CLASSSE CESTODAParasitas de peixes

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE MARINGÁ

PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA COMPARADA

Alunos: Andressa Caroline Flores

Evelyn Barzotto da Silva

Gisele da Silva Costa

Pablo Henrique dos Santos Picapedra

Disciplina: Biologia das Interações entre Organismos

CLASSSE CESTODAParasitas de peixes

CARACTERÍSTICAS GERAIS

,,,,Platelmintos • corpo achatado dorso-ventralmente;• Conhecidos como Tênias;• Tamanho variado (de mm a m);• Adultos encontrados no intestino de

peixes;• Larvas encontradas na cavidade

visceral e órgãos em geral;

,,MORFOLOGIAAdultos

Escólex: Fixação(Ventosas, ganchos e probócides)

Estróbilo Proglotescolo: zona de crescimento

,TECIDO CORPORALNeoderme: Importante na tomada ativa de carboidratos e aminoácidos do hospedeiro;

Evita a resposta imune do hospedeiro;

A MP externa da neoderme:microvilosidades especializadas com

“espinhos” (microtríquios).

,MUSCULATURAConsiste nas camadas circular e longitudinal típicas da parede do

corpo;

Sistema nervoso Sistema nefridial

musculatura longitudinal

estende-se ininterruptamente

através da corrente de proglotes.

SISTEMA NERVOSO• Massa nervosa anterior no escólex; • dois cordões laterais longitudinais

posteriormente através do estróbilo;

• Um par dorsal e um ventral de cordões, e cordões nervosos laterais acessórios;

EXCREÇÃOCélulas protonefridiais terminais;

túbulos do parênquima drenam para 4 canais coletores longitudinais, dois dos

quais são dorsolaterais e dois ventrolatererais;

Os canais ventrais estão conectados por um canal transversal na extremidade

posterior de cada proglote.

,

Após as proglotes começarem a serem soltas, os dutos coletores se abrem para o exterior através

da proglote terminal;

REPRODUÇÃO

Estrobilização: formação contínua das proglotes;

Sistema reprodutivo completo em cada proglote;

,

ÚTEROsaco cego estendendo-se do oótipo para dentro do parênquima da proglote (estocar os zigotos encapsulados em desenvolvimento, chamados “ovos”);

Fertilização cruzada: quando há mais de um verme no trato digestório do hospedeiro;

Auto-fertilização pode ocorrer entre duas proglotes em um verme ou mesmo em uma

proglote;

,Copulação

• o cirro é evertido no interior do gonóporo da proglote do verme adjacente;

• Os espermatozóides são estocados no receptáculo seminal do parceiro;

• posteriormente liberados para fertilizar os ovos no oviduto;

• O zigoto entra, então, no oótipo, no qual ele é encapsulado junto com vitelócitos;

•Esses ovos entram no útero, no qual começa o desenvolvimento e a cápsula do

“ovo” enrijece.

• A proglote terminal madura cheia de “ovos”, quebra-se do estróbilo.

,Os “ovos” são liberados das

proglotes pelas fezes dos hospedeiros, ou no intestino do próximo hospedeiro após ingerir

uma proglote.

CICLO DE VIDA

Envolve quase sempre mais de dois hospedeiros;

O primeiro hospedeiro intermediário é sempre um microcrustáceo e o

definitivo pode ser peixe, ave ou mamífero;

,,Peixes suportam bem essa relação parasita-hospedeiro;

Os parasitas adultos retiram do hospedeiro apenas os nutrientes necessários;

Dependendo da quantidade de vermes podem causar obstrução intestinal;

,Larvas (plerocercóides): encontradas nos peixes quando hospedeiros intermediários ou de

espera;

Quando alojam-se no intestino dos peixes podem provocar hemorragia

temporária, seguida de alguma reação inflamatória.

Ciclo de vida do parasita Proteocephalus ambloplitis.

Micropterus dolomieu

Smallmouth bass

Micropterus salmoides

Largemouth bass

Fonte: http://www.state.me.us/ifw/fishing/health/vol1issue1.htm

O cestóide Ligula intestinalis infectando o peixe.

Espécie de água doce nativa do Canadá, Galaxias truttaceus

Fonte: http://apscience.org.au/projects/APSF_04_2/apsf_04_2.htm

Ligula intestinalis, infectando a espécie Galaxias maculates.

Fonte: http://apscience.org.au/projects/APSF_04_2/apsf_04_2.htm

Em destaque, vários indivíduos da espécie Eubothrium salvelini infectando a truta arco-íris (Oncorhynchus mykiss).

Fonte: http://www.state.me.us/ifw/fishing/health/vol3issue6.htm

Tênia extraída de Pimephales promelas

Fonte: http://apscience.org.au/projects/APSF_04_2/apsf_04_2.htm

Trypanorhyncha na região abdominal de Centropomus undencimalis. (DIAS, 2008).

Trypanorhyncha na serosa de Cynoscion acoupa (DIAS, 2008).

Plerocercóides de Proteocephalus ambloplitis no mesentério de Micropeterus salmoides.

SINTOMATOLOGIADe maneira geral os sintomas provocados pelos

cestóides são difíceis de serem percebidos. Acredita-se que os peixes suportam bem o parasitismo determinado pela maioria das tênias.

Tênias importantes do ponto de vista patogênico, para os peixes de cultivo:

Jauella glandicephalus e Megathylacus brooksi são duas espécies de tênias encontradas com

freqüência parasitando Paulicea luetkeni, o jaú.

Bothriocephalus spp. É uma tênia encontrada com freqüência em carpas na Europa.

Fonte: KUPERMAN, B., MATEY, V www.sci.sdsu.edu/classes/biology/bio588/ParasitesSoCA.html

Jauella glandicephalus está associada a capacidade do parasita em perfurar a parede intestinal, atravessando todas as camadas do intestino do peixe, determinando hemorragia de grande extensão e a formação de material necrótico na zona de fixação do escólex.

Patogenia

Fonte: Doenças de peixes: profilaxia, diagnóstico e tratamento 2008.

Megathylacus brooksi está relacionada com a descamação do epitélio intestinal, presença de focos necróticos e aumento de fibroblastos no ponto de ataque, além do aumento no número de linfócitos intestinal.

Fonte: Doenças de peixes: profilaxia, diagnóstico e tratamento 2008.

Bothriocephalus spp. quando em grande intensidade de infecção, podem espoliar intensamente o peixe, provocar obstrução do intestino, em casos extremos, perfuração intestinal.

Necropsia dos peixes.

Diagnóstico

Exame dos órgãos internos, em especial o intestino, tratando-se de parasitas adultos.

Para se encontrarem as larvas deve-se pesquisar a cavidade visceral e órgãos em geral.

Eliminar os microcrustáceos caso estejam presentes na criação, pois funcionam como transmissores dos parasitas.

Profilaxia

Fig.: copepod with merocercoid (arrow); b: free merocercoid after release from copepod, having invaginated scolex with apical end organ (a.o.) and four suckers (s). Bar = 100 µm

Fonte: Falavigna-Morais, D., L. Machado & G. Pavanelli.2003.

Não existe tratamento para combater as larvas dos cestóides.

Apenas tênias adultas podem ser controladas, utilizando-se Óxido de Di-N-Butyl Estanho, misturado a ração, numa dosagem de 25g para cada 100 kg de peixe, durante 3 dias.

Tratamento

Métodos de Estudos

Coleta: Deve ser realizada logo após a captura dos peixes, devendo os parasitas ainda estarem vivos, o que permitirá boas preparações facilitando a observação de estrutura e órgãos internos fundamentais para a identificação das espécies.

Fixação:

Antes de serem fixados, os cestóides devem ser mortos com a musculatura relaxada para facilitar a observação água destilada e mantidos no refrigerador até morrerem com a musculatura relaxada (AMATO et al., 1991).

Cortes transversais para se verificar a distribuição dos vários órgãos no interior do estróbilo.

Locais observados com mais atenção:

IntestinoCelomaDuctos biliares ou pancreáticos.

Observação do hospedeiro deve ser feita, se possível, imediatamente após a morte nos parasitas podem ocorrer alterações, como perda de ganchos do rostelo, impedindo assim a observação das características importantes para sua identificação.

Caso não seja possível examinar o hospedeiro logo após a sua morte é aconselhável congelar as vísceras o mais rápido possível.

Um método alternativo consiste em fixar todo o trato digestório (contendo o parasita) em formol neutro a

4% podendo assim o exame ser feito posteriormente.

Para intestinos grandes ou com uma grande quantidade de parasitas:

Pode-se raspar a mucosa com auxílio de um bisturi, para soltar o escólex, sendo depois o conteúdo intestinal

lavado através de uma peneira de malha fina (154 μm) para se separarem os parasitas do muco.

Analise da distribuição dos parasitas ao longo do intestino ZAMAN e LEONG (1987).

Congelamento do intestino, imediatamente depois da coleta, por etanol a 95% resfriado em gelo seco. Este

processo causa instantaneamente a morte das espécies, que permanecem assim na exata posição que

ocupavam.

É imprescindível para os estudos morfológicos.

Os corantes mais utilizados são a Hematoxilina, Carmim e azul de metileno (para uma melhor observação dos órgãos sexuais).

Coloração:

Espécimes enroladas:

Colocados em um pedaço de papel rígido (cartão), encharcado com etanol 95%. Então o parasita deve ser cuidadosamente esticado, coberto com uma lâmina de vidro do mesmo tamanho.

Colocar os espécimes em placa de Petri com etanol 95%, e depois 100% por 30 min em cada solução.

Em seguida os parasitas devem ser clarificados em concentrações crescentes de Eugenol (óleo cravo) diluído em etanol absoluto.

Montar em lâminas permanentes em Bálsamo do Canadá (meio de montagem mais utilizado).

Para a identificação de muitas espécies de cestóides é necessário efetuar cortes histológicos, podendo empregar-se a técnica descrita por Jones (1990):

Corte no plano horizontal longitudinal

Corte transversal

Fonte: EIRAS, J. C.; TAKEMOTO, R. M.; PAVANELLI, G. C. 2006.

Para o estudo do ciclo de vida e caracterização da relação parasita-hospedeiro é útil, e por vezes necessário, efetuar infecções experimentais no sentido de reproduzir em laboratório o ciclo de vida dos parasitas

REFERÊNCIAS

EIRAS, J. C.; TAKEMOTO, R. M.; PAVANELLI, G. C. Métodos de estudos e técnicas laboratoriais em parasitologia de peixes. 2. ed. Maringá: EDUEM, v. 500. 199 p. 2006.

DEPARTMENT OF INLAND FISHERIES AND WILDLIFE. Fish Health Issues: Tapeworm: Eubothrium salvelini. Estate of Maine. Disponível em: <http://www.state.me.us/ifw/fishing/health/vol3issue6.htm> Acesso em: 15 nov 2009.

DIAS, L. N. S. Cestóides da ordem Trypanorhyncha em peixes de importância comercial capturados no litoral amazônico. 61p. Dissertação (mestrado em Ciência Animal) Universidade Federal do Pará, Belém, PA. 2008.

FALAVIGNA-MORAIS, D., MACHADO L. F. & PAVANELLI G. Protocephalian larvae (Cestoda) in naturally infected cyclopoid copepods of the upper Paraná river flooplain, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 98: 69-72. 2003.

OLIVEIRA, S. A. L. Pesquisa de helmintos em musculatura e serosa abdominal de peixes de importância comercial capturados no litoral norte do Brasil. 70p. Dissertação. (Mestrado em Ciência Animal) Universidade Federal do Pará, Belém, PA. 2005.

PAVANELLI, G. C.; EIRAS, J. C.; TAKEMOTO, R. M. Doenças de peixes: profilaxia, diagnóstico e tratamento. 3. ed. Maringá: , v. 1000. 311 p. 2008.

RUPPERT, E. E.; FOX, R. S.; BARNES, R. D. Zoologia dos Invertebrados: uma abordagem funcional-evolutiva. Trad. MARQUES, C. 7ª Edição. São Paulo. Editora Roca. 11143p. 2005.

THE AUSTRALIA & PACIFIC SCIENCE FOUNDATION. The importance of parasites in the conservation of native freshwater fish. Disponível em: <http://apscience.org.au/projects/APSF_04_2/apsf_04_2.htm> Acesso em: 14 nov 2009.

KUPERMAN, B., MATEY, V. Parasites of Invertebrates, Fish, Amphibians, and Mammals in Southern California. Disponível em: <www.sci.sdsu.edu/classes/biology/bio588/ParasitesSoCA.html> Acesso em: 14 de novembro de 2009.