Informe 5- Análisis Coproparasitario-Benalcazar Cristian-NRC 4327

7/21/2019 Informe 5- Análisis Coproparasitario-Benalcazar Cristian-NRC 4327

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UNIVERSIDAD DE LASFUERZAS ARMADAS -

ESPE

DEPARTAMENTO DECIENCIENCIAS DE LA

VIDA YAGROPECUARIA

Ingeniería enBiotecnología

BIOLOGÍA ANIMAL II

Nombre: Cristian Roberto Benalcazar LópezNrc: 4327 Fecha: 08 de Agosto del 2015

TEMA: Análisis Coproparasitario

1.- OBETIVOS

1.1 Objetivo General :

Analizar parásitos presentes en muestras de heces de animales domésticos mediante la

técnica de Ritchie y de flotación.1.2 Objetivos Específ icos:

Realizar una adecuada muestra para la aplicación de los métodos Aprendidos enclases.

Analizar las muestras haciendo uso de los protocolos establecidos. Comparar los dos métodos de análisis y determinar según los resultados

obtenidos cuál de los ellos es el más confiable. Observar e identificar los microorganismos que existen en las muestras de heces

usando como referencia las características de los microorganismos existentes encada especie.



2.- MARCO TEORICO

Actualmente las enteroparasitosis presentan en el mundo un importante problema desalud pública (Dra. Cabrera, 2013). La Organización Mundial de la Salud (OMS) estimaque la ascaridiasis produce cuadros clínicos en 214 millones de personas a nivel mundialla tricocefalosis en 133 y las uncinarias en 96 millones. En el caso de los protozoariosenteroparásitos, sirven como ejemplo: la giardiasis con una incidencia de 500.000 nuevoscasos anuales, así como la infección por Entamoeba histolytica que afectaaproximadamente a 50 millones de individuos. (Harada, 2008)

Aunque la mortalidad producida por enteroparasitosis es baja, los números totales a nivelmundial, alcanzan altas cifras como 90.000 decesos para anquilostomiasis, 60.000 porascaridiasis y 70.000 por amibiasis. Fuera de estos lamentables efectos, este grupo deafecciones motiva infecciones crónicas con efectos negativos e insidiosos en elcrecimiento, nutrición y desarrollo psicofuncional de los ‘niños, con especial reper cusiónen niñas y mujeres. (García, 2006)El estudio en el laboratorio de muestras fecales de origen humano permite obtener datoscon los cuales determinar la situación del funcionalismo digestivo, Infeccionesintestinales causadas por bacterias, virus y hongos así como por parásitos intestinales ode órganos anejos.De estas posibilidades, el denominado Análisis Coprológico Parasitario se centra en latercera; es decir, su objetivo es la detección, en un paciente concreto, de la existencia de parasitismo intestinal o de glándulas anejas, pudiéndose revelar también parasitismoslocalizados en órganos y sistemas muy alejados del intestino, siempre que los parásitos productores de los mismos empleen la vía fecal del hospedador para eliminar los

elementos que le sirven para su diseminación por la naturaleza.

El Análisis Coprológico Parasitario se basa en la identificación microscópica, en muestrasfecales del sospechoso, de los elementos parasitarios presentes en ellas. Teniendo esto encuenta, se puede decir que, con raras excepciones, un resultado analítico positivo siemprees indicación de existencia de parasitismo en el paciente. Pero, por el contrario, unresultado analítico negativo no descarta la posibilidad de parasitismo, ya que el propio

método analítico conlleva la obtención, por causas diversas, de falsos resultadosnegativos. (García, 2006)



Entre las causas determinantes de falsos resultados negativos, existen algunas imputablesa los propios métodos o técnicas operativas y otras que se deben a la propia biología delos parásitos cuya presencia se trata de demostrar. (Dra. Cabrera, 2013)

Toma de MuestrasPara que la muestra recogida sea adecuada debe impedirse que el paciente ingieramedicamentos a base de carbón, sales de bario, magnesio, bismuto y purgantes oleososAsimismo, debe recomendarse que unas 72 horas antes de la toma de muestra se reduzcaen la dieta las féculas y verduras. Las heces deben recogerse en frascos de cierrehermético, limpios y secos, impidiendo la contaminación con orina, y deben ser remitidasen su totalidad al laboratorio. (Harada, 2008)

Este examen debe realizarse en dos etapas sucesivas que comprenden:

1. Examen Macroscópico

El análisis macroscópico deberá prestar especial atención a los siguientes aspectos: a)Consistencia fecal. b) Presencia de elementos no fecales. c) Presencia de parásitos y pseudoparásitos. Las heces pueden presentar consistencia homogénea o heterogénea. Esta peculiaridad debe indicarse en el informe final, pues puede ser la justificación de un falsoresultado negativo. En efecto, unas heces líquidas, susceptibles de contener trofozoítosde protozoos, pero remitidas al laboratorio en condiciones inadecuadas serán la causa,casi segura, del resultado negativo. En las heces pueden aparecer elementos no fecalescomo moco o restos de tejido conjuntivo. (MV. Rodríguez Izaguirre, 2011)

2. Examen Microscópico

En este apartado se consideran los métodos normalmente empleados para la detección de parásitos sólo microscópicamente visibles, utilizándose como muestra las porcionesfecales reservadas durante el examen macroscópico. Si bien no existe ninguna técnica que permita detectar todas las formas de las distintas especies de parásitos intestinales, sí quedeben seguirse une serie de pautas a la hora de la realización del examen microscópico.(Negrete Karen, 2011)



3.- EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS

Muestras: Heces de bovino porcino y perro.

Equipos: Centrifugadora Microscopio.

Materiales de protección personal: Mandil guantes.

Reactivos: Lugol. Éter etílico Solución de formaldehído al 10%.

Materiales e insumos:

2 Vasos plásticos.

2 Gasas.

2 Palos de helado.

Agua destilada.

Solución glucosada o sulfato de Zinc.

1 Tubos de ensayo.

Pipetas Pasteur.

Porta y cubre objetos.

Organismos:

Parásitos encontrados en las heces fecales.

4.- PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

Método de Flotación

1) Manejar con cuidado las muestras antes de comenzar y tomando en cuenta el

protocolo de bioseguridad.

2) En vaso de plástico colocar 1g de la muestra utilizando los palos de madera.



3) Añadir 10ml de agua destilada.

4) Mezclar la muestra hasta que la solución esté homogeneizada.

5) Filtrar las muestras usando las gasas bien colocadas en un segundo vaso de

plástico.

6) La solución filtrada será traspasada a un tubo de ensayo el cual será taponado y

centrifugado a 3500 rpm

7) Eliminar el sobrenadante.

8) Al precipitado agregar una solución glucosada hasta que forme un menisco

ayudándose por una pipeta pasteur.

9) Se coloca encima del tubo de ensayo un cubreobjetos observando que este se

encuentre en contacto con la solución.

10) Esperar 10 minutos.

11) En un portaobjetos colocar una gota de lugol y una gota de agua destilada.

12) Retirar con cuidado los cubreobjetos del tubo y colocarlos sobre el portaobjetos.

13) Observar en el microscopio con lentes 10x y 40x.

14) Anotar resultados.



Método de Ritchie

1) Con el aplicador de madera se coloca aproximadamente 1 gr. De la materia fecal

en el vaso de plástico, se añaden 10 ml de agua destilada.

2) Homogenizar la solución.

3) En un segundo plástico filtrar la solución con la ayuda de las gasas.

4) Traspasar el filtrado al tubo de ensayo.

5) Centrifugar por 5 minutos a 3500 rpm.

6) Se decanta el sobrenadante.

7) Se agregan 10 mL de formaldehído al 10% y 5 mL de éter etílico.

8) Se agita energéticamente hasta que la mezcla sea homogenizada.

9) Se centrifuga por 5 minutos a 3500 rpm.

10) Después de centrifugar se observan 4 capas.

a) Éter en la superficie.

b) Un tapón de restos fecales.

c) Formaldehido.

d) Sedimento de elementos parasitarios.

11) Se elimina las tres primeras capas decantando.

12) En un portaobjetos se pone una gota de lugol y una gota de agua destilada.

13) Se introduce la pipeta Pasteur, se extrae con cuidado una gota del sedimento.

14) Se coloca la gota del sedimento en el portaobjetos donde se encuentra la gota del

lugol y posteriormente en la gota de agua.

15) Se cubre con el cubreobjetos.

16) Se observa en el microscopio con objetivos de 10x y 40x.

17) Se anotan los resultados de la observación.

5.- RESULTADOS



Análisis de muestra de heces de perro

Procedimiento de la muestra de heces perro para la observación de sus parásitos. Fotostomadas por: Sofía Ocaña

Muestra de perro endilución con agua.

Adición de sacarosa al sedimento.

Solución homogénea

de muestra de perro

Solución saturada de sacarosa

(550ml)

Filtración de la gasa

Agregación de la dilución aun tubo de ensayo

Centrifugación de lasmuestras

Eliminación del sobrenadante.



Muestras de cerdo

Primer método

Procedimiento de la muestra de heces cerdo para la observación de sus parásitos. Fotostomadas por: Tania Pachacama

Muestra de cerdodiluida en agua. Filtración de la muestra

diluida.Colocación de la diluciónen un tubo.

Muestra luego deser centrifugada.

Muestra con lugol. Muestra sin lugol.



Muestras de cerdo

Primer método

Procedimiento de la muestra de heces cerdo para la observación de sus parásitos. Fotostomadas por: Tania Pachacama

Agitación de lasolución seguida por centrifugación

Muestra conformol y éter

Adición deformol a lamuestra.

Centrifugaciónde la muestra



Muestras de vaca

Procedimiento de la muestra de heces vaca para la observación de sus parásitos. Fotostomadas por: Paul Romero

Muestra sin lugol

Disolución en tubo deensayo.

Filtración de la muestradiluida con una gasa.

Muestra diluida con 100ml deagua.

Muestra con lugol



Muestras de la gallina

Muestra centrifugada Muestra colocada en untubo de ensayo.

Filtración de lamuestra.

Muestra diluida en agua.



Procedimiento de la muestra de heces de la gallina para la observación de sus parásitos.Fotos tomadas por: Andrea Pumisacho

REPORTE DE RESULTADOS OBSERVADOS EN EL MICROSCOPIO:

Muestras de perro

Muestras de vaca

Muestra identificada con el lente de 40 X

ObservaciónPresenta una formaovalada No hay presencia dedivisión celularPresenta un cubierta finaColor marrónSin presencia deopérculos, espículas,

tapones.

Fibras de restos de

alimento

Muestras de vaca conHuevo operculado deFasciola hepática

Residuos vegetales



6. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En esta práctica se realizó el análisis Coproparasitario de muestras con el objetivo deanalizar las muestras de perro, gallina, cerdo y vaca las cuales se sospechaban tenerinfecciones parasitarias. Según la bibliografía revisada se esperaba encontrar huevos de protozoos y helmintos los cuales son los más comunes en este tipo de mamíferos.

Según la Universidad de Madrid (2002), el examen coprológico consiste en el estudio delas formas parasíticas eliminadas con las heces, sean estos huevos, larvas o adultos. Suobservación se ve influenciada por varios factores que derivan del propio parasito comoel sexo, número de ejemplares, edad, momento de ciclo biológico, etc., del hospedadordepende mucho el estado inmunitario, mediación, alimentación recibida, etc., y de la propia técnica de recolección o el proceso de la muestra. (Negrete Karen, 2011)

Los animales tanto silvestres como domésticos están expuestos a numerososmicroorganismos tales como bacterias, virus, Rickettsias, micoplasmas, clamidias,hongos y parásitos. Los parasitos gastrointestinales son generalmente producidas porhelmintos (nematodos, cestodos) y protozoarios. (Curtis, Schnek, 2008)

Cuando los parásitos se alojan en el aparato digestivo, una proporción de ellos, o las

larvas, o los huevos son eliminados con las heces. Como la cantidad que se elimina encada defecación puede ser variable, y si hay poco número de parásitos en el intestino,lógicamente también serán escasos en las muestras que se tomen, no siempre que unamuestra sale negativa se puede descartar la infección. Por esta razón se toman entre dosa tres muestras de heces, en días distintos. De esta manera es más segura la infección.(Negrete Karen, 2011)

Para la identificación de las muestras atraves del método de flotación se utilizó unasolución de sacarosa que tuvo una densidad de 1.25-1.27 g/ml (Sixtos, 2012).

El método de flotación se deja en reposo entre (15-20) min los líquidos pueden impregnarlos huevos y estos tienden a caer al fondo, mientras que en el procedimiento mencionado por Sixtos, (2012) lo factible es de (10-20) min, lo que estos dos conceptos justifican laausencia de parásitos en la práctica.

Desacuerdo a las características morfológicas y la presencia en estos tipos de rumiantes,

se presume que es un trematodo platelminto que afecta a la mayoría de los mamíferosdenominado fasciola hepática en estadio de huevo. (Junquera, 2015)



Fasciolosis es una zoonosis causada por el trematodo Fasciola hepática, que afecta aanimales vertebrados herbívoros (vacas, ovejas, cabras, entre otros) y a humanos. Lainfección se adquiere debido a la ingesta de diversos vegetales acuáticos crudos, algunosterrestres, o agua contaminados con metacercarias, la forma infectante. (Junquera, 2015)

7.- CONCLUSIONES

Mediante el adecuado uso de los protocolos establecidos se analizó las tresmuestras de heces, es importante, ya que se evita la contaminación con parasitosdel medio en el que nos rodeaba, así como para un mayor diagnostico en lasmuestras analizadas.

Desacuerdo a la bibliografía de resultados obtenidos entre las dos técnicas se podría decir Ritchie es más efectiva, pero debido a falta de parasitos en lasmuestras no puedo concluir mucho al respecto.

Se logró identificar un posible huevo de parasito en una muestra de vacautilizando el método de flotación sin lugol, por lo que se determina que el animaltiene una infestación ligera de fasciola hepática.

En las muestras de gallina, cerdo y perro no se logró distinguir ningún tipo de parasitos

9. CUESTIONARIO:

1. Enumere los factores de los cuales depende la presencia de parásitos enuna muestra

Hay varios factores de los que depende de la cantidad de muestra usada si se usanmétodos como la observación directa no se verán muchos, pero si se recurre métodos deconcentración aumentan las posibilidades de presencia de parasitos en la muestras.(Ausina, 2006)

Entre los más comunes tenemos: Infestación directa y grave del animal por uno o más parasitos Ingestión de medicamentos previo a la recolección de las muestras Las medidas de higiene ya que la muestra puede contagiarse de parasitos o

bacterias que se encuentran en el medio



Tiempo de transporte de la muestra al laboratorio, pues debe ser en un mínimode tiempo.

Muestras almacenadas y conservadas de manera inapropiada

2. Investigue ¿por qué es mejor el método de Ritchie?

Porque esta técnica se la realiza en dos fases sucesivas partiendo de un volumen de heces, para despreciar los restos vegetales y grasas, que pueden interferir en la visualizaciónmicroscópica este método se asocia la metodología física con la acción disolvente de

reactivos químicos, es rápido y de fácil ejecución (Ausina, 2006). Unas ventajas que tieneeste método es concentrar y no deformar las formas parasitarias, permitiendo el transportey almacenamiento de la materia fecal procesada antes de ser examinada, se usa cuando senecesita una técnica para determinación de frecuencia y evaluación de tratamiento(García, 2006)

3. Investigue a fondo sobre las complicaciones causadas por uno de losparásitos encontrados en las muestras de la práctica.

La paramfistomiasis es una enfermedad parasitaria, ocasionado por trematodos de lafamilia Paramphistomidae,afectando al tracto digestivo de los rumiantes domésticoscomo lo son los bovinos, estos alteran la digestión la utilización de los alimentos, produciendo bajas notorias en la productividad lo cual refleja perdidas económicas.

La fasciola hepática, un gusano trematodo, causa mayor daño en su estadio juvenil cuandoesta emigra a través del tejido hepático para penetrar en los conductos hepáticosdestruyendo tejidos del hígado y provocando hemorragias, la inflamación de los tejidos

provoca fibrosis, anemia, hipoproteinemia, edema, emaciación y muerte celular.(Junquera, 2015).

BibliografíaAusina, V. &. (2006).Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica.

Madrid, España: Ed. Médica Panamericana.

Dra. Cabrera, M. J. (2013). Métodos de estudio de las enteroparasitosis. México DC.



García, P. F. (2006). Microbiología Clínca Práctica. Cádiz: Imprenta Repeto.

Harada, C. (28 de Junio de 2008). MÉTODO DE CONCENTRACIÓN POR SEDIMENTACIÓN

RITCHIE. Obtenido de Parasitología General:

https://para1.wordpress.com/2008/06/21/metodo-de-concentracion-por-sedimentacion-

ritchie/

Junquera, P. (27 de june de 2015). Fasciola hepática o duela del hígado. Retrieved. Obtenido de

http://parasitipedia.net/index.php?option=com_content&view=article&id=190&Itemid=

278

MV. Rodríguez Izaguirre, L. A. (2011). La Paramfistomiasis y su tratamiento. lima:

Universidad Nacional Mayor de San Marcos.

Negrete Karen, P. (. (12 de Diciembre de 2011). Parasitología Veterinaria, Técnicas de

diagnóstico coprológico. Obtenido de Bacteriología-Blogspot:

http://karenpaterninanegrete.blogspot.com/2011/12/parasitologia-veterinaria-tecnicas-

de.html

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