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UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA EQUINOCCIAL
FACULTAD CIENCIAS DE LA INGENIERÍA
CARRERA DE INGENIERÍA EN ALIMENTOS
RELACIÓN DEL DESARROLLO DEL COLOR CON EL CONTENIDO DE ANTOCIANINAS Y CLOROFILA EN DIFERENTES GRADOS DE MADUREZ DE MORTIÑO
(Vaccinium floribundum)
TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO
DE INGENIERA EN ALIMENTOS
MÓNICA ELIZABETH ARTEAGA DALGO
DIRECTORA: BIOQ. MARÍA JOSÉ ANDRADE
Quito, Enero 2014
© Universidad Tecnológica Equinoccial. 2013
Reservados todos los derechos de reproducción
DECLARACIÓN
Yo MÓNICA ELIZABETH ARTEAGA DALGO, declaro que el trabajo aquí
descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para
ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias
bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de
Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional
vigente.
________________________________
Mónica Elizabeth Arteaga Dalgo
C.I.: 1716697089
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo que lleva como título “Relación del desarrollo del color con el contenido de compuestos antioxidantes en mortiño (Vaccinium floribundum)”, que, para aspirar al título de Ingeniera
en Alimentos fue desarrollado por Mónica Elizabeth Arteaga Dalgo, bajo mi
dirección y supervisión, en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y cumple
con las condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de Titulación
artículos 18 y 25.
________________________
Bioq. María José Andrade
DIRECTOR DEL TRABAJO
C.I.: 1712338373
El presente trabajo de investigación forma parte de proyecto:
Efecto de la radiación UV-C sobre la capacidad antioxidante y contenido de
fenoles totales en frutos exóticos del Ecuador: naranjilla (Solanum quitoense)
y mortiño (Vaccinium floribundum)”.
DEDICATORIA
A mi hija Ariana Desirée, quien desde su llegada ha sido la luz que guía mi
camino, el motor que mueve mi mundo, quien apresura mis pasos y para
quien busco superarme, día con día, como persona y como profesional. Te
amo mi princesa y cada paso que doy es pensado en ti.
AGRADECIMIENTO
Agradezco a mi madre Mónica Dalgo Morales y a mi padre Marco Arteaga
Flores, por la dedicación que han tenido al educarme y guiarme en cada
momento de mi vida, como hija y estudiante. Por darme siempre su apoyo
incondicional y aliento para seguir adelante y no desfallecer ante las
situaciones difíciles. Por la lucha constante que han sabido llevar de la mano
del amor que me brindan cada día, a ellos mi infinito agradecimiento.
A la Universidad Tecnológica Equinoccial, por la excelente formación que
recibí, durante estos años, como profesional y como persona. Por el apoyo
que siempre ha dado a la carrera de Ingeniería en Alimentos haciendo de
sus estudiantes profesionales íntegros capaces de desarrollarse tanto en el
campo de la tecnología como de la investigación.
A mi directora de tesis Bioquímica María José Andrade Cuvi, que además de
haber sido una excelente profesora supo guiar mis pasos durante los meses
en los cuales desarrollé este trabajo.
A la Ingeniera Carlota Moreno, por las grandes enseñanzas que recibí
mientras fui su alumna y por el apoyo brindado durante la realización de esta
tesis.
Maestras que siempre serán para mí un ejemplo a seguir como
profesionales e investigadoras.
Al Ingeniero Cattón Guerrero y a Mónica Espín por el apoyo que brindan
cada semestre a los estudiantes becados de la UTE.
A Santiago Rojas Bonilla, mejor amigo y hermano, por brindarme siempre su
amistad, experiencia y enseñanzas. Por haberme comprendido y guiado
como a una verdadera hermana.
A Lenin Hidrovo, que estuvo siempre apoyándome como un verdadero
amigo en cada paso de mi Carrera.
A mis compañeros David Garzón, Johanna Alvarado y Karina Bolaños. Que
durante el curso de mi carrera supieron ser muy buenos amigos llegando a
convertirse en mis hermanos. Gracias por tantos momentos compartidos, por
las locuras y experiencias.
A Pablo Rodas quién ha estado en cada paso apoyándome y enseñando
con cariño y constancia el arte de ser paciente.
A mis amigos y compañeros que incansablemente estuvieron conmigo en la
realización de esta tesis, desde la cosecha de mortiño hasta la presentación
de la misma.
i
ÍNDICE DE CONTENIDO
RESUMEN ..................................................................................................... ix
ABSTRACT ................................................................................................... xi
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................... 1
1.1. OBJETIVOS ....................................................................................... 3
1.1.1. OBJETIVO GENERAL ................................................................ 3
1.1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ....................................................... 3
2. MARCO TEÓRICO ............................................................................ 4
2.1. EL MORTIÑO..................................................................................... 4
2.1.1.CARACTERÍSTICAS DEL MORTIÑO (Vaccinium floribundum) ...... 5
2.1.2. COMPOSICIÓN FÍSICO-QUÍMICA DEL MORTIÑO ................... 7
2.1.3. USOS DEL MORTIÑO ................................................................ 9
2.2. DETERMINACIÓN DE COLOR ....................................................... 10
2.2.1. TEORÍA DEL COLOR ............................................................... 13
2.2.1.1.Espacios de color .................................................................... 14
Espacio de color Munsell ........................................................... 14
Espacio de color L*a*b* ............................................................. 15
Espacio de color L*C*h .............................................................. 17
Espacio de color Hunter Lab ...................................................... 19
Espacio de color XYZ (Yxy) ....................................................... 20
2.3. RELACIÓN DEL COLOR CON LA MADURACIÓN DE FRUTAS .... 21
2.4. ANTIOXIDANTES DE FRUTAS ....................................................... 22
2.4.1. ANTOCIANINAS ....................................................................... 23
PÁGINA
ii
2.4.1.1. Estructura y características de las antocianinas .................... 24
2.4.2. CLOROFILA .............................................................................. 29
2.4.2.1. Estructura y características de la clorofila.............................. 30
3. METODOLOGÍA .............................................................................. 36
3.1.2. MEDICIÓN DE COLOR SUPERFICIAL .................................... 36
3.1.3. DETERMINACIÓN DE ANTOCIANINAS .................................. 37
3.1.3.1. Preparación de extractos ....................................................... 37
3.1.3.2. Cuantificación de antocianinas .............................................. 37
3.1.4. DETERMINACIÓN DE CLOROFILA ......................................... 38
3.1.4.1. Preparación de extractos ....................................................... 38
3.1.4.2. Cuantificación de clorofila ...................................................... 38
3.1.5. DISEÑO EXPERIMENTAL ........................................................ 39
4. ANÁLISIS DE RESULTADOS ......................................................... 40
4.2. MEDICIÓN DE COLOR ................................................................... 41
4.2.1. VALOR DE LUMINOSIDAD (L*) ................................................ 41
4.2.2. VALOR DE a* ........................................................................... 42
4.2.3. VALOR DE b* ............................................................................ 44
4.2.4. DIFERENCIA DE COLOR (∆E) ................................................. 45
4.2.5. VALOR DE SATURACIÓN - CROMA (C*) ................................ 46
4.2.6. VALOR DEL MATIZ - ÁNGULO HUE (H) .................................. 48
4.3. CUANTIFICACIÓN DE ANTOCIANINAS ......................................... 49
4.4. CUANTIFICACIÓN DE CLOROFILA ............................................... 51
PÁGINA
iii
4.5. RELACIÓN DEL COLOR CON EL CONTENIDO DE
ANTOCIANINAS Y CLOROFILAS TOTALES .............................. 54
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................... 58
5.1. CONCLUSIONES ............................................................................ 58
5.2. RECOMENDACIONES .................................................................... 60
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................ 61
ANEXOS…………………………………………………………………………... 61
PÁGINA
iv
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1: Composición del Mortiño (Vaccinium floribundum)........................... 8
Tabla 2: Clasificación de mortiño por grado de madurez ............................. 40
Tabla 3: Diferencia de color ∆E durante la maduración del mortiño
(Vaccinium floribundum). ............................................................... 46
Tabla 4: Contenido de antocianinas en los diferentes estados de madurez
del mortiño (Vaccinium floribundum) .............................................. 49
Tabla 5: Contenido de clorofila a, b y totales en el mortiño (Vaccinium
floribundum). ................................................................................ 52
PÁGINA
v
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Planta de mortiño (Vaccinium floribundum) .................................... 6
Figura 2. Fruto de mortiño (Vaccinium floribundum) ...................................... 7
Figura 3. Sólido tridimensional con los tres atributos del color..................... 12
Figura 4. Sólido tridimensional con sus colores reales ................................ 13
Figura 5. Sección horizontal a través del sólido del sistema del color de
Munsell, en valor 5. ...................................................................... 15
Figura 6. Espacio de color L*a*b* ................................................................ 16
Figura 7. Sólido de colroes cortado horizontalmente en un valor constante
de L* ............................................................................................. 17
Figura 8. Espacio de color L*C*h ................................................................. 18
Figura 9. Espacio de color Hunter Lab ......................................................... 19
Figura 10. Espacio de color XYZ .................................................................. 20
Figura 11. Esqueleto carbonado del grupo Flavonoide ................................ 24
Figura 12. Estructura de las Antocianidinas ................................................. 25
Figura 13. Estructura de los tipos de antocianidinas a) pelargonidina, b)
cianidina, c) delfinidina, d) petunidina, f) malvidina ...................... 26
Figura 14. Antocianidinas distribuidas en función del aumento de color ...... 27
Figura 15. Estructura de los tipos de antocianinas a) base quinonoidal azul,
b) catión flavilio rojo, c) base pseudocarbinol incolora,
d) chalcona incolora. .................................................................... 28
Figura 16. Ciclo de transformación de la clorofila ........................................ 31
Figura 17. Clorofila y sus derivados ............................................................. 32
Figura 18. Estructura de la molécula de -clorofila ...................................... 34
Figura 19. Estructura de la molécula de -clorofila ...................................... 35
PÁGINA
vi
Figura 20. Gama de color del mortiño (Vaccinium floribundum)…………….40
Figura 21. Medida de Luminosidad para los diferentes estados de
madurez del mortiño (Vaccinium floribundum) ........................... ..41
Figura 22. Medida de a* para los diferentes estados de madurez del
mortiño (Vaccinium floribundum).................................................. 43
Figura 23. Medida de b* para los diferentes estados de madurez del
mortiño (Vaccinium floribundum).................................................. 45
Figura 24. Medida de Croma (C*) para los diferentes estados de
madurez del mortiño (Vaccinium floribundum) ........................ 47
Figura 25. Medida de ángulo Hue para los diferentes estados de
madurez del mortiño (Vaccinium floribundum) ......................... 49
Figura 26. Contenido de clorofila para los diferentes estados de
madurez del mortiño (Vaccinium floribundum) ....................... 53
Figura 27. Relación del contenido de antocianinas y clorofilas totales
por estado de madurez ............................................................... .55
Figura 28. Relación de las medidas de a*, b*, Luminosidad y Croma con
el contenido de Antocianinas Totales en mortiño (Vaccinium
floribundum) ................................................................................. 56
Figura 29. Relación de las medidas de a*, b*, Luminosidad y Croma con el
contenido de Clorofila Total en mortiño (Vaccinium floribundum) 57
Figura 30. Páramo “El Pedegral” .................................................................. 68
Figura 31. Recolección de frutos de mortiño ................................................ 68
Figura 32. Clasificación de frutos según el estado de madurez ................... 69
Figura 33. Frutos de mortiño (a) negro (b) rosado (c) verde y (d) verde-
rosado .......................................................................................... 69
Figura 34. Medición del color (a) mortiño verde y (b) mortiño negro ............ 70
PÁGINA
vii
Figura 35. Separación y rotulación de frutos según el estado de madurez .. 71
Figura 36. Congelación de frutos ................................................................. 71
PÁGINA
viii
ÍNDICE DE ANEXOS
ANEXO 1: COSECHA DE MORTIÑO EN PÁRAMO EL PEDREGAL .......... 68
ANEXO 2: CLASIFICACIÓN DEL MORTIÑO SEGÚN EL ESTADO
DE MADUREZ ............................................................................. 69
ANEXO 3: MEDICIÓN DEL COLOR ............................................................ 70
ANEXO 4: ALMACENAMIENTO DE LA FRUTA .......................................... 71
PÁGINA
ix
RESUMEN
El objetivo del presente trabajo de investigación fue relacionar el desarrollo
del color con el contenido de antocianinas y clorofila en diferentes grados de
madurez del mortiño (Vaccinum floribundum). Los frutos se cosecharon en el
páramo “El Pedregal” (cantón Mejía, provincia de Pichincha), luego se
clasificaron según su color superficial (en relación a su estado de madurez)
de 100% verde hasta 100% negro. Se midió el color según la escala CIE
L*a*b*, utilizando un colorímetro Konica Minolta CR400. El contenido de
clorofila y antocianinas se analizó por espectrofotometría mediante extractos
acetónicos y de metanol-HCl, respectivamente. Se establecieron cinco
estados de madurez: (1) verde, (2) verde/rosado, (3) rosado, (4)
rosado/negro y (5) negro. Tanto la medida de luminosidad (L) como la
saturación del color (Croma) disminuyeron mientras el estado de madurez
aumentaba. Se obtuvieron valores positivos de a* y b* para los estados de
madurez que tienden hacia el color rojo y azul, respectivamente (estados 3,
4 y 5); y valores negativos de a* y b* para los estados de madurez que
tienden al color verde y amarillo, respectivamente (estados 1 y 2). Se
encontró una diferencia de color (∆E) de 140 unidades entre los estados de
madurez 1 y 5; la menor diferencia fue de 4 unidades entre los estados de
madurez 4 y 5. El contenido de antocianinas totales aumentó mientras la
fruta avanzaba el proceso de maduración, se determinó una concentración
40,97 mg/Kg para el estado 1 (mortiño verde) y 13830 mg/Kg para el estado
5 (mortiño negro), a diferencia del contenido de clorofila que a medida que
avanzaba el proceso de maduración disminuyó, se determinaron
concentraciones de 0,075 y 0,023 mg/g para los estado 1 y 5,
respectivamente. Al analizar la disminución de clorofila y el incremento del
contenido de antocianinas para los estados de madurez que indicaron
colores rojizos y negros (estados 3, 4 y 5), y al observar que ocurrió lo
contrario con los estados que presentaron colores verdosos (estados 1 y 2)
puede decirse que el color es una característica física que puede indicar qué
x
tipo de compuestos están contenidos mayoritariamente en una fruta, de
forma que se establece una relación directa entre el color y el contenido de
compuestos coloreados como clorofila y antocianinas durante la maduración
del mortiño.
xi
ABSTRACT
The aim of this research was to relate the color development with
anthocyanins and chlorophyll content in different degrees of maturity of
mortiño (Vaccinum floribundum). The fruits were harvested in the wilderness
the Pedregal (Canton Mejía province of Pichincha), then classified by color
surface (relative to its maturity) 100% green to 100% black. Color was
measured according to the scale CIE L* a* b*, using a Konica Minolta CR400
colorimeter. The chlorophyll and anthocyanin content was analyzed by
spectrophotometrically using acetone and methanol-HCl extracts
respectively. It established five maturity stages: (1) green (2) green / pink (3)
pink (4) pink / black, and (5) black. Both the extent of brightness (L) and color
saturation (Chroma) decreased as the maturity increased. We obtained
positive values of a * and b * for the states of maturity that tend toward red
and blue, respectively (stages 3, 4 and 5), and negative values of a * and b *
for the states of maturity that tend to the color green and yellow, respectively
(states 1 and 2). There was a color difference (∆E) of 140 units between
maturity stages 1 and 5 the smallest difference was 4 units between maturity
stages 4 and 5. The total anthocyanin content increased while the fruit
maturation process progressed , we determined a concentration 40.97 mg/kg
for state 1 (green mortiño) and 13830 mg/kg for state 5 (black mortiño),
unlike the chlorophyll content as maturation progressed decreased
concentrations were determined 0.075 and 0.023 mg/g for the state 1 and 5,
respectively. When analyzing the decrease in chlorophyll and anthocyanin
content increased for the states of maturity indicated red and black colors
(states 3, 4 and 5), and noting that the opposite occurred with states that had
greenish colors (states 1 and 2) can be said that the color is a physical
characteristic that can indicate what type of compounds is contained mostly
in a fruit so that it establishes a direct relationship between the color and the
content of colored compounds such as chlorophyll and anthocyanin during
maturation of mortiño.
1. INTRODUCCIÓN
1
1. INTRODUCCIÓN
El mortiño (Vaccinum floribumdum) es un fruto climatérico perteneciente a la
familia Ericaceae, denominado también como uva de montaña y conocido en
el exterior como “Andean Blueberry”, es una especie endémica que se
desarrolla de forma silvestre en los páramos ecuatorianos que van desde El
Ángel en la provincia del Carchi hasta el Tambo en la provincia del Cañar, a
una altura entre los 2800 y 4000 m.s.n.m. En la actualidad se considera en
peligro de extinción ya que se encuentra sometida a un fuerte proceso de
erosión genética como consecuencia de la presión antrópica en los páramos
(Jimenez, 2004; Popeneo, King, León, & Sumar, 1989; Dávila, Andrés,
Stalin, & Francisco, 2010; Pérez & Valdiviezo, 2007).
Durante el proceso de maduración el mortiño sufre una serie de cambios de
color, empezando desde verde cuando aún no madura, rosado cuando
alcanza la madurez fisiológica y finaliza con un color negruzco cuando llega
a la madurez hortícola o comercial (Vargas, 2002; Patiño, 2002).
El color es una propiedad de la materia que se relaciona directamente con el
espectro de luz, y se puede medir físicamente debido a su energía radiante o
intensidad, así como también por su longitud de onda. El ojo humano solo
puede percibir los colores que se generan en el intervalo del espectro de luz
comprendido entre 380 y 770 nm de longitud de onda. El cambio de
coloración que acompaña a la madurez fisiológica de las frutas se emplea,
comúnmente, para determinar el índice de madurez de las mismas. A pesar
de que el ojo humano es extremadamente sensible a las diferencias entre
colores, no es capaz de dar una buena evaluación de éste, por lo cual se
suele utilizar cartas de color para determinarlo tanto de forma externa como
interna, pero al obtener mediante éstas, una medición subjetiva, se utilizan
aparatos precisos que combinan la electrónica y la óptica, los cuales
actualmente permiten realizar medidas objetivas del color (Badui, 1981).
2
Las frutas tienen una alta concentración de pigmentos (con actividad
antioxidante) los cuales se clasifican en siete grupos diferentes:
carotenoides, clorofilas, antocianinas, flavonoides, taninos, betalaínas,
moglobina y hemoglobina. Los antioxidantes son compuestos orgánicos que
actúan sobre las reacciones químicas de oxidación como agentes reductores
(Pokorny, Yanishlieva, & Gordon, 2001; Skoog, West, Holler, & Crouch,
2001).
Cada uno de estos pigmentos es fácilmente identificable por colores
característicos que presentan en la parte externa de las frutas. Las
antocianinas poseen colores azul, púrpura, violeta, magenta, rojo y naranja,
y están ampliamente distribuidas en la naturaleza tanto en flores y frutas
como en raíces y hojas. Por otra parte, las clorofilas se caracterizan por el
color verde y se encargan de la fotosíntesis en las plantas, algas y bacterias
fotosintéticas. Su importancia se debe a que el proceso de fotosíntesis es el
principal mecanismo por el cual se sintetizan los diferentes carbohidratos
que se encuentran en la naturaleza (Tupuna, 2012; Badui, 1981; Fennema,
2000).
Existe una relación entre el color y la maduración de las frutas que se refleja
al momento de la cosecha, postcosecha y comercialización, debido a los
cambios de pigmentación que tienen lugar durante el desarrollo y
maduración del producto sobre la planta. De este modo se puede relacionar
el contenido antioxidante con el color de las frutas, pudiendo ser medido
gracias a la propiedad que posee cada pigmento para absorber una cierta
longitud de onda del espectro visible (Badui, 1981; Sinha, Sidhu, Barta, Wu,
& Cano, 2012).
3
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. OBJETIVO GENERAL
Relacionar el desarrollo del color con el contenido de antocianinas y clorofila
en diferentes grados de madurez del mortiño (Vaccinum floribundum).
1.1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Cuantificar parámetros de color (a, b, Luminosidad, Croma y Hue)
del mortiño en diferentes estados de madurez.
2. Determinar la cantidad de contenido de clorofila y antocianinas en
los diferentes estados de madurez.
3. Relacionar los resultados de color, según el estado de
maduración, con el contenido de antocianinas y clorofila.
MARCO TEÓRICO
2.
4
2. MARCO TEÓRICO
2.1. EL MORTIÑO
El mortiño (Vaccinium floribundum), es una fruta silvestre, considerada una
especie endémica, propia de las zonas altas (2800 y 4000 m.s.n.m.) del
norte de la Cordillera Andina, se produce en países como Colombia, Bolivia,
Venezuela y Ecuador, desarrollándose, en este último, en los páramos de El
Ángel en el Carchi, El Pedregal en Pichincha, El Tambo en Cañar, Quiticusig
en Cotopaxi, así como también en las provincias de Imbabura, Tungurahua,
Bolívar, Chimborazo, Azuay y Loja (Popeneo, et. al., 1989; Muñoz, 2004;
Dávila, Andrés, Stalin, & Francisco, 2010; Pérez & Valdiviezo, 2007; Patiño,
2002).
En el Ecuador se conocen tres especies de Vaccinium: V. distichum, V.
crenatum (localizados en las Provincias de Azuay y Loja) y la más utilizada
por la población andina, Vaccinium floribundum (Fuentes, 2008).
Según Pérez & Valdiviezo (2007) la zona comprendida para el crecimiento
del mortiño se encuentra actualmente limitada, debido a la expansión de las
áreas agrícolas. Dávila, Andrés, Stalin, & Francisco (2010) aseguran que se
debe al fuerte proceso de erosión que existe como consecuencia de la
presión antrópica en los páramos. Patzett (2007) asevera que una de las
principales causas de la erosión genética de la agrodiversidad en especies
nativas son el sobrepastoreo que se ha dado en los páramos, llevando a una
evidente alteración de la composición florística. También el Comité
Ambiental de Cotopaxi (2004), indica que este hecho se encuentra ligado a
la poca racionalidad que existe en el manejo de los recursos naturales,
refiriéndose al mal manejo del suelo y a las consecuencias que esto
conlleva, como son la deforestación, sobreexplotación, deterioro ambiental,
pobreza y migración en las áreas altoandinas de Ecuador.
5
En el extranjero, el mortiño (Vaccinium floribundum), es conocido como
Andean Blueberry (arándano andino) y es cotizado por sus propiedades
medicinales. En el Ecuador no existen cultivos comerciales, sino únicamente
pequeñas parcelas, en las que se da la fruta de forma silvestre en los meses
de octubre y noviembre. Por el contrario, en países como Estados Unidos y
Canadá, el blueberry (misma especie, pero diferente género) es consumido
e importado durante todo el año. Los principales proveedores de blueberry
(especie nativa de Norteamérica) desde el siglo XX, cuando se empezó a
domesticar e industrializar esta fruta, son: Chile, Nueva Zelanda, Argentina
y México. En el mercado mundial el arándano es cotizado y al ser el mortiño
un fruto de la misma familia pero de diferente especie, en el Ecuador, con el
fin de promover la exportación de Andean Blueberry el Ministerio de
Agricultura y Ganadería ha establecido un valor de arancel 0 para Estados
Unidos, esperando que la cosecha de mortiño se desarrolle y modernice, así
como también, la elaboración industrial de productos en base a esta fruta
(Muñoz, 2004; Pérez & Valdiviezo, 2007).
2.1.1. CARACTERÍSTICAS DEL MORTIÑO (Vaccinium floribundum)
El arbusto de mortiño (figura 1a) crece a una altura que va desde los 1000
m.s.n.m. hasta los 4500 m.s.n.m. encontrándose, actualmente, en alturas de
2800 a 3500 m.s.n.m. hasta los 4500 m.s.n.m. Esta planta tiene un hábito de
crecimiento vertical que puede medir desde 0,2 hasta 2,5 metros de altura.
Sus hojas (figura 1b) aproximadamente miden 2 centímetros de largo y
presentan una forma coriácea, elíptica, ovalada u ovala-lanceolada con
borde crenado-aserrado, su ápice es ligeramente redondeado acuminado.
Presenta inflorescencias axilares con racimos de 6 a 10 flores alcanzando
hasta 1,5 centímetros de largo, sus flores son de color rosado (figura 1c),
miden alrededor de 8 milímetros de largo y tiene un follaje verde oscuro, el
tubo del cáliz puede ser articulado o no con el pedicelo. Su corola urceolada
6
es cilíndrica, blanca, rosada o rojiza, con 4 o 5 dientes (Popeneo, et. al.,
1989; Pérez & Valdiviezo, 2007; Noboa, 2010; Vargas, 2002).
Figura 1. Mortiño (Vaccinium floribundum) (a) planta (b) hojas y (c) flores
La clasificación taxonómica del mortiño según Noboa ( 2010) es la siguiente:
- Reino: Plantae,
- División: Magnoliophyta,
- Clase: Magnoliopsida,
- Orden: Ericales
- Familia: Ericaceae
- Género: Vaccinium
- Especie: floribundum
En el Ecuador el mortiño es conocido también como uva de los andes,
manzanilla del cerro, raspadura quemada o uva del monte. En países como
Colombia y Perú se denomina agraz, macha macha, congama o pushgay
(Patiño, 2002).
Según Sanjinés (2012) la planta de mortiño necesita de clima frío-templado,
con temperatura de 7-14°C, suelo arenoso, humífero, suelto, rico en materia
a) b)
c)
7
orgánica, con características húmedas (60-80%) y ácidas (pH 4-5) para
crecer, que tengan un buen drenaje, debido a que posee un sistema
radicular superficial (no soporta encharcamientos) y una pluviosidad de 800
a 2000 mm.
Figura 2. Fruto de mortiño (Vaccinium floribundum)
Los frutos de mortiño son de forma redonda (figura 2), poseen un color
rojizo que representa su madurez fisiológica y un color negro azulado
cuando alcanza su madurez hortícola, con un diámetro aproximado de 6,5 a
7 mm. y generalmente pesa de 0,4 a 0,6 gramos. Presenta antocianinas
localizadas en la cáscara y su pulpa es jugosa con un excelente sabor que
permite consumirlo en fresco, sin necesidad de lavarlo o retirar sus semillas
de color pardo, ya que estas son imperceptibles (Vasco, 2009; Fuentes,
2008).
2.1.2. COMPOSICIÓN FÍSICO-QUÍMICA DEL MORTIÑO
El mortiño presenta una cierta cantidad de minerales, antioxidantes,
azúcares solubles, entre otros compuestos que se citan a continuación en la
tabla 1, la cual indica la composición obtenida para 100 gramos de fruta
fresca.
8
Tabla 1: Composición del Mortiño (Vaccinium floribundum)
Componente Cantidad Análisis Proximal
Humedad 81 % Grasa 1 % Proteína 0.7 % Ceniza 0.4 % Carbohidratos Totales 17 % Sólidos Solubles Totales 59 %
Minerales Calcio 0.12 % Fósforo 0.09 % Magnesio 0.06 % Potasio 0.75 % Sodio 0.09 % Cobre 6 ppm Hierro 30 ppm Manganeso 62 ppm Zinc 10 ppm
Fibra Dietética Total Fibra dietética soluble 1.2 g Fibra dietética insoluble 6.5 g
Azúcares Solubles Glucosa 2.6 g Fructosa 4.4 g
Ácidos Orgánicos Ácido cítrico 3142 mg Ácido málico 1823 mg
Valor Calórico Valor calórico 84 kcal
pH pH 2.92
Componentes Antioxidantes Ácido ascórbico 9 mg -caroteno 36 µg contenido fenólico soluble total 882 mg Capacidad Antioxidante 1200 mg Trolox Antocianinas 5 %
(Vasco, Riihinen, Ruales, & Kamal-Eldin, 2009; Pérez & Valdiviezo, 2007)
9
2.1.3. USOS DEL MORTIÑO
El mortiño es la especie de Vaccinium más conocida y utilizada por la
población andina desde antes de la conquista. En el Ecuador, generalmente
se consume en fresco, debido a que no es necesario cortarlo ni pelarlo,
brindando un alto valor alimenticio directo. El mortiño se usó como elemento
ceremonial, formando parte de una comida de conmemoración a los
muertos, llamada “ayaapi” o mazamorra para los muertos (Noboa, 2010;
Pérez & Valdiviezo, 2007; Estrella, 1988).
En la actualidad, uno de los principales usos de esta fruta es para la
elaboración de la tradicional colada morada, un plato típico de la cultura
popular ecuatoriana. Según Fuentes (2008), tiene raíces compartidas
prehispánicas, hispánicas y religiosas. Estrella (1988), indica que junto con
la colada morada se ingiere otro plato tradicional elaborado con mortiño, el
cual contiene miel de caña, especies y pedazos de otras frutas.
El mortiño suele emplearse en varios platillos salados, dulces, fríos o
calientes y en ensaladas o macedonias (acompañado de otras frutas). Como
alimento procesado se puede encontrar en mermeladas, vinos, harinas,
licores, almíbares, compotas, jaleas, salsas dulces (añadiendo jugos
cítricos), salsas agridulces (añadiendo vinagre o mostaza), mermeladas
(color rojo rubí) y conservas elaboradas a través de deshidratación osmótica.
Cabe recalcar que todos estos procesamientos son de forma artesanal. Por
otra parte, su cáscara es utilizada como materia prima para la elaboración de
medicamentos; así como también, el fruto es utilizado en teñidos textiles
(Fuentes, 2008; Noboa, 2010).
El mortiño presenta una serie de ventajas preventivas y medicinales. Cesa,
(2007) asegura que los campesinos lo utilizan para calmar el reumatismo,
fiebres y cólicos, sanar la gripe, dolencias del hígado, riñones y pulmones ya
que la fruta posee un alto contenido de antocianinas y vitamina C. Fuentes
10
(2008) añade que las acciones farmacológicas del mortiño son aplicables a
casos de estomatitis, diabetes mellitus, glaucoma, catarata, insuficiencia
vascular, varices y hemorroides; estos últimos, debido a que el uso del
extracto de la fruta mejora la fluidez sanguínea. Además, al poseer
propiedades antibacterianas (contiene arbutina e hidroquinonas), ayuda a la
inflamación de la vejiga, infecciones del riñón, próstata, uretra y todo el tracto
urinario; ya que actúa sobre bacterias como por ejemplo Escherichia. coli.
A pesar de que el mortiño sufre una serie de cambios de color durante el
proceso de maduración, empezando desde verde cuando aún no madura,
rosado cuando alcanza la madurez fisiológica y negro cuando llega a la
madurez hortícola o comercial, todos los usos que se le dan al fruto son
cuando éste ha alcanzado la madurez comercial (Vargas, 2002; Patiño,
2002).
2.2. DETERMINACIÓN DE COLOR
Para la caracterización de un alimento se consideran importantes tres
aspectos: textura, sabor y color, considerándose este último como
primordial, debido a que si un producto no tiene una buena apariencia (color)
el consumidor podría no llegar a juzgar los otros dos aspectos. La mayoría
de los alimentos, tanto naturales como procesados, presentan un color
característico con el cual el consumidor los identifica (Nielsen, 2009;
Fennema, 2000; Sinha, Sidhu, Barta, Wu, & Cano, 2012).
El color es una propiedad de la materia, diferente a otras propiedades físicas
como por ejemplo el punto de fusión o el tamaño de partícula. El color, como
lo percibe el ojo humano, es una interpretación de la luz procedente de un
objeto, esto se debe a que está directamente relacionado con el espectro de
luz y, por tanto, se puede medir de forma física en términos de su energía
radiante o intensidad, y por su longitud de onda. La retina del ojo está
11
formada por dos tipos de células: bastones (sensibles a la claridad y
oscuridad), responsables de la visión nocturna; y conos, responsables de la
visión de color (sensibles al rojo, verde y azul) y a la luz diurna. Los conos
envían una señal al cerebro, el cual establece una respuesta en términos de
pares opuestos; siendo un par rojo-verde y el otro azul-amarillo (Badui,
1981; Nielsen, 2009).
Ante el ojo humano las características de color son diferentes a nivel de
percepción e interpretación, ya que las personas pueden medirlo únicamente
de forma subjetiva. El cerebro relaciona el color con referencias y
experiencias distintas que dan como resultado un sinnúmero de palabras
para expresar una misma coloración, acompañadas de adjetivos que
permiten describir el color de una forma un poco más precisa; esto marca
grandes diferencias de un observador a otro y depende de la sensibilidad de
los ojos de cada persona, de la edad que ésta tenga y de cierta polarización
que puede existir hacia el color rojo o el azul. Además existen otros aspectos
tales como: diferencias de fuente de luz (solar, fluorescente, tungsteno, entre
otros), diferencias de fondo (claro u oscuro), diferencias direccionales
(ángulo de visualización del objeto) y diferencias de tamaño (objetos
pequeños en zonas grandes y viceversa) (Kónica Minolta, 2012).
La importancia psicológica que presenta el color ha hecho que se
desarrollen sistemas visuales para caracterizarlo, haciéndose posible
demostrar, mediante la fisiología en la visión, que el ojo humano puede
distinguir teóricamente entre 10 millones de colores, los cuales son
interpretados por el cerebro, ya que el ojo humano es extremadamente
sensible a las diferencias entre colores. La interpretación de las señales
enviadas al cerebro, es un fenómeno complejo y depende de una diversidad
de factores fisiológicos como por ejemplo la constancia de color (Kader, et.
al., 2007).
12
Cuando se consigue clasificar los colores se los puede expresar en términos
de tono (color), luminosidad (claridad) y saturación (viveza) como se observa
en la figura 3. El tono se emplea para especificar los colores rojo, amarillo,
azul, entre otros. La luminosidad cambia de forma vertical, expresa la
claridad que posee un color y puede medirse independientemente del tono.
La saturación es independiente tanto de la luminosidad como del tono y
cambia a medida que el observador se aleja del centro (Aguilera, Reza,
Chew, & Meza, 2011).
Figura 3. Sólido tridimensional con los tres atributos del color
(Kónica Minolta, 2012)
Estos tres elementos son atributos del color y al combinarse crean un sólido
tridimensional (figura 4) que ayuda a visualizar mejor la relación existente
entre ellos. El tono forma el borde exterior, la luminosidad el eje central y la
saturación los radios horizontales. La forma del sólido de colores es un tanto
compleja, debido a que el tamaño de los pasos para la saturación son
diferentes para cada tono y luminosidad (Kónica Minolta, 2012; Aguilera,
Reza, Chew, & Meza, 2011).
13
Figura 4. Sólido tridimensional con sus colores reales
(Kónica Minolta, 2012)
2.2.1. TEORÍA DEL COLOR
En 1931, la Comisión Internacional de la Iluminación CIE (Commission
International de I’Eclairage) realizó una serie de pruebas sobre una amplia
muestra de personas para definir al espectador medio u observador patrón y
su respuesta al color. Mediante este estudio se determinó a éste con una
respuesta media del 92% de la población con una visión normal del color.
Posteriormente se definió al modelo de observación visual con tres
elementos necesarios para percibir el color: fuente de luz, objeto y
observador. En el mismo año, la CIE desarrolló otro sistema Yxy para
expresar el color numéricamente, el cual está basado en los valores
triestímulo XYZ. Posteriormente, en 1976 se crea el sistema L*a*b* para
proporcionar diferencias de color más uniformes en relación con las
diferencias visuales; espacios de color como estos se utilizan actualmente
en todo el mundo para la comunicación de los colores (Kónica Minolta, 2012;
Gonzalez, 2010; Nielsen, 2009; La Cie Group, 2006; Hunter Lab, 2001).
14
2.2.1.1. Espacios de color
El espacio de color es el “método para expresar el color de un objeto o de
una fuente de luz empleando algún tipo de anotación, como pueden ser
números” (Kónica Minolta, 2012). Los espacios de color se derivan de
modelos de color y dan información adicional importante sobre escalas o
referencias. Un modelo de color se define como “una fórmula matemática
abstracta de cómo se representan los colores” (La Cie Group, 2006). Dichos
modelos se basan en tuplas numéricas (secuencia inmutable de valores
agrupados) que están formados generalmente de tres o cuatro componentes
de color; los más conocidos son el CMYK y el RGB (red green blue) basado
en colores primarios aditivos. Se puede enumerar como los más importantes
al espacio de color Munsell, L*a*b*, L*C*h, Hunter Lab y XYZ (Yxy) (Kónica
Minolta, 2012; Aguilera, et. al., 2011).
Espacio de color Munsell
En 1905 A. H. Munsell creó un método para expresar los colores, con el fin
de explicar a sus estudiantes la interpretación de los mismos. Este método
emplea un gran número de fichas de papel clasificadas de acuerdo con su
tono (Tono de Munsell), luminosidad (Valor de Munsell) y saturación (Croma
de Munsell), para la comparación visual con un espécimen de color.
Posteriormente, el método fue actualizado para crear el Sistema de
Reanotación de Munsell, actualmente conocido como Sistema Munsell. Este
sistema, en el cual se toma el color como tridimensional, es de forma circular
(figura 5) y señala que el valor V de Munsell representa la claridad o la
oscuridad y se lo compara con el núcleo central, cada sección en torno a la
circunferencia es el valor H de Munsell que representa el ángulo Hue o
matiz, y la distancia desde el núcleo hasta el borde es el valor C de Munsell,
15
que representa a Croma y se refiere a la intensidad de color (Nielsen, 2009;
Kónica Minolta, 2012).
Figura 5. Sección horizontal a través del sólido del sistema del color de
Munsell, en valor 5.
(Nielsen, 2009)
Nielsen (2009), afirma que en el trascurso de los años se han desarrollado
una serie de atlas de color, pero en términos de aplicaciones alimentarias el
sistema Munsell es el más conocido.
Espacio de color L*a*b*
En 1976, la CIE creó el espacio de color L*a*b* para reducir uno de los
principales problemas del espacio Yxy original (iguales distancias en el
diagrama de cromaticidad X, lo que conlleva a tener una falta de
16
correspondencia con iguales diferencias de color percibidas). Este espacio
de color también es conocido como CIELAB; es uno de los más comunes
para la medición del color de los objetos y se lo utiliza principalmente para
medidas de color en alimentos (Kónica Minolta, 2012).
L* indica la luminosidad (claridad u oscuridad) y a* y b* dan a conocer las
coordenadas de cromaticidad, indicando direcciones de color. En la figura 6,
+a* representa la dirección del color rojo y –a*, la dirección del color verde;
de igual forma, +b* indica la dirección del color amarillo y –b* la dirección del
color azul (Nielsen, 2009; Sinnecker, et. al., 2002).
Figura 6. Espacio de color L*a*b*
(Kónica Minolta, 2012)
Este espacio de color presenta un centro acromático, es decir que, a medida
que los valores de a* y b* aumentan y el punto se separa del centro, la
saturación del color se incrementa, como se muestra en la figura 7.
17
Figura 7. Sólido de colores cortado horizontalmente en un valor constante
de L*
(Kónica Minolta, 2012)
Espacio de color L*C*h
El espacio de color L*C*h, utiliza el mismo diagrama que el espacio L*a*b*,
con la diferencia que las coordenadas son cilíndricas en lugar de ser
rectangulares. De la misma manera, L* representa la luminosidad (claridad u
oscuridad). Por otra parte, C* es Croma e indica la saturación y H se
denomina como Hue y señala el ángulo de tono, es decir, el matiz (Kónica
Minolta, 2012; Aguilera, et. al., 2011).
El valor de Croma (C*) en el centro es igual a cero y aumenta de acuerdo a
la distancia respecto al mismo. El ángulo de tono Hue (h), se expresa en
grados y empieza en el eje +a*. En la figura 8 se puede observar que para el
ángulo Hue igual a 0° representado por +a* el color corresponde a rojo, para
90° representado por +b* corresponde al color amarillo, para 180° que sería
–a* el color es verde y para 270° -b* el color es azul.
18
Figura 8. Espacio de color L*C*h
(Kónica Minolta, 2012)
A partir del espacio de color L*a*b*, una vez obtenidos los valores de a* y b*,
se puede calcular Chroma - C y Hue - H mediante las ecuaciones No. 1 y No.
2 (Zheng, Chien, Shiow, & Wei, 2003):
퐶∗ = [(푎∗) + (푏∗) ] [1]
H = Tan ∗∗
[2]
Además, en el espacio de color L*a*b* la diferencia de color puede
expresarse como un valor numérico sencillo: ∆E*ab. El valor ∆E*ab permite
medir los cambios de matiz y densidad, ya que es la descripción matemática
de la distancia entre dos colores. Este valor indica el tamaño de la diferencia
de color pero no en qué sentido son diferentes los colores. ∆E*ab se puede
definir también como la distancia existente entre los dos puntos dentro del
19
espacio de color L*a*b*. ∆E*ab se calcula mediante la ecuación No. 3 (La Cie
Group, 2006; Qudsieh, Yusof, Osman, & Rahman, 2002):
∆E∗푎푏 = [(∆퐿∗) + (∆푎∗) + (∆푏∗) ] [3]
Espacio de color Hunter Lab
El espacio de color Hunter Lab fue creado por R.S. Hunter, es similar al
espacio de color CIE L*a*b* y es más uniforme visualmente (figura 9) que el
espacio de color YXY. Se utiliza principalmente en la industria de pinturas
(Kónica Minolta, 2012).
Figura 9. Espacio de color Hunter Lab
(La Cie Group, 2006)
20
Espacio de color XYZ (Yxy)
El espacio de color XYZ (Yxy) fue creado en 1931 por la CIE y está basado
en el concepto de los valores triestímulo XYZ, es decir, en la teoría de los
tres componentes de la visión del color; estableciendo que el ojo humano
posee receptores para 3 colores primarios: rojo, verde y azul. Viéndose los
demás colores como mezclas de éstos (figura 10). Los valores triestímulo
XYZ se calculan utilizando estas funciones de coincidencias de color del
observador estándar (Kónica Minolta, 2012).
Figura 10. Espacio de color XYZ
(Kónica Minolta, 2012)
21
2.3. RELACIÓN DEL COLOR CON LA MADURACIÓN DE
FRUTAS
La madurez o índice de maduración en un producto se define como la
“medida que puede utilizarse para determinar si un producto en particular
posee la madurez requerida comercialmente” (Kader, et. al., 2007). Existen
dos tipos de madurez: fisiológica y hortícola, ambas van acompañadas de
cambios de color específicos para cada producto. La madurez fisiológica es
identificada como madurez de consumo, es decir, indica el estado en el cual
el producto ha alcanzado el desarrollo suficiente (luego de la cosecha) para
que su calidad sea aceptable por el consumidor. Mientras que la madurez
hortícola es el estado de desarrollo del producto en el cual éste reúne los
requisitos para que sea utilizado con un propósito en particular. En las frutas
la madurez hortícola y fisiológica generalmente difiere en el tiempo, mientras
que en las hortalizas coinciden. Por esta razón, el cambio de color que
sufren las frutas durante su maduración fisiológica sirve para determinar el
índice de madurez de las mismas (Kader, et. al. 2007).
Las frutas presentan un color definido debido a “su capacidad para reflejar o
emitir diferentes cantidades de energía a longitudes de onda que estimulen
la retina del ojo” (Fennema, 2000). La mayoría de los colorantes naturales,
en las frutas, se encuentran dentro de los organelos especializados
denominados plástidos, en el protoplasma de las células vegetales y
presentan forma de agujas de estructura cristalina (Badui, 1981).
Los cambios de pigmentación tienen lugar durante el desarrollo y
maduración del producto sobre la planta y continúan después de la cosecha;
pudiendo ser éstos deseables o indeseables. Por ejemplo, en la mayoría de
las frutas la pérdida del pigmento verde (clorofila) es un cambio deseable
mientras que en las hortalizas no lo es. De igual forma el desarrollo del color
rojo y azul (antocianinas) es deseable, en cierta medida, en frutas como
22
cerezas, fresas, moras y manzanas; ya que los cambios en antocianinas
pueden resultar en el oscurecimiento del tejido dando un aspecto indeseable
para la calidad del producto a pesar de que estos constituyentes contribuyen
a la capacidad antioxidante total de la fruta (Kader, et. al., 2007).
La relación existente entre el color y la maduración de las frutas se ve
reflejada al momento de la cosecha, postcosecha y comercialización, es por
esta razón que la medición del color es de gran importancia. Esta medida de
color se puede efectuar gracias a la propiedad que posee cada pigmento
para absorber una cierta longitud de onda del espectro visible. Las frutas
tienen una alta concentración de pigmentos, los cuales se clasifican en siete
grupos diferentes: carotenoides, clorofilas, antocianinas, flavonoides,
taninos, betalaínas, moglobina y hemoglobina. Siendo la antocianinas las
responsables del color rosado, morado y negro en el mortiño (Sinha, Sidhu,
Barta, Wu, & Cano, 2012; Coleto, 1994; Badui, 1981).
2.4. ANTIOXIDANTES DE FRUTAS
Los antioxidantes son compuestos orgánicos específicos que actúan, como
un agente reductor, sobre las reacciones químicas de oxidación que se
producen al combinarse con especies reactivas de oxígeno y nitrógeno, tales
como el ión superóxido (O2-), el radical hidroxilo (OH), los radicales alcoxi
(RO), el óxido nítrico (NO) y del dióxido de nitrógeno (NO2). Este tipo de
reacciones son rápidas y nocivas, y pueden producir daño oxidativo a las
células y otros componentes corporales debido a que actúan sobre estos
radicales, los cuales contienen electrones no pareados a su alrededor. Los
electrones en torno a los antioxidantes reaccionan con estos electrones no
apareados antes de que puedan reaccionar con otras moléculas; de esta
manera, hacen que los radicales libres se vuelvan menos reactivos. Algunos
antioxidantes pueden atrapar iones metálicos necesarios para catalizar la
23
formación de los oxidantes reactivos, mientras que otros, pueden reparar el
daño de la oxidación de biomoléculas o pueden influir sobre las enzimas que
catalizan los mecanismos de reparación (Pokorny, Yanishlieva, & Gordon,
2001; Skoog, West, Holler, & Crouch, 2001).
El contenido antioxidante que las frutas poseen se puede relacionar con el
color que éstas presentan. Por ejemplo, las frutas de color amarillo, naranja
o rojo poseen un alto contenido de carotenoides; mientras que las frutas con
coloración rojiza, azul o violeta tienen un alto contenido de antocianinas y
flavonoides (Sinha, et. al., 2012; Badui, 1981).
2.4.1. ANTOCIANINAS
Las antocianinas son pigmentos naturales que poseen características
químicas de glucósidos y se encuentran disueltos en la solución vacuolar de
las células epidermales. Estos pigmentos son identificados por los colores
azul, púrpura, violeta, magenta, rojo y naranja, están ampliamente
distribuidas en la naturaleza en flores, frutas, ramas, raíces y hojas (Tupuna,
2012; Lincoln & Zeiger, 2002).
La palabra antocianina proviene de los vocablos griegos anthos, que
significa flor y kyanos que significa azul (Fennema, 2000).
Según Aguilera, Reza, Chew, & Meza (2011), la fuente más importante de
antocianinas son frutos rojos, bayas y uvas rojas, encontrándose también en
el maíz morado y en vegetales.
La importancia de las antocianinas se basa en propiedades farmacológicas y
terapéuticas beneficiosas para la salud por sus características antioxidantes.
Hace algunos años estos compuestos se consideraban poco estables
debido a que su color se transforma en el intervalo de pH 1-7 formando la sal
24
de flavilio, la base anhidra y la base carbinol; además eran difíciles de
purificar como aditivo. Actualmente se consideran importantes en la industria
alimenticia al utilizarlas como colorantes, ya que otorgan colores llamativos
gracias al intenso pigmento que éstas poseen (Tupuna, 2012)
De acuerdo a Pascual y Sánchez (2007), estos compuestos pueden sufrir
ciertas alteraciones cuando la fruta está fresca y es sometida a condiciones
agronómicas y medioambientales poco adecuadas tales como varias horas
de exposición al sol, la humedad y el tipo de suelo; factores que
desembocan en un daño para la composición de las antocianinas presentes
en las frutas. Existen tratamientos biotecnológicos y postcosecha que
pueden incrementar el nivel de antocianinas en los alimentos de origen
vegetal, de igual forma el procesamiento y almacenamiento de éstos puede
tener un efecto en las antocianinas.
2.4.1.1. Estructura y características de las antocianinas
Las antocianinas son una clase de flavonoides (figura 11), se derivan de la
fenilalanina y están formadas por un esqueleto de 15 carbonos distribuidos
de una forma característica C6C3C6. Su estructura se define como 2-
fenilbenzopirilio de la sal de flavilio (Fennema, 2000; Sinha, et. al., 2012).
Figura 11. Esqueleto carbonado del grupo Flavonoide (Fennema, 2000)
25
La aglicona (producto no azúcar de la hidrólisis) se conoce como
antocianidina cuando se hidroliza la mitad azúcar de las antocianinas.
Químicamente, las antocianidinas presentan en su estructura un grupo
flavilio formado por una molécula de benzopirano unida a un anillo fenílico, y
generalmente en la posición C-3 del grupo hidroxilo se unen monosacáridos
como D-glucosa, D-galactosa, L-ramnosa, D-arabinosa y D-xilosa. Así como
también, oligosacáridos tales como gentobiosa, rutinosa y soforosa; y
cuando existen disacáridos esta unión se da en las posiciones C3 y C5 o C3 y
C7 de los grupos hidroxilo (Fennema, 2000; Badui, 1981; Allinger, et. al.,
1984).
Figura 12. Estructura de las Antocianidinas
(Fennema, 2000)
Las antocianidinas son menos hidrosolubles que las antocianinas y por esta
razón no se encuentran libres en la naturaleza y tampoco en los alimentos,
por lo tanto su presencia es un indicio de una posible hidrólisis química o
enzimática de las antocianinas. En los alimentos se pueden encontrar
únicamente seis tipos de antocianidinas: pelargonidina (figura 13a), cianidina
(figura 13b), delfinidina (figura 13c), peonidina (figura 13d), petunidina (figura
13e) y malvidina (figura 13f) (Fennema, 2000; Badui, 1981; Sinha, Sidhu,
Barta, Wu, & Cano, 2012).
26
Figura 13. Estructura de los tipos de antocianidinas a) pelargonidina, b)
cianidina, c) delfinidina, d) petunidina, f) malvidina.
(Fennema, 2000)
Los colores que caracterizan a las antocianinas y antocianidinas se
producen por la excitación que sufren los electrones de la molécula,
producto de la movilidad relativa de los mismos, a causa del efecto de la luz
visible. Estos colores pueden volverse más profundos como resultado de un
cambio batocrómico causado por grupos auxócromos (sin propiedades
cromóforas) que se unen a las moléculas, produciendo una profundización
del tono debido al incremento en el número de sustituyentes. En este caso la
banda de absorción de luz del espectro visible se desplaza desde el color
violeta hacia el rojo; cuando el proceso es inverso se lo conoce como
desplazamiento hipsocrómico (Hernandez & González, 2002; Fennema,
2000).
27
Figura 14. Antocianidinas distribuidas en función del aumento de color
(Fennema, 2000)
Las antocianinas se encuentran como glucósidos de polihidroxiderivados o
polimetoxiderivados de la sal de flavilio. Difieren entre ellas por el número de
grupos hidroxilo y metoxilo, por la clase y número de ácidos alifáticos o
aromáticos y por el tipo, número y sitio de unión de los azúcares. Las
moléculas más comunes de estos azúcares son glucosa, galactosa,
arabinosa, xilosa y di o trisacáridos homogéneos o heterogéneos que se
forman por la combinación de dichos azúcares. Por otra parte, los ácidos
que participan en la acilación de los azúcares son caféico, p-cumárico.
sinápico, p-hidroxibenzóico, ferúlico, malónico, málico, succínico y acético
(Sinha, et. al., 2012; Lincoln & Zeiger, 2002).
28
Las antocianinas pueden sufrir un proceso de degradación a causa del pH,
temperatura, concentración de oxígeno y radiaciones UV; debido a la
sensibilidad que presentan ante estos factores, afectando su estabilidad y
color. Existen además otros factores que tienen un menor impacto, tales
como la presencia de enzimas degradativas, dióxido de sulfuro (SO2), ácido
ascórbico, iones metálicos, azúcares, componentes y aditivos (Tupuna,
2012; Barreiro & Sandoval, 2006).
Figura 15. Estructura de los tipos de antocianinas a) base quinonoidal azul,
b) catión flavilio rojo, c) base pseudocarbinol incolora, d) chalcona incolora.
(Fennema, 2000)
Fennema (2000), afirma que el color de los alimentos que contienen
antocianinas ricas en antocianidinas, petunidina y malvidina es más estable
que el color de los alimentos que contienen antocianinas ricas en
antocinanidinas tales como pelargonidina, cianidina o delfinidina (figura 14).
Esto se debe a que los grupos hidroxilo inactivos están bloqueados, por
tanto se cree que el aumento de la glicosilación incrementa la estabilidad.
29
Estructuralmente las antocianinas, en los alimentos, pueden existir de cuatro
formas diferentes dependiendo del pH del medio en el que se encuentran:
base quinonoidal azul (figura 15a), catión flavilio rojo (figura 15b), base
pseudocarbinol incolora (figura 15c) y chalcona incolora (figura 15d) (Lide,
2004).
La determinación del contenido de antocianinas totales se puede realizar por
diferentes métodos, entre estos se encuentran el de Abdel-Aal y Huel (1999),
Maatta (2003), Beas (2011), entre otros. En cada uno de los métodos se
utiliza un solvente para la extracción de antocianinas el cual varía según el
autor, entre estos están etanol más ácido clorhidrico, metanol o acetato de
etilo. Luego de la extracción, la cuantificación de antocianinas se puede
realizar por espectrofotometría, HPLC o ABTS (Vasco, et. al., 2009; Vasco,
Riihinen, Ruales, & Kamal-Eldin, 2009).
2.4.2. CLOROFILA
La clorofila es el pigmento de color verde encargado de la fotosíntesis en las
plantas, algas y bacterias fotosintéticas. Su importancia se debe a que el
proceso de fotosíntesis es el principal mecanismo por el cual se sintetizan
los diferentes carbohidratos que se encuentran en la naturaleza. La glucosa,
producto de la fotosíntesis, es el nutrimento más importante para la mayoría
de las especies animales y vegetales, y a través de ésta también se
sintetizan otros productos (Badui, 1981; Cogua, Orozco, & Chaparro, 2002).
Según Fennema (2000), la clorofila está asociada con carotenoides, lípidos y
lipoproteínas y se encuentra localizada en los cloroplastos, los cuales son
lamelas de los orgánulos intracelulares de las plantas verdes.
En las frutas, durante la maduración, la clorofila va desapareciendo debido a
que éstas toman el color característico que las identifica; a excepción de
30
algunas frutas que conservan la clorofila aun cuando están maduras. Entre
estas están: manzanas verdes, peras, higos, ciruelas, aguacate, melón, kiwi
y uvas verdes (Sinha, Sidhu, Barta, Wu, & Cano, 2012).
2.4.2.1. Estructura y características de la clorofila
La clorofila es un complejo de magnesio derivado de la porfina. Posee una
estructura porfirínica con una molécula de fitol que se esterifica con una
molécula de ácido propiónico. La porfina es una estructura macrocíclica
insaturada por completo, que contiene cuatro anillos de pirrol unidos por
puentes de carbono sencillos (grupos meteno, –CH=) formando una
estructura plana. Una porfirina (porfina sustituida), es cualquier pigmento
tetrapirrólico macrocíclico en el que los anillos de pirrol se encuentran unidos
por puentes metino y en éste el sistema de dobles enlaces forma un circuito
conjugado cerrado. El átomo de magnesio central de la porfirina está ligado
por dos de los átomos de nitrógeno que se encuentran en los anillos
pirrólicos a través de enlaces covalentes, mientras que los otros dos átomos
de nitrógeno lo unen por medio de un sistema de coordinación (Fennema,
2000).
Según Badui (1981), la estructura química de la molécula de clorofila es
compleja y se altera fácilmente por agentes tanto físicos como químicos
(figura 16). Entre las reacciones químicas que pueden inducir una
transformación estructural de la molécula de clorofila se encuentran:
a) La feofitinización, en la cual se da la sustitución del grupo de
magnesio por otro ión, tal como el hidrógeno. Este es el mecanismo
más común para la desaparición del color verde en las frutas.
b) La eliminación de la cadena de fitol, proceso en el cual se forma la
clorofílida, presentando su mismo color y propiedades
espectroscópicas.
31
c) La ruptura del anillo tetrapirrólico, en este caso se da una pérdida total
de color.
La feofitina formada en las reacciones de feofitinización puede transformarse
en feofórbido cuando pierde la cadena de fitol. Estos feofórbidos presentan
el mismo color y características espectroscópicas que las feofitinas (Badui,
1981; Sociedad Latinoamericana de Nutrición, 1999).
Figura 16. Ciclo de transformación de la clorofila
(Badui, 1981)
Por otra parte, al sustituirse el grupo carbometoxilo en la posición C-10 de la
molécula de feofitina por un átomo de hidrógeno se forma la pirofeofitina,
que presenta un color oliva.
Existen varias razones por las cuales las frutas presentan reacciones de
decoloración. Cuando los derivados de clorofila contienen magnesio son de
color verde y cuando no lo contienen presentan un color pardo oliva. Por
ejemplo, al ocurrir la sustitución del átomo de magnesio por dos iones
hidrógeno provenientes de ácidos propios de los alimentos, la clorofila (color
verde brillante) se transforma en su respectiva molécula de feofitina (color
32
pardo oliva) (figura 17). Generalmente estos ácidos se forman a través de
reacciones de fermentación que sufren los alimentos al permanecer
almacenados (Fennema, 2000; Viñas, Recansens, Usall, & Graell, 2013).
C55H72O5N4Mg
Figura 17. Clorofila y sus derivados
(Fennema, 2000)
La pérdida del color verde en productos frutihortícolas también puede ocurrir
cuando la clorofila se degrada por acción de los hidroperóxidos formados
durante la oxidación de las grasas insaturadas, produciéndose una reacción
de oxidación en los lípidos ocasionada por el oxígeno y las lipoxigenasas.
Igualmente, los procesos de irradiación son capaces de producir estos
cambios (Ege, 2000; Sociedad Latinoamericana de Nutrición, 1999).
Badui (1981), asegura que otra forma de degradación del color en las frutas
es por acción de la enzima clorofilasa, enzima capaz de hidrolizar el fitilo de
la clorofila produciendo fitol y clorofilida. Además, Fennema (2000) indica
que la clorofilasa es capaz de catalizar la degradación de clorofila ya que
impide el rompimiento del fitol de las clorofilas y feofitinas formando
clorofílidos y feofórbidos.
33
De acuerdo a Jones (2006) se suelen realizar tratamientos térmicos de alta
temperatura y corto tiempo para la conservación del color verde en frutos
enlatados. Consiguiéndose así, mantener el color original de la clorofila, y al
ser ésta más estable en pH alcalinos, en ciertos casos durante el tratamiento
se añade sales como carbonatos para ayudar a prevenir la pérdida de color.
Esta técnica no es tan utilizada ya que algunas vitaminas hidrosolubles se
destruyen en pH básicos e incluso los polisacáridos de los tejidos
estructurales sufren daño bajo condiciones alcalinas. Por esta razón, durante
el tratamiento térmico es recomendable la adición de cloruro de zinc (ZnCl2)
debido a que éste forma el complejo clorofila-zinc, el cual es estable al calor.
Natakani, Barber y Forrester (1979) aseguran que además de cloruro de zinc
se puede adicionar otros cloruros como cloruro de sodio, magnesio o calcio;
los que permiten disminuir la feofitinización impidiendo la degradación de
clorofila gracias al efecto electrostático que poseen estas sales. La adición
de cationes neutraliza la carga superficial negativa de los ácidos grasos y
proteínas de la membrana de los cloroplastos y reduce la atracción de los
iones hidrógeno a la superficie de la membrana.
Según Fennema (2000), la isomerización es el primer cambio que se
observa cuando la molécula de clorofila es expuesta al calor. Estos isómeros
se forman por inversión del grupo carboximetilo en la posición C-10 y se
designan como clorofila ’ y ’ para la -clorofila y -clorofila
respectivamente, las cuales se localizan en las plantas en una relación de
3:1. La clorofila y son de menor importancia y se encuentran asociadas
con la clorofila en algas marinas, dinoflagelados y diatomeas (clorofila ) y
en algas rojas (clorofila ).
Existen además moléculas de clorofila de origen microbiano como las
bacterioclorofilas presentes en las bacterias fotosintéticas púrpuras y las
clorobioclorofilas que son las principales clorofilas de las bacterias azufradas
verdes (Badui, 1981).
34
La -clorofila (C55H72MgN4O5) presenta una estructura bien conocida (figura
18) que contiene un grupo metilo en el carbono C-3, un grupo vinilo en la
posición C-2, un grupo etilo en el carbono C-4, un grupo carbometoxilo en la
posición C-10 (anillos isocíclicos) y un grupo fitol (alcohol isoprenoide
monoinsaturado de 20 carbonos) esterificado con propionato en la posición
C-7 (Lide, 2004; Cogua, et. al., 2002).
Figura 18. Estructura de la molécula de -clorofila
(Lide, 2004)
La molécula de -clorofila tiene un peso molecular de 893.490 g/mol, su
punto de fusión es de 152.3 °C, es insoluble en agua, soluble en ligroína y
muy soluble en etanol y en dietileter (Lide, 2004).
La -clorofila (C55H70MgN4O6) es más termoestable que la -clorofila, pero al
igual que ésta tiene una estructura bien conocida y similar (figura 19), que
difiere únicamente en el sustituyente del carbono C-3, el cual contiene un
grupo formilo en lugar del grupo metilo (Badui, 1981; Fennema, 2000; Lide,
2004).
La molécula de -clorofila posee un peso molecular de 907.473 g/mol, su
punto de fusión es de 125 °C, es insoluble en agua, soluble en metanol y
muy soluble en etanol, dietileter y piridina (Lide, 2004).
35
Figura 19. Estructura de la molécula de -clorofila
(Lide, 2004)
La extracción de clorofila generalmente se realiza por macerado de tejido
vegetal en disolventes orgánicos polares tales como acetona, metanol,
etanol, acetato de etilo, piridina y dimetilformamida. Este tipo de extracción
es posible gracias a los enlaces débiles (covalentes) existentes en las
moléculas de clorofila, los cuales se rompen con facilidad (Fennema, 2000).
Según Canjura y Schwartz (1991), la cromatografía líquida de alta resolución
(HPLC) es otro método de extracción de clorofilas individuales y sus
derivados. En este caso, el aumento de polaridad que tiene la -clorofila
debido al grupo formilo que posee en el carbono C-3 hace que ésta se
absorba más fuertemente que la -clorofila a una columna de fase normal y
más débilmente a una columna de fase inversa.
La identificación de clorofilas y sus derivados se puede realizar gracias a las
características de absorción de luz visible que éstas poseen. La -clorofila y
-clorofila presentan espectros de luz visible con intensas bandas de
absorción de la luz a 600 y 700 nm para regiones del rojo, y entre 400 y 500
nm para regiones del azul (Strain, Thomas, & Katz, 1963).
METODOLOGÍA
3.
36
3. METODOLOGÍA
3.1.1. MATERIAL VEGETAL
Frutos de mortiño en diferentes grados de madurez fueron cosechados en el
páramo “El Pedregal”, ubicado en el cantón Mejía Provincia de Pichincha
(Anexo 1). Posteriormente se trasladaron al Laboratorio de Biotecnología de
la Facultad Ciencias de la Ingeniería (Anexo 2) donde se clasificaron por su
color superficial (relacionado con su grado de madurez).
3.1.2. MEDICIÓN DE COLOR SUPERFICIAL
A los frutos de cada estado de madurez se realizó la medición del color
mediante el colorímetro Kónica Minolta CR 400 utilizando la escala CIE
L*,a*,b* (Anexo 3). Se obtuvieron valores de L* para luminosidad
comprendidos entre 0 y 100; valores de a* para colores rojos (positivos) y
verdes (negativos), y valores de b* para colores azules (negativos) y
amarillos (positivos) (Kónica Minolta, 2012; Zheng, Chien, Shiow, & Wei,
2003).
Posteriormente se calculó Chroma – C (indicador de intensidad o saturación
de color) y el ángulo Hue - H (tinte básico, matiz o longitud de onda
dominante), para lo cual se utilizó los valores de a*y b*, Según las
ecuaciones No. 1 y 2.
퐶∗ = [(푎∗) + (푏∗) ] [1]
H = Tan ∗∗
[2]
37
Siendo un valor Hue de 0° representado por el color rojo púrpura, 90° para el
color amarillo, 180° para el color verde azulado y 270° para el color azul
(Viña, Mugridge, Olivera, Chaves, & Mascheroni, 2008; Rivera, Vasquez,
Ayala, & Gonzalez, 2005; Zheng, et. al., 2003).
Además se calculó la diferencia de color ΔE entre los diferentes estados de
madurez, en términos de Luminosidad, a* y b* mediante la ecuación No. 3.
∆E∗푎푏 = [(∆퐿∗) + (∆푎∗) + (∆푏∗) ] [3]
3.1.3. DETERMINACIÓN DE ANTOCIANINAS
3.1.3.1. Preparación de extractos
Se pesaron de 0,02 a 5 gramos (según el estado de madurez) de tejido
congelado (Anexo 4) que fue triturado en un tubo de centrífuga, se agregó
10 ml de una mezcla de 1% de HCl y metanol, se cubrió el tubo y se
conservó en semipenumbra. Se agitó por 15 minutos y se centrifugó a 6000
rpm durante 5 min, posteriormente se retiró el sobrenadante y se conservó
en otro tubo de centrífuga en semipenumbra; se colocó nuevamente 10 mL
de solvente al pellet, se dejó en agitación por 15 min y se volvió a
centrifugar. Esta operación fue realizada por triplicado.
3.1.3.2. Cuantificación de antocianinas
Se cuantificó el contenido de antocianinas según el método de Beas (2011),
con ligeras modificaciones. Se midió la absorbancia del sobrenadante a
38
540nm. Expresando el contenido de antocianinas totales en mg/kg (como
equivalentes de cianidina-3-glucósido), según la ecuación 4.
퐶 = (푃푀)
(10 ) [4]
Donde,
C = Conc. Antocianinas totales (mg/kg)
A = Absorbancia máxima
휀 = Absortividad actividad molar cianidina-3-glicósido (25955/cmM)
Vol= volumen total de extracto
PM= peso molecular cianidina-3-glicósido (449Da)
3.1.4. DETERMINACIÓN DE CLOROFILA
3.1.4.1. Preparación de extractos
Se pesaron de 0,05 a 5 gramos de muestra (según el estado de madurez de
la fruta), a los cuales se añadió 15 ml de acetona al 80%. El homogenado
resultante fue centrifugado a 12000 rpm durante dos minutos. Esta
operación fue realizada por triplicado.
3.1.4.2. Cuantificación de clorofila
Para la medición de contenido de clorofila se utilizó el método de Arnon
(1949), en el cual se midió la absorbancia de la muestra a 645 y 662 nm, y
se determinó el contenido de clorofila (ecuación 5), clorofila (ecuación 6)
y clorofila total (ecuación 7).
39
Cloro ila a = [( , ) ( , )]
[5]
Cloro ila b = [( , ) ( , )]
[6]
Cloro ila Total = Cloro ila a + Cloro ila b [7]
3.1.5. DISEÑO EXPERIMENTAL
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar, donde la variable
independiente fue el grado de madurez del mortiño y las variables
dependientes fueron el color, el contenido de antocianinas y clorofila total.
Se realizó el análisis de varianza (Anova simple) y las medias se
compararon por el test de Tukey con una significancia de 0,05 empleando el
programa Statgraphics Centurion XV.
ANÁLISIS DE RESULTADOS
4.
40
4. ANÁLISIS DE RESULTADOS
4.1. CLASIFICACIÓN POR GRADO DE MADUREZ
La fruta cosechada presentó una variedad de color durante el proceso de
maduración (figura 20).
Figura 20. Gama de color del mortiño (Vaccinium floribundum)
En la tabla 2 se muestra la clasificación de la fruta en cinco grupos diferentes
según su grado de madurez.
Tabla 2. Clasificación del mortiño por grado de madurez
Estado de Madurez Característica
1
Color verde 100%
2
Color 50% verde – 50%
rosado
3
Color rosado 100%
4
Color 50% negro - 50%
rosado
5
Color negro 100%
41
4.2. MEDICIÓN DE COLOR
4.2.1. VALOR DE LUMINOSIDAD (L*)
Los valores de luminosidad descendieron a medida que avanzaba el proceso
de maduración del mortiño (figura 22).
Figura 21. Medida de Luminosidad para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey0,05=0,539
Los frutos de color verde 100% (estado de madurez 1) presentaron un valor
de luminosidad de 37,36 similar al reportado por Yang, Song, Fillmore, Pang,
A B
C DE
0
5
10
15
20
25
30
35
40
1 2 3 4 5
Lum
inos
idad
(L)
Estado de Madurez
42
& Zhang (2011) en banano verde. Para el estado de madurez 2 (color verde-
rosado) se encontró un valor de L=36,75 mientras que al alcanzar la
madurez fisiológica, en el estado de madurez 3 (color rosado), el valor de
luminosidad disminuyó a 30,92 manteniéndose prácticamente constante
hasta el estado de madurez 4 (color negro-rosado) con un valor de L=30,21;
cuando los frutos alcanzaron la madurez hortícola, en el grado de madurez 5
(color negro), el valor de luminosidad descendió a 28,02. Greer (2013) ha
reportado valores similares en manzana indicando un L=35 para la variedad
Royal Gala Blush y L=38 para Royal Gala Background; por otro lado,
Zheng, Chien, Shiow y Wei (2003) reportaron valores similares para
arándano con un L=32, siendo éste mayor al obtenido para mortiño.
Probablemente esta diferencia se deba a la coloración que caracteriza al
arándano cuando alcanza su madurez comercial (color azul).
A diferencia de los resultados encontrados para los frutos de mortiño en la
presente investigación, Sinnecker, Gomes, Areas, & Marquez (2002)
reportaron para las semillas de soya un incremento en los valores de
luminosidad a medida que avanza el proceso de maduración, estando dichos
valores entre 75,9 y 83,5. Esta diferencia probablemente se deba al cambio
de color que presentan las semillas de soya desde amarillo hasta verde;
mientras que para el mortiño va desde verde hasta negro-morado;
comprobando lo indicado por Kónica Minolta (2012) que explica que cuando
el color se acerca a blanco los valores de luminosidad son mayores que
cuando el color tiende a negro.
4.2.2. VALOR DE a*
Los valores obtenidos para a* mostraron una variación entre negativos y
positivos durante el proceso de maduración, como se puede observar en la
figura 22. El valor de a* es la medida de color que indica la posición entre
43
rojo y verde, siendo los valores negativos (-a*) verdes y los positivos (+a*)
rojos (Zheng, et. al., 2003; Kónica Minolta, 2012; Sinnecker, et. al., 2002).
Figura 22. Medida de a* para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey 0,05=0,376
Los frutos de mortiño de color verde 100% (estado de madurez 1)
presentaron un valor de *a=-5,68 mientras que cuando los frutos empezaron
el proceso de maduración (estado de madurez 2) el valor de a* disminuyó en
sentido positivo hasta llegar a -0,51, ocurriendo lo contrario cuando los frutos
alcanzaron la madurez fisiológica (estado de madurez 3) debido a que el
valor de a* aumentó en sentido positivo, llegando a 5,78; posteriormente
este valor disminuyó al continuar el proceso de maduración (estado de
madurez 4) indicando 3,05 alcanzando finalmente un valor de 1,29 en el
estado de madurez 5.
E
D
A
B
C
-8
-6
-4
-2
0
2
4
6
8
1 2 3 4 5
a*
Estado de Madurez
44
Los cambios ocurridos en a* se deben a que cuando el color tiende a rojo los
valores de a* aumentan en sentido positivo de acuerdo al plano del espacio
de color L*a*b* (figura 6) y, por el contrario, si el color tiende a verde, los
valores de a* aumentan en sentido negativo (Kónica Minolta, 2012;
Sinnecker, et. al., 2002).
Valores similares a los obtenidos para los frutos de mortiño fueron
reportados por Sinnecker, Gomes, Areas, & Marquez (2002) en semillas de
soya y por Zheng, et. al. (2003) para arándano azul.
4.2.3. VALOR DE b*
En la presente investigación los valores de b* disminuyeron a medida que
avanzaba el proceso de maduración del mortiño (figura 23). El valor de b* es
la medida de color que indica la posición entre amarillo y azul, siendo los
valores negativos (-b*) azul y los positivos (+b*) amarillo (Zheng, et. al.,
2003; Kónica Minolta, 2012).
Para los frutos de mortiño en el estado de madurez 1 (color verde 100%) la
medida de b* fue de 10,38, valor que disminuyó a 6,38 cuando alcanzaron el
estado de madurez 2 (color verde-rosado).
Al llegar a la madurez fisiológica (estado de madurez 3) el valor de b* fue de
0,47; mientras que, antes de empezar la madurez hortícola los valores de b*
disminuyeron a -1,07 (estado de madurez 4). Posteriormente, al alcanzar la
madurez hortícola (estado de madurez 5) la medida de b* disminuyó a -1,67.
45
Figura 23. Medida de b* para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey0,05=0,416
Valores similares fueron reportados por Zheng, et. al. (2003) en arándano
azul indicando que si el color tiende a azul la medida de b* aumentará en
sentido negativo de acuerdo al plano del espacio de color L*a*b* (figura 6), y
si el color tiende a amarillo, la medida de b* aumentará en sentido positivo
(Kónica Minolta, 2012).
4.2.4. DIFERENCIA DE COLOR (∆E)
∆E indica la diferencia existente entre dos colores en términos de
Luminosidad, a* y b* (Artigas, Capilla, & Pujol, 2002; Hunter Lab, 2001;
Qudsieh, et. al., 2002).
A
B
C
DE
-4
-2
0
2
4
6
8
10
12
1 2 3 4 5
b*
Estado de Madurez
46
En el caso del estado de madurez 1 y 2 (mortiño verde y verde-rosado,
respectivamente) la diferencia de color (∆E) fue de 21,6 unidades. Entre los
estados 2 y 3 (mortiño rosado) el ∆E fue de 54,2 unidades. Al avanzar el
proceso de maduración de la fruta esta diferencia disminuyó a 5,2 unidades
entre el estado 3 (madurez fisiológica) y 4 (mortiño negro-rosado). Cuando el
mortiño pasó del estado 4 al 5 (mortiño negro) y alcanzó la madurez
comercial, la diferencia de color fue de 4,1 unidades.
Tabla 3. Diferencia de color (∆E) durante la maduración del mortiño
(Vaccinium floribundum)
Estado de Madurez 2 3 4 5 1 21,551 135,507 129,219 140,510 2 - - - - - 54,241 55,474 72,128 3 - - - - - - - - - - 5,164 16,575 4 - - - - - - - - - - - - - - - 4,127
Qudsieh, et. al., (2002) señala que para el jugo de caña obtenido de la planta
en diferentes períodos de maduración la diferencia total de color es mayor
en las primeras etapas de maduración comparado con las últimas etapas.
Con referencia a la tabla 3 se puede observar que el cambio de color en los
estados 1-2 y 2-3 es mayor en comparación con el cambio entre los estados
3-4 y 4-5; indicando que durante el proceso de maduración esta diferencia
disminuye debido a que la fruta alcanza la madurez y además existe
concentración de sustancias que aportan color.
4.2.5. VALOR DE SATURACIÓN - CROMA (C*)
La saturación es una medida que cambia con respecto al centro del plano de
color (figura 8), presentando valores cercanos a cero cuando los colores son
47
apagados y, por el contrario, cuando éstos son vivaces los valores aumentan
a medida que se alejen del centro del plano (Kónica Minolta, 2012).
Figura 24. Medida de Croma (C*) para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey0,05=0,473
El valor de Croma obtenido para el mortiño en el estado de madurez 1 (color
verde 100%) corresponde a 11,84. Al empezar el proceso de maduración
(estado 2-mortiño verde-rosa) este valor disminuyó a 6,53. A pesar de
presentar coloración verde para los dos estados, si se compara con los
valores reportados por Yang, et. al. (2011) en banano verde se puede
observar que existe una diferencia sustancial, ya que es de 38. Sinnecker,
et. al. (2002) reporta valores similares en semillas de soya para la primera
etapa de maduración (color verde), oscilando este valor entre 23,9 y 32,6
para las diferente variedades de semillas.
A
BC
D
E
0
2
4
6
8
10
12
14
1 2 3 4 5
Satu
raci
ón (C
*)
Estado de Madurez
48
Cuando los frutos de mortiño alcanzaron la madurez fisiológica (estado 3-
mortiño rosado) el valor de Croma presentó una ligera disminución llegando
a 5,82, el cual decreció aún más al continuar el proceso de maduración,
presentando valores de 3,27 (estado 4-mortiño negro-rosado); valores
semejantes fueron reportados por Zheng et. al. (2003) en arándano azul.
Al alcanzar los frutos de mortiño la madurez hortícola alcanzaron un valor de
Croma de 2,14. Por tanto se puede decir que la saturación del color
disminuyó conforme aumentó el estado de madurez de la fruta, lo que
muestra que mientras el color tiende a verde, va a tener una saturación
mayor, y mientras el color tiende a negro, la saturación será menor (figura
24).
4.2.6. VALOR DEL MATIZ - ÁNGULO HUE (H)
En la figura 25 se observan los valores obtenidos para el ángulo Hue durante
el proceso de maduración del mortiño, la misma que indica un incremento
desde 155,46° hasta 204° al pasar del estado de madurez 1 (mortiño verde)
al estado 2 (mortiño verde-rosado), similares a los reportados por Yang, et.
al. (2011) en banano verde. Posteriormente, se pudo observar una
disminución hasta 91,63° cuando la fruta alcanzó la madurez fisiológica
(estado 3-coloración rosada). De igual forma, Greer (2013) presenta
variación de Hue de 58 y 81 en manzana.
Al continuar el proceso de maduración, el valor del ángulo Hue se
incrementó hasta 308,34º (estado 4-mortiño negro-rosado) y, al llegar a la
madurez hortícola o comercial (estado 5- mortiño negro) alcanzó un valor de
331,82º. Resultados similares fueron encontrados en arándano por Zheng,
et. al. (2003), reportando un valor de 305,7º.
49
Figura 25. Medida de ángulo Hue para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey0,05=34,293
4.3. CUANTIFICACIÓN DE ANTOCIANINAS
Se determinó la concentración de antocianinas totales en cada estado de
madurez del mortiño dando como resultado valores de concentración bajos
en las primeras etapas de maduración de la fruta con relación a las últimas
etapas, según se observa en la tabla 4.
En el estado de madurez 1 la concentración de antocianinas fue de 40,97
mg/Kg (mortiño verde) similares a los valores reportados por Kalt, et. al.
(2003) en diferentes variedades de arándano azul.
C
B
D
AA
0
50
100
150
200
250
300
350
1 2 3 4 5
Áng
ulo
Hue
Estado de Madurez
50
Tabla 4. Contenido de antocianinas en los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribumbun)
Estado de Madurez
Antocianinas (mg/Kg)
1 40,97e
2 415,27d
3 1295,9c
4 3287,39b
5 13830a
Tukey0,05 = 1228,7
Letras minúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
Cuando los frutos de mortiño alcanzaron el estado de madurez 2 (mortiño
verde-rosado) la concentración de antocianinas aumentó hasta 415,27
mg/Kg, es decir, el contenido de antocianinas crece en relación 1:10 al
cambiar de verde a una mezcla entre colores rosados y verdosos (estado de
madurez 2). A su vez, Kalt, et. al. (2003) indica que el contenido de
antocianinas para el arándano de color rosado es de 75, 122 y 460 mg/Kg
para cada una de las variedades respectivamente, siendo estos valores
similares a los del mortiño.
Al alcanzar el mortiño la madurez fisiológica, la concentración de
antocianinas se incrementó hasta llegar a 1295,90 mg/Kg, existiendo una
relación 1:3 cuando la fruta tomó la tonalidad rosada por completo. Kalt, et.
al. (2003) reportó valores entre 75 y 460 mg/Kg en antocianinas para
arándano de color rosado en diferentes variedades. Cuando los frutos de
mortiño iniciaron la madurez hortícola (estado 4-mortiño negro-rosado) la
concentración sufrió un incremento casi dos veces mayor y alcanzó un valor
de 3287,39 mg/Kg comparable con la obtenida por Wang, et. al. (2009) para
el arándano azul el cual es de 2020 mg/Kg.
51
En el estado de madurez 5 los frutos de mortiño presentaron una coloración
negruzca y la concentración de antocianinas totales se incrementó hasta
llegar a 13830 mg/Kg. Los valores encontrados en el presente trabajo de
investigación son mayores a los reportados por Kalt, et. al. (2003) en
diferentes variedades de arándano en los que se obtuvieron concentraciones
entre 7400 y 9200 mg/Kg.
De acuerdo con Kalt, et. al. (2003) la concentración de antocianinas se
incrementa, durante la maduración, en todas las especies de Vaccinium.
Este aumento en la concentración de antocianinas se produce debido a que
las bayas en las primeras etapas de madurez contienen clorofilas (color
verde), las cuales se degradan progresivamente siendo sustituidas por las
antocianinas, las mismas que se manifiestan con la coloración característica
roja, morada o negra en el caso del mortiño (Coleto, 1994).
Además se debe tomar en cuenta que durante el proceso de maduración el
contenido de antocianinas aumenta existiendo un incremento en la
coloración rojiza de las frutas, la cual posteriormente sufre una serie de
cambios relacionados con el desarrollo de compuestos tales como taninos y
otros ácidos orgánicos, dando como resultado colores más oscuros y
variados (Qudsieh, et. al., 2002).
4.4. CUANTIFICACIÓN DE CLOROFILA
Se determinó el contenido de clorofila y total (tabla 5) en los diferentes
estados de madurez del mortiño. Esta determinación indicó mayor valor en el
contenido de clorofila del estado de madurez 1 comparado con los últimos
estados de madurez (4 y 5).
52
Tabla 5. Contenido de clorofila y totales en el mortiño (Vaccinium floribundum)
Estado de Madurez
Clorofila mg/g)
Clorofila mg/g)
Clorofila Total mg/g)
1 0,045 0,030 0,075a
2 0,035 0,018 0,053b
3 0,019 0,014 0,032c
4 0,013 0,010 0,023d
5 0,010 0,009 0,019e
Tukey0,05 = 0,011 Letras minúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre
los estados de madurez analizados.
Los valores de clorofila y que se obtuvieron en la presente investigación
para los frutos de mortiño son mayores que los reportados en brócoli
(Brassica oleracea I.), 0,0106 mg/g y 0,0085 mg/g respectivamentey por el
contrario, son menores a los presentados por Burns, Fraser, & Bramley
(2003) en lechuga (Lactuca sativa L.), 1,852 mg/g para clorofila y 1,0354
mg/g para clorofila , así como también a los expuestos para pimiento
(Capsicum annuum L.), 0,4125 mg/g ( y 0,3853 mg/g (). Indicando una
variación entre valores correspondiente a la diferencia de color que existe en
cada uno de estos vegetales.
La cantidad de clorofilas totales contenidas en el mortiño antes de empezar
el proceso de maduración fue de 0,075 mg/g (tabla 5). La concentración de
clorofila varía según las especies y será mayor en aquellas que presentan
color verde a lo largo del proceso de maduración como brócoli (0,0191
mg/g), limón verde (0,1590 mg/g) y melón verde (0,20 mg/g) (Burns, Fraser,
& Bramley, 2003; Srilaong, Aiamla-or, Soontornwat, Shigyo, & Yamauch,
2011; Tadmor, et. al., 2010).
53
Figura 26. Contenido de clorofila para los diferentes estados de madurez del mortiño (Vaccinium floribundum)
Letras mayúsculas distintas indican que el valor es significativamente diferente entre los estados de madurez analizados.
p<0,05. Tukey0,05=0,011
Cuando los frutos de mortiño (Vaccinium floribundum) comienzan el proceso
de maduración toman coloración rosada en ciertas partes del fruto (estado
de madurez 2), manteniendo varias zonas con color verde. La cantidad de
clorofila en esta etapa disminuyó a 0,053 mg/g y cuando la fruta alcanzó la
madurez fisiológica (estado de madurez 3-color rosado), el contenido de
clorofila disminuyó alcanzando valores de 0,032 mg/g. Por el contrario,
Moreno et. al. (2010) reportó un valor de clorofila de 1,2 mg/g en pimiento
Habanero fresco (coloración anaranjada).
Al alcanzar los frutos de mortiño la madurez hortícola (estado de madurez 5)
presentaron coloración negruzca y la concentración de clorofilas disminuyó a
0,019 mg/g. Zude (2003) reportó valores similares en manzana (Malus
domestica) para dos variedades, Elstar con 0,00717 mg/g y Jonagold con
A
B
C
DD
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0,08
1 2 3 4 5
Clor
ofila
s Tot
ales
mg/
g
Estado de Madurez
54
0,00912 mg/g. Moreno et. al. (2010) reporta una situación diferente para el
pimiento Jalapeño que posee coloración negruzca, indicando que la
concentración de clorofilas para esta fruta es de 0,43 mg/Kg. Al igual que ha
sido reportado por Arnon (1949) en remolacha (color rojo) indicando una
concentración de clorofila de 0,39 mg/g.
Esta disminución indica que mientras avanza el proceso de maduración la
clorofila disminuye progresivamente. Resultados que se comparan con los
reportados por Tadmor, et. al. (2010) para el melón (Cucumis melo L)
variedad Noy Amid, indicando que la cantidad de clorofila, cuando la fruta
presenta color verde, es de 0,15 mg/g, descendiendo a 0,10 mg/g y cuando
llega a la madurez hortícola, con coloración amarilla, la cantidad de clorofila
desciende hasta 0,020 mg/g.
4.5. RELACIÓN DEL COLOR CON EL CONTENIDO DE
ANTOCIANINAS Y CLOROFILAS TOTALES
Los frutos de mortiño en el estado de madurez 1 presentaron una alta
concentración de clorofilas en comparación a los estados 4 y 5, es decir que,
mientras avanza el proceso de madurez el contenido de clorofilas disminuye.
Ocurriendo lo contrario con las antocianinas, las cuales se encuentran en
bajas cantidad en las primeras etapas de maduración (estados de madurez 1
y 2) y se incrementan paulatinamente hasta llegar a una alta concentración
de las mismas en los estados de madurez 3, 4 y 5 (figura 27).
55
Figura 27. Relación del contenido de antocianinas y clorofilas totales por
estado de madurez
Como se observa en la figura 28, cuando la fruta presenta colores con
medidas altas de Luminosidad y Saturación, y valores negativos para las
medidas tanto de a* como de b*, la concentración antocianinas es menor.
Ocurriendo lo contrario cuando los valores de luminosidad y saturación son
bajos, y se encuentran acompañados de valores positivos tanto para a*
como para b*; en este caso la concentración de antocianinas es mayor.
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0,08
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
1 2 3 4 5
Clor
ofila
mg/
g
Ant
ocia
nina
s Tot
ales
mg/
kg
Estado de Madurez
Antocianinas
Clorofila
56
Figura 28. Relación de las medidas de a*, b*, Luminosidad y Croma con el
contenido de Antocianinas Totales en mortiño (Vaccinium floribundum)
A diferencia de lo que ocurre con el contenido de clorofila, cuanto éste es
mayor la fruta presenta medidas altas de Luminosidad y Saturación, y
valores negativos para a* y b*; y, por lo contrario cuando la concentración de
clorofila disminuye, el mortiño presenta medidas de luminosidad y saturación
bajos, acompañado de valores positivos para a* y b* (figura 29).
57
Figura 29. Relación de las medidas de a*, b*, Luminosidad y Croma con el contenido de Clorofila Total en mortiño (Vaccinium floribundum)
En resumen, se puede establecer que durante el proceso de maduración del
mortiño, mientras disminuye la cantidad de clorofilas totales aumenta la
concentración de antocianinas y, estos cambios van acompañados por
variaciones de color que pasan desde verdosos a rojizos y finalizan con
colores morados negruzcos.
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.
58
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. CONCLUSIONES
- En el mortiño (Vaccinium floribunbum) tanto la medida de
luminosidad (L) como la saturación del color (Croma) descendieron
conforme la fruta aumentó su estado de madurez, mientras que los
valores del ángulo Hue fueron los correspondientes al cuadrante del
plano de color que caracteriza cada estado de madurez. Además, se
obtuvieron valores positivos de a* y b* para los estados de madurez
que tienden hacia el color rojo y azul respectivamente (estados 3, 4 y
5); y valores negativos de a* y b* para los estados de madurez que
tienden al color verde y amarillo respectivamente (estados 1 y 2).
- El contenido de antocianinas totales aumentó mientras la fruta
avanzaba el proceso de maduración, obteniendo como resultado una
concentración inicial de 40,97 mg/Kg para el estado 1 (mortiño color
verde) y alcanzando los 13830 mg/Kg para el estado 5 (mortiño color
negro), a diferencia del contenido de clorofila que a medida que
avanzaba el proceso de maduración disminuyó, empezando con
valores de 0,075 mg/g para el estado 1 (mortiño color verde) y
alcanzando 0,023 mg/g para el estado 5 (mortiño color negro).
- Al analizar la disminución de clorofila y el incremento del contenido de
antocianinas para los estados de madurez 3, 4 y 5 (colores rojizos y
negros), así como también al observar lo contrario en los estados 1 y
2 (colores verdosos), se puede decir que el color es una característica
física que indica qué tipo de compuestos están contenidos
mayoritariamente en una fruta, de forma que se establezca una
59
relación directa entre el color y el contenido de compuestos
coloreados como clorofila y antocianinas.
60
5.2. RECOMENDACIONES
- Se debería realizar análisis de otros compuestos antioxidantes
presentes en el mortiño y relacionarlos con la variación de color que
sufre la fruta durante el proceso de maduración.
- Se recomienda realizar una división mayor en porcentajes de color
superficial para tener una mejor visualización del incremento de
antocianinas en los frutos separados como 50% rosados – 50%
negros, debido a que en el presente trabajo de investigación se
obtuvo una variación del 23,8% en el aumento de antocianinas entre
los grupos 4 (mortiño negro rosado) y 5 (mortiño negro).
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ANEXOS
68
ANEXO 1
COSECHA DE MORTIÑO EN PÁRAMO EL PEDREGAL
Figura 30. Páramo “El Pedegral”
Figura 31. Recolección de frutos de mortiño
69
ANEXO 2
CLASIFICACIÓN DEL MORTIÑO SEGÚN EL ESTADO DE MADUREZ
Figura 32. Clasificación de frutos según el estado de madurez
Figura 33. Frutos de mortiño (a) negro (b) rosado (c) verde y (d) verde-
rosado
70
ANEXO 3
MEDICIÓN DEL COLOR
Figura 34. Medición del color (a) mortiño verde y (b) mortiño negro
71
ANEXO 4
ALMCENAMIENTO DE LA FRUTA
Figura 35. Separación y rotulación de frutos según el estado de madurez
Figura 36. Congelación de frutos
