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UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA
ANÁLISIS DE CINCO DIFERENTES MICOTOXINAS EN MUESTRAS DE ALIMENTOS TERMINADOS PARA AVES DE CORRAL, REMITIDAS AL LABORATORIO DE ORNITOPATOLOGÍA Y
AVICULTURA DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA.
PERÍODO DE JULIO DE 2007 A JUNIO DE 2008.
LEONIDAS ANIBAL GÓMEZ GRIJALVA
GUATEMALA, JULIO DE 2009.
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA
ANÁLISIS DE CINCO DIFERENTES MICOTOXINAS EN MUESTRAS DE ALIMENTOS TERMINADOS PARA AVES DE CORRAL, REMITIDAS AL LABORATORIO DE ORNITOPATOLOGÍA Y
AVICULTURA DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA.
PERÍODO DE JULIO DE 2007 A JUNIO DE 2008.
TESIS
PRESENTADA A LA HONORABLE JUNTA DIRECTIVA DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETETINARIA Y ZOOTECNIA, UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE
GUATEMALA
POR
LEONIDAS ANIBAL GÓMEZ GRIJALVA
AL CONFERÍRSELE EL GRADO ACADÉMICO DE
MÉDICO VETERINARIO
GUATEMALA, JULIO DE 2009.
JUNTA DIRECTIVA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
DECANO: Med. Vet. LEONIDAS ÁVILA PALMA SECRETARIO: Med. Vet. MARCO VINICIO GARCIA URBINA VOCAL I: Med. Vet. YERI EDGARDO VÉLIZ PORRAS VOCAL II: M.Sc., Med. Vet. FREDY ROLANDO GONZÁLEZ GUERRERO VOCAL III: Med. Vet. Y Zoot. MARIO ANTONIO MOTTA GONZÁLEZ VOCAL IV: Br. DAVID GRANADOS DIESELDORFF VOCAL V: Br. LUIS GUILLERMO GUERRA BONE
ASESORES
M.Sc., M.V. CONSUELO BEATRIZ SANTIZO CIFUENTES
M.SP., M.V. JAIME ROLANDO MÉNDEZ SOSA
M.Sc., M.V. DENNIS SIGFRIED GUERRA CENTENO
HONORABLE TRIBUNAL EXAMINADOR
EN CUMPLIMIENTO CON LO ESTABLECIDO POR LOS ESTATUTOS DE LA UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA, PRESENTO A
CONSIDERACIÓN DE USTEDES EL TRABAJO DE TESIS TITULADO:
ANÁLISIS DE CINCO DIFERENTES MICOTOXINAS EN MUESTRAS DE ALIMENTOS TERMINADOS PARA AVES DE CORRAL, REMITIDAS AL LABORATORIO DE ORNITOPATOLOGÍA Y
AVICULTURA DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA.
PERÍODO DE JULIO DE 2007 A JUNIO DE 2008.
QUE FUERA APROBADO POR LA HONORABLE JUNTA DIRECTIVA DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
COMO REQUISITO PREVIO A OPTAR AL TÍTULO PROFESIONAL DE
MÉDICO VETERINARIO
TESIS QUE DEDICO
A DIOS Por darme la vida, por su infinito amor, bendición, sabiduría y acompañamiento a lo largo de toda mi vida.
A LA TIERRA Por proveerme de hogar y sustento. A MIS BISABUELOS Manuel López Zapeta (Q.E.P.D.) y Dorotea Matzar
(Q.E.P.D.), por su legado, humanidad y ejemplo digno a seguir.
ABUELOS (AS) Por su legado, espíritu de lucha y ejemplo que Inculcaron. A MI PADRE Y MADRE Leonidas Gómez López y Vicenta Grijalva López por
darme la oportunidad y la confianza para continuar mis estudios universitarios. Por sus sabios consejos y fundamentalmente por el apoyo espiritual.
A FRANCIS Y DORO Por su decisivo respaldo, que me permitió y dio la libertad
de recorrer con mayor facilidad este camino académico. A CÉSAR AUGUSTO Por facilitar el inicio de mis estudios universitarios. A MIS HERMANOS Cristina, Julio, Manuel, Angel, Óscar y Rodrigo, por el
apoyo incondicional, la paciencia y compresión que cada uno me ha brindado siempre.
A MIS SOBRINAS (OS) Amparo, Armenio, Sergio, Eder, Vicenta, Alondra y María
Fernanda, por compartir conmigo momentos inolvidables. Todos junto a Jordan Joel, Emanuel Estuardo y Joshua Salvador porque son parte importante de mi vida.
A MI ALMA MÁTER La Universidad de San Carlos de Guatemala, por los
conocimientos que obtuve y por los cinco años de apoyo becario.
AGRADECIMIENTOS
A Dios. A mi padre, madre, hermanos y hermanas. A mi patria Guatemala. A la Universidad de San Carlos de Guatemala. A la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. A todo el personal administrativo y profesional de Sección Socioeconómica, especialmente a la Lic. Cruz Haydee Quiroa. A mis asesores: M.Sc., M.V. Consuelo Beatriz Santizo Cifuentes, M.SP., M.V. Jaime Rolando Méndez Sosa y M.Sc., M.V. Dennis Sigfried Guerra Centeno. A mis padrinos: Med. Vet. Manuel Eduardo Rodríguez Zea y Med. Vet. Lucrecia Emperatriz Motta. Al personal técnico del Laboratorio de Ornitopatología y Avicultura de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, especialmente a doña Chusita y Diego. A la Médica Veterinaria Sunny Paola Morataya. A mis catedráticos y catedráticas por todas las enseñanzas y experiencias académicas que me brindaron durante mi formación profesional. A mis amigos y amigas: Alejandra Martínez, Ana Lucía Barrios, Ana Lucía de León, Ana Lucía Peña, David Sierra, Candy Reyes, Daniela Villatoro, Diana Ángel, Edgar Bailey, Eduardo Salguero, Esteban Fuentes, Gabriela Otzoy, Gerardo Toledo, Guillermo González, Héctor Morales, Juan José Chávez, Luis Gabriel Rosales Orellana, Marisol González Cárdenas, Manuel Mejía, Manuel Antonio Lepe López, Paola Vásquez, Roberto Bámaca Rios, Rodrigo Girón, Romeo Solórzano. A mis compañeros, compañeras y a todas las personas que me apoyaron y acompañaron a lo largo de todos estos años de vida universitaria.
¡GRACIAS!.
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN. . . . . . . . . 1
II. HIPÓTESIS. . . . . . . . . . 2
III. OBJETIVOS. . . . . . . . . . 3
3.1 General. . . . . . . . . . 3
3.2 Específicos. . . . . . . . . 3
IV. REVISIÓN DE LITERATURA . . . . . . . 4
4.1 Generalidades de las micotoxinas. . . . . . 4
4.2 Clasificación de las principales micotoxinas que afectan a
aves de corral. . . . . . . . . 5
4.2.1 Aflatoxinas (AF). . . . . . . . 5
4.2.1.1 Modo de acción. . . . . . . . 5
4.2.1.2 Síntomas y lesiones en aves de corral. . . . 6
4.2.2 Ocratoxinas (OT). . . . . . . . 7
4.2.2.1 Modo de acción. . . . . . . . 8
4.2.2.2 Síntomas y lesiones en aves. . . . . . 8
4.2.3 Fumonisinas. . . . . . . . . 9
4.2.3.1 Modo de acción. . . . . . . . 9
4.2.3.2 Síntomas y lesiones en aves de corral . . . . 10
4.2.4 Tricotecenos (TCT). . . . . . . . 11
4.2.4.1 Modo de acción. . . . . . . . 11
4.2.4.2 Toxina T-2. . . . . . . . . 12
4.2.4.2.1 Síntomas y lesiones en aves de corral. . . . 12
4.2.4.3 Deoxinivalenol, Vomitoxina ó DON. . . . . 13
4.2.4.3.1 Síntomas y lesiones en aves de corral. . . . 13
4.3 Regulaciones de micotoxinas en alimentos para aves de corral
y otros animales domésticos. . . . . . . 14
4.4 Procedimientos de muestreo. . . . . . . 14
4.5 Métodos de análisis. . . . . . . . 15
4.5.1 Procesos químicos. . . . . . . . 15
4.5.1.2 Ensayos inmunoenzimáticos. . . . . . 16
4.6 Prevención y control. . . . . . . . 16
V. MATERIALES Y MÉTODOS. . . . . . . . 17
5.1 Área de estudio. . . . . . . . 17
5.2 Recursos humanos. . . . . . . . 17
5.3 Materiales y equipo. . . . . . . . 17
5.4 Métodos. . . . . . . . . 18
5.4.1 Toma y transporte de las muestras. . . . . 18
5.4.2 Recepción de las muestras y registro de datos. . . . 18
5.4.3 Preparación de las muestras y extracción de micotoxinas . 18
5.4.4 Ensayo. . . . . . . . . 19
5.5 Análisis estadístico. . . . . . . . 19
5.5 Centros de referencia. . . . . . . . 19
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. . . . . . . 20
VII. CONCLUSIONES. . . . . . . . . 23
VIII. RECOMENDACIONES. . . . . . . . 24
IX. RESUMEN. . . . . . . . . . 25
X. BIBLIOGRAFÍA. . . . . . . . . . 26
XI. ANEXOS. . . . . . . . . . 30
XII. APÉNDICES . . . . . . . . . 40
I. INTRODUCCIÓN.
Las micotoxinas son metabolitos secundarios producidos por hongos, que
pueden contaminar alimentos terminados y materias primas como granos, harinas
y subproductos. Su importancia radica en que afectan a los animales, reduciendo
la conversión alimenticia, la producción y la reproducción. Pueden además,
producir inmunosupresión e incrementar la susceptibilidad a enfermedades
infecciosas y predisponer a enfermedades metabólicas y tóxicas. El humano
también puede ser afectado por estas toxinas. Cuando hay más de un tipo de
micotoxina presente en los alimentos, existe sinergismo entre algunas y sus
efectos se pueden potencializar.
En Guatemala, como en otros países de Latinoamérica, las condiciones del
transporte, procesamiento y almacenamiento de las materias primas, son
inadecuadas. La humedad relativa y temperatura altas, favorecen el crecimiento
de hongos. De acuerdo a la FAO (Organización de las Naciones Unidas para la
Agricultura y la Alimentación), hasta un 25% de las cosechas de alimentos a nivel
mundial está contaminado con algún tipo de micotoxinas. Para el año 2004, al
menos 100 países tenían reglamentos específicos que regulaban los niveles
máximos de algunas micotoxinas en los alimentos para consumo humano y/o en
las raciones para animales. En Guatemala no existen estudios sobre los niveles
de micotoxinas en alimentos terminados y en materias primas para la elaboración
de raciones, destinados a la alimentación de los animales.
En este estudio generé información sobre los niveles de concentración de
Ocratoxinas, Aflatoxinas, toxina T-2, Deoxinivalenol y Fumonisinas encontrados en
muestras de alimentos terminados destinados a la alimentación de aves de corral,
remitidas al Laboratorio de Ornitopatología y Avicultura de la Facultad de Medicina
Veterinaria y Zootecnia, Universidad de San Carlos de Guatemala. Período de julio
de 2007 a junio de 2008.
II. HIPÓTESIS.
No hay diferencia entre los niveles de concentración encontrados y los niveles
permitidos de cada una de las cinco micotoxinas presentes en las muestras de
alimentos analizadas.
III. OBJETIVOS.
3.1 General
Generar información sobre micotoxinas en muestras de alimentos
terminados para aves de corral, analizadas en el Laboratorio de
Ornitopatología y Avicultura.
3.2 Específicos
Determinar las micotoxinas presentes en las muestras de alimentos
analizadas en el período de julio de 2007 a junio de 2008.
Determinar los niveles de concentración de micotoxinas presentes en las
muestras de alimentos analizadas.
Comparar los niveles de concentración encontrados de micotoxinas con
valores de referencia de la FAO.
IV. REVISIÓN DE LITERATURA.
4.1 Generalidades de las micotoxinas.
Son metabolitos tóxicos de bajo peso molecular y no poseen
inmunogenicidad. Están presentes en materias primas y raciones utilizados en la
alimentación de animales. Son producidos por hongos como Aspergillus,
Penicillium y Fusarium que crecen en gramíneas, granos, oleaginosas y frutos
secos y pueden proliferar en cualquier etapa de la cadena alimenticia desde la
siembra hasta el procesamiento y almacenamiento en todos los climas. Tienen
efectos negativos agudos y/o crónicos sobre la salud de los animales y de los
seres humanos. Pueden afectar varios órganos y sistemas, en particular el hígado,
los riñones, la piel, el intestino, el sistema nervioso, sistema endocrino y sistema
inmunitario (Denli y Pérez 2006, García 2002, Lucas s.f.).
Los factores que influyen en la contaminación y grado de infestación por las
esporas son la humedad, temperatura y disponibilidad de oxígeno. También los
insectos y ácaros (las heces son fuente de alimento para mohos), condiciones
físicas del grano y/o la susceptibilidad. Los ácaros e insectos contribuyen como
portadores de esporas y al deterioro de los granos por el daño físico y pérdida de
nutrientes que genera su actividad (Sala et al. 2008).
Actualmente se han descrito alrededor de 400 micotoxinas y solo unas
pocas reciben atención especial por su amenaza para la salud animal o humana.
Las principales micotoxinas son: Aflatoxinas, Ocratoxinas, Tricotecenos,
Fumonisinas, Zearalenona y alcaloides ergóticos (Denli y Pérez 2006). Las
micotoxinas son químicamente estables, persisten largos períodos de tiempo aún
en condiciones extremas y son relativamente estables al calor. La toxicidad debe
estar basada sobre el sinergismo entre estas y sus efectos se potencializan aún si
las concentraciones son mínimas de cada micotoxina presente en los alimentos
(Kubena et al. 1997, Mallmann et al. 2007, Sala et al. 2008).
4.2 Clasificación de las principales micotoxinas que afectan a aves de corral.
4.2.1 Aflatoxinas (AF).
Las AF son producidas por Aspergillus flavus y A. parassiticus. Las AF
fueron descubiertas en 1960, al provocar una enfermedad con alta mortalidad en
pavos en Inglaterra que fue conocida como “Enfermedad X del pavo”. Las AF se
pueden presentar en cualquier parte del mundo a temperaturas de 25°C y
humedad relativa de 70% (Calvo s.f., García 2002, Denli y Pérez 2006).
La micotoxina que produce A. flavus es la Aflatoxina B1 (AFB1) y AFB2. A.
parassiticus produce AFB1, AFB2, AFG1 y AFG2. En los animales y el ser humano
las Aflatoxinas B1, B2, G1 y G2 se metabolizan a M1 y M2 que son los metabolitos
que se pueden encontrar en la leche materna, orina y heces. El Aflatoxicol es un
metabolito reductivo de la AFB1 (García 2002, Peraica et al. 1999).
Las AF son químicamente una fusión a un anillo cumarínico de porciones
de dihidrofuranos o tetrahidrofuranos con varios radicales. La letra B indica que
emiten fluorescencia azul y la letra G indica que emiten fluorescencia verde
amarillenta bajo la luz ultravioleta a 365 nm (Calnek 1995, García 2002).
La AFB1 es la más tóxica y es producida en mayores cantidades que las
demás AF. La manifestación de toxicosis, los efectos teratogénicos, mutagénicos,
imnunosupresores y carcinogénicos dependen de la dosis, duración de exposición
e índice del metabolismo a metabolitos menos tóxicos. El grado de toxicidad y
carcinogenicidad sigue el orden B1, B2, G1 y G2 (Calvo s.f., Zaghini et al. 2005).
4.2.1.1 Modo de acción.
En el hígado, las moléculas de AF ingresan a los procesos metabólicos
complejos como el citocromo P450-dependiente (procesos de desintoxicación o
bioactivación). La AFB1 es causa probable de inducción o inhibición de las
funciones de la oxigenasa en hígado, que pueden afectar el metabolismo hepático
de substratos endógenos y exógenos (Zaghini et al. 2005).
Cuando el metabolito AFB1 es activado y se une de forma covalente con el
nitrógeno de la posición siete de guanina en las células diana, resultan
transversiones de guanina a tiamina, reparación de lesiones en ADN, mutaciones
y posteriormente formación de tumor. AFB1 puede inhibir la actividad de la
fosfodiesterasa nucleótido cíclica en el cerebro, hígado, corazón y tejidos renales
(García 2002).
La AF se adhiere al DNA mitocondrial, deteriora la fosforilación oxidativa
que es crítico para la síntesis de proteínas y el metabolismo de lípidos. La síntesis
reducida de protrombina aumenta el riesgo de hemorragia, como los puntos
hemorrágicos en la yema del huevo. La permeabilidad de tubos capilares puede
aumentar por los cambios degenerativos inducidos por las toxinas (Shane 2006).
4.2.1.2 Síntomas y lesiones en aves de corral.
Los efectos de la exposición a AF en gallinas ponedoras son: reducción del
tamaño de los huevos, reducción proporcional en el tamaño de las yemas,
disminución de la producción y calidad del huevo con aumento de susceptibilidad
a salmonella, candidiasis, y coccidiosis. En pollos de engorda se observan
hemorragias subcutáneas (Shane 2006, Zaghini et al. 2005).
La toxicidad aguda se caracteriza clínicamente por depresión, anorexia,
ictericia, hemorragias y muerte. El hígado es el órgano blanco principal y las
lesiones histológicas incluyen vacuolación de célula hepática con infiltración grasa
e hiperplasia del conducto biliar (Oliveira et al. 2002).
La aflatoxicosis crónica puede afectar la consistencia de la cáscara del
huevo y disminuye el índice de conversión de la vitamina D3 (colecalciferol) a la
forma metabólica activa. Esto disminuye la eficacia de la absorción del calcio al
reducir la actividad de la proteína que transporta el calcio en el intestino.
Disminuye la absorción de carbohidratos y lípidos por reducción en la secreción de
amilasa y lipasa pancreáticas. Los problemas clínicos asociados a los efectos
indirectos de la inmunosupresion son: septicemia y peritonitis, pigmentación
reducida de la yema del huevo y malformación de la cáscara (Shane 2006).
La Aflatoxicosis reduce los niveles de proteínas, lipoproteínas y
carotenoides en el suero. Se observa palidez de patas y mucosas. Hay mala
absorción de nutrientes y se observan partículas mal digeridas de alimento
terminado en las heces, asociado a esteatorrea. Puede haber hasta diez veces el
contenido de grasa en las heces de las aves (Mallmann 2007, Shane 2006).
4.2.2 Ocratoxinas (OT).
Producidas principalmente por Penicillium viridicatum, P. cyclopium y
Aspergillus ochraceous. Son derivados del 3-4-dihidrometil-isocumarin unido con
un enlace amido a un grupo amino de la l-b-fenilalanina y se designan A, B, C y D.
La Ocratoxina A (OTA) es la más común, la más toxica y relativamente estable.
Las OT son neurotóxicas, nefrotóxicas, inmunotóxicas, carcinogénicas y
teratogénicas. Tienen un efecto hemorrágico y congestivo. Alteran el metabolismo
de los hidratos de carbono, provocando una acumulación de glucógeno en el
hígado (García 2002, Denli y Pérez 2006, López et al. s.f.).
La producción óptima de OTA por A. Ochraceus es entre 20º C y 30º C, por
P. Viridicatum es entre 5º C a 10º C. La OTA se acumula en los tejidos de los
animales, presenta alta afinidad a proteínas plasmáticas y persiste mucho tiempo
en el organismo. Las OT se absorben por difusión pasiva a través del intestino y
por difusión activa en los riñones. Se adhieren a la fracción de la albúmina en la
sangre e ingresan al reciclaje en la bilis, pasan a la secreción intestinal y
reabsorción por la circulación entero hepática. (García 2002, Kubena et al. 1997,
López et al. s.f., Soriano 2007).
4.2.2.1 Modo de acción.
Reduce la síntesis de proteínas por inhibición competitiva de la fenilalanina-
tARNPhe sintetasa, estimula la apoptosis celular e induce la síntesis de ADN no
programada. Induce la formación de radicales hidroxilo y peroxidación lipídica. La
OTA compite con la Phe en la unión con su correspondiente ARN de transferencia,
reacción catalizada por la Phe tRNA sintetasa. Inhibe las dos reacciones
catalizadas por la Phe-tRNA sintetasa: la activación de la Phe y su fijación sobre el
tRNA (Duarte y Villamil 2006, García 2002, López et al. s.f.).
4.2.2.2 Síntomas y lesiones en aves de corral.
Las OT causan lesiones primarias en riñón, necrosis del tejido linfático,
degeneración grasa del hígado y necrosis del tejido renal en aves de corral.
Causan depleción y regresión celular de los órganos linfoides, perjudicando la
inmunidad mediada por células. En riñones causan descenso en la osmolaridad
urinaria, incremento de excreción de iones (Na, K, Ca, P) y aumento gradual de
alcalosis. Se observa un descenso en el consumo de alimento y reducción de la
conversión alimenticia (Blandon y Denli s.f., García 2002, Gentles et al. 1999).
La exposición crónica de pollos a OTA se asocia a disminución de la
concentración de orina, disminución de filtración glomerular, disminución en la
separación de fenol y reducción de la función del túbulo proximal. En aves se
observó degeneración y alteraciones estructurales en epitelio tubular renal, con
efectos más severos en túbulo proximal (Gentles et al. 1999).
Pollos alimentados con dietas contaminadas con Fumonisina B1 (FB1) y
OTA, al final de la primera semana tuvieron pesos corporales más bajos que
pollos alimentados con dieta control, aumentó la concentración de ácido úrico,
creatinina, la actividad de alanina aminotransferasa y se observó un aumento
relativo del peso del corazón y riñones. El consumo de alimento se redujo en
pollos alimentados con dietas contaminadas con FB1 con o sin OTA. La
conversión alimenticia disminuyó en pollos alimentados con dietas contaminadas
con OTA con o sin FB1 (Kubena et al. 1997)
La concentración de triglicéridos en suero aumentó y el nitrógeno disminuyó
en pollos alimentados con dieta contaminada con OTA. Hubo una significativa
interacción sinérgica entre FB1 y OTA, se observó aumento de la actividad de
alanina aminotransferasa en hígado, disminuyeron las concentraciones de
proteína total, albúmina y colesterol (Gentles et al. 1999, Kubena et al. 1997).
4.2.3 Fumonisinas (F).
Son producidas por Alternaria, Fusarium moniliforme, Fusarium proliferatum
y otras especies cuando crecen en gramíneas y granos. Tienen importancia
toxicológica las FB1 y FB2. Las FB3, FB4, FA1 y FA2 aparecen en concentraciones
muy bajas y son menos tóxicas. Estas micotoxinas inhiben la síntesis de
esfingolípidos (Mallmann 2007, Peraica et al. 1999).
Las FB1 y FB2 se han ligado al cáncer del esófago en humanos. En
animales los principales síndromes que causan son: neurotóxicos
(leucoencefalomalacia); nefrotóxicos, edema pulmonar y cerebral; hepatotóxicos y
lesiones cardiacas. Los órganos afectados son: cerebro, pulmón, hígado, riñón y
corazón (Gimeno y Martins 2003, Tran et al. 2005).
4.2.3.1 Modo de acción.
Las fumonisinas son inhibidores competitivos de esfinganina N-
aciltransferasa y de esfingosina N-aciltransferasa (ceramida sintetasa), estas son
enzimas fundamentales en la biosíntesis de esfingolípidos. De esta forma, se
puede alterar la concentración y proporción entre esfinganina y esfingosina, se
disminuye la biosíntesis de esfingosina y se acumula esfinganina. Las
Fumonisinas pueden bloquear la biosíntesis de esfingolípidos complejos en
células eucarióticas que son la base de formación de mensajeros secundarios,
estos controlan procesos celulares como expresión genética, activación y
desactivación de proteínas específicas (Lino et al. 2004).
4.2.3.2 Síntomas y lesiones en aves de corral.
En aves intoxicadas por Fumonisinas se observó disminución del consumo
de alimento, reducción de ganancia de peso, aumento de mortalidad, diarrea,
ascitis, hidropericarditis, palidez del miocardio, edema y congestión renal. En
pavos ulceración de mucosa, aumento del peso relativo de hígado, riñones,
proventrículo y molleja. La intoxicación con Fumonisinas puede monitorearse por
parámetros sanguíneos observando la relación entre los niveles circulantes de
esfingosina y esfinganina (Mallmann et al. 2007).
Alimentos contaminados con FB1 a razón de 10, 30, 75, 300 y 525 ppm
(partes por millón) suministrados a pollitos de 2 días de vida en periodos que
oscilaron entre 6 y 21 días, provocaron una disminución de peso vivo y aumento
de peso del hígado, bazo y bolsa de Fabricio, se observaron alteraciones en el
sistema enzimático y parámetros hematológicos. En el suero sanguíneo variaron
los niveles de esfinganina libre y la relación esfinganina/esfingosina. En gallinas,
las concentraciones que provocaron diarreas y bajas de puesta fueron de 8 a 16
ppm en alimento terminado (Gimeno y Martins 2003, Mallmann 2007).
En la exposición subaguda, los altos niveles de FB1 están asociados al
aumento relativo del peso de órganos como hígado y riñones, a alteraciones en
componentes del suero y alteraciones de actividades enzimáticas en pollos,
pavos y patos de engorda. La toxicidad hepática y renal se observa en corderos
ratas, pollos, pavos y patos (Tran et al. 2005).
Pollitos de 1 día fueron intoxicados con 10 ppm de FB1 en la ración durante
6 días. La FB1 pudo causar la presencia de petequias, aumento del tiempo de
coagulación sanguínea y disminución de la concentración de albúmina sérica.
Niveles de 100 ppm causaron pérdidas del 12% al 21% en la ganancia de peso a
los 21 días. Estas pérdidas a nivel de campo pueden ser mayores, porque en
condiciones experimentales, el efecto de las micotoxinas en las aves de corral, es
atenuado por la eliminación de factores estresantes (Mallmann et al. 2007).
4.2.4 Tricotecenos (TCT).
Producidos principalmente por Fusarium sporotrichioides, F. poae, F.
graminearum, F. culmorum, F. nivale, F. roseum, F. acuminatum, F. oxysporum, F.
lateritium, F. rigidiusculum, F. episphaeria, F. equiseti. Existen más de 45 tipos de
TCT y los más importantes son: toxina T-2, diacetoxiscirpenol (DAS), escirpentriol
(STO), nivalenol, vomitoxina (DON), monoacetoxiscirpenol (MAS) y
triacetoxiscirpenol (TAS) (Peraica et al. 1999, Soriano 2007).
Los TCT causan ulceración, quemaduras y necrosis de tejidos como la
mucosa oral y epitelio gastrointestinal. Las toxinas T-2 y DAS son las más
dañinas. La mayoría está formada por un núcleo tetracíclico con doble enlace en
el C-9,10 y un anillo epoxi en C-12,13. Son inmunodepresivas, afectan al sistema
digestivo, nervioso, circulatorio y la piel (Gimeno y Martins 2003, Soriano 2007).
4.2.4.1 Modo de acción.
A nivel celular, los TCT inhiben la síntesis proteica, inhiben la síntesis de
ADN Y ARN por la unión de los TCT a la peptidil transferasa, ésta es parte integral
de la subunidad 60S del ribosoma. Tienen efecto tóxico sobre la membrana
celular, inducen apoptosis particularmente en tejidos linfático y hematopoyético, se
observa degeneración y atrofia de medula ósea e inhibición del sistema inmune.
La gravedad de las lesiones se incrementa con el tiempo de exposición a las
micotoxinas (Duarte y Villamil 2006, Gimeno y Martins 2003, Soriano 2007).
4.2.4.2 Toxina T-2.
4.2.4.2.1 Síntomas y lesiones en aves de corral.
En gallinas ponedoras se observan lesiones orales, disminuye la ingesta de
alimento, se reduce la producción de huevos y aumenta la deficiencia en la calidad
de la cáscara. En pollos se observa atraso de crecimiento, emplume anormal,
regresión de la bolsa de Fabricio y anemia (Gimeno y Martins 2003).
Una contaminación de 0,4 ppm de toxina T-2 en alimento, suministrado a
pollos de engorde de 1 día de edad durante 49-63 días, provocó lesiones en
mucosa oral y reducción de la ganancia de peso. Observaron los mismos signos
con 1 ppm en alimento suministrado durante 21 días. Concentraciones de 4, 8 y
16 ppm durante 21 días en pollos de 1 día de vida provocaron, además de las
lesiones antes mencionadas, alta mortalidad (observada al séptimo día) y aumentó
la incidencia de hematomas en hígado. El peso del bazo y páncreas aumentó y el
de la bolsa de Fabricio disminuyó con 8 y 16 ppm (Gimeno y Martins 2003).
En las lesiones orales se observó inflamación local y necrosis, formación de
placas diftéricas de tipo caseoso en la comisura del pico, mucosa oral y lengua.
Histológicamente se observó infiltración de leucocitos granulares e infección por
bacterias tipo cocos (Gimeno y Martins 2003).
En intoxicaciones crónicas con toxina T-2 o DAS disminuye la ingesta y de
reduce la ganancia de peso, se observa lesiones orales, necrosis de los tejidos
linfoide, hematopoyético y mucosa oral. Puede haber trastornos nerviosos,
emplume anormal y reducción del espesor de la cáscara de los huevos. En pavitos
las lesiones orales se producen con 2 ppm en el alimento. En ponedoras, las
lesiones orales se producen en el 50% de los lotes ó parvadas con 2 ppm de
toxina T-2 en el alimento (Mallmann et al. 2007).
En pollos, la toxina T-2 presenta alta toxicidad a macrófagos, inhibiendo su
capacidad fagocitaria e induce la formación de peróxidos a partir de lípidos,
disminuyendo la concentración de vitamina E. Los pavos y gansos son más
sensibles a la toxina T-2. En gansos la toxina T-2 puede ser letal si es superior a 3
ppm y a partir de 0,1 mg/kg de peso vivo, disminuye la producción de huevos. Los
niveles de postura y eclosionabilidad disminuyen el 50% cuando se administran
300mg/Kg de peso de toxina T-2 (Mallmann et al 2007).
En concentraciones de 1 a 2 ppm de toxina T-2 en alimento para pollos, se
observó una reducción significativa sobre el efecto de algunos coccidiostáticos
ionóforos a causa de la inmunosupresión. La toxina T-2 puede reducir la dosis letal
(LD50) de ionóforos en aves de corral (Gimeno y Martins 2008).
4.2.4.3 Deoxinivalenol, Vomitoxina o DON.
4.2.4.3.1 Síntomas y lesiones en aves de corral.
La relativa insensibilidad de DON en aves de corral, se observó con una
LD50 de 140 mg/kg de peso corporal (dosis oral) en pollos de engorde. Pero, la
concentración de hemoglobina, la cuenta de eritrocitos y el hematocrito fueron
menores en pollos alimentados con granos contaminados con 18 mg/kg de DON
durante 9 semanas. La toxicosis por DON presenta hipoxia crónica que puede
reactivar la eritropoyesis. Sin embargo, puede ser ineficaz debido a la hemólisis de
las células antes o después de llegar a la circulación sistémica. Se presenta
hemoglobinemia y el cuadro de anemia puede empeorar porque la toxina T-2 y
DON poseen actividad hemolítica (Swamy et al. 2002).
Las gallinas son más sensibles, alimentos contaminados con 0,350 a 0,700
ppm de DON durante diez semanas, provocaron disminución del peso del huevo y
huevos en fárfara. Contaminaciones de 2.5 y 4.9 ppm por 10 semanas, afectaron
significativamente el desarrollo y observaron pollos débiles con retraso en la
formación ósea (Gimeno y Martins 2003).
4.3 Regulaciones de micotoxinas en alimentos para aves de corral y otros
animales domésticos.
Al 31 de diciembre de 2003, 99 países establecen valores de referencia
para los niveles permisibles de micotoxinas en las raciones destinadas a la
alimentación de animales y en algunos alimentos para consumo humano. El
laboratorio para análisis de alimentos y residuos (ARO) del instituto nacional para
la salud pública y el medio ambiente de los Países Bajos, es comunitario de
referencia para residuos de la Unión Europea (FAO 2004).
La Unión Europea (UE) solo tiene legislación para AFB1 en alimentos para
animales con una humedad de 12%. Establece límites máximos de 20 ppb para
AFB1 en todas las materias primas para alimentación animal, 20 ppb en alimentos
completos y alimentos complementarios para cerdos, aves de corral, bovinos,
ovinos y caprinos (excepto animales en lactancia y animales jóvenes), 5 ppb en
alimentos completos para ganado lechero, 10 ppb en alimentos completos para
borregos y terneros, 10 ppb para otros alimentos completos y 5 ppb para otros
alimentos complementarios (Gimeno 2005).
La Unión Europea no incluye el sinergismo que puede haber entre
micotoxinas y establece valores orientativos de AFB1 DON, OTA, FB1+FB2 y ZEN,
en piensos completos y complementarios para animales domésticos. La UE no
establece valores orientativos de toxina T-2, HT-2 y DAS en productos destinados
a la alimentación de aves de corral (Diario…2006).
4.4 Procedimientos de muestreo.
La distribución de la concentración de las micotoxinas es un factor
importante a considerar cuando se adoptan criterios reglamentarios de muestreo
para los productos. La distribución de micotoxinas puede ser muy heterogénea, la
cantidad de granos, productos ó subproductos contaminados en un lote es
habitualmente muy baja, pero el nivel de contaminación dentro del grano puede
ser muy alto. De no tener cuidado para obtener una muestra representativa, la
concentración de micotoxinas puede estimarse erróneamente (FAO 2004).
Para mejorar la representatividad del resultado del análisis de micotoxinas,
se puede obtener un muestreo con mayor peso de la muestra y mayor número de
puntos de muestreo; un submuestreo con aumento del peso de la submuestra o
por la reducción del tamaño de las partículas por la molienda; y análisis de un
mayor número de muestras (Mallmann et al. 2007).
Cuidados básicos para permitir un muestreo eficiente: (Mallmann et al. s.f.).
Recolección de una muestra representativa, siguiendo un plano de
muestreo (Mallmann et al. s.f.).
La muestra deberá ser recogida lo más cerca posible al sitio (comederos)
en que el animal intoxicado consumió el alimento (Mallmann et al. s.f.).
Identificación de las materias primas del alimento contaminado con
micotoxinas (Mallmann et al. s.f.).
4.5 Métodos de análisis.
La Asociación Oficial Internacional de Químicos Analíticos (AOAC
International) y el Comité Europeo de Normalización (CEN), cuentan con varios
métodos normalizados para el análisis de micotoxinas. La AOAC ha validado 40
métodos para el análisis de micotoxinas (FAO 2004).
4.5.1 Procesos químicos. Los más utilizados son la cromatografía en capa fina (TLC), cromatografía
líquida de alta resolución (HPLC). HPLC adaptado a la detección por
espectrometría de masa (HPLC/MS) y la cromatografía de gases adaptada a la
espectrometría de masa (GC/MS). Estas metodologías presentan resultados
semejantes, con mayor especificidad y precisión (Lara, 2003; Mallmann et al. s.f.)
4.5.1.2 Ensayos inmunoenzimáticos.
El método de ELISA es una alternativa viable y altamente sensible,
presenta menos problemas respecto al manejo y alteración de la muestra por
eliminación y almacenamiento. Dependiendo de la actividad enzimática se dividen
en dos tipos: ELISA competitivo y no competitivo. Se puede utilizar ELISA para la
clasificación y semicuantificación y se recomienda confirmar por HPLC ó por
GC/MS (Gimeno y Martins 2008, González et al. s.f., Mallmann et al. 2007).
4.6 Prevención y control.
Debe iniciar desde la siembra hasta la cosecha de los cultivos, con
adecuadas prácticas agronómicas y agrícolas para reducir el crecimiento de
hongos. Reducir el daño físico a los granos durante la cosecha y en la post
cosecha son importantes la limpieza, técnica adecuada de secado, eliminación de
insectos y ácaros de los granos. Durante el almacenamiento de los granos se
puede adicionar fungistáticos, controlar la humedad y temperatura dentro de los
silos. Los sistemas de termometría son útiles en la aireación de silos (López et al.
1999, Sala et al. 2008).
En la elaboración de alimentos terminados, se puede adicionar fungistáticos
(ácido propiónico), adsorbentes de micotoxinas (aluminosilicatos, glucomanano
esterificado, amadeíta). Se puede adicionar metionina y cistina que forman en el
hígado complejos conjugados con AFB1 que se eliminan en heces y orina. Las
materias primas contaminadas con micotoxinas, se pueden diluir o formular
raciones para especies menos sensibles o no sensibles al efecto tóxico. Los
animales pueden resistir mejor las micotoxicosis al reducir los factores que
producen estrés. En micotoxicosis, se puede administrar a los animales, fármacos
con efecto lipotrópico como cloruro de colina, inositol, metionina, vitamina B12,
biotina o ácido fólico para movilizar las grasas y atenuar los problemas por
esteatosis hepática (FAO 2004, Gimeno y Martins 2008, Sala et al. 2008).
V. MATERIALES Y METODOS.
5.1 Área de estudio.
Realicé este estudio en el Laboratorio de Ornitopatología y Avicultura (LOA)
de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad de San Carlos de
Guatemala, Ciudad Universitaria, zona 12.
5.2 Recursos humanos:
Un estudiante tesista
Tres Médicos Veterinarios asesores
Personal técnico del LOA.
5.3 Materiales y equipo:
44 muestras de alimentos terminados para aves de corral remitidas al
LOA.
Autoclave.
Balanza de 400 g.
Refrigeradora.
Probetas de 100, 250 y 500ml, beakers y erlenmeyers de 250 y 50 ml.
Viales de 25 ml y jeringas de 3 ml estériles.
Papel aluminio, papel manila y pita de maguey estériles.
Bata blanca, guantes de examen clínico y mascarilla.
Agua deionizada y metanol al 70%
Filtros de papel Whatman númerp uno.
Kits de ELISA en pocillos, específicos para el análisis de AF
B1+B2+G1+G2, OT A+B, FB1+FB2+FB3, toxina T-2 y DON.
Papel toalla absorbente
Lector de pocillos con filtros de 450 nanómetros (nm) y 630nm.
Computadora y software.
5.4 Métodos.
5.4.1 Toma y transporte de las muestras.
Las muestras de alimentos terminados para aves de corral, fueron tomadas
por personal de los diferentes establecimientos. En cada unidad de alimento
terminado, seleccionaron 6 puntos al azar y en éstos obtuvieron una muestra de
454 gramos que fue depositada en una bolsa de papel kraft identificada. Cada
muestra fue introducida en una bolsa plástica y ésta fue cerrada herméticamente.
Las muestras fueron transportadas en una hielera a 5º C al LOA.
5.4.2 Recepción de las muestras y registro de datos.
La recepción de las muestras se realizó en el LOA en el período del 1 de
julio de 2007 al 30 de junio de 2008. Se anotaron los datos que identificaban las
muestras en el libro y las hojas para recepción de muestras del LOA y éstas se
conservaron en refrigeración a 5º C previo a realizar el análisis de micotoxinas.
5.4.3 Preparación de las muestras y extracción de micotoxinas.
Para el análisis de cada micotoxina, pesé 20 gramos de cada muestra de
alimento terminado con una balanza Kern® de 400g y los deposité dentro de
erlenmeyers estériles. Agregué 100 ml de solución de extracción (metanol al 70%)
en cada erlenmeyer, lo cerré con papel aluminio y papel manila estériles y lo agité
durante tres minutos. Para colectar el extracto, dejé reposar durante 15 minutos la
mezcla de cada erlenmeyer. Decanté el sobrenadante a través de un filtro de
papel Whatman número uno que coloqué en forma de embudo en beakers y/ó
enlenmeyers estériles. De acuerdo al procedimiento del ELISA empleado, realicé
las diluciones 1:10 para el análisis de toxina T-2, 1:20 para Fumonisinas y 1:4 para
DON. Deposité el volumen de extracto y agua deionizada respectivamente con
jeringas estériles de 3 ml en viales estériles de 25ml y realicé la mezcla (ver anexo
1, imagen 1 y 2).
5.4.4 Ensayo.
Para el análisis de cada micotoxina, mezclé 100 µl de extracto o dilución
final con 200 µl de conjugado micotoxina-enzima, de esta, añadí 100 µl en los
pocillos recubiertos con anticuerpos e incubé por 15 minutos a temperatura
ambiente. Lavé cinco veces los pocillos con agua deionizada y sequé en papel
absorbente. Agregué 100 µl de sustrato e incubé por cinco minutos a temperatura
ambiente, agregué 100 µl de solución de parada y realicé la lectura de los pocillos
con el lector de ELISA que tiene un filtro de absorbancia de 450 nm y un filtro de
referencia de 630 nm. Registré la lectura de cada pocillo en las hojas de cálculo
del software provisto con ELISA. Finalmente imprimí los resultados de cada
micotoxina analizada en cada muestra de alimento terminado (ver anexo 1,
imagen 3 y 4).
Observación: para el análisis de micotoxinas, no medí el porcentaje de
humedad de las muestras.
5.5 Análisis estadístico.
Describí los resultados utilizando estadística descriptiva (Sokal y Rohlf
1995).
Para comparar los niveles de concentración observados de micotoxinas con
los valores de referencia de la FAO, utilicé una prueba t de Student de una
muestra con un nivel de confianza del 95% (Sokal y Rohlf 1995).
5.5 Centros de referencia.
Biblioteca de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
Internet.
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.
El 100% de las muestras estudiadas fue positivo a Aflatoxinas
B1+B2+G1+G2 ( X = 10.46 ppb), Ocratoxinas A+B ( X = 24.53 ppb), Fumonisinas
B1+B2+B3 ( X = 3.22 ppm), DON ( X = 4525.91 ppb) y toxina T-2 ( X = 127.37
ppb). Los niveles mínimos y máximos de concentración obtenidos de
AFB1+B2+G1+G2 fueron 4.37 ppb y 14.92 ppb, de FB1+FB2+FB3 fueron 0.55 ppm y
17.02 ppm, de OT A+B fueron 5.73 ppb y 127.72 ppb, de DON fueron 2271.70 ppb
y 10650.11 ppb, de toxina T-2 fueron 10.22 ppb y 190.32 ppb respectivamente.
Los niveles de concentración de cada micotoxina obtenidos en las muestras
estudiadas, se detallan en las tablas 1 a 5 (ver anexo 2).
Los niveles de concentración de AFB1+B2+G1+G2 obtenidos en las muestras
estudiadas, fueron menores a 20 ppb (valor de referencia FAO 2004), siendo esta
diferencia significativa (t = -18.58, gl = 43, P < 0.0001). Los niveles de
concentración de toxina T-2 obtenidos en las muestras estudiadas, fueron
menores a 200 ppb (valor de referencia FAO 2004), siendo esta diferencia
significativa (t = -9.72, gl = 43, P < 0.0001). Los niveles de concentración de DON
obtenidos en las muestras estudiadas, fueron superiores a 1000 ppb (valor de
referencia FAO 2004), siendo esta diferencia significativa (t = 8.42, gl = 43, P <
0.0001) (ver anexo 3).
Los niveles de concentración de DON, AFB1+B2+G1+G2, OT A+B, toxina T-
2 y Fumonisinas B1+B2+B3 obtenidos en este estudio, son superiores a los valores
máximos de contaminación recomendados por Mallmann et al (2006) en alimentos
terminados destinados a la alimentación de aves de producción. Los niveles de
concentración obtenidos en las muestras estudiadas, pueden afectar la producción
y reproducción de aves de corral, sus efectos se pueden potencializar porque
puede haber sinergismo entre algunas micotoxinas.
Los niveles de concentración de AFB1+B2+G1+G2 y OT A+B obtenidos en
este estudio, fueron superiores en época lluviosa. Esto puede deberse a
condiciones favorables para el crecimiento fúngico y producción de micotoxinas
por los géneros Aspergillus y Penicillium, durante el almacenamiento de materias
primas y alimentos terminados (ver anexo 4).
Los niveles de concentración de DON y FB1+B2+B3 obtenidos en este
estudio, fueron superiores en época seca. Posiblemente por una mala técnica de
secado de los granos previo al almacenamiento. Las materias primas pudieron
estar previamente contaminadas con micotoxinas. Esto debido a que el género
Fusarium crece principalmente en el campo, requiere alta humedad y
generalmente produce micotoxinas antes de la cosecha de los granos (Soriano
2007). Los niveles de concentración de toxina T-2 fueron similares en ambas
épocas (ver anexo 4).
La presencia simultánea de diferentes micotoxinas y los niveles de
concentración obtenidos en las muestras estudiadas, puede deberse a la
infestación por hongos en los cultivos desde la siembra hasta la cosecha de los
granos por malas prácticas agronómicas y agrícolas. También puede deberse a
condiciones favorables para el crecimiento fúngico durante el almacenamiento,
procesamiento y transporte de granos, harinas, subproductos y alimentos
terminados.
Los factores que favorecen la infestación por hongos y posterior
contaminación por micotoxinas en materias primas y alimentos terminados son la
humedad, temperatura y disponibilidad de oxígeno. Otros factores son el daño
físico del grano durante la cosecha, la susceptibilidad de las variedades o híbridos,
la infestación por insectos y ácaros. La inadecuada limpieza, inadecuada técnica
de secado y largo período de almacenamiento de los granos, también favorecen el
crecimiento fúngico (FAO 2004, Sala et al. 2008, Soriano 2007).
El maíz que es utilizado como principal materia prima para la elaboración de
alimentos terminados destinados a la alimentación de aves de corral y cerdos en
Guatemala, ha sido almacenado durante varios años, se clasifica en el grado dos
de calidad, no es apto para el consumo humano y el principal proveedor del grano
es Estados Unidos de Norte América (Fuentes et al. 2005).
Berthiller et al. (2005, 2006) determinaron que DON y ZEN se unen a una
sustancia más polar como la glucosa de los alimentos, formando micotoxinas
conjugadas no detectables por métodos de análisis rutinarios. Se debe realizar el
análisis de DON, DON-glucósidos, ZEN y ZEN-glucósidos respectivamente, en
alimentos para consumo humano y animal.
En el diario oficial de la UE (2006), la comisión de las comunidades
europeas recomienda que los estados miembros aumenten la vigilancia y el
análisis simultáneo de DON, ZEN, OTA, Fumonisinas B1+B2, toxinas T-2 y HT-2
en materias primas y alimentos terminados destinados a la alimentación de
animales. La comisión considera que los datos sobre la presencia de toxinas T-2 y
HT-2, en productos destinados a la alimentación animal, son por ahora muy
limitados y no incluye DAS. La comisión recomienda a los estados miembros la
vigilancia para que los fabricantes de piensos apliquen a las materias primas, los
valores orientativos más bajos tomando en cuenta la sensibilidad de los animales.
En ningún país existe legislación sobre los niveles de concentración
permisibles u orientativos que incluya el sinergismo entre micotoxinas. Guatemala
no tiene legislación sobre prevención y control de micotoxinas en alimentos
terminados destinados a la alimentación de animales domésticos. Esto repercute
en la ausencia de un laboratorio nacional de referencia, ausencia de métodos de
muestreo y diagnostico oficial de micotoxinas.
CONCLUSIONES.
1. El 100% de las muestras analizadas fue positivo a AF B1+B2+G1+G2, OT A+B,
Fumonisinas B1+B2+B3, DON y toxina T-2.
2. Los niveles de concentración de AF B1+B2+G1+G2 y toxina T-2 encontrados en
las muestras analizadas, fueron significativamente menores a los valores de
referencia de la FAO.
3. Los niveles de concentración de DON encontrados en las muestras analizadas,
fueron significativamente superiores al valor de referencia de la FAO.
VII. RECOMENDACIONES.
1. Realizar otros estudios sobre micotoxinas que pueden contaminar alimentos
terminados destinados a la alimentación de aves de corral y otros animales
domésticos y que pueden afectar su salud.
2. Evaluar la presentación de patologías específicas en aves de corral y otros
animales domésticos, relacionadas y/o asociadas a las micotoxinas.
3. Estudiar el efecto de las micotoxinas sobre parámetros productivos en aves de
corral y otros animales domésticos, a nivel de campo.
4. Hacer estudios para evaluar el efecto que pueden tener las micotoxinas sobre
fármacos y biológicos que se utilizan para la prevención, control y tratamiento
de enfermedades en aves de corral y otros animales domésticos.
5. Adicionar fungistáticos y/o adsorbentes de micotoxinas en alimentos
terminados para aves de corral.
VIII. RESUMEN.
El propósito de este estudio fue generar información sobre niveles de
concentración de Ocratoxinas, Aflatoxinas, toxina T-2, Deoxinivalenol y
Fumonisinas encontrados en muestras de alimentos terminados destinados a la
alimentación de aves de corral, remitidas al Laboratorio de Ornitopatología y
Avicultura de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad de San
Carlos de Guatemala. Período de julio de 2007 a junio de 2008. Para el análisis de
cada micotoxina, pesé 20g de cada muestra, obtuve el extracto con 100ml de
metanol al 70%. De acuerdo al ELISA empleado, realicé las diluciones 1:10 para el
análisis de toxina T-2, 1:20 para Fumonisinas y 1:4 para DON y desarrollé el
enzimoinmunoanálisis en el Laboratorio de Ornitopatología y Avicultura de la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad de San Carlos de
Guatemala. El 100% de las muestras analizadas fue positivo a AF B1+B2+G1+G2,
OT A+B, Fumonisinas B1+B2+B3, DON y toxina T-2. Los niveles de concentración
encontrados de micotoxinas fueron superiores a los valores máximos de
contaminación recomendados por otros autores. Este estudio aporta resultados
útiles para implementar métodos de control de micotoxinas en alimentos
terminados para aves de corral. Los resultados obtenidos pueden servir como
referencia para otros estudios.
IX. ANEXOS.
Anexo 1. Fotografías del procedimiento de enzimoinmunoanálisis realizado.
Imagen 1. Proceso de obtención del extracto. LOA 2008.
Imagen 2. Filtrado y dilución de extractos. LOA 2008.
Imagen 3. Desarrollo del enzimoinmunoanálisis. LOA 2008.
Imagen 4. Lectura de pocillos con filtros de 450nm y 630nm. Cálculo e impresión
de resultados. LOA 2008.
Anexo 2. Tablas de resultados del análisis de micotoxinas con ELISA.
Tabla 1. Niveles de concentración de AFB1+B2+G1+G2 obtenidos en muestras de
alimentos terminados para aves de corral. LOA 2008.
Fecha No. de lote de test de ELISA Número de muestra. ppb
30/07/2007 110115-0601 1 14.14
2 14.52
3 14.52
4 13.41
5 13.41
6 14.52
7 14.14
8 13.41
9 14.92
10 13.41
11 12.73
12 12.73
13 13.07
14 12.73
15 12.73
16 12.41
17 12.11
18 11.24
19 10.97
20 13.77
21 8.12
22 14.52
23 13.77
26/10/2007 110115-0601 24 10.72
25 11.53
26 10.98
27 9.31
28 10.98
29 12.42
17/01/2008 600630-0605 30 6.57
31 6.85
32 4.37
33 6.85
34 6.18
35 5.93
36 6.05
37 6.18
29/05/2008 110331-0702 38 7.12
39 7.43
40 6.42
20/06/2008 110331-0702 41 6.16
42 5.69
43 5.37
44 5.58
Media aritmética 10.46
Desviación estándar 3.407379691
Moda 14.52
Mediana 11.39
Tabla 2. Niveles de concentración de OT A+B obtenidos en muestras de alimentos
terminados para aves de corral. LOA 2008.
Fecha No. de lote del test de ELISA Número de muestra. ppb
30/07/2007 201215-0506 1 16.70
2 19.66
3 20.14
4 18.75
5 21.67
6 22.77
7 23.96
8 19.66
9 20.14
10 20.14
11 17.90
12 19.66
13 19.66
14 18.75
15 17.49
16 14.91
17 14.91
18 17.09
19 21.67
20 21.14
21 22.21
22 22.21
23 22.21
26/10/2007 201215-0506 24 23.36
25 19.66
26 18.32
27 17.09
28 15.25
29 12.20
17/01/2008 200430-0702 30 6.99
31 7.23
32 7.71
33 6.77
34 7.23
35 7.23
36 5.73
37 6.55
29/05/2008 200430-0702 38 13.70
39 17.46
40 16.74
20/06/2008 600630-0605 41 104.76
42 98.08
43 85.93
44 127.72
Media aritmética 24.53
Desviación estándar 26.41008499
Moda 19.66
Mediana 18.75
Tabla 3. Niveles de concentración de toxina T-2 obtenidos en muestras de
alimentos terminados para aves de corral. LOA 2008.
Fecha No. de lote del test de ELISA Número de muestra. ppb
30/07/2007 600215-0602 1 154.09
2 154.09
3 139.02
4 10.22
5 39.11
6 39.11
7 54.21
8 77.98
9 62.96
10 117.36
11 165.17
12 171.06
13 159.52
14 165.17
15 165.17
16 143.85
17 154.09
18 165.17
19 190.32
20 183.62
21 165.17
22 171.06
23 177.21
26/10/2007 6002150602 24 109.71
25 95.83
26 109.71
27 121.39
28 52.15
29 117.36
17/01/2008 600630-0605 30 161.20
31 150.53
32 127.26
33 172.81
34 150.53
35 150.53
36 97.76
37 131.57
29/05/2008 600630-0605 38 40.25
39 25.33
40 91.82
20/06/2008 600630-0605 41 179.72
42 161.82
43 146.05
44 186.24
Media aritmética 127.37
Desviación estándar 49.56420046
Moda 165.17
Mediana 148.29
Tabla 4. Niveles de concentración de DON obtenidos en muestras de alimentos
terminados para aves de corral. LOA 2008.
Fecha No. de lote del test de ELISA Número de muestra ppm ppb
30/07/2007 400415-0603 1 2.33 2327.74
2 2.33 2327.74
3 2.39 2385.63
4 2.33 2327.74
5 2.71 2706.49
6 2.78 2777.73
7 2.71 2706.49
8 2.85 2851.64
9 2.57 2571.43
10 2.22 2217.44
11 2.78 2777.73
12 3.01 3008.07
13 2.71 2706.49
14 2.33 2327.74
15 2.27 2271.70
16 2.57 2571.43
17 2.64 2637.76
18 2.78 2777.73
19 2.64 2637.76
20 2.93 2928.37
21 2.85 2851.64
22 2.57 2571.43
23 2.27 2271.70
26/10/2007 400415-0603 24 6.95 6950.00
25 7.07 7074.30
26 7.64 7639.75
27 8.01 8009.43
28 7.14 7137.09
29 7.60 7604.38
17/01/2008 401231-0613 30 10.65 10650.11
31 9.52 9519.58
32 10.16 10161.62
33 9.71 9709.73
34 9.16 9157.41
35 9.29 9290.50
36 6.70 6704.83
37 7.74 7743.71
29/05/2008 401231-0613 38 3.46 3458.35
39 3.27 3265.64
40 3.09 3086.87
20/06/2008 401231-0613 41 3.89 3892.55
42 2.69 2691.98
43 3.09 3086.87
44 2.77 2765.61
Media aritmética 4525.91
Desviación estándar 2779.1226
Moda 2327.74
Mediana 2851.64
Tabla 5. Niveles de concentración de Fumonisinas B1+B2+B3
obtenidos en muestras de alimentos terminados para aves de corral. LOA 2008.
Fecha No. de lote del test de ELISA Número de muestra. ppm
30/07/2007 300315-0601 1 1.54
2 1.44
3 1.44
4 1.34
5 1.34
6 1.39
7 1.25
8 1.34
9 1.21
10 1.06
11 1.65
12 1.90
13 1.59
14 1.54
15 1.71
16 1.71
17 1.65
18 1.54
19 1.90
20 1.71
21 1.34
22 1.83
23 1.77
26/10/2007 300315-0601 24 1.10
25 1.10
26 1.65
27 0.93
28 1.44
29 1.54
17/01/2008 300715-0603 30 7.01
31 7.48
32 8.09
33 7.91
34 6.36
35 7.56
36 6.42
37 6.02
29/05/2008 300715-0603 38 7.51
39 6.72
40 8.37
20/06/2008 300715-0603 41 17.02
42 1.02
43 0.74
44 0.55
Media aritmética 3.22
Desviación estándar 3.34308829
Moda 1.54
Mediana 1.62
Anexo 3. Prueba de T.
Prueba de Hipótesis: No hay diferencia entre los niveles de concentración
encontrados y los niveles permitidos de cada una de las cinco micotoxinas
presentes en las muestras de alimentos estudiadas.
Prueba de T para Aflatoxinas totales.
T = 10.46 – 20 T = -9.60 T = -18.69
3.407379691/6.63324958 0.51368 Grados de libertad = 43 P < 0.0001
Prueba de T para toxina T-2.
T = ___ 127.37 – 200 ___ T = -72.63 T = -9.72
49.56420046/6.63324958 7.47208 Grados de libertad = 43
P < 0.0001
Prueba de T para DON.
T = 4525.91 – 1000 ___ T = 3525.91_ T = 8.42 2779.1226/6.63324958 418.9685 Grados de libertad = 43
P < 0.0001
Anexo 4. Gráficas sobre los resultados obtenidos en este estudio.
Grafica 1. Promedio de los niveles de concentración de micotoxinas obtenidos en
este estudio en época lluviosa y época seca.
11.82
6.36
29.57
9.39
0
5
10
15
20
25
30
Co
nc
en
tra
ció
n e
n p
pb
AFB1+B2+G1+G2 OT A+B
época lluviosa
época seca
Gráfica 2. Promedio de los niveles de concentración de micotoxinas obtenidos en
este estudio en época lluviosa y época seca.
130.45 118.14
3527.02
7522.58
1890
7220
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
Co
nc
en
tra
ció
n e
n p
pb
T-2 DON Fumonisinas
época lluviosa
época seca
X. APÉNDICES.
Tabla 1. Valores de referencia de micotoxinas en alimentos terminados para aves
de corral, utilizados en este estudio (FAO, 2004).
Micotoxina Sustrato Límite máximo en µg/Kg (ppb).
AF B1+B2+G1+G2 Todas las raciones. 20
Deoxinivalenol Raciones completas. 1000
Raciones completas para animales de granja jóvenes.
500
Toxina T-2 Raciones combinadas para ponedoras y pollos de
engorde.
200
Tabla 2. Valores orientativos de otras micotoxinas en alimentos terminados para
aves de corral (Diario, 2006).
Micotoxina Sustrato mg/Kg (ppm) para piensos con
humedad del 12%.
Ocratoxina A Piensos complementarios y completos.
0.1
Fumonisinas B1+B2 Piensos complementarios y completos.
20
Tabla 3. Límites máximos de micotoxinas expresados en ppb, recomendados
para aves de producción (Mallmann et al, 2006).
Etapa de producción. AF F OTA DON HT2 T 2 ZEN DAS
Pollos de engorde fase inicial 0 100 0 200 0 0 10 0
Pollos de engorde crecimiento 2 500 2 500 10 50 20 200
Pollos de engorde fase final 5 500 5 1000 10 50 20 200
Ponedoras comerciales 10 1000 5 1000 20 100 50 500
Reproductoras 10 1000 5 1000 20 100 50 500