Makalah

Mikrobiologi Industri

Produksi Pigmen Likopen dari Blakeslea

trispora

Disusun Oleh:

1. Aulia Hanafi H0909014

2. Dani Riskiani H0909016

3. Fathinatullabibah H0909024

4. Nining Kristina F H0909052

5. Puji Pawestri R H0909056

Program Studi Ilmu Dan Teknologi Pangan

Fakultas Pertanian

Universitas Sebelas Maret

2012

Produksi Pigmen Likopen dari Blakeslea

trisporaA. PENDAHULUAN

Pewarna alami adalah zat warna alami (pigmen) yang diperoleh dari

tumbuhan, hewan, atau dari sumber-sumber mineral. Zat warna ini telah

digunakan sejak dahulu dan umumnya dianggap lebih aman daripada zat warna

sintetis, seperti annato sebagai sumber warna kuning alamiah bagi berbagai

jenis makanan begitu juga karoten dan klorofil (Gaol, 2011). Beberapa contoh

zat pewarna alami yang biasa digunakan untuk mewarnai makanan yaitu

Karoten menghasilkan warna jingga sampai merah, Biksin memberikan warna

kuning seperti mentega, Karamel berwarna coklat gelap, Klorofil menghasilkan

warna hijau, Antosianin penyebab warna merah, oranye, ungu dan biru dan

Kurkumin pemberi warna kuning (Hidayat, 2006).

Karotenoid sendiri ada berbagai jenis yaitu beta-karoten, likopen, lutein

dan zeaxantin. Likopen adalah salah satu zat pigmen kuning tua sampai merah

tua yang termasuk kelompok karotenoid yang bertanggungjawab terhadap

warna merah pada tomat. Likopen secara alami ada dalam buah atau sayuran

yang berwarna merah. Likopen dapat berfungsi sebagai antioksidan dan sangat

bagus untuk kesehatan. Selain pada buah dan sayur, likopen juga dapat

dihasilkan dari mikroba seperti Blakeslea trispora. Likopen dari Blakeslea

trispora diekstrak dari biomassa yang dihasilkan oleh proses fermentasi

menggunakan dua jenis kawin seksual (+) dan (-) dari jamur Blakeslea trispora

(EFSA, 2005).

B. ISI

1. Pengertian pigmen likopen

Nama likopen diambil dari spesies tomat, yaitu Solanum

Lycopersicum. Lycopene atau yang sering disebut sebagai α-carotene

adalah suatu karotenoid pigmen merah terang, suatu fitokimia yang banyak

ditemukan dalam buah tomat dan buah-buahan lain yang berwarna merah

(Maulida dan Naufal, 2010). Likopen merupakan pigmen yang disintesis

oleh tumbuhan dan mikroorganisme tetapi tidak disintesis hewan. Likopen

menjadi salah satu karotenoid yang memiliki sifat kontras diantara

karotenoid yang ada dialam seperti beta karoten, xantin, lutein, dll, karena

tidak memiliki aktivitas vitamin A (Janji Samosir, 2009).

Secara struktural, lycopene terbentuk dari delapan unit isoprena.

Banyaknya ikatan ganda pada lycopene menyebabkan elektron untuk

menuju ke transisi yang lebih tinggi membutuhkan banyak energi sehingga

lycopene dapat menyerap sinar yang memiliki panjang gelombang tinggi

(sinar tampak). Hal tersebut yang menyebabkan likopen dapat

menghasilkan warna merah.

Likopen merupakan karotenoid dengan formula C40H56. Berat

molekulnya 536,85 dalton, dan dapat larut dalam lemak dan pelarut organik

tertentu, tetapi hampir tidak larut dalam air, methanol, dan etanol (EFSA,

2005). Likopen sensitif terhadap oksigen dan cahaya. Likopen stabil paling

tidak selama enam bulan di bawah kondisi yang telah ditentukan (EFSA,

2008).

Kegunaan secara komersil yang utama dari likopen adalah melawan

penyakit kardiovaskuler dan kanker prostat, di mana β-karoten dilaporkan

menjadi obat anti kanker, melawan serta sebagai sumber provitamin A,

pewarna makanan dan agen pelindung foto (Takahashi dan Carvalho,

2010).

a. Sifat Fisis Lycopene

Nama : Lycopene

Nama IUPAC : (6E,8E,10E,12E,14E,16E,18E,20E,22E,24E,26E)-

2,6,10,14,19,23,27,31-Octamethyldotriaconta

2,6,8,10,12,14,16,18,20,22,24,26,30- tridecaene

Rumus molekul : C40H56

Berat molekul : 536,873 gram/mol

Warna : merah terang

Bentuk : Kristal

Titik leleh : 172-173 ºC

Titik didih : terdekomposisi

Kelarutan Air : tidak larut

Larut dalam n-Hexane dan hidrokarbon suku rendah lain,

methylene chloride, dan ester suku rendah yang terbentuk dari

alkohol dan asam karboksilat . (sumber : wikipedia.org, 2007).

b. Sifat Kimia Lycopene

Dalam larutannya, akan mengendap dengan kehadiran ion Ca2+

Bereaksi dengan oksigen bebas

Reaksi : C40H56 + n On → (n+1) R-C-O

2. Sumber Pigmen Likopen

Likopen sebagai pigmen dapat menghasikan warna merah karena

setiap ikatan ganda pada strukturnya mereduksi jumlah energi yang

diperlukan untuk electron bertransisi ke tingkat energi yang lebih tinggi,

sehingga molekul dapat menyerap sinar tampak pada gelombang yang

lebih panjang. Warna merah ini dapat tereduksi bila likopen teroksidasi

akibat proses atau reaksi dengan asam (Samosir, 2009).

Tomat berupa buah dengan kandungan likopen tertinggi sekitar

56,6 persen dari total karotenoidnya. Bahkan, beberapa jenis tomat tertentu

ada yang mengandung likopen 82 persen dari total karotenoidnya.

Kandungan pada tomat tergantung jenis, kematangan, dan lingkungan di

mana ia tumbuh. Rata-rata 100 gram buah tomat mentah mengandung 3-5

likopen. Selain pada tomat, likopen juga banyak ditemukan pada jambu biji

merah, anggur merah, papaya, wortel, ubi merah, apel, aprikot, semangka,

stroberi, jeruk bali merah, dan delima merah (Samosir, 2009).

Produk olahan tomat seperti jus, kecap, pasta, saus, dan sop, juga

merupakan sumber likopen. Produk tomat tersebut telah menjadi sumber

likopen lebih dari 85 persen dari konsumsi likopen di Amerika Utara

(Agarwal dan Rao, 2000). Kadar likopen pada bahan makanan olahan lebih

tinggi daripada bahan makanan segar.

Likopen yang digunakan dalam pangan dihasilkan secara sintetik

kimia. Agular, dkk (2008) membuat likopen sintetik dengan berbagai

formulasi yang biasanya mengandung sekitar 5 - 10% dari likopen sintetis.

Senyawa lain yang digunakan dalam formulasi ini adalah bahan makanan

umum atau makanan tambahan seperti tepung jagung, gelatin dan

stabilisator seperti ascorbil palmitat dan α-tokoferol.

Likopen juga bisa didapatkan dari mikroorganisme.

Mikroorganisme penghasil likopen salah satunya adalah fungi Blakeslea

trispora. Likopen ini diproduksi oleh fermentasi dari B. trispora (+) dan B.

trispora (-). Likopen tersebut diekstrak dari biomassa dari kultur dan

dijernihkan dengan cara kristalisasi dan filtrasi (Olempska, 2006). Selain

Blaskelea trispora, mikroorganisme yang dapat memproduksi pigmen

likopen adalah Fusarium sporotrichiodes. Namun penelitian yang

menggunakan Fusarium sp. ini belum banyak digunakan (Venil, 2006).

3. Cara memproduksi likopen

Diekstrak dari biomassa fungi dan dijernihkan dengan cara

kristalisasi dan filtrasi (FSA, 2011). Diekstrak dari biomassa fungi yang

diproduksi dari proses fermentasi menggunakan dua jenis kelamin (+) dan

(-) dari fungi Blakeslea trispora. Di industri, produksi terdiri dari dua fase

yaitu fermentasi dan isolasi produk biosintetik via ekstraksi (EFSA, 2008).

Stimulator kimia seperti piridin, imidazol, dan metilhepton menstimulasi

pembentukan likopen pada Blakeslea trispora (Takahashi dan Carvalho,

2010).

Sumber: Dwiari, 2008.

4. Isolasi Pigmen Likopen

Likopen diproduksi dengan cara ko-fermentasi dua strain jamur B.

trispora. Dua jenis jamur tersebut (plus dan minus) dipilih dengan teknik

strain klasik sehingga dapat meningkatkan efisiensi (yaitu, peningkatan

produksi likopen) yang terjadi secara alami strain B. trispora. Kedua strain

kultur stabil dan dipelihara dalam kondisi konsisten dengan Good

Manufacturing Practices. Strain dianggap nontoxic dan nonphatogenic

berdasarkan studi pemberian makanan selama 28-hari yang dilakukan

dengan biomassa.

Menurut Schaap (2004), berikut adalah langkah-langkah isolasi

likopen dari Blakslea trispora. Sesuai aspek aplikasi yang lebih lanjut,

disediakan proses isolasi langsung, di mana proses untuk preparasi

senyawa karotenoid kristal, terdiri dari beberapa langkah berikut ini:

a. Mengacaukan sel yang mengandung karotenoid, khususnya dari

sumber mikrobia

Kultur fermentasi berisi sel mikrobia dan cairan fermentasi

dapat digunakan untuk isolasi kristal karotenoid. Alternatifnya, sel

mikrobia dapat dipisahkan terlebih dahulu dari cairan fermentasi

dengan metode filtrasi atau sentrifugasi. Sel mikroba yang

mengandung karotenoid dibuka dengan penghancuran dinding sel

secara mekanis, kimiawi, dan atau perlakuan enzimatis. Untuk lebih

cepatnya, sel dapat dihomogenisasi, sonikasi, autolysis, osmolisis, dan

atau plasmolisis, boleh dengan penambahan agen detergen, asam,

basa, enzim, zat peningkat autolysis, agen osmolisis seperti garam, dan

atau agen plasmolisis. Dalam cara ini, sel yang mengandung

karotenois kristal dibebaskan dari selnya.

b. Mencuci campuran sel karotenoid kristal yang dihancurkan dengan

pelarut yang susuai untuk menghilangkan lemak, khususnya etil asetat,

lebih bagus lagi n-butanol, dan memisahkan penghubung yang

mengandung karotenoid

Sel berisi campuran karotenoid kristal yang telah dirusak tadi

kemudan dijernihkan. Untuk meningkatkan proses pengambilan hasil,

sel yang telah dirusak dicuci dengan pelarut untuk menghilangkan

lemak, lebih baik pelarut organik, tidak larut air di mana karotenoid

kristal memiliki kelarutan yang rendah. Pelarut ditambahkan sebanyak

1-100% dari jumlah suspensi karotenoid kristal, lebih baik 10-40%

atau 20-30%. Perlu dicatat bahwa jumlah pelarut yang penting untuk

penghilangan lemak adalah lebih sedikit daripada jumlah pelarut untuk

ekstraksi karotenoid dari biomassa mikrobia. Solvent yang disukai

adalah yang tidak larut dalam air seperti etil asetat, heksana. Pelarut

lainnya adalah alkohol misalnya isopropanol atau n-butanol.

Pencucian termasuk proses pembuatan suspensi atau pengadukan

(stirring) bahan yang akan dicuci dalam sejumlah pelarut yang dipilih

dan langkah dekantasi atau sentrifugasi dan pengambilan lapisan yang

tepat.

c. Memberi perlakuan terhadap karotenoid kristal yang tepat pada

langkah (b) dengan alkali pada pH 9-12 dan suhu 10-95°C, umumnya

30-85°C, lebih bagus jika 50-75°C, atau boleh juga dengan sedikit

alkohol

Langkah penjernihan selanjutnya terdiri dari perlakuan lapisan

karotenoid yang tepat yang diperoleh pada langkah sebelumnya

dengan alkali. Perlakuan dengan alkali yaitu dengan penambahan

larutan alkali encer yang pH-nya 9-12 pada lapisan karotenoid dan

kemudian inkubasi, lebih baik dibawah pengadukan (stirring), salama

waktu yang tepat pada suhu 10-95°C, atau antara 30-85°C, lebih baik

lagi 50-75°C. Perbandingan larutan alkali pada lapisan karotenoid

dapat bervariasi sesuai kesukaan sekitar 5:1 hingga 1:1 (w/). Durasi

perlakuan alkali akan tergantung pada pH dan suhu, di mana pH dan

suhu yang lebih rendah maka durasinya akan lebih lama. Untuk

cepatnya, perlakuan alkali dilakukan selama 2 jam pada pH 12 dan

suhu 75°C atau 8 jam pada pH 10 dan suhu 50 °C. secara opsional,

perlakuan alkali bisa dilakukan dengan adanya alkohol.

d. Dapat ditambahkan garam kepada suspensi karotenoid kristal yang

direaksikan dengan alkali

e. Dapat dengan memisahkan suspensi karotenoid kristal dari fase cair

f. Dapat dengan mencuci suspensi karotenoid kristal dengan garam yang

mengandung larutan encer

Langkah (d), (e), dan (f): setelah perlakuan alkali, garam larut

air seperti NaCl atau sodium asetat dapat secara opsional ditambahkan

kepada lapisan karotenoid kristal yang diberi berlakuan alkali tadi.

Lapisan karotenoid kristal bisa dipisahkan dari fase cair dan bisa

secara opsional dicuci dengan garam yang mengandung larutan encer.

Pemisahan lapisan karotenoid kristal bisa dengan metode filtrasi,

sentrifugasi, atau pendinginan. Sebelum dilakukan langkah

penjernihan selanjutnya, lapisan karotenoid krstal dicuci sekali atau

lebih dengan air.

g. Dapat dengan mencuci suspensi karotenoid kristal dengan larutan

asam encer; pH larutan pencuci lebih baik 1-5, atau antara 2-4, atau

boleh juga dengan sedikit alkohol. Perbandingan alkohol dengan air

dalam alkohol atau campuran air lebih baik antara 5:1 dan 1:5, atau

lebih baik lagi 1:1 dan 1:2.

Secara opsional, kristal karotenoid kasar dapat dijernihkan

lebih lanjut dengan menerapkan prosedur pencucian kedua yaitu

mencuci kristal sekali atau lebih dengan air atau campuran alkohol dan

air. pH larutan pencuci 1-5, lebih baik lagi jika antara 2-4. Air bisa

diasamkan dengan asam yang sesuai, misalnya asam sulfurat atau

asam hidroklorat atau dengan larutan buffer asam seperti asam

borat/hidroklorat atau asam sitrat/buffer asam asetat. Perbandingan

alkohol dalam air/campuran air 5:1 dan 1:5, atau 1:1 dan 1:2. Kristal

lalu dipisahkan dari fase cair dengan metode yang sesuai, misalnya

filtrasi atau sentrifugasi.

h. Mencuci suspensi karotenoid kristal pada prosedur pencucian pertama

dengan alkohol, di mana urutan langkah (b)-(e) dan (f) berubah-ubah

i. Mencuci kristal karotenoid kasar yang dihasilkan dari proses (a)-(f)

dalam pencucian kedua dengan air atau dengan campuran alkohol dan

air.

Penjelasan ini untuk langkah (h) dan (i) sekaligus. Lapisan

karotenoid kristal diberi perlakuan prosedur karotenoid kasar.

Prosedur pencucian pertama dapat diulang sekali atau lebih. Secara

khas, langkah pencucian diperagakan sesuai aplikasi termasuk

mengaduk lapisan karotenoid kristal atau kristal karotenoid (kasar)

dengan cairan pencuci dan kemudian memisahkan lapisan karotenoid

kristal atau kristal dari fese cair. Terutama, langkah proses (a)-(g)

seperti yang dijelaskan di atas adalah peragaan yang lain dari (a), (b),

(c), (d), (e), (f), (g). Lebih disukai jika langkah proses (a)-(g)

diperagakan seperti (a), (g), (b), (c), (d), (e), (f). seluruh aplikasi ini,

alkohol ditentukan sebagai (C1-6) alkohol, untuk methanol instan,

ethanol, 1- propanol, 2- propanol dan 1- butanol. Alkohol yang

digunakan dalam aplikasi ini bisa berupa campuran dua atau lebih

alkohol. Lebih baik jika adalah ethanol, 1- butanol atau campuran 1-

butanol dan ethanol.

j. Mencuci kristal dengan pelarut fresh,

Sekarang, kristal dicuci sekali lagi dengan pelarut fresh.

Pelarut tersebut adalah alkohol, contohnya etil asetat. Akan lebih baik

jika pelarutnya aman untuk bahan pangan. Lebih baik jika alkohol

yang digunakan dalam prosedur pencucian kedua pertama karotenoid

kristal dan pelarut fresh yang digunakan dalam pencucian terakhir

kristal adalah pelarut yang sama.

k. Mengeringkan kristal

Pada langkah yang terakhir, kristal dikeringkan. Keuntungan

terpenting dari aplikasi yang membandingkan ekstraksi

konvensional/proses kristalisasi untuk isolasi karotenoid kristal adalah

terhindarnya dari penggunaan pelarut organik. Akibatnya, pada

hakekatnya tidak ada pelarut yang digabungkan dalam molekul kristal

senyawa karotenoid yag terbentuk. Pada aspek yang lain, cara ini akan

meningkatkan jumlah karotenoid dalam suspensi kasar karotenoid

kristal.

Setelah Kristal karotenoid didapat, dilakukan cara isolasi

likopen dengan berbagai cara sebagai berikut :

Produksi Likopen dalam Labu Kocok

Media jagung-kedelai (corn-soya), diketahui cocok untuk

produksi betakaroten, digunakan untuk produksi likopen dengan B.

trispora strain lyc 26 (-), dalam kultur bersama dengan B. trispora

strain (+) yang cocok. Dalam contoh ini, strain VKPM F-820 dan

VKPM F-821 digunakan sebagai strain (+). Strain (+) dan (-)

ditumbuhkan secara terpisah pada agar miring pada 28°C selama 20

jam dalam kegelapan, dan selanjutnya selama 8-12 hari di bawah

penerangan lampu pada siang hari pada 22°C. Untuk mendapatkan

bahan benih, miselium aerial dan spora dicuci dari permukaan agar

dengan air suling. Suspensi yang diperoleh lalu digunakan untuk

menyemai benih 750 ml Erlenmeyer yang berisi 50 ml media cair

seperti berikut,

Strain (+) dan (-) ditumbuhkan secara terpisah pada rotary

shaker (250 rpm) selama 48 jam pada 26-27 °C. Suspensi kultur yang

diperoleh tersebut digunakan untuk menginokulasikan 750 ml labu

produksi berisi 50 ml media produksi (1) dengan komposisi sebagai

berikut,

Untuk inokulasi, 10 ml kultur strain (-) dan 1 ml kultur strain (+)

digunakan. Kemudian, labu produksi diinkubasi di rotary shaker (250

rpm) selama 5 hari pada 26-27 °C. Setelah 5 hari, 0.5 ml sampel dari

kultur broth dilarutkan dengan 1 ml air, dan disentrifus. Pellet

disuspensikan lagi dalam 1 ml etanol 96%, dan disentrifus. Pellet

dikumpulkan dan homogenisasi dilanjutkan di tabung Potter dengan

kloroform. Kloroform diambil dan dilanjutkan dengan homogenisasi

dengan kloroform fresh. Ini diulang hingga warnanya tidak lagi hilang

oleh fraksi kloroform. Kloroform yang diambil dikumpulkan, dan

volume total diatur hingga 10 ml dengan kloroform. Tingkat produksi

betakaroten dan likopen ditentukan dengan HPLC (tabel 5). Sampel

untuk analisis disiapkan dengan melarutkan 0.5 ml ekstrak kloroform

dengan 95 ml aseton. Pada Contoh ini, betakaroten dan likopen yang

Nampak dihitung, sedangakn karotenoid minor lainnya tidak dihitung

seperti Contoh 6. Jumlah likopen yang terhitung di kolom terakhir

tabel 5 memperlihatkan perbandingan jumlah likopen dengan jumlah

likopen dan betakaroten.

Jelas bahwa mutan lyc 26 (-) menghasilkan likopen sebagai

produk karotenoid utama, produksi likopennya 4-5 kali lebih tinggi

daripada produksi betakarotennya, tanpa ada hubungan dengan strain

(+) yang digunakan untuk kultur kawin. Selain itu, tingkat mutlak

produksi karotenoid oleh mutan tergantung lebih pada interaksinya

dengan strain (+) yang cocok, dan strain (-) yang berbeda akan

memberi lebih banyak atau lebih sedikit hasil yang menguntungkan.

Produksi Likopen dalam Improved Medium

Preparasi kultur benih (+) dan (-) yang terpisah diperagakan di

cara sebelumnya, menggunakan strain yang sama. Tetapi, prekultur

strain (+) diinkubasi selama 24 jam saja. Suspensi (-) dan (+)

digunakan untuk menginokulasi medium (2) dengan komposisi

berikut,

Kondisi inkubasi dari produksi kultur dan prosedur analitik

terdapat pada cara sebelumnya. Hasil diberikan di tabel 7. Pada contoh

ini, keberadaan betakaroten dan likopen diukur. Keberadaan

karotenoid minor tidak diukur seperti yang dilakukan di cara

sebelumnya. Jumlah likopen seperti yang dihitung di kolom terakhir

tabel 7 memperlihatkan perbandingan antara jumlah likopen yang

dihasilkan dengan betakaroten.

Medium produksi (2) sangat mendukung tingkat produksi

likopen oleh mutan daripada medium produksi (1) (bandingkan tabel 5

dan 7). Medium produksi (2) juga lebih baik daripada (1) karena

perbandingan likopen dan betakarotennya (bandingkan tabel 5 dan 7).

Pada contoh ini, strain VKPM F- 820 yang digunakan untuk kawin

memberikan hasil likopen yang lebih banyak daripada VKPM F- 821.

Pada cara sebelumnya, strain (+) VKPM F- 821 memproduksi hasil

yang paling menguntungkan karena konsentrasinya. Ini kemungkinan

dikarenakan masalah yang diketahui dalam optimasi perbandingan

strain (+) dan (-): strain berbeda dapat memiliki tingkat pertumbuhan

yang berbeda pada media yang berbeda, di mana dapat diduga untuk

memastikan perbedaan dalam jumlah biomassa yang sebenarnya dari

tiap strain yang terlihat di fase produksi dan perbedaan hasil likopen.

Ini tidak lebih dari kompetisi biasa dari yang mampu untuk

mengoptimasi perbandingan strain yang dikawinkan pada kondisi

percobaan yang lain, misalnya medium sudah dipilih. Medium yang

meningkat ini sangat cocok untuk produksi likopen oleh mutan lyc 26.

Preparasi kultur benih untuk strain (+) dan (-) ditunjukkan di

cara sebelumnya, kecuali 2000 ml labu yang digunakan, diisi 200 ml

medium seperti yang ditentukan di bawah. Labu jamak digunakan

untuk memperoleh material inokulasi yang cukup untuk kultur

fermenter. Medium produksi sesuai cara sebelumnya, tetapi dengan

beberapa modifikasi, menggunakan bahan baku yang tersedia di

industri untuk memberikan skala yang mudah hingga volume terbesar

seperti yang tertera di Tabel 8.

Kultur produksi ditunjukkan dalam 10 liter fermenter dengan isi

medium awal 4 kg pada suhu 32°C, kecepatan agitasi 200 rpm, dan

aerasi 6 liter permenit. Agen anti-busa Basildon (Basildon Chemical

Co., Abingdon, UK) ditambahkan ketika diperlukan dan oksigen yang

selalu di atas 25% jenuh. Medium diinokulasi dengan labu yang berisi

campuran 1000 g kultur benih yang matang dari strain (+) dan (-), 500

g kultur benih dari strain (+) dan (-) dan 120 g minyak kedelai steril.

Setelah inokulasi, suhu kultur dijaga pada 32°C selama 48 jam. Setelah

penyesuaian suhu hingga 22°C, kultur diperpanjang untuk 72 hingga

120 jam. pH kultur tidak dikendalikan. Nilai awal adalah 6.2, dan

sesudah itu pH memerah mencapai 6.8 pada akhir fermentasi.

Sampel diambil pada interval waktu yang teratur untuk analisis.

Sebagian sampel digunakan langsung untuk analisis spektrofotometri

likopen dan untuk isi bahan kering dari medium (broth). Bagian lain

dari sampel dihomogenisasi, dibekukan pada -20 °C untuk digunkan

kemudian di analisis detail spektrum karotenoid, seperti yang

dielaskan di Contoh 6. Untuk analisi spektrofotometri, 0.5 ml broth

dilarutkan dengan 3 volume air, dan disentrifus. Fraksi butir

disuspensikan kembali dengan 1.5 ml etanol 96 %, dan disentrifus.

Butiran dipindahkan ke tabung Potter, dan direaksikan dengan

kloroform hingga semua warnanya terekstrak ke dalam fraksi

kloroform. Fraksi kloroform difiltrasi untuk menghilangkan partiketl

bahan. Sebagian ekstrak dilarutkan dengan aseton untuk pengukuran

absorbs pada 507 nm melawan blanko aseton. Setelah 5 hari

fermentasi, level likopen ditemukan 1.36 dan 1.60 g/l dalam pegukuran

duplo. Isi bahan kering dari broth 42 g/kg. jadi isi likopen dari

biomassa adalah rata-rata 3.5% .

Isolasi Likopen Langsung

2 liter broth fermentasi, dihasilkan dalam 10 liter fermenter

sesuai cara sebelumnya, dihomogenisasi dengan 3 bagian pada 500 bar

melalui APV Lab60 homogenizer. Ke dalam broth homogeny ini, 0.3

volume 1-butanol ditambahkan, dan campuran disentrifus selama 5

menit pada 5000 rpm. Kondisi sentrifugasi yang sama juga digunakan

untuk semua langkah sentrifugasi berikutnya. Fraksi yang

berhubungan dikumpulkan, dan dicuci dengan 100 volume 1-butanol.

Campuran disentrifus, dan fraksi butiran dikumpulkan. Campuran

disiapkan terdiri atas butiran (pellet), 1-butanol dan air pada

perbandingan volume 1:2:10. pH datur hingga 11.5-12.6 dengan

NaOH, dan campuran diinkubasi selama 2 jam pada 80 °C. Sodium

asetat ditambahkan ke konsentrasi akhir 50 g/l, dan campuran

disentrifus. Berikutnya, 10 volume air ditambahkan hingga lapisan

atas, pH lapisan atas diatur hingga 3-5 dengan HCl, dan campuran

diinkubasi selama 45 menit pada suhu lingkungan. Lalu, 0.1 voleme 1-

butanol ditambahkan, dan keseluruhan caampuran disentrifus. Yang

berhubungan dikumpulkan, dan 10 volume etanol ditambahkan.

Campuran disentrifus, dan fraksi pellet dikumpulkan. Fraksi ini dicuci

dengan 10 bagian etanol, disentrifus, dan dikeringkan selama 145

menit pada 40 °C di bawah tekanan vakum. Kristal yang dihasilkan

tersebut mengandung 80% trans-likopen, 1 cis-likopen, dan 3.5%

betakaroten.

C. PENUTUP

Pewarna alami adalah zat warna alami (pigmen) yang diperoleh dari

tumbuhan, hewan, atau dari sumber-sumber mineral. Beberapa contoh zat

pewarna alami yang biasa digunakan untuk mewarnai makanan yaitu karoten,

biksin, klorofil, antosianin dan kurkumin. Karotenoid sendiri ada berbagai

jenis yaitu beta-karoten, likopen, lutein dan zeaxantin. Nama likopen diambil

dari spesies tomat, yaitu Solanum Lycopersicum. Lycopene atau yang sering

disebut sebagai α-carotene adalah suatu karotenoid pigmen merah terang,

suatu fitokimia yang banyak ditemukan dalam buah tomat dan buah-buahan

lain yang berwarna merah. Banyaknya ikatan ganda pada lycopene

menyebabkan elektron untuk menuju ke transisi yang lebih tinggi

membutuhkan banyak energi sehingga lycopene dapat menyerap sinar yang

memiliki panjang gelombang tinggi (sinar tampak) yang menyebabkan

likopen berwarna merah.

Likopen banyak terdapat pada tomat dan banyak juga ditemukan pada

jambu biji merah, anggur merah, papaya, wortel, ubi merah, apel, aprikot,

semangka, stroberi, jeruk bali merah, dan delima merah. Produk olahan tomat

seperti jus, kecap, pasta, saus, dan sop, juga merupakan sumber likopen.

Likopen yang digunakan dalam pangan dihasilkan secara sintetik kimia atau

diproduksi oleh fermentasi fungi Blakeslea trispora. Likopen diproduksi

dengan cara diekstrak dari biomassa fungi yang diproduksi dari proses

fermentasi menggunakan dua jenis kelamin (+) dan (-) dari fungi Blakeslea

trispora. Cara yang digunakan untuk mengisolasi pigmen likopen dari B.

trispora awalnya dilakukan dengan preparasi kristal karotenoid, kemudian

untuk isolasi likopen dilakukan dengan beberapa cara yaitu dengan proses

isolasi langsung, produksi likopen dalam labu kocok, dan produksi likopen

dalam medium yang meningkat.

DAFTAR PUSTAKA

Agular, Fernando, dkk. 2008. Use of likopen as a food colour. The EFSA Journal

(2008) 674, 1-66

Dwiari, Sri Rini. 2008. Teknologi Pangan Jilid 2. Direktorat Pembinaan Sekolah

menengah Kejurusan.

EFSA. 2005. Opinion of The Scientific Panel on Food Additives, Flavourings,

Processing Aids and Materials in Contact with Food on A Request from The

Commission Related to An Application on The Use of Α-Tocopherol

Containing Oil Suspensions and Cold Water Dispersible Forms of Lycopene

from Blakeslea Trispora as A Food Colour. European Food Safety Authority

Journal 275, 1-17. penggunaan likopen dari B. trispora untuk

meningkatkan konsumsi harian likopen daripada konsumsi langsung dari

sumber pangan natural, tidak ada indikasi toksisitas, aman dikonsumsi.

EFSA. 2008. Scientific Opinion of The Panel on Food Additives, Flavourings,

Processing Aids and Materials in Contact with Food on A Request from The

Commission on The Safety in Use of Lycopene as A Food Colour. European

Food Safety Authority Journal 674, 1-12.

FSA. 2011. The Food Additives (England) (Amandment) (No. 2) Regulations 2011.

Food Standards Agency Concultation. London.

Gaol, L. 2011. Zat Warna Klorofil. http://repository.usu.ac.id.

Hidayat, Nur. Elfi anis. 2006. Membuat Pewarna Alami. Trubus Agrisarana.

Jones, James D, Thomas M. Hohn, Timothy D. Leathers. 2004. Fusarium

sporotrichiodes Stains for Production of Lycopene. Unites State Patent No.

US 6.696.282 B2. memproduksi likopen secara biosintesis genetic

Maulida, Dewi. Naufal Zulkarnaen. 2010. Skripsi: Ekstraksi Antioksidan (Likopen)

Dari Buah Tomat Dengan Menggunakan Solven Campuran, n-Heksana,

Aseton, Dan Etanol.

Samosir, Janji. 2009. Isolasi dan Isomerisasi Likopen dari Saus Tomat. USU

Repository. Medan.

Schaap, Albert. 2004. Blakeslea Trispora Producing High Yield of Lycopene in A

Suitable Medium in The Absence of An Exogenous Carotenogenesis Inhibitor.

European Patent Specification.

Takahashi, J. A. dan S. A. Carvalho. 2010. Nutritional Potential of Biomass and

Metabolites from Filamentous Fungi. FORMATEX Journal. Brazil.

Venil, Chidambaram Kulandaisamy, et. al. 2006. An Insightful Overview on

Microbial Pigment, Prodigiosin. Electronic Journal of Biology, 2009, Vol.

5(3): 49-61.