Guía Pedagógica y de Evaluación del Módulo: Análisis ... Académico de Calidad para la Competitividad ANBI-01 26/80 Guía Pedagógica y de Evaluación del Módulo: Análisis bioquímicos

Modelo Académico de Calidad para la Competitividad ANBI-01 25/80

Guía Pedagógica y de Evaluación del Módulo:

Análisis bioquímicos

6. Prácticas/Ejercicios /Problemas/Actividades

Unidad de Aprendizaje: Análisis de las biomoléculas y el agua en los procesos bioquímicos Número: 1

Práctica: Identifica biomoléculas y bioelementos en una muestra orgánica Número: 1

Propósito de la práctica: Identificará la presencia de biomoléculas y bioelementos en una muestra orgánica para conocer su comportamiento en los procesos bioquímicos.

Escenario: Laboratorio. Duración 3 horas

Materiales, Herramientas, Instrumental, Maquinaria y Equipo

Desempeños

3 vasos de precipitado

3 matraces o probetas de vidrio

3 placas petri

3 embudos con papel de filtro

3 Gradillas

12 tubos de ensayo

3 pinzas para calentar tubos

3 mecheros

1 balanza analítica

Estufa a temperatura de 1050C

Ácido acético

Ácido nítrico

Solución molibdato amónico al 1%

Solución de nitrato de plata al 1%.

Solución de oxalato amonio al 1%

Aplica las medidas de seguridad e higiene en el desarrollo de la práctica.

Prepara el equipo y los materiales en las mesas de trabajo.

Forma equipos para realizar la práctica.

Procedimiento:

Reconocimiento de sales minerales Preparación de la muestra

Obtiene el suero de leche para determinar la presencia de sales

Coloca en un vaso de precipitado unos 250 ml. de leche.

Añade unas gotas de ácido acético y espera unos minutos.

Filtra con papel al producirse el "cuajado", para obtener el suero.

Recoge el filtrado en un matraz o probeta.

Realiza las reacciones de reconocimiento

Prepara una gradilla con tres tubos de ensayo.

Coloca 3ml de suero de leche en cada tubo de ensayo.

Numera los tubos del 1, 2 y 3.

Añade 1ml de solución de nitrato de plata al tubo de ensayo número 1.




250 ml de leche fresca

20g de pechuga de pollo fresco

20g de filete de pescado fresco

Añade al tubo de ensayo número 2, 2ml de solución de molibdato amónico al 1%, tratado con ácido nítrico concentrado en cantidad suficiente para que el ácido molíbdico que se forma sé redisuelva. Calienta este tubo a baño María.

Añade al tubo de ensayo número 3 unas 10 gotas de solución de oxalato amónico al 1%.

Notas para la interpretación de resultados obtenidos en cada una de las reacciones de los tubos de ensayo.

La reacción en el tubo de ensayo número 1 nos sirve para identificar los cloruros. La explicación es la siguiente: los cloruros en contacto con una solución de nitrato de plata forman cloruro de plata, que da lugar a un precipitado blanco de aspecto lechoso.

La reacción en el tubo de ensayo número 2 nos va a permitir identificar la presencia de fosfatos. La explicación es la siguiente: los fosfatos en presencia de molibdato amónico, forman un precipitado amarillo de fosfomolibdato amónico.

La reacción en el tubo de ensayo número 3 nos sirve para identificar el calcio. Esto es debido a que el calcio, al reaccionar con el oxalato amónico forma un precipitado blanco cristalino de oxalato amónico.

Podemos ver el resultado en los tres tubos de ensayo.

Determinación del contenido de agua Nota: El contenido de agua se obtendrá por diferencia, entre el peso de la muestra hidratada y el peso de la muestra seca, al haber perdido el agua por evaporación. Procedimiento:

Pesa una muestra pequeña de materia orgánica (10g) en una placa petri previamente tarada.




Coloca la muestra a deshidratar en una estufa a temperatura de 105°C por 2 horas.

Controla el peso hasta que se mantenga constante.

Relaciona la diferencia de peso con respecto al peso inicial (peso húmedo) expresarlo en porcentaje y explicar los resultados

Reconocimiento de C, H, O y N Nota: Toda materia orgánica presenta los elementos C, H, O y N en su composición, los cuales se ponen de manifiesto al calentar materia orgánica hasta combustión completa. El agua (H y O) se presenta al principio como gotas de agua evaporadas de la muestra, el nitrógeno (N) como vapores blanquecinos con olor característico y el carbono (C), como residuo. Procedimiento:

En un tubo de ensayo limpio y seco colocar 5g de pollo o pescado finamente picado.

Llevar al calor (mechero)

A medida que se va calentando, observar la formación de gotas pequeñas de agua (H y O), en las paredes del tubo. El desprendimiento de vapores blanquecinos con olor a cuerno quemado indican el nitrógeno (N), y el residuo quemado en el fondo del tubo, la presencia de carbono (C).

Elabora un reporte de la práctica que incluya: datos de presentación de la práctica,

fundamento teórico, diagramas, observaciones y conclusiones.

Precaución, sustancia tóxica

Uso obligatorio de guantes de seguridad

Uso obligatorio de protección ocular

Separa los residuos recuperables y dispone de los desechos biológicos

contaminados y materiales utilizados peligrosos para el medio

ambiente.





Práctica: Determina el color en una muestra de agua. Número: 2

Propósito de la práctica: Determinará el color de una muestra de agua mediante una escala calorimétrica por comparación visual para cuantificar materia orgánica y presencia de sales.



Desempeños

Probeta de 100 ml

Tubos Nessler de 50 o 100 ml

Vaso de precipitado 500 ml

Gradilla para tubos Nessler

Pipeta volumétrica 10 ml

Matraz volumétrico 1000 ml

Hexacloroplatinato de Potasio

Cloruro de cobalto

HCL Concentrado




Procedimiento

Pesa 1.245g Hexacloroplatinato de Potasio K2 PtCl6

Agrega 1g de cloruro de cobalto CoCl2 6 H2 O y disolver en 200 ml de agua destilada

Agrega 100 ml de HCl concentrado.

Afora a 1000 ml con agua destilada ( esta solución preparada contiene 500ppm de Pt

equivalente a 500 unidades de color)

Realiza los cálculos correspondientes:

Cálculos: ppm de la dilución = Vsst * 500 / VT

Donde:

Vsst = ml de solución estándar

VT = volumen Total

Ppm de la solución estándar = 500 u

A partir de esta solución se efectúan diluciones para lograr una amplia gama de

soluciones de concentraciones conocidas.




Tabla 1.

Tubo No. ml sol std ml agua ppm

1 1 99 5

2 2 98 10

3 3 97 15

4 4 96 20

5 5 95 25

6 6 94 30

7 7 93 35

8 8 92 40

Coloca cada dilución utilizando tubos Nessler del mismo volumen

Agita la muestra y coloca un volumen igual a los de la escala de un tubo Nessler

Compara el tubo de la muestra con la escala de diluciones observando correctamente,

encontrando así la concentración correspondiente

Reporta en ppm de color según la escala platino-cobalto.







contaminados y materiales utilizados peligrosos para el medio ambiente.





Práctica: Determina la acidez en una muestra de agua. Número: 3

Propósito de la práctica: Determinará la acidez en una muestra de agua por medio de técnicas analíticas de titulación para conocer sus propiedades de corrosión.



Desempeños

Agua destilada exenta de CO2 y PH no menor de 6.0

Pipeta volumétrica de 10 ml

Pipeta graduada de 10 ml

Vaso de precipitado de 200 ml

Bureta de 250 ml

Pinzas para bureta

Agitador

Matraz erlermeyer de 250 ml

Solución valorada de NaOH 0.02N

Solución indicadora de fenolftaleina

Solución de anaranjado de metilo

Solución de tiosulfato de sodio 0.1N




Procedimiento:

Agita perfectamente la muestra de agua a analizar.

Toma alícuotas de 50 o 100 ml o bien de 25 y diluir a 50

(Si la muestra ha sido tratada con cloro agregar una gota de tiosulfato de sodio)

Agrega 2 o 3 gotas del indicador anaranjado de metilo, si la muestra toma el color canela

característico del indicador a Ph ácido, neutralizar con solución de NaOH titulada, hasta vire

de color amarillo.

Cálculos: ppm de acidez como CaCO3 = VOH X NOH X 50 X 1000

V muestra

El resultado se reporta como acidez parcial, acidez libre o acidez al anaranjado de metilo en

términos de ppm de CaCO3









contaminados y materiales utilizados peligrosos para el medio

ambiente.




Unidad de Aprendizaje: Análisis de las características estructurales y funcionales de los aminoácidos, proteínas y enzimas en los procesos bioquímicos.

Número: 2

Práctica: Identifica los aminoácidos por cromatografía en papel. Número: 4

Propósito de la práctica: Identificará los aminoácidos de una muestra biológica por medio de cromatografía en papel para su cuantificación química.



Desempeños

Cámara cromatográfica

Capilares

Papel filtro (14 cm de ancho)

Peseta

Placas de porcelana

Guantes de plástico

Tijeras

Regla

Estufa

leucina, glicina, lisina y prolina (1mg/ml) (patrones)

solución n-butanol / ácido acético/ H2O en relación 3:1:1 (fase móvil).

Ninhidrina 0,2 % en etanol.

Muestras problema




Procedimiento:

Coloca con anticipación la fase móvil en la cámara cromatográfica y tápala, de modo que se

sature con los vapores de esta fase. (Figura 1).

Toma el papel de un borde (superior) ocupando guantes de goma para evitar contaminarlo con

aminoácidos o proteínas que se encuentren en las manos.

Corta el papel filtro como un rectángulo de 30 cm de alto y 14 cm de ancho. Marca con lápiz de

grafito una línea a lo ancho del papel a 1,5 cm del borde inferior. Marca puntos en esta línea

separados por una distancia de 1,5 a 2,0 cm entre sí.




Coloca con un capilar fino, diferente para cada muestra, las soluciones de los aminoácidos

patrones y las muestras problemas sobre la línea marcada. Identifica siempre con lápiz grafito

cada aplicación.

Engancha la tira de papel filtro en la parte superior de la cámara cromatográfica que se encuentra

saturada con los vapores de la fase móvil. Deja el borde inferior del papel sumergido 1,0 cm en

la fase móvil.

Deja que la fase móvil ascienda unos 15 cm aproximadamente, no permita que el líquido

sobrepase el borde superior y saque el papel de la cámara.

Deja secar a temperatura ambiente.

Revela la cromatografía rociando el papel con ninhidrina y seca el cromatograma en una estufa de

80 a 90ºC.

Nota: Los aminoácidos aparecen como manchas púrpuras y amarillas.

Marca el centro de las manchas de los aminoácidos, mida el avance de cada muestra del frente

del solvente a la altura de cada muestra.

Calcula la razón de migración de los solutos con respecto a la fase móvil (Rf)

Nota: Se calcula la razón de migración del soluto con respecto a la fase móvil (Rf ) que se

compara con la de los patrones.

tan

tan

móvilfaselaporrecorridaciadis

solutoelporrecorridaciadisR f

Elabora un reporte de la práctica que incluya: datos de presentación de la práctica, fundamento teórico,

diagramas, observaciones y conclusiones.

Uso obligatorio de guantes de seguridad Precaución, sustancia tóxica








Número: 2

Práctica: Identifica las proteínas en una muestra biológica Número: 5

Propósito de la práctica: Identificará la presencia de proteínas en una muestra biológica por medio de pruebas bioquímicas para su cuantificación química.



Desempeños

Tubos de ensayo

Gradilla

Mechero

Vasos de precipitados

Pipetas

Solución de HCl concentrado

Alcohol etílico

Solución de SO4Cu al 1%

NaOH al 20%

Clara de huevo o leche

Solución de albúmina al1-2%




Procedimiento:

Coagulación de las proteínas

Coloca en tres tubos de ensayo una pequeña cantidad de clara de huevo (puede diluirse en un

poco de agua para obtener una mezcla espesa) o 2-3ml de leche.

Calienta uno de los tubos al baño María, añadir a otro 2-3ml de HCl concentrado y al tercero 2 o

3ml de alcohol etílico.

Observa los resultados.

Nota: Las proteínas debido al gran tamaño de sus moléculas forman con el agua soluciones coloidales

que pueden precipitar formándose coágulos al ser calentadas a temperaturas superiores a 70ºC

o al ser tratadas con soluciones, salinas, ácidos, alcohol, etc. La coagulación de las proteínas es

un proceso irreversible y se debe a su desnaturalización por los agentes indicados que al actuar

sobre la proteína la desordenan por destrucción de sus estructuras secundaria y terciaria.

Reacciones coloreadas especificas(BIURET)

Coloca en un tubo de ensayo 3ml de solución de albúmina al 1-2%.

Añade 4-5 gotas de solución de SO4Cu al 1%.

Añade 3ml de solución de NaOH al 20%.




Agita para que se mezcle bien.

Observa los resultados.

Nota: Esta reacción la producen los péptidos y las proteínas, pero no los aminoácidos ya que se debe a

la presencia del enlace peptídico CO-NH que se destruye al liberarse los aminoácidos. El reactivo del

Biuret lleva sulfato de Cobre (II) y sosa, y el Cu, en un medio fuertemente alcalino, se coordina con los

enlaces peptídicos formando un complejo de color violeta (Biuret) cuya intensidad de color depende de

la concentración de proteínas.












Número: 2

Práctica: Cuantifica las proteínas por método espectrofotométrico.

Número: 6

Propósito de la práctica: Cuantificará las proteínas mediante técnicas espectroscópicas con el reactivo de Biuret para calcular la concentración de proteínas presentes en una muestra biológica.



Desempeños

Espectrofotómetro (visible)

Celdas para espectrofotómetro

Baño termostatizado

Termómetro.

Tubos de ensayo

Gradillas

Pipetas graduadas de 5 ml

Pipetas graduadas de 1 ml

Piseta.

Vaso precipitado de 250 ml

Vaso precipitado de 100 ml

Reactivo de Biuret:

Solución estándar de ovoalbúmina al 5% en NaCl 9%.

Reactivo de cobre alcalino (RCA).

Reactivo Folin (RF)

Ovoalbúmina

Albúmina de suero de bovino (BSA).




Procedimiento

De acuerdo a la tabla 1.1

Prepara una batería de tubos enumerados.

Agrega el volumen indicado de la solución de ovoalbúmina estándar o muestra problema con una

pipeta graduada de 1 ml.

Agrega el volumen indicado de agua con una pipeta graduada de 1 ml.

Agrega 4,0 ml del reactivo de Biuret con una pipeta graduada de 5 ml.

Tabla 1.1

TUBO

Ovoalbúmina

(mL)

H2O

(mL)

R. BIURET Abs Conc.

5% MP (mL) %

1 B 0,0 --- 1,0 4,0

2 S 1,0 --- 0,0 4,0




3 S 0,8 --- 0,2 4,0

4 S 0,6 --- 0,4 4,0

5 S 0,4 --- 0,6 4,0

6 S 0,2 --- 0,8 4,0

7 MP --- 1,0 MP1 0,0 4,0

8 MP --- 1,0 MP2 0,0 4,0

9 MP --- 1,0 MP3 0,0 4,0

Agita y espere 20 minutos a temperatura ambiente para la formación del complejo coloreado.

Mide la absorbancia de los tubos en un espectrofotómetro a 540 nm, previa calibración del equipo

con el blanco.

Calcula la concentración de la ovoalbúmina en los tubos (2S – 6S)

Completa la tabla con los valores de absorbancia y concentración

Construye una gráfica absorbancia Vs. concentración

Calcula las concentraciones de las muestras problemas en las celdas mediante la ecuación

sf

i

SMP

mpf

i

mpS

vv

CAvv

cA

Donde:

AS Absorbancia Del estándar

CMP Concentración de la muestra problema

Vi Volumen inicial de la solución estándar

Vf Volumen final de la solución

AMP Absorbancia de la muestra problema

CS Concentración del estándar















Número: 2

Práctica: Identifica enzimas en una muestra biológica Número: 7

Propósito de la práctica: Identificará la presencia de las enzimas en muestras biológicas por medio de ensayos enzimáticos para su cuantificación en determinados productos.



Desempeños

Tubos de ensayo

Gradilla

Pipeta volumétrica

Plancha de calentamiento

Termómetro

Solución de peroxido de hidrógeno

Solución de almidón al 2%

Tejidos vegetas ( papa, zanahoria, lechuga) o animales ( carne, pescado, etc)

Lugol

Muestra de saliva



Forma equipos para realizar de la práctica, cada equipo recibirá una solución problema previamente

preparada por el instructor.

Procedimiento

Precipita la solución problema.

Acción digestiva de la amilasa salivar.

– Prepara una solución patrón 2 ml. de una disolución de almidón al 2 % y unas gotas de disolución

de yodo (lugol). en un tubo, observar el resultado.

– Calienta suavemente el tubo hasta que la mezcla pierda el color.

– Enfría el tubo bajo el agua del grifo y esperar unos minutos, anotar lo sucedido.

– Coloca en un segundo tubo 2 ml. de la disolución de almidón y una cierta cantidad de saliva,

mezclar bien la saliva con la disolución y calentar muy suavemente durante unos segundos.

– Añade unas gotas de lugol.

– Anota los resultados y dar una explicación a lo ocurrido

Reconocimiento de la enzima catalasa en tejidos.

– Pone en varios tubos de ensayo previamente numerados distintos tejidos (más o menos el mismo

peso de cada tejido).

– Añade 5 ml. de agua oxigenada a cada tubo y anotar lo que sucede.




– Explica lo ocurrido y ordenar los tejidos según su actividad.

– Repite el proceso anterior, pero hierve antes los tejidos durante diez minutos. Explicar los

resultados obtenidos.

Actividad catalítica de la catalasa.

– Coloca en un tubo de ensayo un trozo de hígado (o 1 ml. de extracto de hígado) y 10 ml. de agua

oxigenada.

– Cierra el tubo con un tapón, que se deja algo flojo para el escape de los gases producidos en la

reacción, en cuyo centro exista un orificio por el cual se pueda introducir un termómetro. Así,

hemos hecho un calorímetro.

– Anota la temperatura ambiente, que se toma como temperatura inicial de la reacción, y después

se va anotando las variaciones de temperatura que se producen en el interior del calorímetro cada

treinta segundos durante un período de cinco minutos.

– Elabora la gráfica de la reacción y explicar los resultados.












Número: 3

Práctica: Identifica carbohidratos en una muestra biológica Número: 8

Propósito de la práctica: Identificará los carbohidratos presentes en una muestra biológica mediante reacciones de reactivos indicadores para la clasificación de sus propiedades reductoras.



Desempeños

Tubos de ensayo

Gradilla

Pinzas

Mechero

Pipetas

Solución de Lugol

Solución de Fehling A y B

Solución alcalina (sosa, potasa, bicarbonato, etc.)

HCl diluido

Soluciones al 5% de glucosa, maltosa, lactosa, fructosa, sacarosa y almidón



Forma equipos para la realización de la práctica.

Procedimiento

Estudio de azúcares reductores

Agrega en los tubos de ensayo 3ml de la solución de glucosa, maltosa, lactosa fructosa o

sacarosa (según indique el profesor).

Añade 1ml de solución de Fehling A (contiene CuSO4) y 1ml de Fehling B (lleva NaOH para

alcalinizar el medio y permitir la reacción)

Calienta los tubos a la llama del mechero hasta que hiervan. (La reacción será positiva si la

muestra se vuelve de color rojo y será negativa si queda azul o cambia a un tono azul-verdoso).

Observa y anota los resultados de los diferentes grupos de prácticas con las distintas muestras

de glúcidos.

Hidrólisis de la sacarosa

Toma 3ml de solución de sacarosa y añadir 10 gotas de HCl diluido.

Calienta a la llama del mechero durante unos 5 minutos y deja enfriar.

Neutraliza añadiendo 3ml de solución alcalina.

Realiza la prueba de Fehling como se indica en el experimento 1.

Observa y anota los resultados.




Investigación de Polisacáridos (Almidón).

Coloca en un tubo de ensayo 3ml de la solución de almidón.

Añade 3 gotas de la solución de lugol.


Calienta suavemente, sin que llegue a hervir, hasta que pierda el color.

Enfría el tubo de ensayo al grifo y observar cómo, a los 2-3 minutos, reaparece el color azul.












Unidad de Aprendizaje: Análisis de las características estructurales y funcionales de los carbohidratos, lípidos y ácidos nucleicos en los procesos bioquímicos.

Número: 3

Práctica: Identifica lípidos en una muestra biológica. Número: 9

Propósito de la práctica: Identificará los lípidos presentes en una muestra biológica mediante la reacción con reactivo de Sudam para conocer sus propiedades bioquímicas.



Desempeños

Tubos de ensayo

Gradilla

Varillas de vidrio

Mechero

Vasos de precipitados

Pipetas

Solución de NaOH al 20%

Solución de Sudán III

Tinta china roja

Eter, cloroformo o acetona

Aceite de oliva




Procedimiento:

Saponificación

Coloca en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%

Agita enérgicamente y coloca el tubo al baño María de 20 a 30 minutos, (pasado este tiempo,

se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que contiene la solución de sosa

sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia semisólida que es el jabón formado y

una superior lipídica de aceite inalterado.

Registra los datos obtenidos.

Tinción

Dispone en una gradilla 2 tubos de ensayo colocando en ambos 2ml de aceite.

Añade a uno de los tubos 4-5 gotas de solución alcohólica de Sudán III, y al otro tubo añadir 4-

5 gotas de tinta roja.

Agita ambos tubos y dejar reposar.

Observa los resultados: en el tubo con Sudán III todo el aceite tiene que aparecer teñido,

mientras que en el tubo con tinta, ésta se irá al fondo y el aceite no estará teñido.





Solubilidad

Pone 2ml de aceite en dos tubos de ensayo.

Añade a uno de ellos 2ml de agua y al otro 2ml de éter u otro disolvente orgánico,

Agita fuertemente ambos tubos y dejar reposar.

Observa los resultados: Se verá cómo el aceite se ha disuelto en el éter y, en cambio no lo

hace en el agua y el aceite subirá debido a su menor densidad.

Registra los datos obtenidos

Prueba de emulsión

Pone 2 ml. de aceite en un tubo,

Añade 10 ml. de agua,

Agita fuertemente, esperar unos minutos y anotar lo sucedido.

Añade después 1 ml. de una solución concentrada de jabón líquido, volver a agitar, esperar

unos minutos y anotar lo sucedido












Unidad de Aprendizaje: Análisis de las características estructurales y funcionales de los carbohidratos, lípidos y ácidos nucleicos en los procesos bioquímicos.

Número: 3

Práctica: Realiza la extracción de ADN en una muestra biológica. Número: 10

Propósito de la práctica: Extraerá el ADN de una muestra biológica por medio de disolución y separación para identificar su presencia en materiales de acuerdo a sus propiedades.



Desempeños

Muestra vegetal

Agua (destilada o mineral)

Sal de mesa

Bicarbonato sódico

Detergente líquido o champú

Alcohol isoamílico a 0ºC

Batidora

Nevera

Colador o centrífuga

Vaso

Tubo de ensayo

Varilla fina




Procedimiento

Prepara el tampón con los siguientes ingredientes y mantiene en la nevera o en un baño de hielo

triturado.

120 ml de agua, si es posible destilada y si no mineral. No usar agua del grifo.

1,5 g de sal de mesa, preferiblemente pura.

5g de bicarbonato sódico.

5ml de detergente líquido o champú.

Elige la muestra que va a proporcionar el ADN entre los vegetales que pueda haber en la cocina

(cebolla, ajo, tomates, etc.) y cortarla en cuadraditos.

Tritura la muestra con un poco de agua en la batidora accionando las cuchillas a impulsos de 10

segundos. Así se romperán muchas células y otras quedarán expuestas a la acción del detergente.

Mezcla en un recipiente limpio 5 ml del triturado celular con 10 ml del tampón frío y agitar

vigorosamente durante al menos 2 minutos.




Separa después los restos vegetales más grandes del caldo molecular haciéndolo pasar por un colador

lo más fino posible. Lo ideal es centrifugar a baja velocidad 5 minutos y después pipetear el

sobrenadante.

Retira 5 ml del caldo molecular a un tubo de ensayo y añadir con pipeta 10 ml de alcohol isoamílico

enfriado a 0ºC. Se debe dejar escurrir lentamente el alcohol por la cara interna del recipiente, teniendo

éste inclinado. El alcohol quedará flotando sobre el tampón. Se introduce la punta de una varilla

estrecha hasta justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampón.

Remueve la varilla hacia delante y hacia atrás y poco a poco se irán enrollando los fragmentos de

mayor tamaño de ADN. Pasado un minuto retirar la varilla atravesando la capa de alcohol con lo cual el

ADN quedará adherido a su extremo con el aspecto de un copo de algodón mojado.

Nota: El producto filamentoso obtenido de la extracción no es ADN puro ya que, entremezclado con él,

hay fragmentos de ARN. Una extracción "profesional" se realiza añadiendo enzimas que fragmentan

las moléculas de ARN e impiden que se unan al ADN.








Documents

Guía Pedagógica y de Evaluación del Módulo: Análisis ... Académico de Calidad para la Competitividad ANBI-01 26/80 Guía Pedagógica y de Evaluación del Módulo: Análisis bioquímicos