DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP DIDELPHIS MARSUPIALIS

DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS

2020

Detección de Tripanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área

metropolitana.

María Camila Gamboa Osorio

Universidad de Santander

Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

Bucaramanga


2020

Detección parasitológica de infección por Tripanosoma spp. en Didelphis Marsupialis de

Bucaramanga y su área metropolitana.

María Camila Gamboa Osorio 15351025

Estudiante

Tesis para lograr el título de Médico Veterinario

Msc. John Jaime Quimbaya Ramírez

Director del proyecto de grado

Mv. Yezid Alexander Ardila Gómez

Cotutor del proyecto de grado.

PhD(c)

Universidad de Santander

Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

Bucaramanga



iv

“Cuanto más grande es la dificultad, más gloria hay en superarla”

Epicuro


v

DEDICATORIA

A nuestras familias, por su amor, trabajo y sacrificio en todos estos años, gracias a

ustedes hemos logrado llegar hasta aquí́ y convertirnos en lo que somos.

A las personas que con su amor y apoyo nos incentivaron a terminar este proyecto con

éxito abriendo las puertas y compartiendo su conocimiento.

A Dios, él forjador de nuestro camino, quien siempre nos acompaña y nos levanta en

nuestro continuo tropiezo.


vi

AGRADECIMIENTOS

Queremos agradecer de una manera muy afectuosa a nuestro director y Codirector John

Quimbaya y Yezid Ardila por sus esfuerzos, dedicación, tiempo y consejo para realizar y

culminar este proyecto.

De igual forma queremos extender un expreso agradecimiento a Gerardo Muñoz, Gabriel

Camargo, Carlos Marín, José Luis Ibáñez, Paula Méndez, Pedro Sánchez, Gloria Osorio y a los

presidentes de las juntas de acción comunal que apoyaron en la realización de este proyecto.

Queremos agradecer a la Universidad Industrial de Santander, Universidad de Santander

y Universidad de Boyacá por el financiamiento de este proyecto y por su continuo aporte en la

investigación.


vii

TABLA DE CONTENIDO

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ......................................................................... 1

2. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN .............................................................................. 3

3. JUSTIFICACIÓN............................................................................................................. 4

4. OBJETIVOS..................................................................................................................... 6

4.1. Objetivo General. ............................................................................................................ 6

4.2. Objetivos Específicos ...................................................................................................... 6

5. ESTADO DEL ARTE ...................................................................................................... 7

6. MARCO REFERENCIAL ............................................................................................ 12

6.1. Epidemiología ............................................................................................................... 12

6.2. Parásito: Trypanosoma Cruzi ........................................................................................ 14

6.2.1 Ciclo de vida ............................................................................................................... 17

6.2.2. Ciclo de transmisión ................................................................................................... 18

6.2.2.1 Ciclo Domestico ................................................................................................... 18

6.2.2.2. Ciclo Peridomestico ............................................................................................ 18

6.2.2.3. Ciclo selvático ..................................................................................................... 19

6.2.3. Vías de transmisión .................................................................................................... 19

6.2.3.1. Transmisión Vectorial ......................................................................................... 19

6.2.3.2. Transmisión por transfusiones ............................................................................ 19

6.2.3.3. Transmisión Congénita ....................................................................................... 20

6.2.3.4. Trasmisión Oral ................................................................................................... 20

6.2.3.5. Transmisión trasplante de órganos ...................................................................... 20

6.2.3.6. Transmisión accidental ........................................................................................ 20

6.3 Vector: Triatominae ....................................................................................................... 21

6.4. Reservorio: Didelphis spp. ............................................................................................ 22

6.5. Diagnostico ................................................................................................................... 25

6.5.1. Examen directo de sangre fresca ............................................................................ 25

6.5.2. Frotis o extendido a partir de sangre fresca............................................................ 25

6.5.3. Microhematocrito ................................................................................................... 26

6.5.4. Método de strout .................................................................................................... 26

6.5.5. Métodos moleculares ............................................................................................. 26

6.5.6. Hemoaglutinación indirecta (HAI) ........................................................................ 27


viii

6.5.7 Ensayo inmunoenzimático (ELISA) ....................................................................... 27

6.5.8 Inmunofluorencencia indirecta (IFI) ....................................................................... 27

6.6. Zoonosis ........................................................................................................................ 28

MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................ 29

7.1. Materiales ................................................................................................................ 30

7.1.1. Insumos ................................................................................................................... 30

7.2. Métodos.................................................................................................................. 31

7.2.1. Área de estudio ....................................................................................................... 31

7.2.2. Población................................................................................................................. 32

7.2.3. Muestra ................................................................................................................... 32

7.2.4. Acercamiento a las comunidades ............................................................................ 33

7.2.4.1 Capturas ................................................................................................................... 33

7.2.5. Examen Directo .......................................................................................................... 36

7.2.5.1. Método Pizzi ....................................................................................................... 36

7.2.5.2. Hemocultivo ........................................................................................................ 37

7.2.6. Tabulación de datos .................................................................................................... 38

7.2.6.1 Análisis de resultados ............................................................................................... 39

7.2.7. Consideraciones Bioéticas ......................................................................................... 40

8. RESULTADOS .............................................................................................................. 41

8.1 Prevalencia por ciudad ................................................................................................... 41

8.2 Prevalencia por Zonas .................................................................................................... 41

8.3 Prevalencia por sexo ...................................................................................................... 42

8.4 Prevalencia por edad ...................................................................................................... 43

8.5 Densidad relativa por Municipio .................................................................................... 43

9. DISCUSIÓN................................................................................................................... 46

10. CONCLUSIONES ......................................................................................................... 54

11. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ........................................................................... 55

12. APÉNDICES ................................................................................................................. 70

Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES. ....................................................... 70

Apéndice B. Acta comité Bioética UIS ................................................................................. 71

Apéndice C ........................................................................................................................... 73

Tabla de conversión de frecuencias a densidad................................................................... 73


ix

LISTA DE TABLAS

Tabla 1 ...................................................................................................................................... 15

Tabla 2. .................................................................................................................................... 31

Tabla 3. .................................................................................................................................... 39

Tabla 4. .................................................................................................................................... 41

Tabla 5. .................................................................................................................................... 42

Tabla 6. .................................................................................................................................... 43

Tabla 7. .................................................................................................................................... 43

Tabla 8 ..................................................................................................................................... 44

Tabla 9. .................................................................................................................................... 45


x

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Mapa de Colombia que muestra la distribución de la prevalencia observada de la

enfermedad de Chagas en estudios publicados entre 2007 y noviembre de 2017 (Olivera et al.,

2019) ............................................................................................................................................. 13

Figura 2. Amastigote en cultivo celular teñido por Giemsa (Carvalho,2010) ......................... 15

Figura 3. Formas de epimastigotes en cultivo axénico (Carvalho, 2010) ................................ 16

Figura 4. Tripomastigote a partir de sangre teñida por Giemsa (Carvalho, 2010). .................. 16

Figura 5. Ciclo de vida (Fuente: Propia) ................................................................................. 18

Figura 6. Didelphis marsupialis (Kennerknecht, 2017) ........................................................... 22

Figura 7. Didelphis spp. mamífero sinantrópico (El Tiempo,2019) ........................................ 23

Figura 8. Fórmula dentaria maxilares superiores (Schweigmann,1994) ................................. 25

Figura 9. Mapa de objetivos Falta la fuente ............................................................................ 29

Figura 10. Ubicación geográfica de las zonas de estudio (Fuente: Propia) ............................. 32

Figura 11. Metodología de captura de Didelphis marsupialis A. Insumos de Capturas B.

Camuflaje de trampas C. Captura de Didelphidos D. Sujeción del animal E. Determinación de sexo

y presencia de Neonatos F. Medidas Morfométricas (Fuente:Propia) .......................................... 35

Figura 12. Método de Pizzi (Fuente: Propia) .......................................................................... 36

Figura 13. Hemocultivo a partir de muestras extraídas de Didelphis Marsupialis A.

Esterilización materiales de hemocultivo B. Cultivo medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle) y LIT

(Liver Infusion Tryptose) C. Manipulación muestra sanguínea D. Revisión Cultivos (Fuente:

Propia) ........................................................................................................................................... 38


xi

TABLA DE APÉNDICES

Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES ................................................................. 70

Apéndice B. Acta comité Bioética UIS ........................................................................................ 71

Apéndice C. Tabla de conversión de frecuencias a densidad. ...................................................... 73


xii

RESUMEN

Título: DETECCIÓN DE TRYPANOSOMA SPP. EN DIDELPHIS MARSUPIALIS DE

BUCARAMANGA Y SU ÁREA METROPOLITANA.

Autor: María Camila Gamboa Osorio, José Julián Ibáñez Castellanos.

Palabras claves:

Zarigüeya, tripanosomiasis, hemocultivo, diagnóstico.

La Enfermedad de Chagas es causada por el protozoario Trypanosoma Cruzi es una

zoonosis desatendida y endémica del continente americano. En Colombia se estima que, entre

700.000 y 1.200.000 habitantes están o han estado infectados por T. cruzi y cerca de 8.000.000

están en riesgo de infectarse, siendo Santander, el tercer departamento más afectado por esta

enfermedad. Por su parte el municipio de Bucaramanga y su área metropolitana ha sido epicentro

de numerosos brotes agudos de la enfermedad en algunas ocasiones asociados a la presencia de

mamíferos de la especie Didelphis marsupialis, los cuales presentan comportamientos

sinantrópicos y a su vez actúan como hospederos reservorios y vectores.

Debido a la acción del ser humano en zonas periurbanas la biodiversidad se ve afectada,

muchas veces desplazando a la fauna más sensible a estas alteraciones y propiciando la

adaptación y altas poblaciones de mamíferos sinantrópicos como el D. marsupialis. Debido a su

relevancia en los ciclos de transmisión de este parásito el objetivo de este trabajo fue la detección

de formas parasitarias de Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área

metropolitana. Con este fin se llevó a cabo captura de D. marsupialis en 14 zonas periurbanas

Bucaramanga y su área metropolitana, se recolectó información somática y se les realizó

diagnóstico de infección por Trypanosoma spp. mediante hemocultivo. Se capturaron 70

animales de la especie D. marsupialis, 39 machos y 31 hembras los cuales presentaron una

prevalencia del 41 %. La mayor prevalencia se presentó en hembras (52%) sin embargo, no hubo

diferencia estadísticamente significativa (p=0.194).

En cuando a la edad, se determinó mayor prevalencia en las fases VII (34%), no obstante,

estadísticamente no hay diferencias significativas entre las fases (p=0.277) y se observó mayor


xiii

prevalencia en el municipio de Girón (100%), comparado con su área metropolitana, no se

identificó una diferencia estadísticamente significativa entre los municipios con la prevalencia

(p= 1). Se determinó la densidad relativa mediante densidad de captura, Floridablanca 0,22

(22%), Girón 0,10 (10%), Piedecuesta 0.16 (16%) y Bucaramanga el municipio con mayor

densidad relativa 0,50 (50%), la Densidad vs Ciudad no dio resultado con diferencia

estadísticamente significativas (p=0.129).


xiv

ABSTRACT

Title: DETECTION OF TRYPANOSOMA SPP. IN DIDELPHIS MARSUPIALIS

FROM BUCARAMANGA AND ITS METROPOLITAN AREA.

Author: Maria Camila Gamboa Osorio, Jose Julian Ibañez Castellanos.

Keywords:

Opossum, Trypanosomiasis, Blood culture, Diagnosis.

Chagas disease is caused by the protozoan Trypanosoma Cruzi; is an unattended and

endemic zoonosis on the American continent. In Colombia, it’s estimated that between 700,000

and 1’200,000 inhabitants are or have been infected with T. cruzi and about 8’000,000 are at risk

of becoming infected, with Santander being the third department most affected by T. cruzi .

Meanwhile, the city of Bucaramanga and its metropolitan area has been the epicenter of

numerous acute outbreaks of the disease, sometimes associated with the presence of mammals of

the species Didelphis marsupialis, which shows synanthropic behaviors and who also can act as

reservoir hosts and vectors. Owing to the action of humans in peri-urban areas, biodiversity is

affected, often because of displacing the most sensitive fauna to these alterations and leading to

the adaptation of high populations of sinantropic mammals such as D. marsupialis. Because of

its relevance in the transmission cycles of this parasite, the goal of this work was the detection of

parasitic forms of Trypanosoma spp. in Didelphis marsupialis in Bucaramanga and its

metropolitan area.

For this purpose, the capture of D. marsupialis was carried out in 14 Bucaramanga

periurban areas and its metropolitan area, somatic information was collected and diagnosed with

Trypanosoma spp infection by blood culture. 70 animals of the D. marsupialis species, 39 males

and 31 females were captured, which presented a prevalence of 41%.

The highest prevalence was in females (52%), however, there was no statistically

significant difference (p= 0.194). Regarding age, a higher prevalence was determined in phases

VII (34%), however, statistically there are no significant differences between the phases (p=

0.277) and a higher prevalence was observed in the municipality of Girón (100%), Compared


xv

with its metropolitan area, a statistically significant difference between the municipalities with

the prevalence was not identified (p= 1). Relative density was determined using capture density,

Floridablanca 0.22 (22%), Girón 0.10 (10%), Piedecuesta 0.16 (16%) and Bucaramanga the

municipality with the highest relative density 0.50 (50%), Density vs City did not give a

statistically significant difference (p= 0.129).


xvi

INTRODUCCIÓN

La enfermedad de Chagas o Tripanosomiasis Americana es una parasitosis zoonótica,

causada por un protozoo flagelado también conocido como Trypanosoma Cruzi y transmitida por

diversas especies de insectos hematófagos, los cuales hacen parte de la sub familia Triatominae

(Fam. Reduvidae) (Atias & OMS, 1991). Esta enfermedad constituye uno de los principales

problemas de salud pública en 17 países de América (Pessoa et al., 1982), donde se estima que

entre 700.000 y 1.200.000 habitantes, son prevalentes y 8.000.000 están en riesgo de infectarse,

siendo Santander, el tercer departamento más afectado por esta enfermedad (Moncayo & silva,

2010; WHO, 2002); el área metropolitana de Bucaramanga y su área de influencia, es una de las

zonas con mayor número de casos de aparente transmisión oral en los últimos años (Díaz &

González, 2014).

Las zarigüeyas también conocidas como Didelphis marsupialis, son reconocidas por

muchos autores como el reservorio de mamíferos más importante del parásito (OMS, 1991; Yeo

et al. 2005), por su capacidad de actuar como huésped y vector de este (Deane et al., 1984).

Didelphis marsupialis. Es un animal de hábito sinantrópico que ha sido desplazado por el

humano, el cual ha intervenido las zonas boscosas, en las que habita dicho animal

(Atropinización) (Nuortueva 1963, Mello et al. 2004 y Abramova 2010). Los Didelphis

marsupialis, pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y peri

domésticas, donde sobreviven alimentándose de basura, por eso, Didelphis spp, es un fuerte

indicador de perturbación ambiental por la acción humana (Olifiers et al., 2005). La presencia de

estos en las zonas rurales y peri-urbanas, propician una transmisión silvestre y doméstica, debido

a que son animales omnívoros, de hábitos nocturnos y merodeadores, los cuales han sido

reportados con altas tasas de infección, cercanas al 70% y la presencia en su orina y secreciones

anales, podrían contaminar los alimentos o elementos de cocina (Pinto et al. 2006).

En las secciones siguientes a esta introducción, se describe de manera clara y breve

algunos fundamentos teóricos de interés para esta investigación. La primera sección aborda la

descripción biológica del Trypanosoma spp. y su distribución mundial, regional y local,

continuando con el desarrollo de la enfermedad y los métodos diagnósticos para la detección de


xvii

T. cruzi. En la Sección de Materiales y Métodos, se describen las aproximaciones metodológicas

y los procedimientos de las capturas realizadas en D. marsupialis, toma de muestras,

procesamiento de muestras y realización de cultivos y en las últimas secciones, se presentan los

resultados, discusión y conclusiones de la investigación con el fin de detectar la prevalencia de

Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área metropolitana.


1

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

El mal de Chagas es causado por el protozoario Tripanosoma Cruzi (Rossi et al.2010),

esta es una enfermedad desatendida y endémica del continente americano, la cual representa un

importante problema de salud pública. Actualmente se cree que 9.000.000 personas están o han

estado infectadas y cerca de 100.000.000, se encuentran en riesgo de contraer la infección (OMS,

2013). En Colombia, se estima que entre 700.000 y unas 1.200.000 habitantes, son prevalentes y

aproximadamente 8.000.000 están en riesgo de infectarse (Minsalud, 2010). El departamento de

Santander es el tercero más afectado por esta enfermedad (Moncayo & silva, 2010; WHO, 2002)

y el área metropolitana de Bucaramanga y su área de influencia es una de las zonas con mayor

número de casos de aparente transmisión oral en los últimos años (Díaz & González, 2014). El

Trypanosoma Cruzi también infecta a más de 150 especies de mamíferos silvestres y domésticos

(Breniére et al.2016; Hernández et al.2016). Los mamíferos del orden Didelphimorphia tienen

una larga relación evolutiva con el parásito (Briones et al. 1999; Stothard et al., 1999; Buscaglia

& Di Noia, 2003); un ejemplo de esto son las zarigüeyas del género Didelphis spp, reconocidos

reservorios del parásito y los más frecuentemente asociados a la transmisión, (Schweigmann et

al. 1999; Ocaña et al., 2010) siendo incluso considerados amplificadores de la infección debido a

su gran capacidad para adaptarse a entornos alterados por el ser humano, ya que es común

hallarlos con altas parasitemias, por lo cual mantienen el parásito en circulación (Rassi et al.,

2012). Particularmente los marsupiales de la especie Didelphis marsupialis que se encuentran

distribuidos en todo el territorio nacional, son además los reservorios silvestres con mayor

prevalencia en Colombia (Rodríguez-Monguí et al, .2019).

La enfermedad de Chagas al ser zoonótica, pone en riesgo la salud pública de la

población, ya que puede generar síntomas que varían si la etapa es aguda o crónica, pudiendo ser

asintomática o sintomática con fiebre prolongada, malestar, agrandamiento del hígado, bazo, y

ganglios linfáticos, edema subcutáneo (localizado o generalizado) y, en el caso particular de la

transmisión transmitida por vectores, los signos del portal de entrada de T.cruzi a través de la piel

(chagoma) o por las membranas mucosas oculares (signo de Romaña), sin embargo, algunos

casos (2-6%) pueden llevar a la muerte (Rassi et al., 2010) y en pacientes coinfectados con VIH

o inmunosuprimidos, se reactiva de forma más severa, y se observan alteraciones de tipo


2

neurológico y cardíaco (Díaz & González, 2014), por esta razón, la necesidad de determinar la

prevalencia del parásito en Didelphis Marsupialis como posible transmisor de la enfermedad.


3

2. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN

¿Cuál es la prevalencia de Didelphis marsupialis con infección por Trypanosoma spp en

zonas periurbanas de Bucaramanga y su área metropolitana?


4

3. JUSTIFICACIÓN

Se ha sugerido que el Trypanosoma spp. se originó hace unos 80 millones de años en lo

que ahora conocemos como América del Sur (Tellería & Tibayrenc, 2017). Los Marsupiales

fueron los primeros hospederos de T. cruzi, debido a que no existían insectos hematófagos que

actuaran como vectores para ese momento, en su lugar el parásito se transmitía muy

probablemente por: depredación de mamíferos infectados y secreciones de glándulas anales de

zarigüeyas infectadas, donde el T. cruzi se multiplicaba y eliminaba (Deane et al., 1984;

Schofield, 2000). Las zarigüeyas son los únicos marsupiales del continente americano, donde se

encuentran ampliamente distribuidas, y debido a su larga relación evolutiva con el parásito son

considerados hospederos reservorios idóneos (OMS, 1991; Yeo et al., 2005). Esta especie cobra

particular relevancia debido a la capacidad de actuar como reservorio y a su vez como vector de

Trypanosoma spp (Deane et al., 1984); ya que además de presentar altas tasas de infección se ha

demostrado la presencia de formas infectivas del parásito en sus secreciones glandulares (Pinto

et al., 2006). Debido a que el D. marsupialis en zonas peri-urbanas puede actuar como un puente

entre ciclos silvestres y domésticos, es importante conocer el estatus de la infección en estos

mamíferos.

D.marsupialis pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y

peridomésticas, donde sobreviven alimentándose de basura y otros desechos humanos. Esta

cercanía aumenta la probabilidad de que estos mamíferos puedan contaminar alimentos y

superficies en viviendas (Pinto et al., 2006). La tala indiscriminada de bosques periurbanos con

fines urbanísticos afecta la biodiversidad y desplaza especies silvestres sensibles a la presencia

del hombre, permitiendo que animales con mayor capacidad de adaptación a ambientes alterados

como el D. marsupialis se establezcan y proliferen ampliamente (Olifiers et al. 2005). Debido a

la expansión urbanística de las últimas décadas en Bucaramanga y su área metropolitana, y a la

presencia de densos bosques en la periferia, creemos que existe una alta densidad de estos

marsupiales y que estos pueden presentar tasas altas de infección.

Lo anterior evidencia la necesidad de identificar la presencia de D. marsupialis y la

proporción de estos que se encuentran infectados por parásitos del género Trypanosoma spp

mediante captura pasiva con trampas Tomahawk dado que es el método más usado para estudiar


5

estos mamíferos, y hemocultivo, dado que la mayoría de los autores coinciden en que brindan

excelentes resultados cuando se emplea en animales natural o experimentalmente infectados

(Barretto, 1972; Basso et al.1977; Neal & Miles, 1977; Paolasso & Basso, 1979; Moretti et al.,

1980; Basso et al., 1982). Esto con el fin de contribuir al entendimiento de la enfermedad y su

principal hospedero reservorio silvestre, y para ofrecer datos que permitan a la comunidad

académica y a las entidades de control efectuar acciones de prevención y control.


6

4. OBJETIVOS

4.1. Objetivo General.

● Detectar la prevalencia de Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de


4.2. Objetivos Específicos

● Cuantificar la densidad relativa capturada de Didelphis marsupialis en


● Determinar la prevalencia de Trypanosoma spp. en muestram de sangre de

Didelphis marsupialis según la edad, sexo y procedencia en las zonas de Bucaramanga y su área

metropolitana.


7

5. ESTADO DEL ARTE

Jansen et al (2018) examinaron un total de 6587 especímenes de mamíferos silvestres no

volátiles de rango libre. Sus estudios encontraron que el 17% de los mamíferos eran

seropositivos y el 8% de todos los animales mostraban hemocultivos positivos indicativos de

parasitemias alta y, en consecuencia, de potencial de infectividad. Observamos que las

zarigüeyas, principalmente Philander spp. y Didelphis spp, el coatí Nasua nasua, el mono

capuchino Sapajus libidinosus y el león dorado Tamarin Leontopithecus rosalia, fueron taxones

de mamíferos que mostraron tasas más altas de hemocultivos positivos. Además, Didelphis spp.

demostrado ser un bioacumulador competente de la diversidad TcI. Los quirópteros se

distinguieron por albergar la mayor diversidad de especies y genotipos de Trypanosoma spp.

Además, la observación del mayor rango de hospedadores de algunos Trypanosoma spp, muestra

la necesidad de reevaluar la ecología de los representantes del taxón. En conjunto, los resultados

mostraron que cada localidad puede mostrar distintos escenarios enzootiológicos y

epidemiológicos que deben tenerse en cuenta a la hora de establecer campañas de control y

clarificación de la población local.

Lo anterior teniendo como base una investigación realizada por Roque & amp; Jansen

(2008) en donde reportaron Infección de Trypanosoma Cruzi en mamíferos salvajes y

domésticos a partir de tres áreas adquiridas por vía oral de brotes de la enfermedad de Chagas en

Brasil. Cachoeiro do Arari (Pará) mostró un escenario panzoótico (mamíferos positivos en todos

los estratos ecológicos), y los casos humanos fueron probablemente la consecuencia de su

exposición dentro del ciclo de transmisión selvática de T. cruzi. En Navegantes (Santa Catarina),

Didelphis spp. fue el principal reservorio, dado que el 93% estaban infectados, el diagnóstico de

infección por T. cruzi se basó en el 1) Análisis de sangre fresca, mediante montaje de un

portaobjetos de sangre de cada muestra examinada; 2) Cultivo de sangre: realizado mediante la

inoculación de sangre en tubos con contenido de NNN (Nicolle, Novy y Mc Neal) y con LIT

(Liver Infusion Tryptose), con tubos de hemocultivo examinado cada dos semanas por hasta

cinco meses. En Redenção (Ceará), Monodelphis doméstica y Thrichomys laurentius También

fueron importantes para el mantenimiento del parásito. TCI estuvo presente en las tres áreas

estudiadas. Además, se detectó TCII en un triatomino de Navegantes. Los animales domésticos


8

mostraron una alta seroprevalencia y deberían considerarse centinelas en los programas de

vigilancia. La importancia de una reducción en la diversidad de la fauna de mamíferos silvestres

y la selección de huéspedes reservorios adecuados de T. cruzi se discuten como factores de

riesgo para la reaparición de la enfermedad de Chagas.

Por otra parte, en un estudio más concienzudo de Erazo & amp; Victoria (2015)

evaluaron algunos de los reservorios silvestres de Trypanosoma spp. en cuatro localidades de los

departamentos de Amazonas y Loreto, capturando y analizando marsupiales, roedores y

quirópteros en busca de este protozoo. Realizándose comparaciones de la diversidad y presencia

de Trypanosoma spp. en hospederos silvestres del departamento de Amazonas y Loreto, siendo

áreas endémica y no endémica de la enfermedad de Chagas, respectivamente. Los roedores y

marsupiales fueron capturados utilizando trampas Tomahawk y Sherman, ya que son trampas

con gran sensibilidad y para los quirópteros se utilizó redes de neblina. Los animales capturados

fueron anestesiados con el fin de aplicar la técnica de xenodiagnóstico. Se determinó los índices

de biodiversidad utilizando el programa Past; para el análisis porcentual y Prueba Exacta de

Fisher se utilizó el software STATA. Se capturaron 95 individuos correspondiendo a 16 especies,

la zona en donde mayor diversidad de especies y abundancia se mostró fue Loreto, sin embargo,

Amazonas mostró mayor abundancia de individuos reservorio conocidos de Trypanosoma spp.

El 10, 68% (5/47) de los individuos fueron positivos a Trypanosoma spp.: Didelphis marsupialis

(2/3), Mus musculus (1/7) y Phyllostomus elongatus (2/4). El quiróptero Phyllostomus elongatus

se reporta como nueva especie de reservorio de Trypanosoma spp. para el Perú. Además, se

lograron aislar las cepas Trypanosoma spp. obtenidas en los reservorios silvestres estudiados,

que según las características morfológicas son compatibles con Trypanosoma Cruzi. Finalmente

se obtuvieron nuevos protocolos anestésicos para los quirópteros y marsupiales capturados en las

zonas muestreadas.

Otro estudio similar fue realizado por Acosta et al (2013) en donde se describe que la

infección por Trypanosoma Cruzi es considerada primariamente una zoonosis. Se han

encontrado varias especies de animales selváticos naturalmente infectadas con este parásito,

abarcando cerca de 73 géneros y 9 órdenes: Didelphimorphia (marsupiales), Cingulata

(armadillos), Rodentia (roedores), Carnívora (carnívoros), Artiodactyla (cerdos, pecaríes),

Chiroptera (murciélagos), Pilosa (perezosos, osos hormigueros), Lagomorpha (liebres y conejos)


9

y Primata (primates) (1,2). A pesar de este amplio rango de hospederos, la importancia

epidemiológica como reservorios del T. cruzi varía según la región geográfica y de acuerdo con

la biología y ecología de estos mamíferos y su interacción con triatominos vectores y el hombre.

En cuanto a muestreos de especies como potenciales reservorios en Brasil Herrera,.(2010)

Reportando datos sobre la prevalencia de infección entre cada una de las 42 especies o

subespecies de mamíferos (8 que se producen en hábitats domésticos y 34 en la naturaleza) que

se han encontrado albergando Trypanosoma Cruzi o flagelados similares en Brasil se revisan, y

el conocimiento sobre algunos, Se resumen las características de las diversas cepas. Se concluye

que algunas cepas encontradas en murciélagos y capaces de infectar triatominos no eran

idénticas a T. cruzi , pero que todas las cepas de otros huéspedes eran de esta especie. Sin

embargo, se enfatiza que, aunque la enfermedad de Chagas Originalmente era solo Sylvan, el

ciclo interno de transmisión ahora es independiente y mucho más importante.

Respecto a Diagnósticos, el método directo es uno de los que usados en este estudio

realizado por Cassalett et al (2011), tuvo resultados que permitieron estimar en la población

analizada, una prevalencia del Trypanosoma spp. de 7,14 % en animales aparentemente sanos,

no diagnosticables por pruebas de detección directa usadas tradicionalmente, lo que constituye

un potencial problema para la ganadería bovina de la zona por no contar con métodos que

determinen especies del Trypanosoma spp., y dada la posibilidad de desarrollar cuadros clínicos

de la enfermedad y de su potencial transmisibilidad a animales susceptibles.

El diagnóstico de T.cruzi también se ha evaluado en mamíferos domésticos, como en

caninos de un estudio realizado por Bracho-Mora et al (2015) en donde se evaluaron

serológicamente 60 caninos muestreados en una comunidad de la etnia Yukpa de la Sierra de

Perijá al occidente de Venezuela, el cual se realizó con la finalidad de detectar infección por

Trypanosoma Cruzi de esta manera se relacionan la seropositividad detectada en caninos intra y

extradomiciliarios con otras variables epidemiológicas, incluyendo, variables como: edad y sexo

de los animales y el tipo de vivienda de sus dueños. Las técnicas de aglutinación directa (TAD) e

inmunofluorescencia indirecta (IFI), como pruebas serológicas, permitieron la detección de

anticuerpos circulantes anti-T. cruzi en (38/60) siendo el 63% de los perros muestreados

positivos, Los títulos de anticuerpos anti-T. cruzi registraron rangos de 128 a 4096 y de 64 hasta

512 para TAD e IFI, respectivamente observándose coincidencia diagnóstica entre ellas.


10

El análisis de estadística reveló diferencias significativas (p<0,05) cuando se comparó la

seropositividad entre caninos extradomiciliarios (35%) y los mantenidos en el domicilio (28%).

Sin embargo, no se encontró una diferencia significativa estadística (p>0,05) entre la sero-

infección por T. cruzi en caninos y las otras variables epidemiológicas evaluadas. La

seroprevalencia detectada en los caninos estudiados sugiere un importante rol de estos animales

en el mantenimiento de T. cruzi circulando en la localidad, siendo un potencial factor de riesgo

para el establecimiento de la enfermedad de Chagas como endemia en la comunidad Yukpa de la

Sierra de Perijá.

Uno de los aspectos importantes a tener en cuenta es la relación en la asociación del

hábitat común del humano y el lugar de contagio como foco de infección estudio realizado por

Turriago et al (2008) el cual reportó que los análisis estadísticos mostraron asociaciones

significativas entre la estructura de las viviendas de habitantes, tales como paredes, techos, pisos

y presencia de anexos con el número de caninos positivos para T.cruzi de las muestras analizadas

un total de 10,72% de los sueros procesados fueron positivos, otros casos positivos se dieron

Soatá 11,29% y en Berbeo 9,5%. Este primer trabajo enfocado a la prevalencia de perros

infectados con T. cruzi en Colombia revela la gran importancia epidemiológica que tienen dichos

animales como reservorios y la caracterización molecular de los aislados, contribuye a el

entendimiento de la dinámica de dicha transmisión del parásito.

Al igual que en otros estudios en este se realizó un diagnóstico más amplio en cuanto a

mamíferos siendo García et al (2003) quienes determinaron en su investigación la frecuencia de

pobladores infectados, así como de Cavia porcellus, Ovis oríes y Canis familiaris del caserío de

Chirinos - Piura. La muestra estuvo constituida por 304 pobladores, 42 ejemplares de C.

porcellus (cobayo), 40 de O. oríes (oveja) y 30 de C. familiaris (canino) que presentan

anticuerpos a Trypanosoma Cruzi /, entre abril y diciembre del 2000, en relación con ciertos

factores epidemiológicos de cada individuo se obtuvo muestras sanguíneas, cuyo suero fue

procesado por la técnica de Inmunofluorescencia Indirecta (IFI) utilizando como antígenos,

epimastigotes de T. cruzi cultivados en el medio BHI. De acuerdo con la serología se encontró

casos positivos en 35 pobladores (11,5 %) siendo mayor en aquellos procedentes de Barrios

Altos (16,7 %) respecto a los de Barrios Bajos (7,2 %); cuya diferencia estadística fue

significativa (p<0,05); sin embargo, no se encontró diferencia significativa de la serología


11

positiva en relación con el sexo, ni con relación a grupos etéreos (p>0,05). De los 112 animales

domésticos examinados, se encontró mayor porcentaje de serología positiva en caninos (40 %) y

en cobayos (38,1 %), siendo menor en ovejas (12,5 %). Se encontró diferencia significativa entre

caninos y los cobayos con relación a las ovejas (p<0,05). Con relación al título de anticuerpos se

encontró que los perros alcanzaron serología positiva hasta 1/32, y en el resto de los animales y

humanos hasta 1/16. Se concluye que los pobladores de Chirinos presentaron serología positiva a

T. cruzi / en un 11.5%, los caninos 40%, los cobayos 38.1% y las ovejas 12.5%, siendo los títulos

de anticuerpos para caninos 1/32 y para el hombre y los demás mamíferos 1/16. Falta verificar si

existen personas con enfermedad de Chagas y si los animales se comportan como reservorios de

la mencionada enfermedad.


12

6. MARCO REFERENCIAL

6.1. Epidemiología

La enfermedad de Chagas, denominada también tripanosomiasis americana, ha sido

calificada de enfermedad silenciosa y silenciada, no solo por su lenta evolución clínica o

frecuentemente asintomática, sino también porque afecta principalmente a poblaciones pobres

sin peso político ni acceso a atención de salud. Esta se descubrió en el año 1909 por el Doctor

Carlos Ribeiro Justiniano Chagas el cual diagnosticó por primera vez la enfermedad a una mujer

brasileña llamada Berenice Soares de Moura, la cual se presenta frecuente en poblaciones

pobres de la Latinoamérica continental siendo esta zona endémica y afectando a 6 - 7 millones

de personas y en las últimos tiempos, se ha diagnosticado cada vez más en los Estados Unidos de

América y el Canadá y en muchos países europeos y algunos países del Pacífico Occidental

debido a la migración de personas provenientes de países endémicos (OMS,2020).El destino más

común para los inmigrantes de Latinoamérica es Estados Unidos, donde se aproxima que

300.167 personas (principalmente de México) están infectadas con T.cruzi (Bern &

Montgomery, 2007) y España tiene el segundo mayor número de inmigrantes infectados, un

aproximado de 47.738 a 67.423, y la mayoría proviene de Ecuador, Argentina, Bolivia y Perú

(Gascon et al., 2009).

En Colombia, la infección por T. cruzi se ha detectado a lo largo del valle del río

Magdalena, en la región del Catatumbo, la Sierra Nevada de Santa Marta, el piedemonte de los

Llanos Orientales y la Serranía de la Macarena y los departamentos endémicos son Santander

donde se observa un mapa con los municipios afectados con mayor prevalencia de la

Enfermedad de Chagas desde 2007 hasta noviembre de 2017, son: Enciso, San Miguel,

Macaravita, Capitanejo, Málaga, Molagavita, Mogotes, San José de Miranda, Mogotes, Oiba,

San Gil, Curití y Socorro Figura 1 (Olivera et al., 2019), Norte de Santander, Cundinamarca,

Boyacá, Casanare y Arauca y más recientemente en comunidades de la Sierra Nevada de Santa

Marta, y en poblaciones afectadas hay cerca de 2 millones de mujeres en edad reproductiva

infectadas por T. cruzi (entre 4 a 8% transmitirían la infección al feto por vía transplacentaria)

aumentando el riesgo de transmisión (MinSalud, 2013).


13

Una revisión sistemática y meta-análisis realizada en Colombia entre en año 2007 a 2017

busco la relación clínica que tenían diferentes grupos de infectados con la prevalencia de la

enfermedad de Chagas mostrando que la prevalencia más alta es en las grupos que incluían la

población adulta y mujeres embarazadas y por otra parte se estimó una menor prevalencia en el

grupo que incluía a los niños entre los 0-15 años, donantes de sangre y a través de la información

disponible sobre la participación por sexo, no hubo evidencia suficientes para respaldar una

diferencia entre las prevalencia de hombres y mujeres (Olivera et al., 2019). Este estudio se

identifica que la región del Orinoco posee la prevalencia más alta de casos por Trypanosoma

Cruzi (Olivera et al., 2019).

Este resultado se relaciona con estudios entomológicos recientes que informan que esta

región es un área endémica alta, debido a la coexistencia de ciclos de T. cruzi domiciliarios y

selváticos (Pinto et al., 2005; Rendon et al., 2015). Además, en esta región, hay reportes de un

índice de infección natural del 67% en triatominos y una alta prevalencia de infección por T.

cruzi del 89% en Didelphis marsupialis, como el reservorio principal (Pinto et al., 2005).

Figura 1. Mapa de Colombia que muestra la distribución de la prevalencia observada de la

enfermedad de Chagas en estudios publicados entre 2007 y noviembre de 2017 (Olivera et al.,

2019).


14

6.2. Parásito: Trypanosoma Cruzi

Trypanosoma Cruzi agente etiológico de la enfermedad de Chagas, o tripanosomiasis

americana, es flagelado del orden Kinetoplastida, Familia Trypanosomatidae (Tabla 1), que se

caracteriza por la presencia de un flagelo y una mitocondria única en donde se ubica el

cinetoplasto, un orgánulo especializado que contiene ADN (Telleria & Tibayrenc, 2017). El T.

cruzi es intracelular con un ciclo de vida que se presenta en vertebrados e invertebrados, además

tiene tres etapas evolutivas morfológicas y fisiológicas distintas durante su ciclo, que se

identifican por la posición relativa del cinetoplasto en relación con el núcleo celular y la

aparición del flagelo (Brener, 1973; De Souza, 2002).


15

Tabla 1.

Taxonomía Trypanosoma Cruzi

Reino Protista

Subreino Protozoa

Phylum arcomastigophora

Clase oomastigophora

Orden Kinetoplastea

Familia rypanosomatidae

Genero Trypanosoma

Especie ypanosoma Cruzi

Nota: Taxonomía. Fuente Propia.

Los amastigotes (Fig. 2) son etapas intracelulares, redondas, que muestran un flagelo

corto y discreto que no está libre del cuerpo celular en microscopía electrónica. Estas formas

se multiplican por fisión binaria longitudinal. Este estadio se puede reproducir en el cultivo

celular de diferentes tipos de células de mamíferos; tienen aproximadamente 25μm de

longitud y 2μm de diámetro y son infecciosas para los mamíferos (Telleria & Tibayrenc,

2017).

Figura 2. Amastigote en cultivo celular teñido por Giemsa (Carvalho,2010)


16

Los epimastigotes (Fig. 3) tienen una longitud de 20-40μm y se encuentran en el tracto

intestinal y la orina del insecto vector, donde se multiplican por fisión binaria longitudinal y

presentan un flagelo libre, que se origina en la posición anterior del núcleo. Esta etapa puede

reproducirse en medios de cultivo líquidos y no es infecciosa para los mamíferos (Telleria &

Tibayrenc, 2017).

Figura 3. Formas de epimastigotes en cultivo axénico (Carvalho, 2010)

Los tripomastigotes (Figura 4 ) presentan un gran flagelo libre que se origina después del

núcleo. Esta forma parasitaria es la más importante, conocida clásicamente como fase infecciosa,

presente en la sangre de los huéspedes mamíferos (llamados tripomastigotes sanguíneos) y capaz

de infectar a los vectores durante la succión de sangre mamíferos (Telleria & Tibayrenc, 2017).

Figura 4. Tripomastigote a partir de sangre teñida por Giemsa (Carvalho, 2010).


17

6.2.1 Ciclo de vida.

El parasito presenta su ciclo de vida en dos tipos de hospederos, vertebrado e

invertebrado, de los cuales hace parte el hombre y aproximadamente 33 especies de pequeños

mamíferos pertenecientes a seis órdenes los cuales son: Marsupialia, Chiroptera, Rodentia,

Edentata, Carnívora y Primata (Coura, 2002). Los hospederos invertebrados abarcan 16 especies

de insectos hematófagos distribuidos en algunos géneros de la subfamilia Triatominae (orden:

Hemíptera, familia: Reduviidae). Por lo cual el T. cruzi está circulando tanto en ambiente

doméstico y peridoméstico como silvestre (Díaz & Gonzales, 2014).

El ciclo de vida inicia cuando el insecto ingiere el parásito en su estadio tripomastigote

sanguíneo (TS) circulante en sangre del hospedero ver tebrado infectado. Estas formas alcanzan

el intestino medio del insecto y es allí donde se diferencian a epimastigote meta cíclico (TM), el

cual se multiplica repetidamente por división binaria y se adhiere a las membranas peri-

microvillares de las células intestinales para diferenciarse a TM en un proceso conocido como

metaciclogénesis, de igual manera, ambas formas del parásito podrían ser encontrar en las heces

y orina del vector. Cuando los TM infectan un hospedero vertebrado colonizan células de

diferentes tejidos y se diferencian en amastigotes, los cuales se replican en el citoplasma. Luego

de varios ciclos de división celular para diferenciarse a tripomastigotes con alta movilidad, los

cuales rompen la membrana celular y son liberados al torrente sanguíneo. Estos TS pueden

infectar otras células o bien ser ingeridos por el insecto vector durante la ingesta de sangre del

hospedador, completándose de esta manera el ciclo vital del parásito (Díaz & Gonzales, 2014).


18

Figura 5. Ciclo de vida (Fuente: Propia)

6.2.2. Ciclo de transmisión.

Los parásitos del género Trypanosoma presentan su ciclo de vida en dos tipos de

hospederos: vertebrado e invertebrado, De esta manera, T. cruzi está circulando tanto en

ambiente doméstico y peridomésticos como silvestre (Díaz & Gonzales, 2014).

6.2.2.1 Ciclo Domestico.

La transmisión se presenta en lugares donde los triatominos se adaptan en las viviendas

humanas, principalmente en zonas rurales o zonas periurbanas, en viviendas en mal estado, con

paredes de bareque o adobe y techos de material vegetal. Los humanos junto con perros, gatos y

animales peridomésticos cumplen un papel importante como fuente de alimento para los

triatominos domiciliados, convirtiéndose en reservorios importantes de este ciclo (Díaz et al.,

2007; WHO, 2015).

6.2.2.2. Ciclo Peridomestico.

En este ciclo intervienen mamíferos tales como roedores, marsupiales, perros y triatomas

selváticos atraídos a las casas por la luz y el alimento. Este ciclo sirve de intermediario entre el

ciclo selvático y el doméstico (Díaz et al., 2007).


19

6.2.2.3. Ciclo selvático.

Este involucra la interacción entre vectores silvestres y mamíferos selváticos incluyendo

marsupiales, roedores, armadillos y otros animales (Díaz et al., 2007).

6.2.3. Vías de transmisión

6.2.3.1. Transmisión Vectorial.

La transmisión vectorial se considera el principal mecanismo de infección en los países

endémicos (OPS, 2007). De las 141 especies de triatominos descritas a la fecha,

aproximadamente, 125 son exclusivas de América, 26 se han reportado en Colombia y 15 se han

encontrado naturalmente infectadas con T. cruzi (Bargues et al., 2010; Galvão et al., 2006).

6.2.3.2. Transmisión por transfusiones.

La transmisión por transfusiones de sangre es el segundo método de transmisión más

frecuente. Su riesgo aumenta debido a que puede extenderse más allá de las áreas endémicas,

debido a la migración de latinoamericanos hacia países de Norteamérica, Europa, Asia y

Oceanía. Aun cuando se desconocen las cifras concretas, en los países europeos se estima que

alrededor del 2 % de los inmigrantes latinos están infectados con T. cruzi y que podrían actuar

como donadores de sangre (Gascón et al., 2010). En Estados Unidos, se han encontrado cinco

casos de infección por T. cruzi asociados a transfusiones de sangre desde la década de los

ochenta, y entre 2006 y 2011 se reportaron 1.459 donaciones seropositivas para T. cruzi (Bern et

al., 2011). Con la tamización en bancos de sangre en Latinoamérica desde 1993, se ha

disminuido la prevalencia de la infección por transfusiones (Schmunis et al., 2010).


20

6.2.3.3. Transmisión Congénita.

Este método de infección por T. cruzi se presenta en lugares en donde la transmisión

vectorial y por transfusión de sangre ha sido controlada. Se proyecta una incidencia de alrededor

de 15.000 casos al año en Latinoamérica, sobre todo en Bolivia, Argentina y Brasil. En

Colombia, se estima una incidencia anual de 1,04 casos de esta transmisión por cada 1.000

nacidos (OPS, 2007; Carlier et al., 2011).

6.2.3.4. Trasmisión Oral.

La transmisión oral es una forma de infección que ha recibido gran importancia

especialmente en la última década en varias regiones de Latinoamérica, más exactamente en la

Amazonia (Pereira et al., 2009). La mayoría de los brotes se han relacionado con el consumo de

bebidas preparadas con frutas u otros vegetales contaminados con las heces de triatominos o

secreciones de mamíferos infectados, como es el caso de jugo de açaí (Euterpe oleracea) y caña

de azúcar en Brasil, el vino de palma y el jugo de naranja en Colombia (OPS, 2009; Pereira et

al., 2009)

6.2.3.5. Transmisión trasplante de órganos

Las personas con trasplantes órganos con la enfermedad crónica desarrollarán episodios

agudos de la enfermedad debido a su estado de inmunosupresión haciendo posible el aislamiento

del parásito a partir de sangre periférica (Wendel, 1998). De igual forma, la realización de

trasplantes en personas infectadas por T. cruzi puede dar lugar a reactivaciones de la infección,

por lo cual estos individuos deben ser monitoreados (Bacal et al., 2010).

6.2.3.6. Transmisión accidental

Se presenta en laboratorios y hospitales, la infección ocurre durante la manipulación de

diferentes tipos de materiales contaminados, como excretas de triatominos, cultivos de parásitos

y sangre infectada (Díaz et al., 2007).


21

6.3 Vector: Triatominae

El principal vector de Trypanosoma Cruzi, son insectos hematófagos de la subfamilia

Triatominae, (Hemiptera: Reduviidae) (Catalá et al., 2017), Hasta la fecha, se han descrito 144

especies de triatominos (Otalora-Luna et al., 2015) con evidencia clara de especies portadoras

del parásito en más de la mitad de ellos (Jurberg y Galvao, 2006). Los vectores domésticos

principales en la región andina de America Latina son R. prolixus, T. dimidiata y T. infestans,

los vectores secundarios en esta región son T. maculata, R. ecuadoriensis, R. pallescens, T.

venosa, T. carrioni, P. herreri, P. chinai P. geniculatus y P. rufotuberculatus (Stevens et al.,

2011). Gaunt y Miles sugieren una relacion entre el hábitat y la especie que se ubican en los tres

Triatominos más importantes, el género Rhondinius se encuentra asociado con palmas, el género

Pastrongylus cuales habitúan en madrigueras y agujeros de árboles y el género Triatoma está

asociado con hábitats rocosos y madrigueras de roedores (Noireau et al., 2005). Sin embargo,

algunas especies presentan un amplio rango adaptación para ecotopos terrestres y arbóreos como

son P. megistus y T. dimidiata (Noireau et al., 2009).

Los triatominos se alimentan de la sangre de un huésped vertebrado infectado, luego los

parásitos se diferencian en epimastigotes y se dividen en el intestino medio posterior (Clayton,

2010). Posteriormente, los epimastigotes migran hacia el recto para convertirse en

tripomastigotes metacíclicos los cuales son eliminados en las heces, A medida que los insectos se

alimentan, defecan en la piel del huésped y el parásito puede ingresar a través de una lesión en la

piel, la membrana mucosa o la conjuntiva ((Azam buja y García, 2005; Silva-Neto et al.,2010).

La mayoría de los triatominos pueden alimentarse de sangre de una amplia variedad de animales

vertebrados, tanto salvajes como domésticos, esta variedad les permite explorar y explotar

diferentes hábitats y contribuye a mantener los ciclos de infección en ambos ecotopos

(Gocrchakov et al., 2016) en hábitats domésticos o peridomésticos, los insectos pueden usar

perros, gallinas, gatos, humanos (Castillo-Neyra et al., 2015) e incluso otros insectos como

fuentes de alimento (Sandoval et al., 2004).


22

6.4. Reservorio: Didelphis spp.

La Zarigüeya, nombre común dado a los miembros de este género, pertenece a la clase

Mammalia, infraclase Marsupialia, orden Didelphimorfia, familia Didelphidae, subfamilia

Didelphinae, género Didelphis (Gardner, 2005; Rueda et al., 2013). La familia Didelphidae

posee nueve especies las cuales se distribuyen geográficamente desde el sur de Canadá hasta el

centro de Argentina y se encuentran a alturas desde el nivel del mar hasta por encima de 3000 m

y ocupan casi todo tipo de hábitats (Cuartas-Calle & Arango, 2003; Gardner, 2005; Rueda et al.,

2013) y en el presente estudio se realizará en Didelphis Marsupialis (Figura 6).

Figura 6. Didelphis marsupialis (Kennerknecht, 2017)

El género Didelphis lo conforman seis especies: Didelphis virginiana la cual se ubica en

Norte y Centroamérica, Didelphis marsupialis de Centro y Suramérica, Didelphis albiventris

encontrada en las tierras altas al sur de Suramérica, Didelphis pernigra en las montañas andinas

desde Bolivia a Venezuela, Didelphis imperfecta encontrada en Brasil, Venezuela y Guyana

Francesa, y Didelphis aurita nativa del bosque atlántico de Brasil (Krause & Krause, 2006;

Lemos & Cerqueira, 2002). Teniendo en cuenta su ubicación la cual es de importancia en este

trabajo Didelphis marsupialis debido a que es la especie a estudiar como posible transmisor del


23

parasito, ya que es reconocido como el reservorio más importante de T. cruzi ya que cursa con

parasitemias altas y prolongadas. Además, por su comportamiento sinantrópico es considerado

un excelente reservorio en el ambiente doméstico, peridomésticos y hábitats alterados (Jansen &

Roque, 2010; Noireau et al., 2009).

Su amplia distribución se debe principalmente a su notable adaptabilidad a diferentes

nichos ecológicos, especialmente en entornos con un alto grado de acción humana. Por eso estos

animales pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y peridomésticas,

donde sobreviven alimentándose de basura humana y desperdicios. Por eso, Didelphis spp.

Actualmente son reconocidas como especies de mamíferos sinantrópicos (figura 7) y su

presencia es un fuerte indicador de perturbación ambiental por la acción humana (Olifiers et al.,

2005). Didelphis spp. son nómadas, solitarios (especialmente machos), excelentes escaladores, y

su refugio principal son los agujeros y el follaje de los árboles. Su importancia como reservorio

varía en tiempo y espacio, como se observa en las tasas de infección de D. aurita, que oscilan

entre 11% y 90% entre los animales recolectados en diferentes localidades en el estado de Río de

Janeiro, Brasil (Fernandes et al., 1999). Además de la transmisión vectorial, sus hábitos

omnívoros favorecen la adquisición oral de infección por depredación de insectos infectados o

pequeños mamíferos.

Figura 7. Didelphis spp. mamífero sinantrópico (El Tiempo,2019)


24

Su alimentación es omnívora, consumiendo plantas y animales. La dieta incluye gran

variedad de insectos, lombrices, caracoles, serpientes, lagartos, ranas, pequeños roedores

(principalmente ratones y ratas), conejos jóvenes, pequeños pájaros, huevos, hierbas, verduras,

frutas, bayas, granos, basura humana y carroña. La zarigüeya es un oportunista y se alimenta de

lo que está disponible en su entorno en un momento dado. Su sentido del olfato es importante

para la localización de la comida o las presas. Si la comida disminuye en un área, se desplazará

de su territorio. Se consideran generalmente nómadas, tímidos y solitarios, ocupan un territorio

específico por un tiempo para después mudarse.

Presentan un comportamiento antisocial principalmente entre machos. Durante el periodo

de apareamiento hay un comportamiento agresivo entre los sexos opuestos, sin embargo, tras el

cortejo pueden permanecer días juntos (Krause & Krause, 2006). Las zarigüeyas presentan una

alta tasa de mortalidad durante su primer año de vida. Los individuos que viven su segundo año

de vida muestran signos de edad avanzada como pérdida de peso, pérdida de la coordinación

motora y formación de cataratas. Cuando se encuentran en cautiverio pueden vivir el doble de un

animal silvestre (Krause & Krause, 2006).

Didelphis spp. poseen glándulas anales las cuales liberan un material en donde los

parásitos pueden alcanzar el lumen de la glándula para anal para que luego los

tripomastigotes se diferencian en epimastigotes los cuales se multiplican por fisión binaria,

después se diferencian en tripomastigotes metacíclicos, siendo su forma infectiva del parásito

liberados en las secreciones de esta glándula (Jansen & Roque, 2010) y por esta razón los

Didelphis spp. pueden ser tanto vectores como reservorios. Ellos poseen 50 dientes cuya fórmula

dentaria es: I 5/4, C 1/1, P 3/3, M 4/4. Se caracterizan los incisivos por ser cortos y cónicos, los

caninos son desarrollados de aspecto puntiagudo y largo, los premolares y molares son

puntiagudos (Gardner & Creihton, 2008) y una característica determinanante de la edad de estos

marsupiales es la de su tercer molar el cual carece de raíz, y que es remplazado posteriormente

por otro con la estructura propia de un premolar, la muda del molar se presenta en el momento en

que el marsupial pasa de la etapa juvenil a la preadulto (Gardner & Creighton, 2008), y para

poder clasificar la edad según su la erupción y desgate dentario se usa la fórmula dentaria de los

maxilares superiores (Schweigmann,1994) (Figura. 8)


25

Figura 8. Fórmula dentaria maxilares superiores (Schweigmann,1994)

6.5. Diagnostico

El diagnostico parasitológico depende de la etapa en la cual se encuentre el hospedero,

por esta razón los métodos diagnósticos están divididos en directos donde se observa el parásito

en sangre o por métodos indirectos que es inmunológico detectando anticuerpos específicos.

6.5.1. Examen directo de sangre fresca.

Se obtiene sangre capilar o venosa y se realiza la visualización de una gota entre lámina y

laminilla con objetivo de 10X y 40X. Se observará el movimiento serpenteante de los

tripomastigotes de Trypanosoma Cruzi (INS, 2017)

6.5.2. Frotis o extendido a partir de sangre fresca.

Se obtiene sangre periférica capilar o venosa, se realiza el extendido sobre una lámina

portaobjeto y se utilizan colorantes derivados de Romanowsky (Wright, Field, Giemsa), previa

fijación con metanol. El parásito se observa con su morfología característica identificándose

cinetoplasto, núcleo, flagelo y membrana ondulante (INS, 2017)


26

6.5.3. Microhematocrito.

Corresponde a una técnica de microconcentración que consiste en llenar mínimo 6

capilares heparinizados con sangre capilar o sin heparina con sangre venosa, posteriormente

centrifugar a 8.000-12.000 r.p.m. dependiendo de la microcentrífuga (5-8 min). Los

tripanosomas se ubicarán entre los glóbulos blancos y el plasma y se podrán observar en esta

interfaz leucoplaquetaria pegando el capilar con una cinta a un costado de una lámina portaobjeto

observándolo con objetivo de 40X buscando la presencia de tripomastigotes en movimiento. Si a

pesar de esto no se observan, romper el capilar en la interface leucoplaquetaria con un lápiz de

punta de diamante o el borde de una lámina porta objeto, verter el contenido sobre una lámina

para observar al microscopio entre lámina y laminilla, retirar la laminilla, dejar secar, fijar con

metanol y colorear con derivados de Romanowsky (INS,2017)

6.5.4. Método de strout.

Se obtienen de 5 a 10 mL de sangre venosa sin anticoagulante. Es una de las técnicas más

sensibles, pues utiliza el mayor volumen de sangre y permite concentrar los parásitos. Tomar la

muestra y dejar retraer el coágulo a temperatura ambiente por 15-20 min, posteriormente, retirar

el coagulo del tubo con ayuda de un escobillón sin algodón o extraer el suero en un nuevo tubo.

Centrifugar el suero obtenido a baja velocidad (600-800 rpm) por 1 minuto para eliminar los

glóbulos rojos, separar el sobrenadante y centrifugar nuevamente a una mayor velocidad (2500 a

3000 rpm) por 3-5 minutos para concentrar los parásitos en el sedimento. A partir del sedimento

se hace un montaje en fresco y observación con objetivo de 10x y 40x y adicionalmente realizar

un set de frotis para tinciones con colorantes derivados de Romanowsky (INS, 2017)

6.5.5. Métodos moleculares.

Se basan en la amplificación de fragmentos del ADN los cuales son abundantes y

específicos para el parásito. Para T. cruzi dos secuencias blanco han probado ser


27

útiles para su diagnóstico, la región variable de los mini círculos del kADN y el ADN repetitivo

nuclear de 195 pb. Esta metodología puede ser aplicada para detectar T. cruzi en muestras de

sangre, heces de triatominos o de otros materiales biológicos y permite obtener una sensibilidad

bastante alta. Otra importante aplicación de la PCR es en la detección de parásitos de individuos

infectados crónicamente, así como en el diagnóstico de transmisión congénita. Debido a su

complejidad solo puede ser realizada en laboratorios especializados (Corredor et al., 1993;

Ministerio De La Protección Social, 2010).

6.5.6. Hemoaglutinación indirecta (HAI).

Anticuerpos presentes en el suero del paciente reaccionan con hematíes sensibilizados

con antígeno de T. cruzi provocando la aglutinación de los eritrocitos. El punto de corte

depende del fabricante (Ministerio De La Protección Social, 2010).

6.5.7 Ensayo inmunoenzimático (ELISA).

Permite observar la presencia de anticuerpos antiinmunoglobulinas ligados a una enzima

que en presencia de su sustrato forma un producto colorido. Por la alta sensibilidad se

recomienda como la primera prueba a realizar en el proceso de confirmación diagnóstica

(Minsalud, 2013).

6.5.8 Inmunofluorencencia indirecta (IFI).

Para la técnica de IFI se utilizó un antígeno total de la misma cepa de T. cruzi obtenida a partir

de epimastigotes completos de cultivo fijados en formol al 1%. Las pruebas se realizaron según

lo descrito por Beltrán et al., 2001.


28

6.6. Zoonosis

Las enfermedades zoonóticas son a causa de una infección trasmitida de forma natural de

los animales a los seres humanos. El mayor riesgo de transmisión de enfermedades zoonóticas se

produce en la interfaz entre el ser humano y los animales a través de la exposición directa o

indirecta a los animales (OMS, 2020), estos patógenos pueden causar diferentes tipos de

enfermedades en personas y animales, desde enfermedades leves hasta graves e incluso la

muerte, en el caso de algunos animales pueden parecer saludables cuando llevan patógenos que

pueden enfermar a las personas (NCEZID, 2017), estas infecciones, según su ciclo y patógeno,

pueden ser clasificadas como sinantrópicas cuando tienen un ciclo urbano o exoantrópicas,

cuando el ciclo es selvático, algunas zoonosis pueden presentar ambos ciclos como por ejemplo

la enfermedad de Chagas (Dabanch, 2003).

Las enfermedades zoonóticas son muy comunes, tanto en los Estados Unidos como en

todo el mundo. Los científicos estiman que más de 6 de cada 10 enfermedades infecciosas

conocidas en las personas se transmiten de los animales, y 3 de cada 4 enfermedades infecciosas

nuevas o emergentes en las personas son transmitidas por los animales, por esta razón se debe

tener en cuenta que los sectores tanto de salud pública como de salud animal deben trabajar en

conjunto para evitar la proliferación de la zoonosis que actualmente es proporcionada por el

comercio, la movilidad de personas, animales y productos (Castro, 2010)


29

MATERIALES Y MÉTODOS

A continuación, se presenta el mapa de objetivos y las respectivas acciones realizadas

para dar cumplimiento a los mismos.

Figura 9. Mapa de objetivos (Fuente: Propia)


30

7.1. Materiales

7.1.1. Insumos.

Trampas Tomahawk, alimento concentrado para cachorro más caldo de pollo como cebo.

Para trazar los transectos y puntos de muestreo se empleó un GPS Garmin GpsMap 64Sc. Se

usaron guantes Tomahawk para manipular los especímenes y se administró Xilacina 0,25 mg/Kg

y Ketamina 25 mg/Kg para facilitar la toma de muestras en animales de difícil manejo. Todas las

personas que participaron de los procedimientos usaron elementos de protección personal

(Tapabocas, Gafas de seguridad, Guantes de Nitrilo), para el trabajo de campo se empleó

elementos como overol, botas y repelente. Las medidas fueron tomadas con cartabón, la

identificación se realizó con microchips avid Microplus con su respectivo aplicador y lector mini

tracker pro avid. El peso del animal se tomó con bascula digital Technika Ta-ws 503 Best Soul, y

finalmente la edad se determinó teniendo en cuenta la formula dentaria sugerida por

(Schweigmann et al., 1994) (Figura 8). Por otra parte, para la toma de muestras sanguíneas se

usó: Torniquete, alcohol (70%), aguja calibre 21, tubo de 4 ml con heparina, algodón e

hipoclorito de sodio 13%. Para Pizzi, se utilizó porta objetos, cubre objetos y microscopio óptico

invertido Olympus. Los hemocultivos y el seguimiento de cultivos se llevaron a cabo en cabina

de flujo laminar clase II, haciendo uso de elementos de bioseguridad comogafas de protección,

guantes de Nitrilo, bata de laboratorio y Gorro. Adicionalmente para los procedimientos de

laboratorio se usaron gradilla, puntas amarillas (20-100μL), puntas azules (100-1000μl), toallas

desechables, viales, gradilla alcohol 96%, tubos de cultivo, micropipeta de 2 a 5 ml, rotulador,

envases de vidrio para descartes, hipoclorito de sodio 13%, medio líquido LIT + suero fetal

bovino inactivado al 10%, medio bifásico NNN, PBS ph 7.2 y antibiótico (penicilina 100 ui

estreptomicina 100 µg/ml).


31

7.2. Métodos

7.2.1. Área de estudio.

El presente estudio es de tipo Observacional Descriptivo y se desarrolló en 14 zonas

heterogéneas del Área Metropolitana de Bucaramanga (AMB) (Tabla 2 y Figura 10). El AMB se

encuentra a 7°08” Latitud norte, 73° 08” Longitud oeste, esta se compone de cuatro municipios,

Bucaramanga, Floridablanca, Girón y Piedecuesta. Su la altura varía entre 777 y 1.100 msnm y

la precipitación pluvial varía de entre 750 a 1.041 mm de lluvia anual, al igual que la temperatura

promedio varía entre 23 y 25°C.

Tabla 2.

Zonas de estudio en el Área Metropolitana de Bucaramanga

Ciudad Zona Barrio

B1 Pan de Azucar, Cabecera del llano, la floresta, lagos del

cacique

B2 Gaitán y La Gloria

Bucaramanga B3 San Miguel, Candiles.

B4

Luz de Salvación,

Balcones de Provenza y manuela beltran

B5 Bosques de Pinos, Vegas de morrorico

F1 Limoncito y Bucarica

Floridablanca F2 Mediterrané, San Simon y Carabineros

F3 El Carmen V

G1 La Inmaculada

Girón G2 Rincón de Girón

G3 Arenales Campestre

P1 Hacienda San Miguel, Finca Catay y El Bosque

Piedecuesta P2 Villa Lina, Buenos Aires, Palermo, Portal del Talao

P3 San Francisco y San Cristóbal

Nota: Zonas de estudio en Bucaramanga. Fuente, Propia


32

Figura 10. Ubicación geográfica de las zonas de estudio (Fuente: Propia)

7.2.2. Población.

La población era desconocida y no existían registros que permitan estimar una población

absoluta, no obstante, se cuenta con un estudio previo realizado por (Pinto, 2016) que caracterizó

la población de tres de las zonas en el municipio de Bucaramanga, en el cual se lograron capturar

25 especímenes.

7.2.3. Muestra.

La muestra fue calculada usando el software Epidata 4.2 mediante el método de

proporciones haciendo uso de los datos colectados previamente por (Pinto, 2016). Las

especificaciones del diseño fueron las siguientes: Nivel de confianza: 95% Precisión:10% y

Efecto de Diseño: 1.0. La muestra sugerida por este método fue de 20 individuos, no obstante,

para efectos de mejorar el poder estadístico se decidió realizar un muestreo sin restricción de las

poblaciones de estos mamíferos, con lo cual se obtuvo finalmente una muestra de 70 individuos.


33

7.2.4. Acercamiento a las comunidades.

En las zonas establecidas se realizó perifoneo y divulgación de las de actividades de

captura de los mamíferos (Didelphidae) a los miembros de las juntas de acción comunal, en la

búsqueda de lograr la colaboración por parte de la población de los sectores, las actividades de

captura en algunos sectores fueron realizadas con el acompañamiento de Alcaldía de

Bucaramanga, Policía Nacional y ciudadanos del común conocedores de la zona muestreada.

7.2.4.1 Capturas.

Las capturas (Trampeo) (Figura 11-C), de los Didelfidos (Didelphis marsupialis) fueron

realizadas mediante el empleo de trampas Tomahawk, cebadas con concentrado de perro y caldo

de pollo Arenas 2016, algo que funcionó bien como alternativa a el cebo inicial (Huevo, Atún y

Guayaba) debido a que los Didélfidos se sienten más atraídos a esta mezcla que a la utilizada en

el inicio de las capturas, estas trampas fueron ubicadas en cada zona (Biozona) en diferentes

estaciones dadas por un transecto lineal, (Gallardo et al., 2010), delimitados mediante marcación

de puntos GPS, no menor a 50 metros, en las que se realizó la puesta de trampas teniendo en

cuenta disposición de fuentes hídricas, árboles huecos, árboles con frutos; Árboles de Guayaba

(Psidium guajava) y posibles madrigueras, un punto importante en el trampeo, fue el camuflaje

de las trampas (Figura 11-B), debido a la ubicación de las zonas se quería evitar posibles robos

de ellas mismas.

Las capturas fueron llevadas a cabo en cada una de las 14 zona (Biozona) (Tabla 2)

durante 4 días consecutivos empleando una modificación de los métodos utilizados por

Woodman et al., (1996), Voss & Emmons (1996) Y Solís & Carlos (2016), en los que se

procedía a tomar la muestra de sangre con aguja calibre 21 y tubo heparinizado de 4 ml, para la

manipulación de dichos animales se empleó dos métodos de sujeción siendo el primero el

método químico, en el cual el animal era sedado para la seguridad de los operarios y el animal

mismo. Los anestésicos usados para este efecto fueron: Ketamina y Xilacina (Ketamina 25

mg/kg y Xilacina 0,25 mg/kg) (Solís et al. 2019; Gallardo et al.2010), sin embargo, se debe

resaltar que no todos los animales fueron sedados ya que se tomó en cuenta la docilidad del


34

animal y/o su composición corporal. De otra parte, también se utilizó un método físico (Figura

11-D), para el cual fue necesario el uso de guantes Tomahawk (Figura 11-A), con los cuales se

sujetaba al animal de la articulación temporomandibular y los miembros del animal con el fin de

realizar una correcta manipulación de este.

La consecución de información morfométrica consistió en el empleo de una fórmula

dentaria para determinar la edad del animal (Figura 8), los cuales se distribuyen en 7 grupos

etarios donde 1, 2 y 3 se consideran jóvenes, 4 pre-adultos, 5, 6 y 7 adultos (Ramírez et al.,

2014). La variable sexo se tomó realizando la observación de los genitales y de la presencia del

marsupio en hembras y se verificó el estado reproductivo de las mismas (Figura 11-E). Todos los

animales fueron medidos usando un cartabón desde la punta de la nariz hasta la base de la cosa y

posteriormente de la nariz a la punta de la cola (Figura 11-F). Posteriormente se implantó un

microchip en la espalda a la altura de la última vertebra torácica con el fin de poder identificarlo

en caso de ser recapturados (Figura 11-A).

La toma de muestra de sangre se realizó mediante el uso de torniquete y venopunción de

la vena coccígea lateral por goteo, posteriormente se homogenizó la muestra por inversión,

siendo posteriormente usada en procedimientos de laboratorio. Y por último se pesaron en

balanza digital (Figura 11-A). La sangre entera fue usada para detección de formas infectivas del

parásito en sangre mediante Pizzi y hemocultivo. De lo anterior cabe resaltar que en este

procedimiento todos los animales fueron liberados inmediatamente después en las mismas zonas

de las cuales fueron abducidos, siempre y cuando se encontraran consientes y en condiciones de

salud aceptables. Los animales que al momento de la captura presentaban lesiones de

consideración que pudieran poner en riesgo su vida fueron puestos a disposición de las entidades

ambientales como el AMB, Cabildo Verde, Policía Ambiental para su rehabilitación y posterior

liberación.


35

A

B

C

D

E

F

Figura 11. Metodología de captura de Didelphis marsupialis A. Insumos de Capturas B.

Camuflaje de trampas C. Captura de Didelphidos D. Sujeción del animal E.

Determinación de sexo y presencia de Neonatos F. Medidas Morfométricas

(Fuente:Propia)


36

7.2.5. Examen Directo.

7.2.5.1. Método Pizzi.

En el método de Pizzi (Pizzi, 1957), se realizó la modificación efectuada por Brener

(Breneer, 1962), mediante el uso de una pipeta de hemoglobina previamente calibrada, se toman

5 milímetros cúbicos de sangre del animal y se posterior se adicionan en una lámina

portaobjetos, luego se recubre por una laminilla cubre-objetos de 22 x 22 mm para obtener una

capa de sangre distribuida de manera uniforme; la preparación está constituida por 3.500

campos que es el número estimado que existen en un cubre-objetos de 22 x 22 mm observando

con aumento de 100x. El total de parásitos observados en 100 campos (Figura 12), se multiplica

por 35 ·debido a que sólo se contaron cien campos, y se divide entre 5 por ser este el total de

milímetros cúbicos de sangre empleados, el resultado da el número de parásitos por milímetro

cúbico de sangre (Urribarri, 2007).

Figura 12. Método de Pizzi (Fuente: Propia)


37

7.2.5.2. Hemocultivo.

El procedimiento del hemocultivo se realizó dentro de una Cabina de Flujo clase II con el

fin de disminuir la contaminación de los cultivos y bioseguridad del Médico Veterinario (Figura

13-A). Los cultivos se realizaron en medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle) y LIT (Liver Infusion

Tryptose) suplementado con suero fetal bovino (SFB) al 10% previamente inactivado (Figura 13-

B). Las muestras de sangre en tubo con heparina se centrifugaron a 2000 rpm/30 min (1500

rpm/7 min), se transfirió el plasma a un tubo de vidrio estéril y se centrifuga a 1000 rpm x 10

min. Se transfirió el sobrenadante a un vial estéril para ser almacenado a -20 °C, y se adicionan

al tubo con el pellet 1 ml de medio LIT+SFB 10% y también se adiciono antibiótico 100 UI de

penicilina y 100 µg de estreptomicina / ml de medio (Figura 13-C) (Logan & Hanson, 1974), fue

incubado como los demás tubos descritos a continuación. Al tubo con las células se le realizaron

lavados como a continuación se detalla: Se adiciona 2 ml de PBS y se centrifuga a 2000 rpm/15

min, se elimina el sobrenadante y se repite 2 veces. Se tomó la capa de blancos con micropipeta

y se resuspendio en medio LIT en proporción 1:2, en medio NNN 200μl por cultivo. Todos los

cultivos se incubaron a 28°C y se realizó inspección los días 5, 10, 15, 30, 35, 40, 45 y 60

(Figura 13-D). Una vez se observa crecimiento, se realizó revisiones cada 72 horas en medio

LIT (Chiari et al., 1989),al momento de hacer las revisiones de los cultivos, se tomó 10 μl y se

adicionaron a un portaobjetos, se recubre por un cubre objetos y se observa al microscopio en

objetivo de 100 x posterior a esto de los cultivos se tiene en cuenta si hay contaminación

bacteriana o buena movilidad del parasito para así adicionar antibiótico para evitar esta

propagación de la contaminación y así evitar la muerte del parasito y poder ayudar con su

viabilidad pudiéndose agregar con Medio LIT o SFB. Los cultivos que se encontraron en fase

logarítmica se centrifugaron a 2500 rpm por 10 minutos, realizando tres lavados. El precipitado

resultante fue almacenado a -70°C para posterior extracción de ADN.


38

A

B

C

D

Figura 13. Hemocultivo a partir de muestras extraídas de Didelphis Marsupialis A.

Esterilización materiales de hemocultivo B. Cultivo medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle)

y LIT (Liver Infusion Tryptose) C. Manipulación muestra sanguínea D. Revisión Cultivos

(Fuente: Propia).

7.2.6. Tabulación de datos.

Los resultados fueron tabulados en el software Microsoft Office Excel 2010


39

Tabla 3. Tabulación de los resultados

Zona

Código

Nombre

Ciudad

Barrio

Peso

Largo

Edad

Sexo

Neonatos

Hemocultivo

Pizzi

Positivo

Nota: Resultados, Fuente: Propia

7.2.6.1 Análisis de resultados.

El análisis estadístico se realizó en el software R studio. Para el análisis descriptivo de los

datos se utilizó la media como medida de tendencia central. La prevalencia se calculó haciendo

uso de la ecuación de prevalencia (1). De igual forma se emplearon medidas de frecuencia como

las frecuencias relativas. También evaluaron posibles asociaciones entre las variables

independientes evaluadas (sexo, raza, edad etc.) y la variable dependiente (positivo). El análisis

bivariado se realizó utilizando la prueba de chi2 mediante la función chi.test. del software R

studio. De igual forma, el cálculo de la densidad relativa fue realizado por medio de la prueba

estadística Kruskal-Wallis también en R studio y el uso de la ecuación de densidad relativa (2).


40

𝑃𝑟𝑒𝑣𝑎𝑙𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒 𝑖𝑛𝑓𝑒𝑐𝑐𝑖ó𝑛 =

(1) Fuente: (Fernandez et al., 2004)

𝐼𝑛𝑑𝑖𝑣𝑖𝑑𝑢𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛 𝑖𝑛𝑓𝑒𝑐𝑐𝑖ó𝑛

𝑇𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑖𝑛𝑑𝑖𝑣𝑖𝑑𝑢𝑜𝑠 𝑒𝑠𝑡𝑢𝑑𝑖𝑎𝑑𝑜𝑠

𝐷𝑒𝑛𝑠𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑅𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑣𝑎 = 𝑓 = 1 − 𝑒−𝑥

(2) Fuente: (Gallina-Terazon & Lopez, 2011)

7.2.7. Consideraciones Bioéticas

El proyecto “Caracterización molecular y biológica de aislados de Trypanosoma Cruzi en

reservorios y vectores del Área Metropolitana de Bucaramanga” al cual se anida “Detección

parasitológica de infección por Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y

su área metropolitana”, es financiado por la Universidad Industrial de Santander, Universidad de

Santander y Universidad de Boyacá, el cual ha sido aprobado por el Comité de Bioética con el

número de acta VII-105-BUC de la Universidad de Santander. Para lo cual se capacitará el

personal involucrado en la manipulación de los animales, resaltando la participación directa en la

manipulación por médicos veterinarios graduados con el apoyo de los estudiantes, Este estudio

ha sido fundamentado en los cuatro principios de la bioética definidos por Beauchamp &

Childress (2001), estos son los principios autonomía, beneficencia, no maleficencia y justicia. De

igual forma se tuvieron en cuenta las recomendaciones de la normatividad nacional. La ley 84

del 27 de diciembre de 1989 (por la cual se adoptó el Estatuto Nacional de Protección de los

Animales y se crearon convenciones y regulaciones en aspectos referentes a su competencia),

establece que: - “Los animales tendrán en todo el territorio Nacional especial protección contra el

sufrimiento y el dolor, causados directa o indirectamente por el hombre”. Por eso, esta propuesta

reconoce que los médicos veterinarios son las personas éticas, técnicas y científicamente idóneas

para la obtención de las muestras, la captura y manipulación de especies silvestres, que se

realizarán a su vez, conforme a los decretos 1375 y 1376 del 27 de junio de 2013 que

reglamentan las colecciones biológicas, la captura y recolección de especies silvestres con fines

de investigación científica no comercial.


41

8. RESULTADOS

8.1 Prevalencia por ciudad

De los 70 animales muestreados en Bucaramanga y su área metropolitana, se observó

mayor prevalencia en el municipio de Girón, comparado con su área metropolitana donde se

obtuvo una prevalencia inferior al 50%. Adicionalmente, no se identificó una diferencia

estadísticamente significativa entre las ciudades con la prevalencia (p=0.7891), por otra parte, el

hemocultivo demostró un mayor número de positivos (97%) frente al método de Pizzi (52%) en

relación con los positivos totales (Tabla 4).

Tabla 4.

Total de positivos por ciudad y método diagnostico

Positivos

Ciudades Total Animales

Hemocultivo Pizzi

% Total

Bucaramanga 40 15 8 15 38

Floridablanca 14 5 2 6 43

Piedecuesta 11 5 2 5 45

Girón 5 3 3 3 60

Total 70 28 15 29 41

Abreviatura: % Porcentaje

Nota: Casos positivos por ciudad. Fuente, Propia

8.2 Prevalencia por Zonas

De las muestras obtenidas en Bucaramanga, Floridablanca, Piedecuesta y Girón, dio

como resultado las prevalencias más altas en las zonas F3, G3 y P1 con un (100%) como se

observa en la (Tabla 5), Sin embargo, en el análisis estadístico no se encontró una diferencia

significativa entre la zona Occidental: B2, B3, B4, B5, G1, G2, G3, P1, P2, P3 y la zona Oriental

(P=1).


42

Tabla 5.

Prevalencia de Trypanosoma spp. según zona.

Animales Positivos


Nota: Prevalencia según la zona. Fuente: Propia

8.3 Prevalencia por sexo

Del total de animales capturados, el 56% correspondían a machos. Además, se determinó

que las hembras presentaron mayor prevalencia del Trypanosoma spp. Reportando un valor

superior al 50%, sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente significativas

(p=0.1943) (tabla 6).

Ciudad Zona Barrio Total Total

%

B1 Pan de Azucar, Cabecera del llano, la Floresta, Lagos

20 8 40

del Cacique

B2 Gaitán y La Gloria 5 1 20

Bucaramanga B3 San Miguel, Candiles. 9 4 44

B4

Luz de Salvación, Balcones de Provenza y Manuela Beltran

4 1 25

B5 Bosques de Pinos, Vegas de morrorico 2 1 50

Total Parcial 40 15 38

F1 Limoncito y Bucarica 5 1 20

Floridablanca F2 Mediterrané, San Simon y Carabineros 8 4 50 F3 El Carmen V 1 1 100


G1 La Inmaculada 1 1 100

Girón G2 Rincón de Girón 2 0 G3 Arenales Campestre 2 2 100


P1 Hacienda San Miguel, Finca Catay y El Bosque 3 3 100

Piedecuesta P2 Villa Lina, Buenos Aires, Palermo, Portal del Talao 5 2 40 P3 San Francisco y San Cristóbal 3 0 0


Total Global 70 29 41


43

Tabla 6. Prevalencia por sexo

Sexo Total Animales Total positivos % Positivos

Hembra 31 16 52%

Macho 39 13 33%

Total 70 29 41%


Nota: Prevalencia por sexo. Fuente: Propia.

8.4 Prevalencia por edad

El 75 % de la muestra pertenece a las fases adultas (V, VI y VII), identificando mayor

prevalencia en la fase VII, con respecto a la positividad por edad, los cálculos se realizaron

teniendo como referencia la muestra positiva, y se determinó, mayor prevalencia en las fases

adultas (83%), evidenciando que el 34% de positivos, se encuentra en la fase VII, no obstante,

estadísticamente no hay diferencias significativas entre las fases (p=0.2772) (Tabla 7)

Tabla 7. Prevalencia por edad

Fases Total Animales Participación

por fase Total positivos

%

positivos

II 4 6% 2 7%

III 5 7% 1 3%

IV 9 13% 2 7%

V 18 26% 8 28%

VI 13 19% 6 21%

VII 21 30% 10 34%

Total 70 100% 29 100%


Nota: Prevalencia por edad Fuente: Propia

8.5 Densidad relativa por Municipio

Del número total de animales muestreados se determinó la densidad relativa mediante

densidad de captura, siendo de Bucaramanga el municipio con mayor densidad relativa 0,50


44

(50%) la Densidad vs Ciudad no arrojo diferencias estadísticamente significativas (p=0.129)

(Tabla 8) y (Tabla 9).

Tabla 8. Densidad relativa (captura/trampa)

Municipio

Zona

frecuencia de

captura/trampa

(f)

Densidad de

captura/trampa

(X)

Suma

densidad

de

Captura

Densidad

relativa

por

zonas

Densidad

relativa

por

zonas%

Densidad

relativa

por

ciudad

Densidad

relativa

por

ciudad %

B1 0,54 0,80 0,21 20,80

B2 0,71 1,20 0,31 31,36

Bucaramanga B3 0,67 1,05 0,27 27,34

B4 0,29 0,36 0,09 9,29

B5 0,33 0,43 0,11 11,22

PROEDIO TOTAL 0,51 0,77 3,84 0,20 100 0,50 50,13

F1 0,50 0,69 0,40 40,42

Floridablanca F2 0,53 0,80 0,47 46,57

F3 0,20 0,22 0,13 13,01

PROMEDIO

TOTAL

0,47 0,57 1,71 0,33 100 0,22 22,39

G1 0,29 0,36 0,44 44,21

Girón G2 0,25 0,29 0,36 35,65

G3 0,17 0,16 0,20 20,14

PROMEDIO

TOTAL

0,24 0,27 0,81 0,33 100 0,11 10,53

P1 0,33 0,43 0,33 33,18

Piedecuesta P2 0,31 0,36 0,27 27,47

P3 0,38 0,51 0,39 39,34

PROMEDIO

TOTAL

0,33 0,43 1,30 0,33 100 0,17 16,95

PROMEDIO

GLOBAL

0,39 0,51 7,66 0,30 100 0,25 100


Nota: Densidad Fuente: Propia


45

Tabla 9. Densidad relativa entre todas las Zonas (captura/trampa)

Municipio

Zona

Densidad de

captura/trampa (X)

Suma densidad

de Captura

Densidad relativa

entre todas las

zonas

Densidad relativa

entre todas las zonas

%

B1 0,80 0,10 10,4

B2 1,20 0,16 15,7

Bucaramanga B3 1,05 0,14 13,7

B4 0,36 0,05 4,7

B5 0,43 0,06 5,6

PROMEDIO TOTAL 0,77 3,84 0,10 50

F1 0,69 0,09 9,0

Floridablanca F2 0,80 0,10 10,4

F3 0,22 0,03 2,9

PROMEDIO TOTAL 0,57 1,71 0,07 22,4

G1 0,36 0,05 4,7

Girón G2 0,29 0,04 3,8

G3 0,16 0,02 2,1

PROMEDIO TOTAL 0,27 0,81 0,04 10,5

P1 0,43 0,06 5,6

Piedecuesta P2 0,36 0,05 4,7

P3 0,51 0,07 6,7

PROMEDIO TOTAL 0,43 1,30 0,06 16,9

PROMEDIO

GLOBAL

0,51 7,66 0,27 100


Nota: Densidad relativa por Zona. Fuente: Propia


46

9. DISCUSIÓN

La enfermedad de Chagas es una infección causada por el parásito Trypanosoma Cruzi la

cual afecta a 6–7 millones de personas en todo el mundo, y se estima que la infección causa más

de 7,000 muertes al año (OMS, 2015). A pesar de décadas de esfuerzos de control, que han

reducido su incidencia, millones de personas se infectan crónicamente en las etapas más

productivas de sus vidas, lo que conduce a la pérdida de empleos y la perpetuación del ciclo de

pobreza (OMS, 2015; Sosa & Segura 2015). La tripanosomiasis americana es endémica en

América Latina, donde se transmite a animales y humanos por insectos triatominos que solo se

encuentran en las Américas (Guhl et al., 2007). Sin embargo, esta enfermedad se ha convertido

en un problema global emergente debido a la creciente migración internacional y los viajes de

los latinoamericanos a países no endémicos, particularmente a las regiones del norte América y

Europa (Conners et al., 2016). El Didelphis Marsupialis tiene una relación evolutiva con el

parásito la cual tienen una amplia distribución en América del Sur, y se observa con frecuencia

en estrecha asociación con triatominos y viviendas humanas tanto en áreas selváticas como

urbanas (Grisard et al., 2000), lo cual tiene relación ya que su alimentación es de carácter

omnívoro, comen desde frutas maduras, vegetales, hojas, néctar, flores, invertebrados, pequeños

vertebrados, hasta carroña (Feldhamer, 2003).

En el presente estudio realizado en Bucaramanga y su área metropolitana, se tuvo una

prevalencia del 41% Trypanosoma spp. (29/70), los animales capturados se encontraron en áreas

periurbanas, la prevalencia estaría posiblemente relacionada al lugar de muestreo ya que

pertenecen a zonas endémicas en las cuales se han presentado brotes orales de Enfermedad de

Chagas (Moncayo & silva, 2010; WHO, 2002), otro factor que posiblemente influyó en estos

resultados, es el clima, el cual presento temperaturas cálidas favoreciendo la presencia de

triatominos en guaridas de las zarigüeyas, las cuales son variadas según donde se encuentren

(Krause & Krause, 2006). Otro factor posiblemente influyente seria la presencia de las palmas en

las zonas muestreada ya que también fueron encontrados triatominos en ellas debido a la

búsqueda de alimento lo cual sería un factor determinante en la prevalencia de T. cruz, ya que

esto propicia una mayor oportunidad de contacto entre vectores infectados, animales domésticos


47

(Cantillo-Barraza et al., 2014; das Chagas Xavier et al., 2012). Didelphis y su hábito merodeador

contribuye al aumento de transmisión (Gottdenker et al., 2012).

Por otra parte, en Venezuela donde se pudo evidenciar una prevalencia del 65% (90/139)

(Telford & Tonn, 1982), guardando relación con la población descrita en Georgia y Florida la

cual corresponde a una prevalencia del 32% (61/189) (Brown et al., 2010), diferencia dada por el

tamaño de la muestra, ya que al tener un mayor número de individuos en comparación a el

estudio de realizado en Campeche aumentó la prevalencia en dicho estudio (Tamay-Segovia et

al., 2017). Adicional a esto se reportó que la mayoría de zarigüeyas infectadas en las zonas

fueron capturadas durante el periodo seco del año (marzo-abril) (Tamay-Segovia et al., 2017;

Parada et al., 2013; Telford & Tonn 1982; Brown et al., 2010).

Una posible explicación a esto, es que probablemente la actividad de estas es mayor en

dicha época del año, aumentando así el potencial de riesgo a la infección tanto como para

vectores como para otros mamíferos incluyendo al hombre (Ruiz-Pina et al., 2000), lo cual se

relaciona con el presente estudio ya que en esos periodos se realizaron capturas de animales lo

cuales también fueron positivos. Otro estudio realizado en las Islas Santa Catarina (ISC) y

Arvoredo (AI) de Brasil durante 1984 y 1993, se estudió la prevalencia Trypanosoma Cruzi en

Didelphis marsupialis, la cual el 21.9% y 45.2%. Se recolectó un total de 199 animales en ambas

islas, de la cuales se capturaron en ISC el 27.7% en viviendas humanas (casas y anexos), el

17.5% en el área de peri domicilio (bodegas) y 45,2% en el entorno selvático.

La prevalencia del T. cruzi puede estar relacionado con la presencia de triatominos (P.

megistus) ya que se detectó en la mayoría de los nidos de D. marsupialisen el ISC. Además, se

ha informado de la asociación de P. megistus con D. marsupialisen ecotopos artificiales,

incluidas las viviendas en SCI (Steindel et al., 1994), Otra razón del porque la alta prevalencia de

T. cruzi entre las zarigüeyas de IA es la alimentación por medio de triatominos infectados con T.

cruzi ya que los hábitos insectívoros conocidos por los Didelphis se han demostrado

(Zeledon,1974) y deben considerarse como una posible fuente de infección para las zarigüeyas

en la IA (Grisard et al .,2000), Otros estudios realizados en países como México han reportado

una prevalencia del 52% (13/25) en la ciudad de Campeche (Tamay-Segovia et al., 2017), dichos

resultados son similares en zonas tropicales como en Yucatán los cuales fueron del 55% (21/38)


48

(Parada et al., 2013) lo cual tendría relación con el presente estudio ya que se encontraron

triatominos en zonas de capturas.

Estudios realizados a nivel nacional, en el Departamento de Antioquia Municipio de

Amalfi con una temperatura de 23°C, obtuvo una prevalencia del 0% (0/8) (Arboleda et al 2000),

no obstante los autores alertan a la comunidad sobre la presencia de Didelphis Marsupialis en la

zona, como un factor de riesgo ya que es el principal transmisor de la infección en el continente

Americano, además estos reportaron como posible causa de negatividad en las pruebas

serológicas los desplazamientos tempranos de Didelphidos desde su estado natural en el ciclo

Silvestre a zona periurbanas por la creciente destrucción del hábitat boscoso original, haciendo

que los mamíferos reservorios y vectores lleguen a los domicilios humanos (Arboleda et al.,

2000).

Dicho esto, se ha encontrado repetidamente sangre de Didelphis spp en el intestino de

triatominos colectados en ecotopos naturales de varios países, lo que confirma la asociación

trófica de insecto-mamífero (Fernández et al 1991; Schweigmann et al., 1995; Wisnivesky-colli

et al., 1997). Otras prevalencias reportadas en los Municipios de Mompós, Talaigua Nuevo,

Cicuco, San Fernando y Margarita de la Isla Margarita, arrojaron valores de hasta el 86.3%

(19/22), donde se encontraron diez zarigüeyas en palmeras, uno en una vivienda intradomiciliaria

la cual estaba con gran cantidad de T. maculatain siendo positivo a T. cruzi y otra en un bosque

de palmeras, Estas palmas tenían un 80% (40/50) de presencia de Triatominos, por esta razón se

sugiere que la alta prevalencia en Didelphis marsupialis es causada por la alta aglomeración de

triatominos positivos a Trypanosoma Cruzi debido a que permiten un puente entre el ciclo

selvático y peridomésticos (Cantillo-Barraza et al., 2014).

Por otra parte se realizó un estudio similar en Bucaramanga el cual obtuvo una

prevalencia del 24% (8/25) (Pinto, 2016), dicho muestreo fue realizado en viveros de la

Corporación de Defensa de la Meseta de Bucaramanga, CDMB, concomitantes a los barrios San

Miguel, Gaitán y la vereda Santa Bárbara, las zonas tenían relación de símil con lugares donde

ocurrieron eventos de brotes agudos como ecotopos, reservorios y vectores (Soto et al 2014), sin

embargo dicho estudio se vio alterado por fumigaciones en áreas peridomesticas por ende solo

fue posible realizar el muestreo en la zona de San Miguel lo cual explicaría la disminución en

cuanto a prevalencia de dicho estudio ya que se vio limitado (Pinto, 2016).


49

La prevalencia se puede determinar por diferentes métodos diagnósticos para

Trypanosoma Cruzi se clasifican en directos o indirectos, Durante la fase aguda el diagnóstico

se debe orientar al desarrollo de pruebas parasitológicas directas en busca del parásito: Examen

directo de sangre fresca, Gota gruesa, Frotis o extendido de sangre periférica Métodos de

concentración como el micrométodo, el microhematocrito y el método de Strout esta fase

también puede ser diagnosticada mediante métodos parasitológicos indirectos como

Hemocultivo, Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) Reacción en cadena de la polimerasa

en tiempo real (qPCR) y En la fase crónica la parasitemia disminuye a tal punto que no se

encuentran parásitos circulantes por largos periodos y las técnicas de multiplicación parasitaria

como el hemocultivo o xenodiagnóstico o las moleculares como la Reacción en Cadena de la

Polimerasa convencional (PCR) y en tiempo real (qPCR) (INS,2017) y para el presente estudio

se realizó el diagnóstico con método Pizzi (gota gruesa) y hemocultivo, el cual demostró un

mayor número de positivos 28/29 (97%) frente al método de Pizzi 15/29 (52%) en relación con

los positivos totales, esto puede relacionarse a que el hemocultivo presenta más sensibilidad en

las fases crónicas (MINSA,2006), en comparación al método Pizzi ya que este último, tiene

mayor sensibilidad en fases agudas las cuales no predominan en este estudio (MINSA,2006).

Otros estudios reportaron 67% (18/27) de hemocultivos positivos a T. cruzi en muestras

de Didelphis alvibentris (Lima et al., 2012), siendo más alto que lo encontrado en el presente

estudio (41%), lo cual puede deberse a diferencias de prevalencia en cada zona ya que la

Municipio de Bucaramanga es considerada una zona de baja endemia (Pinto J. 2016). También

se reportan estudios con 13 de 137 animales positivo a T.cruzi por examen de sangre fresca

(9,5%), 25 por xenodiagnóstico (18,2%) y 21 por hemocultivo (15,3%) en un total de 30

zarigüeyas positivas y en Isla Arvoreda 6/62 zarigüeyas fueron positivas por examen de sangre

fresca (9.7%), 28 por xenodiagnóstico (45.2%) y 12 por hemocultivo (19.3%) (Grisard et al.,

2000), relacionándose con el presente estudio mostrando mayor prevalencia en hemocultivo

posiblemente relacionándose con el presente estudio.

Otros resultados, arrojan prevalencias de T. cruzi del 37.9% (44/116) del total de las

zarigüeyas capturadas y evaluadas por xenodiagnóstico y hemocultivo, estos métodos,

demostraron igual eficiencia para el diagnóstico parasitológico y el aislamiento de este parásito.

Por otro lado, el examen directo de sangre arrojó tasas de infección más bajas (Fernández et al.,


50

1991). Dichos resultados están relacionados con las características de infección de los

Didelphidos, ya que presentan una parasitemia muy baja durante períodos largos en los

resultados de las muestras obtenidas en las zarigüeyas con hemocultivo positivo y / o

xenodiagnóstico, 34,4% (16/44) presentaron examen de sangre directo negativo

consecutivamente. Demostrando así que tanto el xenodiagnóstico como el hemocultivo pueden

usarse para el aislamiento de parásitos de zarigüeyas infectadas naturalmente sin selección. En

Bucaramanga se encontró la prevalencia de hemocultivos positivos 24 % (6/25) en Didelphis

Marsupialis lo cual muestra una circulación activa del parásito lo cual favorece la transmisión

hacia el vector durante la alimentación (Pinto, 2016).

Otra de las variables tenidas en cuenta durante esta investigación, fue el sexo. Arrojando

que las hembras presentaron mayor prevalencia del Trypanosoma spp. reportando 52% (16/31) y

los machos (13/29), sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente significativas.

Esto se podría explicar debido al aumento en las hembras en anestro, ya que presentan

agresividad con las hembras que se encuentran en estro. Sin embargo, difiere en que los machos

son agresivos con otros machos (Schweigmann, 1994). Reportes informan que Colombia es

tropical y la cría comienza en enero al inicio de la estación seca y las segundas camadas nacieron

en abril a mayo, una tercera en agosto, pero ninguna hembra crio en septiembre a diciembre

(Mackenzie et al., 1976), concordando con las fechas de muestreo. Por otra parte, el periodo de

gestación promedio dura entre 12 y 15 días, posteriormente las crías pasan al marsupio y

permanecen allí durante 60 o 70 días más (Vaughan et al., 1999). Los Dídelphis spp. son

considerados un género de hábitos solitarios y agresivo con su mismo género, donde la única

etapa de asociación entre individuos coincide con la época de reproducción y cría (Hunsaker,

1977).

Otro factor relevante en el presente estudio es que todas las hembras tenían presencia de

crías (100%) (31/31), relacionándose a que la población se renueva cada año y normalmente hay

dos períodos reproductivos: uno a principios de la primavera y otro a principios del verano

(Schweigmann et al., 1999). En un estudio realizado en al norte de Yucatán se describió una

población de 38 animales de los cuales 53% (20/38) fueron Hembras y 47% (18/38) Machos,

una posible explicación a esto es la mayor actividad de hembras (11/38) en épocas secas

coincidiendo con la época reproductivas aunque estas también tuvieron actividad durante la


51

época lluviosa, pero en menor proporción ya que solo (9/38) hembras estuvieron en actividad

durante el periodo húmedo mientras que en los machos dicha Dinámica fue inversa (López et

al., 2013).

Respecto a la variable por edad, las fases adultas obtuvo el mayor porcentaje (83%),

evidenciando que el 34% de positivos, se encuentra en la VII, no obstante estadísticamente no

hubo diferencias significativas entre estas (p=0.277), presumiendo que esto es debido a que la

fases adultas tiene más exposición en el ambiente con insectos o animales infectados (Dumontiel

et al., 2002; Cordero et al., 1987), otro autor difiere de esto ya que la alta reproducción en D.

marsupialis intensifica la posibilidad de transmisión de parásitos debido a la presencia de

hospederos jóvenes, los cuales son más susceptibles a la infección (Mackenstedt et al., 2015).

Con respecto a otros modos de transmisión, las bajas prevalencias registradas en edades

tempranas descartan la importancia a una posible transmisión vertical (Bucher & Schofield,

1981; Cenrisola et al., 1974; Chapman, 1976). Este hecho se explicaría por la protección frente a

la infección que las madres confieren a su descendencia a través de la inmunoglobulina G

presente en la leche (Conti et al., 1991). En otro estudio concordante con los resultados

obtenidos en esta investigación, se determinó relación significativa en relación a la edad

mostrando tasas de prevalencia mayores en Zarigüeyas adultas en comparación a los juveniles

(p= 0.020) de los individuos infectados, 81% (17/21) eran adultos, mientras que solo un juvenil

(5%) y tres subadultos (14%) dieron positivo por infección tanto en épocas lluviosas como en

periodos secos esto se presume sería debido a una posible mejor adaptación de los animales

adultos en épocas lluviosas y secas (Lopez et al., 2013).

Sin embargo, la mayoría de estas 16 hembras se reportaron en épocas secas siendo este,

otro factor determinante debido a que la actividad de los triatominos es mayor (Dumontiel et al.,

2002), favoreciendo así la transmisión del parásito entre vectores y zarigüeyas en este periodo

(Ruiz & Cruz, 2002) lo cual se relaciona con el presente teniendo un clima cálido la mayor parte

del tiempo, adicional a esto, el incremento de la prevalencia durante las temporadas que transitan

de templadas a cálidas serían una posible confirmación a la hipótesis de una transmisión

vectorial (Schweigmann et al., 1999), dado que en esa época aumenta la actividad de los

triatominos en esta zona geográfica (Catalá,1991). Por otra parte, el género Didelphis tiende a

consumir insectos en edades tempranas (Cordero et al., 1987). Esto explicaría de alguna forma el


52

hecho de que los individuos con edades comprendidas entre las fases I y II, alcancen mayores

tasas de infección en otoño, cuando comienzan a escasear otros alimentos (Cordero et al., 1987).

Siendo esto una posible explicación del porqué en climas más cálidos como en Colombia la

curva de animales positivos es exponencial y los animales adultos estimando una mayor

prevalencia como en el caso de nuestro estudio (Cordero et al., 1987).

La densidad relativa estimada en este trabajo fue determinada con mayor numero en

Bucaramanga 0.50, presentando más concentración que en México en un estudio realizado en 2

regiones de Chiapas teniendo abundancia relativa estimada entre 0.008-0.05 individuos trampas

noches para D. marsupialis y 0.01-0.06 individuos trampas noche para D. virginiana (Cruz et al.,

2014), sugiriendo que las zarigüeyas en Chiapas pueden desarrollarse en hábitats con ambientes

como los que se observan en Los Altos (frescos) y en la Depresión Central (cálidos) lo cual

tienen relación con Bucaramanga (González-Espinosa et al., 2005); sin embargo, en ambas

regiones sus poblaciones fueron relativamente pequeñas. No obstante, es importante mencionar

el posible sesgo en los resultados debido a la diferencia de esfuerzo de muestreo entre regiones.

La abundancia relativa, un indicador del tamaño poblacional (Lambert et al., 2005)

teniendo en cuenta que la abundancia relativa está determinada por las tasas de natalidad y

mortalidad, las cuales dependen de los recursos disponibles, del grado de competencia intra e

interespecífica y de la depredación (Gaston et al., 2000), no fue posible determinar en ese estudio

los factores específicos que pueden causar una abundancia relativa baja en D. marsupialis y D.

virginiana (Cruz et al., 2014). A nivel nacional se ha reportado que la densidad relativa fluctúa

entre 52.88 (Saldaña et al., 2018) y 13 (Mosquera D. et al. 2014) estas cifras estarían

relacionadas a que las zarigüeyas tienen dietas variadas y pueden explotar diferentes hábitats,

incluyendo zonas agrícolas e incluso entornos urbanos incluyendo las coberturas secundarias,

presentando así abundancias mayores en zonas de pastizales y cultivos (Orjuela & Jiménez,

2004).

En adición la alta tasa reproductiva de D. marsupialis sería otro factor determinante ya

que se estima en 13.5 las crías hembra por año en oeste de Colombia (Tyndale-Biscoe &

Mackenzie, 1976) aparentemente permite que esta especie explote rápidamente en condiciones


53

favorables expandiendo rápidamente el tamaño de la población (Gregory et al., 2010). No

obstante, también se puede esperar una reproducción reducida en respuesta a la calidad ambiental

(Atramentowicz, 1986).

Sin embargo, los cambios en las condiciones ambientales y reproducción generaría

cambios en la densidad (Schaffer & Tamarin, 1973) dando lugar a fluctuaciones en abundancia,

incluyendo extinción local y subsecuente recolonización (Gregory et al., 2010), otro factor

ligado a esto es que Didelphis junto con otras especies de mamíferos terrestres comparten presas

en común como en el caso de aves caminadoras (Franco et al., 2006; Brennan, 2010) lo que

haría que al actuar como competidores generando una fluctuación en la abundancia en donde las

densidades pueden aumentar, disminuir o extinguirse (Gregory et al., 2010) otro aspecto es el

atropellamiento vehicular que afectan a la especie en Antioquia (Delgado et al., 2007) lo cual

concuerda con las muertes registradas en este proyecto.


54

10. CONCLUSIONES

La cuantificación de la densidad poblacional capturada de Didelphis Marsupialis, se

determinó la densidad relativa mediante densidad de captura, siendo Bucaramanga el municipio

con mayor densidad relativa 0,50 (50%) la Densidad vs Ciudad no arrojo diferencias

estadísticamente significativas (p=0.129). En este trabajo se pudo evidenciar la prevalencia de

Trypanosoma spp. en un 41 % (29/70) de Didelphis marsupialis de los cuales se observó mayor

prevalencia en el municipio de Girón, comparado con su área metropolitana donde se obtuvo una

prevalencia inferior al 50%. Adicionalmente, se no se identificó una diferencia estadísticamente

significativa entre los municipios con la prevalencia (p=0.789). con respecto a la prevalencia por

zonas dio como resultado las prevalencias más altas en las zonas El Carmen V, Arenales

Campestre, Hacienda San miguel, Finca Catay y El Bosque con un (100%), Sin embargo, en el

análisis estadístico no se encontró una diferencia significativa entre las zonas (p=1).

Por otra parte, se obtuvo una mayor prevalencia del parásito en hembras las cuales

presentaron mayor 52%, sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente

significativas (p=0.194). En cuanto a la edad los resultados evidenciaron una prevalencia

acumulada en el tiempo en donde se puede determinar que a mayor edad, mayor posibilidad de

presentar el parásito, el 75 % de la muestra pertenece a las fases adultas (V, VI y VII),

identificando mayor prevalencia en la fase VII (34%), con respecto a la positividad por edad, los

cálculos se realizaron teniendo como referencia la muestra positiva, y se determinó, mayor

prevalencia en las fases adultas (83%), no obstante estadísticamente no hay diferencias

significativas entre las fases (p=0.277).


55

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http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs340/es/


70

12. APÉNDICES

Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES.


71

Apéndice B. Acta comité Bioética UIS


72


73

Apéndice C. Tabla de conversión de frecuencias a densidad.

TABLAS PARA CONVERTIR FRECUENCIA A DENSIDAD E INSTRUCCIONES

PARA SU USO

Tomada de Peña y Habib (1980).

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DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP DIDELPHIS MARSUPIALIS