Upload
soniajrocha
View
763
Download
9
Embed Size (px)
Citation preview
Química Biológica Espetacular Verão em Projeto
Prof. Dr. Joaquim C. G. Esteves da Silva
Dr.ª Sónia de Jesus Rocha
Faculdade de Ciências
Universidade do Porto | Junho 2012
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 1
Índice
Introdução ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 2
Parte I – MICROSCÓPIO ÓPTICO -------------------------------------------------------------------------------- 3
Parte II – ATIVIDADES EXPERIMENTAIS --------------------------------------------------------------------- 6
1 – Células da epiderme do bolbo da cebola ------------------------------------------------------------------------ 7
2 – Observação de bactérias de iogurte ------------------------------------------------------------------------------ 9
3 – Osmose ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 11
4 – Simulação da desinfeção da água -------------------------------------------------------------------------------- 13
5 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus. ---------------------------------------------------------------- 16
6 – Catálise enzimática ---------------------------------------------------------------------------------------------------- 20
7 – Fatores que influenciam a atividade enzimática --------------------------------------------------------------- 25
8 – Propriedades das enzimas ------------------------------------------------------------------------------------------ 29
9 – Extração de proteínas ------------------------------------------------------------------------------------------------ 31
10 – Identificação de aminoácidos ------------------------------------------------------------------------------------- 34
11 – Composição química dos alimentos ----------------------------------------------------------------------------- 37
12 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológica ---------------------------------------- 41
13 – Nutrição e transporte de vertebrados --------------------------------------------------------------------------- 42
14 – Extração de ADN ----------------------------------------------------------------------------------------------------- 47
15 – Síntese do ácido acetilsalicílico (aspirina) --------------------------------------------------------------------- 50
16 – Extração da cafeína ------------------------------------------------------------------------------------------------- 53
17 – Isolamento do licopeno --------------------------------------------------------------------------------------------- 57
18 – Extração de lípidos e identificação do colesterol ------------------------------------------------------------- 60
19 – Extração de pigmentos fotossintéticos ------------------------------------------------------------------------- 66
Bibliografia ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 68
Anexos ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 70
Anexo A – Blogue ------------------------------------------------------------------------------------------------- 71
Anexo B – Pictogramas de perigo ---------------------------------------------------------------------------- 72
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 2
Introdução
As reações químicas estão na base do funcionamento dos sistemas biológicos (reações
bioquímicas) e o seu conhecimento, bem como do efeito que as substâncias químicas têm neles, permite
uma melhor compreensão do seu bom ou mau funcionamento e, portanto, da origem das doenças. Este é
um dos objetivos de uma nova área de investigação, a Química Biológica, que está na base do
desenvolvimento de meios de diagnóstico médico, vacinas e terapias inovadoras.
Assim, este projeto é uma oportunidade para compreender a interdisciplinaridade entre a química e
a biologia.
Serão realizadas experiências “espetaculares” de observação e manipulação do funcionamento
biológico das Daphnias, microrganismos e plantas e, do efeito que certas substâncias têm no seu
funcionamento. Será também efetuada a extração e síntese de biomoléculas como o ADN, proteínas,
colesterol, entre outras, que permitirá aprofundar o conhecimento dos mecanismos biológicos.
Ao longo do projeto será construído um blogue (http://quimicabiologicaespetacular.blogspot.com/)
que permitirá a divulgação dos resultados obtidos pelos participantes neste projeto (os seus comentários,
fotografias, vídeos, desenhos, etc.).
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 3
Parte I
Legendar as figuras relativas ao microscópio óptico.
Figura 1
1 – 7 –
2 – 8 –
3 – 9 –
4 – 10 –
5 – 11 –
6 –
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 4
Figura 2
1 – 6 –
2 – 7 –
3 – 8 –
4 – 9 –
5 – 10 –
Figura 3
1 – 3 –
2 – 4 –
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 5
Figura 4
1 – 3 –
2 –
Figura 5
1 – 4 –
2 – 5 –
3 – 6 –
1
2
3
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 6
Parte II
Atividades experimentais
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 7
1 – Células da epiderme do bolbo da cebola
Notas introdutórias
Uma das técnicas citológicas usadas na obtenção de preparações é a técnica de coloração.
A técnica de coloração permite uma maior diferenciação dos constituintes celulares. Podem ser usados os
seguintes corantes: solução de Ringer, solução de vermelho neutro, água iodada, solução de azul-de-
metileno. Corantes distintos coram estruturas diferentes.
Material
Microscópio óptico Tesoura
Pinça Garrafa de esguicho
Vidro de relógio Lâmina
Pipeta conta-gotas Lamela
Reagentes
Bolbo de cebola Solução aquosa de azul-de-metileno a 1% (m/V)
Água desionizada (ℓ) Solução de Ringer
Água iodada ou solução de Lugol Solução de vermelho neutro
Tabela 1.1 – Informações sobre azul-de-metileno.
Nome Azul-de-metileno
Fórmula química C16H18CℓN3S · 3H2O
Massa molar 373,90 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave
H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 1.2 – Informações sobre vermelho neutro.
Nome Vermelho neutro
Fórmula química C15H17CℓN4
Massa molar 288,78 g/mol
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 8
Procedimento experimental
A – Preparação da solução aquosa de azul-de-metileno
Usar como solvente água desionizada.
B – Preparação da solução de Ringer
Dissolver cloreto de cálcio no estado sólido, cloreto de potássio no estado sólido, hidrogenocarbonato
de sódio no estado sólido e cloreto de sódio no estado sólido em água desionizada.
C – Preparação de solução de vermelho neutro
Solução de vermelho neutro 1,0 g/L
Usar como solvente solução aquosa de ácido acético 2 mL/L
D – Preparação de água iodada ou solução de Lugol
Dissolver iodeto de potássio (s) e iodo (s) em água desionizada.
E – Observação das células da epiderme do bolbo da cebola
1. Colocar água desionizada no interior de um vidro de relógio.
2. Destacar um fragmento da epiderme da face côncava de uma túnica do bolbo da cebola, usando uma
pinça.
3. Mergulhar, o mais rapidamente possível, o fragmento da epiderme do bolbo da cebola no vidro de
relógio contendo água desionizada. Ter o cuidado de colocar a face externa do fragmento da epiderme
do bolbo de cebola virada para cima.
4. Com o auxílio de uma tesoura e mantendo o fragmento da epiderme do bolbo de cebola mergulhado
em água desionizada, dividir o fragmento em quatro partes.
5. Colocar sobre uma lâmina uma gota da solução de Ringer.
6. Com o auxílio de uma pinça, transferir uma das porções do fragmento da epiderme inicial do bolbo da
cebola, para a lâmina contendo a solução de Ringer. Ter o cuidado de manter a face externa voltada
para cima. Colocar a porção distentida sobre o corante que se encontra na lâmina.
7. Cobrir a preparação com uma lamela.
8. Observar a preparação ao microscópio, inicialmente com uma pequena ampliação.
9. Esquematizar uma pequena área e legendar.
10. Aumentar, sucessivamente, o valor da ampliação e observar.
11. Observar uma só célula e identificar as estruturas observadas.
12. Repetir os procedimentos anteriores, mas usando os corantes: água iodada, solução de vermelho
neutro e solução de azul-de-metileno.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 9
2 – Observação de bactérias de iogurte
Material
Microscópio óptico Lamparina de álcool
Agulha de dissecção Gobelé
Garrafa de esguicho Lâminas de vidro
Pipeta conta-gotas Vareta de vidro
Mola de madeira
Reagentes
Álcool etílico ou etanol (ℓ) Solução de azul-de-metileno a 1% (m/V)
Água desionizada (ℓ) Iogurte
Tabela 2.1 – Informações sobre azul-de-metileno.
Nome Azul-de-metileno
Fórmula química C16H18CℓN3S · 3H2O
Massa molar 373,90 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave
H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 2.2 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol
Fórmula química CH3CH2OH
Massa molar 46,07 g/mol
Pictograma de perigo GHS02
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 10
Procedimento experimental
1. Colocar uma gota de água na extremidade de uma lâmina de vidro.
2. Com o auxílio de uma agulha de dissecção, juntar uma pequena porção de iogurte e misturá-lo com a
água.
3. Fazer um esfregaço. [Explicação da técnica de esfregaço: Colocar na extremidade de uma lâmina uma
gota do material a observar. Seguidamente, deslocar outra lâmina sobre a anterior, de forma a
espalhar bem o material. Depois de seco, o material pode então ser fixado e corado.]
4. Secar levemente à chama da lamparina, para fixar.
5. Deitar umas gotas de álcool etílico para retirar o excesso de gordura, deixando secar ao ar.
6. Corar com a solução de azul-de-metileno durante 3 a 5 minutos.
7. Lavar com água desionizada e deixar secar ao ar.
8. Observar ao microscópio.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 11
3 – Osmose
Notas introdutórias
Esta atividade experimental pretende explorar o sentido em que ocorre o fluxo de água na membrana
celular.
Todas as células encontram-se envolvidas por uma estrutura membranar, designada por membrana
plasmática ou membrana celular.
A membrana celular delimita a fronteira entre o meio intracelular e o meio extracelular e funciona como
barreira seletiva, permitindo trocas, nos dois sentidos, de substâncias e de energia entre a célula e o meio
exterior. Assim, uma das propriedades da membrana plasmática é a permeabilidade seletiva, dado que
permite a passagem de certas substância e dificulta e/ou impede a passagem de outras substâncias.
A passagem de substâncias através da membrana celular pode ocorrer através de vários mecanismos.
Um dos mecanismos é a osmose.
Material
Microscópio óptico Pinça
Lâminas Agulha de dissecção
Lamelas Pipeta conta-gotas
Papel de filtro ou papel absorvente Marcador
Reagentes
Água desionizada (ℓ) Pétalas vermelhas de sardinheira, tulipa, violeta-
africana, folha de couve-vermelha, rosas, … Solução aquosa de cloreto de sódio 12% (m/V)
Tabela 3.1 – Informações sobre cloreto de sódio.
Nome Cloreto de sódio
Fórmula química NaCℓ
Massa molar 58,44 g/mol
Procedimento experimental
1. Com o auxílio de uma pinça, destacar dois fragmentos da epiderme superficial das pétalas.
2. Identificar duas lâminas com as letras A e B, com um marcador.
3. Colocar uma gota de água desionizada sobre a lâmina A.
4. Colocar sobre a gota de água, um dos fragmentos da epiderme de pétala.
5. Cobrir com uma lamela.
6. Colocar uma gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% na lâmina B.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 12
7. Colocar sobre a gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% o outro fragmento de epiderme da
pétala.
8. Cobrir com uma lamela.
9. Observar ao microscópio.
10. Esquematizar as observações.
11. Com uma pipeta conta-gotas, colocar uma gota de água desionizada num dos bordos da lamela da
lâmina B.
12. Colocar um pedaço de um papel absorvente na extremidade oposta da lamela, de modo a absorver o
meio de montagem. Deste modo, pretende-se substituir a solução de cloreto de sódio pela água
desionizada.
13. Observar novamente a lâmina B ao microscópio.
14. Registar as alterações que forem observadas ao longo do tempo.
Tópicos de reflexão
As células da epiderme das pétalas possuem um núcleo, citoplasma, parede celular e um vacúolo. O
vacúolo contém pigmentos dissolvidos em água, que conferem a cor caraterística das pétalas.
O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo água? Qual é a substância que vai
entrar ou sair do vacúolo?
O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo água?
Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos.
Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo água.
Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo água.
O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo uma solução concentrada de cloreto
de sódio? Qual é a substância que vai entrar ou sair do vacúolo?
O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo uma
solução concentrada de cloreto de sódio?
Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos.
Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de
cloreto de sódio.
Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de
cloreto de sódio.
Nesta experiência, a membrana celular foi permeável a que substância? E foi pouco permeável ou
impermeável a que substância?
Explica como se faz o fluxo de água, considerando a situação em que há meios com diferentes valores
de concentração. O que acontece quando os valores de concentração em ambos os meios são iguais?
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 13
4 – Simulação da desinfeção da água
Preparação de infusões para observação ao microscópio e desinfeção
Material
Gobelé
Pipeta conta-gotas
Proveta de 100 mL
Proveta de 10 mL
Microscópio
Lâminas
Lamelas
Placa de aquecimento com agitação magnética
Barra magnética
Matráz
Papel de filtro
Funil
Suporte universal
Anel adaptado a um funil
Reagentes
Amostra: água da torneira
Amostra: água de rio ou de poço
Amostra: água desionizada
Amostra: água do lago
Solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%)
Palha ou erva
Grãos de arroz
Grãos de cereais
Procedimento experimental
A – Preparação de infusões para observação ao microscópio
Amostra 1
1. Colocar um pouco de palha ou erva em água não desinfectada (não usar água da torneira).
2. Observar ao microscópio óptico um pouco da amostra de água e verificar a presença de
microorganismos.
Amostra 2
1. Num gobelé, colocar alguns grãos de cereais e caules herbáceos e água não desinfectada (não usar
água da torneira).
2. Filtrar, por gravidade, após dois dias.
3. Recolher o filtrado.
4. Observar ao microscópio uma gota do filtrado. A observação da gota ao microscópio pode ser repetida
ao longo da semana.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 14
Amostra 3
1. Recolher água de um lago.
Amostra 4
1. Colocar num gobelé, durante alguns dias, folhas de plantas em água não desinfectada (não usar água
da torneira).
2. Observar ao microscópio um pouco da amostra de água e verificar a presença de microorganismos.
Amostra 5
1. Colocar alguns grãos de arroz num gobelé com água não desinfectada (não usar água da torneira).
2. Aquecer a mistura e deixar ferver durante alguns minutos.
3. Guardar a mistura à temperatura ambiente.
4. Retirar uma porção da mistura anterior e adicionar água do mar.
5. Observar ao microscópio as duas misturas.
Usar as amostras de água nas experiências de desinfecção que se seguem e observar o efeito dos
agentes desinfetantes nos microorganismos.
B – Desinfecção da água com lixívia.
A lixívia comercial é uma solução aquosa de hipoclorito de sódio e hidróxido de sódio pelo que o seu valor
de pH é maior do que 10. Como se pode observar no seguinte diagrama de equilíbrio ácido-base do
sistema ácido hipocloroso/hipoclorito a espécie desinfectante é o anião hipoclorito.
Figura 4.1 – Diagrama de equilíbrio ácido-base do sistema ácido hipocloroso/hipoclorito.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 15
B.1 – Preparação da solução desinfectante:
Colocar num gobelé cerca de 100 mL de água desionizada.
Adicionar cerca de 1 mL da solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%).
B.2 – Desinfecção das amostras de água
Em 10 mL das amostras de água onde foram detectados microorganismos por observação ao
microscópio adicionar 1 gota da solução desinfectante.
Comparar as observações ao microscópico da população microbiana antes e após a desinfecção.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 16
5 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus.
Estudo do efeito de certas substâncias no seu batimento cardíaco.
Material
Lupa ou microscópio Papel absorvente
Caixas de Petri Suporte universal
Pipeta conta-gotas Anel adaptado a um funil
Papel de filtro Funil
Gobelé Matráz
Reagentes
Frasco contendo Dáfnias e água Álcool etílico 96%
Amostras de água para consumo humano Água da torneira
Cigarro Água desionizada (ℓ)
Café com cafeína Coca-cola com cafeína
Café sem cafeína Coca-cola sem cafeína
Saquetas de chá preto Bebida energética
Tabela 5.1 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol
Fórmula química CH3CH2OH
Massa molar 46,07 g/mol
Pictograma de perigo GHS02
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
Procedimento experimental
A – Ensaio de controlo
1. Colocar numa caixa de Petri, uma a duas gotas de água do recipiente que contém as Dáfnias.
2. Transferir, cuidadosamente, com a mesma pipeta conta-gotas uma dáfnia para a zona da caixa de
Petri onde foram colocadas as gotas de água. (Nota: Não exceder as duas gotas de água.)
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 17
3. Observar à lupa ou ao microscópio o batimento cardíaco da Daphnia magna Straus. (Nota: Se a Dáfnia
se deslocar do campo de visão, repetir a preparação colocando alguns fios de algodão no início da
preparação para a aprisionar.)
a. Colocar a preparação na platina e acender a luz (menor intensidade possível).
b. Mover o parafuso macrométrico e, observando através da(s) ocular(es), focar a preparação.
c. Utilizando apenas o parafuso micrométrico, corrigir a focagem até obter uma imagem nítida.
d. Observar a Dáfnia, prestando particular atenção à localização do coração.
4. Fazer a contagem dos batimentos cardíacos, durante 10 segundos. (Nota: Para contar o batimento
cardíaco, pode-se usar um lápis, uma folha de papel e um cronómetro. Um aluno faz um ponto com o
bico de um lápis numa folha de papel por cada batimento cardíaco que observar, enquanto outro aluno
controla o tempo. Se repetir a contagem, ou demorar mais tempo, adicionar mais uma ou duas gotas
de água à preparação.)
5. Calcular o ritmo cardíaco por minuto (BPM) multiplicando o valor obtido por 6. (Nota: O valor do ritmo
cardíaco das Dáfnias deve estar compreendido entre 200 e 300 batimentos cardíacos por minuto. Caso
o valor obtido esteja fora deste intervalo repetir a contagem dos batimentos cardíacos.)
6. Se optar por realizar três ensaios, preencher a tabela 5.2. (Nota: As contagens devem ser sempre
realizadas pela mesma pessoa.)
7. Determinar o valor médio do ritmo cardíaco por minuto (BPM). (tabela 5.3)
8. Desenhar e legendar a Daphnia magna Straus.
9. Desligar a luz do microscópio, caso não esteja a observar a Dáfnia ou a efectuar contagens.
10. Selecionar dáfnias com tamanho e idade diferente e comparar o batimento cardíaco.
Tabela 5.2 – Ritmo cardíaco por minuto nos ensaios.
Ensaio Ritmo cardíaco por 10 segundos Ritmo cardíaco por minuto (BPM)
1
2
3
Tabela 5.3 – Ritmo cardíaco por minuto.
Média do ritmo cardíaco por minuto (BPM)
B – Alterações no batimento cardíaco na presença de amostras de água
1. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras
de água usada para consumo humano.
2. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).
3. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras
de água da torneira.
4. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 18
Nota: Para substituir a água da preparação, pode-se colocar no lado direito da dáfnia uma a duas gotas da
amostra de água e colocar posteriormente papel absorvente ou apel de filtro do lado esquerdo para
absorver a água que estava inicialmente na preparação. Difundir a amostra de água, para que a dáfnia
entre em contacto com ela. Voltar a colocar a preparação no microscópio e observar a Dáfnia com baixa
intensidade luminosa.
C – Alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas drogas
Verificar as alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas substâncias como: nicotina,
cafeína, álcool.
1. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de uma solução preparada com um café
(café expresso, café solúvel com cafeína, café solúvel descafeinado).
2. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de chá preto.
3. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de refrigerantes (coca-cola com cafeína e
coca-cola sem cafeína). (Nota: deixar o recipiente aberto durante a noite para que o gás se liberte.)
Nota: As soluções de cafeína apenas têm a duração de 2 a 3 dias.
4. Preparar soluções de nicotina.
4.1 Macerar o conteúdo de um cigarro em 100 ml de água destilada durante 12h, agitando algumas
vezes.
4.2 Filtrar por gravidade.
4.3 Diluir o filtrado, conforme a concentração de nicotina no cigarro. (Nota: A concentração de nicotina
nos cigarros depende da marca e do tipo.)
Nota: As soluções de nicotina apenas têm a duração de 2 a 3 dias.
5. Preparar soluções aquosas de álcool etílico, para simular bebidas alcoólicas, de acordo com a tabela
5.4.
Tabela 5.4 – Preparação de soluções aquosas de álcool etílico.
Bebida % Álcool V (álcool etílico 96%) (mL) V (água destilada) (mL)
Cerveja sem álcool 0,5% 0,52 99,48
Cerveja 5,6 % 5,83 94,17
Vinho 12 % 12,50 87,50
Vodka 40 % 41,6 58,33
6. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de
determinadas substâncias como: nicotina, cafeína, álcool.
7. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 19
Tópicos de reflexão
Pesquisar na internet a utilização de Daphnia magna Straus em ensaios toxicológicos.
Importância da utilização do controlo.
Explicar a vantagem em utilizar três ensaios para a determinação do BPM.
Prever, testar e analisar a influência de algumas drogas, como por exemplo: cafeína, nicotina e álcool
no ritmo cardíaco da Dáfnia.
As previsões e as observações devem conter um dos seguintes registos: (a) grande aumento do ritmo
cardíaco, (b) aumento do ritmo cardíaco, (c) pequeno aumento do ritmo cardíaco, (d) ritmo cardíaco
sem alteração, (e) pequena diminuição do ritmo cardíaco, (f) diminuição do ritmo cardíaco, (g) grande
diminuição do ritmo cardíaco, (h) paragem do coração.
Testar uma das drogas, fazendo variar o tempo de exposição às mesmas, por exemplo 1 e 5 minutos.
Classificar as drogas em estimulantes ou depressoras, comparando os resultados obtidos do BPM na
presença e na ausência de drogas (Nota: Comparar o BPM na presença de drogas com o ensaio de
controlo.)
Pode-se usar a seguinte expressão matemática para classificar as drogas:
Variação BPM = média BPM (solução experimental) – média BPM (controlo)
Valor negativo, significa que ocorreu uma diminuição do ritmo cardíaco droga depressora
Valor positivo, significa que ocorreu um aumento do ritmo cardíaco droga estimulante
Explicar a necessidade de utilizar soluções diluídas das soluções experimentais testadas (drogas).
Refletir sobre o modo como as drogas afetam um organismo vivo e inclusive o ser humano.
Pesquisar sobre os possíveis efeitos destas drogas no ser humano.
Planear uma experiência que permita avaliar a influência de diferentes concentrações de detergentes
domésticos na sobrevivência da dáfnia, usando uma solução de hipoclorito de sódio 0,16%; uma
solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido.
Explicar a seleção dos reagentes: solução de hipoclorito de sódio 0,16%; solução de amoníaco a 1% e
tripolifosfato de sódio no estado sólido.
Realizar a atividade experimental planeada.
Vantagens em utilizar as dáfnias no estudo.
Cada grupo de trabalho faz o ensaio de controlo e estuda o efeito de uma das substâncias
no batimento cardíaco nas dáfnias.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 20
6 – Catálise enzimática
Efeito da temperatura e de um inibidor sobre a reacção bioquímica
Notas introdutórias
Questão:
A velocidade de uma reacção química catalisada por uma enzima pode ser alterada por acção da
temperatura ou de um inibidor?
Objecto de ensino
• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por variação
da temperatura;
• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por adição
de um inibidor;
Objectivos de aprendizagem
• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da temperatura;
• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da quantidade de inibidor;
• Interpretar os gráficos obtidos;
• Elaborar tabelas para registo de resultados.
Material
Suporte Universal Balão redondo
Rolha furada Tubo de vidro dobrado
Tina Bureta de gases
Pipetas de 3 e 5 mL Pompete
Placa de aquecimento Tina de vidro
Pipeta conta-gotas Termómetro
Tubos de ensaio Gobelés
Cronómetro
Reagentes
Água desionizada (ℓ) Inibidor: CuSO4 (aq) 0,1 mol dm-3
Batatas H2O2 3% (10 volumes) ou superior (30%)
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 21
Tabela 6.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.
Nome Peróxido de hidrogénio
Fórmula química H2O2
Massa molar 34,01 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H318 – Provoca lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 6.2 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.
Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratado
Fórmula química CuSO4 · 5H2O
Massa molar 249,69 g/mol
Pictograma de perigo HS07, GHS09
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.
Procedimento experimental
A – Preparação do extracto de catalase
1. Descascar e triturar duas ou três batatas grandes.
2. Adicionar 25 a 30 mL de água desionizada às batatas já trituradas.
3. Agitar de vez em quando e deixar em repouso durante cerca de 10 minutos.
4. Filtrar esta mistura com gaze ou um pano fino, de modo a obter uma solução límpida.
Nota: Descasque 1 batata e pese 5 g. Triture a batata e coloque-a dentro do balão.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 22
1ª Parte: Efeito de temperatura sobre a actividade da catalase
1. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.
2. Encher completamente com água a bureta de gases.
3. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro que se
encontra imerso na água da tina.
4. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.
5. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.
6. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.
7. Adicionar rapidamente, com o auxílio de uma pipeta, 3 mL de solução de catalase ao peróxido de
hidrogénio.
8. Fechar o balão.
9. Registar o tempo necessário para recolher 5 mL de oxigénio na bureta de gases.
10. Registar de novo o tempo necessário para recolher mais 5 mL de oxigénio (10 mL no total).
11. Repetir sucessivamente o procedimento anterior, até que toda a bureta de gases esteja cheia de
gases.
12. Desmontar a experiência e lave convenientemente o balão e a bureta de gases.
13. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.
14. Encher completamente com água a bureta de gases.
15. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro que
se encontra imerso na água da tina.
16. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.
17. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.
18. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.
19. Repetir os procedimentos de 1. a 6., mas colocando agora o balão numa tina de vidro com água e
gelo.
20. Registar, ao fim de 5 minutos, a temperatura do banho de água e gelo.
21. Medir e registar os intervalos de tempo necessários para recolher sucessivamente 5 mL de oxigénio e
até que toda a bureta de gases esteja cheia de gases.
22. Desmontar de novo a experiência e repetir os procedimentos de 1. a 11., mas colocando agora o balão
numa tina de vidro com água a cerca de 50ºC.
2ª Parte: Efeito de um inibidor sobre a actividade da catalase
1. Fazer uma montagem idêntica à das experiências anteriores.
2. Deitar 5 mL de peróxido de hidrogénio num tubo de ensaio e 5 mL de solução de catalase com 5 a 10
gotas de solução aquosa de sulfato de cobre noutro tubo de ensaio.
3. Colocar estes dois tubos de ensaio num gobelé que contenha água a 20ºC, durante 5 minutos.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 23
4. Deitar ao mesmo tempo o conteúdo dos tubos no balão e fechá-lo.
5. Repetir os procedimentos 9. a 11., efectuados na 1ª parte desta actividade.
Resultados
Temperatura ambiente = _________________ºC
Tabela 6.3 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperatura
ambiente.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.4 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão se
encontra num banho de água e gelo.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.5 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºC
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.6 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual se
adicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambiente
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s)
0-5
5-10
…
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 24
Tratamento dos resultados
Cálculo da velocidade média de produção de O2, em mL/s
Tabela 6.7 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperatura
ambiente.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.8 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão se
encontra num banho de água e gelo.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.9 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºC
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s)
0-5
5-10
…
Tabela 6.10 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual se
adicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambiente
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s)
0-5
5-10
…
Tópicos de reflexão
• Traçar um gráfico, para cada situação de temperatura, com base nos valores registados nas respectivas
tabelas;
• Variação da velocidade de uma reacção em função da temperatura;
• Previsão do valor ideal de temperatura para que a velocidade de reacção seja máxima;
• Variação da velocidade de uma reacção em função de um inibidor.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 25
7 – Fatores que influenciam a atividade enzimática
Temperatura e pH
Notas introdutórias
A catalase é uma enzima que é capaz de transformar o peróxido de hidrogénio (H2O2) em oxigénio (O2) e
água (H2O). A ação da catalase pode ser verificada através da libertação do oxigénio. O avivar de uma
chama permite identificar a formação de oxigénio.
Material
Tubos tipo Falcon Almofariz
Suporte para tubos de ensaio Espátula
Pipeta graduada 5,00 mL Bisturi ou faca
Pompete Palitos
Termómetro digital Fósforos
Placa de aquecimento Gobelé
Areia Pipeta conta-gotas
Reagentes
Fígado fresco Solução aquosa de ácido clorídrico 0,1 mol/dm3
Fígado cozido Solução aquosa de hidróxido de sódio 0,1 mol/dm3
Fígado congelado Água desionizada (ℓ)
Peróxido de hidrogénio (aq), H2O2 (aq) Indicador universal em papel
Tabela 7.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.
Nome Peróxido de hidrogénio
Fórmula química H2O2
Massa molar 34,01 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H318 – Provoca lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 26
Tabela 7.2 – Informações sobre ácido clorídrico concentrado.
Nome Ácido clorídrico concentrado
Fórmula química HCℓ
Massa molar 36,46 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves
H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO
ANTIVENENOS ou um médico.
Tabela 7.3 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Procedimento experimental
1. Identificar 6 tubos tipo Falcon.
2. Adicionar a cada um dos tubos 2 mL de peróxido de hidrogénio.
3. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.
4. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.
5. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 27
6. Triturar o fígado fresco.
7. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 2. Tapar
imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
8. Adicionar ao tubo tipo Falcon 3 uma pequena quantidade de fígado cozido. Tapar imediatamente o
tubo tipo Falcon.
9. Adicionar ao tubo tipo Falcon 4 uma pequena quantidade de fígado congelado. Tapar imediatamente o
tubo tipo Falcon.
10. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4 um palito com a ponta incandescente.
11. Observar o que acontece ao palito. (Nota: A formação de oxigénio pode ser visível se a chama do
palito se avivar.)
12. Colocar os tubos tipo Falcon 3 e 4 em banho-maria, a 37ºC, durante aproximadamente 10 minutos.
13. Aproximar, novamente, da extremidade dos tubos tipo Falcon 3 e 4, um palito com a ponta
incandescente.
14. Observar o que acontece ao palito.
15. Colocar uma pequena quantidade de fígado fresco triturado nos tubos tipo Falcon 5 e 6. Tapar
imediatamente os tubos tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
16. Adicionar ao tubo tipo Falcon 5 algumas gotas de solução aquosa de ácido clorídrico, de modo a que o
valor de pH seja inferior a 4. Verificar o valor de pH com o indicador universal em papel.
17. Adicionar ao tubo tipo Falcon 6 algumas gotas de solução aquosa de hidróxido de sódio, de modo a
que o valor de pH seja superior a 10. Usar o indicador universal em papel, para verificar o valor de pH.
18. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 5 e 6 um palito com a ponta incandescente.
19. Observar o que acontece ao palito.
20. Comparar a quantidade de oxigénio libertada em cada um dos tubos tipo Falcon.
Tópicos de reflexão
Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6, considerando a informação da tabela 7.4.
Tabela 7.4 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6.
Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 5 Tubo tipo Falcon 6
Fígado fresco Fígado fresco Fígado fresco
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
- Solução aquosa de ácido clorídrico Solução aquosa de hidróxido de sódio
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 28
Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática.
Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou
inativa.
Valores elevados de acidez torna a catalase ativa ou inativa?
Valores elevados de basicidade torna a catalase ativa ou inativa?
Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.5.
Tabela 7.5 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4.
Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado
Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática.
Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou
inativa.
Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.6.
Tabela 7.6 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4.
Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado
Aquecimento banho-maria Aquecimento banho-maria
O que aconteceu quando os tubos tipo Falcon foram colocados em banho-maria?
A inativação das enzimas pode ser reversível? Em que condições? Em qual dos tubos tipo Falcon foi
possível observar a reversibilidade nos tubos tipo Falcon? Em qual dos tubos tipo Falcon a enzima se
tornou permanentemente inativa?
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 29
8 – Propriedades das enzimas
Material
Areia Suporte para tubos de ensaio
Almofariz Tubos tipo Falcon
Pipeta graduada 2,00 mL Palitos
Pompete Fósforos
Bisturi Espátula
Reagentes
Fígado fresco Água oxigenada (aq), H2O2(aq) 10%
Dióxido de manganésio (s), MnO2(s)
Tabela 8.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.
Nome Peróxido de hidrogénio
Fórmula química H2O2
Massa molar 34,01 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H318 – Provoca lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 8.2 – Informações sobre dióxido de manganês
Nome Óxido de manganês (IV)
Fórmula química MnO2
Massa molar 86,94 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão
H332 – Nocivo por inalação.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 30
Procedimento experimental
1. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.
2. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz.
3. Triturar o fígado fresco.
4. Identificar 4 tubos tipo Falcon.
5. Adicionar a cada um dos tubos tipo Falcon 2 mL de peróxido de hidrogénio.
6. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.
7. Adicionar ao tubo tipo Falcon 2, uma pequena quantidade de dióxido de manganésio sólido. Tapar
imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
8. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 3. Tapar
imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
9. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3 um palito com a ponta incandescente.
10. Observar o que acontece ao palito.
11. Quando a reação terminar no tubo tipo Falcon 3, retirar o fígado do tubo de ensaio.
12. Transferir o pedaço de fígado do tubo tipo Falcon 3 para o tubo tipo Falcon 4, que contém peróxido de
hidrogénio.
13. Aproximar da extremidade do tubo tipo Falcon 4 um palito com a ponta incandescente.
14. Observar o que acontece ao palito.
Tópicos de reflexão
Tabela 8.3 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3.
Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Dióxido de manganésio Fígado fresco
Indica qual a função do tubo tipo Falcon 1.
Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3.
A presença da catalase afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou inibidor?
A presença do dióxido de manganésio afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou
inibidor?
Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 3 e 4.
A enzima foi consumida durante a reação química?
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 31
9 – Extração de proteínas
Extração da caseína do leite
Material
Gobelé Vareta de vidro
Espátula Placa de aquecimento
Pipeta conta-gotas Termómetro digital
Caixa de Petri Papel de filtro
Suporte universal Anel adaptado a um funil
Tubo de ensaio Funil
Suporte para tubos de ensaio
Reagentes
Leite em pó magro Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s)
Vinagre Hidróxido de sódio (s)
Água desionizada (ℓ) Tartarato duplo de sódio e potássio (s)
Tabela 9.1 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado
Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratado
Fórmula química CuSO4 · 5H2O
Massa molar 249,69 g/mol
Pictograma de perigo GHS07, GHS09
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 32
Tabela 9.2 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Tabela 9.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.
Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado
Fórmula química KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2O
Massa molar 282,22 g/mol
Procedimento experimental
A – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
Volume de solução de 300 mL
Usar como solvente água desionizada
B – Preparação do reagente do teste do biureto
1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.
2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio.
3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.
4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).
5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.
6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.
7. Guardar o reagente num frasco de vidro.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 33
C – Extração de caseína
1. Dissolver uma pequena quantidade de leite em pó magro em água desionizada (gobelé 1).
2. Aquecer o leite a uma temperatura de 40ºC. (Nota: Não exceder este valor de temperatura.)
3. Mantendo o leite à temperatura de 40ºC, adicionar gota a gota vinagre até ao aparecimento de um
precipitado. Agitar lentamente ao longo da adição do vinagre. (Nota: Não colocar vinagre em excesso.)
4. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para um gobelé (gobelé 2).
5. Deixar repousar o conteúdo do gobelé 2. Se algum líquido se formar, retirá-lo com auxílio de uma
pipeta conta-gotas e transferi-lo novamente para o gobelé 1.
6. Continuar a adicionar algumas gotas de vinagre, ao gobelé 1, até precipitação completa da caseína.
7. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para o gobelé 2.
8. Filtrar por gravidade o conteúdo do gobelé 2.
9. Guardar o precipitado numa caixa de Petri.
10. Deixar secar à temperatura ambiente.
Notas:
(1) Opcional – Se usar leite com gordura, pode proceder à lavagem do precipitado com álcool etílico, dado
que a caseína é insolúvel em álcool etílico. Este procedimento serve para remover alguma gordura.
(2) O vinagre pode ser substituído por uma solução aquosa de ácido acético a 10%.
(3) A filtração por gravidade pode ser substituída por uma filtração por vácuo, caso seja difícil secar o
precipitado.
D – Presença de caseína
1. Transferir uma pequena porção de caseína para um tubo de ensaio.
2. Testar o conteúdo do tubo de ensaio, com o teste do biureto.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 34
10 – Identificação de aminoácidos
… por teste de solubilidade e reação xantoproteica
Material
Tubos de ensaio Mola de madeira
Suporte para tubos de ensaio Balança
Espátula Vidro de relógio
Vareta de vidro Proveta
Pipeta graduada 1,00 mL Espátula
Pompete Placa de aquecimento
Pipeta conta-gotas
Reagentes
Aminoácidos: cisteína, glicina, metionina, tirosina, triptofano
Hidróxido de sódio (s) Água desionizada (ℓ)
Indicador universal em papel Ácido nítrico concentrado (ℓ)
Tabela 10.1 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 35
Tabela 10.2 – Informações sobre ácido nítrico concentrado.
Nome Ácido nítrico concentrado
Fórmula química HNO3
Massa molar 63,01 g/mol
Pictograma de perigo GHS03, GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente
H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis.
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS:
enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de
contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO
ANTIVENENOS ou um médico.
Procedimento experimental
A – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
Usar como solvente água desionizada
B – TESTE DE SOLUBILIDADE
1. Colocar 2 mL de água desionizada em 5 tubos de ensaio.
2. Numerar os tubos de ensaio.
3. Adicionar, em seguida, uma pequena quantidade de cada aminoácido nos respetivos tubos de ensaio,
de acordo com a tabela 10.3.
4. Agitar cada um dos tubos de ensaio.
5. Verificar a respetiva solubilidade.
Tabela 10.3 – Teste de solubilidade.
Tubo de ensaio 1 2 3 4 5
Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano
Teste de solubilidade * * * * *
*Nota: solúvel ou não solúvel em água
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 36
C – REAÇÃO XANTOPROTEICA, para identificar a tirosina e triptofano
1. Medir 5 mg de cada um dos aminoácidos.
2. Identificar cinco tubos de ensaio (limpos e secos).
3. Transferir cada um dos aminoácidos para o respetivo tubo de ensaio.
4. Adicionar a cada um dos tubos de ensaio 1 mL de ácido nítrico concentrado.
5. Aquecer no interior da hotte, cuidadosamente, cada um dos tubos de ensaio.
6. Deixar arrefecer.
7. Observar a cor da solução. (O aparecimento de uma coloração amarela ou a formação de um
precipitado é indicador de uma reação positiva).
8. Adicionar, gota a gota, uma solução aquosa de hidróxido de sódio, até reação alcalina. Retirar
esporadicamente uma gota da amostra e verificar o valor de pH, usando papel indicador universal.
9. Observar a cor da solução. (O aparecimento de cor laranja intensa corresponde a uma reação
positiva.)
Tabela 10.4 – Reação xantoproteica.
Gobelé/tubo de ensaio 1 2 3 4 5
Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano
Reação xantoproteica * * * * *
* Nota: reação positiva ou negativa
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 37
11 – Composição química dos alimentos
Notas introdutórias
A presença de proteínas pode ser detetada a partir da reação do biureto, quando ocorre a formação de
flocos azuis que precipitam, ficando a solução com um anel violeta.
A presença de açúcares redutores pode ser visível a partir do teste de Fehling, quando se forma um
precipitado cor de tijolo. O aparecimento de um precipitado de óxido de cobre(I) (Cu2O) de cor tijolo
permite comprovar a presença de glicose.
O soluto de Lugol, na presença de amido, toma a cor azul.
Material
Balança Almofariz
Espátula Pipeta conta-gotas
Tubos de ensaio Papel de filtro
Suporte para tubos de ensaio Pipeta graduada 5,00 mL
Lamparina com álcool Proveta de plástico de 5 mL
Mola de madeira Pipeta graduada 2,00 mL
Funil Suporte universal
Matráz Anel adaptado a um funil
Reagentes
Hidróxido de sódio (s) Leite
Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s) Azeite
Tartarato de sódio e potássio tetrahidratado (s) Refrigerante
Iodeto de potássio (s) Iogurte líquido magro
Iodo (s) Maçã
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 38
Tabela 11.1 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Tabela 11.2 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.
Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratado
Fórmula química CuSO4 · 5H2O
Massa molar 249,69 g/mol
Pictograma de perigo GHS07, GHS09
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.
Tabela 11.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.
Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado
Fórmula química KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2O
Massa molar 282,22 g/mol
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 39
Tabela 11.4 – Informações sobre iodo.
Nome Iodo
Fórmula química I2
Massa molar 253,81 g/mol
Pictograma de perigo GHS07, GHS09
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H312 – Nocivo em contacto com a pele.
H332 – Nocivo por inalação.
H400 – Muito tóxico para os organismos aquáticos.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção.
Tabela 11.5 – Informações sobre iodeto de potássio.
Nome Iodeto de potássio
Fórmula química KI
Massa molar 166,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão
H315 – Provoca irritação cutânea
H319 – Provoca irritação ocular grave.
Recomendações de prudência P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Procedimento experimental
A – Preparação da solução A de Licor de Fehling
1. Dissolver 6,9 g sulfato de cobre(II) pentahidratado em 100 mL de água desionizada.
2. Guardar a solução num frasco devidamente identificado.
B – Preparação da solução B de Licor de Fehling
1. Dissolver cerca de 35 g tartarato de sódio e potássio e 5 g hidróxido de sódio em 100 mL de água
desionizada.
2. Guardar a solução num frasco de plástico, devidamente identificado.
Nota: As soluções de licor de Fehling A e B devem ser guardadas em frascos separados e usadas na
proporção de 1:1.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 40
C – Preparação de água iodada
1. Dissolver iodeto de potássio sólido em água desionizada.
2. Adicionar iodo, no estado sólido.
3. Agitar a mistura.
4. Guardar num frasco de vidro escuro, devidamente identificado.
D – Preparação de solução aquosa de hidróxido de sódio a 10% (m/V)
Usar como solvente água desionizada.
E – Preparação de solução aquosa de sulfato de cobre a 1% (m/V)
Usar como solvente água desionizada.
F – Análise da composição química dos alimentos
1. Selecionar um dos alimentos.
2. Se o alimento estiver no estado sólido, macerar o alimento com o auxílio de um almofariz.
3. Medir 10 g do alimento selecionado.
4. Identificar os quatro tubos de ensaio.
5. Colocar no tubo de ensaio A uma pequena quantidade de amostra.
6. Retirar do tubo de ensaio, umas gotas de amostra e colocá-las sobre papel de filtro.
7. Deixar evaporar à temperatura ambiente o papel de filtro contendo a amostra.
8. Observar o papel de filtro seco.
9. Colocar no tubo de ensaio B, aproximadamente 2 mL de amostra.
10. Adicionar 2 gotas de solução aquosa de sulfato de cobre.
11. Adicionar, posteriormente, 4 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio.
12. Agitar o conteúdo do tubo de ensaio.
13. Observar a cor.
14. Transferir cerca de 2 mL de amostra para o tubo de ensaio C.
15. Adicionar 1 mL de solução A de licor de Fehling.
16. Posteriormente adicionar 1 mL de solução B de licor de Fehling.
17. Acender a lamparina.
18. Com uma mola de madeira, segurar o tubo de ensaio e aquecer a mistura.
19. Observar a mudança de cor e o aparecimento de um precipitado cor de tijolo.
20. Apagar a lamparina.
21. Colocar o tubo de ensaio no suporte para tubos de ensaio.
22. Colocar no tubo de ensaio D a amostra.
23. Adicionar 10 gotas de água iodada.
24. Observar a cor.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 41
12 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológica
Material
Pipeta conta-gotas Pinça
Gobelé
Reagentes
Ovo Água desionizada (ℓ)
Água iodada Solução de amido
Procedimento experimental
A – Preparação da solução de amido
1. Medir 1,25g de amido.
2. Adicionar uma pouco de água fria até formar uma pasta.
3. Acrescentar água desionizada quente (sem ter entrado em ebulição) até perfazer um volume de 50 mL.
4. Agitar bem.
B – Difusão
1. Partir o ovo em duas metades.
2. Retirar o conteúdo. (Nota: Guardar o conteúdo para outra atividade experimental. Pretende-se usar
apenas a casca do ovo.)
3. Usar apenas uma das metades do ovo e guardar a outra metade.
4. Bater a extremidade da metade do ovo mais afastada dos bordos, ao de leve na bancada de trabalho,
de modo a rachar a casca.
5. Cuidadosamente, retirar com o auxílio de uma pinça os fragmentos da casca, de modo a não romper a
membrana interna e a deixar uma pequena parte desta membrana a nu.
6. Verificar que não houve ruptura da membrana, por adição de uma pequena quantidade de água no
fundo da casca.
7. Colocar a solução de amido previamente preparada num gobelé. O diâmetro do gobelé tem que ser
inferior ao diâmetro da casca do ovo.
8. Introduzir a metade do ovo no gobelé contendo a solução de amido. A zona onde a membrana ficou
exposta (fundo da casca do ovo) deve estar em contacto com a solução de amido.
9. Colocar algumas gotas de solução de Lugol ou água iodada dentro da casca do ovo.
10. Observar o que acontece.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 42
13 – Nutrição e transporte de vertebrados
Material
Gobelé Suporte para tubos de ensaio
Fio Tubos de ensaio
Molas Proveta graduada 20 mL
Pompete Pipeta graduada 5,00 mL
Lamparina com álcool corado Fósforos
Mola de madeira
Reagentes
Tripa de porco ou membrana de diálise (fragmentos de 10 a 15 cm)
Água desionizada (ℓ) Sal duplo de tartarato de sódio e potássio (s)
Clara de ovo Sulfato de cobre pentahidratado (s)
Vitamina C /ácido ascórbico (s) Solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
Glicose (s) Solução de indofenol a 1%
Amido (s) Solução A e B de Licor de Fehling
Cloreto de sódio (s) Água iodada
Solução de nitrato de prata
Tabela 13.1 – Informações sobre indofenol.
Nome Indofenol
Fórmula química C12H9NO2
Massa molar 199,21 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 43
Tabela 13.2 – Informações sobre cloreto de sódio.
Nome Cloreto de sódio
Fórmula química NaCℓ
Massa molar 58,44 g/mol
Tabela 13.3 – Informações sobre nitrato de prata.
Nome Nitrato de prata
Fórmula química AgNO3
Massa molar 169,87 g/mol
Pictograma de perigo GHS03, GHS05, GHS09
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente.
H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis.
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.
Tabela 13.4 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.
Nome Sulfato de cobre pentahidratado
Fórmula química CuSO4 · 5H2O
Massa molar 249,69 g/mol
Pictograma de perigo GHS07, GHS09
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 44
Tabela 13.5 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Tabela 13.6 – Informações sobre ácido ascórbico.
Nome Ácido ascórbico
Fórmula química C6H8O6
Massa molar 176,12 g/mol
Tabela 13.7 – Informações sobre glicose.
Nome Glicose
Fórmula química C6H12O6
Massa molar 180,16 g/mol
Procedimento experimental
A – Preparação da solução aquosa de nitrato de prata
Usar como solvente água desionizada.
B – Preparação do reagente do teste do biureto
1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.
2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio
3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.
4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).
5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.
6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.
7. Guardar o reagente num frasco de vidro.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 45
C – Preparação de amostras para posterior identificação de substâncias
1. Preparar a solução aquosa de glicose 20%.
2. Preparar a solução de amido 1%.
3. Preparar a solução diluída de clara de ovo (1:5).
4. Preparar a solução aquosa de vitamina C 0,5%.
5. Preparar a solução aquosa de cloreto de sódio 5%
6. Mergulhar a tripa num gobelé com água desionizada até se tornar maleável.
7. Retirar a tripa do gobelé.
8. Fechar uma das extremidades a tripla.
9. Introduzir no interior da tripa, cerca de 5 ml das soluções, preparadas nos pontos 1, 2, 3 e 4 e 5.
10. Fechar a outra extremidade da tripa.
11. Mergulhar a tripa em 250 mL água desionizada. Utilizar molas para prender as extremidades da tripa
ao gobelé ou um fio para atar cada uma das extremidades da tripa.
12. Identificar 5 tubos de ensaio.
13. Após 5 minutos, retirar cerca de 5 mL do conteúdo do gobelé, onde se encontra mergulhada a tripa,
numa zona próxima da tripa.
14. Transferir para o tubo de ensaio 1.
15. Após 15 minutos retirar uma nova amostra do conteúdo do gobelé.
16. Transferir a amostra para o tubo de ensaio 2.
17. Após 25 minutos retirar nova amostra do conteúdo do gobelé.
18. Transferir para o tubo de ensaio 3.
19. Após 35 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.
20. Transferir para o tubo de ensaio 4.
21. Após 40 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.
22. Transferir para o tubo de ensaio 5.
D – Identificação de substâncias
1. Identificar as substâncias presentes em cada um dos tubos de ensaio, de acordo com a tabela 13.8.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 46
Tabela 13.8 – Identificação de glicose, proteínas, vitamina C, amido e cloreto de sódio.
Amostra Substância a identificar Teste
Tubo de ensaio 1
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata
Tubo de ensaio 2
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata
Tubo de ensaio 3
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata
Tubo de ensaio 4
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata
Tubo de ensaio 5
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata
Tópicos de reflexão
De entre as substâncias (glicose, proteínas, vitamina C, cloreto de sódio e amido) indicar quais as que
conseguiram atravessar a tripa de porco
Papel do intestino delgado na digestão
Função do intestino
Uso da membrana de diálise
Esquema representativo do intestino delgado e o sangue
Processo de absorção é imediato ou não?
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 47
14 – Extração de ADN
Notas introdutórias
O significado da sigla ADN é ácido desoxirribonucleico. Em inglês, representa-se por DNA,
deoxyribonucleic acid.
A molécula de ADN está presente em todos os seres vivos, vegetais e animais.
Material
Almofariz Proveta 50 mL
Bisturi Tubo de ensaio
Banho de gelo Espátula
Papel de filtro Vareta de vidro
Proveta 10 mL Anel adaptado a um funil
Balança Funil
Suporte para tubos de ensaio Suporte universal
Pipeta conta-gotas Matráz
Placa de aquecimento
Sacos
Gobelé
Reagentes
Detergente da loiça Kiwi, cebola, ervilha, morango, banana
Água desionizada (ℓ) Etanol 96% frio
Sal de cozinha
Tabela 14.1 – Informações sobre o etanol.
Nome Etanol
Fórmula química CH3CH2OH
Massa molar 46,07 g/mol
Pictograma de perigo GHS02
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 48
Procedimento experimental
A – Preparação da solução de extração de ADN
1. Preparar uma mistura contendo 50 mL de água desionizada, 5 mL de detergente da loiça e 1,5 g de sal
de cozinha.
2. Agitar lentamente para evitar a formação de espuma.
B – Extração de ADN
1. Descascar a amostra e cortá-la em pedaços.
2. Transferir os pedaços da amostra para um almofariz e com o auxílio de um pilão, triturar.
3. Adicionar a solução de extração de ADN à amostra triturada.
4. Continuar a triturar a mistura no almofariz, de modo a obter um líquido espesso e homogéneo.
5. Colocar a mistura em banho-maria, durante cerca de 15 minutos.
6. Arrefecer a mistura, à temperatura ambiente ou em banho de gelo.
7. Filtrar, através de uma filtração por gravidade, o preparado.
8. Retirar uma pequena quantidade de filtrado para um tubo de ensaio (cerca de ½ da capacidade do
tubo de ensaio.
9. Adicionar, lentamente, uma pequena quantidade (cerca de 5 mL) de etanol 96% frio (proveniente do
frigorífico ou congelador) até se observar duas fases. A adição de etanol pode ser feita com uma pipeta
conta-gotas. O etanol deve escorrer lenta e cuidadosamente através das paredes do tubo de ensaio.
Não deve ocorrer mistura do etanol com o líquido que se encontra na fase inferior.
10. Colocar o tubo de ensaio num banho de gelo durante aproximadamente 2 a 3 minutos.
11. Deixar repousar.
12. Observar a interface entre as duas fases.
13. Com o auxílio de uma vareta de vidro, retirar com cuidado uma amostra de ADN.
Nota:
Observar cuidadosamente a consistência da camada.
O ADN precipita com o álcool e fica na parte inferior da fase alcoólica, logo acima da fase aquosa.
A pectina fica na superfície da fase alcoólica, apresenta consistência gelatinosa e abundante com
abundantes bolhas de ar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 49
Tópicos de reflexão
Função de cada um dos reagentes, sal das cozinhas, detergente da loiça e do etanol.
Motivo pelo qual se filtra a mistura.
Temperatura do álcool etílico
Extração de ADN a partir de células vegetais e animais
Uso de diferentes fontes de ADN: morango, kiwi, banana, ervilhas (demolhadas)
Modo de procedimento de trituração da amostra: almofariz, liquificadora, varinha mágica ou
esmagamento num saco de plástico
Quantidade de solução de extração de ADN
Uso de diferentes detergentes ou sabões: sabão, detergentes em pó, detergentes líquidos, champôo,
gel de banho, sabonete líquido
Uso de álcool isopropílico em vez de álcool etílico
Uso de álcool etílico 70%
Necessidade do banho-maria
Utilidade da centrifugação após a precipitação do ADN
O método usado permite extrair exclusivamente ADN?
Vantagens da extração de ADN vegetal
Problemas na identificação do ADN após a conclusão da atividade experimental
Dificuldades em discernir entre ADN e pectinas
Elencar um conjunto de vegetais onde seja mais fácil identificar o ADN
Elencar um conjunto de vegetais onde seja mais difícil identificar o ADN
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 50
15 – Síntese do ácido acetilsalicílico (aspirina)
Material
Balança Placa de aquecimento
Matráz Gobelé
Proveta 10,0 mL Vareta de vidro
Suporte universal Espátula
Garra Pipeta graduada 1,00 mL
Noz Pompete
Proveta 100 mL Papel de filtro
Funil de bückner kitasato
Aparelho para medir ponto de fusão Termómetro digital
Tubos capilares Garrafa de esguicho
Argola de borracha
Reagentes
Ácido salicílico (s) Solução aquosa de hidróxido de bário
Água desionizada (ℓ) Ácido sulfúrico concentrado (ℓ)
Anidrido acético (ℓ)
Tabela 15.1 – Informações sobre hidróxido de bário.
Nome Hidróxido de bário octohidratado
Fórmula química Ba(OH)2 · 8H2O
Massa molar 315,46 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
H332 – Nocivo por inalação.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 51
Tabela 15.2 – Informações sobre ácido sulfúrico.
Nome Ácido sulfúrico concentrado
Fórmula química H2SO4
Massa molar 98,08 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Tabela 15.3 – Informações sobre ácido salicílico.
Nome Ácido salicílico
Fórmula química C7H6O3
Massa molar 138,12 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H318 – Provoca lesões oculares graves
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 15.4 – Informações sobre anidrido acético.
Nome Anidrido acético
Fórmula química (CH3CO)2O
Massa molar 102,09 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H226 – Líquido e vapor inflamáveis.
H302 – Nocivo por ingestão.
H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
H332 – Nocivo por inalação.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 52
Procedimento experimental
1. Medir, 5,00 g de ácido salicílico no estado sólido, para um matráz.
2. Adicionar 10 mL de anidrido acético.
3. Agitar vigorosamente até formar uma mistura homogénea.
4. Preparar um banho de água na hotte: colocar um gobelé com água em cima de uma placa de
aquecimento.
5. Colocar o matráz no interior do gobelé, usando um suporte universal para o fixar.
6. Acoplar à montagem um termómetro digital, para medir a temperatura do conteúdo do matráz.
7. Adicionar 8-10 gotas de ácido sulfúrico concentrado.
8. Aquecer durante alguns minutos a cerca de 45ºC, com agitação manual, até que a reacção cesse.
9. Adicionar, cuidadosamente, 10 mL de água desionizada ao matráz, agitando até que não haja
libertação de vapores de ácido acético.
10. Retirar o matráz do banho-maria.
11. Adicionar 100 mL de água desionizada e deixar arrefecer em repouso. Observar a formação de cristais
de ácido acetilsalicílico.
12. Filtrar por vácuo, em papel de filtro previamente “pesado”.
13. Lavar os cristais com uma pequena quantidade de água fria, até que o filtrado não apresente formação
de precipitado com solução de hidróxido de bário.
14. Secar ao máximo.
15. Secar ao ar.
16. Determinar a massa de composto obtida.
17. Determinar o ponto de fusão, usando um aparelho automático.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 53
16 – Extração da cafeína
… a partir de chá preto
Notas introdutórias
Nesta atividade experimental, a fonte da cafeína é o chá preto.
A fórmula química molecular da cafeína é C8H10N4O2. A figura 16.1 apresenta a respetiva fórmula de
estrutura.
Fig. 16.1 – Fórmula de estrutura da cafeína.
Esta atividade experimental deve ser realizada na hotte, sendo o uso de luvas e de óculos de proteção
obrigatório. Deve manter os reagentes afastados de fontes de ignição.
Material
Suporte universl Garra
Noz Papel de filtro
Anel adaptado a um funil Proveta graduada 100 mL
Funil de decantação Placa de aquecimento com agitação magnética
Balança Barras magnéticas
Espátula Garrafa de esguicho
Vareta de vidro Caixa de Petri
Gobelé Proveta graduada 25 mL
Matráz Anel de borracha
Kitasato Funil de bückner
Reagentes
Água desionizada (ℓ) Saquetas de chá preto
Carbonato de sódio (s) 1-propanol
Cloreto de sódio (s) NaHO (aq) 10%
Sulfato de sódio anidro (s)
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 54
Tabela 16.1 – Informações sobre carbonato de sódio.
Nome Carbonato de sódio
Fórmula química Na2CO3
Massa molar 105,99 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H319 – Provoca irritação ocular grave.
Recomendações de prudência P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Tabela 16.2 – Informações sobre cloreto de sódio.
Nome Cloreto de sódio
Fórmula química NaCℓ
Massa molar 58,44 g/mol
Tabela 16.3 – Informações sobre sulfato de sódio anidro.
Nome Sulfato de sódio anidro
Fórmula química Na2SO4
Massa molar 142,04 g/mol
Tabela 16.4 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química NaHO
Massa molar 40,00 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 55
Tabela 16.5 – Informações sobre 1-propanol.
Nome 1-propanol
Fórmula química CH3CH2CH2OH
Massa molar 60,10 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
H318 – Provoca lesões oculares graves.
H336 – Pode provocar sonolência ou vertigens.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. – Não
fumar.
P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Procedimento experimental
1. Colocar 2 saquetas de chá preto num gobelé de 250 mL.
2. Adicionar 75 mL água desionizada.
3. Colocar uma barra magnética no interior do gobelé.
4. Ligar o modo de agitação magnética da placa.
5. Agitar moderadamente, de modo a evitar salpicos ou transbordo do conteúdo do gobelé.
6. Tapar a parte superior do gobelé, usando uma caixa de Petri.
7. Ligar o modo de aquecimento da placa de aquecimento com agitação magnética.
8. Manter o aquecimento. Deixar ferver a água durante cerca de 10 min. Adicionar água desionizada para
substituir as perdas por evaporação.
9. Deixar arrefecer a mistura até atingir a temperatura ambiente.
10. Adicionar 26 g de cloreto de sódio e 1 g de carbonato de sódio à mistura.
11. Agitar a mistura.
12. Filtrar por vácuo a mistura.
13. Recolher o filtrado, que contém o extrato de cafeína.
14. Transferir o filtrado para o interior de um funil de decantação.
15. Adicionar 15 mL de 1-propanol.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 56
16. Agitar vigorosamente o funil de decantação. Não esquecer de abrir a torneira do funil de decantação,
quando este estiver invertido, para libertar quaisquer gases que se tenham formado entretanto. Ter o
cuidado de não agitar demasiado para evitar a formação de uma emulsão.
17. Repetir procedimento anterior até deixar de ouvir a libertação de gases.
18. Deixar repousar o conteúdo do funil de decantação, após remover a tampa do funil de decantação.
19. Observar o aparecimento de duas fases líquidas distintas.
20. Recolher a fase aquosa, que é a mais densa, para um matráz.
21. Recolher a fase orgânica, que é a menos densa, para um gobelé.
22. Transferir o conteúdo do matráz (fase aquosa) para um funil de decantação.
23. Adicionar 15 mL de 1-propanol.
24. Agitar vigorosamente o funil de decantação. Não esquecer de abrir a torneira do funil de decantação,
quando este estiver invertido, para libertar quaisquer gases que se tenham formado entretanto. Ter o
cuidado de não agitar demasiado para evitar a formação de uma emulsão.
25. Repetir procedimento anterior até deixar de ouvir a libertação de gases.
26. Deixar repousar o conteúdo do funil de decantação, após remover a tampa do funil de decantação.
27. Observar o aparecimento de duas fases líquidas distintas.
28. Recolher a fase aquosa, que é a mais densa, para um gobelé.
29. Recolher a fase orgânica, que é a menos densa, para um gobelé.
30. Transferir para um funil de decantação a fase orgânica de ambos os gobelés.
31. Adicionar 25 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio a 10% ao conteúdo do funil de decantação.
32. Agitar vigorosamente o funil de decantação. Não esquecer de abrir a torneira do funil de decantação,
quando este estiver invertido, para libertar quaisquer gases que se tenham formado entretanto.
33. Repetir procedimento anterior até deixar de ouvir a libertação de gases.
34. Remover a fase aquosa.
35. Recolher a fase orgânica para um gobelé.
36. Adicionar uma pequena quantidade de sulfato de sódio anidro (para ocorrer a secagem da fase
orgânica) e agitar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 57
17 – Isolamento do licopeno
… a partir do tomate ou da pasta de tomate
Material
Almofariz Proveta 25,0 mL
Balança Vidro de relógio
Espátula Pipeta Pasteur
Frasco com rolha Papel de alumínio
Placa com agitação magnética Barra de magnética
Espectrofotómetro Cubas
Reagentes
Acetona (ℓ) Tomate ou pasta de tomate
Etanol (ℓ) Água desionizada (ℓ)
n-hexano (ℓ)
Tabela 17.1 – Informações sobre acetona.
Nome Acetona
Fórmula química CH3COCH3
Massa molar 58,08 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H336 – Pode provocar sonolência ou vertigens.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 58
Tabela 17.2 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol ou álcool etílico
Fórmula química CH3CH2OH
Massa molar 46,07 g/mol
Pictograma de perigo GHS02
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
Tabela 17.3 – Informações sobre hexano.
Nome n-hexano
Fórmula química CH3(CH2)4CH3
Massa molar 86,18 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS07, GHS08, GHS09
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
H304 – Pode ser mortal por ingestão e penetração nas vias respiratórias.
H315 – Provoca irritação cutânea.
H336 – Pode provocar sonolência ou vertigens.
H361f – Suspeito de afectar a fertilidade.
H373 – Pode afectar os órgãos após exposição prolongada ou repetida.
H411 – Tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P281 – Usar o equipamento de protecção individual exigido.
P301 + P310 – EM CASO DE INGESTÃO: contacte imediatamente um CENTRO
DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.
P331 – NÃO provocar o vómito.
Procedimento experimental
1. Descascar um tomate e retirar as sementes.
2. Colocar o tomate num almofariz e triturar, de modo a obter uma amostra homogénea. (Nota: Pode
optar por usar pasta de tomate e omitir os pontos 1 e 2.)
3. Retirar cerca de 2,5 g da amostra homogénea.
4. Transferir a amostra para um frasco.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 59
5. Usar papel de alumínio para tapar o frasco para impedir que a amostra fique exposta à luz.
6. Registar o valor da massa do frasco contendo a amostra.
7. Transferir o frasco para a hotte e realizar os restantes procedimentos na hotte.
8. Preparar uma mistura de hexano/acetona/etanol (2:1:1 V/V/V),
9. Medir 25 mL de mistura de hexano/acetona/etanol.
10. Transferir o volume medido para o interior do frasco.
11. Colocar uma barra magnética no interior do frasco.
12. Tapar com a rolha.
13. Colocar o frasco em cima de uma placa com agitação magnética colocada na hotte.
14. Manter o conteúdo do frasco sob agitação durante 30 minutos.
15. Ao fim desse tempo parar a agitação e adicionar 5 mL de água desionizada.
16. Deixar separar as fases durante cerca de 5 a 10 minutos.
17. Com uma pipeta de Pasteur, retirar o pigmento, que fica localizado na fase orgânica, para um tubo com
rolha preta, envolto em papel de alumínio.
18. Traçar o espectro de absorção no espectrofotómetro entre 400 e 600 nm, depois de fazer a linha de
base com n-hexano. (Se estiver muito concentrado - absorvância máxima superior a 1, diluir com n-
hexano. )
19. Ler o valor da absorvância da solução ao máximo de absorção
Nota: Os resíduos devem ser colocados no frasco marcado “resíduos n-hexano”.
Tópicos de reflexão
Importância do licopeno do tomate na saúde humana
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 60
18 – Extração de lípidos e identificação do colesterol
… a partir de gema de ovo
Notas introdutórias
Nesta atividade experimental, a fonte do colesterol é a gema de ovo. Uma gema de ovo contém cerca de
200 mg de colesterol.
A fórmula química molecular do colesterol é C27H46O. A figura 18.1 apresenta a respetiva fórmula de
estrutura.
Fig. 18.1 – Fórmula de estrutura do colesterol.
Esta atividade experimental deve ser realizada na hotte, sendo o uso de luvas e de óculos de proteção
obrigatório. Deve manter os reagentes afastados de fontes de ignição.
Material
Balança Tubo graduado com rolha
Vórtex Funil
Tubo de vidro com rolha Anel adaptado a um funil
Vareta de vidro Noz
Proveta graduada 5,0 mL Suporte universal
Proveta graduada 10,0 mL Papel de filtro
Proveta graduada 50,00 mL Tubo de ensaio
Proveta graduada 100,00 mL Suporte para tubos de ensaio
Pipeta conta-gotas Garrafa de esguicho
Espátula Garra
Gobelé Frasco de vidro
Matráz Termómetro digital
Placa de aquecimento Papel parafilme
Placa com agitação magnética Banho de gelo
Barras magnéticas
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 61
Reagentes
Cloreto de cálcio (s), CaCℓ2 (s) Água desionizada (ℓ), H2O (ℓ)
Clorofórmio (ℓ), CHCℓ3 (ℓ) Anidrido acético (ℓ), (CH3CO)2O (ℓ)
Metanol (ℓ), CH3OH (ℓ) Ácido sulfúrico concentrado (ℓ), H2SO4 (ℓ)
Ácido acético glacial (ℓ), CH3COOH (ℓ) Gema de ovo
Sulfato de sódio anidro (s), Na2SO4 (s)
Tabela 18.1 – Informações sobre cloreto de cálcio
Nome Cloreto de cálcio
Fórmula química CaCℓ2
Massa molar 110,98 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H319
Recomendações de prudência P305 + P351 + P338
Tabela 18.2 – Informações sobre clorofórmio
Nome Clorofórmio
Fórmula química CHCℓ3
Pictograma de perigo GHS02, GHS07, GHS08
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225-H319-H336-H351
Recomendações de prudência P210-P261-P281-P305 + P351 + P338
Tabela 18.3 – Informações sobre metanol
Nome Metanol
Fórmula química CH3OH
Massa molar 32,04 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS06, GHS08
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225-H301-H311-H331-H370
Recomendações de prudência P210-P260-P280-P301 + P310-P311
Tabela 18.4 – Informações sobre sulfato de sódio anidro
Nome Sulfato de sódio anidro
Fórmula química Na2SO4
Massa molar 142,04 g/mol
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 62
Tabela 18.5 – Informações sobre anidrido acético
Nome Anidrido acético
Fórmula química (CH3CO)2O
Massa molar 102,09 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS05, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H226-H302-H314-H332
Recomendações de prudência P280-P305 + P351 + P338-P310
Tabela 18.6 – Informações sobre ácido sulfúrico concentrado
Nome Ácido sulfúrico concentrado
Fórmula química H2SO4
Massa molar 98,08 g/mol
Pictograma de perigo GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H314
Recomendações de prudência P280-P305 + P351 + P338-P310
Tabela 18.7 – Informações sobre ácido acético glacial
Nome Ácido acético glacial
Fórmula química CH3COOH
Massa molar 60,05 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS05
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H226-
H314
Recomendações de prudência P280-P305 + P351 + P338-P310
Procedimento experimental
A - Preparação do reagente Liebermann-Buchard
Nota: O reagente é estável durante 1 a 2 semanas, mas pode deteriorar-se se guardado por um período
maior.
Preparar 100 mL do reagente Liebermann-Buchard na hotte e num banho de gelo, dado que a reação é
exotérmica.
1. Colocar um gobelé com um banho de gelo em cima de uma placa com agitação magnética.
2. Colocar um matráz no interior do banho de gelo.
3. Colocar uma barra magnética no interior do matráz.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 63
4. Adicionar lentamente e com agitação contínua os reagentes, pela seguinte ordem: 60 mL de anidrido
acético, 10 mL de ácido sulfúrico concentrado, 30 mL de ácido acético glacial, 0,6 g de sulfato de sódio
anidro.
5. Transferir a mistura para um frasco de vidro.
6. Rotular o frasco de cidro contendo o reagente de Liebermann-Buchard.
B - Preparação da mistura clorofórmio:metanol 2:1 (V/V)
1. Medir 100 mL de clorofórmio.
2. Medir 50 mL de metanol.
3. Transferir o clorofórmio e o metanol para um frasco de vidro.
4. Rotular o frasco de vidro contendo a mistura clorofórmio:metanol.
C – Preparação de uma solução aquosa de cloreto de cálcio 0,02% (m/V)
Preparar 100 mL de uma solução aquosa de cloreto de cálcio.
1. Medir 0,02 g de cloreto de cálcio sólido, para o interior de um gobelé.
2. Dissolver o cloreto de cálcio numa pequena quantidade de água desionizada.
3. Adicionar água desionizada até perfazer um volume de 100 mL.
D – Preparação de uma solução clorofórmio:metanol:água 2:50:50 (V/V/V)
Preparar 100 mL da solução clorofórmio:metanol:água na hotte.
1. Medir, com o auxílio de provetas graduadas, 2 mL de clorofórmio, 50 mL de metanol e 50 mL de água
desionizada.
2. Misturar num gobelé o clorofórmio, o metanol e a água desionizada, medidos anteriormente.
E - Extração de lípidos a partir de gema de ovo
1. Medir, cerca de 1g de gema de ovo, directamente para um tubo de vidro, com rolha.
2. Registar o valor da massa da gema de ovo.
3. Adicionar 10 mL de mistura clorofórmio:metanol 2:1 (V/V).
4. Colocar a rolha no tubo de vidro.
5. Homogeneizar bem o conteúdo do tubo de vidro no vórtex.
6. Medir o valor da massa de um tubo graduado com rolha.
7. Filtrar o extrato anterior para um tubo graduado com rolha.
8. Registar o volume do filtrado.
9. Adicionar ao filtrado um volume de solução aquosa de cloreto de cálcio 0,02% (m/V) correspondente a
0,2 vezes o volume do filtrado.
10. Colocar a rolha no tubo graduado.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 64
11. Homogeneizar o conteúdo do tubo graduado no vórtex. Observar a distinção entre as duas fases.
12. Retirar a fase superior com o auxílio de uma pipeta conta-gotas. Eliminar o conteúdo da pipeta conta-
gotas.
13. Adicionar ao conteúdo do tubo graduado uma solução de clorofórmio:metanol:água 2:50:50 (V/V/V). O
volume da solução de clorofórmio:metanol:água 2:50:50 (V/V/V) é igual ao volume usado de solução
de cloreto de cálcio 0,02% (m/V).
14. Colocar a rolha no tubo graduado.
15. Misturar brevemente no vórtex.
16. Preparar um banho de gelo.
17. Colocar o tubo graduado no banho de gelo, até se observar a separação das duas fases.
18. Retirar, com o auxílio de uma pipeta conta-gotas, a fase aquosa. Eliminar o conteúdo da pipeta conta-
gotas.
19. Colocar a rolha no tubo graduado.
20. Medir o volume total da fase orgânica, ou seja, o volume do extrato lipídico, que se encontra no tubo
graduado.
21. Retirar 1 mL da fase orgânica, ou seja, do extrato lipídico, com o auxílio de uma pipeta conta-gotas,
para um tubo de ensaio.
22. Identificar o tubo de ensaio contendo o extrato lipídico.
23. Colocar o tubo graduado, contendo a fase orgânica, na hotte para o dia seguinte, até evaporar o
solvente até à secura. (Nota: Deixar o tubo graduado destapado.)
24. Medir o valor da massa do tubo graduado contendo o extrato lipídico seco, ou seja, do conjunto tubo
graduado + “lípidos totais”.
25. Determinar a quantidade de “lípidos totais” por grama de gema de ovo.
26. Identificar e guardar o extrato lipídico.
F – Identificação do colesterol total
1. Colocar o tubo de ensaio contendo o extrato lipídico, na hotte.
2. Adicionar, lentamente, 5 mL do reagente de Liebermann-Buchard, homogeneizando simultaneamente
o conteúdo do tubo de ensaio.
3. Tapar o tubo de ensaio com papel parafilme.
4. Colocar o tubo de ensaio em banho-maria a 35ºC, durante aproximadamente 10 a 15 min. (Nota: O
teste pode ser realizado à temperatura ambiente, contudo se o tubo de ensaio for colocado em banho-
maria a reação será mais rápida.)
5. Observar a cor do conteúdo do tubo de ensaio. (Nota: O método Liebermann-Buchard permite
identificar o colesterol total, através do aparecimento do complexo corado de azul esverdeado.)
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 65
Tópicos de reflexão
Importância do estudo dos lípidos no diagnóstico médico.
A influência dos hábitos alimentares sobre a saúde.
O que é o colesterol
Análise dos níveis de colesterol no sangue
Valores de colesterol no sangue desejáveis
Gorduras saturadas versus gorduras insaturadas
Alimentação e exercício físico na prevenção e tratamento de hipercolesterolemia
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 66
19 – Extração de pigmentos fotossintéticos
… a partir de folhas de espinafres
Material
Suporte universal Anel adaptado a um funil
Funil Papel de filtro
Vareta de vidro Matráz
Almofariz Areia
Caixa de Petri
Reagentes
Álcool etílico a 90% Folhas de espinafres
Tabela 19.1 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol ou álcool etílico
Fórmula química CH3CH2OH
Massa molar 46,07 g/mol
Pictograma de perigo GHS02
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
Tabela 19.2 – Informações sobre acetona.
Nome Acetona
Fórmula química CH3COCH3
Massa molar 58,08 g/mol
Pictograma de perigo GHS02, GHS07
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H336 – Pode provocar sonolência ou vertigens.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.
P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 67
Procedimento experimental
1. Cortar em pedaços folhas de espinafes.
2. Colocar as folhas de espinafres num almofariz.
3. Triturar as folhas de espinafres, adicionando areia.
4. Adicionar uma pequena quantidade de álcool etílico.
5. Agitar com o auxílio de uma vareta de vidro.
6. Filtrar por gravidade a mistura.
7. Transferir o filtrado para o interior de uma caixa de Petri.
8. Cortar um pedaço de papel de filtro, com o formato de um retângulo.
9. Dobrar o papel de filtro a meio.
10. Mergulhar a extremidade inferior do papel de filtro no filtrado.
11. Aguardar alguns minutos.
12. Observar o que acontece ao papel de filtro.
Tópicos de reflexão
Em que consiste o processo de maceração?
Qual a função do solvente orgânico usado?
Como ocorre a separação de pigmentos fotossintéticos?
Como se designa a técnica de separação usada na parte final do processo?
Identifica os pigmentos fotossintéticos pela coloração.
Nota: Substituir o álcool etílico por acetona.
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 68
Bibliografia
Martins, Isabel e outros; Programa de Química de 12º Ano do Curso Científico-Humanístico de
Ciências e Tecnologias; Direcção Geral de Inovação e de Desenvolvimento Curricular; Ministério da
Educação; 2004.
Dantas, Maria e Ramalho, Marta; Caderno de Actividades Laboratoriais – Jogo de partículas – Química
12º ano; Texto Editores; Lisboa; 2005.
Gil, Victor e outros; 12 Q – Química 12ºano; Texto Editores; Lisboa; 2005.
Matias, Osório; Martins, Pedro; Biologia e Geologia, ano 1, Biologia 10/11, Ensino Secundário; Areal
Editores; Maia; 2007.
Matias, Osório; Martins, Pedro; Dias, A. Guerner; Guimarães, Paula; Rocha, Paulo; Biologia e Geologia
10/11 – Caderno de actividades, ano 1, Ensino Secundário; Areal Editores; Maia; 2007.
Matias, Osório; Martins, Pedro; Biologia 11 - Biologia e Geologia 11ºano, Ensino Secundário; 1ª edição;
Areal Editores; Maia; 2008.
Matias, Osório; Martins, Pedro; Biologia 12 – parte 1, Ensino Secundário; 1ª edição; Areal Editores;
Maia; 2009.
Matias, Osório; Martins, Pedro; Biologia 12 – parte 2, Ensino Secundário; 1ª edição; Areal Editores;
Maia; 2009.
Silva, Amparo Dias; Mesquita, Almira Fernandes; Gramaxo, Fernanda; Santos, Maria Ermelinda;
Baldaia, Ludovina; Félix, José Mário; Terra, Universo de Vida 2ª parte Biologia, Biologia e Geologia –
10º ou 11º (Ano 1); Porto Editora; Porto; 2007.
Simões, Teresa Sobrinho; Queirós, Maria Alexandra; Simões, Maria Otilde; Técnicas Laboratoriais de
Química – bloco II; Porto Editora; Porto; 2003.
Pinto, Ana Maria; Fialho, Elisa; Mascarenhas, Maria Alice; Inácio, Maria José; Técnicas Laboratoriais
de Biologia I; 1ª edição; Texto Editora; Lisboa; 1994.
Visionarium – Centro de Ciência do Europarque; Modelo Biológico para Testar os Efeitos das Drogas
no Ritmo Cardíaco - Manual do Kit escolar do Projecto Daphnia.
http://visionarium-daphnia1.blogspot.pt/p/outros-recursos.html (consultado a 27 de junho de 2012)
http://visionarium-daphnia2.blogspot.pt/p/outros-recursos.html (consultado a 27 de junho de 2012)
https://sites.google.com/site/clubedasciencias/Home/fotos (consultado a 27 de junho de 2012)
https://docs.google.com/viewer?a=v&pid=sites&srcid=ZGVmYXVsdGRvbWFpbnxjbHViZWRhc2NpZW5
jaWFzfGd4OjM4OWJlMGIwNWYwNGQ3Mg&pli=1 (consultado a 27 de junho de 2012)
http://www.infopedia.pt/$extraccao-e-identificacao-da-cafeina-do-cha (consultado a 26 de junho de
2012)
http://homepages.ius.edu/dspurloc/c122/casein.htm (consultado a 28 de junho de 2012)
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 69
http://courses.chem.psu.edu/chem36/Web%20Syn06/Exp112Syn06.pdf (consultado a 28 de junho de
2012)
http://www.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/praticas_proteinas/ponto_isoeletrico.htm (consultado a
28 de junho de 2012)
http://www.apsu.edu/sites/apsu.edu/files/chemistry/SP11_1021_ISOLATION_OF_PROTEINS_FROM_
MILK.pdf (consultado a 28 de junho de 2012)
http://www.anaseca.uac.pt/pdf_bioquimica/guia_trabalhos_praticos1.pdf (consultado a 28 de junho de
2012)
http://www.barreto.uac.pt/bqm_prat/prot04bExt_Llipidos.pdf (consultado em 18/06/2012).
https://docs.google.com/viewer?a=v&q=cache:6KKIJ9GAZogJ:www.ib.usp.br/index.php%3Foption%3D
com_docman%26task%3Ddoc_download%26gid%3D47%26Itemid%3D98+&hl=pt-
PT&pid=bl&srcid=ADGEESifq9Cfq6ZKLAHhWcFhtdB5ciaaZfDo1lV_R8bJo2z-
MQjZWjA_7WMKjWhiBWV7W1rFTtzvt4o7N-KZJzZQId2cobaq8KSBv2r3ZQr-_GxEiRX1ZN-
ieThiR4yUcL-kfEb6dIZ3&sig=AHIEtbQ1WoIf8XbCFC_fQ01C-4aKx2EZYA (consultado a 28 de junho
de 2012)
http://www.ib.usp.br/index.php?option=com_docman&task=cat_view&gid=93&Itemid=98 (consultado a
28 de junho de 2012)
Barreto, M.C. "Lipid Extraction and Cholesterol Quantification: A Simple Protocol." J.Chem. Educ. 2005,
82, 103-104.
http://employees.oneonta.edu/helsertl/CholesterolLab.html (consultado em 18/06/2012).
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1198067/pdf/biochemj00899-0098.pdf (consultado em
15/1/2009).
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 70
Anexos
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 71
Anexo A – Blogue
O blogue do projecto já está criado.
Os participantes podem incluir textos, fotografias, desenhos, vídeos, apresentações e outros documentos.
Endereço do blogue http://quimicabiologicaespetacular.blogspot.pt/
Química Biológica Espetacular 2012
Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 72
Anexo B – Pictogramas de perigo
GHS01 GHS02 GHS03
BOMBA A EXPLODIR
CHAMA CHAMA SOBRE CÍRCULO
GHS04 GHS05 GHS06
GARRAFA DE GÁS
CORROSÃO CAVEIRA SOBRE TÍBIAS CRUZADAS
GHS07 GHS08 GHS09
PONTO DE EXCLAMAÇÃO
PERIGO PARA A SAÚDE AMBIENTE