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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ
PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO DIRETORIA DE PESQUISA
PROGRAMA INSTITUCIONAL DE BOLSAS DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA – PIBIC : CNPq, CNPq/AF, UFPA,
UFPA/AF, PIBIC/INTERIOR, PARD, PIAD, PIBIT, PADRC E FAPESPA
RELATÓRIO TÉCNICO - CIENTÍFICO Período : Março/2015 a Agosto/2015 ( ) PARCIAL (X) FINAL IDENTIFICAÇÃO DO PROJETO
Título do Projeto de Pesquisa: Aspectos epidemiológicos da infecção por Leishmania infantum chagasi em cães e gatos oriundos de município de transmissão intensa para leishmaniose visceral no estado do Pará Nome do Orientador: Gustavo Góes Cavalcante Titulação do Orientador: Doutor Faculdade: Medicina veterinária Instituto/Núcleo: Universidade Federal do Pará Laboratório: Parasitologia animal Título do Plano de Trabalho: Aspectos epidemiológicos da infecção por Leishmania infantum chagasi em cães e gatos oriundos de município de transmissão intensa para leishmaniose visceral no estado do Pará Nome do Bolsista: Pedro Henrique Marques Barrozo Tipo de Bolsa : ( ) PIBIC/ CNPq ( ) PIBIC/CNPq – AF ( ) PIBIC /CNPq- Cota do pesquisador ( ) PIBIC/UFPA ( ) PIBIC/UFPA – AF (x) PIBIC/ INTERIOR ( ) PIBIC/PARD ( ) PIBIC/PADRC ( ) PIBIC/FAPESPA ( ) PIBIC/ PIAD ( ) PIBIC/PIBIT
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INTRODUÇÃO
As leishmanioses são parasitoses causadas por protozoários do gênero Leishmania
(Kinetoplastida: Trypanosomatidae) e que acometem tanto o homem quanto outros animais. O
agente etiológico da LV no Brasil é o protozoário Leishmania chagasi (sin. Leishmania infantum
chagasi), que apresenta caráter zoonótico, tendo como principal vetor biológico o flebotomíneo
Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). Atualmente, os cães são considerados os
principais reservatórios domésticos de L. infantum chagasi; contudo, em função dos hábitos
alimentares dos flebotomíneos vetores, outros animais domésticos também podem exercer um
papel no ciclo biológico do agente da LV. O crescente número de relatos de casos de
leishmaniose visceral felina indicam que os gatos domésticos podem ter grande importância no
ciclo urbano e peri-urbano de L. infantum chagasi.
Diferentes estudos realizados na Europa demonstraram uma taxa de 1,9% a 68% de
gatos soropositivos, e a infecção de L. longipalpis a partir da alimentação em gatos infectados
também já foi comprovada. Estas enfermidades podem apresentar diferentes formas clínicas
que variam de acordo com a espécie do parasito envolvido e da relação parasito-hospedeiro.
Diversos trabalhos apontam a reação em cadeia da polimerase (PCR) e a reação em cadeia da
polimerase em tempo real como sendo ferramentas de grande valia para o diagnóstico da
infecção em diferentes tecidos animais. O presente projeto tem por objetivo diagnosticar e
comparar as taxas da infecção natural por Leishmania infantum chagasi em cães e gatos
residentes em comunidades rurais do município de São Domingos do Capim, estado do Pará.
O projeto será desenvolvido em São Domingos do Capim (S01º40’27’’ e W47º46’16’’), que fica
localizado na mesorregião nordeste do estado do Pará. São Domingos do Capim é classificado
como área de transmissão intensa dos agentes da LV em humanos.
JUSTIFICATIVA
No período de 1990 a 2007 foram confirmados 561.673 casos humanos de
leishmanioses no Brasil, sendo 508.193 (90,5%) provocados pelas espécies L. (V.) braziliensis,
L. (V.) guyanensis, L. (V.) lainsoni, L. (V.) naiffi, L. (V.) shawi e L. (L.) amazonensis e 53.480
(9,5%) por L. (L.) infantum chagasi (ALVES et al., 2009).
Segundo o Ministério da Saúde (2012), a LV está presente em 21 estados brasileiros,
atingindo as cinco regiões brasileiras. Entre os anos de 2006 e 2010 foram registrados 18.168
casos de LV humana no país Em 2010, a região Nordeste representou cerca de 47% dos
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casos, seguida pelas regiões Norte com 18,0%, Sudeste com 17,8% e o restante dos casos
nas regiões Centro-Oeste e Sul do Brasil. Entre os anos de 1990 e 2010, o estado do Pará foi o
recordista de registros de casos de LV em humanos na região norte, com 3.770 notificações e
taxa de letalidade de 2,9%.
Desde o ano de 2003, os municípios brasileiros com transmissão de LV foram
estratificados segundo a intensidade da transmissão em esporádica, moderada e intensa. As
estratégias de vigilância e controle também passaram a ser diferenciadas conforme o risco
epidemiológico (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2005).
O estado do Pará tem 25 cidades agrupadas na lista dos municípios prioritários para
ações de vigilância e controle da LV, dentre os quais está o de São Domingos do Capim,
considerado município de transmissão intensa da doença (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2012).
O Município de São Domingos do Capim (S01º40’27’’ e W47º46’16’’) fica situado a cerca
de 130 km de Belém e 60 km de Castanhal. Desde o ano de 2009, o grupo de estudo em
parasitologia animal da Universidade Federal do Pará montou uma força-tarefa com a
Secretaria Municipal de Saúde da Prefeitura de São Domingos do Capim e a Secretaria de
Saúde Pública do Estado do Pará (SESPA) para entender melhor a epidemiologia da LT e LV
nas comunidades mais afetadas do município. De acordo com os dados do Terceiro Centro de
Saúde da SESPA, desde 2009 até o mês de maio de 2011 foram confirmados nesse município
15 casos autóctones de LT e oito casos autóctones de LV em seres humanos, inclusive casos
de óbito em decorrência dessa enfermidade.
Observações preliminares indicam que em São Domingos do Capim ocorre uma grande
variedade e abundância de flebotomíneos, tendo-se capturado 14 espécies do gênero
Lutzomyia, entre elas L. flaviscutelatta e L. antunesi, vetores de L. amazonensis e L.
lindenbergi, respectivamente. A espécie mais abundante foi, no entanto, Lutzomyia longipalpis,
que é o principal vetor de L. infantum chagasi e que foi capturado durante o ano todo na área
de realização do presente estudo, sendo a espécie predominante no ambiente intradomicílio e
peridomicílio (AYRES et al., 2011).
A diversidade de flebotomíneos, sobretudo no ambiente intra e peridomicílio, pode estar
relacionada com a questão da grande proximidade entre as residências e as áreas de mata.
Outro fator importante pode ser a presença abundante e diversificada de criações de animais
como cães (GOMES et al., 2007a), gatos (MAROLI et al., 2007) e galinhas (SANT’ANA et al.,
2008). Há ainda roedores (SHAW & LAINSON, 1968), marsupiais, xenarthros e canídeos
silvestres (GOMES et al., 2007b), que são fonte alimentar para diferentes espécies de
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flebotomíneos e que circulam com frequência próximo às casas e na mata adjacente da região
estudada.
O índice médio de cães domiciliados sororreagentes para L. infantum chagasi foi de
44,57% (119/267), variando de 3,3% até 75,8% em diferentes comunidades do município,
demonstrando a elevada taxa de circulação do parasito entre os animais nessa região
(DAMASCENO et al., 2012).
Embora os cães sejam considerados os principais reservatórios no ciclo urbano da LV, a
infecção felina tem sido relatada em áreas endêmicas de diferentes países e alguns autores já
tratam a infecção felina como uma questão de saúde pública (VIDES et al., 2011) em virtude
das evidências indicarem que o gato não seria apenas um hospedeiro acidental (MARTÍN-
SANCHES et al., 2007, MAIA et al., 2010).
O primeiro relato de um caso autóctone de leishmaniose visceral felina (LVF) nas
Américas se deu por Savani et al. (2004) no estado de São Paulo. Além deste diagnóstico da
infecção felina por L. infantum chagasi, também já foi diagnosticada no Brasil a infecção felina
por L. brasiliensis (SCHUBACH et al., 2004) e L. amazonensis (SOUZA et al., 2005). Também
já foram detectadas outras espécies de leishmânias infectando felídeos domésticos
(GRAMICCIA & GRANDONI, 2005; MANCIANTI, 2004).
Informações relativas à prevalência da infecção por L. infantum chagasi em gatos no
Brasil ainda são escassas, principalmente empregando-se ferramentas moleculares. Rossi et
al. (2007) relataram uma taxa de 6,5% de gatos infectados por L. infantum chagasi, Coelho et
al. (2011) encontraram uma taxa de infecção felina de 5,7%, e Sobrinho et al. (2012) relataram
uma taxa de infecção em gatos de cerca de 21% em áreas endêmicas no Brasil.
Na LVF não se observa nenhum sinal clínico patognomônico, o que pode levar a uma
sub-notificação da enfermidade. Assim como na LVC, pode-se observar fraqueza, anorexia e
linfadenopatias (MAROLI et al., 2007; SILVA et al., 2010). Existem ainda diversos relatos sobre
a presença de alterações cutâneas nos animais doentes, entre as quais as principais descritas
são alopecia, nódulos, eritema e úlceras, principalmente na região da cabeça e dos membros
(POLI et al., 2002; SAVANI, et al., 2004; VIDES et al., 2011).
Também se discute a relação de enfermidades imunossupressoras como a
imunodeficiência (FIV) e leucemia (FeLV) virais felinas com a infecção por Leishmania spp.
Essas doenças virais poderiam, teoricamente, ter implicações na infectividade do gato para o
vetor, bem como, no caso da FeLV, interferir no diagnóstico realizado por meio da sorologia
conforme observado por Martín-Sánchez et al. (2007).
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Silva et al. (2010) fizeram o primeiro relato da infecção de Lutzmoyia longipalpis por L.
infantum chagasi a partir de um gato naturalmente infectado. Os autores relataram uma taxa de
infecção de 13% dos insetos que se alimentaram em um gato no qual foi detectado o DNA do
protozoário em diferentes órgãos. Esse gato apresentava títulos de anticorpos de 1:160 na
reação de imunofluorescência indireta (RIFI) e sinais clínicos compatíveis com LVF. Os autores
destacaram ainda que esse animal não foi reagente para FIV e nem para FeLV. Na Itália,
Maroli et al. (2007) observaram uma taxa de infecção de 21% de Phlebotomus perniciosos, que
é um importante vetor de Leishmania infantum na Europa, a partir de um gato naturalmente
infectado. Esses trabalhos demonstram que, além de serem suscetíveis à infecção por L.
infantum chagasi, os gatos podem ser infectantes para os flebotomíneos vetores.
Em virtude da importância dos cães e das dúvidas sobre o papel dos gatos no ciclo
epidemiológico urbano da LV, o diagnóstico da infecção por L. infantum chagasi nesses
animais é de grande valor no monitoramento dessa enfermidade em regiões endêmicas e
arredores. A prevalência e incidência dessas infecções nesses animais são, portanto,
importantes parâmetros epidemiológicos (MORENO & ALVAR, 2002).
O sucesso do programa de controle das leishmanioses depende do entendimento da
dinâmica da circulação dos parasitos nos diferentes ciclos, da evolução da doença com o
passar do tempo, bem como da compreensão das características socioeconômicas da
população. Isto facilitará a escolha dos métodos profiláticos a serem empregados de modo
contínuo, integrado e duradouro, com o objetivo de se prevenir a dispersão do agente
etiológico e de se diminuir o número de pessoas acometidas.
OBJETIVOS
Diagnosticar e comparar as taxas da infecção natural por Leishmania infantum chagasi
em cães e gatos residentes em comunidades rurais do município de São Domingos do Capim,
estado do Pará.
MATERIAIS E MÉTODOS
LOCAL DE ESTUDO
O projeto foi desenvolvido em São Domingos do Capim (S01º40’27’’ e W47º46’16’’),
compreendendo as comunidades rurais de Boa Viagem, Cesaréia, Deus é por nós, São
Benedito do Jurujaia, São Benedito, Aliança, Baixo Palheta, Catita, Monte D’Ouro e Patrimônio
que estão ilustradas na Figura 1. O município fica localizado na mesorregião nordeste do
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estado do Pará, às margens da bacia do rio Guamá, distante cerca de 130 km de Belém,
capital do estado, e a cerca de 60 km de Castanhal, onde fica situado o Instituto de Medicina
Veterinária da Universidade Federal do Pará.
De acordo com a classificação de Koppen, o clima do município é do tipo tropical úmido,
subtipo Af3, com precipitação média acima de 2.000 mm³ anuais e temperatura média de 26ºC.
A população é estimada em 29.846 habitantes distribuídos em uma área de 1.677 km², e a
economia é baseada no extrativismo vegetal e agropecuária (IBGE, 2007).
São Domingos do Capim é classificado como área de transmissão intensa dos agentes
da LV e LT em humanos. O município foi selecionado para este estudo segundo as orientações
da SESPA devido ao grande número de casos humanos notificados destas enfermidades,
inclusive com registros de óbitos.
Antes das coletas, foram ministradas palestras para os moradores e para os agentes
comunitários de saúde da região com o objetivo de informar e sensibilizar a população sobre a
importância das leishmanioses nas comunidades e da realização do presente estudo. Na
ocasião também foram distribuído material informativo no formato de folder aos moradores
locais.
Figura 1: Localização geográfica das comunidades rurais visitadas do município de São
Domingos do Capim.
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ESTUDOS COM OS RESERVATÓRIOS DOMÉSTICOS
Cães e gatos domiciliados em áreas rurais do município de estudo foram examinados
quanto ao estado geral de saúde e a presença de lesões e sinais clínicos sugestivos de
leishmanioses.
Em cada visita domiciliar era preenchido um questionário epidemiológico com
informações que ajudem a compreender melhor as características sócio-econômicas e hábitos
comportamentais dos moradores. Também foram coletados dados sobre os cães e gatos como
origem, tempo de residência, característica de comportamento (domiciliado ou
semidomiciliado), sexo, raça, idade aproximada e registro prévio ou não da doença em outros
animais.
Amostras de sangue total foram coletadas de todos os animais examinados através da
punção da veia cefálica com auxílio de seringas de cinco mililitros, escalpe 23G e tubos
estéreis contendo EDTA.
Também foram coletadas amostras de pele da região da orelha dos animais, após
tranquilização do animal utilizando-se a associação de xilazina a 2% na dose de 1 mg/kg e
ketamina a 10% na dose de 15 mg/kg por via intramuscular nos gatos e acepromazina
0,2mg/kg via Intramuscular, além da realização do botão anestésico com cloridrato de lidocaína
sem vasoconstritor nos cães. Os animais foram monitorados durante todo o período em que
estiverem tranquilizados até a plena recuperação da coordenação motora.
As amostras de sangue total foram estocadas a -20ºC para pesquisa de DNA de L.
infantum chagasi através da reação da polimerase em cadeia (PCR).
As amostras de pele foram estocadas a -20ºC para pesquisa de DNA de L. infantum
chagasi através da PCR. Algumas das atividades realizadas durante as visitas às comunidades
rurais estão ilustradas na Figura 2.
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Figura 2. Atividades realizadas durante as coletas: A) Palestra sobre leishmaniose para moradores das
áreas estudadas; B) Entrega de folder informativo sobre a doença à população; C) Coleta de sangue
total de um cão; D) Coleta de amostra de pele na região da orelha de um gato.
GRUPO AMOSTRAL
Foram coletadas amostras de pele e sangue total de cães e gatos de 10 comunidades
do município de São Domingos do Capim (Tabela 1).
Tabela 1. Número de cães e gatos amostrados em função do sexo e das Comunidades rurais
de origem.
LOCAL CÃES (n=115) GATOS (n=28)
Machos Fêmeas Machos Fêmeas
Patrimônio 17 8 1 3
Baixo Palheta 2 6 1 1
Catita 3 3 1 3
Aliança 2 2 0 0
Boa Viagem 12 11 1 1
São Benedito 9 7 0 2
São Benedito
Jurujaia 2 2 0 0
Deus É Por Nós 5 7 3 2
Cesaréia 3 2 1 2
Monte D'ouro 10 2 4 2
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TOTAL 65 50 12 16
EXTRAÇÃO DE DNA
SANGUE
As amostras de sangue contendo EDTA foram conservadas sob refrigeração por no
máximo oito horas. Após esse período, o sangue foi centrifugado e a camada leucocitária foi
retirada para a extração de DNA empregando-se o kit comercial IllustraTM Blood Genomic Prep
Mini Spin Kit (GE Healthcare), seguindo as recomendações do fabricante. As amostras de DNA
foram armazenadas em mini tubos estéreis e livres de DNase’s, identificadas e mantidas
estocadas em freezer a -20ºC para posterior análise molecular.
PELE
A extração de DNA das amostras de pele foi realizada utilizando-se o kit comercial
IllustraTM Tissue & Cells Genomic Prep Mini Spin Kit (GE Healthcare), seguindo as
recomendações do fabricante. As amostras de DNA foram armazenadas em mini tubos estéreis
e livres de DNase’s, identificadas e mantidas estocadas em freezer a -20ºC para posterior
análise molecular.
REAÇÃO EM CADEIA DA POLIMERASE
As amostras de DNA de sangue e de pele de cães e gatos foram submetidas a uma
Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) utilizando-se os iniciadores RV1 e RV2, específicos
para L. infantum chagasi, que amplificam um produto de 145 pares de base (pb), segundo
protocolo de Gomes et al. (2007a) modificado.
A solução para essas reações continha 2,5 unidades de Taq DNA polimerase (Ludwig
Biotec); 100 mM Tris–HCl; pH 8,5; 500 mM KCl; 50 mM MgCl2; 0,2 mM de cada dNTP; 50
pmoles de cada iniciador; e 5 μL de DNA para um volume final de reação de 25 μL.
As reações ocorreram em um termociclador (Veriti – Life Biotechnology®) com uma
etapa de desnaturação inicial de 5 minutos a 95ºC, seguida por 40 ciclos de 30 segundos a
95ºC, 30 segundos a 61ºC e 1 minuto a 72ºC, finalizando a reação com uma extensão de 10
minutos a 72ºC. O controle positivo de L. infantum chagasi foi o DNA extraído de um cão
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sintomático e positivo nos exames parasitológicos. Já o DNA extraído de amostras de sangue
colhidas de filhotes de cães e gatos comprovadamente negativos e oriundos de área não
endêmica foi utilizado como controle negativo. Para o controle de contaminação, em cada
bateria de reações foi utilizada uma amostra (branco) contendo “master mix” e água bi-
destilada em vez de DNA teste.
Os produtos amplificados foram analisados por eletroforese horizontal em gel de
agarose a 2% contendo brometo de etídio (0,5 μg/mL). O comprimento dos produtos
amplificados foi sendo estimado utilizando-se um padrão de pares de base (50 ou 100 Base-
Pair-Ladder - GE Healthcare) em cada gel de corrida. A visualização dos produtos amplificados
foi realizada em sistema de fotodocumentação Quantum-ST4 1000/26M.
Georreferenciamento
Os locais de coleta foram georreferenciados com auxílio do equipamento GPS 60CSX
(Garmin) e foram confeccionados mapas epidemiológicos através do programa computacional
TerraView 4.2.0.
RESULTADOS
Através da PCR, detectou-se o DNA de L. infantum chagasi em 11,3% (13/115) das
amostras de pele e em 2,6% (3/115) das amostras de sangue dos cães, não sendo detectado
nos gatos, os animais positivos em cada tecido foram divididos por localidade (Tabela 2).
Tabela 2. Distribuição em função da comunidade rural de origem dos animais positivos para
pesquisa de DNA de L. infantum chagasi.
LOCAL CÃO GATO
TOTAL DE
ANIMAIS
Pele Sangue Pele Sangue
Patrimônio 4 3 0 0 4
Baixo Palheta 1 0 0 0 1
Catita 0 0 0 0 0
Aliança 0 0 0 0 0
Boa Viagem 5 0 0 0 5
São Benedito 1 0 0 0 1
São Benedito
Jurujaia 0 0 0 0 0
11
Deus É Por Nós 1 0 0 0 1
Cesareia 0 0 0 0 0
Monte D'ouro 1 0 0 0 1
TOTAL 13 3 0 0 13
Na figura 3 pode-se observar alguns produtos da PCR utilizando os iniciadores RV1 e
RV2 das amostras de DNA extraídas da pele e sangue dos cães após eletroforese em gel de
agarose.
Figura 3. Eletroforese em gel de agarose a 2% dos produtos da PCR utilizando os iniciadores RV1 e RV2: marcador de peso molecular de 50pb (PM); controle negativo (C-); controle positivo (C+); Amostra de pele positiva (1) e amostra de sangue positiva (2); Amostra de pele positiva (3) e amostra de sangue negativa (4); controle branco da reação (NO).
Foram identificados cães positivos em 60% (6/10) das comunidades visitadas. Na figura
4 pode-se observar o mapa com o georreferenciamento do local de residência dos animais
positivos e negativos nas diferentes comunidades do município de São Domingos do Capim.
PM C- C+ 1 2 3 4 NO
145 pb
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Figura 4: Distribuição espacial das residências dos animais nos quais detectou-se o DNA de
Leishmania infantum chagasi.
CONCLUSÃO
A partir dos resultados obtidos no presente estudo pode-se concluir que Leishmania
infantum chagasi é um parasito comum em cães de diferentes comunidades rurais de São
Domingos do Capim. Já os gatos parecem não ter importância relevante na cadeia
epidemiológica de Leishmania infantum chagasi.
ATIVIDADES A SEREM DESENVOLVIDAS NOS PRÓXIMOS MESES
Apresentação dos resultados finais no Seminário de Iniciação Cientifica da UFPA
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALVES, W. A. Leishmaniose visceral americana: situação atual no Brasil. Bepa. v.6 n.71, p.25-29, 2009.
AYRES, A. R. ; MAGALHAES-MATOS, P. C. ; BARATA, I. R. ; SILVA, F. M. M. ; SILVEIRA, F. T. ; SANTOS, M. R. ; GOES-CAVALCANTE, G. ; SCOFIELD, A.A. . Estudo da fauna de flebotomíneos (Diptera: Psychodidae) e frequência da infecção em Lutzomyia longipalpis por Leishmania infatum chagasi em área de transmissão de leishmanioses visceral e tegumentar no estado do Pará. In: XXII Congresso Brasileiro de Parasitologia, São Paulo. Anais do XXII Congresso Brasileiro de Parasitologia, 2011.
COELHO, W.M.D; RICHINI-PEREIRA, V.B;, LANGONI, H; BRESCIANI, K.D.S. Molecular detection of Leishmania sp. in cats (Felis catus) from Andradina Municipality, São Paulo State, Brazil. Veterinary Parasitology. v.176, p. 281–282, 2011.
DAMASCENO, R.D.; PACHECO, A.; PRADO, W.S.; SILVA, A.; BARATA, I.R.; SILVEIRA, F.T.; GÓES-CAVALCANTE, G.; SCOFIELD, A. Diversidade faunística de flebotomíneos (Diptera: Psychodidae) em comunidades quilombolas do município de Inhangapi, estado do Pará - resultados preliminares. In XXIX Congresso Brasileiro de Zoologia, Salvador. Anais do XXIX Congresso Brasileiro de Zoologia, 2012.
GOMES, A.H.S.; FERREIRA, I.M.R.; LIMA, M.L.S.R.; CUNHA, E.A.; GARCIA, A.S.; ARAUJO, M.L.F.; CHIOCCOLA, V.L.P. PCR identification of Leishmania in diagnosis and control of canine leishmaniasis. Veterinary Parasitology, v. 114, p. 234–241, 2007a.
GOMES, R.B; MENDONÇA, I.L; SILVA, V.C; RUAS, J; SILVA, M.B; CRUZ, M.S.P; BARRAL, A; COSTA, C.H.N. Antibodies against Lutzomyia longipalpis saliva in the fox Cerdocyon thous and the sylvatic cycle of Leishmania chagasi. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. v.101, p.127-133, 2007b.
GRAMICCIA, M; GRADONI, L. The current status of zoonotic leishmaniases and approaches to disease control. International Journal for Parasitology. v. 35, p. 1169-1180, 2005.
MANCIANTI, F. Feline leishmaniasis: what´s the epidemiological role of the cat? Parasitology, v.46, p.203-206, 2004.
14
MAIA, C.; GOMES, J; CRISTÓVÃO, J; NUNES, M; MARTINS, A; REBÊLO, E; CAMPINO, L. Feline Leishmania infection in a canine leishmaniasis endemic region, Portugal. Veterinary Parasitology.v. 174, p. 336-340, 2010.
MAROLI, M; PENNISI, M.G; Di MUCCIO, T; KHOURY, C; GRADONI, L; GRAMICCIA, M. Infection of sandflies by a cat naturally infected with Leishmania infantum. Veterinary Parasitology. v.145, p. 357-360, 2007.
MARTÍN-SANCHEZ, J; ACEDO, C; MUNÕZ-PÉREZ, M; PESSON, B; MARCHAL, O; MORILLAS-MÁRQUEZ, F. Infection by Leishmania infantum in cats: Epidemiological study in Spain. Veterinary Parasitology. v.145, p. 267–273, 2007.
MINISTÉRIO DA SAÚDE. Secretaria de Vigilância em Saúde. Departamento de Vigilância Epidemiológica. Manual de vigilância e controle da leishmaniose visceral. Brasília: Editora do Ministério da Saúde, 2005.
MINISTÉRIO DA SAÚDE. Secretaria de vigilância em saúde. SINAN. Casos confirmados de Leishmaniose Visceral, Brasil, Grandes Regiões e Unidades Federadas. 1990 a 2010. Atualizada em 23/07/2011.Disponível na URL <http.saude.gov.br/svs> acesso em fevereiro de 2012b.
MORENO J, ALVAR J. Canine leishmaniasis: epidemiological risk and the experimental model. Trends in Parasitology. v. 18. p. 399-405, 2002.
POLI, A; ABRAMOA, F; BARSOTTI, B; LEVA, S; GRAMICCIA, M; LUDOVISI, A. MANCIANTI, F. Feline leishmaniosis due to Leishmania infantum in Italy. Veterinary Parasitology. v. 106, p. 181-191, 2002.
ROSSI, C.N. OCORRÊNCIA DE Leishmania sp. EM GATOS DO MUNICÍPIO DE ARAÇATUBA – SÃO PAULO – BRASIL. Dissertação. UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA. Jaboticabal. 87p. 2007.
SANT’ANNA, M.R.V; JONES, N.G; HINDLEY, J.A; MENDES-SOUSA, A.F; DILLON, R.J; CAVALCANTE, R.R; ALEXANDER, B; BATES, P.A. Blood meal identification and parasite detection in laboratory-fed and field-captured Lutzomyia longipalpis by PCR using FTA databasing paper. Acta Tropica. v. 107, p. 230–237, 2008.
15
SAVANI, E.S.M.M.; CAMARGO, M.C.G.O.; CARVALHO, M.R.C.; ZAMPIERI, R.A.; SANTOS, M.G.; AURIA, S.R.N.; SHAW, J.J.; WINTER, L.M.F.The first record in the Americas of an autochthonous case of Leishmania (Leishmania) infantum chagasi in a domestic cat (Felix catus) from Cotia County, São Paulo State, Brazil. Veterinary Parasitology, v. 120, p. 229-233, 2004.
SCHUBACH, T.M.P; FIGUEIREDO, F.B; PEREIRA, S.A; MADEIRA, M.F; SANTOS, I.B; ANDRADE, M.V; CUZZIC, T. MARZOCHI, M.C.A.; SCHUBACH, A. American cutaneous leishmaniasis in two cats from Rio de Janeiro, Brazil: first report of natural infection with Leishmania (Viannia) braziliensis. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. v.98, p. 165-167, 2004.
SHAW, J.J.& LAINSON, R. Leishmaniasis in Brazil: II. Observations on enzootic rodent leishmaniasis in the lower amazon region—the feeding habits of the vector, Lutzomyia flaviscutellata in reference to man, rodents and other animals. Transactions of the royal society of tropical medicine and hygiene. v. 62. n. 3, 1968.
SILVA, S.M.; RABELO, P.F.B.; GONTIJO, N.F.; RIBEIRO, R.R.; MELO, M.N.; RIBEIRO, V.M.; MICHALICK, M.S.M. First report of infection of Lutzomyia longipalpis by Leishmania (Leishmania) infantum from a naturally infected cat of Brazil. Veterinary Parasitology, v. 174, p. 150-154, 2010.
SOBRINHO, L.S.V; ROSSI, C.N; VIDES, J.P; BRAGA, E.T; GOMES, A.A.D; MARC,V; LIMA, F. PERRI, S.H.V; GENEROSO, D; LANGONI, F; LEUTENEGGERI, C; BIONDO, A.W; LAURENTI, M.D; MARCONDES, M. Coinfection of Leishmania chagasi with Toxoplasma gondii, Feline Immunodeficiency Virus (FIV) and Feline Leukemia Virus (FeLV) in cats from an endemic area of zoonotic visceral leishmaniasis. Veterinary Parasitology. v. 187, p. 302- 306, 2012.
SOUZA, A.I.; BARROS, E.M.S.; ISHIKAWA, E.A.I.; ILHA, I.M.N.; MARIN, G.R.B.; NUNES, V.L.B.; Feline leishmaniasis due to Leishmania (Leishmania) amazonensis in Mato Grosso do Sul State, Brazil. Veterinary Parasitology. v. 128, p. 41-45, 2005.
VIDES, J.P; SCHWARDT, T.F; SOBRINHO, L.S.V; MARINHO, M; LAURENTI, M.D; BIONDO, A.W.; LEUTENEGGER, A; MARCONDES, M. Leishmania chagasi infection in cats with dermatologic lesions from an endemic area of visceral leishmaniosis in Brazil. Veterinary Parasitology. v.178, p.22-28, 2011.
16
DIFICULDADES
A maior dificuldade enfrentada para a execução do presente estudo foram os acessos à
algumas comunidades rurais, bem como a negação de alguns moradores, mesmo após a
palestra, em permitir a realização dos exames em seus animais.
PARECER DO ORIENTADOR:
DATA : ______/_________/________
_________________________________________ ASSINATURA DO ORIENTADOR
____________________________________________ ASSINATURA DO ALUNO
INFORMAÇÕES ADICIONAIS: Esse trabalho foi financiado com recursos da
FAPESPA/CNPq através do edital PPSUS.