Hacia un microcosmos de luz: el problema de la eficiencia energética.

Teresa Elvira Lorillamiembro del equipo.Marta Román Navarromiembro del equipo.Jimena Solana Gonzálezmiembro del equipo.Luis V. de Benito AparicioProfesor de Biología y Geología.

I. E. S. FÉLIX RODRÍGUEZ DE LA FUENTE

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Hacia un microcosmos de luz: el problema de la eficiencia energética.

MEMORIA

Es común en los libros de texto de ecología y en la web encontrar frases como “La energía

fluye a través de la cadena alimentaria sólo en una dirección: va siempre desde el Sol, a través de

los productores, a los descomponedores. La energía entra en el ecosistema en forma de energía

luminosa y sale en forma de energía calorífica que ya no puede reutilizarse para mantener otro

ecosistema en funcionamiento”. Esta cita suele ir acompañada de dibujos como el que se muestra a

continuación.

Flujo de la energía en un

ecosistema. Dibujo tomado de

“The Macroscope” por Joël de

Rosnay

No es nuestra intención cuestionar esta afirmación, pero sí matizarla. Para ello tenemos que

remontarnos en el tiempo a finales de 1950. Por esos años el ecólogo Odum desarrolló los primeros

modelos de microcosmos. Un microcosmos es un ecosistema artificial que se encuentra encerrado

en un contenedor de pequeño tamaño. Tiene la peculiaridad de que las especies que conviven en el

funcionan de forma eficiente a la hora de reciclar los elementos químicos. Esto posibilita que la

vida se pueda mantener durante generaciones dentro de él. El único requisito que precisa es una

fuente de luz externa como muestra el dibujo.

Microcosmo de H.T. Odum. Modificado de H.T Odum et al. (2003).

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Odum utilizó estos modelos a escala de los ecosistemas para testear los efectos de alteraciones

medioambientales como pueden ser el incremento de CO2 o la eutrofización de los medios

acuáticos.

Dentro de estos ecosistemas encontramos bacterias anaerobias que tienen la misión de

mineralizar compuestos que son tóxicos para la fauna, como el amoniaco, transformándolos en

sustancias que son utilizables por las plantas.

En 1987 Derek Lovley descubrió en los sedimentos del río Potomack un nuevo tipo de

bacteria anaerobia, el género Geobacter. Este género presenta la cualidad de producir corrientes

eléctricas cuando oxida materia orgánica.

A partir del microcosmos de H.T. Odum y las bacterias de D. Lovley se nos ocurrió la idea

de intentar establecer una excepción a la norma general de la ecología que hemos presentado al

principio de la memoria. Es decir, construir un ecosistema donde los descomponedores son capaces

de producir electricidad que alimentaria a una lampara. La luz de la lampara seria usada por las

plantas del mismo ecosistema tal como muestra la siguiente ilustración.

Microcosmos automantenido. Modificado de H.T Odum et al. (2003).

Ya sabemos que no existen los microcosmos automantenidos, pues hay dos razones que se

oponen a su existencia.Por un lado, la eficiencia fotosíntetica, es decir, el porcentaje de luz que es

usado en la fabricación de materia orgánica por las plantas, que apenas llega al 2% del total. Por

otro lado, la eficiencia coulómbica, que es la cantidad de materia orgánica que se recupera como

electricidad por las bacterias electrogénicas que ronda entre un 40 y un 60%.

A pesar de ello, nuestra ilusión por construir un microcosmo donde un ínfimo porcentaje de

energía entra en un ciclo sin fin dentro del ecosistema nos motivó a hacerlo. De cómo lo

construimos y de los resultados que obtuvimos trata este proyecto.

Este proyecto fue desarrollado a lo largo de dos años (2012-2014) en los laboratorios de

Ciencias que el Instituto Félix Rodríguez de la Fuente tiene en el edificio Florentino Diaz Reig.

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Hacia un microcosmos de luz: el problema de la eficiencia energética.

Índice

1.- Antecedentes

1.1 Ecosistemas de laboratorio o microcosmos

1.2 Pilas Microbianas y sistemas acumuladores de energía

1.3 Eficiencia energética

2.- Objetivos de nuestro trabajo

3.- Metodología

3.1 Método empleado para la creación de un microcosmos formado por algas y

bacterias electrogénicas

3.2 Método empleado para la determinación de la eficiencia energética

3.3 Método empleado para la creación de un sistema amplificador de corriente

4.- Resultados

4.1 Resultado del método empleado para la creación de un microcosmos formado

por algas y bacterias electrogénicas

4.2 Resultado del método empleado para la determinación de la eficiencia

energética

4.3 Resultado del método empleado para la creación de un sistema amplificador

de corriente

5.- Conclusiones

6.- Bibliografía

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1.- Antecedentes

1.1 Ecosistema de laboratorio o microcosmo

Un microcosmo (laboratory ecosystems or microcosm) es un pequeño ecosistema contenido en

un recipiente de un volumen inferior a 100 litros, normalmente del tamaño de un acuario. Estos

ecosistemas contienen una comunidad de especies que muestran eficiencia en el ciclo de los

elementos químicos. Los desechos generados por un tipo de organismos son consumido por otros

organismos como nutrientes. Esto ofrece la posibilidad de estudiar la dinámica de los organismos y

de los elementos químicos (Beyers et al., 1993) (figura 1).

Figura 1. Microcosmo de flujo de corriente similar al empleado por Odum y Hoskim en 1957. El sistema podía

intercambiar gases con el medio externo, pero se cerraba durante las medidas del metabolismo. La temperatura y la

velocidad de la corriente podían ser controladas (Petersen et al., 2009)

La línea de investigación sobre los microcosmos se inicia a finales de 1950 con los trabajos

de H.T. Odum, E.P. Odum, R.J. Beyers y otros autores. Ellos desarrollaron el concepto de

ecosistema y construyeron algunos de los primeros pequeños microcosmos acuáticos. Utilizaron

este modelo experimental para estudiar los efectos de la temperatura y la radiación ionizante en la

fotosíntesis y la respiración, la invasión por nuevas especies y los efectos de la eutrofización. Estos

ecosistemas miniaturizados tenían una viabilidad muy corta en el tiempo.

En la década de los sesenta, en plena carrera espacial, la NASA se plantea la posibilidad de

desarrollar sistemas biológicos que permitan mantener las condiciones de habitabilidad en naves y

estaciones espaciales ( programa CELLS, Controlled Ecological Life Support System). Una de las

personas encargadas de desarrollar el proyecto fue Clair Folsome, director del laboratorio de

exobiología en la Universidad de Hawaii (Manoa). Folsome tomó para su modelo experimental una

combinación de cultivos puros de especies que aunque no coexistieran en la naturaleza, tenían la

peculiaridad de ser necesarias para que el ecosistema funcionara. Estos ecosistemas “sintéticos” son

altamente susceptibles a la acción de gentes patógenos, por lo que es necesario combinarlos en un

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medio estéril. En la construcción de estos ecosistemas llegaron a intervenir más de 100 especies de

microorganismos, los cuales conservaban funcionando tanto el ciclo de la energía como el de los

nutrientes. Este tipo de microcosmos actuaba como un ecosistema cerrado. Esto quiere decir que no

intercambian materia con su entorno, pero pueden intercambiar energía en forma de luz o calor.

Folsome podía medir los niveles de oxígeno y dióxido de carbono, los flujos de energía y observar

visualmente los cambios. Folsome fue el primer científico en desarrollar un verdadero ecosistema

de vida microscópica cerrado perdurable en el tiempo que llegó a durar 18 años (Folsome et al.,

1986). Su sistema tenía un inconveniente, cuando se incorporaban las formas de vida superior

(animales y plantas) estas tendían a morir al cabo de un cierto tiempo (Hanson et, al. 1984).

En 1977, basándose en los estudios de Dr. Folsome, Joe Hanson empezó a tener repetidos

éxitos en ecosistemas cerrados que albergaban formas de vida superior. La técnica consistía en

limitar los macronutrientes a unas cantidades específicas para estabilizar el sistema, impidiendo el

crecimiento incontrolado de las algas. También se limitaba la biomasa del ecosistema, repartiéndola

en diferentes cantidades dependiendo de si se trataba de algas, animales o descomponedores. Estos

ecosistemas tienen la capacidad de permanecer estables durante más de ocho años (Hekstra, 2009).

Además, fueron comercializados para el publico bajo la denominación de “EcoSphere” en los años

ochenta (Yensen, 1988) (figura 2).

Figura 2. Fotografía de un ecosistema marino de un litro desarrollado por Joe Hanson en el Jet Propulsion Laboratory

(NASA) y Clair Folsome de la Universidad de Hawaii. Estos ecosistemas están hechos de cultivos semi-esteriles y agua

de mar filtrada, a los que se añade grava y una gorgonia, no viva, para decoración. El dibujo de la derecha representa

los flujos de materia dentro del microcosmos (http://www.eco-sphere.com).

Cuando la Estación Espacial Internacional se volvió operativa, surgió la oportunidad de

realizar investigaciones ecológicas y biológicas de larga duración en el espacio. Los organismos

usados en estos experimentos necesitaban un sistema de soporte de vida que operase de forma

eficaz en el espacio durante meses o incluso años. Estos sistemas se basaron en dos patentes que

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modificaban en algunos aspectos los trabajos de Folsome y Hanson, y que habían sido previamente

probado en la lanzadera espacial (Ishikawa et al., 1996) y en la estación espacial Mir (Poynter et

al., 1999). La principal característica de estos nuevos microcosmos es la incorporación de

macrofitas (plantas pluricelulares) y cadenas tróficas más complejas, ya que se introducían un

mayor número de especies animales pluricelulares (amfípodos, ostrácodos, daphnia, copépodos,

caracoles) (figura 3).

Figura 3. El dibujo de la izquierda muestra una visión esquemática del ecosistema desarrollado por Paragon (McCallum

et al., 2000). Dos cilindros idénticos unidos constituyen un módulo de vuelo. La fuente de luz que portan es una

lámpara fluorescente externa a los cilindros. Las unidades estaban encerradas en un recipiente de aluminio mylar que

optimizaba el uso de la luz y mantenía constante la temperatura. Su volumen es de 860 cc. Las fotografías de la derecha

muestran la distribución de los componentes del microcosmos durante el vuelo (derecha) y en tierra (izquierda).

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1.2 Pilas Microbianas (MFC) y sistemas amplificadores de voltaje (Boost)

Una pila o célula de combustibles microbiana (Microbial Fuel Cell, MFC) es un dispositivo que

se basa en el uso de microorganismos que al oxidar materia orgánica, originan como productos de

desecho dióxido de carbono, electrones y protones. Los electrones son transferidos a un electrodo

llamado ánodo. Los protones se difunden hasta otro electrodo llamado cátodo. El ánodo se sitúa en

un ambiente carente de oxígeno (anaerobio) y los electrones circulan desde él, a través de un

material conductor, hasta el cátodo. El cátodo se sitúa en un espacio rico en oxígeno (aerobio). Allí

los electrones procedentes del ánodo reaccionan con el oxígeno y los protones, formando agua. Si

situamos un voltímetro en el cable que une el ánodo con el cátodo, podemos registrar el paso de una

corriente eléctrica (figura 4).

Figura 4. En el dibujo podemos ver el funcionamiento de una pila de combustible microbiana (MFC). (Alzate-Gaviria et

al., 2008).

Los combustibles que pueden utilizarse para alimentar una MFC van desde soluciones de

compuestos sencillos, como el acetato o la glucosa, a mezclas ricas en materia orgánica, como las

algas procedentes de fotobiorreactores (figura 5) o las presentes en las aguas residuales de

estaciones depuradoras.

Figura 5. Esquema de funcionamiento de un fotobiorreactor asociado a un digestor anaerobio que produce gas y materia

orgánica con la que se alimenta una pila de combustible microbiana (Schamphelaire & Verstrate, 2009).

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Otro elemento importante del diseño de las MFC es el material de los electrodos. Aunque el

platino produce los mejores resultados, su elevado coste hace que el grafito, en cualquiera de sus

variantes (papel, fieltro o prensado en barra), se haya convertido en el material de referencia (figura

6).

Figura 6. En la fotografía se muestra una MFC sedimentaria. Este tipo de pila se caracteriza porque carece de membrana

de intercambio entre la cámara del ánodo y del cátodo. El ánodo está formado por grafito granulado y el cátodo por un

fieltro de carbono (Thomas et al, 2013).

Comparar la eficiencia entre MFC es complicado, dada la variabilidad de diseños y

materiales empleados. No obstante, se ha llegado al consenso de utilizar como magnitud la potencia

por unidad de superficie de electrodo (W/m2) o, en algunos casos, por unidad de volumen de la

cámara anódica (W/m3) (Esteve-Nuñez, 2008). Cuando hacemos una revisión de la literatura sobre

la potencia de MFC, encontramos que los valores varían entre 0,5 mW/m2, pasando por 67mW/m2

(Strik et al, 2008), hasta un máximo de 980 mW/m2 (Timmer, 2012 ). Dado que la superficie del

ánodo en una MFC no suele ser de 1 m2, para hacernos una idea más concreta, emplearemos el caso

de Strick et al (2008). Estos científicos construyeron una pila con un cátodo hecho de fieltro de

grafito de 8 por 8 cm y 3 mm de grosor. El ánodo era circular, con un diámetro de 3.5 cm y 3 mm de

grosor. Los electrodos estaban unidos por un cable de cobre. El máximo registro que alcanzaron a lo

largo de 120 días fue de una tensión de 0,253 V , que, para una resistencia externa de 1000 Ω daba

una corriente 0,253 mA (figura 7).

Figura 7. Registro de valores de tensión (mV) de dos MFC y dos controles de MFC en un periodo de 120 días (Strik et

al, 2008).

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Si tenemos en cuenta que, para encender un led de luz blanca, necesitamos 3,8 V y de 10 a

40 mA (figura 8) , comparándolo con lo que rinde una MFC, nos daremos cuenta que estamos muy

lejos de poder encenderlo.

Figura 8. Esquema de un led: A, ánodo; B, cátodo; 1, cápsula plástica; 2, hilo conductor; 3, copa reflectora; 4,

terminación del semiconductor; 5, yunque; 6, plaqueta y 8, borde plano (fuente wikipedia.org).

Frente a este problema se pueden dar dos soluciones. O se fabrican muchas MFC, que

dispuestas en serie-paralelo, dan el voltaje e intensidad necesarios (figura 9), o se utilizan

amplificadores de voltaje o boost.

Figura 9. La fotografía muestra a la Dr. Aviva Presser Aiden, que dirige un equipo de la Escuela de Ingeniería y

Ciencias Aplicadas (SEAS) de la Universidad de Harvard y que está desarrollando una MFC que permitirá cargar los

teléfonos móviles en cualquier lugar. Solo habría que conectarlo a la tierra, literalmente (http://specyrum.mit.edu).

El dibujo de la derecha muestra las distintas configuraciones en las que hay que colocar las pilas para obtener el voltaje

(V) y la corriente (amperios-hora, Ah) deseados (http://www.mpptsolar.com).

Los amplificadores de voltaje o boost son unos circuitos que utilizan condensadores e

inductores. Un condensador es un elemento pasivo, formado por dos superficies conductoras

separadas por un material dieléctrico, que es capaz de almacenar la energía eléctrica que recibe

durante un periodo de carga, la misma energía que después cede en el periodo de descarga. Los

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condensadores, al igual que las pilas, pueden asociarse en serie y en paralelo. Los inductores

también son un componente pasivo de un circuito eléctrico, constituidos por una bobina, que,

debido al fenómeno de la autoinducción, almacena energía en forma de campo mágnetico

(wikipedia.org). (figura 10).

Figura 10. La imagen de la izquierda muestra diferentes tipos de condensadores con su símbolo electrónico, la de la

derecha diferentes tipos de inductores con su símbolo electrónico (wikipedia.org)

Los modelos de circuitos que se aplican a MFC varían según los diferentes autores. Así

tenemos que Wu et al (2011) diseñaron un circuito amplificador de corriente continua que

incrementaba el voltaje operacional típico de una MFC ( de 100 a 300 mV) a un valor superior a 3

V. El modelo Kim et al (2011) propone que las MFC colocadas en paralelo carguen dos juegos de

cuatro condensadores dispuestos en serie. La descarga de los condensadores produce voltajes

superiores a 2,5 V (figura 11).

Por ultimo, Thomas et al (2013) proponen un sistema con una única MFC que produce por

debajo de 1mW cm-2 (10 W m-2). Esta pila de 0,3 V podía, conectada a un transformador y a un

convertidor, alcanzar los 3,3 V de salida.

La utilización de estos circuitos electrónicos trata de disminuir el número de MFC que se

requiere conectar en serie-paralelo, pues un problema que se presenta cuando se conectan varias

MFC entre sí es la aparición del voltaje invertido (voltage reversal) que ocurre cuando el potencial

del ánodo de una MFC cambia a valores positivos, disminuyendo la eficiencia del sistema.

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Figura 11. El diagrama de la parte superior izquierda corresponde al modelo de amplificador de corriente de Wu et al

(2011): MFC, pila de combustible microbiano; Vin, voltaje de entrada; Iin, intensidad de entrada; D, diodo; C,

condensador; L, inductor; Vout, voltaje del circuito amplificador; Vc, voltaje del condensador. El diagrama de la parte

superior derecha muestra el modelo de Kim et al (2011): C, condensador; R, resistencia externa; +, cátodo de las MFC;

-, ánodo de las MFC. El diagrama de la parte inferior corresponde a Thomas et al (2013): MFC, pila de combustible

microbiano; T, transformador 1-20 compatible para bajos voltajes (< 1 V); LTC3108, convertidor elevador para voltajes

muy bajos; Cout, condensador de 680 μF ; Cstore, supercondensador de 0.4 F; Vout, voltaje en el condensador de salida

(1,7 a 3,3 V).

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1.3 Eficiencia energética

1.3.1 Eficiencia Fotosíntetica

En un microcosmos formado esencialmente por algas y bacterias electrogénicas

reconocemos dos niveles tróficos: los productores o autótrofos (algas) y los consumidores o

heterótrofos (bacterias). Entre estos niveles se va a producir una transferencia de materia y energía

(figura 12).

Figura 12. Compartimentación de un ecosistema para un primer análisis de los flujos de energía (Sarmiento, 1984).

Llamamos eficiencia energética al traspaso de energía que se da desde la explotación de un

recurso hasta la conversión de parte de la energía en producción neta (materia orgánica) del nivel

trófico que explota ese recurso. El estudio de las eficiencias energéticas en los microcosmos tiene

mucho interés ya que, en el caso de las algas (eficiencia fotosintética) va a determinar la cantidad de

materia orgánica que va a quedar disponible para las bacterias y, en el caso de las bacterias

(eficiencia coulómbica), la cantidad de materia orgánica que van a emplear en la producción de

electricidad y, por tanto, de luz que pueden emplear las algas.

Evidentemente en los ecosistemas se produce un elevado número de ineficiencias en el

traspaso de energía entre niveles tróficos, lo que ocasiona una reducción en la biomasa según

pasamos de un nivel a otro.

Por ejemplo, en el caso de las algas, las ineficiencias son debidas a varios factores (figura

13): (1) De la radiación solar total que les llega solo es aprovechable el 50%, que corresponde a la

llamada tasa radiación fotosintéticamente activa (TRFA ). Esto es debido a que los pigmentos que

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captan la luz para realizar la fotosíntesis (clorofilas, carotenoides, ficocianinas, etc.) solo absorben

un espectro determinado de radiación solar. (2) Del total de radiación fotosintéticamente activa,

solo una parte es interceptada por las algas (Io). (3) De la parte interceptada por las algas, una

fracción va a ser empleada en los procesos fotosínteticos, (Ia) el resto va a ser reflejada (albedo). (4)

De la energía radiante absorbida solo una parte se va a transformar en energía química (P b), el resto

se eliminará en forma de calor. (5) Por último, de la energía química fijada en la fotosíntesis (P b) ,

una parte es consumida en la respiración y el mantenimiento de la propia alga, por lo que, para el

resto de los niveles tróficos (bacterias), solo queda lo que llamamos producción neta (Pn). Por usar

un símil, en un bosque templado donde la radiación fotosintéticamente activa es de 440.107

kcal/ha.año, la producción neta es de 7,3.107 kcal/ha.año, lo que supone una eficiencia fotosintética

del 1,6%. La eficiencia fotosintética suele tener un valor entre 0,8% y 2% sobre la radiación

fotosintéticamente activa, alcanzando un máximo del 5% en algunos tipos de cultivos (Sarmiento,

1984).

Figura 13. Proceso de disipación de la insolación desde que alcanza el límite del ecosistema hasta su acumulación como

energía química en la biomasa vegetal (Sarmiento, 1984).

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1.3.2 Eficiencia coulómbica

En el caso de las bacterias nos interesa estudiar tanto la capacidad de generar energía

eléctrica como el consumo que realizan para este proceso de la materia orgánica (producción neta)

fabricada por las algas. Un parámetro que nos puede informar es lo que llamamos eficiencia

coulómbica, Ec, que se define como la relación entre el número de coulombios realmente

transferidos al ánodo desde el sustrato y el número máximo posible de coulombios transferidos si

todo el sustrato fuera capaz de producir corriente, es decir:

Ec = (coulombios totales producidos / coulombios totales teóricos producibles) x 100

Las Ec calculadas para celdas de combustible microbianas que registra la literatura varían

debido al diseño de la propia MFC. Por ejemplo, si se emplea proteínas como nutrientes de las

bacterias, se obtienen eficiencias de un 6%; si es glucosa, del 60% y, si es acetato, entre un 63-78%.

Si se utilizan catalizadores que favorecen la transferencia de electrones al ánodo, la eficiencia puede

alcanzar el 89%. Si la MFC posee una membrana que evita la difusión del oxígeno al ánodo, la

eficiencia es del 40-55%, pero, con el mismo sustrato y sin membrana es del 9-12% (figura 14).

Figura 14. Comparación de eficiencias coulómbicas entre distintas MFC (Alzate-Gaviria et al, 2008).

Como norma general podemos ver cómo, según aumenta la densidad de potencia de las

MFC, aumenta también la eficiencia coulómbica (Alzate-Gaviria et al, 2008).

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2.- Objetivo de nuestro trabajo

En el siguiente proyecto nos planteamos como objetivos:

1.- Elaborar un microcosmos formado por algas y bacterias electrogénicas.

2.- Calcular la curva de potencia del microcosmos.

3.- Calcular la eficiencia fotosintética de las algas y la eficiencia coulómbica de las bacterias

electrogénicas del microcosmos.

4.- Diseñar una celda de combustible microbiana (MFC) que asociada a un circuito

amplificador de corriente, sea capaz de encender un led.

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3.- Metodología

3.1 Método empleado para la creación de un microcosmos formado por algas y

bacterias electrogénicas

El método empleado en la construcción de nuestro microcosmos se basa en las siguientes

premisas:

(1) El microcosmos es un sistema abierto, es decir, puede intercambiar gases con el

exterior, como los modelos diseñados por Odum et al. (2003).

(2) El microcosmos está formado por formas de vida sencillas (algas, protozoos y

bacterias), eliminando las formas de vida complejas (insectos, crustáceos, plantas

superiores) a la hora de realizar el muestreo. No es un “ecosistema sintético” como

los hizo Clair Folsome, sino que lo integran parte de los microorganismos de un

ecosistema natural. Por tanto, probablemente tampoco respondían a las proporciones

que propone Ishikawa et al. (1996) para los distintos niveles tróficos.

(3) La composición del agua empleada en el microcosmos es la que había originalmente

en la muestra. No se hizo, por tanto, un medio artificial como usó Poynter et al.

(1999).

Sabíamos, por las referencias bibliográficas, que las bacterias electrogénicas son del género

Geobacter (Lovley et al, 2011) y del género Desulfobulbus o Desulfucapsa (Lowy et al 2006)

(figura 15).

Figura 15. Representación esquemática de las principales reacciones de oxidación que tienen lugar en el fondo de un

lago (Lowy et al, 2006). Los microbios más próximos a la superficie usan preferentemente oxígeno, dejando el MnO 2 ,

Fe2O3 y SO42- sin utilizar. A continuación, el MnO2 es utilizado por los microbios en la capa inmediatamente inferior del

sedimento para oxidar materia orgánica donde no hay oxígeno, el Fe2O3 es empleado a mayor profundidad en la tercera

capa y el SO42-, en la cuarta capa. En consecuencia, en cada capa de sedimentos, en función de la profundidad, se

acumula un potencial reductor (Mn2+, Fe2+ y S2-) que va a servir para generar la corriente eléctrica. Al menos tres

reacciones que tienen lugar en el proceso de reducción del ánodo han sido probadas: la oxidación de S2- a S0 (Reimers et

al, 2005), la oxidación del acetato por bacterias de la familia Geobacteraceae y la oxidación del S0 a SO42- por bacterias

del género Desulfobulbus o Desulfucapsa (Holmes et al. 2004a).

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Geobacter vive en los sedimentos del fondo de los ríos y lagos, y Desulfobulbus o Desulfucapsa se

encuentran en sedimentos marinos y en lugares ricos en sulfato, como salares y yacimientos

mineros en explotación (minas de cobre). Así durante el mes de agosto de 2013 tomamos muestras

en los siguientes lugares:

(1) Mina Peña del Hierro, Río Tinto (Huelva). Las aguas del río Tinto se caracterizan por sus

notables concentraciones de sulfuros de metales pesados (3-9 g/l) Lopez-Archilla (2005). Estas

aguas presentan las siguientes propiedades: un pH 2,4-2,6 y una conductividad 11 mS/cm (figura

16).

Figura 16. La fotografía de la izquierda muestra la presa de la mina Peña de Hierro, la fotografía del centro es un detalle

de la orilla donde crecen las algas y la fotografía de la derecha muestra las algas al microscopio.

(2) Salinas de San Pedro del Pinatar (Murcia). Es un humedal con arenales situado al norte del Mar

Menor, donde podemos encontrar una explotación salinera activa. Las aguas de estas salinas

presentan un pH 7,6 y una conductividad de 52 mS/cm (figura 17).

Figura 17. La fotografía de la izquierda muestra una panorámica de la salinas de San Pedro del Pinatar; la fotografía del

centro un detalle de la orilla donde se tomó la muestra y la fotografía de la derecha muestra las algas al microscopio.

(3) Laguna de Navalhorno, Cantalejo (Segovia). Esta laguna forma parte de los humedales de la

Tierra de Pinares. El agua presenta un pH de 7,7 y una conductividad de 570 mS/cm (figura 18).

Figura 18. La fotografía de la izquierda muestra la laguna de Navalhorno; la fotografía del centro un detalle de la orilla

donde se tomó la muestra y la fotografía de la derecha muestra las algas al microscopio.

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Las muestras tomadas fueron empleadas en la elaboración de tres microcosmos. Cada

microcosmos se caracterizaba por tener una capacidad de 3 l . En este microcosmos los lodos con

bacterias electrogénicas quedaron encerrados en un compartimento con una capacidad de 33 cl . En

este mismo compartimento se introdujo un electrodo formado por fieltro de carbono de 19 cm de

largo por 4 cm de ancho unido a un cable de cobre. Es decir, funcionaba como cámara anódica. Esta

cámara estaba cerrada por un papel de filtro que evitaba la salida de los lodos al manipular el

microcosmos. El resto del espacio del microcosmos estaba relleno con el agua y las algas que se

habían tomado en las muestras. Este recinto del microcosmos funcionaba como cámara catódica por

lo que se introdujo un electrodo de idénticas dimensiones al del ánodo. Además de los

microcosmos mencionados, se hizo otro en el que solo se empleó agua destilada, al que llamaremos

control. El control en la cámara anódica presentaba carbono granulado (figura 19).

Figura 19. La fotografía de la izquierda muestra los tres microcosmos y el control dentro de fitotrón construido por

nosotros. Este fitotrón controla el periodo de luz y la temperatura. La fotografía de la derecha muestra el interior del

microcosmos formado por el compartimento de la cámara anódica, que almacenaba el lodo con las bacterias

electrogénicas, y el compartimento de la cámara catódica, que almacenaba agua con las algas microscópicas.

Los microcosmos se mantuvieron durante un mes bajo un régimen de 12 horas de oscuridad

y 12 horas de luz, utilizando como fuente un tubo fluorescente Philips master TLD 18W/830 a una

temperatura ambiente de 20º C. Se dejó este tiempo para que las bacterias electrogénicas pudieran

colonizar el fieltro de carbono de la cámara anódica. Estas bacterias, como hemos dicho, son

anaerobias, por lo que el lodo que contiene dicha cámara dificulta la difusión del oxígeno y

favorece su desarrollo. En el compartimento contiguo las algas, al realizar la fotosíntesis y liberar

oxígeno, creaban un ambiente poco propicio para el desarrollo de estas bacterias, pero formaban

compuestos orgánicos solubles que les servían de alimento. Transcurrido un mes se procedió a

evaluar los microcosmos como si fueran pilas microbianas (MFC). Para ello se registraron los datos

de intensidad y voltaje según muestra el circuito de la figura 20. En este circuito se incrementaron

los valores de la resistencia de manera gradual desde 3.3 Ω hasta 106 Ω .

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Figura 20. El esquema de la izquierda muestra la disposición del voltímetro (V) y el amperímetro (I) en el circuito a la

hora de tomar los valores de tensión y corriente (Carbó et al, 2012). La fotografía de la derecha muestra el diseño del

circuito en el momento de la toma de datos. El multímetro de color gris (Silver electronic DT93A) funciona como

voltímetro mientras que el multímetro amarillo (Hibok-80) actúa como amperímetro. En la placa protoboard se

encuentra situada la resistencia.

Con los datos recogidos se elaboró una gráfica de la curva de potencia-voltaje de cada uno

de los microcosmos. La curva de potencia, en mW, se obtiene de multiplicar los valores de

intensidad, en mA, por el voltaje, en mV, para cada uno de los valores de resistencia empleados

(figura 21).

Figura 21. La gráfica de la izquierda muestra la curva voltaje-intensidad de una pila. La gráfica de la derecha representa

la curva potencia-voltaje de la misma pila (Carbó et al, 2012).

La finalidad de este experimento fue seleccionar las algas y las bacterias electrogénicas que

formaban el microcosmos que nos dio una curva de potencia más elevada.

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3.2 Método empleado para la determinación de la eficiencia energética

Sobre el microcosmo seleccionado en el apartado anterior se decidió determinar la eficiencia

fotosintética de las algas y la eficiencia coulómbica de las bacterias.

3.2.1 Método para la determinación de la eficiencia fotosintética de las algas

A la hora de determinar la eficiencia fotosintética, debemos tener claro que esta depende de

la producción neta y que la producción neta varía en los microscomos en función del grado de

desarrollo del ecosistema que encierran, siendo máxima en las primera etapas y alcanzando un valor

constante al llegar a la madurez (figura 22).

Figura 22. Diagrama obtenido por Cooke (1967) sobre la variación de la producción bruta (Pg) línea negra continua; la

producción neta (Pn), franja gris; la respiración (R) , línea negra discontinua y la biomasa (B), línea roja, en la sucesión

de un microcosmos formado por algas, desde que se inocula un medio sin organismos con una muestra de un sistema

maduro hasta que resulta de nuevo otro sistema maduro. Como podemos ver en el gráfico, durante los primeros 30 días

la producción bruta diurna (Pg) supera la respiración nocturna ( R), de modo que el sistema acumula biomasa. Después

de esta eclosión, ambas cifras empiezan a declinar y, en un plazo de 30 días, prácticamente se igualan. Esto quiere decir

que la producción neta del ecosistema alcanza un valor máximo en el primer mes de sucesión y que, cuando alcanza un

estado maduro, su valor es más bajo y constante.

Por tanto, a la hora de calcular la eficiencia fotosintética tenemos que indicar el grado de

madurez de nuestro microcosmo. Nosotros definimos la madurez en función de dos parámetros que

son:

(1) La densidad celular, para lo cual usamos el sistema de Neubauer

Este sistema se basa en utilizar un microscopio con un portaobjetos que contiene una cámara

con una rejilla que permite calcular el número de células que hay en un volumen determinado

(figura 23). En un microcosmo el número de células se va incrementando con el paso del tiempo y,

cuando llega a la madurez, permanece constante.

21

En nuestro caso utilizamos una cámara fotográfica adaptada a un microscopio. El programa

informático de la cámara (Motic images plus 2.0 ML) nos permitía sobre fotografías tomadas hacer

una retícula similar a las de este sistema de recuento (figura 23).

Figura 23. En la imagen de la superior izquierda podemos observar la retícula que se puede ver en un portaobjetos que

contiene la cámara Neubauer. En la fotografía de la derecha se muestra la cámara fotográfica Moticam 480 unida al

microsopio marca Ura Technic y al ordenador. En la fotografía inferior izquierda se muestra cómo el programa Motic

images plus 2.0 ML permite recrear la celdilla de Neubauer.

Una vez hecho el recuento, aplicamos la siguiente fórmula para averiguar el número de

células por mililitro:

Área de la celdilla = 0,2 mm x 0,2 mm = 0,04 mm2

Volumen = 0,04 mm2 x 0,1 mm* = 4 x 10-3 mm3 = 4 x 10-6 ml

* la profundidad de la celda la conseguimos superponiendo un cubreobjetos del nº 0 sobre otros a

modo de puente. Entre los dos que hacían de base se coloco la muestra a analizar.

Concentración celular = (total de células contadas/ número de celdillas) x 250.000 = número de

células / ml

(2) El intercambio de gases del microcosmo con el medio.

Este método se basa en que los microcosmos cerrados presentan cambios de presión debido

a la actividad fotosintética de las algas. Estos cambios de presión están relacionados con la

liberación de oxígeno. El oxígeno producido en la fotosíntesis es insoluble en agua y es liberado a la

atmósfera, por lo que produce un incremento de la presión durante el periodo de luz. Por la noche la

fotosíntesis cesa, mientras que la respiración continúa consumiendo oxígeno, produciéndose una

disminución de la presión. Las variaciones de presión son más importantes en las primeras etapas de

sucesión de los ecosistemas, disminuyendo cuando alcanza la madurez (figura 24)

22

Figura 24. Cambios diarios de presión (60 PU = 1kPa). Las barras claras y oscuras del eje de abscisas indican los

periodos de luz y oscuridad: el gráfico (a) al inicio de la sucesión, el (b) después de 200 días, donde el ecosistema ha

alcanzado la madurez y el gráfico (c) muestra las variaciones en los cambios de presión a lo largo de los 200 días.

(Obenhuber, D.C. “The persistence of life measured by carbo cycling in closed ecological system life” Microbiology.

1986, University of Hawaii.

En nuestro caso empleamos un sensor de concentración de CO2 en el aire ( marca Pasco

modelo Pasport PS-2110) que, conectado a un ordenador, registraba en ppm la concentración del

gas cada segundo (figura 25).

Figura 25. la fotografía de la izquierda muestra el interior de las botellas que contienen los cultivos de algas. El medio

de cultivo empleado era industrial y estaba formado por 7% nitrógeno, 5% fósforo, 6% potasio, 1% magnesio, 1%

azufre, así como micronutrientes (hierro, manganeso, boro, zinc, cobre y molibdeno). Cada 40 ml de este medio se

disolvían en 1,5 l de agua destilada. Se usaron bolas de gelatina, ya que daban soporte físico a las algas y evitaban que

precipitaran al fondo de la botella. El medio de cultivo fue aireado mediante bombas para que el CO 2 y el O2 no

funcionasen como limitantes del crecimiento. La fotografía del centro muestra la fuente de luz, una lámpara de 5W,

formada por 20 led, de 407 lumenes y una temperatura de color de 2700 K. Las algas crecieron en un régimen de 12

horas de luz y 12 de oscuridad. La fotografía de la derecha muestra el sensor de CO2 registrando los datos en el

ordenador.

Para calcular la producción neta se empleó el siguiente método: se disolvió el cultivo de

algas en un medio con nutrientes al 50%. Se determinó la concentración celular y el intercambio de

CO2 durante un periodo de 24 horas. A continuación, se calculo la biomasa presente en dicho medio.

Para ello empleamos un papel de filtro que se había secado previamente en una estufa ( marca

Selecta modelo Incubat) a 80º C durante una hora y se había pesado. Posteriormente filtramos 50

ml de cultivo.

23

Figura 26. La fotografía de la izquierda muestra las tres botellas al iniciar el experimento. En la fotografía del centro se

pueden ver las dos botellas de cultivo: la más clara corresponde al inicio del experimento; la oscura, al final del mismo,

así como el proceso de filtrado. En la fotografía de la derecha se ve la balanza de precisión marca Gibertini modelo

Europe 500, donde se pesó el papel de filtro para determinar la biomasa de algas.

Se volvió a secar en una estufa a 80º C y se pesó con una balanza de precisión. La diferencia de

valores nos dio la biomasa de algas al iniciar el experimento.

A continuación, las algas se introdujeron en tres botellas y, durante dos semanas, se

expusieron a un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas utilizando como fuente de luz una bombilla de

22 led de 5W y 407 lumenes (figura 26).

Transcurridas las dos semanas se determinó la concentración celular y el intercambio de CO2

durante un periodo de 24 horas. Se tomaron 50 ml de cultivo de cada botella, se filtraron y se

pesaron repitiendo el proceso descrito anteriormente (figura 26). Se obtuvo la media de peso de las

tres medidas y consideramos que:

Producción Neta = Biomasa Final – Biomasa Inicial

Como la energía empleada para el funcionamiento de la lámpara led se puede calcular en

calorías y la biomasa obtenida también se puede transformar en calorías, podemos averiguar la

eficiencia fotosíntetica de nuestras algas.

24

3.2.2 Método para la determinación de la eficiencia coulómbica de las bacterias

Al igual que en el apartado anterior sobre el microcosmo seleccionado decidimos determinar

la eficiencia coulómbica de las bacterias. Para ello, con la experiencia que habíamos desarrollado

construyendo los microcosmos, decidimos hacer unas pilas microbianas que rindieran mayor

voltaje y ocuparan menos espacio. Cultivamos, utilizando el lodo del microcosmo, las bacterias

sobre fieltros de carbono que luego emplearíamos como electrodos. Las bacterias de género

Geobacter requieren glucosa o acetato y ausencia de oxigeno para crecer.

A continuación, diseñamos una pila microbiana que se caracterizaba por tener un ánodo

formado por dos círculos de fieltro de carbono de un diámetro de 9 cm. Los dos círculos de fieltro

se encontraban separados por un círculo de polispan. El cátodo estaba formado por una rejilla de

acero que se encontraba separada del anodo por unas bolas de cristal. Ánodo y cátodo se

encontraban cubiertos por agua (figura 27).

Figura 27. La fotografía de la izquierda se pueden ver los componentes de la pila microbiana y en la dos situadas a la

derecha su disposición: 1 rejilla del cátodo, 2 bolas de cristal, 3 primer fieltro del ánodo, 4 cubierta de polispan, 5

segundo fieltro del ánodo.

Esta pila, al igual que los microscosmo, fue caracterizada por su curva de potencia-voltaje,

llegando a desarrollar un tensión de 0,5 V. Cuatro pilas asociadas en serie podían alcanzar los 2 V

(figura 28).

Figura 28. Cuatro pilas microbianas asociadas en serie desarrollan una tensión de 2,22 V.

25

Como sabemos por el trabajo pionero de Michael Cresse Potter (1911), el voltaje de las

baterías microbianas se encuentra condicionado por el grado de concentración de nutrientes en el

medio. Aunque Potter llegó a conclusiones muy diferentes de las que se manejan hoy día (Alzate-

Gaviria et al, 2008), su trabajo sigue siendo una referencia en este tipo de investigaciones (figura

29).

Figura 29. La gráfica de la izquierda (Potter, 1911) muestra las variaciones de voltaje con soluciones de distintos grados

de concentración de glucosa. Se puede observar cómo, a altos grados de concentración, sobre una medida estándar de

levadura (5g) y a 25º C de temperatura, las levaduras desarrollan voltajes más bajos. La gráfica de la derecha (Alzate-

Gaviria et al, 2008) muestra el voltaje máximo obtenido a partir de la concentración de glucosa en un pila microbiana

formada por bacterias. Se puede ver cómo la producción de voltaje sigue una cinética de saturación: el voltaje se

incrementa a medida que la concentración de glucosa aumenta, manteniéndose constante a partir de una concentración

de 1000 ppm en 1,15 V.

De la misma manera que la concentración de glucosa condiciona el voltaje, debemos tener

presente que el voltaje decaerá según la glucosa vaya siendo consumida por el inóculo (figura 30).

Figura 30. Generación de voltaje a partir de glucosa como sustrato. Se observa la dinámica de generación de corriente

eléctrica en una pila de bacterias, donde el voltaje disminuye gradualmente a medida que la materia orgánica contenida

en el inóculo es consumida (Alzate-Gaviria et al, 2008).

A partir de estas dos ideas se establece la idea de la eficiencia coulómbica como la relación

entre el número de coulombios realmente transferidos al ánodo desde el sustrato (Cp) y el número

máximo posible de coulombios transferidos si todo el sustrato fuera capaz de producir corriente en

un tiempo determinado (Cti).

26

Nosotros, para determinar la eficiencia coulómbica experimental (Cp) empleamos cuatro

baterías como las descritas, dispuestas en serie, a las que añadimos una disolución de glucosa. Se

monitoreó la variación de voltaje desde el momento que se añadió la disolución con nutrientes hasta

que el voltaje volvió a caer a los valores iniciales. Para los registros de tensión se empleó una

resistencia de 220 Ω.

La Cp se calculó a partir de la gráfica de corriente en función del tiempo, integrando el área

que hay bajo la curva desde t = 0, momento en el que añadimos la glucosa a las baterías, hasta t =

momento en el que el voltaje vuelve al valor de inicio del experimento. Con esta integración se

obtiene la carga total (q) en coulombs.

Los coulombios totales teóricos producibles se obtienen estimando que las bacterias

consumen un determinado tipo de compuesto químico (en este caso, glucosa). Para el cálculo de la

cantidad teórica de coulombs que pueden ser producidos por un determinado compuesto se emplea

la ecuación:

donde F: constante de Faraday (98485 C/mol de electrones), b: número de moles de electrones

producidos por mol de sustrato, S: concentración de sustrato (g/l), v: volumen de líquido, y M: peso

molecular del sustrato.

27

3.3 Método empleado para la creación de un sistema amplificador de corriente

Como hemos visto en el apartado anterior nuestras pilas microbianas (MFC) eran capaces de

producir 2 V. Este voltaje resulta insuficiente para encender un led de luz blanca que requiere 3 V y

20 mA. Para solucionar este problema decidimos construir un amplificador de corriente. Optamos

por el modelo de Kim et al (2011), ya que los materiales que intervienen su construcción eran más

asequibles para nosotros que otros modelos (figura 31).

Figura 31. Circuito amplificador de corriente modificado de Kim et al (2011). Consta de cuatro pilas de combustible

microbiano (MFC) conectadas en serie y cuatro condensadores de 35 V y 104 microfaradios (C1 ,C2 ,C3 y C4) que se

cargan en paralelo (figura de la izquierda) y descargan simultáneamente en serie (figura de la derecha).

La descarga simultánea de los capacitadores en serie suma la carga que ha sido suministrada

por la pilas microbianas a cada uno de ellos en paralelo, pudiendo alcanzar los 8 V de salida. Como

la descarga es a la vez, es preciso controlar los interruptores de los condensadores con una placa

robótica (flowgo) conectada a un ordenador por un programa que la gestionaba (figura 32).

Figura 32. Imagen general del dispositivo, formado por las pilas microbianas (MFC), circuitos con condensadores e

interruptores, placa robótica y ordenador.

28

Como el voltaje de salida es superior al que precisa un led, ajustamos dicho voltaje con un

resistencia aplicando la siguiente fórmula:

R = (Vsalida – Vled) / Iled

donde Vsalida es 8 voltios; Vled es 3 voltios e Iled es 0,02 amperios, luego

R = 8 – 3/ 0,02 = 250 Ω

la resistencia que colocamos antes del led era de 250 ohmios (figura 33).

Figura 33. Detalle del circuito donde se puede observar la resistencia y el led.

29

4.- Resultados

4.1 Resultado del método empleado para la creación de un microcosmo formado por

algas y bacterias electrogénicas

Los ecosistemas son sistemas dinámicos, donde la materia orgánica que contienen presenta

entradas debido a la actividad de los organismos autótrofos (algas), y salidas, debido a la

respiración y los procesos de mineralización de los organismos heterótrofos (bacterias).

Dependiendo de la actividad de unos o de otros esta reserva puede aumentar o disminuir. La

actividad electrogénica de las bacterias está ligada a esta reserva. Son numerosos los trabajos donde

se relaciona la capacidad de producir electricidad con la cantidad de materia orgánica disponible en

el sistema (Strick et al 2008, Timmers 2012). Cuando nosotros construimos los microcosmos,

estuvimos registrando la tensión semanalmente y obtuvimos el resultado que se muestra la figura

34.

Figura 34 . Evolución de la tensión durante las primeras semanas de los microcosmos.

Esta gráfica la interpretamos suponiendo que, al introducir un ecosistema complejo en un

recipiente de 3 l, automáticamente los organismos presentes se ajustan a las nuevas condiciones de

espacio. En este microcosmo, las algas aportan una cantidad de materia orgánica inferior a la que

sale por la oxidación que producen las bacterias. El resultado es que las bacterias electrogénicas, al

principio, disponen de una reserva de materia orgánica importante pero, según se va consumiendo,

el voltaje que generan es menor. Probablemente el medio con menor cantidad de materia orgánica

es el de Río Tinto, de tal forma que, en una semana, el voltaje alcanzó unos valores mínimos. Los

lodos de las Salinas de San Pedro del Pinatar fueron cogidos en un lugar donde numerosos bañistas

van a tomar barros. En el caso de las Lagunas de Cantalejo, estas reciben las aguas de la depuradora

municipal, por lo que es de suponer que presentan mayor cantidad de materia orgánica y son

capaces de mantener una tensión más alta durante más tiempo.

Después del primer mes elaboramos la curva potencia-voltaje, obteniendo el siguiente

resultado (figura 35).

30

Figura 35. Gráfica donde se comparan las curvas de potencia-voltaje de los tres microcosmos y el control.

Nos llamó la atención que la curva de Salinas de San Pedro se encontraba por debajo de la

de Río Tinto. Esto lo atribuimos a un hecho que pudimos comprobar al desmontar los electrodos: la

corrosión producida por el agua de mar sobre los cables de cobre que se unían al fieltro de carbono

era tan importante que apenas tenían conexión.

La importancia de la disponibilidad de la materia orgánica, la superficie de los electrodos de

fieltro de carbono, así como acortar la longitud de los cables de cobre a la hora de producir

electricidad, quedó patente cuando hicimos la curva potencia-voltaje de la pila de combustible

microbiano (MFC) que elaboramos a partir de los lodos de las lagunas de Cantalejo (figura 36).

Figura 36. Gráfica donde se compara la curva potencia-voltaje de la pila de combustible microbiano (MFC) con la de

los microcosmos. La disponibilidad de una mayor cantidad de materia orgánica, electrodos de carbono de mayor

superficie y cables más cortos propició que fuesen capaces de generar mayor potencia. Datos disponibles en

documentos anexos.

Estos resultados nos vienen a demostrar que la idea de obtener energía directamente de los

microcosmos por el sistema de pilas de combustible microbiana (MFC) va a estar muy

condicionada a la reserva de materia orgánica que tengan. Esta reserva, de forma natural, es muy

pequeña. Por tanto, para conseguir nuestro propósito, tenemos que buscar la solución en los

microcosmos artificiales como los de Clair Folsome, donde cócteles de microorganismos puedan

trabajar en un espacio reducido y con un medio especialmente enriquecido en nutrientes.

31

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

0 100 200 300 400 500 600

mV

mW

Lagunas de Cantalejo

Río Tinto

Salinas de San Pedro

Control

0

1

2

3

4

5

6

7

0 100 200 300 400 500 600

mV

mW

Lagunas de Cantalejo

Río Tinto

Salinas de San Pedro

Control

MFC

4.2 Resultado del método empleado para la determinación de la eficiencia energética

4.2.1 Eficiencia fotosintética

A partir de los resultados del apartado anterior, nuestro estudio se centro sobre el

microcosmo de las Lagunas de Cantalejo. Este microcosmo nos aportó las algas que empleamos

para calcular la eficiencia fotosintética. Un hecho que merece la pena reseñar es que observamos

una disminución importante de la biodiversidad de algas desde la construcción del microcosmos

hasta los cultivos que llegamos a desarrollar (figura 37).

Figura 37. Tipos de algas presentes en las Lagunas de Cantalejo, de izquierda a derecha: género Chlorella, género

Scenedesmus y género Westella (Tetracoccus). Mientras que las dos primeras se hicieron dominantes en los cultivos, la

tercera llegó casi a desaparecer.

Siguiendo el método planteado, calculamos el punto de partida de nuestro experimento

averiguando la concentración celular de algas, el intercambio de CO2 que producían en 24 horas y

la biomasa presente en 50 ml de cultivo, obteniendo los siguientes resultados.

Concentración celular:5,2.104 algas/mm3

Variación diaria CO2:700 ppm

Biomasa: 0,04 g/50 ml21 de marzo de 2014

Después de dos semanas con una iluminación led de 5 W a 20º C un cultivo de 0,5 l de algas

nos dio el siguiente resultado:

Concentración celular:1,1.106 algas/mm3

Variación diaria CO2:300 ppm

Biomasa: 0,29 g/50 ml4 de abril de 2014

32

Es decir la producción neta fue de:

Pn = biomasa final – biomasa inicial = 0,29 – 0,04 = 0,25 g por cada 50 ml de cultivo.

Como el valor calorífico es de 30 a 60 kcal por 100 gramos de peso fresco de las algas

microscópicas (Margalef, 1982), la cantidad de energía almacenada en la producción neta de 0,5 l

será:

Pn = (2,5 x 60) /100 = 1,5 kcal/0,5 l de culivo

Para obtener esta producción tuvimos que emplear una lámpara led de 5w durante 168 horas

encendida (12 horas al día) esto supone en kcal:

168 x 5 = 840 W, 840 W esto equivale aproximadamente a 722 Kcal

luego la eficiencia fotosintética del cultivo es de 1,5/722 x 100 = 0,2 %

4.2.2 Eficiencia coulómbica

Cuando hicimos una siembra en placas Petri, de los microorganismos que crecían en

nuestras pilas de combustible microbianas (MFC), pensamos que obtendríamos una muestra muy

variada de colonias de especies diferentes, algo similar a las que conseguimos cuando hacemos un

cultivo con los dedos sucios. Para nuestra sorpresa se desarrolló lo que parecía ser una única

especie (figura 38).

Figura 38. La fotografia de la izquierda muestra una placa Petri con microorganismos presentes en la piel. La fotografia

de la derecha, la obtenida de los microorganismos presentes en el fieltro de carbono de una MFC.

Desconocemos si esas bacterias corresponden a las bacterias electrogénicas o es un

elemento contaminante que crece en el medio de la pila. De una manera o de otra decidimos

calcular la eficiencia coulómbica de nuestras pilas. Para ello las vaciamos del líquido que contenían

hasta ese momento y en su lugar añadimos una disolución de glucosa de 1 g/l . El volumen de

33

disolución que empleamos para rellenar las MFC fue de 0,5 l. Registramos los valores de tensión

desde el primer día del experimento hasta cuando la corriente cayó por debajo del valor inicial,

obteniendo la siguiente gráfica (figura 39).

Figura 39. Gráfica de la variación de la tensión para cuatro MFC dispuestas en serie durante dos semanas.

La carga total en coulombs (Cp) se obtiene al integrar la corriente en el tiempo (desde t = 0

hasta t = 14) de la gráfica de funcionamiento de las MFC, dando 775 C.

La cantidad teórica de coulombs (Cti) se calculó a partir de:

Dado que el sustrato empleado fue glucosa, los valores de la fórmula anterior son: F,

constante de Faraday (98485 C. mol-1 de electrones); b, número de moles de electrones producidos

por mol de sustrato (para la glucosa b = 24); S, concentración de sustrato (g.l -1); v,volumen de

líquido de las MFC; M, peso molecular del sustrato (glucosa, 180) (Liu et al.,2005). De donde

obtenemos:

Cti = (98485 x 24 x 1 x 0,5 ) / 180 = 6565,6 C

Por lo que la eficiencia coulómbica de las MFC es

Ec = (775 / 6565,6) x 100 = 11,8 %

Que es la cantidad de materia orgánica que se recupera como electricidad (Alzate-Gaviria et

al 2008).

34

4.3 Resultado del método empleado para la creación de un sistema amplificador de

corriente

Finalmente conectamos las cuatro MFC en serie al sistema amplificador de corriente. Como

hemos mencionado, los interruptores o switch estaban accionados por una placa robótica que, a su

vez, era gestionada por el ordenador. El programa informático que controla la placa robótica se

llama Flowol 2 versión 2.91 (A. Bowker, 1998). Este programa permite diseñar un diagrama de

flujo con las órdenes que tiene que cumplir la placa (Figura 40).

Figura 40. Pantalla de dialogo del programa Flowol2, mostrando el diagrama de flujo con los tiempos de carga y

descarga de los condensadores.

Al principio consideramos tiempos iguales de carga y descarga de los condensadores pero,

pronto vimos que la intensidad que generaban las MFC era insuficiente para el tiempo de carga, por

lo que la luz led dejaba de brillar después de la primera descarga (figura 41).

Figura 41. Muestra dos fotogramas del vídeo que se puede consultar en los archivos adjuntos. El primer fotograma

corresponde a la primera descarga; el segundo, a la segunda descarga de los condensadores.

35

Observamos también que, después de la primera descarga, el voltaje de nuestras MFC caía

considerablemente. A partir de este punto iban recuperando tensión hasta llegar a un máximo donde

sí se producía una nueva descarga y el led volvía a brillar. Calculamos el tiempo de carga de las

MFC que resultó ser de 2 horas (figuras 42 y 43).

Figura 42. Las imágenes corresponden a fotogramas de diferentes vídeos que se pueden consultar en los documentos

anexos. Empezando por la izquierda, podemos ver el valor del voltaje de las MFC, en el multímetro gris, en el

momento que se enciende el led. El multímetro amarillo marca el voltaje que pasa por el led. En el fotograma del centro

se ve el voltaje que desarrollan las MFC después de encender el led. A la derecha el cronómetro marca el tiempo que las

MFC han tardado en alcanzar nuevamente el máximo voltaje, dos horas.

Figura 43.La gráfica muestra el incremento de tensión de las MFC con el paso del tiempo. La bajada de tensión

coincide con la descarga de los condensadores.

Finalmente probamos a ir reduciendo los tiempos de carga de los condensadores que

permitían que el led se encendiera. El valor más pequeño que alcanzamos fue 1 segundo de led

encendido por 200 segundos de tiempo de carga, donde permanece apagado.

36

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

0 50 100 150 200 250

tiempo en minutos

vo

ltaje

en

miliv

olt

ios

5.- Conclusiones

Desarrollar microcosmos de luz fue la idea inicial de nuestro trabajo y el motivo de la foto

de la portada. Pretendíamos construir un microcosmos donde la energía fijada por las algas en

forma de enlace químico no fuese degradada a calor al ser empleada por las bacterias, sino que

tornara al sistema en forma de luz. Está claro, después del camino que hemos recorrido, que queda

mucho por investigar. Aprendimos de los microcosmos naturales que, al limitar el espacio, la carga

orgánica que pueden almacenar también disminuye, lo que hace que no puedan funcionar como

MFC, ya que desarrollarían una potencia muy baja. De Clair Folsome aprendimos la posibilidad de

crear ecosistemas que no existen en la naturaleza y que, en medios especiales, podrían llegar a

funcionar como microcosmos de luz. Nos encontramos con el problema de las eficiencia

energéticas, que suponen un gran hándicap, y que, de forma esquemática expresamos en el siguiente

gráfico que resume nuestro trabajo.

Dos semanas una lámpara led encendida a razón de 12 hora al día consume 742 kcal. Dado que la eficiencia

fotosintética (EF) de las algas es del 0,2% solo fijan en forma de moléculas orgánicas 3 kcal/100ml. Cómo la eficiencia

coulómbica de las bacterias (EC) es del 11,8% esto implica que solamente se va a transformar en electricidad 0,3 kcal

de la materia orgánica fijada por las algas. Como led consume 0,05 kcal/h, con 0,3 kcal solo podrá estar encendido 6

horas cada dos semanas. Esta luz es la que vuelve nuevamente al sistema.

La idea que perseguimos puede parecer utópica pero nada mas lejos de la realidad. En la

actualidad se siguen haciendo trabajos sobre la fisiología de las algas que son usadas en

biorreactores para la fabricación de alimentos (Walker et al. 2005) y sobre la eficiencia de los lodos

de las depuradoras para reducir la carga orgánica de las aguas residuales (Pant et al. 2007). También

se investiga en la baterías microbiológicas, ya que son mejores que las convencionales para

alimentar estaciones automáticas en lugares remotos, como las instaladas boyas marinas (Tender et

al., 2008).

Un microcosmo de luz es un ecosistema un que trata de aunar las tres líneas antes citadas.

En un futuro probablemente consigamos organismos más eficientes en el uso de la energía. Puede

que construyamos microcosmos capaces de transformar su carga orgánica en alimento o energía

según nuestra voluntad. En fin un sueño.

37

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