(Burchell, 1822) que ocorre no Lago Urema, Parque Nacional

Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no lago Urema, Parque Nacional da Gorongosa

José Chissiua Dumbo Página 0

FACULDADE DE CIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

Trabalho de culminação de Curso

(Variante trabalho de Investigação)

Tema:

Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no Lago Urema, Parque Nacional da Gorongosa.

Autor: José Chissiua Dumbo

Maputo, Novembro de 2009



Índice Error! Bookmark not defined.

1. Introdução ....................................................................................................................................... 1

1.1. Justificação do estudo ....................................................................................................................... 4

1.2. Revisão bibliográfica ........................................................................................................................ 5

Tabela 1. A fauna parasitária identificada em C. gariepinus, em África. ............................................ 6

2. Objectivos ...................................................................................................................................... 10

3. Descrição da área de estudo .......................................................................................................... 11

4. Material e Métodos ....................................................................................................................... 13

4.1. Material .......................................................................................................................................... 13

4.2. Métodos .......................................................................................................................................... 13

4.2.1. Tamanho da amostra ................................................................................................................ 13

4.2.2. Amostragem ............................................................................................................................. 13

4.2.3. Procedimento laboratorial ........................................................................................................ 16

5. Análise de dados ............................................................................................................................ 18

6. Resultados ..................................................................................................................................... 20

6.1. Caracterização dos parasitas detectados ......................................................................................... 21

7. Discussão ....................................................................................................................................... 30

8. Conclusão ....................................................................................................................................... 35

9. Recomendações ............................................................................................................................. 36

10. Referências bibliográficas ............................................................................................................ 37

11. Anexos ......................................................................................................................................... 43

1. Introdução

Os peixes são um potencial hospedeiro de muitas espécies de parasitas que podem

causar uma alteração significativa da sua fisiologia. Uma identificação cuidadosa de parasitas,

da estrutura das suas comunidades e dos processos envolvidos na manutenção dessa estrutura

é muito importante para a prevenção de vários parasitas (Goselle et al., 2008).



A informação acerca do modo de transmissão e o potencial hospedeiro intermediário

do parasita é muitas vezes crucial para seleccionar um maneio de controlo, para reduzir ou

eliminar os parasitas (Goselle et al., 2008).

A piscicultura era por tradição, em certas regiões do mundo, uma das actividades

mais praticadas pelas comunidades rurais. Na actualidade esta actividade tem um grande

contributo no desenvolvimento sócio-económico pois, ela contribui com cerca de 15% para

as capturas de peixe à nível mundial e 13% em Moçambique (FAO, 2007). Por isso, esta

actividade tem sido associada à estudos parasitológicos para fornecer subsídios para o

conhecimento da ecologia e a biodiversidade das espécies tanto dos parasitas como dos

hospedeiros, alguns estágios do ciclo de vida dos parasitas, etiologia de algumas doenças de

peixes e efeitos dos parasitas no hospedeiro, de modo a intensificar a produção de peixe isento

de parasitas (Pillay 1995, Paraguassú et al., 2005).

Em Moçambique, o peixe é de enorme importância, uma vez que cerca de 30% da

população sofre de subnutrição (FAO, 2007). Até 1995 os peixes de água doce (lagoas

costeiras, estuários, bacias e rios), em Moçambique, contribuíam com abaixo de 7% da sua

colheita. Nos últimos anos, os produtos pesqueiros de água doce têm contribuído bastante para

o estado de saúde humana, pois garantem a obtenção de proteínas a baixo custo para a

melhoria da dieta da população. Até o ano 2000, o suprimento em proteínas de peixe era de

2% em Moçambique, 6% na África Sahariana e 6% no mundo (FAO, 2004), sendo em

Moçambique o consumo médio anual de peixe per capita de 7 à 10 Kg/ano, onde 10 à

12kg/ano são consumidas em comunidades costeiras. Mesmo assim, estes valores ficam

abaixo do mínimo recomendado pela FAO, que é de 14kg/ano (FAO, 2007).

A FAO (2008) estima que cerca de 50% de proteína animal consumida pela

população moçambicana deriva do peixe e de outros produtos de pesca, e que, os programas

de piscicultura poderão contribuir significativamente para a segurança alimentar.

Em ambientes aquáticos naturais, os peixes são influenciados por diversos factores

físicos e biológicos que afectam a saúde e a sobrevivência de espécies de peixes e das

espécies consumidoras das mesmas, incluindo os humanos (Nash, 1995). Nestes ambientes, há

inúmeras relações inter e intra-específicas estabelecidas, dentre elas o parasitismo



estabelecido por organismos pertencentes a filos Platyhelminthes, Nemathelminthes,

Acantocephala e Arthropoda (Crustacea) e outros de menor importância (Sindermann, 1989).

O parasitismo é muito comum e diversificado em peixes de ambientes naturais do que em

peixes de viveiros e tanques (Goselle et al., 2008).

Certas espécies de parasitas de peixes como Clinostomum e Euclinostomum

(Clinostomidae), Anisakis (Anisakidae), acantocéfalos e Lernaeidae quando presentes no

peixe podem causar consideráveis alterações morfológicas e fisiológicas como perda de peso,

atraso no crescimento, infertilidade, debilidade e considerável taxa de mortalidade do peixe

infectado constituindo assim uma séria perda económica para o piscicultor (Sindermann,

1989).

Os humanos são alvo de infecções por parasitas de peixes. Isto deve-se ao facto de

certas espécies de peixes serem hospedeiras de parasitas, e os parasitas terem carácter

zoonótico, constituindo uma ameaça à saúde pública particularmente quando os humanos

ingerem as suas larvas contidas no peixe cru, mal cozinhado ou defumado. Podem causar

doenças aos humanos, por exemplo Clonorchis sinensis, Opisthorchis felineus e Heterophyes

sp. quando se fixam na faringe causam irritação, ulceração, necrose ou cirrose hepática

(Stoskopf 1993 e Noble et al., 1989); Diphyllobothrium latum, no tracto digestivo humano

causa dor no epigastro, úlcera péptica, anorexia, anemia hipercrômica macrocítica (falta da

vitamina B12), colelítiase, ileíte e apendícite (Rey, 1992).

A patogenicidade dos parasitas tanto para os peixes como para os humanos depende

em larga medida do número de parasitas no hospedeiro, estágio de desenvolvimento do

parasita, localização do parasita no hospedeiro, morfologia do parasita, idade do hospedeiro,

susceptibilidade das espécies de peixe aos patógenos e a virulência do agente patogénico

(Sindermann 1989, Pillay 1995, Tsotetsi 2005). Para além destes factores, a patogenicidade

dos parasitas depende também das condições ambientais a que os peixes estão expostos. Os

peixes podem entrar em “stress” ambiental como resultado de baixo conteúdo de oxigénio,

elevado nível de salinidade da água, excesso de produtos metabólicos inúteis, poluição e

pesticidas, tornando-os assim susceptíveis à infecções por parasitas (Goselle et al., 2008;

Tsotetsi, 2005).



A identificação de parasitas de peixes e o conhecimento do seu ciclo de vida são um

pré-requisito para reduzir a infecção do consumidor humano (Stoskopf, 1993). Esta redução é

conseguida pela inspecção, selecção e processamento do peixe de forma que os parasitas

sejam removidos ou mortos (Vubil, 2005).

Algumas medidas que são usadas para controlar doenças de peixes por parasitas

incluem proibição da transferência de peixes infectados e doentes de um ambiente para o

outro e certificação da presença de doenças (por parasitas) ou não, no momento da

transferência. Estas medidas são conseguidas fazendo investigação no campo parasitológico

para identificar os parasitas nesses peixes (Nash, 1995).

Sobre parasitas de peixes de água doce da África Austral existem muitas publicações,

destacando-se: Na África do Sul: Barnard (1955), Fryer (1964); Prudhoe e Hussey (1977),

Mashego (1982), Kruger et al. (1983), Van As e Basson (1984), Oldewage e Van As (1987),

Oldewage e Van As (1988) Hetch et al. (1988), Mashego e Saayman (1981, 1989), Tsotetsi

(2005), Barson e Avenant-Oldewage (2006 a,b) e Barson et al. (2008); No Zimbabwe por

Douëllou (1992), Douëllou e Erlwanger (1994), Barson (2004); Zâmbia por Mackiewicz e

Beverley-Burton (1967).

Na África Ocidental há os trabalhos realizados especificamente na Nigéria por

Olofintoye (2006), Ayanda (2008, 2009) e Goselle et al. (2008); Na África do Norte, por

exemplo no Egipto por Abo-Esa (2008) e Chambrier et al. (2008).

Em Moçambique existem poucos estudos de parasitas de peixes de água doce,

destacando-se os trabalhos de Dias (1952, 1955), Barnard (1955), Marques (1961), Vubil

(2005), Scholz et al. (2008), Boane (2008) e Boane et al. (2008).

1.1. Justificação do estudo

Os peixes de água doce podem servir de hospedeiros definitivos, intermediários ou

paraténicos de muitas espécies de parasitas metazoários e crustáceos (Barson, 2004).

Em ambientes com grande diversidade de organismos aquáticos como o lago Urema,

alguns parasitas podem facilmente interagir com o peixe contribuindo para alta mortalidade e



consequentemente perdas económicas. Também podem ameaçar a biomassa, a abundância e

diversidade de espécies de peixes indígenas (Barson, 2004).

Alguns parasitas podem causar lesões superficiais (ectoparasitas: Protozoa, Monogea,

Hirudinea e Crustacea) possibilitando infecções secundárias por bactérias e fungos

patogénicos. Outros infectam órgãos e tecidos internos (endoparasitas: Protozoa, Digenea,

Cestodea, Acanthocephala e Nematoda) causando alterações na fisiologia dos órgãos internos

(Hecht e Endemann, 1998). E ainda outros como os Hirudinea, Acanthocephala, Copepoda e

Mollusca, jogam um papel importante no desenvolvimento de helmintes parasitas servindo de

hospedeiros intermediários (Barson, 2004).

Antes de 1994, a captura de peixe no lago Urema, principalmente da espécie Clarias

gariepinus era uma actividade intensamente praticada e se vendia maioritariamente para as

províncias de Zambézia e Nampula. Actualmente a actividade no mesmo local, continua a ser

praticada por pescadores furtivos, mas em pequena escala, para o consumo próprio e venda

(Luís, em comunicação pessoal, 2009).

C. gariepinus (Burchell, 1822) tem sido o objecto de estudo de várias pesquisas,

numa tentativa de seleccionar uma espécie de peixe indígena adequada, de água doce, para a

piscicultura na África do Sul (Mashego e Saayman, 1989). Esta espécie foi seleccionada no

presente estudo devido a sua maior distribuição e sua constante presença nas pescas que são

feitas no lago Urema. Esta é uma espécie muito aceite como alimento pelas populações

residentes em Muaredzi, zona situada próxima do lago Urema.

1.2. Revisão bibliográfica

Considerável atenção tem sido dada aos estudos de parasitas de peixes de água doce

em muitas partes do mundo. Vários estudos feitos, mostraram altas prevalências em muitos

casos, principalmente com os endoparasitas (Ayanda, 2008).

Em África, mais de 40 espécies de parasitas de diferentes grupos taxónomicos têm

sido reportadas em C. gariepinus (Ayanda, 2008). Dos trabalhos feitos em África sobre C.

gariepinus destacam-se com maior ênfase as seguintes publicações: Ukoli (1966), Van As e

Basson (1984), Hetch et al. (1988), Mashego e Saayman (1989), Douëllou (1992), Douëllou e



Erlwanger (1994), Barson (2004), Tsotetsi (2005), Olofintoye (2006), Barson e Avenant-

Oldewage (2006 a,b), Chambrier et al. (2008), Barson et al. (2008), Goselle et al. (2008) e

Ayanda (2008, 2009). Abaixo está representada a tabela 1 que foi compilada com base nos

artigos publicados, sobre parasitas detectados nesta espécie de peixe.

Tabela 1. A fauna parasitária identificada em C. gariepinus, em África.



Ordenação sistemática de Clarias gariepinus (Burchell, 1822)

Grupo taxonómico Espécie de parasitas Autor, ano Local de colheita do peixeGyrodactylus sp. Abo-Esa (2008) Egipto

Gyrodactylus transvaalensis Van As & Basson (1984) África do SulMacrogyrodactylus clarii

Macrogyrodactylus karibaeMacrogyrodactylus congolensis

Sanguinicola sp. Ayanda (2008)Clinostomum complanatum Barson et al . (2008) Save-Runde River , Zimbabwe

Phyllodistomum bavuriPhyllodistomum vanderwaali

Diplostomum spathaceum Goselle et al . (2008) NigériaPostodiplostomum sp.Neodiplostomum sp.

Ornithodiplostomum sp.Clinostomoides brieni Barson et al . (2008) Moçambique e ZimbabweGlossidium pedatum

Euclinostomum heterostomumDiplostomum mashonensePolyonchobothrium clariasProteocephalus glanduliger

Amonotaenia sp. Ayanda (2008) Asa dam Ilorin, NigeriaBarsonella lafoni

Marsypocephalus clariasMarsypocephalus heterobranchus

Diphilobothrium latumDiphilobothrium plerocercoid

Echinorhynchotaenia tritesticulata Barson et al . (2008) ZimbabweMonobothrium sp. Olofintoye (2006) Zimbabwe e África do Sul

Acanthocephala Neoechinorhynchus rutili Ayanda (2008) Asa dam Ilorin, NigériaParacamallanus cyathopharynx

Contracaecum rudolphiContracaecum multipapillatum

Contracaecum rodhainiCuculanus sp

Skryabinocara sp. Van As & Basson (1984) África do SulContracaecum sp.

Procamallanus laevionchusKruger et al . (1983)

Fryer (1964)Lamproglena clariae Barson (2004) e Tsotetsi (2005) África do Sul

Dolops ranarum Douëllou & Erlwanger (1994) Lago Kariba, ZimbabweErgasilus mirabilis Oldewage & Van As (1987) África do Sul

Lernaea clariae Tsotetsi (2005) África do Sul

Monogenea

Barson & Avenant-Oldewage (2006)

Rietvlei Dam, Africa do Sul

Rietvlei Dam, África do Sul

Save-Runde River , ZimbabweBarson et al. (2008)

Chambrier et al . (2008)

Goselle et al. (2008)

Etiópia, Sudão, Tanzânia e Zimbabwe

Nigéria

Barson et al . (2008) e Mashego & Saayman (1981) Zimbabwe e África do Sul

África do Sul

Digenea

Crustacea Argulus japonicus

Cestoda

Barson & Avenant-Oldewage (2006)

Van As & Basson (1984)

Nematoda

África do Sul

Mashego & Saayman (1989)

Mashego & Saayman (1989) África do Sul

África do Sul



A ordenação sistemática do peixe em estudo foi compilada com base em Skelton

(1993), Storer et al. (2003) e Ruppert et al. (2005):

Reino: Animalia

Ramo: Eumetazoa

Divisão: Bilateria

Subdivisão: Deuterostomia

Filo: Chordata

Subfilo: Vertebrata

Superclasse: Pisces

Classe: Osteichthyes

Subclasse: Actinopterygii

Infraclasse: Teleostei

Ordem: Siluriformes

Família: Clariidae

Género: Clarias (Scopoli, 1777)

Espécie: Clarias gariepinus (Burchell, 1822).

Sinónimo: C. depressus (Myers, 1925)

C. mossambicus (Peters, 1852)

C. lazera (Cuvier & Valenciennes, 1840)

C. capensis (Valenciennes, 1840)

Silurus gariepinus (Burchell, 1822)

S. gariepinus( Burchell, 1822)

Os nomes comuns de C. gariepinus usados em Inglês e em vários idiomas de

Moçambique são apresentados na tabela 2.

Tabela 2. Nomes comuns de C. gariepinus em vários idiomas



Características morfológicas e ocorrência de C. griepinus

C. gariepinus é uma espécie caracterizada por ter uma cabeça larga e achatada dorso-

ventralmente, com olhos pequenos e laterais, uma boca larga com pequenos dentes, quatro (4)

pares de barbilhos, maxilas longas, uma barbatana dorsal longa, um (1) par de barbatanas

peitorais e uma barbatana caudal. Tem cor que varia de escuro para castanho-claro, sem

escamas e é muito escorregadio. Abaixo da cabeça e do abdômen é branco e as extremidades

das barbatanas são avermelhadas, segundo o que se pode ver figura 1 (Hecht et al. 1988,

Skelton 1993, Mili e Texeira 2006).

Esta espécie é amplamente distribuída em África, particularmente em Moçambique.

Esta espécie exibe taxas de crescimento extensamente divergentes, tanto em condições

naturais como em condições de aquacultura, atingindo cerca de 759.5 à 1564.8 mm de

comprimento e 59 Kg de peso e é frequente nas capturas (Skelton 1993; Van Der Waal 1998).

Habita águas interiores de rios lentos e grandes, lagos e represas lamacentos. É uma

espécie omnívora, tolerante a condições adversas do ambiente natural como alta turvação,

baixa concentração de oxigénio dissolvido, temperaturas entre 8 e 35ºC e intervalo de

salinidade de 0 à 10%. Por estas razões, esta espécie de peixe tem sido considerada ideal para

a piscicultura. Quando as brânquias são cobertas com lama, o peixe segrega muco para manter

pele húmida podendo viver muito tempo na lama. Pode viver doze horas após retirar-lhe do

meio aquático (Hecht et al., 1988; Mashego e Saayman 1989).

Devido a essa tolerância a condições adversas do ambiente, tem maior distribuição

geográfica e pode sobreviver em qualquer tipo de águas estando sempre presente nas capturas



de peixes das águas interiores moçambicanas. Assim, é muito usado como alimento, servindo

de fonte de energia em nutrição humana (Mashego e Saayman 1989, Barson 2004).

O peixe-gato (C. gariepinus) ocupa um nível trófico alto na teia alimentar aquática, às

vezes alimentando-se de peixes menores e zooplancton. Este é normalmente um hospedeiro

definitivo de vários parasitas de helmintes no seu tracto gastrointestinal (Fourier, 2006).

Figura 1. Espécimes de C. gariepinus capturados no lago Urema.

2. Objectivos

Objectivo geral

O presente trabalho tem como objectivo geral: conhecer as espécies de parasitas

metazoários de C. gariepinus que ocorre no lago Urema, Parque Nacional da Gorongosa.

Objectivos específicos

Aqui pretende-se:

• Identificar e caracterizar morfologicamente as espécies de parasitas de C. gariepinus;



• Caracterizar as parasitoses usando os parâmetros prevalência, intensidade média e

abundância média das infecções por espécie de parasita;

• Determinar a relação entre o peso dos peixes e a intensidade parasitária;

• Determinar a relação entre o comprimento padrão dos peixes e a intensidade

parasitária.

3. Descrição da área de estudo

O lago Urema está situado no norte do Parque Nacional da Gorongosa entre latitudes

18˚ 52′ 45′′ e 18˚ 54′ 38,22′′ Sul e longitudes 34˚ 28′ 58.26′′ e 34˚ 31′ 42.82′′ Este, na

província de Sofala, em Moçambique (anexo I).

O lago Urema, composto por zonas Mucombézi, Mira Hippo, Phera e Zona Trinta,

tem um comprimento de cerca de 10 Km e uma largura máxima de 1 Km. No extremo norte, o

lago recebe águas da Serra da Gorongosa e dos rios Vundúzi, Mucombézi e Nhandugue, este

último, dependente do rio Muera e do rio Muaredzi que corre a partir do planalto de

Cheringoma e deposita sedimentos perto do lago, o que desacelera sua drenagem. No extremo

Sul, liga-se ao rio Urema que por sua vez liga-se ao rio Púnguè, onde as suas águas são

drenadas e vão desaguar no Oceano Índico. Muitos destes rios são sazonais. Em anos de

precipitação elevada, as águas do lago podem invadir cerca 20Km2 de terra, o que obriga a

interrupção de qualquer actividade neste período (Anónimo, 2004).

Durante o período chuvoso o lago Urema, liga-se aos rios circunvizinhos, e algumas

espécies de peixes migram do lago para os rios e vice-versa. Isto faz com que algumas

espécies nativas dos rios vizinhos, a título de exemplo, Tilapia rendalli, sejam encontradas no

lago somente neste período e não na estação seca. Na estacão chuvosa as águas invadem as

savanas, as florestas e os bosques cerrados (Steinbruch, em comunicação pessoal, 2009).

Esta invasão temporária das águas às savanas, florestas e aos bosques cerrados, cria

um complexo mosaico de ecossistemas que contém maior abundância e diversidade de vida

selvagem do que em qualquer outra zona do parque, motivo que atrai a visita de turistas e de



pessoas que vivem em pequenas comunidades espalhadas ao longo das zonas de captação de

água e de pesca no lago Urema. Mesma situação acontece no rio Urema (Anónimo, 2004).

O lago Urema tem uma camada lamacenta de média 0.2 m (20 cm) e uma

profundidade média de 0.5 m (50 cm) em tempo seco. Possui uma densa vegetação nas suas

margens maioritariamente jacintos de água e algas; as águas do lago são muito turvas, como

se pode ver na figura 2. Sucessões sazonais de populações de algas e o seu crescimento

excessivo resulta em cor, odor e sabor desagradáveis declinando a qualidade da água.

Este lago contém grande diversidade de organismos como peixes, crocodilos,

hipopótamos, insectos aquáticos, crustáceos, aves piscívoras e salamandras.

As espécies de peixes presente no lago são: C. gariepinus (Burchell, 1822),

Oreochromis mossambicus (Peters, 1852), Hydrocynus vittatus (Castelnau, 1861), Mormyrus

longirostris (Peters, 1852), Protopterus annectens (Poll, 1961), Petrocephalus catostoma

(Günther, 1866), Schilbe intermedius (Rüppell, 1832), Synodontis zambezensis (Peters, 1852),

Labeo cylindricus (Peters, 1852), Barbus luikae (Ricardo, 1939) e Bricinus imberi (Peters,

1852) (Machipane, em comunicação pessoal, 2009).

Figura 2. Vista do lago Urema mostrando rica vegetação ao longo das margens.



4. Material e Métodos

4.1. Material O material utilizado para a presente pesquisa consta do anexo II.

4.2. Métodos

4.2.1. Tamanho da amostra

Para o estudo de parasitas metazoários de C. gariepinus, foram colhidos no lago

Urema 41 peixes desta espécie.

O tamanho da amostra foi determinado pela fórmula de Pearson (Triola, 1999):

n=[ ]

qpEZ

××2

22/α

n= [ ]

( )5.05.0

1.064.1

2

2

×× n=41

Onde:

n - tamanho da amostra;

p - prevalência da infecção do peixe por parasitas (p=0.5 e q = 1-p) por não haver estudos

feitos anteriores.

E - margem de erro que é igual a 10%; α é o grau de confiança (α=94.95%)

Zα/2 - nível de significância (Z α/2=1.64).

4.2.2. Amostragem

Os peixes foram capturados usando quatro redes, de emalhar e de arrasto em

diferentes pontos do lago Urema. Três dessas redes tinham a malha de quatro polegadas

(4×4cm) do tipo Nylon e uma de malha de uma polegada (1×1cm) do tipo Nylon.



Cada rede era esticada de forma transversal ao lago e assegurada por dois paus nas

suas extremidades (figura 3). Após doze horas, foram sendo recolhidos os peixes capturados

pela rede (figura 4).

Figura 3. O modelo de arrasto feito para a captura de C. gariepinus.

Figura 4. C. gariepinus capturado pela rede com malha de 4 polegadas.



Para a amostragem foram feitos quinze (15) arrastos em oito (8) pontos do lago

distribuídos por três (3) zonas (Mira Hippo, Phera e Mucombézi), desde o sul até ao norte do

mesmo (tabela 3 e figura 5). Em cada ponto de captura seleccionaram-se apenas peixes da

espécie C. gariepinus e de seguida foram transportados para o laboratório do Santuário para o

exame de superfície e necrópsia.

Tabela 3. Caracterização dos pontos de amostragem e data das colheitas de amostras.



Figura 5. Locais de amostragem indicados no mapa do lago ( ponto de colecta de peixe).

4.2.3. Procedimento laboratorial

Exame dos peixes no laboratório do Santuário

Aqui, primeiro, procedeu-se a identificação dos peixes capturados até ao nível de

espécie (C. gariepinus) utilizando Skelton (1993) e foi atribuído um número a cada peixe desta

espécie. Mediu-se o comprimento padrão (figura 6) de cada peixe com uma régua milímetrica

(mm); escolheu-se o comprimento padrão porque alguns peixes possuíam cauda rompida

devido ao ataque por crocodilos quando capturados pela rede. Pesou-se em gramas (g) com

uma balança electrónica e os dados foram registados em fichas individuais (anexo III).



Figura 6. Esquema de um peixe indicando o comprimento padrão.

Segundo, fez-se uma observação geral do tegumento de cada peixe à vista desarmada

para pesquisa de ectoparasitas. Depois fez-se necrópsia por uma incisão longitudinal sobre a

linha mediano-ventral até a inserção da barbatana anal (figura 7) e registou-se o aspecto geral

das cavidades branquial e abdominal na ficha individual de dados (Anexo III).

E por último, foram removidas as brânquias e o tracto digestivo, e separadamente

foram conservados em frasco com etanol à 70% (devido a falta de lupa e microscópio para a

colecta de parasitas no local). Os parasitas visíveis a olho nú na cavidade visceral, foram

removidos, conservados em etanol à 70% e etiquetados pelo número correspondente ao peixe.

Figura 7. Necrópsia de C. gariepinus e remoção de parasitas da cavidade visceral.

Comprimento padrão



Colecta, processamento e identificação de parasitas no laboratório do DCB

Com ajuda da Lupa binocular, as brânquias e o tracto digestivo foram observados, e

depois procedeu-se a colecta dos parasitas neles existentes e os dados foram registados na ficha

do anexo III.

Todos os parasitas detectados, foram preservados no etanol à 70% e depois foram

submetidos aos procedimentos que a seguir são descritos.

Os parasitas pertencentes à Cestoda e Digenea foram corados pelo corante de Carmina

de Gower e a diferenciação foi feita pela solução de álcool à 70% com HCl à 1% na razão de

1:1. Depois foram desidratados passando por uma série alcoólica com concentrações crescentes

de 70%, 80%, 90%, 95% e 100% em períodos de 20, 10, 10, 15 e 15 minutos, respectivamente,

e foram colocados no Xilol durante 15 minutos, depois foram montados no Bálsamo de Canadá

(Vubil, 2005).

Os Nematoda, depois de serem colhidos do peixe, foram conservados em álcool à 70%

e logo depois passaram por clareamento em lactofenol para melhor visualização dos órgãos

internos ao microscópio e identificação (Stoskopf, 1993).

Os Crustacea colectados, foram preservados em álcool à 70% e depois colocados no

ácido láctico à 90% para o clareamento (Bankley e Williams, 1994).

Os exemplares de parasitas detectados durante esta pesquisa encontram-se conservados

no Laboratório de Parasitologia do DCB, Universidade Eduardo Mondlane.

5. Análise de dados

A prevalência, a intensidade, a intensidade média, a abundância, a abundância média

dos parasitas, foram calculados de acordo com a recomendação de Bush et al. (1997).

Prevalência (P) é o número de hospedeiros infectados por um ou mais indivíduos de

uma espécie particular de parasitas (ou grupo taxonómico) dividido pelo número de

hospedeiros (peixes) examinados com relação a essa espécie de parasita. É expressa em

percentagem (%).



100%examinadosshospedeirodetotalNúmero

espéciecadaporinfectadosshospedeirodeNúmeroP ×=

Onde: P corresponde a prevalência da infecção.

Intensidade (I) é o número de indivíduos de uma espécie particular de parasitas num

único hospedeiro infectado.

Intensidade média da infecção (IM) é o número total de parasitas de uma espécie

particular encontrado numa amostra, dividido pelo número de hospedeiros infectados por esse

tipo de parasita.

ectadosinfshospedeirodetotalNúmeroamostranaparasitadeespéciecadadeindíviduosdetotalNúmeroIM =

Onde: IM corresponde a intensidade média de infecção.

Abundância (A) é o número de indivíduos de uma espécie particular de parasitas num

ou sobre um único hospedeiro, independentemente de o hospedeiro estar ou não infectado.

Abundância média dos parasitas (AM) é o número total de indivíduos de uma dada

espécie de parasitas dividido pelo número total de hospedeiros da espécie examinada

(infectados +não infectados).

( )infectadosnãoeinfectadosexaminadosshospedeirodetotalNúmeroespéciecadadeparasitasdetotalNúmeroAM =

Onde: AM corresponde a abundância média.

Foi usado o programa de análise estatística "SPSS 15.0" e “Excel” para determinar o

coeficiente de correlação de Pearson (r) entre intensidade parasitária e o peso dos hospedeiros,

bem como, entre a intensidade parasitária e o comprimento padrão dos hospedeiros.



6. Resultados

O peixe (C. gariepinus) para a presente pesquisa apresentou um comprimento médio

de 462,93±64,15 (317-602) mm e peso médio de 1322,98 ±417,79 (813,5-2200) g.

Na presente pesquisa foram detectadas sete (7) espécies de parasitas nos diferentes

órgãos do peixe e na cavidade visceral. Na tabela 4 está indicado o número de peixes

analisados em cada zona de amostragem no Lago Urema e a distribuição das prevalências para

cada espécie de parasita detectada. Verificou-se que em todas as zonas, a maior prevalência foi

a de infecção por Contracaecum sp.

Tabela 4. Prevalência e número de peixes infectados por cada espécie de parasita, em cada

zona de amostragem no lago Urema.

A tabela 5, abaixo, mostra as espécies de parasitas detectadas e os parâmetros de

prevalência, intensidade média e abundância média.



Tabela 5. Parasitas detectados em C .gariepinus proveniente do Lago Urema. P=Prevalência;

IM=Intensidade média; AM=Abundância média; DP=Desvio padrão; min=mínimo e

max=máxima.

6.1. Caracterização dos parasitas detectados

Devido a exiguidade funcional da máquina fotográfica acoplada ao microscópio, não

foi possível ter as imagens dos parasitas detectados. Apenas constam do anexo V, imagens de

parasitas das fontes usadas como chave de identificação de parasitas no presente estudo.

6.1.1. Clinostomoides brieni Dollfus, 1950

Filo: Platyhelminthe

Classe: Trematoda

Ordem: Digenea

Família: Clinostomidae Lühe, 1901

Subfamilia: Clinostominae Lühe, 1901

Género: Clinostomoides Dollfus, 1950

C. brieni foi colectado na câmara branquial sobre o quarto (4º) arco branquial do lado

esquerdo. De acordo com Gibson et al. (2002), as metacercárias de C. brieni possuem seguintes

características: corpo robusto, forma de uma língua, ventosa oral pequena na região anterior,

ventosa ventral (acetábulo) grande localizada no terço anterior do corpo; possui cecos longos,

sinuosos e sem ramificações. Os testículos são ovais e estão localizados na metade posterior do



corpo do parasita; o saco vitelínico estende-se a partir da região posterior do corpo e termina

até ao nível da bifurcação do ceco; o útero pode ou não chegar até ao nível da ventosa ventral.

As características das metacercárias de C. brieni observadas na presente pesquisa são:

cor branca, corpo robusto, achatado tanto na região dorsal como na região ventral; ventosa oral

pequena, uma ventosa ventral grande e cecos longos. Os órgão reprodutores estão situados

muito próximo a região posterior do corpo do parasita. Na tabela 6 estão apresentadas as

medições do corpo e de órgãos visualizados neste parasita.

Tabela 6. Caracterização morfométrica de C. brieni.

6.1.2. Diplostomum mashonense Beverly-Burton, 1963


Classe: Trematoda

Ordem: Digenea

Família: Diplostomidae Poirier, 1826

Género: Diplostomum Von Nordman, 1832

O parasita D. mashonense foi detectado nas brânquias e no intestino anterior e médio

de C. gariepinus.

De acordo com Gibson et al. (2002), este parasita tem seguintes características: corpo

bipartido com forma de espátula; região anterior com forma cónica; Tem uma ventosa ventral e

pseudo-ventosas na região posterior; a extremidade anterior com três lóbulos, ventosa oral e

Presente estudo 1 exemplar medido; (em mm)

Comprimento do corpo 4,34±0,091Largura do corpo 1,09±0,154Comprimento da ventosa oral 0,288±0,207Largura ventosa oral 0,25±0,193Comprimento ventosa ventral 0,539±0,034Largura ventosa ventral 0,499±0,053Distância da ventosa oral a ventral 0,446±0,09Distância Extrem. Anterior a ventosa ventral 0,783±0,165Distância Ventosa ventral-órgãos sexuais 2,12±0,67Relação entre Comp. ventosa oral/ventosa ventral ½Relação entre Largura ventosa oral/ventosa ventral ½

Órgão medido



uma pequena faringe. Possui um ceco que parte da região anterior próxima a faringe até ao

poro excretor, região posterior.

As características detectadas no parasita desta pesquisa são: corpo com forma cónica,

cor branca, ventosa ventral e dois lóbulos salientes na região anterior. Na tabela 7, consta a

caracterização morfométrica do parasita.

Tabela 7. Caracterização morfométrica de D. mashonense.

6.1.3. Polyonchobothrium clarias Woodland, 1925


Classe: Cestoda

Ordem: Pseudophyllidea Carus, 1863

Família: Bothriocephalidae Blanchard, 1849

Género: Polyonchobothrium Diesing, 1854

Segundo Barson e Avenant-Oldewage (2006 a) P. clarias é largamente distribuído em

peixes aquáticos africanos de ordem Siluriforme (Siluroid) especificificamente na espécie C.

gariepinus.

Segundo Hoffman (1999) P. clarias tem um escólex rectangular com uma coroa de

ganchos; o escólex tem dois sulcos ou lóbulos, um dorsal e outro ventral e com um pescoço que

pode ser conspícuo. O estróbilo tem uma segmentação bem marcada e frágil; cada proglótide

contém um órgão reprodutor.

As características observadas para o P. clarias são: cor branca, um rostelo suportando

ganchos; os proglotídes imaturos do não são completamente segmentados e alguns segmentos

maduros aparentam terem se fundido.

Presente estudo Estudo realizado em C. gariepinus4 exemplares medidos; (em mm) Barson et al . (2008); (mm)

Comprimento do corpo 0,26±0,4 (0,2-0,28) 0,514 (0,445-0,585)Largura do corpo 0,22 ±0,0036 (0,217-0,225) 0,185 (0,101-0,255)Comprimento da ventosa posterior 0,06±0,013 (0,047- 0,075) 0.048 (0,044-0,057)Largura da ventosa posterior 0,06 ±0,013 (0,047-0,075) 0,047 (0,046-0,052)Distância da ventosa até região posterior 0,033±0,0072 (0,025-0,039) -----Distância da ventosa até região anterior 0,207±0,009 (0,198-0,217) ------

Órgão medido



Para este parasita não foram apresentadas as medições, por motivo do exemplar ter

sido perdido ao longo do processamento, e este exemplar era único.

6.1.4. Espécie de Cestoda desconhecida


Classe: Cestoda

Este Cestoda caracteriza-se por ser de cor branca, possuir um corpo longo composto de

proglotídes; os proglotídes da extremidade posterior são mais largos que os proglotídes da

região próxima ao escólex. O escólex, possui na sua extremidade uma coroa contendo 10

ganchos, sendo cinco de cada lado. A características morfométrica deste parasita constam na

tabela 8.

Tabela 8. Caracterização morfométrica do Cestoda desconhecido.

6.1.5. Paracamallanus cyathopharynx Baylis, 1923

Filo: Aschelminthe

Classe: Nematoda

Ordem: Spirurida Chitwood, 1933

Família: Camallanidae Railliet & Henry, 1913

Género: Paracamallanus Yorke & Maplestone, 1926

P. cyathopharynx é um parasita comum do tracto gastrointestinal do peixe-gato, C.

gariepinus (Akinsanya e Otubanjo, 2006).

Presente estudo 1 exemplar medido; (em mm)

Comprimento do corpo 3,123±0,153Comprimento do escólex 0,155±0,015Largura do escólex 0,106±0,009Largura dos Proglotídes Maduros 0,158±0,006Largura dos Progrotídes Grávidos 0,171±0,015Coroa de ganchos 0,148±0,197

Órgão medido



Segundo Hoffman (1999), P. cyathopharynx apresenta forma filiforme e uma boca

com lábios pequenos em número de quatro ou seis, raramente inconspícuos ou ausentes na

cápsula bucal. O esófago é longo, cilíndrico e está dividido em região anterior (curta) com

porção muscular e a posterior (longa) com porção glandular. O intestino não apresenta

divertículos.

No presente estudo, P. cyathopharynx foi observada com seguintes características:

forma filiforme, cápsula com lábios pequenos em número de quatro (4), esófago longo,

cilíndrico e dividido em região anterior curta e a posterior longa; um ceco; e mucron em

número de três (3) na extremidade posterior. A características morfométricas deste parasita

estão apresentadas na tabela 9.

Tabela 9. Caracterização morfométrica de P. cyathopharynx.

6.1.6. Contracaecum sp.

Filo Aschelminthe

Classe: Nematoda

Ordem: Ascarididea

Família: Anisakidae Skrjabin & Karokhin, 1945

Género: Contracaecum sp. Railliet & Henry, 1915

Este parasita foi identificado até ao género. A identificação até ao nível da espécie

requer métodos moleculares ou infecção de hospedeiros experimentais com larvas de

Contracaecum sp. para obter os adultos. Os métodos moleculares ainda são uma limitação

Presente estudo Estudo realizado em C. gariepinus5 exemplares medidos; (mm) Barson et al. (2008); (mm)

Comprimento do corpo 9,335±0,7587 (7,025-10,521) 7,14 (5,17-9,12)Largura do corpo 0,196±0,0108 (0,17-0,222) 0,1103 (0,057-0,173)Comprimento da cápsula bucal 0,344±0,593 (0,149-0,733) 0,0989 (0,066-0,140)Largura da cápsula bucal 0,166±0,2041 (0,0742-0,294) 0,082 (0,064-0,121)Comprimento do esófago 0,603±0,069 (0,542-0,643) 0,494 (0,445-0,577)Largura do esófago 0,099±0,01195 (0,07421-0,131) ------Comprimento do ceco 0,058±0,02556 (0,044-0,5) ------Largura do ceco 0,065±0,0124 (0,064-0,067) ------Comprimento da cauda 0,289±0,05 (0,232-0,365) -------Comprimento das espículas 0,0062±0,00177 -------

Órgão medido



pelos custos e acessibilidade, especialmente em África (Barson et al. 2008, Barson e Avenant-

Oldewage 2006 b).

Segundo Hoffman (1999), Contracaecum sp. possui um esófago com ventrículo

posterior oblongo a cilíndrico, com uma depressão em forma de sutura dorsal e ventral

longitudinal; ou com um ventrículo pequeno e globular que se tranforma em apêndice,

direccionado para a parte posterior. O ceco intestinal está direccionado para a extremidade

anterior.

Foram observadas as seguintes características: corpo largo e robusto, esófago alargado,

apêndice ventricular e um ceco intestinal bem desenvolvido e direccionado para a região

anterior. As dimensões do corpo e dos órgãos do parasita estão apresentadas na tabela 10.

Tabela 10. Caracterização morfométrica de Contracaecum sp.

6.1. 7. Ergasilus mirabilis Oldewage & Van As, 1987

Filo: Arthropoda

Classe: Crustacea Brünnich, 1772

Sub-classe: Copepoda

Ordem: Cyclopodea

Sub-ordem: Poelocilostomatoida

Família: Ergasilidae Thorell, 1859

Género: Ergasilus Nordmann, 1832

Espécimes de E. mirabilis foram colectados nos arcos branquiais, tanto do lado

esquerdo como do lado direito de C. gariepinus.

Presente estudo Estudo realizado em C. gariepinus5 exemplares medidos; (em mm) Barson (2004); (mm)

Comprimento do corpo 9,022±2,076 (6,649-11,63) 27,6 (22-35)Largura do corpo 0,265±0,288 (0,123-0,782) 0,71 (0,68-0,78)Comprimento do ceco intestinal 1,158 1,72 (1,24-2,20)Largura do ceco intestinal 1,089 0,16 (0,12-0,18)Comprimento apêndice ventricular 1,584 0,79 (0,52-1,04)Largura do apêndice ventricular 0,089 0,12 (0,10-0,16)

Órgão medido



Segundo Oldewage e Van As (1987), E. mirabilis tem antenulas localizadas na região

anterior do primeiro segmento do cefalotórax. Os primeiros quatro segmentos torácicos são

progressivamente mais pequenos e largos do que comprido. Bolsas sensoriais emparelhadas

ocorrem dorsalmente do segmento 2 a 4. Na face ventral da extremidade posterior, há uma

única fila de pêlos (ou cerdas). O quinto segmento torácico comprimido suporta uma quinta

perna rudimentar. Na extremidade posterior estão os sacos ovígeros ou ovissacos (Oldewage e

Van As, 1987).

As características observadas são: quatro (4) segmentos abdominais, antenulas

localizadas na região anterior do primeiro segmento cefalotóracico; os primeiros quatro

segmentos torácicos são progressivamente mais pequenos e largos do que compridos. Na

extremidade anterior localiza as peças bucais e na extremidade posterior estão os sacos

ovígeros ou ovissacos. As dimensões do corpo e dos órgãos de E. mirabilis estão apresentados

na tabela 11.

Tabela 11. Caracterização morfométrica de Ergasilus mirabilis.

Presente estudo 3 exemplares medidos; (em mm)

Comprimento o corpo 2,27±0,147 (1,5-2,27)Comprimento dos sacos ovígeros 1,23±0,138 (0,56-1,22)Largura dos sacos ovígeros 0,293±0,06 (0,1683-0,2932)Comprimento do cefalotórax 1,038±0,057 (0,72-1,177)Comprimento das antenulas 1,177±0,099 (0,723-1,177)Comprimento do tórax 0,263±0,013 (0,26-0,297)Comprimento do ovo 0,107±0,008 (0,1-0,12)Largura do ovo 0,073±0,0099 (0,0594-0,0816)Comprimento das peças bucais 0,345±0,111(0,2871-0,3456)

Órgão medido



Relação entre o peso do peixe e a intensidade parasitária

Na tabela 12 é apresentado o coeficiente de correlação de Pearson entre o peso do

peixe e a intensidade parasitária que é igual à 0,006 negativos (r =-0,006) à um nível de

significância de 99%.

Tabela 12. Coeficiente de correlação de Pearson entre o peso do peixe e a intensidade parasitária.

Através do gráfico da figura 8, notou-se não existir correlação entre o peso do peixe e a

intensidade parasitária (R2=0.00005; R2<0,4), isto é, não existe um padrão que relaciona o peso

(x) e a intensidade parasitária (y). A mesma figura, mostra ainda a recta de regressão da

correlação e a equação da recta feita entre estes parâmetros.

Figura 8. Recta de correlação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária.

Peso do peixe Intensidade parasitáriaPeso do peixe Correlação de Pearson 1 -0,006

Nível de significância (teste bilateral) 0,99Número de parasitas 7 7

Intensidade parasitária Correlação de Pearson -0,006 1Nível de significância (teste bilateral) 0,99Número de parasitas 7 7

y = -‐0,000x + 13,16R² = 4E-‐05

0

5

10

15

20

25

30

35

0 500 1000 1500 2000

Inte

nsid

ade

para

sitá

ria

Peso do peixe (g)



Relação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária

Na tabela 13 é apresentado o coeficiente de correlação de Pearson entre os dois

parâmetros, que é igual a 0.151 a um nível de significância de 74,7%.

Tabela 13. Coeficiente de correlação de Pearson entre o comprimento do peixe e a intensidade

parasitária.

O comprimento padrão do peixe e a intensidade parasitária tem uma correlação

positiva fraca de 2,2% (R2=0.022; R2<0.4), ou seja, existe um padrão em 2,2% em que quanto

maior for o comprimento do peixe, maior será a intensidade parasitária. O gráfico da figura 9

mostra a recta de regressão da correlação e a equação da recta entre estes parâmetros.

Figura 9. Recta de correlação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária.

Comprimento do peixe Intensidade parasitáriaComprimento do peixe Correlação de Pearson 1 0,151

Nível de significância (teste bilateral) 0,747Número de parasitas 7 7

Intensidade parasitária Correlação de Pearson 0,151 1Nível de significância (teste bilateral) 0,747Número de parasitas 7 7

y = 0,087x -‐ 26,41R² = 0,022

0

5

10

15

20

25

30

35

410 420 430 440 450 460 470 480 490

Intensidade parasitária

Comprimento padrão do peixe (mm)



7. Discussão

Na presente pesquisa, a fauna parasitária detectada em C. gariepinus é constituída por

seis (6) espécies de endoparasitas e uma (1) espécie de ectoparasita.

O Nematoda Contracaecum sp. teve maior prevalência (97.5%). Isto deve-se ao facto

de o seu ciclo de vida envolver aves predadoras de peixes que através de suas fezes, facilitam a

disseminação dos ovos do parasita para vários pontos do lago, acabando por infectar outros

peixes (Barson e Avenant-Oldewage, 2006 b). A alta infecção do peixe por este Nematoda,

também pode depender da variação da dieta deste peixe ou infecção directa do peixe, sem

intervenção do hospedeiro intermediário (Mashego e Saayman, 1981).

A alta prevalência e diversidade parasitária, deve-se ao facto de C. gariepinus ser uma

espécie de dieta variada. Esta espécie, no estágio jovem é herbívora alimentando-se de ervas,

sementes, fito e zooplancton e no estágio adulto passa a ser uma espécie omnívora,

alimentanto-se de larvas de insectos, caracóis, microcrustáceos e peixes, e estes são

hospedeiros intermediários de parasitas. Outra possível razão do elevado índice de parasitismo

nesta espécie de peixe é pelo facto de, esta ser mais activo, competindo melhor para o alimento.

Isto significa maior contacto com o alimento e por isso têm muitas chances de serem infectados

com parasitas (Paraguassú et al. 2005, Ayanda 2008).

C. brieni tem uma morfologia semelhante à apresentada por Barson et al. (2008) e

Gibson et al. (2002). Douëllou (1992) apenas apresentou na sua pesquisa, o comprimento do

corpo que é 1.2 mm; Gibson et al. (2002) detectou este parasita com um comprimento entre 5 à

30 mm. Os espécimes detectados na presente pesquisa apresentaram dimensões que estão entre

os intervalos de dimensões apresentados por estes dois autores.

A espécie C. brieni foi reportado por Barson et al. (2008) no rio Save-Runde no

Zimbabwe à uma prevalência de 14%, intensidade média 6 e abundância média de 2.5, na

musculatura do peixe, facto que difere com a presente pesquisa, em que C. brieni foi detectado

nas brânquias. Comparando os índices parasitários, nota-se a existência de uma grande

diferença entre os resultados de Barson et al. (2008) e os resultados da presente pesquisa.



As metacércarias de C. brieni dectadas no presente estudo apresentaram um

comprimento menor em relação as metacércarias detectadas por Barson et al. (2008) que foi de

0,514 mm. Segundo Hoffman (1999), este parasita pode ser encontrado para além dos peixes,

nas rãs, nas salamandras e nos gastrópodes.

D. mashonense do presente estudo, apresentou maior largura e comprimento do corpo,

maior largura da ventosa ventral que o estudo de Barson et al. (2008). Não se observou saco

vitelinico, útero e a forma dos testículos como descreve o Gibson et al. (2002); Barson et al.

(2008) não apresentou medições das distâncias entre a ventosa ventral e as regiões posterior e

anterior, por razões desconhecidas (vide tabela 7).

As metacercárias de D. mashonense foram reportadas inicialmente por Beverly-

Burton, 1963 citado por Barson et al. (2008) no cérebro e olho de C. gariepinus. As

metacercárias desta espécie foram identificadas no Zimbabwe por Barson et al. (2008) no

intestino e brânquias de C. gariepinus com P=11.3%, Mashego e Saayman (1989) na cavidade

cranial de Clarias gariepinus e C. mellandi com P= 93% e IM=2391. Os valores reportados no

presente estudo estão abaixo que os valores reportados por Mashego e Saayman (1989),

provavelmente deve-se a diferença de época em que foi realizado o estudo.

As metacercárias descobertas por Beverly-Burton, 1963 citado por Barson et al. (2008)

e Mashego & Saayman (1989) diferiram com as metacércarias do presente estudo, apenas no

órgão do hospedeiro em que foram identificados. Nestes estudos as metacerárias parasitavam o

cérebro, olho e cavidade cranial enquanto que as metacércarias do presente estudo parasitavam

o intestino e brânquias dos peixes. Segundo Mashego e Saayman (1989), estas metacercárias

podem ser encontradas parasitando vários órgãos nesta espécie de peixe. Segundo Gibson et al.

(2002), Barson e Marshall (2004) afirmam que esta espécie pode parasitar amfíbios, aves e

mamíferos.

A espécie P. clarias (Woodland, 1925) foi colectado no intestino anterior e posterior

de C. gariepinus. A ocorrência destes indivíduos em C. gariepinus foi reportada na África do

Sul por Mashego e Saayman (1989) na vesícula biliar e intestino de C. gariepinus com P=64%

e IM=23, Barson (2004) na mucosa do estômago com P=71.4% e IM=5; na Nigéria por

Akinsanya e Otubanjo (2006) no intestino com P=1.67%, Olofintoye (2006) no intestino com

P=12%, Goselle et al. (2008) no estômago e intestino com P= 17% e IM=51, Ayanda (2009)



no intestino com P=3.75%; Zimbabwe por Barson e Avenant-Oldewage (2006 a) no

estômago com P=71 e IM=5, Barson et al. (2008) no intestino e vesícula biliar com P=6.5%,

IM=1.5 e AM=0.1; África Sub-Sahariana por Hecht e Endemann (1998) e Egipto: Abdel-Amid

(1990), estes dois últimos sem índices parasitários apresentados.

No presente estudo P. clarias foi detectado apenas no intestino enquanto que nos

outros estudos foi detectado para além do intestino, na vesícula biliar e no estômago.

Os estudos da infecção por P. clarias, excepto os da Nigéria, mostraram altas

prevalência em relação ao presente estudo. Segundo Akinsanya e Otubanjo (2006), a estação

seca, em que há uma maior redução do volume das águas, influencia para a elevada prevalência

de parasitas. Isto deve-se a escassez de alimento nesse período, assim os peixes podem ingerir

quaisquer partículas aumentando a chance de infecção por parasitas.

Estudos realizados na Nigéria por Ayanda (2009) e Akinsanya e Otubanjo (2006)

apresentam baixa prevalência em relação aos valores do presente estudo. Provavelmente, pelo

facto de terem realizado o estudo em peixes de ambiente de piscicultura, onde as condições

ambientais e outros organismos como crustáceos (hospedeiros intermediários) são controlados.

Os espécimes de P. cyathopharynx detectados no presente estudo apresentaram

maiores dimensões nos órgãos medidos em relação aos espécimes detectados por Barson et al.

(2008). O mesmo autor não apresenta na sua pesquisa o comprimento e largura do ceco,

comprimento da cauda e do mucron, por razões não apresentados (vide tabela 9).

A ocorrência de P. cyathopharynx em C. gariepinus foi reportada na Nigéria por

Ayanda (2009) no intestino com P= 5.625%, Akinsanya e Otubanjo (2006) no intestino com

P= 4.72%; África do Sul por Mashego e Saayman (1981) no intestino posterior com P=15%,

Barson et al. (2008) no tracto intestinal com P= 8%, IM=4.7 e AM= 0.38. Na presente pesquisa.

a espécie P. cyathopharynx foi detectada no intestino de C. gariepinus, o que não difere com

outros estudos apresentados.

P. cyathopharynx foi reportada com uma elevada prevalência que todos outros estudos

apresentados. Provavelmente, a mudança de dieta do peixe, de espécie herbívora (no estágio

jovem) para omnívora (no estágio adulto) e presença de aves piscívoras no lago, tenham a ver

com alta prevalência deste parasita.



No presente estudo, Contracaecum sp. apresentou comprimento e largura menores do

que os indivíduos detectados por Barson (2004) (vide tabela 10). Na tabela do mesmo anexo,

não foi apresentado o desvio padrão e os valores máximos e mínimos, porque não foi possível

visualizar estes órgãos em todos os espécimes medidos, apenas em um espécime.

Contracaecum sp. foi reportado no Zimbabwe por Barson et al. (2008) no intestino e

cavidade visceral com P= 55%, IM= 23 e AM=7.9, Barson (2004) na cavidade visceral com

P=42.6% e IM= 2.2, na África do Sul por Mashego e Saayman (1989) na cavidade abdominal

embebido no mesentério, no tecido adiposo, na musculatura do estômago e no lúmen intestinal

com P= 100%, Barson e Avenant-Oldewage (2006 b) no tracto intestinal com P= 86% e

IM=16.3. No presente estudo, as larvas de Contracaecum sp. foram detectadas na cavidade

visceral encapsulados e embebido no muco entre vísceras, e no intestino, o que não difere com

outros estudos.

Segundo Mashego e Saayman (1981) e Barson e Marshall (2004) é muito comum ter

uma prevalência de 100% de infecção por Contracaecum sp.; isto, é pelo facto de, o ciclo de

vida deste parasita envolver aves piscívoras e estas têm alta capacidade de mobilidade

facilitando a disseminação rápida dos ovos deste parasita.

Contracacecum sp. tem sido reportado em muitas outras espécies de peixes por

exemplo em Oreochromis mossambicus (Vubil, 2005), Geophagus brasilensis (Paraguassú et

al., 2005), Cyprinus carpio (Boane et al. 2008, Boane 2008), Barbus sp. (Mashego, 1982),

Hydrocynus vittatus, Schilbe intermedius e Brycinus imberi (Barson, 2004). Isto deve-se ao

facto de as suas larvas serem primariamente parasitas de peixes (hospedeiro intermediário). As

larvas sobrevivem no hospedeiro intermediário sem o matar até encontrar o hospedeiro

definitivo. Esta tolerância contribuiu para uma maior adaptabilidade à grande variedade de

espécies de peixe (Mashego e Saayman 1981, Barson e Avenant-Oldewage 2006 b).

A espécie E. mirabilis Oldewage & Van As, 1987, foi colectada nas brânquias

essencialmente no 4º arco branquial. Segundo Tsotetsi (2005), o 4º arco branquial de C.

gariepinus é curto, com poucos e finos filamentos branquiais e reduzida turbulência.

Provavelmente, estas caracteríticas podem justifcar a preferência de custáceos como E.



mirabilis para este arco, devido a protecção do parasita. Neste local, o parasita aumenta o

sucesso de ataque ao hospedeiro.

A ocorrência de E. mirabilis foi reportada no Zimbabwe por Douëllou e Erlwanger

(1994) nas brânquias com P=1,55%, na África do Sul por Oldewage e Van As (1987, 1988). O

presente estudo apresenta uma maior prevalência de E. mirabilis relativamente a reportada por

Douëllou e Erlwanger (1994), facto que pode ser explicado pela alta diversidade e abundância

de crustáceos no lago Urema (Machipane, em comunicação pessoal, 2009). Na presente

pesquisa E. mirabilis foi detectado nas brânquias, não diferindo assim com os estudos já

realizados. Os estudos realizados sobre Ergasilus mirabilis não apresentaram dimensões que

pudessem ajudar a comparar com os dados do presente estudo.

O presente estudo mostrou não haver uma relação entre o peso do peixe e a intensidade

parasitária. Este resultado contrasta com a pesquisa de Akinsaya e Otubanjo (2006). Segundo

Akinsaya e Otubanjo (2006) outros factores como espaço disponível e posição geográfica do

lago, factores físico-químicos da água do lago, padrões alimentares e hábito do peixe,

aumentam a probabilidade de contacto entre o peixe e o parasita, influenciando fortemente para

a alta intensidade parasitária, independentemente do peso.

Existe uma correlação positiva fraca entre o comprimento do peixe e a intensidade

parasitária, isto é, os exemplares com maior comprimento apresentaram maior intensidade

parasitária, o que está em concordância com os resultados obtidos por Oliveira (2005). Esta

relação directa, deve-se ao facto de, quanto maior for o comprimento do peixe, maior é a

superfície disponível no peixe para a aderência do parasita.



8. Conclusão

Os resultados obtidos neste trabalho permitem concluir que:

A comunidade de parasitas de C. gariepinus do Lago Urema é constituída por 7

espécies de parasitas metazoários pertecentes aos filos Platyhelminthe, Nematoda e

Arthropoda, nomeadamente Clinostomoides brieni, Diplostomum mashonense,

Polyonchobothrium clarias, Paracamallanus cyathopharynx, Contracaecum sp. e Ergasilus

mirabilis. Apenas a espécie de cestoda desconhecida, constitui dúvida se já foi ou não

detectada em C. gariepinus.

Dos parasitas detectados, Contracaecum sp. teve uma elevada prevalência com cerca

de 97,5%.

A prevalência, intensidade média e abundância média de Clinostomoides brieni é

P=2.44%, IM=1 e AM=0.0244; Diplostomum mashonense é P=21.95%, IM=33.3 e AM=7.32;

Polyonchobothrium clarias é P=4.878%, IM=1 e AM=0.0244; Cestoda desconhecido é

P=2.44%, IM=1 e AM=0.0244; Paracamallanus cyathopharynx é P=34,15%, IM=11.21 e

AM=3.83; Contracaecum sp. é P=97.56%, IM=15.65 e AM=15.27; Ergasilus mirabilis é

P=7.32%, IM=26.33 e AM=1.93.

Notou-se não haver correlação entre o peso do peixe e a intensidade parasitária e

verificou-se uma correlação positiva fraca entre o comprimento padrão e a intensidade

parasitária do peixe.



9. Recomendações

Perante os resultados obtidos neste trabalho recomenda-se:

A realização de estudos sobre parasitas em peixes, para conhecer os factores influentes

na intensidade parasitária e que justificam os resultados obtidos no presente trabalho.

A realização de outros estudos similares numa época chuvosa para fornecer resultados

que se possam comparar com os do presente estudo, que foi realizado na época seca.

A criação de condições laboratoriais, para poder-se trabalhar com o peixe ainda vivo,

pois órgãos conservados podem perder qualidade para sua operação, dificultando a colecta de

muitos outros parasitas que possivelmente teriam sido colectados no peixe ainda vivo.

Melhoria das condições de navegação e das redes para a colecta do peixe.



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11. Anexos



Anexo I



Anexo II

Material Laboratorial

Ø Peixes

Ø Saco de plástico branco

Ø Marcadores permanentes

Ø Etiquetas

Ø Régua milimétrica

Ø Balança electrónica

Ø Tina de dissecação

Ø Vidros de relógio

Ø Godés

Ø Lâminas e Lamelas

Ø Frascos

Ø Placas de Petri

Ø Agulhas

Ø Bisturis

Ø Tesouras

Ø Pinças

Ø Lupa binocular Olympus SZ-ST

Ø Microscópio óptico Olympus BX-51

Ø Corante de Gower

Ø Lactofenol (Glicerol: Álcool à 70%);

Ø Glicerina

Ø Acido acético a 90%

Ø Solução de álcool a 70%+HCl (1%,

1:1)

Ø Álcool (etanol) a concentrações de:

70%, 80%, 90%, 95% e 100%

Ø Xilol

Ø Mícrometro

Ø Bálsamo de Canada



Anexo III



Anexo IV

Tabela de compilação de dados: Comprimento padrão (C.P), peso (P), ocorrência (Oc),

Intensidade (I) e abundância (A) de parasitas em cada peixe.



Anexo V



Legenda

A. Clinostomoides brieni: F-faringe; VO-ventosa oral; CI-ceco intestinal; SU-saco uterino;

PE- posro excretor; Ov-ovário; TP- testículo posterior; Fonte; Gibson et al. (2002).

B. Diplostomum mashonense: VO- ventosa oral; L-lóbulo; F-faringe; CI-ceco intestinal; Ot-

órgão tribocítico; Vv-ventosa ventral posterior; Fonte: Barson et al. (2008).

C: Polyonchobothrium clarias: Ce-canal excretor; Ut-útero; Pg-poro genital; Ov-Ovário; T-

testículos; Vt-vitelária; R-rostelo; G-gancho; b-bótrio; O-ovo; Fonte: Barson & Avenant-

Oldewage (2006 a).

D. Paracamallanus cyathopharynx: CB-cápsula bucal; C-cabeça; T-tridentes; E-esófago;

Fonte: Barson & Avenant-Oldewage (2006 b).

E. Contracaecum sp.: i-lábio; Es- esófago; An-anel nervoso; CI-ceco intestinal; V-ventrículo;

Va-apêndice ventricular; Int-intestino; a-ânus; ga- glândulas anais; Fonte: Barson & Avenant-

Oldewage (2006 b).



A B C D



E

Documents

(Burchell, 1822) que ocorre no Lago Urema, Parque Nacional