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UNIVERSITÄTSKLINIKUM HAMBURG-EPPENDORF
Zentrum für Diagnostik
Institut für Transfusionsmedizin
Direktor der Einrichtung Dr. med. Sven Peine
Immunzytometrische, volumetrische Single-Platform-Analytik von CD34+ Stammzellen und Progenitorzellen
Dissertation
Zur Erlangung des Grades eines Doktors der Medizin
Der Medizinischen Fakultät der Universität Hamburg
vorgelegt von
Alexander Nikolitsis
aus Hamburg
Hamburg 2014
Angenommen von der Medizinischen Fakultät am: 30.07.2014 Veröffentlicht mit Genehmigung der medizinischen Fakultät der Universität Hamburg Prüfungsausschuss, der Vorsitzende: PD Dr. Kai Gutensohn Prüfungsausschuss, 2. Gutachter: PD Dr. Andreas Humpe Prüfungsausschuss, 3. Gutachter: Prof. Dr. Thomas Renné
3
InhaltsverzeichnisInhaltsverzeichnis ......................................................................................................... 2
1. Einleitung .................................................................................................................. 4
1.1 Ziele der Studie ...................................................................................................... 5 1.2 Stammzellen .......................................................................................................... 5 1.2.1 Periphere Blutstammzellen ................................................................................. 6 1.2.2 Medizinische Indikationen peripherer Blutstammzelltransplante .......................... 6 1.2.3 Monitoring und Apheresate ................................................................................. 7 1.2.4 Knochenmarksstammzellen ................................................................................ 8 1.2.5 Nabelschnurblutstammzellen .............................................................................. 8 1.2.6 Kryokonservierung .............................................................................................. 8 1.3 Durchflusszytometrie............................................................................................ 10 1.3.1 Historische Entwicklung der Durchflusszytometrie ............................................ 10 1.3.2 Prinzip der Durchflusszytometrie ....................................................................... 11 1.3.3 CD34-Antigen ................................................................................................... 13 1.3.4 CD45-Antigen ................................................................................................... 13 1.3.5 Antikörper, Epitope und Fluorochrome .............................................................. 13 1.3.6 Stem-Kit ............................................................................................................ 14 1.3.7 Gating-Strategie und Auswertung der Durchflusszytometrie .............................. 15 1.3.8 Dual- und Single-Platform-Methode sowie ISHAGE-Protokoll ........................... 16 1.3.9 Colony Forming Units ........................................................................................ 18
2. Material und Methoden ........................................................................................... 19
2.1 Patientenkollektiv und Blutproben ........................................................................ 19 2.2 Probenvorbereitung: Apheresate, peripheres venöses Blut .................................. 20 2.3 Kryokonservierte Proben ...................................................................................... 21 2.4 Die verwendeten Durchflusszytometer ................................................................. 23 2.5 Statistische Analyse ............................................................................................. 23
3. Ergebnisse .............................................................................................................. 24
3.1 Analysen der peripheren Blutstammzellproben .................................................... 24 3.2 Analysen der Apheresatproben ............................................................................ 26 3.3 Analysen nach Kryokonservierung aus aufgetauten Proben ................................. 29 3.4 Kosten ................................................................................................................. 31 3.5 Zusammenfassung der Ergebnisse ...................................................................... 32
4. Diskussion .............................................................................................................. 33
5. Zusammenfassung ................................................................................................. 38
6. Abkürzungsverzeichnis ........................................................................................... 39
7. Literaturverzeichnis ................................................................................................. 41
8. Danksagung ............................................................................................................ 48
9. Lebenslauf .............................................................................................................. 49
10. Eidesstattliche Erklärung ....................................................................................... 50
4
1. Einleitung Die Stamm- und Progenitorzellen des hämatopoetischen Systems (HPC =
hematopoietic progenitor cells) besitzen das muzinähnliche Oberflächenprotein CD34
(Cluster of Differentiation 34), welches mit Hilfe der Immunzytometrie gemessen
werden kann (Sutherland et al., 2009).
CD34+ Stammzellen kommen im peripheren Blut in sehr geringer Menge vor
(Wissenschaftlicher Beirat der BÄK, 1997), das heißt, mit etwa 0,05 % der Leukozyten
oder anders ausgedrückt, weniger als 5 CD34+ Stammzellen pro Mikroliter Blut
(Brando et al., 2000). Sie können aber durch Chemotherapie und/oder Wachstums-
faktoren aus dem Knochenmark ausgeschwemmt werden (Wissenschaftlicher Beirat
der BÄK, 1997) und von 0,05% zu einem Anteil von 6-8% der Leukozyten im peri-
pheren Blut steigen (Brando et al., 2000). Dort können sie für ein Transplantat mittels
Zytapherese gesammelt und bis zu ihrem therapeutischen Einsatz in gefrorenem
Zustand gelagert werden (Barnett et al., 2000). Die CD34+ Zellen werden, nach einer
myeloablativen Therapie für die Wiederherstellung des hämatopoetischen Systems
benötigt (Keeney et al., 2004a). Die Zahl dieser klinischen Anwendungen ist sowohl für
autologe als auch für allogene Stammzelltransplantationen in den vergangenen Jahren
kontinuierlich gestiegen (Copelan, 2006), so beispielsweise im Rahmen der dosisre-
duzierten Konditionierung von älteren Patienten, der Behandlung von soliden Tumoren,
seltenen Lymphomsubgruppen und myeloproliferativen Syndromen sowie Autoimmun-
erkrankungen und Amyloidose (Ljungman et al., 2010; Ljungman et al., 2006).
Für die autologe und allogene Stammzelltransplantation ist die Abschätzung des En-
graftmentpotentials eines Stammzellprodukts von zentraler Bedeutung (Sutherland et
al., 2009). Das Engraftment bezeichnet dabei den Zeitpunkt nach einer Transplanta-
tion, an dem es dem Transplantat möglich ist, eine für das Leben ausreichende Menge
an hämatopoetischen Zellen zu bilden. So führen periphere Stammzelltransplantate zur
Rekonstitution des Knochenmarks (Devetten et al., 2007). Die Eignung der Transplan-
tate wird heute meist anhand der Anzahl von CD34+ Zellen/kg Körpergewicht (KG)
festgelegt (Sutherland et al., 2009), dessen Quantifizierung mittels Durchflusszyto-
metrie erfolgt. Für die Abschätzung des klinischen Verlaufs ist die genaue Bestimmung
der CD34+ Stammzellen unabdingbar (Gratama et al., 2001; Watts, 1999).
Des Weiteren kann mit Hilfe des Durchflusszytometers das so genannte Monitoring am
Patienten durchgeführt werden, um die Anzahl von im peripheren Blut mobilisierten
5
CD34+ Zellen zu bestimmen und damit den optimalen Zeitpunkt für die Leukapherese
festzulegen, ferner um die Zahl der Leukapheresen, Zeit und Kosten abschätzen zu
können (Brando et al., 2000; Sutherland et al., 2009).
1.1 Ziele der Studie
Es hat sich gezeigt, dass die immunzytometrische Single-Platform-Methode zur
Messung von CD34+ Zellen der Dual-Platform-Methode überlegen ist. Aus diesem
Grund werden in dieser Studie zwei, auf Single-Platform-Verfahren basierte, Durch-
flusszytometer miteinander verglichen.
Zum einen handelt es sich um das Durchflusszytometer Epics XL (Beckman Coulter,
Krefeld, Deutschland). Dieses arbeitet Bead-basiert und erlaubt eine indirekte Messung
der absoluten CD34+ Zellzahl.
Zum anderen handelt es sich um das Durchflusszytometer C6 der Firma Accuri (Accuri
Cytometers, Ann Arbor, MI, USA [2011 aufgekauft durch Becton Dickinson, Franklin
Lakes, NJ, USA]). Dieses erlaubt volumetrische Messungen, was ein direktes Ergebnis
der absoluten CD34+ Zellzahl zur Folge hat. Dies wiederum kann zu schnelleren und
kostengünstigeren Ergebnissen führen.
Aus diesem Grund werden in dieser Studie als weitere Ziele sowohl die qualitativen
Leistungen beider Geräte erfasst, als auch der ökonomische Aspekt berücksichtigt.
1.2 Stammzellen
Stammzelltransplantationen werden seit den späten 50er Jahren erfolgreich für die Re-
konstruktion des hämatopoetischen Systems nach myeloablativen Therapien einge-
setzt (Thomas et al., 1957). Die Messung der Anzahl hämatopoetischer Stammzellen
ist entscheidend, um eine Aussage über das Engraftment und somit die Länge der
Wiederherstellung des hämatopoetischen Systems zu treffen (Lamb, 2002).
Heutzutage sind Stammzelltransplantationen ein unverzichtbarer Bestandteil in der
Behandlung von hämatologischen, onkologischen und schweren immunologischen
Erkrankungen. Für den klinischen Verlauf ist eine präzise Zählung von CD34+
hämatopoetischen Stammzellen vor der Stammzelltransplantation zwingend nötig
(Watts, 1999; Gratama et al., 2001). Die CD34+ Stammzellen hierfür kommen in
folgenden drei Kompartimenten vor und lassen sich aus diesen folgendermaßen
gewinnen:
6
1.2.1 Periphere Blutstammzellen
Im peripheren Blut eines gesunden Menschen befinden sich 0,01 - 0,1% CD34+ Zellen
(D´Arena et al. 1996; To et al. 1997). Vor etwa drei Jahrzehnten zeigten Patienten mit
Tumorleiden nach einer zytoreduktiven Therapie einen Anstieg an HPC. Dieser Zell-
zahlanstieg, auch Mobilisierung genannt, konnte durch rekombinante hämatopoetische
Wachstumsfaktoren wie G-CSF (granulocyte-colony stimulating factor) weiter erhöht
werden. Des Weiteren führen auch Radiotherapien und Sport zu einer Mobilisierung
der Stammzellen (Siena et al., 1989; Gianni et al., 1989; Gratama et al., 2001; Fritsch,
2012). Die hämatopoetischen Stammzellen werden daher seit vielen Jahren haupt-
sächlich aus dem peripheren Blut gewonnen (Levering et al., 2007).
Der Erfolg einer Transplantation mit Blutstammzelltransplantaten, Knochenmark oder
Nabelschnurblutstammzellen ist nicht nur abhängig von phänotypischen
Kompatibilitäten, sondern auch von der Anzahl der CD34+ Zellen/kg KG im
Transplantat oder der Körperoberfläche des Empfängers (Ngoma et al., 2011).
1.2.2 Medizinische Indikationen peripherer Blutstammzelltransplante
Viele klinische Studien haben bestätigt, dass Transplantationen mit CD34+ Zellen
sicher sind und einen langfristigen Effekt haben (Keeney et al., 2004b). Es existieren
drei wesentliche medizinische Anwendungsbereiche von peripheren Blut-
stammzelltransplantaten.
Bei der ersten Anwendung werden dem Patienten präventiv autologe Stammzellen
retransfundiert, sodass eine über die Norm dosierte zytostatische Chemotherapie
(und/oder Bestrahlung) ermöglicht wird, da die Toleranz des Knochenmarks gesteigert
wurde.
Der zweite Anwendungsbereich bezieht sich auf die myeloablative Therapie, wobei Zy-
tostatika und/oder Bestrahlung in einer Hochdosistherapie eingesetzt werden, die mit
hoher Wahrscheinlichkeit eine irreversible Zerstörung der Hämatopoese zur Folge ha-
ben. Nachfolgend ist eine Stammzelltransplantation dringend erforderlich.
Ein anderer Anwendungsbereich ist die allogene Stammzelltransplantation, wobei
einem HLA-identischen (Human Leukocyte Antigen) Spender periphere Blut-
stammzellen entnommen werden und diese nach ausreichender Konditionierung dem
Empfänger transplantiert werden (Wissenschaftlicher Beirat der BÄK, 1997).
7
1.2.3 Monitoring und Apheresate
Um für eine Transplantation adäquate Leukaphereseprodukte zu erhalten, ist die Zahl
der im peripheren Blut mobilisierten CD34+ Zellen von entscheidender Bedeutung
(Gratama et al., 2001). Die Mobilisierung kann unter anderem durch Chemotherapie,
G-CSF oder Granulozyten-Makrophagen-CSF erfolgen (Humpe et al., 2005). Um
möglichst ergiebige Apheresate zu erhalten, spielt das tägliche Monitoring des
peripheren Blutes des Patienten vor der Apherese eine bedeutende Rolle (Gratama et
al., 2001). Wenn die abgenommene Blutprobe weniger als 10 CD34+ Zellen/ L enthält,
wird von einem unzureichenden Apheresat von weniger als 0,5 x 106 CD34+ Zellen/kg
KG ausgegangen (Gratama et al., 2001). Neuere Studien haben gezeigt, dass 5
CD34+ Zellen/ L eine Vorhersage eines Apheresats von mindestens 0,5 x 106
Zellen/kg KG erlauben (Sutherland et al., 2009). Werden im peripheren Blut 10–20
CD34+ Zellen/µL gemessen, führt diese Zellzahl im Allgemeinen zu einem Apheresat
von 0,5–1 x 106/kg KG. Ein Messergebnis im peripheren Blut von 20–40 CD34+
Zellen/kg erzeugt etwa 1–2 x 106 CD34+ Zellen/kg KG. Ein Monitoring mit mehr als 40
CD34+ Zellen/µL spricht für eine sehr gute Mobilisierung, die in den meisten Fällen ein
Transplantat von 2 x 106/kg sichert (Gratama et al., 2001; Keeney et al., 1998).
Für die Berechnung des Apheresats bei allogenen Blut- und Knochenmarkstransplan-
tationen in der klinischen Praxis wird empfohlen, Bezug auf das ideale Körpergewicht
zu nehmen und nicht auf das aktuelle Körpergewicht (Cilley et al., 2004).
Wird einem Patienten ein Apheresat von 2,5 x 106 Zellen/kg KG (vor der Kryokonser-
vierung gemessen) verabreicht, erfolgt voraussichtlich ein Engraftment des hämatopo-
etischen Systems 12 bis 14 Tage nach der Infusion (Sutherland et al., 2009). In einer
anderen Studie wurde gezeigt, dass sich das Engraftment bei Patienten, die weniger
als 2 x 106 CD34+ Zellen/kg KG erhalten haben, deutlich langsamer entwickelte
(Mittelwert 17 Tage) als bei Patienten, die mehr als 2 x 106 CD34+ Zellen/kg KG
(Mittelwert 12 Tage) beziehungsweise mehr als 5 x 106 CD34+ Zellen/kg KG (Mittelwert
10 Tage) erhalten haben (Sutherland et al., 2003).
Die PBSC-Transplantation (peripheral blood stem cells transplantation) führt im Gegen-
satz zur Knochenmarkstransplantation zu einer schnelleren Wiederherstellung des hä-
matopoetischen Systems. Dadurch entstehen neben einem geringeren Kontamina-
tionsrisiko durch Tumorzellen auch geringere Krankenhauskosten und eine erhöhte
Anzahl an T-Lymphozyten und Natural-Killer-Zellen (NK cells), was einem Post-
Transplantat-Rückfall und dem Gebrauch an Medikamenten entgegensteht (Barnett et
8
al., 1999). Die reduzierten Krankenhauskosten kommen unter anderem dadurch zu
Stande, dass die Entnahme peripherer Blutstammzellen hingegen der Gewinnung der
Knochenmarksstammzellen keiner Narkose bedarf (Wissenschaftlicher Beirat der BÄK,
1997). Darüber hinaus kann das PBSC-Produkt ex vivo besser bearbeitet werden, wie
beispielsweise die Selektion von CD34+ Zellen, die Elimination von Tumorzellen und
der Gen-Transfer (Barnett et al., 1999).
1.2.4 Knochenmarksstammzellen
Im Knochenmark befinden sich physiologischerweise ungefähr 1% CD34+ Zellen. Die
Gewinnung der Knochenmarksstammzellen wird in Vollnarkose durchgeführt, da das
Knochenmark aus dem Beckenkamm entnommen wird (Goldman, 1994), wobei es zu
Nebenwirkungen kommen kann. Wichtig bei der allogenen Knochmarkstransplantation
(KMT) ist es, einen passenden Spender, der die gleichen HLA-Oberflächenproteine
trägt, zu finden. Dies trifft nur in etwa 25% der Fälle zu. Wird ein HLA-Typ transplantiert
der nicht mit dem Empfänger übereinstimmt, steigt die Wahrscheinlichkeit für eine
Abstoßungsreaktion oder einer Graft-versus-Host-Krankheit stark an (Theilgaard-
Mönch et al., 1999). Die Knochenmarkstransplantationen werden seit Ende der
Fünfzigerjahre erfolgreich durchgeführt (Gratama et al., 2001).
1.2.5 Nabelschnurblutstammzellen
Nabelschnurblut hat in den letzten Jahren immer mehr an Bedeutung gewonnen. Es ist
zu einer wichtigen Quelle von HPC geworden und weltweit wurden Blutbanken einge-
richtet, in denen Nabelschnurblut mittels Kryokonservierung gelagert wird (Gratama et
al., 2001; Sutherland et al., 2009; Hunt et al., 2003). Die weltweit erste Nabelschnur-
bluttransplantation fand 1988 statt (Gluckman et al., 1989).
Zur Gewinnung der Nabelschnurblutstammzellen wird die Nabelschnur postpartal
punktiert und das Plazentarestblut in einem Sammelbeutel aufgefangen. In der
Blutbank wird die Probe für die Konservierung zentrifugiert und anschließend mittels
Zugabe einer Konservierungslösung zur Lagerung tiefgefroren (ZKRD, 2011).
1.2.6 Kryokonservierung
Die Anfänge der Kryokonservierung lassen sich auf das Jahr 1948 zurückführen, als
Polge et al. das Glycerin als Kryoprotektiv entdeckten. Smith beschrieb 1950 für Ery-
throzyten den Schutz vor Hämolyse während der Einfrier– und Auftauprozesse durch
9
Glycerin. 1951 entwickelte Solviter ein Dialyseverfahren zur Glycerinauswaschung und
führte zusammen mit Mollison die erste Transfusion mit aufgetauten Erythrozyten
durch. Barnes und Loutit gelang in einem Tierexperiment 1955 die erste erfolgreiche
Transfusion von zuvor kryokonservierten homologen Knochenmarksstammzellen.
Körbling et al. beschrieben 1986 die erste erfolgreiche Behandlung mit autologen
hämatopoetischen Stammzellen, die im Rahmen der Vorbehandlung mittels Leukaphe-
rese gewonnen, kryokonserviert und anschließend wieder aufgetaut worden waren
(Körbling et al., 1986).
Solange die Glasübergangstemperatur für reines Wasser unterschritten wird, spielt die
Lagerungstemperatur nur eine untergeordnete Rolle. Lovelock stellte 1953 anhand
zweier verschiedener Experimente fest, dass wahrscheinlich nicht die
„Eiskristallbildung selbst, sondern eher der damit verbundene ‚Anstieg der
Elektrolytkonzentration im Extrazellulärraum’ die Zellen schädigt.“ (Lovelock, 1953).
Der mittlere Prozentsatz für die Erholung lebensfähiger CD34+ Zellen nach der Kryo-
konservierung lag in einer Studie mit 52 Patienten bei 66.4% (Yang et al., 2005). Bei
vier der Patienten lag die Erholung der CD34+ Zellen bei unter 50%. Dies führte jedoch
zu keinem Unterschied des Engraftments im Vergleich zu den anderen Patienten (Yang
et al., 2005).
Es hat sich gezeigt, dass sich Stammzellen aus Nabelschnurblut, die kryokonserviert
und für 5, 10 und 15 Jahren in flüssigen Stickstoff gelagert wurden, keinen signifikan-
ten Unterschied in Zellproliferation und –lebensfähigkeit zeigten. Das weist darauf hin,
dass es während des Einfrierens und des Auftauens zum Zellverlust kommt und nicht
während der Lagerung (Yang et al., 2005). Eine Studie ergab, dass für eine optimale
Wiederherstellung der CD34+ Zellen eine aufeinander folgende Zugabe von Dimethyl-
sulfat (Me2SO4), eine langsame Kühlung zwischen 1°C und 2,5°C/min und eine serielle
Auswaschung des Kryoprotektivums erforderlich ist (Hunt et al., 2003). Eine andere
Studie zeigte, dass eine Lagerung über Nacht vor der Kryokonservierung keinen
nennenswerten Effekt auf die Viabilität zeigt. Des Weiteren wurde kein signifikanter
Unterschied in Bezug auf die Verträglichkeit durch die Beanspruchung des Einfrierens
und Auftauens zwischen den Zellen schwer vorbehandelter Patienten und gesunden
allogenen Spendern entdeckt (Fietz, et al., 2002). Letztendlich wurde bei den meisten
Proben kein Unterschied der CD34–Population aufgedeckt (Fietz et al., 2002).
Zunehmend wichtig wird die CD34+ Zellanalyse der postkryokonservierten Proben.
Denn es hat sich gezeigt, dass die Zahl der lebensfähigen Stamm– und Vorläuferzellen
10
des endgültigen Transplantats vor der Transfusion die hämatopoetische Rekonstitution
und den klinischen Erfolg beeinflussen (Allen et al., 2002; Yang et al., 2005).
1.3 Durchflusszytometrie
1.3.1 Historische Entwicklung der Durchflusszytometrie
Die Ära der Durchflusszytometrie begann 1953 als Wallace Henry Coulter ein Gerät
konstruierte, um Zellen in Kochsalzlösung einzeln zu zählen und ihre Größe zu be-
stimmen (whcf.org, 2013). Dieses Gerät ließ sich Wallace H. Coulter unter dem US Pa-
tent #2,656,508 patentieren (Coulter, 1953). Nach ihm ist das Coulter Prinzip benannt,
gemäß welchem in einer leitenden Flüssigkeit gelöste Partikel, z.B. Blutzellen, im elek-
trischen Feld anhand der elektrischen Impedanz gezählt und ihre Größe bestimmt
werden können. Die Innovation bestand darin, dass eine benutzerunabhängige Zell-für-
Zell-Zählung ermöglicht wurde und gleichzeitig die Volumenverteilung genau
gemessen werden konnte (Ruhenstroth-Bauer und Zang, 1960). 1965 wurde die
Zellseparierung auf der Basis des Coulter Prinzips von Fulwyler eingeführt, um Zellen
in einer Suspension zu sortieren. Das Gerät konnte 500–1000 Zellen pro Sekunde
analysieren und bis zu 50% isolieren (Fulwyler 1965).
Die fluoreszenzbasierte Durchflusszytometrie wurde 1968 von Göhde entwickelt und
kam als erster kommerzieller Durchflusszytometer 1969 als ICP 11 von Phywe,
Göttingen auf den Markt (cyto.purdue.edu, 2013). Ein weiterer Meilenstein in der
Entwicklung des Durchflusszytometers ist das fluorescence-activated cell sorting
(FACS), welches die Detektierung von Zellen mittels spezifischer Lichtstreuung und
Fluoreszenzcharakteristika und anschließend die Sortierung der Zellen anhand ihrer
Ladung im elektrischen Feld in verschiedene Behälter erlaubt. Die Analyse und
Sortierung von Zellen mit dem FACS von Herzenberg und Kollegen (Herzenberg et al.,
1976) ist seit der Erfindung in den 1970er Jahren bis heute im Wesentlichen
unverändert (Herzenberg et al., 2002). FACS ist ein geschützter Name von Becton,
Dickinson and Company.
Positive Auswirkungen auf die Durchflusszytometrie hatte die Entwicklung und der Ein-
satz von Computern in den Sechzigerjahren. Heutzutage ist die Durchflusszytometrie
im hohen Grade computergesteuert. Leistungsstarke Rechner ermöglichen optimale
Messbedingungen, automatische Datenspeicherung, Darstellung der Messergebnisse
in Listen oder als Graphen, automatische Analysen und das Erstellen eines Reports
(Giaretti, 1997). Moderne Durchflusszytometer haben einen hohen Durchsatz, denn sie
11
analysieren mehrere tausend Zellen pro Sekunde in Echtzeit und können Zellen mit
bestimmten Eigenschaften aussortieren. Des Weiteren wurden Durchflusszytometer
mit mehreren Laserkomponenten und Fluoreszenzdetektoren entwickelt. So hat der
MoFlo Astrios HIGH Speed-Sorter 7 Laser und kann 49 Fluoreszenzen detektieren, 30
davon simultan. Der Image-Stream-X von Raytest ist in der Lage, mit integriertem
Fluoreszenzmikroskop eine visuelle Darstellung und Bildspeicherung der zu unter-
suchenden Zellen zu ermöglichen (Zähringer, 2011).
1.3.2 Prinzip der Durchflusszytometrie
Die Durchflusszytometrie ist die wichtigste Methode zur Erhebung von Informationen
über einzelne Zellen innerhalb einer heterogenen Probe. Darüber hinaus bietet sie eine
hohe Messgeschwindigkeit (Jahan-Tigh et al., 2012). Durchflusszytometrische
Messungen können an verschiedenen Geweben durchgeführt werden, u.a. an
peripheren Blutstammzellproben, Knochenmark und Zellkulturlinien (Macey, 2007).
Dabei ist die Durchflusszytometrie die Methode der Wahl zur Zählung von CD34+
hämatopoetischen Stamm– und Progenitorzellen (Macey, 2003). Die Quantifizierung ist
wichtig für die Bestimmung des Zeitpunktes der Apherese sowie für die Beurteilung
eines Apheresats, um ein erfolgreiches Engraftment zu sichern (Macey, 2003). Die
Durchflusszytometrie ist die zuverlässigste Methode zur korrekten Messung des
Engraftmentpotenzials, der Zusammensetzung der zellulären Transplantate und zum
Monitoring des Beginns der Zytapherese (Gutensohn et al., 2000; Gratama et al.,
2001; Lamb, 2002).
Um den wachsenden Anforderungen der klinischen Anwendungen gerecht zu werden,
wurde die Durchflusszytometrie in den vergangenen Jahren zunehmend verbessert
(Sutherland et al., 1996; Gratama et al., 2001).
Die Durchflusszytometrie ist in der Lage gleichzeitig mehrere Messungen an jeder Zel-
le durchzuführen und damit im Stande, eine Subpopulation in einer heterogenen Popu-
lation zu identifizieren, zudem sind die Messwerte hoch sensitiv und reproduzierbar
(De Rosa et al., 2001). Dabei handelt es sich um ein System, das aus drei funktio-
nellen Einheiten besteht:
1. Aus einem Laser und einem Detektor für die optische Umsetzung,
2. einem hydraulischen System, das die Passage jeder einzelnen Zelle für die
Messung sichert und den Probenstrom im Zentrum stabilisiert, was als hydro-
dynamische Fokussierung bezeichnet wird,
12
3. und einem Computersystem, das die elektrischen Signale umsetzt und die Da-
ten speichert.
Während sich eine Zelle in der Messkammer befindet und der Laserstrahl auf sie prallt,
werden mehrere Signale wie Forward Scatter (FSC), Sideward Scatters (SSC) und die
Fluoreszenzbanden gleichzeitig erzeugt und gemessen (Cho et al., 2010).
Sobald ein Laserstrahl auf eine Zelle trifft, wird dieser Strahl in alle Richtungen gestreut
(Macey, 2003). Die Größe einer Zelle wird mit Hilfe des FSC bestimmt (Darzynkiewicz
et al., 1990; Macey, 2003; Nguyen et al., 2007). Das Streulicht wird in einem Winkel
von 0,5–10° Grad mit einem Sensor gemessen, der sich auf der gegenüberliegenden
Seite der 488-nm/blue Laserquelle befindet (Jahan-Tigh et al., 2012). Dabei wird es
von der Querschnittsfläche der Zelle beeinflusst, das heißt, dass große Zellen einen
großen und kleine Zellen einen kleinen FSC besitzen (Giaretti, 1997). Da die Zellen
während der hydrodynamischen Fokussierung von einem Hüllstrom umschlossen und
zentriert werden, erlaubt dies die Messung jeder einzelnen Zelle.
Die Granularität, die die extra- und intrazellulären Bestandteile umfasst, wird mit Hilfe
des SSC bestimmt, wobei die Streuung des Laserlichts im rechten Winkel mittels einer
Serie an Sensoren detektiert wird. Des Weiteren können Antigene von Zellen mit an
Antikörper gekoppelten Fluorochromen bestimmt werden. Die Fluorochrome ab-
sorbieren die Laserenergie und emittieren es wieder in Form ihrer spezifischen
Wellenlänge. Diese so entstandenen Fluoreszenzen können mit dem optischen
System, den Photodetektoren, detektiert und in elektrische Impulse umgewandelt
werden, die dann von einer speziellen Software gelesen werden (Jahan-Tigh et al.,
2012).
Alle erfassten Signale werden im Computersystem abgespeichert und stehen zur Aus-
wertung bereit. In einem Dot-Plot, der graphischen Darstellung der Messergebnisse,
werden auf der X-Achse der Forward Scatter und auf der Y-Achse der Sideward
Scatter aufgetragen. Jeder Punkt in einem Dot-Plot entspricht einem Ereignis, wobei
anhand der Anhäufungen Zellen mit ähnlichen Streulichteigenschaften zu erkennen
sind. Aufgrund der großen Bandbreite der fluoreszierenden Signale werden die
Fluoreszenzmessungen hingegen normalerweise logarithmisch dargestellt
(Herzenberg et al., 2006).
13
1.3.3 CD34-Antigen
Das CD34-Antigen ist der bedeutendste Parameter zur durchflusszytometrischen
Messung hämatopoetischer Vorläuferzellen (Gutensohn und Serke, 1996). Es handelt
sich dabei um ein transmembranes, hochglykosyliertes Einzelketten Antigen vom Typ 1
mit einem Molekulargewicht von etwa 110kDa (Sutherland et al., 1992). Dieses Antigen
wird in unreifen hämatopoetischen Stammzellen gebildet und nimmt im Laufe der Zell-
differenzierung fortlaufend ab bis es schließlich völlig verschwindet (Civin et al., 1984).
Das CD34-Gen ist auf dem Chromosom 1q32 kodiert (Molgaard et al., 1989; Tenen et
al., 1990).
Über die genaue Funktion von CD34 ist bisher wenig bekannt (Furness et al., 2006).
Es ist bekannt, dass das CD34-Antigen vom Endothel der Lymphknoten exprimiert wird
und als wichtiges Adhäsionsmolekül für T-Zellen dient. Die T-Zellen können über eine
L-Selectin-CD34-Bindung in die Lymphknoten eintreten. Des Weiteren ist das CD34-
Antigen in vaskulären Endothelzellen, im areolären Gewebe und im fetalen und adul-
tem Nervengewebe nachzuweisen. Darüber hinaus blockiert CD34 die
Mastzelladhäsion und begünstigt zudem die Dilatation der Blutgefäße (Fina et al.,
1990; Lin et al., 1995; Wikipedia, 2011).
1.3.4 CD45-Antigen
Alle Zellen hämatopoetischen Ursprungs, ausgenommen sind Thrombozyten und Ery-
throzyten, exprimieren das Glykoprotein CD45-Antigen (Dalchau et al., 1980). Das
CD45-Antigen ist ein sogenannter Pan-Leukozyten-Marker, welcher in unterschiedlich-
er Intensität von polymorphkernigen Zellen, Monozyten und Lymphozyten exprimiert
wird (Brando et al., 2000). Die verschiedenen Moleküle dieser Antigenfamilie unter-
scheiden sich durch ihre Glykosylreste, die durch alternatives Splicing aus einem einzi-
gen Gen entstehen. Sie sind jeweils spezifisch für bestimmte Zelltypen (Streuli et al.,
1988; Thomas, 1989; Trowbridge, 1991).
1.3.5 Antikörper, Epitope und Fluorochrome
1984 produzierten Civin et al. den ersten monoklonalen Antikörper (My10) der das auf
der Oberfläche von hämatopoetischen Vorläuferzellen lokalisiertes CD34-Antigen
erkennt (Civin et al., 1984). CD34 monoklonale Antikörper erkennen Epitope, von
denen drei Klassen beschrieben worden sind, deren Basis die unterschiedlichen
Enzymsensitivitäten zu Grunde liegen. Klasse-1-Epitope sind gegenüber Glykoprotea-
14
sen, Chymopapain und Neuramidasen empfindlich, wobei Klasse-2-Epitope lediglich
gegen Glykoproteasen und Chymopapain empfindlich sind (Arseniev et al., 1999).
Klasse-3-Epitope zeigen für beide Enzyme eine Unempfindlichkeit. Da das CD34-Anti-
gen negativ geladen ist und unterschiedliche Glykoformen besitzt, eignen sich einige
monoklonale Antikörper und Fluorochrome nicht zum Nachweis des CD34-Antigens.
Daher eignen sich beispielsweise fluoreszierende Isothiocyanate (FITC), die selbst
negativ geladen sind, nicht zum Nachweis von Klasse-2-Epitopen, die ebenfalls negativ
geladen sind (Sutherland et al., 1992; Barnett et al., 1999; Gratama et al., 2001).
Die monoklonalen Antikörper (mab) 8G12 und 581 haben sich in der Praxis als repro-
duzierbar und gut vergleichbar erwiesen. Diese monoklonalen Antikörper reagieren mit
den Klasse-3-Epitopen des CD34-Antigens (Sutherland et al., 1992). PE-Konjugate
werden für die Darstellung von CD34+ Zellen empfohlen, da sie die stärkste Fluores-
zenz besitzen und sich aus diesem Grund sehr gut zur Darstellung von CD34+ Zellen
eignen (Arseniev et al., 1999; Johnsen, 1995). Der ideale Emissionsbereich der PE-
Konjugate von etwa 530nm interferiert mit dem der FITC-Konjugate, wobei die stärkste
zelluläre Autofluoreszenz erreicht wird (Gutensohn et Serke, 1996). Weitere Vorteile
von PE-Konjugaten sind die bessere Abgrenzung zwischen CD34+ und CD34– Zellen,
die reduzierte Bindung an FC-Rezeptoren und toten Zellen (Barnett et al., 1999). PE
wird im Verhältnis 1:1 an Antikörper gekoppelt, FITC im Verhältnis 1:5 bis 1:10, wobei
dieses Verhältnis die F/P-Ratio angibt, die abhängig von den Antikörperchargen
wechseln (Gutensohn et Serke, 1996).
Es sollten Pan-CD45 Antikörper konjugiert mit FITC genutzt werden, die alle Iso- und
Glykoformen auf dem CD45-Antigen erkennen, da sich das FITC-Konjugat durch eine
gute Unterscheidung zwischen CD45+ und CD45– Zellen bewährt hat (Keeney et al.,
1998; Barnett et al., 1999).
1.3.6 Stem-Kit
Bei dem Stem-Kit (Beckman Coulter, Krefeld, Deutschland) handelt es sich um ein Ver-
fahren, das auf dem ISHAGE Protokoll für die Identifizierung von hämatopoetischen
Stammzellen basiert. Es beinhaltet einen CD45-FITC monoklonalen Antikörper und ei-
nen CD34-PE monoklonalen Antikörper, die in einer Kombination zur Verfügung gestellt
werden. Darüber hinaus enthält das Kit den Vitalitätsfarbstoff 7-Amino-Actinomycin (7-
AAD). Dieser Vitalitätsfarbstoff erlaubt die Unterscheidung vitaler und toter Zellen, da
sich dieser bei beschädigter Zellmembran zwischen die Basenpaare der DNS, insbe-
15
sondere zwischen die Basenpaare Cytosin und Guanin, legt. Somit handelt es sich bei
7-AAD-positiven Zellen um beschädigte oder abgestorbene Zellen und bei 7-AAD-ne-
gativen Zellen um vitale Zellen. Des Weiteren enthält das Stem-Kit eine Lyselösung,
die auf zehnprozentiger NH4Cl-Lösung basiert.
Bei dem letzten Reagenz handelt es sich um StemCount-Beads. Diese ermöglichen ei-
ne indirekte Messung der absoluten CD34+ Zellzahl. Hierbei wird eine bekannte An-
zahl von fluoreszierenden Beads im Durchflusszytometer analysiert und das Zahlen-
verhältnis zwischen Beads und CD34+ Zellen ermittelt, wodurch die absolute CD34+
Zellzahl auf einer Single-Platform durchgeführt werden kann (Keeney et al., 2004b).
1.3.7 Gating-Strategie und Auswertung der Durchflusszytometrie
Die Triggerparameter Forward Scatter (FSC), Sideward Scatter (SSC), CD34 und
CD45 spielen die entscheidende Rolle in der durchflusszytometrischen Analyse.
Die CD45 Expression wird für die sequentielle Gating-Strategie genutzt, um CD34+
Zellen zu identifizieren (Keeney et al., 1998). Für die Kontrolle der korrekten Positio-
nierung des Triggers ist die korrelierende Darstellung von FSC gegen die CD45-Ex-
pression (Dot-plot) notwendig. Des Weiteren sind die Korrelationen SSC gegen CD45,
SSC gegen CD34, und CD45 gegen CD34 von Bedeutung. SSC gegen CD45 grenzt
die Zellen ein, die als Leukozyten definiert sind. Um die Region der CD34-exprimieren-
den Zellen zu erhalten, wird der PE-CD34-Antikörper im Dot-plot gegen den SSC auf-
getragen (Gutensohn et Serke, 1996).
In Zytaphereseprodukten finden sich häufig Thrombozyten, die durch den SSC nicht
wesentlich von kleinen Lymphozyten unterschieden werden können, jedoch einen
deutlichen Unterschied im Bezug zu ihrem FSC zeigen (Gutensohn et Serke, 1996).
Wird das Gate in der Durchflusszytometrie so eingestellt, dass Events, die unterhalb
des FSC Thresholds liegen, ausgeschlossen werden, hat dies zur Folge, dass keine
apoptotischen Zellen, subzelluläre Partikel, Thrombozyten und Erythrozyten gemessen
werden (Gisselo et al., 2002). Dies wiederum hat den Vorteil, dass apoptotische Zellen
und subzelluläre Partikel nicht fälschlicherweise als Leukozyten gezählt werden und so
zu einer falsch hohen Anzahl von CD34+ Zellen führen. Automatischen Zellzählungen
kann dieser Fehler jedoch unterlaufen (Gisselo et al., 2002).
Bei der Knochenmarkregeneration und der zytoreduktiven Therapie ist jedoch darauf
zu achten, dass einige CD34+ Zellen sehr niedrige CD45-Level exprimieren (Barnett et
al., 1999).
16
1.3.8 Dual- und Single-Platform-Methode sowie ISHAGE-Protokoll
Das erste Dual-Platform-Verfahren zur Zählung CD34+ Stammzellen wurde 1994 ent-
wickelt und als das Milan-Protokoll vorgestellt (Brando et al., 2000; Ngoma et al 2011).
Dieses Verfahren gebraucht neben dem Durchflusszytometer einen hämatologischen
Analysator für die absolute Leukozytenzählung und gibt somit den Prozentsatz einer
gegebenen Teilmenge von Zellen unter der gesamten Leuko- oder Lymphozytenzahl
an (Keeney et al., 1998; Gratama et al., 2001; Ngoma et al., 2011).
Im Gegensatz zum Dual-Platform-Verfahren bietet das Single-Platform-Verfahren die
Möglichkeit, die absolute CD34+ Zellzahl in einer Blutprobe anzugeben (Keeney et al.,
1998), indem es die Zellen von Interesse, in diesem Falle die CD34+ Stammzellen, in
einem genau bestimmten Volumen, mit Hilfe von Antikörpern oder eines Zellfarbstoffes,
identifiziert und kontaminierte Zellen ausschließt, ohne dabei eine Referenzgruppe zu
benutzen. Diese identifizierten CD34+ Stammzellen stehen somit in direkter Beziehung
zum originalen Blutvolumen (Brando et al., 2000; Gratama et al., 2001; Keeny et al.,
2000). Das Single-Platform-Verfahren kann entweder volumetrisch oder auf der Basis
von Mirkopartikeln (Beads) erfolgen (Gratama, 2001). Die Beads-basierte Technologie
wurde 1982 konzipiert (Stewart et Steinkamp, 1982).
Mitte der Neunzigerjahre haben etliche Studien die Notwendigkeit einer Standard-
isierung für die Zählung von CD34+ Zellen verdeutlicht. Eine 2-Farben Methode wurde
entwickelt, in der HPC als CD34 (hell), CD45 (dunkel), FSC (niedrig bis intermediär)
und SSC (niedrig) definiert wurde. Diese Methode wurde von der International Society
of Hematotherapy and Graft Engineering (ISHAGE) in ihre Leitlinien übernommen und
später für die Single-Platform-Methode modifiziert (Keeney et al., 1998; Keeney et al.,
2004a). Vor allem die Einführung des Single-Platform-Verfahrens und die Verwendung
von Viabilitäts-Farbstoffen erbrachten bessere Informationen für die Transplantations-
Zentren, da die Verwendung von automatisierten Hämatologieanalysatoren umgangen
und stattdessen die wichtigen Parameter allein von der durchflusszytometrischen
CD34+ Zell-Quantifizierung abgeleitet werden konnten (Sutherland, 1997; Keeney et
al., 1998; Sutherland et al., 2009). Das Single-Plattform-Verfahren wird mit fluoreszier-
enden Beads und unter der Ergänzung des Farbstoffes 7-Aminoactinomycin D (7-AAD)
durchgeführt (Sutherland et al., 2009), welche den Ausschluss von toten Zellen
während der Analyse erlauben (Keeney et al., 2004a), was nach heutigen Erkenntnis-
sen jedoch diskutiert wird (Fritsch, 2012). Eine bekannte Menge an fluoreszierenden
Beads wird einem bekannten Volumen von gefärbtem Blut beigemengt. Die Beads wer-
17
den zusammen mit den Zellen gezählt, um deren Anzahl pro Mikroliter zu berechnen.
Diese Methode ist von Lyse- und Antikörpervolumen unabhängig (Brando et al., 2000).
Das ISHAGE-Protokoll hat einen bedeutsamen Einfluss auf die Genauigkeit und Zuver-
lässigkeit gezeigt (Sutherland et al., 2009), jedoch garantiert die Implementierung von
standardisierten Protokollen keine genaue Messung (Lysak et al., 2010). Dieses Proto-
koll wurde von Anfang an, herstellerunabhängig, für den Gebrauch von Durchflusszyto-
metern entwickelt (Sutherland et al., 2009).
Studien bestätigen die Genauigkeit der CD34+ Zellzählung durch die auf fluoreszieren-
den Mikropartikeln basierte Single-Platform-Methode (Schlenke et al., 1999). Dabei
werden Beads – lyophilisierte fluoreszierende Kunststoffpartikel – in bekanntem Volu-
men und exakt überprüfter Konzentration in eine Blutprobe pipettiert und mit dem
Durchflusszytometer gemessen. Da die Konzentration der fluoreszierenden Beads
bekannt ist, kann die absolute CD34+ Zellzahl errechnet werden. Dabei kann dieses
Ergebnis vom Durchflusszytometer selbst hergeleitet werden, indem er das Verhältnis
von Beads zu CD34+ Zellen misst (Keeney et al., 1998).
Die Single-Platform-Analyse hat sich gegenüber der Dual-Platform-Analyse aufgrund
ihrer guten Vergleichbarkeit zwischen den Laboratorien bewährt (Gratama et al., 2001)
und wird unter anderem aus diesem Grund empfohlen (Moretti et al., 2002).
Hinsichtlich der fluoreszierenden Beads im Single-Platform-Verfahren kann hier auf ein
zweites Gerät, den hämatologischen Ana-lysator, verzichtet werden. Das Single-
Platform-Verfahren ist schnell, einfach, akkurat (Keeney et al., 1998) und besitzt
gegenüber der Dual-Platform-Methode eine geringere Möglichkeit abweichender
Ergebnisse (Brando et al., 2000).
Unter dem aktuellen Single-Plattform-Verfahren müssen die Proben allerdings noch
weiter verarbeitet werden, zudem müssen verschiedene Anpassungen für genaue
Messungen im Labor gewährleistet werden. Außerdem beruhen die aktuellen Single-
Platform-Verfahren auf der exakten Zugabe von Beads bei einer bestimmten Konzen-
tration. Kürzlich wurde ein Durchflusszytometer eingeführt, das direkte volumetrische
Zellanalysen und quantitative Analysen ermöglicht ohne den Zusatz von künstlichen
Beads (Accuri.com, 2010).
18
1.3.9 Colony Forming Units
Eine alternative Form der CD34-Zählung, die Abschätzung von hämatopoetischen Pro-
genitorzellen in sogenannten Colony-Forming-Units (CFU), steht zwar in Beziehung zu
dem CD34-Level, jedoch fehlt es ihr an Reproduzierbarkeit und die Analysezeit ist ver-
längert (Barnett et al., 1999). Intercenter-Variationskoeffizienten für die CFU-Zählung
betragen ca. 30%. Ferner gibt es keine geeignete Möglichkeit, die Ungenauigkeit in der
CFU-Zählung zu minimieren (Serke et al., 1997). Die CFU-GM (Colony-Forming-Units–
Granulocyte/Macrophage) unterscheiden sich von Patient zu Patient, nicht aber zwi-
schen Leukaphereseprodukten des gleichen Patienten (Yang et al., 2005).
19
2. Material und Methoden
2.1 Patientenkollektiv und Blutproben
In dieser Studie wurden drei verschiedene Materialien verwendet. Neben Restmaterial
der routinemäßigen Laboruntersuchung von Zytaphereseprodukten und kryokonser-
vierten Proben, die von Aphereseprodukten nach dem Auftauen stammten, wurden
Proben aus peripherem venösem Blut untersucht.
In der Gruppe, in welcher die Proben aus dem peripheren Blut der Patienten bzw.
Spender stammten, litten fünf Patienten an einem multiplen Myelom (MM) und sechs
an einem Non-Hodgkin-Lymphom (NHL). Die übrigen drei Proben stammten von
gesunden Spendern. Die Apheresat-Gruppe beinhaltete vier Proben von drei Patienten
mit einem multiplem Myelom, zwei Patienten mit einem Non-Hodgkin-Lymphom und
drei gesunden Spendern. In der Gruppe der aufgetauten Proben waren fünf Patienten
an einem Non-Hodgkin-Lymphom (NHL) und drei Patienten an einem multiplen
Myelom erkrankt.
Die 14 Proben, die vor der extrakorporalen Zellsammlung von Probanden aus dem
peripheren Blut gesammelt wurden, stammten von elf männlichen Patienten und drei
weiblichen gesunden Spendern. Das Durchschnittsalter der Patienten lag im Mittelwert
bei 52 Jahren (28 bis 67 Jahre), das Durchschnittsalter der gesunden Spender lag im
Mittelwert bei 45 Jahren (41 bis 54 Jahre).
Insgesamt wurden in der Apheresat-Gruppe neun Proben untersucht. Darunter
befanden sich sechs Proben aus sechs verschiedenen Aphereseprodukten von fünf
männlichen Patienten mit einem Durchschnittsalter von 54 Jahren (52 bis 67 Jahre)
sowie drei Proben von zwei gesunden weiblichen Spenderinnen und einem gesunden
männlichen Spender mit einem Durchschnittsalter von 41 Jahren (26 bis 54 Jahre).
Des Weiteren wurden in den Gruppe der kryokonservierten Proben 13 Proben aus 13
verschiedenen Produkten von neun Apheresaten, von acht verschiedenen Patienten
stammend, getestet, wobei es sich um eine weibliche Patientin und sieben männliche
Patienten mit einem Durchschnittsalter von 60,5 Jahren (53 bis 68 Jahre) handelte.
20
Tabelle 1: Tabellarische Darstellung der Patienten bzw. Spender.
Probenmaterial
Apherese- proben
kryokonservierte Proben
Periphere Blutproben
Multiples Myelom 4 3 5 Non-Hodgkin-Lymphom 2 5 6 Gesunder Spender 3 - 3
Insgesamt: 9 8 14
Die gesunden Spender erhielten zweimal täglich 5 µg/kg KG G–CSF (Neupogen®,
Amgen, Thousand Oaks, CA, USA) subkutan. Die erste Apherese wurde am fünften
Tag der Mobilisation durchgeführt.
Die Mobilisierung der hämatopoietischen Progenitorzellen vor Chemotherapie wurde
täglich mit 5-10 µg/kg KG G-CSF durchgeführt. Für die Chemotherapien wurde eine
Vielzahl an Medikamenten verwendet, die sich nach etablierten Studienprotokollen
richteten (z.B. Cyclophosphamid, Ifosfamid, Epirubicin, Etoposid, Carboplatin, Dexa-
methason, hochdosiertes Cytosinarabinosid [ara-C], Cisplatin, Carmustin oder Melpha-
lan).
2.2 Probenvorbereitung: Apheresate, peripheres venöses Blut
Die Patientenproben wurden sowohl mit dem Zytometer Epics XL (Beckman Coulter,
Krefeld, Deutschland) als auch mit dem Accuri C6 (Accuri Cytometers, Ann Arbor, MI,
USA [2011 aufgekauft durch Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA]) nach den für
die Single-Platform geltenden ISHAGE-Vorgaben analysiert (Sutherland et al., 1996;
Keeney et al., 1998). Die Proben wurden mit dem Stem-Kit (Beckman Coulter)
vorbereitet. Das Stem-Kit beinhaltet einen CD45-Fluorescein-Isothiocyanat (FITC)-
konjugierten monoklonalen Antikörper (mAb J33), einen CD34-Phycoerythrin-
Antikörper (mAb 581), sowie jeweils einen isoklonen Kontroll-Antikörper und den
Viabilitätsfarbstoff 7-Aminoactinomycin A (7-AAD).
Die identische Vorbereitung von drei Röhrchen erfolgte in mehreren Arbeitsschritten,
wobei das dritte Röhrchen der Kontrolle diente. Bei Prozessierung von Vollblut wurde
aufgrund der hohen Absorption durch Hämoglobin kein Lichtschutz benötigt
(Gutensohn et Serke, 1996). In den ersten beiden Schritten wurden den Röhrchen
21
jeweils 20µl CD45-FITC/CD34-PE und 7-AAD hinzugefügt. Daraufhin wurden je 100µl
Probelösung hinzugegeben. Danach wurden die Proben für fünf Sekunden gevortext
(Bio Vortex V1, lab4you GmbH, Berlin, Deutschland), wobei auf die eingestellte
Frequenz geachtet wurde, da diese Einfluss auf die Vitalität der Zellen und die Bindung
der Antikörper hat (Gutensohn et Serke, 1996). Anschließend wurde für 20 Minuten bei
Raumtemperatur (20±2°C) inkubiert. Im folgenden Schritt wurden 2ml einer Lyse,
bestehend aus 10-%iger Amoniumchlorid-Lösung (NH4Cl), die mit destilliertem Wasser
verdünnt worden war, hinzugegeben. Daraufhin wurden die Proben erneut für fünf
Sekunden gevortext (Bio Vortex V1) und für zehn Minuten inkubiert. Danach wurden
100µl StemCounts (Beckman Coulter) hinzugefügt. Da ein exakt definiertes Volumen in
die drei Röhrchen revers pipettiert wurde, kann das Volumen indirekt anhand der
Anzahl der Beads berechnet werden. Die Inkubationszeiten fanden zum Schutze der
fluoreszierenden Antikörper im Dunkeln statt.
Nachdem das Lyse-Reagenz in die Probe pipettiert worden war, erfolgte umgehend die
durchflusszytometrische Analyse. Sofern dies nicht möglich war, wurde die Probe
maximal eine Stunde kühl gelagert (Barnett et al., 1999). Die Fixation diente der
erhöhten Haltbarkeit der Probe, der Verbesserung der Zellstabilität und Streulichteigen-
schaften. Da es zu Veränderungen von Epitopen kommen kann, wurden die Zellen erst
nach der Antikörperbindung mit gepufferten Formaldehydlösungen fixiert.
Mithilfe der StemCount-Beads kann eine indirekte Messung der absoluten CD34+ Zell-
zahl durchgeführt werden. Dabei werden die Beads zusammen mit den Zellen gezählt,
deren Anzahl pro Mikroliter mit folgender Formel errechnet wird (Brando et al., 2000):
Anzahl der Zellen/µL = (Anzahl der gezählten Zellen x Konzentration der Beads) (Anzahl der gezählten Beads)
Bei der Justierung des Durchflusszytometers wurde beachtet, dass die Betriebstempe-
ratur erreicht wurde, da es sonst zu Messfehlern kommen kann (Gutensohn et Serke,
1996).
2.3 Kryokonservierte Proben
PBPC Transplantate wurden in Konzentrationen von 3.108–5.107 Zellen/ml auf -100°C
in einem so genannten controlled rate freezer (Kryo10/II, Messer Cryotherm, Siegthal,
Deutschland) nach der Zugabe eines gleichen Volumens aus 50% Hydroxyethylstärke
22
(HES 200/0.5 10%, Fresenius, Deutschland), 20% DMSO (WAK-Chemie, Deutsch-
land), 10% ACD-A (Fresenius) und 20% autologem Plasma kryokonserviert.
Das controlled rate freezing, welches bei +8°C begann, ist ein Gefriervorgang, das in
kontrollierten Intervallen die zu konservierenden Zellen einfriert, indem flüssiger
Stickstoff in eine geschlossene Kammer gebracht wird, in welcher sich die Zellen
befinden. Dieses Verfahren verhindert die zelluläre Dehydrierung und
Eiskristallformationen (Encyclopædia Britannica, 2011). Im ersten Schritt des controlled
rate freezings wurde die Kammer, bei einer Geschwindigkeit von -1°C/min, auf -18°C
herab gekühlt. Daraufhin kühlte das System bei -50°C/min auf -80°C herab, um im
anschließenden Schritt bei +50°C/min auf -34°C aufzuwärmen. Diese Temperatur
wurde für neun Minuten gehalten. Der weitere Kühlprozess verlief bei -2,1°C/min auf -
55°C und abschließend wurde bei einer Geschwindigkeit von -3,75°C/min auf eine
Temperatur von -100°C herabgekühlt. Nach Beendigung dieses
Kryokonservierungsverfahrens wurden der Transplantbeutel und die Satellitenöhrchen
in der Gasphase des flüssigen Stickstoffs gelagert. Sowohl die Temperatur im
Lagerbehältnis als auch die Menge an flüssigem Stickstoff wurden permanent
kontrolliert (Biosafe Control ® und Adurb Automatic Filling Device, Messer Cryotherm,
Siegthal, Deutschland), um zu gewährleisten, dass die Temperatur unter dem Deckel
stets unter -150°C lag.
Nach mindestens 24 Stunden Lagerung der Proben unter diesen Bedingungen wurden
sie einem Flüssigstickstoffbehälter entnommen und manuell in einem 37°C warmen
Wasserbad aufgetaut (Humpe, et al., 2005). Daraufhin wurden die Proben in einem
1:10 Verhältnis mit Hilfe einer Phosphat-gepufferten Salzlösung (PBS; Gibco,
Darmstadt, Deutschland) und eines zehnprozentigen AB-Serums (Institut für Transfu-
sionsmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel) verdünnt. Die In-
kubationszeit der kryokonservierten Proben mit den monoklonalen Antikörpern CD34-
PE und CD45-FITC wurde hier auf zehn Minuten reduziert, da diese die
Wiederfindungsrate der CD34+ oder CD45+ Zellen nicht signifikant beeinflusst (Humpe
et al., 2005).
Unmittelbar nach der Zugabe des Fluoreszenzfarbstoffs wurde die Suspension aus je-
der der drei Röhrchen aufgeteilt. Die Proben wurden gevortext. Anschließend wurden
Datenerfassung und -analyse gestartet, wobei beide Durchflusszytometer parallel ar-
beiteten. Für die Auswertung der Dateien wurde der StemONE Algorithmus verwendet.
23
2.4 Die verwendeten Durchflusszytometer
In dieser Studie wurden zwei Durchflusszytometer verwendet. Dabei arbeitet der Epics
XL Bead-basiert, der Accuri C6 hingegen volumetrisch. Da der Accuri C6 eine direkte
volumetrische Messung ermöglicht, ohne dabei auf Beads angewiesen zu sein, sind ei-
ne direkte Kalkulation der Zellkonzentration möglich und die Bead-assoziierten Störfak-
toren der Messungen ausgeschlossen. Die Genauigkeit des Single-Platform-Verfah-
rens ist von der Technologie des Durchflusszytometers abhängig (Brando et al., 2000).
Das Durchflusszytometer von Accuri C6 hat die Maße 27,9 x 36,3 x 41,9 cm und ein
Gewicht von 13,6 kg, während der Epics XL 50,8 x 61,0 x 57,2 cm misst und 63,5 kg
wiegt.
Neben der Reagenzien und der Durchflusszytometer können sowohl die Software als
auch die Gating-Strategie zusätzlich Einfluss auf die Messergebnisse nehmen (Barnett
et al., 2000).
2.5 Statistische Analyse
Für die statistische Analyse wurden neben Excel (Microsoft, Redmond, WA, USA) das
Softwareprogramm GraphPad Prism 4.0 (GraphPad Software, Inc. La Jolla, CA, USA)
verwendet.
Sofern nicht anders angegeben, wurden die Daten als Minimum, Maximum, Median
und Range sowie als 95% Konfidenzintervall (CI) dargestellt. Die Analyse, inwiefern die
zu vergleichenden Methoden übereinstimmen, wurde gemäß der Bland-Altman-
Analyse (Bland et al., 1986) und durch Berechnung einer Spearman-Korrelation
durchgeführt, unter der Annahme, dass keine Gauss-Verteilung vorlag. Gegebenenfalls
wurden die Daten mit dem nichtparametrischen Wilcoxon-Test für gepaarte Daten
verglichen. Ein p-Wert von 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.
24
3. Ergebnisse In dieser Studie wurden Messreihen von drei verschiedenen Materialien von CD34+
Zellen zum Vergleich der beiden durchflusszytometrischen Methoden herangezogen.
3.1 Analysen der peripheren Blutstammzellproben
In den 14 Blutstammzellproben aus peripherem venösem Blut betrug die Streubreite
auf dem Accuri C6 für CD34+ Ereignisse 0–88 Zellen/µL und mit dem Epics XL 0–100
Zellen/µL. Der Median betrug für den Accuri C6 41 Zellen/µL, für den Epics XL 41,5
Zellen/µL (s. Tabelle 2).
Die Werte der beiden Durchflusszytometer korrelierten signifikant miteinander (p <
0,01) mit r = 0,95. Die Bland-Altman-Analyse zeigte jedoch, dass sich die Mess-
ergebnisse zwischen den beiden Durchflusszytometern insbesondere in CD34+ Pro-
ben mit weniger als fünf Zellen/µL unterscheiden.
Die Auswertung der Messergebnisse der CD45+ Proben ergab, dass die Ergebnisse
des Accuri C6 und des Epics XL signifikant miteinander korrelieren (p < 0,01) mit r =
0,996. Das Accuri C6 lag im Median bei 5.065 Zellen/µL mit einer Streubreite von 770–
68.996 Zellen/µL. Das Epics XL lag im Median bei 4.775 Zellen/µL mit einer Streubreite
807–70.782 Zellen/µL (s. Tabelle 2).
Das 95%-Konfidenzintervall zeigte eine fast vollständige Deckungsgleichheit sowohl für
die CD34+ als auch die CD45+ Zellen an den getesteten Durchflusszytometern:
CD34+ Zellen: 95% CI für Accuri C6 = 18–63 Zellen/µL; 95% CI für Epics XL = 19–67
Zellen/µL; CD45+Zellen: 95% CI für Accuri C6 = 3.525–26.755 Zellen/µL; 95% CI für
Epics XL = 3.320–27.148 Zellen/µL.
Die Daten aus Tabelle 2 sind in den Abbildungen 1 und 2 dargestellt.
25
Tabelle 2: Ergebnisse der peripheren Blutstammzellproben auf den Durchflusszyto-
metern Accuri C6 und Epics XL
CD34+
Zellen/µL (Accuri C6)
CD34+ Zellen/µL (Epics XL)
CD45+ Zellen/µL
(Accuri C6)
CD45+ Zellen/µL (Epics XL)
Minimum 0 0 770 807
Maximum 88 100 68.996 70.782
Median 41,0 41,5 5.065 4.775
95%–CI 18 – 63 19 – 67 3.525 – 26.755 3.320 – 27.148
Abbildung 1: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit Blutstammzell-
proben aus peripherem venösem Blut. Korrelationsdarstellung der Messdaten von
Accuri C6 gegen Epics XL mit CD34+ Zellen/µL. Die Regressionskurve beträgt (y) =
0,93 * (x) + 0,68 (Gutensohn, Nikolitsis et al., 2012).
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
26
Abbildung 2: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit CD34+ Blut-
stammzellproben aus peripherem venösem Blut. Darstellung der Bland-Altman-
Analyse (Gutensohn, Nikolitsis et al., 2012).
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
3.2 Analysen der Apheresatproben
In den neun Apheresatproben betrug die Streubreite auf dem Accuri C6 für CD34+
Ereignisse 543–24.500 Zellen/µL und auf dem Epics XL 600–24.660 Zellen/µL. Der
Median betrug für den Accuri C6 2.355 Zellen/µL und für den Epics XL 2.680 Zellen/µL.
Die Werte der beiden Durchflusszytometer korrelierten signifikant miteinander (p <
0,01) mit r = 0,933.
Das 95%-Konfidenzintervall zeigte eine fast komplette Deckungsgleichheit für beide
Parameter an den getesteten Durchflusszytometern: CD34+ Zellen: 95% CI für Accuri
C6 = (-)424–11.128 Zellen/µL; 95% CI für Epics XL = (-)313–11.244 Zellen/µL.
Die Bland-Altman-Analyse ergab eine gute Übereinstimmung der Messergebnisse der
beiden Durchflusszytometer. Es zeigte sich eine geringfügige Abweichung der Mess-
daten im Bereich von niedrigen CD34+ Zellzahlen.
Die Messdaten zwischen Accuri C6 und Epics XL für CD45+ Zellen korrelieren nicht
signifikant (p = 0,097) mit r = 0,60. Der 95%-Konfidenzintervall zeigte jedoch mehrheit-
lich Deckungsgleichheit auf: 95% CI für Accuri C6 = 270.285–560.808 Zellen/µL; 95%-
27
CI für Epics XL = 3.286.652–623.381 Zellen/µL. Die Bland-Altman-Analyse für CD45+
Messungen zeigte keine großen Deviationen.
Die Daten aus Tabelle 3 sind in den Abbildungen 3 und 4 veranschaulicht.
Tabelle 3: Ergebnisse der Apheresatproben auf den Durchflusszytometern
Accuri C6 und Epics XL.
CD34+ Zellen/µL (Accuri C6)
CD34+ Zellen/µL (Epics XL)
Minimum 543 600
Maximum 24.500 24.660
Median 2.355 2.680
95%–CI (-)424 – 11.128 (-)313 – 11.244
28
Abbildung 3: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit Apheresatpro-
ben. Korrelationsdarstellung der Messdaten von Accuri C6 gegen Epics XL mit CD34+
Zellen/µL. Die Regressionskurve beträgt (y) = 1,0 * (x) 105,7 (Gutensohn, Nikolitsis
et al., 2012).
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
Abbildung 4: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit CD34+
Apheresatproben. Darstellung der Bland-Altman-Analyse (Gutensohn, Nikolitsis et al.,
2012).
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
29
3.3 Analysen nach Kryokonservierung aus aufgetauten Proben
Nach dem Auftauen der acht kryokonservierten Proben aus Apheresaten betrug die
Streubreite auf dem Accuri C6 für CD34+ Ereignisse 650–6.544 Zellen/µL und auf dem
Epics XL 680–6.220 Zellen/µL. Der Median betrug für den Accuri C6 2.399 Zellen/µL
und für den Epics XL 2.170 Zellen/µL. Die Werte der beiden Durchflusszytometer
korrelierten signifikant miteinander (p < 0,01) mit r = 0,929.
Die Bland-Altman-Analyse ergab eine gute Übereinstimmung der Messergebnisse der
beiden Durchflusszytometer. Das 95%-Konfidenzintervall zeigte ebenfalls eine fast
komplette Deckungsgleichheit für beide Parameter an den getesteten Durchflusszyto-
metern (CD34+ Zellen: 95% CI für Accuri C6 = 1.562–4.224 Zellen/µL; 95% CI für
Epics XL = 1.646–4.195 Zellen/µL).
Die Auswertung der CD45+ Ereignisse ergab keine großen Unterschiede und die Kor-
relation zwischen den beiden Durchflusszytometern war signifikant (p < 0,01) mit r =
0,9.
Die Viabilität aller Ereignisse, die mit dem Accuri C6 gemessen wurden, betrug 74,61%
mit einer Streubreite von 70,27–88,78 %. Die Viabilität der CD45+ Zellen, die mit dem
Epics XL gemessen wurden, betrug 75,75 % mit einer Streubreite von 70,55–92,20 %.
Der 95%-Konfidenzintervall zeigte keine großen Unterschiede: 95% CI für Accuri C6 =
73,56–81,74 %; 95% CI für Epics XL = 74,53–83,88 %.
Die Daten aus Tabelle 4 sind in den Abbildungen 5, 6 und 7 veranschaulicht.
Tabelle 4: Ergebnisse der aufgetauten Apheresatproben auf den Durchflusszytometern
Accuri C6 und Epics XL
CD34+
Zellen/µL (Accuri C6)
CD34+ Zellen/µL
(Epics XL)
CD45+ Viabilität in %
(Accuri C6)
CD45+ Viabilität in %
(Epics XL)
Minimum 650 680 70,27 70,55
Maximum 6.544 6.220 88,78 92,20
Median 2.399 2.170 74,61 75,75
95% CI 1.562 – 4.224 1.646 – 4.195 73,56 – 81,74 74,53 – 83,88
30
Abbildung 5: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit aufgetauten
Apheresatproben. Korrelationsdarstellung der Messdaten von Accuri C6 gegen Epics
XL mit CD34+ Zellen/µL. Die Regressionskurve beträgt (y) = 1,034 * (x) - 126.6
(Gutensohn, Nikolitsis et al., 2012). Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
Abbildung 6: Vergleich der Messdaten von Accuri C6 und Epics XL mit CD34+ aufge-
tauten Apheresatproben. Darstellung der Bland-Altman-Analyse (Gutensohn, Nikolitsis
et al., 2012).
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
31
Abbildung 7: Viabilität der CD45+ Ereignisse in kryokonservierten und aufgetauten
Proben. Diese Graphik stellt die Bland-Altman-Analyse für die Viabilität gemessen an
den beiden Durchflusszytometern dar. (Gutensohn, K, Nikolitsis, A et al., 2012)
Gestrichelte Linie: 95% CI; durchgehende Linie: Regressionsgerade.
3.4 Kosten
Um den ökonomischen Aspekt zu berücksichtigen, wurde der Preis für eine Einzelmes-
sung ermittelt. Da der Accuri C6 seine Messungen volumetrisch durchführt, werden kei-
ne Beads benötigt. Dies wiederum erlaubt dem Anwender auf das Reagenzien–Kit zu
verzichten und die Reagenzien einzeln zu erwerben.
Die monoklonalen Antikörper für den Accuri C6 stammen von der Firma DIANOVA
GmbH (Hamburg, Deutschland). Das Stem-Kit für den Epics XL stammt von der Firma
Beckman Coulter (Krefeld, Deutschland). Da das System des Accuri C6 auf ent-
ionisiertes Wasser als Hüllflüssigkeit optimiert wurde, können somit die laufenden
Kosten weiter reduziert werden. Bei der Verwendung des Epics XL entstehen
zusätzliche Kosten durch den Flow-Check, der einmal täglich, und durch das FlowSet,
welches einmal wöchentlich auf dem Epics XL durchgeführt werden sollten.
32
Tabelle 5: Kostenkalkulation einer Einzelmessung für den Accuri C6
Accuri C6 Reagenz Listenpreis Testgröße Preis pro Analyse
CD45 FITC / IgG1 PE 595,00 € 100 5,95 €
CD45 FITC / CD34 PE 447,00 € 100 4,47 €
ADG-Lyse 388,00 € 1.000 0,39 €
7-AAD 134,00 € 400 0,34 €
Summe: 11,14 €
Tabelle 6: Epics XL, Kostenkalkulation für eine Einzelmessung
Epics XL Reagenz Listenpreis Testgröße Preis pro Analyse
Stem-Kit Reagenz 1.314,00 € 50 26,28 €
Summe: 26,28 €
3.5 Zusammenfassung der Ergebnisse
Die Ergebnisse dieser Studie zeigen eine gute Vergleichbarkeit der Messwerte aus den
Analysen der CD34+ und CD45+ Zellen in den peripheren Blutstammzellproben mit
geringen Konzentrationen an Zielzellen, genauso wie in den Apheresatprodukten mit
hohen Konzentrationen an Zielzellen und in den behandelten Zellprodukten wie den
kryokonservierten und aufgetauten Zellprodukten. Eine Ausnahme bilden die Vitalitäts-
messungen der CD45+ Zellen in den aufgetauten Apheresatproben. Ein Grund für
diese Ungenauigkeit könnte in der kleinen Probenanzahl liegen, denn der p-Wert, der
in einem zweiarmigen Design überprüft worden ist, zeigte bereits einen Trend in diese
Richtung mit p = 0,097. Die kleine Probenanzahl ließ sich aufgrund des kurzen
Zeitrahmens, in dem das Gerät für die Untersuchung zur Verfügung stand, nicht
vergrößern. Wegen der hier aufgezeigten Limitierung dieser Studie sollten weitere
Untersuchungen durchgeführt werden, um unsere Ergebnisse zu bestätigen.
33
4. Diskussion Die Zahl der autologen und allogenen Stammzelltransplantationen ist über die Jahre
kontinuierlich gestiegen (Copelan, 2006; Lungman et al., 2006). Da die Qualität eines
Stammzelltransplantats von der Zahl der lebensfähigen CD34+ Stamm– und Progeni-
torzellen abhängt, ist die genaue Bestimmung dieser Zellen unerlässlich (Baech et al.,
2000; Gratama et al., 2001; Allen et al., 2002). Dies erfordert eine qualitätsgesicherte
laboranalytische Überprüfung der Transplantate. Hierfür stellt die Single-Platform-
Methode heutzutage ein modernes und zuverlässiges Verfahren zur CD34+ Zell-
zählung dar (Keeney et al., 1998; Chang et al., 2004; Sutherland et al., 2009; Dauber
et al., 2011). Das primäre Ziel dieser Studie war die Untersuchung der Vergleichbarkeit
der Messergebnisse eines neuen Durchflusszytometers, mit dem Potenzial zur direkten
volumetrischen Messung von CD34+ Stamm– und Progenitorzellen, mit denen einer
bewährten durchflusszytometrischen Single-Platform-Methode.
Im Folgenden werden zuerst die jeweiligen Verfahren der Dual- und Single-Platform-
Methoden diskutiert. Anschließend werden die Messergebnisse der Bead-basierten
denen der volumetrischen Methode, die für diese Studie erhoben worden sind, gegen-
übergestellt, verglichen und in den Kontext der alltäglichen Praxis gestellt.
Die Single-Platform-Methode, bei der nur ein Messgerät verwendet wird, entwickelte
sich auf der Basis der Dual-Platform-Methode. Während mit der Dual-Platform-
Methode der Prozentsatz einer Teilmenge von Zellen berechnet wird (Keeney et al.,
1998; Gratama et al., 2001; Ngoma et al., 2011), kann mit der Single-Platform-Methode
die absolute CD34+ Zellzahl ermittelt werden (Keeney et al., 1998). Die Single-
Platform-Methode hat sich gegenüber der Dual-Platform-Methode aufgrund ihrer guten
Vergleichbarkeit zwischen den Laboratorien bewährt (Gratama et al., 2001) und wird
unter anderem aus diesem Grund empfohlen (Moretti et al., 2002). Zudem ist die Dual-
Platform-Methode durch die Leistungsfähigkeit des hämatologischen Analysators be-
grenzt (Brando et al., 2000). Durch den hämatologischen Analysator kann es bei
Anwesenheit von kernhaltigen roten Blutzellen zu einer falsch hohen Leukozyten-
zählung kommen (Barnett et al., 1999; Gratama et al., 2001). Auch Proben mit
geringen Leukozytenzahlen zeigen unterschiedliche Ergebnisse (Brando et al., 2000).
Ein anderer Nachteil besteht darin, dass die Konfiguration des Durchflusszytometers
und des hämatologischen Analysators für die zu bestimmende Population an Zellen
exakt korrelieren muss, da es sonst zu Fehlern kommen kann (Brando et al., 2000).
Darüber hinaus beinhaltet die Dual-Platform-Methode generell ein Lyse-Wash-
34
Verfahren, was zum Verlust von Leukozyten führen kann (Keeney et al., 1998). Das
Single-Platform-Verfahren hingegen ist schnell, einfach, akkurat (Keeney et al., 1998)
und besitzt gegenüber der Dual-Platform-Methode eine geringere Möglichkeit für
abweichende Ergebnisse (Brando et al., 2000).
Insgesamt zeichnet sich das Single-Platform-Verfahren durch eine gute Reproduzier-
barkeit aus (Keeney et al., 1998). Es gilt daher seit Jahren als das zuverlässigste Ver-
fahren für die Messung von CD34+ Zellen (Sutherland et al., 2009; Chang et al., 2004)
und für einen Vergleich der Messergebnisse zwischen diversen Laboratorien (Gratam
et al., 1999). Die Resultate einer internationalen Multicenter-Studie zeigten beim
Einsatz der Single-Platform-Methode einen coefficient of variation (CV) von unter 9%
zwischen den beteiligten Laboratorien (Gratama et al., 2003).
Die Reproduzierbarkeit und Genauigkeit der Single-Platform-Methode wird jedoch auch
von einigen Faktoren beeinflusst, wobei das „Reverse-Pipettieren“ einen der
wichtigsten darstellt (Serke et Johnsen, 2001). Da es beim konventionellen Pipettieren
zum Einschluss von Luftbläschen kommen kann, wird der Einsatz eines „Reversen
Pipettierens“ empfohlen, wie es auch in dieser Studie durchgeführt wurde.
Es kann bei der Single-Platform-Methode zwischen einem volumetrischem oder einem
Bead-basiertem Verfahren unterschieden werden (Gratama, 2001). Die Bead-basierte
Technologie wurde 1982 konzipiert (Stewart et Steinkamp, 1982), während die volu-
metrische Methode bereits 1969 entwickelt wurde (Dittrich et Göhde, 1969).
Die Bead-basierte Single-Platform-Methode hat sich zur Zeit als „Goldstandard“ durch-
gesetzt (Keeney und Sutherland, 2000). Die direkte volumetrische Durchflusszyto-
metrie wurde schon früher angewandt, jedoch war aufwändiges Kalibrieren mit Mikro-
partikeln notwendig, um Operator-unabhängige Genauigkeit und Stabilität der Kalibra-
tion über einen längeren Zeitraum zu ermöglichen (Connelly et al., 1995).
Die Bead-basierte Methode kann neben der eigentlichen durchflusszytometrischen
Funktion auch Teil einer umfassenden Qualitätskontrolle im Labor für CD4-Zellzählung
sein. Lawrie et al. zeigten am EpicsXL-MCL für die CD4-Zellzählung, dass fehlerhafte
Werte der Bead-Count-Rate durch erneute Messung zeitnah revidiert werden konnten
ohne die Laborroutine zu unterbrechen (Lawrie et al., 2010). Des Weiteren bestätigen
Studien die Genauigkeit der CD34+ Zellzählung durch diese auf fluoreszierende
Mikropartikel basierte Single-Platform-Methode (Schlenke et al., 1999). Einige
Sachverhalte können jedoch die Genauigkeit der Bead-basierten Zählung beein-
flussen. Zu diesen gehören unter anderem, dass Beads dazu neigen entweder auf dem
35
Boden zu sedimentieren oder zur Oberfläche auf zu steigen. Darüber hinaus kann es
zu einer möglichen Überlappung der Fluoreszenzsignale kommen. Deshalb ist eine
sorgfältige Mischung und Dispersion der Beads und der Zellproben erforderlich sowie
die Vermeidung von Bläschen- oder Schaumbildung (Brando et al., 2000). Aufgrund
der Verdünnung der Proben, wie zum Beispiel in den Aphereseprodukten, kann die
Proteinkonzentration reduziert sein, was wiederum dazu führt, dass die Beads
verklumpen und es infolgedessen zu falschen Messungen kommt (Brando et al., 2001).
Deshalb kann der Einsatz einer direkten volumetrischen Bestimmung der CD34+ Er-
eignisse viele dieser Einflussfaktoren umgehen und von Vorteil sein. Vor diesem Hin-
tergrund wurde in dieser Studie das Durchflusszytometer Accuri C6 eingesetzt (Accuri
Cytometers, Ann Arbor, MI, USA [2011 aufgekauft durch Becton Dickinson, Franklin
Lakes, NJ, USA]). Es ermöglicht eine direkte volumetrische Messung, ohne dabei auf
Beads angewiesen zu sein. Hierdurch ist eine direkte Messung der Zellkonzentration
möglich. Bei dieser Technik sind die Bead-assoziierten Störfaktoren der Messungen
somit ausgeschlossen. Die Ergebnisse dieser Studie zeigen eine gute Korrelation für
CD34+ und CD45+ Zellzählungen. Sie zeigen sowohl in den Monitoring-Proben, mit
niedrigen Konzentrationen der Zielzellen, und Apherese-Proben, mit hohen
Konzentrationen dieser Zellen, als auch in den aufgetauten kryokonservierten Proben
eine gute Vergleichbarkeit.
Heutzutage ist die Zählung der CD4 T-Zellen für die Antiretrovirale Therapie (ART)
kostengünstig möglich, indem volumetrische Single-Platform Durchflusszytometer ohne
teure Beads Verwendung finden. So wiesen unter anderem zwei Studien nach, dass
das volumetrische Auto40 Durchflusszytometer (Apogee Flow Systems Ltd., Hemel
Hempstead, Großbritannien) im Vergleich mit dem FACSCalibur (Becton Dickinson,
Franklin Lakes, NJ, USA) verwendbare Ergebnisse liefert. Die volumetrischen
Durchflusszytometer sind insbesondere in Entwicklungsländern von Bedeutung, da sie
neben der Kosteneinsparung einfach zu transportieren sind. Die Durchflusszytometer
Auto40 und CyFlow SL_3 können beispielsweise mit einer 12-Volt-Autobatterie genutzt
werden und somit auch an schwierig zugänglichen Orten, die nicht über die nötigen
Resourcen verfügen, betrieben werden (Mbopi-Keou et al., 2012b). Dies wurde beim
mobilen Einsatz des Auto40 mit einer guten Korrelation zu den Referenzwerten
bestätigt (Mbopi-Keou et al., 2012a). Möglicherweise findet die Technik daher auch
ihren Einsatz bei der Bestimmung von CD34+ Zellen.
In der Gegenüberstellung der beiden Single-Platform-Methoden – dem Bead-basierten
und dem volumetrischen Verfahren – zeigte sich in dieser Studie, dass eine direkte vo-
36
lumetrische Zählung von CD34+ und CD45+ Zellen in verschiedenen Proben möglich
ist, da sie eine gute Korrelation zur Bead-basierten Methode, dem derzeitigen „Gold-
standard“ der CD34+ und CD45+ Zellzählung, aufweist.
In mehreren Studien zeigte sich eine gute Vergleichbarkeit zwischen der volu-
metrischen und der Bead-basierten Single-Platform-Methode (Cassens et al., 2004;
Fryland et al., 2006; Mortazavi, 2012). In einer Vergleichsstudie, durchgeführt in einem
Entwicklungsland, zeigte sich eine gute Korrelation zwischen dem volumetrisch
messenden Cyflow SL blue (Partec GmbH, Münster, Deutschland) und den Bead-
basierten FACScan und FACSCount (Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ USA)
(Dieye et al., 2005). Eine weitere Studie hatte andere Ergebnisse für CD34+
Zellzählung ergeben, jedoch war der dort verwendete Ortho CytotronAbsolute
Durchflusszytometer (Ortho Diagnostic Systems, Amersham, UK) für diese Aufgabe
nicht geeignet, da nur ein zu geringes Volumen der einzelne Proben verwendet und
analysiert werden konnte (Gratama et al., 1999). Technische Unterschiede zwischen
verschiedenen Durchflusszytometern tragen zu einem großen Teil zu den Unter-
schieden der Messergebnisse zwischen den Laboratorien bei (Parker et al., 1990;
Chance et al., 1995; Levering et al., 2007), was auch im Vergleich von Studien
beachtet werden sollte. In einer weiteren Studie zeigte sich die volumetrische Messung
ökonomischer und zeitsparender (Mbopi-Keou et al., 2012b).
In der Gegenüberstellung der Durchflusszytometer Epics XL und Accuri C6 zeigten ein-
zig die Vitalität von CD45+ Zellen in aufgetauten Proben und die Reproduzierbarkeit
Abweichungen zwischen den Geräten. So war die mit dem Accuri C6 gemessene Vita-
lität im Vergleich zum Epics XL signifikant erniedrigt. Eine Erklärung hierfür könnte die
erhöhte Viskosität kryokonservierter Proben im Vergleich zu Apheresaten sein. Somit
würde dies zu Messfehlern führen. Ferner wurde die Reproduzierbarkeit der
Messungen getestet. Die Reproduzierbarkeit ist ein Verfahren, in dem dieselbe Probe
mehrmals gemessen wird, mit dem Ziel wiederholt ein identisches Ergebnis zu
erhalten. Der Epics XL lieferte unter diesem Aspekt gute Werte. Der Accuri C6
hingegen zeigte sehr unterschiedliche Resultate. Der Grund für die nicht verwertbare
Reproduzierbarkeitsmessung mit dem Accuri C6 liegt daran, dass die Messung des
Accuri C6 sowohl von der Viskosität der Probe als auch von dem Level der Flüssigkeit
in einem Röhrchen abhängig ist. Wird die gleiche Probe beispielsweise viermal
gemessen, verliert diese jedes Mal ein bestimmtes Volumen, weshalb der Flüssig-
keitslevel sinkt, was somit zu Fehlmessungen führt, da von dem falschen Flüssig-
keitsstand ausgegangen wird.
37
Ein anderer Nachteil des Accuri C6 ist die Tatsache, dass bei jedem Wechsel einer
Monitoring- oder Apheresatprobe auf eine kryokonservierte Probe oder umgekehrt eine
Kalibrierung notwendig wird. Hierbei muss ein Firmware Update durchgeführt werden.
Dabei wird mit Hilfe des Softwareprogramms CFlow Plus ein Firmware Update und die
Kalibrierung der Flüssigkeit durchgeführt, was insgesamt etwa 10 Minuten Zeit
beansprucht. Diese Prozedur ist notwendig, da die Flüssigkeits-Matrix des Accuri C6
nur auf eine Viskosität eingestellt ist.
Sowohl die Anschaffungskosten als auch die laufenden Kosten zeigten einen
ökonomischen Vorteil für den Accuri C6. Da für den Epics XL das Stem-Kit vorgesehen
ist, lässt dies wenig Spielraum für eine Kosteneinsparung. Im Gegensatz dazu können
die Reagenzien für den Accuri C6 einzeln erworben werden. Dies ermöglicht eine
Kostenreduzierung um mehr als 50 Prozent (siehe Tabellen 5 und 6).
Die Interpretation der Ergebnisse dieser Studie erfolgte unter Vorbehalt, da im relativ
kurzen Studienzeitraum, in der die beiden Durchflusszytometer zur Evaluierung instal-
liert worden waren, nur ein kleiner Stichprobenumfang untersucht werden konnte. Da
dies als Einschränkung der Studie betrachtet werden kann, sollten weitere Unter-
suchungen die vorliegenden Ergebnisse bestätigen.
Aus Gründen der günstigen Ökonomie und der geringeren Fehleranfälligkeit könnten
sich auf die volumetrische Methode basierende Durchflusszytometer als Alternative
zum bisherigen Bead-basierten Goldstandard etablieren.
38
5. Zusammenfassung Um ein Engraftment nach einer Stammzelltransplantation zu gewährleisten, ist eine
genaue CD34+ Zellzählung von hoher Priorität. Dabei muss das Monitoring eine zuver-
lässige Vorhersage für die zu erzielende CD34+ Zellmenge im Apheresat ermöglichen.
Des Weiteren ist die genaue Überprüfung der Qualität des Apheresats und des Pro-
duktes nach Kryokonservierung für den klinischen Verlauf der Transplantation essen-
tiell. In dieser Studie wurde die Bead-basierte Single-Platform-Methode für die CD34+
Zellanalyse mit einer Methode, welche eine direkte volumetrische Messung ermöglicht,
verglichen.
Die Studie beinhaltete 14 Proben aus peripherem Blut, neun Proben von Apheresaten,
und zehn kryokonservierte und anschließend aufgetaute Proben. Die Proben wurden
auf CD34+ und CD45+ Zellen analysiert. In den kryokonservierten Proben wurde zu-
sätzlich die 7-AAD-Viabilität der CD45+ Ereignisse untersucht.
Die Korrelation für die CD34+ Analysen der peripheren Blutstammzell-Proben betrugen
R2 = 0,96 (p=0,26), für die Apheresate R2 = 0,99 (p=0,34), und für die kryokonser-
vierten Proben R2 = 0,96 (p=0,22). Für die CD45+ Ereignisse in den Monitoringproben
zeigte sich eine Korrelation von R2 = 0,96 (p=0,46), für CD45+ Ereignisse in den
Apheresatproben R2 = 0,83 (p=0,22), und in den kryokonservierten Proben R2 = 0,62
(p=0.,46).
Die Ergebnisse dieser Studie, die auch 2012 im Transfusion Medicine veröffentlicht
worden sind (Gutensohn et al, 2012), bestätigen die technischen Möglichkeiten der
direkten volumetrischen Analyse von CD34+ und CD45+ Zellen unter einfachen und
ökonomisch vorteilhaften Bedingungen.
Die direkte volumetrische Messung stellt somit eine realistische Alternative zum
bisherigen Bead-basierten Goldstandard dar.
39
6. Abkürzungsverzeichnis
(rh)G-CSF (recombinant human) granulocyte colony stimulating factor
°C Grad Celsius
µL Mikroliter
µm Mikrometer
7-AAD 7-Amino-Actinomycin
ART Antiretrovirale Therapie
CD Cluster of differentiation
CFU Colony-Forming-Units
CFU-GM Colony-Forming-Units–Granulocyte/Macrophage
CV Coefficient of variation
EDTA Ethylen-Diamino-Tetraacetat
FC-Rezeptor Fragment crystallisable Rezeptor
F/P-Ratio FITC/PE –Konjugat Ratio
FITC Fluorescein-Isothiocyanat
FSC Forward Scatter (Vorwärtsstreulicht)
HLA Human leukocyte antigen
HPC Hematopoietic progenitor cells
ISHAGE International Society of Hematotherapy and Graft Engineering
IU International unit
kDa Kilodalton
kg KG Körpergewicht (KG) des Patienten in Kilogramm (kg)
40
KMT Knochenmarkstransplantation
L Liter
Laser Light amplification by stimulated emission of radiation
mAB Monoclonal antibody
mL Milliliter
nm Nanometer
NH4Cl Ammoniumchlorid
NK-cells Natural killer cells
p P-Wert, Signifikanzwert
PBPC Peripheral blood progenitor cells
PBSC Peripheral blood stem cells
PBST Peripheral blood stem cell transplant
PE-Konjugate Phycoerythrin-Konjugate
R Odds Ratio
SSC Sideward scatter (Seitwinkelstreulicht)
u.a. Unter anderem
z.B. Zum Beispiel
41
7. Literaturverzeichnis Accuri.com (2010) Accuri Cytometers Revolutionize Flow Cytometry. [Online am 01.12.2012] http://accuricytometers.com/files/Accuri_Revolutionizes_Flow_Cytometry.pdf. Allen D, Keeney M, Howson-Yan K, Popma J, Weir K, Bhatia M, Sutherland D, Chin-Yee I (2002) Number of viable CD34+ cells reinfused predicts engraftment in autologous hematopoietic stem cell transplantation. Bone Marrow Transplant. 29(12):967-72. Arseniev L, Pickerd N, Goudeva L, Hertenstein B, Ganser A (1999) Comparative evaluation of commonly used clones and fluorochrome conjugates of monoclonal antibodies for CD34 antigen detection. J Hematother Stem Cell Res. 8(5):547-59. Baech J, Johnsen H (2000) Technical aspects and clinical impact of hematopoietic progenitor subset qualification. Stem Cells. 18(2):76-86. Barnett D, Janossy G, Lubenko A, Matutes E, Neuland A, Reilly JT (1999) Guideline for the flow cytometric enumeration of CD34+ haematopoietic stem cells. Clin Lab Haem. 21(5):301-8. Barnett D, Granger V, Kraan J, Whitby L, Reilly J, Papa S, Gratama JW (2000) Reduction of intra- and interlaboratory variation in CD34+ stem cell enumeration using stable test material, standard protocols and targeted training. Br J Haematol. 108(4):784-92. Bland JM, Altman DG (1986) Statistical methods for assessing agreement between two methods of clinical measurement. Lancet. 1(8476):307-10. Brando B, Barnett D, Janossy G, Mandy F, Autran B, Rothe G, Scarpati B, D’Avanzo G, D’Hautcourt JL, Lenkei R, Schmitz G, Kunkl A, Chianese R, Papa S, Gratama JW (2000) Cytofluorometric Methods for Assessing Absolute Numbers of Cell Subsets in Blood. Cytometry, Part B. 42(6):327-46. Brando B, Göhde W Jr, Scarpati B, D’Avanzo G, European Working Group on Clinical Cell Analysis (2001) The "vanishing counting bead" phenomenon: effect on absolute CD34+ cell counting in phosphate-buffered saline-diluted leukapheresis products. Cytometry, Clinical Cytometry. 43(2):154-60 Cassens U, Göhde W, Kuling G, Gröning A, Schlenke P, Lehman LG, Traoré Y, Servais J, Henin Y, Reichelt D, Greve B (2004) Simplified volumetric flow cytometry allows feasible and accurate determination of CD4 T lymphocytes in immunodeficient patients worldwide. Antivir Ther. 9(3):395-405. Chance JT, Larsen SA, Pope V, Measel JW, Cox DL (1995) Instrument-dependent flurochrome sensitivity in flow cytometric analyses. Cytometry, Communications in Clinical Cytometry. 22(3):232-42. Chang A, Raik E, Marsden K, Ma DD (2004) Australasian CD34+ quality assurance program and rationale for the clinical utility of the single-platform method for CD34+ cell enumeration. Cytotherapy. 6(1):50-61. Cho SH, Godin JM, Chen CH, Qiao W, Lee H, Lo YH (2010) Review Article: Recent advancements in optofluidic flow cytometer. Biomicrofluidics. 4(4): 1932-1058. Cilley J, Rihn C, Monreal J, gordon LI, Singhal S, Tallman M, williams S, Winter J, Mehta J (2004) Ideal or actual body weight to calculate CD34+ cell doses for
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8. Danksagung Ich danke Herrn PD Dr. Kai Gutensohn herzlich für die zuverlässige Begleitung und
Unterstützung dieser Arbeit sowie für die wertvollen und freundschaftlichen Ratschläge
während meines Studiums und für mein weiteres Leben.
Des Weiteren möchte ich mich herzlich bei PD Dr. Andreas Humpe bedanken.
Ein ganz spezieller Dank gilt der Medizinisch Technischen Assistentin, Frau Dagmar
Spitzer des Dr. Mildred Scheel-Hauses (Kiel, Deutschland) für ihre hilfreiche und
geduldige Unterstützung.
Abschließend gilt mein Dank den Mitarbeitern des Aesculabors, (Hamburg, Deutsch-
land) insbesondere Frau Clasen und Herrn Dr. Krieger.
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9. Lebenslauf
Persönliche Daten
Name Nikolitsis
Vorname Alexander
Geburtsdatum 19.07.1983
Geburtsort Hamburg
Studium
2009-2013 Studium der Humanmedizin am Universitätsklinikum Hamburg
Eppendorf
2007-2009 Studium der Humanmedizin an der Georg-August-Universität
Göttingen mit Abschluss des Ersten Staatsexamens
Schulische Laufbahn
2004-2005 Zivildienst Kreuzkirche Wandsbek, Hamburg
2000-2003 Gymnasiale Oberstufe der GSM, Hamburg
Abschluss: Deutsche Hochschulreife
1996-2000 Matthias-Claudius-Gymnasium, Hamburg
1994-1996 Gymnasium Buckhorn, Hamburg
1990-1994 Grundschule Buckhorn, Hamburg
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10. Eidesstattliche Erklärung
Ich versichere ausdrücklich, dass ich die Arbeit selbstständig und ohne fremde Hilfe
verfasst, andere als die von mir angegebenen Quellen und Hilfsmittel nicht benutzt und
die aus den benutzten Werken wörtlich oder inhaltlich entnommenen Stellen einzeln
nach Ausgabe (Auflage und Jahr des Erscheinens), Band und Seite des benutzten
Werkes kenntlich gemacht habe.
Ferner versichere ich, dass ich die Dissertation bisher nicht einem Fachvertreter an
anderen Hochschulen zur Überprüfung vorgelegt oder mich anderweitig um Zulassung
zur Promotion beworben habe.
Unterschrift: …………………………….….