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REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIREMINISTERE DE L’ENSEIGNEME
Faculté des Sciences
En vue de
Option
Thème :
Contribution à l’étude des helminthes parasites dutube digestif du poulet local,
domesticus, Linnaeus
Devant le jury composé de :
Président : Pr. BENSAHLA TALET A
Examinateurs : Pr. BAKI C
Dr. BEKKOUCHE Z
Encadreur : Dr. SENOUCI
REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIREMINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE
SCIENTIFIQUEUNIVERSITE D’ORAN
Département de Biologie
Mémoire
n vue de l’obtention du diplôme de Magister
En Parasitologie
Option : Ecologie et Biodiversité des parasites
Présenté par :
Melle Fouzia YOUSFI
Contribution à l’étude des helminthes parasites dutube digestif du poulet local, (Gallus gallus
Linnaeus 1758) dans la région d’Oran.
Soutenu le 06/10/2012
:
BENSAHLA TALET Ahmed Université d’Oran
BAKI Chekib Arslane Université d
BEKKOUCHE Zohra. Université d’Oran
Dr. SENOUCI Kheira Université d’Oran
Année universitaire 2011/2012
REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE
Département de Biologie
Contribution à l’étude des helminthes parasites duGallus gallus
dans la région d’Oran.
Université d’Oran
Université de Sétif
Université d’Oran
Université d’Oran
universitaire 2011/2012
Remerciements
Nous adressons nos sincères remerciements et notre reconnaissance à Monsieur le
Professeur BENSAHLA TALET Ahmed qui a bien voulu présider le jury de ce mémoire.
Nous sommes très sensible à sa prévenance et sa serviabilité. Hommages respectueux.
Madame SENOUCI Kheira nous a soutenue, encouragée et guidé nos premiers pas dans la
recherche scientifique. Ce travail a pu aboutir grâce à ses conseils éclairés, sa disponibilité et
sa bienveillance. Qu’elle soit assurée de nos sentiments profonds de gratitude et de
considération pour toute l’aide qu’elle nous a apportée. Que ce mémoire soit un modeste
témoignage de notre respectueux attachement.
Nous tenons à exprimer notre gratitude, nos vifs remerciements et notre profond respect à
Monsieur le Professeur BAKI Chekib Arslane qui nous a fait l’honneur d’accepter de juger ce
travail malgré ses nombreuses obligations.
Nous sommes également reconnaissante à Madame Bekkouche Z. qui a aimablement et
spontanément accepté d’examiner ce travail. Nous l’en remercions chaleureusement.
Nous remercions vivement Monsieur Medjouel Ilyes (Maitre Assistant en Parasitologie,
Département de Biologie) et Madame Merzoug Dounia (Maitre de Conférences en
Parasitologie, Département de Biologie) pour leur aide et leur collaboration scientifique.
DEDICACE
Je remercie DIEU de m’avoir accordé la santé et les moyens de réaliser ce travail
Je dédie ce modeste travail :
Aux êtres les plus chers à mon cœur, mes parents, qui m’ont tout offert dans la vie, pour leur
soutien, leurs encouragements et leurs conseils précieux, que Dieu les garde.
A mes sœurs, mes frères et ma grande famille.
A mon promoteur Dr : SENOUCI. K
Qui m’a guidée et éclaircie par ses précieux conseils et sa grande expérience et consacrer son
temps à m’aider a tout moment et à qui tous les mérites reviennent.
A mes meilleurs amies avec lesquelles j’ai partagé de beaux moments : « Hanene, Daouia,
Souhir, Touria, Amina, Assia, Kalida » et à ceux que je n’ai pas cités mais qui sont toujours
présents dans mes pensées.
A toutes les personnes qui m’ont aidée de près ou de loin à la réalisation de ce travail.
Table des matières
Résume
Liste des figures
Liste des tableaux
INTRODUCTION...................................................................................................................... 1
CHAPITRE I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ........................................................................ 4
1. Généralités sur le poulet domestique .................................................................................... 5
1.1. Caractères des galliformes................................................................................................... 5
1.2. Position systématique.......................................................................................................... 5
1.3. Origine................................................................................................................................. 6
1.4. Comportement et reproduction........................................................................................... 6
1.5. Morphologie ........................................................................................................................ 7
1.6. Tube digestif........................................................................................................................ 8
1.6.1. Anatomie .......................................................................................................................... 8
1.6.1.1. Bec…………………………………………………………………………………….8
1.6.1.2. Œsophage……………………………………………………………………………...9
1.6.1.3. Jabot …………………………………………………………………………………..9
1.6.1.4. Proventricule…………………………………………………………………………..9
1.6.1.5. Gésier………………………………………………………………………………….9
1.6.1.6. Intestin ……………………………………………………………………………….10
1.6.2. Histologie ....................................................................................................................... 10
1.7. Mœurs alimentaires ........................................................................................................... 12
1.8. Elevage de poulets............................................................................................................. 13
1.8.1. Production avicole.......................................................................................................... 13
1.8.2. Différents modes d'élevage ............................................................................................ 16
1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale………………………………………………………...16
1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie………………………………………………………….16
1.8.3. Races élevées.................................................................................................................. 18
1.8.3.1. Races pures…………………………………………………………………………..18
1.8.3.2. Hybrides…………………………………………………………………………….22
2. Helminthes parasites de tube digestif du poulet domestique ............................................... 23
2.1. Nématodes ......................................................................................................................... 23
2.1.1 Trichuridés ...................................................................................................................... 23
2.1.1.1. Morphologie…………………………………………………………………………23
2.1.1.2. Biologie………………………………………………………………………………23
2.1.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………23
2.1.2. Hétérakidés……………………………………………………………………………..24
2.1.2.1. Morphologie... ……………………………………………………………………….24
2.1.2.2. Biologie………………………………………………………………………………24
2.1.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………24
2.1.3. Spiruridés ....................................................................................................................... 25
2.1.3.1. Morphologie....……………………………………………………………………….25
2.1.3.2. Biologie………………………………………………………………………………25
2.1.3.3. Pathogénie……………………………………………………………………………26
2.1.4. Acuariidés...................................................................................................................... 26
2.1.4.1. Morphologie.................................................................................................................26
2.1.4.2. Biologie………………………………………………………………………………27
2.1.4.3. Pathogénie……………………………………………………………………………27
2.2. Cestodes ............................................................................................................................ 28
2.2.1. Davainéidés .................................................................................................................... 28
2.2.1.1. Morphologie.................................................................................................................28
2.2.1.2. Biologie………………………………………………………………………………28
2.2.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………28
2.2.2. Hyménolépididés........................................................................................................... 29
2.2.2.1. Morphologie.................................................................................................................29
2.2.2.2. Biologie………………………………………………………………………………29
2.2.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………29
2.3. Trématodes ........................................................................................................................ 30
2.4. Acanthocéphales................................................................................................................ 31
CHAPITRE II. MATERIEL ET METHODES..................................................................... 32
1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage ..................................................... 33
2. Méthodes .............................................................................................................................. 34
2.1. Dissection des poulets …………………………………………………………….…… 34
2.2. Recherche et prélèvement des parasites: ........................................................................... 35
2.3. Etude des parasites…………………………………………………………...………......38
2.3.1. Traitement et montage ………………………………………………………………...38
2.3.1.1. Nématodes……………………………………………………………………………38
2.3.1.2. Cestodes……………………………………………………………………...………38
2.3.1.3. Trématodes ………………………………………………………………………….39.
2.3.1.4. Acanthocéphales…………………………………………….……………………….39
2.3.2. Identification…………………………………………………………………………. 40
3. Analyse statistique…………………………………………………………………………40
CHAPITRE III. RESULTATS ET DISCUSSION ……………………………………..……41
1. Etude descriptive et systématique ........................................................................................ 42
1.1.Nématodes…………………………………………………………………………..….…42
1.2. Cestodes ............................................................................................................................ 67
1.3. Trématodes ........................................................................................................................ 83
1.4. Acanthocephales................................................................................................................ 92
2. Etude du parasitisme……………………………………………………………………….97
2.1. Résultats………………………………………………………………………………….97
2.1.1. Prévalence et abondance moyenne……………………………………………………..98
2.1.2. Variations de la prévalence…………………………………………………………….99
2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe……………………........99
2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces……………………………....100
2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet……………..........................106
2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions) ………………………………………………...…108
2.2. Discussion………………………………………………………………………………108
CONCLUSION…………………………………………………………………………...…112
Références bibliographiques………………………………………………………………...114
Annexes…………………………………………………………………………….………..132
Résumé
Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été
publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme
traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre
2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans
le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés,
quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec
une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet.
La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de
nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et
d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence
significative (p < 0,05).
L’identification de ces helminthes a mis en évidence :
- 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema
ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura
hamulosa,
- 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia
proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata,
- une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp,
- un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp.
Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina
echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement
faible.
La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la plupart
occupent l’intestin grêle.
Mots-clés : Poulet- Elevage traditionnel - Helminthes - Tube digestif- Région d’Oran.
Abstract
No studies have been published on the parasitism of chicken farm in particular on systematic,
although the farming chicken in the traditional form plays an important role into the rural
economy. 72 chickens rose using this mode in Oran region, were examined from November
2010 to October 2011, to identify the helminthes parasites of the digestive tract.
All chickens were infected, regardless of sex, weight and season, for an overall rate of
parasitism of 100% with an intensity of infestation of parasites 136.58 per chicken.
The diversified parasitic fauna consists of cestodes (prevalence of 98.61%), nematodes
(prevalence of 97.22%), trematodes (prevalence of 20.83%) and acanthocephalans
(prevalence of 2.7 %). The statistical results showed a significant difference (p <0.05).
The identification of these helminths showed:
- 8 species of nematodes: Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. Anatis, Gongylonema
ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura
hamulosa,
- 7 species of cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia
proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca Amoeboteania cuneata,
- A species and a genus of trematodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp
- A genus of Acanthocephala: Prosthorhynchus sp.
The rate of parasitism and infestation vary from one species to another, Raillietina
echinobothrida is he most common species with a relatively low average abundance.
The distribution of helminths and their locations were studied. The small intestine was the
most preferential.
Keywords: Chicken-Traditional Breeding - Helminthes - digestive Tract - Oran region.
الملخص
تلعب التربیة التقلیدیة للدجاج المحلي دورا ھاما في االقتصاد الریفي، ورغم ذلك حتى اآلن في الجزائر لم یتم نشر أي
.دراسة حول الطفیلیات الدجاج
دجاجة 72بمنطقة وھران، حیث ثم فحص 2011و أكتوبر 2010نوفمبر الفترة الممتدة بینأجریت ھذه الدراسة خالل
.بھدف التعریف باألنواع المختلفة للدیدان المتطفلة على األنبوب الھضمي
حیث تحتل % 100طیلة الفصول األربعة كل الدجاج كان مصابا باختالف جنسھ ووزنھ، إذ بلغت نسبة التطفل العامة
، ثم الدیدان )%97.22نسبة اإلصابة ( ، تلیھا الدیدان األسطوانیة %) 98.61نسبة اإلصابة ( الشریطیة الصدارة الدیدان
%) 2.7نسبة اإلصابة ( ومشوكات الرأس %) 20.83نسبة اإلصابة (الورقیة
ع الطفیلیة التي تم تحدیدھا أظھرت التحالیل اإلحصائیة وجود فروق معتبرة في نسبة اإلصابة لدى مختلف الطفیلیات أنوا
:ممثلة في
أنواع من الدیدان األسطوانیة 08
Capillaria annulata, C.anatis, C.caudinflata, Gongylonema ingluvicola,
Ascaridia galli, Subulara brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa.
أنواع من الدیدان الشریطیة 07
Raillietina echinobothrida, R.tretragona, R.cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia
infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoebotaenia cuneata
: نوع واحد وجنس واحد من الدیدان الورقیة
Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp
جنس واحد من مشوكات الرأس
Prosthorhynchus sp
.طفیلي في الدجاجة 136.58قدر متوسط كثافة الطفیلیات ب
.تم تحدید توزع الدیدان على مختلف أجزاء األنبوب الھضمي ، مع تسجیل تواجد معتبر على مستوى المعي الدقیق
.منطقة وھران –األنبوب الھضمي –الدیدان –التربیة التقلیدیة –دجاجة : كلمات البحث
Liste des figures
Figure 1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B)
Figure 2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974)
Figure 3. Comparaison Internationale de la production du poulet
Figure 4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011)
Figure 5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004).
Figure 6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale.
Figure 7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran
Figure 8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique.
Figure 9. Capillaria annulata Molin, 1858
Figure 10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926
Figure 11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915
Figure 12. Ascaridia galli Schrank, 1788
Figure 13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950
Figure 14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926
Figure 15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904
Figure 16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861
Figure 17. Davainia proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891
Figure 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920
Figure 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881
Figure 20. Raillietina cesticillus Molin 1858
Figure 21. Hymenolepis carioca Linstow, 1872
Figure 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779
Figure 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872
Figure 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923
Figure 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843
Figure 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915
Figure 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées
Figure 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe
Figure 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés
Figure 30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés
Figure 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea
Figure 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés
Figure 33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés
Figure 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes
Liste des tableaux
Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de
ponte
Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858
Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa,
1926
Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos,
1915
Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788
Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788)
Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram,
1926
Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904
Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851)
Diesing, 1861
Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées
Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923
Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843
Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915
Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique
Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet
1
INTRODUCTION
2
Le poulet est considéré généralement comme un des oiseaux les plus anciennement
domestiqués. Il occupe une place économique et sociale particulière; sa production assure
actuellement plus de 86% des produits carnés d’origine volaille (Office de l’elevage, 2009).
Le mode d’exploitation varie selon les moyens disponibles. Les systèmes d’élevage intensif et
semi-intensif fournissent la majorité des offres sur le marché mondial. Ils sont répandus dans
les zones urbaines et périurbaines et prédominent dans les pays du Nord les plus développés.
Ils sont très exigeants des points de vue équipements, races élevées et contrôle sanitaire.
Cependant, près de 90% des volailles dans les pays en voie développement sont élevés sous le
système extensif (Branckaert et Guéye, 1999; Sharma, 2007). Celui-ci repose essentiellement
sur des modes d’exploitation traditionnels peu exigeants et qui conviennent aux milieux
villageois et même urbains et périurbains dans plusieurs pays africains et asiatiques.
En Algérie et jusqu'au début des années 1960, l’aviculture était essentiellement villageoise et
traditionnelle. Depuis l’indépendance, elle se dirige de plus en plus vers l’industrialisation
mais elle reste insuffisante et souffre de nombreux obstacles tels que le manque d’éleveurs
qualifiés et la forte dépendance de l’étranger (équipements, souches élevées, produits
alimentaires et vétérinaires). En 2001, l’observatoire des filières avicoles d’Algérie a recensé
29 316 exploitations de poulets de chair et de poules pondeuses, devant 150 000 exploitations
de poulets domestiques sous le système extensif (OFIAAL, 2001). Ceci met l’accent sur
l’importance de ce type d’élevage malgré sa très faible productivité. L’aviculture de ferme ou
familiale, pour laquelle il n'y a presque pas d'investissement ni de soins particuliers, se
caractérise par la simplicité de son équipement et son indépendance totale. Le poulet exploité
est d’origine locale et plus résistant aux conditions hostiles. Il participe essentiellement à
l’autosuffisance de viande et d’œufs dans les milieux ruraux et aide aussi à lutter contre la
pauvreté en assurant des chances d’emploi pour les personnes défavorisées. De plus, il fournit
une qualité en viande bien appréciée par la population algérienne, surtout lors des cérémonies.
Au niveau des marchés, il est rare et son prix est plus élevé que celui du poulet industriel.
Les maladies d’origines diverses (virale, bactérienne et parasitaire) représentent un des
obstacles les plus importants pour le développement de cette filière. Différentes espèces
ectoparasites (insectes et acariens), mésoparasites et endoparasites (protozoaires et
helminthes) affectent le poulet. Les espèces d’helminthes parasites du tube digestif sont très
répandues. L’impact économique peut se traduire par une baisse importante de la productivité
(retard de la croissance, diminution de la ponte..).
En diminuant la résistance des volailles, ces parasites jouent aussi un rôle favorable dans la
diffusion de maladies infectieuses mortelles.
3
Le parasitisme du poulet domestique a fait l’objet d’un grand nombre de travaux, en
Afrique, en Europe et en Amérique du sud. Nos références ont montré qu’aucune étude de ce
type n’a été entreprise jusqu’à maintenant à l’échelle régionale voire nationale. Notre travail a
pour but la connaissance de la faune helminthique du tube digestif du poulet de ferme élevé
dans la région d’Oran. Nous le complétons par une approche écologique.
Les deux premiers chapitres de ce travail sont consacrés respectivement à des généralités sur
le poulet domestique à partir d’une analyse bibliographique et aux matériels et méthodes
utilisés dans la partie expérimentale.
Nous présentons dans le troisième chapitre les résultats et leur discussion de l’étude:
- systématique ayant permis l’inventaire des helminthes récoltés,
- des variations du parasitisme.
4
CHAPITRE I
ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
5
1. Généralités sur le poulet domestique
La poule est un oiseau de l’ordre des galliformes ou gallinacés (Temminck, 1820) qui
regroupe environ 281 espèces d’oiseaux, réparties en 81 genres et classés (selon Sibley et
Ahlquist, 1990; Del Hoyo et al. 1994; Hockey et al., 2005) en 7 familles: Phasianidae,
Numididae, Méléagrididae, Tétraonidae, Mégapodiidae, Cracidae et Odontophoridae.
L’espèce poule, Gallus gallus, désigne souvent les deux sexes et par rapport aux
caractéristiques spécifiques des femelles ou des mâles, l’espèce est souvent définie par le nom
coq ou poule (Fosta, 2008). La poule domestique (ou poulet domestique) est une volaille mâle
ou femelle, de la sous espèce Gallus Gallus domesticus.
1.1. Caractères des galliformes
Les galliformes forment un des groupes d'oiseaux les plus importants pour la société
humaine et la recherche (Van Tuinen et Dyke, 2004). Ce sont des oiseaux terrestres, non-
migrateurs à l’exception des espèces de plus petite taille (Romanov et al., 2009) et capables
d’effectuer des vols à courte distance. La taille peut varier de 13 cm chez la caille chinoise à
117 cm chez le paon et le dindon, mais la plupart sont de taille moyenne et semblables à la
poule domestique (Romanov et al., 2009). Les pattes sont robustes avec quatre orteils armés
d’ongles solides, le pouce repose au sol, le bec est court et solide, adapté aux régimes
alimentaires. La majorité des espèces présentent un dimorphisme sexuel très marqué, en taille
ou en apparence.
1.2. Position systématique de Gallus gallus domesticus (Delacour, 1977; Howard et Moore,
1984; Singhapol, 2003)
Règne : Animalia
Sous.Règne : Metazoa
Embranchement: Chordata
Sous.Embranchement: Vertebrata
Classe : Aves
Ordre: Galliformes
Famille: Phasianidae
Sub-famille: Phasianinae
Genre: Gallus
Espèce: Gallus gallus
Sous-espèce: Gallus gallus domesticus (Linnaeus, 1758)
6
1.3. Origine
Il y a plus d’un million d’années, le genre Gallus était probablement constitué d’une
seule population s’étendant sur tout le continent eurasien puis se serait divisé pendant les
périodes de glaciation en trois groupes: le groupe indien, le groupe d’Asie de l’Est et le
groupe méditerranéen ou moyen-oriental. Seul le groupe indien aurait survécu et évolué pour
donner naissance aux quatre espèces reconnues actuellement (Harrisson, 1978):
- G. gallus (Linnaeus, 1758): coq rouge de jungle,
- G. varius (Shaw et Nodder, 1798): coq vert de jungle,
- G. sonneratii (Temminck, 1831): coq gris de jungle,
- G. lafayettei (Lesson, 1831): coq de jungle ou coq tacheté de Ceylan (Sri Lanka),
Le poulet domestique, Gallus gallus domesticus, est censé descendre d'une des quatre
espèces de coqs de jungle (Crawford, 2003; Stevens, 1991):
Des recherches en génétique moléculaire montrent que seule l’espèce Gallus gallus est
l'ancêtre de tous les poulets domestiques (West et Zhou, 1989; Fumihito et al., 1994,1996).
D’autres études indiquent que le coq gris de jungle, Gallus Sonneratii, est aussi inclus dans le
patrimoine héréditaire de ces oiseaux (Schneller, 2010).
Selon Yamada (1988), il est probable que la domestication du poulet eut lieu en Asie du Sud-
Est, depuis 8000 ans. Il fut domestiqué pour la première fois en chine vers 6000 ans AJ (West
et Zhou, 1989; Ketelaars et Saxena, 1992) et avec le mouvement des commerçants, il a envahi
différentes régions du monde (Moyen Orient, Europe de l’Ouest, Japon …) (Scanes, 2011).
A l’origine, cet oiseau avait été probablement employé pour le sacrifice dans des cérémonies
religieuses ou comme animaux d'agrément ou encore pour le combat. Son potentiel comme
animal agricole fut développé jusqu’à la période romaine avec même la création d’industries
mais celles-ci se sont vite effondrées avec l'empire romain. L'utilisation commerciale n'a
repris qu'au dix-neuvième siècle (Wood-Gush, 1959).
1.4. Comportement et reproduction
Le poulet de jungle est prédisposé par plusieurs caractéristiques à la domestication, il
présente des types complexes de comportement de cour, de nidification, de ponte,
d'incubation, de couvaison et de défense contre les prédateurs. Il s’agit d’une volaille
adaptable à divers environnements, ayant des conditions diététiques flexibles; elle forme, en
plus des jeunes, des groupes de 1 à 2 mâles et de 2 à 5 femelles (Appleby et al., 1992).
7
Le poulet domestique peut exprimer les mêmes comportements que ceux de ses
ancêtres de la jungle, ce qui n’est pas le cas de nombreuses souches d'hybrides (Conseil de
l’Europe, 1995).
La poule atteint sa maturité sexuelle à partir du 6ème au 9ème mois (selon la race) et peut
pondre même en l’absence du coq, mais n’étant pas fécondés, les œufs ne donnent pas de
poussins. La ponte est d’un œuf par jour ou tous les deux jours (soit 100 à 300 œufs par an)
selon la race et l'âge. En général il n’y a pas de relation entre la ponte et la saison à
l’exception des zones tempérées où la poule cesse de pondre quand les jours raccourcissent ou
quand son exposition à la lumière est faible. Selon Scanes (2011), il faut 14 heures de lumière
et 10 heures d’obscurité par jour pour que l’ovulation se déclenche.
Quand le nombre d’œufs dans le nid atteint 8 à 12, la poule change de comportement, se met à
glousser et se déplume au niveau du bréchet. Elle quitte le nid une seule fois par jour pour
s'alimenter et prendre un bain de terre. Pendant la couvaison, les œufs sont incubés à une
température de 38 à 39°C et les poussins sont prêts à éclore du 19ème au 21ème jour. Lorsque la
poule recommence à pondre, elle rejette les jeunes qui vont alors vivre en fratrie jusqu'à l'âge
adulte.
1.5. Morphologie
Le poulet domestique est adapté à la vie terrestre comme tous les gallinacés, il se
caractérise par un corps trapu, un sternum très développé, des membres abdominaux
solidement musclés et des ailes courtes et arrondies. La tête est ornementée par la crête, les
barbillons, les oreillons et souvent par une huppe de plumes colorées. Le bec est court et
épais, souvent un peu recourbé. Le corps est recouvert de plumes et les pattes d'écailles;
celles-ci se terminent par quatre doigts dont trois sont en avant et un vers l’arrière. Au niveau
du tarse se trouve l’éperon ou l’ergot qui est bien développé chez le coq adulte (Diop, 1982).
Le dimorphisme sexuel est bien marqué, le coq généralement plus volumineux que la poule,
se distingue par sa crête et ses barbillons plus développés et de couleur rouge vif, par son
plumage et sa queue en panache de plumes ainsi que par son cri (Fournier, 2005) (Fig.1).
8
A B
Fig.1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B)
(www.gallinette.net/index.php?page=oeuf&news_page=5)
1.6. Tube digestif
C’est l’appareil le plus important de l’organisme, son bon fonctionnement se reflète
directement sur la croissance et même sur l’état sanitaire général du poulet. Il contient un
ensemble d’organes qui coopèrent à la digestion. Celle-ci exige une série d’actions physiques
et chimiques permettant d’obtenir à partir d’un bol alimentaire complexe des constituants
simples, assimilables par le sang. Les déchets issus de cette digestion sont expulsés par l'anus.
Selon Larbier et Leclercq (1992), les processus de la digestion se produisent dans tout le tube
digestif et l’absorption s’effectue essentiellement dans l’intestin grêle.
1.6.1. Anatomie
Le tube digestif de l’espèce aviaire est caractérisé par sa taille relativement courte
mais possède une grande efficacité de digestion vu la rapidité du transit digestif. Il mesure 85
cm de long chez le poussin et environ 2 m chez l'adulte (Alamargot, 1982). Les différents
organes qui le constituent sont:
1.6.1.1. Bec
Utilisé pour la capture des particules alimentaires; il comporte deux parties, la maxille
ou mandibule supérieure sur la face dorsale et la mandibule ou mandibule inférieure sur la
9
face ventrale (Beghoul, 2006). Sa partie visible est de nature cornée (rhamphothèque) et de
croissance continue (Bonou, 1987).
Le bec est suivi d’une cavité buccale dépourvue de voile du palais et de l’épiglotte de sorte
que la bouche et le pharynx forment une cavité unique souvent appelée bucco-pharynx
(Larbier et Leclercq, 1992). Cette cavité comporte des glandes salivaires qui assurent
l’humidification du bol alimentaire afin de faciliter son passage dans l’œsophage.
1.6.1.2. Œsophage
C’est un conduit musculo-muqueux à paroi mince et très dilatable; il assure le
transport des aliments de la cavité buccale à l'estomac. Sa sécrétion permet une imprégnation
des aliments et facilite leur transit. Il est composé de deux parties :
- une partie cervicale relativement longue, recouverte uniquement par la peau et située à droite
de la trachée,
- une partie thoracique plus courte où l'œsophage redevient médian et dorsal à la trachée
(Bonou, 1987).
Comme chez les autres Galliformes et les Columbiformes, l’œsophage se renfle, avant de
pénétrer dans la cavité thoracique, en un réservoir appelé jabot (Alamargot, 1982).
1.6.1.3. Jabot
Cet organe se caractérise par un épithélium riche en glandes à mucus et dans lequel les
aliments peuvent s’accumuler, s’humecter et se ramollir. Il s’y produit aussi l’initiation de
dégradation de l’amidon à l’aide de certaines bactéries amylolytiques, telles que les
lactobacilles (Champ et al., 1981, 1985).
1.6.1.4. Proventricule (ventricule succenturié ou estomac glandulaire)
Il s’agit d’un renflement fusiforme qui se situe en avant du gésier. La paroi interne,
très épaisse, contient des glandes bien développées qui sécrètent de la pepsine et du suc
gastrique (Alamargot, 1982; Moran, 1985).
1.6.1.5. Gésier (estomac musculaire)
C’est l’organe broyeur du tube digestif et dont la forme est à la fois aplatie et arrondie
comme une lentille biconvexe. La paroi musculaire, très épaisse et puissante, est formée de
quatre muscles principaux antéro-inférieurs et postéro-supérieurs, et de muscles
intermédiaires antéro-supérieurs et postéro-inférieurs (Larbier et Leclercq, 1992).
10
Intérieurement, l’organe est tapissé par une couche cornée constituée par une substance
protéique voisine de la kératine, la coaline.
Le gésier est séparé du proventricule et du duodénum respectivement par l'isthme et le pylore
(Rougière, 2010).
1.6.1.6. Intestin
Cet organe est le site de la digestion chimique et de l'absorption d’éléments nutritifs
assimilables par le sang et la lymphe. Il prend la forme d’un tube de calibre à peu près égal
sur toute son étendue. Chez les oiseaux, il est plus court par rapport à la longueur du corps
que celui des Mammifères herbivores. Il mesure environ 120 cm chez l’adulte (Larbier et
Leclercq, 1992; Rudeaux et Bastianelli, 2003) et comporte deux parties distinctes:
- l'intestin grêle, qui débute à partir du pylore, se divise en trois parties: le duodénum (du
pylore jusqu’à la portion distale de l’anse duodénale qui enserre le pancréas), le jéjunum (de
la portion distale de l’anse duodénale jusqu’au diverticule de Meckel) et l’iléon (du
diverticule de Meckel à la jonction iléo-caecale) (Rougière, 2010).
- le gros intestin qui est constitué par deux caeca (ou caecums) et le rectum, celui-ci se
termine par le cloaque.
Les caeca, qui se situent au niveau de la jonction entre l’iléon et le rectum (McNab,
1973), sont pairs et se présentent comme des sacs pouvant atteindre 20 cm de longueur chez
l’adulte (Larbier et Leclercq, 1992). Ils sont le siège de la fermentation bactérienne mais leur
rôle dans la digestion est négligeable, ils n’hydrolysent ni la cellulose, ni les autres polyosides
non amylacés (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Larbier et Leclercq, 1992). Ils interviennent
cependant dans l'équilibre hydrominéral et dans les phénomènes immunologiques par les
amygdales disposées à leur entrée (Brugere-Picoux et Silim, 1992).
Le rectum, dépourvu de villosités, est plus large que l’iléon, avec une longueur d’environ 8 à
11cm. Il réabsorbe l’eau de son contenu (Alamargot, 1982).
Le cloaque occupe la dernière partie de tube digestif où s’accumulent les matières fécales
avant leur expulsion à travers l’anus. C’est aussi le carrefour des voies génitales, urinaires et
intestinales (Denbow, 2000; Moran, 1985).
1.6.2. Histologie
Le tube digestif est entièrement d'origine endodermique à l’exception de la partie
rostrale de la cavité buccale qui est d'origine ectodermique (Alamargot, 1982). Sa structure
histologique comporte quatre tuniques fondamentales:
11
- la muqueuse recouvrant la surface la plus interne des organes et selon la particularité
structurale de ces derniers, elle est formée d’un épithélium simple ou pluristratifié,
glandulaire. L’épithélium repose sur le chorion ou la lamina mucosea, qui elle-même se situe
sur une couche musculaire ou muscularis mucosae.
- la sous-muqueuse composée de tissu conjonctif lâche avec des cellules adipeuses et des
vaisseaux sanguins.
- la musculeuse, une couche formée uniquement de fibres musculaires lisses. Sur la face
externe, la musculature est disposée en un sens longitudinal et intérieurement en un sens
circulaire.
- la séreuse formée d'une couche de cellules adipeuses, bordée par un mésothélium (Bonou,
1987).
Chaque portion du tube digestif possède une structure particulière en relation avec sa forme
ou sa fonction spécifique.
L’œsophage et le jabot sont caractérisés par un épithélium pavimenteux pluristratifié qui
contient uniquement au niveau de l'œsophage post-ingluvial des glandes exo-épithéliales
incluses dans la lamina propria.
L’épithélium des autres organes est constitué par une seule assise de cellules cylindriques.
La muqueuse du proventricule présente de nombreuses glandes tubulaires qui sécrètent le suc
gastrique. Ces glandes s’enfoncent dans la sous-muqueuse et forment des lobes glandulaires
serrés les uns contre les autres. Ces derniers se jettent dans un canal commun et
communiquent avec la lumière de l’organe par l’intermédiaire d’un conduit excréteur. Le
chorion ou lamina propria mucosae est limité par une couche musculaire lisse composée de
deux couches minces de fibres longitudinales séparées par une couche plus épaisse de fibres
transversales.
La paroi du gésier est bien adaptée à la fonction de broyage. L'épithélium contient aussi des
glandes tubuleuses rectilignes. Celles-ci émettent du mucus qui, solidifié, forme une couche
anhiste blanchâtre, la couche cornée. La musculeuse est très épaisse et puissante, formée
d’une couche musculaire rouge striée, à noyaux périphériques dans les myocytes.
L’intestin grêle intervient principalement dans l’absorption des produits de la digestion et la
sécrétion enzymatique. Ces fonctions se traduisent structurellement par la présence des
villosités et des glandes intestinales. La muqueuse des villosités intestinales, très épaisse et
fortement vascularisée, est formée de trois feuillets. La face la plus interne est un épithélium
glandulaire simple constitué principalement d'entérocytes, de cellules à mucus et de cellules
endocrines ou cryptes de Lieberkuhn (Larbier et Leclercq, 1992; Rougière, 2010).
12
Cette face est suivie d’une couche intermédiaire riche en vaisseaux sanguins et en nerfs. Enfin
la couche externe est constituée de muscles lisses responsables de la motricité intestinale
(Larbier et Leclercq, 1992).
La muqueuse repose sur un tissu conjonctif contenant les vaisseaux sanguins et lymphatiques
vers lesquels sont transportés les nutriments après l’absorption (Duke, 1986). Ensuite se
trouve une musculeuse formée de deux couches de muscles et le tout est enveloppé d’une fine
couche membraneuse, la séreuse (Rougière, 2010) (Fig.2).
Fig.2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974)
Les différentes portions de l’intestin grêle présentent une structure généralement semblable,
mais avec cependant quelques différences. Dans le duodénum, les villosités sont larges,
hautes et serrés les unes contre les autres et les glandes de Lieberkühn sont nombreuses. Elles
sont plus courtes et en nombre moindre au niveau du jéjunum, et plus dispersées les unes des
autres dans l’iléon (Bonou, 1987).
1.7. Mœurs alimentaires
Le poulet domestique ou poulet de ferme est un animal rustique, résistant et comme
son ancêtre le poulet sauvage de jungle, il est omnivore (Collias et Collias, 1967), passant la
majorité de la journée à chercher la nourriture sur le sol à l’aide de son bec et ses griffes. Il
s’alimente de graines, de vers, d’insectes, de limaces, d’herbes, de restes de légumes et de
fruits. Il avale aussi les petits cailloux pour remplir le gésier (estomac mécanique) qui sert à
broyer les aliments. Dans les conditions défavorables ou en cas de manque d’alimentation,
13
l’éleveur peut donner un complément d’aliments, des grains de céréales, du maïs, du sorgho
ou du mil, du son de mil ou du riz (Alassane, 2004). Les abreuvoirs peuvent être de vieux
récipients abandonnés ou tout simplement des flaques d’eau (Moula et al., 2009).
Dans le cas de l’élevage intensif et semi intensif, le coût alimentaire est estimé à 70% du coût
de production d’un poulet de chair. Les animaux doivent recevoir des rations déterminées en
fonction du niveau d’ingestion qui est sous l’influence de plusieurs facteurs, l’âge de l’animal,
la souche, la présentation physique de l’aliment et l’environnement (température,
ventilation…) (Rudeaux et Bastianelli, 2003).
L’aliment doit être donné en quantité suffisante et contenir un bon équilibre d’ingrédients afin
d’obtenir le maximum du potentiel de performances génétiques. Il peut renfermer les céréales
et leurs issues (maïs, mils, brisures de riz, sorgho, son de blé…), les sources de protéines
d’origine végétale (tourteaux de soja, coton, arachide, tourteau palmiste et grain de soja) et
d’origine animale (farine de poisson, de viande et d’os et termites). Des additifs couvrent les
besoins en vitamines, en oligo-éléments et en principes actifs tels que les antioxydants ou les
pigments. L’eau est servie dans des récipients propres et la quantité ne doit pas dépasser le
rapport eau/aliment afin de protéger la litière (Rudeaux et Bastianelli, 2003).
1.8. Elevage de poulets
1.8.1. Production avicole
A l’échelle mondiale, l'élevage des volailles représente un secteur très important dans
la production et la consommation des produits carnés. Selon la FAO, la production de volaille
a atteint 91,3 millions de TEC (tonne équivalent carcasse) en 2009, la portion de poulets en
représente plus de 87 % avec un taux de 79,6 millions de tonnes. Malgré l’épidémie de la
grippe aviaire de 2005-2006, la production de poulets a enregistré annuellement une
croissance régulière, de l’ordre de 3,4 % en moyenne (Office de l’élevage, 2009). Ceci est
probablement du à l’amélioration du niveau de vie dans certains pays, dont la Chine et à la
rationalisation des modes de production (Dorémus-Mege et al., 2004). De plus, le poulet
représente la volaille la plus appréciée par des populations issues de divers milieux culturels
et religieux (Ideris et al., 1990).
La plus grande part de la production est effectuée en Asie (32,2 %), suivie de l’Amérique du
Nord (26,9 %) et de l’Amérique centrale et du Sud (20,4 %). l’Europe et l’Afrique fournissent
respectivement 15,9 % et 4,5% de la production mondiale (Anonyme, 2006). Cette faible
productivité au niveau du continent africain est due à l’insuffisance marquée des ressources
alimentaires et des outils de production et d’organisation dans de nombreux pays. Par
14
conséquent, les systèmes de production traditionnels représentent 80% de l’aviculture
africaine (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Horman, 2004) (Fig.3).
Fig.3. Comparaison Internationale de la production du poulet.
(www.itavi.asso.fr/economie/eco-filiere/volailles/prod_monde.gif)
Les principales zones de production en Afrique sont les pays du Nord avec comme
principaux producteurs en 2001, l’Egypte (650 000 tonnes), le Maroc (255 000 tonnes) et
l’Algérie (215 000 tonnes) ; l’Afrique australe avec l’Afrique du Sud (705 000 tonnes),
l’Afrique de l’Ouest Sub-Equatoriale avec le Nigéria (177 000 tonnes) et la région des grands
lacs avec l’Ethiopie (74 000 tonnes) et le Kenya (54 000 tonnes) (Rudeaux et Bastianelli,
2003).
Actuellement, les quatre plus grands producteurs mondiaux qui assurent plus des 2/3 de la
production mondiale sont les Etats-Unis, la Chine, l’Union Européenne et le Brésil (Office de
l’élevage, 2009) (Fig.4).
15
Fig.4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011).
A l’échelle nationale, la filière avicole constitue un secteur très important. Ses produits
assurent 50% des viandes totales consommées (Abbas, 1996). Le prix de la viande blanche
étant relativement moins élevé que celui de la viande rouge, en fait un produit attractif pour la
ménagère algérienne.
L’aviculture était essentiellement villageoise et traditionnelle, et ce n’est qu’après la création
de l’Office National des Aliments du Bétail en 1969, qu’il y a eu la vraie installation de
l’aviculture moderne (Bouziani, 2009; Djerou, 2006). Ainsi, la production de viande blanche
a connue une croissance annuelle moyenne de 7%, allant de 24000 tonnes en 1968 à 200000
tonnes en 1999. Parallèlement la consommation est passée de 0,5 kg/an/habitant en 1968 à 9
kg/an/habitant en 1995 (Feliachi, 2003). Mais au cours de la dernière décennie et suite à la
levée du monopole étatique sur les importations et l’instauration de la vérité des prix (levée
des subventions) (Ferrah, 1993), la production a connue une régression et atteint 156 000
tonnes en 2003. Par contre la production des œufs de consommation a connu une progression,
elle est passée de 2020 .106 œufs en 2000 à 3 302. 106 œufs en 2003 (CICA, 2004)
16
1.8.2. Différents modes d'élevage
1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale
L’aviculture à l’échelle mondiale se divise principalement en deux modes: le système intensif
moderne et le système extensif traditionnel. Il existe aussi d’autres systèmes d’élevages
supplémentaires compris entre les deux types précédents, résultant de l’introduction de
diverses modifications et améliorations (Permin et Hansen, 1998). On distingue :
- le système extensif traditionnel qui assure 80% de la production avicole mondiale (Sharma,
2007) et approximativement 90% des volailles dans les pays en voie de développement sont
élevés dans des zones rurales sous le système traditionnel (Branckaert et Guéye, 1999;
Sharma, 2007). Ce dernier a remarquablement diminué depuis 50 ans en Europe et en
Amérique du Nord, mais il n’a pas totalement disparu (Scanes, 2011). Ce type d’élevage
utilise le minimum d’instruments (bâtiments rudimentaires, peu de contrôle sanitaire…). Les
volailles doivent fouiller dans le sol et autour des maisons pour assurer leurs besoins
nutritionnels (Kwenkan, 2001). Le rendement est faible : 40-60 œufs par poule/an et le gain
de poids est lent, il faut six mois pour atteindre le poids d’abattage (Permin et Hansen, 1998).
- l’aviculture villageoise améliorée qui diffère de l’aviculture traditionnelle, son caractère
économique est plus affirmé,
- l’aviculture semi-industrielle qui se trouve à proximité des centres urbains et se caractérise
par une production plus importante que celle des deux premiers modes d’élevage. Elle
respecte les normes techniques modernes d’élevage (Traore, 2006).
- le système intensif qui est coûteux, plus sophistiqué en terme de bâtiments, d’alimentation et
de prophylaxie des maladies. Le rendement est important par rapport aux nombres d’œufs
(280-320 œufs par poule/an) et aux gains de poids (35-40 jours suffisent pour atteindre le
poids d’abattage) (Permin et Hansen, 1998).
1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie
En Algérie, le poulet est la volaille dominante. Selon une enquête nationale,
l’OFIAAL (2001), a dénombré 29.316 exploitations de taille moyenne, avec 3.000 têtes de
chair par bande, et 1500 têtes de poules pondeuses. D'autre part, les exploitations de poulets
domestiques sont au nombre de 150.000 unités, avec un effectif moyen de 12
têtes/exploitation, le total est de 1.800.000 têtes (OFIAAL, 2001).
17
1.8.2.2.1. Elevage extensif
Il s’agit d’un système d’élevage à l’air libre, dirigé par des méthodes traditionnelles,
représenté essentiellement par l’élevage familial (de basse cour) et aussi par celui des fermes.
Le cheptel à faibles effectifs est constitué par des poulets locaux ; il peut y avoir d’autres
volailles domestiques comestibles comprenant canards, pintades, oies, pigeons, dindons,
cailles, faisans etc… (Njue et al., 2002). Les races de poulet local sont les plus exploitées. Le
poids moyen de l’adulte en 6 mois est d’environ 1 kg chez la femelle et 1,5 kg chez le mâle
(Guèye et Besseiw, 1995; Zoungrana et Slenders, 1992). Cette croissance lente est compensée
par la qualité de la chair bien appréciée.
Les éleveurs libèrent les poulets le matin pour qu’ils aillent à la recherche de leur nourriture
dans la cour ou la ferme. Les poulaillers, s’ils existent, sont en général aménagés à partir de
matériaux locaux, de bois, de chaume, d’amiante et de terre.
Comme les pertes sont toujours très élevées à cause des maladies et des prédateurs, la
majorité des œufs sert à renouveler le cheptel. La production est donc très réduite et est
principalement destinée à l’autoconsommation (Belaid, 1993). Le gain commercial est faible,
limité à certaines occasions religieuses et cérémonies.
Ce type d’aviculture, exigeant peu de travail, convient le mieux dans les zones rurales et
lorsque les conditions de nourriture et de logement sont limitées.
1.8.2.2.2. Elevage intensif
Depuis les années 80, l’Etat a adopté une stratégie basée sur l’artificialisation du
secteur avicole. Ce dernier devient le plus intensif de toutes les productions animales, que soit
pour la viande ou pour l’œuf de consommation, il est basé sur l’exploitation des souches
exotiques (ISA, Tetra…) importées. Celles-ci sont caractérisées par leur rentabilité améliorée,
dans des galeries bien équipées selon le type d’élevage, soit de poulets de chair ou de poules
pondeuses, pouvant renfermer en moyenne 3000 à 5000 sujets par atelier respectivement. Ce
système couvre toutes les régions du pays y compris celles du Sud, mais se condense surtout
près des grandes villes du Nord (Feliachi, 2003) :
- au sol : ce type d’élevage est apparu en Algérie grâce aux efforts du Ministère de
l'Agriculture et de la Révolution Agraire qui a créé l'O.N.A.B (Office National des Aliments
du Bétail) et l'O.R.AVI. (Office Régional d'Aviculture) (O.R.A.V.I.E., 2004). Il concerne
l’aviculture du poulet de chair en grands effectifs, exploitée sous une technique d’élevage
simple utilisant un matériel fondamental peu onéreux (abreuvoirs, mangeoires, éleveuses). Il
demande une main d'œuvre réduite pour le nettoyage et la surveillance. Mais il exige des
18
bâtiments étendus pour éviter le surpeuplement et le contact des animaux avec leurs
déjections qui sont à l’origine de certaines maladies (Belaid, 1993).
- en batterie : dans le cadre de sa politique de la relance économique, l’Etat a encouragé les
éleveurs actifs dans ce type d’élevage, employé pour les poules pondeuses mais qui est plus
coûteux que le précédent. Cependant il fournit d’une part un état sanitaire plus favorable dû à
la limitation du contact des volailles, à la suppression des agents infectieux présents dans la
litière et à la diminution du risque du parasitisme. D’autre part le rendement est plus
important, comme les poulets ne se déplacent pas, la prise alimentaire sert uniquement à
assurer leur croissance et la prise de poids.
1.8.3. Races élevées
Il existe plus de 300 races de poulets domestiques dans le monde, classés en trois
catégories : races pures, races locales et hybrides (Van Eekeren et al, 2006).
1.8.3.1. Races pures
Une race est dite pure quand chaque groupe d’individus présente des caractères
communs conservés d'une génération à l’autre. La distinction entre les races est basée sur les
caractères de poids, de forme, de couleur et des aptitudes (De Pury, 1968).
De point de vue commercial ou d’utilité zootechnique, les races sont classées en races légères
(type ponte), en races lourdes (type chair) et en races mixtes (type chair et ponte) (Bisimwa,
2004). Selon l’origine, les différentes races sont les suivantes :
1.8.3.1.1. Race d’origine méditerranéenne :
- Race Leghorn : race légère, son poids est d’environ 1,5 kg pour la poule et 2,5 kg pour le
coq (De Pury, 1968) ; elle possède un plumage blanc, une crête simple bien développée et
penchée sur le côté et des pattes et une peau de couleur jaune.
Les poules pondent une grande quantité d’œufs blancs (300 œufs/an) (De Pury, 1968). Ce
sont les reines des pondeuses industrielles, leur instinct de couvaison est complètement perdu.
Leur viande est cependant de qualité médiocre (Bisimwa, 2004).
1.8.3.1.2. Races d’origine européenne
- La Bresse: race destinée à la production de chair; de poids moyen ; le plumage est blanc, les
pattes bleues et le squelette très fin; la poule pèse 2 kg, le coq 3 kg,
19
- la Marrons: race existant sous deux variétés: une variété blanche et l'autre noire barrée de
blanc; la ponte est d’environ 200 œufs par an, de couleur roux très foncé,
- la Bleue de Hollande: race française, caractérisée par sa rusticité. Son plumage est noir,
barré de blanc; les mâles sont, dès la naissance, plus clairs que les femelles. Ces dernières
pondent annuellement environ deux cents œufs relativement petits,
- la Sussex: race mixte originaire de la Grande Bretagne; la poule et le coq ont respectivement
un poids de 2,5 kg et de 4 kg. Le plumage est blanc avec un camail bordé de plumes noirâtres,
les pattes et la peau sont de couleur blanche.
- la Cornish: race anglaise, améliorée aux Etats-Unis; le poids du coq peut atteindre 3 à 4 kg,
son plumage est entièrement blanc, les pattes et la peau sont de couleur jaune. Cette race est
utilisée pour produire des poussins dont la croissance est très rapide et qui sont destinés à
l’élevage de poulet de chair dans le monde. La poule est une médiocre pondeuse. Les coqs
sont croisés avec d’autres races (De Pury, 1968).
1.8.3.1.3. Races d’origine américaine
- La Rhode Island Red: race caractérisée par un plumage roux foncé, des pattes et une peau
jaunes, une crête droite et simple, un poids moyen de 2,5 kg chez la poule et de 2,5 kg à 3,5
kg chez le coq. La chair est de bonne qualité. Les poules sont très bonnes pondeuses d'œufs
brun clair ou roux (230 œufs / an). Cette race est très bien acclimatée en Afrique, elle
représente ainsi le bon choix pour améliorer les élevages de basses-cours familiales dans les
villages (De Pury, 1968),
- la New Hampshire: race voisine de la précédente, présente une bonne acclimatation; sa
ponte est précoce (4.5 à 5 mois) (Bisimwa, 2004),
- la Wyandotte: avec un plumage blanc, des pattes et une peau jaunes, une crête, aplatie sur la
tête, en forme de rosé. C’est une race rustique, bien adaptée en Afrique Equatoriale et bonne
pondeuse, elle donne annuellement 220 œufs blancs ou peu colorés. (De Pury, 1968). La
poule peut peser de 2.5 à 3 kg. La chair est de qualité moyenne (Bisimwa, 2004).
- la Plymouth Rock: race lourde à croissance rapide, introduite surtout dans la production des
poulets de chair. Deux variétés ont été distinguées, une variété à plumage blanc et l’autre
noire barrée de blanc. Cette dernière est une bonne pondeuse et s’adapte bien au climat
d’Afrique (De Pury, 1968).
1.8.3.1.4. Races d’origine africaine
II n’existe pas de races autochtones africaines, mais des «populations» au plumage
varié avec quelques propriétés communes. Généralement, ce sont des volailles de taille
20
réduite avec un poids de 1,2 à 1,8 kg et une croissance lente. Les poules sont bonnes
couveuses et d’excellentes mères mais leur ponte est tardive et faible, ne dépassant pas 50 à
100 petits œufs /an (Bisimwa, 2004; De Pury, 1968). Elles sont très rustiques et résistent bien
au climat hostile et au mauvais type d’alimentation et d’engraissement. Leur exploitation se
fait sous des méthodes traditionnelles. La promotion de l’élevage et l’amélioration des
performances zootechniques de la population locale ont des avantages à la fois dans le
développement économique et dans la sauvegarde de la biodiversité (Moula et al., 2009;
Fotsa 2008).
Au Congo, existent des populations locales de divers phénotypes parmi lesquelles la poule
Batéké qui est la plus appréciée (Akouango et al., 2004; Akouango et al., 2010). Elle est
caractérisée par son phénotype fauve herminé. Son exploitation se fait essentiellement sous
élevage traditionnel et semi-intensif, mais sa croissance est très lente, elle atteint 1 kg de
poids vers l’âge de six mois (Akouango et al., 2010).
Plusieurs populations existent en Egypte telles que Fayoum et Dandarawi qui, selon Zaza
(1992), produisent respectivement 160 et 153 œufs par an. Les coquelets et les poules de la
première race peuvent atteindre respectivement 1950 g et 1 650 g, et ceux de la seconde race
1940 g et 1780 g (Hassan et Azzam, 2006). Comme autre poule locale, la Balady a joué
depuis longtemps un rôle socio-économique dans les zones rurales, récemment son
exploitation s’est étendue vers un élevage semi-intensif.
Au Maroc, le nom Beldi est donné au poulet local (Sarter, 2004; Faouzi et al, 2000; Barkok,
2008), une volaille très rustique, de petite taille, de poids moyen compris entre 1 et 1,5 Kg. La
poule est très couveuse, produit entre 60 et 100 œufs par saison (Barkok, 2008).
En Algérie, les populations avicoles locales montrent une large diversité phénotypique, elles
sont très mal connues. Très peu d’études de recensement ou de caractérisation génétique ont
été réalisées. Des essais d’alimentation et de travaux de caractérisation ont été initiés par
l’institut technique spécialisé (ITELV) (Feliachi, 2003). L’enquête de Halbouche et al. (2009)
a permis d’inventorier 19 phénotypes avicoles différents dans le Nord-Ouest algérien, connus
sous des noms vernaculaires locaux (donnés selon certains caractères: couleur,
emplumement…) (Tableau I).
21
Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de
ponte (Halbouche et al.,2009)
PhénotypePonte
Œufs /anRégions
Mazlout « Cou nu »
Koubia « Huppée »
Bayda ou herrouria « Poule blanche »
Djadja el kahla « Poule noire »
Ragta « poule sans queue »
Nouar el foul « Tacheté blanc et noir »
Mbarbcha
El hmamia « Poule naine »
M’chaouka « Poule frisée »
Dridri
Mchemel
M’serouel « Pattes emplumées »
Djelbaniya
Dordria
Mdeheb « Doré »
Tchiniya « Orangé »
Ragba el-hamra « Cou marron »
Kahwiya « Marron »
Hamra « Rouge »
120-150
120-140
90
100-140
80-100
120-170
130-160
160
140-160
140
60-80
100-120
130-160
140
110
110
120
120
130
MOSCT
MOSCT
MOSCT
MOSCT
MOSCT
MOSCT
MOSCT
MOS
OCT
SCT
MCT
SCT
MO
O
M
M
M
M
M
M: Mostaganem; O: Oued Rhiou; S: Sidi Ali; C: Chlef; T: Tiaret.
Les poules sont très rustiques, résistent aux conditions d’élevage et de climat difficiles.
Leur chair est très appréciée et la production d’œufs est comprise entre 60 et 170 œufs par an.
Une autre étude a eu lieu en Basse Kabylie, celle de Moula et al. (2009) qui a décrit une race
surnommé la poule Kabyle, bien appréciée localement malgré sa faible productivité. Son
phénotype est très hétérogène ce qui peut s’expliquer par l'introduction anarchique de gènes
exotiques chez la poule initiale.
22
1.8.3.2. Hybrides
Ils sont le résultat de sélections consanguines (dans lesquelles les proches parents sont
croisés entre eux pendant plusieurs générations) intercalées entre des croisements
perfectionnés (De Pury, 1968). L’hybridation est donc basée sur l’exploitation et la sélection
des aptitudes à la combinaison des caractères de grands-parents à partir de la performance des
petits-enfants encore appelée Sélection Récurrente-Réciproque, RRS. Les hybrides de ponte
exemples Hyline, Honneger, Heisdorf- Nelson (noms commerciaux) proviennent souvent de
croisements de quatre lignées et les hybrides de chair sont par contre issus de croisements de
trois lignées (Bisimwa, 2004) (Fig.5). Les hybrides sont chers et difficile à produire, ils
doivent donc être importés (De Pury, 1968).
Fig.5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004).
23
2. Helminthes parasites du tube digestif du poulet domestique
Différents groupes d’helminthes peuvent coloniser le tube digestif du poulet,
nématodes, cestodes, trématodes et acanthocéphales. Nous donnons dans ce chapitre les
caractéristiques morphologiques et biologiques et la pathogénie des familles et sous-familles
auxquelles appartiennent les espèces que nous avons étudiées.
2.1. Nématodes
2.1.1 Trichuridés
2.1.1.1. Morphologie
Ce sont des nématodes très minces, ayant 10-50 mm de long sur 50-100 µm de
section. Le corps est divisé en deux parties, l’antérieure est plus fine et plus courte que la
postérieure, cette différence de calibre entre les deux portions est moins marquée chez la sous-
famille des Capillariinés (Euzeby, 1961).
Le mâle, équipé d’un appareil copulateur, est constitué soit d'un seul spicule rétractile
enveloppé d’une gaine spiculaire d’aspect variable (lisse, couverte d’épines plissées) ou de
deux petits appendices coniques caudaux. Chez la femelle, la vulve s'ouvre au niveau de la
terminaison de la partie amincie et le début de la partie dilatée (Euzeby, 1961).
2.1.1.2. Biologie
Les Capillariinés renferment des espèces qui occupent généralement le tube digestif
chez les ruminants, mais peuvent avoir aussi une localisation vésicale ou respiratoire chez les
carnivores, hépatique ou splénique chez les muridés et exclusivement digestive chez les
oiseaux (Mackerras, 1957).
Les espèces du genre Capillaria, prédominent chez le poulet et colonisent diverses portions
du tube digestif de l’hôte. Le cycle biologique varie en fonction des espèces, il peut être direct
ou indirect avec l’intervention d’un hôte intermédiaire, un ver de terre. Les œufs, non
embryonnés à la ponte, sont éliminés avec les fientes. Ils doivent subir une phase d’évolution
dans le milieu extérieur avant d’être ingérés par l’hôte intermédiaire ou définitif. La durée de
cette phase est de trois semaines à un mois, selon les conditions du milieu extérieur (Euzeby,
1961).
2.1.1.3. Pathogénie
Comme tous les Trichuridés, la partie antérieure des Capillaria s’enfonce dans la
mucosa. En cas d’infestation massive, une inflammation d’aspect diphtérique se produit,
24
accompagnée de diarrhée et menant à l'anorexie puis à l'émaciation. Le taux de mortalité peut
être élevé. L’infestation légère, inférieure à 100 individus, peut diminuer le gain de poids et
abaisser la production des œufs. Les sujets jeunes sont les plus touchés par les capillaires
(Urquhart et al., 1996).
2.1.2. Hétérakidés
2.1.2.1. Morphologie
Cette famille comporte des individus de taille moyenne (4-10 cm) ou petite (5-6 mm).
Le corps est de calibre uniforme, la bouche possède trois lèvres distinctes mais mal
différenciées ou totalement absentes chez les Subulurinés. Le stoma est court et plus ou moins
distinct. Chez les Hétérakinés et les Subulurinés, l’œsophage est pourvu d’un bulbe postérieur
renfermant un appareil valvulaire, chez les Ascaridinés le bulbe est absent.
Le mâle possède deux spicules et une ventouse pré-cloacale, souvent entourée par un anneau
chitineux. Le développement des ailes caudales varie selon les groupes. La femelle a une
queue courte et conique ou allongée et légèrement effilée; la vulve est située vers le milieu du
corps (Euzeby, 1963; Mônnig, 1950).
2.1.2.2. Biologie
Les Ascaridinés vivent dans la lumière de l’intestin grêle de leur hôte et les
Hétérakinés et les Subulurinés dans celle du gros intestin. Ils se nourrissent du contenu
intestinal ou de débris de la paroi intestinale.
Les œufs pondus sont rejetés dans le milieu extérieur où ils s’embryonnent. Ils sont ensuite
ingérés par l’hôte définitif chez les Hétérakinés et les Ascaridinés et par un hôte intermédiaire
chez les Subulurinés, un arthropode coprophage qui héberge les trois premiers stades larvaires
(Euzeby, 1963).
Les larves de certaines espèces d’Ascaridinés s’enfoncent dans la muqueuse intestinale avant
d’atteindre le stade adulte.
2.1.2.3. Pathogénie
Les hétérakidoses des volailles ont une grande importance en médecine vétérinaire,
elles sont dues à des espèces des genres Ascaridia, Heterakis, Subulura, qui sont
respectivement les agents d’ascaridiose, d’hétérakiose et de subulurose (Euzeby, 1963).
L’ascaridiose se manifeste essentiellement par un affaiblissement progressif de l’état
général (amaigrissement, sécheresse du plumage, arrêt de la croissance, anémie) associé à des
25
troubles digestifs (parésie du jabot, diarrhée) et par des symptômes nerveux (attitudes
anormales, pseudo-paralysies) (Euzeby, 1963).
Les Ascaridia sont les plus grands nématodes du poulet d’où la survenue de complications
mécaniques et traumatiques (obstructions, perforations et déchirures de l’intestin) et de
perturbations métaboliques (hypoglycémie, hypovitaminose A) (Wetzel et al., 1958).
Les manifestations cliniques de l’hétérakiose sont peu marquées, sauf en cas
d’infestations sévères où on peut observer des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) et une
cachexie. Les agents de cette affection peuvent avoir un autre rôle pathogène plus important
en assurant la dissémination de Histomonas meleagridis, protozoaire flagellé responsable de
l’histomonose. Celle-ci provoque une typhlo-hépatite très grave chez le dindon, rarement chez
le poulet, la perdrix et la caille (Euzeby, 1963).
Le parasitisme par les Subulura se traduit par une symptomatologie semblable à celle
des deux hétérakidoses précédentes, mais le rôle pathogène est assez faible, car les parasites
(aussi bien les larves que les adultes) ne pénètrent pas dans la muqueuse caecale et ne
provoquent pas de troubles inflammatoires (Euzeby, 1963).
2.1.3. Spiruridés
2.1.3.1. Morphologie
Ces nématodes sont munis d’une bouche, bordée ou non de deux pseudo-lèvres
généralement bien développées, trilobées, et de papilles cervicales situées au niveau de
l’anneau nerveux. Les cordons cuticulaires peuvent être présents ou absents.
Le mâle se caractérise par la présence de larges ailes caudales et de quatre paires de papilles
préanales pédonculées. Chez la femelle, la vulve s’ouvre dans la partie moyenne ou
postérieure du corps.
Parmi les quatre sous-familles appartenant aux Spiruridés, deux incluent des espèces du tube
digestif du poulet, les Spirurinés et les Gongylonéminés. Cette dernière est représentée par
des vers allongés, filiformes, dépourvus de pseudo-lèvres et ornementés de plaques
cuticulaires verruqueuses dans la partie antérieure du corps (Euzeby, 1961).
2.1.3.2. Biologie
Les Spiruridae parasites du poulet colonisent particulièrement les parties antérieures
du tractus digestif (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Les vers vivent soit détachés dans
la lumière de l’organe, cachés dans le mucus, ou fixés dans la muqueuse ou alors totalement
enfoncés dans celle-ci et logés au sein de nodules inflammatoires.
26
Le cycle biologique est généralement dixène. Les femelles pondent souvent des œufs
embryonnés (contenant la larve L1) qui sont expulsés au milieu extérieur avec les déjections
des volailles. Les œufs sont ingérés par un hôte intermédiaire, un insecte coprophage dans la
plupart des cas (Coléoptères, Orthoptères, Diptères). Après éclosion, les larves se retrouvent
libres dans la cavité générale et deviennent infestantes (larves L3) après deux mues. Dans
certains cas, les larves L3 s’encapsulent chacune dans la dépouille de la larve L2 (Euzeby,
1961).
L’hôte définitif s’infeste par consommation de ces insectes. Les larves accomplissent, au
niveau de l’organe cible, leur développement avec deux mues qui les amènent vers la forme
adulte. La période prépatente varie en fonction des genres et des espèces (Euzeby, 1961).
2.1.3.3. Pathogénie
Cette famille est responsable de deux types de spiruroses chez le poulet:
- la spirurose du proventricule due à la présence du genre Tetrameres. Les femelles,
hématophages, térébrantes, s’enfoncent dans la muqueuse. Les mâle restent dans la lumière de
l’organe mais peuvent induire une grave inflammation due à leurs épines cuticulaires
(Euzeby, 1961). Cette pathologie, rare chez les poulets, est très grave, la mortalité est parfois
très élevée (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947). Les manifestations cliniques se présentent
par une cachexie et une anémie, associées à des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) (Robert,
1993; Euzeby, 1961).
- la spirurose de l’œsophage et du jabot due à diverses espèces de Gongylonema. Cette forme
est insignifiante par rapport à la précédente (Euzeby, 1961).
2.1.4. Acuariidés
2.1.4.1. Morphologie
Ces vers ont une bouche munie de deux lèvres latérales triangulaires, un vestibule
buccal allongé et cylindrique, à parois généralement striées transversalement, et un œsophage.
Celui-ci est formé d’une partie antérieure courte et musculaire suivie par une deuxième,
glandulaire et plus longue.
La région céphalique se caractérise par la présence de quatre cordons cuticulaires dirigés
postérieurement ou disposés en collerette.
Le mâle possède une queue spiralée, deux ailes caudales bien développées soutenues par
quatre paires de papilles précloacales longues et pédonculées, et deux spicules très inégaux et
27
dissemblables. Chez la femelle, la vulve débouche dans la partie moyenne ou postérieure du
corps (Euzeby, 1961).
2.1.4.2. Biologie
Les membres de ce groupe se localisent dans la paroi ou dans la lumière des portions
antérieures du tube digestif du poulet (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Le cycle
biologique est indirect. Les œufs embryonnés à la ponte sont rejetés avec les fientes, peuvent
être absorbés par un insecte coprophage (Coléoptères, Orthoptères et Diptères) qui intervient
comme hôte intermédiaire. Dans l’organisme de ce dernier, l’éclosion libère des larves L1 qui
subissent deux mues pour donner le stade infestant L3.
L’hôte définitif s’infeste en dévorant l’insecte; le développement larvaire s’effectue au sein de
l’organe cible, sans migration et après deux mues le parasite atteint le stade adulte (Euzeby,
1961).
2.1.4.3. Pathogénie
Comme tous les Spiruroïdea, les Acuariidae sont responsables d’affections regroupées
sous le terme de spiruroses imaginales qui touchent de façon isolée ou simultanée le
proventricule et le gésier du poulet (Euzeby, 1961). Les lésions occasionnées sont spécifiques
de l’organe parasité.
Des lésions nodulaires, dont le volume est celui d’un grain de mil, siègent au niveau de la face
interne ou externe du gésier et peuvent renfermer les vers ou leurs débris.
Dans certains cas, d’autres types de lésions apparaissent sous forme de plages congestives et
hémorragiques au niveau de la lame molle de l’épithélium du gésier. Ces lésions ne sont
visibles qu’après enlèvement de la couche cornée (Hermsdorff, 1929).
Le proventricule est également le siège de lésions nodulaires, mais surtout d’une importante
inflammation catarrhale. Ces atteintes consistent en une hypertrophie de l’organe, leur volume
peut atteindre parfois la moitié de celui du gésier (Marotel et al., 1947; Gibson et al.,1957).
L’occlusion de la lumière de l’organe se produit surtout lors d’infestation massive et
provoque le ralentissement du transit digestif voire son arrêt total (Euzéby, 1961).
L’animal est dans un état général affaibli, souffre d’anémie, d’un retard de croissance, voire
d’un amaigrissement malgré un appétit normal ou même augmenté. Les signes digestifs sont
représentés par des déjections diarrhéiques contenant des grains non digérés (Hermsdorff,
1929). La mort peut survenir au bout de 4-8 semaines après l’apparition des premiers
symptômes (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947).
28
2.2. Cestodes
2.2.1. Davainéidés
2.2.1.1. Morphologie
Les espèces de cette famille sont de taille petite (4-6 mm) ou moyenne (15-30 cm). Le
scolex porte 4 ventouses souvent épineuses et un rostre armé de 2 à 3 cercles de crochets en
forme de marteau. Les segments mûrs renferment des organes génitaux non dédoublés et les
pores génitaux peuvent être unilatéraux ou alternés. Dans les segments ovigères, l’utérus se
présente sous divers aspects selon les espèces :
- persistant et sacciforme,
- remplacé par un organe parutérin,
- résolu en capsules ovifères.
Les œufs sont entourés par 3 membranes et renferment un embryophore mince.
Deux genres regroupent les espèces les plus répandues chez le poulet: Davainea et Raillietina,
celui-ci est divisé en deux sous-genres :
- Raillietina : pores génitaux unilatéraux
- Skrjabinia : pores génitaux irrégulièrement alternés (Euzéby, 1966).
2.2.1.2. Biologie
Les Davaineidés occupent les différentes portions de l’intestin grêle. Le cycle
biologique est dixène. Les segments gravides sont éliminés avec les déjections, le stade
larvaire (cysticercoïde) est hébergé par l’hôte intermédiaire qui peut être un insecte ou un
mollusque terrestre. L’infestation du poulet se fait par voie orale par ingestion de l’hôte
intermédiaire.
2.2.1.3. Pathogénie
Cette famille regroupe les espèces les plus pathogènes parmi les cestodes parasites du
poulet (Urquhart et al., 1996; Mônnig, 1950; Euzéby, 1966) mais la symptomatologie n’est
pas spécifique et dépend de l’état de nutrition, de l’âge et des conditions générales du poulet
(Mônnig, 1950 ). L’évolution est fonction de l’intensité de l’infestation: baisse de l’état
général, amaigrissement et diminution de la ponte (Euzéby, 1966). Ces signes sont
accompagnés parfois d’une hypoglycémie et d’une anémie hypochrome. Les lésions
occasionnées sont caractérisées par :
- une entérite chronique catarrhale avec un épaississement de la paroi intestinale et un mucus
abondant,
29
- une entérite traumatique d’apparence aiguë avec des congestions et des hémorragies,
- une entérite chronique pseudo-tuberculeuse.
Ces parasites peuvent déterminer aussi des troubles nerveux telles qu’une incoordination
motrice, une démarche anormale et une parésie voire une paralysie des pattes (Wetzel, 1957;
Eynard, 1956).
2.2.2. Hyménolépididés
2.2.2.1. Morphologie
Les vers adultes se caractérisent par une taille qui varie de 1 cm pour les petites
espèces à 20 voire 50 cm pour celles de taille moyenne. Le scolex est muni d’un rostre
rétractile souvent armé d’une seule couronne de crochets falciformes, fourchus ou en
aiguillons de rosier, et de ventouses arrondies, dépourvues d’épines.
Les segments sont nettement plus larges que longs et renferment en général 1 à 4 testicules et
un ovaire qui se situe transversalement, en avant ou au même niveau que les testicules. Les
pores génitaux sont marginaux et unilatéraux. L’utérus est sacciforme, souvent lobé, rarement
réticulé ou résolu en capsules ovifères. Les œufs sont entourés par trois enveloppes et
renferment un embryophore non strié (Euzéby, 1966).
2.2.2.2. Biologie
La localisation préférée de ces parasites est la partie antérieure ou moyenne de
l’intestin grêle (Euzéby, 1966); les segments gravides sont éliminés par voie anale. Leur cycle
biologique est indirect, l’évolution des larves a lieu chez un arthropode, un annélide ou un
mollusque. Le poulet s’infeste en ingérant l’hôte intermédiaire porteur des cysticercoïdes.
2.2.2.3. Pathogénie
Les cestodoses provoqués par cette famille sont peu sévères, l’atteinte est souvent
asymptomatique sauf en cas d’infestation massive qui se traduit par des diarrhées (Euzéby,
1966; Robert, 1993).
30
2.3. Trématodes
Brachylaimidés (Joyeux et Foley, 1930)
- Morphologie
Le corps est allongé (rarement ovale ou sub-globulaire), couvert ou non de fines
épines. Les ventouses bien qu’assez développées, sont cependant de taille petite par rapport à
celle du corps. Elles se localisent généralement dans la partie antérieure du corps.
Le tube digestif comporte un pré-pharynx et un pharynx musculaire. L’œsophage est très
court ou absent. Les caecums sont longs et se terminent généralement près de l'extrémité
postérieure. Les gonades se situent postérieurement en se disposant en tandem ou en triangle
obtus avec l'ovaire situé entre les testicules. La poche du cirre est antérieure ou près du
testicule antérieur. Le pore génital est ventral, médian ou sub-médian, antérieur ou situé près
du testicule antérieur ou entre les testicules. Les glandes vitellogènes se répartissent
latéralement avec une extension variable. Les branches ascendantes et descendantes de
l’utérus s’enroulent dans le domaine inter-caecal en position antérieure par rapport aux
gonades et peuvent dépasser ou non la ventouse ventrale (Pojmavska, 2002).
- Biologie
Les espèces signalées chez cette famille sont parasites du tube digestif des oiseaux et
des mammifères, rarement des amphibies. Le cycle biologique est hétéroxène avec
l’intervention de deux hôtes intermédiaires qui sont des mollusques terrestres d’espèces
différentes. L’éclosion des œufs se produit dans l’intestin du premier hôte intermédiaire et
donne un miracidium. Les sporocystes et les sporocystes filles sont ramifiés. Les cercaires
munies d’une queue rudimentaire et trapue, quittent cet hôte et pénètrent dans le second. A
l’intérieur de celui-ci, les métacercaires vivent dans le rein ou dans le péricarde (Pojmavska,
2002).
- Pathogénie
Le rôle pathogène de ces vers est fonction des espèces et de leur localisation
spécifique.
31
2.4. Acanthocéphales
Prosthorhynchidés (Petrotschenko, 1956)
- Morphologie
Cette famille se caractérise par un tronc cylindrique dépourvu d’épines cuticulaires. Le
rostre est allongé, cylindrique ou sub-cylindrique, armé de crochets plus ou moins uniformes,
ceux de la base sont plus petits. Le réceptacle du rostre est cylindrique, à paroi double et
inséré à sa base. Les glandes copulatrices sont tubulaires et longues.
Les œufs sont de forme ovalaire, à coquille moyenne et très épaisse, dépourvue de
prolongations polaires. L’embryon est couvert d’épines fines et porte plusieurs crochets à son
extrémité antérieure (Yamaguti, 1963).
- Biologie
Le cycle biologique est hétéroxène. Le stade adulte vit dans l’intestin grêle des oiseaux
et des mammifères, tandis que les stades larvaires se forment chez l’hôte intermédiaire qui est
généralement un arthropode. L’hôte définitif s’infeste en dévorant ce dernier porteur de la
larve infestante. Ce cycle se caractérise par l’intervention très courante d’hôtes paraténiques
ou d’attentes dont leur rôle est de favoriser l’infestation de l’hôte définitif (Euzéby, 1963;
Grassé, 1961). Le schéma suivant (Fig. 6) montre les différents stades de développement d’un
acanthocéphale.
Milieu exterieur Hôte intermédiaire Hôte définitif
Œuf +Acanthor Acanthor Acanthella Juvénile Ver adulte
Fig.6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale.
- Pathogénie
Les manifestations cliniques varient selon les espèces en cause. En général, le
parasitisme par ces helminthes peut causer des troubles de l’état général et des phénomènes
digestifs chez l’hôte qui peut mourir en état de cachexie. Les lésions se présentent sous forme
d’entérites, parfois nodulaires avec perforation (Euzéby, 1963; Robert, 1993).
Hôte
d’attente
32
CHAPITRE II
MATERIEL ET METHODES
33
1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage
Les poulets ayant fait l’objet de notre étude, durant la période de novembre 2010 à octobre
2011, ont été achetés au niveau de 8 fermes pratiquant l’aviculture traditionnelle (extensive)
non contrôlée. Ces fermes relèvent de 8 communes de 5 daïras différentes de la wilaya
d’Oran.
L’échantillonnage était aléatoire car aucun paramètre (état général, âge et sexe des sujets) n’a
été pris en compte. Il s’agit de poulets de ferme élevés pour la production des œufs ou pour
être sacrifiés lors des cérémonies.
La répartition de l’échantillonnage selon les communes est la suivante (Fig.7):
Canastel: 5 poulets
Cap Falcon: 2 poulets
Bou-Sfer : 28 poulets
Mars El Kébir: 2 poulets
Es Sénia : 26 poulets
Misserghine : 4 poulets
Boutlélis: 3 poulets
Oued Tlélat: 2 poulets
Le plus grand nombre d’échantillons provient des fermes d’Es Senia et de Bou Sfer, où il
nous a été plus facile d’avoir régulièrement des poulets. Les caractéristiques phénotypiques de
l’ensemble des animaux sont les suivantes :
- plumage: de différentes couleurs, blanc, noir, tacheté noir et blanc, marron, tacheté marron,
tacheté blanc et marron, orange, doré, barré, gris foncé ; avec trois aspects (répartition
normale, cou nu, huppé, tarse emplumé),
- crête: simple droite et bien dentelée (forme dominante) tombante, frisée ou rosacée et
double,
- pattes : de diverses couleurs : noires, blanches, roses, vertes et jaunes.
Selon Halbouche et al., (2009), les poulets domestiques constituent des populations locales
car les critères phénotypiques restent insuffisants pour définir les races.
Le poids moyen était de 1173,66 g, avec un poids maximal de 2250 g et un poids minimal de
516 g (poulet jeune).
Ces échantillons ont été amenés au laboratoire de Parasitologie (Université d’Oran) où se sont
effectuées les différentes étapes du protocole expérimental.
34
Fig.7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran
2. Méthodes
2.1. Dissection des poulets
Les 72 échantillons de poulets (39 mâles et 33 femelles) ont été sacrifiés à raison de
six par mois et avant de procéder à leur dissection, nous avons noté sur une fiche (annexe 1)
la date, le numéro du poulet, l’origine, le sexe, le poids et d’autres observations concernant
l’état général de l’animal.
Les poulets sont abattus par injection d’une bulle d’air dans le cœur à l’aide d’une
seringue, pour réduire les risques d’hémorragies (Fig.8 A).
L’examen post-mortem est basé sur l’autopsie helminthique (McLaughlin, 2003). Son
principe repose sur la collecte mécanique des helminthes à partir des différentes portions du
tube digestif. Cet examen se fait le plus vite possible afin de réduire le risque d’altération des
parasites. Il est réalisé selon les étapes suivantes:
- déposer le cadavre dans un bac à dissection en le maintenant sur le dos avec les membres
postérieurs écartés le plus possible latéralement (jusqu'à la désarticulation des hanches) pour
rendre la carcasse plus stable (Fig. 8 B),
35
- pratiquer, à l’aide de ciseaux fins, une incision longitudinale dans la peau, de la région anale
jusqu’à la mandibule inférieure et deux autres incisions au niveau de la face interne des
cuisses (Fig. 8 C),
- décoller la peau à la main si le degré de solidité de celle-ci le permet ou en utilisant des
ciseaux, de sorte que le cou, la poitrine, l’abdomen et les cuisses soient exposés (Fig.8D).
- faire une incision médiane au niveau de la paroi abdominale derrière la pointe du bréchet,
puis de la face postérieure de la poitrine jusqu’à l’anus,
- pratiquer latéralement deux incisions, l’une des muscles abdominaux jusqu’à l’articulation
chondro-costale droite puis gauche et l’autre des muscles pectoraux (Fig.8E),
- sectionner les os coracoïdes, détacher ensuite le bréchet afin de visualiser les viscères en
place (Fig. 8F),
- enlever d’un seul coup le cœur et le foie,
- couper l’extrémité antérieure de l’œsophage et libérer le tissu conjonctif le long du cou et de
la trachée,
- débarrasser le tube digestif des tissus adjacents: ligaments, membranes du sac alvéolaire et
mésentères. Couper ensuite la peau autour de l’anus pour libérer le cloaque,
- retirer le tube digestif entier de la cavité corporelle (Fig. 8G).
- isoler les différentes potions de tube digestif à l’aide d’un bistouri: œsophage, jabot, estomac
glandulaire, gésier, intestin (duodénum, jéjunum et iléon), caecum et rectum,
- ouvrir longitudinalement ces organes et les placer séparément dans des boites de Pétri
contenant de l’eau physiologique ou de l’eau minérale. L’eau du robinet peut être aussi
utilisée sauf dans le cas des cestodes (Fig. 8H),
- laisser pendant quelques minutes les organes dans l’eau afin que les parasites se relâchent et
se détachent (Fig. 8 I).
2.2. Recherche et prélèvement des parasites
Des parasites appartenant à différents groupes (nématodes, cestodes, trématodes et
acanthocéphales) ont été trouvés et récoltés selon la démarche suivante :
- découper soigneusement l’organe à examiner en fragments plus petits et faciles à disséquer,
- examiner sous la loupe binoculaire à fond noir, en commençant par les fragments de
l’intestin et du caecum qui contiennent le plus grand nombre de parasites et qui peuvent être
endommagés rapidement après la mort du poulet. Les parasites plus résistants sont localisés
dans les autres organes qui peuvent être conservés intacts au réfrigérateur jusqu’à 24 heures
pour une étude ultérieure,
36
- examiner en premier la surface de la muqueuse à la recherche des spécimens fixés, en
essayant de les détacher à l’aide d’aiguilles fines. Dans le cas des cestodes, cette manipulation
doit se faire délicatement afin que le scolex ne se détache du strobile,
- racler la muqueuse intestinale avec un scalpel pour recueillir les parasites térébrants,
- rechercher les vers libérés dans l’eau,
- examiner l’eau de rinçage de l’organe ouvert,
- verser le surnageant dans une boite de Pétri et l’observer sous la loupe en prenant soin
d’examiner aussi le mucus flottant qui peut renfermer des helminthes de petite taille. Le
sédiment est plus dense, il doit être examiné en petites quantités diluées. Le fond noir de la
loupe binoculaire facilite l’observation des helminthes qui sont généralement blanchâtres,
- prélever les parasites de grande taille à l’aide d’une pince et ceux de plus petite taille avec
un pinceau ou les aspirer à l’aide d’une pipette Pasteur,
- laver les spécimens dans l’eau physiologique pour les débarrasser des débris alimentaires et
du mucus,
- fixer et conserver les parasites séparément dans des piluliers contenant de l’alcool éthylique
à 70° et portant une étiquette indiquant la date, l’organe examiné et le numéro du poulet
sacrifié. Dans le cas des cestodes, quelques spécimens ont été traités sur le vivant.
Les parasites récoltés sont classés dans un premier temps selon leurs caractères
morphologiques visibles à l’œil nu ou à l’aide de la loupe binoculaire. Le comptage est réalisé
directement à l’aide d’un compteur manuel. Les nématodes, les trématodes et les
acanthocéphales sont comptés par individus, et les cestodes par scolex. Ces informations sont
enregistrées pour chaque poulet sacrifié sur la fiche de renseignements (annexe 1).
37
Fig.8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique.
A
C
E
G
I
B
D
F
H
J
38
2.3. Etude des parasites
2.3.1. Traitement et montage
Nous avons testé différentes méthodes de coloration, d’éclaircissement et de montage
des parasites récoltés en nous basant sur les protocoles de McLaughlin (2003), Prichard et
Kruse (1946) et Georgiev et al. (1986).
La préparation des réactifs est donnée en annexe 2.
2.3.1.1. Nématodes
Les spécimens ont été soit éclaircis soit colorés
►Eclaircissement
Trois méthodes d’éclaircissement ont été utilisées par passage dans:
- un bain de lactophénol de 2 à 12 heures,
- quatre bains de glycérol de concentrations croissantes (5%, 30%, 70% et 100%) dans de
l’éthanol 70° d’une durée de 15 mn chacun,
- un bain de glycérol à 5% dans l’éthanol pendant 2 à 3 jours jusqu’à évaporation totale de
l’éthanol.
►Coloration à l’éosine à 5%.
Après l’étape d’éclaircissement ou de coloration, tous les spécimens ont été montés entre
lame et lamelle dans de la gélatine glycérinée ou du glycérol à 30% dans l’éthanol 70°.
2.3.1.2. Cestodes
Deux types de traitements ont été employés: coloration des vers entiers ou des segments et
éclaircissement des scolex.
► Coloration :
- lavage à l’eau des spécimens fixés (pour éliminer les traces d’alcool) et coloration au
carmin acétique ou carmin ammoniacal ou carmin acétique ferrique (ion aceto carmin)
pendant 12 à 24 h, ou à l’ hématoxyline pendant 10 mn,
- coloration directement au carmin acétique ou au carmin acétique ferrique des spécimens
vivants,
- lavage à l’eau pendant 30 mn à 3h (selon la taille des spécimens) et éclaircissement dans de
l’acide acétique à 10% ou dans de l’alcool acidifié pendant quelques minutes,
- lavage à l’eau,
- déshydratation par passage:
39
- dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante (70°, 95° et 100°) d’une
durée de 15 mn chacun,
- puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun sauf en cas de montage dans le DMP.
- montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada ou dans le DMP des spécimens
déshydratés (montage permanent) ou dans le glycérol à 30% de spécimens non déshydratés
(montage temporaire).
►Eclaircissement et montage de scolex, fixés et non lavés, entre lame et lamelle dans le
fluide de Hoyer afin d’observer les crochets et les épines. Les préparations sont ensuite lutées.
2.3.1.3. Trématodes
- aplatissement entre lame et lamelle,
- lavage à l’eau,
- coloration au carmin acétique ou carmin ammoniacal pendant 12 à 24 h,
- lavage à l’eau,
- éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes,
- lavage à l’eau,
- déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de
15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun,
- montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada.
2.3.1.4. Acanthocéphales
Les vers entiers ont été colorés ou éclaircis
► Coloration
- rinçage à l’eau,
- coloration au carmin acétique pendant 24 h,
- rinçage à l’eau,
- éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes,
- rinçage à l’eau,
- aplatissement entre lame et lamelle,
- déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de
15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun,
- montage dans le baume de Canada.
►Eclaircissement dans le fluide de Hoyer (pour l’observation des crochets et des organes
internes) et montage directement entre lame et lamelle.
40
Tous les spécimens ainsi traités ont été mesurés et dessinés sous microscope optique
étalonné et muni d’un tube à dessin.
2.3.2. Identification
La détermination des parasites s’est faite à partir de l’étude des caractères morpho-
anatomiques et sur la base des clés d’identification des helminthes établies par Euzeby (1961,
1963) pour les nématodes, Euzéby (1966) pour les cestodes, Gibson et al. (2002) pour les
trématodes et Yamaguti (1963) pour les acanthocéphales.
3. Analyse statistique
Des paramètres épidémiologiques définis par Margolis et al.(1982) et adoptés par
Bush et al.( 1997) (prévalence, intensité d’infestation et abondance moyenne) et la
distribution des espèces recensées ont été déterminés et analysés par le logiciel XLstat. 3.1.
2012 à un seuil de signification de p<0,05. Le test de Mann-Whitney a été employé pour la
comparaison de deux séries de valeurs et le test de Kruskal-Wallis pour plus de deux.
41
CHAPITRE III
RESULTATS ET DISCUSSION
42
1. Etude descriptive et systématique
Les helminthes identifiés dans le tube digestif du poulet domestique local se
répartissent en 8 espèces de nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de
trématodes et un genre d’acanthocéphales.
1.1. Nématodes
D’après la clé de détermination d’Euzeby (1961, 1963), nous avons rattaché trois
nématodes à la famille des Trichuridae, trois à la famille des Heterakidae, un à la famille des
Spiruridae et un à la famille des Acuariidae.
Au sein de chaque famille, les caractères de diagnose des spécimens nous ont permis de les
identifier et de les placer dans différents genres et espèces. Les mensurations sont exprimées
sous forme de tableaux en comparaison avec celles indiquées dans la littérature.
Capillaria annulata Molin, 1858 (Fig. 9)
Trichuridae (Railliet, 1915)
Localisation : sous muqueuse de l’œsophage et du jabot
Nombre d’individus étudiés: 10 individus éclaircis et montés in toto
Description :
Il s’agit d’un ver très fin de couleur blanchâtre, caractérisé par une dilatation circulaire post-
céphalique suivie par des plis transversaux onduleux. Chez le mâle, le spicule est enveloppé
d’une gaine couverte de petites épines. La femelle possède une portion œsophagienne plus
courte que la portion dilatée, la vulve est circulaire et proéminente. Les œufs sont ellipsoïdes
et pourvus de bouchons polaires.
Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858
Source Présente étude Euzéby (1963) Yazwinski et Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur (mm) 11,37-20,25 23,97-57 10-25 30- 50 10-26 25-60
Largeur (mm) 0,065-0,07 0,10-0 ,12 0,05-0,07 0,1-0,12 0,052-0,074 0,077-0,12
Spicule (mm) 1,5 1,12-11,63
43
Position systématique
Règne: Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne: Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917)
Sous-ordre : Trichuroïdea
Famille : Trichuridae (Ransom, 1911)
Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915)
Genre : Capillaria (Zeder, 1800)
Espèce : Capillaria annulata Molin, 1858
Discussion :
Synonymie : Eucoleus annulatum, Trichosomum anunlatum et Capillaria annulata (Molin
1858), T. strumosum (Reibish (1893), Capillaria strumosa (Eberth, 1863) et Capillaria
strumosa (Perroncito et Tomiolo, 1900).
Cette espèce est signalée chez le poulet, la perdrix, la caille, le faisan, l’oie et la dinde, chez
lesquels elle vit enfoncée dans la sous muqueuse de l’œsophage et du jabot.
44
Fig.9. Capillaria annulata Molin, 1858
A. Individu adulte femelle.
B. Fort grossissement de la partie antérieure.
C. Fort grossissement de la vulve.
D. Individu adulte mâle.
E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.
45
Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 (Fig.10)
Trichuridae (Railliet, 1915)
Localisation : duodénum et jéjunum
Nombre d’individus étudiés: 12 individus éclaircis et montés in toto
Description :
C’est un ver à aspect filiforme, avec une taille légèrement inférieure à celle de C. annulata. Le
mâle se caractérise par la cuticule de l’extrémité caudale qui forme une vésicule ellipsoïde
transparente. Le spicule est enveloppé d’une gaine tubuleuse striée transversalement. Chez la
femelle, la vulve à lèvres saillantes est munie d’un appendice caractéristique.
Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa,
1926
Source Présente étude Euzéby (1963)Yazwinski et Tucker
(2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur (mm) 9,37-13,25 11,4-20,4 9-18 12-25 9-18 12-25
Largeur (mm) 0,03-0,045 0,05-0,055
Spicule (mm) 1,07 1,5 0.7-1.2
Œufs (µm) 42-45/ 22 50-60/20-25 47-58 /20-24
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917)
Sous-ordre : Trichuroïdea
Famille : Trichuridae (Ransom, 1911)
Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915)
Genre : Capillaria (Zeder, 1800)
Espèce: Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926
46
Discussion:
Synonymie: Capillaria gallina (Goeze, 1732), Trichosoma longicolle (Mehlis, 1831),
Aonchotheca caudinflata (Molin, 1858), Calodium caudinflatum (Molin, 1858), T gallinum
(Kowalewski, 1894), Trichosomum papillosum (Blome, 1909), T. papilligera (Railliet et
Henry, 1911) et Capillaria blomeri (Travassos, 1915).
C’est un nématode très répandu, il occupe la muqueuse de l’intestin grêle de plusieurs espèces
de volaille: poulet, dinde, canard, oie, faisan, pigeon, caille, oie et perdrix.
47
Fig.10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926
A. Individu adulte femelle
B. Fort grossissement de la vulve
C. Individu adulte mâle
D. Fort grossissement de la partie antérieure
E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.
48
Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 (Fig.11)
Trichuridae (Railliet, 1915)
Localisation : caecum
Nombre d’individus étudiés : 11 individus éclaircis et montés in toto
Description:
Ce parasite a une région œsophagienne qui peut s’étendre jusqu’à la moitié du corps. Le mâle
possède un spicule couvert d’une gaine épineuse; son extrémité caudale est bilobée. Chez la
femelle, l’ouverture de la vulve se trouve légèrement en arrière de l’origine de l’intestin.
Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos,
1915
Source Présente étude Euzéby (1963) Yazwinski et Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur (mm) 11,4-13,3 18,4-21,42 11-28 8-15 17-28
Largeur (mm) 0,04-0,045 0,06-0,07
Spicule (mm) 0,7-1,9
Œufs (µm) 50-63 46-67
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Trichosyringata Ward (1917)
Sous-ordre : Trichuroïdea
Famille : Trichuridae (Ransom, 1911)
Sous-famille : Capillariinae Railliet, 1915
Genre : Capillaria (Zeder, 1800)
Espèce : Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915
49
Discussion :
Synonymie: Trichocephalus analis (Schrank, 1790), Capillaria tumida (Zeder, 1803) et
Trichocephalus capillaris (Rud, 1809).
Espèce identifiée dans le caecum (parfois dans l’intestin) de poulet, de dinde, de canard,
d’oie, de faisan et de perdrix.
50
Fig.11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915
A. Individu adulte femelle
B. Fort grossissement de la partie antérieure
C. Fort grossissement de la vulve
D. Individu adulte mâle
51
Ascaridia galli Schrank, 1788 (Fig.12)
Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Localisation: différentes parties de l’intestin grêle
Nombre d’individus étudiés : 11 individus colorés et montés in toto
Description :
Ce ver est de coloration blanc jaunâtre, possédant deux ailes latérales étroites qui s’étendent
sur toute la longueur du corps. La bouche porte trois lèvres trilobées, la dorsale étant plus
développée que les autres, le stoma est court, et l’œsophage est cylindrique et dépourvu de
bulbe.
Le mâle est pourvu d’une ventouse pré-cloacale circulaire entourée d’un anneau chitineux.
Son extrémité caudale est tronquée obliquement derrière le cloaque. Les ailes caudales sont
membraneuses, supportées par dix paires de papilles courtes et épaisses. Les spicules longs
apparaissent subégaux.
L’extrémité caudale de la femelle est conique, l’ouverture de la vulve est située en avant du
milieu du corps.
Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788
Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al.,
(1995)
Yazwinski et
Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur
(mm)17,6-71 22,45-102 50-70 80-100 30-80 60-120 50-76
60-116
Largeur
(mm)0,41-1,22 0,46-1,5 0, 60 1,5
1,21 1,8
Spicule
(mm)0,60- 2,41 4 4,0
ø de la
ventouse0,11-0,26 0,22
52
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Myosyringata (Ward, 1917)
Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915)
Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Sous-famille: Ascaridiinae (Travassos, 1919)
Genre : Ascaridia (Dujardin, 1845)
Espèce : Ascaridia galli Schrank, 1788
Discussion :
Synonymie : A. lineata (Schneider 1866); H. granulosa (Linstow, 1906).
Cette espèce vit dans le caecum du poulet, de la dinde, du pigeon, du canard et de l’oie.
53
Fig.12. Ascaridia galli Schrank, 1788
A. Fort grossissement de la partie antérieure.
B. Fort grossissement de la partie postérieure de la femelle.
C. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle
54
Heterakis gallinarum Schrank, 1788 (Fig.13)
Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Localisation : caecum
Nombre d’individus étudiés : 12 individus éclaircis et montés in toto
Description:
C’est un petit ver, d’un blanc sale, muni de deux ailes cuticulaires latérales qui parcourent
toute l’étendue de son corps. La bouche est entourée de trois lèvres bien distinctes, le stoma
est réduit et vestibulaire, l’œsophage est équipé d’un bulbe postérieur renfermant un appareil
valvulaire.
L’extrémité postérieure du mâle est effilée et rectiligne, avec la présence latéralement de deux
ailes bien développées soutenues par douze paires de papilles. La ventouse pré-cloacale est
arrondie et entourée d’un anneau chitineux. Il n'y a pas de gubernaculum. Les spicules sont
inégaux et dissemblables, l’un mince, long et aptère; l’autre court, large et pourvu de larges
ailes. Chez la femelle, la partie caudale est très effilée et légèrement incurvée dans sa partie
distale. La vulve se trouve légèrement en arrière du milieu du corps.
Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788)
Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al.
(1995)
Yazwinski et
Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur
(mm)5,82-10,42 11,25-12 7-12 6,87-8.74
9,45-
11.05
7-13 10-15
Largeur
(mm)0,21-0,34 0,22-0,37 0,3-0,35 0,27- 0,34
0,38-
0,42
Spicule 1
(mm)1,33-2,12 2- 2,17 1,51-2,18
0,85-
2,8
Spicule 2
(mm)0,56-0,76
0,70-10,54- 0,80
0.3-
1,1
ø de la
ventouse0,06-0,08 0,083
55
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Myosyringata Ward (1917)
Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915)
Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Sous-famille : Heterakinae (Railliet et Henry, 1912)
Genre : Heterakis (Dujardin, 1845)
Espèce: Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950
Discussion :
Synonymie : H. gallinae (Gmelin, 1790), H. vesicularis (Froelich, 1791), Ascaris gallinarus
(Schrank, 1788), A. gallinae (Gmelin, 1790), A. papillosa (Bloch, 1782) et H. papillosa
(Railliet, 1885).
Il s’agit d’un nématode très commun qui affecte le caecum de la plupart des volailles: poule,
dindon, canard, oie, tétras, perdrix, faisan, et caille.
56
Fig.13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950
A. Individu adulte femelle
B. Individu adulte mâle
C. Fort grossissement de la partie antérieure
D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.
57
Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 (Fig.14)
Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Localisation: caecum
Nombre d’individus étudiés : 6 individus éclaircis et montés in toto
Description:
Ver de coloration jaunâtre, l’extrémité antérieure est incurvée dorsalement. Les ailes
latérales ne dépassent pas le 1/6 antérieur du corps et sont finement striées transversalement.
La bouche est dépourvue de lèvres, le stoma est court, à paroi épaisse et divisée en deux
parties. L’œsophage possède un bulbe mais l’appareil valvulaire est absent.
Le mâle a des spicules longs et égaux et un gubernaculum de forme triangulaire La femelle
possède une queue effilée qui se termine par une pointe incurvée; la vulve s’ouvre légèrement
en avant du milieu du corps.
Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram,
1926
Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al
(1995)
Yazwinski et
Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur
(mm)7,88-11 15-17,3
7-14
6,9-
10,09-13,7
6.9-10 9-13.7
Largeur
(mm)
0,25-
0,290,34-0,37 0,42
0,47-
0,56
0,340-
0,420
0,460-
0,560
Spicules
(mm)
1,045-
1,251,3-1,5
1.22-
1.5
Gubernaculum
(mm)
0,14-
0,21
0,175-
0, 210
0,150-
0,210
Œufs (µm) 70-8082-86 /
66-76
58
Position systématique
Règne: Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Myosyringata (Ward, 1917)
Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915
Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912)
Sous-famille : Subulurinae Travassos (1914)
Genre: Subulura Molin, 1860
Espèce : Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926
Discussion
Synonymie : Allodapa suctoria (Molin, 1860), Subulura suctoria (Lopez -Neyra, 1922).
Selon Euzéby (1963), Seurat (1914) considère Subulura brumpti et S. suctoria comme deux
espèces différentes.
Subulura brumpti est aussi commune que l’espèce précédente avec laquelle elle partage le
même habitat chez l’hôte. Elle est rapportée chez le poulet, la dinde, la colombe, le canard, le
tétras, la perdrix, le faisan et la caille.
59
Fig.14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926
A. Individu adulte femelle
B. Individu adulte mâle
C. Fort grossissement de la partie antérieure
D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.
60
Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 (Fig.15)
Spiruridae (Diesing, 1861)
Localisation : muqueuse du jabot
Nombre d’individus étudiés : 2 individus éclaircis et montés in toto
Description:
Il s’agit d’un nématode filiforme et allongé qui se distingue par la présence de formations
cuticulaires dans la région antérieure donnant un aspect verruqueux. Les pseudo-lèvres sont
absentes et remplacées par une membrane qui forme deux élevures trilobées ressemblant à de
petites lèvres. Le vestibule buccal est court, étroit, de forme cylindrique à parois épaisses.
L’œsophage est composé de deux parties : musculaire et glandulaire. Les ailes cervicales sont
étroites et symétriques.
Le mâle possède des ailes caudales étroites et asymétriques soutenues par des papilles longues
et pédonculées; les spicules sont inégaux.
Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904
Source Présente étude Euzéby (1963)Vicente et al.
(1995)
Yazwinski et
Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur
(mm)
17,07-
1917-55 17-20 32-55 17-20 32-55
Largeur
(mm)0,11-13 0,25-0,5
0,224-
0,479
0,32-
0,453
0,224-
0,250
0,320-
0,490
Spicule 1
(mm)17-19
17-19
/0,07-
0,09
Spicule 2
(mm)
0,95-
0,11
0,1-
0,12
10-12/
0,015-
0,020
61
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre : Myosyringata Ward (1917)
Sous-ordre : Spiruroïdea
Famille : Spiruridae (Diesing, 1861)
Sous-famille : Gongyloneminae
Genre : Gongylonema (Molin, 1857)
Espèce : Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904
Discussion:
Ce nématode est retrouvé dans la muqueuse du jabot chez le poulet, la dinde, la perdrix, le
faisan et la caille.
62
Fig.15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904
A. Individu adulte mâle.
B. Fort grossissement de la partie antérieure.
C. Fort grossissement de la partie postérieure.
63
Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 (Fig.16)
Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912)
Localisation : musculature du gésier
Nombre d’individus étudiés : 7 individus éclaircis et montés in toto
Description :
Ce nématode est de coloration rougeâtre; son extrémité antérieure est tronquée et sa bouche
munie de deux pseudo-lèvres latérales saillantes avec quatre papilles submédianes bien
développées. La cuticule est striée transversalement, ornementée de quatre longs cordons
cuticulaires sinueux et irréguliers, non anastomosés, et s’étendant le long du corps. Le mâle
porte six papilles post-cloacales et deux spicules inégaux et dissemblables, l’un est allongé et
mince, l’autre est court et large. Chez la femelle, l’ouverture de la vulve se trouve directement
après le milieu du corps.
Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851)
Diesing, 1861
Source Présente étude Euzéby (1993)Vicente et al.
(1995)
Yazwinski et
Tucker (2003)
Espèce Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur
(mm)9,12 -13,4 14-27 8-20 12-14 16-25
9-1916-25
Largeur
(mm)0,29-0,41 0,7-0,49 0,30-0,50
Spicule 1
(mm)1,745-1,9 1,6-1,8
1,6-
1,8
Spicule 2
(mm)0,17-0,24 0,23-0,30
0,180-
0,200
Œufs
(µm)40 / 27
64
Position systématique
Règne: Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Nemathelminthes
Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordre: Myosyringata Ward (1917)
Sous-ordre: Spiruroïdea
Famille : Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912)
Genre: Acuaria (Bremser, 1811)
Sous-genre: Cheilospirura (Diesing, 1861)
Espèce: Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861
Discussion :
Synonymie : Spiroptera hamulosa (Diesing, 1851), Dispharagus hamulosus (Diesing, 1851),
Acuaria hamulosa (Railliel, 1911) et S. perforans (Centoscudi, 1911).
Il s’agit d’un nématode retrouvé essentiellement au niveau de la musculature du gésier chez
plusieurs volailles, poulet, dindon, gélinotte, faisan et caille.
65
Fig.16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861
A. Individu adulte femelle
B. Individu adulte mâle
C. Fort grossissement de la partie antérieure
D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle.
66
Discussion générale
Par leur morphologie, leur anatomie et leur habitat spécifique chez l’hôte, les
différents nématodes collectés correspondraient aux espèces signalées chez le poulet (et autres
espèces de volailles, galliformes, ansériformes et columbiformes) et décrites par Euzéby
(1961, 1963). La classification de référence est également celle de cet auteur.
Dans sa description des nématodes de vertébrés, Yamaguti (1961) mentionne 25 familles
(appartenant à 9 ordres) qui comportent des espèces parasites de volaille. Yazwinski et Tucker
(2003) ont repris la description des espèces cités par cet auteur et signalent l’appartenance:
- des trois espèces de Capillaria à la famille des Capillariidae
- de l’espèce Gongylonema ingluvicola à la famille des Gongylonematidae
- de l’espèce Ascaridia galli à la famille des Ascaridiidae
- de l’espèce Subulura brumpti à la famille des Subuluridae.
Par ailleurs et à l’exception de Subulura brumpti, des différences morphométriques existent
entre les individus que nous avons étudiés et ceux déjà décrits. En effet, dans la plupart des
cas, les espèces que nous avons identifiées sont représentées par des spécimens de taille
inférieure à celle indiquée par les auteurs particulièrement en ce qui concerne la taille
maximale.
Ces résultats pourraient s’expliquer en partie par le fait qu’à l’intérieur d’un même hôte, un
parasite peut ne pas trouver les conditions de milieu idéales pour son développement surtout
dans le cas d’un polyparasitisme où s’observe une compétition interspécifique pour les
ressources. Par ailleurs les infrapopulations parasitaires sont constituées d’individus jeunes
dont la présence se manifeste par l’apparition de tailles réduites.
Ces espèces de nématodes ont un éventail d’hôtes assez large et souvent la taille des parasites
est corrélée à celle de l’hôte et à celle de l’espace occupé.
La documentation dont nous disposions pour la systématique n’était pas suffisante mais les
travaux d’Euzéby sur lesquels nous nous sommes basés sont une référence en sciences
vétérinaires.
67
1.2. Cestodes
Selon la clé de détermination des familles de cestodes parasites du poulet (Euzeby,
1966), les spécimens étudiés (dont les mensurations sont données dans le tableau X)
appartiennent aux Davainéidés et trois aux Hyménolépididés et par rapport aux critères de
diagnose, ils correspondraient aux genres et espèces suivants :
Davainea proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891 (Fig. 17)
Davaineidae
Localisation : muqueuse du duodénum
Nombre d’individus étudiés : 7 individus colorés et montés in toto
4 scolex
Description :
C’est un cestode dont le strobile renferme 3 à 5 segments. Le scolex quadrangulaire,
légèrement arrondi porte un rostre armé de nombreux crochets en marteau disposés sur deux
rangées et 04 ventouses armées aussi de 3 à 6 rangs de petites épines caduques. Les pores
génitaux sont régulièrement alternés et s’ouvrent dans l’angle antérieur des segments. Le
segment gravide est bien développé. Il est rempli de nombreuses capsules ovifères qui ne
renferment qu’un seul œuf.
Position systématique
Règne: Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre : Cyclophyllidea
Famille : Davaineidae
Sous-famille : Davaineinae
Genre : Davainea Blanchard, 1891
Espèce : Davainea proglottina Davaine, 1860
Discussion :
Synonymie : Taenia proglottina (Davaine, 1860); Davainea proglottina (Blanchard, 1891), D.
proglottina var. dublanensis (Kowalevsky, 1895), D. varians (Sweet, 1910), et D. dubius
(Meggitt, 1916).
68
Cette espèce est répandue dans le monde entier et affecte diverses espèces de galliformes
(Euzeby, 1966) ; elle est signalée aussi chez le pigeon (Soulsby, 1982; Reid, 1962).
Fig. 17. Davainia proglottina Davaine, 1860
A. Strobile
B. Scolex
C. Fort grossissement d’un crochet
D. Fort grossissement d’une épine
69
Raillietina (Raillietina) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann, 1920 (Fig.18)
Davaineidae
Localisation : jéjunum et iléon
Nombre d’individus étudiés : 12 colorés et montés in toto
5 scolex
Description :
Espèce qui se caractérise par un scolex petit et tétragonal, portant un rostre armé d’un grand
nombre de crochets disposés en une seule couronne et 4 ventouses ovales bordées de 8 à 10
rangs de petites épines. Les segments sont plus larges que longs.
Les pores génitaux s’ouvrent unilatéralement dans le tiers antérieur du bord des segments. Les
capsules ovifères des segments gravides renferment 6 à 12 œufs.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea
Famille: Davaineidae
Sous-famille: Davaineinae
Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920)
Sous-genre: Raillietina
Espèce: Raillietina (R.) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920
Discussion
Synonymie: Taenia tetragona (Molin, 1858), T. bothrioplitis (Filippi, 1892), Davainea
tetragona (Blanchard, 1891).
Cette espèce occupe la moitié postérieure de l’intestin grêle de la plupart des galliformes,
rarement les ansériformes et les columbiformes (Euzeby, 1966). C’est l’un des cestodes les
plus longs chez le poulet.
Les individus déjà décrits font 25 cm de long sur 1 à 4 mm de largeur selon Euzeby (1966), et
25cm/3mm selon McDougald (2003). Mônnig (1950) n’indique que la longueur totale qui
dépasse 25cm.
70
Fig. 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920
A. Scolex
B. Fort grossissement d’un crochet
C. Fort grossissement des épines
D. Segment mûr
E. Segment gravide
71
Raillietina (Raillietina) echinobothrida Megnin, 1881 (Fig.19)
Davaineidae
Localisation : jéjunum et iléon, iléon et rectum.
Nombre d’individus étudiés : 14 individus colorés et montés in toto
4 scolex
Description:
Le ver possède un scolex pourvu de 4 ventouses circulaires très développées et
bordées de 8 à 10 rangs d’épines caduques. Le rostre est muni d’une double rangée de
crochets. Les segments sont plus larges que longs.
Les segments gravides sont saillants, donnant un aspect dentelé au strobile. Les pores
génitaux sont unilatéraux et s’ouvrent dans le tiers postérieur des segments. Les capsules
ovifères renferment plusieurs œufs.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea
Famille: Davaineidae
Sous-famille: Davaineinae
Genre : Raillietina (Fuhrmann, 1920)
Sous-genre: Raillietina
Espèce: Raillietina (R.) echinobothrida Megnin, 1881
Discussion
Cette espèce, très répandue et classée parmi les cestodes les plus pathogènes, se
localise dans le jéjunum et l’iléon de son hôte. Elle parasite plus souvent les galliformes que
les ansériformes et les columbiformes (Euzéby, 1966). Selon cet auteur, sa taille est de 25 cm
/1 à 4 mm, pour McDougald la longueur atteint 34 cm avec une largeur de 4 mm.
72
Fig. 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881
A. Scolex
B. Fort grossissement d’un crochet
C. Fort grossissement des épines
D. Segment mûr
E. Segment gravide
73
Raillietina cesticillus Molin, 1858 (Fig.20)
Davaineidae
Localisation : duodénum, jéjunum et iléon.
Nombre d’individus étudiés : 11 colorés et montés in toto
3 scolex
Description :
Le scolex de ce cestode est globuleux, déprimé dans sa partie antérieure. Le rostre est large et
aplati, sa face antérieure est convexe, il est armé de deux couronnes de crochets placées à la
base du rostre. Les ventouses sont petites, rondes et inermes.
Les segments sont plus larges que longs. Les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et
s’ouvrent dans le tiers antérieur des segments. Les capsules ovifères contiennent un œuf
ovoïde.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea
Famille: Davaineidae
Sous-famille: Davaineinae
Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920)
Sous-genre: Skrjabinia
Espèce: Raillietina (S.) cesticillus Molin 1858
Discussion
Synonymie : R. mutabilis
Il s’agit d’un cestode très fréquent et térébrant, son scolex se fixe profondément dans la
muqueuse du duodénum et du jéjunum chez les galliformes domestiques et sauvages. Euzéby
(1966) a décrit des individus longs de 10 à 50 mm et larges de 1 à 3 mm et selon McDougal
(2003), des individus qui atteignent une longueur de 15 cm.
74
Fig. 20. Raillietina cesticillus Molin 1858
A. Strobile
B. Scolex
C. Fort grossissement d’un crochet
D. Segment mûr
E. Segment gravide
75
Hymenolepis carioca Magalhaes 1898 (Fig.21)
Hymenolepididae
Localisation : duodénum et jéjunum
Nombre d’individus étudiés : 10 individus colorés et montés in toto
2 scolex
Description :
Ver filiforme dont le scolex est aplati et caduc et de petite taille. Le rostre est atrophié,
inerme, portant des ventouses circulaires peu profondes et inermes. Les segments sont
beaucoup plus larges que longs. Les pores génitaux s’ouvrent dans la partie antérieure des
bords. L’utérus, à aspect sacciforme, occupe la totalité des segments gravides. Les œufs sont
sub-globuleux, renfermant un embryophore ovoïde.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea
Famille: Hymenolepididae
Sous-famille: Hymenolepidinae
Genre: Hymenolepis (Weinland, 1858)
Sous-genre: Weinlandia
Espèce : Hymenolepis (W.) carioca Magalhaes 1898
Discussion
Synonymie : H. exilis et Davainea carioca
H. carioca est un parasite qui affecte les galliformes, plus souvent le poulet et occupe la partie
antérieure de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Pour cet auteur, la longueur est de 3 à 8 cm de
long sur 0,5 à 0,7 mm de large.
76
Fig. 21. Hymenolepis carioca Magalhaes 1898
A. Scolex
B. strobile
C. Segment mûr
D. Segment gravide
77
Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 (Fig.22)
Hymenolepididae
Localisation : duodénum, jéjunum et iléon.
Nombre d’individus étudiés : 9 individus colorés et montés in toto
3 scolex
Description:
Cestode caractérisé par un scolex arrondi ou conoïde. Le rostre est armé d’une couronne de
16-22 volumineux crochets falciformes; les ventouses sont inermes, ovalaires, proéminentes,.
Le segment mûr est en forme d’entonnoir et plus large que long, il renferme un ovaire lobulé,
plus postérieurement 20 à 60 testicules. Les glandes vitellogènes sont situées entre l’ovaire et
les testicules, les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et s’ouvrent dans le tiers
antérieur du segment. L’utérus est sacciforme et occupe la totalité des segments gravides.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea
Famille: Hymenolepididae
Genre: Choanotaenia (Railliet, 1896)
Espèce: Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779
Discussion:
Synonymie: Taenia influndilbuliformis (Goeze, 1782), Drepanidotaenia infundibulum
(Goeze, 1782), Taenia cuneata (Balsch, 1786).
Selon Euzeby (1966), cette espèce appartient à la famille des Hyménolépididés, mais elle est
classée par les helminthologistes parmi les Dilépididés, du fait qu’elle possède plus de trois
testicules et des pores génitaux irrégulièrement alternés.
Elle parasite surtout le poulet, rarement le dindon, mais peut affecter la plupart des
galliformes sauvages (Euzeby, 1966; Soulsby, 1982; McDougald, 2003). Elle se localise dans
la portion jéjunale de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Les différentes mensurations indiquées
dans la littérature sont :
- 5 à 25 cm de long sur 3,5 mm de large (Euzeby, 1966)
- plus de 20 cm de long (Mônnig, 1950)
- 23 cm de long (McDougald, 2003).
78
Fig. 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779
A. Scolex
B. Fort grossissement du rostre
C. Fort grossissement d’un crochet
D. Segments mûrs
79
Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872 (Fig.23)
Localisation : duodénum
Nombre d’individus étudiés : 2 colorés et montés in toto scolex
Description :
Cestode de très petite taille, de forme triangulaire, amincie dans sa partie antérieure. Son
scolex est équipé de ventouses circulaires inermes, et un rostre armé de 12 à 24 crochets
fourchus disposés en une seule couronne. Le strobile contient 12 à 24 segments plus larges
que longs.
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849)
Ordre: Cyclophyllidea (Van Beneden, 1850)
Famille: Hymenolepididae (Ariola, 1899)
Genre : Choanotaenia (Railliet, 1896)
Espèce : Choanotaenia infundibulum (Bloch, 1779)
Genre: Amoebotaenia (Cohn, 1899)
Espèce : Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872
Discussion :
Synonymie :A. sphenoïdes (Railliet, 1892); Taenia cuneata
Le nombre insuffisant de spécimens récoltés (5 individus au total dont 3 ont été abimés lors
de la manipulation) ne nous a permis de voir les différents organes internes. Cependant la
forme particulière des segments, du scolex et des crochets du rostre, rapproche ce cestode de
la description d’Amoebotaenia cuneata par Euzeby (1966). Cet auteur classe cette espèce
parmi la famille des Hyménolépididés, mais selon les helminthologistes, elle appartient aux
Dilépididés qui se caractérisent par un rostre armé de crochets falciformes ou fourchus, des
ventouses inermes, des organes génitaux souvent dédoublés, de nombreux testicules et un
utérus sacciforme ou ramifié. La taille des individus décrits est, selon les auteurs :
- 3 à 4mm/1à 1,5 mm (Euzeby, 1966)
- 4 mm/1 mm (Mônnig, 1950)
- moins de 4 mm (McDougald, 2003)
80
Fig. 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872
A. Strobile
B. Fort grossissement des crochets
81
Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées
EspècesScolex
(mm)
ø de la
ventouse
(mm)
Rostre
(mm)
Segment
mûr
(mm)
Segment
gravide
(mm)
Davainea
proglottina
0,11-0,210,02-0,03
0 ,056-
0,076
0,19-0,30/
0,23-0,31
0,55-0,76/
0,28-0,42
Raillietina
(Raillietina)
tetragona
0,44-0,35/
0,29-0,30
0,10-0,20/
0,06-0,080,049
0,37-0,57/
0,39-1,08
0,61-0,89/
1,06-2,3
Raillietina
(Raillietina)
echinobothrida
0,25-0,29/
0,27-0,390,13-0,17 0,06-0,1
0,32-0,57/
1,37-1,54
0,80-0,86/
1,94-2,93
Raillietina
cesticillus0,31-0,46 0,07-0,08 0,215
0,15-0,35/
0,61-0,97
0,17-1,90/
0,22-2,11
Hymenolepis
carioca
0,10-0,23/
0,11-0,21
0,07-0,11/
0,04-0,07
0,06-0,07/
0,23-0,26
0,10-0,17/
0,48-0,68
Choanotaenia
infundibulum
0,28-0,29/
0,33-0,35
0,19-0,23/
0,14-0,170,049
0,77-1,25/
1,26-1,72
Amoebotaenia
cuneata0,24-0,28 0,133 0,066
0,08-0,16/
0,36-0,56
82
Discussion générale
Les descriptions de ces différentes espèces rapportées dans la littérature mentionnent
une largeur sans précision si celle-ci concerne les segments mûrs ou les segments gravides.
Cependant, ni la longueur totale du cestode ni sa largeur ne sont prises en considération dans
la diagnose. Il faut tenir compte de la taille des segments mûrs et des segments gravides qui
sont plus larges que longs ou inversement selon les espèces. Nous avons fait appartenir nos
spécimens à ces espèces en tenant compte de ce critère et d’autres caractères morpho-
anatomiques cités dans la clé de détermination d’Euzéby (1966).
Les différences de taille des individus déjà décrits et ceux étudiés pourraient s’expliquer par
les mêmes hypothèses que nous avons émises précédemment dans le cas des nématodes.
83
1.3. Trématodes
Les caractères morpho-anatomiques des spécimens récoltés les font appartenir à une
seule famille, celle des Brachylaimidae. Les critères spécifiques nous ont permis d’identifier
une espèce et un genre.
P. (Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1923 (Fig.24)
Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)
Localisation : caecum
Nombre d’individus étudiés : 10 individus colorés et montés in toto
Description :
Trématode à corps allongé, avec une extrémité antérieure arrondie et une extrémité
postérieure effilée rétrécie. La ventouse orale sub-terminale et le pharynx sont bien
développés; l’œsophage est absent. La ventouse ventrale est située dans le tiers antérieur du
corps. Les cæcums intestinaux sont très longs et sinueux. Les testicules sont irrégulièrement
globulaires, l’ovaire est arrondi. Les gonades occupent une portion postérieure formant un
triangle où l’ovaire s’installe entre les deux testicules plus ou moins dans la partie opposée du
testicule antérieur qui est latéral. En avant de ce dernier se trouve le pore génital. Le testicule
postérieur est médian. Les glandes vitellogènes s’étendent latéralement de la ventouse
ventrale jusqu’à l’ovaire. L’utérus occupe une vaste partie du corps atteignant antérieurement
la bifurcation caecale.
84
Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923
Source
MensurationsPrésente étude
Newsome et
al. (1980)Yamaguti
(1971)
Pence (1994)
Longueur (mm) 3,85-9,02 1,3 3.5- 7,45.9- 11.3
Largeur (mm) 1,02-3 0,4 1.0-2,0 1.4- 2.8
Longueur de la ventouse
buccale (mm)0,47-0,9
Largeur de la ventouse
buccale (mm)0,62-0,93
Longueur du pharynx (mm) 0,26- 0,42
Largeur du pharynx (mm) 0,33-0,50
Longueur de l'acétabulum
(mm)0,55- 0,77
Largeur de l'acétabulum (mm) 0,60-1,02
Distance entre les ventouses
(mm)0,65-1,25
Distance entre l’acétabulum et
le testicule antérieur (mm)1,25-3,8
Longueur du testicule antérieur
(mm)0,37-1,08
Largeur du testicule antérieur
(mm)0,27-0,77
Longueur du testicule
postérieur (mm)0,33-0,94
Largeur du testicule postérieur
(mm)0,47-1,03
Longueur de la poche du cirre
(mm)0,29-0,58
85
Largeur de la poche du cirre
(mm)0,25-0,48
Longueur de l'ovaire (mm) 0,55-0,22
Largeur de l'ovaire (mm) 0,16-0,38
Dimensions des œufs (µm)30-32,5x15-
17,525.0 x 12.5
29.0-32.1 x
18.0
31.5-39.2 x
17.0-21.5
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808)
Sous-classe: Digenea (Carus, 1863)
Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930)
Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)
Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930)
Genre: Postharmostomum (Witenberg, 1923)
Sous-genre: Postharmostomum Postharmostomum Witenberg, 1923
Espèce: Postharmostomum Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923
Discussion:
Synonymies: Distoma dimorphum (Wagener, 1852) Diesing,1858; D. commutatum Diesing,
1858); Brachylaemus commutatus Diesing, 1858; Clinostomum commutatum Looss, 1899;
Mesogonimus commutatus (Sonsino 1891, 1899) (Barbagallo, 1906), Galli-Valerio 1891,
1901; Harmostomum commutatum Joyeux, 1923; H. (Postharmostomum) commutatum
Witenberg, 1925; Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923; Harmostomum
(Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1925; Postharmostomum commutatum MacIntosh,
1934, Harmostomum annamense Railliet, 1925; H. horizawai Ozaki, 1925, H.
(Postharmostomum) hawaiiensis Guberlet, 1928.
Le genre Postharmostomum est créé par Witenberg in 1923. Deux ans plus tard, il est
considéré comme sous-genre de Harmostomum mais de nombreux auteurs le considèrent
86
comme un genre caractérisé par la forme particulière des caecums (McIntosh, 1934; Miller,
1935; Robinson, 1949; Ulmer, 1951)
Postharmostomum gallinum est une espèce cosmopolite qui parasite la partie postérieure de
l’intestin grêle et le caecum et parfois la bourse de Fabricius des galliformes domestiques et
sauvages et les columbiformes.
Les mensurations des spécimens déjà décrits ne concernent que la longueur et la largeur du
corps et les œufs, les valeurs indiquées varient d’une étude à l’autre (tableau XI). Ce critère
n’est pas pris en compte dans la clé de détermination de Gibson et al. (2002).
87
Fig. 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923
A. Individu adulte
B. Juvénile
88
Brachylaima Dujardin, 1843 (Fig.25)
Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)
Localisation : jéjunum
Nombre d’individus étudiés : 2 colorés et montés in toto
Description :
Trématode à corps allongé, couvert de fines épines qui deviennent moins denses
postérieurement. Les ventouses orale et ventrale sont de taille équivalente et se localisent dans
le tiers antérieur du corps. Il y a présence d’un pharynx musculaire et d’un pré-pharynx court.
Les caecums sont longs, légèrement sinueux; ils s’étendent latéralement jusqu’à l’extrémité
postérieur du corps. Les gonades se situent dans la partie postérieure du corps. Elles se
placent l’une après l’autre, l’ovaire est inter-testiculaire. La poche du cirre et le pore génital se
trouvent en avant du testicule antérieur. L'utérus occupe un espace étendu atteignant la
bifurcation caecale antérieurement. Les glandes vitellogènes se prolongent latéralement dans
la région limitée entre le testicule antérieur et la ventouse ventrale. Les mensurations (en mm)
figurent dans le tableau suivant :
Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843
Source
Mensuratoion en mm
Présente étude
Brachylaima
Butcher et Grove (2001)
Brachylaima cribbi
Longueur 2,88-3,02 3,80-6,01
Largeur 0,55-0,72 0,52-0,79
Longueur de la ventouse buccale 0,23-0,24 0,23-0,29
Largeur de la ventouse buccale 0,22-0,23 0,25-0,38
Longueur du pharynx 0,11-0,13 0,14-0,18
Largeur du pharynx 0,14-0,16 0,15-0,22
Longueur de l'acétabulum 0,2-0,24 0,24-0,32
Largeur de l'acétabulum 0,23-0,26 0,23-0,30
Distance entre les ventouses 0,5-0,56 0,30-0,81
Distance entre l'acétabulum et le
testicule antérieur1,07-1,22 1,76-3,23
Longueur du testicule antérieur 0,18-0,30 0,28-0,49
89
Largeur du testicule antérieur 0,18-0,34 0,24-0,45
Longueur du testicule postérieur 0,19-0,30 0,25-0,53
Largeur du testicule postérieur 0,26-0,35 0,20-0,42
Longueur de l'ovaire 0,15-0,17 0,15-0,26
Largeur de l'ovaire 0,17-0,20 0,17-0,32
Dimensions des œufs (µm) 25/17,5 26-32 / 16-17.5
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876)
Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808)
Sous-classe: Digenea (Carus, 1863)
Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930)
Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930)
Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930)
Genre: Brachylaima (Dujardin, 1843)
Synonymies : Distoma Retzius, 1786; Distomum Diesing, 1849-1851; Harmostomum Braun,
1899; Heterolope Looss, 1899; Brachylaimus (Dujardin, 1843) Blanchard, 1847; Brachylaima
(Dujardin, 1843) Kruidenier et Gallicchio, 1959; Entosiphonus Sinitsin, 1931; Ectosiphonus
Sinitsin, 1931; Brachylaema Yamaguti, 1958.
Discussion :
En 1843, Dujardin a établi le genre Brachylaima en décrivant un trématode qu'il a trouvé dans
l'intestin d'une musaraigne. Plusieurs synonymes et façons d’écrire sont employés dans la
littérature (Yamaguti, 1971; Kamiya et Machida, 1977). Les helminthes adultes sont
représentés par deux types de spécimens (Gibson et al., 2002) :
- ceux qui sont longs et minces, tels que B. ruminae (Mas-Coma et Montoliu, 1986) et B.
delecta (Cribb, 1992),
- ceux qui sont larges et plus arrondis, tels que B. ishigakiense (Kamiya et Machida, 1977) et
B. simoni (Feliu et al., 1986).
90
Les espèces de ce genre parasitent généralement les mammifères et les oiseaux. Le premier et
le deuxième hôte intermédiaire sont des mollusques terrestres (Yamaguti, 1971; Yamaguti,
1975). Le cycle évolutif est semblable à celui du genre Postharmostomum. Les métacercaires
se trouvent dans le péricarde de leur deuxième hôte intermédiaire (Grassé, 1961).
Le poulet domestique de basse cour est l’hôte définitif de ce trématode (Cribb et O'
Callaghan, 1992) mais d’autres cas d’infestations animales ont été rapportés : la souris de
maison, Mus domesticus Linnaeus (Angel et Mutze, 1987; Cribb, 1990) et le grand rat
indigène, Leporillus conditor Sturt (Cribb, 1990).
L’infestation humaine est possible, deux enfants et un adulte ont été trouvés infestés en
Australie du sud (Butcher et al., 1996; Butcher et al., 1998).
L’espèce Brachylaima cribbi décrite par Butcher et Grove (2001) est signalée chez
l’Homme et les souris. Les oiseaux ne peuvent pas être exclus comme hôte, puisque Cribb et
O'Callaghan (1992) ont signalé un trématode du genre Brachylaima chez des poulets
domestiques morphologiquement identique à Brachylaima cribbi. Butcher et Grove (2001)
ont réalisé expérimentalement le cycle évolutif de cette espèce. Ils ont utilisé des œufs
récupérés à partir de fèces humaines, un mollusque terrestre Theba pisana comme premier
hôte intermédiaire et d’autres mollusques terrestres Cernuella virgata et Helix aspersa
comme deuxième hôte intermédiaire. Les formes adultes sont obtenues dans l’intestin grêle
des souries Mus musculus. Selon cette étude, Brachylaima cribbi est la première espèce du
genre Brachylaima signalé chez l’Homme, et qui peut parasiter le poulet domestique.
Probablement, cette espèce est d’origine européenne. Elle est introduite par les mollusques
infestés au Sud de l'Australie lors d'immigration à grande échelle après la guerre mondiale
Nos spécimens possèdent les caractéristiques morphologiques de Brachylaima cribbi
déterminées par Butcher et Grove (2001). Les valeurs morphométriques citées dans le tableau
précédent montrent une légère différence due probablement au nombre restreint de spécimens
étudiés. Les œufs sont de petites dimensions mais nous avons mesuré ceux proches du pore
génital alors que Butcher et Grove (2001) donnent les dimensions des œufs récupérés à partir
de fèces humaines.
Devant le manque d’informations concernant les caractéristiques des autres espèces
nous nous limitons à placer nos spécimens dans le genre Brachylaima sp.
91
Fig. 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843
92
1.4. Acanthocéphales
L’étude morpho-anatomique des vers prélevés a permis d’identifier un seul genre :
Prosthorhynchus Kostylew, 1915 (Fig.26)
Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956)
Localisation : jéjunum, iléon et rectum.
Nombre d’individus étudiés : 2 individus colorés et montés
6 éclaircis et montés
Description
Ver blanchâtre, dont le corps est de forme allongée et cylindrique, dépourvu d’épines
cuticulaires. Le mâle mesure de 5,55-8 mm de long sur 1,25-1,60 mm de large, la femelle fait
5,22-7,32 mm de long sur 1,35-1,8 mm de large. Le rostre est cylindrique de 0,85-1,05 mm de
long, armé de 13-15 rangs longitudinaux portant chacun 12-14 crochets régulièrement
alternés, ceux de la base sont plus petits et dépourvus des racines. Le réceptacle du rostre est
cylindrique, à paroi double. Les lemnisques sont tubulaires et plus longs que le réceptacle.
Le mâle possède deux testicules ovalaires occupant le tiers moyen du tronc et disposés
l’un derrière l’autre. Les glandes copulatrices de forme tubulaire se prolongent en arrière du
testicule postérieur. A la base de ces glandes se trouve une poche volumineuse représentant
l’organe de Saeftigen. La bource copulatrice invaginée occupe l’extrémité postérieure.
La femelle possède des nombreuses masses ovariennes localisées en arrière du
réceptacle, suivies d’un appareil utéro-vaginal. Celui-ci est constitué d’un sac ligamentaire
dorsal soudé sur le pourtour du bord supérieur de la cloche utérine, suivie du tube utérin et du
vagin. L’ouverture de la vulve est sub-terminale. Nous n’avons pas observé d’œufs, les
individus récoltés étaient vraisemblablement immatures ou non fécondés.
93
Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915
Source
Mensuration en mmPrésente étude
Schmidt et Olsen (1964)
Prosthorhynchus formosus
Parasite Mâle Femelle Mâle Femelle
Longueur 5,55-8 5,22-7,32 8-13 9-15mm
Largeur 1,25-1,60 1,35-1,8 1,5-2,5 2-3
Longueur/ rostre 0,95-0,96 0,85-1,05 0.80 - 1.10
Largeur/rostre 0,30-0,34 0,28-0,36Légèrement
petit0,25-0,29
N.R/N.C 13-15/13-14 13-15/12-14 15-18/11-18
Longueur/
réceptacle1,47-1,82 1,6-1,82 1.70-1.90
Largeur/ réceptacle 0,36-0,51 0,45-0,52 0,410 – 0,532
Longueur/
lemnisques2-2,15 2,25-2,62
Largeur/ lemnisques 0,07-0,13 0,07-0,31
Longueur/ testicule
antérieur0,52-0,74 - 0,80-0,90
Largeur/ testicule
antérieur0,35-0,50 - 0,40-0,50
Longueur/ testicule
postérieur0,46-0,73 -
Largeur/ testicule
postérieur0,36-0,46 -
Longueur/ glandes
copulatrices1,13-2,22 -
N.nombre ; R.rang ; C.crochet
94
Position systématique
Règne : Animalia (Linnaeus, 1758)
Sous-Règne : Metazoa
Embranchement: Acanthocephala
Ordre: Gigantorhynchidea (Southwell et Macfie, 1925)
Famille: Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956)
Genre: Prosthorhynchus Kostylew, 1915
Discussion :
Il y a eu beaucoup de confusion dans la détermination des genres Prosthorhynchus (Kostylew,
1915) et Plagiorhynchus (Lühe, 1911). Yamaguti (1963) a cité les deux genres séparément.
Cependant, Schmidt et Kuntz (1966) les considèrent comme des synonymes en maintenant la
différence (position du pore génital de la femelle et présence ou absence des prolongations
polaires de la membrane moyenne de l’œuf) au niveau de la détermination des sous-genres.
Amin et al., (1999) ont révisé le genre Plagiorhynchus et proposé Prosthorhynchus
(Kostylev, 1915) Schmidt et Kuntz, 1966, comme sous-genre, regroupant 21 espèces.
Prosthorhynchus renferme de nombreuses espèces parasites de mammifères et d’oiseaux.
Selon la littérature, l’espèce la plus rencontré chez le poulet domestique est :
Prosthorhynchus formosus : décrite pour la première fois par Van Cleave en 1918, sous le
nom de Plagiorhynchus formosus, à partir de 4 spécimens récoltés chez le pic flamboyant
Colaptes auratus. Travassos (1926) a redécrit le parasite et retenu la dénomination
Prosthorhynchus formosus.
Yamaguti (1963) a cité Prosthorhynchus formosus Van Cleave, 1918 et Plagiorhynchus
cylindraceus (Goeze, 1782) Schmidt et Kuntz, 1966, comme deux espèces différentes.
Cependant selon d’autres auteurs il s’agit de la même espèce (Crompton et Nickol, 1985) et
Amin (1985) l’a placée dans :
- la classe des Palaeacanthocephala (Meyer, 1931),
- l’ordre des Polymorphida (Petrochenko, 1956),
- la famille des Plagiorhynchidae (Golvan, 1960),
- la sous-famille des Plagiorhynchinae (Meyer, 1931).
C’est une espèce cosmopolite qui occupe l’intestin de nombreux oiseaux généralement
de l’ordre des Passeriformes (Khokhlova 1986; Amin et al. 1999; Dimitrova et al. 2000 ;
Smales 2003). Dans le cas du poulet domestique et de la dinde, l’infestation a été démontrée
expérimentalement (Jones, 1928; Cuvillier, 1934; Van Cleave, 1942; Chandler et Rausch,
1949; Hunter et Quay, 1953; Schmidt et Olsen, 1964).
95
Elle peut être retrouvée chez les mammifères carnivores (renards) (Richards et al., 1995),
insectivores (petits marsupiaux) et les rongeurs (rats australiens de l'eau) (Smales 2003) .
Les larves sont hébergées par des isopodes terrestres : Armadillidium vulgare (Sinitzin, 1929)
et Porcellio laevis et P. scaber (Schmidt et Olsen, 1964).
Nos spécimens sont de taille plus petite que celle des individus récoltés à partir d’un
rouge-gorge infecté et étudiés par Schmidt et Olsen en 1964 (Tableau XIII). Selon
McDougald (2003), le poulet domestique est un hôte accidentel. Des formes immatures ont
été trouvées au niveau de l’intestin grêle du poulet en Amérique du Nord. Schmidt et
Olsen(1964) affirment que le poulet et la dinde présentent un certain degré de résistance
contre ce parasite, l’infestation massive est donc rare à l’exception des régions riches en
isopodes infectés.
N’ayant pas pu disposer de données descriptives récentes de cette espèce, nous avons
utilisé la clé de détermination de Yamaguti (1963) pour l’identification de nos spécimens dont
les caractéristiques sont les mêmes que celles du genre Prosthorhynchus Kostylew, 1915.
96
Fig. 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915
A. Individu mâle
B. Individu femelle
C. Fort grossissement de la rangée de crochets
D. Fort grossissement du rostre.
97
2. Etude du parasitisme
2.1. Résultats
Dans la première partie de ce chapitre, nous avons dressé à partir d’une étude
systématique un inventaire des helminthes récoltés dans le tube digestif du poulet local. Le
tableau suivant fait la synthèse de ces parasites et de leur répartition géographique.
Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique
Nématodes Cestodes
Espèces Répartition
géographique
Espèces Répartition
géographique
Capillaria annulata Cosmopolite Hymenolepis carioca, Cosmopolite
Capillaria caudinflata
Europe,
Amérique du
Nord
Choanotaenia infundibulum Cosmopolite
Capillaria anatis Cosmopolite Amoebotaenia cuneata Cosmopolite
Gongylonema ingluvicola Cosmopolite Davainea proglottina Cosmopolite
Cheilospirura hamulosa Cosmopolite Raillietina cesticillus Cosmopolite
Ascaridia galli Cosmopolite Raillietina echinobothrida Cosmopolite
Heterakis gallinarum Cosmopolite Raillietina tetragona Cosmopolite
Subulura brumpti Cosmopolite
Trématodes Acanthocéphales
Espèces Répartition
géographique
Genre Répartition
géographique
Postharmostomum
gallinumCosmopolite
Prosthorhynchus sp
Amérique du
NordBrachylaema sp
Europe
Amérique du
Nord
Dans cette partie, nous abordons l’étude des variations du parasitisme de l’abondance
moyenne et de la prévalence (globale, par groupe et par espèce) et de la localisation des
parasites dans le tube digestif des individus-hôtes examinés.
98
2.1.1. Prévalence et abondance moyenne
Cette étude a montré que les 72 poulets autopsiés étaient parasités par au moins deux
espèces d’helminthes quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux de parasitisme
global de 100%.
Les infracommunautés parasitaires de l’échantillonnage sont données en annexe 3. Nous
constatons:
- un effectif parasitaire annuel de 9834 helminthes,
- un parasitisme multiple chez la plupart des poulets.
L’intensité d’infestation est de 136,58 parasites par poulet.
L’évaluation de la prévalence pour chaque groupe montre une forte prédominance des
cestodes (98,61%) et des nématodes (97,22 %) par rapport aux trématodes (20,83%) et aux
acanthocéphales (2,7 %) avec une différence significative (P<0,05).
Les valeurs de la prévalence par espèce sont indiquées dans la figure 27. Selon Bush et
al. (1997), les espèces avec une prévalence < 30% sont considérées comme espèces rares,
celles avec une prévalence >30% comme communes et celles avec une prévalence >50%
comme les plus répandues. D’après les résultats obtenus, il semble que Raillietina
echinobothrida (87,5 %) est l’espèce la plus répandue, suivie par Heterakis gallinarum (81,94
%) puis par Subulura brumpti (68,05 %). Les espèces communes sont par ordre de
prévalence, Capillaria caudinflata, Ascaridia galli, Cheilospirura hamulosa, Hymenolepis
carioca et Capillaria annulata. Les autres espèces peuvent être considérées comme rares,
c’est le cas en particulier de Davainea proglottina (8,3 %), un des cestodes les plus
pathogènes.
Parmi les espèces les plus répandues, Raillietina echinobothrida est la moins abondante;
l’abondance moyenne la plus élevée s’observe chez Heterakis gallinarum et Subulura
brumpti. Capillaria annulata est l’espèce commune la plus abondante. Les espèces rares sont
peu abondantes (Fig. 27).
Les valeurs numériques de la prévalence et de l’abondance moyenne des espèces sont
reportées en annexe 4.
99
Fig. 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées
2.1.2. Variations de la prévalence
2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe
D’après la figure suivante qui représente la répartition des parasites selon le sexe du
poulet, la plupart des espèces sont plus répandues chez les coqs que chez les poules.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Po
urc
en
tage
Espèces
Abondance moyenne Prévalence
100
Fig. 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe
Cependant cette différence n’est pas significative (p>0,05).
2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces
Pour suivre l’évolution du parasitisme de chaque espèce au cours d’un cycle annuel,
nous avons calculé la prévalence des espèces pour chaque échantillon examiné
mensuellement. Les valeurs trouvées (indiquées en annexe 5) sont exprimées dans les figures
suivantes qui regroupent les espèces par famille ou par ordre (pour une lecture plus facile des
histogrammes) (Fig.29 à 34).
0102030405060708090
100P
our
cent
age
Espèce
coqs poules
101
Fig. 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés
Cet histogramme fait ressortir :
- la présence tout au long de l’année de Capillaria caudinflata
- une prévalence maximale (66,67%) en avril pour C. caudinflata, mai et juillet pour C.
annulata et juillet pour C. anatis,
- une prévalence minimale (16,67%) en décembre et octobre pour C. caudinflata,
- une prévalence nulle en février et avril pour C. annulata et en novembre, décembre, février
et avril pour C.anatis.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Juil Août Sep Oct
Po
urce
ntag
e
Mois
Capillaria annulata
Capillaria caudinflata
Capillaria anatis
102
Fig.30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés
Cette figure traduit :
- la présence concomitante des trois espèces d’Hétérakidés tout au long de l’année à
l’exception du mois de janvier où Ascaridia galli est absent,
- le pourcentage de parasitisme le plus élevé aux mois de :
• décembre pour Ascaridia galli, (83,33%),
• février, avril et juin pour Heterakis gallinarum (100%),
• avril pour Subulura brumpti (100%),
- le pourcentage de parasitisme le plus faible aux mois de :
• décembre pour Heterakis gallinarum (50%) et Subulura brumpti (6%)
• juillet pour Ascaridia galli (16,67%)
- un pourcentage nul au mois d’avril pour Ascaridia galli
0
20
40
60
80
100
120
Po
urc
enta
ge
Mois
Ascaridia galli
Subulura brumpti
Heterakis gallinarum
103
Fig. 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea
Selon cette figure :
- la prévalence la plus élevée de Cheilospirura hamulosa est de 66, 67% aux mois de mars et
septembre et la plus faible de 16,67% aux mois de février, juillet et octobre,
- la prévalence de Gongylonema ingluvicola est de 16,67% au mois de décembre et nulle le
reste de l’année.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Po
urc
enta
ge
Mois
Gongylonema ingluvicola
Cheilospirura hamulosa
104
Fig. 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés
L’histogramme montre:
- l’apparition simultanée des quatre espèces aux mois de janvier, février, mars et août,
- une prévalence maximale en:
• avril et septembre pour Raillietina echinobothrida (100%),
• novembre, janvier, février et juin pour R cestillus (50%),
• avril pour R. tetragona (66,67%),
• janvier à mars et juillet à septembre pour Davainea proglottina (16,67%),
- une prévalence minimale:
• de décembre à mars et de mai à août et en octobre pour R. echinobothrida (83,33%),
• de mars à mai et de juillet à septembre pour R. cestillus (16,67%,
•en décembre, février et mars pour R. tetragona,
• de janvier à mars et de juillet à septembre pour D. proglottina,
- une prévalence nulle en :
•octobre pour R. cestillus,
• juillet et septembre pour R. tetragona,
• novembre, décembre, avril à juin et octobre pour D. proglottina.
0
20
40
60
80
100
120
Po
urc
enta
ge
Mois
Raillietina cesticillus
Raillietina tetragona
Raillietina echinobothrida
Davainea proglottina
105
Fig.33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés
La figure illustre,
- l’association des trois espèces au mois de mai,
- la disparition d’Amoebotaenia cuneata le reste de l’année, de Choanotaenia infundibulum
au cours des mois de février, mars et août et celle d’Hymenolepis carioca au mois de
septembre,
- les prévalences, maximale (66,67%), minimale (16,67%) et nulle respectivement au mois
de février; aux mois de mars et d’avril et au mois de septembre pour Hymenolepis carioca.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Po
urc
etag
e
Mois
Hymenolepis carioca
Choanotaeniainfundibulum
106
Fig. 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes
La plus forte prévalence de Postharmostomum gallinum, se voit en décembre et mars (50%),
la plus faible en novembre, juin août et octobre (16,67%). Pour les mois restants; la
prévalence est nulle.
La prévalence de Brachylaema est nulle pendant dix mois de l’année, un taux faible (16,67%)
est enregistré aux mois de décembre et mars.
Pour l’ensemble des espèces, les variations saisonnières de la prévalence des espèces,
ne sont pas significatives (p >0,05).
2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet
Les 18 espèces et genres d’helminthes se distribuent de façon hétérogène le long du
tube digestif et occupent ses différentes parties: œsophage, jabot, gésier, duodénum, jéjunum,
caecum et rectum avec une différence très significative (p<0,05) (Tableau XV)
0
10
20
30
40
50
60
Po
urc
enta
ge
Mois
Postharmostomumcommutatum
Brachylaema sp
107
Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet
Localisation
Espèces
Tube digestif (%)
œsophage jabot gésier duodénum jéjunum caecum rectum
Capillaria annulata 55 45
Capillaria caudinflata 32 68
Capillaria anatis 100
Gongylonema ingluvicola 50 50
Cheilospirura hamulosa 100
Ascaridia galli 15 85
Subulura brumpti 100
Heterakis gallinarum 100
Davainea proglottina 100
Hymenolepis carioca 86 14
Amoebotaenia cuneata 100
Choanotaenia infundibulum 9 91
Raillietina cesticillus 9 91
Raillietina tetragona 97 3
Raillietina echinobothrida 0,46 86 13,85
Postharmostomum gallinum 100
Brachylaema sp 100
Prosthorhynchus sp 84 16
La plupart des parasites montrent des affinités particulières pour certains sites :
- 100 % des Heterakis gallinarum, Subulura brumpti, Capillaria anatis et Postharmostomum
gallinum sont localisées au niveau du caecum.
- Davainea proglottina (100 %), Amoebotaenia cuneata (100 %) et Hymenolepis carioca (86
%) dominent au niveau du duodénum.
- Gongylonema ingluvicola et Capillaria annulata occupent préférentiellement l’œsophage et
le jabot.
108
Nous n’avons pas observé de changements de répartition des parasites puisqu’ils occupent les
microhabitats signalés dans la littérature. Il apparait par ailleurs que deux à cinq espèces
partagent le même site.
2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions)
De façon générale, l’état de santé des poulets était visiblement bon, les animaux
étaient actifs et de comportement normal. Cependant quelques sujets présentaient des signes
particuliers comme plumage ébouriffé ou arraché, attitude anormale. Les troubles digestifs
étaient représentés essentiellement par des diarrhées souvent hémorragiques.
L’autopsie a révélé la présence de certaines anomalies (déviation de la crête sternale, carcasse
cachectique, ascite) et de plusieurs types de lésions à divers niveaux du tube digestif :
- jabot et œsophage: inflammation catarrhale, muqueuse épaisse, plissée et rugueuse plus ou
moins fétide.
- proventricule: épaississement de la paroi, hypersécrétion de mucus, présence de taches
rougeâtres (ulcérations). Nous n’avons cependant pas rencontré de parasites à ce niveau,
- gésier: inflammations nodulaires, couche cornée nécrosée.
- intestin grêle: entérite catarrhale souvent hémorragique, inflammation nodulaire, présence de
caillots sanguins, intestin ballonné, paroi intestinale épaissie, et un mucus abondant parfois
orangé.
- caecum: paroi épaissie ou très dilatée avec une couleur rouge-brun, des hémorragies et des
caillots de sang dans la lumière cæcale.
2.2. Discussion
La prévalence élevée et la diversité de la faune helminthique parasite du tractus
digestif du poulet fermier de la région d’Oran seraient essentiellement liées au mode
d’élevage traditionnel. Celui-ci soumet les animaux à un risque permanent d’infestation par
l’ingestion régulière de terre ou d’aliments souillés par les œufs d’helminthes et divers
invertébrés (insectes, vers de terre…) susceptibles d’intervenir comme hôtes intermédiaires.
Ces possibilités d’infestation s’expliquent en effet par les cycles biologiques des espèces en
cause :
- L’infestation par les espèces de nématodes à cycle monoxène (Heterakis gallinarum et
Ascaridia galli) est due à l’ingestion des œufs (contenant la larve infestante L2) qui sont
disséminés dans le milieu extérieur, puis :
éclosion dans le tube digestif
109
libération des larves L2
évolution vers la forme adulte
L’infestation par les espèces à cycle dixène est due :
- dans le cas des nématodes, à l’ingestion de vers de terre (Capillaria annulata et C.
caudinflata) ; d’un insecte coléoptère ou dictyoptère (Subulura brumpti); d’un insecte
coléoptère ou orthoptère (Gongylonema ingluvicola) et d’un insecte orthoptère ou coléoptère
(Cheilospirura hamulosa) :
libération des larves L3
évolution vers la forme adulte
Quant à Capillaria anatis, sa biologie n’est pas connue.
- dans le cas des cestodes, à l’ingestion d’un mollusque (gastéropode pulmoné, terrestre :
limacidés ou hélicidés) (Davainea proglottina); d’un insecte hyménoptère (Raillietina
tetragona et Raillietina echinobothrida), d’un insecte coléoptère (Raillietina cestillus et
Hymenolepis carioca), d’un insecte coléoptère, hyménoptère ou orthoptère (Choanotaenia
infundibulum) et d’un ver de terre (Amoebotaenia cuneata):
libération du cysticercoïde
évolution vers la forme adulte
L’infestation par les espèces à cycle hétéroxène, cas des trématodes (Postharmostomum
gallinum et Brachylaima), à l’ingestion d’un mollusque terrestre :
dékystement de la métacercaire
évolution vers la forme adulte
Comme la plupart de ces helminthes parasitent d’autres espèces de volaille domestique, les
sources de contamination sont nombreuses, hormis la possibilité qu’un poulet parasité puisse
se réinfester à partir de ses fientes. La période prépatente étant en général de quelques jours à
quelques semaines.
Les espèces inventoriées ont été enregistrées avec des prévalences différentes qui sont
difficiles à interpréter. Le degré de résistance des œufs varie selon les espèces et le milieu
extérieur, ce dernier peut réunir ou non les conditions favorables (température, degré
hygrométrique…) à leur survie ou à leur développement. Quant aux différents invertébrés qui
interviennent comme intermédiaires, ils sont très répandus et omniprésents dans le sol et leur
contact avec le poulet est quasi permanent.
La forte prévalence de Raillietina echinobothrida a été rapportée par Ashenafi et Eshetu
(2004) dans une étude réalisée en Ethiopie.
110
D’autres espèces n’ont pas été rencontrées au cours de cette étude telle que Hymenolepis
cantaniana citée par Abdelqader et al (2008), dont les travaux menés dans l’Est de la
Jordanie, ont mis en évidence 11 espèces. C’est le cas aussi de Notocotylus gallinarum et du
genre Tetrameres sp signalés au Maroc par Hassouni et Belghyti (2006) parmi les 13 espèces
d’helminthes identifiées.
Selon les données bibliographiques, le poulet domestique est l’hôte de plusieurs autres
espèces d’helminthes que nous avons citées en annexe 6.
Des taux de parasitisme élevés ont été constatés chez les poulets de race locale élevés
sous le système extensif en Afrique, 100% dans l’Est de Ghana (Poulsen et al., 2000) et à
Lusaka en Zambie (Ziela, 1999), 95.2% dans le centre de la Zambie (Phiri et al., 2007),
95,7% à Zaria au Nigeria (Fatihu et al., 1991) et 89.9% dans la région du Gharb au Maroc
(Hassouni et Belghyti, 2006).
Des taux aussi importants ont été signalés dans plusieurs pays d’Asie : 72.0% en Inde (Katoch
et al., 2012), 100% au Bangladesh (Rabbi et al., 2006), 83.71% en Thaïlande (Na Ayudhya et
Sangvaranonda, 1997); 96% en Iran (Eslami et al., 2009) et 73,1% au Nord de la Jordanie
(Abdelqader et al., 2008). Köse et ses collaborateurs (2009) ont signalé un taux de 58% en
Turquie.
Selon plusieurs études comparatives, le taux de parasitisme est remarquablement plus faible
chez les poulets exotiques exploités sous le système intensif et semi-intensif que celui
constaté chez les poulets locaux élevés sous le système traditionnel. Ziela (1999) a enregistré
une valeur de 12,5% pour l’élevage semi-intensif et 2,5% chez les poulets exploités sous le
système intensif en Zambie, avec comme espèces les plus prévalentes Ascaridia galli et
Heterakis gallinarum. Ce taux est de 11,8% pour les poulets importés au Nigeria, les espèces
en cause sont Ascaridia galli et Raillietina. tetragona (Fatihu et al., 1991).
L’évaluation statistique a indiqué que la saison et le sexe du poulet n’ont pas d’effet
sur le taux de parasitisme total et par espèce d’helminthes. Ce résultat serait en partie lié à
l’échantillonnage insuffisant. Cependant Poulsen et al., (2000) n’ont observé aucune relation
entre le sexe des hôtes et la prévalence des espèces d’helminthes parasites lors de leurs
travaux effectués en Ethiopie. La même constatation a été faite par Hassouni et Belghyti
(2006) et Mpoame et Agbede (1995). Ces derniers ont toutefois noté une différence
significative des prévalences d’Ascaridia. galli selon le sexe, cette espèce étant plus répandue
chez les sujets mâles que femelles. Pour Abdelqader et al (2008), A. galli et Raillietina.
cesticillus ont des prévalences plus importantes chez les mâles, à l’inverse C. infundibulum et
H. carioca sont plus répandus chez les femelles. Martin et al., (1987) ont émis l’hypothèse
111
que ces différences de prévalence entre les deux sexes seraient liées à un phénomène
hormonal.
La dispersion des parasites au sein des hôtes, telle que nous l’avons notée, crée une
hétérogénéité de la compétition interspécifique pour l'espace et les ressources au sein de
chaque infrapopulation (Gbessi, 1998). Cette hypothèse expliquerait la variation de
l’abondance moyenne des espèces.
Les manifestations cliniques et histologiques que nous avons observées dans le tube
digestif, sont dues à la présence des helminthes mais probablement aussi à d’autres affections
digestives, bactériennes (colibacillose, salmonellose), fongiques (candidose) ou parasitaires
(coccidiose, histomonose) vu l’absence de contrôle sanitaire qui caractérise ce type d’élevage.
Selon Soulsby (1982), la plupart des espèces d’helminthes sont pathogènes pour la volaille et
peuvent causer entérite, ulcération, anorexie, émaciation voire mort en cas d’infestation
massive.
Il est difficile de faire le lien entre le parasitisme par les helminthes du tube digestif et
le poids des poulets de ferme. Ces derniers sont déjà sous l’influence de divers paramètres,
conditions climatiques, malnutrition, présence d’autres groupes d’agents pathogènes
(endoparasites et ectoparasites, virus, bactéries). Euzéby (1966) a rapporté l’effet de
quelques espèces de cestodes (Davainea proglottina, Raillietina cesticillus…) sur la
croissance des poulets.
L’effet des helminthoses sur le gain du poids a été démontré par Ziela (1999) et Katoch et al
(2012). Ces auteurs ont administré un anthelminthique à un groupe de poulets élevés sous le
système traditionnel et comparé leur poids avec celui de poulets témoins. Les résultats ont
montré que ces derniers sont de poids plus faible.
112
CONCLUSION
113
Le poulet domestique (Gallus gallus domesticus) est la volaille la plus répandue à
l’échelle mondiale. Son élevage revêt une grande importance économique et nutritionnelle.
L’état sanitaire des poulets représente un obstacle majeur dans l’aviculture et
particulièrement l’élevage traditionnel où les affections parasitaires sont très fréquentes.
Notre étude a concerné le parasitisme par les helminthes du tube digestif chez le poulet
de ferme, responsable de fortes mortalités chez la jeune volaille et de baisses de rendement
chez les adultes.
Nous rapportons pour la première fois à l’échelle nationale l’inventaire de 8 espèces de
nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de trématodes et un genre
d’acanthocéphales. Plusieurs espèces signalées dans la littérature n’ont pas été rencontrées. Le
taux de parasitisme global a été de 100% avec une intensité d’infestation de 136,58 parasites
par poulet. Ces résultats, qui mettent en évidence une riche faune helminthique, sont en
relation avec les conditions d’élevage constatées dans les fermes, absence de poulaillers, de
mesures d’hygiène et de contrôle sanitaire. La volaille est livrée à elle-même et bien que des
restes d’aliments lui sont distribués (pain sec, couscous, .…) elle se nourrit principalement
d’aliments prélevés par fouille (insectes, vers de terre, herbes…).Nous avons abordé aussi une
étude écologique en suivant les variations de l’abondance moyenne et de la prévalence des
espèces. L’analyse statistique montre l’absence d’effet du sexe et de la saison sur le taux de
parasitisme. Les différences de prévalence des groupes d’helminthes sont par contre
significatives, les cestodes (98,61 %) et les nématodes (97,22 %) prédominent sur les
trématodes (20,83 %) et les acanthocéphales 2,7 %). Ces différents vers occupent les mêmes
microbiotopes que ceux déjà indiqués dans la littérature.
Ces résultats mettent en évidence l’intérêt de l’étude des parasites du poulet local en général
et de poursuivre en particulier notre recherche avec un échantillonnage plus large. Ceci
permettrait de compléter l’inventaire des helminthes parasites du tube digestif et de mieux
cerner les aspects liés à leur bio-écologie. Une infestation par les vers pourrait être facilement
contrôlée par des mesures sanitaires simples et par l’utilisation d’anthelminthiques efficaces.
Selon Ziela (1999) et Katoch et al (2012), l’administration de ces produits chez les jeunes
sujets peut améliorer le rendement de l’élevage traditionnel. Pour une meilleure rentabilité de
leurs exploitations qui n’exigent que peu d’investissement, les éleveurs doivent être
sensibilisés sur l’intérêt des mesures prophylactiques. Celles-ci doivent combiner hygiène de
l’habitat, amélioration des techniques d’élevage et contrôle sanitaire. Les autorités devraient
contribuer à impulser une nouvelle dynamique à ce système d’élevage pour répondre aux
besoins du consommateur et sauvegarder la biodiversité locale.
114
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
115
Abbas K. (1996). Eléments de situation des productions animales et du secteur avicole en
Algérie. INRA .Algérie. 15p.
Abdelqader A., Gauly M., Wollny C.B.A., Abo-Shehada M.N. (2008). Prevalence and
burden of gastrointestinal helminthes among local chickens, in northern Jordan. Preventive
Veterinary Medicine 85: 17-22.
A.A.C. (2006). Agriculture et Agroalimentaire Canada. Marché de la volaille. Production et
commerce de poulet à l’échelle mondiale.
Akouango F., Mouangou F., Ganongo G. (2004). Phénotypes et performances d’élevage
chez des populations locales de volailles à Brazzaville. Cah. Agric., 13, 257-262. In Moula
N.,Antoine-Moussiaux N., Farnir F., Detilleux J., Leroy P.(2009).Réhabilitation
socioéconomique d’une poule locale en voie d’extinction: la poule Kabyle (Thayazit
lekvayel). Ann. Méd. Vét., 153 : 178-186.
Akouango F., Bandtaba P., Ngokaka C. (2010). Croissance pondérale et productivité de la
poule locale Gallus domesticus en élevage fermier au Congo. Animal Genetic Resources, 46 :
61-65.
Alamargot. J. (1982). Appareil digestif et ses annexes, appareil respiratoire, appareil urinaire,
nécropsie d'un oiseau, principales lésions des volailles.Manuel d'anatomie et d'autopsie
aviaires. Ed. Le point vétérinaire, 15- 129. In Beghoul S. (2006). Bilan lésionnel des autopsies
des volailles effectuées au niveau du laboratoire vétérinaire régional de Constantine. Magister.
Médecine Vétérinaire. Université Mentouri. Constantine.
Alassane M. A. (2004). Contribution à la production du poulet biologique au Benin, Thèse
Ingénieur Agronome. Université D’Abomey-Calavi.
Amin O.M., Canaris A.G., Kinsella J.M. (1999). A taxonomic reconsideration of the genus
Plagiorhynchus(Acanthocephala: Plagiorhynchidae), with descriptions of South African
Plagiorhynchus (Prosthorhynchus) cylindraceus from shore birds and P. (P.) malayensis, and
a key to the species of the subgenus Prosthorhynchus. Journal of the Helminthological
Society of Washington 66: 123-132.
Amin O.M. (1985). Classification. In: Crompton DWT, Nickol BB (Eds) Biology of the
Acanthocephala. Cambridge University Press, Cambridge, 27-72.
Angel L.M., Mutze G.J. (1987). On the occurrence of Brachylaima sp. (Trematoda) in the
feral house mouse, Mus musculus, in South Australia. Transactions of the Royal Society of
South Australia 3: 121-122. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle
stages of Brachylaima cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered
from human faeces in Australia. Systematic Parasitology 49: 211-221.
116
Appleby M.C., Hughes B.O., Elson H.A. (1992). Poultry production systems: behaviour,
management and welfare. Wallingford C.A.B. International, Oxon, UK. pp 238. In European
Commission TheWelfare of Chickens Kept for Meat Production (Broilers). Report of the
Scientific Committee on Animal Health and Animal Welfare, Adopted 21 March 2000, 150p.
Ash L. R., Orihel T. C. (1991). Parasites: a guide to laboratory procedures and identification.
ASCP Press. American Society of Clinical Parasitologists. Chicago. In McLaughlin D.
(2003). Protocoles du réseau d'évaluation et de surveillance écologiques pour mesurer la
biodiversité: parasites des oiseaux. Université Concordia Montréal.
Ashenafi H., Eshetu Y. (2004). Study on Gastrointestinal Helminths of Local Chickens in
Central Ethiopia. Revue Méd. Vét, 155 : 504-507.
Barkok A. (2008). Revue du secteur avicole : Structure et importance des secteurs avicoles
commerciaux et traditionnels au Maroc. Organisation Des Nations Unies Pour L’alimentation
et l’agriculture(FAO).
Barus V., Blazek K. (1970). Studies on the nematode Subulura sactoria. III. Development in
the definitive host. Folia Parasitol. (Prague) 17, 141–151. In Baker D. G. (2007). Flynn’s
Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Beghoul S. (2006). Bilan lésionnel des autopsies des volailles effectuées au niveau du
laboratoire vétérinaire régional de Constantine. Magister. Médecine Vétérinaire. Université
Mentouri. Constantine.
Belaid B. (1993). Notion de zootechnie générale. Office des publications universitaires.
Alger. In Djerou Z. (2006). Influence des conditions d’élevage sur les performances chez le
poulet de chair. Magister. Médecine Vétérinaire. Université Mentouri. Constantine.
Bisimwa C. (2004). Les principales races en aviculture. In Huart A., Bindelle J. (2004).
Troupeaux et Cultures des Tropiques. Centre Agronomique et Vétérinaire Tropical de
Kinshasa
Blin C., Maimaiti A., Fayed P., Berto N., Sailly S., Boukla S. (2011). Etude de marché : La
volaille. M1 Agroalimentaire.Université Lille1. Sciences et Technologies.
Bonou C. H. (1987). L’appareil Digestif de la poule: Histologie Normale et Histologie
Pathologique de la maladie de Newcastle. Thèse. Doctorat. Sciences Vétérinaires. Ecole Inter-
états Des Sciences Vétérinaires. Université Cheikh Anta Diop. Dakar.
Bouziani A. (2009). Histoire d’une Réussite: Le Challenge du Groupe Industriel ONAB, La
Lettre D’algex. l’Agence Nationale de promotion du commerce extérieur. Lettre bimensuelle
n°28 El-Harrach-Alger. Décembre 2009.
117
Branckaert R.D.S., Guèye E.F. (1999). FAO’s program for support to family poultry
production. In Dolberg, Petersen P.H. Poultry as a Tool in Poverty Eradication and
Promotion of Gender Equality, 244-256 pp. Proceedings workshop. March 22-26. 1999. Tune
Landboskole, Denmark. In Sonaiya E.B., Swan S.E.J. (2004). Small-Scale Poultry
Production. Food and agriculture organization of the United Nations. Rome. 120p.
Brugere-Picoux J., Silim A. (1992). Manuel de pathologie aviaire. Ecole nationale
vétérinaire d'Alfort. France. 381 p.
Bush A.O., Lafferty K.D., Lotz J.M., Shostak A.W. (1997). Parasitology meets ecology in
its own terms. Journal of Parasitology 83, 575-583. In Combes C (1995). Interactions
durables. Écologie et Évolution du parasitisme, Masson. Paris 518 p.
Butcher A.R., Talbot G.A., Norton R.E., Kirk M.D., Cribb T.H., Forsyth J.R.L., Knight
B., Cameron A.S. (1996). Locally acquired Brachylaima sp. (Digenea: Brachylaimidae)
intestinal fluke infection in two South Australian infants. Medical Journal of Australia 164:
475-478. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle stages of
Brachylaima cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered from
human faeces in Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
Butcher A.R., Parasuramar P., Thompson C.S., Grove D.I. (1998). First report of the
isolation of an adult worm of the genus Brachylaima (Digenea: Brachylaimidae), from the
gastrointestinal tract of a human. International Journal for Parasitology 28: 607-610. In
Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi
n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered from human faeces in
Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi
n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered from human faeces in
Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
Champ M., Szylit O. (1981). The influence of microflora on the breakdown of maize starch
granules in the digestive tract of chicken. Poultry Science 60, 179-187. In Rougière. (2010).
P22.
Champ M. (1985). Digestion des glucides chez le monogastrique. Reproduction Nutrition
Développement 25, 819-842. In Rougière. (2010). P22.
Chandler A.C., Rausch R.L. (1949). A contribution to the study of certain avian strigeids
(Trematoda). J. Parasit. 34: 207-210. In Schmidt G.D., Olsen O.W. (1964). Life Cycle and
Development of Prosthorhynchus formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926, an
Acanthocephalan Parasite of Birds. The Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6, p. 721-730.
118
Chubb L.G., Freeman B.M., Wakelin D. (1964). The effect of Capillaria obsignata,
Madsen, 1945, on the vitamin A and ascorbic acid metabolism in the domestic fowl. Res. Vet.
Sci. 5, 154–160. In Morishita T. Y., Schaul J. C., (2007). Parasites of Birds, in Baker D. G.
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
CICA (2004). Chambre Algérienne du Commerce et de l’industrie. Rapport de Présentation
du Secteur Agro-Alimentaire En Algérie, Projet Emed Commission Européenne, Septembre
2004, 33p.
Collias N.E., Collias E.C. (1967). A field study of the red jungle fowl in North Central India.
Condor 69:360-386. In Reports of the Scientific Committee on Animal Health and Animal
Welfare of the European Union. 2000. The Welfare of Chickens Kept for Meat Production
(Broilers).
Conseil de l’Europe (1995). Recommandation concernant les poules domestiques (Gallus
gallus) adoptée par le Comité Permanent.28 novembre 1995. 30ème réunion.
Cram E.B. (1930). New host records for Strongyloides avium. J. Parasitol. 17, 55–56. In
Baker D. G. Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell
Publishing. 217- 301.
Cram E.B. (1931). Developmental stages of some nematodes of the Spiruroidea parasite in
poultry and game birds. U.S. Dept. Agric. Tech. Bull. No. 227, 1–27. In Baker D. G. (2007).
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Crawford R.D. (2003). Poultry Breeding and Genetics. 3ème Impression, Elsevier B.V. The
Netherlands. 162p.
Cribb T.H. (1990). Introduction of a Brachylaima species (Digenea: Brachylaimidae) to
Australia. International Journal for Parasitology 20: 789-796. In Butcher A. R., Grove D. I.
(2001).Description of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi n.sp. (Digenea:
Brachylaimidae) derived from eggs recovered from human faeces in Australia. Systematic
Parasitology 49: 211-221.
Cribb T.H. (1992). The Brachylaimidae (Trematoda: Digenea) of Australian native mammals
and birds, including descriptions of Dasyurotrema n.g. and four new species of Brachylaima.
Systematic Parasitology 22: 45-72.
Cribb T.H., O’Callaghan M. (1992). An unusual trematode infecting domestic chickens.
Australian Veterinary Journal. 69: 69 – 70. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description
of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from
eggs recovered from human faeces in Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
119
Crompton D.W.T., Nickol B.B. (1985). Biology of the Acanthocephala. Cambridge
University Press, Cambridge, 27-72.
Cuvillier E. (1934). New bird hosts for the acanthocephalid Plagiorhynchus formosus
(Echinorhynchidae). Proc. Helm. Soc. Wash. I: 63. In Schmidt G.D., Olsen O.W. (1964). Life
Cycle and Development of Prosthorhynchus formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926,
an Acanthocephalan Parasite of Birds. The Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6.
Delacour J. (1977). The Pheasants of the World. 2nd edition. Spur Publications, Hindhead,
Surrey. In Crawford R.D. (2003). Poultry Breeding and Genetics. 3ème impression. Elsevier
B.V. The Netherlands.162p.
Del Hoyo J., Elliot A., Sargatal J. (1994). Handbook of the Birds of the World. Vol. 2. Lynx
Editions, Barcelona, 434-557. In Kan X.-Z., Yang J.-K., Li X.-F., Chen L., Lei Z.-P., Wang
M., Qian C.-J., Gao H., Yang Z.-Y. (2010). Phylogeny of major lineages of galliform birds
(Aves: Galliformes) based on complete mitochondrial genomes. FUNPEC-RP Genetics and
Molecular Research 9 (3): 1625-1633.
Denbow M. (2000). Gastrointestinal anatomy and physiology. In Sturkie's avian physiology,
ed. Press A. in Rougière, 2010. P23.
De Pury P. (1968). Comment élever les poules.3ème Ed. Cle Yaounde. Cameroun.
Dimitrova Z., Georgiev B.B., Genov T. (2000). Review of the avian acanthocephalans from
Bulgaria. Acta Zoologica Bulgarica 52: 3-22. In Dimitrova Z.M. (2009). Occurrence of
cystacanths of Plagiorhynchus cylindraceus (Acanthocephala) in the terrestrial isopods
Trachelipus squamuliger and Armadillidium vulgare (Oniscidea) in Bulgaria.Acta
Parasitologica, 54(1), 53–56.
Diop A. (1982). Le poulet de chair au Sénégal production-commercialisation perspectives de
développement. Thèse. Doctorat. Sciences Vétérinaires. Ecole Inter-états des Sciences et
Médecine Vétérinaires. Université de Dakar.
Djerou Z. (2006). Influence des conditions d’élevage sur les performances chez le poulet de
chair. Magister. Médecine Vétérinaire. Université Mentouri De Constantine.148p.
Dorémus-Mege C., Gaudard C., Horman D., Hermelin B., Grodent J.J. (2004).
Exportations de poulets: l’Europe plume l’Afrique. Une campagne pour le droit à la
protection des marchés agricoles. (Agir Ici/CCFD/Gresea/GRET/SOS Faim Belgique).20p.
Duke G.E. (1986). Alimentary canal: Secretion and digestion, special digestive functions and
absorption. In Avian Physiology. Ed. Sturkie PD, pp. 289-302. Springer- Verlag, New York.
In Rougière, 2010. P23
120
Endo M., Inoue I. (1989). Observations on tetrameriasis in race pigeons (Columba livia var.
domestica). Bull. Coll. Agric. Vet. Med. Nihoir Univ. 46, 83–88. in Baker D. G. (2007).
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Eslami A., Ghaemi P., Rahbari S. (2009). Parasitic Infections of Free-Range Chickens from
Golestan Province, Iran. Iranian J Parasitol: Vol. 4, No.3. p 10-14.
Euzéby J. (1961). Les maladies vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur
la pathologie humaine. Tome I. Maladies dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot
Frères. Paris.
Euzéby J. (1963). Les maladies vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur
la pathologie humaine. Tome I. Maladies dues aux Némathelminthes. 2ème Fascicule Ed.Vigot
Frères. Paris.
Euzéby J. (1966). Les maladies vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur
la pathologie humaine. Tome II. Maladies dues aux Plathelminthes. 1er Fascicule Ed.Vigot
Frères. Paris.
Eynard L. (1956). Thèse Doctorat. Vétérinaire. Lyon. In Euzéby J. (1966). Les maladies
vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome II.
Maladies dues aux Plathelminthes. 1er Fascicule Ed.Vigot Frères. Paris.
Faouzi K., El Omari N., Tmiri N., Jaouzit T. (2000). Health and Management Constraints
To Family Poultry Development In Morocco. Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II
Rabat. Morocco.
Fatihu M.Y., Ogbogu V.C., Njoku C.O., Saror D.I. (1991). Etudes comparatives des
helminthes gastro-intestinaux chez les poulets à Zaria, Nigeria. Revue Elev. Méd. vét. Pays
trop. 44 (2) : 175-177.
Feliachi. K. (2003). Rapport National sur les Ressources Génétiques Animales: Algérie.
Commission nationale AnGR. Ministère de l’Agriculture et du Développement Rural. 46p.
Feliu C., Mas-Coma S., Montoliu I., Gallego J., (1986). Brachylaima simoni sp. n.
(Trematoda: Brachylaimidae), a parasite of the shrew Crocidura russula (Hermann, 1780)
(Insectivora: Soricidae) from the Pityusic island of Ibiza (Balearics). Helminthologia 23: 65 –
72. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle stages of Brachylaima
cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered from human faeces in
Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
Ferrah A. (1993). Bases économiques et techniques de l’industrie d’accouvage « chair » et
« ponte », en Algérie. ITPE. In Abbas K. (1996). Eléments de situation des productions
animales et du secteur avicole en Algérie. INRA. Algérie.
121
Fosta J.C. (2008). Caractérisation des populations de poules locales (Gallus gallus) au
Cameroun. Génétique animale/Génétique animale et Systèmes de Production. Thèse.Doctorat.
Université de Dschang. Cameroun.
Fournier A. (2005). L'élevage des poules. Ed. Artémis. Losange.
Fumihito A., Miyake T., Sumi S., Takada M., Ohno S., Kondo N. (1994). One subspecies
of the red jungle fowl (Gallus gallus) suffices as the matriarchic ancestor of all indigenous
breeds. Proc Nart Acad Set USA 91:12509.
Fumihito A., Mitake T., Takada M., Shingu R., Endo T, Gojbori T., Kondo N., Ohno S.
(1996). Monphyletic origin and unique dispersal patterns of domestic fowls. Proceedings of
the National Academy of Sciences USA, 93, 6792–6796.
Gbessi C., (1998). Nématodes, acariens et insectes parasites des oiseaux de la basse-cour
dans le Département du Mono. Mémoire. Fin d’études. Université d’Abomey-Calavi. In
Salifou S., Goudegnon M., Pangui L. J., Toguebaye B. S. (2003). Faune parasitaire
helminthique du tube digestif et de la trachée de la pintade domestique (Numida meleagris
galeata) dans le Nord - Est du Bénin. Revue Africaine de Santé et de Productions Animales
(RASPA) Vol.1 N°1 :25-29.
Georgiev B., Biserkov V., Genov T. (1986). In toto staining method for cestodes with iron
acetocarmine. Helminthologia. 23: 279-281.
Gibson E.A. et al., (1957). Vét. Rec.69.754. In Euzéby J. (1961). Les maladies vermineuses
des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome I. Maladies
dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot Frères. Paris.
Gibson D.I., Jones A. et R.A. Bray, (2002). Keys to the Trematoda, Vol. 1. CAB
International and The Natural History Museum, London.
Gomes D.C., Menezes R.C., Vicente J.J., Lanfredi R.M., Pinto R.M. (2004). New
morphological data on Cheilospirura hamulosa (Nematoda, Acuarioidea) by means of bright-
field and scanning electron microscopy. Parasitol. Res. 92, 225–231. In Baker D. G. (2007).
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Grassé P.P. (1961). Traité de zoologie anatomie, systématique, biologie. Plathelminthes,
Mésozoaires, Acanthocéphales, Némertiens. Tome IV. 1er fascicule. Masson et Cie . Paris.
Griner L.A., Migaki G., Penner L.R., McKee A.E. Jr. (1977). Heterakidosis and nodular
granulomas caused by Heterakis isolonche in the caeca of gallinaceous birds. Vet. Pathol. 14,
582–590. In Baker D. G. (2007). Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA.
Blackwell Publishing. 217- 301.
122
Guèye E. F., Besseiw (1995). La poule locale sénégalaise dans le contexte villageois et les
possibilités d’amélioration de ses performances. Paper presented at ANRPD workshop and
general meeting, 13-16 june Addis Ababa. In Traore E. (2006). Première évaluation de la
structure et de l’importance du secteur avicole commercial et familial en Afrique de l’Ouest.
Sénégal.
Halbouche M., Dahloum L., Mouats A., Didi M., Ghali S., Boudjenah W., Fellahi A.
(2009). Inventaire phénotypique des populations avicoles locales dans le Nord-Ouest algérien.
Caractérisation morphologique des animaux et des œufs. Actes des 1ères Journées D’étude
Ressources Génétiques Avicoles Locales: Potentiel et Perspectives de Valorisation. 23-24
Juin. Mostaganem.
Harrison C.J.O. (1978). A new jungle-fowl from the Pleistocene of Europe. J.Archacol. Sci.
5:373-376. In Crawford R.D. (2003). Poultry Breeding and Genetics.3rd Edition. Elsevier
B.V. Les Pays-Bas.
Harris R.B.S. (2000). Leptin much more than a satiety signal. Annu. Rev. Nut. 20: 45- 75. In
Addou-Benounan S. (2008). Conséquences de l’adaptation à un régime hyperprotéique sur la
structure de l’épithélium intestinal chez le rat Wistar. Thèse Doctorat. AgroParisTech. Ecole
doctorale ABIES.
Hassan M.K., Azzam A.H. (2006). Control of Very Virulent Infectious Bursal Disease
(Vvibdv) In Rural Poultry in Egypt. In Improving farmyard poultry production in Africa:
Interventions and their economic assessment, IAEA. Austria.
Hassouni T., Belghyti D. (2006). Distribution of gastrointestinal helminths in chicken farms
in the Gharb region, Morocco. Parasitol Res 99: 181–183.
Hermsdorff G.E. (1929). Acuarioses des oiseaux domestiques. Thèse Doct. Vét. Paris. In
Euzéby J. (1961). Les maladies vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur
la pathologie humaine. Tome I. Maladies dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot
Frères. Paris.
Hockey P.A.R., Dean W.R.J., Ryan P.G. (2005). Roberts-Birds of Southern Africa. 5th edn.
The Trustees of the John Voclcker Bird Book Fund, Cape Town. In Kan X.-Z., Yang J.-K., Li
X.-F., Chen L., Lei Z.-P., Wang M., Qian C.-J., Gao H., Yang Z.-Y. (2010). Phylogeny of
major lineages of galliform birds (Aves: Galliformes) based on complete mitochondrial
genomes. FUNPEC-RP Genetics and Molecular Research 9 (3): 1625-1633.
Hodges R.D., (1974). The histology of the fowl. Academic Press, New York. In Rougière,
2010. P23
123
Horman D. (2004). Le poulet africain étouffé par l’Europe. Erik Rydberg. GRESEA (Groupe
de Recherche pour une Stratégie économique alternative). Bruxelles.136p.
Howard R., Moore A. (1984). A Complete Checklist of Birds of the World, revised edition,
Macmillan, London. In Crawford R.D. (2003) Poultry Breeding and Genetics. 3ème
Impression, El Sevier B.V. The Netherlands. 162p.
Hunter W. S., Quay T.L. (1953). An ecological study of the helminth fauna of
Macgillivray's seaside sparrow, Ammospiza maritima macgillivraii (Audubon). Am. MidI.
Nat. 50: 407-413. In Schmidt G.D., Olsen O.W. (1964). Life cycle and development of
Prosthorhynchus formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926, an Acanthocephalan Parasite
of Birds. The Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6, p. 721-730.
Ideris A., Ibrahim A.L., Spradbrow P.B. (1990) Vaccination of chickens against Newcastle
disease with a food pellet vaccine. Avian Pathology 19: 371-384. In EL-Yuguda A.D., Ngulde
I.S., Abubakar M.B., Baba S.S. (2007). Indices de santé, de conduite et de production des
poulets villageois dans des communautés rurales sélectionnées de l’Etat de Borno (Nigeria).
Aviculture Familiale Vol. 17, No. 1 et 2 : 42-49 p.
Jones M. (1928). An acanthocephalid, Plagiorhynchus formosus, from the chicken and the
robin. J. Agr. Res. 36: 773-775. In Schmidt G.D., Olsen O.W. (1964). Life Cycle and
Development of Prosthorhynchus formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926, an
Acanthocephalan Parasite of Birds. The Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6, p. 721-730.
Kamiya H., Machida M. (1977). Brachylaima ishigakiense n. sp. (Trematoda,
Brachylaimidae) from roof rat, Rattus rattus Linnaeus. Bulletin of the National Science
Museum, Tokoyo, A Zoology 3: 125-129. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description
of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from
eggs recovered from human faeces in Australia. Systematic Parasitology 49: 211-221.
Katoch R., Yadav A., Godara R., Khajuria J. K. (2012). Prevalence and impact of
gastrointestinal helminths on body weight gain in backyard chickens in subtropical and humid
zone of Jammu, India. J. Parasitol. Dis.
Ketelaars, Saxena. (1992). in Daghir N.J. (2008). Poultry Production in Hot Climates. 2ndE
Ed. CABI Publishing. UK.
Khokhlova I.G. (1986). Acanthocephalans of terrestrial vertebrates from the fauna of USSR.
Nauka, Moscow; 277 p. In Dimitrova Z.M. (2009). Occurrence of cystacanths of
Plagiorhynchus cylindraceus (Acanthocephala) in the terrestrial isopods Trachelipus
squamuliger and Armadillidium vulgare (Oniscidea) in Bulgaria. Acta Parasitologica, 54(1),
53–56.
124
Köse M., Kircali Sevimli F., Küpeli kozan E., Sert Çiçek H. (2009). Prevalence of
Gastrointestinal Helminthes in Chickens in Afyonkarahisar District, Turkey. Kafkas Univ Vet
Fak Derg 15 (3): 411-416.
Krahnert T. (1953). Monatsh, für Veterinarmedizin. 8. 33. In Euzéby J. (1961). Les maladies
vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome I.
Maladies dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot Frères. Paris.
Kwenkan P.Y. (2001). Poultry production and poultry diseases in tropics, Cameroon
(Unpublished textbook). In Abubakar M.B., Ambali A.G., Tamjdot T. (2007). Elevage de
poulets villageois: contraintes limitant la production de poulets villageois dans certaines zones
du Nigeria et du Cameroun. Aviculture Familiale Vol. 17, No. 1 et 2:59-64.
Larbier M., Leclercq B. (1992). Nutrition et alimentation des volailles. Ed. INRA.Paris.
Mackerras M.J. (1957). Aust.J.Sci. 19.230. In Euzéby J. (1961). Les maladies vermineuses
des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome I. Maladies
dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot Frères. Paris.
Margolis L., EschG. W., Holmes J.C., Kuris A.M., Schard G.A. (1982). The use of
ecological terms in parasitology. Journal of Parasitology, 68, 131-133. In Combes C (1995).
Interactions durables. Écologie et Évolution du parasitisme, Masson. Paris518 p.
Marotel G. et al., (1947). Bull. Ac. Vet. 20.41. In Euzéby J. (1961). Les maladies
vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome I.
Maladies dues aux Némathelminthes. 1er Fascicule. Ed.Vigot Frères. Paris.
Martin S.Y., Meek A.H., Willeberg P. (1987). Veterinary Epidemiology: Principles and
Methods. Iowa State University Press, Ames. In Abdelqader A., Gauly M., Wollny C.B.A.,
Abo-Shehada M.N. (2008). Prevalence and burden of gastrointestinal helminthes among local
chickens, in northern Jordan. Preventive Veterinary Medicine 85 : 17–22.
Mas-Coma S., Montoliu I. (1986). The life cycle of Brachylaima ruminae n. sp. (Trematoda:
Brachylaimidae), a parasite of rodents. Zeitschrift fur Parasitenkunde 72: 739 -753. In
Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the life-cycle stages of Brachylaima cribbi
n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs recovered from human faeces in
Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
McDougald, L.R. (2003). Cestodes and trematodes. In: Saif, Y.M., Barnes, H.J., Glisson,
J.R., Fadly, A.M., McDougald, L.R., Swayne, D.E. (2003). Diseases of Poultry, 11th Ed.,
Iowa State University Press, Ames, Iowa, 961–971
McIntosh A. (1934). Two new species of trematodes, Scaphiostomum pancreaticum n. sp.
And Postharmostomum laruei n. sp., from the chipmunk. Proc. Helm. Soc. Wash. 1 (1): 2-4.
125
In Tuggle B.N. (1977).Distribution of metacercariae of Postharmostomum helicis
(Trematoda) in the land snail Anguispira kochi strontina from Green Islend, Lake Erie. Clear
technical report N° 73. The Ohio State University Center.
McLaughlin D. (2003). Protocoles du réseau d'évaluation et de surveillance écologiques
pour mesurer la biodiversité : parasites des oiseaux. Université. Concordia Montréal. Canada.
McNab JM. (1973). The avian caeca : a review. World’s poultry Science Journal 29, 251-
263. In Rougière N. (2010). Étude comparée des paramètres digestifs des poulets issus des
lignées génétiques d+ et d- sélectionnées pour une efficacité digestive divergente. Thèse
Doctorat. Université François – Rabelais. Tours.
Menezes R.C., Tortelly R., Gomes D.C., Pinto R.M. (2003). Pathology and frequency of
Cheilospirura hamulosa (Nematoda, Acuarioidea) in Galliformes hosts from backyard flocks.
Avian Pathol. 32, 151–156. In Baker D. G. (2007).Flynn’s Parasites of Laboratory Animals.
2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Miller J.N. (1935). A study of Brachylaima (Postharmostomum) sexconvolutum, n. sp., a
trematode parasite of the deer mouse. Unpublished Ph.D. Dissertation, Ohio State University.
1-50. In Tuggle B.N. (1977). Distribution of metacercariae of Postharmostomum helicis
(Trematoda) in the land snail Anguispira kochi strontina from Green Islend, Lake Erie. Clear
technical report N° 73. The Ohio State University Center.
Mônnig H.O. (1950). Veterinary Helminthology and Entomology. The diseases of
domesticated animals caused by helminth and arthropod parasites. Baltimore. Third Ed. Great
Britain. In Pence D. B. (1994). Postharmostomiasis in Wild Turkeys in New Mexico. Journal
of Wildlife Diseases. 30(2), p 285-286.
Mpoame M., Agbede G., (1995). The gastro-intestinal helminth infections of domestic fowl
in Dschang, Western Cameroon. Rev. Ilev. Méd. Vét. Pays Trop. 48, 147-151. In Poulsen J.,
Permin A., Hindsbo O., Yelifari L., Nansen P., Bloch P. (2000). Prevalence and distribution
of gastrointestinal helminthes and haemoparasites in young scavenging chickens in upper
eastern region of Ghana,West Africa. Preventive Veterinary Medicine 45:237–245.
Moran J. (1985). Digestion and absorption of carbohydrates in fowl and events through
perinatal development. The Journal of Nutrition 115, 665-674.
Moula N., Moussiaux N., Farnir F., Detilleux J., Leroy P. (2009). Réhabilitation
socioéconomique d’une poule locale en voie d’extinction: la poule Kabyle (Thayazit
lekvayel). Ann. Méd. Vét.153, 178-186.
Na Ayudhya C.K., Sangvaranonda A. (1997). Internal Parasites in the Alimentary Tracts of
Adult Native Chickens in the Southern Part of Thailand. Kasetsart J. (Nat. Sci) 31: 407-412
126
Newsome A.L., Bafundo K.W., Wilhelm W.E. (1980). First report of Postharrnostomum
gallinurn from North America. The Journal of Parasitology 66: 864. In Pence D. B. (1994).
Postharmostomiasis in Wild Turkeys in New Mexico. Journal of Wildlife Diseases. 30(2), p
285-286.
Njue S.W., Kasiiti J.L., Macharia J.M., Garcheru S.G., Mbugua H.C.W. (2002). Health
management improvements of family poultry production in Africa: survey results from
Kenya. In EL-Yuguda I.S., Ngulde M.B., Abubakar, Baba S.S. (2007). Indices de santé, de
conduite et de production des poulets villageois dans des communautés rurales sélectionnées
de l’Etat de Borno (Nigeria). Aviculture Familiale Vol. 17, No. 1&2.
Norton R.A., Ruff M.D. (2003). Nematodes and acanthocephalans. In Baker D. G.
(2007).Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing.
217- 301.
OFIAAL (2001). Observatoire des filières avicoles. Rapport, Ed. ITPE, Alger. In Halbouche
M., Dahloum L., Mouats A., Didi M., Ghali S., Boudjenah W., Fellahi A. (2009). Inventaire
phénotypique des populations avicoles locales dans le Nord-Ouest algérien. Caractérisation
morphologique des animaux et des œufs. Actes des 1ères Journées D’étude Ressources
Génétiques Avicoles Locales: Potentiel et Perspectives de Valorisation. 23-24 Juin.
Mostaganem.
O.R.A.V.I.E. (2004). Office Régional d’Aviculture de l’Est. Contrôle sanitaire en aviculture
du 11 août 2004. In Djerou Z. (2006). Influence des conditions d’élevage sur les
performances chez le poulet de chair. Magister. Médecine Vétérinaire. Université Mentouri
Constantine.
Pence D.B. (1994). Postharmostomiasis in Wild Turkeys in New Mexico. Journal of Wildlife
Diseases. 30(2), p 285-286.
Permin A., Hansen J.W. (1998). Epidémiologie, le diagnostic et le contrôle des parasites de
la volaille. FAO de santé animale Manuels 4. Rome. Organisation des Nations Unies (FAO).
Italy.
Petrochenko V.I. (1956). Acanthocephalans of domestic and wild animals. Vol.1. Moscow,
435p. In Schmidt G.D., Olsen O. W. (1964). Life Cycle and Development of Prosthorhynchus
formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926, an Acanthocephalan Parasite of Birds. The
Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6, p. 721-730.
Phiri K., Phiri A. M., Ziela M., Chota A., Masuku M., Monrad J. (2007). Prevalence and
distribution of gastrointestinal helminthes and their effects on weight gain in free-range
chickens in Central Zambia. Trop Anim Health Prod 39:309–315.
127
Pojmavska T. (2002). Family Brachylaimidae Joyeux et Foley, 1930. In Gibson D.I., Jones
A., Bray R.A. Keys to the Trematoda. Vol.1. CAB International and The Natural History
Museum. London.
Poulsen J., Permin A., Hindsbo O., Yelifari L., Nansen P., Bloch P. (2000). Prevalence
and distribution of gastrointestinal helminthes and haemoparasites in young scavenging
chickens in upper eastern region of Ghana,West Africa. Preventive Veterinary Medicine
45:237–245.
Prichard M.H., Kruse G.O.W. (1946). The Collection and preservation of animal parasites.
University of Nebraska Press. Lincoln and London.
Rabbi A.K.M.A., Islam A., Majumder S., Anisuzzaman, Rahman M.H. (2006).
Gastrointestinal helminthes infection in different types of poultry. Bangl. J. Vet. Med.; 4 (1):
13–18.
Reid, W.M. (1962). Chicken and turkey tapeworms. Georgia Agr. Exp. Sta. Univ. Georgia.
71 p. In Baker D. G. (2007). Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA.
Blackwell Publishing. 217- 301.
Richards D.T., Harris S., Lewis J.W. (1995). Epidemiological studies on intestinal helminth
parasites of rural and urban red foxes (Vulpes vulpes) in the United Kingdom. Vet Parasitol
59:39–51. In Skuballa J., Taraschewski H., Petney T.N., Pfäffle M., Smales L.R. (2009). The
avian acanthocephalan Plagiorhynchus cylindraceus (Palaeacanthocephala) parasitizing the
European hedgehog (Erinaceus europaeus) in Europe and New Zealand. Parasitol Res
106:431–437.
Robert C. (1993). Le poulet de Bresse : élevage et endoparasitisme. Etude bibliographique et
expérimentale. Thèse Doctorat Vétérinaire. Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon. France.
Robinson E.J. (1949). Notes on the life history of a brachylaemid Trematode. Science. 109:
32. In Tuggle B.N. (1977). Distribution of metacercariae of Postharmostomum helicis
(Trematoda) in the land snail Anguispira kochi strontina from Green Islend, Lake Erie. Clear
technical report N° 73. The Ohio State University Center.
Romanov M. N., Sazanov A. A., Moiseyeva I., Smirnov A. F. (2009). Poultry. Genome
Mapping and Genomics in Animals, Volume 3. In Cockett N.E., Kole C. Domestic Animals.
Springer-Verlag Berlin Heidelberg.
Rougière N. (2010). Étude comparée des paramètres digestifs des poulets issus des lignées
génétiques d+ et d- sélectionnées pour une efficacité digestive divergente. Thèse Doctorat.
Université François – Rabelais. Tours.
128
Rudeaux F., Bastianelli D. (2003). La production de poulets de chair en climat chaud. 2ème
éd. ITAVI. 110 p.
Sarter G. (2004). Entre beldi et roumi: préférences des consommateurs urbains et production
de poulets au Maroc. Cah. Agric., 2004, 3, 75-78. In Moula N., Antoine-Moussiaux N., Farnir
F., Detilleux J., Leroy P. (2009). Réhabilitation socioéconomique d’une poule locale en voie
d’extinction : la poule Kabyle (Thayazit lekvayel). Ann. Méd. Vét., 153, 178-186.
Scanes C. (2011). Fundamentals of Animal Science Delmar. Cengage Learning, NY USA.
p205.
Schmidt G.D., Olsen O. W. (1964). Life Cycle and Development of Prosthorhynchus
formosus (Van Cleave, 1918) Travassos, 1926, an Acanthocephalan Parasite of Birds. The
Journal of Parasitology. Vol. 50, No.6, December 1964, p. 721-730.
Schmidt G.D., Kuntz R.E. (1966). New and little-known plagiorhynchid from Taiwan and
the Pescadores Islands. Journal of Parasitology 52: 520-527. In Smales L.R. (2002).
Plagiorhynchidae Meyer, 1931 (Acanthocephala) from Australasian birds and mammals, with
descriptions of Plagiorhynchus (Plagiorhynchus) menurae (Johnston, 1912) and P. (P.)
allisonae n. sp. Systematic Parasitology 51: 207–216.
Schneller T. (2010). Poultry- Identification- Fabrication- Utilization. Delmar, Cengage
Learning, NY USA, p15.
Seaton E.M., Monahan C.M., Morishita T.Y. (2001). Presence and recovery of Ascaridia
dissimilis ova on the external shell surface of turkey eggs. Avian Dis. 45, 500–503. In Baker
D. G. (2007). Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell
Publishing. 217- 301.
Sharma R.K. (2007). Rôle et pertinence de l’aviculture familiale rurale dans les pays en voie
de développement: cas particulier de l’Inde. Aviculture Familiale Vol. 17, No. 1&2, 35-41p.
Shaw J.L., Moss R. (1990). Effect of the caecal nematode Trichostrongylus tenuis on egg-
laying by captive red grouse. Res. Vet. Sci. 48, 59–63. In Baker D. G. (2007). Flynn’s
Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Sibley C.G., Ahlquist J. (1990). Phylogeny and Classification of the Birds. Yale University
Press, New Haven. In Kan X.-Z., Yang J.-K., Li X.-F., Chen L., Lei Z.-P., Wang M., Qian C.-
J., Gao H., Yang Z.-Y. (2010). Phylogeny of major lineages of galliform birds (Aves:
Galliformes) based on complete mitochondrial genomes. FUNPEC-RP Genetics and
Molecular Research 9 (3): 1625-1633.
Smales L.R. (2003). An annotated checklist of the Australian Acanthocephala from
mammalian and bird hosts. Records of the South Australian Museum 36: 59-82.In In
129
Dimitrova Z.M. (2009). Occurrence of cystacanths of Plagiorhynchus cylindraceus
(Acanthocephala) in the terrestrial isopods Trachelipus squamuliger and Armadillidium
vulgare (Oniscidea) in Bulgaria. Acta Parasitologica, 54(1), 53–56.
Soulsby, E.J.L. (1982). Helminths, Arthropods and Protozoa of Domesticated Animals, 7th
Ed., Lea and Febiger, Philadelphia, 809 p. In Morishita T. Y., Schaul J. C., (2007). in Baker
D. G. (2007). Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Ed. USA. Blackwell Publishing.
217- 301.
Stevens L. (1991). Genetics and evolution of the domestic fowl. Cambridge University Press.
Traore A. (2006). Première évaluation de la structure et de l’importance du secteur avicole
commercial et familial en Afrique de l’Ouest, Rapport du Mali.
Tsvetaeva N.P. (1960). Pathomorphological changes in the proventriculus of the ducks by
experimental tetrameriasis. Helminthologia 2, 143–150. in Baker D. G. (2007).Flynn’s
Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Ulmer M.J. (1951). Postharmostomum helicis (Leidy, 1847) Robinson 1949, (Trematoda), its
life history and a revision of the subfamily Brachylaeminae. Part I and II.Trans. Amer.
Micros. Soc. 70: 189-238, 319-347. In Tuggle B.N. (1977). Distribution of metacercariae of
Postharmostomum helicis (Trematoda) in the land snail Anguispira kochi strontina from
Green Islend, Lake Erie. Clear technical report N° 73. The Ohio State University Center.
Urquhart G.M., Armour J., Duncan J.L., Dunn A.M., Jennings F.W. (1996). Veterinary
parasitology. 2nd edition. Blackwell Publishing. Scotland.
Van Cleave (1942). A reconsideration of Plagiorhynchus formosus and observations on
Acanthocephala with atypical lemnisci. Tr. Am. Micr. Soc. 61: 206-210. In Schmidt G.D.,
Olsen O.W. (1964). Life Cycle and Development of Prosthorhynchus formosus (Van Cleave,
1918) Travassos, 1926, an Acanthocephalan Parasite of Birds. The Journal of Parasitology.
Vol. 50, No.6, p. 721-730.
Van Eekeren N., Maas A., Saatkamp H.W., Verschuur M. (2006). L'élevage des poules à
petite échelle. Série Agrodok No. 4. Fondation Agromisa et CTA, Wageningen, Pays Bas,
98p.
Van Tuinen M., Dyke G.J. (2004). Calibration of galliform molecular clocks using multiple
fossils and genetic partitions. Mol. Phylogenet. Evol. 30: 74-86. Kan X.-Z., Yang J.-K., Li
X.-F., Chen L., Lei Z.-P., Wang M., Qian C.-J., Gao H., Yang Z.-Y. (2010). Phylogeny of
major lineages of galliform birds (Aves: Galliformes) based on complete mitochondrial
genomes. FUNPEC-RP Genetics and Molecular Research 9 (3): 1625-1633.
130
Vassilev I. (1987).The development of Ascaridia compares, Schrank (1790) in the host.
Khelmintologiya 23, 30–35. In Morishita T. Y., Schaul J. C., (2007). In Baker D. G.(2007).
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
Vicente J. J., Rodrigues H. O., Gomes D. C., Pinto R. M. (1995). Nematóides do brasil.
Parte IV : Nematóides de Aves. Revta bras. Zool. 12 (Supl. 1) : 1 - 273.
Wakelin D. (1965). Experimental studies on the biology of Capillaria obsignata, Madson,
1945, a nematode parasite of the domestic fowl. J. Helminthol. 39, 399–412. In Baker D. G.
Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. 2nd Edition. USA. Blackwell Publishing. 217- 301.
West B., Zhou B.X. (1989). Did chickens go north? New evidence for domestication. Word’s
Poultry Science Journal, 45, 205-18. In Stevens L. (1991).Genetics and evolution of the
domestic fowl. Cambridge University Press, NY USA.
Wetzel R. (1957). Vet. Med. J. 4. 251. In Euzéby J. (1966). Les maladies vermineuses des
animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie humaine. Tome II. Maladies dues
aux Plathelminthes. 1er Fascicule Ed.Vigot Frères. Paris.
Wetzel R., Zentralblatt F. (1958). Veterinarmedizin.5. 357. In Euzéby J. (1963). Les
maladies vermineuses des animaux domestiques et leurs incidences sur la pathologie
humaine. Tome I. Maladies dues aux Némathelminthes. 2ème Fascicule Ed.Vigot Frères. Paris.
Wood-Gush D.G.M. (1959). A history of the domestic fowl from antiquity to the 19th
centiry. Poult. Sci,.38: 321-326 . In European Commission. TheWelfare of Chickens Kept for
Meat Production (Broilers). Report of the Scientific Committee on Animal Health and Animal
Welfare, Adopted 21 March 2000, 150p.
Yamada Y. (1988). The contribution of poultry science to society. World’s Poultry Science
Journal 44, 172–178. In Appleby M. C., Mench J. A., Hughes B. O. (2004). Poultry
Behaviour Andwelfare. Cabi Publishing. 288p.
Yamaguti S. (1961). The nematodes of vertebrates. Vol. III. In: Yamaguti S. Systema
helminthum. Interscience. New York. In Yazwinski T. A., Tucker C. A. (2003). Nematodes
and Acanthocephalans. In: Saif Y.M., Barnes H.J., Glisson J.R., Fadly A.M., McDougald
L.R., Swayne D.E. Diseases of Poultry. 11th Ed. Iowa State University Press. Ames. Iowa.
961–971.
Yamaguti S. (1963). Systema helminthum, Acanthocephala. Volume V. Interscience
publishers John Wiley & Sons. New York–London, 423 p.
Yamaguti S. (1971). Synopsis of the digenetic trematodes of vertebrates, Vol. I. Keigaku
Publishing Company, Limited, Tokyo, Japan, 1074 p. In Pence D. B. (1994).
131
Postharmostomiasis in Wild Turkeys in New Mexico. Journal of Wildlife Diseases. 30(2), p
285-286.
Yamaguti S. (1975). A synoptical review of the life histories of digenetic trematodes of
vertebrates: with special reference to the morphology of their larval forms. Keigaku
Publishing Company. Tokyo. 590p. In Butcher A. R., Grove D. I. (2001). Description of the
life-cycle stages of Brachylaima cribbi n. sp. (Digenea: Brachylaimidae) derived from eggs
recovered from human faeces in Australia. Systematic Parasitology 49: 211–221.
Yazwinski T. A., Tucker C. A. (2003). Nematodes and Acanthocephalans. In: Saif, Y.M.,
Barnes, H.J., Glisson, J.R., Fadly, A.M., McDougald, L.R., and Swayne, D.E. Diseases of
Poultry, 11th Ed., Iowa State University Press, Ames, Iowa, 961–971
Zaza G.H.M. (1992). Poultry and rural development in Egypt. In Proccedings of the
introductory seminar on poultry development policy, pp. 115–118. Barneveld, the
Netherlands. In Akouango F., Bandtaba P., Ngokaka C. (2010). Croissance pondérale et
productivité de la poule locale Gallus domesticus en élevage fermier au Congo. Animal
Genetic Resources. 46, 61–65.
Ziela M. (1999). A comparative study of gastrointestinal nematode infections in traditional
and commercial chickens and effects of anthelminthic treatment on production. Mémoire.
Master. Sciences. Parasitologie. Vétérinaire. Université de Lusaka. Zambie.
Zoungrana B., Slenders G. (1992). Burkina Faso Poultry in the backyard. ILEIA Newsletter,
: 17. In Traore E. (2006). Première évaluation de la structure et de l’importance du secteur
avicole commercial et familial en Afrique de l’Ouest. Sénégal.
132
ANNEXES
133
Annexe 1
Fiche de renseignements des animaux sacrifiés
Date : Origine : Sexe :
Echantillon N° : Poids : Note :
Parasites/organes Cestodes Nématodes Trématodes Acanthocéphales
Œsophage
Jabot
Proventricule
Gésier
Duodénum
Jéjunum et iléon
Caecum et rectum
Total
134
Annexe 2
Préparation des colorants, des éclaircissants et des produit de montage
(Ash et Orihel, 1991; McLaughlin, 2003; Prichard et Kruse, 1946)
Fluide de Hoyer
Solution-mère :
- mélanger 30 g de gomme arabique, 20 ml de glycérol, 50 ml d'eau distillée et 200 g
d'hydrate de chloral.
- filtrer à travers un tamis.
- s’en servir non diluée.
Glycérine à 5 % dans de l'éthanol à 70 %
Mélanger 5 ml de glycérol dans 95 ml d'éthanol à 70 %
Glycérine à 30 % dans de l'éthanol à 70 %
Mélanger 30 ml de glycérol dans 70 ml d'éthanol à 70 %
Carmin acétique :
-mélanger 45ml d’acide acétique, 55 ml d’eau distillée et 5g de poudre de carmin
- faire bouillir le mélange pendant 15 minutes,
- après refroidissement, filtrer la solution et la conserver dans un flacon opaque.
- diluer la solution dans de l’alcool 70° ou de l’eau distillée avant l’utilisation.
Solution d’éosine
- mélanger 1g d’éosine en poudre avec 100 ml d’alcool éthylique à 70°.
- ajouter 0,2 ml d’acide acétique pour intensifier la coloration.
Hématoxyline de Harris (Harris, 2000)
Composition :
Hématoxyline ………………5g
Ethanol ……………………..50 ml
Alun de potassium ………….100 ml
Faire bouillir le mélange
Oxyde mercurique ………….2,5 g
Chauffer la solution et filtrer avant usage
135
Gélatine glycérinée
8 g de gélatine granulée
52 ml d’eau distillée
50 ml de glycérol
0,1g de phénol cristallisé (facultatif)
- mettre la gélatine dans l’eau pendant 1 heure ou plus, puis la mettre dans un bain marie de
65°-75°
- ajouter le glycérol et le phénol
- mettre au bain marie pendant 30 minutes
- stocker la préparation dans un flacon au réfrigérateur
- avant utilisation, la préparation doit être chauffée dans un bain marie
136
Annexe 3
Effectif des parasites retrouvés par poulet (infracommunautés parasitaires)
Poulets Effectif global desparasites
Poulets Effectif global desparasites
1 141 37 693
2 72 38 91
3 100 39 45
4 243 40 87
5 51 41 88
6 126 42 366
7 137 43 145
8 70 44 107
9 59 45 69
10 252 46 76
11 74 47 110
12 448 48 35
13 22 49 196
14 70 50 152
15 50 51 18
16 253 52 67
17 11 53 66
18 67 54 224
19 710 55 138
20 270 56 134
21 50 57 39
22 87 58 9
23 115 59 42
24 2 60 61
25 182 61 70
26 121 62 62
27 426 63 108
28 80 64 45
29 12 65 517
30 73 66 4
31 156 67 77
32 17 68 3
33 262 69 184
34 55 70 87
35 119 71 40
36 552 72 44
Total 9834
137
Annexe 4
Effectif maximal, prévalence et abondance moyenne des espèces
Espèces Maximum Abondance Prévalence
Capillaria annulata 393 13,75 31,94
Capillaria caudinflata 41 4,38 41,67
Capillaria anatis 115 3,48 20,83
Gongylonemaingluvicola
2 0,028 1,39
Cheilospirura hamulosa 21 1,25 34,722
Ascaridia galli 62 4,56 40,28
Subulura brumpti 662 40,01 68,05
Heterakis gallinarum 601 40,42 81,94
Davainea proglottina 66 1,74 8,33
Hymenolepis carioca 40 4,72 31,94
Amoebotaenia cuneata 5 0,07 1,39
Choanotaeniainfundibulum
53 1,93 23,61
Raillietina cesticillus 57 2,56 27,78
Raillietina tetragona 119 5,78 27,78
Raillietinaechinobothrida
49 9,12 87,5
Postharmostomumcommutatum
40 2,44 20,83
Brachylaema sp 1 0,028 2,78
Prosthorhynchus sp 20 0,35 2,78
138
Annexe 5
Prévalences mensuelles des espèces
MoisEspèce
Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Juil Août Sep Oct
Capillariaannulata
16,67 16,67 16,67 0 50 0 66,67 50 66,67 33,33 33,33 33,33
Capillariacaudinflata
50 16,67 33,33 50 50 66,67 50 50 33,33 33,33 50 16,67
Capillaria anatis 0 0 16,67 0 16,67 0 16,67 50 66,67 50 16,67 16,67Gongylonemaingluvicola
0 16,67 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Cheilospirurahamulosa
0 50 33,33 16,67 66,67 50 50 50 16,67 0 66,67 16,67
Ascaridia galli 33,33 83,33 0 50 33,33 33,33 33,33 50 16,67 50 66,67 33,33Subulura brumpti 83,33 6 66,67 50 50 100 66,67 66,67 33,33 66,67 66,67 66,67Heterakisgallinarum
83,33 50 83,33 100 83,33 100 83,33 100 83,33 83,33 66,67 66,67
Davaineaproglottina
0 0 16,67 16,67 16,67 0 0 0 16,67 16,67 16,67 0
Hymenolepiscarioca
33,33 50 33,33 66,67 16,67 16,67 33,33 33,33 33,33 33,33 0 33,33
Amoebotaeniacuneata
0 0 0 0 0 0 16,67 0 0 0 0 0
Choanotaeniainfundibulum
33,33 16,67 50 0 0 50 16,67 16,67 16,67 0 50 33,33
Raillietinacesticillus
50 33,33 50 50 16,67 16,67 16,67 50 16,67 16,67 16,67 0
Raillietinatetragona
33,33 16,67 33,33 16,67 16,67 66,67 33,33 33,33 0 50 0 50
Raillietinaechinobothrida
6 83,33 83,33 83,33 83,33 100 83,33 83,33 83,33 83,33 100 83,33
Postharmostomumgallinum
16,67 50 33,33 16,67 50 0 0 16,67 33,33 16,67 0 16,67
Brachylaema sp 0 16,67 0 0 16,67 0 0 0 0 0 0 0Prosthorhynchussp.
0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 33,33 0
139
Annexe 6
Autres espèces d’helminthes parasites du tube digestif du poulet
Espèce Hôte
Cyclebiologique
(Hôteintermédiaire)
Répartitiongéographique
Organeparasité
Références
Nématodes
Capillaria bursataGalliformes,
oieIndirect
(ver de terre)Cosmopolite Intestin grêle
Norton etRuff (2003)
Capillaria contorta GalliformesDirect
(ou ver deterre)
CosmopoliteŒsophage,
jabotNorton et
Ruff (2003)
Capillaria obsignataGalliformes,pigeon, oie
Direct CosmopoliteIntestin grêle,
caecum
Wakelin, D.(1965) ;
Chubb et al.,(1964)
Capillariamontevidensis
Poulet Inconnu Uruguay caecumNorton et
Ruff (2003)Capillariauruguanensis
Poulet Inconnu Uruguaycaecum, large
intestineNorton et
Ruff (2003)Cheilospiruraspinosa
GalliformesIndirect
(sauterelle)Cosmopolite Gésier
Norton etRuff (2003)
Dispharynx nasuta
Poulet, dinde,pintade,perdrix,
faisan, caille,pigeon
Indirect Cosmopolite Proventricule
Norton etRuff (2003) ;Menezes etal., (2003) ;
Gomes et al.,(2004)
Hartertia gallinarumPoulet, autres
espècesd’oiseaux
Indirect(arthropodes)
Afrique Intestin grêle Cram (1931)
Histiocephaluslaticaudatus
Poulet Inconnu Europe Gésier
Soulsby(1982);
Norton etRuff (2003)
Tetrameresamericana
Poulet, caille,dinde,pigeon,canard
Indirect(sauterelles,
blattes)
Afrique,Amérique
ProventriculeNorton et
Ruff (2003) ;Cram (1931)
Tetrameres confusa
Poulet, dinde,perdrix,
caille, canard,oie, pigeon
IndirectAsie,
Amérique duSud
ProventriculeNorton et
Ruff (2003)
Tetrameresfissispina
Poulet, canard,oie, dinde,
perdrix, caille,pigeon
Indirect(amphipodessauterelles,blattes, vers
de terre)
Cosmopolite Proventricule
Norton et Ruff(2003);Tsvet-aeva (1960);Endo et Inoue
(1989)
140
Trichostrongylustenuis
Poulet, dinde,perdrix,
caille, pigeonDirect Cosmopolite
Intestin grêle,caecum
Shaw etMoss (1990)
Subulura suctoria GalliformesIndirect
(arthropodes)Amérique duSud, Russe
Intestin grêle,caecum
Norton etRuff (2003);
Barus etBlazek(1970)
Subulura strongylinaPoulet,
perdrix, cailleIndirect
(arthropodes)Amérique Caecum
Norton etRuff (2003)
Subulura minetti Poulet Inconnu Inde Caecum Cram (1931)
Subulura differens GalliformesIndirect
(arthropodes)Cosmopolite Intestin grêle Cram (1931)
Heterakis isoloncheFaisan,
poulet, caille,canard
Direct(ou ver de
terre)Cosmopolite Caecum
Griner et al.,(1977)
Heterakis dispar Canard, oieDirect
(ou ver deterre)
Asie CaecumNorton et
Ruff (2003)
Ascaridia dissimilis Dinde, pouletDirect
(ou insecte)Amérique du
NordIntestin grêle
Seaton et al.,(2001)
Ascaridia numidae PintadeDirect
(ou insecte)Afrique
Intestin grêle,caecum
Norton etRuff (2003)
Ascaridia comparFaisan, caille,
perdrixDirect
(ou insecte)
Asie, Europe,Amérique du
NordIntestin grêle
Vassilev(1987)
Ascaridia columbae Pigeons Direct CosmopoliteIntestin grêle
foie,poumons
Norton etRuff (2003)
Strongyloides aviumPoulet, autres
espècesd’oiseaux
DirectAmérique,
AsieIntestin grêle,
caecumCram (1930)
Cestodes
Cotugniadigonopora
Poulet, autresespèces
d’oiseaux
Indirect(fourmi)
Afrique,Asie, Europe
IntestinMcDougald
(2003)
Fimbriariafasciolaris
Ansériformespoulet
Indirect(copépodes)
Cosmopolite Intestin grêleMcDougald
(2003)
HymenolepisCantaniana
PouletIndirect
(coléoptères)
Asie, Europe,Amérique du
NordIntestin grêle
McDougald(2003)
Metroliasthes lucidaDinde, autres
espècesd’oiseaux
Indirect(sauterelles,coléoptères)
Afrique,Asie, Améri-que du Nord
Intestin grêleMcDougald
(2003)
Raillietinageorgiensis
Dinde, pouletIndirect(fourmi)
Inconnu Intestin grêleMcDougald
(2003)
141
Trématodes
Catatropis verrucosaPoulet, autres
espècesd’oiseaux
Indirect(mollusque)
Europe,Amérique du
Nord
Caecum etrectum
Soulsby(1982)
Echinoparyphiumrecurvatum
Poulet, autresespèces
d’oiseaux
Indirect(mollusque)
Cosmopolite Intestin grêleSoulsby(1982)
Echinostoma spp.Poulet, autres
espècesd’oiseaux
Indirect(mollusque)
Cosmopolite IntestinSoulsby(1982)
Hypoderaeumconoideum
Poulet, autresespèces
d’oiseaux
Indirect(mollusque)
Cosmopolite Gros intestinSoulsby(1982)
Notocotylusattenuatus
Poulet, autresespèces
d’oiseaux
Indirect(mollusque)
Asie, EuropeCaecum,rectum
Soulsby(1982)
Notocotylusthienemanni
Poulet, autresespèces
d’oiseaux
Indirect(mollusque)
Europe CaecumSoulsby(1982)
Ribeiroia ondatraePoule, autres
espècesd’oiseaux
Indirect(poisson)
Amérique duNord
ProventriculeSoulsby(1982)
Acanthocéphales
Mediorhynchusgallinarum
Poulet Inconnu Asie Intestin grêleNorton et
Ruff (2003)
Polymorphusminutus
Poulet, canard,autres espèces
d’oiseaux
Indirect(crustacés,poissons)
Europe,Amérique du
NordIntestin grêle
Norton etRuff (2003)
Prosthorhynchusformosus
Passeriformes,poulet
Indirect(isopodes)
Amérique duNord
Intestin grêleNorton et
Ruff (2003)
142
Annexe 7.
Glossaire
Niveau d’ingestion : est l'aptitude d'un animal à consommer plus ou moins un aliment
distribué à volonté. Il varie avec l'espèce, le poids vif, l'état physiologique, le niveau de
production et les besoins énergétiques de l'animal. D'autres facteurs sont le type génétique, la
fréquence des repas, la température, la quantité d'eau à disposition, l'équilibre de la ration, les
troubles digestifs ou métaboliques ou encore le stress que peut subir l'animal.
Inflammation d’aspect diphtérique : inflammation dont la forme ressemble à celle
provoquée par les bacilles de Klebs-Löffler, Corynebacterium diphteriæ.
Histomonose : ou maladie de la tête noire, maladie parasitaire infectieuse propre aux
galliformes, due à Histomonas meleagridis, un protozoaire flagellé, présent dans les caecums.
Inflammation catarrhale : inflammation du tractus intestinal associée à une congestion
vasculaire, un œdème de la muqueuse et à l’effusion accrue de mucus dans la lumière
intestinale.
Anémie hypochrome : définie par la diminution de la concentration en hémoglobine des
globules rouges, ces derniers apparaissent plus clairs, donc hypochromes.
Prévalence ou taux de parasitisme : rapport entre le nombre d’hôtes infestés sur le nombre
d’hôtes examinés, exprimée en pourcentage.
Abondance moyenne ou taux d’infestation: rapport entre le nombre total de parasites
récoltés dans un échantillon sur le nombre d’hôtes examinés.
Résumé
Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été
publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme
traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre
2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans
le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés,
quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec
une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet.
La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de
nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et
d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence
significative (p < 0,05).
L’identification de ces helminthes a mis en évidence :
- 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema
ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura
hamulosa,
- 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia
proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata,
- une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp,
- un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp.
Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina
echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement
faible. La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la
plupart occupent l’intestin grêle.
Mots-clés :
Poulet; Elevage traditionnel; Helminthes; Tube digestif; Région d’Oran; Nématodes;
Trématodes; Acanthocéphales; Cestodes; Parasitisme .