[Medicina veterinaria] procedimientos de emergencia

PROCEDIMIENTOS DE EMERGENCIA

A. MANEJO DE LA VÍA AÉREA B. INTUBACIÓN ENDOTRAQUEAL

Indicaciones

• Apnea • Incapacidad de movilizar un volumen corriente adecuado • Hipotensión y shock con alteración del sensorio • TEC • Lesión tóraco-pulmonar • Trauma severo de las vías aéreas superiores

Materiales

• Tubos endotraqueales con manguito inflable de preferencia (alto volumen y baja presión), diámetros de 2.5 – 10 mm

• Laringoscopio o fuente de luz • Jeringa de 5 a 10cc • Venda de gasa • Bomba de succión

Procedimiento • Sedar al paciente de ser necesario (diazepan-

ketamina, propofol, etc.) • Comprobar que el manguito no presente perforaciones • Colocar al paciente en decúbito esternal, lateral o

dorsal • Abrir la boca, traccionar la lengua, y despejar la vía

aérea de cuerpos extraños (maniobra de gancho) • Succionar de ser necesario (presencia de flema,

vómito, sangre, etc.) • Visualizar los cartílagos aritenoides corriendo la

epiglotis hacia ventral • Si se trata de pacientes felinos instilar 0,5 a 1ml de

lidocaína al 2%, o colocar xilocaína en gel sobre el manguito y la punta del tubo endotraqueal (evita el espasmo de laringe). Debemos ser pacientes y esperar a que el paciente espire para que se abran los aritenoides, o de lo contrario pedirle a un ayudante que realice una compresión del tórax

• Introducir el tubo endotraqueal del mayor diámetro posible

• Sujetarlo con venda de gasa al hocico del paciente • Insuflar el manguito

1. PUNCIÓN CRICOTIROIDEA

Indicaciones

• Compromiso de la vía aérea superior que requiere intervención inmediata (CE, parálisis laríngea, injurias graves, desgarros y/o avulsiones)

Procedimiento

• Colocar al paciente en decúbito dorsal • Identificar la membrana cricotiroidea,

preparación quirúrgica o no del área • Introducir un catéter del mayor

diámetro posible 14G • Retirar el vástago interno • Acoplar a una fuente de oxígeno

Limitante

• No debe permanecer en el lugar por más de 15 a 20 minutos ya que no provee de una vía de escape para el CO2 por lo que induce hipercapnia

1. CRICOTIROIDOTOMÍA

Indicaciones

• Compromiso de la vía aérea superior (CE, parálisis laríngea, injurias graves, desgarros y/o avulsiones)

• Ventilación mecánica > 12hs. • Intervención quirúrgica de la laringe o traquea proximal • Condiciones que requieren facilitación de la remoción de secreciones del aparato

respiratorio inferior (ausencia de reflejo tusígeno, coma, Inhalación de humo) • Condiciones en la que se producen gran cantidad de secreciones (lobectomía)

Tubos disponibles

• Tubos simples con o sin manguitos inflable (alto volumen y baja presión; indicados en caso de anestesia y coma por el riesgo aumentado de neumonía por aspiración), diámetros de 2.5 – 10 mm

• Tubos con cánula interna descartable, diámetros de 7 – 9 mm (cánula interna 2mm menor) – permiten la remoción de la cánula interna a efectos de limpieza sin necesidad de retirar el tubo -.

• Tubos endotraqueales modificados (incidir longitudinalmente el tubo, conservando el mecanismo para inflar el balón, dejar intactos los últimos 4 – 7 cm)

Elección del tubo apropiado

• El diámetro del tubo debe ser 2/3 a ¾ del diámetro de la tráquea (minimiza la posibilidad de asfixia por obstrucción cuando se utilizan tubos sin manguito, el trauma iatrogénico y la incidencia de estenosis postintubación)

Materiales

• Tubo • 4 Campos estériles • 4 Pinzas de campo • Mango y hoja de bisturí • 2 pinzas mosquito • 1 par de tijeras Metzembaum • 2 pinzas de Allis • Gasa • Cinta umbilical o venda de gasa

Procedimiento

• Colocar al paciente en recumbencia dorsal • Preparar quirúrgicamente la zona ventral del cuello • Anestesia general o infiltrar con lidocaína • Realizar una incisión transversal en la piel sobre la membrana cricotiroidea, e

incidir dicha membrana. • Insertar el tubo • Fijar el tubo alrededor del cuello con cinta umbilical sujeta a los orificios presentes

en las alas del tubo

Complicaciones posibles

• Obstrucción de la vía aérea (elección y mantenimiento apropiado del tubo) • Enfisema subcutáneo (dejar la herida abierta alrededor del tubo)

Ventajas

• Es menos traumático sobre la tráquea que la traqueotomía • Menos posibilidad de daño neurológico • Requiere menor exposición

Mantenimiento del tubo endotraqueal

1. Humidificación

• Ayuda a mantener las defensas naturales de la traquea y facilita la eliminación de secreciones

• Utilizar un humidificador o nebulizador comercial • Si está respirando aire ambiental, colocarlo en una cámara humidificada durante 15

minutos cada 4 – 6 hs.; o instilar 0.1ml/kg de salina estéril (1ml mínimo y 5ml máximo) en el tubo cada 1 – 2 hs.

2. Succión

• Previene la obstrucción • Técnica estéril • Preoxigenar al paciente con O2 al 100% por varias inspiraciones. • Insertar un catéter de succión estéril • Aplicar vacío moderado en forma intermitente mientras se rota el catéter, no aplicar

vacío por más de 10 a 15 seg. (induce hipoxemia) • Realizar el procedimiento según requerimiento cada 15 minutos al principio y un

mínimo de 4 veces al día • Complicaciones: nauseas, vómitos, hipoxemia, arritmias cardíacas y daño de la

mucosa traqueal

3. Reemplazo del tubo

• Cada 24hs o más frecuentemente si se obstruye • Retirar la cánula interna en los que la poseen y remplazarla por una estéril • Preoxigenar con O2 al 100%, tomar las suturas de referencia, retirar el tubo y

colocar uno nuevo

4. Manejo de la herida

• Limpiar la herida diariamente con solución salina estéril y gasa o cotonetes

Extracción del tubo

• Realizarlo en forma gradual, colocando tubos cada vez más pequeños, una vez que tengamos un tubo de diámetro menor a ½ de la tráquea, ocluirlo con la mono y observar al paciente.

• Retirarlo, no suturar la herida, limpiar la misma una vez al día

3. TRAQUEOTOMÍA TEMPORAL

Indicaciones

• Idem cricotiroidotomía

Tubos disponibles


Elección del tubo apropiado


Materiales

• Tubo • 4 Campos estériles • 4 Pinzas de campo • Mango y hoja de bisturí • 2 pinzas mosquito • 1 par de tijeras Metzembaum • 1 pinza de disección con dientes • 2 pinzas de Allis • 1 retractor de Weitlander • 1 porta agujas • Gasa • Cinta umbilical o venda de gasa

Procedimiento

• Colocar al paciente en recumbencia dorsal

• Preparar quirúrgicamente la zona ventral del cuello

• Anestesia general o infiltrar con lidocaína

• Realizar en incisión longitudinal en la línea media desde la laringe a al 8º anillo, y disecar en forma roma el esternohioideo y el esternotiroideo, exponiendo así la traquea

• Realizar una incisión entre el 4º y el 5º anillo, que abarque el 50% de la circunferencia ¡¡¡CUIDADO CON EL LARINGEO RECURRENTE!!!

• Colocar dos suturas una alrededor de cada anillo para facilitar la colocación del tubo

• Insertar el tubo • Fijar el tubo alrededor del cuello con

cinta umbilical sujeta a los orificios presentes en las alas del tubo

• Suturar la piel a craneal y distal del tubo


• Daño neurovascular (conocimiento anatómico, buena técnica quirúrgica, y exposición máxima de la traquea)

• Obstrucción de la vía aérea (elección y mantenimiento apropiado del tubo) • Enfisema subcutáneo (dejar la herida abierta alrededor del tubo)

Mantenimiento del tubo endotraqueal


Extracción del tubo


A. DRENAJE TORÁCICO

1. TORACOCENTESIS

Indicaciones

• Diagnósticas (Neumotórax, Hemotórax, Quilotórax) • Evaluación citológica y microbiológica del fluido obtenido • Terapéutica (aliviar les signos causados por la ocupación del espacio pleural)

Materiales

• Máquina de esquilar • Materiales para preparación quirúrgica • Aguja o mariposa 19 – 22G con tubo de extensión • Llave de tres vías • Jeringa de 12cc o más • Un asistente

Procedimiento

• Colocar el paciente en decúbito lateral para neumotórax, y en decúbito esternal o en estación para acúmulo de fluidos

• Depilar y preparar quirúrgicamente la pared costal entre el 7º y 8º espacio intercostal.

• Sólo en raras ocasiones se necesita sedación (Butorfanol 0.2 – 0.4 mg/kg. i/v) • Adaptar la llave de tres vías a la extensión, y esta a la jeringa • Introducir la aguja por delante de la 7ª a 8ª costilla para evitar el paquete vásculo-

nervioso. Lo más dorsal posible para evacuar aire, y ventral para fluidos. • Una vez penetrado el espacio pleural orientar la aguja de forma paralela a la pared

costal, con el bisel hacia la superficie de la pleura parietal. • Maniobrar la llave de tres vías y extraer todo el aire o líquido de la cavidad pleural

(en caso de Hemotórax evacuar sólo la cantidad necesaria para aliviar los síntomas respiratorios)

• Colectar una muestra de fluido en un tubo seco y en uno con EDTA (evaluación citológica y microbiológica)

• Si la colecta es mayor a 200cc, repetir en 2 horas

Complicaciones

• Posible laceración iatrogénica del pulmón y neumotórax

1. TUBO DE TORACOTOMÍA

Indicaciones

• Cuando se requieren toracocentesis repetidas frecuentes • Pacientes con piotórax • Luego de cirugía torácica

Materiales

• Máquina de esquilar y materiales necesarios para preparar quirúrgicamente la pared del tórax

• Tubo de toracotomía o de alimentación: 14 – 16F gatos y perros muy pequeños

18 – 22F perros pequeños

22 – 28F perros medianos a grandes

28 – 36French perros grandes

• Agregar en forma estéril orificios adicionales en el extremo del tubo de forma de abarcar el 30% del diámetro

• Anestesia general o infiltración local con lidocaína al 2% • Gorro, máscara, guantes estériles, campos estériles • Mango y hoja de bisturí • Pinzas curvas y rectas • Gasa estéril • Llave de tres vías, material de sutura no absorbible, jeringa o sistema de succión • Material para vendaje, y collar isabelino

Procedimiento • Anestesiar el paciente • Preparar el área en forma aséptica • Realizar una incisión en la piel a nivel del 8º a 9º

espacio intercostal. • Un asistente deberá avanzar la piel dos espacios

hacia craneal • Preestimar la extensión del tubo a ser introducida • Utilizando una hemostática curva, sujetar el tubo

por el extremo ciego, de manera tal que el tubo quede sobresaliendo por la parte convexa de la misma y no por la parte cóncava

• Forzar la entrada de dicha pinza en el tórax, abrir la pinza, y alimentar el tubo

•

• Permitir que se deslice la piel a su posición normal

• Conectar el tubo al aparato de succión o a una válvula de Heimlich, asegurarlo mediante un conector que se fija con La gotita

• Fijar el tubo mediante una sutura en U horizontal de la piel y un nudo en dedo de chino sobre el tubo

• Colocar un ungüento de antibiótico sobre la herida, y colocar un vendaje alrededor del tórax que incorpore el tubo evitando acodaduras del mismo dado que impedirían el drenaje

• Colocar un collar isabelino • Conviene realizar un bloqueo regional con

Bupivacaína para aumentar el confort. También Bupivacaína 1.5mg/kg diluida en 20 a 25cc de sol. salina estéril puede ser introducida en el tubo seguida de 10 a 15ml de salina para anestesiar la pleura parietal cada 6 hs en pacientes grandes; en perros pequeños 1.1mg/kg en 10 a 15ml de salina cada 6 hs. Butorfanol 0.2 – 0.4 mg/kg. i/v c/6hs.

•

•

•

Complicaciones

• Posible neumotórax abierto si llegara a desconectarse alguna de las conexiones o si se rompiera alguno de los sellos

• Posicionamiento incorrecto, sangrado por laceración de un vaso intercostal, daño a un nervio intercostal, infección y dolor

• En caso de encontrarse conectado a un sistema de drenaje torácico con sello de agua, verificar burbujeo intermitente durante la inspiración. Si el burbujeo es continuo en inspiración y espiración, implica una fuga en el sistema. Clampear el tubo lo más cerca posible del paciente, si se detiene el burbujeo, indica que el tubo se ha salido del lugar o que existe una fuga alrededor del mismo. Si el burbujeo continúa, la fuga se encuentra entre el clamp y la cámara.

Retirar el tubo

• Cuando mejora la condición clínica del paciente, las radiografías muestran reexpansión pulmonar, y el drenaje de fluidos es menor a 10ml/kg/día en ausencia de fugas en el sistema.

• Eliminar la succión y observar al paciente por dos a cuatro horas • Administrar Butorfanol 0.2 – 0.4mg/kg, retirar el vendaje, cortar la sutura, y retirar

el tubo mediante un tirón suave y continuo • Suturar la piel y colocar un vendaje oclusivo • Monitorear al paciente las primeras 24 horas

C. CATETERIZACIÓN ENDOVENOSA

1. CATETERIZACIÓN DE VENAS PERIFÉRICAS

Indicaciones

• Acceso vascular, vía rápida para administración de drogas y fluidos, resucitación de shock o hipovolemia, restitución hídrica del paciente deshidratado

Materiales

• Catéteres endovenosos de 14 – 24G • Cinta leucoplast • Algodón y/o gasa • Alcohol o alcohol yodado • Gomita • Llave de tres vías con o sin extensión o capuchones para catéteres

Procedimiento

• Depilar la zona en forma amplia: ventral de cuello para las yugulares, toda la circunferencia del antebrazo para las braquiocefálicas, toda la circunferencia de distal de la tibia para las safenas, y cara interna del muslo para las femorales.

• Preparar la zona en forma aséptica • Cortar tres tiras de cinta leucoplast largas como para completar la circunferencia de

la zona donde se realizará el ingreso, y una más corta • Colocar una gomita alrededor de la circunferencia del miembro o realizar presión a

proximal del vaso, para que este se ingurgite • Elegir el catéter adecuado y del mayor diámetro posible • Previo a la venopunción con la punta de una aguja hipodérmica podría realizarse

una pequeña incisión de la piel o incisión facilitadora en el lugar de acceso • Introducir el catéter en la vena, y una vez que se vea venir sangre deslizar hacia

delante la porción externa de teflón del catéter hasta introducirlo completamente dentro del lumen venoso.

• Retirar el vástago de aluminio y colocar un capuchón o una llave de tres vías

• Fijar el catéter con la cinta luecoplast, colocando un primer trozo por debajo del catéter y envolviéndolo posteriormente alrededor del brazo, luego pasar el trozo pequeño por debajo del catéter y cruzarlo por encima del mimo en forma de X, colocar un nuevo trozo largo alrededor del brazo sujetando todo lo anterior. La cuarta cinta sería para sujetar el capuchón o el infusor.

Mantenimiento

• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día • Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%,

mantener refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas


• Infección local y septicemia

2. DESCUBIERTA DE VENAS PERIFÉRICAS

Indicaciones

• Necesidad de un acceso vascular de emergencia en un paciente hipovolémico y colapsado

Materiales

• Catéteres endovenosos de 14 – 24G • Cinta leucoplast • Algodón y/o gasa • Alcohol o alcohol yodado • Gomita • 1 Hoja de bisturí, y una pinza mosquito • Llave de tres vías con o sin extensión o capuchones para catéteres

Procedimiento

• Depilar la zona en forma amplia: ventral de cuello para las yugulares, toda la circunferencia del antebrazo para las braquiocefálicas, toda la circunferencia de distal de la tibia para las safenas, y cara interna del muslo para las femorales.

• Preparar la zona en forma aséptica y trabajar también bajo condiciones de estricta asepsia

• Cortar tres tiras de cinta leucoplast largas como para completar la circunferencia de la zona donde se realizará el ingreso, y una más corta

• Colocar una gomita alrededor de la circunferencia del miembro o realizar presión a proximal del vaso, para que este se ingurgite

• Elegir el catéter adecuado y del mayor diámetro posible • Realizar una incisión en la piel de 2 a 5cm a un lado del vaso sanguíneo (no sobre

este porque podríamos seccionarlo en forma inadvertida) • Deslizar con cuidado y mediante disección roma la pinza mosquito por debajo del

vaso sanguíneo, y abrir las ramas de la misma • Introducir el catéter en la vena, y una vez que se vea venir sangre deslizar hacia

delante la porción externa de teflón del catéter hasta introducirlo completamente dentro del lumen venoso. También podría procederse como en el caso de la colocación de un catéter central colocando de igual manera suturas a proximal y distal y realizando una venotomía (ver más adelante)

• Retirar el vástago de aluminio y colocar un capuchón o una llave de tres vías • Fijar el catéter con la cinta luecoplast, colocando un primer trozo por debajo del

catéter y envolviéndolo posteriormente alrededor del brazo, luego pasar el trozo pequeño por debajo del catéter y cruzarlo por encima del mimo en forma de X, colocar un nuevo trozo largo alrededor del brazo sujetando todo lo anterior. La cuarta cinta sería para sujetar el capuchón o el infusor.

Contraindicaciones

• Presencia de coagulopatías importantes, CID, infección sistémica, enfermedad metabólica, trombocitopenia inmunomediada o secundaria, deficiencias de factores de la coagulación, intoxicación con antagonistas de la vitamina K

Mantenimiento

• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día

Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%, mantener refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas

Posibles complicaciones

• Hemorragia, infecciones (método estrictamente aséptico)

3. COLOCACIÓN DE VÍAS CENTRALES Indicaciones

• Medición de la presión venosa central (PVC)

• Administración de sustancias hipertónicas o que puedan resultar irritantes de la pared vascular

• Alimentación parenteral total

Materiales

• Catéteres endovenosos centrales de 14 – 24G, o uretrales estériles de similar calibre

• Cinta leucoplast • Algodón y/o gasa • Alcohol o alcohol yodado • Gorro, máscara, guantes y campos

estériles • 1 Mango y hoja de bisturí • 2 pinzas mosquito • Material absorbible para ligaduras • Llave de tres vías con o sin extensión o

capuchones para catéteres • Material para vendajes

Procedimiento

• Depilar y preparar el área en forma aséptica, ventral de cuello para yugulares; y cara interna del muslo para las femorales

• Colocar los campos estériles • Proceder a colocarse gorro, máscara y guantes estériles • Realizar toda las maniobras en forma aséptica • Medir el largo necesario del catéter, tomando como referencia el lugar del acceso

venoso y la base del corazón, y cortar de dicho largo en forma de bisel el catéter urinario.

• Realizar una incisión de 2 a 5cmm paralela al vaso sanguíneo • Disecar en forma roma e introducir una pinza mosquito por debajo del vaso • Abrir las ramas de la pinza y deslizar dos ligaduras por debajo del vaso • Tomando estas suturas como referencia una a proximal y la otra a distal levantar el

vaso, y realizar una pequeña incisión sobre el vaso (venotomía) • Introducir el catéter en el vaso y alimentarlo hasta introducirlo por completo • Si se tratara de un catéter venoso central de uso comercial, introducirlo ayudándose

del vástago de aluminio y luego alimentarlo. • Anudar la ligadura más distal al corazón obturando el lumen del vaso sanguíneo, y

anudar la otra ligadura sobre el catéter a manera de sujeción

• Colocar una llave de tres vías • Fijar el catéter y vendar

Mantenimiento

• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día

Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%, mantener refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas

Posibles complicaciones

• Hemorragia, infecciones (método estrictamente aséptico)

4. CATÉTER INTRAÓSEO

Indicaciones

• Animales de talla pequeña, pediátricos y severamente hipotensos o hipovolémicos en los que no se puede lograr un acceso vascular primario

• Es temporal hasta 72hs. siempre que la técnica de colocación sea estrictamente aséptica, y se coloque un vendaje adecuado

Materiales

• Lidocaína al 2% • Hoja de bisturí Nº11 • Agujas: Agujas para médula ósea 16 – 20G (gatos y perros)

Agujas espinales 18 – 22G (gatos y perros jóvenes)

Agujas hipodérmicas 18 – 25G (neonatos)

Catéteres intraóseos comerciales 12 – 15G

• Jeringa de 12cc • Solución salina heparinizada (3ml) • Ungüento antibiótico

Procedimiento

• Elegir el área: fosa intertrocantérica del fémur, ala del íleo, tuberosidad tibial, y tubérculo mayor del húmero

• Depilar y preparar el área asépticamente

• Infiltrar la piel y el periostio con lidocaína al 2%

• Realizar una incisión en punzada de piel y periostio

• Introducir la aguja aplicando presión ligera y rotándola de adelante a atrás ligeramente, se siente un cambio de resistencia al introducirse en el canal medular

• Verificar una correcta colocación al mover el miembro, el movimiento debe ser acompañado por la aguja

• La jeringa se utiliza para aspirar médula ósea y así también verificar la correcta colocación

• Lavar la aguja con solución heparinizada, si se observa resistencia, rotar la aguja 90 a 180º

• Realizar unas alitas de mariposa con leucoplast, y suturarlas al periostio y la piel

• Colocar ungüento antibiótico en el sitio de entrada y vendar realizando una figura en ocho con venda de algodón luego gasa elástica y por último Vedwrap

Contraindicaciones

• Enfermedad ósea en el sitio de inserción (fracturas, neoplasias, osteomielitis) • Abscesos, piodermias, o infección de heridas en el lugar • Sepsis (existe el riesgo de osteomielitis)

Complicaciones

• Infecciones el riesgo aumenta en forma directamente proporcional al tiempo de permanencia del catéter intraóseo

• Extravasación de fluidos

Drogas a ser administradas por esta vía

• Todas aquellas que puedan ser administradas por vía endovenosa • Los productos sanguíneos, salina hipertónica y coloides sistémicos deben ser

administrados a una velocidad menor a la que se lograría con una vía central, pero se logra una resucitación adecuada

D. OTROS PROCEDIMIENTOS E. PERICARDIOCENTESIS

Indicaciones

• Pacientes que presentan efusión pericárdica con o sin taponamiento cardíaco por acúmulo de sangre, pus o trasudado

• Procedimiento diagnóstico y terapéutico

¿Cómo confirmar la necesidad de una pericardiocentesis?

a. Examen físico: distensión de venas yugulares, presencia de pulso yugular, pulso femoral débil o que varía en intensidad con la respiración, sonidos cardiacos apagados, taquicardia y PVC mayor a 10cm H2O

b. ECG: Taquicardia sinusal, alternancias eléctricas (variación de la altura de las ondas R entre un latido y el siguiente), y QRS de bajo voltaje

c. Radiografías: silueta cardiaca globular d. Ecocardiografías: proveen evidencia directa de la efusión pericárdica y del

taponamiento cardiaco

Materiales

• ECG • Perros: Catéter 14 – 16G por 5 ¼ pulgadas, agregar en forma aséptica 1 – 3 agujeros

más en su extremo distal • Gatos: mariposa de 18 – 19G • Jeringa de 3 – 6cc • Llave de tres vías con extensión • Jeringa de 12 – 60cc • Tubo seco y con EDTA

Procedimiento

• Colocar al paciente en recumbencia lateral izquierda • Depilar y preparar en forma aséptica una porción de la pared torácica lateral derecha

desde el esternón a la mitad del tórax entre el 3º-9º espacio intercostal • Infiltrar con 1-2ml de lidocaína al 2% • Localizar ápex cardiaco (unión condrocostal 5º-6º espacio) o visualizar su

localización mediante ecografía • Realizar una pequeña incisión de la piel para facilitar la introducción del catéter • Insertar el catéter unido a la jeringa de 3 – 6cc en ddirección dorso-craneal mientras

se ejerce presión negativa • Si se obtiene fluido hemorrágico colocarlo en un tubo seco y observar si coagula (la

sangre que se encuentra en contacto con superficies serosas se desfibrina y por lo tanto no coagula)

• Completar la introducción de la vaina externa del catéter y retirar el estilete de aluminio

• Colocar la llave de tres vías • Colectar todo el fluido posible (podría visualizarse por ecografía la presencia de

acúmulos de fluido) • Monitoreo electrocardiográfico durante el procedimiento, la presencia de

contracciones ventriculares prematuras (CVP) puede reflejar la punción miocárdica inadvertida

• La pericardiocentesis también podría realizarse en decúbito dorsal e ingresando al tórax a través del diafragma mediante una punción ligeramente caudal al xifoides

Complicaciones

• Hemorragia intrapericárdica por la punción inadvertida de un hemangiosarcoma auricular o de un vaso coronario

2. PARACENTESIS ABDOMINAL

Indicaciones

• Peritonitis • Trauma abdominal contuso obvio • Trauma penetrante de la pared abdominal para confirmar penetrante peritoneal • Abdomen agudo • Sospecha de dehiscencia gastrointestinal posquirúrgica • Acúmulo de fluido abdominal • Evaluación de pacientes politraumatizados • Evaluación de pacientes con shock hipovolémico o hemorrágico no respondente • Remoción de líquido ascítico excesivo

Procedimiento

• Vaciar la vejiga urinaria, permitiéndoles orinar, por expresión manual o cateterización.

• Colocar al paciente en decúbito lateral; en animales grandes puede realizarse en estación

• Depilar y preparar asépticamente el abdomen • Insertar el catéter 1 – 2 cm por detrás de la cicatriz umbilical (evita la grasa

falciforme)

Paracentesis por aguja

• Insertar una aguja de 18 – 20G por una pulgada en la línea media ventral • Colectar la muestra en un tubo seco y uno con EDTA • La técnica de "aguja abierta" es más sensible que realizar aspiración con una jeringa

(se ocluye con el omento) • No es muy sensible a acúmulos pequeños, Kolota demostró que debe haber de 5.2 –

6.6ml/kg PC para obtener un resultado positivo en el 78% de los casos • Otros investigadores reportan 47 – 52% de eficacia

Paracentesis con catéter

• Infiltrar el área con lidocaína al 2% • Insertar un catéter de 14 G al que se le agregan orificios adicionales en forma estéril • Una vez que se penetra el peritoneo, avanzar el catéter y remover el estilete • Si se le adicionan orificios adicionales tiene una sensibilidad igual a ligeramente

superior a la anterior (mayor largo) • Puede doblarse y ocluirse fácilmente

Catéter de Diálisis peritoneal

• Infiltrar el área con lidocaína • Realizar una pequeña incisión en la piel • La unidad trocar-catéter se introduce en el peritoneo con movimientos rotacionales

suaves • Una vez penetrado el peritoneo, retraer el trocar dentro del catéter hasta esconder la

punta, y deslizar el conjunto hasta introducir todos los orificios en el abdomen • Remover el trocar • Es el método más sensible de los tres detecta 1 – 4.4ml/kgPC, depende de un

diámetro interno adecuado (11F), el largo del catéter y la cantidad de orificios laterales

• Otros investigadores reportan una eficacia del 41 – 83% • Es más caro y produce un mayor disconfort del paciente

¿Qué hacer si el resultado es negativo, pero la sospecha de colecta abdominal es alta?

1. Reposicionar la aguja, rotarla o cambiar el ángulo de inserción 2. Aspiración moderada, si es negativa inyectar un pequeño volumen de salina

para tratar de liberar el omento 3. Abdominocentesis en cuatro cuadrantes 4. Paracentesis con un catéter 14 G o de diálisis peritoneal 5. Lavado Peritoneal Diagnóstico

Contraindicaciones

• Gestación avanzada, dilatación GI, y presencia de una vejiga llena

2. LAVADO PERITONEAL DIAGNÓSTICO

Procedimiento

• Introducir un catéter de 14 G o uno de diálisis peritoneal • También realizar un procedimiento de "minilaparatomía", se realiza una pequeña

incisión en planos a través de la pared abdominal completa y se introduce un catéter urinario con orificios adicionales. Puede mantenerse en el lugar mediante una sutura en dedo chino. Una vez retirado, suturar.

• Instilar 22ml/kg PC de solución Ringer o Salina al 0.9% tibia en la cavidad abdominal

• Rotar o caminar al paciente • Tomar una muestra de 10 – 20 ml para análisis • Puede realizarse un segundo lavado con 22ml/kg

¿Qué realizar con la muestra?

• Colocar 2 - 3cc en un tubo con EDTA para conteo celular, proteínas totales, y citología

• Colocar 2 – 3cc en dos tubos secos para análisis bioquímico y cultivo bacteriológico • Examinar las muestras lo más pronto posible sobre todo si se obtuvieron por LPD,

dado que las soluciones salinas resultan en lisis celular en 30 minutos • Si no se puede procesar enseguida la muestra realizar un frotis y secarlo al aire, el

resto refrigerarlo por 24 – 36hs, y colocar la muestra para cultivo en un medio apropiado

Interpretación

1. Hto. mayor a 5% indica hemorragia abdominal significativa. Si el Hto. aumenta progresivamente en LPD repetidos cada 20 – 30 minutos, realizar laparatomía exploratoria

2. Un conteo elevado de células blancas con un porcentaje elevado de neutrófilos degenerativos indica peritonitis supurativa. Realiza laparatomía

3. La presencia de bacterias intracelulares en los neutrófilos indica una peritonitis infecciosa

4. La presencia de fibras vegetales indica perforación intestinal 5. Una concentración de creatinina mayor a la sérica indica injuria al tracto urinario y

uroperitoneo 6. Concentraciones de bilirrubina mayor a las séricas implica injuria al tracto biliar o

gastrointestinal superior y fuga de bilis

2. COLECCIÓN DE LÍQUIDO CEFALORAQUÍDEO

Procedimiento

1. Colocar al paciente bajo anestesia general inhalatoria. Evitar agentes disociativos como Ketamina o Tiletamina

2. Intubar por vía endotraqueal para asegurar la vía aérea 3. Preparar asépticamente el área sobre la cisterna magna, desde las orejas a distal del

proceso espinoso del axis 4. Posicionar el animal en recumbencia lateral derecha para un operador diestro 5. Un asistente debe flexionar el cuello del paciente en un ángulo de 90º. Asegurarse

de que columna, cabeza y nariz se encuentren alineadas de forma paralela a la superficie de la mesa

6. El operador debe colocar la vista a nivel del área atlantooccipital. Colocar el meñique y el pulgar de la mano izquierda sobre ambas alas del atlas y ubicar el punto medio sobre la articulación atlanto-occipital; trazar una línea imaginaria desde este sitio a la nariz del paciente y seguir esta dirección al realizar la punción

7. Manejar la aguja espinal con guantes estériles. Con la mano izquierda pellizcar la piel para evitar que la aguja se deslice muy profundo al vencer la resistencia de la piel, o realizar un pequeño corte en la piel con una aguja 18G

8. Avanzar la aguja espinal lentamente, se escucha un "pop" al penetrar el espacio subaracnoideo

9. Remover el estilete con la mano derecha mientras se sujeta el catéter con la mano izquierda, y chequear el flujo de LCR a través del catéter

1. Si no fluye LCR, reintroducir el estilete y avanzarlo unos milímetros, volver a chequear

2. Colectar el LCR por gravedad en un tubo – generalmente no se obtiene más de 1 a 2cc y esto puede llevar hasta 5 min.- (aspirar con una jeringa aumenta el riesgo de contaminar la muestra con sangre, y de injuria espinal)

3. Procesar la muestra antes de 1 hora (puede existir lisis celular en 30 – 60 min.)

4. Preparar uno o dos frotis, secándolos al aire mientras se agitan vigorosamente por 2 min., y luego

fijarlos con alcohol por 1min., teñir con Diff-Quick, Wright o Giemsa

5. Realizar conteo celular con hemocitómetro. Llenar la cámara del hemocitómetro con LCR sin teñir, contar las células rojas y blancas en les 9 cuadrantes y multiplicar el número obtenido por 1.1, lo que da el Nº de células/microlitro (los glóbulos blancos son más grandes, granulares y refringentes que los glóbulos rojos)

6. Medir el nivel de proteínas con una tira de orina

7. Verificar todos los resultados con un laboratorio de referencia, hasta obtener la práctica suficiente

CONTEO CELULAR CISTERNA MAGNA

Glóbulos blancos 0 – 5 céls./ul

Conteo diferencial

Neutrófilos

Linfocitos

Monocitos

Macrófagos

Eosinófilos

0 – 9%

0 – 27%

69 – 100%

0 – 3%

>1%

Proteínas totales 5 – 25 mg/dl

Contraindicado en pacientes que:

1. Se consideren inestables para un procedimiento anestésico 2. Hasta 48hs. posteriores a una mielografía 3. TEC, fracturas y/o luxaciones vertebrales 4. Presenten síntomas de aumento de la PIC (estupor o coma, edema papilar en el

fondo de ojo, etc.) 5. Hernia cerebral

5. CATETERIZACIÓN URINARIA

Hembras caninas

1. El ayudante debe mantener a la paciente en estación, de lo contrario colocarla en posición esternal con los miembros posteriores colgando por fuera de la mesa ( colocar una toalla por debajo del pubis).

2. Levantar la cola, y aseptizar la zona con una solución de povidona yodada al 1% 3. El operario se coloca guantes estériles, he instila un anestésico tópico local

Proparacaína al 2%, Lidocaína líquida al 2%, o lidocaína viscosa al 2%, para disminuir el disconfort

4. Insertar un vaginoscopio estéril dirigiéndolo a dorsal para evitar la fosa clictórica, y luego a ventral para visualizar la papila uretral.

5. Lubricar con lubricante estéril la punta de la sonda urinaria e introducirla lentamente en la uretra unos 8 – 14 cm, (también podría hacerse por una técnica manual, localizando la papila con el índice de la mano izquierda, y la sonda se desliza por ventral del dedo)

6. Si la sonda debe permanecer en el lugar, utilizar una sonda Foley he insuflar el balón con solución salina o una sonda de goma roja, y realizarle unas alas de mariposa con leucoplast y suturarlas al área perivulvar.

7. Conectarlo a un sistema de colección cerrado.

Hembra felina

1. Generalmente requiere sedación o anestesia 2. Colocar la paciente en decúbito lateral y el ayudante corre la cola hacia lateral o

dorsal, y preparar asépticamente la zona 3. Instilar un anestésico tópico local 4. Colocarse guantes y lubricar en forma estéril la punta de un catéter tomcat de 3.5 F

o un catéter de goma rojo de 3.5F 5. Tirar hacia caudal los labios vulvares y avanzar el catéter por la pared ventral de la

vagina hasta introducirse en el orificio uretral, no aplicar fuerza excesiva 6. Fijar el catéter y conectarlo a un sistema de colección cerrada

Macho canino

1. Retraer el prepucio y exponer el glande del pene, higienizar el área 2. Estimar la longitud a ser insertada midiendo el largo desde el orificio uretral externo

al perineo, y agregándole a esta distancia una mitad más 3. Abrir el envase del catéter urinario y exponer los primeros 3 a 5 cm del mismo sin

tocarlo directamente 4. Sujetando el envase introducir la punta en el orificio uretral y deslizarlo hasta la

vejiga 5. Si va a quedar en el lugar deberá ser un catéter de goma roja, y deberá ser sujeto al

prepucio mediante unas suturas sujetas a unas alas de cinta 6. Conectarlo a un sistema de colección cerrado

Macho felino

1. Generalmente requiere sedación o anestesia 2. Colocar la paciente en decúbito lateral y el ayudante corre la cola hacia lateral o

dorsal, y los miembros posteriores a craneal. 3. Preparar asépticamente la zona 4. Colocarse guantes y lubricar en forma estéril la punta de un catéter tomcat de 3.5 F

o un catéter de goma rojo de 3.5F 5. Exponer el pene aplicando presión con el pulgar y el índice de la mano izquierda a

cada lado del prepucio 6. Introducir el catéter en el orificio uretral, no aplicar fuerza excesiva 7. Si se encuentra resistencia inyectar salina estéril 8. Si el catéter debe quedar en el lugar retirar el catéter de polipropileno mientras se

inyecta salina estéril lo que distiende la uretra y facilita el pasaje de la sonda de cloruro de polivinilo (este podría freezarse para que sea más rígido)

9. Fijar el catéter y conectarlo a un sistema de colección cerrada

6. MEDICIÓN NO INVASIVA DE LA PRESIÓN ARTERIAL

Métodos indirectos

1. Ultrasonido (Doppler de flujo)

Se coloca un manguito inflable para ocluir el flujo arterial por encima del transductor. La técnica de Doppler detecta el movimiento de las células rojas o de la pared arterial debajo de la sonda piezoeléctrica a medida que se desinfla el manguito. El momento en que se comienzan a escuchar los sonidos Korotkoff es la presión arterial sistólica (PAS). La presión arterial diastólica (PAD) corresponde al momento en que el sonido cambia de corto pulsátil a un sonido más continuo (no siempre fácil de determinar)

2. Método Oscilométrico

Un manguito conteniendo una vejiga de aire es utilizado para ocluir el flujo sanguíneo. Las variaciones de presión en la vejiga de aire reflejan la presión de pulso de la arteria que se encuentra debajo. A medida que el manguito es desinflado un procesador calcula la PAS, PAD y la presión arterial media (MAP)

MAP = PAS – PAD + PAD

3. Procedimiento Doppler

1. Depilar el área inmediatamente proximal a la almohadilla palmar o plantar (también podría utilizarse la base de la cola)

2. Colocar gel de ultrasonido en la superficie cóncava del transductor 3. Aplicarlo sobre la superficie depilada, y buscar hasta escuchar el sonido del flujo

arterial 4. Fijar la sonda en ese lugar 5. Colocar un manguito en el antebrazo entre las articulaciones humero radio cubital y

la radio carpal o en la porción medial de la tibia si se utiliza un miembro posterior. El manguito deberá tener un ancho equivalente al 40 a 50% de la circunferencia de la extremidad, y un largo del 150%

6. Adicionar un sfingomanómetro e inflar el manguito hasta 200 – 250 mmHg 7. Abrir gradualmente el manguito 8. Registrar las presiones sistólica y diastólica

Presión Arterial Normal

CANINOS FELINOS

Presión Arterial Sistólica (mmHg) 100 – 160 120 – 180

Presión Arterial Diastólica (mmHg) 80 –120 70- 130

Presión Arterial Media (mmHg) 90 – 120 100 - 150

7. OXIMETRÍA DE PULSO

Este instrumento mide la saturación de oxígeno de la hemoglobina, opera a través de la refracción de la luz infrarroja.

NO son los gases sanguíneos, pero con buena correlación, sobre todo cuando la saturación de la hemoglobina se encuentra por encima de 90, por debajo de este valor la concentración parcial de oxígeno arterial puede estar muy disminuido sin que esto se refleje en forma directamente proporcional en la saturación parcial de hemoglobina. (Ver gráfica)

Posee clamps para lengua, labio, o rectal

BIBLIOGRAFÍA

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• Estudio del Tracto Urinario, Waltham FOCUS. Edición especial • Small Animal Surgery, Theresa Welch Fossum • Administración intraósea de líquidos en cachorros de perro y gato, Johnny D.

Hoskins, DVM, PhD, DipACVIM, WALTHAM FOCUS, Vol. 7 Nº1, Pág. 30 • Diagnóstico correcto de hipertensión en los perros, Angela R. Bodey, BSc, BVSc,

PhD, MRCVS, WALTHAM FOCUS, Vol. 7 Nº2, Pág. 17 • Upper airway obstruction, General Principles and Selected conditions in the

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