
Environ 15 ml de milieu Sabouraud maintenu, en surfusion (47°C±2°C) a été coulé
dans chaque boite de Pétri. Ensuite l’inoculum est mélangé soigneusement au milieu en
décrivant des cercles et des mouvements de va et vient et le mélange est laissé se solidifier en
posant les boites de Pétri sur la paillasse.
IV.3.4. Incubation et lecture Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et
dénombrées au bout du 3è, 4è et 5è jour. Cette double ou triple nu
car les moisissures se développent rapidement et ils risquent d’envahir le milieu ce qui rend
difficile le comptage des colonies. Le nombre de colonies est noté. Leur aspect est varié: les
levures présentent des colonies lenticul
profondeur de la gélose ; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la
surface.
IV.4. Dénombrement et identification des moisissures Après incubation, les champignons ont été déno
IV.4.1. Méthode de calcul
Les unités Formant Colonie (UFC) sont comptées. Le comptage se fait
macroscopiquement. En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu
approprié, seules les boites ayant 30 à 300 UFC sont
l'aide de l'équation générale suivante
UFC/g =
IV.4.2. Identification Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur
l’observation des caractères m
IV.4.2.1. Purification des souches
Avant toute identification, une étape primordiale doit être effectuée, la purification des
souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs c
Cette étape consiste à faire des repiquages successifs des microorganismes isolés sur les
mêmes milieux d’isolement mais sans antibiotique jusqu’à l’obtention d’une souche pure par
boîte.
Matér
23
IV.3.4. Incubation et lecture
Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et
dénombrées au bout du 3è, 4è et 5è jour. Cette double ou triple numération est indispensable
car les moisissures se développent rapidement et ils risquent d’envahir le milieu ce qui rend
difficile le comptage des colonies. Le nombre de colonies est noté. Leur aspect est varié: les
levures présentent des colonies lenticulaires, rondes et généralement blanches dans la
; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la
IV.4. Dénombrement et identification des moisissures
Après incubation, les champignons ont été dénombrés puis identifiés.
IV.4.1. Méthode de calcul
Les unités Formant Colonie (UFC) sont comptées. Le comptage se fait
En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu
, seules les boites ayant 30 à 300 UFC sont retenues. Les résultats
l'aide de l'équation générale suivante (DOMMERGUE et coll., 1970) :
IV.4.2. Identification
Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur
l’observation des caractères morphologiques révélés par un examen microscopique.
IV.4.2.1. Purification des souches
Avant toute identification, une étape primordiale doit être effectuée, la purification des
souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs c
Cette étape consiste à faire des repiquages successifs des microorganismes isolés sur les
mêmes milieux d’isolement mais sans antibiotique jusqu’à l’obtention d’une souche pure par
Matériels et Méthodes
Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et
mération est indispensable
car les moisissures se développent rapidement et ils risquent d’envahir le milieu ce qui rend
difficile le comptage des colonies. Le nombre de colonies est noté. Leur aspect est varié: les
aires, rondes et généralement blanches dans la
; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la
mbrés puis identifiés.
Les unités Formant Colonie (UFC) sont comptées. Le comptage se fait
En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu
retenues. Les résultats sont obtenus à
Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur
orphologiques révélés par un examen microscopique.
Avant toute identification, une étape primordiale doit être effectuée, la purification des
souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs contaminants.
Cette étape consiste à faire des repiquages successifs des microorganismes isolés sur les
mêmes milieux d’isolement mais sans antibiotique jusqu’à l’obtention d’une souche pure par
Matériels et Méthodes
24
IV.4.2.2. Repiquage des souches
Le repiquage est l’opération qui consiste à transférer aseptiquement un organisme sur
un milieu stérile pour l’isoler ou le maintenir en culture pure.
Il suffit de prélever avec une anse stérile quelques spores ou un fragment mycélien à la
marge du thalle, ou un morceau de gélose sur lequel pousse le mycélium et de transférer
l’inoculum sur un milieu neuf, puis incubé à 25°C.
Pour obtenir un développement typique du champignon, l’inoculation doit être réalisée
en un seul point et non en stries comme en bactériologie, en déposant la bouture soit sur la
pente d’un milieu en tube, soit au centre d’un milieu en boite de Pétri.
IV.4.2.3. Induction de la sporulation
L’induction de la sporulation est essentielle pour permettre leur identification
morphologique. Il existe plusieurs procédés pour induire la sporulation des champignons. Les
plus fréquemment utilisés sont la culture des souches à identifier sur différents milieux de
cultures solides comme Potatoes Dextrose Agar (PDA), Malt Extract Agar (MEA) et
l’exposition permanente des boîtes de culture sous la lumière UV à la longueur d’onde de
366nm jusqu’à ce que la souche sporule. La sporulation est meilleure sur des milieux pauvres
en éléments nutritifs tels que Water Agar (WA), Oatmeal Agar (OA), Cormeal Agar (CA).
IV.4.2.4. Etude macroscopique La description de la morphologie des mycètes peut apporter une première
appréciation de la position taxonomique du champignon isolé.
L’aspect des colonies présente un critère d’identification. Les champignons
filamenteux forment des colonies duveteuses, laineuses cotonneuses, velouteuses, poudreuses
ou granuleuses; parfois certaines colonies peuvent avoir une apparence glabre c'est à dire
absence ou présence faible du mycélium aérien.
Le relief des colonies peut être plat ou plissé. La consistance des colonies peut être
variable: molle, friable, élastique ou dure.
La taille des colonies varie en fonction des genres: petites colonies, colonies étendues,
et colonies envahissantes.
Matériels et Méthodes
25
La couleur des colonies est un élément très important d’identification. Les couleurs les
plus fréquentes sont blanc, crème, jaune, orange, rouge allant jusqu’au violet ou bleu, vert,
brun allant jusqu’au noir. Les pigments peuvent être localisés au niveau du mycélium ou
diffusés dans le milieu de culture.
Les structures de fructification, la présence ou l’absence au centre de la colonie des
structures de fructification sexuée (cléistothèces) ou asexuée (pycnides) est aussi un élément
important de diagnostique (BOTTON et coll., 1990).
IV.4.2.5. Etude microscopique
La méthode du «carré de gélose» a été appliquée pour l’étude de la morphologie des
moisissures (BOUGES-MICHEL et coll., 1992). (Figure 9)
La culture a été faite sur les quatre cotés d’un petit parallélépipède de gélose
Sabouraud (±15mm x 15mm) de 2 mm d’épaisseur. Ce carré de gélose est disposé sur la lame
et recouvert d’une lamelle. Après 3 à 4 jours d’incubation à 20°C, la lamelle est enlevée et le
carré de gélose rejeté.
Après culture, la lamelle sur laquelle les filaments et les organes des champignons
adhèrent est retirée, puis elle est posée sur une lame neuve avec une goutte de bleu de coton.
L’ensemble est ensuite observé au microscope.
Matériels et Méthodes
26
IV.5. Conservation de souches
Il y a plusieurs méthodes de conservation des champignons : la conservation sous eau,
la conservation sous huile et la lyophilisation.
IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons
Cette technique permet une conservation à moyen terme ou à long terme des
champignons et des levures.
Les champignons sont d’abord cultivés sur milieu gélosé pauvre en éléments nutritifs,
incliné en pente et conditionné en tube. Les cultures sont ensuite immergées dans de l’eau
Figure 9 : Méthode du "carré de gélose"
IV.5. Conservation de souches Il y a plusieurs méthodes de conservation des champignons : la conservation sous eau,
la conservation sous huile et la lyophilisation.
IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons
Cette technique permet une conservation à moyen terme ou à long terme des
champignons et des levures.
Les champignons sont d’abord cultivés sur milieu gélosé pauvre en éléments nutritifs,
incliné en pente et conditionné en tube. Les cultures sont ensuite immergées dans de l’eau
distillée stérile ou de l’huile de paraffine. Puis les tubes sont rangés dans une salle où
l’humidité est relativement faible et à l’abri de la lumière, des poussières, et à une température
avoisinant 12°C et 15 °C.
IV.5.2. Conservation par lyophilisation
Cette technique s’applique aux souches de champignons qui sporulent. Elle permet
une conservation à long terme des microorganismes sous leur forme déshydratée.
Matériels et Méthodes
27
Les spores additionnées de liquide lyoprotecteur comme le lait et le glutamate de
sodium sont d’abord congelées à -40°C et apparaissent sous forme de cristaux. A l’arrêt du
bain réfrigéré, il se produit un réchauffement progressif de telle sorte que le corps solide
(cristaux de glace + spores) passe directement à l’état gazeux, sans passer à l’état liquide; c'est
la sublimation. Au terme de la lyophilisation, des spores sèches sont maintenues dans les
tubes.
V-Mesure des plants de maïs cultivés sur les sols témoins et les sols traités
Pendant onze semaines de culture, les hauteurs des plantes de maïs ayants poussés sur
les différents types de traitement de sol ont été mesurées à l'aide d’un double décimètre. Ces
mesures ont été réalisées toutes les semaines.
RESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSION
.
Résultats et discussion
28
RESULTATS ET DISCUSSION
Après avoir suivi les protocoles pour dénombrer, isoler et identifier les mycètes décrits
dans le chapitre matériels et méthodes, les résultats suivants ont été obtenus.
I. Numération des souches de mycètes
Les échantillons de sol prélevés à différents temps j=0, j=14, j=28, j=42, j=56, j=70,
j=84, j=98 et j=112 ont été traités suivant les méthodes appropriées.
La suspension mère et les solutions diluées en cascade ont été obtenues. Les souches de
mycètes ont été dénombrées et identifiées à partir de ces solutions diluées aux 1/10 et 1/100.
I.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin et les sols traités par
les produits volcaniques et compost
I.1.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin : T et les sols
traités : T + ZevoA et T + ZevoA + C
D’après les résultats représentés sur la figure 10, pour le sol T, la flore fongique en
général varie de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è jour.
Pour le sol traité par ZevoA, elle évolue de 350 à 1500UFC/g de sol.
Pour le sol traité par ZevoA + Compost, elle varie de 450 à 1750 UFC/g de sol.
Résultats et discussion
29
Figure 10: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités
T + Zevo A et T + Zevo A + C
0
500
1000
1500
2000
0 14 28 42 56 70 84 98 112
Co
nce
ntr
ati
on
de
s ch
am
pig
no
ns
en
UF
C/g
de
so
l
Temps de prélèvements en jours
T
T + ZevoA
Résultats et discussion
30
I.1.2. Evolution de la population fongique dans le sol témoin : T et les sols
traités : T + Zevo B et T + Zevo B + C
Pour le sol T, la flore fongique varie en général de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è
jour.
Pour le sol traité par le produit volcanique de Betafo Antsirabe, elle évolue de 450 à
1500UFC/g de sol.
Pour le sol traité par Zevo B+ C, elle varie de 350 à 1250 UFC/g de sol.
Figure 11: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités
T + Zevo B et T + Zevo B + C
0
500
1000
1500
2000
0 14 28 42 56 70 84 98 112
con
cen
tra
tio
n d
es
cha
mp
ign
on
s e
n U
FC
/g d
e s
ol
Temps de prélèvements en jours
T
T + ZevoB
T + ZevoB +
C
Résultats et discussion
31
I.1.3. Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et le sol
traité : T + C
Pour le sol T, la flore fongique en général varie de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è
jour.
Pour T+ C, elle varie de 600 à 1600 UFC/g de sol.
Figure 12: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités par
Compost T + C
0
500
1000
1500
2000
0 14 28 42 56 70 84 98 112
Co
nce
ntr
ati
on
de
s ch
am
pig
no
ns
en
UF
C/g
de
so
l
Temps de prélèvements en jours
T
T + C
Résultats et discussion
32
I.2. Récapitulation
Figure 13: Dénombrement des flores fongiques suivant les traitements dans l’ensemble
au j= 0, j= 56 et j= 112
D’après la figure 13, la population fongique est plus élevée dans les sols traités par
rapport au sol témoin.
0
500
1000
1500
2000
Témoin ZevoA ZevoB T + ZevoA+
C
T + ZevoB+
C
T + C
con
cen
tra
tio
n d
es
cha
mp
ign
on
s e
n U
FC
/g d
e s
ol
Traitements
0 jours
56 jours
112 jours
Résultats et discussion
33
I.3. Variation du pH des six échantillons à chaque prélèvement
Le paramètre a été suivi dans le sol témoin et les sols traités durant la culture des maïs.
Figure 14: Evolution du pH dans les six échantillons de sol
(Source : RASOLONIAINA et coll, 2010)
Pour le sol témoin, le pH diminue de 6,85 à 5,06 ; pour les sols amendés avec 5
combinaisons de traitement, les valeurs du pH à j=0 sont environ de 6,81 et au 112ème jour de
culture elles se situent entre 5,14 et 5,32. Pour la combinaison T+C, la valeur du pH en fin de
culture est basse comparée aux autres traitements, elle est de 4,95.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
0 14 28 42 56 70 84 98 112
ph
du
so
l
Temps de prélèvements en jours
T
T + ZevoA
T + ZevoB
T + ZevoA + C
T + ZevoB + C
T +C
Résultats et discussion
34
I.4. Interprétation
Après 4 mois de culture, les résultats ont montré que des différences significatives du
nombre de population fongique ont été observées sur les sols traités. Les UFC par gramme de
sol de la flore fongique varient selon les types de combinaison des traitements. Ainsi, par
rapport aux autres traitements, le nombre de champignons dans le sol traité par T + ZevoA +C
est le plus important.
Les résultats ont révélé aussi que le pH des sols fertilisés avec des produits
volcaniques baisse au fur et à mesure du temps de culture de maïs.
I.5. Conclusion partielle
Une augmentation du nombre de mycètes a été remarquée dans les sols fertilisés au
ZevoA, ZevoB et compost. Par contre la valeur du pH diminue en fonction du temps. Cela est
dû à l’acidification du sol par l’action des microorganismes.
II. Isolement et identification partielle des moisissures telluriques
L’identification d’une espèce fongique a été exclusivement basée sur l’observation des
caractères culturaux et morphologiques de l’espèce.
Les critères culturaux et morphologiques sont constitués par les paramètres macroscopiques
(aspect des colonies, de leur revers, …) et microscopiques (aspect du mycélium, des spores,
des phialides, des conidiophores,…) selon CAHAGNIER et coll., 1998.
II.1. Caractères macroscopiques des souches isolées
Pour cette étude, le milieu Sabouraud a été préparé et utilisé tel qu’il est décrit dans le
chapitre matériels et méthodes. La température d’incubation est de 25°C. Ainsi, 13 souches de
champignons telluriques ont été isolées. Ces souches ont été numérotées de S1, S2, S3, S4, S5,
S6, S7, S8, S9, S10, S11, S12 et S13.
Les caractères macroscopiques sur milieu Sabouraud sont présentés dans le tableau V.
Résultats et discussion
35
II.2. Observation macroscopique des treize souches Les cultures sur boîtes de Pétri ont permis d’obtenir les souches illustrées sur les
photos de 4 à 16.
Photo 4: Souche S1 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, bleu ciel
Photo 5: Souche S2 × 100 Revers
Colonie poudreuse, molle, verte
Résultats et discussion
36
Photo 6: Souche S3 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, vert armé
Photo 7: Souche S4 × 100 Revers
Colonie velouteuse, friable, jaune orange
Résultats et discussion
37
Photo 8: Souche S5 × 100 Revers
Colonie granuleuse, friable, noire
Photo 9: Souche S6 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, verte
Résultats et discussion
38
Photo 10: Souche S7 × 100 Revers
Colonie duveteuse, molle, blanche
Photo 11: Souche S8 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, verdâtre
Résultats et discussion
39
Photo 12: Souche S9 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, bleu ciel
Photo 13: Souche S10 × 100 Revers
Colonie laineuse, molle, blanche
Résultats et discussion
40
Photo 14: Souche S11 × 100 Revers
Colonie duveteuse, molle, blanche
Photo 15: Souche S12 × 100 Revers
Colonie velouteuse, molle, blanche
Résultats et discussion
41
Photo 16: Souche S13 × 100 Revers
Colonie cotonneuse, élastique, bleue
D’après les résultats, pour la plupart des souches, la fructification se trouve au centre
de la colonie. Des formes particulières sont observées : poudreuse pour S2, granuleuse pour S5
et laineuse pour S10. Les souches se différencient aussi par la couleur du pigment diffusé dans
le milieu de culture. Ce pigment est jaune pour la souche S2, rouge pour S11 et rouille pour
S12. Par contre, il est absent pour les autres souches.
Résultats et discussion
42
Tableau V: Caractères macroscopiques des treize souches après observation à l’œil nu sur milieu de culture Sabouraud, température d’incubation 25 °C
Souches S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10 S11 S12 S13
Forme cotonneuse poudreuse cotonneuse velouteuse granuleuse cotonneuse duveteuse cotonneuse cotonneuse laineuse duveteuse velouteuse cotonneuse
Relief plat plat plissé plissé plat plat plissé plat plissé plat bombé plissé plat
Taille petite étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue petite étendue
Pigment au niveau du mycélium
bleu ciel vert vert armé jaune
orange noir vert blanc verdâtre bleu ciel blanc blanc blanc bleu
Pigment diffusé dans le milieu de
culture
non jaune non non non non non non non non rouge rouillé non
Couleur du contour
blanche rien blanche blanche blanche jaune rien rien blanche rien rien rien blanche
Revers blanc vert blanc jaune blanc jaune blanc noir blanc blanc grenat marron blanc
Consistance élastique molle élastique friable friable élastique molle élastique élastique molle molle molle élastique
Résultats et discussion
43
II.3. Caractères microscopiques des souches isolées
L’examen microscopique a été mis en évidence la plupart des éléments importants.
Les caractères microscopiques sont consignés dans le tableau VI.
II.4. Observation microscopique des treize souches
Cette observation a été réalisée selon la méthode du « carré de gélose ». Les photos 17
à 29 présentent l’aspect des souches au microscope.
Photo 17: Souche S1 × 100 Photo 18: Souche S2 × 100
Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné
Photo 19: Souche S3 × 100 Photo 20: Souche S4 × 100
Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné
Résultats et discussion
44
Photo 21: Souche S5 × 100 Photo 22: Souche S6 × 100
Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné
Photo 23: Souche S7 × 100 Photo 24: Souche S8 × 100
Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné
Résultats et discussion
45
Photo 25: Souche S9 × 100 Photo 26: Souche S10 × 100
Hyphe non cloisonné Hyphe cloisonné
Photo 27: Souche S11 × 100 Photo 28: Souche S12 × 100
Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné
Résultats et discussion
46
Photo 26: Souche S13 × 100
Hyphe cloisonné
Photo 29: Souche S13× 100
Hyphe cloisonné
II.5.Interprétation
D’après les résultats, l’hyphe cloisonné est le caractère commun des colonies formées
par les souches S1, S2, S3, S4, S5, S6, S7, S8, S10, S11, S12 et S13. Ces derniers appartiennent au
groupe des Septomycètes. Tandis que la souche S9 a un hyphe non cloisonné, elle appartient
au groupe des Siphomycètes.
Les caractères distinctifs sont :
- le mode de formation des conidies qui est thallique pour S4, S6, et S11 et blastique
pour toutes les autres souches,
- le mode de groupement des conidies en grappe pour les souches S2, S6, verticille pour
S10, S11 et en chaînes basipètes pour les autres souches
II.6. Conclusion partielle
Sur les treize souches identifiées, 92,30 % appartient au groupe des Septomycètes et
7,7% au groupe des Siphomycètes.
Résultats et discussion
47
Tableau VI: Caractères des treize souches après observation au microscopique
Souches S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10 S11 S12 S13
Thalle cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné non
cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné
Mode de
formation
des
conidies
mode
blastique
acropete
mode
blastique
phialidique
mode
blastique
phialidique
mode
thallique
arthritique
mode
blastique
phialidique
mode
thallique
solitaire
mode
blastique
phialidique
mode
blastique
sympodial
mode
blastique
mode
blastique
arthritique
mode
thallique
arthritique
mode
blastique
phialidique
mode
blastique
phialidique
Mode de
groupement
des
conidies
chaines
basipètes en grappe
chaines
basipètes
chaines
basipètes
chaines
basipètes
en
grappe
chaines
basipète
chaines
basipètes
chaines
basipètes verticille verticille
chaines
basipètes
chaines
basipètes
Résultats et discussion
48
III. Evolution de la croissance des plants de maïs cultivés sur sols traités
Les hauteurs des plants de maïs ayant poussé sur les différents types de traitement de
sol ont été aussi mesurées toutes les semaines. Les résultats sont présentés sur la figure 15.
Le taux de germination des graines est de 61% après dix jours d’incubation à 28°c.
Figure 15 : Croissance des plants de maïs pendant 112 jours suivant les fertilisants
(source : RASOLONIAINA et coll, 2010)
Les hauteurs des plants de maïs pour le sol témoin à j=14, j=45 et J=112 sont
respectivement de 25cm, 50cm et 62cm. Pour les sols amendés, les meilleures croissances ont
été obtenues avec la combinaison T + ZevoA où ces hauteurs sont de 26cm, 55cm et 72cm
tandis qu’elles atteignent 28cm, 64cm, et 78cm avec T +ZevoB+ C. Cette dernière
combinaison est la plus performante.
C R O IS S A N C E D U M A IS EN FO N C T IO N D U T EM P S
0
10
2 0
3 0
4 0
5 0
6 0
7 0
8 0
9 0
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
S E M A I N E S
t emo i n
z ev oa
z ev ob
c ompos t
z ev oa+compos t
z ev ob+compos t
Résultats et discussion
49
IV. Discussions
A Madagascar, les roches volcaniques sont peu exploitées comme fertilisant. Aussi, à
travers ce travail, l’influence de ces produits volcaniques sur l’évolution des populations
fongiques telluriques et la croissance du maïs a été étudiée.
RAJAOARISOA (2010) a effectué la caractérisation physicochimique de quelques
produits volcaniques de Madagascar et leur intérêt en agronomie. Par ailleurs, la présence de
minéraux tels que le quartz (SiO2), le diopside (Ca (Mg, Al) (Si, Al)2O6, l'apatite (Ca5
(PO4)3F;Cl), l'olivine (Mg1,39Fe0, 61(SiO4), l'anorthite ((Ca, Na) (Si, Al)O8 ) etc. constitue un
apport d’éléments nutritifs pour les microorganismes telluriques (RASOLONIAINA et coll.,
2010 ).
La poudre grise provenant de la roche de basalte apporte de la silice assimilable. Cette
silice renforce le tissu cellulaire et augmente la résistance naturelle de la plante contre les
parasites et les circonstances climatiques défavorables. En ce qui concerne la poussière de
lave, un sol lourd fertilisé avec cette poussière devient plus léger et plus aéré. Le produit
absorbe facilement l’eau et la cède avec la même facilité en même temps qu’une partie de ses
propres substances. C’est un régulateur d’humidité du sol (http://science.vlcania.com...).
L’étude microscopique du sol intact, de ses suspensions aqueuses ou encore de coupes
minces permet de constater que les champignons s’y rencontrent à l’état mycélium et
d’organes de propagation ou de conservation que l’on peut désigner sous le nom de spores. Il
semble que la formation de ces divers types d’organes de résistance soit déclenchée ou
favorisée par les conditions de vie régnant dans le sol.
D’après les résultats obtenus, la population fongique varie suivant les types de sols
fertilisés par les produits volcaniques d’Analavory ZevoA ou d’Antsirabe-Betafo ZevoB ou
par le compost. Pour la culture de maϊs, dans le sol témoin T, la population fongique évolue
progressivement de 400ufc/g à J=0 à 1250ufc/g j=112 tandis qu’elle passe de 450 ufc/g à J 14
à 1750 ufc/g à J 112 dans les sols fertilisés par ZevoA et le compost. En ce qui concerne le
produit volcanique d’Antsirabe ZevoB, cette densité fongique passe de 450ufc/g à 1500ufc/g.
Les travaux d’ANDRIAMBOAVONJISOA (2011) démontrent la faisabilité de
l’utilisation de la roche volcanique pour la culture et la multiplication des souches de
champignons ectomycorhiziens. Une culture fongique performante a été obtenue en utilisant
la roche volcanique comme substrat de culture. Il a été constaté que les roches volcaniques
Résultats et discussion
50
sont généralement riches en éléments nutritifs pour les plantes et les microorganismes
(FOKA, 2001).
Pour NONO et al (2010), la libération des éléments nutritifs à partir des roches
volcaniques est maximale après la deuxième semaine d’application pour la culture des plantes
alimentaires. Ces résultats suggèrent donc la préparation préalable de la roche volcanique afin
d’optimiser son efficacité.
En outre, la population fongique dans ces sols fertilisés par les produits volcaniques
des régions Itasy et Vakinankaratra est très diversifiée. Au cours de cette étude préliminaire
13 souches fongiques différentes ont été déterminées et deux grands groupes Siphomycètes et
Septomycètes ont été caractérisés partiellement. Les Septomycètes représentés par les
Ascomycètes et les Basidiomycètes prédominent surtout dans le sol fertilisé par ZevoA et
compost.
Par ailleurs, une baisse des valeurs du pH des sols est généralement remarquée. Ainsi
dans les échantillons de sols analysés, les valeurs du pH varient de 6,81 à J=0 à 4,91 à J=112.
Cette diminution du pH serait due à des sécrétions d’acides organiques volatiles et non
volatils en quantités notables par les microorganismes du sol. Ces acides font baisser le pH
des roches, ils ont le pouvoir de solubiliser des quantités d’éléments chimiques inorganiques
présents dans la roche et de les rendre accessibles pour les plantes qui peuvent les absorber
par leurs racines (P, K, Ca, Mg, Mn, Fe, Cu, Zn…) (PUENTE et coll., 2009a, 2009b). Ces
auteurs ont constaté que les particules minérales voient leur diamètre se réduire du fait de
l’action des microorganismes. Ainsi, ce pH acide favorise la croissance des champignons en
plus de l’apport nutritionnel par les produits volcaniques et expliquerait la hausse de la densité
fongique dans la rhizosphère.
Enfin, les hauteurs des plants de maïs sont plus élevées sur les sols fertilisés par les
produits volcaniques et en particulier par ZevoB + Compost. Pour le témoin, ces hauteurs sont
de 25cm, 50cm et 62cm, respectivement à J=14, J=45 et J=112 ; pour le sol fertilisé par
ZevoB et le compost, elles sont de 28cm, 64cm et 78cm.
RASOLONIAINA et al (2005) ont entrepris des études sur les roches volcaniques de
la région d’Itasy. Des laves scoriacées, des scories et des cendres volcaniques ont été
collectées, mélangées et broyées jusqu’à la taille de 160µ. L’analyse a montré que ces
produits volcaniques contenaient 0,28% d’azote, 0,45% de phosphore, 0,93% de potassium et
des éléments comme le Ca, le Mg, le Fe, le Cu et le Zn nécessaires à la croissance des
plantes. Testés sur la culture de haricot, l’ajout de ces produits en tant que substitut d’engrais
Résultats et discussion
51
s’est avéré positif sur le développement de la plante et sur le rendement. Des résultats
similaires ont été mis en évidence par RATAHIRISOA, (2007) en effectuant l’étude
comparative de l’influence de la symbiose mycorhizienne, du phosphate naturel et des
amendements organiques sur la qualité microbiologique du sol et la croissance de plante.
Par ailleurs, COVALEDA et son équipe (2007) ont montré que les produits volcaniques du
Mexique peuvent être employés en agriculture comme fertilisant.
Ainsi, les produits volcaniques apportent des éléments minéraux aux microorganismes
telluriques et aux plantes. L’action combinée des populations fongiques et bactériennes
telluriques produiraient des métabolites secondaires qui seraient utilisés pour le
développement de la plante. En outre, ces produits disponibles à Madagascar constitueraient
des fertilisants en agronomie et éviteraient l’achat d’engrais chimiques. Ce qui préserverait
notre environnement. Enfin, son apport dans les sols appauvris contribuerait à la lutte contre
le parasite Striga asiatica. Ce dernier prolifère dans les sols pauvres empêchant le
développement des cultures vivrières.
CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET
PERSPECTIVESPERSPECTIVESPERSPECTIVESPERSPECTIVES
Conclusion générale et perspectives
52
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
En conclusion, les travaux de recherche que nous avons réalisés sur l’évolution des
populations fongiques dans les sols traités par les produits volcaniques ont permis :
• d’acquérir et maîtriser les techniques usuelles en microbiologie ;
• de dénombrer les germes fongiques dans le sol selon les normes;
• d’isoler les souches fongiques sur milieu approprié ;
• d’étudier les caractères culturaux et morphologiques des champignons telluriques
selon la méthode du carré de gélose ;
• de mettre en évidence les relations entre croissance de la plante et évolution des
moisissures suivant le type de traitement utilisé ;
Une amélioration de la croissance des plants de maïs a été constatée. Cependant, il
s’agit des résultats préliminaires. Dans l’avenir, nous envisageons de :
• mener une étude approfondie sur les souches de champignons impliquées dans le
développement de la plante ;
• étudier l’absorption des éléments minéraux par les champignons telluriques et la
relation champignons et plantes ;
• valoriser les produits volcaniques dans la lutte contre Striga, parasite des plantes sur
sols pauvres ;
• et d’utiliser ces produits volcaniques en tant que bio engrais pour protéger
l’environnement et pour limiter l’apport en engrais chimiques.
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ANNEXEANNEXEANNEXEANNEXE
ANNEXE
Composition des milieux de culture
Milieu de dénombrement Sabouraud :
- Peptone 10g
- Glucose 20g
- Gélose 20g
- Eau distillée 1000ml
- Chloramphénicol 0,5%
Colorant d’identification microscopique
Bleu de coton :
- Bleu coton 0,05g
- Lactophénol 100ml
Matériels utilisés
Matériels de prélèvement
Sacs plastiques stériles
Matériels de stérilisation
Autoclave
Etuve (chaleur sèche)
Bec Bunsen
Plaque chauffante
Matériels de conservation
Réfrigérateur
Matériels de préparation du milieu
Balance de précision
Spatule
Distillateur
Papier kraft
Tube à essai
Bain thérmostaté
Flacons (250ml, 500ml,…)
Matériels pour l’ensemencement et repiquage
Bec Bunsen
Vortex
Anse d’inoculation en platine
Micropipettes + cônes
Boite de Pétri de 90mm de diamètre
Tube à essai
Name : RAZAFIARIMANANA
First name : Viviane
Title : Dynamic of fungus population in soils fertilized by volcanic products and
maize (Zea mays L.) growing. (Variety IRAT 200).
ABSTRACT
After field observation and surveys, Striga asiatica is parasitic weed plants, which
grow up in poor soils and attack the cereal plant like maize. One method to fight against this
parasitic plant consists to improve soil fertilize. Volcanic rocks can be used as fertilizers. This
work aims to study the dynamic of the fungi populations in soils fertilized by volcanic
products: Zevo A and Zevo B.
The seeds of maize variety IRAT 200 were used for this experimentation; their
development was recorded every fourteen days until maturity. A lot of control soil (T) and
five lots fertilized with volcanic rocks and/or compost were prepared with ten replications for
each as followed: T, T+ Zevo A, T+ Zevo B, T+ Zevo A + compost, T+ Zevo B + compost,
T+ compost. Some samples of control Soil and fertilized soils were taken every fourteen days
until the hundred and twelfth days. The soil pH and the fungi flora concentrations were
recorded and the fungi were plated invitro on Sabouraud medium for strain identification.
For the control, the pH decreases from 6.85 to 5.06 and those of fertilized soils were
more acid 6.81 to 4.95. The flora fungi concentrations are 400 ufc/g at J=O for the control and
1266 ufc/g at j=112 for the control. They are of 311 ufc/g at j=0 and 1733 ufc/g at j=112 for
the fertilized soils. About 13 isolated and identified fungi strains, 92.30% belong to the
Septomycets group and 7. 7% to the Syphomycets. The height of the maize plants of the
control soil at j=14, j=45 and j=112 are respectively of 25cm, 50 cm and 62 cm and for the
fertilized soil with the high performance ZevoB+compost, they are 28cm, 64 cm and 78 cm.
Hence, the combination of the volcanic product and the compost has a positive impact
on the development and growing of the maize and the fungi flora. The fungi prefer an
environment slightly acid.
Key words: volcanic products, fertilizers elements, counting, identification fungi, maize.
Supervisor: Professor Blandine Andrianarisoa.
Nom : RAZAFIARIMANANA
Prénom : Viviane
Titre : Dynamique de la population fongique dans les sols fertilisés par les produits
volcaniques et croissance de Zea mays L. (Variété IRAT 200).
RESUME
D’après les enquêtes et les observations sur le terrain, Striga asiatica fait partie des
plantes parasites qui se développent sur des sols appauvris. Une des méthodes de lutte contre
ce fléau consiste à amender les sols. Les roches volcaniques peuvent être utilisées comme des
engrais fertilisants. Ce travail consiste à étudier la dynamique des populations microbiennes
dans les sols fertilisés par les produits volcaniques : Zevo A et Zevo B.
Les graines de maïs de la variété IRAT 200 ont été utilisées pendant cette
expérimentation, leur croissance a été notée tous les quatorze jours. Un lot de sol Témoin (T)
et cinq lots de sols fertilisés ont été préparés à raison de dix répétitions par lot : T, T+ Zevo A,
T+ Zevo B, T+ Zevo A +compost, T+ Zevo B +compost, T+ compost. Des échantillons de sol
Témoin et de sols fertilisés ont été prélevés tous les quatorze jours jusqu’au 112 jour. Le pH
et les concentrations en flore fongique totale ont été suivis et les champignons dénombrés ont
été cultivés sur le milieu de culture Saboraud pour l’identification des souches.
Les pH du sol témoin T à ces différents temps diminuent de 6,85 à 5,06 et ceux des
sols fertilisés 6,81 à 4,95. Les concentrations en flore fongique totale sont, pour le témoin de
400 ufc/g à j=O et de 1266 ufc/g à j=112. Elles sont de 311 ufc/g à j=O et de 1733 ufc/g à
j=112 pour les sols fertilisés. Sur les 13 souches de champignons isolées et identifiées
partiellement, 92,30% appartiennent au groupe de Septomycètes et 7,7% au groupe de
Siphomycètes. Les hauteurs des plants de maïs pour le sol témoin à j=14, j=45 et J=112 sont
respectivement de 25cm, 50cm et 62cm et pour le sol fertilisé le plus performant c’est-à-dire
Zevo B+compost, elles sont de 28cm, 64cm, et 78cm.
Ainsi la combinaison de produit volcanique et compost a un impact positif sur la
croissance des plants de maïs et de la flore fongique. En effet les mycètes préfèrent un
environnement légèrement acide
Mots clés : Produits volcaniques, éléments fertilisants, dénombrement, identification des
champignons, maïs.
Encadreur : Professeur Blandine Andrianarisoa