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OTROS ASPECTOS RECOGIDOS EN LA OBSERVACIÓN

MICROSCÓPICA DE UN FANGO ACTIVO

Autores de texto

Laura Isac, Eva Rodríguez, Mª Dolores Salas y Natividad Fernández

Grupo Bioindicación Sevilla (GBS)

Autores de fotografías

Andrés Zornoza y GBS

OTROS ASPECTOS RECOGIDOS EN LA OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE UN FANGO ACTIVO

ESTADOS GENERALES DE FLOCULACIÓN

Y DECANTACIÓN

01. ESTADOS GENERALES DE FLOCULACIÓN

02. CRECIMIENTO DISPERSO

03. FLÓCULO EN ALFILER

04. EVOLUCIÓN DEL BULKING FILAMENTOSO

05. EL FENÓMENO DE FOAMING

06. EL FENÓMENO DE BULKING VISCOSO

07. FANGO ACTIVO DE OXIDACIÓN TOTAL

08. PROCESOS DE DESNITRIFICACIÓN

OTRAS BACTERIAS PRESENTES EN EL LICOR MEZCLA

09. BACTERIAS DE CRECIMIENTO INTRAFLOCULAR

10. CRECIMIENTO EPIFÍTICO SOBRE BACTERIAS

FILAMENTOSAS

11. BACTERIAS NITRIFICANTES

12. PROLIFERACIÓN BACILAR

13. BACTERIAS DEL AZUFRE

14. ZOOGLOEA SP.

15. BACTERIAS HELICOIDALES

OTRAS OBSERVACIONES

16. BIOFILM EN DECANTADORES SECUNDARIOS

17. BIOFILM EN DECANTADORES SECUNDARIOS:

ALGAS AZULES


SPIRULINA


ALGAS DORADAS


DIATOMEAS


OOCYSTIS (ALGA VERDE)


PEDIASTRUM (ALGA VERDE)


SCENEDESMUS (ALGA VERDE)

24. RESTOS VEGETALES Y FIBRAS

25. HUEVOS DE HELMINTOS

26. GRANOS DE POLEN

1

La formación de un buen flóculo precisa de un núcleo de materia orgánica con una concentración apropiada de bacterias fila-mentosas, sobre el que se depositan más bacterias y materia orgánica de forma que ésta última puede ser degradada.

Al comienzo de una explotación es común que se produzca el fenómeno de pin-floc o pin point-floc (“no formación de la estructura flocular”), pero conforme aumenta la edad del fango se genera un flóculo de dimensiones apropiadas. Purgas excesivas, puntas de caudal altas o vertidos incontrolados pueden provocar este fenómeno en una cuba ya estabilizada.

DISTINTOS ESTADOS DE FORMACIÓN FLOCULAR:

contraste de fases.

tinción Gram.

claro, tinción Gram.

Alteraciones tanto en la proporción de bacterias floculantes (microestructura), como en la de bacterias filamentosas (macroestructura), generan problemas en la decantabilidad del fango activado, que deberán ser tratados de forma diferente.

A B C D



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2

CRECIMIENTO DISPERSO

contraste de fases.

Los procesos de agregación bacteriana y la biofloculación gene-ran la asociación de bacterias dispersas junto con la materia

separar claramente al flóculo del espacio interflocular.

definición estricta de crecimiento disperso. Sin embargo, ampliando está definición, puede hablarse de crecimiento disperso cuando exista una alta concentración de bacterias cocales y bacilares en el espacio extraflocular.

macroestructura, por vertidos que arrasan la estructura flocular, etc., que permitan el desarrollo de bacterias libres en los espacios interfloculares o en pequeñas agrupaciones.

del fango.

3

FLÓCULO EN ALFILER

A

B

O FLÓCULO EN PUNTA DE ALFILER

Los flóculos generados en esta alteración son de pequeño tamaño y más o menos compactos.

tienen un soporte para ir creciendo (bacterias filamentosas).

Las causas que lo originan pueden ser diversas, pero es muy común en plantas ya estabilizadas debido a la entrada de vertidos industriales.

“Pin point-floc”, “pin-floc” o flóculo en punta de alfiler.


4

EVOLUCIÓN DEL BULKING FILAMENTOSOEl bulking originado por la proliferación de bacterias filamentosas puede generarse por muy diversos motivos: problemas

operacionales, vertidos en el influente o desequilibrios nutricionales. La evolución desde un estado de “normalidad” hasta el de un episodio de bulking en planta, puede apreciarse mediante la observación microscópica diaria.

Un recuento de filamentos (normalmente expresado como “m/mL de fango activo”) realizado de forma periódica, permite tener un histórico sobre dicho valor y conocer las variaciones a lo largo del tiempo.

En las fotografías siguientes se muestra una secuencia de fotos en la que se percibe claramente la evolución de un fango activo hacia una situación de bulking filamentoso.

Evolución del bulking filamentoso.400x. Campo claro.Tinción Gram.

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EL FENÓMENO DEL BULKING FILAMENTOSO


A Estructura flocular normal; B y C Estructura flocular con baja concentración de filamentos. (continúa)

B C

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EL FENÓMENO DE FOAMING

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Espumas de Nocardia sp. y de Microthrix parvicella.

(A) In vivo, 100x. Contraste de fases.(B) Natas Nocardia en la superficie de un decantador secundario. (C) In vivo, 100x. Natas Nocardia. Se supone que el mecanismo de espumado de Nocardia sp. en el fango activo está asociado a la naturaleza hidrófoba de las paredes celulares de ésta.Cuando Nocardia sp. se desarrolla en el fango activo en cantidades suficientes y bajo ciertas circunstancias (aún no del todo claras), impone a los flóculos carácter hidrofóbico y los hace susceptibles de adherirse a burbujas de aire y con ellas flotar y formar natas.

D

F

A

B C

E

G

D Fango colonizado por una alta concentración de bacterias filamentosas.E, F y G Fango totalmente disgregado por una excesiva colonización de filamentos. (continuación de la lámina anterior)


6

EL FENÓMENO DEL BULKING VISCOSO

La generación de bulking viscoso es ocasionada por una proliferación excesiva de la bacteria Zoogloea sp., responsable de laexcreción de material extracelular tipo polímero que confiere al fango un aspecto mucoso de difícil decantabilidad.

Este problema surge bien por un mantenimiento de edades excesivas de fango en el reactor, bien por entradas puntuales de materia orgánica muy degradable (tipo ácidos orgánicos) que ocasionan una degradación inmediata y la consiguiente liberación del material intracelular (acúmulos de reserva), proporcionando al fango un aspecto gelatinoso. Dicho aspecto gelatinoso puede percibirse al microscopio óptico como un halo alrededor del flóculo, visible claramente en la tinción Neisser(diapositivas siguientes).

La eliminación mediante flotado es fundamental para conseguir regenerar el fango.

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EL FENÓMENO DEL BULKING VISCOSO

BULKING VISCOSO

El Test de Tinta India indica el grado de material extracelular existente en el medio. Como puede observarse en A, el avance de la tinta se veimpedido por esta sustancia.

En B, mediante este mismo test y siguiendo el sentido de la flecha, se observa la evolución en el tiempo del fenómeno de bulking viscosohacia una situación de normalidad en una estación depuradora.

A B

BULKING VISCOSO

BULKING VISCOSO

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A

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Visión al microscopio óptico de una muestra de fango activo afectada por bulking viscoso.

(A) Abundantes formas bacilares. In vivo, 100x; campo claro.

(B) Material intracelular que en la tinción Neisser se percibe como un halo alrededor del flóculo. Tinción Neisser, 100x; campo claro.

(C)Otra característica de este fenómeno es el desarrollo de bacterias filamentosas de losTipos 0041 (en la fotografía) y Tipo 0675. Ambas bacterias son Gram variables, Neissernegativas y gránulo Neisser positivas (a veces), presentando comúnmente crecimiento epifítico a edades muy avanzadas de fango. In vivo, 1000x; contraste de fases.

A

B C

(A) y (B) Tinción PHB, que muestra la existencia de muchos gránulos de poli-ß-hidroxibutirato, tanto en el medio como en el interior flocular. 100x. Campo claro.

(C) Tinción Neisser en la que se pone de manifiesto igualmente la presencia de gránulos de reserva (polifosfatos, principalmente) en el interior de los flóculos. 100x. Campo claro.

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FANGO ACTIVODE OXIDACIÓN TOTAL

La desnitrificación se produce en fangos activos, en aquellas zonas de las instalaciones en las que existen zonas anóxicas que transforman los nitratos o nitritos, en nitrógeno atmosférico.

Las pequeñas burbujas de nitrógeno gas quedan atrapadas en las intersecciones de los flóculos, arrastrando a éstos hacia arriba. Si la desnitrificación es importante, se genera el levantamiento completo del manto de fangos en decantación secundaria.

El control del grosor del lecho de fangos en el secundario es una de las primeras medidas a tomar para evitar la anoxia en esta zona y evitarfenómenos de desnitrificación.

A

B

Flóculos característicos de una depuración por oxidación total(fango muy mineralizado).El núcleo flocular es muy denso, mientras que los límitesexteriores se encuentran en estados más laxos.

(A) 200x y (B) 400x. Campo claro.In vivo.

PROCESOS DE DESNITRIFICACIÓNDESNITRIFICACIÓN.

Evolución de un proceso de manto ascendente por el fenómeno de la desnitrificación.

t

t>30 min t>>30 minAndrés Zornoza Andrés Zornoza Andrés Zornoza Andrés Zornoza

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BACTERIAS DE CRECIMIENTOINTRAFLOCULAR

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CRECIMIENTO EPIFÍTICO

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200x. Campo claro.Tinción Gram.

En determinadas condiciones, como puedan ser edades de fango avanzadas, se produce el crecimiento de bacterias libres sobre la superficie de una bacteria filamentosa. Esta particularidad permite ayudar a identificar los organismos filamentosos, ya que determinadas especies tienenesta propiedad (generalmente, aquellas que poseen vaina).

Normalmente el crecimiento es perpendicular al filamento (A), si bien en otras ocasiones se presenta de forma horizontal (B), o incluso helicoidal.

(A) Tinción Gram, 1000x. Campo claro.(B) Tinción Gram, 400x. Campo claro.(C) In vivo. Crecimiento epifítico sobre pedúnculo de Vorticella sp. 400x, campo claro.

Las bacterias Gram positivas y Gram negativas están siempre presentes dentro de los flóculos de fango activo, con forma cocal o bacilar,resultando más abundantes las bacterias Gram negativas.

La base del flóculo parecen ser los géneros de las bacterias heterótrofas Pseudomonas sp., Achromobacter sp., Flavobacterium sp., Alcaligenessp., Zoogloea sp., Arthrobacter sp. y Citromonas sp.

La viabilidad de los organismos en el flóculo es baja, del orden de un 5-20 % (Weddle y Jenkins, 1971).

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BACTERIAS NITRIFICANTES

Organismo: Flóculo con bacterias nitrificantes.

100x. Campo claro.

Tinción Gram.

Nitrosomas sp.: oxida amoniaco a nitrito.

Nitrobacter sp.: oxida nitrito a nitrato.

BACTERIAS NITRIFICANTES

CARACTERÍSTICASTAXONÓMICAS

Grupo: Nitrobacterias.

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS Y ESTRUCTURALES

Forma: Forma bacilos cortos; cúmulos globulares.Tamaño: 1-2 µm largo.Localización: Generalmente asociada al flóculo, pero tambien libres.Respuesta tinciones: G -.Gránulos (Azufre y PHB): S - y PHB - .Otras características de interés (movilidad, ramificaciones, crecimiento asociado/epifítico, vaina, septos celulares, asociación roseta/gonidio):Crecimiento lento. Presentan flagelos no observables en microscopía óptica.Autótrofos estrictos. Gram negativos.

CARACTERÍSTICAS ECOLÓGICAS

Parámetros bioindicadoresasociados:Asociadas a edades avanzadas de fango y buenos niveles deoxigenación.

Flóculo con bacterias nitrificantes.

(A) In vivo. 200x, contraste de fases.

(B) Tinción Gram. 1000x, campo claro.

A

B

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PROLIFERACIÓN BACILAR EN EL LICOR MEZCLA

PROLIFERACIÓN BACILAR EN EL LICOR MEZCLA

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Bacilos en disolución y filamento Tipo 1863.

400x. Contraste de fases.

In vivo.

Abundantes formas bacilares.

(A) y (B) 400x, Gram . Campo claro.

(C) 100x. Contraste de fases. In vivo.

La entrada frecuente a planta de mucha materia orgánica disuelta puede provocar crecimiento disperso de bacterias no asociadas al flóculocomo fenómeno adaptativo. Dichas bacterias, al encontrarse en forma libre y disponer más fácilmente de la materia orgánica disuelta en el medio,pueden ser más competitivas.

Esta situación puede estar propiciada, a veces, por altos tiempos de retención en los decantadores primarios.

En casos extremos se observa el material limoso alrededor del flóculo, con los bacilos insertos en él. El fango adquiere aspecto gelatinoso y esésta una de las causas del bulking viscoso.

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BACTERIAS DEL AZUFRE

Bacteria del Azufre Thiocapsa sp.

100x. Campo claro.

In vivo.

A B C

BACTERIAS DEL AZUFRE.

(A) 1000x, contraste de fases. In vivo. (B) 1000x, campo claro. In vivo. (C) Thiothrix sp. y acúmulos de bacterias del azufre tras efectuar el Test de S. 1000x, campo claro.

Las bacterias del azufre captan este elemento del agua tratada y lo incorporan a su sistema de reserva para utilizarlo en anaerobiosis.La película que se forma sobre la pared del decantador sirve de soporte para las bacterias del S “fijas” (Thiopedia sp., Thiocystis sp., etc.),mientras que las filamentosas se deslizan sobre la superficie (Beggiatoa sp.). Son organismos habituales de ambientes polisaprobios.

BACTERIAS DEL AZUFRE


Grupo: Eubacteria fotosintética; bacteriasrojas del Azufre.

CARACTERÍSTICAS FUNCIONALES

Forma corporal: Cocos cúbicos o esféricos.Movimientos locomotoresEstructuras especializadas: Individuales o en paquetes.Clave identificativa: Presencia de S intracelular.


Parámetros bioindicadoresasociados:Crecimiento quimioautotróficoen condiciones de baja concentración de oxígeno con S como aceptor de electrones.

14ZOOGLOEA

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Organismo: Colonia de Zoogloea sp. digitiforme.

400x. Campo claro.

Tinción Gram.

Organismo: Zoogloea sp.

(A) In vivo, 100x. Campo claro.

(B) In vivo, 400x. Contraste de fases.

A

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COLONIAS DE ZOOGLOEA SP.

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS Y FUNCIONALES

Forma corporal: Mucílago gelatinoso de muchas bacterias.Movimientos locomotores: No.Estructuras especializadas: Forma bacilar; Gram negativa.Clave identificativa: Forma digitiforme.Tamaño: Colonias de hasta 1,5 mm.


Eubacteria Aerobia Gram - .

Parámetros bioindicadores asociados: Fangos de poca edad, en formación.Aportes de aguas de origen industrial.Observaciones: Agrupaciones de bacterias Gram - facilitadas por la capacidad de secreción de mucílago, hecho que les permite permanecer unidas. Pueden creceren forma digitiforme o ramificada. Su proliferación puede provocar bulking zooglealsi bien una concentración moderada de estas bacterias ayuda a la formación delflóculo durante las primeras fases de la puesta en marcha de un reactor biológico.

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BACTERIAS HELICOIDALES

Organismo: Espirilos.

1000x. Campo claro.

In vivo.


Organismo: Espiroquetas.

Tinción Gram (1000x); campo claro.Detalle de espiroqueta in vivo (1000x);contraste de fases.


Grupo: Spirillum.


Forma: Forma bacilar, flexible.Tamaño: 14 µm largo.Localización: Libre.Respuesta tinciones: G -.Otras características de interés (movilidad, ramificaciones, crecimiento asociado/epifítico, vaina, septos celulares, asociación roseta/gonidio):Presencia de vaina, movimiento en espiral.Estructuras especializadas: Flagelos (de difícil observación).Clave identificativa: Forma y movimiento.


Parámetros bioindicadoresasociados:Crecimiento quimioautotróficoen condiciones de baja concentración de oxígeno con S como aceptor de electrones.


Grupo: Espiroquetas.


Forma: Forma espiral en sacacorchos.Tamaño: Hasta 500 µm largo.Localización: Libre.Respuesta tinciones: G -.Otras características de interés (movilidad, ramificaciones, crecimiento asociado/epifítico, vaina, septos celulares, asociación roseta/gonidio):Movimiento por endoflagelos.Clave identificativa: Forma y movimiento en espiral.Extraordinariamente flexibles.


Parámetros bioindicadoresasociados: Eubacteria,característica de condiciones de baja oxigenación. Aumentospoblacionales en periodos dealta temperatura ambiental.


Bacterias helicoidales.

(A) In vivo, 400x .Contraste de fases.

(B) Bacterias helicoidales en disolución.In vivo, 100x. Contraste de fases.

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BACTERIAS HELICOIDALES.

Trabajo realizado por el Grupo Bioindicación Sevilla

Laura Isac: Doctora en BiologíaEva Rodríguez: Licenciada en Biología

Natividad Fernández: Licenciada en Ciencias QuímicasMª Dolores Salas: Licenciada en Biología

Con la colaboración de:Andrés Zornoza: EDAR Quart Benager

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BIOFILM EN DEC. 2/3arios

Organismo: Oscillatoria putrida.

1000x. Campo claro.

In vivo.



Phylum: Cyanophyta.Clase: Cyanophyceae.Orden: Nostocales.Género: Oscillatoria.


Forma corporal: Filamento de color verde amarillento.Movimientos locomotores: Si.Estructuras especializadas: No.Clave identificativa: Gránulos refringentes en las separaciones de las células.Tamaño: Células de 8-20 µm de largo y 2-3 µm de ancho.


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados:Organismo polisaprobio que sedesarrolla sobre restos vegetalesen descomposición.

Aumento. 200x.

Campo claro.

In vivo.

BIOFILM EN DECANTADORES SECUNDARIOS O TRATAMIENTOS TERCIARIOS.

El estudio periódico de la capa de organismos que se fija a la superficie del vertedero de los decantadores secundarios o al canal decloración, nos puede proporcionar información sobre la comunidad que normalmente se asienta sobre esta zona y detectar así lainfluencia de vertidos industriales.

ALGAS AZULES (CIANOFÍCEAS).

18BIOFILM EN DEC. 2/3arios

Organismo: Spirulina.

200x . Campo claro.

In vivo.

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SPIRULINA (CIANOBACTERIA).


Phylum: Cyanophyta.Clase: Cyanophyceae.Orden: Nostocales.Género: Spirulina.

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS Y FUNCIONALES

Forma corporal: Extremos redondeados y forma en espiral (helicoidal).Movimientos locomotores: Sí, deslizantes.Estructuras especializadas: Cloroplastos que le confieren color verde.Clave identificativa: Forma en espiral móvil.Tamaño: Variable según la especie; de 4-20 µm de largo.


Alimentación: Eubacteria fotosintética del grupo deOscillatoria.Parámetros bioindicadoresasociados: Aguas contaminadascon bajos índices de turbidez;bajas concentraciones en SSLM;característica de aguas salinas.


Organismo: Dinobryon sp.

400x. Contraste de fases.

In vivo.

ALGAS DORADAS.


Phylum:Heterokontophyta.Clase: Chrysophyceae o Chrysomonadida.Orden:Ochromonadales.Género: Dinobryon.


Forma corporal: Los individuos presentan forma de “V” por la presencia de la lóriga.Movimientos locomotores: No, sésil.Estructuras especializadas: Lóriga fusiforme que le confiere aspecto de árbol,normalmente hialina, pero a veces amarillenta. Anclaje al sustrato. Presentan1-2 cloroplastos y con frecuencia estigma.Clave identificativa: Lórigas en “V”. Organismo solitario o colonial.Tamaño: 20-50 µm (lóriga).


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados: Puede aparecer en el biofilm creado en la cuba de cloración.

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(A) 1000x, campo claro.

(B) 200x, campo claro.

(C) 400x, contraste de fases.

In vivo.


1000x .Campo claro.

In vivo.

DIATOMEAS.

CARACTERÍSTICAS TAXONÓMICAS

Phylum: Heterokontophyta.Clase: Bacillariophyceae (diatomeas).Orden: Pennales (Naviculaceae).Género: Navicula.


Forma corporal: En huso.Movimientos locomotores: Si.Estructuras especializadas: Rafe central.Clave identificativa: Cuerpo central algo dilatado transversalmente,estrías transversales finas y radiales.Tamaño: 20-60 µm.


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados: Se desarrolla enaguas muy ricas en materiaorgánica (alfa-mesosaprobio).

DIATOMEAS.

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TA 261.OTROS ASPECTOS 7/6/05 16:17 Página 1


1000x .Campo claro.

In vivo.

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OOCYSTIS (ALGA VERDE).


Phylum: Chlorophyta.Clase: Chlorophyceae.Orden: Chlorococcales.Género: Oocystis.


Forma corporal: Cuerpo celular elipsoidal con ambos extremos apuntados;en colonias de 2-8 individuos unicelulares.Movimientos locomotores: No.Estructuras especializadas: Cloroplastos interiores (1-3); pirenoide; envolturade la colonia patente, engrosada en ambos extremos.Clave identificativa: Por su carácter colonial y su forma exterior.Tamaño: Células de 10-15 µm.


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados: Se desarrolla enaguas ricas en materia orgánica(alfa-mesosaprobio).


Organismo: Pediastrum boryanum.

400x .Contraste de fases.

In vivo.

PEDIASTRUM (ALGA VERDE).


Phylum: Chlorophyta.Clase: Chlorophyceae.Orden: Chlorococcales.Género: Pediastrum.


Forma corporal: Colonias de hasta 128 células.Movimientos locomotores: Sí.Estructuras especializadas: Las células marginales presentan prolongacionesa modo de espinas o apéndices abultados. Membrana verrucosa, lisa o punteada.Clave identificativa: No existen huecos en su interior (estructura compacta).Tamaño: Hasta 40 µm.


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados: No es usual en fangos activos.


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RESTOS VEGETALES Y FIBRAS

(A) Traqueida vegetal. 200x. Campo claro.

(B) y (C) Fibras.100x. Campo claro.

In vivo.

Proceden del influente.

Presentan apariencia fibrosa y gran tamaño.


Organismo: Scenedesmus sp.

400x .Contraste de fases.

In vivo.

RESTOS VEGETALES

CARACTERÍSTICAS TAXONÓMICAS

Phylum: Chlorophyta.Clase: Chlorophyceae.Orden: Chlorococcales.Género: Scenedesmus.


Forma corporal: Colonia de cuatro células alargadas.Movimientos locomotores: No.Estructuras especializadas: Las espinas de las células terminalespueden ser más o menos alargadas, e incluso desaparecer en algunas especies.Clave identificativa: Cuatro células unidas lateramente con dospares de espinas en las células terminales.Tamaño: 5-20 µm.


Alimentación: Autótrofa.Parámetros bioindicadoresasociados: ß- mesosaprobio.

SCENEDESMUS (ALGA VERDE).

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HUEVOS DE HELMINTOS.

HUEVOS DE HELMINTOS

Huevo de Ascaris sp.

(A) 400x y (B) y (C) 200x. Campo claro.

Huevo de helminto.

200x, contraste de fases.

El riego con agua residual es un factor de riesgo que aumenta la posibilidad de transmisión de enfermedades relacionadas con las excretas.Estas aguas presentan quistes de numerosos organismos: huevos y larvas de helmintos, huevos, larvas y adultos de nematodos de vida libre, etc.,que representan graves riesgos para la salud y la particularidad añadida de ser organismos muy resistentes a los desinfectantes comunes (Buitrón y Galván, 1998).

A la hora de cuantificar riesgos para la salud, el estudio de los distintos grupos de Helmintos y Nematodos presentes en un agua residual tratadasupone una cuestión de gran importancia y fuente de gran información dada la patogenicidad de éstos tanto para las personas como para las plantas en el caso de fitoparásitos.

Por otra parte, estudios llevados a cabo sobre la viabilidad de los huevos en efluentes de depuradora indican que ésta oscila en torno al 24%(Gantzer et al., 2001), lo que supone una importante reducción del riesgo de infección por parte de estos parásitos, pero la permanencia de un riesgo mínimo que no habría que descartar.

HUEVOS DE HELMINTOS

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GRANOS DE POLEN

Grano de polen.

(A) 100x y (B) 400x. Campo claro.

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Trabajo realizado por el Grupo Bioindicación Sevilla

Laura Isac: Doctora en BiologíaEva Rodríguez: Licenciada en Biología

Natividad Fernández: Licenciada en Ciencias QuímicasMª Dolores Salas: Licenciada en Biología

Con la colaboración de:Andrés Zornoza: EDAR Quart Benager


BIBLIOGRAFÍA:

• BUITRÓN, G. y GALVÁN, M. (1998). “Effect of compression-decompression on helminth eggs present in sludge of a settling tank”.Wat. Res. 32, 5, 1708-17012.

• EMASESA (1997). “Microorganismos filamentosos en el fango activo”. Publicación de la Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. ( EMASESA).

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• GANTZER, C., GASPARD, P., GÁLVEZ, L., HUYARD, A., DUMOUTHIER, N. y SCHWARTZBROD, J. (2001). “Monitoring of bacterial and parasitological contamination during various treatment of sludge”. Wat. Res. 35, 16, 3763-3770.

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En Internet:

• Protist Information Server (1995-2004) "Construction of Biological Image Databases". The Graduate University for Advanced Studies and the "Bioresource"project "Fundamental research and development for databasing and networking culture collection information" (JST, Japan Science and TechnologyCorporation).

http://protist.i.hosei.ac.jp

• Micro*scope V2 TM (2004). NASA Astrobiology Institute.http://microscope.mbl.edu/baypaul/microscope/general/page_01.htm

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