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UNIVERSIDAD ESTATAL PENINSULA DE SANTA ELENA
FACULTAD DE CIENCIAS DEL MARESCUELA DE BIOLOGIA MARINA
TEMA:
FOTOIDENTIFICACIÓN DE FITOPLÁNCTON Y SU RELACIÓN CON PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS EN EL MANGLAR DE PALMAR-
SANTA ELENA. JUNIO-AGOSTO 2011
PROYECTO
ASIGNATURA:
PROYECTOS
DOCENTE:
BLGO. DUQUE MARÍN RICHARD
INTEGRANTES
OÑATE OQUENDO DAVID FERNANDOVITERI SANTANA ERMEL ROLANDO
SANTE ELENA 2011
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1. Introducción
1.1. Fitoplancton
Las algas constituyen uno de los grupos más variados de talofitas o plantas
“inferiores”. Las más evolucionadas poseen estructuras sencillas comparables a
las raíces, tallos y hojas de las plantas “superiores”. Son los primeros vegetales
que efectúan la fotosíntesis. Poseen según el grupo, pigmentos de diversos
colores y así encontramos algas verdes, amarillentas, azulosas, pardas, rojas,
etcétera.
Se encuentran en su mayoría, en las aguas marinas, dulces o salobres; flotando o
adheridas a las rocas; en los medios terrestres muy húmedos, o en los lados
sombreados de los troncos de los árboles, etc. La latitud y los factores
ambientales tales como la cantidad de luz en las diversas profundidades del
agua, la temperatura de la misma, nutrientes y disponibilidad de substrato, tienen
influencia muy marcada en la abundancia y distribución de las especies.
Las especies unicelulares no necesitan sustrato y en su mayoría se acomodan en
las capas superficiales del agua, para formar parte del plancton. Muchas especies
en cambio, poseen talos grandes y se acomodan con frecuencia sobre sustratos
sólidos, como troncos flotantes o de preferencia sobre rocas de las zonas
costeras.
Las algas, constituyen un grupo muy amplio y heterogéneo, requiriendo por esta
razón, de una metodología especial para su preparación como muestras de
herbario, que sin ser complicada, ni difícil, es de por sí diferente, a lo conocido y
difundido para otros representantes de las plantas.
Dentro de las algas, creemos conveniente delimitar dos grandes grupos en
relación con el hábitat: algas de agua dulce y algas marinas. Se hace necesario
incluir como un grupo aparte a las diatomeas, presentes en ambos hábitat, como
componentes del fitoplancton.
Estas últimas requieren de métodos de preparación y conservación diferentes.
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La finalidad de la recolección y conservación de cualquier organismo vegetal o
animal debe justificarse. La enseñanza y la investigación constituyen dos buenas
razones.
La enseñanza biológica requiere usar organismos vivos o especímenes
adecuadamente conservados para realizar las observaciones y experimentos de
una manera objetiva.
Pero muchas veces ni los estudiantes ni los profesores pueden trabajar con
organismos útiles para ellos, porque carecen de la información necesaria para
saber dónde y cómo recolectarlos o para preservarlos.
El conocimiento y manejo de métodos de recolección y formación de colecciones
científicas de algas es una actividad inicial en la formación de los investigadores
que se dedican al estudio de estos organismos. Hay pocos problemas biológicos
relacionados con trabajos de campo que no requieren eventualmente de la
colecta de especímenes.
En el Acta Oceanográfica del Pacífico en su volumen 15 número 1 del INOCAR,
realizada por María Elena Tapia y Christian Naranjo se dan resultados sobre
comunidades fitoplanctónicas y zooplanctónicas. El estudio se efectuó frente a la
localidad de Monteverde, Península de Santa Elena, monitoreándoseun total de
15 estaciones durante los estados de marea de flujo y reflujo en noviembre de
2006.Las mayores concentraciones de Clorofila a: se observó en la estación 9 en
la capa superficial con valores de 0.90 mg/m3 determinándose como un área de
mayor productividad y la menor concentración se registró en laestación 4 con
valor de 0.10 mg/m3 durante la fase de flujo.
En la comunidad fitoplanctónica se determinó dos áreas de mayor diversidad y
abundancia de especies: La primera se observó en las estaciones 4 y 6 durante
flujo registrándose la mayor abundancia relativa, lasegunda corresponde a las
estaciones 10 y 11 en reflujo.
Se destaca la dominancia de la especie Chaetoceros coarctatus y asociada a
esta se observaron las especies Leptocylindrus danicus, Rhizosolenia imbricata,
Chaetoceros affinis, Coscinodiscus excentricus, que constituyen el grupo de las
Diatomeas, por lo tanto se consideran como especies que tipifican una mezcla de
3
masas de aguasfrías, neríticas que en términos generales su abundancia se
considera normal para la época actual.
En la comunidad de zooplancton se determinó que las mayores concentraciones
de zooplancton se registraronen la estación 3 durante reflujo. En las estaciones
en estudio se observó un total de 21 grupos de zooplancton,siendo los grupos
dominantes los Copépodos, Radiolarios, Zoeas de brachiuras, Quetognatos
representadospor el género Sagittasp., Cladoceros representados por la especie
P. avirrostris grupos que fueron comunesdurante flujo y reflujo.
1.2. El Fósforo
El fósforo se encuentra en el mar como ión fosfato, concretamente bajo la forma
de ortofosfato cálcico y, según Thoulet, en concentraciones en torno a 0.0156
gr/litro en aguas de salinidad normal (35/1000).
Su presencia es importante porque es un elemento imprescindible en la síntesis
de materia orgánica en el mar y es muy utilizado por el fitoplancton (plancton
vegetal). Así, la escasez de fosfatos en zonas de actividad fotosintética limitaría la
productividad primaria, sobre todo en el verano, incidiendo directamente en toda
la vida marina.
Este mismo hecho de la utilización de los fosfatos por el fitoplancton durante los
procesos de fotosíntesis, hace que su concentración en el mar sea muy variable y
dependa de las fluctuaciones de población fitoplantónica y, por lo tanto, de la
profundidad.
En el mar se van a producir dos afloraciones anuales que coinciden con
primavera y otoño. Este "bloom" o período de explosión fitoplanctónica trae como
consecuencia una disminución del fósforo existente en el mar, ya que el intenso
consumo no puede ser compesado por nuevos aportes a la misma velocidad. En
estos momentos, esas zonas del mar quedan con unas concentraciones mínimas
de fosfato que, desde ese mismo momento, empiezan a regenerarse,
básicamente por dos caminos:
a nivel costero, por los aportes terrígenos
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a nivel oceánico, por los aportes procedentes de los restos de los seres
muertos que se depositan en el fondo y sobre cuyas restos actúan las
bacterias, transformándolos en elementos inorgánicos.
En la descomposición bacteriana de los cadáveres, el fósforo se libera en forma
de ortofosfatos (PO4H2) que pueden ser utilizados directamente por los vegetales
verdes, formando fosfato orgánico (biomasa vegetal). A su vez, los vegetales son
consumidos en los diversos niveles tróficos animales herbívoros, formando
biomasa animal que a su vez es utilizada por los animales carnívoros. Cuando los
seres vivos mueren, o a partir de sus excretas, los restos son mineralizados por
las bacterias dando lugar a ortofosfato y a fosfato orgánico, soluble o disuelto,
que puede ser reutilizado por los vegetales cerrando la cadena.
1.3. El Nitrógeno
Su importancia y distribución son muy similares a los del fósforo y, dentro de las
diferentes concentraciones en que aparecen en las aguas marinas, existe un gran
paralelismo entre dichas concentraciones y sus variaciones. Este detalle es
bastante normal si tenemos en cuenta que tanto los compuestos del fósforo como
los del nitrógeno cumplen unas funciones similares en el medio marino y tanto
sus consumidores como sus fuentes de producción son las mismas para ambas
sustancias. Son fundamentales en la formación del fitoplancton y, por lo tanto, en
el mantenimiento y continuidad de la cadena trófica.
El nitrógeno aparece en el mar, básicamente, en forma de nitratos, nitritos y
amoníaco (NO3-NO2-NH3), aunque suelen aparecer en mayor cantidad los
nitratos. Sus porcentajes son:
Nitratos: 1 - 600 microgr/litro
Nitritos: 0.1 - 50 microgr/litro
Amoníaco: 5 - 500 microgr/litro
Los nitratos son más abundantes en zonas superficiales, ocurriendo al revés en el
caso de los nitritos, que aparecen en mayor cantidad cerca del fondo, pudiendo
faltar en superficie en zonas poco profundas. La concentración de amoníaco en
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profundidad es escasa pero se presenta de modo uniforme a lo largo de toda la
columna de agua.
Los nitratos del agua del mar se van a regenerar a partir de organismos muertos
que caen al fondo o a partir de sus excretas. En ambos casos, el N orgánico
procede de los prótidos celulares que a causa de la acción de determinadas
bacterias proteolíticas, forma nitrógeno inorgánico que puede ser absorbido por
parte de vegetales marinos, fundamentalmente en forma de aminoácidos por
medio de la serie NH3-NO2-NO3
1.3.1. Nitrificación
Es la transformación del amoníaco en nitrito y luego en nitrato. Esto ocurre debido
a la intervención de bacterias nitrificantes (Nitrosomonas y Nitrosococcus). Este
proceso se produce en zonas del litoral a escasa o media profundidad. Cuando es
a media profundidad las bacterias suelen estar asociadas de modo simbiótico con
fitoplancton.
1.3.2. Asimilación del Nitrógeno
Se realiza por principalmente por el fitoplancton; es un fenómeno de tipo celular y
esto conlleva la formación de aminoácidos que forman péptidos y dan lugar a
proteínas (nitrógeno orgánico), siendo aquí donde comienza realmente la cadena
biológica del nitrógeno bajo la forma de nitrógeno orgánico. El fitoplancton es
consumido por el zooplancton entrando a formar parte de su biomasa.
1.3.3. Reducción de nitratos y desnitrificación
Lo realizan bacterias desnitrificantes y reductoras del nitrógeno y por medio de
ellas el NO3 pasa a NO2 y a N3, hasta la liberación total del nitrógeno; a nivel
marino esto ocurre en zonas de anoxia y las bacterias utilizan para ellas mismas
el nitrógeno.
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1.3.4. Fijación del nitrógeno
Esta fase que tiene particular importancia en el medio terrestre no parece ser tan
crítica en el medio marino. Parece ser que el nitrógeno procedente de la costa o
de la atmósfera lo reciclan bacterias fijadoras que viven en simbiosis con algas.
En base a esta uniforme proporción de los diversos componentes del agua de
mar, se acepta que la determinación de cualquiera de ellos, mejor del más
abundante, sirve como indicador del total de los elementos disueltos. Conociendo
la dependencia que existe entre determinadas propiedades físicas del agua
marina y su composición química, la determinación de este componente sirve
también para la determinación indirecta de dichas propiedades físicas.
La salinidad es el más interesante de los factores químicos y se define como la
concentración de sólidos disueltos por Kgr de agua de mar. Los componentes
fundamentales de estos sólidos son los aniones (cloruros, fosfatos ...) y los
cationes (Na, Mg ...).
La relación entre aniones y cationes va a condicionar el pH del agua del mar, que
oscila entre 8 y 8'3 y es por tanto ligeramente alcalino (esto le confiere una gran
capacidad amortiguadora que tiene profundo interés biológico ya que muchos
animales marinos carecen de estructuras aislantes del medio y por tanto, ligeras
variaciones en el pH del medio afectan seriamente a su pH interno, pudiendo
incluso causarles la muerte).
La salinidad está muy relacionada con la densidad y ésta es de gran importancia
para los seres vivos ya que afecta a dos procesos fundamentales: el movimiento
y la alimentación.
La salinidad está también relacionada con la clorinidad, de tal manera que
conociendo los tantos por mil existe una relación en la cantidad de las distintas
sales.
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1.4. Criterios de Calidad admisibles para la preservación de la flora y fauna en aguas dulces, frías o cálidas, y en aguas marinas y de estuario
Según el Texto Unificado de la Legislación Ambiental Secundaria en su libro seis,
anexo uno, los límites mínimos y máximos para aguas marinas y estuarios, para
cada uno de los parámetros físicos y químicos estudiados son:
Temperatura.- en condiciones naturales no debe exceder los 32 grados
Celsius.
Potencial de Hidrógeno (pH).- valores dentro de 6,5 a 9,5.
Salinidad.- condiciones naturales no debe exceder el 45% de
concentración.
Nitritos.- no deben de exceder, junto con nitratos concentraciones de
1,5mg/L durante periodos de tiempo muy largos
Fosfatos.- los niveles para zonas estuarinas no debe ser menor a 0,1mg/L
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Hipótesis
Los parámetros físico-químicos del agua estuarina del manglar de Palmar son los
adecuados para el correcto desarrollo del fitoplancton.
El impacto antrópico en el manglar no afecta de manera considerable a la
diversidad fitoplanctónica.
Objetivo General:
Identificar, mediante claves, el fitoplancton del estero del Manglar de Palmar –
Santa Elena para relacionarlo con parámetros físicos-químicos.
Objetivos Específicos:
Evaluar mediante análisis de parámetros físico-químicos y la identificación
de fitoplancton, el impacto antrópico existente en el cuerpo de agua en el
estero del manglar de Palmar.
Determinar los niveles de concentración de los distintos parámetros físicos-
químicos (tº, salinidad, pH, turbidez, oxigeno disuelto, nitrito, fosfatos)
utilizando el espectrofotómetro y el YSI, para la creación de posibles
estrategias de biorremediación.
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2. Metodología
2.1. Área de estudio.
El sitio de estudio se encuentra ubicado aproximadamente en las coordenadas 2°
1'17.46"S, 80°44'4.95"O, en el manglar de Palmar Provincia de Santa Elena.A lo
largo de todo este se puede observar la presencia de varios tipos de mangles, así
como de especies animales, propias de este tipo de ecosistema.
Antes el bosque de mangle era mucho más extenso, superando las 200 ha.
Consecuentemente eran más grandes las áreas de conchal y cangrejal, no había
contaminación y las familias que se dedicaban a la recolección de productos del
manglar eran mucho más numerosa que hoy en día, todo esta zona de estudio se
redujo a lo que es actualmente por creación de camarones lo devastan día a día.
A pesar de su pequeña superficie, la importancia del manglar de Palmar es
enorme; es un bosque fundamental para la vida de las especies migratorias y
propias de manglar, especies marinas que desarrollan sus etapas juveniles entre
las raíces de mangle, especies terrestres y aves que habitan en este ecosistema
el cual se transforma para la provincia de Santa Elena un icono irreverente de la
flora y fauna marino costera.
2.3. Métodos.
2.3.1 Recolección de muestras
Las muestras se recogieron durante los meses Julio y Agosto de 2011, en horas
de mayor incidencia de luz solar.
Se formaron cuatro estaciones, todas geo-referenciadas con un GPS calibrado
apropiadamente, con una distancia de aproximadamente 200mts entre cada una,
tomando en cuenta sitios estratégicos relevantes para nuestros objetivos.
Para el muestreo de fitoplancton se utilizó una malla de 60 micras, realizando un
arrastre superficial de alrededor de 200 metros desde una embarcación, las
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muestras fueron colocadas en envases ámbar para garantizar la integridad de la
muestra, la botella se llenó hasta un 75% de su capacidad para su correcta
aireación. Este procedimiento se realizó en cada una de las estaciones.
2.3.2. Tratamiento y análisis de muestras
Los análisis se llevaron a cabo en los laboratorios de la unidad de práctica de la
Universidad Estatal Península de Santa Elena ubicada en La Libertad.
Para establecer los niveles de oxígeno, salinidad, PH y temperatura superficial se
utilizará el YSI.
El salinómetro, el PHmetro así como un termómetro ambiental servieron para
corroborar los datos arrojados por el YSI. Para los fosfatos y nitritos se detallan
más adelante su tratamiento.
El fitoplancton se identificó a través del microscopio compuesto de luz halógena,
junto con referencias de actas oceanográficas del INOCAR, libros con las debidas
claves taxonómicas, y todo material bibliográfico disponible. De la misma forma
se establecieron los parámetros físico-químicos óptimos para el desarrollo del
fitoplancton.
2.3.4. Fosfatos
Reactivos Especiales:
Molibdato de amonio.- disuelva 15gr de molibdato de amonio
Mo7O24(NH4)6.4H20 en 500ml de agua destilada. Conserve fuera de la luz.
Solución de ácido sulfúrico.- agregue 140ml de ácido sulfúrico
concentrado en 900ml de agua destilada.
Solución de ácido ascórbico.- Disuelva 27gr de ácido ascórbico en
500ml de agua destilada. Conserve en botella plástica y en el congelador.
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Descongelando antes de utilizarla y congelando inmediatamente luego de
terminar.
Solución de tartrato de amonio y potasio.- disuelva 0.34gr de tartrato de
amonio y potasio en 250ml de agua destilada calentándola si fuera
necesario.
Mezcla de Reactivos para Fosfatos:
# Muestras
Molibdato amonio
Ácido sulfúrico
Ácido ascórbico
Tartrato de Sb y K
Total
2 2 5 2 1 10ml10 10 25 10 5 50ml15 15 37.5 15 7.5 75ml20 20 50 20 10 100ml25 25 62.5 25 12.5 125ml30 30 75 30 15 150ml
Procedimiento Experimental:
Mida en un Erlenmeyer o en un cilindro graduado de 50ml de muestra y
agregue 5ml de la mezcla de reactivos. Después de 10 minutos y no más
de 3 horas, lea la extinción en celdas adecuadas de 1cm/10cm de paso de
luz a una amplitud de onda de 885nm. En el caso de que la muestra tenga
que leerse en un colorímetro, escoja el filtro que aproximadamente
transmite a la longitud de onda especificada anteriormente, aunque va a
disminuir la sensibilidad del método.
Se aplica el mismo procedimiento para una muestra considerada como
blanco que contiene agua destilada y 5ml de la mezcla de reactivos.
Transcurrido el tiempo se mide en el espectrofotómetro en la longitud de
onda establecida.
Se sigue las siguiente instrucciones con el espectrofotómetro Boeco S-22:
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o Se ajusta la unidad, concentración factor X, y la longitud de onda en
nm.
o Se ajusta la longitud de onda en absorbancia y transmitancia.
o Se calibra el espectrofotómetro con el blanco donde una lectura de
0.00 en absorbancia y 100% en transmitancia.
o Se saca el blanco y se coloca la muestra en las celdas de plástico.
o Anote los datos de las lecturas
2.3.5. Nitritos
El procedimiento metodológico para el análisis de nitritos es el indicado por
Strickland&Parson (1968):
Reactivos Especiales
Solución de Sulfanilamida.- Disuelva 10gr de sulfanilamida en una
mezcla de 100ml de ácido clorhídrico concentrado con aproximadamente
600ml de agua destilada, lleve a 1000ml con agua destilada. Esta solución
es estable por varios meses.
Solución de N-(1-Naftil) Etilendiamina Dihidrocloruro.- Disuelva 0,5gr
de N-1 naftil-etilendiamina dihidrocloruro en 500ml de agua destilada.
Guarde la solución en una botella ámbar, la solución debe ser renovada
una vez por mes o cuando una coloración marrón fuerte se desarrolle.
Procedimiento de muestreo para el análisis
El procedimiento de muestreo para el análisis de nitrito no necesita ninguna
precaución especial. Aguas costeras, marinas, pueden ser analizadas sin
tratamiento, mediante un blanco de turbidez apropiado. En aguas turbias se hace
necesario filtrar.
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Prepararemos las muestras en alícuotas de 50ml en Erlenmeyers de 125ml junto
con una adicional del blanco para calibrar en el espectrofotómetro.
Se adiciona 1ml de Sulfanilamida cada alícuota y espere de 5 a 8 minutos, luego
agregue 1ml de Naftil y espere 5 a 10 minutos. La Coloración rosada representará
la presencia de nitritos en la muestra.
Lleve al espectrofotómetro el blanco en celdas de 1ml con los reactivos
preparados, calibre para una absorbancia de 0.000%. Posterior coloque cada
muestra en celdas de 1ml y se anotará las lecturas.
RESULTADOS:
Parámetros físico-químicos:
Estación 1: un área de reforestación principalmente de Rizophora mangle de
alrededor de 200 m2. Los valores de Nitritos promediaron 1mg/L lo que en el Libro
Unificado de la Legislación Secundaria del Ecuador en su libro VI Anexo 1 tabla
número 4 establece este promedio es el máximo permisible. Aun así, durante los
muestreos de los días 7 y 20 de Agosto, se determinó que los valores rebasaron
este límite.
Los valores de fosfatos nunca superaron lo establecido en la tabla número 13 del
mismo libro del TULAS, que indica que el valor máximo de fósforo para agua
marina no debe superar los 10mg/L, promediando 1.2 mg/L.
El Oxígeno disuelto se encontró cercano a 8.4 mg/L indicio de una correcta
oxigenación y un sano ecosistema fitoplanctónico. La temperatura y el pH no
presentan rangos anormales que deban ser mencionados. Estos tres parámetros
están dentro de lo permisible.
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Estación 2: Expalmar SA
Esta área está destinada para la reforestación de Rizophora mangle y Aviscenias
germinna pero en este lugar el agua recibe las aguas residuales del laboratorio de
larvas de camarón Expalmar.
Los nitritos tuvieron un comportamiento muy similar al de la estación anterior con
una media de 0.9 mg/L, con excepción de los días 7 y 20 de Agosto en los que
hubo presencia de partículas en suspensión, se obtuvo valores de 1.1 y 1.3 mg/L,
respectivamente.
Los fosfatos, oxígeno disuelto, temperatura, pH y salinidad, se encontraron dentro
de lo legal, indicando nuevamente que estos parámetros son adecuados para el
desarrollo de las especies.
Estación 3: Las Conchas
El nitrito se encontró en valores superiores a 1.2 mg/L con excepción del primero
de agosto, día en que este parámetro alcanzó los 4 mg/L, concentración 4 veces
superior a lo permisible.Todos los demás parámetros tuvieron un comportamiento
normal, sin superar los límites máximos que se establece en el TULAS.
Estación 4: Los Esteros
Nuevamente se reitera el comportamiento que obtiene el parámetro del nitrito en
este sector cercano a la entrada de mar, que alimenta, en su mayor parte estuario
del manglar. Sus valores promediaron sobre1.3 mg/L claro indico de la influencia
antrópica del sector.
El Oxígeno disuelto llego a encontrarse en valores mínimos de 5 mg/L indicador
nuevamente de la acción oxidante de las bacterias nitrificantes.
La temperatura, salinidad pH y fosfatos no tuvieron peculiar comportamiento.
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Análisis de fitoplancton
Estación 1: Área de reforestación
En esta área en la cual existe principalmente la reforestación de Rizophora mangle,
relativamente nula actividad antrópica encontramos las siguientes especies:
Amphora graeffi
Chaetocero breves
Coscinodiscus Excentricus
Guinnardia deliculata
Guinnardia flaccinia
Hemiaulus sinensis
Merismopedia sp.
Nitzchia sp.
Pinnularia sp.
Rhizosolenia alata
Rhizosolenia sp.
Rhizosolenia stolterforthü
Estación 2: Expalmar SA
En esta zona también se encuentra parte de la reforestación de Rizophora mangle,
pero esta se encuentra aledaña a la industria antes mencionada y las especies fueron las
siguientes:
Anabaena
Bacteriastrum sp.
Ceratium simmetricum
Climacodium frauenfeldianum
Coconeis sp.
Coscinodiscus sp.
Dyctiocha fibula
Guinnardia delicatula
Guinnardia flaccinia
Gyrosigma sp.
Hemiaulus sinensis
Navícola sp.
Rhizosolenia alata
Rhizosolenia stolterfothü
Rhizosolenia sp.
Cymbella sp.
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Estación 3: Las Conchas
Esta área se encuentra en la parte posterior del mangle y limita con una extensa
población de habitantes, en cuanto al análisis fitoplanctónico obtenemos las
siguientes especies:
Chaetocero breves
Pleurosigma sp .
Guinnardia deliculata
Guinnardia fláccida
Hemiaulus sp.
Navícola sp.
Niztchia sp.
Ornithocercus magnificus
Pleurosigma sp.
Rhizosolenia stolterforthü
Estación 4: Los Esteros
En esta se produce los movimientos de las embarcaciones en faena de pesca y
también habitan alrededor de 25 familias aledañas al estero con todos estos
antecedentes se encontraron las siguientes especies:
Anabaena sp.
Bacteriastrum sp.
Chaetocero danicus
Climacodium frauenfeldianum
Coscinodiscus sp
Coscinodiscus sp.
Guinnardiad eliculata
Guinnardiaf laccinia
Hemalium sp.
Leptocylindrus danicus
Melosira varians
Niztchia sp.
Rhizosolena alata
Rhizosolenia stolterfothü
Rizosolenia sp.
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RECOMENDACIONES:
Al momento de realizar el análisis de fitoplancton las muestras no deben
tener mucho tiempo de recolectadas para que los valores no se alteren y
deser utilizar metodos para fijaralas y que no se degraden.
Es necesario que se realice un estudio posterior de coliformes fecales los
altos niveles de detritos los cuales fueron observados en el análisis de
fitoplancton por la falta de sistema de alacantarillado.
Por la incidencia de las mareas es necesario un estudio de metals
pesados porque estos se concentran en mayor cantidades en las raices de
los mangles, en el caparazon de los crustaceos, en la hemolinfa de las
conchas entre otros.
El seguimiento de los parámetros en el estero del manglar de Palmar es
necesario para controlar el desarrollo de los diversos programas de manejo
y cuidado que allí se manejan así como para reducir los niveles de
contaminación que aún se evidencian este ecosistema.
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ANEXOS:
Estación 1
Fecha Oxígeno disueltoMg/L
FosfatoMg/L
NitritoMg/L
PH TemperaturaOC
Salinidadppm
23/07/11 9,5 1,2 0,6 7,88 25,7 29,3
29/07/11 9,3 1 0,8 7,57 25,75 30,36
01/08/11 8,80 0,3 0,9 7,97 24,51 32,90
07/08/11 7,5 1,6 1,2 8,05 23,96 32,37
20/08/11 6,8 1,7 1,5 7,62 22,69 33,4
Estación 2
Fecha Oxígeno disueltoMg/L
FosfatoMg/L
NitritoMg/L
PH TemperaturaOC
Salinidadppm
23/07/11 8,64 0,9 0,7 7,67 25,45 32,38
29/07/11 9,03 0,7 0,8 7,9 25,36 30,09
01/08/11 8,18 1,3 0,6 7,93 24,53 33,08
07/08/11 7,8 1,1 1,1 7,93 24,10 32,61
20/08/11 5,02 1,9 1,3 7,92 23 32,92
Estación 3
Fecha Oxígeno disueltoMg/L
FosfatoMg/L
NitritoMg/L
PH TemperaturaOC
Salinidadppm
23/07/11 8,51 1,5 0,6 7,72 25,3 34,58
29/07/11 8,79 0,4 0,6 7,86 25,76 33,21
01/08/11 9,15 0,3 4,0 7,93 24,9 32,8
07/08/11 6,9 0,9 1,8 8 23,75 32,96
20/08/11 6,14 1,7 1,5 7,56 23,14 35,94
Estación 4
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Fecha Oxígeno disueltoMg/L
FosfatoMg/L
NitritoMg/L
PH TemperaturaOC
Salinidadppm
23/07/11 9,15 1,3 0,4 7,9 25,8 32,23
29/07/11 9,23 0,2 0,4 8,02 25,95 32,62
01/08/11 9,36 0,7 3,5 8,04 24,31 32,78
07/08/11 8,09 0,4 2,8 7,99 24,21 32,63
20/08/11 6,56 1,1 1,7 7,87 23,57 33,02
23/07/2
011
29/07/2
011
01/08/2
011
07/08/2
011
20/08/2
011
00.5
11.5
22.5
33.5
4
0.6000000000000010.8500000000000010.9 1.2 1.50.7000000000000010.8
0.6000000000000011.1 1.3
0.6000000000000010.600000000000001
4
1.81.50.4 0.4
3.5
2.8
1.7
Nitritos mg/l
Estación 1Estación 2Estación 3Estación 4
20
23/07/2
011
29/07/2
011
01/08/2
011
07/08/2
011
20/08/2
011
00.20.40.60.8
11.21.41.61.8
2
1.3
0.2
0.700000000000001
0.4
1.1
1.5
0.40.3
0.9
1.7
0.9
0.700000000000001
1.3
1.1
1.9
1.2
1
0.3
1.6 1.7
Fosfatos mg/l
Estación 4Estación 3Estación 2Estación 1
23/07/2
011
29/07/2
011
01/08/2
011
07/08/2
011
20/08/2
011
2121.5
2222.5
2323.5
2424.5
2525.5
26 25.7 25.75
24.51
23.96
22.69
25.45 25.36
24.5324.1
23
25.325.76
24.9
23.75
23.14
25.8 25.95
24.31 24.21
23.57
Temperatura °C
Estación 1Estación 2Estación 3Estación 4
21
23/07/2
011
29/07/2
011
01/08/2
011
07/08/2
011
20/08/2
011
05
10152025303540 32.38
30.09 33.08 32.61 32.92
29.3 30.36 32.9 32.37 33.4
32.23 32.62 32.78 32.63 33.02
34.58 33.21 32.8 32.96 35.94
Salinidad ppm
Estación 2Estación 1Estación 4Estación 3
23/07/2
011
29/07/2
011
01/08/2
011
07/08/2
011
20/08/2
011
0123456789
10 8.64 9.03
8.187.8
5.02
8.51 8.79 9.15
6.96.14
9.15 9.239.36000000000001
8.09
6.56
9.5 9.38.8
7.56.8
Oxigeno disuelto mg/l
Estación 2Estación 3Estación 4Estación 1
22
Tablas de análisis fitoplanctónicos
Estaciones 3 y 4
Géneros # EspeciesF. R. (%)
Anabaena 1 5,00Bacteriastrum 1 5,00Chaetoceros 2 10,00Climacodium 1 5,00
23
Estaciones 1 y 2
Géneros # EspeciesF. R. (%)
Amphora 1 5,26Anabaena 1 5,26Bacteriastrum 1 5,26Ceratium 1 5,26Climacodium 1 5,26Coconeis 1 5,26Coscinodiscus 2 10,53Cymbella 1 5,26Dyctiocha 1 5,26Guinnardia 2 10,53Gyrosigma 1 5,26Hemiaulus 1 5,26Navícola 1 5,26Nitzschia 1 5,26Rhizosolenia 3 15,79TOTAL 19 100,00
Coscinodiscus 2 10,00Guinnardia 2 10,00Hemiaulus 1 5,00Leptocylindrus 1 5,00Melosira 1 5,00Navicola 1 5,00Nitzschia 1 5,00Ornithocercus 1 5,00Pleurosigma 2 10,00Rhizosolenia 3 15,00TOTAL 20 100,00
Amphora5% Anabaena
5%Bacteriastrum
5%
Ceratium5%
Climacodium5%
Coconeis5%
Coscinodiscus11%
Cymbella5%Dyctiocha
5%
Guinnardia11%
Gyrosigma5%
Hemiaulus5%
Navícola5%
Nitzschia5%
Rhizosolenia16%
Estaciones 1 Y 2
24
Anabaena5% Bacteriastrum
5%
Chaetoceros10%
Climacodium5%
Coscinodiscus10%
Guinnardia10%
Hemiaulus5%
Leptocylindrus5%
Melosira5%
Navicola5%
Nitzschia5%
Ornithocercus5%
Pleurosigma10%
Rhizosolenia15%
Estaciones 3 Y 4
Géneros Fitoplanctónicos
Géneros: # Especies F. R. (%)Anabaena 2 5,88Amphora 1 2,94Bacteriastrum 2 5,88Ceratium 1 2,94Chaetocero 3 8,82Climacodium 1 2,94Coconeis 1 2,94Coscinodiscus 3 8,82Cymbella 1 2,94Dysctiocha 1 2,94Guinnardia 3 8,82Hemiaulus 2 5,88Leptocylindrus 1 2,94Melosira 1 2,94Merismopedia 1 2,94Navícola 1 2,94Nitzschia 2 5,88Ornithocercus 1 2,94Pinnularia 1 2,94
25
Pleurosigma 2 5,88Rhizosolenia 3 8,82TOTAL 34 100,00
Especies encontradas por estación:
Estación 1: Área de reforestación
Amphora graeffi Coscinodiscus excentircus
Chaetocero breves Guinnardia delicatula
26
Anabaena6%
Amphora3%
Bacterias-trum6%
Ceratium3%
Chaetocero9%
Clima-codium
3%Coconeis
3%Coscin-odiscus
9%Cymbella3%Dysctiocha
3%Guinnardia
9%Hemiaulus
6%
Lepto-cylindrus
3%
Melosira3%
Meris-mopedia
3%
Navícola3% Nitzschia
6%
Ornitho-cercus
3%
Pinnularia3%
Pleurosigma6%
Rhizosolenia9%
Géneros Fitoplanctónicos
Guinnardia flaccinia Hemiaulus sinensis
Merismopedia sp. Nitzschia sp.
Rhizosolenia alata Rhizosolenia sp.
Rhizosolenia stolterfothü
27
Estación 2: Expalmar SA
Anabaena sp. Bacteriastrum sp.
Ceratium simmetricum Climacodium frauenfeldianum
Coconeis sp. Coscinudiscus sp.
28
Cymbella y Guinnardia delicatula Chaetocero breves
Diatoma sp. Dyctiocha fibula
Guinnardia delicatula Guinnardia flaccinia
Gyrosigma Hemiaulus sinensis, Rhizosolenia
stolterfothü y Rozosolenia sp
29
Hemiaulus sp. Navicola sp.
Rhizosolenia alataRhizosolenia stolterfothü y
Cymbella
Estación 3: Las Conchas
Chaetocero breves Guinnardia delicatula
Guinnardia flaccida Hemalium
30
Navicola sp. Nitzchia sp.
Ornithocercus magnificus. Pleurosigma sp.
Estación 4: Los Esteros
Anabaena Bacteriastrum sp.
31
Climacodium frauenfeldianum Coscinodiscus sp.
Chaetocero danicus Guinnardia delicatula
Guinnardia flaccinia Hemalium sp
Leptocylindrus danicus Melosira varians
32
Nitzchia sp. Rhizosolenia alata
Rhizosolenia stolterfothü Rizosolenia sp.
Área de estudio:
33
RECOLECCIÓN DELAS MUETRAS:
34
MANEJO DEL YSI:
ANALISIS EN LABORATORIO:
35
5. Bibliografía
Castillo, A. 1999. La magia de la Química. Editorial EPSA- Mc. Graw Hill. Nueva Edición. México
Jonathan Franco López y coautores 2001. Manual de Ecología.: México
Método de Winkler para oxígeno disuelto [en línea] <http://www.uprh.edu/~cgarcia/ecologiacostanera/Laboratorio/TEMA/WINKLER.htm1> [Fecha de ingreso: 10 de junio de 2011]
Oxígeno. [en línea] <http://es.wikipedia.org/wiki/Ox%C3%ADgeno>[Fecha de ingreso: 16 de junio de 2011]
Oxígeno y Temperatura. [en línea] <http://bibliotecadigital.ilce.edu.mx/sites/ciencia/volumen1/ciencia2/12/htm/sec_18.html> [Fecha de ingreso: 16 de junio de 2011]
Lucía Solorzano, 1983. Instrumentación y análisis Químico de Agentes Contaminantes en el Mar. Guayaquil
TULAS.LibroVI-Anexo1.[Documento Word] <http://www.miliarium.com/paginas/leyes/internacional/Ecuador/General/TextoUnifTexto/LibroVI-Anexo1.doc> [Fecha de Ingreso: 23 de Diciembre de 2010]
[On-line] <www.danival.org/100%20biolomar/1300mar/mar_ciclos_n.html>[Fecha de Ingreso: 18 de junio de 2010]
[On-line] <danival.org/100%20biolomar/1300mar/mar_ciclos_p.html> [Fecha de Ingreso: 18 de junio de 2010]
Frank H. Hoff y Terry W. Snell 1987. Plankton Culture Manual fifth edition. Florida, USA.
Demetrio Boltovskoy, 1981. Atlas del Zooplancton del Atlántico Sudoccidental. Mar del Plata, Argentina
Eduardo Vicente y coautores, 2005. Protocolos de muestreo y análisis para Fitoplancton. Valencia, España
Carmen Vergara. Descripción de Métodos de Recolección y conservación de Algas. Panamá.
María Elena Tapia, Christian Naranjo. 2009. Esudio de las comunidades del Fitoplancton y Zooplancton en Monteverde, Península de Santa Elena,
36
Ecuador durante Noviembre de 2006. Acta Oceanográfica del Pacífico Vol. 15 N°1. Guayaquil.
Luis Burgos, María del Carmen Gamboa, 2002. Condiciones Físico Químicas en el entorno de la Isla de La Plata. Acta Oceanográfica del Pacífico Vol. 11 N°1. Guayaquil.
Oscar O. Parra, Carlos E. M. Biendo, 1995. Introducción a la biología y sistemática de las algas continentales. Universidad de Concepción.
IMERINGIA, Plancton marino, Porto alegre (27) 69-99
37
