Tom 67 2018Numer 1 (318)Strony 179–193

więciu par mikrotubul obwodowych. Mikro-tubule te są przedłużeniem dwóch, z trzech mikrotubul budujących szkielet ciałka pod-stawowego (patrz Joachimiak w tym zeszy-cie KOSMOSU). W przeciwieństwie do rzęsek ruchomych, rzęska pierwotna nie posiada pary mikrotubul centralnych oraz towarzy-szących mikrotubulom makrokompleksów, ale nie można wykluczyć obecności wzdłuż mikrotubul drobnych kompleksów białko-wych i/lub pojedynczych białek niewidocz-nych w klasycznej mikroskopii elektrono-wej. Ciałko podstawowe rzęski pierwotnej jest przekształconą centriolą matczyną. Jest ono zakotwiczone w błonie komórkowej za pomocą włókien przejściowych (ang. transi-tion fibers), które powstają z 9 dystalnych wypustek (tzw. włókien) centrioli matczynej (ang. distal appendage, DAP), rozchodzą-cych się promieniście, od końca dystalnego ciałka podstawowego do błony komórkowej (Ryc. 1). Oprócz wypustek dystalnych, na końcu dystalnym centrioli matczynej znaj-duje się 1-9 wypustek subdystalnych (ang. subdistal appendage, SAP), które w ciałku podstawowym przekształcają się w tzw. sto-py podstawne (ang. basal foot) (kobayashi i Dynlacht 2011, tanos i współaut. 2013; patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMO-SU). Pomiędzy ciałkiem podstawowym a ak-sonemą znajduje się tzw. strefa przejściowa (ang. transition zone, TZ) (patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMOSU). Struktura ta pełni funkcję sita molekularnego w selek-tywnym transporcie białek z cytoplazmy do rzęski (nachury i współaut. 2010, ishikawa i marshall 2011) i wchodzi w skład tzw. bariery rzęskowej (ang. ciliary gate) (Gar-

WSTĘP

Rzęski pierwotne to wyspecjalizowane, krótkie, pojedyncze i nieruchome wypustki zlokalizowane na powierzchni niemal wszyst-kich komórek człowieka. Rzęska pierwotna jest strukturą postmitotyczną, obecną w ko-mórce podczas fazy G0/G1 i ulega resorpcji przed wejściem komórek w mitozę. Proces tworzenia rzęski jest wieloetapowy i precy-zyjnie kontrolowany przez wiele czynników ściśle związanych z cyklem komórkowym. Dzięki licznym receptorom błonowym, rzę-ska pierwotna pośredniczy w odbieraniu i przekazywaniu bodźców chemicznych lub fi-zycznych ze środowiska do wnętrza komór-ki. Tym samym, rzęska pierwotna odgrywa niezwykle ważną rolę w prawidłowym rozwo-ju i funkcjonowaniu większości tkanek i na-rządów, a w efekcie w utrzymaniu prawidło-wej homeostazy organizmu (sinGla i reiter 2006, berbari i współaut. 2009, carDe-nas- roDriGez i baDano 2009). U człowieka zmiany w strukturze, nieprawidłowe funk-cjonowanie rzęsek lub zaburzenia w proce-sie ciliogenezy (tj. procesie tworzenia rzęski), prowadzą do rozwoju wielonarządowych cho-rób, tzw. ciliopatii (ang. ciliopathies, cilia-re-lated diseases), otyłości, a nawet nowotwo-rzenia (Gherman i współaut. 2006, FlieGauF i współaut. 2007).

STRUKTURA RZĘSKI PIERWOTNEJ

W odróżnieniu od rzęski ruchomej (patrz Urbańska i współaut. w tym zeszycie KO-SMOSU), szkielet rzęski pierwotnej, tzw. aksonema, zbudowany jest jedynie z dzie-

Martyna PoPrzeczko, ewa JoachiMiak, Dorota włoga, hanna Fabczak

Pracownia Cytoszkieletu i Biologii Rzęsek Zakład Biologii Komórki Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN Pasteura 3, 02-093 Warszawa, Polska E-mail: h.fabczak@nencki.gov.pl

BIOGENEZA RZĘSKI PIERWOTNEJ

Słowa kluczowe: ciliogeneza, ciliopatie, cykl komórkowy, rzęska pierwotna

180 Martyna PoPrzeczko i współaut.

cą na powierzchni komórek w fazie G1/G0 i jest resorbowana przed wejściem komó-rek w podział (PeDersen i współaut. 2008) (Ryc. 2). W okresie interfazy, centriola mat-czyna, której towarzyszy centriola potomna, zakotwicza się w błonie komórkowej i ulega przekształceniu w ciałko podstawowe (patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMOSU). W oparciu o badania sorokina (1962, 1968), proponowane są dwa różne typy ciliogenezy. W spolaryzowanych komórkach nabłonko-wych ciałko podstawowe zakotwicza się bez-pośrednio do błony komórkowej, a aksone-ma wydłuża się na zewnątrz komórki (tzw. typ zewnątrzkomórkowy) (ke i yanG 2014). Drugi typ, wewnątrzkomórkowy, jest charak-terystyczny dla fibroblastów i neuronalnych komórek prekursorowych, gdzie wydłużanie aksonemy rozpoczyna się już w cytoplazmie, przed zakotwiczeniem ciałka podstawowego do błony komórkowej. W pierwszym etapie (i) do dystalnego końca centrioli matczynej przyłączają się pęcherzyki (ang. ciliary ve-sicle, CV) pochodzące z aparatu Golgiego, tworząc tzw. pęcherzyk rzęskowy. W drugim

cia-Gonzalo i reiter 2017), zbudowanej, oprócz TZ, z włókien przejściowych, pier-ścienia septynowego i nukleoporyn (Garcia--Gonzalo i reiter 2017). Rzęska pierwotna otoczona jest błoną rzęskową, która wpraw-dzie jest kontynuacją błony komórkowej, ale różni się od niej składem białkowym i lipi-dowym (ishikawa i marshall 2011). W wielu typach komórek, u podstawy rzęski pierwot-nej znajduje się zagłębienie (struktura/do-mena błonowa), tzw. kieszeń rzęskowa (ang. ciliary pocket), która jest miejscem przyłą-czania pęcherzyków wędrujących do rzęski na drodze transportu pęcherzykowego oraz zakotwiczania mikrofilamentów aktynowych (benmerah 2013).

BIOGENEZA RZĘSKI PIERWOTNEJ (CILIOGENEZA) A CYKL KOMÓRKOWY

Biogeneza rzęski pierwotnej (ciliogene-za) to złożony, wieloetapowy i wielopozio-mowo regulowany proces, ściśle związany z cyklem komórkowym. Rzęska pierwotna jest strukturą postmitotyczną, występują-

Ryc. 1. Schemat budowy rzęski pierwotnej na poziomie ultrastrukturalnym.

Aksonema rzęski zbudowana z 9 par mikrotubul obwodowych (tubula A i tubula B) będących przedłużenie mikro-tubul ciałka podstawowego, na obwodzie którego występuje 9 tripletów tubul (oprócz tubuli A i B również tubula C). Ciałko podstawowe powstaje z centrioli matczynej, która w odróżnieniu od centrioli potomnej, z którą połączone jest włóknami łączącymi, na końcu dystalnym ma wypustki subdystalne i wypustki dystalne. Wypustki subdystal-ne przekształcają się w stopę podstawną, z wypustek dystalnych powstają włókna przejściowe, za pomocą których ciałko podstawowe zakotwiczone jest w błonie komórkowej. Pomiędzy aksonemą a ciałkiem podstawowym występuje strefa przejściowa (TZ), która charakteryzuje się obecnością pierścienia septynowego i łączników Y. Pęcherzyki trans-portujące białka rzęskowe łączą się z błoną tworzącą kieszeń rzęskową lub z błoną około rzęskową do której od strony cytoplazmy wiążą się mikrofilamenty aktynowe. Aksonema otoczona jest błoną rzęskową, będącą przedłuże-niem błony komórkowej.

181Biogeneza rzęski pierwotnej

(tanos i współaut. 2013). Obecność każdego z tych białek jest niezbędna do utrzymania strukturalnej integralności wypustki dystal-nej oraz w procesie formowania rzęski.

O roli wypustek subdystalnych, SAP (patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMO-SU), we wczesnych etapach ciliogenezy wia-domo niewiele. Jednym z białek budujących oba typy wypustek (SAP i DAP) jest izofor-ma 9 Odf2/ceneksyna1 (ang. outer dense fi-bre 2/cenexin) (chanG i współaut. 2013). W mysich komórkach F9, centriole matczyne pozbawione Odf2, nie tworzą wypustek dy-stalnych i subdystalnych oraz nie są zdolne do zakotwiczenia się w błonie komórkowej, a w konsekwencji, komórki te nie formują rzęski pierwotnej (ishikawa i współaut. 2005, chanG i współaut. 2013). Bardziej szczegó-łowe badania z wykorzystaniem tomografii elektronowej i komórek produkujących je-dynie fragmenty tego białka wykazały, że aminowy koniec Odf2 lokalizuje się w wy-pustkach dystalnych, podczas gdy koniec karboksylowy w wypustkach subdystalnych (tateishi i współaut. 2013).

Białka Cep164 i Odf2 biorą bezpośredni udział w przyłączaniu pęcherzyka rzęskowe-go do dystalnego końca centrioli matczynej

etapie (ii) pęcherzyk rzęskowy ulega inwagi-nacji i uwypukla się. Jednocześnie dochodzi do wydłużania dwóch z trzech mikrotubul każdego tripletu centrioli, a w efekcie, wy-dłużania się aksonemy. W ostatnim etapie (iii), błona, która otacza nowo tworzącą się, jeszcze krótką aksonemę, łączy się z błoną komórkową (Ryc. 2). Mimo poznania nie-których elementów wstępnego etapu formo-wania rzęski, regulacja przebiegu procesu ciliogenezy pozostaje nadal w dużej mierze niewyjaśniona (ishikawa i marshall 2011, malicki i aviDor-reiss 2014).

Wypustki dystalne centrioli matczynej są niezbędne do zakotwiczenia ciałka podsta-wowego w błonie komórkowej. Zrąb wypu-stek dystalnych (DAP) budują białka: Ofd1, Cd2Cd3, Cep83, Cep89, Sclt1 (ang. sodium channel and clathrin linker 1) i Fbf1 (ang. Fas-binding factor 1) oraz Cep164 (ang. centrosome protein 164). Obecność białek Ofd1 i Cd2Cd3 jest niezbędna do uformo-wania wypustki dystalnej i przyłączenia się Cep83 (Garcia-Gonzalo i reiter 2017; za-bacz też Ryc. 2, Joachimiak w tym zeszycie KOSMOSU). Następnie, do Cep83 dołącza-ne są niezależnie Cep89 i Sclt1, a do tego ostatniego przyłączają się Fbf1 i Cep164

Ryc. 2. Proces ciliogenezy a cykl komórkowy.

Rzęska pierwotna jest formowana w fazie G1/G0 i ulega resorbcji przed wejściem komórek w podział. W okre-sie interfazy, centriola matczyna, której towarzyszy centriola potomna, zakotwicza się w błonie komórkowej i ulega przekształceniu w ciałko podstawowe i następuje wydłużanie aksonemy. W fazie S dochodzi do duplikacji centrioli, które osiągają dojrzałość w fazie G2/M cyklu komórkowego. Następnie centrosomy migrują do przeciwległych biegu-nów komórki gdzie uczestniczą w tworzeniu się wrzeciona podziałowego (wg Sanchez i Dynlachta 2016, zmieniona).

182 Martyna PoPrzeczko i współaut.

i Dynlacht 2011). Z drugiej strony, białka odpowiedzialne za tworzenia rzęsek muszą być syntetyzowane i utrzymać wysoki po-ziom przed i w trakcie procesu ciliogenezy (Maskey i współaut. 2015). Ponieważ głów-nym budulcem rzęsek są mikrotubule, jed-nym z mechanizmów regulujących cilioge-nezę jest utrzymanie równowagi pomiędzy polimeryzacją i depolimeryzacją mikrotubul aksonemy. Wiele białek rzęskowych i centro-somalnych zaangażowanych jest w regulację wydłużania lub skracanie mikrotubul akso-nemy. Ich aktywność jest regulowana mię-dzy innymi przez proces fosforylacji, który jest często zależny od kinaz cyklu komórko-wego.

Kompleks białek CP110 (ang. centriolar coiled coil protein 110) i Cep97, jest zloka-lizowany w dystalnym regionie obu centrioli, ale jego obecność na końcu centrioli mat-czynej hamuje formowanie rzęski (Ryc. 3). W komórkach dzielących się, kompleks CP110--Cep97 aktywuje duplikację centrioli, jedno-cześnie hamując jej wydłużanie i przekształ-canie w ciałko podstawowe. Obniżenie po-ziomu ekspresji genu kodującego CP110 za pomocą interferencyjnego RNA (siRNA) powo-duje przedwczesne rozdzielenie centrosomów, zahamowanie ich podziału, zablokowanie ko-mórek w fazie S cyklu komórkowego i for-mowanie rzęski pierwotnej w dzielących się komórkach (chen i współaut. 2002, kleyle-in-sohn i współaut. 2007). Z drugiej strony, nadprodukcja CP110 powoduje zahamowa-nie formowania rzęsek w komórkach będą-cych w fazie G0 (sPektor i współaut. 2007). Fosforylacja CP110-Cep97 przez kinazy biał-kowe TTBK2 (ang. tau tubulin kinase 2) i MARK4 (ang. microtubule-associated prote-in/microtubule affinity regulating kinase 4), inicjuje odłączenie tych białek od centrioli matczynej i ich degradację w proteasomach (D’anGiolella i współaut 2010, oDa i współ-aut. 2014), a następstwem tego procesu jest uruchomienie rozpoczęcia cliogenezy.

Ostatnio wykazano, że również utrzyma-nie odpowiedniego poziomu fosfatydyloino-zytoli jest niezbędne do inicjacji formowania rzęski. U podstawy rzęski poziom fosfaty-dyloinozytolo 4-fosforanu (PtdIns(4)P/ PI(4)P) i fosfatydyloinozytolo 4,5-dwufosforanu (PtdIns(4,5)P2/PIP2) jest regulowany przez dwa enzymy: kinazę fosfatydyloinozytolu (PIPKIγ) i polifosfatazę-5 inozytolu (INPP5E). PIPKIγ lokalizuje się przy centrioli matczynej i ciałku podstawowym, natomiast INPP5E jest obecna przy centrioli matczynej w ko-mórkach nieorzęsionych i ulega translokacji do rzęski w komórkach orzęsionych. Obec-ność fosfatazy w komórkach nieorzęsionych w rejonie centrioli matczynej, umożliwia utrzymanie w tym rejonie wysokiego pozio-

poprzez oddziaływanie z białkiem Rabin8 (schmiDt i współaut. 2012, chanG i współ-aut. 2013), które jest czynnikiem wymiany nukleotydów GDP na GTP (ang. guanine nucleotide exchange factor, GEF) i aktywato-rem małej GTP-azy Rab8. Odkrycie, że mu-tacje w genach kodujących białka Rab8 lub Rabin8 są przyczyną niektórych ciliopatii, zwróciło uwagę badaczy na tę grupę białek i ich rolę w procesie ciliogenezy (nachury i współaut. 2007). Aktywność białka Rab8 jest regulowana przez połączenie z kompleksem białek Rab11 i Rabin8 oraz białkiem Sec15, które wchodzi w skład egzocystu (ang. exo-cyst), kompleksu białkowego pośredniczące-go w wiązaniu i wspomaganiu fuzji pęche-rzyków egzocytarnych z błoną okołorzęsko-wą. Białka egzocystu wraz z kompleksem łączącym pęcherzyki, TRAPP-II i miozyną, biorą udział w wiązaniu i transporcie eg-zocytarnych pęcherzyków tworzących błonę rzęskową (kim i Dynlacht 2013). Kompleks TRAPP-II (sacher i współaut. 2008) oddzia-łuje z Rabin8, a obniżenie poziomu niektó-rych podjednostek tego kompleksu (białek TRAPP-C3, TRAPP-C9 lub TRAPP-C10), pro-wadzi do zaniku Rabin8 z regionu ciałka podstawowego i do zaburzenia przebiegu procesu ciliogenezy (westlake i współaut. 2011). Badania na komórkach drożdży, któ-re nie wytwarzają centrioli ani rzęsek, wy-kazały, że drożdżowe białko homologiczne do TRAPP-II, jest czynnikiem GEF w stosunku do Ypt31/32, białka będącego homologiem Rab11. Pozwala to przypuszczać, że w ko-mórkach, które wytwarzają centriole i rzę-ski, TRAPP-II może aktywować Rab11 i w ten sposób włączać się w regulację szlaku Rab11-Rab8 ułatwiając fuzję pęcherzyków (malicki i aviDor-reiss 2014).

REGULATORY WSTĘPNYCH ETAPÓW FORMOWANIA RZĘSKI

W prawidłowo funkcjonujących komór-kach istnieje precyzyjny mechanizm koordy-nujący powstawanie i utrzymywanie rzęski pierwotnej w trakcie podziału komórkowe-go. Związane jest to przede wszystkim z po-dwójną rolą, jaką w komórce pełni centriola matczyna, która w procesie biogenezy rzę-ski przekształcana jest w ciałko podstawo-we, natomiast w komórkach dzielących się wraz z centriolą potomną wchodzi w skład centrosomu, uczestniczy w tworzeniu mi-totycznego wrzeciona podziałowego i w roz-dziale chromosomów do komórek potomnych (rieDer i współaut. 1979, tucker i ParDee 1979, wheatley i współaut. 1996).

Na początku ciliogenezy białka hamujące proces formowania rzęski muszą zostać usu-nięte (Ishikawa i marshall 2011, kobayashi

183Biogeneza rzęski pierwotnej

cją procesu wydłużania aksonemy (Goetz i współaut. 2012). Obecność białka CP110 nie jest wymagana do przyłączenia kinezyny Kif24 do dystalnego odcinka centrioli, pod-czas gdy obecność Kif24 jest niezbędna do tego, by białko CP110 było obecne na koń-cu dystalnym centrioli matczynej (kobayashi i współaut. 2011).

Tworzenie rzęski pierwotnej hamuje rów-nież obecne na końcu subdystalnym centrio-li białko trichopleina (ibi i współaut. 2011). Ubikwitynacja i degradacja trichopleiny w proteasomach jest jednym z czynników ini-cjujących wydłużanie aksonemy (kasahara i współaut. 2014). Obniżenie poziomu ekspre-sji trichopleiny powoduje tworzenie rzęsek pierwotnych w dzielących się komórkach, natomiast nadprodukcja hamuje ciliogenezę w komórkach będących w fazie spoczynku (inoko i współaut. 2012), podobnie jak ma to miejsce w przypadku zmian poziomu eks-presji białek kompleksu CP110-Cep97 (sPek-tor i współaut. 2007). Obecność trichople-iny przy ciałku podstawowym jest regulo-wana między innymi przez niedawno ziden-tyfikowane białko subdystalnych wypustek centrioli matczynej (ang. nuclear distribution

mu PtdIns(4)P, fosfatydyloinozytolu, który zapobiega przyłączeniu kinazy TTBK2 do centrioli i uniemożliwia odłączenie CP110, tym samym blokując ciliogenezę (Ryc. 3) (Xu i współaut. 2016).

Centriolarna lokalizacja białka Odf2 jest częściowo zależna od kinazy MARK4, która jest obecna w ciałku podstawowym i akso-nemie. Obniżenie poziomu MARK4 lub Odf2 powoduje zahamowanie procesu ciliogenezy na etapie pomiędzy przyłączeniem pęche-rzyka rzęskowego a całkowitym usunięciem kompleksu CP110-Cep97. Ponieważ odłącze-nie CP110-Cep97 jest niezbędne do zapo-czątkowania wydłużania się aksonemy, uwa-ża się, że MARK4 jest jednym z regulatorów tego procesu (kuhns i współaut 2013).

CP110 i Cep97 tworzą kompleks z ki-nezyną Kif24. Obecna na dystalnym końcu centrioli matczynej kinezyna Kif24 ma ak-tywność depolimerazy mikrotubul (ruch w kierunku końca minus) i negatywnie kontro-luje wzrost aksonemy (kobayashi i współaut. 2011). Przypuszcza się, że fosforylacja przez kinazę TTBK2 jednego lub kilku białek wchodzących w skład kompleksu CP110--Cep97-Kif24, jest konieczna przed inicja-

Ryc. 3. Schemat wstępnego etapu procesu ciliogenezy.

Cep164 i ceneksyna (Odf2) biorą bezpośredni udział w przyłączanie pęcherzyka rzęskowego do dystalnego końca centrioli matczynej poprzez odziaływanie z białkiem Rabin8, aktywatorem małej GTP-azy Rab8. Aktywność białka Rab8 jest regulowana przez połączenie z kompleksem białek Rab11, Rabin8 i TRAPP-II, które aktywuje Rab11. Kompleks białek CP110 i Cep97 zlokalizowany w dystalnym regionie centrioli matczynej hamuje formowanie rzęski. Fosforylacja CP110-Cep97 przez kinazy białkowe TTBK2, inicjuje odłączenie tych białek od centrioli matczynej i ich degradacje w proteasomach. U podstawy rzęski poziom fosfatydyloinozytolo 4 fosforanu (PI(4)P i fosfatydyloinozyto-lo 4,5dwufosforanu (PIP2) jest regulowany przez dwa enzymy: kinazę fosfatydyloinozytolu (PIPKIγ) i polifosfatazę-5 inozytolu (INPP5E). Obecność INPPP5E w komórkach nieorzęsionych w rejonie centrioli matczynej powoduje wysoki poziomu PI(4)P co zapobiega przyłączeniu kinazy TTBK2 do centrioli i uniemożliwia odłączenie CP110, tym samym blokując ciliogenezę (dokładny opis w tekście).

184 Martyna PoPrzeczko i współaut.

U myszy usunięcie genu Nde1 prowadzi do mikrocefalii (małogłowia), prawdopodobnie w wyniku opóźnienia proliferacji progenitoro-wych neuronów, spowodowanego utrzyma-niem rzęsek (sánchez i Dynlacht 2016).

Osobną grupą białek, które mogą być zaangażowane w regulację ciliogenezy, są białka tnące mikrotubule (wacławek i wło-Ga 2016). Należy do nich białko podobne do fidżetyny-1 (ang. fidgetin-like1, FIGL-1), które lokalizuje się w centrioli matczynej, a jego poziom ulega zmianie w cyklu komór-kowym, osiągając najniższy poziom w fazie G0. Obniżenie poziomu FIGL-1 powoduje zwiększoną ciliogenezę, wydłużenie tworzo-nych rzęsek i spowolnienie ich resorpcji. Natomiast nadprodukcja FIGL-1 prowadzi do zahamowania ciliogenezy. Podwyższenie poziomu FIGL-1 w embrionach ryby Danio rerio powoduje skrócenie rzęsek zlokalizowa-nych w pęcherzyku Kupffera i nieprawidłowe położenie serca, fenotyp charakterystyczny dla zaburzenia struktury i funkcjonowania rzęsek. Sugeruje się, że białko FIGL-1 pełni funkcję/rolę negatywnego regulatora cilioge-nezy poprzez wpływ na dynamikę mikrotu-bul (zhao i współaut. 2016).

RESORPCJA RZĘSKI

Resorpcja rzęski pierwotnej to proces 2-etapowy; rozpoczyna się w fazie S cyklu komórkowego, kiedy centriole ulegają dupli-kacji. Drugi etap ma miejsce w fazie G2/M, podczas którego następuje dojrzewanie cen-trioli i rozdzielenie centrosomów. Następnie, centrosomy migrują do przeciwległych biegu-nów komórki i podczas mitozy uczestniczą w formowaniu wrzeciona podziałowego (izawa i współaut. 2015) (Ryc. 1). Resorpcja rzęski następuje w odpowiedzi na czynniki wzrostu (w przypadku badań in vitro, pod wpływem czynników obecnych w surowicy dodawa-nej do podłoża hodowlanego). Do tej pory zidentyfikowano cztery czynniki: PDGF-AA (ang. platelet-derived growth factor), IGF-1 (ang. insulin-like growth factor), EGF (ang. epidermal growth factor) i FGF (ang. fibro-blast growth factor). PDGF-AA jest czyn-nikiem niezbędnym, ale niewystarczającym do pobudzenia resorpcji rzęski, co wskazu-je że musi współdziałać z innymi czynnika-mi wspomagającymi ten proces (kim i tsio-kas 2011). Aktywacja receptorów czynników wzrostu zlokalizowanych w błonie komór-kowej i/lub rzęskowej włącza szlaki sygna-lizacyjne, z których najlepiej poznana jest ścieżka indukowana przez receptor PDGF--AA. W komórkach RPE-1, pod wpływem PDGF-AA lub surowicy następuje dezorgani-zacja rzęski w wyniku sekwencyjnej aktywa-cji białek: HEF1 (ang. human enhancer of

gene E homologue-like 1, Ndel-1). W na-błonku kanalików nerkowych nowonarodzo-nych myszy z obniżonym poziomem Ndel-1 (NDEL1cko/cko) obserwowano znacznie zwięk-szoną liczbę orzęsionych komórek, dłuższe rzęski i mniejszą liczbę komórek w trakcie podziału (inaba i współaut. 2016). Badania na poziomie komórkowym wykazały, że ob-niżenie poziomu Ndel-1 powoduje zmniejsze-nie poziomu trichopleiny przy ciałku pod-stawowym, co wymusza formowanie rzęski. Efekt ten można odwrócić poprzez jednocze-sną nadprodukcję trichopleiny i Ndel-1 (ina-ba i współaut. 2016).

Nie tylko inicjacja ciliogenezy, ale rów-nież długość tworzonej aksonemy jest ści-śle kontrolowana. Jednym z negatywnych regulatorów długości rzęski jest Nde-1 (ang. nuclear distribution gene E homologue 1) białko pokrewne do Ndel-1, również loka-lizujące się na wypustkach subdystalnych centrioli matczynej (kim i współaut. 2011). Jego poziom w komórce jest zależny od fazy cyklu komórkowego. Niski poziom Nde-1 jest charakterystyczny dla komórek w fazie spo-czynkowej, natomiast wysoki poziom biał-ka obserwowano w trakcie mitozy. Obniże-nie poziomu Nde-1 przez shRNA powoduje rozsynchronizowanie cyklu komórkowego i tworzenie bardzo długich rzęsek. Jednak w przeciwieństwie do Ndel-1, obniżenie pozio-mu ekspresji Nde-1 nie ma wpływu na licz-bę orzęsionych komórek.

Wydaje się, że Nde-1 reguluje długość rzęski współdziałając z lekkim łańcuchem dyneiny (DYNLL1/LC8) (kim i współaut. 2011). Badania na Chlamydomonas wskazu-ją, że LC8 oddziałuje z kompleksem IFT A (ang. intraflagellar transport, IFT), który jest odpowiedzialny za transport zwrotny z rzęski do cytoplazmy (patrz dalej). W komórkach NIH-3T3 nadprodukujących białka LC8 i Nde-1, nie obserwowano fenotypu charakte-rystycznego dla mutantów o podwyższonym poziomie jedynie białka Nde-1, tj. tworzenia krótkich, pogrubionych rzęsek (kim i współ-aut. 2011). Natomiast w komórkach nadpro-dukujących zmutowane białko LC8, które stabilnie wiązało się do ciałka podstawowe-go, tworzone rzęski były takie jak w mutan-tach o podwyższonym poziomie Nde-1. Wy-daje się zatem, że wiązanie LC8 przez Nde-1 przy ciałku podstawowym „unieruchamia dyneinę”, tym samym negatywnie regulując transport zwrotny IFT A (kim i współaut. 2011). Utrzymanie niskiego poziomu Nde-1 w komórce w fazie G1/G0 cyklu komórko-wego zależy od aktywności kinazy białko-wej CDK5 (ang. cyclin-dependent kinase 5). Ufosforylowane białko Nde-1 ulega ubikwi-tynacji i degradacji w proteasomach (kim i współaut. 2011, maskey i współaut. 2015).

185Biogeneza rzęski pierwotnej

linę w mikrotubulach aksonemy, co sprzyja ich destabilizacji i ułatwia depolimeryzację i resorpcję rzęski. Zastosowanie specyficznego inhibitora HDAC6, tubacyny (ang. tubacin) lub obniżenie poziomu ekspresji genu de-acetylazy 6, powoduje zahamowanie resorp-cji rzęski (PuGacheva i współaut. 2007). Co ciekawe, inaktywacja HDAC6 pod wpływem tubacyny hamuje resorpcję rzęski, nawet w komórkach, do których uprzednio wprowa-dzono na drodze mikroiniekcji aktywną for-mę AURKA (PuGacheva i współaut. 2007). Substratem HDAC6 jest również kortaktyna (patrz Rola cytoszkieletu aktynowego). De-acetylacja kortaktyny nie tylko zwiększa jej powinowactwo do mikrofilamentów, ale jest wymagana do deacetylacji mikrotubul akso-nemy, procesu niezbędnego do inicjacji re-sorpcji rzęski (ran i współaut. 2015). Jak pokazują badania na myszach z usuniętym

filamentation 1), kinazy Aurora A (AURKA, kinazy zależnej od wapnia i kalmoduliny 6), Pifo (ang. Pichfork) i Tctex-1 (korobeynikov i współaut. 2017) (Ryc. 4). AURKA zosta-ła odkryta w komórkach muszki owocowej, Drosophila, jako enzym regulujący mitozę, zaangażowany w organizację wrzeciona po-działowego. AURKA jest też czynnikiem ko-niecznym i wystarczającym do resorpcji rzę-ski. Wzrost poziomu HEF1 i aktywnej, au-tofosforylowanej formy AURKA obserwowano w dwóch fazach cyklu komórkowego, G1 (pierwsza faza resorpcji rzęsek) i G2/M (dru-ga faza resorpcji rzęsek). Wstrzyknięcie ak-tywnej formy AURKA do komórek wywołuje natychmiastowe skracanie rzęski (PuGacheva i współaut. 2007). Bezpośrednim substratem AURKA jest deacetylaza tubuliny 6, HDAC6 (wloGa i współaut. 2017). HDAC6 w formie ufosforylowanej (aktywnej) deacetyluje tubu-

Ryc. 4. Schemat procesu resorpcji rzęski.

Po stymulacji receptorów czynników wzrostu zlokalizowanych w błonie komórkowej i/lub rzęskowej następuje re-sorpcja rzęski w wyniku aktywacji kinazy Aurora A (AUR). Aktywatorami kinazy Aurora są HEF1, Pifo i trichopleina (Trich), której aktywność jest regulowana przez Nedl-1. Bezpośrednim substratem Aurora A jest deacetylaza tubuliny 6, HDAC6 (H), która w formie ufosforylowanej deacetyluje tubulinę w mikrotubulach aksonemy, ułatwiając ich de-polimeryzację. W procesie resorpcji rzęski biorą udział kinezyny z rodziny 13 depolimeryzujące mikrotubule, Kif2a i Kif24. Kif24 jest aktywowana przez kinazę Nek2 (dokładny opis w tekście) (wg sanchez i Dynlachta 2016, zmienio-na).

186 Martyna PoPrzeczko i współaut.

aut. 2014; patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMOSU).

W procesie resorpcji rzęski uczestniczy również białko Tctex-1, zidentyfikowane jako podjednostka tzw. kompleksu lekkiego łań-cucha dyneiny cytoplazmatycznej. Tuż przed wejściem komórki w fazę S cyklu komór-kowego, następuje fosforylacja Tctex-1 na reszcie treoniny (T-94), w wyniku której do-chodzi do odłączenia Tctex-1 od dyneiny i jego akumulacji w strefie przejściowej rzęski (Li i współaut. 2011). W komórkach RPE-1, pozbawionych Tctex-1 lub wyrażających Tctex-1 z mutacją uniemożliwiającą fosfory-lację T-94, resorpcja rzęski jest zablokowa-na, co w konsekwencji prowadziło do opóź-nienia wejścia komórki w fazę S. Wykazano również bezpośredni wpływ resorpcji rzęski na przejście między fazą G1 a fazą S cyklu komórkowego (li i współaut. 2011, sunG i li 2011).

W procesie dezorganizacji i w konse-kwencji resorpcji rzęski niezbędne są biał-ka depolimeryzujące mikrotubule. Należą do nich kinezyny z rodziny 13, Kif2a i wcześniej wspomniana Kif24. Kif2a lokalizuje się na proksymalnych końcach obu centrioli i na subdystalnych wypustkach centrioli matczy-nej. Depolimeryzacja mikrotubul aksonemy ma miejsce po ufosforylowaniu kinazy Kif2a na reszcie treoniny 554 (T-554) przez kina-zę Plk1 (ang. Polo-like kinase 1), której po-ziom ekspresji wzrasta w G2/M fazie cyklu komórkowego (miyamoto i współaut. 2015). Nadprodukcja zmutowanej formy Kif2a, któ-ra „naśladuje” permanentną fosforylację (resztę treoniny zamieniono na kwas gluta-minowy, T-554E), prowadzi do zahamowania ciliogenezy. Z drugiej strony, obniżenie po-ziomu ekspresji Kif2a zakłóca resorpcję rzę-sek pobudzoną pod wpływem surowicy. Plk1 fosforyluje również HDAC6 promując de-acetylację mikrotubul, co z kolei powiązane jest z działaniem Kif2a, która depolimeryzuje deacetylowane mikrotubule. W fazie G0 cy-klu komórkowego, Kif2a ulega ubikwityna-cji i degradacji w proteasomach (miyamoto i współaut. 2015). Kif24 jest aktywowane i depolimeryzuje mikrotubule aksonemy po fosforylacji przez kinazę Nek2 (ang. NIMA related kinase2), której poziom ekspresji wzrasta w S/G2 cyklu komórkowego; enzym ten lokalizuje się na końcu dystalnym ciałka podstawowego. Aktywność Nek2 i Kif24 pod-czas depolimeryzacji mikrotubul nie zależy od szlaku HEF1-AURKA. Aktywacja Nek2--Kif24 w fazie S cyklu komórkowego, zapo-biega polimeryzacji mikrotubul, tym samym uniemożliwiając formowanie rzęsek w fazie mitozy (sánchez i Dynlacht 2016).

Ważnym wtórnym przekaźnikiem regulu-jącym proces resorpcji rzęski są jony wap-

genem kodującym HDAC6, brak tego enzy-mu nie jest czynnikiem wystarczającym do resorpcji rzęsek. Myszy z usuniętym genem HDAC6 rozwijały się normalnie, mimo hi-peracetylacji tubuliny, co może wskazywać, że istnieją inne enzymy, które zastępują HDAC6 i deacetylują mikrotubule aksone-malne (sánchez i Dynlacht 2016). Niewy-kluczone, że Sirt2, deacetylaza zależna od NAD+, wspomaga HDAC6 w regulacji two-rzenia i resorpcji rzęski. Nadprodukcja Sirt2 w komórkach mIMCD3 powoduje, że mniej komórek tworzy rzęski, a te utworzone są krótsze. Wyciszenie ekspresji deacetylazy Sirt2 hamuje resorpcję rzęsek w trakcie cy-klu komórkowego (zhou i współaut. 2014).

Podobnie jak HEF1, Pifo jest aktywato-rem AURKA. Białko to zostało zidentyfikowa-ne w ciałku podstawowym rzęsek nodalnych w węźle zarodkowym myszy (kinzel i współ-aut. 2010), jako białko niezbędne do po-wstania lewo-prawo stronnej asymetrii ciała zarodka. Lokalizacja Pifo w okolicach ciałka podstawowego zależy od fazy cyklu komór-kowego, najwyższy poziom rejestrowano we wstępnych etapach formowania lub dezorga-nizacji rzęski (sánchez i Dynlacht 2016). U podstawy rzęski Pifo oddziałuje bezpośrednio z kinazą AURKA. Nadprodukcja białka Pifo w komórkach mIMCD3, w przeciwieństwie do jego zmutowanej, nieaktywnej formy, powoduje nie tylko podwyższenie poziomu ufosforylowanej kinazy AURKA, ale również jej stabilizację w trakcie dezorganizacji rzę-ski. Również wspomniana wcześniej tricho-pleina aktywuje AURKA (sánchez i Dyn-lacht 2016).

Aktywność AURKA reguluje także kom-pleks białek MST1/2-SAV1, włączonych w szlak sygnalizacyjny Hippo, znany także jako SWH (ang. Salvador/Warts/Hippo), zi-dentyfikowany u Drosophila melanogaster i odpowiedzialny za kontrolę proliferacji ko-mórek i proces ciliogenezy. MST1/2 to ki-nazy aktywowane w trakcie ciliogenezy, lo-kalizujące się przy ciałku podstawowym i tworzące kompleks z białkiem rusztowania (ang. scaffold protein, SAV1). Obniżenie po-ziomu ekspresji MST1/2 lub SAV1 zaburza ciliogenezę w komórkach RPE-1 i powoduje ciliopatię u Danio rerio. MST1/2-SAV1 re-guluje ciliogenezę przez dwa niezależne me-chanizmy: (i) MST1/2 wiąże się z AURKA i ją fosforyluje, prowadząc do dysocjacji kom-pleksu AURKA/HDAC6, odpowiedzialnego za resorpcje rzęsek; (ii) MST1/2-SAV1 wiążąc się z kompleksem NPHP (ang. nephronoph-thisis), wchodzącym w skład strefy przejścio-wej (TZ), ukierunkowuje transport niektó-rych białek [Rab8a, ang. retinitis pigmentosa GTPase regulator (RPGR), białko receptorowe smoothened (SMO)] do rzęski (kim i współ-

187Biogeneza rzęski pierwotnej

w procesie formowania jak i resorpcji rzę-sek.

System IFT bierze udział w ostatnim eta-pie ciliogenezy, tj. w wydłużaniu aksonemy po zakotwiczeniu centrioli matczynej w bło-nie komórkowej. W transporcie białek we-wnątrz rzęski kluczową role odgrywają dwie grupy kompleksów: IFT A i IFT B. Komplek-sy te różnią się składem białkowym oraz kierunkiem transportu (ishikawa i marshall 2011). Kompleks IFT B jest odpowiedzialny za transport białek od podstawy rzęski do jej czubka (IFT wstępujący; ang. anterogra-de IFT). Białkiem motorycznym umożliwiają-cym przemieszczanie się całego kompleksu IFT B wzdłuż mikrotubul obwodowych akso-nemy jest kinezyna 2. Transport w odwrot-nym kierunku umożliwia kompleks IFT A (IFT zstępujące, ang. retrograde IFT). Ruch kompleksu IFT A generuje białko motorycz-ne dyneina 2. Kompleks IFT B porusza się wzdłuż tubuli B, natomiast kompleks IFT A wzdłuż tubuli A, co pozwala uniknąć „zde-rzenia się” obu kompleksów w trakcie ich ruchu wewnątrz rzęski (stePanek i PiGino 2016).

Kompleks IFT B jest zbudowany z 16 podjednostek (IFT-172, 88, 81, 74, 70, 57, 56, 54, 52, 46, 38, 27, 25, 22, 20), nato-miast IFT A z 6 (IFT- 144, 140, 139, 122, 121, 43). Kompleksy IFT wiążą i transpor-tują nie tylko tubulinę czy białka budującą makrokompleksy (patrz Urbańska i współ-aut. w tym zeszycie KOSMOSU), ale również białka motoryczne (kinezynę i dyneinę), od-powiedzialne za ruch kompleksów IFT; dyne-ina 2 jest transportowana do czubka rzęski przez IFT B, natomiast kinezyna 2 prze-mieszcza się jako ładunek przyłączony do IFT A z czubka rzęski do jej podstawy. Po-nieważ mikrotubule aksonemalne są struk-turami dynamicznymi, ulegają ciągłej poli-meryzacji i depolimeryzacji na końcu dystal-nym rzęski, transport tubuliny do rzęski z udziałem kompleksów IFT74 i IFT81 (BhoGa-raJu i współaut. 2013) przebiega w sposób ciągły. Jego tempo jest większe w trakcie ci-liogenezy, gdy aksonema ulega wydłużeniu, a następnie ulega zwolnieniu w rzęskach już ukształtowanych (Prevo i współaut. 2017).

Niektóre białka IFT pełnią również funk-cje niezwiązane bezpośrednio z transportem wzdłuż aksonemy. Przykładem może być białko IFT27, mała GTP-aza z rodziny Rab (ang. Rab-like 4), która, jak wykazały bada-nia na Chlamydomonas i Trypanosoma, za-angażowana jest w oba systemy transportu-jące, IFT A i IFT B. Obniżenie poziomu eks-presji natywnego IFT27 powoduje czterokrot-ne wydłużanie czasu podziału oraz niepra-widłowy przebieg cytokinezy, spowodowany niekompletnym lub asymetrycznym podzia-

nia, wnikające do komórki np. w wyniku aktywacji kanałów jonowych z rodziny TRP (ang. transient receptor potential ion chan-nels) przez czynniki wzrostu. Stymulacja re-ceptorów przez FGF lub EGF prowadzi do aktywacji kanałów, odpowiednio TRPC1 lub TRPV2, co powoduje wzrost napływu jonów Ca2+. Kluczowym enzymem zaangażowanym w resorpcję rzęski jest aktywowana przez jony wapnia i kalmodulinę, AURKA. Jony Ca2+ wpływają również na aktywność kina-zy białkowej A (ang. cAMP dependent pro-tein kinase, PKA). W komórkach mIMCD3 obniżenie stężenia jonów Ca2+ lub podwyż-szenie stężenia cAMP (cykliczny adenozyno-3′,5′-monofosforan), a w konsekwencji wzrost aktywności kinazy A, powoduje powstanie bardzo długich rzęsek, podczas gdy obniżo-ny poziom cAMP prowadzi do ich skróce-nia (besschetnova i współaut. 2010). Rola cAMP w dezorganizacji/resorpcji rzęsek nie jest jednak jednoznaczna. W podobnych do fibroblastów synowiocytach B, komórkach błony maziowej torebki stawowej, zahamo-wanie aktywności cyklazy adenylanowej III, enzymu syntetyzującego cAMP, powoduje nawet 3-krotne wydłużenie rzęski pierwotnej (ou i współaut. 2009). Podobny wpływ cAMP na długość aksonemy obserwowano w przy-padku Chlamydomonas. Traktowanie komó-rek IBMX (ang. 3-isobutyl-1-methylxanthine), inhibitorem fosfodiesterazy cAMP, a więc w konsekwencji podwyższenie poziomu cAMP, powodowało skrócenie wici (leFebvre i ro-senbaum 1986). Tak rozbieżne wyniki suge-rują, że efekt cAMP, i prawdopodobnie akty-wowanej przez niego kinazy A na resorpcję rzęski, może być zależny od typu komórek (lianG i współaut. 2016).

UDZIAŁ TRANSPORTU WEWNĄTRZRZĘSKOWEGO IFT W

PROCESIE CILIOGENEZY

System translacji białek, jak i system odpowiedzialny za ich degradację jest obec-ny w ciele komórki, ale nie w rzęsce. Dla-tego wszystkie białka strukturalne i regula-torowe zaangażowane w tworzenie rzęski, są syntetyzowane w komórce i muszą być prze-transportowane do rzęski, natomiast zbęd-ne lub uszkodzone komponenty aksonemy, muszą zostać z rzęski usunięte (nachury i współaut. 2010, ishikawa i marshall 2011). Transport wewnątrzrzęskowy (ang. intrafla-gellar transport, IFT), to dwukierunkowy ruch kompleksów białkowych wzdłuż akso-nemy, możliwy dzięki aktywności białek mo-torycznych, kinezyn i dyneiny cytoplazma-tycznej (kozminski i współaut. 1993). Pra-widłowe funkcjonowanie systemu transportu wewnątrzrzęskowego jest niezbędne zarówno

188 Martyna PoPrzeczko i współaut.

sequences, CTS), która umożliwia połączenie białka z kompleksami transportującymi. W przeciwieństwie do białek transbłonowych, które są omówione poniżej, sygnały rzęsko-wej lokalizacji w białkach rozpuszczalnych są scharakteryzowane bardzo słabo i są odmienne dla różnych białek. Na przykład, w przypadku GLI 2 i GLI3 region central-ny składający się z około 300 aminokwasów jest niezbędny dla lokalizacji rzęskowej (san-tos i reiter 2014). Natomiast w cząstecz-ce Kif17, za transport do rzęski odpowiada fragment pokrewny do sygnału lokalizacji jądrowej, zawierający aminokwasy zasadowe (Funabashi i współaut. 2017).

Białka transbłonowe i błona rzęskowa są dostarczane do rzęski na drodze transpor-tu pęcherzykowego. Po opuszczeniu aparatu Golgiego, zamknięte w pęcherzykach błono-wych białka transbłonowe, dzięki posiada-nej sekwencji CLS, są kierowane do rzęski. Najbardziej powszechną jest krótka sekwen-cja (VxPx) zidentyfikowana na końcu kar-boksylowym takich białek transbłonowych jak: receptory związane z białkami G, które lokalizują się w błonie rzęsek (ang. G pro-tein-coupled receptors, GPCRs), kanały jo-nowe bramkowane cyklicznymi nukleotyda-mi (ang. cyclic nucleotide-gated ion channel, CNG-chanels) i policystyny. Stwierdzono, że mutacja w sekwencji VxPx w opsynie, recep-torze komórek fotoreceptorowych człowieka, powoduje szybką degradacją komórek praw-dopodobnie spowodowaną kumulacją recep-tora w ciele komórki. Jednak nie wszystkie zlokalizowane na końcu karboksylowym mo-tywy VxPx w białkach rzęskowych są istotne dla ich lokalizacji w tych organellach. Mu-tacja w sekwencji VxPx fosfatazy INPP5E, nie ma wpływu na rzęskową lokalizację tego enzymu. Wiele receptorów GPCR ma dodat-kową sekwencję AxxxQ, zlokalizowaną w 3 pętli od strony cytoplazmy, ukierunkowują-cą białka do rzęski. Ta sekwencja została zidentyfikowana np. w receptorach: somato-statyny (SSTR3), serotoniny (5 HTR6), hor-monu koncentrującego melaninę (MCHR1), dopaminy 1 (DR1). W przypadku receptorów SSTR, motyw ten jest nieobecny w 5 innych receptorach tej rodziny, które występują w ośrodkowym układzie nerwowym, ale nie lo-kalizują się w rzęskach. Chimera utworzo-na z białka SSTR5, którego typ dziki nie lokalizuje się w rzęskach, i motywu AxxxQ wbudowanego do 3 pętli cytoplazmatycznej, była transportowana do rzęsek. Powyżej po-dano tylko dwa przykłady najczęściej wystę-pujących sekwencji CLS. Sekwencje CLS są zróżnicowane, co sugeruje, że wchodzą w interakcje z różnymi elementami komplek-su transportującego. Ze względu na istnie-nie wielu ścieżek, które pośredniczą w kie-

łem (Qin i współaut. 2007, huet i współaut. 2014). Podczas mitozy wiele białek IFT loka-lizuje się w obszarze wrzeciona podziałowe-go, jednak ich rola w tej strukturze, z wy-jątkiem IFT88, nie jest poznana. Obniżenie poziomu ekspresji IFT88 w komórkach HeLa powoduje niewłaściwą orientację wrzeciona mitotycznego. Podobny fenotyp obserwowa-no w komórkach nerki myszy pozbawionych białka IFT88 (Tg737orpk; Tg737−/−). Wyka-zano, że IFT88 jest składnikiem kompleksu dyneiny 1, transportującego fragmenty mi-krotubul w trakcie formowania wrzeciona podziałowego (Delaval i współaut. 2011).

System IFT umożliwia transport białek w obrębie samej rzęski. W jaki sposób nato-miast segregowane są białka rzęskowe w cy-toplazmie i transportowane do podstawy rzę-ski, gdzie mogą być połączone z systemem transportującym IFT?

Białka rozpuszczalne, nie związane z bło-nami mogą być dostarczane do strefy przej-ściowej rzęski na drodze dyfuzji lub trans-portu aktywnego. Strefa przejściowa przypo-mina swoją budową, składem białkowym i funkcjonowaniem pory jądrowe. Przykładem mogą być białka NUP (ang. nucleoporin), występujące w obu tych strukturach (na-chury i współaut. 2010). Od podstawy do rzęski w miarę swobodnie dyfundują przez oczka sita molekularnego, uformowanego w strefie przejściowej (patrz Joachimiak w tym zeszycie KOSMOSU), białka rozpuszczalne o masie cząsteczkowej poniżej 40 kD. W przeciwieństwie do dyfuzji, na drodze któ-rej tylko małe rozpuszczalne białka mogą być wprowadzone do rzęsek, transport z wykorzystaniem IFT do i z rzęsek nie jest zależny od wielkości ładunku, ale zależy ra-czej od zdolności ładunku do wiązania się z kompleksami IFT. Do tej pory nieznany jest mechanizm transportu dużych kompleksów białek (dimery tubuliny, zewnętrzne ramiona dyneinowe i częściowo wstępnie zmontowane promienie łączące w rzęskach ruchomych) połączonych z białkiem motorycznym i czą-steczką IFT przez pory sita molekularnego. W przeciwieństwie do kinezyny 2, kinezyna Kif17 nie jest konieczna w procesie cilioge-nezy, ale jej przemieszczenie do rzęski wy-maga związania z importyną β2. Obecność importyny i niektórych nukleoporyn u pod-stawy rzęski oraz utworzenie gradientu Ran--GTP ujawniło pewne podobieństwa pomię-dzy transportem do rzęski a transportem do jądra komórkowego (Garcia-Gonzalo i re-iter 2012).

Niektóre białka rozpuszczalne posiadają w swojej sekwencji motywy nazwane sygna-łem rzęskowej lokalizacji (ang. ciliary locali-zation sequences, CLS) lub sekwencją ukie-runkowującą do rzęski (ang. ciliary targeting

189Biogeneza rzęski pierwotnej

serwowano w komórkach o obniżonym po-ziomie ekspresji białka ACTR3, głównego komponentu kompleksu ARP2/3 (ang. ac-tin-related proteins, ARP2/3), wspierającego sieciowanie i krzyżowanie filamentów akty-nowych. Natomiast zahamowanie ciliogene-zy zaobserwowano w przypadku wyciszenia ekspresji genu kodującego białko MIM (ang. missing-in-metastasis), które wiąże mono-meryczną G-aktynę, uniemożliwiając tworze-nie filamentów. Niski poziom MIM zwięk-szał pulę wolnych monomerów G-aktyny, co intensyfikuje jej polimeryzację. W proces polimeryzacji aktyny włączona jest również kortaktyna (ang. cortactin), białko, które w formie aktywnej (ufosforylowanej na reszcie tyrozyny Y-466 i Y-421 przez kinazę SFK (ang. SRC family kinase)), promuje nukle-ację aktyny (bershteyn i współaut. 2010). MIM i kortaktyna lokalizują się w warstwie kortykalnej komórki i działają antagonistycz-nie. Sugeruje się, że w warunkach fizjolo-gicznych, w fazie G1/S cyklu komórkowego, stosunek MIM do ufosforylowanej formy kor-taktyny jest wysoki, co ogranicza polimery-zację aktyny i sprzyja tworzeniu rzęski. Na granicy faz G2/M obniżenie poziomu MIM i wzrost poziomu ufosforylowanej kortak-tyny promuje resorpcję rzęski (bershteyn i współaut. 2010).

Postuluje się, że cytoszkielet aktynowy może wielopoziomowo regulować proces ci-liogenezy. Po pierwsze, regulując transport pęcherzykowy: z jednej strony filamenty mogą stanowić tory w transporcie pęcherzy-kowym, ale z drugiej usieciowane filamenty mogą tworzyć mechaniczną barierę, blokują-cą migrację pęcherzyków lub uniemożliwiać reorganizację cytoszkieletu podbłonowego i hamować dokowanie się ciałka podstawowe-go. Wykazano, że depolimeryzacja filamen-tów aktynowych powoduje akumulację pę-cherzyków zawierających receptory rzęskowe wokół ciałka podstawowego, co koreluje z przejściowym pojawieniem się wokół ciałka podstawowego białek Rab8 i Rabin8, odpo-wiedzialnych za transport pęcherzykowy (Kim i współaut. 2010). Po drugie, filamety mogą również pośredniczyć w transporcie czynni-ków odpowiedzialnych za resorpcję rzęski. Na przykład, wzdłuż filamentów przebiega, z udziałem białka DIDO3 (ang. death indu-cer obliterator, DIDO3), relokalizacja HDAC6 do ciałka podstawowego, co inicjuje akty-wację procesu resorpcji rzęski (sánchez De DieGo i współaut. 2014). Po trzecie, aktyna może uczestniczyć w regulacji transkrypcji białek ważnych w procesie ciliogenezy przez regulację/umożliwienie transportu czynni-ków transkrypcyjnych do jądra. Jak wyka-zano, aktywacja kofiliny (ang. cofilin) i/lub gelsoliny (ang. gelsolin), białek tnących fi-

rowaniu białek do rzęsek, taka różnorodność sygnału CLS jest zrozumiała (Malicki i avi-Dor-reiss 2014). W transport pęcherzyków zaangażowane są tzw. BBSomy. Kompleksy BBSomów, zbudowane z ośmiu białek BBS (BBS-1, 2, 4, 5, 7, 8, 9, 18), współdziałają z małą GTP-azą Arl 6/ BBS3, która opłasz-cza pęcherzyki zawierające w swojej błonie białka przeznaczone do rzęski, m.in. recep-tory (Prevo i współaut. 2017). U człowieka Arl6, kodowana przez BBS3, była pierwszą zidentyfikowaną małą GTP-azą powiązaną z ciliopatią, tzw. zespołem Bardet-Biedla (ang. Bardet-Biedl syndrome, BBS) (Tabela 1). Schorzeniu temu towarzyszy otyłość, dege-neracja siatkówki, wielopalcowość (polidakty-lia) i zaburzenia nerek (nefropatie) (Prevo i współaut. 2017). Pęcherzyk łączy się z błoną u nasady rzęski (ang. periciliary membrane) lub z fragmentem błony tworzącym tzw. kie-szeń rzęskową (ang. ciliary pocket) (Ryc. 1). W procesie dokowania pęcherzyka do pod-stawy rzęski uczestniczy wiele białek, m.in. białka z rodziny Rab (Rab8, Rabin 8 i Rab 11), zaangażowanych również w fuzję pęche-rzyków rzęskowych i tworzenie błony rzęsko-wej we wczesnych etapach ciliogenezy (patrz powyżej; maDhivanan i aGuilar 2014).

Podobną funkcję do tej, jaką pełnią BBSomy w transporcie do wnętrza rzęski, odgrywają białka Tubby oraz białka podobne do Tubby (ang. Tubby like protein, TULP). Analogicznie jak w przypadku BBSomów, utrata tych białek nie powoduje zaburzeń w formowaniu rzęski, ale następuje dysfunk-cja w transporcie receptorów GPCR, opsyny, SSTR3 lub MCHR1 do rzęski. Białka Tub-by nie są bezpośrednio związane ze szlakiem Rab8/Rab11. Efektem mutacji w białku z rodziny Tubby, TULP1, było zwyrodnienie siatkówki, związane z zaburzeniami w trans-porcie opsyny do rzęski (malicki i aviDor--reiss 2014).

ROLA AKTYNY

W procesie ciliogenezy ważną rolę od-grywa również aktyna (yan i zhu 2013). W komórce zwierzęcej aktyna tworzy wyspecja-lizowane struktury w postaci dynamicznej sieci rozgałęzionych włókien, lokalizujących się we frontowej części komórki, oraz stabil-nych włókien naprężeniowych, czyli wiązek filamentów aktynowych biegnących wzdłuż cytoplazmy (Fabczak 2001). Obecność cyto-chalazyny D, substancji depolimeryzującej filamenty aktynowe (w stężeniach nie naru-szających integralności włókien naprężenio-wych), stymuluje ciliogenezę w komórkach RPE-1 i HEK293T, a długość rzęsek zwięk-sza się prawie dwukrotnie (kim i współaut. 2010). Podobnie, stymulację ciliogenezy ob-

190 Martyna PoPrzeczko i współaut.

chanG J., lee k., naGashima k., banG J., kim b., erikson r. l., lee k., lee h., Park J., lee k. s., 2013. Essential role of Cenexin1, but not Odf2, in ciliogenesis. Cell Cycle 12, 655-662.

chen z., inDJeian v. b., mcmanus m., wanG l., Dynlacht, b. D., 2002. CP110, a cell cy-cle-dependent CDK substrate, regulates centro-some duplication in human cells. Dev. Cell 3, 339-350.

D’anGiolella v., Donato v., viJayakumar s., saraF a., Florens l., washburn m. P., Dyn-lacht b., PaGano m., 2010. SCFCyclin F con-trols centrosome homeostasis and mitotic fidel-ity through CP110 degradation. Nature 466, 138-142.

Delaval b., briGht a., lawson n. D., DoXsey s., 2011. The cilia protein IFT88 is required for spindle orientation in mitosis. Nat. Cell Biol. 13, 461-468.

Fabczak H., 2001. Rodzina białek Rho a cytosz-kielet. Kosmos 50, 283-293.

FlieGauF m., benzinG t., omran h., 2007. When cilia go bad: cilia defects and ciliopathies. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 880-893.

Funabashi t., katoh y., michisaka s., teraDa m., suGawa m., nakayama k.,

2017. Ciliary entry of KIF17 is dependent on its binding to the IFT-B complex via IFT46-IFT56 as well as on its nuclear localization signal. Mol. Biol. Cell 28, 624-633.

Garcia-Gonzalo F. r., reiter J. F., 2012. Scor-ing a backstage pass: Mechanisms of cilio-genesis and ciliary access. J. Cell Biol. 197, 697-709.

Garcia-Gonzalo F. r., reiter J. F., 2017. Open sesame: How transition fibers and the tran-sition zone control ciliary. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 9, doi: 10.1101/cshperspect.a028134.

Gherman a., Davis e. e., katsanis n., 2006. The ciliary proteome database: an integrated com-munity resource for the genetic and functional dissection of cilia. Nat. Gen. 38, 961-962.

Goetz s. c., liem k. F. Jr., anDerson k. v., 2012. The spinocerebellar ataxia-associated gene Tau tubulin kinase 2 controls the initia-tion of ciliogenesis. Cell 151, 847-858.

huet D., blisnick t., Perrot s., bastin P., 2014. The GTPase IFT27 is involved in both antero-grade and retrograde intraflagellar transport. Elife 3, e02419.

ibi m., zou P., inoko a., shiromizu t., mat-suyama m., hayashi y., enomoto m., mori D., hirotsune s., kiyono t., tsukita s., Goto h., inaGaki m., 2011. Trichoplein con-trols microtubule anchoring at the centrosome by binding to Odf2 and ninein. J. Cell Sci. 124, 857-864.

inaba h., Goto h., kasahara k., kumamoto k., yonemura s., inoko a., yamano s., wanibuchi h., he D., Goshima n., kiyono t., hirotsune s., inaGaki m., 2016. Ndel1 suppresses cilio-genesis in proliferating cells by regulating the trichoplei-Aurora A pathway. J. Cell Biol. 212, 409-423.

inoko a., matsuyama m., Goto h., ohmuro-mat-suyama y., hayashi y., enomoto m., ibi m., urano t., yonemura s., kiyono t., izawa i., inaGaki m., 2012. Trichoplein and Aurora A block aberrant primary cilia assembly in prolif-erating cells. J. Cell Biol. 197, 391–405.

ishikawa h., marshall w. F., 2011. Ciliogenesis: building the cell’s antenna. Nature Rev. Mol. Cell Biol. 12, 222-234.

lamenty aktynowe, powoduje częściowy roz-pad filamentów, co uwalnia koaktywatory transkrypcji YAP/TAZ i umożliwia ich trans-lokację do jądra. Prowadzi to do transkryp-cji genów kodujących AURKA i Plk1, a ich podwyższony poziom prowadzi do resorpcji rzęski, poprzez fosforylację (patrz powyżej) (AraGona i współaut. 2013, Kim i współaut. 2015, Malicki i Johnson 2017 ). Ponadto, w mysich embrionach pozbawionych kofili-ny zaobserwowano nieprawidłowe lokalizo-wanie się rzęski, spowodowane zaburzeniami w polaryzacji komórki. Wydaje się zatem, że aktyna uczestniczy również w prawidłowym dokowaniu się ciałka podstawowego w api-kalnej części komórki (MahaFFey i współaut. 2013).

S t r es zc zen i e

Rzęski pierwotne, struktury zbudowane na bazie cy-toszkieletu mikrotubularnego, występują na powierzch-ni niemal wszystkich komórek ssaczych. Dzięki licznym receptorom błonowym, rzęski pierwotne pośredniczą w odbieraniu i przekazywaniu bodźców ze środowiska do wnętrza komórki, i tym samym odgrywają niezwykle ważną rolę w prawidłowym rozwoju i funkcjonowaniu większości tkanek i narządów. Tworzenie rzęski (cilioge-neza) to złożony, wieloetapowy i wielopoziomowo regu-lowany proces ściśle związany z cyklem komórkowym. Mutacje w genach kodujących białka strukturalne lub odpowiedzialne za prawidłowe funkcjonowanie rzęsek, jak również, regulujące przebieg ciliogenezy są przyczyną ich dysfunkcji, prowadzącej w efekcie do wielonarządo-wych chorób zwanych ciliopatiami.

LITERATURA

araGona m., Panciera t., manFrin a., Giulitti s., michielin F., elvassore n., DuPont s., Pic-colo s., 2013. A mechanical checkpoint con-trols multicellular growth through YAP/TAZ re-gulation by actin-processing factors. Cell 154, 1047-1059.

benmerah a., 2013. The ciliary pocket. Curr. Opin. Cell Biol. 25, 78-84.

berbari n. F., o’connor a. k., haycraFt c. J., yoDer b. k., 2009. The primary cilium as a complex signaling center. Curr. Biol. 19, 526-535.

bershteyn m., atwooD s. X., woo w. m., li m., oro a. e., 2010. MIM and cortactin antago-nism regulates ciliogenesis and hedgehog sig-naling. Dev. Cell 19, 270-283.

besschetnova t. y., kolPakova-hart e., Guan y., zhou J., olsen b. r., shah J. v., 2010. Identification of signaling pathways regulating primary cilium length and flow-mediated ad-aptation. Curr. Biol. 20,182-187.

bhoGaraJu s., caJanek l., Fort c., blisnick t., weber k., taschner m., mizuno n, lamla s., bastin P., niGG e. a., lorentzen e., 2013. Molecular basis of tubulin transport within the cilium by IFT74 and IFT81. Science 341, 1009-1012.

carDenas-roDriGuez m., baDano J. l., 2009. Cil-iary biology: understanding the cellular and genetic basis of human ciliopathies. Am. J. Med. Genet. C. Semin. Med. Genet. 151C, 263-280.

191Biogeneza rzęski pierwotnej

and flagellar proteins during regeneration. Annu. Rev. Cell Biol. 2, 517-546.

li a., saito m., chuanG J. z., tsenG y. y., DeDesma c., tomizawa k., kaitsuka t., sunG c. h., 2011. Ciliary transition zone activation of phosphorylated Tctex-1 controls ciliary re-sorp- tion, S-phase entry and fate of neural progenitors. Nat. Cell Biol. 13, 402-411.

lianG y., menG D., zhu b., Pan J., 2016. Mech-anism of ciliary disassembly. Cell. Mol. Life Sci. 73, 1787-1802.

maDhivanan k., aGuilar r. c., 2014. Ciliopathies: The trafficking connection. Traffic 15, 1031-1056.

mahaFFey J., GreGo-bessa J., liem k. F., anDer-son k. v. Jr., 2013. Cofilin and Vangl2 coop-erate in the initiation of planar cell polarity in the mouse embryo. Development 140, 1262-1271.

malicki J. J., aviDor-reiss t., 2014. From the cytoplasm into the cilium: Bon voyage. Organ-ogenesis 10, 138-157.

malicki J., Johnson c. a., 2017. The cilium: Cellular antenna and central processing unit. Trends Cell Biol. 27, 126-140.

maskey D., marlin m. c., kim s., kim s., onG e. c., li G., tsiokas l., 2015. Cell cycle-depen-dent ubiquitylation and destruction of NDE1 by CDK5-FBW7 regulates ciliary length. EMBO J. 34, 2424-2440.

miyamoto t., hosoba k., ochiai h., royba e., izumi h., sakuma t., yamamoto t., Dyn-lacht b. D., matsuura s., 2015. The micro-tubule-depolymerizing activity of a mitotic ki-nesin protein KIF2AKIF2A drives primary cilia disassembly coupled with cell proliferation. Cell Rep. doi: 10.1016/j.celrep.2015.01.003.

nachury m. v., loktev a. v., zhanG Q., west-lake c. J., Peränen J., merDes a., slusarski D. c., scheller r. h., bazan J. F., sheFFielD v. c., Jackson P. k., 2007. A core complex of BBS proteins cooperates with the GTPase Rab8 to promote ciliary membrane biogenesis. Cell 129, 1201-1213.

nachury m. v., seeley e. s., Jin h., 2010. Traf-ficking to the ciliary membrane: How to Get across the periciliary diffusion barrier? Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 26, 59-87.

oDa t., chiba s., naGai t., mizuno k., 2014. Binding to Cep164, but not EB1, is essential for centriolar localization of TTBK2 and its function in ciliogenesis. Genes Cells 19, 927-940.

ou y., ruan y., chenG m., moser J. J., rattner J. B., van Der hoorn F. A., 2009. Adenylate cyclase regulates elongation of mammalian pri-mary cilia. Exp. Cell Res. 315, 2802-2817.

PeDersen l. b., velanD i. r., schroDer J. m., christensen s. t., 2008. Assembly of primary cilia. Dev. Dynam.. 237, 1993-2006.

Prevo b., scholey J. m., Peterman e. J. G., 2017. Intraflagellar transport: mechanisms of motor action, cooperation, and cargo delivery. FEBS J., doi: 10.1111/febs.14068.

PuGacheva e. n., Jablonski s. a., hartman t. r., henske e. P., Golemis e. a., 2007. HEF1-dependent Aurora A activation induces disassembly of the primary cilium. Cell 129, 1351-1363.

Qin h., wanG z., Diener D., rosenbaum J., 2007. Intraflagellar transport protein 27 is a small G protein involved in cell-cycle control. Curr. Biol. 17, 193-202.

ran J., yanG y., li D., liu m., zhou J., 2015. Deacetylation of α-tubulin and cortactin is re-

ishikawa h., kubo a., tsukita s., 2005. Odf2-de-ficient mother centrioles lack distal/subdistal appendages and the ability to generate prima-ry cilia. Nat. Cell Biol. 7, 517-524.

izawa i., Goto h., kasahara k., inaGaki m., 2015. Current topics of functional links be-tween primary cilia and cell cycle. Cilia 4, 12.

kasahara k., kawakami y., kiyono t., yonemura s., kawamura y., era s., matsuzaki F., Go-shima n., inaGaki m., 2014. Ubiquitin-protea-some system controls ciliogenesis at the initial step of axoneme extension. Nat. Commun. 5, 5081.

ke y. n., yanG w. X., 2014. Primary cilium: an elaborate structure that blocks cell division? Gene 547, 175-185.

kim J., lee J. e., heynen-Genel s., suyama e., ono k., lee k., iDeker t., aza-blanc P., Gleeson J.G. 2010. Functional genomic screen for modulators of ciliogenesis and cili-um length. Nature 464, 1048-1051.

kim J., Jo h., honG h., kim m. h., kim J. m., lee J. k., heo w. D., kim J., 2015. Actin remodelling factors control ciliogenesis by regu-lating YAP/TAZ activity and vesicle trafficking. Nat. Commun. 6, 6781.

kim m., kim m., lee m. s., kim c. h., lim D. s., 2014. The MST1/2-SAV1 complex of the Hippo pathway promotes ciliogenesis. Nat. Commun. 5, 5370.

kim s., tsiokas l., 2011. Cilia and cell cycle re-entry. More than a coincidence. Cell Cycle 10, 2683-2690.

kim s., Dynlacht b. D., 2013. Assembling a pri-mary cilium. Curr. Opin. Cell Biol. 25, 506-511.

kim s., zaGhloul n. a., bubenshchikova e., oh e. c., rankin s., katsanis n., obara t., tsio-kas l., 2011. Nde1-mediated inhibition of cil-iogenesis affects cell cycle reentry. Nat. Cell Biol. 13, 351-360.

kinzel D., bolDt k., Davis e. e., burtscher i., trümbach D., DiPlas, b., attié-bitach t., wurst w., katsanis n., ueFFinG m., lickert h., 2010. Pitchfork regulates primary cilia dis-assembly and left-right asymmetry. Dev. Cell 19, 66-77.

kleylein-sohn J., westenDorF J., le clech m., habeDanck r., stierhoF y. D., niGG e. a. 2007. Plk4-induced centriole biogenesis in hu-man cells. Dev. Cell 13, 190-202.

kobayashi t., Dynlacht b. D., 2011. Regulating the transition from centriole to basal body. J. Cell Biol. 193, 435-444.

kobayashi t., tsanG w. y., li J., lane w., Dy-nlacht b. D., 2011. Centriolar kinesin Kif24 interacts with CP110 to remodel microtubules and regulate ciliogenesis. Cell 145, 914-925.

korobeynikov v., Deneka a. y., Golemis e. a. 2017. Mechanisms for nonmitotic activation of Aurora-A at cilia. Biochem. Soc. Trans. 45, 37-49.

kozminski k. G., Johnson k. a., Forscher P., rosenbaum J. l., 1993. A motility in the eu-karyotic flagellum unrelated to flagellar beat-ing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 5519-5523.

kuhns s., schmiDt k. n., reymann J., Gilbert D. F., neuner a., hub b., carvalho r., wieDe-mann P., zentGraF h., erFle h., klinGmüller u., boutros m., Pereira G., 2013. The mi-crotubule affinity regulating kinase MARK4 promotes axoneme extension during early cilio-genesis. J. Cell Biol. 200, 505-522.

leFebvre P. a., rosenbaum J. l., 1986. Regula-tion of the synthesis and assembly of ciliary

192 Martyna PoPrzeczko i współaut.

membrane docking, leading to cilia initiation, Genes Dev. 27, 163-168.

tateishi k., yamazaki y., nishiDa t., watanabe s., kunimoto k., ishikawa h., tsukita s., 2013. Two appendages homologous between basal bodies and centrioles are formed using distinct Odf2 domains. J. Cell Biol. 203, 417-425.

tucker r. w., ParDee a. b., 1979. Centriole cil-iation is related to quiescence and DNA syn-thesis in 3T3 cells. Cell 17, 527-535.

wacławek e., włoga D., 2016. Microtubule sev-ering proteins – structure and regulation of ac-tivity. Post. Biochem. 62, 46-51.

westlake c. J., baye l. m., nachury m. v., wriGht k. J., ervin k. e., Phu l., chalouni c., beck J. s., kirkPatrick D. s., slusar-ski D. c., sheFFielD v. c., scheller r. h., Jackson P. k., 2011. Primary cilia membrane assembly is initiated by Rab11 and transport protein particle II (TRAPPII) complex-dependent trafficking of Rabin8 to the centrosome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108, 2759-2764.

wheatley D. n., wanG a. m., struGnell G. e., 1996. Expression of primary cilia in mammali-an cells. Cell Biol. Inter. 20, 73-81.

wloGa D., Joachimiak e., louka P., GaertiG J., 2017. Posttranslational modifications of tubulin and cilia. Cold Spring Harb Perspect Biol. 9. doi: 10.1101/cshperspect.a028159.

Xu Q., zhanG y., wei Q., huanG y., hu J., linG k., 2016. Phosphatidylinositol phosphate ki-nase PIPKIγ and phosphatase INPP5E coordi-nate initiation of ciliogenesis. Nat. Commun. 7, 10777.

yan X., zhu X., 2013. Branched F-actin as a negative regulator of cilia formation. Exp. Cell Res. 319, 147-151.

zhao X., Jin m., wanG m., sun l., honG X., cao y., wanG c., 2016. Fidgetin-like 1 is a cilio-genesis-inhibitory centrosome protein. Cell Cy-cle 15, 2367-2375.

zhou X., Fan l.X., li k., ramchanDran r., cal-vet J.P., li X., 2014. SIRT2 regulates ciliogen-esis and contributes to abnormal centrosome amplification caused by loss of polycystin-1. Hum, Mol, Genet. 23, 1644-1655.

quired for HDAC6 to trigger ciliary disassem-bly. Sci. Rep. 5, 12917.

rieDer c. l., Jensen c. G., Jensen l. c. w., 1979. The resorption of primary cilia during mitosis in a vertebrate (PtK1) cell line. J. Ul-trast. Res. 68, 173-185.

sacher m., kim y.-G., lavie a., oh b.-h., seGev n., 2008. The TRAPP complex: insights into its architecture and function. Traffic 9, 2032-2042.

sánchez i., Dynlacht b. D., 2016. Cilium assem-bly and disassembly. Nat. Cell Biol. 18, 711-717.

sánchez De DieGo a., alonso Guerrero a., martínez a. c., van wely k. h., 2014. Di-do3-dependent HDAC6 targeting controls cili-um size. Nat. Commun. 5, 3500.

santos n., reiter J. F., 2014 A central region of Gli2 regulates its localization to the primary cilium and transcriptional activity. J. Cell Sci. 127, 1500-1510.

schmiDt k. N., kuhns s., neuner a., hub b., zentGraF h., Pereira G., 2012. Cep164 medi-ates vesicular docking to the mother centriole during early steps of ciliogenesis. J. Cell Biol. 199, 1083-1101.

sinGla v., reiter J. F., 2006. The primary cilium as the cell’s antenna: signaling at a sensory organelle. Science 313, 629-633.

sorokin s., 1962. Centrioles and the formation of rudimentary cilia by fibroblasts and smooth muscle cells. J. Cell Biol. 15, 363-377.

sorokin s., 1968. Reconstructions of centriole for-mation and ciliogenesis in mammalian lungs. J. Cell Sci. 3, 207-230.

sPektor a., tsanG w. y., khoo D., Dynlacht b. D., 2007. Cep97 and CP110 suppress a cilia assembly program. Cell 130, 678-690.

stePanek l., PiGino G., 2016. Microtubule dou-blets are double-track railways for intraflagel-lar transport trains. Science 352, 721-724.

sunG c. h., li a., 2011. Ciliary resorption mod-ulates G1 length and cell cycle progression. Cell Cycle 10, 2825-2826.

tanos b. e., yanG h.-J., soni r. wanG w.-J., macaluso F.P., asara J. m., tsou m.-F. b., 2013. Centriole distal appendages promote

193Biogeneza rzęski pierwotnej

KOSMOS Vol. 67, 1, 179–193, 2018

Martyna PoPrzeczko, ewa JoachiMiak, Dorota włoga, hanna Fabczak

Laboratory of Cytoskeleton and Cilia Biology, Department of Cell Biology, Nencki Institute of Experimental Biology PAS, 3Pasteur Str., 02-093 Warsaw, E-mail: h.fabczak@nencki.gov.pl

BIOGENESIS OF THE PRIMARY CILIUM

Summary

Cilia are highly specialized, microtubule-based protrusions, extended on cell surface in almost all mammalian cell types. They function as cell antennae that receive and transmit signals from the environment to the cell body. Cilia formation, so-called ciliogenesis is strictly controlled at multiple levels by a number of proteins, and correlated with the cell cycle progression. Cilia dysfunctions cause a wide range of human diseases, called ciliopathies. Moreo-ver, ciliary defects may lead to obesity and cancer. In this article, we summarize current knowledge concerning cilia function and structure, regulation of ciliogenesis, and the most important signaling pathways and diseases affected by cilia dysfunction.

Key words: cell cycle, ciliogenesis, ciliopathies, primary cilium