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La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio”, se desarrollara en dos fases. La primera se llevara a cabo en el laboratorio de biotecnología de la Carrera de Ingeniería Agronómica, de la Unidad Académica Campesina “Carmen pampa”, lugar donde se realizara la proliferación del micelio primario (medio de soporte PDA) y secundario (granos de trigo) de la cepa del hongo Pleurotus ostreatus, mediante una serie de inoculaciones.
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UNIVERSIDAD CATÓLICA BOLIVIANA SAN PABLO
UNIDAD ACADÉMICA CAMPESINA CARMEN PAMPA
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
PERFIL TESIS DE GRADO
EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO Pleurotus ostreatus SOBRE
CINCO TIPOS DE SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA,
TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO);
ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y
CARBONATO DE CALCIO EN LA PROVINCIA NOR YUNGAS, MUNICIPIO DE
COROICO, COMUNIDAD DE CARMEN PAMPA, EN PREDIOS DE LA UAC-CP.
PRESENTADO POR:
LUIS PAUCARA FERNÁNDEZ
CARMEN PAMPA LA PAZ – BOLIVIA
2014
2
EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO
Pleurotus ostreatus SOBRE CINCO TIPOS DE
SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE
CEBADA, TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y
PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE
CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO PROVINCIA NOR YUNGAS, MUNICIPIO
DE COROICO, COMUNIDAD DE CARMEN PAMPA, EN PREDIOS DE LA UAC-
CP..
PERFIL DE TESIS DE GRADO PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
LICENCIADO EN INGENIERÍA AGRONÓMICA
PRESENTADO POR:
-----------------------------------------------
UNIV. LUIS PAUCARA FERNÁNDEZ
----------------------------------
ING. DESIDERIO FLORES SALGADO
DOCENTE TUTOR
----------------------------------
ING. JOSÉ LUIS BELTRÁN
DOCENTE DE LA MATERIA
Carmen Pampa…………………
3
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 5 1. Generalidades ..................................................................................................................5 2. Planteamiento del problema .........................................................................................5 3. Justificación .....................................................................................................................7 4. Objetivos ..........................................................................................................................8
4.1. Objetivo general ..............................................................................................................8 4.2. Objetivos específicos .......................................................................................................8
5. Hipótesis alterna .............................................................................................................8 II. MARCO TEÓRICO ........................................................................................... 10 1. Generalidades ................................................................................................................ 10 2. Clasificación taxonómica del hongo Pleurotus ostreatus........................................... 11 3. Características fisiológicas de Pleurotus ostreatus. .................................................... 11 4. Características morfológicas de Pleurotus ostreatus. ................................................ 12
Gráfico 1. 12 Gráfico 2 13
5. El ciclo reproductivo del hongo Pleurotus ostreatus .................................................. 13 Gráfico 3. 14
6. Propiedades nutricionales del Pleurotus spp. .............................................................. 14 Tabla Nº1. ................................................................................................................................. 15 Carbohidratos ........................................................................................................................... 15 7. Propiedades medicinales.............................................................................................. 16 8. Alimentación de ganado .............................................................................................. 17 10. Degradación de productos ........................................................................................... 18 11. Potencial para usar los sustratos agrícolas ................................................................ 18 12. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus spp. ............................................... 19
12.1. Generalidades del sustrato .......................................................................................... 19 12.2. Nutrientes del sustrato .................................................................................................. 19
13. Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio ....................... 21 Tabla Nº2. ................................................................................................................................. 21 Tabla Nº 3. ................................................................................................................................ 21 Tabla Nº4. ................................................................................................................................. 22 Tabla Nº 5. ................................................................................................................................ 22 14. Etapas del cultivo ......................................................................................................... 22
14.1. Preparacion de la Semilla ............................................................................................. 22 14.2. Preparación del sustrato ..................................................................................... 23 15. Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp. ............ 28 16. Contaminantes, plagas y enfermedades ..................................................................... 31
16.1. Contaminantes .............................................................................................................. 31 16.2. Plagas ............................................................................................................................. 31 16.3. Enfermedades ................................................................................................................ 32
I. MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................... 33 1. Ubicación y descripción de la zona de estudio ............................................................ 33 2. Recursos ......................................................................................................................... 33
2.1. Aspectos climáticos ....................................................................................................... 33 2.2. Fisiografía ...................................................................................................................... 34 2.3. Vegetación ..................................................................................................................... 34 2.4. Descripción edáfica ....................................................................................................... 34
3. Materiales, equipos y insumos ..................................................................................... 35 4. MÉTODO ............................................................................................................ 36
4
4.1. DISEÑO EXPERIMENTAL ....................................................................................... 36 4.2. TRATAMIENTOS .............................................................................................. 36
4.3. REPETICIONES ................................................................................................ 36
4.4. UNIDAD EXPERIMENTAL ............................................................................ 36
4.5. ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA) ............................. 36
4.6. PRUEBA DE SIGNIFICANCIA ...................................................................... 37
4.7. VARIABLES EVALUADAS ............................................................................ 37
CUADRO Nº1 VARIABLES QUE SE EVALUARAN E INDICADORES ........ 37 4.8. MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES ......................................... 38 a) Materia seca (%) ................................................................................................ 39
b) Grasa (%) ............................................................................................................ 39
c) Proteína (%)........................................................................................................ 39
d) Fibra bruta (%) .................................................................................................. 39
e) Energía (kcal)...................................................................................................... 39
5. MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO .......................................... 39
5.1. PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA ............................................... 39
b) ESTERILIZACIÓN ............................................................................................ 40
c) INOCULACIÓN ................................................................................................. 40
d) INCUBACIÓN .................................................................................................... 40
5.2. PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA ......................................... 40
b) ESTERILIZACIÓN ............................................................................................ 41
c) INOCULACIÓN ................................................................................................. 41
d) INCUBACIÓN .................................................................................................... 41
e) CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA ................................ 41 5.3. FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus. .......................................... 42 ÁREA DE EVALUACIÓN .......................................................................................... 42
DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN ................................................................. 42
PREPARACIÓN DEL SUSTRATO ........................................................................... 42
PASTEURIZACIÓN ..................................................................................................... 42
INOCULACIÓN (SIEMBRA) .................................................................................... 43
INCUBACIÓN ............................................................................................................... 43
INDUCCIÓN .................................................................................................................. 43
COSECHA ..................................................................................................................... 44
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................... 45
5
I. INTRODUCCIÓN
1. Generalidades
La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción
del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo,
tamo de cebada, tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos
con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio”, se desarrollara en
dos fases. La primera se llevara a cabo en el laboratorio de biotecnología de la
Carrera de Ingeniería Agronómica, de la Unidad Académica Campesina
“Carmen pampa”, lugar donde se realizara la proliferación del micelio primario
(medio de soporte PDA) y secundario (granos de trigo) de la cepa del hongo
Pleurotus ostreatus, mediante una serie de inoculaciones.
La segunda fase se la ejecutara en los terrenos del Campus Leahy, en una
habitación con condiciones ambientales controladas. Para su desarrollo se
utilizara el diseño completamente al azar (DCA), conformado con cinco
tratamientos y cuatro repeticiones. Los sustratos que se utilizaran son tamo
de avena, tamo de cebada, paja de páramo, tamo de trigo y tamo de vicia;
los cuales fueron enriquecidos al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y
carbonato de calcio. El total de unidades experimentales de esta investigación
son de 20; cada unidad experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x
42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo.
2. Planteamiento del problema
Actualmente los diferentes países del mundo como producto del cambio
climático, están sufriendo pérdidas en sus cosechas y Bolivia no es la
excepción. Ello ha generado una disminución en la disponibilidad de alimento
suficiente para la población. En el cual se menciona según el último informe
de la Organización de Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación
(FAO), el número de hambrientos crónicos en el año 2009 fue de 1020
millones. Esta cifra hace notar que necesitamos producir más alimento. Motivo
6
por lo cual muchos años atrás ya se ha comenzado a producir diversos
alimentos. Dentro de los cuales se menciona al cultivo de hongos comestibles,
que tienen su inicio en Latinoamérica a finales de los años treinta, pero con un
crecimiento demasiado lento.
El desarrollo del cultivo de los hongos comestibles hasta este siglo XXI se ve
limitado por diversos factores, dentro de los cuales cabe mencionar lo
siguiente; el hermetismo total de los productores al no facilitarnos
información técnica confiable de la propia zona para poder comparar o
adquirir tecnología adaptada a nuestro ecosistema, razón por la cual se ha
limitado a ejercer ciertas empresas de manera unilateral generando poca
producción y consumo de hongos “tipo ostra”, haciendo del cultivo de hongo
un misterio. Además de ello cabe mencionar que otra de las limitantes para
la producción del hongo Pleurotus spp. es por la disponibilidad de la semilla
de muy dudosa calidad y como consecuencia se tiene un producto de calidad
y cantidad inconstante.
Otra realidad que se vive en el campo, es respecto a la decisión que toma el
agricultor con los residuos de sus cosechas, donde se menciona que en
Bolivia no se ha valorado la potencialidad ecológica y económica de muchos
subproductos agrícolas, que en la mayoría de los casos son quemados o
arrojados a los basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo y
contribuyen de esta manera a la degradación del ecosistema. Donde el
campesino no considera los efectos secundarios que conlleva esta actividad
y además no conoce otra alternativa para aprovechar sus residuos.
Tomando en cuenta que la población necesita otra fuente de alimento y sobre
todo aprovechar mejor sus residuos de las cosechas, la pregunta que ayuda a
identificar el problema es: ¿ QUÉ SUSTRATO ES EL INDICADO PARA
PRODUCIR HONGOS DEL GÉNERO Pleurotus ostreatus ADAPTADOS
A NUESTRO MEDIO DE TAL MANERA QUE SE APROVECHE LOS
SUBPRODUCTOS AGRÍCOLAS?
7
3. Justificación
Ante el problema planteado surge la necesidad de buscar otra fuente
alimenticia como alternativa para la población. Frente a esta realidad se
pretende producir hongos comestibles del género Pleurotus por su fácil y
masiva propagación en sustratos naturales.
Estudios realizados afirman sobre los beneficios que conlleva cultivar hongos
del género Pleurotus, dentro de los cuales mencionan que son potentes
agentes biológicos que convierten los subproductos orgánicos no comestibles
en alimentos humanos de buena palatabilidad. Su eficiencia de conversión de
proteína por unidad de área y por unidad de tiempo, es muy superior a las
fuentes de proteína animal. Otro de los aspectos que motiva al cultivo de
hongos, es por las condiciones que posee nuestro país, respecto a otros países
Europeos y Norteamericanos, como al poseer abundante materia prima para
la elaboración de sustrato de este cultivo y su disponibilidad durante todo el
año.
Además cabe mencionar que una de las metas planteadas por los
mandatarios mundiales, es aumentar en un 70% la producción agrícola para
el año 2050, con el fin de alimentar a una población mundial que superará
los 9000 millones de personas y combatiendo además el cambio climático.
Es por ello que surge la necesidad de crear nuevas fuentes de alimento, pero
sin alterar nuestro ecosistema. Por tal motivo estamos en la obligación de
investigar y aplicar alternativas ecológicas para producir alimentos a la
población.
Bajo estas condiciones la producción de hongos está dirigida a una
alimentación sana, barata y disponible durante todo el año. Conjuntamente
ello se ve argumentada por un estudio realizado en Argentina con el tema:
Pleurotus ostreatus, una opción en el menú, donde recomiendan, su inclusión
8
tanto en la dieta diaria de personas sin riesgos, como en dietas balanceadas
y bajas en calorías.
En la actualidad existen pocos estudios de la producción de hongos
comestibles, por tal razón implementar este tipo de alternativa cambiará el
rumbo de la agricultura tradicional, al aumentar los ingresos al productor.
4. Objetivos
4.1. Objetivo general
Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos
de sustrato: tamo de avena, tamo de cebada, tamo de trigo, tamo de
vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y
carbonato de calcio.
4.2. Objetivos específicos
Preparar el ambiente adecuado e inocular la cepa del hongo Pleurotus
ostreatus sobre los cinco tipos de sustratos; tamo de trigo, tamo de
cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos
con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
Comparar el rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus
sobre los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo
de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza,
afrecho de cebada y carbonato de calcio.
Determinar el valor nutritivo del hongo (Materia seca, grasa, proteína,
fibra y energía).
Dar a conocer los resultados preliminares de la investigación a través
de un día de campo.
5. Hipótesis alterna
Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena,
9
tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos al 20 % con tuza molida,
afrecho de cebada y carbonato de calcio, influyen directamente en el
incremento del rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus.
10
II. MARCO TEÓRICO
1. Generalidades
Los hongos se distribuyen ampliamente por todo el mundo, existen aproximadamente
10,000 especies de las cuales solo el 10% son comestibles, Pleurotus es una de
ellas. Dentro de este género se distingue la especie P. ostreatus de origen húngaro,
también llamada Orellana, gírgola, seta de ostra, seta de chopo, entre otros. López, E.
(2002).
El primer reporte de producción de Gírgolas fue realizado en Alemania en 1917 y
producido en tocones y troncos; a mediados de los años 50 se dio inicio a
investigaciones para la producción en sustrato artificial. Rodríguez, G. (2007).
Gaitán, R., et al. (2006), en cambio mencionan que en México muchas especies de
hongos han sido reportadas como comestibles y algunas de ellas se consumen
desde tiempos prehispánicos, conocidos entre los aztecas como NANACATL,
vocablo que significa «carne». Por su parte México es pionero en el cultivo de setas
en América Latina ya que dicha actividad inició en los años 70, desde entonces el
interés por su propagación y consumo ha ido en aumento.
Según López, E. (2002), manifiesta que Pleurotus ostreatus se encuentra en la lista
de 37 especies de hongos descritas, utilizadas en la medicina tradicional de
Mesoamérica y México. Existen reportes antiguos como el de la Pharmacopeia
Sinica, donde se reporta a los Pleurotus como hongos cuyas propiedades pueden
utilizarse para disipar los enfriamientos, relajar los tendones y las venas, su parte útil
son los cuerpos fructíferos, los cuales tienen un sabor dulzón y suave textura (Liu y
Yun-Sun, 1980:13).
En los comienzos de la década del '80, el champiñón representaba más del 70% de la
oferta mundial. Solamente el 2,8% de dicha producción correspondía a Pleurotus
ostreatus (gírgola) y el 14,3% a Shiitake. En tanto, las proyecciones actuales sitúan
a la producción de gírgolas en segundo lugar, representando el 20% de la producción
mundial de hongos comestibles. Rodríguez, G. (2007).
11
En Ecuador existe una producción de Pleurotus ostreatus, por parte de los Pequeños
Productores del Sumaco, quienes trabajan desde el 2007 en la producción de hongos
“tipo ostra” en pequeñas instalaciones ubicadas en sus fincas en la Zona de
amortiguamiento de la reserva de biosfera de Sumaco y Cayambe–Coca
(14).
2. Clasificación taxonómica del hongo Pleurotus ostreatus.
Reino: Fungi
Filo: Basidiomycota
Clase: Homobasidiomycetes
Orden: Agaricales Familia: Pleurotaceae Género: Pleurotus Especie: P. ostreatus
Nombre binomial: Pleurotus ostreatus Champ. Jura. Vosg. 1: 112, 1872
Fuente: http://www.bedri.es/Libreta_de_apuntes/P/PL/Pleurotus_ostreatus.htm
Pleurotus, término que deriva del griego pleurá o pleurón (costado o lado) y del latín
otus (oreja). Gaitán, R., et al. (2006).
3. Características fisiológicas de Pleurotus ostreatus.
Pleurotus ostreatus es un hongo degradador de materia orgánica que se alimenta
principalmente de lignina y celulosa. La lignina y celulosa son azúcares que se
encuentran disponibles en la materia muerta, por ejemplo la paja, rastrojo de maíz,
caña, trigo, cebada, etc.
En cambio Rodríguez, G. (2007), menciona que el micelio debe tener a su
disposición la fuente de carbono que constituye la base nutricional. Todos los hongos
necesitan este tipo de fuente dado que están desprovistos de clorofila, y no pueden
realizar la fotosíntesis. Por ese motivo pueden vivir y prosperar sobre materia orgánica
muerta.
12
4. Características morfológicas de Pleurotus ostreatus.
El Cuerpo de las setas se constituye principalmente de: Sombrero (Pileo), Pie
reducido (Estípite) y Laminas (Himenio).
Sombrero: Tiene forma de paraguas, más o menos circular, su desarrollo se da en
forma de una ostra u oreja, (Gráfico 1). Gaitán, R., et al. (2006).
Por otro lado Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), indican que el sombrerillo
de esta seta (cuerpo fructífero), es redondeado, con la superficie lisa abombada y
convexa. Su tamaño depende de la edad, y oscila entre 5 y 15 cm de diámetro,
aunque pueden encontrarse ejemplares mucho más grandes. El color es muy variable,
crema, blanco grisáceo, pardo, etc. La carne blanca es de olor fuerte, tierno al
principio y después correoso.
Gráfico 1.
Fuente:
http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130
&chapter=12
Láminas: Están dispuestas radialmente como las varillas de un paraguas, que van
desde el pie o tallo que lo sostiene, hasta el borde. Son anchas, espaciadas unas de
otras, blancas o crema, a veces bifurcadas, y en ellas se producen las esporas
13
destinadas a la reproducción de la especie.
Pie: Es firme, blanco, algo peludo en la base. García, M. (1986). Muy corto, algo
lateral u oblicuo, ligeramente duro, con el principio de las laminillas en la parte de
arriba. López, E. (2002).
Esporada: Pálida, con ligero tono gris rosado. García, M. (1986).
Esporas (Gráfico 2): Son blancas a cremosas, cilíndricas de 8-11 x 3-4/µm., hialinas
y lisas.
Gráfico 2
Esporas de Pleurotus ostreatus (Jacq.) Quél.
5. El ciclo reproductivo del hongo Pleurotus ostreatus
El ciclo reproductivo del hongo (setas) es de 7 a 8 semanas. Inicia cuando el
hongo maduro suelta sus esporas, las cuales son las células que van a dar origen
al micelio, (o semilla) éste a su vez va a dar origen a la seta (Gráfico 3). El ciclo
concluye cuando el hongo seta maduro termina de soltar las esporas e inicia a
degradarse y muere.
14
Gráfico 3.
Fuente:
http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapt
er=12
6. Propiedades nutricionales del Pleurotus spp.
El valor nutritivo de Pleurotus spp. ha sido reconocido desde hace mucho tiempo
(Tabla Nº1).
Proteínas
Sus proteínas, las cuales contienen todos los ácidos aminados (alanina, el ácido
glutámico y la glutamina), son de valor nutritivo más alto que las proteínas de
plantas, con una calidad muy cercana a la proteína animal. Lelley, J. Citado por
Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
15
Tabla Nº1.
Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus.
Fuente: Romero y colaboradores, 2000.
Carbohidratos
En particular el Pleurotus ostreatus tiene un contenido elevado de carbohidratos de
57% y 14% de fibra cruda, de los cuales el 47% es fibra dietética. Dentro de los
carbohidratos que contienen dichos hongos, se encuentran pentosas, hexosas,
sacarosa, azúcares-ácidos, metil- pentosas y aminoazúcares como la quitina. Breene,
1990; Burns et al, 1994.
Minerales
Los hongos absorben todos los minerales que contiene el sustrato donde son
cultivados, por lo general contienen buena cantidad de fósforo, potasio y calcio en
menor cantidad. En el caso de Pleurotus, se han encontrado, además buenas
cantidades de zinc, cobre, magnesio, hierro y manganeso. (Breene, 1990). También
se ha demostrado que la ingesta de setas, permite una mejor absorción de minerales
a nivel intestinal, esto debido a la presencia de métaloproteínas. Hobbs C, 1996.
16
Vitaminas
Los contenidos de ácido ascórbico (vitamina C) son muy altos, hasta de 90 a
144mg/100g. del peso seco por lo que pueden ser una muy buena fuente de
antioxidantes y agentes reductores para el uso de medicamentos y complementos
nutricionales, estos pueden ser utilizados en el tratamiento del escorbuto, la diabetes,
hipoglucemia, cáncer, etc. (Kang et al, 1998).
7. Propiedades medicinales
Al hongo P. ostreatus se le considera como probiótico, esto significa que ayuda al
organismo a combatir las enfermedades, restaurando el bienestar y el equilibrio
natural, haciendo que nuestro sistema inmune funcione correctamente para eliminar
a los agentes externos que pudieran desequilibrar nuestra salud. López, E. (2002).
Según Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), el bajo contenido de grasa y
sodio, unido al alto contenido de potasio (Tabla 1), hacen que este hongo además
de su buen sabor y valor nutritivo, tenga también importancia para padecimientos
cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para combatir la obesidad.
Se ha demostrado que el consumo de basidiocarpos de P. ostreatus, que contiene
varios tipos de estatinas, previene el incremento de colesterol. Bobek y otros autores
Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Estudios recientes en Europa y Asia
muestran que el Pleurotus ostreatus naturalmente produce una forma de
Lovastatina: una medicina aprobada por el FDA de los Estados Unidos en 1987,
para tratar exceso de colesterol en la sangre. Esto mejora el funcionamiento del
sistema cardiovascular general, produciendo una forma segura y no tóxica de
Lovastatina, un reductor de colesterol potente. En experimentos que se realizaron
con ratas en laboratorio, a las que se suministró setas deshidratadas en un 2%, con
una dieta rica en grasa, durante 6 meses, se demostró que lograron bajar los niveles
de colesterol y triglicéridos en un 65-80%.
Efectos antitumorales: P. ostreatus contiene polisacáridos que son capaces de
reducir o retardar el crecimiento de células cancerosas. López, E. (2002).
17
Seguramente el mecanismo consiste en que estos polisacáridos actúan como
potenciadores de las células de defensa que posteriormente destruyen las células
cancerosas sin ocasionar efectos colaterales al enfermo. Miles y Shu-Ting, 1997.
Efecto hepatoprotector, en otros experimentos las ratas fueron sometidas a una dieta
con alcohol etílico (ratas borrachas), y el resultado de los estudios demostró en las
ratas que consumieron Pleurotus (setas) lograron una protección de la estructura
hepática de hasta el 40%.
Por otro lado López, E. (2002), argumenta sobre el efecto antioxidante: los
Pleurotus o setas, poseen sustancias con propiedades antioxidantes como la vitamina
C, cuya utilidad es retrasar el proceso de envejecimiento combatiendo la
degeneración y muerte de las células que provocan los radicales libres.
8. Alimentación de ganado
Después de cultivar y cosechar los hongos, el sustrato degradado tiene un mayor
contenido proteico comparado con el sustrato original, también tiene características
mejoradas como acarreador para nutrientes líquidos y retiene mejor el agua que
el rastrojo. El sustrato degradado puede ser reciclado, siempre y cuando esté libre
de patógenos y micotoxinas. Zadrazil y Rolz, Citado por Sánchez, J. y Royse, D.
(2001).
Por otra parte Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), sugieren que el sustrato
agotado, debe ser incorporado al alimento animal, después de un molinado adecuado.
9. Control biológico
Los hongos que pudren la madera como P. ostreatus, P. cornucopiae, P. cystidiosus,
P. strigosus, P. subareolatus, han sido descritos por atacar y consumir nemátodos,
probablemente porque utilizan los nutrientes de su presa como suplemento, dados los
bajos niveles de N disponible en la madera. Las especies de Pleurotus producen
pequeñas gotitas de toxinas provenientes de sus glándulas secretoras espatuladas. Los
nemátodos que tocan dichas gotas muestran una inmediata y dramática respuesta y
18
se vuelven más o menos inmóviles. Estimuladas por productos provenientes
excretados por el huésped inmóvil, algunas hifas direccionales convergen en los
orificios del cuerpo del nemátodo, lo colonizan y lo digieren. Barron y Thorn, Citado
por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
10. Degradación de productos
Los hongos de pudrición blanca son capaces de degradar pesticidas altamente
tóxicos y químicos xenobióticos. La habilidad de P. ostreatus para degradar el
herbicida atrazina fue demostrada por Masaphy en 1993. P. ostreatus es capaz de
mineralizar el DDT, el cual es uno de los insecticidas más persistentes en el
ambiente. Bumpus y Higson(s/f).
Para sobrevivir en el suelo, el cual no es su hábitat natural, los hongos de pudrición
blanca necesitan un sustrato que contenga celulosa. Lang et al., Citado por Sánchez,
J. y Royse, D. (2001).
11. Potencial para usar los sustratos agrícolas
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), indican que un gran número de hongos comestibles
tienen la habilidad de colonizar el rastrojo, degradar y utilizar la lignina, además
de la hemicelulosa y la celulosa. Estos tipos de hongos son considerados como
agentes primarios de descomposición porque son capaces de utilizar los desechos de
las plantas en su forma original sin que hayan sido sujetas a algún proceso de
degradación bioquímica o microbiológica. Entre los agentes de descomposición
primaria más efectivos existen hongos comestibles como las especies de Pleurotus.
Después de cultivar y cosechar los hongos, la relación C/N del sustrato es
disminuida y puede ser utilizado como abono para el suelo.
Por su parte Sañudo, B. y otros autores, (2003), mencionan que al final de la
producción comercial, el compost no está totalmente degradado, por lo que es
interesante la posibilidad de reciclarlo, con enriquecimiento de nutrientes
principalmente Nitrogenados, una fermentación corta y nueva pasteurización; antes
de emplear como abono orgánico para plantas cultivadas. Convertir todo el
19
desperdicio en abono orgánico de muy buena calidad ya que el hongo seta
(Pleurotus ostreatus) es un remediador del suelo y le proporciona mucha materia
orgánica.
12. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus spp.
12.1. Generalidades del sustrato
Un sustrato es conveniente para el crecimiento de un hongo, si contiene
todos los requerimientos nutritivos en cantidad suficiente para que éste
sintetice sus metabolitos y tome de él la energía que requiere. Sánchez, J.
(2001).
Gaitán, R. et al. (2006), manifiestan que en el grupo de las Gírgolas y el
Shiitake, la fuente de carbono está constituida por la lignina y la celulosa,
presentes en diversos esquilmos agrícolas (pajas, rastrojos), desechos
agroindustriales (bagazos de caña de azúcar, maguey tequilero, henequén,
pulpa de café), y/o forestales (aserrín y viruta de diversas maderas).
Las especies de Pleurotus spp. crecen de manera aceptable en diversos sustrato
lignocelulósicos, por lo que pudiera pensarse que una cepa dada crecerá bien
en cualquier sustrato posible. Esto no es cierto; existe una interrelación
cepa-sustrato que debe respetarse para obtener rendimientos óptimos. Cada
cepa tiene sus capacidades y requerimientos propios por lo que una vez
que se han definido los componentes óptimos del sustrato, deben evitarse los
cambios, a menos que hayan sido investigados previamente.
12.2. Nutrientes del sustrato
Carbono
El carbono es necesario para los hongos porque es la fuente directa de
energía para su metabolismo; así mismo, es necesario para la formación de
las diferentes partes y estructuras celulares. El carbono puede ser utilizado
20
por el hongo a partir de diferentes fuentes como polímeros, carbohidratos,
lípidos, etc.
Polímeros: Por su parte, Zadrazil (1974), observó que después de cosechar
los cuerpos fructíferos de P. ostreatus, las cantidades finales de
holocelulosa, celulosa y lignina se reducían en un 80% y concluyó diciendo
que todos los materiales que contengan celulosa y lignina (con excepción de
los tóxicos y con metales pesados), pobres en nitrógeno pueden ser usados
como sustratos para Pleurotus spp.
Azúcares: En relación a este componente Raypeck, V. (s/f), manifiesta que
la glucosa, la manosa y la galactosa son buenos sustratos para esta especie,
mientras que la xilosa y la arabinosa producen un crecimiento deficiente.
Lípidos: La adición de aceites vegetales tiene un efecto benéfico para el
crecimiento micelial de P. sapidus y P. ostreatus. Sánchez, J. (2001).
Nitrógeno
Las especies de Pleurotus tienen la capacidad de crecer sobre fuentes
inorgánicas de nitrógeno, como el nitrato de potasio o la urea, aunque se
observa que prefieren las fuentes orgánicas para un crecimiento óptimo. De
tal manera Rodríguez, G. (2007), indica que las necesidades de nitrógeno
pueden cubrirse por las proteínas y aminoácidos que resultan de la
descomposición químico-biológica de cuerpos orgánicos (harinas, granos de
cereales, estiércol).
Minerales
Manu-Tawiah y Martin, (s/f), llegaron a la conclusión de que P. ostreatus
crece mejor cuando hay KH2PO4 presente en el medio.
Vitaminas
21
P. ostreatus requiere tiamina para su crecimiento en una concentración óptima
de 100 mg/l y que cuando tal vitamina está presente, ninguna otra es necesaria.
Hashimoto y Takahashi, (s/f).
13. Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio
Tabla Nº2.
Composición química de las pajas de cereales (%sms).
Material Materia
orgánica
N total
Grasa bruta
Fibra bruta
C/N
Paja de trigo 93,40 0,47 1,40 38,90 115.2
Paja de cebada 94,4 0,46 1,6 41,8 119.0
Paja de avena 92,5 0,58 1,8 31,1 92,5
Fuente: CIES citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Tabla Nº 3.
Composición química de las pajas de leguminosas (%sms).
Material
Materia
orgánica
N total
Grasa bruta
Fibra
bruta
C/N
Paja de vicia 93,10 1,62 2,20 47,0 33,3
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Tabla Nº4.
Composición química de salvado de cereales (%sms).
Material
Materia
orgánica
N total
Grasa
bruta
Fibra
bruta
C/N
Salvado de
cebada
94,10 2,17 3,60 15,4 25,2
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Tabla Nº 5.
Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca.
Material Carbono Total (% p/p) Nitrógeno Total (%p/p)
Tuza de mazorca 18,66 10,85
Fuente. Mojica y Molano (2006).
14. Etapas del cultivo
14.1. Preparacion de la Semilla
Se realizara en dos etapas:
Inóculo primario, es la propagación del micelio en semillas a partir de una cepa
crecida en medio de cultivo. Se incuba de 25-28°C en obscuridad hasta que el
micelio cubra totalmente la semilla; 15 ó 20 días después, el inóculo primario estará
listo.
Inóculo secundario, es la propagación del micelio en semillas a partir del inóculo
primario, es el que se usa para la siembra y fructificación de las setas. Se pueden
emplear semillas de sorgo, trigo, centeno, cebada, avena, mijo y arroz, entre otros.
Si el inóculo no se emplea inmediatamente puede ser almacenado de preferencia
en obscuridad y refrigeración a 5°C hasta por tres meses, aunque lo recomendable
es utilizarlo a la semana de estar en refrigeración. Gaitán, R. y otros autores, (2006).
En cambio Sañudo, B. y otros autores, (2003), señalan si en el crecimiento micelial
aparecen zonas de coloración verde azulosa, gris, roja anaranjada, negra, etc., los
frascos se desechan porque hay contaminación de otros hongos. Así mismo se
descartan aquellos recipientes en los que el micelio blanco adquiere un aspecto
gelatinoso, porque hay invasión de bacterias.
Del mismo modo Fernández, F. (2004), indica que se debe sacar de refrigeración
la semilla un día antes de sembrar, para evitar un termoshock “Sustrato-Semilla”
de (4ºC - 26ºC) a (14ºC -22ºC).
14.2. Preparación del sustrato
La preparación de sustrato a base de paja de cereales (centeno, trigo o cebada)
requiere los siguientes pasos:
Picado
Un tamaño de partículas de 2 a 5 cm, son los valores más citados y los que
proporcionan la mejor estabilidad y proporciones. Muez, M. y Pardo, J. (s/f).
Humectación
Durante 1 ó 2 días, las pajas picadas humedecerlas mediante sistemas de riego
por aspersión. La humedad de la masa de paja deberá ser del 70-80 %.
Pasteurización
Gaitán, R. et al. (2006), informa que para utilizar los sustratos en el cultivo del
hongo seta, es necesario someterlos a un tratamiento previo, que consiste
básicamente en aplicarles calor para disminuir la flora microbiana nociva, que está
presente en ellos y de esta manera evitar que los microorganismos compitan por
espacio y nutrientes con el micelio de Pleurotus. Así mismo, nos indica que el
sustrato debe someterse a una pasteurización por inmersión en agua caliente a (75-
80°C) durante 1 hora. (Cuadro 1).
Fuente: Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Recipiente para el sustrato
Muez, M. y Pardo, J. (s/f) citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), recomiendan
usar bolsas de polietileno y que se hagan perforaciones de tal manera que solo
el 2% de la superficie de la bolsa quede expuesta al aire. Esto evita la
deshidratación del sustrato y estimula la formación de carpóforos grandes.
En cambio Fernández, F. (2004), indica que los orificios en las bolsas estarán por
ambos lados por donde se quiere que las setas se produzcan. En este tema existe
una creencia equivocada al pensar que entre más orificios se le hagan a la bolsa,
más será el número de setas o de producción. No es así, la cantidad de setas será
la misma con respecto a la cantidad de paja seca contenida en la bolsa que
corresponde al 25% del peso total de la bolsa.
Siembra
La siembra es la fase más importante ya que en esta se mezclan el micelio (o semilla)
con la paja (sustrato) que va a servirle como medio de desarrollo.
Cuando el sustrato pasteurizado tenga una temperatura de 20-25°C y una humedad
del 70% (el sustrato apretado con la mano, deja salir pocas gotas de agua), el
sustrato se extiende sobre una mesa limpia. Sañudo, B. y otros autores, (2003). En
este momento debe adicionarse el carbonato de calcio 20gms / kilo de composta y
10 g. de sulfato de calcio / kilo de composta, como neutralizante y revolverlo en la
paja antes de sembrar. Fernández, F. (2004).
Por su parte Velasco, J., y Vargas, E., (2004), manifiestan que no es recomendable
sembrar con niveles de humedad mayores que los indicados, porque el hongo necesita
para su crecimiento de ciertos espacios porosos, esto le permite que el intercambio
de gases sea el óptimo para su crecimiento, tanto de CO2 como de oxígeno, evitando
así la aparición de organismos que puedan vivir sin oxígeno y que ocasionan
pudrición del sustrato.
En cambio Gaitán, R. et al. (2006), indica que en las bolsas de plástico se procede a
intercalar manualmente capas alternas de sustrato y semilla, tratando de que la
mezcla sea uniforme y evitando dejar áreas sin cubrir de semilla.
La tasa de inoculación
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), manifiestan que la tasa de inoculación es la
cantidad de semilla que se usa en función de la cantidad de sustrato que se
pretende inocular. En general, en la siembra comercial es común utilizar tasas de
inoculación del 2-2.5%, lo que es rentable. Y a la vez Domínguez, D. (2006),
recomienda utilizar dosis de 20 g de semilla por kilo de sustrato húmedo.
Incubación
Durante la fase de incubación las bolsas que contienen la mezcla de micelio con la
paja se colocan en un lugar con una luminosidad nula, esto propicia que el hongo
inicie el consumo de nutrientes y la degradación de la materia muerta. El
crecimiento durante las primeras 24 horas es lento debido a que el hongo seta
necesita adaptarse a su nuevo medio de crecimiento (2). La temperatura será de 18 a
22º C y la ventilación de 1 metro cúbico de aire por hora y por kilogramo de sustrato.
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), argumentan que durante la incubación, cuatro o cinco
días después de haber efectuado la siembra, se hacen de 20 a 40 perforaciones
perfectamente distribuidas (con una aguja o navaja estéril) en la parte superior de la
bolsa de polietileno y de preferencia sin tocar al sustrato. Esto se hace porque
inicialmente se requiere una concentración alta en CO2 para estimular el crecimiento
micelial (hasta niveles cercanos al 25%), pero pasados estos niveles, el CO2 limita
el desarrollo y es necesario facilitar el intercambio con aire fresco. Pero Gaitán,
R. y otros autores, (2006), sugieren al día siguiente de la siembra hacer pequeñas
perforaciones, para favorecer la oxigenación del hongo.
Durante un período de 15 días el hongo utiliza lignina y celulosa como fuente de
energía para la síntesis de proteína y otras sustancias metabólicas. En cuanto a
nitrógeno es capaz de incrementar el contenido de nitrógeno en el medio en que
crece sintetizando proteínas y fijando nitrógeno; en esta etapa de incubación tiene
lugar la síntesis de proteínas para la estructura micelial. Velasco, J. y Vargas, E.
(2004).
Inducción
En esta fase, las bolsas que han terminado su periodo de incubación y que se
encuentran totalmente invadidas por el hongo seta (pastel debe tener una coloración
blanca) se trasladan al lugar de fructificación
La aparición de primordios de cuerpos fructíferos requiere del manejo adecuado
de los factores ambientales; la temperatura va de los 18 a los 23 °C; la humedad del
aire debe ser del 80 al 95 %, se proporciona iluminación de 8 a 12 horas. Velasco,
J., y Vargas, E., (2004). Para que la luz permita que broten los hongos (o cuerpos
fructíferos) y alcancen su madurez.
Si existe un exceso de humedad, se debe ventilar el sitio. Por lo contrario, si la
humedad disminuye, se puede regar el piso y las paredes dos o tres veces al
día para elevar la humedad o bien colocar en el cuarto botes de agua (tanto en la
fase de incubación como en la de fructificación).
Gaitán, R. y et al (2006), recomiendan sólo realizar perforaciones de mayor tamaño
en dónde se presenten los primordios. Inicialmente éstos son masas algodonosas
que aparecerán pocos días después de la transferencia de las bolsas al área de
producción y que con el tiempo se diferenciarán en pequeñas protuberancias que
salen del sustrato.
Producción
Técnicamente se refiere al cambio de la fase vegetativa del micelio a la fase
reproductiva. La producción de setas se da en intervalos y a este momento de
producción se le conoce como “oleadas”. Fernández, F. (2004).
Así mismo Sañudo, B. et al. (2003), afirman que desde el momento en que se
siembra el micelio en el sustrato hasta cuando aparecen los primeros basidiocarpos,
pasan aproximadamente 90 días, con las siguientes condiciones ambientales:
temperatura de 14- 18°C, humedad relativa de 90-95% y la humedad de los bloque
de 70-75%.
Cosecha
La primera cosecha se realiza a partir del día 25 al 40 dependiendo de las
condiciones climáticas, cuando los frutos han alcanzado la madurez fisiológica que
se caracteriza por un diámetro de 10 cm y con un peso variable de 50 a 80 gramos,
producto suculento y bien definido, etapa en la cual contiene todos los elementos
básicos que conforman el estado nutricional del producto. Velasco, J., y Vargas, E.,
(2004).
Para Gaitán, R. et al. (2006), en cambio argumentan que están listo para cosecharse
cuando el sombrero se observe compacto, turgente, no flácido y antes de que sus
orillas se enrollen hacia arriba. No se debe permitir que el borde del píleo se
ponga totalmente plano porque se demerita la calidad y se propicia la diseminación
de esporas. Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
En promedio y dependiendo de la variedad de hongo y sustrato, las bolsas de setas
producen entre 2 a 4 cosechas (oleadas), pero las más importantes son las dos
primeras, ya que es donde se producen la mayor cantidad de fructificaciones
(alrededor del 90 por ciento). Gaitán, R et al. (2006).
Las cosechas son separadas por períodos de más o menos 10 días. Se recomienda
solo aprovechar la producción de las bolsas hasta la tercera producción ya que
conforme pasa el tiempo se producen malos olores y la atracción de insectos puede
poner en peligro todo el resto de la producción y la contaminación del lugar de
producción.
La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la
unión con el sustrato; aunque en algunos lugares se prefiere tomar delicadamente
los hongos con la mano, sin dañarlos y sin producir hoyos en el sustrato. Sánchez, J.
y Royse, D. (2001).
Rendimiento
El parámetro de producción en este cultivo es el siguiente: el total de peso fresco
de hongos producidos de una bolsa de sustrato corresponderá al total del peso seco
del mismo sustrato. Este parámetro se le llama “Porcentaje de Eficiencia Biológica.
Las producciones se darán en los intervalos de las tres oleadas y se obtendrán según
el tipo de semilla o cepa, aunque es común que el 50% de la producción se dé en la
primera oleada, el 30-35% en la segunda oleada y el resto 20-15% en la última
oleada. Fernández, F. (2004).
La calidad productiva de un sustrato se percibe como aceptable a partir de
eficiencias biológicas de 50%. Patra y Pani, (1995).
Según Villa et al. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), lograron obtener
eficiencias biológicas del 68-72% al preparar una mezcla 1:1 de olote de maíz y
pulpa de café, a la cual adicionaron 2% de cal y sometieron a un composteo de
siete días, con humedad del sustrato a 70% al inicio del composteo. Por otro lado
Pleurotus se cultiva con una eficiencia de 63 kg de basidiomas frescos por 100
kg de sustrato seco tanto sobre troncos cortados o tocones, como sobre paja.
15. Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp.
El cultivo de hongos se ve afectado por diversos factores entre ellos tenemos:
La temperatura
A mayor temperatura de (16ºC - 18ºC) se tendrá un crecimiento acelerado y a menor
temperatura (4ºC-8ºC) se tendrá pérdida de tiempo por el lento crecimiento. Fernández,
F. (2004).
EL pH
Para el crecimiento de Pleurotus se han citado rangos de crecimiento entre 4 y 7 de
pH. Con un óptimo entre 5 y 6. Así, Zadrazil (1974) cita que los sustratos ácidos
(pH 4) inhiben el desarrollo de P. ostreatus y P. eryngii. Dado que la mayoría de
los contaminantes que se encuentran durante el proceso de cultivo son más sensibles
a los valores altos de pH que las especies de Pleurotus, actualmente al preparar el
sustrato se prefieren valores más elevados que los señalados como óptimos. Esto deriva
de los resultados obtenidos por diversos investigadores, entre ellos Stölzer y Grabbe
(1991) por ejemplo, quienes demostraron que Trichoderma hamatum reduce
notablemente su crecimiento a pH 7 y es totalmente inhibida a pH 8.5. Sánchez, J. (2001).
La humedad en el sustrato
El contenido de humedad no solo afecta la disponibilidad de nutrientes en el sustrato,
sino también la disponibilidad de oxígeno. En efecto, el agua ocupa espacios que
pueden ser ocupados por el aire. Así, los contenidos de humedad inferiores al 50% no
serán propicias y una humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el
crecimiento de Pleurotus spp.
La humedad del aire
Este es un factor de suma importancia para la adecuada fructificación de las especies
de Pleurotus. Debido a esto, la humedad relativa del ambiente donde crece el hongo
debe ser suficiente para evitar que tanto el sustrato como los cuerpos fructíferos se
deshidraten. Sánchez, J. (2001).
Tamaño de partícula
El tamaño de partícula afecta el crecimiento y la fructificación porque se relaciona con
la accesibilidad a los nutrientes, al agua y al aire por parte de las hifas del hongo. Los
tamaños de partícula muy pequeños dificultan la aireación necesaria para la respiración
y los tamaños muy grandes son inadecuados porque dificultan la compactación del
sustrato y el acceso del hongo a los nutrientes. Rajarathnam y Bano (1989), recomiendan
tamaños de partícula de 2-3 cm cuando se usa rastrojo de arroz para el cultivo de
especies de Pleurotus.
Aireación
El oxígeno es un elemento de gran importancia para el crecimiento de los basidiomicetos
porque son organismos aerobios. Estos organismos presentan requerimientos de
oxígeno diferentes según el estado fisiológico en que se encuentren. Para el caso de
Pleurotus spp., se ha notado que la concentración alta en CO2 estimula la germinación
de las esporas y el crecimiento micelial pero inhibe la fructificación. La fructificación
suele darse en condiciones normales cuando se tiene un 20% de oxígeno y una
concentración de CO2 no mayor de 800 ppm en el ambiente que circunda al hongo.
Sánchez, J. (2001).
La luz
Según Eger, G. Citado por Sánchez, J. (2001), P. ostreatus no puede fructificar en
oscuridad continua. La luz controla la elongación del tallo y la formación de
“carpóforos”. La cantidad ideal varía de acuerdo a la especie, pero en general, una luz
filtrada y tenue es considerada la más adecuada. Para la mayoría de las especies, un
nivel de intensidad de 50 a 1000 lux, se considera estimulante en la formación de
primordios. Una exposición directa o de alta intensidad es considerada dañina, pero
una total ausencia de esta provocaría la mal formación de los primordios en estructuras
tipo coral. Arrúa, J. y Quintanilla, J. (2007).
16. Contaminantes, plagas y enfermedades
16.1. Contaminantes
Gaitán, R. y otros autores (2006), mencionan que los contaminantes son hongos
como Trichoderma, Penicillium, Aspergillus Neurospora, Mycogone y Coprinus, entre
otros. Estos hongos aparecen en forma de manchas verdes, amarillentas, negras y/o
anaranjadas sobre el sustrato, invadiéndolo de forma rápida y evitando el crecimiento
micelial de las setas. Su presencia se ve favorecida por la alta humedad en el ambiente
y en el sustrato, así como por alta temperatura, luz directa y sustrato mal pasteurizado,
entre otros.
Trichoderma spp. invade rápidamente el sustrato y obstaculiza el crecimiento del
micelio de Pleurotus spp. mediante la producción de toxinas y antibióticos, al tiempo
que ocasiona un descenso del nivel de pH hasta valores de 4-5, que son más favorables
para su desarrollo. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
16.2. Plagas
Las plagas las constituyen insectos que atacan a los cultivos tanto en incubación como
en el área de producción, atraídos por el olor del sustrato, estos insectos son de las
llamadas «moscas de los hongos» como los Dípteros del género Lycoriella. Y catarinas»:
pequeños escarabajos de los géneros Mycotretus y Pseudyschirus que se comen los
hongos en desarrollo. Gaitán, R. y otros autores (2006).
Los daños causados se clasifican en dos grupos. Los daños directos originados por
las larvas, que se alimentan de micelio y destruyen las conexiones con los primordios,
lo que afecta directamente al rendimiento, o también excavan galerías tanto en el pie
como en el sombrero de los cuerpos fructíferos, depreciando la calidad comercial del
producto. Los daños indirectos ocasionados por los adultos, como vectores de hongos
(Verticillium spp. y Trichoderma spp.) y de ácaros pigmefóridos. Francisco, J. Citado
por Sánchez, J. y Royse, D. (2010).
16.3. Enfermedades
Las enfermedades que se manifiestan en las fructificaciones son causadas en gran
medida por bacterias y virus. Las enfermedades se favorecen con la humedad excesiva,
el calor y una escasa ventilación, provocando que en los píleos de los hongos,
aparezcan zonas de color amarillo, anaranjado o café, que se pudren con rapidez y
despiden un mal olor, afectando los rendimientos de producción.
I. MATERIALES Y MÉTODOS
1. Ubicación y descripción de la zona de estudio
El trabajo de investigación se realizara en los predios de la UAC-CP, ubicados en la
comunidad de Carmen Pampa del Municipio de Coroico de la Provincia Nor Yungas del
Departamento de La Paz. Geográficamente se ubica a 16º15’29,7” de latitud Sur y
67º41’30,3” de longitud Oeste, en la categoría “bosque húmedo pre montano tropical” a una
altura de 1850 m.s.n.m., y a una distancia de 105 km de la ciudad de La Paz a Coroico. De
Coroico a Carmen Pampa, la distancia es de 14 km.
Figura 2. Ubicación de la comunidad de Carmen Pampa del municipio de Coroico.
Fuente: Choque B. 2009
2. Recursos
2.1. Aspectos climáticos
De acuerdo con los datos de la estación meteorológica de la UAC-CP, se tiene una
precipitación media de 2330 mm por año, humedad relativa 78,5 % (mínima 40%,
máxima 100%), temperatura anual promedio 18,4 ºC (media máxima 23,3 ºC una media
mínima de 12,5 ºC), y una velocidad del viento de 0,79 m/s (Estación Meteorológica
UAC-CP 2005-2010)
Según Holdridge (1987), la comunidad de Carmen Pampa pertenece a la categoría de
“Bosque premontano húmedo tropical”.
2.2. Fisiografía
El trabajo de investigación se realizara en las laderas del suroeste del cerro Uchumachi,
presentando un relieve topográficamente accidentado, con afluentes de agua que
desembocan al río San Juan de la Miel, con pendientes que varían bruscamente
superando el 30% (Villca 2001).
2.3. Vegetación
Según (Villca 2001). La vegetación típica de los Yungas se caracteriza por tener una
cubierta boscosa, de una gran diversidad de especies forestales como el ambaibo
(Cecropia angustifolia), cedro (Cedrella fissilis), espeke (Clusia haughtii), chojo laurel
(Nectandra membranacea) (Endara, 2001); frutales como los cítricos (Citrus sp.) y
bananos (Musa sp.) y especies hortícolas como racacha (Arracacia xanthorrhiza),
walusa (Xanthosoma sagittifoliu), y otras típicas de la zona, pero también existen
grandes extensiones de producción de coca (Erythroxylum coca) y una gran diversidad
de pastos típicos de la región. La vegetación presenta un bosque primario y parches de
bosque secundario, ubicado en las faldas del cerro Uchumachi donde habitan especies
arbóreas caducifolias y siempre verdes, especies arbustivas y herbáceas, también
plantas inferiores como helechos, musgos, líquenes y hongos.
2.4. Descripción edáfica
Carmen Pampa presenta suelos que pertenecen al orden Ultisoles, suborden Udults y
subgrupo Typic. Suelos desarrollados sobre material de tipo lutita, limonita, pizarra y
arenisca de color pardo o pardo oscuro, con la textura franca en la superficie y franco
arcillosa en el subsuelo. Ligeramente ácida con el pH 4,9 (Villca 2001).
3. Materiales, equipos y insumos
MATERIALES
Cajas petri
frasco de vidrio con cierre térmico
costales de plástico
bolsas plásticas
equipo de protección (máscara, cofia, mandil, guantes y botas de caucho)
habitación (área:12 m2)
3 estanterías de madera
2 tanques metálicos (200 litros)
1 lanzallamas
EQUIPOS
Balanza de precisión
refrigerador
autoclave
cámara de flujo laminar
microscopio
termo higrómetro
balanza desecadora.
estufa
INSUMOS
Medio de soporte (PDA)
granos de trigo
cepa del hongo Pleurotus ostreatus
tamo de trigo
tamo de cebada
tamo de avena
tamo de vicia
paja de páramo
tuza molida
afrecho de cebada
carbonato de calcio.
cloro
4. MÉTODO
4.1. DISEÑO EXPERIMENTAL
En esta investigación se utilizara un Diseño completamente al azar (DCA).
4.2. TRATAMIENTOS
La investigación contiene los siguientes tratamientos:
TRATAMIENTO
S
SUSTRATOS
T1 80% Tamo de avena + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
T2 80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
T3 80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
T4 80% Tamo de trigo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
T5 80% Tamo de vicia + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
4.3. REPETICIONES
La presente investigación consta de cuatro repeticiones.
4.4. UNIDAD EXPERIMENTAL
El total de unidades experimentales de esta investigación será de 20; cada unidad
experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de
sustrato húmedo.
4.5. ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA)
FV GL
Total 1
9
Tratamientos 4
Erro experimental 1
5
4.6. PRUEBA DE SIGNIFICANCIA
Se utilizara la prueba de Tukey al 5%, para detectar las diferencias estadísticas entre
los tratamientos.
4.7. VARIABLES EVALUADAS
Las variables que se evaluaran fueron:
CUADRO Nº1 VARIABLES QUE SE EVALUARAN E INDICADORES
Variables Indicadores
Días de proliferación del micelio
en el sustrato (incubación).
Tiempo transcurrido a partir de la
siembra hasta que las muestras son
colocadas en condiciones de
fructificación.
Días a la cosecha
Tiempo transcurrido cuando las
muestras son colocadas en condiciones
de fructificación hasta el primer corte de
los hongos en estado maduro.
Diámetro del sombrero a la cosecha
A cada cuerpo fructífero se mide el
diámetro de su sombrero en centímetros.
Número de sombreros por racimo a
la cosecha.
Unidad
Rendimiento total (%)
[(kg de producción total / kg de sustrato
seco) x 100]
Valor nutritivo del hongo/sustrato:
% Materia seca
Grasa %
Proteína %
Fibra bruta %
Energía kcal
4.8. MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES
Proliferación del micelio en el sustrato (incubación)
Se considerara el tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las
muestras serán colocadas en condiciones de fructificación (luminosidad).
Días a la cosecha
Se tomara en cuenta el tiempo transcurrido, cuando las muestras se acomodaran en
condiciones de fructificación (luminosidad) hasta el primer corte de los hongos en
estado maduro.
Diámetro del sombrero a la cosecha
Para la determinación del tamaño del sombrero del hongo se llevara a cabo por
medición de su diámetro, en las tres cosechas.
Número de sombreros por racimo
En esta variable se contara el número de sombreros por cada racimo producido
del hongo “tipo ostra”, en las tres cosechas.
Rendimiento total
Se considerara la producción en kg de hongos frescos recolectados en las tres
cosechas y para su determinación se aplicara la siguiente fórmula:
Valor nutritivo del hongo/sustrato:
Para realizar esta variable se mezclara por cada tratamiento, sus cuatro repeticiones para
obtener una sola muestra (125 g) por cada sustrato. En la determinación de grasa (%),
proteína (%), fibra bruta (%) y energía (kcal), se necesitara de 10 g de muestra de hongo
seco por cada tratamiento. Para ello se hara secar a 110oC en la estufa una muestra de 125
g de hongo fresco por cada tratamiento.
a) Materia seca (%)
Para determinar este componente se utilizara una balanza desecadora, se tomara
una muestra de 5 g de cada tratamiento y se sometera a desecación a 110oC.
b) Grasa (%)
Se utilizara el método Soxhlet de extracción con solvente (éter de petróleo).
c) Proteína (%)
Se hara por el método Kjeldahl, digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) y
destilación.
d) Fibra bruta (%)
Por el método de digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) e hidróxido de potasio
(KOH).
e) Energía (kcal)
Se manejara el método calorimétrico, mediante la utilización de una bomba
calorimétrica adiabática.
5. MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO
FASE I: PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA Y SECUNDARIA DEL
HONGO Pleurotus ostreatus.
5.1. PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA
a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN
Se utilizara cajas petri, con Agar dextrosa patata (PDA). La dosis de preparación fue de 600
ml de agua destilada por cada 19,5g de PDA.
b) ESTERILIZACIÓN
Para la desinfección del medio de soporte se utilizara una autoclave, a una temperatura de
121oC y con una presión de 1,5 atm por un período de 20 minutos. Con ello damos mayor
posibilidad al micelio para su colonización.
c) INOCULACIÓN
El lugar donde se realizara la siembra, estuvo completamente aséptico, porque se hara dentro
de una cámara de flujo laminar donde se aplicara alcohol al 96% y también se dio por 10
minutos luz UV, para una desinfección mejor. Para la siembra se toma 1 cm2
del micelio
(obtenido) y se inocula la cepa en las cajas petri preparadas ya anteriormente.
d) INCUBACIÓN
Las cajas petri inoculadas, son colocadas en la estufa a una temperatura de 25
oC, por un
tiempo de una semana, hasta que el micelio invada la caja petri, dándonos así la semilla
primaria.
Durante la incubación las cajas petri fueron revisadas periódicamente, para determinar
posibles contaminantes. Las contaminadas seran desechadas, pero antes de ello seran
sometidas a una esterilización. Se hara varias siembras hasta obtener 20 cajas petri libres
de patógenos.
5.2. PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA
a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN
1) Se lavara los granos de trigo con abundante agua, los cuales estaban libres
de fungicidas y sobre todo frescos.
2) Por el lapso de 12 horas se dejara en remojo los granos.
3) Los granos serán lavados nuevamente.
4) El exceso de humedad se eliminara mediante la distribución de las semillas
sobre papel periódico hasta conseguir una humedad del 50%.
5) Se hara el pesado del grano en dosis de 200 g por frasco.
6) Y finalmente se llenaran los frascos de vidrio de boca ancha de 250 ml.
b) ESTERILIZACIÓN
Los frascos llenos seran colocados en el autoclave, a una temperatura de 121
oC y con una
presión de 1,5 atm, por un tiempo de 20 minutos.
c) INOCULACIÓN
Los frascos con granos de trigo esterilizados, serán colocados dentro de la cámara de flujo
laminar para su enfriado. El micelio que se siembra proviene de las cajas petri de semilla
primaria, donde seran transferidos a los frascos llenos de trigo estériles, en dosis de 1cm2
por
cada frasco.
d) INCUBACIÓN
Los frascos inoculados serán trasladados a una estufa a 25
oC, por el lapso de una semana,
hasta que el micelio blanco cubra por completo los granos de trigo. Paro ello se agitara los
frascos, cada cuatro días. Para obtener una mejor distribución del micelio en los granos de
trigo.
Periódicamente se observara a los frascos durante la incubación para detectar posibles
contaminaciones, y a la vez los frascos contaminados sea por bacterias u otros hongos
seran desechados. Por lo tanto se hizo nuevas siembras hasta obtener 40 frascos con semilla
secundaria.
e) CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA
Para prolongar la vida del hongo hasta su siembra en el sustrato definitivo (tamos), se lo
mantendra en refrigeración donde cesa la velocidad de crecimiento y envejecimiento.
Para Gaitán, R. y otros autores (2006), manifiesta que si el inóculo no se emplea
inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C
hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en
refrigeración. El inóculo almacenado más tiempo del recomendado puede ser utilizado si
no presenta contaminación y/o perforación de la bolsa, pero la invasión sobre el sustrato
será más lenta, retrasando la aparición de fructificaciones y disminuyendo la producción.
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5.3. FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus.
ÁREA DE EVALUACIÓN
El desarrollo de la segunda fase de esta investigación se ejecutara en una habitación
enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja y recubierto internamente con
plástico negro el techo.
La incubación se hace en la misma habitación, cubriendo la ventana internamente con
plástico negro, dentro de lo cual se distribuiran aleatoriamente las fundas de sustrato
inoculadas con el micelio del hongo.
DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN
La habitación, la estantería de madera y los materiales antes de su uso respectivo,
serán desinfectadas en el siguiente orden.
Lavado con agua potable y detergente.
Limpiado paredes, techo, piso y estantería; con hipoclorito de sodio al 5,25 %.
Paredes, piso y estantería; flameados con lanzallamas.
Para la desinfección del calzado, en la puerta de la habitación del cultivo, se ubicara
un pediluvio que contenía disuelto hipoclorito de sodio al 5,25 %.
PREPARACIÓN DEL SUSTRATO
Picado de cada uno de los tamos de avena, cebada, trigo, vicia y de paja de páramo, en
un tamaño de alrededor de 5 cm.
Las materias primas picadas serán humedecidas durante dos días y posteriormente
lavadas.
Llenado de fundas previamente mezclados, según sus tratamientos. Con un peso de 4
kilogramos.
PASTEURIZACIÓN
Lavado de los tanques metálicos.
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Agregación de 30 litros de agua en los tanques.
Colocación de troncos de madera, de 30 cm de espesor en el fondo del tanque.
Hacinamiento de 9 fundas con sustrato en el tanque.
Se tapara el tanque con paja y tapa.
Pasteurización a una temperatura promedio de 90 a 100oC, por el lapso de 2 horas.
Enfriamiento de las fundas (sstrato) por un período de 12 horas.
INOCULACIÓN (SIEMBRA)
La limpieza de los materiales para la siembra y las manos se hara con alcohol al
70%.
Pesaje del micelio en dosis de 80 gramos por cada funda de 4 kilogramos.
Colocación del sustrato pasteurizado en una tina, para la adición de 80 g de
carbonato de calcio.
Llenado de las fundas (65 x 42,5 centímetros) con capas alternas de sustrato y
micelio del hongo.
Amarrado de las fundas, con paja plástica, dejando un espacio.
INCUBACIÓN
Terminada la inoculación del micelio, las fundas se distribuiran en el cuarto de
incubación; de acuerdo a su diseño, por un lapso de tiempo de 30 a 46 días, dependiendo
su tratamiento. El control del ambiente se hara con un termo higrómetro digital.
A los 5 días de incubación, se hace 40 perforaciones en la parte superior de cada
bolsa, para que el micelio respire.
Termina la etapa de incubación cuando se observara una coloración blanca de todo el
sustrato, es decir el micelio ha colonizado por completo.
INDUCCIÓN
En esta etapa se dio luminosidad por un tiempo de 12 horas diarias, y a la vez se hará
pequeñas aberturas (4cm de diámetro) alrededor de la funda, para la formación de los
primordios.
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Además se controlara que la temperatura (20-25oC) y humedad relativa (85-90%)
estén dentro de los rangos óptimos que requiere el hongo para su desarrollo.
Para mantener la temperatura se incorporara al cuarto 2 lámparas infrarrojas, cubiertas
con tela de color negro.
Y en cambio para conservar la humedad relativa se dará riegos constantes al piso y a las
paredes. También se colocara 2 ollas en cada extremo de la habitación con agua
hervida, durante la etapa de incubación y producción periódicamente.
COSECHA
Se realizara la cosecha cuando los hongos presentaron las siguientes características:
sombrero compacto y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba, con una
coloración cremosa.
La cosecha se hará cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la
unión con el sustrato.
Dependiendo las variables se tomara los datos correspondientes.
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