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UNIVERSIDAD NACIONAL “Pedro ruiz gallo”
Informe de practicas
Microbiología Humana
Yesenia Rubí Girón Santa Cruz
25/07/2012
BIOLOGIA GENERAL
PRACTICA Nº1
Técnicas de Coloración y Siembra Bacteriana
I. OBJETIVOS:
Conocer y aprender las diferentes técnicas de coloración y siembra bacteriana.
II. FUNDAMENTO TEÓRICO
II.1. Técnicas de Coloración
Se emplea para distinguir diferentes tipos de células o para revelar la presencia de
determinados constituyentes celulares, tales como flagelos, esporas, cápsulas, paredes
celulares. Las células generalmente son tratadas para coagular el protoplasma antes de teñirlas,
proceso llamado fijación. Para bacterias, la fijación por el calor es lo más corriente, aunque
también puede fijarse con sustancias químicas como formaldehido, ácidos y alcoholes. Después
de la fijación, si se añade el colorante, no se producen ulteriores cambios estructurales en el
protoplasma. La fijación produce habitualmente el encogimiento de las células; la tinción, por el
contrario, hace que las células aparezcan mayores que lo que es realmente, de manera que las
medidas de las células que han sido fijadas o teñidas no pueden realizarse con mucha precisión.
Algunos colorantes teñirán mejor sólo después de que la célula haya sido tratada con otra
sustancia química, que no es un colorante por sí mismo. Esta sustancia se denomina mordiente;
un mordiente habitual es el ácido tánico. El mordiente se combina con un constituyente celular y
lo altera de ta1 modo que ahora sí podrá atacar el colorante.
TINCIÓN GRAN
La tinción de Gram es uno de los métodos de tinción más importantes en el laboratorio
bacteriológico y con el que el estudiante debe estar perfectamente familiarizado. Su utilidad
práctica es indiscutible y en el trabajo microscópico de rutina del Laboratorio de Microbiología las
referencias a la morfología celular bacteriana (cocos, bacilos, positivos, negativos, etc) se basan
justamente en la tinción de GRAM. Las bacterias GRAM-positivas y GRAM-negativas se tiñen de
forma distinta debido a las diferencias constitutivas en la estructura de sus paredes celulares.
Las células fijadas al calor sobre un portaobjetos se tiñen, primero con una solución de cristal
violeta (otros colorantes básicos no son tan efectivos) y son lavadas después para quitar el
exceso de colorante. En este estado, todas las células, tanto las grampositivas como las
gramnegativas, están teñidas de azul.
El portaobjetos se cubre entonces con Lugol. El ingrediente activo es aquí el I2; el KI
simplemente hace soluble el I2 en agua. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble
en agua con el cristal violeta. De nuevo tanto las células grampositivas como las gramnegativas
se encuentran en la misma situación.
Se lleva a cabo después la decoloración, usando una mezcla de alcohol-acetona, sustancias en
las que es soluble el complejo I2-cristal violeta. Algunos organismos (grampositivas) no se
decoloran, mientras que otros (gramnegativos) lo hacen.
La diferencia esencial entre esos dos tipos de células está por tanto en su resistencia a la
decoloración; esta resistencia se debe probablemente al hecho de que en el caso de bacterias
Gram-negativas, la mezcla de alcohol/acetona es un solvente lipídico y disuelve la membrana
exterior de la pared de la célula (y también puede dañar la membrana citoplásmica a la que se
une peptidoglicano). La delgada capa de peptidoglicano es incapaz de retener el de complejo
cristal violeta-yodo y la célula se decolora.
Las células grampositivas, a causa de sus paredes celulares más espesas (tienen más
peptidoglicano y menos lípido), no son permeables al disolvente ya que éste deshidrata la pared
celular y cierra los poros, disminuyendo así el espacio entre las moléculas y provocando que el
de complejo cristal violeta-yodo quede atrapado dentro de la pared celular. Después de la
decoloración las células grampositivas son todavía azules, pero las gramnegativas son incoloras.
Para poner de manifiesto las células gramnegativas se utiliza una coloración de contraste.
Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina básica. Después de
la coloración de contraste las células gramnegativas son rojas, mientras que las grampositivas
permanecen azules.
SIEMBRA BACTERIANA
Todos los microorganismos viven y se multiplican gracias a substratos nutritivos que se
encuentran en el medio ambiente de forma natural. Pero podemos reproducir dichas condiciones
en el laboratorio, a fin de observar la presencia, ausencia o comportamiento de determinados
microorganismos. Este método de análisis se llama "medios de cultivo" y es en estos medios
donde se "siembran bacterias" con el fin de estudiar la morfología de las colonias, conservación
de cepas identificadas, obtención de toxinas, cultivo y aislamiento de bacterias para elaboración
de productos biológicos y otros más. La siembra se puede realizar en placas por estrías o en
tubos en medio solido (agar inclinado) o liquido (caldo nutriente).
III. MATERIALES
Cultivos bacterianos
Placas con Agar Tripticasa soja.
Tubos con Caldo Nutriente
Batería GRAM
Batería de Ziehl-Neelsen.
Asas bacteriológicas
Láminas portaobjetos.
Mechero
Aceite de Inmersion,
Microscopio
IV. PROCEDIMIENTO
A. Técnica GRAM
a) Preparación del frotis (1 gota de agua destilada + cultivo)
b) Agregar la frotis Cristal Violeta y dejar 3`
c) Agregar lugol y dejar 1`
d) Lavar
e) Decolorar con Alcohol-Acetona.
f) Lavar.
g) Agregar safranina y dejar 1`
h) Lavar y secar
i) Observar y dibujar
B. Técnica de Ziehl-Neelsen
a) Preparación del frotis (1 gota de agua destilada + cultivo).
b) Agregar al frotis Fucsina Fenicada y calentar hasta la emisión de vapores (repetir 3
veces) dejar 3’
c) Lavar.
d) Decolorar con Alcohol-Acido.
e) Lavar.
f) Agregar azul de metileno y dejar 1’
g) Lavar y secar.
EVALUACIÓN DE LOS CULTIVOS POR TINCIÓN GRAM
C. Técnica de Siembra
a) Siembra por agotamiento y estriado en
placas de agar.
Con un asa estéril coger una gota de cultivo y estriar agotando
la muestra en un lado de la placa y luego estriar mas separada
sobre toda la superficie del medio.
Esterilizar nuevamente el asa bacteriológica.
Llevar a incubación en condiciones aeróbicas durante 24 horas.
Staphylococcus aureus
Cocos GRAM positivos.
Racimos irregulares.
Inmóviles. No esporulados.
E. coli
Cocobacilos cortos GRAM negativos.
No esporulados. Motil, se mueve por medio de
flagelos peritricos. Puede presentar plásmido o
sobrevivir sin él. Se encuentra en el intestino
de hombre y por ende en las aguas negras
1000X 1000X
Describir las características de las colonias desarrollado en el
medio.
PRÁCTICA Nº2
Estudio Microbiológico del Género
Staphylococcus aureus
I. OBJETIVOS
Conocer la morfología y características de cultivo..
II. FUNDAMENTO TEÓRICO
Microorganismo ampliamente distribuido en el ambiente, coloniza al hombre y animales. El
hombre es portador asintomático entre un 20 y un 40% de los adultos sanos y forma parte de la
flora normal de muchos sitios del organismo como piel y nasofaringe y tracto gastrointestinal,
causando diversas manifestaciones clínicas.Al Gram se evidencia como una cocácea Gram
positiva de 1um dispuesta en racimos, aunque también se le puede evidenciar en cadenas cortas
o diplococos. Es inmóvil y no forma esporas. Es anaerobio facultativo y crece bien en agar
sangre a 37ºC. Es habitual encontrar una colonia mediana, a veces B-hemolítica, de bordes
definidos, blanca o en ocasiones dorada, conociéndose también como el Staphylococcus dorado.
Se identifica con las pruebas de la coagulosa, manitol y termonucleasa, para las cuales es
positivo. Algunas pruebas se basan en su susceptibilidad a algunos virus bacteriófagos
específicos, mediante los cuales se puede clasificar. Es reconocido por su gran capacidad para
producir productos extracelulares.Es uno de los microorganismos más resistentes conocidos,
incluso pese a que no forma esporas. Puede mantenerse viable por 6 – 14 semanas en pus y se
necesitan 15 minutos de exposición al alcohol de 70º para su eliminación. La tintura de yodo es
mucho más activa y requiere solo 1 minuto.
Factores de Virulencia
Los factores de virulencia que presenta S. aureus, pueden ser productos extracelulares o propios
de la célula bacteriana.
Coagulasa. Es una enzima que le da la cualidad de coagular el plasma humano. Existe una
coagulasa libre, que es una proteína secretada con múltiples formas antigénicas, la cual se
puede evidenciar en un tubo de ensayo con plasma humano o de conejo, resultando un coágulo
de fibrina. Aparte, existe una coagulasa unida a la pared bacteriana que actúa como factor de la
agregación plaquetaria.
Hemolisinas. Proteínas, de las cuales alfa y delta son significativas para el hombre. Alfa es
termolábil, pero produce lisis de eritrocitos y toxicidad para otras líneas celulares.
III. MATERIALES
- Cultivo de Stafilococcus.
- Muestra clínica.
- Placas con Agar Sangre
- Tubos con Agar Manitol Salado
- Tubos con Caldo Nutriente y Glucosado
- Plasma sanguíneo
- Batería GRAM
- Laminas portaobjetos
- Mecheros
- Reactivo de catalasa
- Asas bacteriologicas
- Aceite de inmersión
- Microscopio
IV. PROCEDIMIENTO
A. Estudio de las características morfológicas.
Coloración GRAM del cultivo
Observar y dibujar.
B. Estudio de las características culturales.
a) Crecimiento en placas agar sangre.
b) Producción de hemolisina: medio de cultivo (Agar Sangre)
c) Crecimiento en medio hipertónico: medio de cultivo agar manitol salado-
Rojo de Fenol 75% de NaCl.
C. Estudio de las características fisiológicas.
1) Prueba de la catalasa: Reactivo H2O
2) Prueba de fermentación de la Glucosa
Medio de cultivo: clado glucosado.
Indicador: Rojo de Fenol
3) Prueba de Fermentación del Manitol.
Medio de cultivo:Agar Manitol Salado.
4) Prueba de Coagulasa
Plasma sanguíneo.
Sepa de S. aureus.
V. RESULTADOS
PRACTICA Nº3
Estudio Microbiológico De Streptococcus Pyogenes
I. OBJETIVOS
Conocer la morfología, las características culturales y fisiológicas de Streptococcus pyogenes
II. FUNDAMENTO TEÓRICO
Los aislamientos de S. Pyogenes son cocos esféricos de 0,5 a 1,0 mm que forman cadenas
cortas en las muestras clínicas y cadenas más largas cuando crecen en medio de cultivo. El
crecimiento es óptimo en un medio de agar sangre enriquecido, pero se inhibe si el medio
contiene una concentración elevada de glucosa. Después de 24 horas de incubación se
observan colonias blancas de 1 a 2 mm con grandes zonas de Beta hemólisis. Las cepas
encapsuladas pueden presentar una apariencia mucoide en los medios recién preparados pero
pueden estar arrugadas en los medios secos. Las colonias no encapsuladas son pequeñas y
brillantes.La estructura antigénica de S. Pyogenes ha sido estudiada. El marco estructural básico
de la pared celular es la capa de peptidoglicanos, que tiene una composición parecida a las de
las bacterias grampositivas. Dentro de la pared celular están los antígenos específicos de grupo
y de tipo.
III. MATERIALES
Placas de Agar Sangre
Tubos con Caldo glucosa y lactosa
Tubos con Caldo Tripticasa Soya
Peróxido de Hidrógeno
Discos de bacitracina
Batería GRAM
Aceite de inmersión
Microscopio
IV. PROCEDIMIENTO
A. Estudio de Morfología celular
Realizar tinción GRAM del cultivo en Caldo Tripticasa Soya.
Observar la morfología típica.
B. Estudios de las Características culturales
Observar el crecimiento deStreptococcus pyogenesen placas de Agar Sangre.
Descripción de la colonia: tamaño, forma, color, aspecto, bordes, reacción hemolítica.
Observar las características de crecimiento en tubos con Caldo Tripticasa Soya.
C. Estudio de las Características fisiológicas
a) Prueba de Catalasa
En un porta a partir de una colonia de Agar Sangre.
b) Prueba de Fermentación de Carbohidratos: glucosa y lactosa
Observar la fermentación de la glucosa y lactosa en medio líquido.
c) Prueba de susceptibilidad de bacitracina
Observar la susceptibilidad en placas de Agar Sangre.
V. RESULTADOS
Prueba de Catalasa
Bacterias que viven en ambientes aerobios requieren de catalasa para convertir el
peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno molecular.Es positiva la prueba cuando se
ponen en contacto una bacteria con actividad catalasa con H2O2 3% y se producen
burbujas de oxígeno.Se emplea para diferenciar el género Staphylococcus (catalasa
positivo) del género Streptococcus (catalasa negativo).
PRUEBA DE FERMENTACIÓN DE CARBOHIDRATOS
PRACTICA Nº4
ESTUDIO MICROBIOLÓGICO DE Neisseria
I. OBJETIVOS
Conocer las características morfológicas culturales y fisiológicas de Neisseria
II. FUNDAMENTO TEÓRICO
El género Neisseria incluye bacterias con morfología de diplococcos Gram-negativos con
unareacción positiva a las pruebas de oxidasa y catalasa. Conjuntamente con los géneros
Moraxella (incluyendo Branhamella catarrhalis , actualmente Moraxella catarrhalis), yKingella
conforman lafamilia Neisseriaceae. En el géneroNeisseria, el cual tiene la mayor importancia
clínica dentro de la familiaNeisseriaceae, se incluyen las siguientes especies:N. gonorrhoeae, N.
meningitidis, N. lactamica, N. cinérea, N. polysaccharea, N. subflava,N. sicca, N. mucosa.Los
diplococos Gram negativos del géneroNeisseriase asemejan a granos de café yalgunos
producen cápsula. Las especies deNeisseriase caracterizan por ser demetabolismo aerobio y el
crecimiento de las especies patógenas se ve favorecido medianteincubación en una atmósfera
altamente húmeda y enriquecida a5-8%de CO2.Su temperatura de crecimiento es óptima entre
los 35-37oC y tienen requerimientosnutricionales complejos. Algunas especies son capaces de
degradar unos pocoscarbohidratos, mientras que otras son completamente incapaces de
hacerlo, mientras que lasespecies saprófitas, especialmente, producen pigmentos
carotenoides.Las especies patógenas primarias para el ser humano sonN.
gonorrhoeaeYN.meningitidis.N. gonorrhoeaees nutricionalmente mucho más exigente queN.
meningitidis,de manera tal que puede crecer únicamente en medios enriquecidos como agar
chocolate,pero no puede crecer en agar sangre, mientras queN. meningitidispuede crecer tanto
enagar sangre como en agar chocolate.
III. MATERIALES
Placas de Agar Chocolate
Tubos con Caldo glucosa, maltosa,
sacarosa
Tubos con Caldo Tripticasa Soya
Peróxido de Hidrógeno
Reactivo de Oxidasa
Batería GRAM
Aceite de inmersión
Microscopio
IV. PROCEDIMIENTO
A. Estudio de Morfología celular
Realizar tinción GRAM del cultivo en Caldo Tripticasa Soya.
Observar la morfología típica.
B. Estudios de las Características culturales
Observar el crecimiento de Neisseriasp. en placas de Agar Chocolate.
Descripción de la colonia: tamaño, forma, color, aspecto, bordes.
Observar las características de crecimiento en tubos con Caldo Tripticasa Soya.
C. Estudio de las características fisiológicas
a) Prueba de Catalasa
En un porta a partir de una colonia de Agar Chocolate.
b) Prueba de fermentación de carbohidratos: glucosa, maltosa, sacarosa.
Observar la fermentación en medio líquido.
c) Prueba de Oxidasa
Coger una colonia de Agar Chocolate y colocarla sobre el Reactivo de Oxidasa.
V. RESULTADOS
PRACTICA Nº5
Estudio Microbiológico De Enterobacterias
I. OBJETIVOS
Sembrar, leer e interpretar las características morfológicas culturales y fisiológicas de
Enterobacterias mediantealgunas pruebas bioquímicas útiles en la identificación.
II. FUNDAMENTO TEÓRICO
Las pruebas bioquímicas se basan en la determinación de la presencia o ausencia de diferentes
enzimas codificadas por el material genético del cromosoma bacteriano. Estas enzimas
(catalasas, coagulasas, decarboxilasas, desaminasas, ureasas, peroxidasas, etc) involucradas
en el metabolismo bacteriano, pueden ser evidenciadas en medios de cultivo especiales que
contienen los substratos (DNA, hidratos de carbono, aminoácidos, etc) sobre los cuales ellas
actúan, junto con un sistema indicador que va a poner de manifiesto la degradación del substrato
o la presencia de un metabolito específico (ácido fórmico, ácido láctico, ácido succínico, indol,
etc).Las pruebas bioquímicas también evalúan: la capacidad de reducir ciertos iones (ferroso a
férrico), la presencia o ausencia de flagelos (prueba de movilidad), la producción o no de
hemolisinas, el requerimiento o no de algunos factores especiales (proteínas séricas), la
producción o no de algunas toxinas con capacidad virulenta (toxina diftérica, toxina botulínica).
III. MATERIALES
Cultivos microbianos en agar
MacConkey
Cultivosmicrobianos en medio
diferenciales
TSI
LIA
Agar Citrato de Simons
Caldo Peptona
Caldo Rojo de Metilo
Reactivo de
KOVAC`S
Rojo de Metilo
Láminas
Asas bacteriológicas
Mecheros
Aceite de inmersión Microscopios
IV. PROCEDIMIENTO
A. EstudioMorfológico
Realizar un frotis de cada uno de los cultivos y teñir con la técnica de GRAM.
Observar y establecer diferencias y semejanzas.
B. Estudios de las Características culturales
Observar y evaluar el crecimiento de las cepas de Agar Mac Conkey.
Dibujar y establecer diferencias.
C. Estudio de las Características fisiológicas
a) Prueba de fermentación de carbohidratos
Medio de cultivo: Agar Hierro con Triple Azúcar (TSI – Lac./Sac./Gluc.)
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar TSI.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
b) Prueba de Descarboxilaciónde Lisina
Medio de cultivo: Agar Hierro con Lisina
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en medio LIA.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
c) Producción de Indol
Medio de cultivo: Caldo Peptonado
Reactivo KOVAC`S
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas de reactivo de KOVAC`S.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
d) Prueba del Rojo de Metilo
Medio de cultivo: Caldo Rojo de Metilo – VogesProskawer
Reactivo Rojo de Metilo
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas del reactivo.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
e) Prueba de citrato
Medio de cultivo: Agar Citrato de Simons
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar Citrato de
Simons.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
V. RESULTADOS
PRACTICA N 7
Estudio microbiológico de citrobacter y proteus
I. OBJETIVOS
II. MATERIALES
Cultivos microbianos en agar Mac
Conkey
Cultivos microbianos en medio
diferenciales
TSI
LIA
Agar Citrato de Simons
Caldo Peptona
Caldo Rojo de Metilo
Reactivo de
KOVAC`S
Rojo de Metilo
Láminas
Asas bacteriológicas
Mecheros
Aceite de inmersión
Microscopios
III. PROCEDIMIENTO
A. Estudio de Morfológico
Realizar un frotis de cada uno de los cultivos y teñir con la técnica de GRAM.
Observar y establecer diferencias y semejanzas.
B. Estudios de las Características culturales
Observar y evaluar el crecimiento de las cepas de Agar Mac Conkey.
Dibujar y establecer diferencias.
C. Estudio de las Características fisiológicas
a) Prueba de fermentación de carbohidratos
Medio de cultivo: Agar Hierro con Triple Azúcar (TSI – Lac./Sac./Gluc.)
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar TSI.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
b) Prueba de Descarboxilación de Lisina
Medio de cultivo: Agar Hierro con Lisina
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en medio LIA.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
c) Producción de Indol
Medio de cultivo: Caldo Peptonado
Reactivo KOVAC`S
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas de reactivo de KOVAC`S.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
d) Prueba del Rojo de Metilo
Medio de cultivo: Caldo Rojo de Metilo – VogesProskawer
Reactivo Rojo de Metilo
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas del reactivo.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
e) Prueba de citrato
Medio de cultivo: Agar Citrato de Simons
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar Citrato de
Simons.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
PRACTICA Nº 8
Estudio Microbiológico De V. Cholerae Y P.
Auriginosa
I. OBJETIVOS
II. MATERIALES
Cultivos microbianos en agar Mac
Conkey
Cultivos microbianos en medio
diferenciales
TSI
LIA
Agar Citrato de Simons
Caldo Peptona
Caldo Rojo de Metilo
Reactivo de
KOVAC`S
Rojo de Metilo
Láminas
Asas bacteriológicas
Mecheros
Aceite de inmersión
Microscopios
III. PROCEDIMIENTO
A. Estudio de Morfológico
Realizar un frotis de cada uno de los cultivos y teñir con la técnica de GRAM.
Observar y establecer diferencias y semejanzas.
B. Estudios de las Características culturales
Observar y evaluar el crecimiento de las cepas de Agar Mac Conkey.
Dibujar y establecer diferencias.
C. Estudio de las Características fisiológicas
a) Prueba de fermentación de carbohidratos
Medio de cultivo: Agar Hierro con Triple Azúcar (TSI – Lac./Sac./Gluc.)
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar TSI.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
b) Prueba de Descarboxilación de Lisina
Medio de cultivo: Agar Hierro con Lisina
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en medio LIA.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
c) Producción de Indol
Medio de cultivo: Caldo Peptonado
Reactivo KOVAC`S
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas de reactivo de KOVAC`S.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
d) Prueba del Rojo de Metilo
Medio de cultivo: Caldo Rojo de Metilo – VogesProskawer
Reactivo Rojo de Metilo
Agregar al cultivo bacteriano unas gotas del reactivo.
Observar la reacción de cada uno de las cepas.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
e) Prueba de citrato
Medio de cultivo: Agar Citrato de Simons
Observar el crecimiento de cada uno de las cepas de estudio en Agar Citrato de
Simons.
Explicar el fundamento de la prueba y establecer las diferencias.
Dibujar.
PRACTICA Nº9
Estudio Microbiológico De Bacillus anthracis.
I. OBJETIVOS
- Conocer la morfología y la disposición de Bacillus anthracis.
II. MARCO TEORICO:
Bacillus anthracis es inmóvil y capsulada. La endospora característica
de Bacillus es de forma redondeada y de situación central, sin deformar la
célula. Cada célula mide entre 1 y 6 μm. Las esporas son muy resistentes a la
temperatura y a los desinfectantes químicos, aunque se muestran muy
sensibles a la penicilina. Es frecuente encontrar esporas en productos
derivados de animales como lana o pienso. El proceso de esporulación se
realiza siempre fuera del animal infectado. Las esporas se transforman en la
forma vegetativa en medios favorables como la sangre y
otros tejidos biológicos, ya sea animales o humanos, en particular ricos
en aminoácidos, nucleótidos y en glucosa. El Bacillus anthracis es un
organismo aerobio.
Las esporas suelen encontrarse en suelos alcalinos, y se cree que la
germinación está relacionada con cambios bruscos de temperatura. Las
bacterias penetran a través de heridas (carbunco cutáneo), vía oral (carbunco
gastrointestinal) o por inhalación (carbunco inhalatorio), y éste último es el más
grave. Una vez dentro del huésped, las bacterias se difunden y se multiplican
en los ganglios linfáticos hasta que alcanzan el torrente sanguíneo.
III. MATERIAL
Cultivos de Bacillus anthracis.
Placas con agar nutriente.
Tubos con caldo nutriente.
Tubos con agar almidón.
Batería gran.
Laminas portaobjetos.
Asas bacteriológicas.
Microscopios
Aceite de inmersión.
Reactivo: lugol
IV. RESULTADOS: