Cochinilla Rosada Del Hibisco

PROYECTO REGIONAL DE FORTALECIMIENTO DE LA VIGILANCIA FITOSANITAPROYECTO REGIONAL DE FORTALECIMIENTO DE LA VIGILANCIA FITOSANITARIA RIA EN CULTIVOS DE EXPORTACION NO TRADICIONALEN CULTIVOS DE EXPORTACION NO TRADICIONAL--VIFINEXVIFINEX

República de ChinaRepública de China--OIRSAOIRSA

Guatemala, julio de 2001Guatemala, julio de 2001

PROYECTO VIFINEX República de China - OIRSA

SEMINARIOS SOBRE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus hirsutus (Green) Guatemala, julio de 2001

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PRESENTACION La Cochinilla rosada del Hibisco, Maconellicoccus hirsutus (Green), es una seria plaga

que amenaza al sector agrícola de Guatemala. Esta plaga tiene un rango muy amplio de

hospederos y es difícil de detectar así como controlar debido a que se multiplica y

dispersa muy rápido. Como todos los países que tienen comercio con regiones afectadas

por la cochinilla, Guatemala se encuentra en una posición de riesgo. Si esta plaga no es

controlada, el costo económico, social y ambiental del daño causado puede ser muy alto.

Este documento reúne la información proporcionada durante una serie de seminarios de

capacitación que la Universidad del Valle de Guatemala y el Proyecto Regional de

Fortalecimiento de la Vigilancia Fitosanitaria en Cultivos de Exportación no Tradicional

(VIFINEX) organizaron sobre la Cochinilla rosada del Hibisco (CRH) durante julio de 2001.

Este texto no intenta ser exhaustivo sino pretende ser una guía que informe sobre el

peligro real que representa la CRH a productores agrícolas en general, técnicos /

inspectores de empresas agrícolas, personal de cuarentena y personal del gobierno que

realiza inspecciones. Además, se presentan consejos para los participantes en los

seminarios sobre lo que pueden hacer para prevenir la introducción de la CRH y para

hacer monitoreos para detecciones tempranas. Tenemos que estar conscientes que

mientras más tarde se actúe, el costo del control sobre la CRH puede resultar más

elevado y los efectos negativos sobre nuestro país podrían ser mayores.

Fotos de portada: APHIS Dale Meyerdirk/Marshall Johnson of the Department of Entomology,

University of Hawaii at Manoa.



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CONTENIDO I. INTRODUCCION AL PROBLEMA DE LA COCHINILLA ROSADA DEL

HIBISCO, Maconellicoccus hirsutus (GREEN) ....................................................... 1

1. HISTORIA DE LA PLAGA Y SU APARICION EN NUESTRO HEMISFERIO 1 2. HOSPEDEROS ............................................................................................. 1 3. SINTOMAS DE LA PRESENCIA DE LA CRH .............................................. 2 4. IDENTIFICACION DE LA CRH EN EL CAMPO Y SU CICLO DE VIDA ...... 3 5. IDENTIFICACION CORRECTA DE LA CRH ................................................ 7 6. MECANISMOS DE DISPERSION DE LA CRH ............................................ 7 7. DAÑO ECONOMICO .................................................................................... 7 8. LITERATURA CITADA ................................................................................. 8

II. ESTRATEGIAS PARA EL CONTROL DE LA COCHINILLA ROSADA DEL

HIBISCO, Maconellicoccus hirsutus (GREEN) ....................................................... 10

1. CONTROL FISICO/CULTURAL .................................................................... 10 2. CONTROL QUIMICO .................................................................................... 10 3. CONTROL BIOLOGICO ................................................................................ 11 4. Cryptolaemus montrouzieri: DESTRUCTOR DE COCHINILLAS .................... 13 5. LOS PARASITOIDES DE LA CRH: LA SOLUCION A LARGO PLAZO ........ 14 6. LITERATURA CITADA .................................................................................. 16

III. SITUACION DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus

hirsutus (GREEN) EN LOS PAISES CERCANOS A GUATEMALA .................... 17

1. INTRODUCCION ........................................................................................... 17 2. SITUACION EN LAS ISLAS DEL CARIBE .................................................... 18 3. SITUACION EN ESTADOS UNIDOS ............................................................ 21 4. SITUACIÓN EN VENEZUELA ...................................................................... 24 5. SITUACION EN MEXICO .............................................................................. 25 6. SITUACION EN BELICE ............................................................................... 25 7. LITERATURA CITADA .................................................................................. 26

IV. GUATEMALA LIBRE DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO, Maconellicoccus hirsutus (GREEN) ........................................................................ 28

1. RESUMEN ..................................................................................................... 28 2. INTRODUCCION ........................................................................................... 28 3. ESTRATEGIA ................................................................................................ 28

3.1 Conocimiento técnico del problema ................................................... 29 3.2 Fortalecimiento del sistema cuarentenario ........................................ 29 3.3 Capacitación ...................................................................................... 30 3.4 Divulgación ........................................................................................ 30



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3.5 Detección temprana de la plaga en Guatemala ................................. 30 3.6 Plan emergente de manejo o erradicación de la plaga ...................... 31

4. LITERATURA CITADA .................................................................................. 35 V. PROPUESTA DE UN PLAN DE MONITOREO PARA LOS PRODUCTORES ... 36

1. ¿POR QUE LOS PRODUCTORES DEBEN REALIZAR SUS PROPIOS MONITOREOS? ............................................................................................ 36

2. ¿CUALES PRODUCTORES SE ENCUENTRAN EN MAYOR RIESGO DE INFESTACION? ............................................................................................. 36

3. ACCIONES PROPUESTAS PARA LOS PRODUCTORES .......................... 37 3.1 Capacitación de su personal (técnicos) ............................................. 37 3.2 Inventario de cochinillas (Pseudococcidae) ....................................... 37 3.3. Monitoreo de cochinillas y su registro ................................................ 37 3.4 Reporte de brotes sospechosos ......................................................... 39

ANEXOS

Anexo 1: Países infestados por la Cochinilla rosada del Hibisco Anexo 2: Plantas hospederas de la Cochinilla rosada del Hibisco Anexo 3: Revisión del control biológico de las cochinillas de la familia

Pseudococcidae presentes en Guatemala Anexo 4: Acuerdo ministerial sobre la CRH. Anexo 5: Especies de Pseudococcidae reportadas para Guatemala. Anexo 6: Características para la identificación en el campo de las hembras

adultas de algunos Pseudococcidae.



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Figura 2. El clavel o hibisco (Hibiscus rosasin-nensis), hospedero favorito de la CRH.

I. INTRODUCCION AL PROBLEMA DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO, Maconellicoccus hirsutus (GREEN)

La Cochinilla Rosada del Hibisco (CRH), Maconellicoccus hirsutus (Green), es un insecto chupador1 de cuerpo suave, color rosado y textura cerosa (figura 1) que se alimenta de la savia de al menos 300 especies vegetales (Meyerdirk et al. 1999). Entre sus hospederos preferidos se encuentra el hibisco o clavel (Hibiscus rosa-sinnensis) (figura 2), y debido a esta preferencia surge el nombre común de esta cochinilla. Esta plaga, altamente polífaga2, tiene gran importancia económica y cuarentenaria en nuestro hemisferio. 1. HISTORIA DE LA PLAGA Y SU APARICION EN NUESTRO HEMISFERIO Basándose en su distribución actual y en la de otras especies de Maconellicoccus, se cree que la CRH es originaria del sur de Asia y/o Australia. Sin embargo, está ampliamente distribuida en las áreas tropicales y subtropicales del Viejo Mundo (Williams 1996; Stibick 1997) (figura 3). El descubrimiento de la CRH en Granada en septiembre de 1994, fue el primer registro oficial de esta plaga en nuestro hemisferio (Parasram 1999). A partir de esta isla, la plaga se expandió a Trinidad, St. Kitts y St. Lucia. Actualmente, alrededor de 25 islas del Caribe, Guyana, Surinam, el estado de California en EEUU, México3 Belice y Venezuela están, a diferentes niveles, infestados por la CRH (Meyerdirk et al. 1999; Meyerdirk 2000). En el anexo 1 se encuentra una lista de los países en los cuales se ha reportado (hasta julio de 2001) la presencia de la CRH. 2. HOSPEDEROS Entre los hospederos de la CRH se encuentran hortalizas y frutas como la papaya, anona, mango, cítricos, coco, uva, tamarindo, maracuyá, guayaba, pera, banano, plátano, morro, calabazas y sus variedades, maní, algodón, café, higos (comestibles y ornamentales), berenjena, tomate, frijol, maíz, espinaca, remolacha, pepino, zanahoria, lechuga, yuca, aguacate, ricino, almendro y cacao. Árboles como la casuarina, ceiba, cedro, jacaranda, teca y ornamentales como las orquídeas, dracaenas y helechos son también hospederos de la CRH (Meyerdirk et al. 1999; USDA-APHIS-PPQ 1996). 1 Orden Homoptera, Superfamilia Coccoidea, Familia Pseudococcidae. 2 Polífago: Organismo que se alimenta de muchas especies. 3 México oficialmente indica que ya han erradicado la plaga.

Figura 1. Hembras, ninfas y masas de huevos de la Cochinilla Rosada del Hibisco (CRH) Fuente: USDA).



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Figura 3. Mapa de distribución de la CRH en el mundo (Fuente: CABI, modificado con nuevos datos de distribución hasta julio de 2001)

Figura 4. La formación de "rosetones" (acolochamiento) al final de las ramas es un claro síntoma de la presencia de la CRH.

Una lista exhaustiva de los hospederos de la CRH hasta el momento reportados (y sus nombres científicos) se encuentra en el anexo 2 al final de este documento. A pesar de que la CRH es altamente polífaga, prefiere ciertos hospederos. Cuando estos ya no son suficientes o no están presentes, la CRH se traslada al resto de hospederos (Michaud y Evans 1996). En Puerto Rico, por ejemplo, algunos de los hospederos de la lista del anexo 2 que se encontraban adyacentes a Hibiscus sp. infestados con la cochinilla no tenían poblaciones de ésta. Además, algunos hospederos son atacados por la CRH sólo en algunas etapas fenológicas. Por ejemplo, el neem (Azadirachta indica) es colonizado sólo cuando presenta flores y/o frutos (Persad 1998). 3. SINTOMAS DE LA PRESENCIA DE LA CRH

Uno de los síntomas tempranos más claros de la presencia de la CRH es una severa deformación (acolochamiento) de las hojas, dando la impresión de un "rosetón" (figura 4). Además, los nuevos brotes se observan torcidos y enrollados. La CRH introduce su estilete (boca) para alimentarse de la savia de los tejidos suaves de las plantas, y al hacerlo, inyecta saliva. Al parecer, esta saliva tiene una sustancia tóxica que es la que provoca la deformación (otras cochinillas pueden provocar deformaciones de este tipo por la presencia de una toxina).

Debido a la deformación en hojas y ramas, el crecimiento de la planta se estanca significativamente, los internudos de los tallos se acortan y los retoños desarrollan una apariencia arbustiva. Las yemas dejan de florear y los tallos se pueden torcer. Es común observar hojas y flores que no se abren, se marchitan y mueren pronto. Cuando la infestación está más avanzada, las colonias de CRH se observan como masas blancas de apariencia algodonosa en el tallo, hojas, frutas y yemas (figuras 5 y 6). Estas masas algodonosas son los ovisacos que cada hembra produce y que protegen

Mapa de distribución de la CRH.



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fumagina

Figura 7. La fumagina que crece sobre la ligamasa que expulsa la CRH es otro síntoma de la presencia de ésta.

Figura 6. Masas de huevos en una rama.

Figura 5. Masas algodonosas en una anona, resultado de la aglomeración de hembras y la producción de sus ovisacos.

miles de huevos (figura 6). En muchos hospederos, la presencia de deformaciones en hojas y tallos no se ven acompañadas de estas colonias blancas, ya que la infestación es temprana. Cuando la CRH se está alimentando de la savia de sus hospederos, expulsan por su ano una sustancia clara y pegajosa que parece miel, llamada ligamasa4. La ligamasa, resultado del exceso de savia que están tomando las cochinillas, queda sobre las hojas, frutos o tallos de los hospederos. Posteriormente, estas áreas son colonizadas por moho, formando así una capa negra llamada fumagina (figura 7). De esta forma, la presencia de la CRH reduce la actividad fotosintética de las plantas al bloquear la recepción de la luz (Williams 1996). Las hormigas también son atraídas por la ligamasa (por su valor nutritivo), lo que resulta en una relación mutualista5 donde las hormigas protegen las CRH. De esta manera, las hormigas se convierten en un buen indicador de la presencia de la CRH. Si la planta está débil, se puede marchitar o desarrollar hojas y frutos mal formados. En ciertos casos la cochinilla puede alcanzar densidades de población tan altas que logra matar a sus hospederos. En algunos casos, árboles de varios metros de altura han muerto debido a ataques masivos de la CRH. 4. IDENTIFICACION DE LA CRH EN EL CAMPO Y SU

CICLO DE VIDA La CRH, como el resto de los Homoptera, presenta metamorfosis incompleta; es decir, a la etapa de huevo le siguen varios estadios ninfales (o juveniles) antes de convertirse en adulto (figura 8). Los huevos de la CRH (0.35mm X 0.2mm) son de un color rosado-naranja suave, con un extremo de un naranja más intenso, encontrándose agrupados dentro de los ovisacos. Se pueden ver más claramente si se retira la cobertura blanca del ovisaco con la mano o un pincel (Eades 1996). En el caso específico de la CRH, a la etapa de huevo le siguen tres estadios ninfales o juveniles en las hembras

(figura 1) y cuatro estadios ninfales en el macho (figura 9). Las ninfas6 son muy pequeñas (<3mm), de forma elongada

4 En varias referencias se usa el término "honeydew" del inglés. 5 El mutualismo es un tipo de simbiosis en donde cada uno de los miembros de la relación se benefician. 6 En algunas referencias son llamadas "crawlers".



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y ovalada, de color rosado suave y con patas bien desarrolladas (son muy móviles). Los primeros instares ninfales son difíciles de observar, pero son muy peligrosos debido a que se pueden introducir en, y alimentar de cualquier parte de la planta con la que tengan contacto (Eades 1996). Debido a su tamaño tan pequeño pueden ser fácilmente transportados en la ropa, piel, pelo, pertenencias o productos vegetales.

CICLO DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO

Las hembras adultas (2-3.5mm X 0.9-2mm) son de un color rosado más oscuro que el de los instares ninfales. Si se aprieta una hembra adulta, el líquido interno que brota es de color rojo oscuro; ésta es una característica útil para su reconocimiento en el campo ya que el color del líquido interno de otras cochinillas parecidas puede ser verde, amarillo, naranja, etc. El macho, a diferencia de la hembra, se transforma en un adulto alado dentro de un pupario o "cocoon" (figura 10). En lugares muy infestados, son vistos fácilmente mientras vuelan de planta a planta durante el amanecer o el atardecer (Eades 1996). Tras la cópula (figura 11), los machos viven de 24 a 36 horas y las hembras se congregan en colonias para depositar sus huevos en masas algodonosas (ovisacos) (figuras 5 y 6), produciendo entre 84 y 654 huevos cada una (Ghose 1972; Stibick 1997). Debido a esta productividad, la CRH puede desarrollar grandes poblaciones en poco tiempo. Generalmente, la proporción hembras-machos es de 1:1 (Mani 1989).

Figura 8. Desarrollo del ciclo de la CRH (Fuente: Meyerdirk et al. 1999)

Huevo

Primer Instar Segundo

Instar Prepupa

(Tercer Instar)

Pupa (Cuarto Instar)

Macho Adulto

Hembra Adulta

(CÓPULA)

MACHO

HEMBRA

Masa de Huevos

Tercer Instar

(en pupario)



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Figura 9. Macho adulto de la CRH. Obsérvense las alas y los filamentos cerosos al final del abdomen (Fuente: Meyerdirk, et al 1999).

Figura 10. Puparios o "cocoons" de un pseudocóccido. Dentro de estas estructuras, el macho de la CRH se transforma en un organismo alado totalmente diferente a la hembra (Fuente, Meyerdirk et al. 1999).

Figura 11. Macho de la CRH copulando con una hembra. El dimorfismo sexual se aprecia claramente en esta foto (Fuente: Meyerdirk et al. 1999).

En climas tropicales, una generación de la CRH se completa en unos 30 días (figura 12), y su desarrollo es dependiente de la temperatura (a mayores temperaturas, el ciclo de la CRH es más corto). Sin embargo, no se han realizado estudios para determinar exactamente los límites para el desarrollo de la CRH (Stibick 1997). La CRH se desarrolla muy bien en climas tropicales como se observa en su distribución, pero también es capaz de sobrevivir inviernos fuertes. Existen reportes de huevos de CRH hibernando en el clima mediterráneo de Egipto. También se han reportado hembras en quiescencia durante el

invierno. Cuando no ha habido vegetación viva durante el invierno, se han encontrado varios estadios de la CRH sobreviviendo en el suelo, o escondidos en restos de las plantas muertas (Mani 1989).

Respecto al modo de reproducción, la literatura más reciente reporta que la CRH se reproduce sexualmente, mientras que varios autores de principios del siglo XX mencionan que las hembras pueden reproducirse partenogenéticamente7 (Williams 1996, Mani 1989), lo que significaría que una sola cochinilla hembra puede iniciar una gran infestación.

7 Partenogénesis se refiere a reproducción sin necesidad de machos ni fertilización del huevo.



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HUEVOS

PRIMER INSTAR

SEGUNDO INSTAR

TERCER INSTAR CUARTO INSTAR

HEMBRA GRÁVIDA

MACHO ADULTO

HEMBRA ADULTA

CÓPULA

5.15 días 5.15 días



1.00 días

7.90 días

5.50 días

Figura 12. Duración promedio de cada estadio de la CRH en temperaturas de 26.7-32.8°C y en humedad relativa de 70-84%. El desarrollo de los machos se representa por las líneas punteadas. (Fuente Peterkin et al. 1996)



7

5. IDENTIFICACION CORRECTA DE LA CRH La CRH puede confundirse a simple vista con algunas especies del género Phenacoccus8, que habitan de México a Sudamérica. Aunque el daño causado por la CRH como acolochamiento de la hoja o las propias masas de huevos en los tallos o brotes son bastante característicos, hay varias cochinillas que pueden producir el mismo daño y apariencia general. Para poder hacer una identificación correcta de la CRH es necesario hacer montajes en placas y observar al microscopio estructuras como cicatrices, segmentos de antenas, pelos, etc. En algunos casos, los inspectores de aduana pueden a simple vista confundir una especie de cochinilla. Por ejemplo, en 1996 un reporte no confirmado de USDA mencionó que en un embarque de banano proveniente de Guatemala se encontró CRH (Pérez 1997; Levy 1997). Debido a ese informe, Belice suspendió la importación de productos agrícolas guatemaltecos para evitar su introducción, trayendo consigo pérdidas económicas para nuestro país. Para comprobar la existencia de la CRH en Guatemala, se realizaron muestreos en 39 fincas de banano del área de donde supuestamente habían salido las cajas infestadas. El Laboratorio de Entomología Aplicada del Instituto de Investigaciones de la UVG, preparó y revisó los especimenes y comprobó la ausencia de la CRH en Guatemala (Pérez 1997). El origen de las supuestas cochinillas es incierto (los especimenes originales nunca se localizaron); además, probablemente el diagnóstico inicial fue erróneo. 6. MECANISMOS DE DISPERSION DE LA CRH La CRH, principalmente los instares ninfales, son fácilmente dispersados. Pueden ser transportados por el viento, lluvia, aves, ropa y vehículos. Se ha visto hormigas, que son atraídas por la ligamaza que expulsa la CRH, acarreando las cochinillas de planta en planta. Sin embargo, los principales dispersadores de la CRH son los humanos, ya que llevan material vegetal (ornamentales, frutas y vegetales frescos) entre y dentro de los países (Eades 1996). Cuando la CRH está presente en un país, todos los demás países de la región se encuentran automáticamente en riesgo a causa de los arreglos informales de comercio que se han venido dando históricamente a través de los años (Jones 1998). En consecuencia, las acciones de cuarentena que cada país establece son una de las principales barreras para la introducción de la CRH. 7. DAÑO ECONOMICO Los daños económicos que resultan de la invas ión de la CRH en un país han sido siempre millonarios. Estos daños incluyen tanto las pérdidas por los cultivos como los gastos que se deben realizar para el control de la cochinilla. Por ejemplo, el valor de los cultivos perdidos en Granada en 1995 fue estimado en US$ 1,763,000, lo que equivale al 7.45% del aporte del sector agropecuario al PIB. Para 1996 se estimaba que la pérdida anual como resultado de la devastación excedía los US$ 10 millones (Parasram 1999). En Trinidad y Tobago, los programas de control conducidos hasta finales de 1998 tuvieron un costo de US$ 1,476,425. La División de Planificación del Ministerio de

8 Anteriormente el género Maconellicoccus se encontraba dentro del género Phenacoccus (Williams 1996).



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Agricultura de Trinidad ha estimado que las pérdidas por los cultivos afectados sobrepasaron los US$ 125,000,000 anuales (Parasram 1999). El gobierno de Trinidad y Tobago realizó un plan de acción regional con duración de 3 años para el control de esta plaga. Este plan involucraba el apoyo de varias organizaciones internacionales y el monto de operación alcanzaba los US$ 13,700,000 (Jones 1999). 8. LITERATURA CITADA Eades, A. 1996. The Pink Mealybug in the Caribbean. CARDI Communications Unit.

Trinidad Office & Print Supplies, Trinidad & Tobago. 4 p. Ghose, S. K. 1972. Biology of the mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green)

(Pseudococcidae: Hemiptera). Indian Agriculturist 16 (4):323-332 pp. Jones, M. T. 1998. An update of activities in Trinidad and Tobago with respect to the

Regional action programme for control of the Hibiscus (Pink) Mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green) in the Caribbean. In Management Strategies for the control of the Hibiscus Mealybug. Proceedings of the 1st Seminar on the Hibiscus Mealybug. Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Trinidad and Tobago. 89-100 pp.

Levy, J. 1997. Banana inspection guidelines.

http://www.ceris.purdue.edu/napis/pests/pmb/news/970714.txt Mani, M. 1989. A review of the Pink Mealybug -Maconellicoccus hirsutus (Green). Insect

Sci. Applic. 10(2):157-167 pp. Meyerdirk, D. E., R. Warkentin, B. Attavian, E. Gersabeck, A. Francis, M. Adams y G,

Francis. 1999. Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del hibisco. USDA, APHIS, PPQ, IS, IICA.

Meyerdirk, D. E. 2000. Pink Hibiscus Mealybug (PHM) biological control program in

Belize, Central America; Status Report: March 24, 2000. USDA, APHIS, PPQ. Michaud, J. P. y G. A. Evans. 2000. Current status of Pink Hibiscus Mealybug in Puerto

Rico including a key to parasitoid species. Florida Entomologist 83(1): 97-101 pp. Parasram, S. 1999. The Hibiscus Mealybug in the Caribbean - A regional update. In

Management Strategies for the control of the Hibiscus Mealybug. Proceedings of the 2nd Seminar on the Hibiscus Mealybug. Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Trinidad and Tobago. 1-11 pp.

Pérez, R. 1997. Identificación de potenciales muestras de Maconellicoccus hirsutus en

plantaciones de banano y otros hospederos del nororiente de Guatemala: Reporte de la fase I (Enero-Marzo 1997). Reporte para el Laboratorio de Entomología Aplicada, Instituto de Investigaciones, Universidad del Valle de Guatemala. 8 p.

Persad, C. 1998. Host range of the Hibiscus Mealybug - Maconellicoccus hirsutus

(Green) and its symptom expression In Management Strategies for the control of the Hibiscus Mealybug. Proceedings of the 1st Seminar on the Hibiscus Mealybug.



9

Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Trinidad and Tobago. 77-88 pp.

Peterkin, D. D., V. F. López, M. Kairo y P. Ram. 1999. Laboratory production of Anagyrus

kamali (Hymenoptera: Encyrtidae) for Biological Control of the Hibiscus Mealybug Maconellicoccus hirsutus (Homoptera: Pseudococcidae). In Management Strategies for the control of the Hibiscus Mealybug. Proceedings of the 2nd Seminar on the Hibiscus Mealybug. Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Trinidad and Tobago. 24-36 pp.

Stibick, J. N. L. 1997. New pest response guidelines: Pink Hibiscus Mealybug,

Maconellicoccus hirsutus . PPL, USDA, APHIS y PPQ. Williams, D. J. 1996. A brief account of the hibiscus mealybug Maconellicoccus hirsutus

(Hemiptera: Pseudococcidae), a pest of agriculture and horticulture, with descriptions of two related species from southern Asia. Bulletin of Entomological Research 86: 617-628 pp.

USDA, APHIS, PPQ. 1996. Pink Hibiscus Mealybug.

http://www.aphis.usda.gov/oa/mealybug.html



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II. ESTRATEGIAS PARA EL CONTROL DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO,

Maconellicoccus hirsutus (Green)

Varios métodos de control han sido propuestos para lograr el control de la Cochinilla Rosada del Hibisco (CRH) (Meyerdirk et al. 1999), entre ellos, el control cultural (poda y quema de material infestado), el control químico y el control biológico. 1. CONTROL FISICO/CULTURAL

Para los países del Caribe donde se ha encontrado la CRH, los expertos calculan que la plaga ya estaba presente de uno a dos años antes de su detección9 (Kairo y Peterkin 1998), por lo que la plaga ya estaba muy dispersa y su control por poda y quema no era factible (mucho menos su erradicación). Por ejemplo, cuando se detectó la plaga en Trinidad (Tobago todavía no había sido infestada), las autoridades fitosanitarias aconsejaron al público el manejo de la plaga a través de la poda y quema in situ de las plantas infestadas (para evitar su propagación). Sin embargo, debido a que la CRH estaba tan dispersa y a que sus poblaciones siempre se desarrollan en muy poco tiempo, este tipo de control no tuvo impacto significativo (Persad, com. pers. 2000).

En muchos países este tipo de control se ha utilizado para demostrarle al público que las autoridades están haciendo algo por controlar la plaga, ya que la situación es siempre alarmante. En el caso de áreas muy infestadas, la poda y quema in situ puede ayudar a reducir las poblaciones de la CRH, permitiendo así focalizar la acción de otro tipo de control (biológico) (Sosa, com. pers. 2001). 2. CONTROL QUIMICO Los insecticidas químicos tampoco han logrado controlar las poblaciones de la CRH. Aunque varios productos químicos han sido reportados como posibles controladores de la CRH (Stibick 1997), ésta ya ha demostrado desde hace años resistencia contra hidrocarburos clorados, incluyendo el DDT y el toxafeno (McKenzie 1967). La resistencia en insectos es uno de los mayores problemas económicos para el productor, ya que tiene que aplicar cada vez mayores cantidades de insecticidas, a la vez que controla progresivamente menos plagas. Además, los insecticidas no pueden penetrar fácilmente la capa cerosa protectora que tiene la CRH ni los filamentos cerosos del ovisaco, y aunque los pudiera penetrar, la cochinilla puede vivir en partes inaccesibles de las plantas (grietas en tallos o raíces, por ejemplo) donde los insecticidas no llegan a causar su efecto. Además, varios estudios han hecho evidentes los efectos negativos de los insecticidas químicos (p.e. "Silent Spring" de Rachel Carson de 1962). Entre los efectos indeseables que se han documentado están (Gullan y Cranston 1994):

9 Algunos expertos creen que la fecha de introducción de la plaga fue cuatro años antes de su detección.



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a) Selección de insectos genéticamente resistentes a los insecticidas químicos. Por

ejemplo, varias poblaciones del "escarabajo de la papa", Leptinotarsa decemlineata, son resistentes prácticamente a todos los insecticidas existentes.

b) Destrucción de organismos benéficos (p.e. agentes de control biológico, polinizadores) o no dañinos (p.e. artrópodos del suelo).

c) Resurgimiento de pestes, como consecuencia de los puntos a) y b). d) Explosiones de pestes secundarias que antes no causaban problema. Esto

también como consecuencia de los puntos a) y b). e) Efectos ambientales adversos (contaminación del suelo y del agua, magnificación

biológica10, etc.). f) Peligro para la salud humana y de otros seres vivos.

Otra opción es el uso de insecticidas de extractos de plantas, como el neem o el ajo, que aunque son una alternativa a los insecticidas sintéticos, también pueden seleccionar insectos resistentes y no se sabe exactamente qué efecto pueden tener sobre la CRH (Stibick 1997). 3. CONTROL BIOLOGICO Actualmente, el único tipo de control que ha sido efectivo para el control de la CRH ha sido el control biológico. El control biológico es la regulación, por medio de enemigos naturales, de la densidad de población de un organismo (plaga11) a un promedio menor del que existiría en ausencia de tales enemigos (DeBach 1974). Esta regulación es uno de los principales factores que mantiene a la mayoría de los seres vivos en un estado de balance con su ambiente (van den Bosch et al. 1982). El objeto de los programas de control biológico es restaurar ese balance perdido cuando una especie ha aumentado su densidad por haber sido extraída de su "contexto ecológico", o porque las poblaciones de sus enemigos naturales han sido reducidas. El control biológico es una manifestación de la asociación natural de diferentes tipos de organismos dentro de una cadena trófica, es decir, que una especie (el hospedero) se convierte en el alimento de otra (el agente de control biológico). Los enemigos naturales que tradicionalmente se han considerado, son los depredadores, parásitos, parasitoides 12 y patógenos microscópicos. El control biológico cobró importancia agrícola alrededor de la última década del siglo XIX con la introducción de dos enemigos naturales que controlaron las poblaciones de la "cochinilla algodonosa" (Icerya purchasi Maskell), una plaga exótica que llegó desde Australia a California y que atacó los cítricos de la región (Gullan y Cranston 1994). Existen varios ejemplos exitosos de control biológico de cochinillas (Pseudococcidae en el mundo). Una lista de las especies de cochinillas presentes en Guatemala, controladas efectivamente a través del control biológico en alguna parte del mundo, se encuentra en el anexo 3.

10 La acumulación de químicos solubles en lípidos (como los organoclorados) en los tejidos de organismos a través de la

cadena trófica. 11 El término "plaga" o "peste" no tiene un significado ecológico formal. Es un término relativo que se define desde un

punto de vista puramente antropocéntrico. En un sentido amplio, una plaga es un organismo que reduce la disponibilidad, calidad o valor de algunos recursos humanos. Es decir, son organismos que compiten con el ser humano por comida, refugio y/o que le perjudican estética, económica o sanitariamente (Flint y van den Bosch 1981). En el sentido agrícola se refiere a poblaciones de organismos que causan un daño económico al cultivo.

12 Se refiere a organismos que viven a expensas de otros y que eventualmente matan al hospedero.



12

La cochinilla algodonosa, Icerya purchasi (Homoptera: Margarodidae) y su historia: (Gullan

y Cranston 1994; Huffaker 1971)

• Originaria de Australia • Introducida accidentalmente en California alrededor de

1868 • En 1886 ya era una plaga importante de los cítricos en

el sur de California. • Entre 1887 y 1889 se colectan enemigos naturales en

Australia y Nueva Zelandia y se liberan en California, controlando efectivamente la plaga.

• Los enemigos son Cryptochetum iceryae (Williston) (Diptera: Cryptochetidae) y Rodolia cardinalis (Mulsant) (Coleoptera: Coccinel lidae). La mosca es más efectiva en las partes frías y la tortolita en las partes calientes.

• Razones del éxito: los enemigos son altamente específicos y hábiles para buscar su presa y la cochinilla tiene vagilidad limitada y comportamiento gregario.

El control biológico es una parte importante de los programas de Manejo Integrado de Plagas (MIP), los cuales adquirieron importancia en los años 60, debido a los efectos negativos de los insecticidas. El MIP es la optimización del control de plagas de una manera económica, ecológica y socialmente positiva, lograda a través de la fusión de métodos de control, estrategias y tácticas (técnicas) para asegurar una producción estable y mantener el daño de la plaga por debajo del nivel de daño económico13 (Andrews y Quezada 1989; Reuveni 1995). El tipo de programa de control biológico que se ha utilizado con la CRH es el Control Biológico Clásico, el cual busca los enemigos naturales en el lugar de origen de la plaga (en el caso de la CRH, Asia y/o Australia), para ser introducidos, posteriormente, en la nueva región infestada por la plaga, y así lograr su control (como lo es América). Involucra el descubrimiento, importación y establecimiento de enemigos naturales exóticos con el fin de regular poblaciones de plagas introducidas (exóticas). Es apropiado cuando los organismos introducidos se vuelven plaga por ausencia de enemigos naturales, o sea, cuando la plaga se introduce a una región en la que nunca se encontraba y en la que no tiene enemigos naturales efectivos (como es el caso de la CRH). Entonces, se buscan los enemigos naturales en el lugar de origen y se introducen para regular la plaga. Lo que se quiere con este enfoque, es lograr el control de la plaga con poca asistencia tras el establecimiento del enemigo natural (Gullan y Cranston 1994). El ejemplo más exitoso y famoso de Control Biológico Clásico ha sido el control de "la cochinilla algodonosa" (Icerya purchasi) lograda con la introducción de la "vedalia" (Rodolia cardinalis) y una mosca parasitoide (Cryptochetum iceryae ) (véase arriba el cuadro de texto). A pesar de todos los aspectos beneficiosos del Control Biológico Clásico, varios impactos negativos pueden surgir cuando no se pone suficiente cuidado con la introducción de enemigos naturales exóticos. Muchos agentes introducidos no han logrado controlar las plagas. Algunos de estos enemigos naturales se han vuelto plagas en sí, mientras que otros sólo han empeorado la situación de la plaga. Agentes polífagos son los que tienen mayor potencial de daño contra las especies no objetivo (p.e. organismos benéficos) (Gullan y Cranston 1994), así que para evitar efectos ambientales secundarios, los programas de Control Biológico Clásico deben enfocarse en especies altamente específicas, como lo son los enemigos naturales que se utilizan para controlar la CRH.

13 El nivel de daño económico se refiere a la densidad de población más baja que es capaz de causar daño económico.

Es la densidad de la plaga en la cual la pérdida causada por la plaga iguala el costo de las medidas para su control (Gullan y Cranston 1994).



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Figura 13. Cryptolaemus montrouzieri adulto (escarabajo de color negro y rojo) y su larva (blanca con filamentos cerosos) alimentándose de cochinillas de los cítricos (Planococcus citri).

Se conocen varios depredadores y parasitoides14 de la CRH (al menos 30 especies depredadoras y más de 16 especies parasitoides15) (Mani 1989) pero los enemigos naturales asiáticos más exitosos, y por lo tanto más utilizados, son el coccinélido16 depredador, Cryptolaemus montrouzieri Mulsant, y las avispas parasitoides Anagyrus kamali Moursi y Gyranusoidea indica Shafee, Alam and Agarwal (Meyerdirk et al. 1999), disponibles actualmente en varias instituciones productoras de controles biológicos (Meyerdirk et al. 1999). Algunos enemigos naturales nativos del Caribe han sido encontrados atacando la CRH, pero estos son depredadores generalistas y oportunistas que tienen poco impacto en las poblaciones de la cochinilla (Kairo y Peterkin 1998). Entre estos depredadores tenemos varias especies de Coccinellidae, Lathrididae, Corylophidae, Noctuidae, Lycaenidae, Crysopidae, Coniopterygidae, Sympherobiidae, Drosophilidae, Cecidomyidae y Phytoseidae (Gautam 1998). 4. Cryptolaemus montrouzieri: DESTRUCTOR DE COCHINILLAS El coccinélido C. montrouzieri (figura 13) es depredador de varias especies de cochinillas (de ahí su nombre común "destructor de cochinillas"). En 1890, fue importado originalmente de Australia a Estados Unidos para el control de la cochinilla de los cítricos (Planococcus citri). El depredador deposita sus huevos entre las colonias de cochinillas. Éstos, transcurridos de 5-6 días, eclosionan a temperaturas promedio de 27°C. La larva, que tiene accesorios cerosos sobre el cuerpo (fácilmente confundibles con los ovisacos de la CRH), posee cuatro fases larvales con una duración de 12-17 días cada una. El último instar larval es de mayor tamaño, y mide, aproximadamente, 1.3 cm de largo. Todos los instares larvales se alimentan vorazmente de la CRH. Para empupar, la larva busca los lugares más protegidos del tallo de la planta. Los adultos emergen al cabo de 7-10 días, y aproximadamente a los 5 días de edad, inicia la puesta de los huevos. El adulto, de aproximadamente 4 mm de largo, es de color castaño oscuro en los élitros, con la cabeza y abdomen rojizos o anaranjados. La hembra es capaz de colocar entre 400 y 500 huevos durante los 50 días de longevidad promedio. La cantidad recomendada en las liberaciones de éste coccinélido, es de 1250 adultos por hectárea, una o dos veces por año. Para ornamentales de invernaderos es recomendable usar 5 adultos por planta como pauta inicial (OIRSA 2000). Este coccinélido funciona muy bien como solución a corto plazo, ya que es un depredador voraz que reduce rápidamente las infestaciones masivas de la plaga. Sin embargo, cuando las poblaciones de la plaga decrecen, el coccinélido se dispersa por 14 Se refiere a organismos que viven a expensas de otros y que eventualmente matan a su hospedero. 15 La mayoría de la familia Encyrtidae. 16 Comúnmente llamadas "mariquitas" o "tortolitas" (Coccinellidae: Coleoptera).



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Figura 14. Anagyrus kamali hembra, ovipositando cochinillas (Fuente: USDA).

falta de comida. Es en este momento, cuando la labor de las avispas parasitoides cobra importancia. Otro coccinélido que ha sido utilizado (p.e. en Trinidad y Tobago) para el control de la CRH, es Scymnus coccivora Aiyar. Este coccinélido es una buena alternativa, ya que aparentemente persiste cuando las poblaciones de cochinillas son pequeñas y la temperatura es bastante baja (Kairo y Peterkin 1998). 5. LOS PARASITOIDES DE LA CRH: LA SOLUCION A LARGO PLAZO Las avispas parasitoides (Anagyrus kamali y Gyranusoidea indica) son la solución a mediano y largo plazo en el control de las poblaciones de la CRH. Las poblaciones de estas avispas perduran en el área una vez están establecidas. No es necesario seguir con su liberación, ya que continúan atacando, manteniendo así las poblaciones de la CRH dentro de los niveles aceptables sin importar la densidad de la plaga (alta o baja).

Los parasitoides depositan un huevo dentro de la hembra adulta y/o de los instares ninfales de la CRH. Del huevo, emerge una larva que se alimenta del interior de la cochinilla, matándola inevitablemente. Una avispa adulta, al emerger de la CRH, puede llegar a parasitar 60 cochinillas. El control que estas avispas han logrado en el Caribe y Belice es ciertamente significativo. En cuatro meses redujeron en un 93.1% la población de la CRH en Belice; en Puerto Rico, en cinco meses, la redujeron en un 88%; en siete meses la redujeron en un 91.6% en St Kitts; en St. Thomas en un 86.7%; y en St. Croix en 95.2% (Meyerdirk 2000).

Estas avispas son originarias de Asia, al igual que la CRH. En algunos países de ese continente, la plaga de la CRH parece estar restringida a Hibiscus, y no es un problema económico debido a que, posiblemente, sus poblaciones están bien reguladas por estos enemigos naturales que cohabitan con la cochinilla. No existen impactos negativos significativos para la calidad del ambiente, ya que, estas avispas, atacan sólo algunas especies de cochinillas (son especialistas), muchas de las cuales son serias plagas agrícolas. Además, se cree que las otras especies de cochinillas a las que las avispas podrían atacar, no juegan un rol crítico en el ecosistema (Meyerd irk et al. 1999).

La experiencia en otros países, indica que, al menos para la CRH, el control biológico en comparación con el control químico, es altamente efectivo y barato a medio plazo. Por ejemplo, en Trinidad y Tobago, en un período de 6 meses se hizo un estudio comparativo de costo-beneficio entre el control químico y el control biológico. En el área que utilizaba control químico, cada mes se gastaban $7,482, mientras que en el área que utilizaba control biológico, gastaban $1,349 (Gautam et al. 1998). Continuar con el control químico implicaría aumentar progresivamente este gasto por mes, mientras que el precio del control biológico se reduciría a medida que los enemigos naturales se establecieran. Además, existe suficiente literatura sobre como iniciar y manejar



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insectarios para la crianza de los parasitoides en los países infestados (Kairo et al. 1997; Meyerdirk et al. 1999), disminuyendo así el costo del control biológico por no ser necesaria la importación de los parasitoides. Por ejemplo, Belice ha establecido ya un insectario, que en un futuro podría abastecer a Centroamérica si fuese necesario.

En el insectario se producen de 3,000 a 4,000 parasitoides por semana. Esta cantidad, fácilmente, la pueden aumentar hasta los 7,000 individuos si se llega a ser necesario. La producción máxima a la que pueden llegar es de 10,000 individuos por semana. El insectario recibe el apoyo de OIRSA, por un período de cinco años (de los cuales ya quedan solo tres). Para producir 10,000 Anagyrus por semana, neces itan 2000 libras de calabaza japonesa por mes ($0.8 por libra). El costo en este momento por avispa producida en el insectario de Belize, es de aproximadamente $1.7. Creen que si aumentan la producción, las podrían vender a un precio que sería incluso más barato que el de CABI y USDA (menos de $1 por avispa), o en su defecto, al mismo precio (Sosa, com. pers. 2001).

El control biológico de la CRH ha sido exitoso debido a varios factores:

1) El ambiente ha sido adecuado para el desarrollo, supervivencia y reproducción de los enemigos naturales. Por ejemplo:

• Disponibilidad de comida (p.e. hospederos alternativos, néctar y agua) • Clima adecuado (humedad y temperatura adecuadas) • Hábitat para apareamiento • Lugares para congregarse y descansar

2) Los enemigos naturales son atraídos por la CRH y tienen buena habilidad de

rastreo (este es uno de los puntos más importantes). 3) Las densidades del enemigo natural han sido suficientemente altas para asegurar

el encuentro de ambos sexos para la cópula y poder así mantener una población que controle la plaga.

4) Los enemigos naturales tienen buena capacidad reproductiva respecto a la de la

plaga. 5) Se ha logrado la sincronización de los ciclos de vida del enemigo y de la plaga. 6) Se han implementado medidas que protegen, conservan y aumentan los

enemigos naturales por medio de prácticas agrícolas compatibles con el control biológico.

7) Los enemigos naturales son especie-específicos, lo que ha evitado los efectos

negativos sobre otras especies. La investigación en esta área ha sido muy importante.



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6. LITERATURA CITADA Andrews, K. L. y J. R. Quezada (editores). 1989. Manejo integrado de plagas insectiles

en la agricultura. Escuela Agrícola Panamericana, El Zamorano, Honduras. 623 p. Croft, B. A. 1990. Arthropod biological control agents and pesticides. John Wiley & Sons,

New York. 723 p. DeBach, P. 1974. Biological control by natural enemies. Cambridge University Press,

London. 323 p. Evans, H. E. 1984. Insect Biology: A textbook of Entomology. Addison-Wesley Publishing

Company, Massachusetts. 436 p. Flint, M. L. y R. van den Bosch. 1981. Introduction to integrated pest management.

Plenum Press, New York. 240 p. Gautam, R. D. 1998. Use of exotic coccinellids for the management of Hibiscus Mealybug

Maconellicoccus hirsutus (Green) in the caribbean region. In Management Strategies for the control of the Hibiscus Mealybug. Proceedings of the 1st Seminar on the Hibiscus Mealybug. Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Trinidad and Tobago. 1-11 pp.

Gullan P. J. y P. S. Cranston. 1994. The insects: an outline of Entomology. Chapman &

Hall, London. 491 p. Huffaker, C. B. 1971. Biological Control. Plenum Press, New York. 511 p. Orr, D., S. Bambara y J. Baker. 1997. Biological pest control: an introduction. (Colocado

en la Red por el Centro para el MIP, Universidad estatal de NC). http://ipmwww.ncsu.edu./biocontrol/introduction.html

Poinar, G. O. Jr. y G. M. Thomas. 1984. Laboratory guide to insect pathogens and

parasites. Plenum Press, New York. 392 p. Reuveni, R. (editor). 1995. Novel approaches to integrated pest management. Lewis

Publishers, Boca Ratón. 369 p. Sweetman, H. L. 1958. The principles of biological control. W. M. C. Brown Company,

Dubuque. 560 p. van den Bosch, R., P. S. Messenger y A. P. Gutierrez. 1982. An introduction to

biological control. Plenum Press, New York. 247 p.



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III. SITUACION DE LA COCHINILLA ROSADA, Maconellicoccus hirsutus (Green), EN LOS PAISES

CERCANOS A GUATEMALA 1. INTRODUCCION Luego de la detección realizada en 1983 de la cochinilla rosada en Hawaii, donde a la fecha no es considerada una plaga de importancia, la alerta que Estados Unidos iniciara en ese entonces llamó la atención en toda Latinoamérica por las implicaciones que la presencia de esta plaga tiene.

En 1996 se estimó que en el caso que Guatemala hubiera sido infestada por esta plaga, se hubiera perdido al menos $ 1,102,000.00 por valor de exportaciones agrícolas considerando únicamente cultivos como: aguacate, frijol, zanahoria, cacao, pepinos, limón y mango.

Aunque la respuesta inmediata ante la presencia de la plaga prácticamente se ha dado en todos los países infestados (ver figura 15), la prevalencia de la plaga ha sido reducida, más no eliminada, de tal manera que la plaga de la cochinilla rosada sigue siendo importante por las tres razones siguientes: Ø Los esfuerzos se han centrado en controlar la reproducción de la plaga dentro

de cada país y no así su dispersión entre países. Se estima que en los próximos dos años la cochinilla rosada estará presente en 15 países más, entre ellos la región sur de los Estados Unidos, Brasil y Colombia.

Ø Aunque a través del uso del control biológico se ha reducido la infestación de

esta plaga por debajo de los niveles de daño económico, la preocupación de los países infestados se concentra ahora en tener suficientes recursos (principalmente parasitoides) para mantener bajos los niveles de las poblaciones de cochinilla rosada.

Ø Al utilizar la estrategia de control biológico, se supone que hay total acceso a

todas las áreas infestadas; sin embargo, algunos países en riesgo como Brasil, Costa Rica y Panamá poseen bastantes parques y áreas grandes de reservas naturales que obviamente están protegidas por leyes. En dichos lugares el acceso es limitado, y por lo tanto, su detección sería más difícil y su control en dichas áreas sería mucho más complicado.

En consecuencia de ello es importante conocer cómo se encuentra la distribución geográfica de la cochinilla rosada para evaluar las acciones preventivas a implementar, calcular el riesgo de su presencia y posibles medidas de control en caso se presente en Guatemala basado en medidas aplicadas en otros países.



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2. SITUACION EN LAS ISLAS DEL CARIBE Aunque se cree que la cochinilla rosada fue introducida en el hemisferio por primera vez en 1992, no se conoce el medio de transporte ni el o los países de origen. La presencia de la cochinilla rosada en el Caribe se inició oficialmente en Granada en octubre de 1994, incluso en Carricou a finales del mismo año y Petit Martinique, lugares desde donde se dispersó a más de 25 islas del Caribe. En el caso de Granada, para octubre de 1995 ya se había dispersado en prácticamente toda la isla; al final de año se estimó que se tuvieron pérdidas en los cultivos por valor de $1,763,000.00, aunque para febrero del mismo año se estimaron pérdidas totales de $10 millones. Esto afectó a más de 90 especies de cultivos y forestales, incluyendo hortalizas, frutales, ornamentales y forestales. Otras pérdidas que no se estimaron, aunque son igualmente importantes,

Figura 15. Países y algunas de las islas infestadas por la CRH en el Hemisferio Occidental (Fuente: USDA-APHIS, actualizado con los nuevos registros que se tienen hasta julio de 2001 por C. Cardona).



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fueron los daños causados a las plantas ornamentales en hoteles, jardines comerciales y botánicos, cultivos comerciales y árboles residenciales. Debido a que en Trinidad y Tobago se impusieron restricciones cuarentenarias a Granada, las exportaciones de este país se redujeron en un 70% hacia este último. Se exigió la emisión de un certificado fitosanitario donde se indicara que los productos se encontraban libres de esta plaga. Algunos exportadores de Granada decidieron lavar los productos agrícolas de exportación con agua clorada y detergente para eliminar la cochinilla rosada en los embarques. Otros países importadores de productos agrícolas como Canadá, Estados Unidos, Holanda y el Reino Unido no impusieron ninguna restricción especial más que las medidas usuales de inspección y tratamientos cuarentenarios, así como la modificación de algunas de sus regulaciones. La reducción en las exportaciones de Granada a países vecinos fue muy fuerte y hasta se rumora que fue una de las causas que contribuyeron al cambio de gobierno en 1995. En el cuadro 1, que aparece a continuación, se detalla un listado de los lugares en donde se ha presentado la plaga en mención y las fechas de su detección:

Cuadro 1. Presencia de la Cochinilla Rosada en el Caribe.

País Fecha de detección de la CRH Grenada 1994 Trinidad junio, 1995 San Kitts noviembre, 1995 Nevis diciembre, 1995 Tobago noviembre, 1996 Santa Lucía octubre, 1996 Anguilla febrero, 1997 17 Guyana 1997 Antillas Holandesas (incluyendo San Martín) San Eustaquio Curacao Aruba

septiembre, 1996 mayo, 1997 junio, 1997 1998

Islas Vírgenes Británicas: • Tortola • Virgin Gorda

mayo, 1997 mayo, 1997

Islas Vírgenes (EUA) • San Thomas • San Croix • San John

1997 1998 1998

San Vicente y Las Grenadinas mayo, 1997 Montserrat enero, 1998 Guadalupe abril, 1998 Puerto Rico 1998 Martinica marzo, 199918 Bahamas 2000 Barbados 2000

17 Es posible que la CRH haya sido introducida en Anguilla en junio de 1996, pero fue reportada oficialmente en febrero de 1997. 18 California del Sur (El Centro, Calexico), en Estados Unidos fue infestada en 1999 y en ese mismo año México, en las localidades de Baja California (Mexicali) y Sonora (San Luis Río Colorado), fue reportada la Cochinilla rosada.



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Como resultado de la presencia de la cochinilla en San Kitts, el Departamento de Agricultura de EUA decidió apoyar la implementación de un insectario para realizar control biológico y fue cuando se importaron depredadores producidos en California, y posteriormente se estableció un laboratorio para cría masiva de parasitoides. En el caso de Trinidad y Tobago, se iniciaron esfuerzos para erradicar la Cochinilla rosada a través de aplicación de plaguicidas y técnicas de corte y quema. Sin embargo, al ser poco efectivas, se sustituyeron por programas de contención y control principalmente mediante el uso de parasitoides. Más de 135 especies vegetales se vieron afectadas, entre las que se contaron caña de azúcar, teca, hortalizas, plantas ornamentales, frutales y cacao. Sin embargo, se fortalecieron las normas y acciones de cuarentena vegetal; se promovió la información y educación pública; mediante la vigilancia y análisis se programaron las liberaciones de parasitoides y depredadores. Para diciembre de 1998 se habían gastado en los programas de control $1,476,425 y se estima que las pérdidas pudieran haber alcanzado los $125 millones por año. Los efectos perjudiciales de la plaga no han sido tan severos como en Granada gracias a la detección temprana y a un enfoque más proactivo como consecuencia de lo ocurrido en este país vecino. La Cochinilla rosada no se ha reportado aún en lugares como Cuba, República Dominicana, Haití, Jamaica e Islas Caimán. El Director General de la FAO aprobó fondos en julio de 1997 para desarrollar un proyecto de asistencia técnica para el control biológico de la Cochinilla rosada cuyos beneficiarios serían los países siguientes: Antigua y Barbuda, Bahamas, Barbados, Belice, la Mancomunidad de Dominica, Granada, Guyana, Jamaica, San Kitts y Nevis, Santa Lucía, San Vicente y las Granadinas, Surinam, Trinidad y Tobago y Venezuela. El objetivo de proporcionar dicha asistencia técnica es apoyar las actividades regionales para un control sostenible a largo plazo de la Cochinilla rosada en el Caribe y evitar la diseminación al resto de Latinoamérica.

En general, el manejo de la Cochinilla rosada en el Caribe se está enfocando bajo cinco estrategias, siendo ellas: Inspección al momento del arribo, programa de información al público, programa de aspersión química, estudio de distribución, investigación en tratamiento con agua caliente y control biológico. A continuación se hace una breve descripción de cada una de ellas.

Inspección al momento del arribo Las instituciones responsables de los aspectos fitosanitarios en cada país han implementado procedimientos de inspección más estrictos para productos agrícolas provenientes de otras islas del Caribe y se han realizado intercambios de documentos donde se presentan las firmas oficiales para la emisión de los certificados fitosanitarios. Programa de información al público Distintas instituciones internacionales y nacionales, públicas y privadas se han involucrado en la producción y distribución de hojas informativas, folletos, carteles, videos y charlas que solicitan no sólo el apoyo para concienciar a la población, sino también a turistas y evitar el contrabando. Existe información periódica a través de la Oficina Técnica de la FAO para la Comisión Caribeña de Protección Vegetal.



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Programa de aspersión química En tres países del Caribe (Trinidad y Tobago, Granada y San Kitts) se implementó un programa de aplicación de plaguicidas seguidos por el corte o poda de plantas infestadas, o partes de las mismas, que luego son quemadas. Los resultados obtenidos en San Kitts y Trinidad y Tobago indican que este programa sólo ha reducido su diseminación de las áreas urbanas a las agrícolas. En Granada, debido a la amplia distribución de la Cochinilla rosada, los resultados han sido limitados. Dentro de los productos plaguicidas utilizados están la Buprofezina, Dimetoato, Acefato y otros organofosfatos, aceites y jabones. Las limitaciones de la efectividad de este programa son en tres aspectos: la falta de recursos para atender todas las llamadas del público, el reconocimiento equivocado de la plaga y que muchas veces se corta el material infestado sin quemarlo después.

Estudio de distribución Muchas infestaciones fueron reportadas en Granada previo a su reconocimiento oficial en octubre de 1994 como una nueva plaga, y posiblemente debido a los embarques semanales de productos agrícolas hacia Trinidad fue que esta isla se infestó. Granada realiza estudios de distribución de Cochinilla rosada cada 3 a 6 meses, mientras que en San Kitts se mantiene un programa regular de monitoreo. Se tienen listados de hospederos para las islas de Granada, San Kitts y Trinidad y Tobago.

Investigación en tratamiento de agua caliente En Granada los datos e investigación demuestran que tratamientos de inmersión en agua a 45ºC durante 5 minutos son efectivos para productos de exportación como guanaba, banano y plátano. Sin embargo, deberá verificarse la estabilidad de la temperatura ya que se observó desarrollo de huevos bajo estas condiciones. Aunque se sugieren temperaturas entre 47ºC y 50ºC para mejores resultados. Se necesita desarrollar protocolos para exportación que sean aceptados, tanto por países exportadores como importadores.

Control biológico Prácticamente no existe un país en la región del Caribe que no haya implementado un programa de control biológico ya sea produciendo sus propios parásitos y/o depredadores o bien importándolos de países vecinos. El control biológico es la única estrategia sugerida como solución sostenible de largo plazo. En otros países como la India y Egipto, éste ha demostrado ser el único medio efectivo para reducir las poblaciones de Cochinilla rosada. Se han introducido parasitoides como la avispa Anagyrus kamali y los predadores Cryptolaemus montrouzieri, Scymnus coccivora y Nephus regularis. 3. SITUACION EN ESTADOS UNIDOS La primera detección realizada en EUA en 1983 fue en el estado de Hawaii en el pacífico, muy cerca de Asia de donde se supone se origina la plaga de la Cochinilla rosada. Nunca causó mayores daños y eso aparentemente ocurrió así debido a que afortunadamente se importó la plaga simultáneamente con los enemigos naturales. Además, se tienen registros de la presencia de parasitoides de la Cochinilla rosada previo al aparecimiento de esta plaga en esa isla.



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Dado que las Islas Vírgenes de los Estados Unidos se encuentran en el Caribe, las islas de Santo Tomás y San Juan reportaron la presencia de la Cochinilla rosada en mayo de 1997 y en Santa Cruz en junio de 1997. En junio de 1997 se importó el parásito Anagyrus kamali de China y se liberó en Santo Tomás. También se liberó el parásito Gyranusoidea indica simultáneamente importado de Egipto. Como era de esperarse, dada la dinámica adquirida en otras islas del Caribe, la isla de Vieques, Puerto Rico, reportó la presencia de la Cochinilla rosada en junio de 1997; la isla Culebra, Puerto Rico, en diciembre de 1997, y Puerto Rico, isla principal, en abril de 1998. Sin embargo, el aparecimiento de la Cochinilla rosada en California, Condado de Imperial, en agosto de 1999 llamó la atención de las autoridades fitosanitarias de los Estados Unidos por haber aparecido en un lugar no esperado, es decir, en la costa oeste de Estados Unidos y en la frontera con México. El riesgo potencial de entrada se había calculado en mucho mayor proporción para el área del Golfo de México y la Florida.

En el estado de California, en agosto de 1999, la Cochinilla rosada se detectó en la ciudad de Calexico (frontera con Mexicali, México). En ese momento se estimaba que fundamentalmente era una plaga urbana, por lo que se buscó muy intensamente en centros urbanos cercanos, encontrándose en las ciudades de Heber, El Centro, Seeley e Imperial. Sin embargo, se mantiene su monitoreo hasta la fecha en las ciudades de Holtville, Ocotillo, Brawley, Westmorland, Winterhaven, Bard, Palo Verde, Mecca y Thermal. En el invierno del año 2000 (noviembre), el Departamento de Agricultura de California diseñó un estudio de distribución intensivo para determinar la distribución de la Cochinilla rosada en el Valle de Imperial en California. El estudio se basó en la necesidad de conocer qué ciudades se encontraban infestadas, en qué proporción y si los cultivos comerc iales eran hospederos de la Cochinilla rosada. Se contrataron y capacitaron a seis personas para reconocer la Cochinilla rosada en diferentes estados de desarrollo, reconocer otras especies de cochinillas presentes en la región, así como para utilizar aparatos del Sistema de Posicionamiento Global para registrar geográficamente los hallazgos. El estudio contenía cuatro componentes: el estudio en ciudades, el estudio de punta de lanza, el estudio de transectas y el estudio de delimitación. Dichos componentes se implementaron de marzo a octubre del 2000. Se iniciaron nuevamente en abril y se espera que finalicen en septiembre del presente año. El componente I, el estudio en ciudades, mostró la presencia de la plaga en las ciudades indicadas previamente, mismas que fueron estudiadas intensivamente durante el año 2000. Se realizaron tres muestreos en cada ciudad, cada uno con una duración de tres meses. La mayor cantidad de Cochinilla rosada ocurrió en Calexico durante el año 2000; el segundo muestreo en la misma ciudad demostró que aproximadamente el 40% de las propiedades inspeccionadas se encontraron infestadas. Los resultados mostraron que en tres ciudades (Calexico, Heber y El Centro) la plaga se diseminaba gradualmente mientras que se observaba estática en Seeley e Imperial. A continuación se presenta el cuadro 2, que muestra los resultados.



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Cuadro 2. Niveles de infestación en las comunidades del Valle de Imperial en el período de estudio

Primer estudio Segundo estudio Tercer estudio Ciudad No. de

propi edades inspeccionadas

% de propiedades infestadas

No. de propiedades

inspeccionadas

% de propiedades infestadas

No. de propiedades

inspeccionadas

% de propiedades

infestadas Calexico 1,910 15 769 38 -- -- Heber 527 20 438 18 89 28 El Centro 2,729 6 1947 3 747 15 Seeley 298 11 135 17 163 7 Imperial 1,939 2.5 963 2.5 976 2.5

A finales de julio y principios de agosto se amplió el estudio a otros centros poblados en el Valle de Imperial. Con la excepción de la Base Aérea Naval, la Universidad del Valle de Imperial y Holtville, estos centros representaron pueblos de condados al norte. Los resultados de dichas comunidades se presentan en el siguiente cuadro.

Cuadro 3. Inspección de comunidades en los alrededores

Ciudad Número de propiedades

inspeccionadas

Número de propiedades infestadas

Brawley 645 0 Calipatria 195 0 Country Club 84 0 Niland 161 0 Westmorland 154 0 Campus de la Universidad del Valle de Imperial 32 1* Base Naval 150 44** Holtville 464 1***

* Esto ocurrió en el centro del campus en un árbol. Se liberaron parasitoides. ** Se sabía que esta base era un lugar infestado; en ese momento se consideraba parte de

Seeley. Sin embargo, debido a que se estaba asperjando Malatión para control de mosquitos, las liberaciones de miles de parasitoides Anagyrus kamali se iniciaron hasta a finales de septiembre cuando finalizaron las aspersiones.

*** Se estudió ampliamente Holtville y se encontró que había un solo sitio infestado en la ciudad, siendo el parque en el centro del poblado, infestando dos árboles y arbustos de clavel de Panamá. Se aplicó un insecticida que destruyó la mayoría de la Cochinilla rosada y se liberaron parasitoides.

El estudio de punta de lanza utilizó el sistema de mapeo del Departamento de Agricultura de California que divide al Valle de Imperial en cuadrículas de una milla cuadrada. Se visitaron al menos 20 lugares dentro de cada cuadrícula que incluían jardines domésticos y cultivos comerciales. La punta de lanza se fue ampliando a fin de incluir todas las áreas infestadas. Como resultado del primer estudio, se encontraron infestados cuatro cuadrantes, siete cuadrantes en el segundo y tres en el tercero.

Aunque parecía que la Cochinilla rosada se encontraba contenida en los límites de la punta de lanza, por razones cuarentenarias y por el hecho de que nunca se había encontrado la plaga en ningún cultivo comercial, se implementó el estudio de transectas. Cada transecta consistía en 10 millas en el exterior de la punta de lanza y se repetía cada 5 millas a lo largo de donde se realizó el estudio de punta de lanza. Se tomaron



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más de 2,000 lecturas en estas transectas, principalmente en alfalfa. No se encontraron cochinillas en este estudio.

El estudio de delimitación incluyó toda el área dentro de los estudios de punta de lanza, excluyendo las ciudades. Holtville duplicó su área original a 118 millas cuadradas. El tiempo permitió un solo estudio completo de este tipo. Catorce cuadrantes contienen propiedades infestadas en la mitad oeste del área. Estos lugares siempre se encontraron alrededor de casas, nunca en cultivos. Trece de estos lugares estaban dentro de una a dos millas del pueblo. Sólo un lugar, el Restaurante Camacho, no estaba cerca al área urbana. En la mitad este del estudio (59 millas cuadradas) no se encontraron cochinillas.

En todos los estados donde se ha encontrado la plaga se han implementado programas de control biológico, que se supone es la única estrategia efectiva para reducir las poblaciones de Cochinilla rosada presentando el menor impacto ambiental y social. El daño potencial estimado a la agricultura al dispersarse la Cochinilla rosada en los estados del sur es de $750 millones por año.

En cuanto a aspectos regulatorios, se permite el ingreso de productos agrícolas de los países infestados, y al igual que todos los embarques de importación, requieren de inspección obligatoria. En caso de encontrarse la presencia de Cochinilla rosada en cualquiera de sus estados de desarrollo, el embarque se maneja cuarentenariamente con un tratamiento de fumigación con Bromuro de Metilo. 4. SITUACION EN VENEZUELA Se ha reportado la presencia de la Cochinilla rosada en el estado de Zulia, localizado en el oeste del país; éste es un estado que colinda con Colombia. Sin embargo, las notificaciones oficiales de su presencia a países vecinos y organismos internacionales de sanidad agrícola no han ocurrido aún. Aunque dentro del estado de Zulia se localizan centros urbanos importantes como Maracaibo, también las actividades agrícolas juegan un papel muy importante, razón por las que ya se inició la implementación de las medidas de control biológico clásico y monitoreos. Sin embargo, existe bastante preocupación sobre qué medidas adoptar en áreas consideradas como reservas naturales. Al igual que en otros países, ésta plaga fue detectada en uno de los lugares donde no se esperaba, es decir, se esperaba que la plaga iniciara su infestación dentro del país por el lado de la costa norte por su cercanía con las islas del Caribe, que se encuentran infestadas desde hace varios años. Otra de las posibilidades que se consideraban es que la plaga ingresara al país por la frontera localizada al este del país dado que Guyana, que se encuentra infestada desde abril de 1997, colinda por ese lado con el país. Dado el movimiento comercial que tiene este país con sus vecinos, las autoridades de los países circundantes, particularmente Colombia y Surinam, empezaron a dictar medidas fitosanitarias que restringen el movimiento de productos de origen agrícola (junio 2001).



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5. SITUACION EN MEXICO El Departamento de Agricultura de Estados Unidos, al detectar la presencia de la plaga en la ciudad de Calexico (agosto 1999), notificó inmediatamente a la Secretaría de Agricultura, Ganadería y Recursos –SAGAR- de México sobre el hallazgo. En septiembre de 1999 la SAGAR envió cuadrillas de trabajadores para que buscaran dicha plaga, y también algunos árboles que se encontraban infestados fueron cortados y destruidos.

La SAGAR informó en noviembre de 1999 que el brote había sido erradicado y que la plaga no se había detectado en otros lugares. En consecuencia, este país no ha establecido un sistema de vigilancia activo para detección de la plaga más que inspecciones de campo ocasionales en la frontera con California, EUA, y en menor grado, en la frontera con Belice. Asimismo, no estableció insectarios para realizar control biológico aunque varios técnicos ya han sido capacitados en esta área. 6. SITUACION EN BELICE La presencia de Cochinilla rosada se detectó el 24 de septiembre de 1999 en Belmopán y luego en la ciudad de Belice. Posteriormente, se han realizado detecciones en otras partes del país, al grado que prácticamente en todas las áreas de Belice se encuentran infestaciones, incluyendo entre lo más relevante a las ciudades de San Ignacio (cercano a la frontera con Guatemala, Melchor de Mencos) y Punta Gorda, al sur del país sobre la costa del Atlántico. Por otro lado, también existe presencia de la plaga en Corozal, al Norte del país cerca de la frontera con México, en donde se indica que no hay mayores implicaciones (véase la figura 16). En el caso de los brotes nuevos se mantiene un programa de vigilancia activa que permite realizar detecciones de la plaga. En el mismo lugar se realizan liberaciones de parasitoides. En general encuentran 79-80% de parasitismo en las poblaciones de CRH de cada nueva localidad, y en dos meses, luego de liberar parasitoides, ya tienen controladas las poblaciones de CRH. A los tres meses ya se observa un control excelente del 95-99%. Además, cada nueva infestación es más pequeña que la anterior y a la vez ya encuentran los parasitoides que han liberado en otras áreas. Desde la detección, el Servicio de Inspección de Sanidad Animal y Vegetal –APHIS- de EUA ha apoyado la estrategia de control biológico a través del uso de parasitoides, para lo cual se ha establecido un insectario donde se producen tanto las calabazas para la crianza de CRH como la cría de parasitoides. Se ha reportado que se ha alcanzado un nivel estable de producción de parasitoides, y a pesar del nivel de cuidado que requiere el laboratorio, el personal ha adquirido buena experiencia. Sin embargo, todavía falta coordinación en la parte de producción de las calabazas.

En cuanto a aspectos regulatorios, cuando se reportó la detección en California, Belice siguió los lineamientos dictados por OIRSA donde se prohibía el ingreso de productos de EUA. Sin embargo, 15 días después de haber adoptado esa medida se eliminó la misma ya que ocurrió la detección de la misma plaga en el país. Luego, únicamente se realizan inspecciones fitosanitarias y en caso se encuentre presencia de la Cochinilla rosada en el embarque, se procede a su tratamiento con Bromuro de Metilo o bien se procede a la reexportación.



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Figura 16. Distribución de la Cochinilla rosada del Hibisco hasta febrero de 2001

(Fuente: O. Sosa, 2001, BAHA, Belize Agricultural Health Authority)

7. LITERATURA CITADA APHIS, PPQ. 1,999. Pink Hibiscus Mealybug biological control program in Puerto Rico,

Status Report. 4 p. APHIS, PPQ. 1,999. Pink Hibiscus Mealybug biological control program in St. Kitts, West

Indies, Status Report. 2 p. APHIS, PPQ. 1,999. Pink Hibiscus Mealybug biological control program in the United

States Virgin Islands. 2 p CHANG, L.W.H. y MILLER, C.E. 1,996. Pathway risk assessment. Pink Mealybug from

the Caribbean 61 p.



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FAO. 1,999. Current reported distribution on pink hibiscus mealybug in the Caribbean sub-region. 1 p.

IICA. 1,998. La emergencia, reproducción y propagación de la cochinilla rosada en las

Americas. Costa Rica. 31 p. JORGE, P. y CASTLETON, C.W. 1,996. Risk analysis for the West Indies to import

Caribbean produce infested with the pink mealybug Maconellicoccus hirsutus (Green). USDA APHIS IS. 17 p

KAIRO, M. T.K. 1,998. Biology of the Hibiscus (Pink) Mealybug, Maconellicoccus hirsutus

(Green). 5 p. MEYERDIRK, D.E. et al. 1,998. Manual for the Pink Hibiscus Mealybug biological control

project. Animal and Plant Health Inspection Service, Plant Protection and Quarantine.

MEYERDIRK, D.E. 2,000. Non-target impact of exotic natural enemies released on

Maconellicoccus hirsutus (Green) in St. Kitts, West Indies. 1 p. MEYERDIRK, D.E. 2,000. Biological control of the Pink Hibiscus Mealybug,

Maconellicoccus hirsutus (Green), in the US Territories, in the Caribbean and Belize, Central America. 1 p.

ODERMATT, D.M. 1,996. Identification of Maconellicoccus hirsutus (Green). 5p. OIRSA. 1,999. Medidas fitosanitarias de emergencia contra cochinilla rosada tomadas

por los países que integran la region del OIRSA. XI Reunión de la comisión ejecutiva del H. Cirsa. México.

REGIONAL ACTION PROGRAMME FOR CONTROL OF THE PINK MEALYBUG. 1,996.

The pink mealybug in the Caribbean. 4 p. WATSON, G.W. y CHANDLER, L.R. 1,999. Identification of Mealybugs important in the

Caribbean Region. Commonwealth Science Council and CAB International. P. 29-32. WEDDLE, R. y ROLTSCH, W.J. 2001. Intensive population monitoring program of Pink

Hibiscus Mealybug in Imperial Valley. 4 p.



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IV. GUATEMALA LIBRE DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO, Maconellicoccus hirsutus (Green)

1. RESUMEN

La Cochinilla rosada, Maconellicoccus hirsutus (Green), es una plaga exótica originaria de Asia, presente en algunas islas del Caribe y detectada en 1999 en Belice en áreas cercanas a la frontera con Guatemala. Esta plaga constituye una seria amenaza para la agricultura nacional ya que por ser una especie no presente en muchos de los países a donde Guatemala exporta productos agrícolas afectaría nuestro comercio internacional. Considerando la importancia de esta plaga para el país, la Unidad de Normas y Regulaciones del MAGA desarrolló una estrategia con acciones en el corto y mediano plazo, para evitar la entrada de la plaga al país y proveer las medidas para su manejo o erradicación si es introducida. Como parte de esta estrategia, se han realizado tres estudios de detección temprana desde 1999 (noviembre 1999, abril 2000 y noviembre 2000). Estos estudios se realizaron en los departamentos de Petén e Izabal. Adicionalmente, se estableció contacto con sectores que podrían verse afectados para contar con su colaboración de detección. Los resultados indican que la Cochinilla rosada no está presente en Guatemala. Un cuarto estudio de detección temprana se realizará en Julio 2001. 2. INTRODUCCION El riesgo de introducción y establecimiento de la Cochinilla rosada en Guatemala es alto debido a que está presente en las Islas del Caribe, Belice y California. Si esta especie se introduce y establece en el territorio nacional, su impacto en los cultivos de exportación y de consumo local sería de proporciones alarmantes. Esta situación preocupa debido a que las condiciones agroecológicas tropicales nuestras favorecen a la plaga. Las especies vegetales hospedantes de la plaga son parte de nuestro ecosistema. Adicionalmente, la plaga es muy prolífica, produciendo entre 12 y 15 generaciones por año. La reciente detección de M. hirsutus en Belice, incluso en áreas cercanas a la frontera con Guatemala, constituye una seria amenaza para la agricultura nacional. Por esta razón, el Area Fitozoosanitaria de la Unidad de Normas y Regulaciones del MAGA desarrolló una estrategia con acciones en el corto y mediano plazo para evitar la entrada de la plaga al país y proveer las medidas para su manejo o erradicación si es introducida (anexo 4, Acuerdo Mi nisterial). 3. ESTRATEGIA Los objetivos de esta estrategia son: evitar que la plaga sea introducida en Guatemala y preparar un plan emergente de control y erradicación en el caso que sea introducida. Esta es una estrategia que integra varios componentes de ejecución inmediata y simultánea. Aunque la estrategia es nacional, es importante señalar que acciones similares se están implementando en toda la región continental Mesoamericana.



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Componentes de la estrategia • Conocimiento técnico del problema • Fortalecimiento del sistema cuarentenario • Capacitación • Divulgación • Detección temprana de la plaga en Guatemala • Plan emergente de control de la plaga 3.1 Conocimiento técnico del problema La primera acción consistió en obtener la mayor documentación posible sobre el problema para orientar las acciones concretas de la estrategia. Se obtuvo información sobre biología, hábitos, hospedantes, daño, síntomas, distribución, taxonomía, etc., a través de OIRSA y USDA. El DPI (Departament of Plan Industry) de Florida proporcionó claves taxonómicas de la especie. Otras fuentes consultadas fueron CROP COMPENDIUM, PQR y PQDF. Se realizaron dos visitas a Belice para conocer y analizar en forma directa la plaga, sus estadíos de desarrollo, su daño, hospederos, la magnitud del problema en esa región, su distribución y acciones aplicadas para manejar el problema. Se hicieron algunas propuestas de acciones preliminares y se planteó la necesidad de coordinar acciones entre ambos países, así como la de integrar al resto de países de la región en dichas acciones.

Esta información fue el fundamento para iniciar las campañas locales de capacitación y divulgación (componentes de esta estrategia). 3.2 Fortalecimiento del sistema cuarentenario Ante la amenaza de introducción y establecimiento de la plaga, se fortaleció el sistema de inspección cuarentenaria por medio de capacitación del personal técnico de Vigilancia Epidemiológica y el Sistema de Protección Agropecuaria y la actualización de medidas cuarentenarias enfocadas a este problema. Se llevaron a cabo las siguientes acciones: • Verificación del cumplimiento de las leyes sobre la materia • Utilización del manual de procedimientos • Metodología de muestreo estadístico (frutas, flores cortadas, material vegetativo y

hortalizas) • Diagnóstico de laboratorio • Permisos de importación • Impedir el ingreso de material vegetativo, partes de plantas o plantas, frutas y

hortalizas consideradas hospedero de la plaga al cuarto de inspección de equipaje Se han tomado medidas cuarentenarias emergentes en los puertos de entrada (aéreos, terrestres y marítimos), en productos procedentes de los países o estados en donde ya está la plaga. Se han distribuido afiches y trifoliares en puestos de inspección (cuarentena externa y líneas fronterizas) informando sobre la gravedad del problema y qué hacer en caso de que se observen casos sospechosos. Los técnicos están



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facultados para la aplicación de la normativa fitosanitaria vigente. Actualmente se aplican insecticidas a base de piretroides en forma de nebulización al 100% de los vehículos. 3.3 Capacitación Técnicos del MAGA, OIRSA y Universidad de San Carlos fueron capacitados en Belice sobre biología, taxonomía, metodología de muestreo, hospederos y manejo de Cochinilla rosada durante 1999 y 2000. Estos técnicos organizaron cursos locales similares en Petén, Izabal y Guatemala durante el año 2000. Se capacitó al personal encargado de inspecciones fronterizas tanto del MAGA como de OIRSA (SEPA), y otras instituciones relacionadas con la problemática (universidades, ONG’s, etc.). También se capacitó a los vigilantes fitozoosanitarios distribuidos en todo el país. 3.4 Divulgación En una campaña de prevención y/o erradicación de una plaga, es necesaria la participación de la población en general. Se dio a conocer a la población guatemalteca, con énfasis en las regiones fronterizas con Belice, la amenaza de esta plaga y cómo evitar que ocurra su introducción en nuestro país. Esta divulgación se hizo por medio de todos los medios de comunicación social disponibles (radio, prensa, televisión, boletines, afiches, etc.) Se elaboraron 1000 afiches que indican en forma fácil de interpretar la sintomatología del daño del insecto y las consecuencias que éste provoca a la agricultura. Se elaboraron boletines técnicos y tarjetas de bolsillo emplasticadas para la identificación de la plaga.

Se dio a conocer a los sectores productivos (banano, caña, café, ornamentales, etc.), académicos y otros la inminente introducción de la plaga y los riesgos que esto representa con el objeto de que implementen sistemas de vigilancia específicos así como el cumplimiento de la ley de sanidad vegetal y la normativa respectiva. 3.5 Detección temprana de la plaga en Guatemala Considerando que la plaga ya está presente en Belice, específicamente a 60 km de la frontera con Guatemala, se consideró urgente hacer muestreos intensivos periódicos en las regiones fronterizas con Belice (Petén e Izabal), con el fin de detectar en forma temprana el ingreso de la plaga en nuestro territorio. Esto también permitirá cuantificar su población y distribución (si ya se introdujo) y de esta forma se podrán tomar medidas de emergencia en focos o brotes para su erradicación. Simultáneamente, se monitorea información con los sectores productivos organizados y a través de los vigilantes fitozoosanitarios distribuidos en todo el país. Se han realizado tres muestreos orientados a detectar en forma temprana la Cochinilla rosada en las zonas consideradas como de mayor riesgo para su introducción: Petén e Izabal. Los muestreos se realizaron a lo largo de la frontera y sobre las rutas de mayor comercio con Belice.

Rutas de muestreo: Para realizar los muestreos se definieron rutas específicas incluyendo aquellas áreas de mayor intercambio comercial y las comunidades que se encuentran precisamente a lo largo de los caminos más transitados. También se incluyeron rutas acuáticas en las márgenes del río Sarstún, río Dulce y puntos



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específicos de la bahía de Amatique. Las rutas de muestreo contemplaron la visita de sitios arqueológicos, centros turísticos y hoteles por considerarse que en ellos existe alta probabilidad de establecimiento de la plaga ya que los turistas pueden ser un elemento importante en su diseminación. Se muestrearon 10 km al norte de Melchor de Mencos (hasta la comunidad denominada Santa Teresa La Zarca), 5 km al sur de la frontera (hasta la comunidad denominada El Camalote), la ruta de Melchor de Mencos hasta la Ciudad de Flores, incluyendo el acceso a Tikal, y 92 km al sur-oeste de Melchor, del Cruzadero hacia la Cabecera Municipal de Dolores. En Izabal se muestrearon los municipios que tienen mayor actividad comercial con Belice (Punta Gorda): Río Dulce, Livingston, Puerto Barrios y Santo Tomás de Castilla. Se muestrearon las plantas hospederos preferidas, con énfasis en Hibiscus sp. o clavel común. Los estados inmaduros (huevos y ninfas) de la plaga, cuando se sospechó que pudiera tratarse de la Cochinilla rosada, se colectaron en un frasco aséptico, al que se le añadió alcohol isopropílico al 70% para la conservación de la muestra. Todos los casos sospechosos fueron enviados al laboratorio de la Facultad de Agronomía de la Universidad de San Carlos para su identificación y para formar la colección de referencia. Ninguna de las muestras tomadas consideradas como sospechosas resultó positiva. Incluso, muestras tomadas en el primer muestreo se enviaron al Departamento de Industria Vegetal (DPI) de la Florida (USA). Estos resultados permitieron concluir que la Cochinilla rosada no ha ingresado a territorio guatemalteco. Se consideró que estando establecida ya en Belmopán, Belice, a escasos 50 km de la frontera, su ingreso por difusión o traslado por el comercio al territorio nacional sería cuestión de días. Sin embargo, los resultados indicaron lo contrario. Los factores que han incidido para evitar su ingreso al país son dos: primero, las medidas de control implementadas en territorio beliceño (ver siguiente capítulo) y segundo, el fortalecimiento de las medidas cuarentenarias específicas tomadas en todos los puestos fronterizos. Un cuarto muestreo se realizará en julio de 2001 siguiendo las mismas rutas de los muestreos anteriores, pero en esta oportunidad se incluirán, además, otras regiones en la costa sur y otras áreas de producción de ornamentales. Además, siempre se continuará monitoreando al sector productivo a través de solicitud de información de los muestreos que ellos hacen rutinariamente. 3.6 Plan emergente de manejo o erradicación de la plaga (MP) Es necesario contar con un plan emergente para el manejo o erradicación de la Cochinilla rosada en caso que ésta ingrese y se establezca en el país. Dado que esta especie no posee un buen sistema de dispersión natural, pues necesita ser transportada por otros organismos u objetos, se considera posible la erradicación de los brotes iniciales. Esta opinión no es compartida por algunos expertos. Sin embargo, si no logra ser erradicada y por el contrario, llega a establecerse en nuestro territorio, deberán prepararse medidas para su manejo en el largo plazo basadas en la introducción del parasitoide Anagyrus kamali y el depredador Cryptolaemus montrouzieri, de eficiencia ya reconocida contra esta plaga.



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El plan se adaptará a las condiciones sociales, económicas y ecológicas de Guatemala. El énfasis de este programa se basará en el concepto del manejo integrado de plagas: a. Control químico b. Control biológico c. Control cultural d. Control legal Manejo Integrado de la Cochinilla rosada El manejo integrado de la Cochinilla rosada, si llega a establecerse en Guatemala, incluirá acciones en tres etapas secuenciales: prevención, detección y combate. El plan MP se basará en acciones de tipo preventivo. Se programarán campañas de muestreo para detectar infestaciones y se aplicarán medidas supresivas de combate en las mismas. Prevención El manejo integrado de la Cochinilla rosada se basará en acciones de tipo preventivo. La primera acción que permitirá prevenir la diseminación de la plaga será localizar los focos o áreas infestadas. Se llevará un registro mapificado de estos sitios con base en reportes de agricultores, vecinos o técnicos del MAGA.

Se darán recomendaciones precisas para evitar la diseminación de la plaga, principalmente no trasladar material vegetativo de áreas infestadas a áreas libres. Es decir, se aplicará la cuarentena interna.

Detección Se realizarán muestreos para detectar la presencia de la plaga en las áreas de infestación inicial y otras. Se darán instrucciones sobre la técnica de muestreo a seguir con esta plaga a técnicos del MAGA y otras instituciones. Estos técnicos deberán muestrear en sus áreas y, además, capacitar a los agricultores y vecinos para que ellos les informen de casos sospechosos. Al confirmarse la infestación de áreas se aplicarán medidas de combate.

El Coordinador de la Unidad de Normas y Regulaciones del MAGA solicitará fondos de emergencia de la Ley de Sanidad Vegetal y Animal, Decreto NO. 36-98, para iniciar las acciones de control y cuarentena interna.

El Plan Emergente de Erradicación y Manejo de la Plaga (MP) incluye las siguientes acciones: Control legal Se establecerá cuarentena en el o los focos detectados 24 horas después de confirmado el diagnóstico de la primera detección. Se movilizarán brigadas integradas por 7-10 personas bajo la coordinación de un técnico de vigilancia epidemiológica para muestrear intensivamente el área estratégica entre los radiales 1.5 y 2 al foco. Se tratará que las brigadas sean conducidas bajo normas específicas de bioseguridad para que no sea la



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misma brigada la que traslade la plaga a otra área. La brigada instalará su campamento lo más próximo al área de detección. La cuarentena interna se habilitará por 4 meses, de tal forma que coincida con 5 generaciones de la plaga. La actividad cuarentenaria se fundamentará en el Acuerdo No. 7.78, Reglamento de Cuarentena Interna y en la Ley de Sanidad Vegetal y Animal (específicamente en el Capítulo 2, artículos 11 y 12). Se instalarán puntos de verificación y decomiso por medio de casetas móviles que reforzarán el control de los puestos fijos. Se prohibirá la movilización de hospederos del área en cuarentena a los mercados locales de las mismas, así como a las áreas libres. En los mercados serán inspeccionados todos los productos y subproductos vegetales que estén a la venta y si se detecta la plaga, se decomisará la mercancía y se enterrará lo más pronto posible. Control cultural El coordinador de cada brigada deberá planificar el control mecánico de partes vegetales y frutos sospechosos por lo menos tres veces por semana en el radial 1.0 km. Todo material sospechoso se cortará o podará y enterrará o quemará en el mismo lugar. Si se entierra, deberá hacerse a 1 m de profundidad, aplicando cal viva sobre este material y un insecticida (carbamato o fosforado). A esta actividad se le dará seguimiento durante los próximos tres meses después de la primera detección de la plaga. Control químico El control químico a focos sospechosos consistirá en aspersiones terrestres con insecticidas sistémicos fosforados o carbamatos dirigidas a plantas infestadas. Si se usa Xileno como solvente, deben incrementarse las medidas de bioseguridad ya que este hidrocarburo maximiza la catalización de la enzima Acetilcolinesterasa que puede envenenar a los mamíferos. La frecuencia de aplicación del químico dependerá del ciclo de vida de la plaga; sin embargo, se puede cerrar la frecuencia con un mínimo y un máximo de cada 8 y 20 días. Esta actividad es complementaria al control cultural; en tal sentido, debe dársele seguimiento durante cuatro meses después de la primera detección. Control biológico El componente principal del combate de la Cochinilla rosada será la liberación en áreas infestadas del parasitoide Anagyrus kamali y el depredador Cryptolaemus montrouziere. La eficiencia de ambas especies en el control de la cochinilla rosada ha sido confirmada por el USDA y aplicada en otros países en donde la plaga se ha establecido. Se debe obtener más información del USDA sobre la factibilidad de criar estas especies en laboratorios guatemaltecos. Si esto es factible, debe hacerse los contactos respectivos para capacitar técnicos en la cría y liberación de estos agentes de control biológico. Esto podría reducir los costos ya que la importación de ambas especies es costosa. Si se liberan los parasitoides y depredadores, no deben aplicarse insecticidas. Si no se decide liberar estas especies de benéficos, se tendría que eliminar las plantas infestadas



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Figuras 17. Rutas de muestreo en Petén e Izabal

quemándolas y enterrándolas, y aplicar insecticidas sistémicos en las plantas vecinas. Si la infestación es pequeña dentro de una planta, puede eliminarse sólo las partes afectadas.

El Ceibal

La Libe

Sayaxche

hor

Chacté

Santa Cruz

Modesto Méndez

B E L I C E

ncos



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PUERTO BARRIOS

FRONTERA CON HONDURAS

SANTO TOMAS

RIO SARSTUN

RIO DULCE

LOS AMATES

EL ESTOR

ENTRE RIOS

MODESTO MENDEZ

LIVINSTON

LA RUIDOSA

MORALES

4. LITERATURA CITADA

Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. 1999. Plan estratégico para evitar la introducción de la Cochinilla Rosada ( Maconellicoccus hirsutus Green ). Guatemala, Noviembre 1999. 11p. (Informe no publicado).

Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. 1999. Primera prospección para la

detección de la Cochinilla Rosada ( Maconellicoccus hirsutus Green ) en los departamentos de Petén e Izabal. Guatemala, Noviembre 1999. 19 p. (Informe no publicado).

Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. 2000. Segunda prospección para la

detección de la Cochinilla Rosada ( Maconellicoccus hirsutus Green ) en los departamentos de Petén e Izabal. Guatemala, Mayo 2000. 10 p. (Informe no publicado).

Ministerio de Agricultura, Ganader ía y Alimentación. 2000. Tercera prospección para la

detección de la Cochinilla Rosada ( Maconellicoccus hirsutus Green ) en los departamentos de Petén e Izabal. Guatemala, Noviembre 2000. 14 p. (Informe no publicado).

Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria. 1999. Plan Regional de

Contingencia ante la Cochinilla Rosada ( Maconellicoccus hirsutus Green ). OIRSA, Noviembre 1999. 16 p.



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V. PLAN DE MONITOREO DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus hirsutus (Green):

PROPUESTAS DE ACCION PARA LOS PRODUCTORES 1. ¿POR QUE LOS PRODUCTORES DEBEN REALIZAR SUS PROPIOS

MONITOREOS? Tanto al sector público como al sector privado les conviene realizar monitoreos de la Cochinilla rosada del hibisco (CRH) para detectar a tiempo alguna infestación y así evitar, en la medida de lo posible, sus efectos negativos. Sin embargo, aunque las autoridades fitosanitarias tienen la voluntad de realizar los monitoreos a lo largo de todo el país, los recursos con que cuentan para tal monitoreo son escasos, si tomamos en cuenta el personal y equipo disponibles, y el hecho de que Guatemala es un país relativamente grande comparado con los países infestados en la región. Por ello, existe la posibilidad de que los monitoreos se atrasen o no se logren realizar en el momento y de la forma en que se tenía planificado. 2. ¿CUALES PRODUCTORES SE ENCUENTRAN EN MAYOR RIESGO DE

INFESTACION? • Productores en la frontera con Belice

En general, los productores que se encuentran cerca de Belice, ya sea en Petén o Izabal, son los que se encuentran en una posición de mayor riesgo. Entre Belice y los departamentos de Petén e Izabal, el paso de personas y de productos vegetales, ya sea a través de las fronteras o del sin número de pequeños caminos o veredas que no tienen control de migración, es constante. Debemos recordar que el ser humano es el agente de dispersión más importante de la CRH.

• Exportadores que utilizan acopiadores

Existen algunas empresas exportadoras que reúnen su producto de venta a partir de varios acopiadores. En muchos casos, el origen de este producto es ignorado por la empresa, de modo que no se tiene control sobre el lugar de extracción. Por ejemplo, se cree que Xate que es extraído de Belice es vendido en Guatemala, y desde este país exportado. La falta de control sobre este producto pone en riesgo a todo el sector agrícola de Guatemala.

• Zonas urbanas y áreas turísticas

Debido a la preferencia que la CRH tiene por hibiscos (claveles) y otras plantas ornamentales de áreas urbanas, es a estas zonas a donde llega primero la plaga (algunos autores se atreven a decir que la CRH es principalmente urbana). En Belice, por ejemplo, fue detectada solamente en las zonas urbanas (Belice City y Belmopán) y de éstas áreas no se dispersó al área agrícola. Además, las áreas con flujo significativo de turistas son también de alto riesgo, ya que el ser humano es el



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principal dispersador de la CRH, pudiendo llevar la cochinilla en la ropa, carros, productos vegetales, etc. En los países infestados, las plantas ornamentales de los hoteles eran un sitio preferido de muestreo del personal de monitoreo de la plaga.

3. ACCIONES PROPUESTAS PARA LOS PRODUCTORES 3.1 Capacitación de su personal (técnicos) El primer paso que debe dar cada empresa productora es capacitar adecuadamente a su personal. Debe obtener todo el material informativo que le sea posible sobre la CRH. Algunas organizaciones que pueden proporcionarles tanto material sobre la CRH como algún tipo de asesoría, son OIRSA, la Universidad del Valle de Guatemala y AGEXPRONT. El material sobre la CRH le permitirá a los técnicos realizar identificaciones iniciales en el campo. Sin embargo, se debe recordar que para poder hacer una identificación correcta de la CRH, o de cualquier otra cochinilla, es necesario hacer montajes en placas y observar al microscopio estructuras como cicatrices, setas, poros, segmentos de antenas, patas, etc. 3.2 Inventario de cochinillas (Pseudococcidae) Las cochinillas en general son uno de los grupos importantes de plagas con los que los productores se enfrentan. Tenemos reportadas en Guatemala, hasta el momento, 41 especies cochinillas (Pseudococcidae) (Anexo 5) y muchas de éstas pueden ser fácilmente confundidas con la CRH. Los técnicos deben ser capaces de separar adecuadamente estas cochinillas de la CRH para evitar falsas alarmas. En el Anexo 6, se encuentra la descripción y fotografía de algunas especies comunes de Guatemala, que pueden llegar a confundirse en el campo con la CRH. Las características presentadas en estas páginas son solamente una guía que le ayudará en una primera identificación que haga en el campo. Si las empresas no tienen el material y equipo y el personal para identificar cochinillas, es necesario que hagan uso de los laboratorios, que hacen identificaciones taxonómicas como los laboratorios de Entomología de la Universidad del Valle de Guatemala, y el de la Universidad de San Carlos de Guatemala. 3.3 Monitoreo de cochinillas y su registro El siguiente paso es establecer monitoreos dentro de las plantaciones cada cierto tiempo. En Belice, antes de detectar la CRH, los monitoreos los estaban realizando cada seis meses. Sin embargo, este intervalo fue muy amplio y no adecuado, ya que entre un monitoreo y otro obtuvieron la infestación de la CRH. Basándose en el ciclo de vida de la plaga, ellos creen que la infestación tenía por lo menos 3 o 4 meses. Además, realizando entrevistas con jardineros y gente que vivía en los focos de infestación, dicen haber visto por varios meses esta plaga, pero que antes de eso, nunca la habían visto. En base a esta experiencia (que es el único caso donde han podido determinar cuán reciente eran las infestaciones) se propone realizar, dependiendo de los recursos de cada productor, un monitoreo cada 3 a 4 meses. Paralelo a estos monitoreos se recomienda plantar claveles (Hibiscus) como plantas trampa, que pueden ser monitoreadas semanalmente o quincenalmente. Se recomienda que las plantas trampa sean hibiscos por ser los hospederos preferidos de la CRH y



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porque los síntomas de infección de la CRH en esta ornamental son fácilmente observables. Los monitoreos dentro de las plantaciones pueden realizarse de dos formas, dependiendo de las características del terreno. Si el terreno es bastante homogéneo respecto a factores como suelo, humedad, tráfico (de personas, animales, carros, etc.), etc., se pueden escoger al azar varias parcelas para realizar muestreos de plantas (al azar de nuevo) dentro de cada una (Figura 18). Se debe recordar que todas las partes de las plantas (raíz, tallo, ramas, hojas, flores, frutos) deben ser muestreados ya que la CRH puede estar en cualquiera de ellos.

Figura 18. Muestreo al azar en un terreno homogéneo. Dentro de cada parcela seleccionada al azar (en color negro) el productor muestrea cierta cantidad de plantas (dependiendo del personal y recursos con que cuente).

Si el terreno es heterogéneo respecto a factores como tipo de cultivo, suelo, humedad, tráfico personas, animales, vehículos, etc., un diseño de muestreo por bloques al azar es adecuado. En este diseño cada bloque representa un nivel de un factor que varía (por ejemplo tipo de cultivo). Dentro de cada bloque se selecciona el mismo número de parcelas al azar, y dentro de cada una de éstas el productor realiza el muestreo (de nuevo al azar) de cierta cantidad de plantas (dependiendo del personal y recursos con que cuente). Existen muchas variaciones de este tipo de diseño, dependiendo del número de factores que varíen en el terreno (Figura 19) y se pueden consultar en textos de diseño estadístico.

Figura 19. Muestreo de bloques al azar en un terreno heterogéneo. Dentro de cada bloque (que incluye una característica del área, representada por un tono de gris) se selecciona el mismo número de parcelas al azar (en color negro). Dentro de cada una de esas parcelas el productor realiza el muestreo de cierta cantidad de plantas (dependiendo del personal y recursos con que cuente).



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Cada uno de los monitoreos debe ser debidamente documentado por el productor. De esta forma se tiene registrado quién(es) realizaron los muestreos, en qué fechas, qué áreas, tiempo invertido, etc. Es recomendable realizar un mapa detallado de las áreas muestreadas. 3.4 Reportes de brotes sospechosos Si dentro de los monitoreos se encuentra un brote sospechoso de CRH, es responsabilidad del productor notificar inmediatamente a las autoridades sanitarias. El material infestado no debe moverse por ningún motivo de su sitio. El productor debe realizar una "cuarentena interna" y no dejar que salga material vegetativo del área de riesgo. Es recomendable que el productor espere a recibir asistencia y que no trate de realizar algún tipo de control (cultural o químico), y que además tome varias muestras de la plaga en frascos con alcohol (70 a 95%) o en bolsas plásticas debidamente rotuladas (fecha y lugar de colecta). La responsabilidad de las autoridades fitosanitarias al ser notificadas es realizar de nuevo muestreos en el área con el brote sospechoso, identificar la plaga, y si ésta resulta ser la CRH, dar inicio a un plan de acción de control de la CRH. Las autoridades fitosanitarias son las encargadas de localizar a los proveedores de control biológico (para el caso de Guatemala, el insectario de Belice proveería los enemigos naturales, ya que Centroamérica, a través de OIRSA, mantiene en funcionamiento al insectario). El productor debe informarse sobre la forma en que debe colaborar para llevar a cabo un buen programa de control biológico (liberaciones, entrenamientos, etc.).


ANEXOS


Anexo 1. Países infestados por la Cochinilla Rosada del Hibisco

Africa Benin Burkina Faso Camerún República Centro-africana Chad Congo Costa de Marfil Egipto Gabon Kenia Liberia Niger Nigeria Senegal Seychelles Somalia Sudan Tanzania Zaire Asia Islas Andaman Bangladesh Brunei Burma China Hong Kong India Andhra Pradesh Assam Bihar

Delhi Karnataka Kerala Madhya Pradesh Maharashtra Orissa Punjab Tamil Nadu Tripura

Uttar Pradesh Bengal Oeste

Indonesia Java Sumatra Sulawesi Campuchea Laos Malasia Malaya Islas Maldivas Nepal Oman Paquistán Filipinas Saudi Arabia Sri Lanka Taiwan

Tailandia Emiratos Arabes Unidos República del Yemen Australasia/Islas del Pacífico Australia Territorio del Norte Queensland Somalia Occidental Papua Nueva Guinea

Caribe Anguila Islas Vírgenes Británicas Virgen Gorda Tortola Grenada y Carriacou Guadalupe Montserrat Antillas Holandesas Curacao San Eustatius San Maarten St. Kitts y Nevis Santa Lucía San Vicente y las Grenadinas San Vicente Trinidad y Tobago Territorios de los EE. UU. Puerto Rico Culebra Vieques Islas Vírgenes (EUA) San Croix San John Santo Tomás Jamaica Martinica Dominica Barbados Bahamas Norte América Estados Unidos Hawaii El Centro, California México Mexicali, Baja California Sur América Guyana Venezuela (Maracay, Aragua, Isla Margarita) Surinam Centro América Belice


Nombre Científico Nombre Común Abelmoschus esculentus5 Okra Aberia sp. N/A Abutilon theophrasti ( = avicennae) Yute de la China Acacia sp. Acacias, Ixcanales Acacia nilotica ( = arabica)2 Babul (I) Acacia farnesiana Aromo macho, cachito, carbonero, espinal Acalypha sp. Acalifas Acalypha hispida4 Acalifa (Cat's tail)) Acalypha indica Indian nettle (I) Acalypha marginata N/A Acanthus ilicifolius N/A Achyranthes indica Chile de perro, rabo de ratón Aegle marmelos Bael (I) Aglaonema sp. Silver Queen (I) Albizia caribaea4 Conacaste blanco Albizia lebbek2 Lebbekh(I) Albizia niopoides5 Tantakayo(I) Albizia saman ( = Samanea saman)4 Arbol de la lluvia Allamanda sp. Allamanda (I) Allamanda cathartica Yellow buttercup (I) Alocasia cucullata Heart shae dasheen (I) Alpinia spp.4 Zingibeláceas Althaea sp. N/A Amaranthus sp. Bhagi, pigweed Annona spp.5 Atemoya (I) Annona cherimolia Cherimoya Annona muricata4 Guanaba Annona reticulata4 Anona, mamón Annona squamosa 4 Anona blanca, atemoya Anthurium andraeanum4 Anthurium (I) Arachis hypogaea Mani Aralia sp.4 Angelica (I) Artocarpus altilis4 Pana, ulu Artocarpus communis4 Arbol del pan Asparagus sp.4 Esparraguera Asparagus densiflorus Rice fern (I) Asparagus officinalis Espárrago Asparagus setaceus Bridal fern Averrhoa carambola4 Carambola Azadirachta indica Neem Basella alba4 Espinaca blanca Bauhinia sp. Un frijol Bauhinia acuminata N/A Bauhinia forficata pruinosa ( = candicans)2 Bauhinia, Pata de vaca Bauhinia racemosa N/A Bauhinia vahlii N/A Bauhinia variegata2,4 Orchid tree (I), Arbol de Costa Rica Begonia sp. Begonia Beta vulgaris4 Remolacha Bidens pilesa Rosilla grande Bignomia sp. N/A Blighia sapida Akea Boehmeria nivea1 Ramio blanco Bougainvillea spp. Buganvilla Bougainvillea spectabilis Buganvilla

Anexo 2. Plantas hospederas de la Cochinilla Rosada del Hibisco

(CRH) (Fuente: Meyerdirk et al. 1999)


Nombre Científico Nombre Común Brassaia actinophylla Octopus tree (I) Caesalpinia coriaria4 Dividivi Caesalpinia decapetala ( = sepiaria) N/A Caesalpinia pulcherrima Pride of Barbados, Paradise flower (I) Cajanus cajan (Syn. = C. indicus)4 Guandul, arveja de Angola Cajanus indicus2 Guandul, arveja de Angola Calliandra sp. Powder puff (I), Caliandra Cananga odorata4 Ilang-Ilang Callistemon sp. Bottle brush tree (I), Calistemo Capsicum sp. Pimiento sazonador Capsicum annum4 Pimiento dulce Capsicum fructescens5 Chile Carica papaya4 Papaya Carissa acuminata N/A Carissa macrocarpa ( = grandiflora) Ciruela natal Carissa ovata N/A Cassia spp. N/A Cassia glauca N/A Cassia renigera N/A Casuarina sp. Casuarina Catharanthus roseus Old maid (I) Ceiba pentandra Kapok (I), Ceiba Celosia cristata Cresta de gallo Ceratonia siliqua2 Algarroba Cestrum nocturnum4 Huele de noche Chaleas paniculata4 Sweet lime Chenopodium album Chuela, cenizo blanco Chrysanthemum sp. N/A Chrysanthemum coronarium Ojo de buey, mirabel Chrysothemis pulchella Generiad(I) Cissus verticillata Snake vine(I) Citrus spp.4 Todos los citrus Citrus aurantifolia Limón Citrus aurantium ( = bigarradia) Naranja agria Citrus medica Cidrero Citrus paradisi Toronja, pomelo Citrus reticulata ( = nobilis) Naranjo mandarina Citrus sinensis Naranjo dulce Clerodendron infortunatum N/A Clerodendrum aculeatum Botón de oro Clitoria ternatea Conchita Coccoloba uvifera 4 Uvero de playa Cocos nucifera Coco Codiaeum spp. Croton Codiaeum spp.4 Croton(I) Coffea spp. Cafetos Coffea arabica Cafeto arábico Colocasia esculenta Corco (coco) Colubrina arborescens4 Mauby(I) Corchorus sp. Yutes Corchorus olitorius Yute de fruto alargado Cordia curassavica4 Black sage(I) Cordyline terminalis Cordyline(I) Cosmos spp.4 Tostones Couroupita guianensis4 Tejocote


Nombre Científico Nombre Común Crataegus spp. Hawthorn Crescentia cujete Calabaza Croton sp. N/A Croton flavens4 Ibacan Cucumis sativus4 Pepino ensalada Cucurbita maxima 4 Zapayo, calabaza redonda Cucurbita moschata Calabaza moscada Cucurbita pepo4 Zuchinni, calabaza Cydonia ( = Pyrus) oblonga Membrillero, membrillo Cynara scolymus Alcachofa Cyperus sp. Sedges(I) Chrysothemis pulchella Gesneriad(I) Dahlia sp. Dalia Daradixa sp. Una gramínea Datura spp. Datura Daucus carota4 Azahoria, zanahoria silvestre Delonix( = Poinciana) regia Arbol de fuego Dendrobium cultivars Orquídea Dieffenbachia spp. Dieffenbachia Dioscorea spp. Camote (Name de China) Diospyros kaki Caqui del Japón Dizygotheca elegantissima N/A (False aralia(I)) Dracaena sp. Dracaena Duranta sp. Verbenácea Duranta plumieri N/A Duranta repens4 Duranta Elaeagnus sp. N/A Emilia spp. Una mala hierba Equisetum arvense Cola de caballo del campo Eranthemum pulchellum ( = nervosum) N/A Eriobotrya japonica Níspero del Japón Erthrina variegata4 Variegated immortelle(I) Ervatamia coronaria Chamelie(I) Eryngium foetidum Ciencabeza, cilantrón Erythrina sp. Un frijol Erythrina corallodendron2 N/A Erythrina crista-galli2 N/A Erythrina resinifera2 N/A Erythrina speciosa ( = reticulata)2 N/A Erythrina stricta (=indica)2 N/A Erythrina variegata2 Variegated immortelle Erythrina vespertilio2 N/A Erythroxylum sp. Coca Eugenia spp.4 Wax apple (I) Eugenia jambolana Ciruelo de Java Eugenia malaccensis Manzano de Aotiti Euphorbia spp. Milkweed(I) Euphorbia pulcherrima Pascua Ficus benghalensis Indian banyan(I) Ficus benjamina ( = nitida) Weeping fig(I) Ficus carica Higuera Ficus cunia N/A Ficus elastica Higuera cauchera Ficus indica N/A


Nombre Científico Nombre Común Ficus laurifolia N/A Ficus platyphylla N/A Ficus religiosa Laurel de la India Ficus sycomorus Sycamore fig(I) Ficus virens ( = infectoria) N/A Flacourtia indica Series (Jamaican plum) Gerbera sp. Gerbera(I) Glycine max4 Soya Glyricidia sepium4 Madre cacaco, Glyricidia(I) Gossypium sp.2 Un algodón Gossypium arboreum Algodón de árbol Gossypium herbaceum Levant cotton(I) Grevillea robusta2 Silk-oak(I) Grewia sp. N/A Haldina cordifolia N/A Hamelia sp. N/A Heliconia spp.4 Heliconia Hibiscus spp. Un hibisco Hibiscus acetosella N/A Hibiscus boryanus N/A Hibiscus cannabinus1,2 Kenaf Hibiscus elatus4 Blue mahoe(I) Hibiscus esculentus2,4 Okra Hibiscus manihot N/A Hibiscus mutabilis2 Majagua Hibiscus rosa-sinensis2,4 Rosa de la China Hibiscus sabdariffa2 Rosella, Rosa de Jamaica H. sabdariffa var. altissimus1 Rosella H. sabdariffa var. sabdariffa4 Acedera Hibiscus schizopetalus2 Liria Hibiscus surattensis N/A Hibiscus syriacus2 Malvavisco de mata Hibiscus tiliaceus Majagua Holmskioldia sanguinea4 Chinese hat(I), Sombrerito Chino Inga sp. Inga Ipomoea sp. Gloria de la mañana Ipomoea batatas4 Camote, batata Ixora spp.4 Ixora Jacaranda mimosifolia Jacaranda Jasminum sp. Lady of the night(I) Jasminum sp. Jasmín Jasminum sambac Jasmín de Arabia Kalanchoe spp. Wonder of the world(I) Kigelia spp. N/A Lactuca sativa4 Lechuga Lagerstroemia speciosa4 Queen of flowers Lantana camara Lantana (cuasquito), Siete negritos Laportea aestuans Fleuria Leonotis nepetifolia4 Molinillo Leuceana glauca4 Barba de león Lighia sapida Ackee (I) Lycopersicon esculentum4 Tomate Malpighia glabra ( = punicifolia)4 Acerola Malvaviscus arboreus N/A Mangifera indica4 Mango


Nombre Científico Nombre Común Manihot esculenta Cazabe, yuca Manilkara zapota4 Sapodilla chicle, zapote Medicago sativa Alfalfa Melia azederach Paraíso, jacinta Melicocca bijugatus ( = bijuga)4 Mamón, guayo Miconia cornifolia4 Mal estomac(I) Mikania cordata A hempweed(I) Mimosa pudica Vergonzosa Mimosa rubicaulis1 N/A Morus sp.1 Morera Morus alba2 Morera blanca Morus nigra Morera negra Murraya exotica Boj americano Murraya koenigii Curry leaf(I) Murraya paniculata5 Lima dulce Musa spp.4 Guineo, plátano, banano Mussaenda spp.4 Mussaenda Myrtus communis Arrayán, mirto común Nephrolepis biserrata furcans Helecho Fish tail (I), Cola de Pescado Nephrolepis exaltata Helecho de Boston Nerium odorum Una adelfa Nerium oleander Adelfa, narciso Opuntia sp. Nopal, higuera de las Indias Pachystachys lutea Shrimp plant(I) Paritium sp. N/A Parkinsomia sp. Un frijol Parkinsonia aculeata2 Haba de burro Parthenium hysterophorus4 Cicutilla Passiflora edulis var. edulis4 Granadilla Passiflora granadilla Granadilla Passiflora quadrangularis Maracuya grande Pavonia sp. N/A Peperomia pellucida Garrapatilla Pereskia bleo African rose(I) Persea americana4 Aguacate Petiveria alliacea4 Gallinita Petrea arborea4 Caballo Phaseolus mungo Judía de Mungo Phaseolus vulgaris4 Judía enana (ejote), frijol Philodendron spp. Philodendron Phoenix dactylifera Palmera datilera Phoenix sylvestris Datilera silvestre Phyllanthus acidus4 Grosella india Prunus persica Melocotonero Psidium guajava2,4 Guayaba Punica granatum Granado Pyrus communis Peral Quisqualis sp. N/A Rhoeo sp. Boundary plant(I) Ricinus communis Ricino Rivinia humilis4 Achiotillo, carmín Robinia pseudoacacia2 Robinia Rosa spp. Rosal Russellia equisetifolia4 Antigua heath(I) Saccharum officinarum Caña de azúcar


Nombre Científico Nombre Común Salix sp. Sauce Schefflera sp. Scheflera Schefflera actinophylla Scheflera (Queensland) Schefflera elegantissima False aralia(I) Schinus molle Pimiento, piru Schinu s terebenthifolius Pimiento de Brasil Sciadophyllum pulchrum N/A Scindapsus aureus Devil's ivy(I) Scoparia dulcis Escobilla amarga Senna italica N/A Senna obtusifolia4 Wild senna(I) Senna siamea Cassia(I) Senna sulfurea N/A Sesbania sesban ( = aegyptiaca) N/A Sida acuta Malva de platanillo Solanum aethiopicum N/A Solanum bicolor Una ornamental Solanum melongena Berenjena Solanum tuberosum Papa, patata Spondias chili Ciruelo Spondias cytherea ( = dulcis) Jobo Spondias mombin4 Jobo amarillo, ciruelo Spondias purpurea4 Jobo rojo, ciruelo, jocote S. purpurea var. lutea4 Ciruelo, jocote Stachytarpheta jamaicensis Verbena Symedrella nodiflora Synedrella Cerbatana Syngonium podophyllum Pico de guara Syzygium cumini4 Ciruelo de Java Syzygium malaccense4 French cashew(I) Tabebuia sp. Poui(I) Tabebuia heterophylla4 White cedar(I) Tabernaemontana divaricata Chamelie(I) Tamarindus indica Tamarindo Tecoma capensis3 N/A Tecoma grandiflora N/A Tecoma stans Tronadora Tectona grandis4 Teca Templetonia sp. N/A Terminalia spp. N/A Terminalia catappa Almendro tropical Terminalia mantaly N/A Theobroma cacao4 Cacao Thunbergia erecta Thunbergia(I) Tithonia urticifolia N/A Vigna unguiculata4 Frijol de vaca, caupi Vinca minor Hierba doncella menor Vitis vinifera4 Vid, uva Xanthosoma spp. Tannia, malanga Zea mays Maíz Zizyphus sp. N/A Zizyphus jujuba ( = vulgaris)2 Jujube Zizyphus mauritiana4 Jujube Zizyphus mucronata N/A Zizyphus spina-christi2 N/A


Hospederos conocidos únicamente por su nombre común o designación indefinida Nombre Común • Orengo thyme • Pon-pom • Palm (Familia-Palmae) • Numerosas malas hierbas gramíneas • Numerosas malas hierbas leguminosas Citas 1. Ghose, 1972 2. Hall, 1921 3. Hall, 1926 4. Persad, 19951 5. Chang & Miller, 1996 Literatura citada Chang, L. W. H. y C. E. Miller. 1996. Pathway risk assessment: Pink mealybug from the Caribbean. 61pp. Ghose, S. K. 1971. Morphology of various instars of both sexes of the mealybug, Maconellicoccus

hirsutus (Green). Indian J. Sci., 41(7): 602-611. Hall, W. J. 1921. The hibiscus mealybug. Ministry of Agric., Egypt, Tech. & Sci. Ser., Entomo. Sec., Bull.

17: 1-28. Hall, W. J. 1926. The hibiscus mealybug in Egypt in 1925 with notes on the introduction of Cryptolaemus

montrouzieri. Ministry of Agric., Egypt, Tech. & Sci. Service, 70: 1-15.

1 No se logró obtener esta referencia.


Anexo 3. Revisión del control biológico de las cochinillas de la familia Pseudococcidae presentes en Guatemala1

Especie Nombre Común Lugar de

Orígen Plantas Hospederas Plantas hospederas en Guatemala Enemigos Naturales

Antonina graminis (Maskell)

Escama Rhodes-Grass Asia Pasto, césped, grama Poaceae Anagyrus antoninae Neodusmtia sangwani

Dysmicoccus boninsis (Kuwana)

Cochinilla gris de la caña de azúcar

Pacífico del Norte

Caña de azúcar No reportado pero posiblemente presente Aphycus terryi Pseudaphycus mundus

Dysmicoccus brevipes (Cockerell)

Cochinilla de la piña América del Sur

Piña, caña de azúcar, banano Café y raíz de árboles de sombra, piña Anagyrus coccidivorus Hambletonia pseudococcina

Ferrisia virgata (Cockerell)

Cochinilla rayada Trópico y sub-trópico

Café, yute, algodón, cítricos, caña de azúcar, cacao

Olmediella betschleriana , Croton, Inga edulis, Manihot sculenta (yuca), Coffea arabica (café), Bauhinia

Cryptolaemus montrouzieri Pseudaphycus sp. Aenasius advena Phamurus sp. (=Amitus sp.) Acerophagus sp. Anagyrus sp. Blepyrus sp. Leptomastix sp. Pseudaphycus sp.

Nipaecoccus nipae (Maskell)

Cochinilla del coco Mejico Aguacate, Higuera de Bengala (baniano), guayaba, uva, mora, palmeras, ornamentales, etc.

Anthurium sp. Hyperaspis silvestri Curimus coeruleus Cryptolaemus montrouzieri Pseudaphycus utilis

Phenacoccus solani (Ferris)

Cochinilla de Solanum ? Ornamentales Solanáceas En Orchidaceae Acerophagus pallidus

Planococcus citri (Risso)

Cochinilla de los cítricos

China Muchas plantas con flores: cítricos, café, mango, etc.

Coffea arabica (café) Spondias purpurea (jocote) Petrea volubilis, güisquil

Pauridia peregrina Leptomastidea abnormis Leptomastix dactylopii Anagyrus pseudococci Allotropa citri Cryptolaemus montrousieri Scymmus bineavatus Exochomus metallicus

Pseudococcus longispinus (Targioni-Tozzeti)

Cochinilla de cola larga Desconocida Cítricos, aguacate, mango, varias palmeras, narciso y helechos

Palma Dieffenbachia picta Pittaspora Tobirum Cycas sp. Dracaena marginata

Anarhopus sydneyensis Hungariella peregrina

Pseudococcus maritimus (Ehrhorn)

Cochinilla de la uva América del Norte

Uva, peras Se ha encontrado pero no se reportó el hospedero

Zarhopalus corvinus Acerophagus notativentris Anagyrus subalbicornis Pseudleptomastix squammulata Crytolaemus montrouzieri

Saccharicoccus sacchari (Cockerell)

Cochinilla rosada de la caña de azúcar

Africa del Este Caña de azúcar, sorgo, Johnson grass (Sorgo de Alepo) y arroz

Saccharum officinarum (caña de azúcar) Anagyrus saccharicola Hyperaspis trilineata Cryptolaemus montrouzieri

1 Tomado del material entregado en el Taller "Transferencia de Tecnología del Control Biológico de la CRH, Belice junio 2000" y adaptado por C. Cardona, 2001


MINISTERIO DE AGRICULTURA, GANADERIA Y ALIMENTACION

CONSIDERANDO Que corresponde al Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación, el establecimiento de medidos fitosanitarios para prevenir la introducción de plagas cuarentenadas con el fin de proteger el patrimonio agrícola del país.

CONSIDERANDO Que la importación de productos y subproductos de origen vegetal, asociado con plagas provenientes de países cuarentenados, pueden dar lugar a la introducción, establecimiento y diseminación de plagas exóticas en el territorio nacional.

CONSIDERANDO Que la plaga Cochinilla Rosada, Maconellicoccus hirsutus Green, tiene mas de doscientos cultivos hospederos dentro de los cuales se incluyen los productos y subproductos para la exportación y que su presencia en el país puede dar como resultado la pérdida de importantes mercados de exportación, sin menoscabo del perjuicio económico para su producción y abastecimiento del mercado interno.

PORTANTO Con fundamento en el artículo 194 del la Constituc ión Política, de la República de Guatemala, artículos 27o y 29o del Decreto No. 114-97 Ley del Organismo Ejecutivo, el artículo 6o del Acuerdo Gubernativo No. 278-98 Reglamento Orgánico Interno del Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación y los artículos 6o y 11o del Decreto No. 36-98 Ley de Sanidad Vegetal y Animal

ACUERDA

Artículo 1º. El presente Acuerdo tiene por objeto implementar las medidas fitosanitarios para la importación de frutas frescas, plantas ornamentales, hortalizas y especies forestales, así, como su tránsito internacional por el país, provenientes de países de origen y procedencia donde se encuentra presente la plaga cochinilla rosada Maconellícoccus hirsutus, Green.

MINISTERIO DE AGRICULTURA GANADERIA Y ALIMENTACION 7ª. Avenida 12-90, Zona 13

Tels. Planta Telefónica: 362-4764 al 69 y 332-3164 Fax Secretaria General: 334-3510

Anexo 4. Acuerdo Ministerial sobre la CRH.


Artículo 2o. Para efectos del presente Acuerdo se entiende por: a) Cochinilla Rosada: Insecto del orden Homoptera y de la familia Pseudococcidae, cuyo nombre científico es Maconellicoccus hirsutus Green. b) MAGA: Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. c) OIRSA: Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria, d) Plaga: Estado viviente de cualquier insecto, ácaro, nemátodos, babosa, caracol u otros animales vertebrados o invertebrados, otras plantas parásitas o partes reproductivas de ellas, malezas o cualquier organismo similar o asoc iado con cualquiera de los anteriores que pueda directa o indirectamente competir o dañar a los vegetales o sus partes y a otros productos vegetales procesados o manufacturados. e) Plaga Cuarentenaria Aquella que puede tener importancia económica para el área que corre riesgo que sea plaga nociva, cuando aún la plaga no exista o si existe, no está extendida y se encuentra bajo control oficial. f) SEPA: Servicio de Protección Agropecuaria del OIRSA. Articulo 3o. Es responsabilidad de la Unidad de Normas y Regulaciones del MAGA, mantener la información actualizada de los países en los cuales se encuentra presente la plaga y su estado fitosanitario, auxiliándose de la información proporcionada por organismos reconocidos internacionalmente y especialistas en materia de sanidad agrícola. Articulo 4o. El MAGA a través de la Unidad de Normas y Regulaciones, deberá autorizar permisos fitosanitarios de importación de frutales, plantas ornamentales, forestales y hortalizas, provenientes de países de origen y procedencia de países cuarentenados con esta plaga, siempre y cuando se compruebe que técnica y legalmente los mismos proceden de áreas libres de esta plaga y que las mismas están reconocidos internacionalmente. El importador debe presentar los siguientes requisitos: a) Fotocopia de los Certificados Fitosanitarios, donde se haga constar que el producto está libre de esta plaga y el de Tratamiento Cuarentenario, donde se especifique, que el producto fue tratado con Bromuro de Metilo según normas internacionales de fumigación, ambos extendidos en el país de origen. Cuando el producto halla sido exportado a otros países, debe presentarse además de los certificados del país de origen, los países de procedencia.




b) Fotocopia del Certificado de Origen del producto, c) Fotocopia de la Factura Comercial. d) Fotocopia del conocimiento de embarque. e) Deberá cumplirse que al momento de la importación del producto, el medio de transporte y su embalaje serán sujetos de tratamientos cuarentenarios en los puestos fronterizos de Cuarentena Agropecuaria: terrestres, marítimos y aéreos. Articulo 5o. Queda obligado el personal profesional y técnico del SEPA, ubicado en los diferentes puestos de Cuarentena Agropecuaria en territorio nacional, a realizar inspecciones y muestreos a este tipo de productos, subproductos y equipaje a importar, así como material de embalaje, empaque, cajas y su medio de transporte, con el fin de detectar la presencia o ausencia de la plaga en mención. Si procediera de un país cuarentenado donde existan áreas libres reconocidas internacionalmente, se procederá a realizar los tratamientos cuarentenarios correspondientes. Artículo 6o. En caso de que se compruebe científicamente que el producto a importadores portador de la plaga, se procederá a su decomiso o reexportación y el SEPA notificara a la Unidad de Normas y Regulaciones sobre su intercepción para el registro cuarentenario de plagas interceptadas en el país. Artículo 7o. El incumplimiento de lo estipulado en este Acuerdo, será sancionado conforme las sanciones establecidas en el Decreto No. 36-98 Ley de Sanidad Vegetal y Animal. Artículo 8º. Se deroga el Acuerdo Ministerial No. 215-97 de fecha 28 de noviembre de 1,997. Artículo 9º. El presente Acuerdo entra en vigencia un día después de publicado en el Diario Oficial.




Anexo 5. Especies de Pseudococcidae reportadas para Guatemala1.

ESPECIE DE COCHINILLA HOSPEDERO 1 Antonina graminis (Maskell) Poaceae 2 Cataenococcus guatemalensis Ferris Brassia sp., Cattleya sp., Odontoglossum grande, O.

maculatum, Orchidaceae 3 Cataenococcus ingrandi Balachowsky Inga sp., hospedero desconocido 4 Cataenococcus olivaceous (Cockerell) Coffea sp. 5 Dysmicoccus bispinosus Beardsley Coffea sp., Solanum sp. 6 Dysmicoccus brevipes (Cockerell) Coffea sp., raíces de árboles de sombra 7 Dysmicoccus mackenziei Beardsley Ananas sp., A. sativus, Bromeliaceae, Tillandsia sp. 8 Dysmicoccus neobrevipes Beardsley Cactaceae, Coffea sp. 9 Ferrisia terrani Williams & Granara de

Willink Manihot esculenta

10 Ferrisia virgata (Cockerell) Manihot esculenta 11 Geococcus coffeae Green Araceae, Asteraceae, Caladium bicolor, Coffea sp.,

Solanum sp. 12 Hypogeococcus boharti Miller Oncidium cristagalli, Orchidaceae 13 Hypogeococcus othnius Miller &

McKenzie Orchidaceae

14 Nipaecoccus nipae (Maskell) Anthurium, hospedero desconocido 15 Paracoccus marginatus Williams &

Granara de Willink Manihot esculenta

16 Phenacoccus madeirensis Green Lantana camara , Manihot esculenta, M. rhomboidea 17 * Phenacoccus parvus Morrison No reportado, pero posiblemente p resente 18 Phenacoccus solanum Ferris Orchidaceae 19 Planococcus citri (Risso) Coffea sp. 20 Planococcus halli Ezzat & McConnell Coffea sp. 21 Planococcus minor (Maskell) Coffea sp. 22 Pseudococcus affinis (Maskell) Inga sp. 23 Pseudococcus elisae Borchsenius Codiaeum variegatum, Musa paradisiaca, hospedero

desconocido 24 Pseudococcus importatus McKenzie Epidendrum atropurpureum, Odontoglossum bictoniense,

O. grande, Oncidium cavendianum, Orchidaceae 25 Pseudococcus landoi (Balachowsky) Coffea sp. 26 Pseudococcus longispinus (Targioni-

Tozzetti) Hospedero desconocido

27 Pseudococcus maritimus (Ehrhorn) Hospedero desconocido 28 Pseudorhizoecus proximus Green Coffea sp. 29 Puto mexicanus (Cockerell) Coffea sp., hospedero desconocido 30 Puto ulter Ferris Cypripedium sp., Laelia sp., Odontoglossum grande,

Oncidium wentworthianum, Orchidaceae 31 * Rhizoecus americanus (Hambleton) No reportado, pero posiblemente presente 32 Rhizoecus associatus (Hambleton) Alchemilla orbiculata 33 Rhizoecus cacticans (Hambleton) Coffea sp. 34 Rhizoecus campestris Hambleton Asteraceae, Coffea sp. 35 Rhizoecus kondonis Kuwana Coffea arabica 36 Rhizoecus mayanus (Hambleton) Cymbopogon citratus, Echinochloa colonum, Lamiaceae,

Paspalum conjugatum, P. maxicum, Setaria geniculata 37 Rhizoecus nemoralis (Hambleton) Alchemilla orbiculata, Citrus sp. 38 Rhizoecus solani (Hambleton) Solanum sp. 39 Rhizoecus totonicapanus (Hambleton) Alchemilla orbiculata 40 Rhizoecus tropicalis Hambleton Coffea arabica 41 Saccharicoccus sacchari (Cockerell) Saccharum officinarum

1 Según Williams y Granara de Willink, 1992 y registros del Laboratorio de Entomología Aplicada, Instituto de Investigaciones, UVG.

SEMINARIOS SOBRE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus hirsutus (Green)

Anexo 6. Características para la identificación en el campo de

las hembras adultas de algunos Pseudococcidae.

Maconellicoccus hirsutus - Cochinilla Rosada del Hibisco (CRH) • Cuerpo color café rojizo, con secreción cerosa blanca • No tiene depresiones longitudinales en el dorso • No ribeteada • Líquido corporal rojo oscuro • Filamentos caudales muy cortos • No tiene filamentos laterales (muy raro encontrar uno o dos) • Ovisaco debajo del cuerpo • Se observan masas blancas en las hojas, yemas, frutos, tallos y raíces • Efectos en las plantas:

• Malformación de hojas y yemas terminales • Cese de crecimiento y acortamiento de internudos (rosetas) • Película negra de fumagina sobre hojas y ramas

Hospederos : más de 300, incluyendo hibiscos, rosa de jamaica, café, cítricos, ornamentales, algodón, guanaba, teca, banano, aguacate, cacao, etc. NO ESTA REPORTADO PARA GUATEMALA. SE ENCUENTRA EN BELICE, MEXICO, CALIFORNIA, ISLAS DEL CARIBE, GUYANA, SURINAM Y VENEZUELA Dysmicoccus brevipes - Piojo Harinoso de la Piña (Mex) • Cuerpo color rosado, con secreción cerosa blanca gruesa • Ninguna marca sobre el dorso • 17 pares de filamentos laterales • Filamentos caudales, 1/4 a 1/2 largo del cuerpo • Sin ovisaco • Presente cerca de la base o envés de la hoja, en la base de la planta o en la s raíces

Hospederos: piña, café y sus árboles de sombra, anona, coco, cacao, maíz, frijol, orquídeas, etc. PRESENTE EN GUATEMALA Ferrisia virgata - Cochinilla rayada • Cuerpo color grisáceo, con secreción cerosa blanca • 2 rayas longitudinales interrumpidas • Ribete grueso y cuneiforme • Líquido corporal de color claro • Un par de filamentos caudales, 1/4 a 1/2 largo del cuerpo • No tiene filamentos laterales • Hilos dorsales largos, vidriosos, que salen del márgen • Sin ovisaco • Puede atacar raíces y hojas Hospederos: plantas de invernaderos, croton, cítricos, ficus, coco, teca, yuca, cacao, tomate, café, banano, etc. PRESENTE EN GUATEMALA


Nipaecoccus nipae - Piojo Harinoso del Cocotero (Mex) • Cuerpo de color rojo oscuro, con cera blanca o amarilla (2 formas) • Sin marcas sobre el dorso • "Filamentos" tanto en el margen como sobre el dorso,

arreglados en filas y como masas granulares • Filamentos caudales cerca de 1/4 largo del cuerpo • Sin ovisaco • Presentes en el follaje Hospederos : coco, anturio, anona, guayaba, mango, aguacate, banano, yuca, cacao, ficus, cítricos, piña, etc. PRESENTE EN GUATEMALA Paracoccus marginatus - Piojo Harinoso del Papayo • Cuerpo de color amarillo verdoso, cubierto de secreción blanca • Sin marcas sobre el dorso • Filamentos delgados alrededor del cuerpo • Filamentos caudales cerca de 1/4 largo del cuerpo • Ovisaco debajo del cuerpo de la hembra • Se encuentran sobre las frutas, tallos y hojas Hospederos : papaya, yuca, hibiscus, etc. PRESENTE EN GUATEMALA Phenacoccus gossypii - Cochinilla mexicana • Cuerpo de color gris con secreción cerosa blanca • 2 depresiones longitudinales (a veces parecen 4) • Ribeteada • Muchos filamentos laterales muy cortos • Filamentos caudales menos de 1/4 largo del cuerpo • Líquido corporal verde pálido • Ovisaco cubre al cuerpo (más grande que el tamaño de la hembra) • Ocurre en las hojas y tallos; a veces en la "copa" y raíces Hospederos : fuchsias, pelargonios, geranios, lantanas "filigranas" NO SE ENCUENTRA EN GUATEMALA, PERO SI EN MEXICO Y BAHAMAS. SE PUEDE CONFUNDIR CON PHENACOCCUS MADEIRENSIS.


Phenacoccus madeirensis - Cochinilla verde o "madeira" • Cuerpo de color gris con secreción cerosa blanca • 2 depresiones longitudinales • Ribeteada • Muchos filamentos laterales cortos • Filamentos caudales menos de 1/4 largo del cuerpo • Líquido corporal verde pálido • Ovisaco cubre al cuerpo Hospederos : hibisco, yuca, croton, lantana, jacaranda, ricino, chile, tomate, papa, etc. SE ENCUENTRA EN GUATEMALA. SE PUEDE CONFUNDIR CON PHENACOCCUS GOSSYPII. Phenacoccus solani - Cochinilla solanum • Cuerpo de color blanco, con secreción polvorosa blanca muy gruesa • Ribeteada • Filamentos laterales muy cortos o no se ven • Filamentos anales cortos y gruesos, menos de 1/4 largo del cuerpo • No se conoce el ovisaco • Presente en la "copa" y en las porciones de la planta que quedan debajo de la tierra Hospederos : papa, tomate, espárragos, cítricos, brócoli, etc. PRESENTE EN GUATEMALA Planococcus citri - Cochinilla de los citrus • Cuerpo de color rosado, con secreción cerosa blanca • 1 raya longitudinal media • Ribeteada • Varios filamentos laterales • Filamentos caudales menos de 1/4 largo del cuerpo • Líquido corporal de color claro • Ovisaco debajo del cuerpo (irregular) • Se encuentra en el follaje y tallos de las plantas Hospederos : Cítricos, altamente polífaga (guayaba, mango, papa, anona, cafe, dracaena, ficus, piñón, cacao, tomate, etc.) PRESENTE EN GUATEMALA


Pseudococcus calceolariae (=P. fragilis) - Cochinilla "citrophilus" • Cuerpo de color rosado, con secreción cerosa blanca • 4 depresiones longitudinales (2 difusas y 2 perceptibles) • Ribete grueso y cuneiforme • Varios filamentos laterales cortos • Filamentos caudales 1/4 a 1/2 largo del cuerpo • Líquido corporal rojo vino • No tiene ovisaco • Se encuentra en las hojas, tallos y frutos del hospedero. Hospederos : Cultivos de vivero en general NO ESTA REPORTADA PARA GUATEMALA, PERO SE HA REPORTADO PARA MEXICO Y CHILE Pseudococcus elisae & P. jackbeardsleyi (complejo) - Cochinilla del banano & Cochinilla Jack Beardsleyi • Cuerpo de color rosado-grisáceo, con secreción blanca • Sin marcas en el dorso • Varios filamentos laterales delgados y relativamente largos • Filamentos caudales 1/2 largo del cuerpo • El ovisaco cubre parte del cuerpo Hospederos : banano, dieffenbachia, tomate, papa, pimientos, hibiscus, anturios, orquídeas, anona, dracaena SE ENCUENTRAN EN GUATEMALA (NO ES CLARA LA DIFERENCIA ENTRE AMBAS ESPECIES) Pseudococcus longispinus - Cochinilla "de cola larga" • Cuerpo de color grisáceo con secreción blanca • Una depresión longitudinal • Ribeteada • Muchos filamentos laterales largos y delgados • Filamentos caudales largos, dos del mismo largo que el cuerpo • Líquido corporal, fluido, claro • Sin ovisaco • Se encuentra en las hojas y ramas del hospedero Hospederos : Cultivos de invernadero, Pittosporum, eugenia, arrayán, cítricos, pimienta, cicas, jacaranda, anona, mango, coco, ficus, carambola, marañón, cacao, etc. PRESENTE EN GUATEMALA


Pseudococcus maritimus - Cochinilla del uvero • Color rosado claro, con secreción blanca • Sin depresiones longitudinales • Ribeteada • Filamentos laterales cortos y rectos • Filamentos caudales 1/4 a 1/2 largo del cuerpo • Líquido corporal café rojizo • Ovisaco irregular • Se encuentra en cualquier parte de la planta (hojas, tallo, frutos, raíces) Hospederos : Cultivos de vivero, uva, manzana, pera, etc. PRESENTE EN GUATEMALA (VER PSEUDOCOCCUS VIBURNI) Pseudococcus viburni (=P. affinis y P. obscurus) - Cochinilla obscura o Melazo gris • Cuerpo de color rosado claro • Sin depresiones longitudinales • Ribeteada • Filamentos laterales muy delgados • Filamentos caudales entre 1/4 a 1/2 largo del cuerpo • Líquido corporal, anaranjado rojizo • Ovisaco cubre parte del cuerpo y es irregular • Se encuentra en cualquier parte de la planta (hojas, tallo, frutos, raíces) Hospederos : Cultivos de vivero, uvero, cactus opuntia, begonias, cítricos, inga, pera, anona, yuca, etc. PRESENTE EN GUATEMALA. SE PUEDE CONFUNDIR CON PSEUDOCOCCUS MARITIMUS. LA TAXONOMIA DE ESTAS ESPECIES NO ES COMPLETAMENTE CLARA.

Recuerde que para poder hacer una identificación correcta de la CRH o de cualquier otra cochinilla es necesario hacer montajes en placas y observar al microscopio estructuras como cicatrices, poros, segmentos de antenas, pelos, etc. Las características presentadas en estas páginas son solamente una guía que le ayudará en una primera identificación que haga en el campo. Es necesario confirmar sus identificaciones en el laboratorio.


Todos los derechos reservados. Este Manual no podrá ser total o parcialmente reproducido en ninguna forma, incluyendo fotocopia, sin la autorización escrita del Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria-OIRSA. Este Manual fue distribuido por el OIRSA a través del Proyecto Regional de Fortalecimiento de la Vigilancia Fitosanitaria en Cultivos de Exportación no Tradicional-VIFINEX, con financiamiento de la República de China.

Guatemala, julio de 2001

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Cochinilla Rosada Del Hibisco