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Abschlussbericht

Entwicklung einer Flussbarsch-Aquakultur unter Brackwasserbedin-

gungen in Mecklenburg-Vorpommern 2013-2015

Forschungs-Nr.: DRM 129

Laufzeit: 01.12.2013 – 31.10.2015

verantw.

Themenbearbeiter: Frederik Buhrke

30.10.2015 _____________________

Themenbearbeiter

_____________________

Institutsleiter

Institut für Fischerei Südstraße 8 18375 Born a. Darß www.lfamv.de

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GLIEDERUNG Seite

1 Zusammenfassung ....................................................................................................... 1

2 Einleitung ...................................................................................................................... 3

3 Erprobung physiologischer Ansprüche an das Haltungsmanagement/ Verfahrenserprobung der Produktion ............................................................................ 4

3.1 Allgemeine Übersicht .................................................................................................... 4

3.2 Laichtierhaltung ............................................................................................................ 4

3.2.1 Allgemeiner Überblick 4

3.2.2 Haltungssysteme 4

3.2.3 Rekrutierung von Elterntieren 5

3.2.4 Alter und Größe von Elterntieren 6

3.2.5 Fütterung 6

3.2.6 Haltungsbedingungen 7

3.2.7 Herausforderungen der Laichtierhaltung 7

3.3 Vermehrung/Laichgewinnung ....................................................................................... 9

3.3.1 Allgemeine Übersicht 9

3.3.2 Verwendung von Wildlaich 10

3.3.3 Vermehrungsmethoden 10

3.4 Erbrütung .................................................................................................................... 12

3.4.1 Allgemeine Übersicht 12

3.4.2 Erbrütung 2014 12

3.4.3 Erbrütung 2015 13

3.4.4 Eientwicklung 14

3.5 Larvenaufzucht ........................................................................................................... 16

3.5.1 Allgemeiner Überblick 16

3.5.2 Haltungseinheiten 17

3.5.3 Anfütterung 19

3.5.4 Lebendfutterproduktion 26

3.5.5 Lichtregime 27

3.6 Probleme der Flussbarschaufzucht ............................................................................. 27

3.6.1 Schwimmblasenfüllung 27

3.6.2 Deformationen 28

3.6.3 Hohe Verlustraten 31

3.6.4 Stressminderung der Aufzucht durch ein optimiertes Lichtregime 32

3.6.5 Kannibalismus 32

3.7 Sortierung ................................................................................................................... 33

3.8 Satzfischhaltung ......................................................................................................... 34

3.8.1 Einfluss der Salinität auf die Aufzucht von Flussbarschfingerlingen 35

II Abschlussbericht

3.8.2 Temperaturversuch, Erprobung verschiedener Fütterungsintensitäten 35

3.8.3 Test unterschiedlicher Fettgehalte und Schwimmeigenschaften von Futter zur Aufzucht von Barschfingerlingen 40

3.8.4 Versuche zum Einfluss der Beckenform 42

3.8.5 Erprobung verschiedener Beckenfarben 45

3.9 Mast ............................................................................................................................ 48

3.9.1 Erprobung unterschiedlicher Futtersorten 50

3.9.2 Erprobung unterschiedlicher Futterrationen auf die Mast von Flussbarschen 52

3.10 Produktqualität ............................................................................................................ 54

3.10.1 Steigerung der Produktqualität durch Färbung des gesamten Fischs mit carotinhaltigem Futter 54

3.10.2 Einfluss von Futtermitteln auf die Produktqualität von Flussbarschen 54

4 Außersaisonale Reproduktion ..................................................................................... 56

4.1 Allgemeine Übersicht .................................................................................................. 56

4.1.1 Eireifestadien 61

5 Prüfung von Zuchtmethoden/ Triploidisierung ............................................................. 62

6 Vereinfachte ökonomische Bewertung der Produktion von Flussbarschen .................. 63

6.1 Allgemeiner Hintergrund .............................................................................................. 63

6.2 Beispielkalkulation 100 t Mastanlage ........................................................................... 64

Überleitung ............................................................................................................................... 64

7 Literaturverzeichnis ..................................................................................................... 66

8 Internetquellen ............................................................................................................ 66

9 Anhang ........................................................................................................................ 67

Abschlussbericht III

Tabellenverzeichnis Seite

Tabelle 1: Übersicht Elterntiere (Mittelwerte ± SD, TL = Totallänge) 5

Tabelle 2: Zusammensetzung Skretting Forelle Vitalis (8 mm) 7

Tabelle 3: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße bis zum juvenilen Flussbarsch von 5 g Gesamtgewicht 20

Tabelle 4 Physikalische Wasserwerte (Mittelwerte ± Standardabweichung) 24

Tabelle 5: Deformations- und Überlebensraten (± SD) vom Flussbarsch der Versuchsgruppen am Versuchsende (für a und b sind Werte auf einem Level von p ≤ 0,05 signifikant verschieden) 30

Tabelle 6: Durchschnittliche spezifische Wachstumsrate und durchschnittlicher Futterquotient von juvenilen Flussbarschen der Behandlungen ± SD 31

Tabelle 7: Durchschnittliche Deformations- und Überlebensrate von juvenilen Flussbarschen der Behandlungen ± SD 31

Tabelle 8: Durchschnittliche Überlebensrate von Flussbarschen in Abhängigkeit vom Lichtregime je Behandlung in % ± SD 32

Tabelle 9: Auflistung verschiedener Behandlungen des Versuchs 36

Tabelle 10: Auflistung der verschiedenen Behandlungen des Versuchs mit Flussbarschen 40

Tabelle 11: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße über den gesamten Produktionsprozess von Flussbarschen 49

Tabelle 12: Verwendete Futtersorten mit Angabe der Inhaltsstoffe für den Versuch mit Flussbarschen 50

Tabelle 13. Zusammensetzung der Versuchsfutter nach Ergebnis LUFA 55

Tabelle 14: Rohprotein und Rohfettanteil von Flussbarschen in Prozent (%) der TM je Behandlung, n= 15 bei drei verschiedenen Trockenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA 55

Tabelle 15: Übersicht der Fettsäurezusammensetzung von Flussbarschen der drei Versuchsgruppen (in g / 100g FM, n = 15 je Behandlung) bei drei verschiedenen Trockenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA 56

Tabelle 16: Übersicht der Gonadengewichte in g ± SD von Flussbarschen aus zwei Herkünften im Versuch 58

Tabelle 17: Übersicht der Totallängen in cm und Frischmassen in g ± SD von Flussbarschen aus zwei Herkünften im Versuch 58

Tabelle 18: Gesundheitszustand der Leber von Flussbarschen aus zwei Herkünften verschiedener Behandlungen des Versuchs (Leberzustand anhand von Färbung und Zersetzungszustand beurteilt) 58

Tabelle 19: Gesamtgewicht, Durchschnittsgewicht und durchschnittliche Länge der Laichtiere vom Flussbarsch (n=45) pro Rinne bei unterschiedlicher Fütterung zum Beginn des Versuchs 59

Tabelle 20: Individuelle Frischmassen und Totallängen von Flussbarschen für einen Versuch zur Erzeugung von Frühbrut 61

Tabelle 21: Beispielkalkulation der Vollkosten einer 100 t Mastanlage (€/a) für Flussbarsche (modifiziert nach Schmidt, 2015) 64

IV Abschlussbericht

Abbildungsverzeichnis

Fotos und Grafiken sind, soweit nicht anders bezeichnet, vom Autor selbst erstellt. Seite Abbildung 1: globale Aquakulturproduktion von Flussbarschen seit 1950 in Tonnen 3

Abbildung 2: geeignete Einheiten zur Laichtierhaltung: Teich (oben links); Durchflussrinne (oben rechts), Kreislaufanlage Rinnen (unten links); Kreislaufanlage Rundbecken(unten rechts) 5

Abbildung 3: Flussbarsche in Born: Wildlaicher P0 (oben), Born F1 2013 (Mitte), Born F1 2014 (unten) 6

Abbildung 4: TK-Stinte (4 - 11 cm) 7

Abbildung 5: verstorbenes Laichtier 8

Abbildung 6: Kormoran auf Laichteich 8

Abbildung 7: Durchflussrinne mit installierten Unterständen aus Schilfmatten/Ästen 9

Abbildung 8: Laichteich in Born mit installiertem Vogelschutznetz 9

Abbildung 9: künstliche Befruchtung vom Flussbarsch: laichreife Rogner (oben links), Spermiengewinnung mit Spritze (oben Mitte), Spermiengewinnung durch Abstreifen (oben rechts); trockenes Eiband (unten links); Aktivierung der Befruchtung durch Zugabe von Wasser, Eizahlbestimmung (unten Mitte) und Überführung in ein Zugerglas für die Erbrütung (unten rechts) (Fotos: M. Schmidt 2015) 11

Abbildung 10: verschiedene Laichsubstrate mit Eibändern(von links nach rechts): Reisig, Laichmatte, Laichbürste, künstliche Wasserpflanzen 12

Abbildung 11: Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches in Schwimmkörben im Brackwasser (links) und in McDonalds Gläsern (rechts) 13

Abbildung 12: Unterschiedliche Erbrütungseinheiten für die Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches: Erbrütungsrinne (links), McDonalds-Gläser (Mitte), Zugerglas (rechts) 13

Abbildung 13: befruchteter Barschlaich (1 Tag alt) 14

Abbildung 14: Ei eines Flussbarsches 5 - 6 Tage nach der Befruchtung 15

Abbildung 15: Augenpunktstadium eines Flussbarsches 9 Tage nach Befruchtung 15

Abbildung 16: Dottersacklarve eines Flussbarsches (4 mm) direkt nach dem Schlupf (links); gesammelter Schlupf eines Tages (rechts) 16

Abbildung 17: Haltungseinheiten für Flussbarschlarven: Räumermodul (oben links); Rinnen (oben rechts); Aquarienmodul 90 l (unten links); Aquarienmodul 40 l (unten rechts) 17

Abbildung 18: Konzentration von Flussbarschlarven mittels Licht im Räumermodul 19

Abbildung 19: 5 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Verdauungstrakt 20

Abbildung 20: 12 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Magen und Darmtrakt 20

Abbildung 21: Frischmasseentwicklung (FM) von Flussbarschlarven über den Versuchszeitraum (Mittlere Gesamtmasse ± Standardabweichung), Art-= Fütterung A (Artemia); Art +F = Fütterung B 22

Abbildung 22: Totallängenentwicklung (TL) von Flussbarschlarven über den Versuchszeitraum (Mittlere Totallänge ± Standardabweichung) Art-= Fütterung A (Artemia) und was ist Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C, Nullprobe = Anfangslänge nach Schlupf 22

Abbildung 23: Nitritgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 23

Abbildung 24: Ammoniumgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 23

Abbildung 25: Nitratgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 24

Abbildung 26: Entwicklung der absoluten täglichen Verlustzahlen von Flussbarschlarven der verschiedenen Behandlungen in Stück über den gesamten

Abschlussbericht V

Versuchszeitraum Art-= Fütterung A (Artemia), Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C 25

Abbildung 27: Zylinder zur Artemienerbrütung (links), Gerät zur Separierung von magnetisierten Zysten, Eischalen und geschlüpften Nauplien (rechts) 27

Abbildung 28: Verringerung der Oberflächenspannung durch Oberflächenskimmer (links) und Oberflächenberieselung (rechts) 27

Abbildung 29: Schwimmblasenfüllung beim Flussbarsch erfolgreich (oben) bzw. keine Schwimmblasenfüllung (unten) 28

Abbildung 30: Wirbelsäulenverkrümmung beim Flussbarsch (oben), Maulverkrüppelung (unten links), diverse Wirbelsäulenverkrümmungen (unten rechts) 29

Abbildung 31: Versuchsaufbau eines Moduls 29

Abbildung 32 : Mittlere Frischmassen von juvenilen Flussbarschen in g am Versuchsende (± SD) der verschiedenen Behandlungen (für a und b sind Werte auf einem Level von p ≤ 0,05 signifikant verschieden) 30

Abbildung 33: verendete Jungbarsche (fehlende Augäpfel) 31

Abbildung 34: Kannibale und Beute 2,5 Wochen nach Schlupf (oben links); Juveniler Flussbarsch mit angefressenen Flossen (oben rechts); verendeter Kannibale mit Artgenossen im Schlund (unten links); stark heterogenes Wachstum bei Flussbarsch-Jungfischen (unten rechts) 32

Abbildung 35: Summe der insgesamt aufgetretenen Kannibalen beim Flussbarsch in Abhängigkeit von der Halterungstemperatur am Versuchsende 33

Abbildung 36: Sortierkästen zur Sortierung verschiedener Fischgrößen 34

Abbildung 37: Flussbarschsatzfische (7 - 10 g) 34

Abbildung 38: Larvenmodul zusätzlich modifiziert mit Kühlgerät und Sandfilter 36

Abbildung 39: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütterungsintensität A (1,5 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 37

Abbildung 40: Futterquotient von Flussbarschen (gefüttertes Futter/Zuwachs) der Behandlungen mit der Futterintensität A (1,5 % d-1) 37

Abbildung 41:Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütterungsintensität B (2,0 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 38

Abbildung 42: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Behandlungen mit der Futterintensität B (2,0 % d-1) 38

Abbildung 43:Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in g in Becken mit der Fütterungsintensität C (2,5 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 39

Abbildung 44: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Behandlungen mit der Futterintensität C (2,5 % d-1) 39

Abbildung 45: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 41

Abbildung 46: Futterquotienten (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der verschiedenen Behandlungen über den Versuchszeitraum 41

Abbildung 47: SGR (spezifische Wachstumsrate in % je Tag) von Flussbarschen der drei Behandlungen über den Versuchsverlauf 42

Abbildung 48: Larvenmodul mit runden und eckigem Becken 43

Abbildung 49: Entwicklung der Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 43

Abbildung 50: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 44

VI Abschlussbericht

Abbildung 51: Entwicklung der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d-1) von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 44

Abbildung 52: Aufbau Larvenmodul für den Versuch zum Einfluss der Beckenfarbe 45

Abbildung 53: Mortalität von Flussbarschen der verschiedenen Behandlungen zu Beckenfarben über den Versuchsverlauf 46

Abbildung 54: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen über den Versuchsverlauf bei unterschiedlichen Beckenfarben 46

Abbildung 55: Entwicklung des Gesamtgewichts pro Behandlung von Flussbarschen über den Versuchszeitraum 47

Abbildung 56: Entwicklung des Durchschnittsgewichts der Behandlungen in g von Flussbarschen über den Versuchsverlauf 47

Abbildung 57: Verlauf der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d-1) von Flussbarschen über den Versuchszeitraum 48

Abbildung 58: Wachstumsleistung des Flussbarsches im Kreislauf bei 23 °C Haltungstemperatur 2014/2015 50

Abbildung 59: Mittlere Totallängenentwicklung in mm beim Flussbarsch über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) mit vier unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) 51

Abbildung 60: Mittlere Gewichtszunahme beim Flussbarsch (Frischmasse) in g über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) 51

Abbildung 61: Futterquotient beim Flussbarsch pro Versuchsansatz (aufgenommenes Futter in kg / Zuwachs in kg) im letzten Versuchszeitraum (09.12.2013-18.12.2013) (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) (A1 bis A6 und B1 bis B6 sind Beckenbezeichnungen) 52

Abbildung 62: Totallängenentwicklung in mm von Flussbarschen in der Mastphase über den bisherigen Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungsration 53

Abbildung 63: Frischmassezunahme (FM) in g von Flussbarschen in der Mastphase über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungsration (A = 1 % Futter je kg Fischmasse je Tag, B = 1,5 % Futter je kg Fischmasse je Tag, C = 2,0 % Futter je kg Fischmasse je Tag) 53

Abbildung 64: Flussbarsche nach achtwöchiger Ernährung mit carotinhaltigem Laicherfutter (Rotfärbung) (jeweils links im Bild) und Standardfutter (keine Rotfärbung) 54

Abbildung 65: 2,5 m³ Becken im Laichraum zur Haltung von Flussbarschlaichern 57

Abbildung 66: links oben: Gonadenansätze vom Flussbarsch Bornstamm (ausgeglichenes Verhältnis von Weibchen zu Männchen); unten links: Laichtier aus Bornstamm; oben rechts: Gonadenansätze Wildlaicher (nur ein Männchen), unten rechts: ein Wildlaicher 58

Abbildung 67: Flussbarsch Hälterung von Laichtieren für außersaisonale Vermehrung. links: Hälterungseinrichtung im Laichraum, rechts: Wasseraufbereitung des Laichraums (Filterbecken, Biofilter, Sandfilter) 59

Abbildung 68: Extern verbautes Kühlgerät zur Wasserkühlung 60

Abbildung 69: Haltungsbecken für Flussbarsche im Kühlraum im Versuch Frühbrut mit UV-Lampe und Sandfilter 60

Abbildung 70: Biopsie bei Flussbarschrognern zur Ermittlung der Eireife 62

Abschlussbericht VII

Abbildung 71: Eireifestadien vom Flussbarsch bei Biopsie: reife Eier (links); unreifes Ei (rechts) (Durchmesser jeweils ca. 1,7 mm) 62

VIII Abschlussbericht

Abkürzungsverzeichnis cm Zentimeter d Tag FQ Futterquotient g Gramm kg Kilogramm l Liter m³ Kubikmeter mm Millimeter µm Mikrometer MUFA einfachungesättigte Fettsäure PUFA mehrfachungesättigte Fettsäure SAFA……….. gesättigte Fettsäure SGR spezifische Wachstumsrate TG Tagesgrade

1 Abschlussbericht

1 Zusammenfassung

Im Projektzeitraum wurden zahlreiche Versuche zu verschiedenen Abschnitten der Fluss-barschaquakultur durchgeführt. Hierbei wurden besonders Haltungsbedingungen, Reprodukti-on, Handling, Überlebensraten und Deformationsraten erfolgreich bearbeitet.

Laichtierhaltung:

Zur erfolgreichen Flussbarschproduktion werden mehrmals im Jahr hochqualitative, trockenfut-teradaptierte und seuchenfreie Satzfische benötigt. Dies macht die Laichtierhaltung zu einer essentiellen Grundlage für eine erfolgreiche Flussbarschaquakultur. Im Projektzeitraum wurden zu dieser Thematik diverse Versuchsansätze zur Optimierung der Haltungsbedingungen, der Stressvermeidung, der Fütterung und des Handlings erfolgreich durchgeführt. Hierbei wurde mit verschiedenen Haltungssystemen und Elterntierabstammungen gearbeitet. Als wertvolle Ver-besserung der Haltungsbedingungen können Unterstände in Laichtierhaltungseinheiten inte-griert werden, dies führte zu einer gesteigerten Überlebensrate im Elterntierbestand.

Vermehrung:

Eine kontrollierte Vermehrung von anlageneigenen Elterntieren ist essentiell für die Produktion von Flussbarschen in Aquakultur. Im abgeschlossenen Projektzeitraum wurden verschiedene künstliche Vermehrungsmethoden und unterschiedliche Methoden zur Laichgewinnung getes-tet. Hierbei zeigte sich, dass besonders hohe Befruchtungsraten bei der künstlichen Befruch-tung erzielt werden konnten.

Zur Erbrütung von Barschlaich können verschiedene Erbrütungssysteme verwendet werden. Im Projektzeitraum wurden Schwimmkörbe, Erbrütungsgestelle mit McDonalds-Gläsern, Erbrü-tungsrinnen und Zugergläser verwendet. Der Schlupferfolg hing nicht vom Erbrütungssystem ab, sondern von der Qualität des Eibandes und der Einhaltung optimaler Erbrütungsbedingun-gen (15 - 17 °C, > 90 % Sauerstoffsättigung, pH = 7 - 8). Die Erbrütung dauerte ca. 9 - 10 Tage (150 - 160 Tagesgrade).

Aufzucht:

Die Larvenaufzucht ist die herausforderndste Phase in der Flussbarschaquakultur. In diesem Zeitraum muss mit den höchsten Ausfällen des Produktionszyklus (bis zu 80 %) gerechnet wer-den. Besonders die geringe Größe der Larven von 3 - 4 mm und die daraus resultierende Emp-findlichkeit gegenüber Umwelteinflüssen und Handling können bei Fehlern zu hohen Verlusten im Bestand führen. Zu Projektbeginn wurden deshalb nur Überlebensraten zwischen 10 und 14 % erreicht. Diese konnten im Verlauf des Projektes durch Anpassungen der Haltungsbedingun-gen, der Fütterung und durch ein optimiertes Handling auf 15 – 20 % gesteigert werden.

Anfütterung:

Mit der Anfütterung der Larven sollte ab dem dritten Tag nach dem Schlupf begonnen werden, da zu diesem Zeitpunkt die Dottersackphase der Larven zum größten Teil abgeschlossen ist. Zur Anfütterung werden hauptsächlich Artemia salina Nauplien verwendet. Die Nauplien werden lebend verfüttert, um den vom Futter ausgehenden Bewegungsreiz für eine genügende Fut-teraufnahme zu nutzen. Vergleiche mit reiner Trockenfuttergabe zeigten im Versuch keine Nah-rungsaufnahme und führten zum Gesamtausfall von Versuchsgruppen. Parallel kann mit gefros-teten Rotatorien und später Bosmiden (Blattfußkrebse) und Moinas (japanische Wasserflöhe) 3 x am Tag zugefüttert werden, um den Nährwert der Gesamtfütterung zu erhöhen. Die Fütterung mit Artemien und Frostfutter sollte bis zum 20. Tag nach dem Schlupf durchgeführt werden. Im Anschluss sollte über einen Zeitraum von 3 - 4 Tagen sukzessive auf Trockenfutter umgestellt werden. Als Futtermittel wurden Larvenfutter in Pelletgrößen von 250 µm – 2,0 mm verwendet.

Satzfischhaltung:

Zur Haltung juveniler Flussbarsche wurden zahlreiche Versuche zur Optimierung von Haltungs-bedingungen, Fütterung und Sortierung durchgeführt. In diesem Zeitraum der Fluss-

2 Abschlussbericht

barschaquakultur kann durch verschiedene Haltungsparameter sehr gut auf die Wachstumsleis-tung Einfluss genommen werden. Diese Aufzuchtphase wird in der Produktion von Besatzdich-ten zwischen 45 – 55 kg/m³, Wassertemperaturen von 23 - 24 °C und Futterquotienten zwi-schen 0,9 und 1 geprägt.

Mast:

Die Mast von Flussbarschen verläuft größtenteils unproblematisch. Die Tiere sind ab einer Grö-ße von ca. 10 g robust und können problemlos sortiert werden. Bei der Hälterung zeigten sich die Tiere kaum krankheitsanfällig. Im Normalfall werden die Tiere in drei Sortierungen gehalten. Als Besatzdichten können 60 – 80 kg/m³ empfohlen werden. Zur Fütterung wird während der Mast ein Futter mit einem hohen Protein- und niedrigem Fettgehalt empfohlen. Es ist ebenfalls sinnvoll mit großen Pellets (6 – 8 mm) zu füttern, da die Tiere so insgesamt weniger Energie bei der Futteraufnahme verbrauchen. Die Futtergröße sollte somit regelmäßig an den Bestand an-gepasst werden. In der Mast wird damit ein Futterquotient von 1 – 1,4 erreicht. Das Marktge-wicht als Egli (100 – 150 g) erreicht der Flussbarsch ohne züchterischen Eingriff nach 260 – 280 Tagen. Im Durchschnitt wogen die Tiere nach einem Jahr 250 – 280 g. Vorwüchser können deutlich höhere Gewichte von bis zu 700 g nach einem Jahr erreichen, was das hohe Potential des Flussbarsches als Aquakulturart unterstreicht.

Produktqualität:

Zur Steigerung der Produktqualität im Hinblick auf Aussehen und physiologischen Nährwert wurden verschiedene Futterversuche durchgeführt. Es ist wichtig hochqualitative Futtermittel zu verwenden.

Außersaisonale Reproduktion

Die außersaisonale Reproduktion von Laichtieren ist eine der wichtigsten Voraussetzungen für die wirtschaftliche Produktion einer Fischart in intensiven Kreislaufsystemen. Im Jahresverlauf sollte für eine optimale Ökonomie eine Bereitstellung von Fingerlingen 3 - 4-mal als Besatzfi-sche für Mastanlagen sichergestellt werden. Beim Flussbarsch müssen die adulten Tiere zur Ausbildung eines Laichansatzes einem künstlichen Winter in Form von Wassertemperaturen von unter 7 °C und einem winterlichem Kurztagregime ausgesetzt werden. Nach dieser Kalt-phase werden die Wassertemperaturen und die Lichtbedingungen wieder langsam auf einen für die Frühlingszeit typischen Zustand gebracht. Bei Wassertemperaturen um 15 °C und entspre-chenden Tageslängen erreichen die Fische die Laichreife und können vermehrt werden. Im September 2015, 5 Monate nach der natürlichen Laichzeit, konnte so zum ersten Mal außersai-sonal Flussbarschlaich in der Forschungsanlage Born gewonnen werden.

Triploidisierung:

In der Projektlaufzeit ist eine Qualifizierungsarbeit (Bachelor of Science) zum Thema: „Untersu-chung zur Erzeugung steriler Bestände des Flussbarsches durch induzierte Triploidisierung“ in der Forschungsanlage Born betreut und durchgeführt worden (Schmidt, 2015). Die Arbeit wurde dem Bericht zugefügt. Alle Methoden, Ergebnisse und Quellen sind dieser Arbeit zu entneh-men. (siehe Anhang).

Ökonomie

Die Kosten für eine Aquakulturanlage gliedern sich in Investitionskosten zum Aufbau der Anla-ge, Operationskosten, Produktionskosten und je nach Produktionsart unter Umständen Kosten für Satzfische (Toner und Schram, 2008).Allgemein muss ein guter Aquakulturstandort Zugang zu ausreichender, sauberer und günstiger Wasserversorgung haben (Brunnen, Oberflächen-wasser). Weiterhin ist es wichtig eine gute infrastrukturelle Anbindung zu günstiger Wärme (Heizkosten), Elektrizität, Gasversorgung und Telekomunikation zu gewährleisten. Eine geo-graphische Nähe zu Absatzmärkten verringert den Transportaufwand und die Transportkosten (Toner und Schram, 2008).

Abschlussbericht 3

Der Marktpreis und das Marktgewicht von Flussbarschen sind stark von der Region und dem Verarbeitungszustand abhängig. So entsteht eine relative große Preisspanne von 8,00 – 40 € je kg.

2 Einleitung

Der Flussbarsch (Perca fluviatilis, L.) steht seit einigen Jahren im Fokus der Wissenschaft und Praxis. Er wird in vielen Regionen Europas als hochwertiger und lukrativer Speisefisch gehan-delt. Bezüglich seiner Fleischqualität und seines Geschmacks steht der Flussbarsch dem Zan-der in nichts nach und wird bisweilen sogar höher geschätzt. Besonders im Voralpenraum erzie-len Barschfilets im Premiumsektor bis zu 40 €/kg, im Schnitt liegt der Kilopreis bei 16 - 20 €. Laut Mélard et al. (1995) können im europäischen Markt zwischen 5000 und 10000 t Fluss-barsch abgesetzt werden. Die Fänge der Binnenfischerei erreichen in Europa Größenordnun-gen von bis zu 2200 t im Jahr. Unter Aquakulturbedingungen werden ca. 500 t je Jahr produ-ziert (Abbildung 1) (FAO, 2014). Somit wird eine Jahresproduktion von ca. 2700 t auf den Markt gebracht, die nur zu einem geringen Teil den tatsächlichen Bedarf decken kann. Zieht man zu-sätzlich in Betracht, dass die Fänge der Binnenfischerei in Deutschland (Knaus, 2012) und Mit-teleuropa seit Jahren rückläufig sind, muss man feststellen, dass der mitteleuropäische Markt, ähnlich wie beim Zander, von osteuropäischer Importware dominiert wird. Dabei handelt es sich in der Regel um tiefgefrorene Filets aus Fängen der Binnenfischerei, die in Bezug auf Frische, Qualität und Nachhaltigkeit nicht immer den Wünschen der Konsumenten entsprechen (Fontai-ne, 2004). Besonders der Raubbau an osteuropäischen Gewässern hat zu einem enormen Rückgang der Wildbestände geführt (Öberg, 2008, FAO, 2009). Unter Berücksichtigung dieser Fakten wurde deshalb am Institut für Fischerei im Dezember 2013 ein Projekt zur Etablierung des Flussbarsches unter Brackwasserbedingungen in Aquakultur initiiert, um die nachhaltige Produktion von Flussbarschen zu ermöglichen, die Bedarfslücke am Markt zu verringern und den Befischungsdruck natürlicher Gewässer zu reduzieren. Dabei wurden Grundlagen zur Zucht und Produktion von Flussbarschen unter Praxisbedingungen erarbeitet. Besonders die Steigerung der Überlebensrate, die Senkung der Deformationsrate, die Optimierung der Hal-tungsbedingungen und die außersaisonale Reproduktion waren Teilziele dieses Projektes. Im Projekt wurden zu diesen Arbeitszielen verschiedene Engpässe erkannt und erfolgreich bear-beitet.

Abbildung 1: globale Aquakulturproduktion von Flussbarschen seit 1950 in Tonnen

4 Abschlussbericht

3 Erprobung physiologischer Ansprüche an das Haltungsma-

nagement/ Verfahrenserprobung der Produktion

3.1 Allgemeine Übersicht

Im Projektzeitraum wurden zahlreiche Versuche zur Laichtierhaltung, Erbrütung, Larvenanzucht und -aufzucht sowie zur Jungfischhaltung durchgeführt. Weiterhin wurde die Haltung mastreifer Fische erprobt. Ein Entwicklungszyklus vom Ei bis zum 300 g Fisch konnte innerhalb von 12 Monaten abgeschlossen werden. Hierbei wurden wertvolle Erkenntnisse zur Handhabung und zum Verhalten von Flussbarschen in Aquakultursystemen über alle Altersklassen gewonnen.

3.2 Laichtierhaltung

3.2.1 Allgemeiner Überblick

Zur erfolgreichen Flussbarschproduktion werden mehrmals im Jahr hochqualitative, trockenfut-teradaptierte und seuchenfreie Satzfische benötigt. Diese sind jedoch bei der momentanen Marktlage nicht in ausreichender Anzahl und Regelmäßigkeit für eine durchgängige Aquakul-turproduktion verfügbar.

Dies macht die Laichtierhaltung zu einer essentiellen Grundlage für eine erfolgreiche Fluss-barschaquakultur. Im Projektzeitraum wurden zu dieser Thematik diverse Versuchsansätze zur Optimierung der Haltungsbedingungen, der Stressvermeidung, der Fütterung und des Hand-lings erfolgreich durchgeführt. Hierbei wurde mit verschiedenen Haltungssystemen und Eltern-tierabstammungen gearbeitet.

3.2.2 Haltungssysteme

Zur Haltung der Elterntierbestände wurden vier verschiedene Haltungssysteme verwendet. Die Tiere wurden in Durchflussrinnen (1,6 m³), Rundbecken (3 – 5 m³), Rinnen (4 m³) und einem Teich (ca. 50 m³) gehalten (Abbildung 2). Die verschiedenen Haltungssysteme wiesen einen unterschiedlichen Technologisierungsgrad auf. Die Haltungseinheiten Teich und Durchflussrin-ne wurden durchgängig mit Oberflächenwasser bespeist. Diese Haltungssysteme sind dem natürlichen Temperatur- und Tagesgang ausgesetzt. Durch eine permanenete Sauerstoff- und Wasserstandsüberwachung ist dieser Anlagenteil gegen Havarien gesichert. Eine zusätzliche Versorgung mit technischem Sauerstoff kann zur Sicherung optimaler Haltungsbedingungen, z.B. bei hohen Wassertemperaturen verbunden mit hoher Sauerstoffzehrung, zugeschaltet werden. Die Hälterung in Rundbecken und Rinnen in Kreislaufanlagen ist hingegen permanent steuerbar, kontrollierbar und alarmgesichert. In jedem System ist eine Wasseraufbereitung in Form von Sandfilter, Biofilter, Trommelfilter und UV-Strecke verbaut, um die Wasserqualität hoch und den Keimdruck niedrig zu halten.

Zur Manipulation von Temperatur- und Tageszyklen verfügen einige Versuchseinheiten weiter-hin über eine Licht- und Temperatursteuerung.

Abschlussbericht 5

Abbildung 2: geeignete Einheiten zur Laichtierhaltung: Teich (oben links); Durchflussrin-ne (oben rechts), Kreislaufanlage Rinnen (unten links); Kreislaufanlage Rundbe-cken(unten rechts)

3.2.3 Rekrutierung von Elterntieren

Die Beschaffung eines bereits züchterisch bearbeiteten Elterntierbestandes war nicht möglich. Es gibt in Europa zwar mehrere Zuchtstämme, Tiermaterial aus diesen Beständen war jedoch nicht zu erwerben. Aus diesem Grund sollte für die Vermehrung in Born ein Laichtierbestand aus Wildpopulationen aufgebaut werden. Das Ausgangsmaterial stammte aus dem Hohen Sprenzer See von der Fischerei W. Loch und wurde als Grundstock benutzt. Durch hohe Ver-luste während der Reproduktionsperiode im Mai 2014 musste dieser Bestand jedoch im Jahr 2015 größtenteils ersetzt werden. Inzwischen wurden vielversprechende Nachkommen (F1) aus der Vermehrung von Wildfängen (P0) der Jahre 2013 und 2014 (ca. 250 Stück je Vermehrung) als Nachwuchslaicher rekrutiert. Diese F1-Tiere sind Teil der Basis eines zukünftigen Elterntier-bestandes in Born.

Tabelle 1: Übersicht Elterntiere (Mittelwerte ± SD, TL = Totallänge)

Herkunft Datum mittleres Gewicht in g (Rogner) mittlere TL in cm (Rogner) mittleres Gewicht in g (Milchner) mittlere TL in cm (Milchner)Wildlaicher 30.09.2015 273,45 ± 46,32 28,35 ± 9,53 123,36 ± 22,36 19,63 ± 2,97Born 2013 30.09.2015 1057,87 ± 321,37 36,25 ± 6,34 296,35 ± 11,63 28,78 ± 5,37Born 2014 30.09.2015 753,32 ± 152,32 29,32 ± 5,21 198,47 ± 14,36 25,41 ± 2,13

6 Abschlussbericht

Abbildung 3: Flussbarsche in Born: Wildlaicher P0 (oben), Born F1 2013 (Mitte), Born F1 2014 (unten)

3.2.4 Alter und Größe von Elterntieren

Das Alter der Elterntiere wirkt sich stark auf die Eimenge und besonders die Eiqualität aus (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Junge Tiere bilden meist Eier mit minderer Qualität aus. Deshalb werden von Erstlaichern oft keine zusammenhängenden Eibänder sondern nur Fetzen gewonnen. Ein Mindestalter von 2 - 3 Jahren sollte beim Flussbarsch erreicht sein, be-vor die Tiere zur Vermehrung genutzt werden, da Männchen erst durchschnittlich mit ein bis zwei Jahren und Weibchen erst mit drei bis vier Jahren die Geschlechtsreife erreichen (Fishbase et al., 2015). Die Eibändern können zwischen wenigen Tausend und 300.000 Eier beinhalten. Dies hängt maßgeblich von der Größe des Rogners ab (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013).

Durch Vermehrung kleiner Weibchen können im Normalfall auch nur kleine Eier (Eizahl ca. 235/ml) gewonnen werden. Dies wirkt sich wiederum negativ auf die durchschnittliche Larven-größe und die Überlebensfähigkeit der Larven nach dem Schlupf aus. Es werden große Rogner mit großen Eidurchmessern benötigt (Eizahl ca. 175/ml).

3.2.5 Fütterung

Die Fütterung der Laichtiere unterscheidet sich je nach Herkunft der Elterntiere. Tiere aus eige-ner Nachzucht sind trockenfutteradaptiert und werden mit handelsüblichen Pellets entspre-chender Körnung ernährt. Ein spezielles Laichtierfutter (Skretting Forelle Vitalis) (Tabelle 2) hat sich dafür bewährt. Dieses Futter erfüllt hohe Qualitätsstandards und beinhaltet eine Vielzahl von Inhaltstoffen (z.B. Vitamine, Mikronährstoffe usw.), die für den Erhalt eines optimalen Er-nährungszustandes, eines guten Gesundheitszustandes und die Ausbildung einer hohen Fe-

Abschlussbericht 7

kundität der Tiere benötigt werden. Die Fütterung erfolgte täglich u.a. mit Futterautomaten. Zu-sätzlich erfolgte eine Fütterung mit verschiedenen Frostfuttermitteln (Stinte Weißfisch, Tinten-fisch, Krebstiere), um die Ernährung der Tiere noch weiter zu optimieren (Abbildung 4). Hierbei ist jedoch besonders auf seuchenfreie und hygienisch hochwertig produzierte Produkte zu ach-ten, um eine Einschleppung von Krankheiten in die Bestände zu vermeiden. Durch eine Schockfrostung bei bis zu - 81 °C wird dies sichergestellt. Durch die Handfütterung entstand ein erhöhter Arbeitsaufwand. Die Handfütterung erfolgt nur 2 – 3-mal in der Woche, um bei den Tieren eine aggressive Futteraufnahme zu provozieren. Dies ist wichtig, da nicht gefressenes Frostfutter sonst leicht negative Auswirkungen auf die Wasserqualität im System haben kann.

Tabelle 2: Zusammensetzung Skretting Forelle Vitalis (8 mm)

Abbildung 4: TK-Stinte (4 - 11 cm)

3.2.6 Haltungsbedingungen

Es stellte sich heraus, dass ein dünner Besatz von 5 – 15 kg/m³ für die Elterntierhaltung optimal ist. Durch diese niedrigen Besatzdichten sinkt der Keimdruck auf die Fische. Es wurden jeweils 50 % Rogner und 50 % Milchner zusammen gehalten. Die Haltung und die Regenerationspha-se der Laichtiere fanden jeweils bei 22 - 24 °C und einem Tag-Nacht-Rhythmus von 16 h hell zu 8 h dunkel statt. Aus dieser Haltung wurden dann jeweils bestimmte Kohorten in die künstliche Winterung genommen, welche in speziellen Laichräumen stattfand (siehe: 3 Außersaisonale Reproduktion). Die Sauerstoffsättigung betrug zu jedem Zeitpunkt der Haltung mindestens 95 %. Der pH-Wert lag im System im Mittel bei 7,5. Unter diesen Bedingungen war die Leistung der Mikroorganismen zum Umsatz gelöster Stickstoffverbindungen im Biofilter am Größten.

3.2.7 Herausforderungen der Laichtierhaltung

3.2.7.1 Mortalität/Laichstress

Die Haltung von Flussbarschelterntieren kann im Vermehrungszeitraum zu hohen Verlustraten führen. Die Tiere reagieren gestresst und sind zudem krankheitsanfälliger. Dies wurde im Re-produktionszeitraum 2014 beobachtet (Abbildung 5). Weiterhin konnten in der Teichhaltung

Inhalstoffe Anteil in % Mikronährstoffe in mg/kg Vitamine SonstigesRohprotein 44 Eisen 62 A Antioxidanten

Rohfett 16 Jod 3,1 D3 Farbstoff (Astaxanthin 25mg/kg)Rohfaser 2 Kupfer 8

Rohasche 1 Mangan 23Kalzium 2,5 Zink 190Natrium 0,1

Phosphor 1,5

8 Abschlussbericht

Verwundungen der Elterntiere durch Wasservögel festgestellt werden, welche zu erhöhten Ver-lusten im Bestand führten (Abbildung 6).

Abbildung 5: verstorbenes Laichtier

Abbildung 6: Kormoran auf Laichteich

3.2.7.2 Einfluss von Versteckmöglichkeiten auf die Überlebensrate von Flussbarschel-terntiere

Aus den Erfahrungen der Reproduktionen 2013 und 2014 entstand eine alternative Laichtierhal-tung mit dem Ziel, durch die Einbringung von Unterständen in den Haltungsbecken den Stress der Tiere und somit die Mortalität zu minimieren. Als Unterstände wurden verschiedene Mate-rialien, wie natürliches Reisig und Schilfmattenkonstruktionen verwendet (Abbildung 7). Die Versteckmöglichkeiten wurden in Durchflussrinnen (1,6 m³) der Kaltwasseranlage genutzt. Die Schilfmatten wurden so angeordnet, dass es in Teilen der Rinnen zu einer Senkung der Strö-mungsgeschwindigkeit kam und somit Strömungsschatten entstanden.

Es wurden jeweils zwei Rinnen mit Wildtieren (P) und zwei Rinnen mit anlageneigenen einjähri-gen Fischen (F1) besetzt. Alle Elterntiere nahmen die Unterstände direkt an und zeigten ein

Abschlussbericht 9

ruhiges Verhalten bei den täglichen Kontrollen. Die Überlebensrate betrug im Vermehrungszeit-raum 2015 dank dieser Neuerungen 96 %. Es gab keine Unterschiede in der Überlebensrate zwischen den beiden Elterntierbeständen.

Abbildung 7: Durchflussrinne mit installierten Unterständen aus Schilfmatten/Ästen

3.2.7.3 Verhinderung von Verwundungen durch Wasservögel

Die Verwendung von Vogelschutznetzen (Abbildung 8) verhinderte durch Wasservögel verursachte Verluste in der Elterntierpopulation vollständig.

Abbildung 8: Laichteich in Born mit installiertem Vogelschutznetz

3.3 Vermehrung/Laichgewinnung

3.3.1 Allgemeine Übersicht

„Flussbarsche zählen zu den Frühjahrslaichern und legen je nach Region zwischen Februar und Juli ihre Eier ab (Fishbase et al., 2015). Dabei werden kleine Wanderungen innerhalb des Gewässers vorgenommen, so kommen Barsche aus tieferen Bereichen ins Litoral oder Küsten-

10 Abschlussbericht

bewohnende sogar ins Süßwasser (anadrome Wanderung) (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Das Litoral wird aufgesucht, weil es geeignete Laichplätze, wie Wasserpflanzen, Äste, Schilf oder ähnlichen Strukturen enthält. Der Milchner hält sich zuerst am Laichplatz auf, kommt der Rogner dazu, kann es zu polyandrischen Befruchtungen des Geleges kommen (Fishbase et al., 2015).“ (Schmidt, 2015)

Eine kontrollierte Vermehrung von anlageneigenen Elterntieren ist essentiell für die Produktion von Flussbarschen in Aquakultur. Die natürliche Laichzeit von Flussbarschen liegt in unseren geologischen und klimatischen Breiten zwischen Ende März und Mitte Mai. Die Tiere laichen bei Temperaturen zwischen 13 und 16 °C natürlich auf Substrat (Wasserpflanzen) ab. Im abge-schlossenen Projektzeitraum wurden verschiedene künstliche Vermehrungsmethoden und un-terschiedliche Methoden zur Laichgewinnung getestet.

3.3.2 Verwendung von Wildlaich

Im Projektzeitraum wurde teilweise mit Wildlaich aus dem Hohen Sprenzer See gearbeitet. Die Laichbänder wurden von einem Fischer gesammelt und in gleichalte Chargen eingeteilt. Der Laich wurde dann in Transportsäcken (Zugabe von Sauerstoff) in die Erbrütung der For-schungsanlage Born überführt. Im Frühjahr 2014 wurden ca. 4 l Laich und im Frühjahr 2015 ca. 2 l Laich auf diese Art gewonnen und erbrütet. Durch die Nutzung von Wildlaich können zwar große Mengen an Laich generiert werden, dieser birgt jedoch hygienische Risiken und ist zu-dem nur einmal im Jahr verfügbar.

3.3.3 Vermehrungsmethoden

Zur Vermehrung von Flussbarschelterntieren wurden zwei Methoden verwendet. Diese Metho-den wurden mit Wildlaichern und Elterntieren aus eigener Nachzucht getestet. Die Arbeitsabläu-fe wurden dabei für die Flussbarschvermehrung optimiert.

3.3.3.1 Künstliche Vermehrung

Die künstliche Reproduktion von Fischen ist in der Aquakultur bei verschiedenen Fischarten das Optimum. Auch bei der Vermehrung von Flussbarschen kommen die Vorteile dieser Methode zum Tragen. Besonders die Kontrolle über den Laichvorgang, das Wissen über den genauen Laich- und Befruchtungszeitpunkt und hohe Befruchtungsraten wirken sich positiv auf den Er-folg der Reproduktion aus.

Zur Durchführung der künstlichen Reproduktion von Flussbarschen sind mehrere genau zeitlich aufeinander abgestimmte Arbeitsschritte zu beachten (Abbildung 9). Am wichtigsten hierbei ist die tägliche Kontrolle der Elterntiere auf ihren Reifegrad. Diese Kontrollen müssen kurz nach Sonnenaufgang stattfinden, da dies als Hauptlaichzeitpunkt es beobachtet wurde. Im Zuge des-sen wurden die Rogner durch vorsichtigen ventralen Druck in Richtung der Geschlechtsöffnung auf die Abgabe von Eibändern animiert (Abbildung 9). Bei reifen Rognern kann so leicht Laich gewonnen werden. Es ist darauf zu achten, dass die Eibänder zu diesem Zeitpunkt keinem Wasserkontakt ausgesetzt werden, um eine Quellung der Eier, welche die spätere Befruchtung verhindern würde, zu vermeiden. Falls bei geringem Druck keine zusammenhängenden Eibän-der aufgefangen werden können ist das Tier noch nicht laichbereit und der Vorgang muss zu einem späteren Zeitpunkt wiederholt werden. Nach dem erfolgreichen Abstreifen eines Eiban-des kann dieses mit Spermien versetzt werden. Diese können von männlichen Tieren entweder durch direktes Abstreifen auf die Eier oder durch die Entnahme mit Hilfe einer Spritze gewon-nen werden (Abbildung 9). Im Versuchszeitraum 2015 wurden mindestens drei Männchen zur Befruchtung eines Eibandes verwendet, um die genetische Vielfalt zu erhöhen und der Gefahr einer mangelhaften Befruchtung aufgrund steriler Milchner vorzubeugen. Im nächsten Arbeits-schritt wurde Wasser zu dem Ei- Spermiengemisch gegeben und die Befruchtung unter vorsich-tigem Rühren mit einer Feder vollzogen. Danach wurden die Gesamteizahl und die Gesamt-

Abschlussbericht 11

masse bestimmt. Dann wurden die befruchteten Eibänder für Versuche auf unterschiedliche Erbrütungseinheiten aufgeteilt. Im Vermehrungszeitraum 2015 konnten auf diese Art Befruch-tungsraten von über Ø = 90 % und folglich Schlupfraten von über Ø = 85 % bei künstlich be-fruchtetem Laich erzielt werden.

Durch den Einsatz der künstlichen Vermehrung können Eibänder mit hoher Qualität gewonnen werden, dies ist jedoch mit einem deutlich höheren personellen Arbeitsaufwand im Vergleich zu anderen Vermehrungsmethoden verbunden.

Abbildung 9: künstliche Befruchtung vom Flussbarsch: laichreife Rogner (oben links), Spermiengewinnung mit Spritze (oben Mitte), Spermiengewinnung durch Abstreifen (oben rechts); trockenes Eiband (unten links); Aktivierung der Befruchtung durch Zugabe von Wasser, Eizahlbestimmung (unten Mitte) und Überführung in ein Zuge-rglas für die Erbrütung (unten rechts) (Fotos: M. Schmidt 2015)

3.3.3.2 Laichgewinnung durch den Einsatz von Laichsubstrat

Eine weitere Möglichkeit zur Laichgewinnung und Vermehrung von Flussbarschen ist die Nut-zung des natürlichen Laichvorgangs auf Laichsubstrat. Dazu wurden im Vermehrungszeitraum 2014 und 2015 vier verschiedene Materialen in die Haltungseinheiten eingebracht. Es wurden Reisig, Laichmatten (Kokos-Fußmatte), Laichbürsten und künstliche Wasserpflanzen verwendet (Abbildung 10). Alle Laichsubstrate wurden von den Elterntieren gut angenommen. Diese Form der Laichgewinnung setzt eine tägliche Kontrolle der Haltungseinheiten und eine direkte Über-führung der der bereits befruchteten Laichbänder in die Erbrütungsmodule voraus. Insgesamt ist bei dieser Art der Reproduktion im Vergleich zur künstlichen Vermehrung weniger Arbeits-aufwand notwendig. Es wurden jedoch deutlich schlechtere Befruchtungsraten (Ø = 45 %) und Schlupfraten (Ø = 37 %) erfasst. Besonders wichtig ist die Verwendung strömungsarmer, klei-ner (max. 1,5 m³) Becken zur Anpaarung. Es ist darauf zu achten, dass 2 – 3 reife Männchen pro Weibchen besetzt werden, um die Wahrscheinlichkeit einer erfolgreichen Befruchtung zu erhöhen.

12 Abschlussbericht

Abbildung 10: verschiedene Laichsubstrate mit Eibändern(von links nach rechts): Reisig, Laichmatte, Laichbürste, künstliche Wasserpflanzen

3.4 Erbrütung

3.4.1 Allgemeine Übersicht

Zur Erbrütung von Barschlaich können verschiedene Erbrütungssysteme verwendet werden. Im Projektzeitraum wurden Schwimmkörbe, Erbrütungsgestelle mit McDonalds-Gläsern, Erbrü-tungsrinnen und Zugergläser verwendet. Mit allen Systemen konnte erfolgreich erbrütet werden. Der Schlupferfolg hing nicht vom Erbrütungssystem ab, sondern von der Qualität des Eibandes und der Einhaltung optimaler Erbrütungsbedingungen (15 - 17 °C, > 90 % Sauerstoffsättigung, pH = 7 - 8). Die Erbrütung dauerte ca. 9 - 10 Tage (150 - 160 Tagesgrade).

3.4.2 Erbrütung 2014

Der gewonnene Laich wurde in 2014 auf zwei verschiedene Weisen erbrütet. Ein Teil des Laichs wurde dazu in schwimmfähige Körbe gelegt (Abbildung 11). Die Erbrütung fand unter Brackwasserbedingungen bei 12 - 15 °C statt. Die Behälter (300 l) wurden ständig mit frischem Wasser bespeist, sodass eine ausreichende Sauerstoffsättigung von durchschnittlich 93 % und eine optimale Wasserqualität in Bezug auf gelöste Stickstoffverbindungen gewährleistet werden konnte. Leider musste dieser Versuch abgebrochen werden, da die Schwebstoffbelastung des Anlagenwassers zu hoch war und die Gelege ständig mit einem Film aus organischem Material besetzt waren. Trotz regelmäßiger Reinigung kam es zu einem Totalausfall dieser Gelege. Auf-grund dieser Ergebnisse wurde der Rest der Gelege in McDonalds-Gläsern (Abbildung 11) zwi-schen 15 - 17 °C erbrütet. Hierbei handelte es sich um Barschlaich aus dem Hohen Sprenzer See sowie um Laich von eigenen Fischen. Der Erbrütungserfolg und die Schlupfrate der ver-schiedenen Eier waren sehr unterschiedlich. Der Laich des Bornstamms wurde zu 100 % ver-worfen, da die Eier mangelnde Befruchtungsraten aufwiesen und schnell verpilzten. Da diese Tiere jedoch Erstlaicher waren, wurde diese mangelhafte Eiqualität und Überlebensrate erwar-tet. Der Laich der Wildtiere brachte bessere Erfolge, obwohl auch hier hohe Verluste zu ver-zeichnen waren, diese waren wahrscheinlich der zu diesem Zeitpunkt schlechten Wasserquali-tät in der Durchflussanlage und dem eher schlechten Zustand der Elterntiere zuzuschreiben. Der zugekaufte Laich aus dem Hohen Sprenzer See erreichte eine Schlupfrate von annähernd 75 %.

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Abbildung 11: Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches in Schwimmkörben im Brackwasser (links) und in McDonalds Gläsern (rechts)

3.4.3 Erbrütung 2015

Während der Laichzeit im Frühjahr 2015 (29.04.-14.05.2015) wurden Zugergläser, Erbrütungs-rinnen, und McDonalds-Gläser zur Erbrütung von insgesamt 6,45 l Laich verwendet (Abbildung 12). Der Laich stammte zu 72 % von Wildlaichern und zu 28 % von Elterntieren aus eigener Produktion. Insgesamt konnte ein Schlupferfolg von 65 % bei den Wildlaichern erreicht werden. Der Laich des Bornstammes zeigte nur 5 % Schlupferfolg, was aufgrund des zu geringen Alters der Tiere erwartet wurde.

Abbildung 12: Unterschiedliche Erbrütungseinheiten für die Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches: Erbrütungsrinne (links), McDonalds-Gläser (Mitte), Zugerglas (rechts)

14 Abschlussbericht

3.4.4 Eientwicklung

Die Eientwicklung wurde während der Erbrütungszeiträume 2014 und 2015 täglich überwacht und dokumentiert. Eine Beobachtung der verschiedenen Eistadien gab Aufschluss über den Stand der Entwicklung und ermöglichte eine relativ genaue Voraussage des Schlupfzeitpunkts. Allgemein ist dies von großer Bedeutung, da vor dem Schlupf Gazekäfige und Anzuchtbecken vorbereitet werden müssen. Weiterhin können so durch regelmäßige Kontrollen unter dem Mik-roskop niedrige Befruchtungsraten, Deformationen und Verpilzungen in Gelegen zeitnah er-kannt werden. Diese qualitativ minderwertigen Gelege können dann sofort aus den jeweiligen Erbrütungssystemen entfernt werden, was zu einer Optimierung der Wasserqualität, der Erbrü-tungskapazitäten, der Hygiene und des Handlings beiträgt.

Abbildung 13: befruchteter Barschlaich (1 Tag alt)

In Abbildung 13 ist befruchteter Barschlaich dargestellt. Der Laich ist einen Tag alt und die Keimscheibenbildung ist deutlich erkennbar. Zu diesem Zeitpunkt ist die Kontrolle des Laiches wichtig, um die gesamte Befruchtungsrate eines Eibandes zu bestimmen. Beträgt diese unter 10 % sollte das Laichband verworfen werden, um Verpilzungen entgegen zu wirken. Weiterhin kann eine mangelhafte Befruchtung ein Hinweis auf eine schlechte Ei- oder Spermienqualität sein, was folglich eine schlechte Larvenqualität hervorrufen kann. Nur wenn insgesamt wenig Laich vorhanden ist sollte man dazu übergehen unbefruchtete Teile von Laichbändern zu die-sem Zeitpunkt vorsorglich zu entfernen.

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Abbildung 14: Ei eines Flussbarsches 5 - 6 Tage nach der Befruchtung

In weiteren Entwicklungsverlauf können erste Schlüsse auf die Größe der Larven, den Defor-mationsgrad und den Schlupferfolg gezogen werden (Abbildung14). Vorhandene Hälterungs-einheiten für den bevorstehenden Schlupf sind inzwischen einsatzbereit.

Abbildung 15: Augenpunktstadium eines Flussbarsches 9 Tage nach Befruchtung

Nach Erreichen des Augenpunktstadiums (Abbildung 15) steht der Schlupf kurz bevor. Ab diesem Zeitpunkt können starke Bewegungen in den Laichbändern beobachtet werden. Gazenetze (500 – 750 µm) zum Auffangen der Larven müssen zu diesem Zeitpunkt in die Systeme eingebracht werden.

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Abbildung 16: Dottersacklarve eines Flussbarsches (4 mm) direkt nach dem Schlupf (links); gesammelter Schlupf eines Tages (rechts)

Frischgeschlüpfte Dottersacklarven (Abbildung 16) erreichen Größen zwischen 3 – 5 mm und sind nach dem Schlupf sehr empfindlich. Sie benötigen reinstes Haltungswasser und müssen schonend behandelt werden. Es ist wichtig eine Schlupftrennung durchzuführen, d.h. nur der Schlupf eines Tages wird zusammen in einem Aufzuchtbecken besetzt.

Die Larvenzahl wurde in der Forschungsanlage Born durch das Auslitern und Auszählen meh-rerer Proben erfasst und hochgerechnet. Im Erbrütungszeitraum 2014 wurden ca. 300.000 und im Erbrütungszeitraum 2015 ca. 275.000 Larven erbrütet.

3.5 Larvenaufzucht

3.5.1 Allgemeiner Überblick

Die Larvenaufzucht ist die herausforderndste Phase in der Flussbarschaquakultur. In diesem Zeitraum muss mit den höchsten Ausfällen des Produktionszyklus (bis zu 80 %) gerechnet wer-den. Besonders die geringe Größe der Larven von 3 - 4 mm und die daraus resultierende Emp-findlichkeit gegenüber Umwelteinflüssen und Handling können bei Fehlern zu hohen Verlusten im Bestand führen. Flussbarsche gehören biologisch, wie viele andere Fischarten, zu den R-Strategen. Diese Reproduktionsstrategie sieht es natürlicher Weise vor eine hohe Zahl an Nachkommen zu produzieren, sodass später mindestens ein geringer Prozentsatz überlebt und sich wieder reproduzieren kann. Dies führt dazu, dass bei jeder Vermehrung zwar tausende Larven produziert werden, aber ein gewisser Teil dieses Schlupfes auch trotz optimaler Hal-tungsbedingungen nicht überlebensfähig ist. Zu Projektbeginn wurden deshalb nur Überlebens-raten zwischen 10 und 14 % erreicht. Diese konnten im Verlauf des Projektes durch Anpassun-gen der Haltungsbedingungen, der Fütterung und durch ein optimiertes Handling auf 15 – 20 % gesteigert werden. Insgesamt ist dies somit eine deutlich höhere Überlebensrate als unter na-türlichen Bedingungen. Trotz dieser deutlichen Senkung der Mortalität muss an weiteren Para-metern zur Verbesserung gearbeitet werden. Besonders durch die Optimierung der Eiqualität mit Hilfe hochqualitativer an Aquakulturbedingungen angepasster Elterntierbestände steht ein enormes Potential zur Steigerung der Überlebensraten zur Verfügung. Eine hohe Laichproduk-tion kann zwar allein durch eine große Menge an Larven gewisse Ausfälle abfangen, ist jedoch keinesfalls als befriedigende und dauerhafte Lösung anzusehen.

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Die angesprochene Empfindlichkeit der Larven gegenüber ihrer Haltungsumwelt, mangelhafter Ernährung und Handling können bei unzureichender Optimierung zu vielfältigen Deformationen führen, was den Fisch aus ökonomischer Sichtweise wertlos macht. Zu bestimmten physiologi-schen Entwicklungsstadien der Larven sollte durch tägliche Kontrolle sichergestellt werden, dass die Haltungsbedingungen ständig an die jeweiligen Bedürfnisse der Tiere angepasst sind. Falls dies unterlassen wird, ist mit irreversiblen Fehlbildungen zu rechnen.

Es ist außerdem bekannt, dass Perciden, wie Flussbarsche und Zander, zu kannibalistischem Verhalten neigen, welchem frühzeitig durch konsequentes Besatzmanagement und regelmäßi-ge Sortierungen entgegen gewirkt werden muss.

Weiterhin wird während der Larvenaufzucht eine Mischung verschiedener hochqualitativer Fut-termittel benötigt. Besonders die Notwendigkeit der Anfütterung mit Lebendnahrung erfordert eine genaue zeitliche Abstimmung von Arbeitsabläufen und führt unausweichlich zu einem ge-steigerten Arbeitsaufwand. Da die Tiere in der Lebendfutterphase mit einer hohen Dichte an Nährtieren gefüttert werden müssen kann es zu Belastungen im Haltungswasser und somit zu einem erhöhten Reinigungsaufwand kommen.

3.5.2 Haltungseinheiten

Zur Haltung von Flussbarschlarven können verschiedene Systeme verwendet werden. Es ist jedoch immer wichtig, dass hohe Anforderungen an die Wasseraufbereitung und die Betriebssi-cherheit gelegt werden. Während der Arbeiten im Projekt wurden 500 l Rundbecken mit Räu-mervorrichtung, Rinnen (ca. 0,4?? m³) und Aquarien (40 und 90 l) verwendet (Abbildung 17). Alle Haltungseinheiten wiesen gewisse Vor- und Nachteile auf. Für eine optimale Anzucht sind Besatzdichten zwischen 50 und 100 Larven je Liter Haltungsvolumen zu bevorzugen.

Abbildung 17: Haltungseinheiten für Flussbarschlarven: Räumermodul (oben links); Rin-nen (oben rechts); Aquarienmodul 90 l (unten links); Aquarienmodul 40 l (unten rechts)

18 Abschlussbericht

3.5.2.1 Räumermodule

Der Einsatz von Räumermodulen in der Versuchsanlage Born war besonders bei der Aufzucht großer Mengen an Flussbarschlarven sinnvoll, da das hohe Wasservolumen des gesamten Systems, die große Dimensionierung der Filtereinheiten (Biofilter, Trommelfilter, Sandfilter) und der Wasserdesinfektion (UV-Strecke), sowie die Alarmsicherung eine hohe Betriebssicherheit und stabile Haltungsbedingungen garantieren. Weiterhin ist der Reinigungsaufwand in den Be-cken vergleichsmäßig gering, da automatische Räumerarme permanent Beckenwände und Bo-den reinigen. Durch diese Arbeitserleichterung müssen maximal 3 x täglich Futterreste und Fa-eces aus den Becken entfernt werden. Weiterhin kann in diesen Becken ohne hohen Aufwand eine von unten nach oben gerichtete Strömung eingestellt werden, die Artemien als Lebendfut-ter länger in der Wassersäule und somit länger im Sichtbereich der Larven hält. Das System verfügt ebenfalls über eine komplette Einhausung. Somit kann mithilfe diverser Lichtquellen in den einzelnen Becken jede gewünschte Tageslänge und Lichtintensität simuliert werden. Die Fütterung im Räumermodul kann mit Automaten, Schlauchpumpen oder per Handfütterung er-folgen. Ein Nachteil dieses Moduls ist die Tiefe der Becken (ca. 1m), was zu einer erschwerten Kontrolle der Fischbestände führt. Durch diese Problematik müssen die Tiere häufiger sortiert werden, da Kannibalen leicht zu übersehen sind und sich während der Hälterung schwerer aus den Becken entfernen lassen. Es werden flachere Becken oder hellere Beckenböden zur bes-seren Kontrolle der Fischbestände empfohlen.

3.5.2.2 Rinnenhaltung

Die Haltung von Flussbarschlarven ist ebenfalls in Rinnen möglich. Vorteile hierbei sind die leichte Zugänglichkeit und die leichte Kontrolle des Fischbestandes durch die niedrige Wasser-tiefe. Dadurch können Kannibalen und kranke Tiere leicht erkannt und aus dem Bestand ent-fernt werden. Die Systeme sind in Bezug auf Schwankungen der Haltungsumwelt ebenfalls sehr stabil und betriebssicher, da sie in Bezug auf Filtereinheiten und Wasservolumen ähnliche Ka-pazitäten aufweisen, wie die zuvor beschriebenen Räumermodule. Aufgrund des niedrigen Wasserstandes und der Möglichkeit den Wasseraustausch der Rinnen nahezu gegen Null zu regulieren, ist bei einer Handfütterung die Schaffung einer hohen Nährtierkonzentration in der Haltungseinheit leicht möglich. Dies kann die Nahrungsaufnahme besonders bei der Fütterung mit Artemien deutlich verbessern. Als ein negativer Aspekt wurde ein hoher Reinigungsaufwand festgestellt, der jedoch mit gewissen Hilfsmitteln, wie Bürsten und Abziehern, gesenkt werden konnte. Weiterhin kann eine relative hohe Strömungsgeschwindigkeit in den Rinnen, die bei hoher Futterzugabe zum Einhalten optimaler Wasserparameter durch einen hohen Wasseraus-tausch benötigt wird, zu erhöhtem Schwimmaufwand und möglicherweise Deformationen füh-ren.

3.5.2.3 Verwendung von Aquarienmodulen

Die Nutzung von Aquarien zur Aufzucht von Larven wurde ebenfalls erprobt. Besonders die gute Sichtigkeit in den Becken trägt zu einer einfachen Kontrolle der Fischbestände bei. Para-meter, wie das Fressverhalten, der Grad der Futteraufnahme und das Auftreten von Kanniba-len, können so leicht beobachtet werden. In den geringen Wasservolumen ist es ebenfalls leicht möglich hohe Futterdichten zu generieren, welche zu einem guten Ernährungszustand der Lar-ven führen. Weiterhin sind die Aquarienmodule der Anlage Born komplett steuerbar in Bezug auf Licht- und Temperaturverhältnisse, was zur Optimierung der Aufzucht genutzt werden konn-te. Ein Hauptnachteil der Haltung in Aquarien ist jedoch das geringe Wasservolumen, welches die Module besonders anfällig in Hinblick auf Schwankungen von Haltungsbedingungen, wie pH-Wert, gelöste Stickstoffverbindungen (Ammonium, Nitrit, Nitrat), des Sauerstoffgehaltes und der Temperatur, macht. Aquarien sind also nicht im gleichen Maße betriebssicher, wie Räu-mermodule oder Rinnen. Weiterhin ist der Reinigungsaufwand der Aquarien und Filtersysteme sehr aufwendig, da die Aquarien über einen geringen Selbstreinigungsgrad verfügen.

Abschlussbericht 19

3.5.3 Anfütterung

Mit der Anfütterung der Larven sollte ab dem dritten Tag nach dem Schlupf begonnen werden, da zu diesem Zeitpunkt die Dottersackphase der Larven zum größten Teil abgeschlossen ist. Die Maulspaltenbildung und die Entwicklung des Verdauungstraktes sind ebenfalls abgeschlos-sen und die Tiere sind zur Aufnahme und Verarbeitung des Erstfutters bereit. Zur Anfütterung werden hauptsächlich Artemia salina Nauplien (z.B. der Firma INVE) verwendet. Die Nauplien werden lebend verfüttert, um den vom Futter ausgehenden Bewegungsreiz für eine genügende Futteraufnahme zu nutzen. Es ist essentiell, lebende Nährtiere zu füttern, da unbewegliche Nahrung von Flussbarschlarven nicht als Erstfutter angenommen wird. Hierbei werden Naupli-endichten von mindestens 3 – 5 Nauplien pro Milliliter Haltungsvolumen empfohlen, um eine optimale Ernährung der Larven zu ermöglichen. Es ist besonders wichtig, auf den steigenden Futterbedarf der Larven pro Tag zu reagieren. Vergleiche mit reiner Trockenfuttergabe zeigten im Versuch keine Nahrungsaufnahme und führten zum Gesamtausfall von Versuchsgruppen. Parallel kann mit gefrosteten Rotatorien und später Bosmiden (Blattfußkrebse) und Moinas (ja-panische Wasserflöhe) 3 x am Tag zugefüttert werden, um den Nährwert der Gesamtfütterung zu erhöhen.

Die Fütterung kann über Handfütterung oder die Nutzung von Schlauchpumpen (z.B. Aquame-dic reefdoser triple) realisiert werden. Zur Optimierung des Arbeitsaufwands und besonders für die Nachtfütterung werden jedoch Schlauchpumpen, welche an einen mindestens 40 l fassen-den Tank zur Aufnahme einer Nährtiersuspension angeschlossen sind, empfohlen.

Bei der Fütterung konnte in verschiedenen Versuchen ein auffälliges Verhalten der Larven ge-nutzt werden. Flussbarschlarven verhalten sich positiv phototaktisch und können so mit einer Lampe konzentriert werden. Dies erleichtert die Futtergabe und verschafft eine einfachere Kon-trolle über das Fressverhalten der Larven (Abbildung 18).

Die Fütterung mit Artemien und Frostfutter sollte bis zum 20. Tag nach dem Schlupf durchge-führt werden. Im Anschluss sollte über einen Zeitraum von 3 - 4 Tagen sukzessive auf Trocken-futter umgestellt werden. Als Futtermittel wurden Larvenfutter des Serie Breederline in Pellet-größen von 250 µm – 2,0 mm von der Firma INVE verwendet. Die Futtergröße wurde je nach Fischgröße erhöht (Tabelle 3) und die Futteraufnahme täglich fünfmal kontrolliert (Abbildung 19, 20).

Abbildung 18: Konzentration von Flussbarschlarven mittels Licht im Räumermodul

20 Abschlussbericht

Abbildung 19: 5 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Verdauungstrakt

Abbildung 20: 12 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Magen und Darmtrakt

Tabelle 3: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße bis zum juvenilen Fluss-barsch von 5 g Gesamtgewicht

3.5.3.1 Einfluss der Anfütterung auf die Überlebensrate und die Wachstumsleistung von Flussbarschlarven

Allgemeiner Überblick

Die Anfütterung von Perciden und die Aufzucht der Larven bis zum Fingerling stellt Fischzüch-ter seit Jahren vor eine große Herausforderung. Besonders problematisch sind hierbei die An-fütterung der Larven zur Optimierung der Überlebensraten und des Wachstums. Überlebensra-ten bis zum Besatzfisch (5 - 10 g) lagen bei Versuchen in der Forschungsanlage Born auf nied-rigen Niveaus von 15 - 25 %. Die Überlebensrate ist nach eigenen Erfahrungen der letzten zwei Vermehrungen und Larvenaufzuchten in der Versuchsstation Born stark abhängig vom jeweili-gen Larvenbatch, der Anfütterung und der konstanten Verfügbarkeit hochqualitativen Futters im

Fischgewicht in g Futtergröße (Trockenfutter) in mm Zufütterungbis 0,3 0,25 - 0,35 Artemien + Frostfutter

0,3 - 0,5 0,35 - 0,5 Artemien + Frostfutter0,5 - 0,8 0,5 - 0,8 Frostfutter0,8 - 2,5 0,8 - 1 keine2,5 - 3,5 1 - 1,5 keine3,5 - 5 1,5 - 2 keine

Abschlussbericht 21

Fischhaltungsbecken. Im Versuchszeitraum des Jahres 2014 wurde eine Überlebensrate von ca. 12 % bei der Flussbarschaufzucht erreicht. Aufgrund dessen sollte in einem Versuch der Einfluss verschiedener Futtermittel auf den Anfütterungserfolg, das Wachstum und die Überle-bensrate von Barschlarven untersucht werden. Das Versuchsdesign und das Versuchskonzept basieren auf Ergebnissen der Vermehrung und Erkenntnissen bei der Anfütterung der Larven-aufzucht des Jahres 2014 in der Versuchsanlage Born.

Versuchsdurchführung und Ergebnisse:

Der Versuch wurde in 9 Aquarien (36 l) bei einer Temperatur von 23 °C unter Brackwasserbe-dingungen (4 PSU) durchgeführt. Dabei wurden jeweils 3 Aquarien pro Behandlung (Triplikat) verwendet. Die Haltungsbecken waren Teil einer autarken Kleinkreislaufanlage. Dieser Klein-kreislauf bestand aus Biofilter, Haltungsbecken, Sandfilter, Kühlgerät (Aquamedic Titankühler 4000), UV-Strecke und LED-Beleuchtung. Die Besatzdichte lag bei 50 Larven/l, insgesamt 1800 Larven pro Becken (16200 Larven im Versuch). Die Anzahl der Larven wurde 10-mal in 1 ml Wasser ausgezählt und anschließend hochgerechnet.

Es wurden drei Futtersorten (A - C) verwendet. Die Anfütterung A erfolgte mit Artemien (INVE), die bei Bedarf aus Dauereiern erbrütet werden können. Die geschlüpften Nauplien haben bei kurzen Inkubationszeiten eine zufriedenstellende Größenspannweite (0,25 – 0,28 mm), weswe-gen sie von den sehr kleinen Barschlarven gut aufgenommen werden können.

Das Frostfutter der Behandlung B bestand aus kommerziellen Rotiferen und Moinas. Es wurde in einer Kühltruhe aufbewahrt und zu jeder Fütterung frisch aufgetaut.

Bei Behandlung C erfolgte die Fütterung mit Trockenfutter (INVE Breederline 150 – 250 µm) über Futterautomaten.

Die Fütterungen A und B fanden 4 Mal täglich per Hand im Abstand von 6 Stunden statt, in Be-handlung C erfolgte die Fütterung dagegen automatisch. In allen Becken fand eine ad libitum Fütterung statt. Alle 9 Becken wurden 16 h beleuchtet und hatten eine Nachtphase von 8 h.

Zur Reinhaltung der Wasseroberfläche wurde in allen Versuchsbecken Oberflächenskimmer (Eigenbau) eingesetzt.

Physikalische Wasserwerte (pH, Sauerstoffgehalt) wurden täglich mithilfe eines HQ40-Handmessgerätes (Hach/Lange) gemessen und oder automatisch in 15 minütigen Abständen gespeichert. Gelöste Nährstoffe wie Nitrat, Nitrit und Ammonium wurden 3 x wöchentlich mit Küvettentests (Hach/Lange) und einem Fotometer (Hach/Lange DR 3900) bestimmt.

Die Versuchsansätze wurden 2 x wöchentlich beprobt (25 Larven je Probe). Die Larven wurden tierschutzgerecht getötet und anschließend in Formaldehyd (4 %) konserviert.

Alle Larvenproben wurden unter einem Stereomikroskop (Olympus SZX10) und zugehörigem Computerprogramm (Cellsens_Standard) zur Bestimmung der Totallänge vermessen und auf einer Feinwaage (Kern ABT1205DM) zur Bestimmung der Frischmasse gewogen. Die Längen-messung konnte ab Tag 1 durchgeführt werden. Die Gewichtsmessung begann aufgrund der niedrigen Larvenmassen erst zu einem späteren Zeitpunkt (Tag 15 nach Schlupf).

Gewichts und Längenzunahme:

Abbildung 21 zeigt die Frischmasseentwicklung ab Tag 15 nach dem Schlupf. Es ist zu erken-nen, dass die Tiere der Behandlung B (Anfütterung mit Artemien und Frostfutter) im Mittel schwerer wurden als ihre Artgenossen, die mit Futter A (reine Artemienanfütterung) gefüttert wurden. Trotz dieser Ergebnisse konnte keine Signifikanz (einfaktorielle Varianzanalyse) fest-gestellt werden, da besonders in Behandlung A eine hohe Schwankung der Einzelgewichte der Larven auftrat (z.B. 24.06.2015: min.: 0,27 g, max.: 0,85 g). Dies resultierte in einer hohen Standardabweichung besonders am Versuchsende. Die Trockenfutterbehandlung fiel am 07.05.2015, aufgrund einer nicht erfolgreichen Futteraufnahme der Tiere aus. Die Behandlung wurde deshalb aus dem Versuch genommen.

22 Abschlussbericht

Abbildung 21: Frischmasseentwicklung (FM) von Flussbarschlarven über den Versuchs-zeitraum (Mittlere Gesamtmasse ± Standardabweichung), Art-= Fütterung A (Ar-temia); Art +F = Fütterung B

Abbildung 22: Totallängenentwicklung (TL) von Flussbarschlarven über den Versuchs-zeitraum (Mittlere Totallänge ± Standardabweichung) Art-= Fütterung A (Artemia) und was ist Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C, Nullprobe = Anfangslänge nach Schlupf

Die Totallängenentwicklung in Abbildung 22 zeigt ein ähnliches Bild, wie die Frischmasseent-wicklung. Die Behandlung B (Art und Frostfutter) erreichte maximale Totallängen von 33,35 mm und zeigte im Mittel die höchsten Totallängen (32,5 mm). Behandlung A (nur Artemia) erreichte im Mittel dagegen nur 27,45 mm, zeigte jedoch eine hohe Schwankung im Längenwachstum

Abschlussbericht 23

(minimal: 23,2 mm, maximal: 34,13 mm). Die Trockenfutterbehandlung schrumpfte und fiel am zwischen bis zum 07.05.2015 (Tag 5) komplett aus. Es wurde eine Maximallänge von 6 mm gemessen. Die Tag 0-Probe vor Besatz betrug im Mittel 4,47 mm. Es wurden keine signifikan-ten Unterschiede (einfaktorielle Varianzanalyse) zwischen den Behandlungen A und B festge-stellt. Die Tiere der Trockenfutterbehandlung wuchsen nicht.

Wasserwerte:

Abbildung 23: Nitritgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum

In Abbildung 23 ist der Nitritgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum dargestellt. Es wurden maximale Werte von 0,18 mg/l erreicht.

Abbildung 24: Ammoniumgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum

In Abbildung 24 wird der Verlauf des Ammoniumgehalts über den gesamten Versuchszeitraum dargestellt. Ein maximaler Wert von 0,137 mg/l wurde am 03.05.2015 erreicht.

24 Abschlussbericht

Abbildung 25: Nitratgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum

In Abbildung 25 wird die Entwicklung des Nitratgehaltes in mg/l über den Versuchszeitraum aufgezeigt. Ein Maximalwert von 21 mg/l wurde am 15.05.2015 gemessen. Im späteren Verlauf wurden nur noch maximal 13,5 mg/l erreicht.

Tabelle 4 Physikalische Wasserwerte (Mittelwerte ± Standardabweichung)

In Tabelle 4 sind die physikalischen Wasserwerte des Systems gemittelt dargestellt. Alle Para-meter wurden über den Versuchszeitraum konstant in fischverträglichen Bereichen gehalten.

Mittelwert SDSauerstoffsättigung 97 % ± 5Sauerstoffgehalt 9,46 mg/l ± 1,43pH- Wert 7,47 ± 0,32

25 Abschlussbericht

Mortalität:

Abbildung 26: Entwicklung der absoluten täglichen Verlustzahlen von Flussbarschlarven der verschiedenen Behandlungen in Stück über den gesamten Versuchszeitraum Art-= Fütterung A (Artemia), Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C

Abbildung 26 stellt die absoluten täglichen Verluste pro Behandlung dar. Die Verlustzahlen wa-ren besonders zu Beginn des Versuchs sehr hoch. Im weiteren Versuchsverlauf nahm die Mor-talität je Tag stetig ab. Es wurden nur zwei weitere größere Sterbeereignisse dokumentiert (Art: 25.05.2015, Art+F: 22.06.2015). Die Trockenfutterbehandlung hatte im Vergleich eine signifi-kant höhere Mortalitätsrate, 100 % der Tiere fielen aus.

Zusammenfassung:

Der Versuch zeigte, dass die Anfütterung mit einer reinen Trockenfutterdiät ab Tag 3 zu einem Totalausfall der Behandlung führte. Die Tiere überlebten maximal 5 Versuchstage, die Diät war nicht zur Anfütterung geeignet. Die ermittelten hohen Mortalitätsraten in der Trockenfutterbe-handlung lassen erkennen, dass diese Art der Anfütterung im Vergleich zur Nutzung von Arte-mien oder einem Mischfutter aus Artemien und Rotiferen nicht zur Ersternährung von Fluss-barschlarven empfohlen werden kann. Der geringere Zeitaufwand, sowie die günstigeren Kos-ten einer Anfütterung mit Trockenfutter können die Nachteile der Trockenfutteranfütterung nicht aufwiegen. Es lohnt sich also hochpreisiges Lebendfutter als Erstfutter zu verwenden. Trotz der relativ hohen Kosten (magnetische Artemien von INVE ca. 120 € je kg) und des im Vergleich hohen Aufwandes der Futterproduktion, sollte eine Anfütterung mit Artemia salina-Nauplien vorgezogen werden. Wie die Ergebnisse des Versuchs zeigten können keine negativen Auswir-kungen einer Zufütterung mit Frostfutter (z.B. Rotiferen) festgestellt werden. Es konnte im Mittel sogar ein Trend zu einer besseren Wachstumsleistung bei einer kombinierten Fütterung von Artemien und Rotiferen ausgemacht werden. Aufgrund hoher Standardabweichungen im Ver-such konnten jedoch keine signifikanten Unterschiede zwischen den Behandlungen A und B, in

26 Abschlussbericht

Bezug auf Wachstumsleistung (Totallänge, Frischmasse), festgestellt werden. Die hohen Stan-dardabweichungen resultierten aus dem starken Auseinanderwachsen der Fischlarven.

Der Versuch zeigte ebenfalls auf, dass die Schwankungen in den gemessenen Gewichten und Totallängen bei Tieren in der Behandlung A (reine Artemienanfütterung) insgesamt stärker war als bei Behandlung B (Mischfütterung Artemien+Frostfutter). Die Tiere wuchsen stärker ausei-nander, was besonders im Hinblick auf Sortierungsaufwand und besonders Kannibalismus zu negativen Auswirkungen führen kann. Natürlich traten Kannibalen auch in Behandlung B auf, jedoch im geringeren Maße. Da Perciden als kannibalistisch gelten, könnte diese Beobachtung bei der Anzucht von Flussbarschlarven genutzt werden. Im Hinblick auf den Sortieraufwand ist ein möglichst geringes Auseinanderwachsen des Fischbestandes von Vorteil, da so seltener sortiert und somit Zeit und Arbeitskraft eingespart werden kann.

Die erfassten gelösten Stickstoffverbindungen (Nitrit, Nitrat, Ammonium) waren bezüglich ihrer Fischtoxizität nie in kritischen Bereichen. Somit herrschten in Bezug auf diese Wasserparame-ter optimale Haltungsbedingungen für Fischlarven. Die niedrigen Nitratgehalte im System sind auf die tägliche Spülung des Sandfilters zurückzuführen, da bei diesem Vorgang ein großer Teil des Wassers aus dem System getauscht wurde. Die erfassten physikalischen Wasserparame-ter wie Sauerstoffgehalt, -sättigung und pH-Wert erreichten nie fischunverträgliche Bereiche. Abschließend zu dem Versuch kann gesagt werden, dass die Ernährung von Flussbarschlarven mit Artemien oder mit einem Mischfutter aus Artemien und Frostfutter erfolgreich war. Die Tiere zeigten ein gutes Wachstum und hohe Überlebensraten. Von einer reinen Trockenfutterdiät zur Anfütterung von Flussbarschlarven ist aber abzuraten.

3.5.4 Lebendfutterproduktion

Zur Anfütterung von Flussbarschlarven wird zurzeit Lebendfutter in Form von Artemia salina Nauplien bevorzugt verwendet. Andere Lebendfutter wie Copepoden usw. würden ebenfalls als Futter in Frage kommen, sind jedoch nur mit deutlich höherem Aufwand zu produzieren.

Die Produktion von Artemien erfolgt über die kommerziell gehandelten Dauerstadien, die Arte-mienzysten. Diese sind im Handel in verschiedener Qualität und Größenordnung zu erstehen. Zysten sind Dauereier und können bei Temperaturen um 5 °C und unter Vakuumverschluss für eine lange Zeit ohne Qualitätsverlust gelagert werden. Es gibt spezielle Artemiazysten auf dem Markt, die magnetisierte Eierschalen besitzen. Diese Eigenschaft führt im weiteren Arbeitsab-lauf zu einer bedeutenden Arbeitserleichterung aber bei nur geringfügig erhöhten Anschaf-fungskosten im Vergleich zu herkömmlichen Zysten.

Die Erbrütung der Artemien erfolgt unter definierten Bedingungen. In Zylindern (25 l) (Abbildung 27) wird bei einer Salinität von ca. 33 PSU sowie dauerhafter Beleuchtung und Belüftung eine Temperatur von 26 – 28 °C eingestellt. Diese Bedingungen garantieren einen erfolgreichen Ar-temienschlupf nach ca. 13 – 15 Stunden.

Falls keine magnetischen Artemiazysten verwendet werden müssen diese vor der Erbrütung dekapsuliert werden, dazu müssen die Zysten mit Hyperchlorid versetzt werden. Diese Behand-lung löst die unverdaulichen Eischalen auf, welche die Verdauungstrakte der Flussbarschlarven verschließen können und so zu deren Tod führen würden. Dieser Arbeitsschritt ist sehr aufwen-dig und kann bei unsachgemäßer Anwendung auch zum Abtöten der Artemiazysten führen. Deshalb wurden in der Forschungsanlage magnetisierte Artemiazysten verwendet. Ein speziell entwickeltes Gerät (Abbildung 27) liefert nach Zugabe einer Suspension aus geschlüpften Nauplien, ungeschlüpften Eiern und Eischalen nach kurzer Zeit eine reine Naupliensuspension, die ohne Probleme an Larven verfüttert werden kann (Bochert et al., 2015) . Die Produktion ist somit deutlich zeitsparender, da eine Magnetröhre die Abtrennung der magnetischen Eier und Eischalen automatisch durchführt und der gesamte Arbeitsschritt der Dekapsulierung entfällt.

Abschlussbericht 27

Abbildung 27: Zylinder zur Artemienerbrütung (links), Gerät zur Separierung von magne-tisierten Zysten, Eischalen und geschlüpften Nauplien (rechts)

3.5.5 Lichtregime

Ein Lichtregime von 16 h hell zu 8 h dunkel erwies sich als beste Option in der Larvenaufzucht und zeigte höhere Überlebensraten, eine bessere Futteraufnahme und somit besseres Wachs-tum. Von einer Aufzucht in Dunkelheit ist ebenso abzuraten wie von einer 24 h Beleuchtung.

3.6 Probleme der Flussbarschaufzucht

Während der Aufzucht im Jahr 2014 traten verschiedene Problemstellungen auf, die als Eng-pässe der Flussbarschproduktion gesehen werden mussten. Deshalb wurden im Versuchszeit-raum 2015 mehrere Versuche zur Optimierung der Haltungsbedingungen durchgeführt.

3.6.1 Schwimmblasenfüllung

Zur Schwimmblasenfüllung müssen die Larven atmosphärische Luft schlucken. Die Schwimm-blase sorgt für den nötigen Auftrieb unter Wasser, sodass die Larven ohne hohen Energieauf-wand in der Wassersäule stehen können. Die Schwimmblase kann nur in einem begrenzten Zeitraum (ca. 6 - 7 Tage nach Schlupf) gefüllt werden. Kann sie in diesem Zeitraum z.B. auf-grund von Oberflächenverunreinigungen nicht gefüllt werden, wurden ein erhöhter Energiever-brauch und verstärkte Deformationen beobachtet. Dies kann zum Verlust des ökonomischen Wertes der Fische führen. Einfache Lösungsansätze sind hier die dauerhafte Berieselung der Oberfläche mit Wasser, um den Oberflächenfilm zu zerstören oder sogenannte Oberflä-chenskimmer, die die Wasseroberfläche von jeglichen Verschmutzungen z.B. fettigen Futterres-ten rein halten (Abbildung 28). Eine regelmäßige Kontrolle der Schwimmblasenfüllung ist zu diesem Zeitpunkt der Aufzucht wichtig (Abbildung 29).

Abbildung 28: Verringerung der Oberflächenspannung durch Oberflächenskimmer (links) und Oberflächenberieselung (rechts)

28 Abschlussbericht

Abbildung 29: Schwimmblasenfüllung beim Flussbarsch erfolgreich (oben) bzw. keine Schwimmblasenfüllung (unten)

3.6.2 Deformationen

Deformationen stellen nach wie vor ein Hauptproblem der Flussbarschaufzucht dar. Besonders Maul-, Wirbelsäulen und Kiemenbogenverkrüppelungen sind verbreitet (Abbildung 30). Die Tie-re verlieren durch Verkrüppelungen ihren ökonomischen Wert. Die Fehlbildungen können un-terschiedliche Ursachen haben. Hierbei spielen z.B. die Laichtierhaltung, das Alter und die Er-nährung der Laichtiere eine wichtige Rolle, da sich diese Faktoren auf die Ei- und Spermien-qualität auswirken, welche wiederum einen direkten Einfluss auf die Larvenqualität hat. Weiter-hin können unzureichende Fütterung, unsachgemäße Haltung oder fehlerhaftes Handling zu Verkrüppelungen führen. Die Deformationsrate der in 2014 vermehrten Barsche betrug 43 %. Diese Rate konnte in 2015 durch Änderung im Haltungsmanagement (Sortierungsoptimierung, Reduzierung des Kannibalismus) auf durchschnittlich ca. 10 % gesenkt werden. Eine weitere Optimierung kann zukünftig durch den Aufbau eines hochqualitativen Laicherstammes erreicht werden.

Abschlussbericht 29

Abbildung 30: Wirbelsäulenverkrümmung beim Flussbarsch (oben), Maulverkrüppelung (unten links), diverse Wirbelsäulenverkrümmungen (unten rechts)

3.6.2.1 Einfluss der Haltungstemperatur auf die Deformationsrate

Im Versuch wurde der Einfluss der Haltungstemperaturen (20 °C, 23 °C, 26 °C) auf das Wachs-tum und die Verkrüppelungsrate von Flussbarschlarven untersucht.

Der Versuch fand in drei Larvenmodulen, welche jeweils mit drei 90 l fassenden Aquarien be-stückt waren, statt (Abbildung 31) Der Versuch wurde in drei separaten Larvenmodulen für jede Versuchsgruppe im Triplikat organisiert. Die Tiere wurden in den ersten 18 Versuchstagen mit Artemia Nauplien (Artemia salina) ad libitum viermal am Tag innerhalb einer Spanne von 16 h gefüttert. Im späteren Versuchsverlauf wurden die Artemia Nauplien durch in der Größe ange-passtes Trockenfutter ersetzt. In jede Behandlung wurden 4500 Larven besetzt.

Abbildung 31: Versuchsaufbau eines Moduls

30 Abschlussbericht

Über den gesamten Versuchsverlauf von acht Wochen wurden die Larvenentwicklung und das Wachstum dokumentiert. Am Versuchsende wurden die Überlebens- und Deformationsraten aller Behandlungen bestimmt. Die Temperatur wurde über Aquarienheizer und Kühlgeräte ein-gestellt. Alle Wasserparameter wurden über den gesamten Versuchsverlauf in fischverträgli-chen Bereichen gehalten.

Tabelle 5: Deformations- und Überlebensraten (± SD) vom Flussbarsch der Versuchs-gruppen am Versuchsende (für a und b sind Werte auf einem Level von p ≤ 0,05 signifikant verschieden)

Abbildung 32 : Mittlere Frischmassen von juvenilen Flussbarschen in g am Versuchsen-de (± SD) der verschiedenen Behandlungen (für a und b sind Werte auf einem Level von p ≤ 0,05 signifikant verschieden)

Der Versuchsverlauf zeigte, dass Tiere, die bei 26 °C gehalten wurden, signifikant schneller wuchsen als die Tiere der Vergleichsgruppen. Signifikante Unterschiede (einfaktorielle Vari-anzanalyse) wurden ebenfalls in den Mortalitäts- und Deformationsraten ermittelt, diese waren bei 26 °C Haltungstemperatur am höchsten. Niedrigere Temperaturen führten dazu, dass die Tiere langsamer wuchsen, jedoch insgesamt deutlich mehr Tiere überlebten. Zur Aufzucht soll-ten somit Temperaturen von 23 °C verwendet werden, um ein möglichst schnelles Wachstum bei einer möglichst geringen Verkrüppelungs- und Mortalitätsrate realisieren zu können (Tabelle 5 und Abbildung 32).

3.6.2.2 Einfluss unterschiedlicher Anfütterung auf die Deformationsrate

Im Versuch sollte der Einfluss verschiedener Erstfutter auf die Verkrüppelungsrate von Barschlarven und Juvenilen untersucht werden. Eine Mangelernährung könnte zu Wachstums-störungen führen. Der Versuch fand in einem Larvenmodul der Anlage in 9 Aquarien (36 l) bei einer Temperatur von 23 °C im Triplikat statt. Die Besatzdichte betrug 50 Larven je l (1.800 Stück je Becken). Insgesamt wurden 16.200 Larven besetzt. Die Anfütterung erfolgte in Be-handlung A mit Artemien, Behandlung B mit Artemien und Frostfutter (Rotatorien, Moinas, Bosmiden)und Behandlung C mit Trockenfutter. Ab Ende der zweiten Woche wurden Behand-

Datum Behandlung Deformationsrate in % ± SD Überlebensrate in % ± SD24.06.2015 20 °C 3,56 ± 2,87 (a) 24,96 ± 1,15 24.06.2015 23 °C 4,37 ± 1,68 (a) 24,56 ± 1,8724.06.2015 26°C 15,48 ± 2,14 (b) 20,57 ± 1,2

Abschlussbericht 31

lung A und B langsam auf Trockenfutter umgestellt. Die Fütterung fand in allen Behandlungen 6-mal am Tag per Hand statt. Die Becken wurden 16 h beleuchtet und hatten eine Ruhephase von 8 h. Am Ende des Versuchs wurde die Überlebens- und Deformationsrate erfasst.

Im Ergebnis zeigte sich, dass eine Mischfütterung mit Artemien und Frostfutter (Rotatorien, Moinas, Bosmiden) im Vergleich zu einer reinen Artemienernährung, zu einem besseren Fut-terquotienten, einer besseren Wachstumsleistung, einer höheren Überlebensrate und einer niedrigeren Deformationsrate führte (Tabelle 6 und 7). Von einer reinen Trockenfutterernährung ist abzusehen, diese führte zu 100 % Mortalität in allen Behandlungsbecken.

Der Versuch zeigte ebenfalls, dass eine optimierte Fütterung der Flussbarschlarven zu gestei-gerter Leistung und somit erhöhten ökonomischen Gewinnen führen kann.

Tabelle 6: Durchschnittliche spezifische Wachstumsrate und durchschnittlicher Futter-quotient von juvenilen Flussbarschen der Behandlungen ± SD

Tabelle 7: Durchschnittliche Deformations- und Überlebensrate von juvenilen Flussbar-schen der Behandlungen ± SD

3.6.3 Hohe Verlustraten

Während der gesamten Aufzucht kam es vermehrt zu hohen Verlusten. Die Flussbarsche rea-gierten sehr empfindlich auf jede Art von Stress, sodass nach mehrfachem Sortierungsversuch zahlreiche Fische verendeten. Gründe dafür waren vermutlich mangelnde Fischgesundheit und Ernährung. Besonders auffällig waren Fische deren Augäpfel nicht mehr vorhanden waren (Exopthalmus), dies kann entweder durch Parasiten oder Gasübersättigung aufgetreten sein (Abbildung 33). In einem Zeitraum von 3 Wochen (2014) starben ca. 18.000 Larven bzw. Jung-fische. Insgesamt lag die Überlebensrate im Versuchszeitraum 2014 bei ca. 12 %, diese konnte im Versuchszeitraum 2015 durch die Optimierung der Haltung, der Fütterung und des Hand-lings auf ca. 20 % erhöht werden.

Abbildung 33: verendete Jungbarsche (fehlende Augäpfel)

Art der Anfütterung Ø SGR % Wachstum je Tag Ø Futterquotient

Behandlung A (Art) 12,47 ± 1,02 1,21 ± 0,11

Behandlung B (Art+F) 14,56 ± 0,78 1,03 ± 0,05

Behandlung C (Trockenfutter) Totalausfall Totalausfall

Art der Anfütterung Ø Deformationsrate in % Ø Überlebensrate in %

Behandlung A (Art) 10,69 ± 1,02 16,42 ± 2,15

Behandlung B (Art+F) 7,85 ± 0,78 22,05 ± 0,05

Behandlung C (Trockenfutter) Totalausfall Totalausfall

32 Abschlussbericht

3.6.4 Stressminderung der Aufzucht durch ein optimiertes Lichtregime

Zur Stressminderung während der Flussbarschaufzucht kann bevorzugt ein Lichtregime von 16 h hell zu 8 h dunkel verwendet werden. Die Tiere benötigten diese Ruhephase und sprachen deutlich besser auf die Fütterung an. Weiterhin konnte eine bessere Wachstumsleistung, sowie eine bessere Überlebensrate im Vergleich zu 24 h Beleuchtung und kompletter Dunkelheit beo-bachtet werden (Tabelle 8).

Tabelle 8: Durchschnittliche Überlebensrate von Flussbarschen in Abhängigkeit vom Lichtregime je Behandlung in % ± SD

3.6.5 Kannibalismus

Kannibalismus tritt bei Perciden häufig auf. Sobald zu große Größenunterschiede zwischen den Tieren herrschen muss mit hohen Verlusten gerechnet werden. Besonders das stark heteroge-ne Wachstum der Nachkommen von Wildfischen im Vermehrungszeitraum 2014 führte zu ho-hen Verlusten (Abbildung 34). Trotz sorgfältiger Schlupftrennung wuchsen die Versuchstiere stark auseinander und es traten verschiedene Formen des Kannibalismus auf, besonders auf-fällig waren hierbei das komplette Fressen von Larven durch Artgenossen oder das Anfressen von Flossen (Abbildung 34). Als Gegenmaßnahme war z.B. eine Erstsortierung 3 Wochen nach dem Schlupf geplant. Aufgrund von den schon im Punkt 2.6.3 genannten Empfindlichkeit gegen jegliche Form von Stress konnte die erste Sortierung 2014 erst nach 6 Wochen stattfinden, da ab diesem Zeitpunkt die Fische eine bessere Kondition aufgebaut haben und sich ohne nen-nenswerte Verluste in verschiedene Größenklassen sortieren lassen. Im letzten Versuchszeit-raum wurde somit wissentlich ein geringer Verlust durch Kannibalismus in Kauf genommen, der jedoch deutlich geringer war als der Verlust an Jungfischen bei frühzeitigem Sortieren, bei dem bis zu 95 % der Jungtiere starben. Ein Kontrollbecken, das erst 8 Wochen nach Besatz sortiert wurde zeigte deutlich niedrigere Verlustraten als alle anderen Becken.

Abbildung 34: Kannibale und Beute 2,5 Wochen nach Schlupf (oben links); Juveniler Flussbarsch mit angefressenen Flossen (oben rechts); verendeter Kannibale mit Artgenossen im Schlund (unten links); stark heterogenes Wachstum bei Fluss-barsch-Jungfischen (unten rechts)

Lichtregime Ø Überlebensrate in % ± SD

16/8 h 21,35 ± 2,35

24 h 12,23 ± 1,68

Dunkelheit 5,21 ± 1,3

Abschlussbericht 33

Im Versuchszeitraum 2015 wurden die Sortierung sowie einige Haltungsbedingungen optimiert, um eine Reduzierung des Kannibalismus im Bestand zu erzielen. Die Sortierung fand ab der 2. Woche nach Schlupf statt und wurde bis zum Erreichen des Satzfischstadiums 7 – 8- mal wie-derholt. Die Anzahl der Sortierungen muss als Faustregel verstanden werden, wichtig ist es auf seinen Bestand zu achten und die anstehende Sortierung so optimal und selten wie möglich durchzuführen, um den Bestand möglichst wenigen Stresssituationen, bei gleichzeitig minima-lem Auftreten von Kannibalismus, auszusetzen. Ausfälle im Bestand durch Kannibalismus konnten so stark reduziert werden. Ab dem Satzfischstadium von ca. 10 g spielen Verluste durch Kannibalismus eine untergeordnete Rolle, die Tiere wachsen nicht mehr so stark ausei-nander und die Reaktionszeit bis zur notwendigen Sortierung erhöht sich von Stunden auf meh-rere Tage. Somit kann ein weiterer Verlust durch Kannibalismus nur durch ein Missmanage-ment des Bestandes entstehen.

Durch eine Anpassung der Haltungstemperatur kann ebenfalls auf das Auftreten von Kanniba-lismus Einfluss genommen werden. Bei niedrigeren Haltungstemperaturen von 20 °C traten im Bestand deutlich weniger Kannibalen auf als bei höheren Temperaturen von 23 – 26 °C (Abbil-dung 35). Die Tiere zeigten bei höheren Temperaturen ein deutlich stärker ausgeprägtes hete-rogenes Wachstum als bei niedrigeren Temperaturen, was zu einem erhöhten Sortieraufwand und höheren Verlusten durch Kannibalen führte.

Abbildung 35: Summe der insgesamt aufgetretenen Kannibalen beim Flussbarsch in Ab-hängigkeit von der Halterungstemperatur am Versuchsende

3.7 Sortierung

Die Fische wurden im Versuchszeitraum 2014 das erste Mal im Alter von 6 Wochen sortiert. Eigentlich ist eine frühere Sortierung notwendig konnte aber aufgrund einer hohen Anfälligkeit der Jungtiere nicht durchgeführt werden. Zur Sortierung wurden verschieden Schüttelkästen verwendet (Abbildung 36). Die Tiere wurden mehrmals zur Verringerung des Kannibalismus und Optimierung der Fütterung und somit des Wachstums sortiert. Bei den meisten Sortierun-gen wurden die Tiere in drei Größenklassen aufgeteilt. Bei der Sortierung muss auf ein vorsich-tiges Handling der Tiere geachtet werden, da unsachgemäßes Arbeiten zu Deformationen oder Ausfällen im Bestand führen kann.

Insgesamt sind im gesamten Produktionsprozess ca. 7 - 8 Sortierungen notwendig, um anfangs Kannibalismus zu minimieren und später ein homogenes und optimales Abwachsen des Be-standes zu garantieren. Weiterhin muss bei der Planung der benötigten Arbeitskräfte momentan mit berücksichtigt werden, dass die Sortierung von Flussbarschen aufgrund ihrer physiologi-schen Eigenschaften (Stacheln, Kammschupper) immer als Handarbeit und ohne die Hilfe von Fischpumpen ablaufen sollte. Wegen dieser anatomischen Eigenschaften ist ebenfalls darauf zu achten, dass die Tiere bei einer Sortierung nicht zu eng und nur in kleineren Stückzahlen

34 Abschlussbericht

gleichmäßig sortiert werden, da sonst eine erhöhte Verletzungsgefahr durch Stacheln usw. ge-geben ist. Diese Verletzungen können in der weiteren Haltung zu Ausfällen oder Wachstums-verlust führen. Die gleiche Maßgabe wie bei der Sortierung sollte auch beim Keschern der Fi-sche beachtet werden.

Abbildung 36: Sortierkästen zur Sortierung verschiedener Fischgrößen

3.8 Satzfischhaltung

Als Satzfischhaltung wird die Haltung vom 5 bis zum 20 g schweren Tier bezeichnet (Abbildung 37). In diesem Zeitraum der Flussbarschaquakultur kann durch verschiedene Haltungsparame-ter sehr gut auf die Wachstumsleistung Einfluss genommen werden. Diese Aufzuchtphase wird in der Produktion von Besatzdichten zwischen 45 – 55 kg/m³, Wassertemperaturen von 23 - 24 °C und Futterquotienten zwischen 0,9 und 1 geprägt.

Abbildung 37: Flussbarschsatzfische (7 - 10 g)

Abschlussbericht 35

3.8.1 Einfluss der Salinität auf die Aufzucht von Flussbarschfingerlingen

Im August und September 2014 wurde ein Versuch mit drei verschiedenen Salinitäten in drei Larvenmodulen (Abbildung 38) durchgeführt. Als Salinitäten wurden 0 PSU, 4,5 PSU und 9 PSU angesetzt. Im Ergebnis konnte festgestellt werden, dass die Versuchstiere bei 4,5 PSU und 0 PSU am besten wuchsen. Die Ergebnisse dazu wurden in einer Qualifizierungsarbeit (Master of Science) verarbeitet und präsentiert (Günther, 2015). Die verwendeten Methoden und detaillierten Ergebnisse sind dieser Arbeit zu entnehmen (siehe Anhang).

Im Folgenden ist eine kurze Zusammenfassung dieser Arbeit dargestellt (dieser Text wurde aus der Qualifikationsarbeit „Der Einfluss des Salzgehaltes auf das Wachstum von juvenilen Fluss-barschen (Perca fluviatilis) unter Aquakulturbedingungen“ (Günther, 2015) entnommen (siehe Anhang):

Zusammenfassung:

„Aufgrund der kritisch zu betrachtende Entwicklung der Fangfischerei und der steigenden Nach-frage nach Fisch durch eine stetig steigende Weltbevölkerung ist es notwendig, neue Produkti-onsmethoden und alternative Spezies zu untersuchen, um den Bedarf zu bedienen. Ein Ansatz ist die Untersuchung des Einflusses des Salzgehaltes auf den Kulturorganismus. Dazu gibt es mehrere Studien, die die Auswirkungen diverser Salinitäten auf verschiedene Spezies beleuch-ten, Ein interessanter Kandidat für die intensive Aquakultur ist der Flussbarsch (Perca fluviati-lis). Sein Verbreitungsgebiet erstreckt sich bis in Brackwassergebiete. Daraus lässt sich die Frage ableiten, ob diese Spezies unter erhöhten Salzgehalten eine andere Wachstumsleistung als im Süßwasser zeigen könnte. Dieser Frage geht die vorliegende Untersuchung nach. Dazu wurde im Rahmen eines zehnwöchigen Versuches in drei Kreislaufanlagen der Einfluss von zwei Salzgehalten (4,5 ‰ & 9 ‰) im Vergleich zu Süßwasser (Kontrollgruppe ≙ 0 ‰) auf das Wachstum von juvenilen Flussbarschen untersucht. Der Versuch fand an der Landesfor-schungsanstalt für Landwirtschaft und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern am Institut für Fi-scherei am Forschungszentrum Aquakultur Born statt. Zu Beginn hatten die Fische ein mittleres Gewicht von (3,60 ± 0,95) g. Die Überlebensrate war hoch und wurde nicht vom Salzgehalt be-einflusst. Am Versuchsende konnten die mittleren Gewichte von (20,09 ± 0,63)g für 4,5 ‰, (13,82 ± 0,26) g für 9 ‰ und (20,52 ± 1,25)g für 0‰ ermittelt werden. Die Kontrollgruppe und die Gruppe 4,5 ‰ zeigten gleiche Wachstumsleistung, die signifikant höher waren als die der 9 ‰ Gruppe. Der höchste Salzgehalt beeinflusste den FCR und SGR ebenfalls negativ. Die Was-sereinlagerung im Körper der Gruppe mit dem höchsten Salzgehalt war signifikant höher zu den andern Gruppen. Der Gesamtkörper-Rohfettgehalt war nicht beeinflusst durch den Salzgehalt. Die Tiere der Versuchsgruppe 9 ‰ hatten im Vergleich mehr Rohprotein im Körper eingelagert als ihr Artgenossen aus der 4,5 ‰ Gruppe. Die Ergebnisse zeigen, dass der Flussbarsch unter Warmwasserbedingungen in Salinitäten bis 4,5 ‰ keine Wachstumseinbußen gegenüber Süß-wasser aufweist. Die Hälterung in Salzgehalten von 9 ‰ resultiert in Wachstumsdefiziten.“ (Günther, 2015)

3.8.2 Temperaturversuch, Erprobung verschiedener Fütterungsintensitäten

Im Versuch sollte der Einfluss der Fütterungsintensität (1,5 %/d, 2,0 %/d, 2,5 %/d) bei unter-schiedlichen Haltungstemperaturen (20 °C, 23 °C, 26 °C) auf die Leistungseigenschaften von Barschfingerlingen untersucht werden.

Der Versuch fand in drei Larvenmodulen (LM) (Abbildung 38) statt, LM 1 (20 °C), LM 2 (23 °C), LM 3 (26 °C) (Tabelle 9). Jedes LM wurde mit jeweils neun Aquarien (36 l) bestückt. Die Be-cken wurden mit jeweils 50 Fischen zu 9 - 12 g besetzt. Die Fütterung erfolgte mit Trockenfutter (Coppens Troco Supreme 2,0 mm) über 24 h. Die Fütterung fand mit kleinen Trommelfutterau-tomaten statt. Die Becken wurden 24 h beleuchtet, um den Einfluss einer ganztägigen Fütte-rung zu ermitteln. Die angestrebte Versuchsdauer betrug sechs Wochen. Temperatur, pH-Wert und Sauerstoffgehalt wurden über den gesamten Versuchsverlauf mit HQ40-Geräten von Hach Lange gemessen und alle 15 min gespeichert. Lösliche Stickstoffverbindungen wurden dreimal

36 Abschlussbericht

wöchentlich mit Küvettentests von Hach Lange ermittelt. Die Becken wurden täglich von Kot und Futterresten gereinigt. Alle Module waren mit Sandfiltern ausgestattet. Diese Filter wurden einmal täglich gespült. Die Versuchsbecken wurden alle zwei Wochen im Zuge der Zwischen-wiegung komplett gereinigt. Im Versuchsverlauf wurden zwei Zwischenwiegungen durchgeführt, bei diesen wurde die gesamte Fischbiomasse im Becken, sowie 25 Einzelgewichte und –längen bestimmt.

Abbildung 38: Larvenmodul zusätzlich modifiziert mit Kühlgerät und Sandfilter

Die Sauerstoffsättigung betrug im Durchschnitt in den drei Modulen 94 – 97 % und lag damit im fischoptimalen Bereich. Gelöste Stickstoffverbindungen erreichten über den gesamten Zeitraum keine kritischen Werte (LM 1 im Mittel: NO2

-= 0,12 mg/l, NO3-: 21 mg/l, NH4

+= 0,13 mg/l; LM 2 im Mittel: NO2

-= 0,14 mg/l, NO3-: 20 mg/l, NH4

+= 0,14 mg/l; LM 3 im Mittel: NO2-= 0,16 mg/l, NO3

-

: 22 mg/l, NH4+= 0,16 mg/l).

Tabelle 9: Auflistung verschiedener Behandlungen des Versuchs

Behandlung Fütterungsintensität Behandlung TemperaturA (1,5 % / d) a (26 °C)A (1,5 % / d) b (22 °C)A (1,5 % / d) c (20 °C)B (2,0 % / d) a (26 °C)B (2,0 % / d) b (22 °C)B (2,0 % / d) c (20 °C)C (2,5 % / d) a (26 °C)C (2,5 % / d) b (22 °C)C (2,5 % / d) c (20 °C)

Abschlussbericht 37

Behandlung A (1,5 % d-1) bei den Temperaturen a= 26 °C, b= 22 °C, c= 20 °C

Abbildung 39: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütte-rungsintensität A (1,5 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse)

Abbildung 40: Futterquotient von Flussbarschen (gefüttertes Futter/Zuwachs) der Be-handlungen mit der Futterintensität A (1,5 % d-1)

Die Untersuchungen zeigten ein leicht höheres Durchschnittsgewicht bei den Temperaturen 22 °C (17,2 g) und 20 °C (17,1 g). Der Unterschied war jedoch nicht signifikant zum Durchschnitts-gewicht der 26 °C Behandlung (15,7 g) (Abbildung 39). Der Futterquotient war bei 26 °C Hal-tungstemperatur im Durchschnitt schlechter als bei niedrigeren Temperaturen. Am wenigstens schwankte der Wert über den gesamten Versuchsverlauf bei 22 °C (FQ Mittel = 1,37) (Abbil-dung 40).

38 Abschlussbericht

Behandlung B (2,0 % d-1) bei den Temperaturen a= 26 °C, b= 22 °C, c= 20 °C

Abbildung 41:Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütte-rungsintensität B (2,0 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse)

Abbildung 42: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Be-handlungen mit der Futterintensität B (2,0 % d-1)

Die Untersuchungen ergaben ein leicht höheres Durchschnittsgewicht bei den Temperaturen 22 °C (19,3 g) und 20 °C (18,5 g), die Unterschiede waren jedoch nicht signifikant verschieden zum Durchschnittsgewicht der 26 °C Behandlung (17,8 g) (Abbildung 41). Der Futterquotient zeigte die besten Werte bei 22 °C (FQ Mittel= 1,47) (Abbildung 42).

Abschlussbericht 39

Behandlung C (2,5 % d-1) bei den Temperaturen a= 26 °C, b= 22 °C, c= 20 °C

Abbildung 43:Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in g in Becken mit der Fütte-rungsintensität C (2,5 % d-1) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse)

Abbildung 44: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Be-handlungen mit der Futterintensität C (2,5 % d-1)

Die Untersuchungen ergaben ein leicht höheres Durchschnittsgewicht bei den Temperaturen 22 °C (21,3 g) und 26 °C (21,1 g), die Unterschiede waren jedoch nicht signifikant verschieden zur 20 °C Behandlung (20,2 g) (Abbildung43). Der Futterquotient zeigte die besten Werte bei 22 °C (FQ Mittel=1,59) (Abbildung 44).

Im Versuch zeichnete sich ein besseres Wachstum der Behandlungen mit höheren Fütterungs-intensitäten ab. Bei Fütterungsintensitäten von 1,5 % d-1 wuchsen die Tiere langsamer als bei 2 % d-1 und 2,5 % d-1. Die Tiere der 2,5 % d-1 Behandlung wuchsen im Schnitt um 3,1 - 5,4 g mehr als ihre Artgenossen in Behandlung 1,5 % d-1. Zur Behandlung 2,0 % d-1 gab es einen Unterschied von 1,7 g - 3,2 g. Die Unterschiede zwischen der 2,5 % d-1 und der 1,5 % d-1 Be-handlung waren bezogen auf das Durchschnittsgewicht signifikant. Behandlung 2,0 % d-1 wies lediglich bei der 26 °C Gruppe signifikanter Unterschieden auf. Bei einer Fütterungsintensität

40 Abschlussbericht

von 2,5 %/d war das Durchschnittsgewicht deutlich schwerer als bei einer Fütterungsintensität von 2,0 % d-1. Die Behandlungen 1,5 % d-1 und 2,0 % d-1 wiesen einen nicht signifikanten Un-terschied von 1,3 - 2,2 g auf.

Bezogen auf den Futterquotienten wurden die besten Futterverwertungen bei 22 °C (FQ= 1,48) erzielt. Besonders auffällig war der schlechte Futterquotient bei 26 °C und einer Fütterungsin-tensität von 1,5 % d-1 mit FQ=2,17. In diesem Fall wurde auch das niedrigste Durchschnittge-wicht von nur 15,7 g ermittelt. Die Tiere zeigten bei hohen Temperaturen von 26 °C eine höhere Aktivität. Vermutlich konnte eine niedrige Fütterungsintensität von 1,5 % d-1 keinen ausreichen-den Energiebedarf für ein gutes Wachstum liefern. Dies lässt sich auch daran erkennen, dass die Tiere bei einer hohen Fütterungsintensität von 2,5 % d-1 genauso gut wuchsen, wie die Tiere bei niedrigeren Temperaturen. Es traten keine signifikanten Unterschiede innerhalb einer Fütte-rungsintensität auf, d.h. die Tiere zeigten bei 20 °C, 22 °C und 26 °C nur leichte Wachstumsun-terschiede bei gleicher Fütterungsintensität.

Abschließend kann festgestellt werden, dass höhere Fütterungsintensitäten in diesem Versuch zu einem besseren Wachstum der Fische führten. Ein deutlicher Effekt der Temperatur wurde nur bei einer Haltung bei 26 °C festgestellt. Die Fische benötigten wahrscheinlich mehr Futter, da sie aktiver waren. Dies kann unter Umständen zu einer schnelleren Aufzucht genutzt wer-den, wenn es gelingt, die optimale Fütterungsintensität für diese Temperatur zu ermitteln.

3.8.3 Test unterschiedlicher Fettgehalte und Schwimmeigenschaften von Futter zur Aufzucht von Barschfingerlingen

Auf dem Markt gibt es momentan keine für den Flussbarsch konzipierten Futtermittel, deshalb wurden Futterversuche durchgeführt, um die Fütterung von Flussbarschen zu optimieren. Im Versuch wurde der Einfluss verschiedener Futtersorten auf die Leistungseigenschaften von Flussbarschfingerlingen untersucht. Bei gleicher Fütterungsintensität wurden drei Behandlun-gen verglichen (Tabelle 10).

Der Versuch fand in einem Larvenmodul der Anlage am Standort Born im Brackwasser statt. Die Becken (9 Stück mit jeweils 36 l Haltungsvolumen) wurden jeweils mit 30 Fischen zu 10 – 12 g besetzt. Der Versuch wurde in Triplikaten angesetzt. Die Fütterung erfolgte bei einer Kör-nung von 3 mm mit Coppens Troco Pre Grower 18, Coppens Tilapico Supreme 12 EF sowie Biomar Inicio Plus und wurde mit kleinen Trommelfutterautomaten realisiert. Die Futtersorten unterschieden sich besonders stark im Fettgehalt und in den Schwimmeigenschaften. Der Ver-such lief bei einem Hell/Dunkelrhythmus von 16 h/8 h. Die vorherrschende Temperatur betrug 23 - 24 °C und wurde mit Heizstäben eingestellt. Die Versuchsdauer betrug sechs Wochen bei einer Fütterungsintensität von 2 % d-1. Die Versuchstiere wurden im vierzehntägigen Rhythmus individuell gewogen und ihre Totallänge vermessen. Physikalische Wasserparameter wurden täglich erfasst, biologische dreimal pro Woche.

Die Sauerstoffsättigung betrug im Durchschnitt 98 %. Gelöste Stickstoffverbindungen erreichten über den gesamten Zeitraum keine kritischen Bereiche (im Mittel: NO2

-= 0,17 mg/l, NO3-: 18

mg/l, NH4+= 0,14 mg/l). Es war ein täglicher Wasseraustausch von ca. 200 l notwendig, um die

Wasserwerte in einem unkritischen Bereichen zu halten.

Tabelle 10: Auflistung der verschiedenen Behandlungen des Versuchs mit Flussbar-schen

Behandlung Futtermittel Pelletdurchmesser in mm Rohproteingehalt in % Rohfettgehalt in %A Troco Coppens 3 52 18B Tilapico Coppens 3 45 12C Inicio Biomar 3 50 23

Abschlussbericht 41

Abbildung 45: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken über den Ver-suchszeitraum (FM= Frischmasse)

Im Versuchsverlauf zeichnete sich ein höheres Durchschnittsgewicht bei Behandlung C ab. Die Tiere wogen im Schnitt 3,5 g mehr als ihre Artgenossen in den anderen Behandlungen (Abbil-dung 45).

Abbildung 46: Futterquotienten (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der ver-schiedenen Behandlungen über den Versuchszeitraum

Der Futterquotient (kumulativ über gesamten Zeitraum) war in Behandlung C am besten und erreichte zum Versuchsende Wert von unter 1 ein. Die anderen Behandlungen unterschritten den Wert von 1 zu keinem Versuchszeitpunkt (Abbildung 46).

42 Abschlussbericht

Abbildung 47: SGR (spezifische Wachstumsrate in % je Tag) von Flussbarschen der drei Behandlungen über den Versuchsverlauf

Die spezifische Wachstumsrate war in Behandlung C mit bis zu 2,4 %/d deutlich besser als in Behandlung A (max.: 2 %/d) und Behandlung B (max:1,7 %/d). Die Schwankung innerhalb der Behandlungen war bei Behandlung C am größten (Abbildung 47).

Insgesamt wurde festgestellt, dass Behandlung C die besten Ergebnisse lieferte. Die täglichen Zuwachsraten und die Futterverwertung waren deutlich besser, als in den anderen Behandlun-gen. Das Futter mit dem höchsten Fettgehalt erzielte somit im Versuchsverlauf bessere Ergeb-nisse, als fettärmere Futter. Der höhere Energiegehalt der Futter führte somit zu schnellerem Wachstum. Das Schwimmfutter und gleichzeitig fettärmste Futter schnitt am schlechtesten ab. Möglicherweise lag dies daran, dass die Tiere im Versuch länger brauchten, um sich an die Futteraufnahme an der Oberfläche zu gewöhnen und somit insgesamt weniger Futter aufge-nommen wurde. Abschließend kann festgestellt werden, dass langsam sinkende Futter mit hö-heren Fettgehalten bei der Fingerlingaufzucht von Flussbarschen unter den gegebenen Bedin-gungen zu deutlich besseren Ergebnissen führten als das fettarme und schwimmfähige Futter.

3.8.4 Versuche zum Einfluss der Beckenform

Im Versuch wurde der Einfluss verschiedener Beckenformen auf die Leistungseigenschaften von Flussbarschfingerlingen untersucht. Bei gleicher Fütterungsintensität von 2 % d-1 wurden jeweils drei rechteckige Becken mit drei Rundbecken verglichen (Abbildung 48). Die Becken wurden jeweils mit 120 Fischen zu 10 – 12 g mit ca. 15 kg/m³ besetzt. Die Fütterung erfolgte mit Coppens TroCo Pre Grower 18 in 2 mm Körnung mit Futterautomaten. Der Versuch lief mit ei-nem Hell/Dunkelrhythmus von 16 h/8 h. Angestrebte Temperatur waren 23 – 24 °C. Die Ver-suchsdauer betrug sechs Wochen. Physikalische Wasserparameter wurden mit HOBOS und HQ 40 Messgeräten von Hach-Lange erfasst. Biologische Wasserparameter wurden dreimal wöchentlich mit Küvettentest (Hach-Lange) bestimmt.

Abschlussbericht 43

Abbildung 48: Larvenmodul mit runden und eckigem Becken

Die Sauerstoffsättigung betrug im Durchschnitt optimale 95 – 97 %. Gelöste Stickstoffverbin-dungen erreichten über den gesamten Zeitraum keine kritischen Werte.

Abbildung 49: Entwicklung der Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen)

44 Abschlussbericht

Abbildung 50: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen)

Abbildung 51: Entwicklung der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d-1) von Flussbar-schen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wo-chen)

Zum Versuchsende wurden ähnliche Durchschnittsgewichte von 19,8 g (rund) und 19,5 g (eckig) gemessen (Abbildung 49). Die Futterquotienten waren in den runden Becken mit FQ= 1,2 besser als in den eckigen Becken (FQ= 1,36) (Abbildung 50). Dieses Verhältnis drückte sich auch in der spezifische Wachstumsrate auf (rund=1,6 %/d, eckig= 1,43 %/d) (Abbildung 51).

Es wurde kein signifikanter Einfluss der Beckenform auf das Wachstum von Barschfingerlingen während des Versuchs festgestellt.

Abschlussbericht 45

3.8.5 Erprobung verschiedener Beckenfarben

In diesem Versuch wurde der Einfluss verschiedener Beckenfarben auf das Wachstum und die Mortalität von Flussbarschfingerlingen untersucht. Der Versuch wurde in einem Larvenmodul der Anlage durchgeführt (Abbildung 52). Dazu wurden 30 Barschfingerlinge mit einem Durch-schnittsgewicht von 7,6 g pro Becken (9 Stück mit 36 l Haltungsvolumen) besetzt. Getestet wurden drei verschiedene Beckenfarben (schwarz, blau, weiß). Jede Behandlung wurde im Triplikat durchgeführt. Die Tiere wurden mit Coppens Troco Supreme 2,0 mm bei einer Be-leuchtungsdauer von 24 h mit Futterautomaten gefüttert. Die tägliche Futtermenge betrug 2,0 % der gesamten Fischbiomasse pro Becken am Tag. Physikalische Wasserparameter, wie pH-Wert und Sauerstoffgehalt, wurden täglich erfasst, biologische dreimal in der Woche. Alle Tiere wurden während des Versuchszeitraums (4 Monate) mehrfach gewogen und die Totallänge gemessen.

Abbildung 52: Aufbau Larvenmodul für den Versuch zum Einfluss der Beckenfarbe

46 Abschlussbericht

Abbildung 53: Mortalität von Flussbarschen der verschiedenen Behandlungen zu Be-ckenfarben über den Versuchsverlauf

Bis zum Versuchsende starben in den schwarzen Becken mit sechs Fischen am wenigstens Tiere. In den blauen Becken starben insgesamt acht Tiere. Die höchsten Verluste wurden in den weißen Becken verzeichnet, über drei Becken verteilt starben insgesamt 12 Tiere (Abbil-dung 53).

Abbildung 54: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen über den Versuchs-verlauf bei unterschiedlichen Beckenfarben

Die Futterverwertung ergab keine signifikanten Unterschiede und war über den Versuchsverlauf in allen Behandlungen ähnlich (Abbildung 54).

Abschlussbericht 47

Abbildung 55: Entwicklung des Gesamtgewichts pro Behandlung von Flussbarschen über den Versuchszeitraum

Zum Versuchsende wurde in den schwarzen Becken das höchste durchschnittliche Gesamt-gewicht (947,1 g) festgestellt (blau= 857,7 g, weiß= 819,4 g) (Abbildung 55).

Abbildung 56: Entwicklung des Durchschnittsgewichts der Behandlungen in g von Flussbarschen über den Versuchsverlauf

Das Durchschnittsgewicht der Fische in den schwarzen Becken (33,8 g) war leicht höher als in den anderen Behandlungen (weiß= 31,5 g, blau= 31,4 g) (Abbildung 56). Es traten jedoch keine signifikanten Unterschiede auf.

48 Abschlussbericht

Abbildung 57: Verlauf der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d-1) von Flussbarschen über den Versuchszeitraum

Die spezifischen Wachstumsraten schwankten über den gesamten Versuchszeitraum. In den letzten Versuchstagen nahmen sie in den schwarzen Becken ab (Abbildung 57). Es konnten jedoch keine signifikant unterschiedlichen SGRs zwischen den Behandlungen festgestellt wer-den. Die physikalischen und biologischen Wasserparameter erreichten zu keinem Zeitpunkt kritische Bereiche für Flussbarschfingerlinge.

Im Versuch wurden keine signifikanten Unterschiede beim Durchschnittsgewicht, bei der Futter-verwertung (FQ) und der SGR in Abhängigkeit von der Beckenfarbe festgestellt. Deutliche Un-terschiede zwischen den einzelnen Behandlungen wurden beim durchschnittlichen Beckenge-samtgewicht und der Mortalitätsrate ermittelt. In schwarzen und blauen Becken konnte eine deutlich höhere Überlebensrate erreicht werden. In weißen Becken starben insgesamt doppelt so viele Fische, wie in schwarzen Becken. Dies lässt sich möglicherweise mit einem geminder-ten Stressempfinden der Fische in dunkleren Becken erklären. Die Tiere standen deutlich ruhi-ger und beruhigten sich schneller nach Störungen (z.B. tägliche Beckenreinigung). Weiterhin akklimatisierten sich die Tiere in den schwarzen Becken schneller an die Versuchsbedingungen und nahmen das Futter aggressiver auf. Die Versuchstiere in den weißen Becken zeigten ein sehr schreckhaftes Verhalten und reagierten auf Störungen mit fluchtartigem Verhalten. Ein Nachteil der schwarzen Becken ist jedoch, dass diese aufgrund ihres dunklen Untergrunds schwerer zu reinigen sind und Tiere schwerer im Becken auszumachen sind.

3.9 Mast

Die Mast von Flussbarschen verläuft größtenteils unproblematisch. Die Tiere sind ab einer Grö-ße von ca. 10 g robust und können problemlos sortiert werden. Bei der Hälterung zeigten sich die Tiere kaum krankheitsanfällig.

Im Normalfall werden die Tiere ab der ersten Sortierung (ca. 0,3 – 0,5 g) in drei Sortierungen gehalten. Die Vorwüchser und die mittlere Sortierung weisen das größte Potential auf. Bei der kleinsten Sortierung sollte entsprechend der Menge und der Produktionsziele entschieden wer-den, ob diese komplett bis zum Marktgewicht gehalten wird. Falls nur ein kleiner Bestandteil des Fischbestandes in diese Sortierung fällt sollte diese verworfen werden.

Als Besatzdichten können 60 – 80 kg/m³ empfohlen werden. Höhere Besatzdichten sind zwar physiologisch ohne Probleme realisierbar, es kann jedoch bei zu hohen Besatzdichten zu Ver-

Abschlussbericht 49

letzungen im Bestand kommen. Flussbarsche haben als Kammschupper eine raue Oberfläche, die bei Reibung die Schleimhaut oder die Augen anderer Fische verletzen kann. Weiterhin be-sitzen sie mehrere Stacheln, die bei Stresssituationen aufgestellt werden und ebenfalls zu Ver-letzungen führen können.

Zur Fütterung wird während der Mast ein Futter mit einem hohen Protein- und niedrigem Fett-gehalt empfohlen. Barsche neigen zu einer Speicherung von Fett in der Bauchhöhle. Dieses Gewicht geht beim Verkauf als Filet oder ausgenommenen Fisch verloren und bedeutet einen ökonomischen Verlust. Es ist ebenfalls sinnvoll mit großen Pellets (6 – 8 mm) zu füttern, da die Tiere so insgesamt weniger Energie bei der Futteraufnahme verbrauchen. Dies ist darin be-gründet, dass die Tiere zur Aufnahme der gleichen Futtermenge in Form von großen Pellets (6 – 8 mm) weniger Fressbewegungen durchführen müssen, als bei einer Fütterung mit kleinen Pellets. Die frühe Nutzung von großen Pelletdurchmessern ist in der Flussbarschaquakultur problemlos möglich, da Barsche wie alle Perciden über ein im Verhältnis zum Körper sehr gro-ßes Maul verfügen. Die Futtergröße sollte somit regelmäßig an den Bestand angepasst werden (Tabelle 11). In der Mast wird damit ein Futterquotient von 1 – 1,4 erreicht.

Das Marktgewicht als Egli (100 – 150 g) erreichte der Flussbarsch ohne züchterischen Eingriff nach 260 – 280 Tagen (Abbildung 58). Im Durchschnitt wogen die Tiere nach einem Jahr 250 – 280 g. Vorwüchser können deutlich höhere Gewichte von bis zu 700 g nach einem Jahr errei-chen, was das hohe Potential des Flussbarsches als Aquakulturart unterstreicht.

Tabelle 11: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße über den gesamten Pro-duktionsprozess von Flussbarschen

Fischgewicht in g Futtergröße (Trockenfutter) in mm Zufütterungbis 0,3 0,25 - 0,35 Artemien + Frostfutter

0,3 - 0,5 0,35 - 0,5 Artemien + Frostfutter0,5 - 0,8 0,5 - 0,8 Frostfutter0,8 - 2,5 0,8 - 1 keine2,5 - 3,5 1 - 1,5 keine3,5 - 5 1,5 - 2 keine5 - 10 2 - 3 keine

10 - 50 3 - 4,5 keine50 - 150 4,5 - 6 keine

150 - 250 8 keine250 - 500 8 - 10 keine

50 Abschlussbericht

Abbildung 58: Wachstumsleistung des Flussbarsches im Kreislauf bei 23 °C Haltungs-temperatur 2014/2015

3.9.1 Erprobung unterschiedlicher Futtersorten

Zur Mast steht noch kein auf die Bedürfnisse des Flussbarsches abgestimmtes Futter zur Ver-fügung, deshalb wurden verschiedene Futtermittel zur Eingrenzung dieser Anforderungen im Versuch getestet. In diesem Versuch wurden vier Futtersorten mit unterschiedlichen Zusam-mensetzungen (Tabelle 12) in insgesamt 12 Becken des Räumermoduls (3 kg Besatz, 140 Fi-sche; durchschnittliches Stückgewicht von ca. 21 g) mit drei Wiederholungen gegeneinander getestet. Es wurden das Wachstum (Länge, Gewicht), der Futterquotient, sowie die Mortalität der einzelnen Gruppen erfasst. Während des gesamten Versuchs wurden Wasserparameter wie Temperatur, pH-Wert, Ammoniumgehalt (in mg/l), Nitritgehalt (in mg/l) und Nitratgehalt (in mg/l) dokumentiert.

Tabelle 12: Verwendete Futtersorten mit Angabe der Inhaltsstoffe für den Versuch mit Flussbarschen

Behandlung Futtermittel Pelletdurchmesser in mm Rohproteingehalt in % Rohfettgehalt in %A Efico Enviro 921 3 47 25B Efico Enviro 920 3 46 29C Efico Alpha 714 3 43 14F Efico Alpha 756 3 40 24

Abschlussbericht 51

Abbildung 59: Mittlere Totallängenentwicklung in mm beim Flussbarsch über den Ver-suchszeitraum in Tagen (± SD) mit vier unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756)

In Abbildung 59 ist die mittlere Totallängenentwicklung über den gesamten Versuchszeitraum dargestellt. Es wird deutlich, dass keine Unterschiede zwischen den vier getesteten Futtersor-ten auftraten.

Abbildung 60 zeigt die Gewichtszunahme der Flussbarsche über den gesamten Versuchszeit-raum. Auch hier sind keine deutlichen Unterschiede zu erkennen. Bei den verschiedenen Fut-tersorten waren am Versuchsende keine nennenswerten Gewichtsunterschiede zu verzeichnen.

Abbildung 60: Mittlere Gewichtszunahme beim Flussbarsch (Frischmasse) in g über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico En-viro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756)

52 Abschlussbericht

Abbildung 61: Futterquotient beim Flussbarsch pro Versuchsansatz (aufgenommenes Futter in kg / Zuwachs in kg) im letzten Versuchszeitraum (09.12.2013-18.12.2013) (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) (A1 bis A6 und B1 bis B6 sind Beckenbezeichnungen)

Abbildung 61 zeigt die Futterquotienten (aufgenommenes Futter in kg/ Zuwachs in kg) aller Be-handlungen. In Behandlung A sind innerhalb der Behandlung deutliche Unterschiede festge-stellt worden. Dabei ist in Becken A1 mit 2,3 ein bedeutend höherer Futterquotient aufgetreten als in den Becken B2 (FQ = 1) und B6 (FQ = 1,2). Da in allen Becken Futtersorte A gefüttert wurde kann davon ausgegangen werden, dass dieser Unterschied andere Ursachen haben muss. Dieser Unterschied ist möglicherweise durch insgesamt zu hohen Störungseffekt durch exponierte Lage (Lärm, Bewegung, Erschütterung) im Becken oder fehlerhaftes Handling zu erklären. In den übrigen Versuchsansätzen wurden keine nennenswerten Unterschiede festge-stellt.

Insgesamt waren alle Futter zur Mast von Flussbarschen geeignet. Es traten keine signifikanten (p ≤ 0,05, einfaktorielle Varianzanalyse) Unterschiede bezüglich des durchschnittlichen Wachs-tums (Totallänge und Gewicht) über den Versuchsverlauf auf.

3.9.2 Erprobung unterschiedlicher Futterrationen auf die Mast von Flussbarschen

Dieser Versuch zielte auf die Erprobung verschiedener Futterrationen und deren Auswirkungen auf die Wachstumsleistung von Flussbarschen in der Mastphase ab. Der Versuch wurde in ei-ner Aquarienwand mit neun jeweils 300 l fassenden Becken über einen Zeitraum von ca. 6 Wo-chen durchgeführt. Zu Beginn wurden dazu jeweils 115 Fische mit einem durchschnittlichen Stückgewicht von ca. 40 g und einem Gesamtgewicht von 4,5 kg in jedes Becken besetzt. Die Fische wurden für drei verschiedene Versuchsansätze mit jeweils drei Wiederholungen aufge-teilt. Behandlung (A) erhielt 1 % Futter je kg Fischmasse je Tag, Behandlung (B) 1,5 % Futter je kg Fischmasse je Tag und Behandlung (C) 2 % Futter je kg Fischmasse je Tag. Im Rhythmus von zehn Tagen fanden Zwischenmessungen der Totallänge und Zwischenwägungen statt.

Abschlussbericht 53

Dazu wurden jeweils das Gesamtgewicht der Behandlung, sowie die Einzelgewichte und Total-längen von 15 Fischen je Becken erfasst und dokumentiert.

Abbildung 62: Totallängenentwicklung in mm von Flussbarschen in der Mastphase über den bisherigen Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungs-ration

Abbildung 63: Frischmassezunahme (FM) in g von Flussbarschen in der Mastphase über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungsration (A = 1 % Futter je kg Fischmasse je Tag, B = 1,5 % Futter je kg Fischmasse je Tag, C = 2,0 % Futter je kg Fischmasse je Tag)

54 Abschlussbericht

In Abbildung 62 und 63 sind die Ergebnisse des Versuchs dargestellt. Es zeichnete sich ab, dass die Tiere in der Behandlung C mit einer Fütterungsintensität von 2,0 % ein insgesamt hö-heres Längenwachstum und eine höhere Gewichtszunahme aufwiesen, als die Tiere in den anderen Behandlungen. Die Tiere in den Behandlungen A und B zeigten untereinander keine deutlichen Unterschiede. Auffällig war das relativ starke Auseinanderwachsen der Tiere. Dies konnte durch die beobachtete Ausbildung eines Territorialverhaltens dominanter Tiere bei der eingestellten Besatzdichte von 15 kg/m³ erklärt werden.

3.10 Produktqualität

3.10.1 Steigerung der Produktqualität durch Färbung des gesamten Fischs mit carotin-haltigem Futter

Flussbarsche, die in Aquakultur gehalten werden, färben sich im Normalfall nicht aus. Beim Stückverkauf (ausgenommen mit Kopf) erwartet der Verbraucher ein ansprechendes Aussehen. Deshalb wurde getestet, ob Barsche mit carotinhaltigem Futter gefärbt werden können. Hierbei sollte ein besonderes Augenmerk auf eine natürliche Rotfärbung der Flossen gelegt werden ohne gleichzeitige Rotfärbung des Muskelfleischs, da vom Verbraucher ein weißes Filet erwar-tet wird.

In einem Versuch wurden zwei Becken eines Großmoduls der Anlage (je 3 m³) mit jeweils 250 1,5-jährigen Barschen besetzt. Die Tiere des einen Versuchsbeckens wurden mit Skretting Fo-relle Vitalis (8 mm carotinhaltig) gefüttert, während die Tiere des Vergleichsbeckens mit Cop-pens Troco Supreme in der Körnung 8 mm ernährt wurden. Die Tiere wurden nach 8 wöchiger Fütterung beprobt und die Flossen- und Fleischfarbe mit Hilfe einen Farbmessgerätes (Chroma Meter CR-410, Konica Minolta) bestimmt. Es zeigte sich, dass die Flossen nach kurzer Zeit eine Rotfärbung aufwiesen (Abbildung 64). Die Verfärbung des Fleisches war mit einem Farbmess-gerät erfassbar, jedoch rein optisch nicht zu erkennen.

Abbildung 64: Flussbarsche nach achtwöchiger Ernährung mit carotinhaltigem Laicher-futter (Rotfärbung) (jeweils links im Bild) und Standardfutter (keine Rotfärbung)

3.10.2 Einfluss von Futtermitteln auf die Produktqualität von Flussbarschen

Ein weiterer wichtiger Aspekt der Produktqualität ist der Protein- und Fettgehalt sowie die Fett-säurenzusammensetzung im Speisefisch. Besonders ausschlaggebend für die Qualität ist hier-bei der Anteil an essentiellen Fettsäuren. Fisch gilt als Hauptquelle für mehrfach ungesättigte ω-3-Fettsäuren (Eicosapentaensäure (EPA, 20:5 n-3), Docosahexaensäure (DHA, 22:6 n-3)) in der menschlichen Ernährung. Dies untermauert die hohe Bedeutung der Erzeugung von hoch-qualitativem Fisch für die Nahrungsmittelproduktion. Der Gehalt dieser Fettsäuren ist besonders in Meeresfischen sehr hoch, kann jedoch bei der Verwendung hochqualitativer Futtermittel auch in Süßwasserzuchtfischen hohe Gehalte erreichen.

Im Projektzeitraum wurde deshalb ein Versuch mit drei Futtermitteln durchgeführt (Futter A: Biomar Inicio, Futter B: Coppens Troco-Supreme, Futter C: Coppens Tilapico) (Tabelle 13). Die Untersuchung lief über einen Zeitraum von 6 Wochen. Insgesamt wurden die Tiere bis zu einem

Abschlussbericht 55

Frischgewicht von 75 g gehalten, da die Haltungseinheiten nicht für größere Tiere geeignet wa-ren. Das erreichte Versuchsendgewicht ist natürlich noch nicht das Marktgewicht der Tiere, trotzdem konnten Rückschlüsse auf die Produktqualität der Tiere, nach der Fütterung verschie-dener Futtermittel, gezogen werden. Es wurde eine Auswirkung auf den Gesamtfettanteil erwar-tet. Der Versuch fand in einem Aquarienmodul der Anlage statt. Jedes Futter wurde im Triplikat getestet. Zum Vergleich der Futtermittel und deren mögliche Auswirkungen auf die Fettsäure-zusammensetzung wurden am Ende des Versuchs jeweils 15 Tiere pro Behandlung betäubt, tierschutzgerecht getötet und bei -81 °C tiefgefroren. Die Tiere wurden dann zur Analyse der Fettsäurezusammensetzung an ein zertifiziertes Analyselabor verschickt und als Sammelprobe bearbeitet. Die Wasserwerte (gelöste Stickstoffverbindungen, pH, Sauerstoffsättigung) wurden über den gesamten Versuchszeitraum in fischverträglichen Bereichen gehalten.

Die Analyse der Proben ergab Unterschiede im Gesamtfett- und Gesamtproteingehalt. Tiere, die mit niedrigem Fettgehalt ernährt wurden zeigten einen etwas geringeren Gesamtfett- und höheren Gesamtproteingehalt in der Trockenmasse (Tab 14).

Besonders auffällig war das deutlich bessere Abschneiden der Futtersorte A (Tabelle 15). Die Fische, die dieses Futter erhielten, wiesen besonders hohe Anteile mehrfach ungesättigter Fettsäuren, wie EPA und DHA auf. Der Anteil an EPA war signifikant höher (p < 0,05) als in den Behandlungen B und C (Tabelle 15). Der Gehalt an DHA war in den Behandlungen A und zu-dem auch beim Futter B signifikant höher (p < 0,05) als in der Behandlung C (Tabelle 15). Im Anteil und der Zusammensetzung der gesättigten Fettsäuren wurden keine signifikanten Unter-schiede zwischen den Behandlungen festgestellt (Tabelle 13). In Behandlung A war der Anteil der wertvollen ω-3-Fettsäuren deutlich höher als der Anteil der ω-6-Fettsäuren. Dieses Verhält-nis war in den Behandlungen B und C deutlich schlechter (Tabelle 15).

Der Versuch zeigte, dass die Nutzung des Futters Biomar Inicio zu einer besseren Fettsäuren-zusammensetzung im Produkt führte. Die Futter von Coppens zeigten einen deutlich geringeren Gehalt an mehrfach ungesättigten Fettsäuren.

Aus den Ergebnissen des Versuchs lässt sich schlussfolgern, dass in Bezug auf die Erhöhung der Produktqualität das Futter A (Biomar Inicio) besser geeignet war, als die Futter B (Coppens Troco-Supreme) und Futter C (Coppens Tilapico).

Tabelle 13. Zusammensetzung der Versuchsfutter nach Ergebnis LUFA

Tabelle 14: Rohprotein und Rohfettanteil von Flussbarschen in Prozent (%) der TM je Be-handlung, n= 15 bei drei verschiedenen Trockenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA

Gehalt in % Futter A Futter B Futter CRohprotein 52 50 45

Rohfett 23 18 12

Futter A Futter B Futter CRohprotein in % der TM 55,23 55,71 58,88Rohfett in % der TM 30,43 30,2 26,86

56 Abschlussbericht

Tabelle 15: Übersicht der Fettsäurezusammensetzung von Flussbarschen der drei Ver-suchsgruppen (in g / 100g FM, n = 15 je Behandlung) bei drei verschiedenen Tro-ckenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA

4 Außersaisonale Reproduktion

4.1 Allgemeine Übersicht

Die außersaisonale Reproduktion von Laichtieren ist eine der wichtigsten Voraussetzungen für die wirtschaftliche Produktion einer Fischart in intensiven Kreislaufsystemen. Im Jahresverlauf sollte für eine optimale Ökonomie eine Bereitstellung von Fingerlingen 3 - 4-mal als Besatzfi-sche für Mastanlagen sichergestellt werden. Ohne diese Art der Reproduktion ist die Abhängig-keit von der natürlichen Laichzeit zu hoch und zu unsicher für eine durchgängige Produktion von Fischen. Beim Flussbarsch müssen die adulten Tiere zur Ausbildung eines Laichansatzes einem künstlichen Winter in Form von Wassertemperaturen von unter 7 °C und einem winterli-chem Kurztagregime ausgesetzt werden. Nach dieser Kaltphase werden die Wassertemperatu-ren und die Lichtbedingungen wieder langsam auf einen für die Frühlingszeit typischen Zustand gebracht. Bei Wassertemperaturen um 15 °C und entsprechenden Tageslängen erreichen die Fische die Laichreife und können vermehrt werden. Diese Form der Reproduktion ist möglich, hat aber noch Optimierungspotential. Zum einen ist ein relativer hoher Aufwand bei der Laich-tierhaltung notwendig, da die Tiere in einem gesundheitlich guten Zustand sein müssen, um eine möglichst hohe Ei- und Larvenqualität generieren zu können (siehe 2.2.4 – 2.2.6). Dazu gibt es verschiedene Möglichkeiten der Fütterung und Behandlung während verschiedener Zeit-räume des Reproduktionszyklus (siehe 2.2.2 und 2.2.5) Es liefen in 2015 zwei verschiedene Versuche zur außersaisonalen Reproduktion. In einem Versuch wurden Tiere während des Re-produktionszyklus unterschiedlich ernährt, um einen möglichen Einfluss verschiedener Futter-mittel auf die Ei- und Larvenqualität nachweisen zu können. In einem weiteren Versuch wurde die Erzeugung von Frühbrut (Frühbrut ist Brut die im Vergleich zur natürlichen Reproduktion zeitlich vorgezogen gewonnen wird.) getestet. In einem im Jahr 2014 durchgeführten Versuch wurde getestet, ob Masttiere aus Born und gefangene Wildfische durch Senkung der Tempera-tur direkt zur Ausbildung von Gonaden gebracht werden können, wenn sie den oben beschrie-benen Bedingungen ausgesetzt werden. Im September 2015, 5 Monate nach der natürlichen Laichzeit, konnte so zum ersten Mal außersaisonal Flussbarschlaich in der Forschungsanlage Born gewonnen werden.

3.2.1 Vergleich der Gonadenentwicklung von Wildtieren und Tieren aus eigener Produk-

tion

Futter A Futter B Futter Ceinfachungesättigte Fettsäuren (MUFA) 4,29 4,19 3,34mehrfachungesättigte Fettsäuren (PUFA) 4,76 2,56 2,22gesättigte Fettsäuren (SAFA) 2,19 2,17 2,02Gesamt: 11,24 8,92 7,58Aufteilung PUFAn-3 3,47 0,88 0,91n-6 1,29 1,72 1,33Verhältnis n-3 zu n-6 2,7 0,5 0,7n-3 Hauptbestandteile α- Linolensäure C18:3n3 0,13 0,20 0,18EPA Eicosapentaensäure C20:5n3 2,69 0,17 0,16DHA Docosahexaensäure C22:6n3 0,65 0,51 0,02n-6 Hauptbestandteile Linolensäure C18:2n6 1,11 1,62 1,18Eicosadiensäure C20:2n6 0,11 0,03 0,02Arachidonsäure C20:4n6 0,04 0,04 0,04

Abschlussbericht 57

Der Versuch fand in einem speziellen Laichraum der Versuchsanlage in Born statt. In diesem isolierten Raum können die benötigten Umweltbedingungen für eine außersaisonale Reproduk-tion eingestellt werden. Zur Wasserklärung wurde ein zusätzlicher Sandfilter in den Kreislauf verbaut. Weiterhin sind ein Biofilter, ein Filterbecken, zwei UV-Lampen und zwei baugleiche Rundbecken mit einem Haltungsvolumen von 2,5 m³ (Abbildung 65) Teil des Kreislaufsystems. Anfang September 2014 wurden pro Becken ca. 50 Fische besetzt, wobei in Becken 1 nur Tiere aus eigener Produktion mit einer durchschnittlichen Totallänge von 26,1 cm und einem durch-schnittlichen Gewicht von 198,5 g und in Becken 2 nur Wildfänge mit einer durchschnittlichen Totallänge von 25 cm und einem durchschnittlichen Gewicht von 178,4 g besetzt wurden. Es wurden innerhalb der Gruppen unterschiedliche Größenordnungen von Tieren besetzt, um ein angestrebtes Geschlechterverhältnis von je 50 % erreichen zu können, welches zur Vermeh-rung benötigt wird. Die Geschlechtererkennung erfolgte nach Größe und Körperform, was bei den Tieren aus eigener Nachzucht auch erfolgreich funktionierte. Die Tiere aus dem Wildbe-stand waren leider trotz Größensortierung zu über 90 % Weibchen. Die Tiere wurden langsam über drei Monate (Oktober 2014 – Januar 2015) in einen künstlichen Winter mit Wassertempe-raturen von 5 – 6 °C und Tageslängen von 8 Stunden versetzt. Während dieser Kaltphase kam es unerwartet zu Komplikationen (schlechter Gesundheitszustand der Tiere) und der Versuch wurde abgebrochen. Bei der notwendigen Schlachtung der Fische wurden unter anderem der Gesundheitszustand und das Gonadengewicht bestimmt. Im Ergebnis konnte festgestellt wer-den, dass die Tiere bei beiden Behandlungen erfolgreich Gonaden angesetzt haben (Abbildung 61) (Tabelle 14 - 16).

Abbildung 65: 2,5 m³ Becken im Laichraum zur Haltung von Flussbarschlaichern

58 Abschlussbericht

Abbildung 66: links oben: Gonadenansätze vom Flussbarsch Bornstamm (ausgegliche-nes Verhältnis von Weibchen zu Männchen); unten links: Laichtier aus Bornstamm; oben rechts: Gonadenansätze Wildlaicher (nur ein Männchen), unten rechts: ein Wildlaicher

Tabelle 16: Übersicht der Gonadengewichte in g ± SD von Flussbarschen aus zwei Her-künften im Versuch

Tabelle 17: Übersicht der Totallängen in cm und Frischmassen in g ± SD von Flussbar-schen aus zwei Herkünften im Versuch

Tabelle 18: Gesundheitszustand der Leber von Flussbarschen aus zwei Herkünften ver-schiedener Behandlungen des Versuchs (Leberzustand anhand von Färbung und Zersetzungszustand beurteilt)

Gonadengewicht in g

Mittelwert SD Anzahl

Born 10,76 ± 7,11 54

Wild 14,18 ± 7,53 49

Totallänge in cm und Frischmasse in g

Mittelwert TL in cm SD Mittelwert FM in g SD Anzahl

Born 26,05 ± 3,54 198,52 ± 94,63 54

Wild 25 ± 2,78 178,37 ± 76,18 49

Leberzustand

Sehr schlecht schlecht gut Anzahl beprobter Fische

Born 33 17 4 54

Wild 1 30 18 49

Abschlussbericht 59

3.2.2 außersaisonale Reproduktion mit eigenen Laichtieren und mit unterschiedlichen

Futterregimen

Für diesen Versuch wurde ein Laichraum der Anlage komplett umgebaut. Es wurden drei 3,5 m³ Rinnen eingebaut und mit einem Wasseraufbereitungssystem aus Filter, Grundbecken, Biofilter und Sandfilter ausgestattet (Abbildung 67). Zur Fütterung zweier Rinnen wurden Futterautoma-ten über den Rinnen installiert. In der dritten Rinne wurde kein Futterautomat benötigt, da die Tiere dieser Rinne per Hand gefüttert wurden. Zur Kühlung des Raumes wurde die verbaute Klimaanlage verwendet. Zur Wasserkühlung wurde zusätzlich ein Titanwasserkühler von Aquamedic (Titan 6000) (Abbildung 68) mit ausreichender Kapazität benutzt. In diesem Ver-such wurden jeweils 45 Laichbarsche aus eigener Produktion pro Becken besetzt (Tabelle 19). Die Tiere wurden langsam über 3 Monate auf 6 °C Wassertemperatur abgekühlt und bei Kurz-tagverhältnissen gehalten. Nach einer Winterphase (3 Monate) wurden sie wieder über 3 Mona-te erwärmt und die Tagesdauer mithilfe einer im Raum integrierten Lichtsteuerung verlängert. Durch diesen Vorgang wurden die Tiere im September 2015 erfolgreich zum Ablaichen ge-bracht.

In diesem Versuch sollte zusätzlich der Einfluss unterschiedlicher Laichtierfütterung während der außersaisonalen Reproduktion auf den Laicherfolg, die Ei- und Larvenqualität, sowie die Überlebensrate der Laichtiere untersucht werden. Die Laichtiere in Rinne 1 wurden mit Tief-kühlstinten ernährt, um eine natürliche Ernährung mit Fisch zu simulieren. Die Tiere in Rinne 2 wurden mit 8 mm Coppens Futter (Steco -Supreme) gefüttert, um ein Standardfischfutter zu simulieren und Fische in Rinne 3 wurden mit 8 mm Laicherfutter (Forelle Vitalis von Skretting) ernährt, um den Effekt eines speziellen Laicherfutters bewerten zu können.

Tabelle 19: Gesamtgewicht, Durchschnittsgewicht und durchschnittliche Länge der Laichtiere vom Flussbarsch (n=45) pro Rinne bei unterschiedlicher Fütterung zum Beginn des Versuchs

Abbildung 67: Flussbarsch Hälterung von Laichtieren für außersaisonale Vermehrung. links: Hälterungseinrichtung im Laichraum, rechts: Wasseraufbereitung des Laich-raums (Filterbecken, Biofilter, Sandfilter)

Rinne 1 Rinne 2 Rinne 3Gesamtgewicht in kg 13,39 11,6 13,3Ø Gewicht in g 284,8 257,1 296Ø Länge in cm 26 25,4 26,3

60 Abschlussbericht

Abbildung 68: Extern verbautes Kühlgerät zur Wasserkühlung

3.2.3 Verkürzung der Winterphase zur Erzeugung von Frühbrut

Für diesen Versuch wurde ein Laichraum der Versuchsanlage Born mit Laichtieren aus eigener Produktion besetzt (Tabelle 20). Der Laichraum war mit einem Filterbecken, Biofilter, Sandfilter, Kühlgerät (Abbildung 68), einer Klimaanlage und zwei Haltungsbecken mit 2,5 m³ Kapazität ausgestattet (Abbildung 69). Die Tiere wurden vor Versuchsbeginn im natürlichen Jahresgang unter Außenbedingungen in einem Teich gehalten. Die Tiere für diesen Versuch wurden auf-grund ihres Laichansatzes (Januar 2015) ausgewählt. Durch eine Auswahl über ein gewisses Größenspektrum (Tabelle 20) sollte ein relativ ausgeglichenes Männchen zu Weibchen Ver-hältnis erreicht werden. Alle Fische des Versuchs wurden zur Wiedererkennung und für ein ge-naueres Handling individuell markiert. Die Tiere wurden dann langsam erwärmt und sollten Frühbrut generieren. Der Versuch wurde im Frühjahr 2015 abgeschlossen. Im März 2015 konn-ten 350 ml Laich gewonnen werden, dieser war jedoch aufgrund der zu jungen Laichtiere (1,5 Jahre alt) von minderer Qualität und erreichte eine Schlupfrate von unter 2 %.

Abbildung 69: Haltungsbecken für Flussbarsche im Kühlraum im Versuch Frühbrut mit UV-Lampe und Sandfilter

Abschlussbericht 61

Tabelle 20: Individuelle Frischmassen und Totallängen von Flussbarschen für einen Ver-such zur Erzeugung von Frühbrut

4.1.1 Eireifestadien

Zur Kontrolle der Laichreife von Flussbarschrognern ist es notwendig, regelmäßig den Reife-grad der Eier zu ermitteln. Dies ist wichtig, um den potentiellen Laichzeitraum eingrenzen zu können. Dazu muss bei den Tieren unter Betäubung eine Biopsie durchgeführt werden (Abbil-dung 70). Die so entnommenen Eier wurden mit Serra’s-Lösung (60 ml Ethanol, 30 ml Eisessig, 10 ml (37 % Formaldehyd)) behandelt. Dadurch wurden die Eier klar und konnten so auf ihren Reifegrad hin untersucht werden. Zur Untersuchung wurde in der Forschungsanlage Born ein Stereomikroskop (Olympus SZX10) verwendet.

Eier des Flussbarsches sind reif, wenn nur noch ein großes Ölkügelchen in der Eizelle zu er-kennen ist und der Zellkern randständig zur Zellmembran steht (Abbildung 71). Ein unreifes Ei lässt sich an den zahlreichen Ölkügelchen und einem zentrale stehenden Zellkern gut unter-scheiden (Abbildung 71).

Fischnr. Stamm Besatzdatum Geschlecht Frischmasse in g Totallänge in cm

1 Born 15.01.2015 m 222 26

2 Born 15.01.2015 w 321 27,5

3 Born 15.01.2015 w 361 28,8

4 Born 15.01.2015 w 459 30,5

5 Born 15.01.2015 m 171 23,5

6 Born 15.01.2015 w 255 26

7 Born 15.01.2015 w 186 23

8 Born 15.01.2015 m 391 29,5

9 Born 15.01.2015 w 258 24,5

10 Born 15.01.2015 w 380 30

11 Born 15.01.2015 w 296 27

12 Born 15.01.2015 m 298 28

13 Born 15.01.2015 w 366 28,5

14 Born 15.01.2015 m 207 24,5

15 Born 15.01.2015 m 188 24

16 Born 15.01.2015 w 507 31

17 Born 15.01.2015 w 465 30

18 Born 15.01.2015 w 366 29

19 Born 15.01.2015 w 443 29,5

20 Born 15.01.2015 w 388 29,5

21 Born 15.01.2015 m 144 22

22 Born 15.01.2015 m 178 24

23 Born 15.01.2015 m 228 25

24 Born 15.01.2015 m 116 21

25 Born 15.01.2015 m 123 21

62 Abschlussbericht

Abbildung 70: Biopsie bei Flussbarschrognern zur Ermittlung der Eireife

Abbildung 71: Eireifestadien vom Flussbarsch bei Biopsie: reife Eier (links); unreifes Ei (rechts) (Durchmesser jeweils ca. 1,7 mm)

5 Prüfung von Zuchtmethoden/ Triploidisierung In der Projektlaufzeit ist eine Qualifizierungsarbeit (Bachelor of Science) zum Thema: „Untersu-chung zur Erzeugung steriler Bestände des Flussbarsches durch induzierte Triploidisierung“ in der Forschungsanlage Born betreut und durchgeführt worden (Schmidt, 2015). Die Arbeit wurde dem Bericht zugefügt. Alle Methoden, Ergebnisse und Quellen sind dieser Arbeit zu entneh-men. (siehe Anhang).

Ein kurzer Überblick wird hier dargestellt: (dieser wurde aus der Qualifizierungsarbeit (Schmidt, 2015) entnommen) (siehe Anhang)

Nutzen der Triploidisierung des Flussbarsches

„In der Gametogenese von Organismen mit gerader Anzahl an Chromosomensätzen, kommt es zur gleichmäßigen Aufteilung der Chromosomen auf die vier Tochterzellen im Laufe der Meiose (siehe Abbildung 7) (Ohkura, 2015). Dabei wird zunächst der diploide Chromosomensatz in der

Abschlussbericht 63

Interphase repliziert (2c, 2n → 4c, 2n), anschließend werden die homologen Chromosomen in der Reduktionsteilung auf zwei Tochterzellen aufgeteilt, die Anzahl der Chromosomen in den Zellen wird halbiert (2c) und die Tochterzellen liegen haploid (1n) vor. In der zweiten meioti-schen Teilung, welche einer mitotischen Teilung entspricht, werden die Zwei-Chromatid-Chromosomen voneinander getrennt und auf vier Keimzellen aufgeteilt (1c, 1n). So ist gewähr-leistet, dass bei Verschmelzung des väterlichen und mütterlichen Erbgutes ein diploider (2n) Chromosomensatz mit Ein-Chromatid-Chromosomen entsteht, außerdem wird dadurch eine hohe genetische Varietät in den resultieren Zellen erzeugt (Universität-Marburg, 2011).Bei triploiden Organismen können die homologen Chromosomen in der ersten Reduktionsteilung der Meiose (siehe Abbildung 7) nicht gleichmäßig auf die zwei Tochterzellen der Telophase I aufgeteilt werden, es kommt in Folge dessen zu unzureichender Gametenbildung und Sterilität (Piferrer et al., 2009). Dies kann in der Aquakultur ausgenutzt werden, um einen durch Gona-denwachstum bedingten Energieverlust bei einsetzender Maturität zu verhindern und die Ener-gie auf das somatische Wachstum zu konzentrieren (Rougeot et al., 2003). Bei laichreifen Weibchen kann das Gewicht der Gonaden erhebliche Anteile am Gesamtgewicht annehmen (bis zu 20 %) (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Beim Flussbarsch sind sowohl die Phot-operiode, als auch die Wassertemperatur von signifikanter Bedeutung für die Induktion der Gametogenese (Migaud et al., 2002). Daraus ergibt sich, dass die durch Schock induzierte Triploidisierung und damit einhergehende Sterilisierung besonders für die klassische Fischzucht in Teichanlagen von Bedeutung ist. In intensiven Kreislaufanlagen kommt es nicht zu notwendi-gen niedrigen Temperaturen (5 Monate bei 6 °C) (Migaud et al., 2002) und Photoperioden zur Entwicklung der Gonaden. Hier werden Fische meist bei einer Temperatur von über 20 °C ge-halten, da das Wachstum in diesem Temperaturbereich am höchsten ist (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Ein weiterer genereller Vorteil der Sterilität durch Triploidie ist, dass sich Zuchtbestände bei Verschleppung nicht mit Wildbeständen fortpflanzen können oder invasiv zu Problemen werden können, wie es beispielsweise schon bei Lachsen beobachtet werden konn-te. Durch gezielte Anpassung in der Zucht sind die Zuchtlachse weniger scheu, aggressiver und wachsen schneller. Es fehlt ihnen aber an bestimmten, für die Region charakteristischen Ge-nen, was eine Verarmung der Genvarietät nach Hybridisation zur Folge hat (Yeates et al., 2014). Beim Lachs kam es unter anderem aufgrund defekter Netzgehege zur Freilassung der Zuchtstämme; beim Barsch könnte ein Problem durch eine mögliche Verschleppung aus Teichwirtschaften entstehen.“ (Schmidt, 2015).

6 Vereinfachte ökonomische Bewertung der Produktion von

Flussbarschen

6.1 Allgemeiner Hintergrund

Die Kosten für eine Aquakulturanlage gliedern sich in Investitionskosten zum Aufbau der Anla-ge, Operationskosten, Produktionskosten und je nach Produktionsart unter Umständen Kosten für Satzfische (Toner und Schram, 2008). Die Hauptinvestitionskosten betreffen das Grund-stück, die Halle bzw. die Nebengebäude und die Erstausstattung (Toner und Schram, 2008).

Allgemein muss ein guter Aquakulturstandort Zugang zu ausreichender, sauberer und günstiger Wasserversorgung haben (Brunnen, Oberflächenwasser). Weiterhin ist es wichtig eine gute infrastrukturelle Anbindung zu günstiger Wärme (Heizkosten), Elektrizität, Gasversorgung und Telekomunikation zu gewährleisten. Eine geographische Nähe zu Absatzmärkten verringert den Transportaufwand und die Transportkosten (Toner und Schram, 2008).

Falls an Standorten günstige Abwärme von z.B. Biogasanlagen landwirtschaftlicher Betriebe genutzt werden kann ist dies von großem Vorteil.

Besonders wichtig ist die Möglichkeit, große Mengen Abwasser (je nach Anlage 5 – 10 m³) günstig zu entsorgen, dies kann über Kläranlagen, die Nutzung in Biogasanlagen oder auf

64 Abschlussbericht

Äckern als Dünger geschehen. Die Eignung der Abfallstoffe als Düngemittel muss vor Verwen-dung geprüft werden.

Der Marktpreis und das Marktgewicht von Flussbarschen sind stark von der Region und dem Verarbeitungszustand abhängig. So entsteht eine relative große Preisspanne von 8,00 – 40 € je kg. Der niedrigste Preis von 8,00 € je kg wird z.B. in Deutschland für einen lebenden Verkaufs-fisch bezahlt. Für ausgenommene Fische werden Preise von 15 – 18 € je kg aufgerufen. Der Höchstpreis von 40 € je kg wird für sogenannte „Eglifilets“ in der Schweiz bezahlt. Diese 40 € je kg sind jedoch auf eine relativ kleine sehr hochqualitative Menge Filets von ca. 400 t im Jahr beschränkt.

6.2 Beispielkalkulation 100 t Mastanlage

Diese Rechnung bezieht sich auf eine Kostenkalkulation der Zanderhalle Hohen Wangelin des Instituts für Fischerei M-V (modifiziert nach Schmidt, 2015). Die Kosten, Preise und Herausfor-derungen der Flussbarsch- und Zanderaquakultur ähneln sich stark. Auch bei der Flussbarsch-produktion haben besonders hohe Investitionskosten einen großen Einfluss auf eine wirtschaft-liche Produktion (Tabelle 19). Eine Nutzung von Altbauten kann auch bei der Produktion von Flussbarschen einer deutlichen Reduzierung der Investitionskosten führen. Ebenso verhält es sich mit den Haupteinsparungspotentialen, diese sind bei der Flussbarschproduktion ebenfalls in der Reduzierung von Wasser- und Energiekosten anzusiedeln (Tabelle 21).

Für das Endprodukt (kompletter Fisch) sollte ein Preis von ca. 9,80 €/kg erreicht werden, um die Kosten zu decken.

Tabelle 21: Beispielkalkulation der Vollkosten einer 100 t Mastanlage (€/a) für Flussbar-sche (modifiziert nach Schmidt, 2015)

Überleitung Die Überleitung der im Rahmen dieses Forschungsthemas gewonnenen Ergebnisse erfolgte in Form nachfolgender Publikationen und Vorträge:

Unveröffentlichte Berichte

Frederik Buhrke, 2014: Zwischenbericht

Frederik Buhrke, 2015: Zwischenbericht

Posten Betrag in € %Satzfische 150000 16,9Futtermittel 149000 16,7Strom 160000 18Wärmeenergie 60000 6,7Wasser 40150 4,5Sauerstoff 13000 1,5Sonstiges (Reparaturen, Ersatz) 15000 1,7Personal 90000 10,1Tierarzt 3000 0,3Versicherungen 10000 1,1Zinssatz 30000 3,4AFA - Anlage (10 Jahre) 120000 13,5AFA - Halle (20 Jahre) 50000 5,6Summe Kosten 890150 100Risiko (10%) 89015Gesamt 979165

Abschlussbericht 65

Vorträge

Frederik Buhrke, 2014: „Der Flussbarsch. Ein Kandidat für die Aquakultur? Fischereiforschung und Praxis, Vortrag

Frederik Buhrke, 2015: „Der Flussbarsch- eine Aquakulturart mit Potential.“, Vortragsveranstal-tung des Instituts für Fischerei zum Abschluss der Projekte, Vortrag

Veröffentlichungen

Frederik Buhrke und Ralf Bochert, 2015: Influence of different tank colors on the growth and mortality of European perch fingerlings (Perca fluviatilis L.). , Aquaculture America 2015. Poster

Frederik Buhrke, Ralf Bochert, 2015:“Einfluss der Beckenfarbe auf das Wachstum und die Mor-talität von Flussbarschfingerlingen (Perca fluviatilis)“, Fischerei & Fischmarkt in Meck-lenburg-Vorpommern,.2/2015-15. Jahrgang, Artikel F&M

Frederik Buhrke, Ralf Bochert, 2015: „Einfluss verschiedener Haltungstemperaturen auf das Wachstum, die Überlebensrate und Deformationsrate von Flussbarschjuvenilen“, Poster, Deutscher Fischereitag Rostock 2015

Maximilian Schmidt, Frederik Buhrke, Ralf Bochert, 2015: „Erzeugung steriler Bestände des Flussbarsches (Perca fluviatilis L.) durch induzierte Triploidisierung per hydrostatischem Druck.“ Poster, Deutscher Fischereitag Rostock 2015

Ralf Bochert, Stefan Herper, Daniel Genz, Naska Moog und Frederik Buhrke, 2015: Ein Gerät zur Optimierung der Separation von magnetischen Artemia-Zysten, Fischerei & Fisch-markt in Mecklenburg-Vorpommern,2/2015-15. Jahrgang,

66 Abschlussbericht

7 Literaturverzeichnis

Bochert, R., Herper, S., Genz, D., Moog, N. & Buhrke, F. (2015).: Ein Gerät zur Optimierung der Separation von magnetischen Artemia-Zysten, Fischerei & Fischmarkt in Mecklenburg-Vorpommern,2/2015-15. Jahrgang: S. 57-58.

Eckmann, R. & Schleuter-Hofmann, D. ( 2013). Der Flussbarsch. Hohenwarsleben: Westarp Wissenschaften-Verlagsgesellschaft mbH.

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Fishbase, Luna, S. M. & Torres, A. G. ( 2015). European Perch, Fishbase.

Fontaine, P. (2004). Eurasian perch culture, a way of diversification for freshwater aquaculture. Journal of Animal Production, 17: 189 - 193.

Günther, S. (2015). Der Einfluss des Salzgehaltes auf das Wachstum von juvenilen Flussbar-schen (Perca fluviatilis) unter Aquakulturbedingungen, Masterarbeit Universität Rostock.

Knaus, U. (2012). Der Flussbarsch (Perca fluviatilis, L.) – ein Fisch für die Aquakultur?, Fische-rei & Fischmarkt in MV • 3/2012

Mélard, C.; Baras, E.; Desprez, D.; Philippart, J.C. & Kestemont, P. (1995).: Intensive culture of perch (Perca fluviatilis). First results on the effects of stocking density on growth and survival of larvae and juveniles. in: Measures for success- Metrology and instrumenta-tion in aquaculture management (J. Muir and F. Sevilla, Eds). EAS Spec. Publ., 21, Oostende, Belgium, 206 - 207.

Öberg, O. (2008). Perch farming, Swedish experience. In: Fontaine, P. Kestemont, F. Teletchea and N. Wang, (Eds.), Percid Fish Culture From Research to Production, Proceeding of Abstracts and Short Communications of the Workshop, Namur, Belgium:71-74.

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Schmidt, M. (2015). Untersuchung zur Erzeugung steriler Bestände des Flussbarsches durch induzierte Triploidisierung. Bachelorarbeit Universität Düsseldorf.

Toner, D. & Schram, E. (2008). Economics of Juvenile Production. In: C. Rougeot and D. Toner (Eds.), Farming of Eurasian Perch, Special publication BIM 24, Dublin, Ireland: 62-71.

8 Internetquellen FAO, 2014 http://www.fao.org/fishery/species/2298/en

Abschlussbericht 67

9 Anhang

68 Abschlussbericht

Abschlussbericht 69