Tiooligosacáridos: nuevos métodos de síntesis; estudios ... · Tiooligosacáridos: Nuevos métodos de síntesis; estudios conformacionales y evaluación como inhibidores de glicosidasas

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Tesis Doctoral

Tiooligosacáridos: nuevos métodosTiooligosacáridos: nuevos métodosde síntesis; estudiosde síntesis; estudios

conformacionales y evaluación comoconformacionales y evaluación comoinhibidores de glicosidasasinhibidores de glicosidasas

Manzano, Verónica Elena

2011

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Manzano, Verónica Elena. (2011). Tiooligosacáridos: nuevos métodos de síntesis; estudiosconformacionales y evaluación como inhibidores de glicosidasas. Facultad de CienciasExactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires.

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UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES Facultad de Ciencias Exactas y Naturales Departamento de Química Orgánica

TIOOLIGOSACÁRIDOS: NUEVOS MÉTODOS DE SÍNTESIS;

ESTUDIOS CONFORMACIONALES Y EVALUACIÓN COMO

INHIBIDORES DE GLICOSIDASAS

Tesis presentada para optar por el título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires

en el área Química Orgánica

Lic. Verónica Elena Manzano Director de la Tesis: Dr. Oscar Varela Director Asistente: Dra. María Laura Uhrig Buenos Aires, 2011.

Tiooligosacáridos: Nuevos métodos de síntesis; estudios conformacionales y evaluación como inhibidores de glicosidasas

Los hidratos de carbono participan en eventos de reconocimiento que inician la respuesta

inmunológica a infecciones bacterianas o virales y en procesos relacionados con la

inflamación y metástasis. Nuevos glicomiméticos, que son útiles para investigar dichos

procesos, se sintetizan comúnmente por reemplazo en un azúcar de átomos de oxígeno

por átomos de carbono u otros heteroátomos. Así, el reemplazo de uno o más átomos de

oxígeno del enlace interglicosídico de un oligosacárido por átomos de azufre produce

tiooligosacáridos. Esta modificación induce algunos cambios en sus propiedades; por

ejemplo, suelen resistir la acción de enzimas hidrolíticas y actuar como inhibidores de las

mismas. La inhibición de glicosidasas es fundamental para la terapia de numerosas

enfermedades y los tiooligosacáridos son valiosos inhibidores por ser tolerados por la

mayoría de los sistemas biológicos. En vista de las interesantes actividades biológicas de

los tiooligosacáridos, se planteó como objetivo general de este trabajo el diseño y síntesis

de tiodisacáridos y tiotrisacáridos. Estas moléculas se diseñaron de modo que contuvieran

azúcares biológicamente importantes, como glucosa o galactosa, como extremo no

reductor. Para la construcción del enlace S-interglicosídico se emplearon enonas de

azúcares o sus derivados, unidades que quedaron localizadas en el extremo reductor del

tiooligosacárido. Las enonas se utilizaron como aceptores de Michael de 1-tioaldosas, o

como precursores de epóxidos y tiiranos de azúcares. La apertura nucleofílica por 1-

tioaldosas de estos anillos de tres miembros se describe como un nuevo procedimiento

para la síntesis de tiodisacáridos (a partir de epóxidos) o de tiotrisacáridos (a partir de

tiiranos). Se logró así la construcción del enlace tioglicosídico regio- y estereo-

selectivamente. Los nuevos compuestos se evaluaron como inhibidores de la β-

galactosidasa de Escherichia coli, enzima modelo útil en el estudio de glicosidasas. Se

obtuvieron inhibidores competitivos, no competitivos y mixtos con valores de Ki en el

rango de 0,1 mM.

Palabras claves: Tiodisacáridos, tiotrisacáridos ramificados, enonas de azúcares, adición

de Michael, epóxido, tiirano.

Thiooligosaccharides: New synthetic methods; conformational studies and evaluation as inhibitors of glycosidases Carbohydrates play important roles in recognition events that initiate immunological

responses to bacterial and viral infections and in signalling processes that occur in

inflammation and cancer metastasis. Glycomimetics, which are useful to investigate

these processes, are usually prepared by replacing oxygen atoms in a sugar with carbon

atoms or other heteroatoms. For example, the replacement of one or more oxygen atoms

of the interglycosidic linkage in an oligosaccharide by sulfur atoms led to

thiooligosaccharides. These modified molecules generally show increased stability

toward enzyme degradation and may also act as glycosidase inhibitors. Inhibition of

glycosidases is the heart of therapy of numerous diseases and thiooligosaccharides are

particularly valuable as inhibitors, as they are tolerated by most biological systems. In

view of the interesting biological activities displayed by thiooligosaccharides, the main

subject of this work is the design and synthesis of thiodisaccharides and

thiotrisaccharides. These molecules have been designed to contain biologically

significant sugar moieties, such as glucose or galactose as non-reducing end. For the

construction of the S-interglycosidic bond, sugar enones or their derivatives have been

employed as precursors of the reducing-end of the thiooligosaccharides. The enones

have been used as Michael acceptors of 1-thioaldoses, or as starting materials in the

preparation of sugar epoxides or sugar thiiranes. The ring-opening of these three-

membered rings by 1-thioaldoses is described as a new procedure for the synthesis of

thiodisaccharides (from epoxides) or thiotrisaccharides (from thiiranes). The regio- and

stereo-selective construction of the thioglycosidic linkage was achieved. The inhibitory

activity of the new molecules was evaluated against the β-galactosidase from

Escherichia coli, a model enzyme for studies of glycosidases. Competitive, non-

competitive and mixed inhibitors were obtained with Ki values in the range of 0.1 mM.

Keywords: Thiodisaccharides, branched-chain thiotrisaccharides, sugar enones, Michael

addition, epoxide, thiirane.

"Hay una fuerza motriz más poderosa que el vapor, la electricidad y la energía atómica: la voluntad”

…“La imaginación es más importante que el conocimiento.” (Albert Einstein)

"El triunfo no está en vencer siempre,

sino en nunca desanimarse” (Napoleón Bonaparte)

"Un sueño no se hace realidad a través de magia:

conlleva sudor, determinación y trabajo duro” (Colin Powell)

A Martín… A vos mi amor, que me cuidás y acompañás, A vos, que me contenés y me aguantás en todas mis locuras A vos, que me hacés feliz y hacés mis días únicos A vos, que sos esa personita especial a la que amo con todo mi corazón!! Amor gracias por enseñarme una parte de la química que sólo nosotros dos conocemos… ¡¡Porque juntos “sintetizamos” este amor y esta pareja!!. ¡¡Te amo!! ¡¡Esta tesis no podía haber sido posible sin vos y sin tu apoyo constante!!

A mi mamá (Norma) y mi papá (Francis) que son mi ejemplo a seguir, Que me enseñaron a amar todo lo que hago y a nunca darme por vencida A ellos que me enseñaron que todo se puede siempre y cuando uno se esfuerce… Que siempre me apoyan y acompañan en todos mis proyectos, ¡¡¡Los quiero muchísimo!!! A mis hermanos, Laura y Ale, que me bancan, aguantan, acompañan, y están en todos los momentos importantes de mi vida y sin los cuales yo no sería quien soy. A mis abuelos que ya no están pero que siempre estarán en mí. En especial a mi abuela Cata que siempre me acompañaba, apoyaba y sufría cada examen conmigo! A toda mi familia. A mis tíos y mis primos que siempre tienen una sonrisa y que cada reunión familiar es una fiesta de alegría, risas y amor, porque de ellos me llevo los mejores momentos de mi infancia y más...

A Oscar (Dr. Varela) que no sólo me abrió las puertas de su laboratorio, sino que hizo que estos años sean únicos e inolvidables. Porque no sólo es un excelente químico del cual aprendí mucho y tengo muchas cosas por aprender, sino que por sobre todo es una excelente persona, la cual siempre tiene una sonrisa para brindar. ¡Gracias por ayudarme en todo! A María Laura (Dra. Uhrig) que fue la persona que me recibió por primera vez en el laboratorio, que me ayudó a dar mis primeros pasos sintéticos y enzimáticos. ¡Gracias por enseñarme muchas cosas, no todas químicas!. ¡Gracias a los dos por confiar en mí para realizar este trabajo de tesis!

Quería agradecer a las instituciones que hicieron posible esta tesis de doctorado A CONICET por las becas otorgadas Al Departamento de Química Orgánica (FCEyN - UBA) por el lugar de trabajo e infraestructura. Después de tantos años de luchar con las reacciones y los espectros, es importante recordar y agradecer a esas personas que me acompañaron, ayudaron e hicieron estos años más llevaderos…

A Eva, en quien descubrí una gran amiga, que me apoya, escucha, comprende, aconseja y acompaña. Gracias por hacer mis días en el labo más llevaderos a pesar de que las reacciones no dieran. De vos me llevo un tesoro muy preciado, esta amistad, que sin duda, será para toda la vida.

A mis compañeros de labo, a Adri por su ayuda y consejos, a Lore que con su risa contagiosa siempre me dio una mano en lo que necesitaba e hizo mis espectros cuando no era operadora, a Romi por ser esa loca linda, sonriente y siempre bien predispuesta para la ayuda y que dejó frases inolvidables del labo.

A Ale, que se convirtió en mi “hermanito” del labo, a quien volví loco todos estos años, con charlas y preguntas. ¡Gracias por bancar mis locuras y compartir conmigo la mesada todos estos años!

A Chili y Dany las más chiquitas del labo, con quienes me rio y divierto constantemente! A Sil que también compartió el labo y momentos inolvidables.

A mis amigas de toda la vida con quienes estos años se hicieron llevaderos, y que a pesar de no entender lo que hacía, siempre se preocuparon por mí, a May que es mi hermana elegida, mi gran amiga y confesora, gracias por estar siempre, por tener en todo momento la palabra justa, por aconsejarme y escucharme, por ser mi “psicóloga favorita” y por tantos momentos inolvidables, a Meri por tener esa capacidad de entendimiento y sensibilidad y acompañar de la manera exacta en el momento justo, a Agus, por sus consejos, sus palabras y por sacarme una sonrisa en los momentos más raros, porque con su humor logra superar cualquier inconveniente, a Maru, que es una amiga de fierro y la organizadora del grupo, que siempre tiene un plan para que nos reunamos y estemos juntas, a Pau, que pese a la distancia, siempre encuentra la manera de estar, porque cada vez que vuelve parece que el tiempo no pasó, a Sabri, que se nos fue al sur a vivir, por ser tan centrada al hablar y aconsejar y transmitir siempre esa paz, y a Flor, por todos los buenos momentos vividos. Sin todas ustedes mi tesis tampoco podría haber sido posible, siempre me acompañaron y apoyaron. ¡Gracias!

A las chicas de la facu, a Bren, por esa alegría contagiosa, por compartir confesiones de pasillos, porque es una gran amiga con la capacidad de escuchar y acompañar, a Vero por ese humor que alegra cualquier momento y hacer que las cosas parezcan menos importantes, a Lula que siempre tira para adelante y contagia esa actitud, y sin duda siempre te ayuda en lo que necesites, a Jori, por hacerme reir y por

todos los momentos vividos, a Vicky, que sabe escuchar, acompañar, a Estefi por el apoyo y contención en todos estos años, a Pau M.C. por el empuje y onda de siempre.

A Guille M., por ser un excelente amigo, siempre dispuesto a charlar y tomar unos mates. ¡¡Gracias por los turnos de ayudantías tan divertidos, y las charlas de pasillos, las risas y por los miles de papers que te pedí en todos estos años!!

A todo el Laboratorio D’Accorso, a Sebas, por todos estos años de amistad y bancarme desde la licenciatura hasta el doctorado, a Meli, por los mates matutinos y la buena predisposición siempre, a Mirta, Miriam, María Inés, Guille O. U., Hernán, Ale F., por su apoyo y ayuda constante.

A todos los chicos del labo Jares por la buena predisposición para bajarnos papers de los cuales no teníamos acceso, y al labo de Micro de los alimentos por prestarme la pipeta para los ensayos de inhibición.

A Charly por toda la buena onda y ánimos que siempre me brindó. A docentes y profesores con quienes compartí turnos de ayudantía. A Euge,

Cristián, Lu B., Vale E., Javi E., Andre B., Vale R., Ele, Vero R. y todos los que compartí charlas de pasillo y turnos de laboratorio.

A Maripi, que me conoce desde los 6 años y desde siempre me ayuda, aguanta, contiene y me brinda su apoyo. A Nancy y Olga por la ayuda de todos estos años. A Sergio J. por la buena onda y la buena predisposición para encontrar las drogas en el droguero.

A Meri por los microanálisis y por darme esa felicidad inconmensurable que compartíamos juntas cuando daban bien, a Fer D. por aguantar mis gritos cuando los microanálisis daban. A Gabriel Cases, por todos los masas de alta resolución y a Jorge A. por los arreglos del instrumental.

A Gernot y José por los miles de RMN realizados. A todo el plantel no docente del departamento por la ayuda prestada. Sin duda se llevan un espacio especial en estos agradecimientos, los Pacce, mi

nueva familia hace ya más de 8 años, que siempre me acompañaron y apoyaron en todo. Gracias en especial a Adriana por esa ternura, ayudarme y acompañarme siempre, a Gerardo, porque siempre está y tiene una sonrisa para brindar, a M. Sol por todos los momentos vividos y ayudarme en todo lo que puede, a Matías, que pese a la distancia sigue desayunando con nosotros, y me hace reír y pelea en cuanta reunión familiar haya, a Ignacio, que pese a esa actitud de chico serio, me hace reír con su sarcasmo típico y sus historias. A Pau G. porque pese al poco tiempo que nos conocemos se convirtió en una excelente amiga con quien compartir mates y charlas, a Flor y Charly porque siempre me acompañan y se preocupan por mí.

A mis nuevos amigos, Sabri, Leo, Vale, Rodri, Luz, Carlitos, Fer y Mary por los excelentes momentos vividos y por acompañarme en este trayecto. A las pequeñas Chiari y Poti que nos alegran con sus travesuras. A Pablo, que lo tengo una vez por semana en casa pero que me hace divertir mucho, gracias por el aguante de siempre.

…Y a todos aquellos que me ayudaron y acompañaron en este camino, muchos de los cuales me conocen desde muy chica!

Índice

INTRODUCCIÓN

CAPÍTULO I

Tiooligosacáridos: Importancia y distribución en la naturaleza

Síntesis de Tiooligosacáridos

Desplazamiento nucleofílico de un buen grupo saliente por un tiol de un

azúcar

Adiciones de Michael o tipo Michael de un tioazúcar a un sistema carbonilo

α,β-insaturado. Adiciones a olefinas

Apertura de anillos de anhidro y tioanhidro azúcares por 1-tioazúcares

Reacciones de acoplamiento de azúcares catalizadas por enzimas

Reacciones de reordenamiento de sulfuros

Estudios de Actividad Biológica

Las glicosidasas o glicosil hidrolasas

Estructura y modo de acción de la β-galactosidasa de E. coli

Estudios de inhibición con tioglicósidos

Cinética Enzimática, inhibidores y curvas de cinética de inhibición

Cinética de Michaelis-Menten

Inhibidores enzimáticos

Bibliografía

CAPÍTULO II

Objetivos de la tesis

1

1

4

4

12

15

17

18

19

19

20

23

24

25

28

30

33

33

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

CAPÍTULO III – SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR ADICIÓN DE MICHAEL

Introducción

Síntesis de precursores

Síntesis de tiodisacáridos por adición conjugada al sistema α,β-insaturado

Acoplamiento de las 1-tioaldosas con las enonas

Acoplamiento in situ de las sales de isotiouronio

Reducción de las tioulosas

Obtención de los tiodisacáridos libres

Estudios de inhibición

Conclusiones

Bibliografía

CAPÍTULO IV – SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR APERTURA DE

EPÓXIDOS

Introducción

Estrategia I: Apertura de epóxidos obtenidos por oxidación del sistema α,β-

insaturado de la enona 107

Apertura del epóxido de 127 con 1-tioaldosas

Cambio del grupo protector de C-6 de 107

Síntesis de tiodisacáridos por apertura del epóxido 134

Estrategia II: Apertura de epóxidos obtenidos por reducción de Luche de la

enona y oxidación del alqueno remanente

Síntesis de epóxidos y sus precursores

Síntesis de tiodisacáridos por apertura de epóxidos

Obtención de los tiodisacáridos libres


Conclusiones

Bibliografía

37

37

38

45

45

48

49

54

57

59

61

63

63

68

70

75

78

82

82

95

119

125

127

128

CAPÍTULO V – SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR APERTURA DE TIIRANOS

DE AZÚCARES

Introducción

Síntesis de tiiranos de azúcares

Apertura de tiiranos por 1-tioaldosas

Reducción de disulfuros

Des-S-acetilación con cisteamina

Tioglicosidación

Obtención de los tiooligosacáridos libres


Conclusiones

Bibliografía

CAPÍTULO VI – DETERMINACIÓN DE LA CONFORMACIÓN DE LOS

TIODISACÁRIDOS Y ESTUDIO DE LA INTERACCIÓN ENZIMA-INHIBIDOR POR

RMN

Introducción

Resultados y Discusión

Tiodisacárido 117

Tiodisacárido 118

Tiodisacárido 179

Tiodisacárido 180

Conclusiones

Bibliografía

EXPERIMENTAL

CAPÍTULO VII – TÉCNICAS EXPERIMENTALES

Instrumentos y Métodos Generales

131

131

137

142

151

153

157

164

168

169

170

173

173

175

175

183

186

189

193

194

197

197

Síntesis de precursores

Síntesis de tiodisacáridos por adición de Michael

Síntesis de tiodisacáridos por apertura de epóxidos obtenidos por oxidación

del sistema α,β-insaturado de la enona 107

Síntesis de tiodisacáridos por apertura de epóxidos obtenidos por reducción

de Luche de la enona y oxidación del alqueno remanente

Síntesis de tiooligosacáridos por apertura de tiiranos de azúcares

Procedimiento general para la desacetilación de tiooligosacáridos

Estudios de inhibición enzimática

Métodos Computacionales

Experimentos de RMN

Bibliografía

APÉNDICE

Abreviaturas

Resumen

198

201

206

214

238

255

264

264

265

267

269

269

271

1

CAPÍTULO I

TIOOLIGOSACÁRIDOS: IMPORTANCIA

BIOLÓGICA, DISTRIBUCIÓN EN LA

NATURALEZA Y MÉTODOS DE SÍNTESIS

Entre los productos naturales renovables, los hidratos de carbono presentan una

particular versatilidad química y son, generalmente, fácilmente accesibles y de bajo

costo. Los análogos de hidratos de carbono en los cuales uno o más átomos de oxígeno

se han reemplazado por otros heteroátomos (en general, azufre, selenio ó nitrógeno)

desarrollan interesantes actividades biológicas. En particular, el reemplazo de átomos de

oxígeno interglicosídicos en oligosacáridos por azufre da lugar a los tiooligosacáridos.

En los últimos años, los tiooligosacáridos han ganado interés como potenciales

precursores de agentes terapéuticos basados en hidratos de carbono.1 También, los

tioazúcares revisten gran importancia en el campo de la biología estructural, pues

proporcionan información clave sobre los mecanismos de adhesión, reconocimiento y

de acción de enzimas hidrolíticas.2,3

La continua habilidad de las bacterias para resistir los tratamientos con los

antibióticos disponibles ha propiciado la búsqueda de alternativas para la inhibición y el

control de agentes patogénicos. Para muchos patógenos, las estructuras complejas de

hidratos de carbono en las glicoproteínas de las células del huésped proveen de puntos

de adhesión. La unión de los hidratos de carbono a las proteínas se realiza mediante

procesos de glicosidación, que a su vez, están relacionados a otros procesos biológicos

como el transporte de proteínas, la adhesión celular y la transducción de señales. En

general, los oligosacáridos se encuentran unidos a las proteínas por el grupo hidroxilo

de serina o treonina (O-glicanos) o el grupo amido de la asparagina (N-glicanos). El

reemplazo del oxígeno anomérico de los O-glicopéptidos por azufre, nitrógeno o

carbono son modificaciones en general bien toleradas por la mayoría de los sistemas

Tesis Doctoral Verónica Elena Manzano

2

biológicos. Una diferencia importante con los O-glicósidos es la mayor estabilidad de

los enlaces S- y N-glicosídicos a los ácidos.3b La ventaja de los tioazúcares en

comparación con sus análogos carbonados (C-glicósidos) radica en el hecho de que el

azufre puede actuar como un aceptor de puente de hidrógeno, al igual que en los

sustratos naturales, y por lo tanto, suele jugar un rol importante en la unión con

proteínas.3a

Por otro lado, los azúcares que contienen un átomo de azufre, ya sea en la unión

glicosídica o como sustituyente de algún otro carbono, poseen propiedades

fisicoquímicas únicas que difieren de las de sus análogos naturales, aunque mantienen la

solubilidad en agua.1b Estos tioazúcares conservan la geometría global de sus análogos

O-glicosídicos pero suelen ser resistentes a la hidrólisis enzimática.3a Las diferencias

entre las actividades biológicas radica en las variaciones geométricas, conformacionales

y de flexibilidad. Otro factor que también contribuye a la actividad biológica se basa en

las diferencias electrónicas, ya que el azufre es menos electronegativo y más polarizable

que el oxígeno.1b Estudios sobre tiooligosacáridos libres en solución sugieren que en su

interacción con proteínas pueden cambiar fácilmente la conformación por lo cual se

facilita su ubicación en el sitio catalítico.3a Es por ello que uno de los enfoques para el

estudio del mapa del sitio activo de las glicosil hidrolasas involucra el uso de

tiooligosacáridos que actúan como inhibidores competitivos de dichas enzimas2 y que

son resistentes a la acción de las mismas.

Se han descripto tiomiméticos de disacáridos con propiedades citotóxicas y

potencial terapéutico como agentes anticáncer,4 y se evalúan en el tratamiento de

leucemia y carcinomas humanos de páncreas y de cólon. Por lo general estos

tiomiméticos actúan como inhibidores específicos de enzimas que intervienen en el

crecimiento y viabilidad celular.

Si bien los polisacáridos azufrados (por ejemplo, aquellos que contienen grupos

sulfonatos o sulfatos) son bastante comunes en la naturaleza, no se han encontrado

tiooligosacáridos que contengan azufre en la estructura primaria del azúcar y en

realidad, existen pocos ejemplos de tioazúcares. En general, éstos pertenecen a la

familia de los glucosinolatos, aislados de vegetales, y las lincomicinas extraídas del

hongo actinomicete Streptomyces lincolnensis.

Introducción Capítulo I

3

Glucosinolato Lincomicina

Otro grupo de tioazúcares incluye a derivados en los cuales el azufre forma parte

de un anillo piranósico o furanósico. En esta categoría se encuentran la 5-tio-D-manosa,

que se aisló como azúcar libre en 1987 de la esponja marina Clatria pyramida y los 1,4-

tioanhidro azúcares, como el salacinol o el kotalanol, ambos aislados en 2002 de

Salacia Reticulata.1b,5 El salacinol se usa en India para el tratamiento de diabetes, ya

que produce inhibición del aumento de los niveles de glucosa sérica in vivo,

conjuntamente con la inhibición competitiva de α-glucosidasas como la maltasa,

sacarasa e isomaltasa. Por otro lado, el kotalanol mostró ser un inhibidor más potente de

la sacarasa que el salacinol.6

5-tio-D-manosa salacinol kotalanol

Aunque escasos en la naturaleza, el interés por los tioazúcares es creciente. Por

sus potenciales aplicaciones, los tiooligosacáridos son objeto de estudio en la actualidad

y se ha enfatizado en el desarrollo de métodos alternativos de síntesis de estos

compuestos.

SHO

OH

OSO3

OH

HO

HO

OH

OH

OH

SHO

OH

OSO3

OH

HO

HO


4

SÍNTESIS DE TIOOLIGOSACÁRIDOS

En los últimos años se han publicado numerosos trabajos de recopilación y

revisión sobre la síntesis y actividad biológica de tiooligosacáridos,3a,3b,7 por lo cual en

este capítulo nos limitaremos a mencionar algunos ejemplos ilustrativos sobre las

metodologías de síntesis del enlace S-glicosídico en tiooligosacáridos. Por claridad

agruparemos los métodos de síntesis de tiooligosacáridos de acuerdo a la reacción clave

empleada en la construcción del enlace tioglicosídico.7a

1) Desplazamiento nucleofílico de un buen grupo saliente por un tiol de un azúcar

(a través de una reacción de tipo SN2) o por glicosidación de un tioazúcar

aceptor con un donor glicosídico activado (por ejemplo, un halogenuro de

glicosilo)

2) Adiciones de Michael o tipo Michael de un tioazúcar a un sistema α,β-

insaturado. Adiciones a olefinas.

3) Apertura de anillos por 1-tioazúcares

4) Reacciones de acoplamiento de azúcares catalizadas por enzimas

5) Reacciones de reordenamientos de sulfuros

1) Desplazamiento nucleofílico de un buen grupo saliente por un tiol de un

azúcar

Esta estrategia sintética se basa en la menor basicidad y mayor nucleofilia del

átomo de azufre frente al de oxígeno. Por ello, a diferencia de la formación de los O-

glicósidos, la reacción análoga en los tioglicósidos puede basarse en el desplazamiento

SN2 de buenos grupos salientes, en particular debido a la alta nucleofilia del grupo

tiolato. Esta reacción es útil para sintetizar 1,1-tiodisacáridos a partir de halogenuros de

glicosilo. Por ejemplo, la síntesis de la 1-tiotrehalosa (4) involucra un primer paso de

activación del tiol 1 como el tiolato 2 en medio básico (NaMeO/MeOH) y luego el

ataque nucleofílico de éste a la acetocloroglucopiranosa (3). El tiodisacárido 4 se obtuvo

también por autocondensación de 3 en presencia de NaSH.8 Es importante mencionar

que las 1-tioaldosas se sintetizan en general por sustitución nucleofílica de un

halogenuro anomérico por un tiolato, como por ejemplo, el KSAc.


5

Una reacción similar entre el haluro de glicosilo 3 y el tioazúcar 5, que posee un

grupo tiol en la posición 4, llevó al correspondiente tiodisacárido 7, previa activación

del tiol como sal de sodio (6).8 La reacción de 8 con el tiol activado 2 es un ejemplo de

desplazamiento SN2 de un grupo saliente no anomérico, como método alternativo. El

producto 7 se obtuvo en forma estereocontrolada en hexametilfosforamida (HMPA),

solvente que favorece la nucleofilia del tiolato.

Este tipo de reacciones fue utilizada por Defaye y col. para la síntesis de 2-

tiokojibiosa y 2-tiosoforosa.9 En 1996, este grupo10 describió la síntesis de un

tetrasacárido por desplazamiento del ioduro primario de 9, haciendo uso de dos

condiciones. La primera implicaba la desacetilación total y formación del tiolato de 10,

por tratamiento con MeONa en DMF. La reacción de este último compuesto con 9

condujo, luego de acetilación, al producto deseado 12 (rendimiento 40%). Por otro lado,

el tratamiento de 11 con NaH en THF/DMF produjo la sal de sodio del 1-tioazúcar 11,

que desplazó nucleofílicamente el ioduro de C-6 de 9 obteniéndose el tetrasacárido 12

(rendimiento 92%). Este producto se desacetiló en las condiciones de Zemplén


6

(MeONa/MeOH) para dar el tetrasacárido libre 13. Es importante recalcar, que la

síntesis de los precursores 10 y 11 se realizó por el método antes descripto

(desplazamiento de un triflato por un tiolato en medio básico).11

Blanc-Muesser et al.12 diseñaron una metodología secuencial para la síntesis de

tiooligosacáridos basada en la S-desacetilación selectiva de 1-tio-α-D-glucopiranosa

pentaacetato (1) in situ y subsecuente activación. Esta metodología se basó en el

bloqueo diferencial de los grupos tioles en 1 y en 14. La reacción de 1 con 14 se llevó a

cabo en HMPA en presencia de 2-aminoetanotiol (cisteamina) y ditioeritritol (DTE). La

cisteamina produce la S-desacetilación selectivamente y el DTE es un agente reductor,

que mantiene al ión sulfuro en su forma reducida y evita la formación del disulfuro. El

tiodisacárido 15 se obtuvo con 75% de rendimiento y se convirtió en 17 por

desprotección del tritilo anomérico con acetato de fenil mercurio(II) en CH2Cl2/MeOH

y posterior acetilación. El ataque nucleofílico de 17 a 18, en las mismas condiciones

antes descriptas, llevó a la formación del tritiodisacárido 19.


7

Con este mismo enfoque el grupo de Driguez,13 sintetizó 4-tiocelooligosacáridos

a partir de 2,3,6-tri-O-benzoil-4-O-triflil-α-D-galactopiranósido (18) y la sal de sodio de

la 1,4-ditiocelobiosa (20). La reacción ocurrió en un solo paso, con catálisis de

cisteamina para desproteger el S-acetilo y activar el tiol por formación del anión sulfuro.

Para elongar la cadena, se hidrolizó el grupo metilo anomérico de 21 y se lo reemplazó

por tioacetato, a través de una secuencia de reacciones que involucraron acetólisis,

posterior formación del bromuro anomérico y sustitución del mismo con tioacetato de

tetrabutilamonio, para dar el compuesto 22. El intermediario 22 resultó un precursor

conveniente de los tiooligosacáridos 23 y 24, siguiendo el mismo esquema de

reacciones.


8

El grupo de Driguez14 también realizó la síntesis convergente de 4-

tiooligomaltósidos empleando reacciones de sustitución. El procedimiento involucraba

el acoplamiento del compuesto 25 con la 1-tioaldosa 1, catalizado por dietilamina y en

presencia de DTE, el cual condujo estereoselectivamente a la formación del 1,4-ditio-α-

maltósido 26. Este compuesto se convirtió por destritilación en 27, que sirvió como

donor para el posterior acoplamiento (rendimiento global, 59%). El mismo protocolo de

dos pasos se aplicó a los compuestos 1 y 27 para dar el tritiotrisacárido 28 y su derivado

29 con rendimientos de 78 y 96%, respectivamente. Por último el acoplamiento de 30

con los donores 27 ó 29 llevaron al tetratiotetrasacárido 31 o pentatiopentasacárido 32,

con rendimientos del 56 y 68 %, respectivamente. Si bien la estrategia sintética es la

misma que para la reacción de 1 y 14, la ventaja de este método radica en que es una

síntesis convergente, que no requirió aislamiento de los intermedios.

En 1997, Moreau y col.15 sintetizaron los derivados de la 4-tiocelobiosa 34 y 35

por tres métodos alternativos de sustitución nucleofílica. En el primer caso, la sal de

sodio del metil 4-tio-α-D-glucopiranósido (6) reaccionó con acetobromoglucosa (33)

obteniéndose, luego de la acetilación, el tiodisacárido 34 (52%). La segunda estrategia

involucró el desplazamiento nucleofílico del grupo triflato del metil 2,3,6-tri-O-benzoil-

4-O-triflil-α-D-galactopiranósido (18) por la sal de sodio de la 1-tio-β-D-glucosa (2),

reacción que condujo a 35 con 75% de rendimiento. En este último caso, la sal de sodio

de 1 se preparó in situ por S-desacetilación y activación con cisteamina.


9

Esta última estrategia aplicada al metil 2,3,6-tri-O-benzoil-4-O-triflil-β-D-

galactopiranósido (36, análogo de configuración β de 18) produjo el tiodisacárido 37

con bajo rendimiento (21%), siendo mayoritario el producto de eliminación, el metil

2,3,6-tri-O-benzoil-4-desoxi-α-L-treo-hex-4-enopiranósido (38, 46%).15 Este hecho

demostró que las reacciones de sustitución son muy sensibles a la estereoquímica global

de los precursores.

OOS

OMe

OBzBzO

OAc

AcOAcO

OAc

37

OBz

O

SAcOAc

AcOAcO

OAc

36

OOMe

OBzBzO

TfO OBz

+ ii) Ac2O, C5H5N

i) HMPA

1 O

OBz

BzOOBz

OCH3

+

38

Una metodología sintética estereoselectiva propuesta por el grupo de Ibatullin,16

empleó derivados de S-glicosil isotiourea para obtener tioglicósidos de configuración

1,2-trans. La metodología de Ibatullin involucraba la descomposición in situ de la sal de

isotiouronio (39) en la 1-tioaldosa correspondiente, por acción de una base, y la

reacción del tiol con un precursor adecuado, como 18. Se obtuvo así 35, en un solo paso

y en condiciones de reacción suaves. Mediante este método se prepararon, con buenos

rendimientos, compuestos que eran difíciles de sintetizar en otras condiciones. Los

autores informaron que la utilización de alquilaminas en lugar de K2CO3, presentaba la

ventaja de poder realizar la transformación en condiciones homogéneas y anhidras. En


10

efecto, como las alquilaminas son bases fuertes, promovían la conversión de las sales de

isotiouronio en el tiol y además, la activación del mismo por formación del ión tiolato.

Esta metodología se empleó para la síntesis de otros tiooligosacáridos. Así, en

un procedimiento convergente, se sintetizó estereoselectivamente tioxilooligosacáridos

a partir de precursores de S-glicosil isotiourea. De esta manera la S-glicosil isotiourea 40

reaccionó con desplazamiento del grupo saliente de 41, para dar 42 con buen

rendimiento (79%). Los tiooligosacáridos 44, 46 y 48, se sintetizaron en un

procedimiento secuencial a partir de 43, 45 y 47, por reacción con 41.16b

Morais y col.17 sintetizaron 1,1’-tiodisacáridos por acoplamiento de

aldopiranosas peracetiladas y 1-tioaldosas catalizados por BF3.Et2O. Por este método se

acoplaron glucosa, galactosa y fucosa per-O-acetiladas con 1-tioglucosa, 1-tiomanosa,

1-tiofucosa y 1-tiogalactosa, con buenos rendimientos (60-86%). Este procedimiento

tenía la ventaja de producir una mínima formación de productos secundarios, y se

evitaba el uso de acetobromoazúcar como donor de glicosilo, disminuyendo el número

de pasos involucrados. Así se sintetizó el tiodisacárido (1→1) 51 por reacción entre la

glucosa per-O-acetilada (49) y el derivado de la 1-tioglucosa (50).


11

Un método de sustitución muy usado para la O-glicosidación, es el método del

tricloroacetimidato. El grupo de Schmidt aplicó esta estrategia para la síntesis de

tioglicósidos.18 A modo de ejemplo se presenta la síntesis de 54, a partir de un

tricloroacetimidato de fucosa (52) con el tiol aceptor 53. Se usaron cantidades catalíticas

de triflato de trimetilsililo (TMSOTf), para la activación del imidato.

Con un enfoque distinto hacia la síntesis de tiodisacárdidos, el grupo de Chen19

utilizó MoO2Cl2 como catalizador de la tioglicosidación. Este catalizador se caracteriza

por ser prácticamente neutro, aunque actúa como ácido de Lewis y es resistente al agua.

Por reacción de glucosa pentaacetato (49) con el metil 2,3,4-tri-O-bencil-6-tio-α-D-

glucopiranósido (55) en presencia de un 10% molar del catalizador de molibdeno, se

obtuvo 56 con 74% de rendimiento. El producto retuvo la configuración de ambos

carbonos anoméricos.


12

2) Adiciones de Michael o tipo Michael de un tioazúcar a un sistema aceptor

carbonilo α,β-insaturado. Adiciones a olefinas.

Una aproximación interesante a la síntesis de tiooligosacáridos involucra

reacciones de adición, ya sea a sistemas α,β-insaturados como a olefinas. En trabajos

pioneros de Witczak20 se estudió la formación de enlaces tioglicosídicos por adición de

Michael de 1-tioaldosas a levoglucosenona (57), enona que se obtiene por degradación

de la celulosa. La adición de 1-tiofucosa (58) a levoglucosenona (57), catalizada por

Et3N, ocurrió estereoeselectivamente por la cara inferior de la molécula, debido al

impedimento estérico que genera el puente 1,6-anhidro. El rendimiento obtenido para la

ulosa 59 fue del 91%.

Por esta misma metodología también se obtuvo un tiodisacárido de

configuración β-Glc(1→4)-3-desoxiGlc (60),4 análogo de la celobiosa, por reacción

entre 57 y la 1-tioaldosa 50. La utilización de la levoglucosenona como aceptor de

Michael conduce a unidades de configuración 3-desoxi-gluco en el extremo reductor

(configuración S en C-4), como consecuencia de su conformación rígida y el efecto

estérico del anillo 1,6-anhidro.

En 2007, Witczak y col.21 sintetizaron 4-desoxi-(1→5)-5-C-tiodisacáridos

basados en la adición de Michael de la 1-tioaldosa 50 a la enona 61. Se obtuvo así el


13

tiodisacárido 62 con 94% de rendimiento. La reducción estereoselectiva del grupo

carbonilo de C-2 con L-selectride® y sucesivas etapas de protección y desprotección

condujeron al tiodisacárido libre 63 (72% de rendimiento global).

Un procedimiento de glicosidación muy conocido es el “Método de ensamblaje

de glicales” que produce 2-desoxi-glicósidos, por acción de un alcohol (donor) sobre el

glical (aceptor) con catálisis ácida. El grupo de Toste22 usó complejos de Renio(V), para

la preparación de 2-desoxi-tioglicósidos por adición de tioles a glicales (olefinas ricas

en electrones). El uso de complejos de alto estado de oxidación como catalizadores hace

que las reacciones sean compatibles con la presencia de aire y humedad. Además, las

condiciones suaves de reacción empleadas permiten la activación de olefinas reactivas

como los glicales. Este método requirió que los complejos se comporten como agentes

oxidantes. Se empleó como catalizador al complejo [ReOCl3(SMe2)(Ph3PO)] (64) por lo

cual evitó la reacción secundaria (reordenamiento de Ferrier) que se suele dar con los

ácidos de Lewis. La síntesis del compuesto 70 involucraba inicialmente la reacción

entre el glucal 66 y el galactal 65, catalizada por el complejo de renio 64, para dar el

disacárido 67 como único anómero con excelente rendimiento (92%). A este producto

(67) se le cambiaron los grupos protectores acetilo por bencilo y el compuesto resultante

(68) experimentó una subsecuente reacción con 69, catalizada por 64, para dar el

tiotrisacárido 70 con 74% de rendimiento.


14

En otra estrategia sintética alternativa, el grupo de Dondoni23 sintetizó

tiodisacáridos por acoplamiento tiol-eno fotoinducido. La alta eficiencia y selectividad

de la reacción radicalaria entre un grupo tiol y un alqueno, se utilizó para fotoinducir el

acoplamiento de 1-tioaldosas con alquenos de azúcares para dar 1,6-tiodisacáridos con

alta diastereoselectividad. A modo de ejemplo, por reacción de la 1-tioaldosa 50 con el

alqueno 71, en presencia de 2,2-dimetoxi-2-fenilacetofenona como fotoiniciador y por

irradiación con un laser de 365 nm, se obtuvo el tiodisacárido 72 con 89% de

rendimiento.

Ellis y col.24 estudiaron otro tipo de adiciones a olefinas, utilizando LiBF4 como

ácido de Lewis. En este caso, se trata de una reacción de reordenamiento de Ferrier en la

cual participan nucleófilos azufrados. El tiol 74 reaccionó con tri-O-acetil-D-glucal (73)

en acetonitrilo en una reacción mediada por LiBF4 (1,2 equiv.) para dar el 1,6-

tiodisacárido 75 con un 89% de rendimiento y como una mezcla 10:1 α/β.


15

En este grupo de estrategias sintéticas incluiremos las migraciones de doble

enlace descriptas por Kroutil et. al.,25 que sintetizaron tiodisacáridos insaturados

derivados de N-acetil glucosamina. El disacárido 78 se sintetizó mediante una reacción

de sustitución alílica SN2 a partir de 1-tioglucosamina 76 y el enopiranósido 77 con

catálisis básica de K2CO3. La sustitución alílica, con migración de doble enlace, ocurrió

en forma regio y estereoselectiva.

3) Apertura de anillos de anhidro y tioanhidro azúcares por 1-

tioazúcares

Uno de los trabajos pioneros sobre la reacción de apertura de anillos oxigenados

o azufrados de azúcares es el de Lundt y Skelbaek-Pedersen.26 En el mismo se describe

la apertura del 1,6-tioanhidroazúcar 79 por 1-tioglucosa (50), con catálisis ácida de

tetrafluoroborato de trietiloxonio (Et3O.BF4) para dar 80. Este β-tiodisacárido 80 puede,

a su vez, ser utilizado como donor de glicosilo (en el método de O-glicosidación del

tioglicósido).27

Los epoxiazúcares representan uno de los más versátiles bloques de construcción

para la síntesis de hidratos de carbono modificados. En efecto, la apertura del anillo

oxirano por nucleófilos da origen a compuestos de funcionalidades diversas y a una

variedad de estructuras.28


16

El grupo de Hashimoto29 empleó la apertura de un epóxido en la síntesis de

derivados de 2-tio-D-galactopiranósidos (82). Así, por reacción de 1,6:2,3-dianhidro-D-

talopiranosa (81) y la 1-tiofucosa (58), en solución concentrada de NaMeO/MeOH y

posterior reacetilación, se obtuvo el producto de apertura trans-diaxial (87%) por C-2

regioselectivamente. Este producto respondía a la regla de Fürst-Plattner.

En 1999, Knapp y Malolanarasimhan30 describieron la síntesis de tioglicósidos

de D-manosa con enlaces α(1→2) a partir de episulfuros de glicales. La síntesis utilizó

como precursor de la glicosidación al compuesto 83, que al tratarse en condiciones

básicas (MeONa/MeOH), generó un intermediario de reacción que se postuló como el

episulfuro 85. La apertura nucleofílica del anillo de tres miembros por el tiolato 84,

produjo como productos de reacción los compuestos 87-89, y también se aisló 86.


17

4) Reacciones de acoplamiento de azúcares catalizadas por enzimas

Dentro del campo de la biotecnología, se exploró el uso de enzimas para la

construcción de enlaces tioglicosídicos como estrategia alternativa para la síntesis de

tiodisacáridos. Así, el compuesto 92 se sintetizó por tratamiento del derivado 90 con el

donor de glicosilo 91, en presencia de una tioglicoligasa (E171A, β-glucosidasa de

Agrobacterium sp.).31 Esta enzima es una hidrolasa mutante que había sido introducida

con fines sintéticos por el grupo de Whithers.32 Las tioglicoligasas son capaces de

transferir un donor reactivo como 90, vía un intermediario glicosil-enzima a un grupo

tiol aceptor.

Por otro lado, el grupo de Withers,33 sintetizó tiodisacáridos usando dos enzimas

distintas: la Abg E171A y la Man2A E429A (β-manosidasa de Cellulomonas fimi). Por

ejemplo, el compuesto 93 se incubó con 94 o con 96 en presencia de E171A o E429A,

para dar, respectivamente, los tiodisacáridos 95 y 97 con rendimientos 64 y 35 %.


18

5) Reacciones de reordenamientos de sulfuros

Johnston y Pinto34 sintetizaron el tioanálogo del soforósido a partir del 1,1’-

tioglicósidos por reordenamientos 1,2-disulfuro. Este método es interesante y constituye

una nueva categoría dentro de las técnicas clásicas, a pesar de que sea sólo aplicable a la

síntesis de 1,2-tioglicósidos. El método utiliza la alta reactividad y estereoselectividad

de los reordenamientos de sulfuros. Por ejemplo, la reacción de la 1-tioaldosa 98 con el

cloruro de glicosilo 99, procedió con inversión de la configuración tipo SN2 del centro

anomérico de la glucopiranosa para dar mayoritariamente el compuesto 100 (α-D-

mano(1→1)β-D-gluco). Este producto se obtuvo con una pureza diasteromérica mayor

al 90%. El grupo acetato de C-2 de 100 se hidrolizó por metanólisis y el hidroxilo

resultante se convirtió en un buen grupo saliente por mesilación, para dar 101. Por

reflujo en un buffer metanólico, 101 experimentó la migración de 1,2-tioglicosilo, vía

un intermediario catiónico, para dar 102 como una mezcla de anómeros α:β 3:1.


19

ESTUDIOS DE ACTIVIDAD BIOLÓGICA

LAS GLICOSIDASAS O GLICOSIL HIDROLASAS

Las glicosidasas y sus inhibidores han adquirido gran interés en la última

década, y muchos grupos de investigación se encuentran avocados al diseño de

inhibidores de glicosidasas altamente potentes y selectivos.6 Los inhibidores de las

glicosidasas son interesantes por su potencial aplicación como quimioterapéuticos en el

tratamiento de diabetes y de ciertas infecciones por virus y hongos. Se prevé que el

interés de los inhibidores como agentes terapéuticos se incrementará a medida que

aumente la comprensión del rol de las glicosidasas en los procesos de reconocimiento a

nivel celular.35

Existen al menos 76 familias distintas de glicosidasas. La estructura

tridimensional para las distintas enzimas está caracterizada para al menos 30 de estas

familias, revelando una gran diversidad estructural a pesar de que todas estas enzimas

catalizan la misma reacción, es decir la ruptura del enlace glicosídico que libera al

azúcar hemiacetálico.

Desde la década del ´40 se sabe que la glucono-1,5-lactona (I) actúa como un

potente inhibidor de β-glucosidasas, entre las que se cuenta la aislada de almendras. Se

considera que esto se debe a las similitudes de la estereoquímica, la conformación y la

carga de la lactona con el estado de transición carbocatiónico involucrado en la

hidrólisis del piranósido (Figura 1.1).36 Reese y col.37 postularon que el grupo lactona

simula parcialmente la carga del ión intermediario oxocarbonio II (Figura 1).

Figura 1.1 Glucono-1,5-lactona como un análogo del estado de transición

La importancia relativa de estos dos factores para las glicosidasas, resumidos en

los conceptos “forma” y “carga”, es un continuo tema de debate. En este sentido, se

enfatizó la importancia de la “forma”, dado que se considera que la enzima debería


20

unirse al estado de transición más fuertemente que al sustrato, para poder catalizar

efectivamente la reacción, y por lo tanto, análogos del estado de transición serían

potentes inhibidores. La importancia de la “carga” se mostró mediante modelado

molecular de los sustratos y los inhibidores en el sitio activo de la enzima, basados en

los análisis de cristalografía de rayos X, que mostraba que un grupo carboxilato de la

proteína estabilizaba al ión intermediario oxocarbonio sin la necesidad de formar un

éster glicosídico.35

Se suelen observar complejos de hidratos de carbono-proteínas en la interacción

entre los hidratos de carbono y los residuos de amino ácidos aromáticos. En general, se

caracterizan por una orientación paralela del anillo de la piranosa o furanosa con el

anillo aromático del residuo del aminoácido. Se cree que la interacción π-hidrato de

carbono juega un rol importante en la formación de estos complejos.38 Es por esto, que

en la búsqueda de inhibidores de glicosidasas se han sintetizado compuestos que poseen

nitrógenos como sustituyentes, debido a que no sólo generarían una interacción π

favorable, sino que además son aceptores de puentes de hidrógeno.39 Estos enlaces de

hidrógeno son también de gran importancia en el mecanismo de acción de las

glicosidasas. Por lo tanto, otra aproximación válida para la búsqueda de inhibidores de

glicosidasas son los tioazúcares y los carbaazúcares.6

El reemplazo de uno o varios grupos hidroxilos de un azúcar, especialmente por

hidrógeno y flúor, fue usado para analizar la interacción de los azúcares con las

enzimas. En este sentido, son muchos los investigadores que estimaron la contribución

individual de cada grupo hidroxilo de un azúcar en la unión del estado de transición a la

enzima durante el proceso enzimático, por comparación de la velocidad de hidrólisis del

compuesto original y el modificado (por ejemplo, el desoxigenado).40 Así, se puede

mencionar que la presencia del hidroxilo de C-4 en el monosacárido del extremo no

reductor era necesaria para la actividad catalítica. La desoxigenación de dicho grupo,

producía una disminución de la actividad de la β-galactosidasa de E. coli.41

ESTRUCTURA Y MODO DE ACCIÓN DE LA β-GALACTOSIDASA DE E. COLI

La β-galactosidasa de E. coli42 es una enzima que hidroliza lactosa y β-

galactósidos a los respectivos monosacáridos libres. Esta enzima posee dos actividades

catalíticas (Figura 1.2). La primera hidroliza el disacárido de lactosa a galactosa y


21

glucosa (actividad hidrolítica), y la segunda convierte la lactosa en otro disacárido, la

alolactosa (actividad transglicosídica). Debido a la promiscuidad de la enzima, la

alolactosa es hidrolizada por la enzima en glucosa y galactosa. 43

Figura 1.2 Esquema general de la acción de la β-galactosidasa en el sustrato natural

Estudios de cristalografía de rayos X para la unión de la alolactosa con la

enzima, mostraron que la interacción de la proteína con la glucosa era poco específica.

Esta interacción gobernaba el balance entre la transglicosidación y la hidrólisis. Si la

unión a la glucosa en el sitio activo de la enzima es específica y fuerte, luego la

transglicosidación es la predominante. En cambio si, como se observa

experimentalmente, dicha interacción es débil entonces predomina la hidrólisis.42

La β-galactosidasa reconoce específicamente residuos de β-galactopiranosa e

hidroliza el enlace glicosídico enlazado a una amplia variedad de agliconas. La

introducción de grupos cromóforos en sustratos de la enzima son de utilidad para el

seguimiento de las reacciones de hidrólisis por espectrofotometría.42

La estructura de la enzima es la de un tetrámero compuesto por cuatro cadenas

de polipéptidos compuestas por 1023 aminoácidos, cada una de estos tetrámeros posee

dos sitios activos (Figura 1.3). Dichos sitios activos tienen residuos de una variedad de

aminoácidos distintos que están bien separados y presumiblemente actúan de manera

independiente. No obstante, como se requieren de dos monómeros para completar un

sitio activo, se cree que cada monómero individualmente es inactivo.

La enzima requiere de Na+ y Mg2+ para su máxima actividad, este último se

encontró en el sitio activo de las dos formas cristalinas de la enzima nativa.


22

Figura 1.3 Estructura de la β-galactosidasa de E. Coli

La acción hidrolítica de la β-galactosidasa ocurre con retención de la

configuración anomérica. El mecanismo que se postuló para su acción se presenta a

continuación (Figura 1.4). En dicha figura, se muestra que hay dos grupos carboxilo

participantes, que están separados por 5,5 Å y que son claves en el mecanismo de

acción catalítica de la enzima. Este mecanismo involucra un doble desplazamiento a

través de un intermediario covalente glicosil-enzima, el cual es consistente con las

distancias observadas. En el primer paso, un grupo ácido carboxílico de la proteína

actúa como un catalizador ácido, protonando el oxígeno exoglicosídico (I) y

promoviendo la ruptura del enlace (II). Un segundo grupo carboxilo actúa como

nucleófilo por la cara α (II), formando un enlace covalente entre el C-1 y la enzima. En

un segundo paso, el carboxilato de la cadena lateral, desprotona a la molécula de agua

(III), que luego ataca nucleofílicamente al centro anomérico, liberando el azúcar (V) vía

un estado de transición del tipo de IV. Ambos pasos, ocurren vía intermediarios

oxocarbonio (II y IV).44 La doble inversión de la configuración en el centro anomérico

resulta en retención de la configuración del hemiacetal, respecto del glicósido de partida


23

(Figura 1.4). Se cree que Glu537 es el nucleófilo catalítico, por formación de un enlace

covalente con el sustrato.

Figura 1.4 Esquema general para la hidrólisis de un sustrato por una glicosidasa

con retención de la configuración

ESTUDIOS DE INHIBICIÓN CON TIOGLICÓSIDOS

Ya se ha mencionado que los tioazúcares han atraído considerable atención

como sondas convenientes para estudios de inhibición enzimática. En particular, los

tioazúcares en los cuales el azufre se encuentra como puente entre dos monosacáridos,

sirven como un excelente modelo para estos estudios de mecanismos de acción, debido

a su similitud con sus contrapartes naturales.

El interés en los tiodisacáridos y tiooligosacáridos como posibles inhibidores de

glicosidasas promovió el desarrollo de distintas estrategias sintéticas para su

preparación y estudio de sus actividades biológicas.4,12-13,20,29,45

A modo de ejemplo, Jiménez-Barbero y colaboradores46 mostraron que el metil

4-tiolactósido es un inhibidor de la β-galactosidasa de E. Coli (Ki ~ 7,7 mM) y compite

con la lactosa por el mismo sitio de unión en la enzima. Este grupo demostró, por RMN

y cálculos de mecánica cuántica, que la forma tridimensional del sustrato y del inhibidor


24

en el sitio activo de la enzima depende de la naturaleza química de los compuestos, por

ejemplo, según se trate de C-, N- ó S-glicósidos. La estructura tridimensional es

básicamente el resultado de dos variaciones conformacionales distintivas: la distorsión

de la silla de cada unidad y la rotación alrededor del enlace glicosídico.

Witczak sintetizó un análogo de la fucosa 103, que resultó ser un inhibidor

competitivo (Ki = 6,8 たM) de la α-L-fucosidasa de epidermis bovina y un inhibidor del

tipo mixto de la α-L-fucosidasa tanto de riñón bovino (Ki = 5,9 たM) como de placenta de

humano (Ki = 6,1 たM).47

También es interesante notar que la presencia de grupos hidrofóbicos distales al

residuo de tiogalactosa exalta la actividad inhibitoria,48 por ejemplo, el feniletil β-

tiogalactopiranósido se comporta como un inhibidor fuerte de la β-galactosidasa.49

CINÉTICA ENZIMÁTICA, INHIBIDORES Y CURVAS DE CINÉTICA DE INHIBICIÓN

La cinética enzimática estudia la velocidad de las reacciones químicas

catalizadas por enzimas y el mecanismo catalítico. La medición se realiza siempre en las

condiciones óptimas de pH, temperatura, presencia de cofactores, entre otros, y a

concentraciones saturantes de sustrato con respecto a la enzima. En estas condiciones, la

velocidad de reacción observada es la velocidad máxima (Vmax). La velocidad se

determina midiendo la aparición de los productos o la desaparición de los sustratos.

Generalmente la liberación de compuestos con algún grupo cromóforo se cuantifica por

espectrofotometría.

Al seguir la velocidad de aparición de producto en función del tiempo se obtiene

la llamada curva de avance de la reacción. En un principio, la cantidad de producto

formado aumenta linealmente con el tiempo. A medida que la reacción transcurre, la

velocidad de formación del producto disminuye porque se va consumiendo el sustrato.

Para evitar esta complicación, en los ensayos enzimáticos, se procede a medir la

velocidad inicial de la reacción (vo) que se determinará a partir de la pendiente de la

curva de avance a tiempo cero, para que las mediciones sean independientes de la


25

concentración de sustrato [S]. Además, en estas condiciones, la medición es también

independiente de la reacción inversa, ya que la cantidad de producto formado es tan

pequeña que la reacción inversa es despreciable. De esta forma se simplifican

enormemente las ecuaciones de velocidad.36

Para estudiar la cinética enzimática se mide el efecto de la variación de la

concentración inicial de sustrato ([S]o) sobre la velocidad inicial de la reacción,

manteniendo la cantidad de enzima constante (Figura 1.5). Cuando [S]o es pequeña, la

velocidad inicial es directamente proporcional a la concentración de sustrato, y por

tanto, la reacción es de primer orden. A altas [S]o, la enzima se encuentra saturada por el

sustrato, y la velocidad ya no depende de [S]o. En este punto, la reacción es de orden

cero y la velocidad es máxima (Vmax).

Figura 1.5 Representación de la velocidad vs. Concentración de sustrato

CINÉTICA DE MICHAELIS-MENTEN

El modelo de cinética enzimática de Michaelis-Menten para una reacción de una

enzima con un único sustrato tiene dos pasos claves. En primer lugar, ocurre una

reacción bimolecular entre la enzima E y el sustrato S, formándose el complejo enzima-

sustrato ES, caracterizada por una constante de velocidad k1. La segunda etapa consiste

en una reacción unimolecular en la que este complejo se disocia, ya sea, para formar el

producto (k2) o bien para regenerar el sustrato y la enzima (k-1) (Figura 1.6). Este


26

modelo supone que nada del producto revierte al sustrato inicial, condición que se

cumple en el estado inicial de la reacción antes de que la concentración de producto sea

apreciable.

A bajas concentraciones de sustrato, la enzima permanece en un equilibrio

constante entre la forma libre E y el complejo enzima-sustrato ES. Al aumentar la

concentración de sustrato ([S]), aumenta la concentración de complejo enzima-sustrato

([ES]) a expensas del consumo de enzima, desplazando el equilibrio de la reacción hacia

la derecha. Puesto que la velocidad de reacción depende de la [ES], la velocidad es

sensible a pequeños cambios en la [S]. A altas [S], la enzima se satura y sólo queda la

forma unida al sustrato ES. Bajo estas condiciones, la velocidad de la reacción deja de

ser sensible a pequeños cambios en la [S].

Figura 1.6 Ilustración del mecanismo de reacción enzimática

La ecuación de Michaelis-Menten describe la dependencia entre la velocidad de

la reacción y la [S]. Esta ecuación refleja la velocidad catalítica bajo las condiciones de

estado estacionario (la concentración del intermediario permanece invariable) del

complejo enzima-sustrato. Planteando las ecuaciones correspondiente para el

intermediario, reorganizando y sustituyendo, se obtiene la ecuación que se presenta a

continuación.50 懸 = 倦態 × [継鯨] = 蝶尿尼猫[聴]懲尿袋 [聴] donde 計陳 = 賃鉄袋賃貼迭賃迭 ≈ [帳][聴][帳聴]

Como se puede deducir de la ecuación anterior a concentraciones bajas de

sustrato, cuando [S] es mucho menor que Km, la velocidad es directamente proporcional

a la concentración de sustrato e igual a v = [S]×Vmáx/Km. A concentraciones elevadas de

sustrato, cuando [S] es mucho mayor que Km, la v = Vmáx, o sea Vmáx es independiente de

la concentración de sustrato.

Sustratro Productos

Enzima Complejo Enzima˗Sustratok1

k-1

k2


27

La constante de Michaelis, Km, se define como la concentración de sustrato en la

cual la velocidad de la reacción enzimática es la mitad de su valor máximo (1/2 Vmax). Si

k2 es mucho menor que k-1, la constante de Michaelis es igual a la constante de

disociación del complejo ES (Kdis = k-1/k1). Un valor de constante de Michaelis alta,

indica una unión débil, mientras que una baja indica una unión fuerte.

Para linearizar la ecuación de Michaelis-Menten, se plantean las gráficas de

Lineweaver-Burk, que es la forma más común de mostrar los datos cinéticos. Para ello,

se representan las inversas de los dos miembros de la ecuación anterior (1/v vs 1/[S]). El

resultado de este tipo de representación es una línea recta cuya ecuación se presenta a

continuación. Como se observa en la Figura 1.7, el valor de 1/Km se obtiene a partir de

la abscisa al origen mientras que el de 1/Vmax corresponde al valor de la ordenada al

origen.

な懸 = 計陳撃陳銚掴[鯨] + な撃陳銚掴

Figura 1.7 Ecuación y gráficas de Lineweaver-Burk

Generalmente, las gráficas de Lineweaver-Burk arrojan mediciones buenas en

altas y medias concentraciones de sustrato, generando estimaciones bastante exactas de

la Vmax y de la Km.


28

INHIBIDORES ENZIMÁTICOS

Los inhibidores enzimáticos son moléculas que se unen a las enzimas y

disminuyen su actividad catalítica. La unión de un inhibidor puede evitar que el sustrato

entre en el sitio activo de la enzima o puede obstaculizar que la enzima catalice su

reacción. La unión del inhibidor puede ser reversible o irreversible. Los inhibidores

irreversibles suelen reaccionar con la enzima y cambiar su estructura química

permanentemente, mientras que los reversibles se unen de manera no covalente.

Existen tres tipos de inhibidores reversibles, que pueden ser descriptos

cuantitativamente en términos de la unión del inhibidor a la enzima y al complejo

enzima sustrato, y sus efectos en las constantes cinéticas de la enzima.51 En el esquema

clásico de Michaelis-Menten, una enzima (E) se une a su sustrato (S) para formar el

complejo enzima-sustrato (ES). En la catálisis, este complejo se rompe para liberar el

producto P y la enzima E. El inhibidor (I) puede unirse tanto a E como a ES con las

constantes de disociación Ki o KiI, respectivamente. La constante de inhibición (Ki) da

una medida de la actividad del inhibidor.

Inhibición competitiva, el sustrato y el inhibidor compiten por el sitio activo

de la enzima. El ingreso del inhibidor al sitio activo impide la entrada del sustrato. Este

tipo de inhibición puede superarse a concentraciones suficientemente altas del sustrato.

Los inhibidores competitivos son a menudo de estructura similar al sustrato. La Vmax no

resulta alterada por el inhibidor competitivo, aunque éste incrementa el valor de Km (es

decir, el inhibidor interfiere con la unión del sustrato a la enzima).

な懸 = な撃陳銚掴 + 計陳撃陳銚掴磐な + [荊]計沈卑な[鯨]


29

Inhibición no competitiva, en este tipo de inhibición la unión con el sustrato

no se ve afectada. El inhibidor y el sustrato se unen reversiblemente y al azar en sitios

independientes. La unión con un ligando no tiene efecto en la constante de disociación

del otro (tienen afinidades idénticas por E y ES). Sin embargo, el complejo enzima-

sustrato-inhibidor (ESI) es inactivo. Como resultado, el grado de la inhibición depende

solamente de la concentración del inhibidor. La Vmax disminuye a VImax y la intersección

con el eje de ordenadas está aumentada. Sin embargo la inhibición no competitiva no

cambia el valor de Km (es decir, no afecta la unión del sustrato a la enzima).

怠塚 = 怠蝶尿尼猫内 + 懲尿蝶尿尼猫内 [聴] donde 撃陳銚掴彫 = 蝶尿尼猫怠袋 [内]凪日

Inhibición de tipo mixta, tanto el inhibidor como el sustrato se pueden unir a

la enzima al mismo tiempo. La unión del inhibidor afecta la del sustrato y viceversa.

Aunque es posible que los inhibidores se unan al sitio catalítico, generalmente, este tipo

de inhibición resulta de un efecto alostérico donde el inhibidor se une a otro sitio

distinto del sitio activo produciendo un cambio de conformación de la enzima, de modo

que la afinidad del sustrato se reduce. Este tipo de inhibición se puede reducir, pero no

revertir con aumento de las concentraciones del sustrato. Los inhibidores de tipo mixto

interfieren con la unión del sustrato (incremento de Km) y dificulta la catálisis en el

complejo ES (disminución de la Vmax).

Las gráficas de Lineweaver-Burk suministran información acerca del tipo de

inhibición.

1/v 1/v 1/v

1/[S] 1/[S] 1/[S]

Inhibidor Competitivo Inhibidor No Competitivo Inhibidor de tipo Mixto

1/Vmax -1/Km

1/VImax


30

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INTRODUCCIÓN

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33

CAPÍTULO II

OBJETIVOS DE LA TESIS

Los hidratos de carbono participan en eventos de reconocimiento que inician la

respuesta inmunológica a infecciones bacterianas o virales y en procesos relacionados

con la inflamación y metástasis.2 Todos estos procesos se encuentran involucrados en la

progresión de un buen número de enfermedades. La unión de patógenos y de toxinas a

la superficie de células huésped es mediada por hidratos de carbono. Los virus emplean

también receptores oligosacarídicos para iniciar la infección. Si bien los procesos de

reconocimiento están fuertemente implicados en el progreso de enfermedades, en

algunos casos son parte de la cura de las mismas. Sin embargo, los oligosacáridos no

son buenos agentes terapéuticos por una variedad de razones, en particular, se degradan

con facilidad por acción de glicosidasas digestivas, plasmáticas o celulares y también

porque en general interactúan con sus blancos con baja afinidad. Para superar estas

dificultades se emplean comúnmente glicomiméticos.

La terminología “glicomimético” o “mimético de hidrato de carbono” se refiere

a un derivado de hidrato de carbono, u otro compuesto, con múltiples funcionalidades

hidroxilo con apariencia estructural a un azúcar y que además es capaz de desarrollar

algún tipo de actividad biológica con respecto a un determinado proceso. Se han

sintetizado un buen número de miméticos de oligosacáridos en los cuales el átomo del

enlace interglicosídico se ha reemplazado por otro heteroátomo o un grupo metileno. En

particular, el reemplazo de uno o más átomos de oxígeno del enlace interglicosídico de

un oligosacárido por átomos de azufre produce tiooligosacáridos. Esta modificación no

altera la estructura global del mimético respecto del compuesto natural, pero induce

algunos cambios en sus propiedades físicas y químicas. Por ejemplo, los

tiooligosacáridos son generalmente resistentes a las enzimas hidrolíticas3 y en muchos

casos actúan como inhibidores de las mismas.1 Al inhibir ciertas enzimas específicas de

microorganismos patógenicos se interfieren procesos metabólicos esenciales y, de esta

manera, se impide su desarrollo y crecimiento. También la inhibición enzimática es


34

fundamental en la terapia de diversas enfermedades (incluso la diabetes) y los

tiooligosacáridos son particularmente valiosos como inhibidores pues son tolerados por

la mayoría de los sistemas biológicos. Asimismo, los tiooligosacáridos han demostrado

ser excelentes herramientas para la elucidación de la bioquímica de muchos procesos.3c

Estas interesantes propiedades asociadas a los tiooligosacáridos han incentivado el

desarrollo de una variedad de métodos de síntesis de los mismos.7-34

En vista de la importancia biológica de los tiooligosacáridos, en particular como

inhibidores enzimáticos y como herramientas útiles en glicobiología, se plantea como

objetivo general de este trabajo de tesis el diseño y síntesis de tiodisacáridos y

tiotrisacáridos, con construcción estereoselectiva del enlace S-glicosídico. Estas

moléculas se diseñaron de modo que contuvieran azúcares biológicamente importantes,

como glucosa o galactosa, como extremo no reductor pues estas unidades son

generalmente reconocidas por las enzimas e interactúan con ellas (epitopes). Se propone

también la evaluación de los mismos como inhibidores de enzimas hidrolíticas (glicosil

hidrolasas o glicosidasas).

Como continuación de trabajos previos de este laboratorio sobre síntesis

convenientes y reactividad de enonas de azúcares (dihidropiranonas quirales) se

emplearán estos sintones como precursores del extremo reductor de tiooligosacáridos.

La ventaja de estas enonas radica en la presencia del sistema carbonílico α,β-insaturado

que las convierte en sustratos adecuados para una variedad de reacciones bien

establecidas.

Se propone como objetivo específico de este trabajo de tesis, el diseño y

desarrollo de diversas metodologías para la construcción del enlace tioglicosídico

haciendo uso de las siguientes reacciones:

Adiciones conjugadas (adiciones de Michael) de 1-tioaldosas a enonas

derivadas de azúcares.

Apertura nucleofílica de epóxidos de enonas (dihidropiranonas) por 1-

tioaldosas

Apertura nucleofílica por 1-tioaldosas de epóxidos derivados de azúcares

Apertura nucleofílica de tiiranos (episulfuros) derivados de azúcares por 1-

tioaldosas

Objetivos de la Tesis Capítulo II

35

Asimismo, se evaluarán los tiooligosacáridos obtenidos como posibles

inhibidores de glicosidasas (galactosidasa de E. coli y glucosidasa aislada de

almendras).

Se estudiará la cinética enzimática de inhibición de glicosil hidrolasas de los

S-oligosacáridos.

Se realizarán estudios conformacionales de los tiooligosacáridos.

Se analizará la interacción de los tiodisacáridos con la enzima.

Bibliografía

Las referencias corresponden al capítulo I (Introducción).

37

CAPÍTULO III

SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR

ADICIÓN DE MICHAEL

Las enonas derivadas de azúcares (dihidropiranonas) son bloques de

construcción versátiles para la síntesis de productos naturales. Su utilidad como

precursores quirales reside en que poseen un número reducido de grupos hidroxilos y

estereocentros en su estructura, en comparación con los monosacáridos de los cuales

derivan, y por la presencia del grupo carbonilo α,β-insaturado son sustratos de un buen

número de reacciones bien establecidas. La conjugación del grupo carbonilo y la olefina

hacen que las enonas de azúcares sean susceptibles a una gran variedad de reacciones

regioselectivas.1

En nuestro laboratorio se estudió en detalle la síntesis, estabilidad,

conformación y reactividad de estas moléculas.2 Se encontró que la glicosidación de 2-

acetoxiglicales acilados catalizada por ácidos de Lewis, como el SnCl4, producía enonas

de azúcares. El uso de un ácido de Lewis presentó como ventajas que el método resultó

ser diasteroselectivo, en favor del anómero α, y que además, se obtenían los 3-hexen-2-

ulósidos en un solo paso de reacción y con rendimientos muy buenos.3 Esto permitió

reducir los pasos de reacción y mejorar los rendimientos con respecto a los métodos

clásicos de síntesis de estas moléculas.

También se sintetizaron ambos enantiómeros de dihidropiranonas derivadas de

pentosas en condiciones de estereocontrol. Así, se describió la síntesis enantioespecífica

de los dos enantiómeros de la 2-benciloxidihidropirán-3-ona a partir de arabinosa.4 La

versatilidad de las enonas y su uso en diversos tipos de reacciones se puso de manifiesto

en las reacciones estudiadas en el laboratorio. Entre ellas se encuentran la adición

conjugada de tioles sencillos al sistema carbonilo α,β-insaturado5 y la factibilidad del

uso de las dihidropiranonas como dienófilos en las cicloadiciones de Diels Alder.3b,6

También, se estudió el estereocontrol facial en dichas adiciones.7


38

Dentro de las dihidropiranonas, la más popular es la levoglucosenona (1,6-

anhidro-3,4-didesoxi-β-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa, 57), que se ha usado

como precursor quiral en la síntesis de algunos productos naturales estructuralmente no

relacionados con los hidratos de carbono. También se empleó en reacciones de adición

de Michael altamente diastereoselectivas,8 y en la preparación de azúcares “raros” (no

naturales).9 Witczak y col. sintetizaron α y β (1→4)-tiodisacáridos que contenían

residuos de D-glucosa, D-galactosa, D-manosa y L-fucosa mediante reacciones de

Michael aplicadas a levoglucosenona.9 Los resultados obtenidos mostraron alta

estereoselectividad facial en la reacción de adición, debido a la rigidez del sistema

bicíclico y al impedimento estérico del puente 1,6-anhidro en la cara superior. La

adición de 50 al sistema conjugado de 57,9c ocurrió con altos rendimientos bajo

catálisis de Et3N. La reducción de la función carbonilo de C-2 con L-selectride, seguida

de acetilación y acetólisis del ciclo 1,6-anhidro, condujo a 60 como una mezcla de

anómeros con un rendimiento del 60%.


Como uno de los primeros objetivos de este trabajo, nos propusimos la síntesis

de 3-desoxi-tiodisacáridos con unidades de configuración D-galacto y D-gluco en el

extremo no reductor, compuestos que al momento no habían sido descriptos en

literatura. Éstos podían obtenerse por adición de Michael de 1-tioaldosas a enonas

(dihidropiranonas) derivadas de hidratos de carbono, de acuerdo al siguiente esquema

retrosintético.

Síntesis de tiodisacáridos de Adición de Michael Capítulo III

39

En primera instancia, se procedió a la preparación de la 2-propil 6-O-acetil-3,4-

didesoxi-α-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa (107), según el procedimiento

comúnmente usado en el laboratorio. La secuencia empleada se indica en el siguiente

esquema sintético (Figura 2.1).

Figura 2.1 Síntesis de la enona 107

El compuesto de partida era la penta-O-acetil-β-D-galactopiranosa comercial

(104) que se trató con HBr/HAcO para dar acetobromogalactosa (105). Por tratamiento

de 105 con DBU (1,8-Diazabiciclo[5.4.0]undec-7-eno) en CH2Cl2 se obtuvo el 2-

acetoxi-3,4,6-tri-O-acetil-D-galactal (106), como un sólido cristalino con 90% de

rendimiento. Para la obtención de la dihidropiranona 107, el glical 106 se trató con

SnCl4 en i-propanol. La obtención del producto 107 involucra un doble reordenamiento

de Ferrier de 106 con eliminación de dos moléculas de acetato (Figura 2.2). A

continuación se esquematiza el mecanismo propuesto para dicha reacción,2 que resulta

estereoselectiva en favor del anómero α.


40

Figura 2.2 Reordenamiento de Ferrier con doble eliminación de acetato

El estudio conformacional de estos compuestos por espectroscopía de RMN-1H

indicaba que debido a la planaridad y rigidez del sistema carbonílico α,β-insaturado,

sólo era posible un equilibrio entre dos formas sobre: 0E y E0.

Para 107, de configuración anomérica α, la conformación 0E era la preferencial,

por encontrarse estabilizada por efecto anomérico y por la disposición cuasi-ecuatorial

del sustituyente voluminoso de C-6. La preferencia de 107 por esta conformación

explicó muchos de los resultados obtenidos en este trabajo.

El espectro de RMN-1H de la 2-propil 6-O-acetil-3,4-didesoxi-α-D-glicero-hex-

3-enopiranosid-2-ulosa (107, Figura 2.3) mostraba, entre otras señales, un singulete

ancho a δ 4,98 (H-1) y dos dobletes a 6,16 y 6,97 ppm, correspondientes a los

hidrógenos vinílicos H-3 y H-4, respectivamente. En el espectro RMN-13C de 107

(Figura 2.3 (b)) se identificaron claramente los carbonos de doble enlace a 147,3 y

126,5 ppm, así como el C-2 (carbonilo) a 188,8 ppm.


41

Figura 2.3 (a) Espectro de RMN-1H (200 MHz) de 107 (CDCl3).

(b) Espectro de RMN-13C (50,3 MHz) de 107 (CDCl3)

Por otro lado, fue necesario sintetizar los tioles donores de tioglicosilo,

necesarios para el acoplamiento de Michael. Se empleó la estrategia sintética para 1-

tioaldosas descripta por Horton.10

H-3

H-4

H-1

CH2OAc

H-5 -OCHMe2

-OCOCH3 CH(CH3)2

(CH3)2CH

MeCO

C-6

C-3 (CH3)CO

C-2

C-1C-4

(CH3)2CH

C-5


42

En primera instancia se sintetizó la 2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tio-β-D-

galactopiranosa (109) a partir de la penta-O-acetil-β-D-galactopiranosa (104). El

esquema sintético, se presenta a continuación (Figura 2.4), siendo el paso clave de la

síntesis la formación de la sal de isotiouronio 108.

O

Br

OAcAcO

AcOAcO

105

OOAc

OAcAcO

AcOOAc

OS

OAcAcO

AcO OAc

NH2

NH.HBr

108

OSH

OAcAcO

AcO OAc

109

HBr/HAcO

Me2COK2CO3 s.s.

104

(NH2)2CS

Figura 2.4 Síntesis de la 1-tioaldosa 109

Por tratamiento del bromuro de glicosilo 105 con tiourea en acetona, se obtuvo

la sal de isotiouronio 108, la cual precipitó del medio de reacción con alta pureza. En el

espectro RMN-1H de 108 (Figura 2.5 (a)) se observaba como señal diagnóstica la del

protón anomérico a 5,90 ppm con un valor de J1,2 ≈ 9,8 Hz, lo que confirmaba la

configuración anomérica β para dicho centro asimétrico (H-1, H-2 dispuestos trans-

diaxiales). Por otro lado, en el espectro RMN-13C de 108 (Figura 2.5 (b)) se observaba

la resonancia del carbono anomérico desplazado a campos altos (80,1 ppm) debido al

efecto protector del azufre. La señal del C(NH2)2 aparecía a 166,4 ppm.

Figura 2.5 (a) Espectro RMN-1H (200 MHz, DMSO-d6) de 108.

(NH2)2 H-1 H-4

H-5

H2O

CH3CO-

H-2,3 H-6a, 6b


43

Figura 2.5 (b) Espectro RMN-13C (50,3 MHz, DMSO-d6) de 108

Finalmente, la 1-tioaldosa 109 se obtuvo por tratamiento de la sal de isotiouronio

108 con K2CO3 (solución saturada) y posterior extracción con CH2Cl2. En el espectro

RMN-1H de 109 (Figura 2.6 (a)) se observó la señal correspondiente al H-1 a 4,50 ppm

como un triplete (J ≈ 9,8 Hz), por acoplamiento con el H-2 y con el –SH. Esta señal (H-

1) se transformaba en un doblete por intercambio con D2O, confirmando la asignación.

La disposición transdiaxial entre el H-1 y H-2 (anómero β) se confirmó nuevamente con

el valor de la constante de acoplamiento.

La señal del –SH aparecía como un doblete a 2,41 ppm (J ≈ 9,8 Hz) que desaparecía

por intercambio con D2O.

El espectro de RMN-13C de 109 (Figura 2.6 (b)) presentaba la señal correspondiente al

C-1 a 79,1 ppm, claramente protegida en comparación con su análogo oxigenado 104 (δ

> 90 ppm).11

C-2,3,4,5 C(NH2)2

MeCO

C-1 CH3CO

OS

OAcAcO

AcO OAc

NH2

NH.HBr

C-6


44

Figura 2.6 (a) Espectro RMN-1H (200 MHz, CDCl3) de 109.

(b) Espectro RMN-13C (50,3 MHz, CDCl3) de 109

H-4 H-2 H-3 H-1

H-6,6’

H-5 SH

-OCOCH3

CH3CO

C-2,3,4,5

C-1

COMe

C-6


45

La 1-tioglucosa 50 se sintetizó a partir de la sal de isotiouronio 39, por un

procedimiento similar al descripto para la galactosa. La única diferencia entre ambos era

que en el caso de la glucosa, la sal de isotiouronio debió tratarse con NaHCO3 de

manera que el ión Br– de 39 se intercambiara por HCO3–. Este compuesto intermedio se

trató con metabisulfito de sodio en acetato de etilo a reflujo, para dar el compuesto 50,

como un sólido cristalino, cuyas propiedades físicas y espectroscópicas coincidían con

las informadas en bibliografía.10,12

SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR ADICIÓN CONJUGADA AL SISTEMA

ゎ,が-INSATURADO

Una vez sintetizados los precursores de los tiodisacáridos, se procedió a la

construcción del enlace tioglicosídico. Para ello se condujo la reacción de adición

conjugada de la 1-tioaldosa 109 al sistema carbonilo α,β-insaturado del aceptor de

Michael 107. Esta reacción procedió rápidamente a 0 oC (30 min), en solución de

CH2Cl2 que contenía cantidades catalíticas de trietilamina (Et3N). El aducto 111 se

purificó por cromatografía en columna.

Como era de esperar, el espectro de RMN-1H del producto de adición 111

(Figura 2.7 (a)) resultó complejo, y requirió de experimentos RMN-2D a fin de asignar

completamente las señales. A partir de los datos espectroscópicos de 111, se determinó

la configuración absoluta del nuevo estereocentro formado (C-4), la cual se estableció


46

como R. Esto se dedujo a partir de los valores pequeños de las constantes de

acoplamiento del H-4 con los hidrógenos del metileno vecino (J3a,4 = 5,0 Hz; J3b,4 = 2,7

Hz) y con el H-5 (J4,5 = 2,0 Hz), las cuales indicaban que el H-4 estaba orientado en

posición ecuatorial (“gauche” con respecto al H-5) y que el enlace C-4–H-4 bisectaba el

ángulo formado por los protones del metileno (H-3a, H-3b). La alta selectividad

diastereofacial en la reacción de adición en favor del isómero D-treo 111, se atribuyó al

estereocontrol ejercido por el grupo isopropoxi axial (efecto anomérico) en la

conformación preferencial 0E de la dihidropiranona 107. El efecto director de este

sustituyente anomérico ya había sido observado en reacciones de Diels-Alder de la

piranona 1073b,6-7,13 y de adición de tioles sencillos a enonas.5 La señal del H-1 aparecía

como un singulete ancho, a 4,74 ppm, confirmando que el carbono vecino era el de la

cetona. En el residuo azufrado, el H-1’ resonaba a 4,58 ppm como un doblete (J1’,2’ = 10

Hz) compatible con la vecindad al átomo de azufre y la configuración β de ese centro

anomérico (Figura 2.7 (a)).

Figura 2.7 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, CDCl3) de 111

OS

OAcAcO

AcO OAc

O

Oi-PrO

OAc

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

(CH3)2CH

H-3b (eq)H-3a (ax)H-4

H-6a, 6b, 5’, 6’a, 6’b, (CH3)2CH

H-4’ H-2’

(CH3)CO

4.80 pp 3.703.20 ppm 2.80 ppm

H-5

H-1’

H-1


47

Figura 2.7 (b) Espectro RMN-13C (50,3 MHz, CDCl3) de 111

En el espectro RMN-13C de 111 (Figura 2.7 (b)), resultaron particularmente

interesantes los desplazamientos químicos de las señales de los carbonos 1, 2, 3, 4 y 1’.

El C-2 es un carbono carbonílico y su señal aparecía a 198,7 ppm. Además, se

observaba el desplazamiento a campos altos del C-1´(82,7 ppm) por el efecto protector

del azufre, en comparación con el C-1 (97,8 ppm). La señal del C-4 (44,6 ppm)

sustituido por azufre, aparece protegida en comparación con el resto de las señales de

los carbonos que se encuentran unidos a oxígeno (entre 60 y 75 ppm). Por último, se

observaba a 43,4 ppm, la señal correspondiente al C-3, debido a que se trata de un

carbono desoxigenado.

Cabe destacar que este método permitió obtener tiodisacáridos de configuración

opuesta en C-4 a la de los tiodisacáridos obtenidos a partir de la

levoglucosenona.9d,9e,9h,9i

El mismo esquema sintético se aplicó para la adición de Michael de la 2,3,4,6-

tetra-O-acetil-1-tio-β-D-glucopiranosa (50) a la enona 107, bajo las mismas condiciones

de reacción antes descriptas.

A continuación se ilustra la síntesis del tiodisacárido 112, que se obtuvo con

81% de rendimiento, luego de la purificación por cromatografía en columna.

(CH3)2CH

MeCO

C-4

(CH3)CO

C-2

C-1’C-1

C-3

5’

Me2CH 3’

5

2’,4’

6 6’


48

También en este caso, las constantes de acoplamiento para el H-4, obtenidas a

partir del espectro de RMN-1H (J3a,4 = 4,9 Hz y J3b,4 = 1,5 Hz), eran indicativas de un

ataque por la cara superior de la enona, es decir, de la configuración R de C-4 en el

residuo del extremo reductor.

En años recientes Ibatullin y col.12,14 habían descripto una metodología que

involucraba el tratamiento de una sal de isotiouronio en presencia de Et3N con un

sustrato del tipo R-X (donde X representa a un buen grupo saliente, como el triflato),

para obtener, mediante una reacción SN2, tioglicósidos y tiooligosacáridos. Así, la 1-

tialdosa se generaba in situ a partir de la sal de isotiouronio por acción de una base en

medio orgánico.

Como las adiciones de Michael en las que trabajamos son también promovidas

por una base (Et3N) se exploró el acoplamiento in situ de las sales de glicosil

isotiouronio 108 y 39 con el aceptor de Michael 107 en presencia de esta base (Figura

2.8).

Figura 2.8 Síntesis de las tiodisacáridos 111 e 112 a partir de las respectivas sales

de isotiouronio 108 y 39.


49

En efecto, cuando a una solución de la enona 107 (1 eq. molar) en CH2Cl2 y

Et3N (1,2 eq. molar), se agregó una suspensión del crudo de 108 ó 39 (1,5 eq. molar),

también en CH2Cl2, se observó por CCD la conversión rápida de 107 en los

tiodisacáridos 111 ó 112. Dichos productos se aislaron por columna cromatográfica con

rendimientos cercanos al 81% en cada caso.

Es de destacar que los tiodisacáridos 111 y 112 se sintetizaron por dos rutas

sintéticas diferentes. En ambas el rendimiento fue mayor del 80%, aunque la segunda

estrategia descripta requería menos pasos sintéticos, evitando el aislamiento y

purificación de la 1-tioaldosa.

En todos los casos se observó que durante la purificación cromatográfica de los

S-disacáridos de ulosas 111 ó 112 ocurría la β-eliminación del glicosil tiolato, con la

concomitante formación de 107 (reacción de retro-Michael). Por esta razón se decidió

reducir directamente el crudo de la reacción de formación de los tiodisacáridos 111 ó

112. Así, la mezcla de reacción se evaporó y se trató con borohidruro de sodio (NaBH4)

para obtener los correspondientes derivados de 3-desoxi-4-S-glicosil-4-tio-

hexopiranósidos (Figura 2.9). Los rendimientos globales obtenidos fueron mayores al

90% en cada caso, calculados a partir de 107.

Figura 2.9 Reducción del carbonilo de 111 y 112 crudos

La reducción del carbonilo de 111 condujo a dos isómeros de configuración 3-

desoxi-4-tio-α-D-lixo (113) y α-D-xilo (114) con rendimientos del 23 y 72 %

respectivamente. La configuración del nuevo centro asimétrico de C-2 se estableció a

partir de los estudios espectroscópicos (RMN-1H y COSY-2D). El espectro RMN-1H de

113 (Figura 2.10 (a)) mostraba la señal de H-1 como un singulete ancho (J < 1 Hz) la

cual indicaba una orientación diecuatorial para H-1 y H-2, y por lo tanto una

configuración S para el nuevo estereocentro de C-2. Esto fue confirmado por los valores


50

pequeños para J2,3a (3,8 Hz) y J2,3b (3,1 Hz), característicos de acoplamientos ecuatorial-

axial y ecuatorial-ecuatorial, respectivamente. Además los valores de las constantes de

acoplamiento J3a,4 (3,8 Hz), J3b,4 (3,1 Hz) y J4,5 (3,0 Hz) confirmaban nuevamente la

configuración R para el estereocentro de C-4 sustituido por el átomo de azufre. Por lo

tanto se asignó la configuración 3-desoxi-4-tio-α-D-lixo para el extremo reductor de

113.

En el espectro RMN-13C del disacárido 113 (Figura 2.10 (b)) se observaba la

desaparición de la señal de 198,7 ppm y la aparición de una nueva señal en la zona entre

75 a 60 ppm, indicativo de que el carbonilo se había reducido al respectivo alcohol. Por

otro lado, la señal del C-3 (30,4 ppm) en 113 se desplazó a campos mayores que en 111

(43,4 ppm) por el cambio de hidroxilo en C-2 en vez de carbonilo.

Figura 2.10 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, CDCl3+ D2O) de 113.

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

4.90 ppm 3.35 p3.604.404.45

(CH3)2CHO

CH3CO

H-3a,bH-4

H-6a, b, 5’, 6’a,b, (CH3)2CH

H-4’ H-2H-5

H-1’ H-1

H-3’

H-2’

OS

OAcAcO

AcO OAc

O

Oi-Pr

OHOAc


51

Figura 2.10 (b) Espectro RMN-13C (125,7 MHz, CDCl3) de 113.

Por otro lado, el espectro de RMN-1H de 114 (Figura 2.11 (a)), análogo de

configuración R para el estereocentro de C-2, mostraba la señal del H-1 a 4,89 ppm con

un valor de J1,2 ~ 4,0 Hz (característico de un acoplamiento ecuatorial-axial). El H-2

aparecía como un doble triplete a 3,99 ppm, confirmando el valor de J1,2 (4,0 Hz)

observado, y una constante de acoplamiento J2,3ax ~ 11,7 Hz (característico de un

acoplamiento entre protones diaxiales). Estos resultados confirmaron la configuración R

del nuevo estereocentro de C-2. A 3,30 ppm aparecía la señal del H-4, como un

singulete ancho, consistente con el ataque nucleofílico de la 1-tioaldosa por la cara

superior de la enona.

El espectro RMN-13C de 114 (Figura 2.11 (b)) mostraba también la desaparición

de la señal del carbono de cetona, concomitante con la aparición de un carbono en la

zona de los 70 ppm.

2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.6

0920

.636

20.6

4820

.737

21.4

9823

.136

30.3

97

39.2

68

61.3

2665

.116

67.1

1267

.138

67.6

8468

.249

69.5

4471

.877

74.7

4276

.746

77.0

0177

.255

82.6

57

98.9

70

169.

535

169.

959

170.

134

170.

363

170.

616

OS

OAcAcO

AcOOAc

O

OCHMe2

OHOAc

(CH3)2CHC-2,5,2’ 3’,4’,5’

(CH3)2CH

C-4 (CH3)CO

C-1’

C-1

MeCO

C-6 C-3C-6’


52

Figura 2.11 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, CDCl3+ D2O) de 114

(b) Espectro RMN-13C (125,7 MHz, CDCl3) de 114.

OS

OAcAcO

AcO OAc

O

Oi-PrHO

OAc

(CH3)2CH

MeCO

C-2,5,6,2’,3’,4’, 5’,6’,(CH3)2CH

C-4 (CH3)COC-1’ C-1

C-3

2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.5

320

.60

20.6

420

.71

20.7

421

.94

23.1

8

34.7

8

43.4

6

61.4

464

.02

65.5

667

.22

67.3

768

.11

70.8

171

.93

74.5

9

83.7

7

96.7

4

169.

5217

0.00

170.

2017

0.44

170.

62

(CH3)2CH

H-3a (eq) H-3b (ax) H-4

H-2,6a, 6b, 5’, 6’a, 6’b, (CH3)2CH

H-4’ H-2’

(CH3)CO

H-5

H-1’ H-1 H-3’

3.30 ppm

OS

OAcAcO

AcO OAc

O

Oi-PrHO

OAc

4.90 ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm


53

Análogamente, la reducción con NaBH4 de 112 permitió obtener a los derivados

de 3-desoxi-4-S-β-D-glucopiranosil-4-tio-α-D-lixo (115) y α-D-xilo-hexopiranósido

(116) con rendimientos de 19% y 71%, a partir de 107, respectivamente (Figura 2.9).

La configuración del C-2 de 115 y 116 se determinó a partir del análisis de los

espectros de RMN-1H al igual que se explicó anteriormente y en concordancia con los

datos de los tiodisacáridos análogos 113 y 114, ya descriptos.

La estereoquímica de los productos de reducción de los carbonilos de 111 y 112

y la proporción en la que se obtienen, dependen de la contribución estérica tanto del

sustituyente axial tioglicosídico en C-4 como del sustituyente anomérico axial. El hecho

de que las reducciones de 111 y 112 condujeran a los isómeros α-D-xilo (114 y 116)

como productos mayoritarios, sugería que el grupo isopropoxi anomérico prevalece

estéricamente sobre el sustituyente de C-4 e induce el ataque del hidruro por la cara

superior del anillo del azúcar. Es decir, que el sustituyente Oi-Pr incidía en el curso

estérico de las dos reacciones clave empleadas: la adición conjugada de la 1-tioaldosa a

107 y la posterior reducción del grupo carbonilo de las ulosas resultantes.

En bibliografía existían antecedentes del uso de hidruros voluminosos en

reducciones para obtener la selectividad inversa a la obtenida con NaBH4.9c,9f,9g,9i Por

ejemplo, en algunos casos, el uso de L-selectride favorecía la entrada del hidruro por la

cara opuesta a la del ataque del borohidruro, de allí su “selectividad inversa”. Sin

embargo, la reducción del carbonilo de 111 y 112 con L-selectride no provocó ningún

cambio en la selectividad con respecto a la reducción con NaBH4, obteniéndose

nuevamente 114 como producto mayoritario (relación 113:114 1:3,7, estimado por

RMN). Sin embargo, los rendimientos obtenidos con L-selectride fueron menores, lo

cual se atribuyó a una parcial desacetilación de los productos en el medio fuertemente

básico de reacción. Si bien se intentó reacetilar la mezcla de reducción y purificar por

columna cromatográfica, los derivados 113 y 114 acetilados en el HO-2 no pudieron

separarse por cromatografía en columna empleando una variedad de solventes de

elución. Los compuestos 113 y 114 sólo se diferenciaban en la disposición del HO-2

(axial en 113 y ecuatorial en 114), por lo tanto, la acetilación de esta función los hacía

más semejantes en su polaridad.


54

SÍNTESIS DE LOS TIODISACÁRIDOS LIBRES

Para la obtención los tiodisacáridos libres se trataron los derivados penta-O-

acetilados 113, 114, 115 y 116 con una solución acuosa metanólica de Et3N a

temperatura ambiente durante 2 h. Los tiodisacáridos libres 117, 118, 119 y 120

resultantes se desalaron pasándolos por una columna de resina de intercambio iónico

mixta, y luego se purificaron por una minicolumna de fase reversa (C-18). Los

tiodisacáridos desprotegidos se obtuvieron como productos cristalinos con rendimientos

que oscilaban entre 90-93 %.

A continuación se muestran y describen los espectros de RMN-1H y 13C de los

tiodisacáridos libres 117 y 118 (Figura 2.12 y 2.13, respectivamente).

Para el compuesto 117 se observó la señal del H-3a a 2,21 ppm como un doble

triplete, con constante de acoplamiento J2,3a ~ J3a,4 = 4,3 Hz, característica de un

acoplamiento entre protones ecuatoriales. Este resultado estaba de acuerdo con la

configuración S,S para los estereocentros de C-2 y C-4, respectivamente. También se

observaba una constante de acoplamiento de 14,8 Hz correspondiente al acoplamiento

geminal de H-3a y H-3b. El H-3b aparecía como un doble triplete a campos más altos

(1,97 ppm) y en esta señal se identificaron los acoplamientos con el H-2 (J2,3b = 5,0 Hz)

y el H-4 (J3b,4 = 5,0 Hz ) además del acoplamiento geminal H-3a–H-3b.


55

En el espectro de 13C, la señal del C-3 (desoxi) aparecía a 32,9 ppm y las señales

diagnósticas de C-1’ y C-4 a 87,9 y 41,4 ppm respectivamente, ambas protegidas por la

vecindad del átomo de azufre.

Figura 2.12 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O) de 117.

(b) Espectro RMN-13C (125,7 MHz, D2O) de 117.

20253035404550556065707580859095100105 ppm

21.2

7623

.150

32.9

13

41.3

66

62.0

3762

.452

67.5

5569

.616

70.8

6771

.403

72.8

2874

.787

79.8

60

87.8

62

98.3

42

(CH3)2CH

C-2,5, 2’,3’,4’,5’ (CH3)2CH C-4

C-6,6’

C-1’

C-1

C-3

OS

OHHO

OH

O

Oi-Pr

OHOH

HO

2.3 p 2.04.44.4 ppm

1.52.02.53.03.54.04.5 ppm

4.7

OS

OHHO

OH

O

Oi-Pr

OHOH

HO

(CH3)2CH

H-3b H-3a

H-

H-2,6a, 6b, 3, 5’, 6’a, 6’b

H-Me2CH

H-

H-1’ H-

H-4


56

Análogamente, el espectro de RMN-1H del tiodisacárido libre 118 (Figura 2.13

(a)) mostraba las señales características de los hidrógenos de H-3a y H-3b (desoxi) entre

1,9–2,1 ppm. La constante de acoplamiento J2,3a era de 11,6 Hz, de acuerdo con un

acoplamiento entre protones diaxiales, mientras que la constante J2,3b (4,5 Hz) era

característica de un acoplamiento axial-ecuatorial. La configuración R del estereocentro

de C-2 quedó nuevamente confirmada.

Figura 2.13 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O) de 118

En el espectro RMN-13C de 118 (Figura 2.13 (b)) se pudieron asignar todos los

carbonos de la molécula confirmando así la estructura propuesta. Nuevamente se

observó el efecto protector del átomo de azufre que desplazaba a campos mayores a los

carbonos unidos a él (C-1’ a 86,2 ppm y C-4 a 43,9 ppm).

4.82 ppm 4.384.40 ppm

1.952.002.05 ppm

OS

OHHO

OH

O

Oi-PrHO

OHHO

H-3b H-3a

H-1’ H-1

H-3,4,6a, 6b, 2’,3’,4’ 5’,6’a, 6’b,(CH3)2CH

H-2 H-5

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

(CH3)2CH


57

Figura 2.13 (b) Espectro RMN-13C (50,3 MHz, D2O) de 118.

Los tiodisacáridos 115 y 116 se desprotegieron también usando una solución de

MeOH:Et3N:H2O para dar los compuestos libres 119 y 120, respectivamente

(rendimiento ≈ 90%). Los tiodisacáridos 119 y 120, se caracterizaron completamente

por técnicas espectroscópicas, de manera análoga a la usada para 117 y 118.

ESTUDIOS DE INHIBICIÓN

Como ya se ha mencionado, muchos tiodisacáridos pueden actuar como

inhibidores competitivos de glicosil hidrolasas, ocupando el sitio activo destinado al

sustrato, aunque también se observaron casos de inhibición de tipo mixta. Los estudios

de inhibición más completos de derivados S(1→4) fueron realizados con estructuras del

tipo de la celobiosa y maltosa, que se ensayaron como inhibidores de celulasas y

amilasas de varios orígenes.

A fin de determinar si los tiodisacáridos 117 – 120 presentaban algún tipo de

actividad inhibitoria de glicosidasas, se estudió la acción de los mismos sobre la β-

galactosidasa de E. coli y la β-glucosidasa aislada de almendras. Se utilizaron como

sustratos de estas enzimas los correspondientes glicósidos de nitrofenilo.

OS

OHHO

OH

O

Oi-PrHO

OHHO

(CH3)2CH

C-2,5, 2’,3’,4’,5’ (CH3)2CH

C-4C-6,6’C-1’ C-1

C-3


58

Así, se ensayó la actividad de los tiogalactósidos 117 y 118 como inhibidores de

la β-galactosidasa de E. coli, bajo las condiciones clásicas descriptas para la enzima. El

sustrato utilizado fue o-nitrofenil β-D-galactopiranósido, que libera el o-nitrofenol el

cual se cuantifica espectrofotométricamente (そ 410 nm). En base a los gráficos de

Lineweaver-Burk (Figura 2.16) se determinó que el compuesto 118 actuaba como

inhibidor competitivo de la enzima, con una actividad inhibitoria caracterizada por una

Ki = 0,16 mM (Km = 1,17 mM).

Figura 2.16 Gráfico de Linewaver-Burk. Estudios de inhibición del compuesto 118

El mismo análisis realizado sobre el compuesto 117 indicaba una actividad

característica de inhibición de tipo mixto con Ki = 0,12 mM (Figura 2.17).

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

-0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5

1/v

(m

mo

l m

in-1

mg

pro

t-1)

1/[S] (mM-1)

[I] = 0,50

[I] = 0,25

[I] = 0,10

[I] = 0,0


59


Del mismo modo, los tiodisacáridos 119 y 120, que presentaban una unidad de

glucosa en su extremo no reductor, se ensayaron como inhibidores de la β-glucosidasa

de almendras. En este caso, se utilizó p-nitrofenil β-D-glucopiranósido como sustrato. A

pesar de trabajos previos que indicaban que esta β-D-glucósido hidrolasa presenta una

amplia especificidad,15 los compuestos 119 y 120 no indujeron una inhibición

apreciable de la enzima.

CONCLUSIONES

La metodología descripta en este capítulo es útil para la síntesis de (1→4)

tiodisacáridos que poseen una funcionalidad desoxigenada adyacente al grupo tiol. El

enlace tioglicosídico se formó, con excelente diastereoselectividad, por adición de

Michael de 1-tioaldosas al sistema α,β-insaturado de la dihidropiranona. De manera

análoga y como primera vez, se usaron sales de glicosil-isotiouronio para realizar el

acoplamiento con la enona, reacción que transcurrió con excelentes rendimientos. Los

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

-0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5

1/v

(m

mo

l m

in-1

mg

pro

t-1)

1/[S] (mM-1)

[I] = 0,5

[I] = 0,25

[I] = 0,10

[I] = 0,0


60

productos resultantes no habían sido descriptos previamente en literatura e involucran

un residuo de galactosa o glucosa en el extremo no reductor. Conviene señalar que la D-

galactosa es un constituyente importante de glicoconjugados16 involucrados en varios

fenómenos de reconocimiento biológico.

El 3-desoxi-4-tiodisacárido 118 es el análogo de βGal(1→4)Gal, la unidad

repetitiva de pectinas de galactanos aislados de plantas, que son susceptibles a hidrólisis

por una β(1→4)-endogalactanasa.17 Asimismo, la galabiosa Galα(1→4)Gal se encuentra

en glicolípidos de la serie “Globo” de células uroepiteliales y eritrocitos. Además se han

sintetizado β-tioglicósidos de galabiosa, los cuales demostraron ser inhibidores de

adhesinas de bacterias.18 La ruta para la síntesis del tiodisacárido mencionado es

altamente eficiente ya que este producto se obtuvo con un rendimiento global del 66% a

partir de 107.

Los tiodisacáridos sintetizados se evaluaron como posibles inhibidores de

glicosidasas. Se observó que los compuestos 117 y 118 eran inhibidores de la β-

galactosidasa de E. coli con Ki = 0,12 y 0,16 mM, respectivamente.


61

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO III

(1) (a) Shafizadeh, F.; Furneaux, R. H.; Stevenson, T. T. Carbohydr. Res. 1979, 71,

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Witczak, Z. J.; Kaplon, P.; Kolodziej, M. J. Carbohydr. Chem. 2002, 21, 143; (e)

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62

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Hultgren, S. J.; Jukka, F.; Kihlberg, J.; Nilsson, U. J. Org. Biomol. Chem. 2005, 3,

886.

63

CAPÍTULO IV

SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR

APERTURA DE EPÓXIDOS

La oxidación de alquenos con peróxidos es el método clásico de síntesis de

epóxidos. Los peróxidos son fuente de oxígeno electrofílico, el cual reacciona con el

enlace π-nucleofílico del alqueno para dar el epóxido. Los peróxidos más comunes son

el peróxido de hidrógeno (H2O2), los hidroperóxidos alquílicos y los peroxiácidos.1

El peróxido de hidrógeno suele ser un oxidante poderoso que produce epóxidos

con altos rendimientos, pero tiene la desventaja de que debe usarse en soluciones

acuosas.

Los hidroperóxidos de alquilo y en especial, los alquilhidroperóxidos terciarios

son los agentes oxidantes más usados con alquenos. Éstos son relativamente solubles en

solventes orgánicos, son estables y más fáciles de manipular que el peróxido de

hidrógeno. En general requieren del uso de metales de transición como catalizadores

para la formación del epóxido.

El peroxiácido más usado es el ácido m-cloroperoxibenzoico (MCPBA), pero no

se dispone de él en alto grado de pureza. La mayor ventaja del uso de peroxiácidos

radica en la rápida epoxidación de alquenos no funcionalizados, que suelen ser inertes al

peróxido de hidrógeno o hidroperóxidos de alquilo en ausencia de un metal de

transición catalizador. Además se suele incrementar la diastereoselectividad de la

reacción por efectos estéricos de grupos voluminosos en el peroxiácido. Por otro lado, si

existen grupos vecinos capaces de coordinar con el peroxiácido (por ejemplo, hidroxilo,

ácido, éster, etc.) la selectividad aumenta en favor del estereoisómero syn. Los

peroxiácidos son menos acídicos que su ácido carboxílico precursor, por lo cual son

menos probables las reacciones ácido-base. El subproducto mayoritario de las

oxidaciones es el ácido carboxílico.1-2


64

El método clásico de síntesis de epóxidos ópticamente activos a partir de

alcoholes alílicos es la oxidación de Sharpless. Este método utiliza hidroperóxido de

ter-butilo (t-BuOOH) como agente oxidante, con catálisis de tetra iso-propóxido de

titanio (Ti(OiPr)4) y (+) ó (-) tartrato de dietilo (DET) como inductor asimétrico. Éste

protocolo suele ser adecuado para la síntesis enantioselectivas de epóxidos de alcoholes

alílicos primarios y secundarios.

Tanto las epoxicetonas racémicas como las ópticamente activas son moléculas

interesantes en síntesis orgánica. En efecto, tanto el grupo carbonilo como el epóxido

pueden transformarse para generar intermediarios útiles en la síntesis de productos

naturales y compuestos biológicamente activos. A modo de ejemplo, la adición

nucleofílica estereoselectiva al grupo cetona de una variedad de nucleófilos (hidruros,

reactivos organometálicos, etc.) genera epoxi-alcoholes secundarios o terciarios,

difíciles de obtener por otras metodologías. Por otro lado, el anillo oxirano puede

abrirse estereoselectiva con nucleófilos de manera syn- o anti- para dar los productos

sustituidos en las posiciones α o β, dependiendo de las condiciones de reacción usadas.3

En bibliografía, se encuentran pocos antecedentes de la epoxidación del doble

enlace de enonas derivadas de azúcares. El grupo de Zhu4 utilizó t-BuOOH con catálisis

de DBU para la epoxidación de la enona 121, que dio en forma cuantitativa 122.

También Sakakibara y col.5 epoxidaron derivados α,β-insaturados de azúcares.

En este caso, se oxidó el doble enlace del 2-C-ciano-2-enopiranósido 123, utilizando

peróxido de hidrógeno ó hidroperóxido de ter-butilo en dioxano con catálisis básica de

NaOH como reactivos oxidantes. Los epóxidos 124a y 124b, se obtuvieron como

productos mayoritarios, por tratamiento con H2O2. En estas condiciones, el grupo ciano

se hidrolizó a amida. Cuando la reacción se condujo con t-BuOOH se obtuvo una

mezcla de 124a-c.

Síntesis de tiodisacáridos por apertura de epóxidos Capítulo IV

65

Los epoxialcoholes son bloques de construcción importantes y se consideran

intermediarios claves en síntesis orgánica. Dado que estas moléculas pueden prepararse

enantioselectivamente (Sharpless) su uso en la síntesis de moléculas ópticamente

activas se ha incrementado considerablemente.6

En nuestro laboratorio se estudiaron las condiciones para la reducción quimio- y

estereoselectiva del carbonilo de enonas, usando el reactivo de Luche (NaBH4/Ce3+).7

En estas condiciones se obtenían muy buenos rendimientos para la reducción del

carbonilo sin que ocurriera hidrogenación del doble enlace. El producto de reducción

obtenido correspondía al ataque por la cara superior de la enona (cara Re), por ser la

menos congestionada estéricamente.

En otro aspecto, en nuestro laboratorio, Iriarte8 estudió la reacción de Diels-

Alder entre enonas de azúcares y dienos como el butadieno o ciclopentadieno. Los

alquenos obtenidos se utilizaron como sustratos en reacciones de epoxidación usando

MCPBA. Como era de esperar, se observó que un hidroxilo adyacente inducía la

epoxidación por la misma cara, obteniéndose el epóxido syn con alta estereoselectividad

facial.

Los epóxidos son intermediarios valiosos en síntesis orgánica, principalmente

porque su apertura nucleofílica conduce a sistemas 1,2-difuncionalizados. Además,

estas aperturas suelen ocurrir diastereoselectivamente con una estereoquímica trans,


66

pues suelen involucrar un desplazamiento SN2 con inversión de la configuración del

carbono por el cual ocurre el ataque.9 El origen de la reactividad de los anillos oxiranos,

radica en la tensión del anillo (27 Kcal/mol) que es la fuerza impulsora para la reacción

de apertura nucleofílica.10 En el campo de los hidratos de carbono, los epoxiazúcares se

usan como precursores en la síntesis de azúcares modificados (halo, amino, azido,

desoxi y derivados ramificados).11 También se usaron como intermediarios reactivos en

la síntesis de oligosacáridos, por ejemplo Danishefsky, epoxidó glicales para dar

precursores de oligosacáridos estereoregulares (“el método de ensamblaje de

glicales”).12

Lowary y colaboradores13 describieron la síntesis del trisacárido 126,

componente del polisacárido antigénico de Eubacterium saburreum cepa T19. Dado que

la molécula objetivo poseía dos residuos de galactofuranosa unidas (1→2), la secuencia

de apertura de un epóxido de un 2,3-anhidroazúcar, seguida de glicosidación,

representaba una estrategia atractiva para su obtención. Por tratamiento del 2,3-

anhidroazúcar 125 con bencilato de litio (LiOBn) se produjo la apertura del anillo

oxirano por el C-3 de 125. La glicosidación del hidroxilo remanente se realizó usando

un sulfóxido como donor de glicosilo para dar 126. El uso de litio como contraión, en

lugar de sodio, aumenta la selectividad en la reacción de apertura nucleofílica y permite

condiciones de reacción más suaves.


67

Por último, el grupo de Hashimoto14 empleó la apertura del anillo oxirano de 81

por la 1-tiofucosa (58) para la síntesis de derivados de 2-tio-D-galactopiranósidos (82)

utilizando una solución concentrada de NaMeO/MeOH.


En esta parte del trabajo, se decidió encarar una nueva estrategia para la síntesis

de tiodisacáridos. El análisis retro sintético sugería la construcción del enlace S-

glicosídico por ataque de una 1-tioaldosa (por ejemplo, 50 ó 109) sobre un epóxido, que

a su vez provendría de la epoxidación de 107.

Con el fin de sintetizar los epóxidos precursores de tiodisacáridos, se decidió

usar dos metodologías que involucraban la oxidación de derivados de enonas. La

primera estrategia implicaba la epoxidación del alqueno del sistema α,β-insaturado de la

enona 107, mientras que la segunda aproximación involucraba la reducción

quimioselectiva del carbonilo de C-2 de 107, usando las condiciones descriptas por

Luche15 seguida de la epoxidación del doble enlace del alcohol alílico resultante.

Era de esperar que la apertura de los epóxidos siguiera lo predicho por la regla

de Fürst-Plattner, es decir, la preferencia por la apertura trans-diaxial. Dicha apertura es

consecuencia de efectos de estabilización de la conformación silla, en comparación con


68

el bote torcido, en el estado de transición de la apertura nucleofílica de epóxidos de

ciclohexanos.

Un trabajo reciente sobre efectos de grupos atractores de electrones vecinos a

anillos oxiranos,16 mostró que los mismos ocasionaban un aumento de la longitud del

enlace C-C del epóxido, mientras que el enlace C-O más cercano al grupo

electroatractor era más débil y más polarizado. Como consecuencia, el carbono de dicho

enlace C-O poseía mayor densidad positiva y era más propenso al ataque por un

nucleófilo. Sería de esperar entonces que la apertura de los epóxidos de enonas ocurra

por el carbono vecinal a la cetona.

Estrategia 1: Apertura de epóxidos obtenidos por oxidación del sistema

α,β-insaturado de la enona de 107

La epoxidación de 107 con hidroperóxido de ter-butilo en presencia de DBU a 0 oC condujo a 127, como producto mayoritario, acompañado del epóxido minoritario

128, en relación ~7:1. Ambos epóxidos se separaron por cromatografía en columna de

sílica gel, a pesar de que los productos tenían una movilidad similar y que aparecían por

CCD como una mancha alargada y distorsionada. El rendimiento para la reacción era

moderado.

Era factible presumir que el producto mayoritario de la reacción de epoxidación

provendría del ataque del peróxido por la cara superior de la enona, basado en el efecto

director del sustituyente anomérico cuasi-axial, como se observaba en las adiciones de

Michael del tiolato al sistema enona, descriptos en el capítulo anterior. El espectro

RMN-1H de 127 (Figura 3.1 (a)) mostraba las señales de los H-3 y H-4 a 3,59 y 3,42

ppm, respectivamente, consistentes con los desplazamientos químicos esperados para

hidrógenos de anillos oxiranos. Estos protones se encuentran protegidos a campos más

altos con respecto a sus análogos dihidroxilados. La señal del H-1 se encuentra en la

zona anomérica, a 4,85 ppm, como un singulete debido a que carece de protones

vecinos. En el espectro RMN-13C de 127 (Figura 3.1 (b)) se observaban las señales


69

correspondientes a los C-2, C-3 y C-4 a 192,5, 51,7 y 50,8 ppm, respectivamente,

evidenciando la presencia de un carbonilo y un anillo oxirano. No se detectaron señales

en la región de carbonos vinílicos (140-160 ppm).



30405060708090100110120130140150160170180190 ppm

21.5

923

.04

50.7

751

.74

63.3

863

.67

71.9

9

95.0

0

170.

65

195.

25

O

Oi-PrO

OAcO

(CH3)2CH MeCO

C-5,6,(CH3)2CH

C-3,4

(CH3)CO

C-2

C-1

20.7

5

3.413.42 ppm3.583.59 ppm4.85 ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

(CH3)2CH

H-3

(CH3)2CH

H-5, 6a, 6b

(CH3)CO

H-1

H-4

O

Oi-PrO

OAcO


70

Análogamente, los espectros de RMN-1H y -13C de 128 eran consistentes con la

existencia de un anillo oxirano entre C-3 y C-4 y una cetona en C-2. Las señales de los

protones del epóxido, H-3 y H-4, se observaban a 3,43 y 3,70 ppm, respectivamente.

Por otro lado, los C-3 y C-4 resonaban a 59,8 y 50,5 ppm, mientras que la señal del

carbono de la cetona (C-2) se encontraba a 195,0 ppm.

La gran similitud entre los espectros de RMN-1H y 13C de ambos productos 127

y 128 no permitía la asignación indudable de sus configuraciones. Con el fin de

confirmar la estructura del epóxido mayoritario, se decidió continuar con la reacción de

apertura del anillo oxirano de 127 por una tioaldosa, pues ésta aportaría datos sobre la

configuración del epóxido. Es decir, la apertura nucleofílica pondría de manifiesto si el

ataque ocurría por la cara superior o inferior del epóxido, evidenciando de esta manera

la estereoquímica del compuesto de partida.

La apertura del epóxido 127 por la 1-tioglucosa (50) se realizó en condiciones de

catálisis básica de Et3N, idénticas a las usadas en las adiciones de Michael (Figura 3.2).

Al purificar el producto de la reacción y analizarlo se observó que, inesperadamente, se

había formado el tiodisacárido insaturado 129, que presentaba un doble enlace entre los

C-3 y C-4, que a su vez se encontraba conjugado con la cetona.

El mecanismo propuesto para la formación de este compuesto implicaría la

apertura del anillo oxirano por C-3, como era previsible por la vecindad con el grupo

electroatractor de C-2,16 para dar un intermediario 3-tio-4-hidroxicetona (A). Este

último experimentaría deshidratación vía un proceso de β-eliminación para restaurar el

sistema α,β-insaturado, más estable.

Figura 3.2 Apertura nucleofílica del epóxido de 127


71

En concordancia con estos resultados, en la literatura17 se describía que la

apertura nucleofílica de α,β-epoxicicloalcanonas por tioles catalizada por base, conducía

al producto insaturado, un vinil sulfuro, con excelentes rendimientos. En todos los

casos, las reacciones resultaron ser regioselectivas, obteniéndose exclusivamente el

producto de ataque por el C-α, como se mencionó anteriormente.

La asignación completa de las señales del espectro de 129 requirió estudios de

RMN bidimensionales (COSY-2D). El espectro de RMN-1H de 129 (Figura 3.3 (a))

mostraba entre otras señales, un doblete (J4,5 = 1,6 Hz) a 7,22 ppm, en la región de los

hidrógenos vinílicos, correspondiente al H-4. La asignación de esta señal requirió del

análisis del espectro bidimensional (Figura 3.3 (c)), en el cual se observó la correlación

H-4–H-5, confirmando de esta forma la identidad de dicha señal. En consecuencia, esto

indicaba que la apertura del epóxido había ocurrido por el C-3 y que el β-hidroxilo

formado sufría eliminación para dar el tiodisacárido insaturado 129. Además de la señal

mencionada, se observaba la señal del H-1’ como un doblete (J1’,2’ = 10,0 Hz) a 4,81

ppm desplazado a campos más altos que la señal de H-1 (5,06 ppm), debido a la

vecindad con el átomo de azufre.

En el espectro de RMN-13C de 129 (Figura 3.3 (b)) eran características las

señales correspondientes a los carbonos vinílicos, C-3 y C-4, a 129,3 y 147,7 ppm,

respectivamente. El desplazamiento a campos mayores de la señal de C-3 se debe a la

sustitución por un átomo de azufre. Este mismo hecho se evidenciaba en el

desplazamiento del C-1’ a 82,0 ppm. También se observó a 185,1 ppm, la señal del

carbonilo (C-2) de la molécula.

O

O

OSR

NaOH (0,1-0,3 eq)

RSH

H2O, 30 oC


72



30405060708090100110120130140150160170180190 ppm

20.7

121

.69

22.9

5

61.8

064

.49

67.9

968

.53

68.9

772

.11

73.8

676

.10

81.9

7

96.3

6

129.

30

147.

72

169.

3317

0.02

170.

5717

0.78

185.

10

(CH3)2CH

MeCO

C-5,3’ 4’,5’

C-1’

C-4

(CH3)CO

C-2

C-2’

C-1

C-3

O

Oi-PrO

OAc

O S

OAcAcO

AcOOAc

C-6

C-6’

7.22 ppm

(CH3)2CH

H-4 H-6a, 6b, 6’a, 6’b, (CH3)2CH

H-5

H-2’ H-4’

(CH3)CO

H-5’

H-1’

H-1

H-3’

5.05 ppm ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.05.56.06.57.0 ppm

O

Oi-PrO

OAc

O S

OAcAcO

AcOOAc


73

Figura 3.3 (c) Espectro RMN2D-COSY (500 MHz, CDCl3) de 129.

Dado que la apertura del epóxido 127 no aportó datos significativos que

permitieran asegurar su configuración absoluta, se procedió a corroborar químicamente

la identidad de los compuestos 127 y 128. Para ello, se oxidó el hidroxilo libre de C-2

del epoxi alcohol 144, cuya síntesis se describirá más adelante. La oxidación se llevó a

cabo usando IBX (ácido 2-iodoxibenzoico) en THF a temperatura ambiente. El producto

obtenido se purificó por cromatografía en columna y se corroboró que su estructura era

idéntica a la del epóxido 128, por espectroscopía de RMN.

O

Oi-PrO

OAc

O

128

O

O

OAc

Oi-PrOH

IBX

THF, reflujo

144

De este modo se confirmó que la asignación inicial de la estereoquímica de los

epóxidos 127 y 128 era correcta.

A continuación, se sintetizó el tiodisacárido con un residuo de galactosa (130) en

el extremo no reductor a partir de 127 y 1-tiogalactosa 109 (Figura 3.2). Las

condiciones de reacción usadas fueron las mismas a las empleadas en la preparación de


74

129. El análisis espectroscópico del tiodisacárido 130 mostraron como señales

características las correspondientes a H-1, H-4 e H-1’ a 5,05 (singulete), 7,16 (singulete

ancho) e 4,84 (doblete, J1’,2’ = 10,1 Hz) ppm, respectivamente. En el espectro de RMN-13C, se observaban los desplazamientos de los carbonos vinílicos a 129,9 y 145,9 ppm y

el carbono de cetona a 184,9 ppm.

Cabe destacar que el rendimiento para el paso de reacción (epoxidación de 107)

era moderado debido a una reacción lateral, la eliminación del grupo acetilo de C-6 de

107 durante la epoxidación. Esta eliminación era promovida por el medio básico (DBU)

y originaba el compuesto diinsaturado 131.

En el espectro RMN-1H de 131 (Figura 3.4 (a)) se observaban señales vinílicas a

7,08, 6,12, y 5,08 ppm respectivamente, correspondientes a los H-3, H-4, H-6a e H-6b.

El H-1 aparecía a 4,93 ppm como un singulete. En el espectro de RMN-13C de 131

(Figura 3.4 (b)) se detectaban, además de las señales de los C-1 e isopropilo, cuatro

señales en la región vinílica (140–105 ppm) correspondiente a los C-3, C-4, C-5 y C-6.


H-3,4 H-6a, 6b

CHMe2

H-1

CH(CH3)2


75


Por esta razón, se decidió cambiar el grupo protector del HO-6 de 107 por uno

que fuese más resistente a la eliminación en medio básico. Para ello era necesario, en un

primer paso, desacetilar la enona 107. Se ensayaron varias condiciones entre las que se

encuentran tratamiento con solución de MeOH:Et3N:H2O, NaHCO3 en MeOH anhidro,

NaHCO3 en iPrOH, pero en todos los casos ocurría eliminación o descomposición y no

se obtenía el producto de desprotección de 107. En bibliografía existían antecedentes

del uso de un estannano, para desacetilaciones de compuestos lábiles.18 Así el óxido de

bistributil estaño (BBTO), a reflujo de tolueno, permitía obtener los productos

desacetilados de ésteres sensibles a otras condiciones, con buenos rendimientos y

tiempos de reacción cortos. El único inconveniente que presentaba este procedimiento

era la difícil eliminación del óxido de estaño remanente. Existen dos posibles

mecanismos de acción de este reactivo, el primero involucra un estado de transición

polar, y el segundo propone que el BBTO actúa como ácido de Lewis coordinando el

átomo de oxígeno del carbonilo. Ambos mecanismos se ilustran en el siguiente

esquema.

C-3,4,5

(CH3)2CH

C-1C-6 (CH3)2CH

O

Oi-PrO


76

R OR'

O

Mecanismo I

Bu3SnO

SnBu3

R OR'

O

Bu3SnO

SnBu3

RCO2SnBu3

+

R'OSnBu3

RCO2H+

R'OH

XSnBu3

+

HX

Mecanismo II

R OR'

O

SnO

SnBu3Bu

BuBu

R OR'

O

Bu3Sn

OSnBu3

R OR'

O

SnBu3

OSnBu3

Intermediariotetraèdrico

R O

R'

OSnBu3

OBu3Sn

RCO2SnBu3

+

R'OSnBu3

Bu3SnOSnBu3

Bu3Sn

OSnBu3R

O

R'

OSnBu3

OSnBu3

Sn

OSnBu3

Bu3

+

(a)

(b)Bu3SnOSnBu3

Cuando se trató al compuesto 107 en las condiciones descriptas con BBTO se

obtuvo 132 como único producto, con muy buenos rendimientos. Luego, el HO-6 se

sililó usando una solución de cloruro de ter-butildimetilsililo e imidazol en acetonitrilo

para dar el compuesto 133 (Figura 3.5). El espectro de RMN-1H de 133 (Figura 3.6 (a))

mostraba las señales de los hidrógenos vinílicos a 7,11 (H-4) y 6,15 ppm (H-3). Ambas

señales aparecían como dobles dobletes de constantes J3,4 = 10,6, J3,5 = 2,4 y J4,5 = 1,6

Hz. El sustituyente sililo en el hidroxilo primario generaba la protección de H-6a y H-

6b, que aparecían a 3,86 y 3,67 ppm, respectivamente. El espectro RMN-13C de 133

(Figura 3.6 (b)) presentaba gran similitud al análogo acetilado 107.

Figura 3.5 Síntesis de 134


77

Por epoxidación de 133 en las mismas condiciones ya descriptas para el

derivado 127, se obtuvo 134 como producto muy mayoritario (relación 13:1,

determinada por RMN-1H a partir del crudo de reacción). Dicho epóxido era el producto

de oxidación por la cara superior de la enona. Para este compuesto los rendimientos

fueron moderados (≈50%) debido a que en el medio fuertemente básico, el compuesto

sufría desililación y el compuesto desprotegido se perdía en las fases acuosas de la

purificación. La desililación de 134 se confirmó por aislamiento del compuesto con el

HO-6 libre. El espectro de RMN-1H y -13C (Figura 3.6 (a) y (b)) mostraban los

hidrógenos y carbonos característicos del anillo oxirano protegidos a campos altos.

Estos metodología disminuía la generación de productos secundarios tanto en la

epoxidación como en la apertura nucleofílica del anillo oxirano.


4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

4.82 ppm 3.70 p 3.44

O

Oi-PrO

OTBSO

(CH3)2CH

H-3,4H-6a, 6b H-1

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

H-1

H-5 Me2CH


78


A continuación se procedió a realizar la apertura nucleofílica del anillo oxirano

por la 1-tioaldosa 50, con catálisis básica de Et3N. Nuevamente el hidroxilo de C-4

formado se deshidrataba restaurando el sistema enona en 135.

Los datos espectroscópicos coincidían con la existencia de un doble enlace

conjugado con el carbonilo, como en el caso de 129. En este caso, en el espectro RMN-1H de 135 se observaba la señal correspondiente al H-4 a 7,25 ppm, y las señales de los

H-6a y H-6b a 3,85 y 3,68 ppm desplazadas a campos altos respecto de las de 129

debido a la influencia del sustituyente sililo (TBS). En el espectro de RMN-13C de 129

200 190 180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ppm

-5.5

1-5

.43

18.2

521

.44

23.0

925

.79

51.4

252

.04

62.8

365

.52

71.3

8

94.7

0

196.

19

(CH3)2CH C-3,4

C-2

C-1

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

O

Oi-PrO

OTBSO

Me2CH

C-5 C-6


79

eran características las señales de C-1, C-2, C-3, C-4 y C-1’ a 96,4, 185,6, 141,7, 150,2

y 81,9 ppm, respectivamente.

Como se disponía del tiodisacárido 135, con un sistema enona, se intentó

sintetizar el precursor de 4-desoxi-3-S-(1→3)-tiodisacárido 136 por hidrogenación

catalítica del doble enlace de 135 (Figura 3.7). En primera instancia se procedió a

realizar la hidrogenación en las condiciones clásicas, es decir, disolviendo el compuesto

en acetato de etilo, y agregando cantidades catalíticas de paladio, seguido de

hidrogenación. La reducción resultó infructuosa debido a que el azufre de la molécula

envenenaba al catalizador de paladio, impidiendo la hidrogenación.

Figura 3.7 Intentos de transformaciones de 135

Se intentó, alternativamente, la reducción del compuesto 135 con NaBH4 en

MeOH, reacción que condujo a los tiodisacáridos 138 y 139, en una relación equimolar

(Figura 3.7). El producto 138 provenía del ataque 1,2 del hidruro (reducción de la

cetona) y el compuesto 139 de la reducción total del sistema enona. La estructura de 138

se confirmó a partir de su espectro de RMN-1H (Figura 3.8) por el triplete diagnóstico

para el H-4 a 6,18 ppm, en las zona de las olefinas, con J2,4 = J4,5 = 1,8 Hz; además la

señal del hidrógeno anomérico, que en el compuesto precursor 135 aparecía como un

singulete, en 138 se convertía en un doblete con J = 4,1 Hz, consistente con la

disposición pseudoecuatorial para el HO-2. La señal del H-2 aparecía a 4,14 ppm como

un multiplete debido al acoplamiento con el H-1 (J1,2 = 4,1 Hz), H-4 (J2,4 = 1,8 Hz) y

HO (J2,HO = 10,5 Hz). También se observaba una señal a 2,80 ppm correspondiente al


80

protón del hidroxilo de C-2. Las señales de los H-6a y H-6b se encontraban desplazadas

a campos altos (3,75 – 3,60 ppm).


En el espectro de RMN-1H del compuesto 139 (Figura 3.9) no se observaron

señales de hidrógenos vinílicos y, en cambio, aparecía un multiplete a 3,22 ppm (J2,3 =

12,9, J3,4ax = 10,5, J3,4eq = 4,2 Hz) correspondiente al H-3. También se observaron las

señales de los dos hidrógenos de C-4 a 1,96 (H-4a) y 1,50 ppm (H-4b). El H-4a se

presentaba como un multiplete con constantes de acoplamiento pequeñas (J3,4a = 4,6,

J4a,4b = 13,1, J4a,5 = 2,2, J4a,2 = 2,2 Hz) indicando su disposición ecuatorial, mientras que

el H-4b poseía constantes de acoplamiento grandes (J3,4b = 13,1, J4a,4b = 13,1, J4b,5 =

11,7 Hz), confirmando que era el hidrógeno axial.

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

6.18 ppm 4.75 ppm 3.65 ppm3.75 ppm 2.80 ppm

(CH3)2C

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

H-4 H-1,2’,3’,4’

OH

(CH3)CO

H-2,5, 6’a, 6’b,(CH3)2CH

H-1’

H-6b

H-5’, 6a

O

Oi-PrOH

OTBS

O S

OAcAcO

AcOOAc


81


Por otra parte, dado que 135 poseía un sistema enona se planteó la síntesis del

tiotrisacárido 137 por adición conjugada de 50 a la enona de 135 (Figura 3.7). En las

condiciones de reacción descriptas en el capítulo III, no se observó conversión del

compuesto de partida. Una mayor cantidad de Et3N o el aumento de la temperatura

tampoco condujeron a la formación de 137. La baja reactividad de 135 frente a la

adición de Michael puede entenderse por la presencia del sustituyente azufre el cual

disminuye la electrofilia del doble enlace conjugado por electrodonación y evita la

adición conjugada. Se prevé, como una posible solución a este efecto, la oxidación del

azufre al correspondiente sulfóxido o sulfona con el fin de aumentar la electrofilia del

doble enlace.

Los compuestos 129, 130 y 137 sintetizados por esta metodología son

precursores inmediatos de glicopiranosil-β-S(1→3)-4-desoxi-3-tioglicopiranósidos. El

compuesto 139 es un análogo 4-desoxi protegido de los tiodisacáridos sintetizados por

adición de Michael (3-desoxi-tiodisacáridos).

5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

2.45 p3.25 ppm 1.50 ppm1.98 ppm

O

Oi-PrOH

OTBS

O S

OAcAcO

AcOOAc

OH

(CH3)2CH

H-4b (ax) H-4a (eq)

(CH3)3CSi

H-5 Me2CH

(CH3)CO

H-3

H-1, 1’,2’,3’,4’

(CH3)2Si

H-6’a 6’b H-2,6a,

6b, 5’


82

Estrategia 2: Apertura de epóxidos obtenidos por reducción de Luche de la

enona y oxidación del alqueno remanente

La segunda estrategia diseñada para la síntesis de tiodisacáridos se basó en la

apertura de epóxidos provenientes de la reducción del carbonilo de la enona 107 con

NaBH4 en presencia de sales de Ce3+ (reactivo de Luche) y la posterior epoxidación del

doble enlace para dar 3,4-anhidroaldosas.

Se estudió la reducción del carbonilo de 107 con el reactivo de Luche,

obteniéndose como productos 140, 141 y 142. El producto mayoritario de la reacción

fue 140, el cual provenía del ataque del hidruro por la cara superior de la enona (la

menos impedida estéricamente). El epímero 141 y el diol 142, producido por O-

desacetilación de 140, eran productos minoritarios.

O

Oi-PrO

AcOO

Oi-PrHO

AcONaBH4 O

Oi-Pr

HO

AcO

Ce3+

107 140 141

+O

Oi-PrHO

HO

142

+

Se optimizaron las condiciones de reacción, disminuyendo la temperatura y

aumentando el tiempo de reacción, logrando alta selectividad en favor del isómero 140,

como se observa en la Tabla 3.1.

Entrada Temperatura

(oC) Tiempo (min)

Distribución de Productos a

140 141 142

1 25 20 70 19 7

2 0 30 77 5 6

3 -18 120 83 9

a Rendimiento de los productos aislados

Tabla 3.1 Condiciones empleadas para la reducción de Luche de 107

La reacción tuvo lugar quimioselectivamente y la estereoselectividad resultó

altamente dependiente de la temperatura (Tabla 3.1). Cuando la reducción se llevó a

cabo a –18 oC, fue altamente diastereoselectiva, con una relación de 140:141 > 30:1,


83

estimada por espectroscopía RMN-1H de la mezcla de reacción. Si bien se controló la

estereoselectividad facial, no fue posible evitar la formación del producto de

desacetilación 142. Sin embargo, este producto resultó útil para la síntesis de los

compuestos 144 y 147, que se describirán más adelante. El análisis espectroscópico

mono y bidimensional de cada uno de los productos de reducción (140 – 142) confirmó

la estereoquímica del nuevo estereocentro formado (C-2) y que se trataba de

compuestos olefínicos.

Con el fin de corroborar químicamente la estructura de 142 se trató 140 con una

solución de MeOH:Et3N:H2O, obteniéndose 142 en forma cuantitativa. Sus propiedades

físicas coincidían con las obtenidas para dicho compuesto y a su vez con las descriptas

en bibliografía.7

A continuación, se procedió a la epoxidación de los derivados hex-3-

enopiranósidos para obtener los 3,4-anhidroazúcares (Figura 3.10). En general, estos

compuestos se sintetizan por sustitución nucleofílica intramolecular de un monosacárido

conveniente sustituido,13e,19 lo cual contrasta con el nuevo método de preparación aquí

descripto. La epoxidación del producto mayoritario de reducción (140) se realizó con

ácido m-cloroperoxibenzoico (MCPBA) en cloroformo a 0 oC. Se obtuvo 144 como

producto mayoritario cuando la reacción se realizaba a bajas temperaturas (0 oC). El

compuesto 144 es el resultante de la epoxidación por la cara α de la molécula y estaba

acompañado por un bajo porcentaje de su estereoisómero 143. El análisis por

espectroscopía RMN-1H del crudo de reacción mostró una relación entre 143:144 >

1:20. La alta diastereoselectividad facial observada para la epoxidación por la cara α de

la enona se atribuyó a la influencia directora del grupo hidroxilo alílico de C-2, que al

coordinarse con el peroxiácido, promueve la adición syn del oxígeno del anillo oxirano

(“Regla de Henbest”) a pesar, en este caso, de la congestión estérica que ocasiona el

sustituyente anomérico en esa cara.

Figura 3.10 Epoxidación de los derivados de 140


84

La configuración absoluta de 143 y 144 se estableció sobre las bases del análisis

de RMN mono y bidimensional. El anillo oxirano unido a la piranosa distorsionaba la

conformación silla del monosacárido y este hecho se evidenciaba en los valores

pequeños de constantes de acoplamiento observados.

En el espectro de RMN-1H de 143 (Figura 3.11 (a)) se detectaron valores

pequeños (< 1 Hz) para el acoplamiento H-2 y H-3 y se observaban las señales de los

hidrógenos del anillo oxirano a 3,23 y 3,20 ppm (H-3 y H-4) y del hidrógeno anomérico

a 4,89 ppm. El H-2 aparecía a 3,81 ppm como un multiplete, con constantes de

acoplamientos pequeñas (J1,2 = 4,8, J2,3 < 1,0 Hz); esta señal también mostraba

acoplamiento con el protón del grupo hidroxilo (J = 10,7 Hz), el cual se encontraba a

2,45 ppm como un doblete que desaparecía al agregar D2O. En el espectro de RMN-13C

(Figura 3.11 (b)), se destacaban las señales de los carbonos del anillo oxirano (C-3 y C-

4) alrededor de 50 ppm.


O

OAcO

OH

O iPr

ppm4.90 ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

H-5,6a, 6b

(CH3)2CH H-1 H-3 OHH-4

H-2

(CH3)2CH

(CH3)CO


85


El espectro RMN-1H de 144 (Figura 3.12 (a)) también evidenciaba la presencia

del epóxido por el desplazamiento de H-3 (3,39 ppm) y H-4 (3,36 ppm), acoplados entre

sí con J3,4 = 4,4 Hz, consistente con la disposición pseudoaxial-pseudoecuatorial de

dichos protones. Cabe mencionar que como la conformación de estas moléculas está

distorsionada con respecto a la silla característica de las piranosas, no es correcto

referirse a hidrógenos axiales y ecuatoriales. El valor pequeño de la constante de

acoplamiento observado para H-4 y H-5 (< 1Hz) ponía de manifiesto con claridad la

deformación de la conformación silla 4C1, en la cual este acoplamiento suele ser mayor

a 9 Hz. Para confirmar inequívocamente la asignación de los centros asimétricos de C-3

y C-4, se realizó el espectro de NOESY GPPH de 144 (Figura 3.12 (c)), en el cual se

distinguieron contactos NOE entre el H-4 con H-6a y H-6b. También se observaron

picos de entrecruzamiento entre H-2 y H-4, entre H-3 y los dos H-6 y entre H-1 con H-3

y H-4, confirmando la estructura propuesta.

En el espectro de RMN-13C de 144 (Figura 3.12 (b)), se distinguían claramente

las señales de los carbonos del epóxido a 55,6 y 52,0 ppm, junto con el resto de las

señales de los otros carbonos presentes en la molécula.

O

O AcO

OH

O iPr

30405060708090100110120130140150160170 ppm

20.8

021

.68

23.0

1

49.9

553

.05

63.1

663

.75

64.2

4

71.1

0

93.1

8

170.

72

(CH3)2CH

MeCO

C-2,5,6

C-3,4

(CH3)CO

C-1

(CH3)2CH


86

Figura 3.12 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, CDCl3 + D2O) de 144


30405060708090100110120130140150160170 ppm

20.7

221

.70

22.9

5

52.0

6

55.6

3

64.1

765

.36

65.4

4

72.3

3

95.4

1

170.

63

(CH3)2CH

O

O Ac

O

OH

O iPr

(CH3)2CH

MeCO

C-2,5,6 C-3,4

(CH3)CO

C-1

3.40 ppm4.95 ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

O

OAc

O

OH

OiPr

(CH3)2CH

H-3 H-4

H-5,6a, 6b

(CH3)CO

H-1 (CH3)2CH

H-2


87

Figura 3.12 (c) Espectro RMN-NOESY GPPH (CDCl3) de 144.

Como paso siguiente, se estudió la epoxidación del derivado 2,6-di-O-acetilado

145, obtenido cuantitativamente por acetilación en condiciones estándar de 140. El

compuesto 145 se oxidó con MCPBA a 0 oC para dar una mezcla 1:1 de los epóxidos

146, de configuración galacto, y 147, de configuración alo. En este caso, no se observó

diastereoselectividad facial en la oxidación. Esto era esperable debido a que se ha

descripto que el grupo acetoxi de C-2 en 145 posee menor habilidad para coordinar con

el peroxiácido en comparación con el análogo hidroxilado en 140.2 Por otro lado, el

sustituyente acetoxi, más voluminoso, desfavorecía el acercamiento del peroxiácido por

la cara α del enopiranósido, y, en consecuencia, favorecía la formación de 146.

ppm

3.43.53.63.73.83.94.04.14.24.34.44.54.64.74.84.95.05.1 ppm

3.4

3.6

3.8

4.0

4.2

4.4

4.6

4.8

5.0

4, 6a

4, 6b 3, 6b3, 6a

1,4

1,3

2,4


88

Por otra parte, al epoxidar el diol 142, que se preparó por desacetilación de 140,

se observó la misma tendencia que para éste. En efecto, la reacción fue altamente

selectiva en favor del epóxido de configuración alo, que se aisló como el derivado

acetilado 147 con un rendimiento del 72%. La selectividad observada se confirmó en

base a los espectros de RMN del crudo de reacción que arrojó una relación 147:146 >

20:1. Este hecho sugiere que el efecto director de un grupo hidroxilo alílico es mayor

que el efecto que podría generar el hidroxilo homoalílico de C-6.

El espectro RMN-1H de 147 (Figura 3.13 (a)) mostraba superposición de las

señales de H-3 y H-4 a 3,41 ppm. Lo mismo ocurría con H-5, H-6a y H-6b que

aparecían a 4,30 ppm como una señal compleja que integraba para tres protones. La

vecindad del grupo acetoxi de C-2, ejercía un efecto de desprotección en el H-2, que

desplazaba dicho protón a campos menores en comparación con análogo hidroxilado

144. Esta señal aparece como un doble doblete de su acoplamiento pseudoecuatorial-

pseudoaxial con el H-1 (J1,2 = 5,1 Hz) y pseudoecuatorial-pseudoecuatorial con el H -3

(J2,3 = 1,8 Hz).

En el espectro de RMN-13C (Figura 3.13 (b)) de 147 se percibía un leve

desplazamiento a campos mayores de las señales de los C-3 y C-4 (55,0 y 49,3 ppm)

con respecto a 144. El grupo acetoxi de C-2 hacía que este carbono se encuentre más

desprotegido (68,0 ppm) en comparación con el análogo hidroxilado (144).


89



2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.6

821

.30

22.8

2

49.3

4

54.9

6

64.0

465

.25

68.0

271

.62

93.2

8

170.

5517

0.57

OOAc

O AcOOiPr

(CH3)2CH

MeCO

2

(CH3)CO

C-1

C-3,4

(CH3)2CH

5 6

3.403.42

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

5.105.12 ppm

H-1,2

(CH3)2CH

H-5,6a, 6b H-3,4

(CH3)2CH

(CH3)CO OOAc

O AcOOiPr


90

Como continuación de este trabajo se procuró la síntesis selectiva del epóxido

por la cara superior (β) de la enona. En una primera aproximación se consideró que las

condiciones descriptas por Sharpless20 para la síntesis asimétrica de epóxidos, sería una

buena opción. Esta técnica usaba hidroperóxido de ter-butilo como agente oxidante y

tetraisopropóxido de titanio (Ti(OiPr)4) y (+) ó (–) tartrato de dietilo (DET) como

inductor asimétrico. En general Sharpless y col. trabajaron con alcoholes alílicos de

configuración E de cadena abierta y los rendimientos obtenidos eran de muy buenos a

excelentes, con muy buena enantioselectividad. La reacción se realizó en paralelo con

los dos isómeros del tartrato de dietilo (+ y –), pero lamentablemente en ningún caso se

observó conversión del compuesto de partida, el cual permanecía inalterado, incluso al

agregar más catalizador o agente oxidante o prolongar los tiempos de reacción. Este

hecho se puede entender teniendo en cuenta un aspecto en el que Sharpless hizo énfasis

en una de sus publicaciones:21 los alcoholes alílicos de configuración Z son sustratos

pobres en este tipo de epoxidaciones. Además, para los sustratos Z la selectividad

decrecía a medida que aumentaba el tamaño del sustituyente del carbono vinílico β al

grupo hidroxilo. También se describió que para los alcoholes alílicos con sustituyentes

ciclohexilo la reacción no ocurría.21 Por lo tanto se desestimó esta aproximación y se

buscó una nueva estrategia para lograr estereoselectividad facial deseada.

En la nueva estrategia para obtener selectivamente el 3,4-anhidro azúcar de

configuración galacto se tuvo en cuenta un antecedente de la literatura. En este se

informaba que los derivados del ciclohexenol con un grupo voluminoso en la posición

alílica inducían la epoxidación por la cara opuesta.2,22 Se consideró que un sustituyente

voluminoso en el HO-2 podría dirigir la epoxidación obteniéndose el epóxido β

esperado. Se eligió como sustituyente el grupo ter-butildimetilsililo dado que además,

este grupo desfavorecía la coordinación del HO-2 con el peroxiácido. Por ello, se

procedió a la sililación de los enopiranósidos 140 y 142, usando cloruro de ter-

butildimetilsililo como agente sililante e imidazol como base (Figura 3.14). Se encontró

que el acetonitrilo era buen solvente para la reacción y de fácil eliminación. Los

rendimientos de las reacciones de sililación de 140 y 142 fueron prácticamente

cuantitativos (> 94%), y la reacción era de fácil purificación y sin formación de

productos secundarios.


91

Figura 3.14 Sililación de los enopiranósidos 142 y 140

Por oxidación de 148 en las mismas condiciones usadas anteriormente se

obtuvieron los epóxidos 149 y 150 en una relación 7:1 (estimado por RMN). La

selectividad fue inversa a la obtenida a partir de 140 y se aisló el epóxido de

configuración galacto 149 con un buen rendimiento (Figura 3.15). Se verificó así la

influencia de sustituyentes voluminosos, en particular, el de C-2 en el curso de la

epoxidación. Dichos sustituyentes favorecían el ataque del peroxiácido por la cara de la

enona menos impedida.

Figura 3.15 Síntesis diastereoselectiva de los epóxidos 149 y 152

Para confirmar inequívocamente la identidad de 149 (3,4-anhidro-α-D-galacto)

se realizó un procedimiento de dos pasos que involucraban la O-desacetilación y

subsiguiente sililación de 146 (epóxido del cual la estereoquímica había sido establecida

anteriormente). De este modo, se obtuvo 149 y se corroboró la configuración absoluta

de los estereocentros de C-3 y C-4. El mismo procedimiento realizado sobre 143, arrojó

resultados análogos.


92

Por otro lado, el análisis de los espectros mono y bidimensionales de 149

ratificaba la configuración galacto. En el espectro NOESY GPPH (Figura 3.16 (c)) se

observó un pico de entrecruzamiento entre H-3 y H-5 y un contacto intenso entre H-4 y

H-5.

En el espectro de RMN-1H de 149 (Figura 3.16 (a)) se distinguían las señales de

H-3 (3,24 ppm) y H-4 (3,30 ppm) como dobles dobletes (J3,4 = 4,1 Hz). Las constantes

de acoplamiento entre dichos hidrógenos eran concordantes con la disposición

pseudoaxial-pseudoecuatorial en la silla distorsionada. En espectro de RMN-13C de 149

(Figura 3.16 (b)) se observaron, además de las señales de los carbonos del anillo

oxirano a 54,5 y 50,9 ppm, las señales correspondientes a los carbonos unidos a silicio a

campos altos por el efecto protector de este elemento.


0.51.01.52.02.53.03.54.04.5 ppm

3.30 ppmppm

H-1 H-5 H-4 H-3

(CH3)2CH

H-2,6a, 6b, (CH3)2CH

(CH3)2Si

(CH3)3CSi


93


(c) Espectro NOESY GPPH (500 MHz, CDCl3) de 149

ppm

3.23.33.43.53.63.73.83.94.04.14.24.34.44.54.64.74.8 ppm

3.2

3.3

3.4

3.5

3.6

3.7

3.8

3.9

4.0

4.1

4.2

4.3

4.4

4.5

4.6

4.7

4.8

4, 5 3, 5

(CH3)2CH

Me2CH

C-4C-1

C-3

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

C-2,5 C-6


94

De manera análoga a la descripta para 148, la epoxidación de 151 (Figura 3.15)

generó los epóxidos de configuración D-galacto (152) y D-allo (153) en una relación

3:1, determinada por RMN-1H del crudo de reacción. En los espectros de RMN de

ambos productos se destacaban las señales de los hidrógenos y carbonos de los sililos a

campos altos y la presencia del grupo acetato. Para 152, los protones del anillo oxirano

se encontraban a 3,21 y 3,24 ppm, mientras que para 153 los mismos se hallaban a 3,29

y 3,25 ppm. Como era de esperar, los carbonos del anillo de tres miembros se hallaban

desplazados a campos mayores (55,0 – 50,0 ppm). Alternativamente, 153 se preparó en

forma cuantitativa por sililación de 144, confirmando de esta manera la estereoquímica

del anillo oxirano.

Los resultados obtenidos confirmaron que la sustitución del alcohol alilílico por

un grupo voluminoso en 140 y 142, inducía la epoxidación por la cara opuesta a ese

sustituyente, logrando estereocontrol en favor del epóxido β. Ambas epoxidaciones

ocurrieron con rendimientos globales mayores al 80%.

Hasta este punto, se habían sintetizado los precursores que, por apertura

nucleofílica con 1-tioaldosas, generarían los tiodisacáridos. En primera instancia, se

ensayaron las condiciones de las adiciones de Michael (Et3N, CH2Cl2) para el ataque

nucleofílico al anillo oxirano. En estas condiciones no hubo conversión de los productos

de partida, incluso con el agregado de más base o prolongando los tiempos de reacción.

Se sabe que los epóxidos pueden abrirse en medio ácido o básico. Generalmente,

los epóxidos derivados de ciclohexanos reaccionan con nucleófilos (Nu-) por la posición

menos impedida, con inversión de la configuración del centro de ataque (apertura anti).

Bajo catálisis ácida, la introducción del nuevo grupo suele ocurrir en la posición más

sustituida, debido a la mejor estabilización de la carga parcialmente positiva en el estado

de transición. En estas circunstancias se retiene la estereoquímica (apertura syn).6,23

En bibliografía existían antecedentes del uso de ácidos de Lewis como

catalizadores en las aperturas de epóxidos.24 Se ensayó entonces la reacción usando

BF3.Et2O como catalizador ácido, pero la reacción no tuvo lugar. Asimismo, se

ensayaron infructuosamente otros ácidos de Lewis: el triflato de escandio

(Sc(CF3SO3)3) en tolueno o el perclorato de litio (LiClO4) en MeCN.

Se exploraron, entonces, condiciones de apertura nucleofílica de epóxidos en

condiciones de basicidad. Para ello se generó el tiolato de sodio y se usaron solventes


95

polares como DMF o HMPA. Ninguna de estas condiciones produjo la apertura del

anillo de tres miembros. Finalmente, se ensayaron las condiciones fuertemente

alcalinas, similares a las descriptas por Hashimoto14a. Así, una mezcla del epóxido y la

1-tioaldosa se trató con solución concentrada de metóxido de sodio (MeONa/MeOH).

A efectos de optimizar las condiciones de reacción para la apertura nucleofílica

del anillo oxirano, se procedió a variar la concentración de aceptor, del medio básico y

la temperatura. Los resultados se resumen en la Tabla 3.2. Si bien el fuerte medio básico

aseguraba la activación del tiol en su correspondiente tiolato, a su vez la base provocaba

la desacetilación tanto del donor como del aceptor. En consecuencia, fue necesario

luego reacetilar para aislar y purificar cromatográficamente los productos. En estas

condiciones no se observó anomerización del tiol, dado que es un proceso muy lento.25

Tabla 3.2 Condiciones para la apertura nucleofílica

Los mejores resultados se obtuvieron al usar NaMeO/MeOH 2M, a alta

temperatura (95 oC), con una concentración del aceptor de 0,4 M y un exceso del 10-

20% de la 1-tioaldosa (entrada 4 de la Tabla 3.2). En estas condiciones enérgicas de

reacción, se observaba además de la formación de 154 y 155, la aparición de productos

de descomposición. Con el fin de buscar una alternativa más suave se consideraron los

estudios de Lowary y col.,13b en los cuales informaba la apertura de epóxidos de

Entrada Aceptor 144 ó

147 Conc. (M)

Aceptor

: Donor

MeONa

Conc. (M)

Temp.

(oC)

Tiempo

(h)

Rend. global

aislado %

Relación

154:155

1 0,2 1 : 1,2 0,1 25 6 30 10:1

2 2,5 1 : 1,2 0,1 25 3 34 1:1,4

3 2,5 1 : 1,2 0,1 25→95 18 48 1:1

4 0,4 1 : 1,2 2,0 95 18 76 1:1,3


96

furanosas con bencilóxido de litio (LiOBn). Se condujo la reacción usando LiMeO,

pues dado que el litio es más oxofílico que el sodio, se esperaba que la coordinación del

oxígeno del epóxido con este catión contribuiría a condiciones de reacción más suaves.

En efecto, al usar LiOMe la reacción se completó en 24 hs a 60 oC, y los productos 154

y 155, se obtuvieron con excelentes rendimientos (92%), aunque no se observó

regioselectividad en la apertura (relación 154:155 ≈ 1:1). Si bien era de esperar que el

producto de apertura trans-diaxial 155 fuese el mayoritario, en las condiciones

optimizadas se observó también el producto de apertura trans-diecuatorial 154. La

formación de ambos productos se explicó teniendo en cuenta los factores estéricos

involucrados en la apertura nucleofílica. El tiodisacárido de configuración gulo en su

extremo reductor (155) resultaba del ataque del tiolato al C-4 del 3,4-anhidroazúcar.

Este ataque trans-diaxial, teóricamente favorecido, suponía una interacción desfavorable

entre el nucleófilo y el hidroximetilo de C-5 del aceptor. Además, el nuevo HO formado

en C-3 presentaba una interacción desestabilizante 1,3-diaxial con el sustituyente del

carbono anomérico. Por el contrario, el acercamiento del nucleófilo por el C-3, que daba

origen a 154 por ataque trans-diecuatorial, teóricamente menos favorecida, sólo

presentaba interacciones estéricas gauche con los sustituyentes del aceptor en C-2 y C-

4. Además, el azúcar sustituyente de C-3 voluminoso termina adoptando una

disposición ecuatorial. Teniendo en cuenta todos estos efectos contrapuestos era

razonable la ausencia de regioselectividad en la apertura del epóxido.

Cabe mencionar que no existían diferencias apreciables en el rendimiento al usar

el anhidroazúcar 144 ó 147 como aceptor, lo cual era esperable ya que lo primero que

ocurría era la desacetilación del compuesto en el medio fuertemente básico.

Las configuraciones absolutas de los tiodisacáridos se dedujeron por análisis de

los respectivos espectros de RMN mono y bidimensionales. En el espectro de RMN-1H

de 154 (Figura 3.17 (a)) las señales de los dos hidrógenos anoméricos aparecían a 5,10

(H-1) y a 4,78 ppm (H-1’). La constante de acoplamiento entre H-1’ y H-2’ era de 10,2

Hz, confirmando su configuración β y la ausencia de anomerización en las condiciones

de reacción. Por otro lado, se observó un triplete a 3,26 ppm correspondiente al H-3, J ≈

11 Hz, consistente con acoplamientos diaxiales. El hecho de que este hidrógeno se

encontrara desplazado a campos altos revelaba que el ataque del tiolato había ocurrido

por el C-3 y confirmaba la configuración gluco para 154.


97

En el espectro de RMN-13C (Figura 3.17 (b)) de 154 se observaban entre otras,

las señales características de los carbonos unidos a azufre a 83,1 y 46,7 ppm,

correspondientes a los C-1’ y C-3, respectivamente.



2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.5

520

.63

20.7

221

.58

23.0

4

46.6

7

61.8

062

.50

66.6

468

.04

68.4

170

.30

71.1

172

.34

73.8

075

.48

83.1

0

93.7

3

169.

1016

9.32

169.

3916

9.79

170.

1317

0.52

O

O AcAcO

A cO

OA c O

O Ac

AcO

OA c

S

O iPr

(CH3)2CHMeCO

(CH3)COC-1’

C-1

C-3 6 6’

5’3’2

Me2CH 2’

4,5 4’

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

3.253.30 ppm4.785.10 pp

O

OAcAcO

AcO

OAc O

OAc

AcO

OAc

S

OiPr

(CH3)2CH

H-3

H-5,6a, 6b, 6’a, 6’b

(CH3)CO

H-1’ H-1

H-1,2,4,1’,2’,4’

H-3

H-5’ (CH3)2CH

H-3’


98

Para el compuesto 155, la señal a 3,30 ppm en el espectro de RMN-1H (Figura

3.18 (a)), resultó llamativa. En este caso, las constantes de acoplamiento eran pequeñas

(2,5 Hz), típicas de un acoplamiento ecuatorial-ecuatorial. El análisis del espectro de

COSY-2D permitió identificar este protón como H-4, consistente con la configuración

4-tio-D-gulo, el producto de ataque trans-diaxial (Fürst-Plattner). Al igual que el caso

anterior, eran características las señales de los carbonos unidos a azufre que, en este

caso, salían en 82,1 (C-1’) y 44,4 ppm (C-4) (Figura 3.18 (b)).


1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

3.303.32 ppm5.04 4.72(CH3)2CH

H-5’

H-6a, 6b, 6’a, 6’b

H-3’

(CH3)CO

H-1,2’,4’

H-1’

O

OAcAcO

AcO

OAc

O

OAc

OAc

OiPr

S

AcO

H-4 (CH3)2CH

H-4 H-1’ H-1

H-5

H-2,3


99


De manera análoga, la reacción entre el epóxido 146 (de configuración opuesta a

147) y la 1-tioglucosa (50) rindió los análogos 156 y 157. En este caso, también se aisló

un producto que se identificó como 158. La estereoquímica de los productos se

determinó por espectroscopía mono y bidimensional y se asignó para el extremo

reductor una configuración 4-tio-D-gluco para 156, 3-tio-D-gulo para 157 y 2-tio-D-ido

para 158.

2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.5

320

.66

20.7

221

.12

21.3

123

.04

44.4

2

61.7

363

.62

64.9

165

.29

68.0

769

.50

70.2

870

.65

76.0

182

.15

94.3

1

169.

2616

9.55

169.

9717

0.04

170.

4817

0.57

5’ 3’ 3,2’ Me2CH 4’ 2’6

5 6’

O

OAcAcO

AcO

OAc

O

OAc

OAc

OiPr

S

AcO

(CH3)2CH

MeCO C-4

(CH3)CO

C-1’

C-1


100

El curso estérico de la apertura del anillo oxirano de 146 se explicó teniendo en

cuenta los mismos efectos que mencionamos para la apertura de 144. La apertura trans-

diaxial de 146 llevó, en este caso, a la formación del (1→3)-tiodisacárido 157. El

acercamiento del nucleófilo al C-3 generaba una repulsión 1,3-diaxial con el

sustituyente anomérico. Esta interacción estaba ausente en la apertura diecuatorial por el

C-4, que condujo a 156. Los espectros de RMN de estos dos tiodisacáridos se presentan

a continuación. Para 156 (Figura 3.19 (a)) se detectaba como señal distintiva, la del H-4

que aparecía como un doble doblete (J3,4 = 10,8 y J4,5 = 11,1 Hz), centrado en 2,92 ppm

(característico de protones geminales a un átomo de azufre). Estos valores grandes de

constantes de acoplamiento eran consistentes con una disposición axial para H-3, H-4 y

H-5, confirmando la estereoquímica. En el espectro de RMN-13C de 156 (Figura 3.19

(b)) se distinguía el carbono unido a azufre (C-4) a 46,5 ppm.

En el caso del compuesto 157 el espectro de RMN-1H (Figura 3.20 (a)) se

observaba una señal a 3,66 ppm, que se identificó como H-3 haciendo uso de la

espectroscopía bidimensional COSY. Este hidrógeno aparecía como un doble doblete

pero con constantes de acoplamiento pequeñas (J2,3 = 5,5, J3,4 = 3,0 Hz), típicas de una

disposición ecuatorial-ecuatorial.


1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

4.80 ppm pppm

H-4 (CH3)2CH

(CH3)CO

H-5’

H-1’ H-1

(CH3)2CH

H-1,2,3,1’,2’,3’,4’ H-5,6a, 6b, 6’a, 6’b

O

OAcAcO

AcO

OAc

O

AcO

OAc

OiPr

SAcO


101



1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

3.66 ppm5 ppm5.00 (CH3)2CH

H-6a, 6b, 6’a, 6’b

H-3

(CH3)CO

H-1’ H-5

H-1,3,2’,3’,4’

O

OAcAcO

AcOAcO

S

O

AcO

OAc

OiPr

AcO

H-5’ (CH3)2CH

H-1’ H-1 H-3

2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.5

420

.61

20.6

520

.80

21.5

023

.17

46.5

2

61.8

163

.41

67.5

967

.98

68.9

069

.81

71.0

772

.41

73.7

475

.38

82.1

1

94.2

7

169.

3216

9.68

170.

0017

0.28

(CH3)2CH

MeCO

C-4

(CH3)CO

C-1’ C-1

O

OAcAcO

AcO

OAc

O

AcO

OAc

OiPr

SAcO

6 6’3

4’5

2’Me2CH2 3’5’


102


La formación del (1→2)-tiodisacárido 158 sugirió la migración del anillo

oxirano del 3,4-anhidroazúcar (146) para dar el 2,3-epóxido intermediario (I), que luego

sería atacado nucleofílicamente por la 1-tioaldosa 50, para dar el tiodisacárido 158.

Existían en bibliografía11a antecedentes de migraciones análogas, por lo que se postuló

el siguiente mecanismo para la formación de 158 (Figura 3.21).

Figura 3.21 Mecanismo postulado para la formación de 158

MeCO

(CH3)2CH

C-2

(CH3)CO

C-1’

C-1 (CH3)2CH

5’ 3’ 3 4’ 4 2’

5,6

6’


103

El espectro RMN-1H de 158 (Figura 3.22 (a)) mostraba las señales de los

hidrógenos anoméricos a 5,01 (H-1) y 4,60 ppm (H-1’). Es interesante notar, que el H-2

aparecía a 3,66 ppm como un doble doblete con constantes pequeñas (J1,2 = 1,8, J2,3 =

3,8 Hz), consecuencia de los acoplamientos ecuatorial-ecuatorial. Fue clave para la

determinación de la estructura, el análisis del espectro de COSY-2D, que mostraba la

correlación entre la señal anomérica a 5,06 ppm (H-1) y la señal de 3,66 ppm (H-2).


En el espectro de RMN-13C de 158 (Figura 3.22 (b)) sobresalía la señal del C-2,

unido a azufre, a 42,1 ppm y las de C-1 y C-1’ a 93,9 y 82,2 ppm, respectivamente.

También se asignaron completamente todas las otras señales de los carbonos de la

molécula.

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

O

OAcAcO

AcO

OAc

S

O

iPrO AcO

OAc

OAc

3.25 p(CH3)2CH

H-2

H-6a, 6b, 6’a, 6’b

(CH3)CO

H-1,2’,4’

(CH3)2CH

H-5’ H-5

H-1’

H-4

H-3,3’


104


Para determinar la proporción en que se encontraban los tiodisacáridos se realizó

un espectro RMN-1H del crudo de reacción. Así, se estableció que la relación entre ellos

156:157:158 era de 1:1:1.

Con el fin de verificar la migración del anillo oxirano de C-3,4 a C-2,3 el

epóxido 144 se trató en medio básico (LiOMe). El producto de la reacción fue el

derivado 3,6-anhidro 160 (Figura 3.23). La formación de este compuesto es consistente

con la migración de anillo oxirano, que luego, en una segunda etapa, experimentaba

ataque nucleofílico por el HO-6, para formar el compuesto con los dos ciclos fusionados

de cinco y seis miembros, que resulta termodinámicamente más estable. La estructura

de 160 se confirmó por espectroscopía de RMN. En el espectro de RMN-1H de 160

(Figura 3.23 (a)) eran características las señales de H-3 (4,37 ppm) y las de H-6a y H-6b

que aparecían como un singulete centrado en 4,07 ppm. El espectro RMN-13C de 160

(Figura 3.23 (b)) mostraba a campos bajos las señales correspondientes a los C-3 y C-5,

característicos de los 3,6-anhidroazúcares. Este espectro era muy similar al de su

análogo acetilado descripto en bibliografía.26 En general, los azúcares de configuración

galacto, como el compuesto 144, suelen formar derivados del tipo de 160 por

2030405060708090100110120130140150160170180190 ppm

20.5

520

.58

20.6

420

.67

20.9

121

.34

23.1

7

44.3

5

61.8

662

.52

64.0

667

.56

67.9

868

.65

69.7

670

.03

73.9

575

.75

84.4

6

98.1

5

169.

2216

9.44

169.

7717

0.01

170.

1917

0.62

(CH3)2CH

MeCO

(CH3)CO

C-1’C-1

C-2

5’ 3’

4 Me2CH 3,2’,4’

5 6’ 6

O

OAcAcO

AcO

OAc

S

O

iPrO AcO

OAc

OAc


105

eliminación de una molécula de agua. Cabe aclarar que en el medio de reacción de

tioglicosidación, en presencia del nucleófilo fuerte derivado de la 1-tioaldosa, la

formación del tiodisacárido 158, a partir de 159, prevalece sobre la formación del 3,6-

anhidroazúcar 160.



(CH3)2CH

C-2,4,6, (CH3)2CH

C-1 C-5

C-3

OH

(CH3)2CH

(CH3)2CH

H-6a,6b

OH

H-5

H-1 H-2,3,4


106

Se intentó aislar el epóxido 159 para corroborar inequívocamente este

mecanismo. Para ello era necesario reemplazar el grupo lábil de C-6 por uno que no se

viera afectado con el medio básico. Para ello el compuesto 149 se des-O-sililó con

fluoruro de tetrabutilamonio (TBAF) en THF para dar el epóxido 159 (Figura 3.24).

Luego se resililó selectivamente el HO primario de C-6 de 159 con 1,1 equivalentes de

TBSCl, en presencia de imidazol en acetonitrilo. Junto con 161 se obtuvo también un

cierto porcentaje del compuesto disililado 149. El compuesto se hizo reaccionar con

LiOMe/MeOH en las condiciones optimizadas para la apertura nucleofílica, pero sin

agregado de la tioaldosa. Si bien la reacción no fue completa, el 2,3-epóxido 162 se

caracterizó espectroscópicamente. La reacción no era completa porque 161 y 162 se

encuentran en equilibrio en el medio fuertemente básico.

Figura 3.24 Mecanismo postulado para la formación de 162

En el espectro de RMN-1H de 162 (Figura 3.25 (a)) se observaban las señales de

los protones del epóxido a campos más bajos que los otros epóxidos sintetizados 3,35

(H-2) y 3,38 (H-3). En el espectro de RMN-13C de 162 (Figura 3.25 (b)) se

identificaban las señales de los carbonos del anillo oxirano a 52,4 (C-3) y 51,7 (C-4).


107



OOTBSHO

O O iPr

-5100 95 90 85 80 75 70 65 60 55 50 45 40 35 30 25 20 15 10 5 0 ppm

-5.5

8

18.2

221

.68

23.5

725

.28

25.7

8

51.7

552

.45

63.8

265

.42

66.6

269

.75

92.0

9

(CH3)2CHC-4,5

C-1

C-3 (CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

C-2C-6

(CH3)2CH

5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

3.353.40 ppmppm

(CH3)2CH

H-3

H-5,6a, 6b (CH3)2CH H-1

(CH3)2Si

(CH3)3CSi OOTBSHO

O O iPr

H-2

H-4


108

Con el fin de lograr regioselectividad en la apertura del epóxido, y ante la

evidencia de que la existencia de un grupo voluminoso influía sobre el curso de la

reacción, se ensayó el ataque nucleofílico de la 1-tioglucosa (50) sobre los epóxidos 152

y 153 que poseían un grupo TBS en C-2. Era de esperar que este grupo voluminoso en

C-2, favoreciera el ataque por el C-4 en ambos compuestos, ya que el ataque por el C-3

estaba estéricamente desfavorecido. Además, un grupo sililoxi en C-2 sería de utilidad

para evitar la migración del epóxido. Como el compuesto 153, se había obtenido como

un producto minoritario de la reacción de oxidación de 151 (Figura 3.15), se buscó una

ruta alternativa de síntesis. Para ello, se trató a 144 en condiciones clásicas de sililación

con cloruro de ter-butildimetilsililo e imidazol para obtener 153 en forma cuantitativa

(Figura 3.26).

Figura 3.26 Estereocontrol en la apertura nucleofílica de 152 y 153.

La reacción de 152 con 50 se realizó en las condiciones de reacción empleadas

anteriormente. En estas condiciones ocurría una considerable O-desililación del

producto de reacción. Por ello se emplearon bases más diluidas y se obtuvieron buenos

resultados al usar un solución de LiOMe 0,8 M. En estas condiciones se obtuvo

mayoritariamente el producto de reacción 163, de configuración gluco, pero fue

inevitable la obtención del análogo 156 con el hidroxilo de C-2 acetilado (relación 6:1).

Sin embargo, la desililación parecía ocurrir después que el tiodisacárido 163 se hubiera

formado, debido a que este subproducto poseía la misma estereoquímica para el


109

extremo reductor (4-tio-α-D-gluco) que el producto deseado. La reacción ocurría con

alta diastereoselectividad y con rendimientos globales muy buenos. Se confirmó que la

presencia de un grupo sililoxi voluminoso vecino inducía el ataque únicamente por el C-

4.

Los espectros de RMN-1H y 13C del tiodisacárido 163 (Figura 3.27 (a) y (b)) era

muy similar al de 156. Como era de esperar, la diferencia más notable era el

desplazamiento a campos mayores del H-2 y el C-2 de 163, además de la presencia de

los protones y carbonos de los grupos sililo.


5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

4.72 p5.15 p 4.85 ppm 0 ppm

O

AcOAcO

AcOOAc

O

TBSO

OAc

OiPr

SAcO

(CH3)2CH

H-5,6a, 6b,6’a,6’b (CH3)2CH

H-4 H-2

(CH3)CO

H-1’

H-1

H-1,3,2’,3’,4’

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

H-1’ H-2 H-4

H-5’


110


Se estudió también la influencia del grupo voluminoso en C-2 en el curso

estereoquímico de la apertura nucleofílica del epóxido 153 con la 1-tioaldosa 50 en las

condiciones anteriores (Figura 3.26). El compuesto 153, es un análogo de 152 de

configuración opuesta en los carbonos asimétricos del anillo oxirano. La reacción de

153 con 50 resultó regioselectiva y dio el tiodisacárido (1→4) 164. También, aquí, fue

inevitable la desililación del producto 164 en las condiciones de reacción, por lo que

además de este tiodisacárido sililado, se obtuvo su análogo 155. El rendimiento global

de la reacción fue del 90% y los dos productos aislados poseían la configuración 4-tio-

α-D-gulop para el extremo reductor.

Estos resultados confirman el estereocontrol ejercido por el silil éter de C-2, que

induce la apertura nucleofílica por el C-4 en 3,4-epóxidos de configuración α ó β.

Por último, se estudió la influencia de un sustituyente voluminoso, como el

grupo TBS, en C-6 sobre el curso estereoquímico de la reacción. Un precursor

conveniente resultaba ser el 6-O-TBS-3,4-anhidro-α-D-allopiranósido 166. Este

O

AcOAcO

AcOOAc

O

TBSO

OAc

OiPr

SAcO

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ppm

-5.3

1-5

.01

18.4

220

.56

20.6

020

.75

21.4

923

.23

25.9

6

45.8

7

61.9

962

.24

68.1

668

.21

70.1

370

.51

71.8

272

.67

73.9

575

.38

82.8

294

.20

169.

2116

9.42

170.

0217

0.43

(CH3)2CH

MeCO

C-4

(CH3)CO

C-1’ C-1 C-6,6’ (CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

3’5’ 2 5

Me2CH

2’3,4’


111

compuesto se sintetizó a partir de 142, por sililación del OH de C-6 en las condiciones

clásicas para dar 165 como producto mayoritario. Junto con 165 se obtuvo el producto

disililado 148. Como era de esperar, la oxidación del alqueno de 165 con MCPBA

produjo 166 regioselectivamente, ya que el OH de C-2 dirigía el acercamiento del

peroxiácido por la cara inferior de la molécula.

La reacción de 166 con la tioaldosa 50 produjo a una mezcla de dos

tiodisacáridos que poseían configuración 3-tio-α-D-gluco y 4-tio-α-D-gulo en su

extremo reductor (167 y 168, respectivamente). Estos tiodisacáridos fueron los

productos mayoritarios de la reacción pero también se obtenían como subproductos los

tiodisacáridos 6-O-acetilados 154 y 155. Los compuestos 154 y 167 (de configuración

gluco) diferían solamente en el grupo protector en C-6 del extremo reductor (acetato en

154 y TBS en 167). Lo mismo ocurría entre 155 y 168 (de configuración gulo). La

relación entre los productos isoméricos de configuración gluco a gulo, era de 1:1,4. Los

compuestos 167 y 168, se caracterizaron espectroscópicamente (Figura 3.28 (a) y (b)) y

fue interesante notar en ambos casos que los H-6 de ambos compuestos se encontraban

protegidos debido a la vecindad del grupo sililoxi. Por otro lado, se observaba que en

167 el H-3 se encuentra protegido (~ 3,3 ppm) con constantes de acoplamiento grandes

(11,3 Hz), indicativo de un acoplamiento axial-axial (Figura 3.28).


112



-10180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ppm

-5.4

7-5

.40

18.2

920

.51

20.5

520

.64

20.6

821

.42

23.1

125

.73

25.8

2

46.8

7

61.9

262

.88

67.2

068

.11

70.2

971

.36

72.5

273

.89

75.4

383

.01

93.2

4

169.

1616

9.36

169.

4216

9.84

170.

1317

0.57

AcOO

OAcAcO

AcO

AcO OAcO

OTBS

SO iPr

(CH3)2CH

MeCO

C-6,6’

(CH3)CO

C-1’ C-1

C-3

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

5’3’ 2

2’,5,Me2CH

4’ 4

5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

3.30 ppm4.85 ppmppm

AcOO

OAcAcO

AcO

AcO OAcO

OTBS

SO iPr

(CH3)2CH

H-6a,6b H-5,6’b

(CH3)2CH

(CH3)CO

H-1,2,4, 1’,2’,4’

(CH3)2Si

(CH3)3CSi

H-5’ H-6’a

H-3’

H-1 H-1’


113

Para el compuesto 168 (RMN-1H, Figura 3.29 (a)), la señal del H-4 aparecía a

3,20 ppm, con J ≈ 3 Hz, confirmando la estereoquímica. Además la señal

correspondiente al H-3, presentaba valores de constantes pequeños (acoplamientos

diecuatoriales), indicativos de la configuración gulo para el extremo reductor.


En el espectro de RMN-13C de 168 (Figuras 3.29 (b)) se asignaron todas las señales de

los carbonos de la molécula. Eran distintivas las señales de los carbonos vecinos al

azufre (C-4 y C-1’) y las señales de los carbonos unidos a sililo a campos bajos.

H-6a, 6b 5’

5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 ppm

3.323.344.744.76 ppm5.305.32 ppm5.045.06 ppm

(CH3)2CH

H-4

H-5, 6’a, 6’b

H-1,2,3,2’,3’,4’

H-1’

(CH3)COH-1’

H-3 H-1

(CH3)2Si

(CH3)3CSi O

AcOAcO

AcO

OAc

O

OAc

OTBS

OiPr

S

AcO

H-5 Me2CH

H-4


114


Si bien estos productos se podían separar fácilmente por columna

cromatográfica, se decidió des-O-sililar con TBAF/THF con el fin de minimizar los

productos de reacción. La mezcla se acetiló posteriormente. En concordancia con los

resultados anteriores, se aislaron 155 y 154 en relación 1:1,3, confirmando los

resultados obtenidos para la apertura de 144. Estos resultados mostraron que un

sustituyente voluminosos en C-6 no producía una influencia significativa en la

regioselectividad de la apertura nucleofílica. Como confirmación adicional de este

hecho, se sintetizó un análogo con un grupo sililo que ocasionara mayor congestión

estérica en C-6. El grupo elegido fue el triisopropil-sililéter. Para ello, se trató 144 con

una solución de MeOH:Et3N:H2O para dar 169, en forma cuantitativa. Luego se sililó

selectivamente el HO-6 usando cloruro de triisopropilsililo (TIPSCl) e imidazol, en

acetonitrilo. Se obtuvo de esta manera el epóxido 170, análogo de 166.

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ppm

-5.4

6-5

.42

18.1

920

.56

20.5

920

.64

20.8

621

.00

21.1

623

.29

25.8

1

44.2

9

61.8

264

.28

65.9

168

.11

69.3

669

.84

70.7

773

.88

76.0

182

.48

93.7

3

169.

3616

9.51

170.

1217

0.15

170.

58

O

AcOAcO

AcO

OAc

O

OAc

OTBS

OiPr

S

AcO

(CH3)2CH

MeCO

C-4(CH3)CO

C-1’

C-1(CH3)2Si

(CH3)3CSi

(CH3)3CSi

5’ 3’ 3 2’

Me2CH4’

2

6

5

6’


115

La apertura nucleofílica de 170 con 50 dio los productos 171 y 172, que

correspondían a los tiodisacáridos de configuración gluco y gulo, respectivamente, en

relación 1:1,2. Nuevamente en este caso, no hubo selectividad en la apertura del

epóxido, similar a lo observado para 166.

Por último, se analizó la selectividad por tratamiento del epóxido disililado 149

con la 1-tioaldosa. En este caso, el rendimiento de la reacción fue muy bajo debido a la

congestión estérica alrededor del epóxido. Al igual que en los otros casos, se determinó

que la apertura ocurría por el C-4 para dar 173, que era el producto menos impedido

estéricamente, confirmando el efecto inductor de un grupo voluminoso en C-2.

OOTBSO

TBSO OiPrO

SHOAc

AcOAcO

OAcO

HOHO

HO

OH

O

TBSO

OTBS

OiPr

SHO

149

50

1) LiOMe/MeOH

173

OSNa

OHHO

HOOH

2

24%

Hasta este punto, el análisis se restringió a obtener selectividad para la apertura

nucleofílica, usando la 1-tioglucosa como tioaldosa modelo. A continuación, se

extendió la síntesis a los análogos que contenían tiogalactosa en el extremo no reductor.

Cabe señalar que muchos disacáridos naturales contienen galactosa en su estructura, por

lo cual sus análogos azufrados resultan interesantes desde el punto de vista biológico.


116

Así, por reacción del epóxido 147 con la 1-tiogalactosa 109, en las condiciones

optimizadas, se obtuvo de esta manera los tiodisacáridos 174 y 175.

La identidad de los productos se confirmó por técnicas de RMN mono y

bidimensional y por analogía con los tiodisacáridos con glucosa en el extremo no

reductor sintetizados anteriormente. En el espectro de RMN-1H de 174 (Figura 3.30 (a))

se observaba a 3,27 ppm un triplete con J2,3 = J3,4 = 11,3 Hz, el cual se identificó como

el H-3.


1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

3.3 ppm4.8 ppm

(CH3)2CH H-5,6a, 6b, 5’,6’a,6’b

(CH3)CO

H-1 H-1’

H-3H-4’ H-1,2,4, 2’,3’

AcOO

OAcAcO

AcO OAc OAcO

OAc

S

Oi-Pr

(CH3)2CH

H-1’

H-3


117

En el espectro de RMN-13C de 174 (Figura 3.30 (b)) la señal del C-1’ aparecía a

campos más altos (83,8 ppm) debido al efecto protector del átomo de azufre. La señal

de C-3 también aparecía protegida a 46,7 ppm. El compuesto 174 es el análogo en C-3

de la tiolactosa.


En el caso del compuesto 175 (RMN-1H, Figura 3.31 (a)), la señal de 3,28 ppm

se identificó como el H-4, la cual poseía constantes pequeñas (J3,4 = J4,5 = 2,7 Hz) que

indicaban una disposición ecuatorial-ecuatorial de los protones acoplados

(configuración D-gulo). En el espectro de RMN-13C (Figura 3.31 (b)) la señal del C-1’

aparecía a 83,0 ppm mientras que la del C-4 aparecía a 44,3 ppm.

30405060708090100110120130140150160170 ppm20

.70

20.7

220

.73

21.6

023

.05

46.7

2

61.0

862

.52

66.8

367

.00

67.5

168

.40

71.1

271

.82

72.4

974

.05

83.8

3

93.7

0

169.

2816

9.42

169.

7617

0.02

170.

2217

0.39

AcOO

OAcAcO

AcO OAc OAcO

OAc

S

Oi-Pr

(CH3)2CH

MeCO

C-2,4,5,2’4’ 5’,(CH3)2CH

(CH3)CO

C-1’C-1 C-3

C-6,6’

5’3’


118



1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

3.3 ppm

(CH3)2CH H-6a,6b,5’,6’a, 6’b, (CH3)2CH

(CH3)CO

H-4H-4’

H-4

H-1,3,2’

H-2,1’,3’

H-5

(CH3)2CH

MeCO

C-2,3,2’,3’, 4’,5’, (CH3)2CH (CH3)CO

C-1’ C-1C-4

C-6,6’ C-5


119

SÍNTESIS DE LOS TIODISACÁRIDOS LIBRES

La desprotección total de los tiodisacáridos 154, 155, 156, 163, 164, 167, 168,

173 y 174 dieron los respectivos análogos de disacáridos naturales y no naturales con

azufre en la unión interglicosídica. Al igual que en el caso de las adiciones de Michael,

los tiodisacáridos se O-desacetilaron con una solución acuosa metanólica de Et3N a

temperatura ambiente durante 2 h. Los resultantes tiodisacáridos libres se desalaron

pasándolos por una columna de resina de intercambio iónico mixta (DOWEX MR-3C),

y luego se purificaron por una minicolumna de fase reversa (C-18).

Por ejemplo, 155 dio por O-desacetilación, β-D-Glc-S-(1→4)-4-tio-α-D-Gul-O-

iPr (177) cuya contraparte con oxígeno en la unión glicosídica no fue hallada en la

naturaleza, debido a que la gulosa es un azúcar raro. Por otra parte, la desacetilación de

154 y 156 rindió los análogos azufrados de la laminarobiosa (Glcp-β-(1→3)-Glcp) y la

celobiosa (Glcp- β-(1→4)-Glcp), 176 y 178, respectivamente. Los análogos azufrados,

3-tiolaminarobiosa27 y 4-tiocelobiosa28 ya se habían sintetizado por métodos

alternativos. En este caso, se sintetizaron estos compuestos y se evaluaron como

posibles inhibidores enzimáticos de la β-glucosidasa.


120

Los espectros mono y bidimensionales permitieron la asignación completa de las

señales de cada uno de los tiodisacáridos sintetizados. A continuación se presentan los

respectivos espectros. En todos los casos, se observaban las dos señales anoméricas

aisladas del resto de las señales en zonas limpias del espectro, con la del H-1’ a campos

más altos. También se detectaban claramente las señales de los hidrógenos no

anoméricos unidos al carbono azufrado, que aparecían protegidos, en la zona de 3 ppm.

Cada una de estas señales (H-3 o H-4) aparecían como tripletes, con valores de

constantes de acoplamiento grandes, si su configuración era gluco para el extremo

reductor o con valores pequeños si poseían la configuración gulo.

En los espectros de RMN-13C se observaban, en regiones limpias del espectro,

las señales de los carbonos unidos a azufre protegidos.


1.01.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

OS

OHHO

HOOH

O

Oi-PrOH

OH

HO

4.95 ppm 4.65 ppm 3.05 ppm

(CH3)2CH

H-2’

H-2,5,6a, 6b,6’a, 6’b

H-1’ H-1

H-3 H1 H-1’

H-3 (CH3)2CH

H-4, 3’ 4’,5’


121


Figura 3.33(a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O, con supresión del pico de solvente) de 177.

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

OS

OHHO

HO

OH

O

Oi-PrOH

OH

OH

5.05 p 4.65 ppm 3.40 ppm

(CH3)2CH

H-4

H-6a, 6b, 6’a, 6’b, (CH3)2CH

H-1’ H-1

H-4

H-5

H-3’,4’,5’ H-3 H-2

H-2’

H-1 H-1’

20253035404550556065707580859095100 ppm

20.9

022

.84

52.0

9

61.1

761

.38

67.6

369

.80

70.7

270

.82

73.0

173

.07

77.6

1

80.1

3

85.0

1

95.9

3O

SOH

HOHO

OHO

Oi-PrOH

OH

HO

(CH3)2CH

C-2,4,5, 2’,4’ (CH3)2CH

C-4

C-1’ C-1

C-6,6’

C-5’ C-3’


122


Figura 3.34 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O, con supresión de pico de solvente) de 178.

O

OHHO

HO

OH

O

OH

OH

OiPr

SHO

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

5.10 ppm ppm 3.35 ppm

(CH3)2CH

H-4

H- 3’,4’,5’

H-1’

H-1 H-2’

H-,3,5,6a, 6b,6’a, (CH3)2CH

H-3

6’b H-2

H-1 H-1’ H-4

202530354045505560657075808590951005

20.6

0

22.4

8

47.0

5

60.8

8

62.3

0

64.4

7

65.7

2

69.5

7

71.8

4

71.9

6

72.4

7

77.3

9

80.0

9

85.1

6

97.2

2

OS

OHHO

HO

OH

O

Oi-PrOH

OH

OH

(CH3)2CH

C-3, 2’,4’ (CH3)2CH

C-4

C-1’

C-1

C-3’

C-5’ C-2, 5,6,6’


123


Figura 3.35 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O, con supresión del pico de solvente) de 179

1.01.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

4.904.95 4.505 3.05 ppm (CH3)2CH

H-3

H-2,5,6a, 6b, 3’,5’, 6’a, 6’b

H-1’ H-1

HOO

OHHO

HOOH O

HO

OH

S

OiPr

H-4

H-2’

H-4’

(CH3)2CH

253035404550556065707580859095100 ppm

20.4

6

22.4

1

47.1

648

.83

58.9

360

.66

61.3

3

69.2

369

.58

70.7

171

.96

72.2

972

.34

77.0

4

79.8

6

83.6

5

96.3

2O

OHHO

HO

OH

O

OH

OH

OiPr

SHO

(CH3)2CH

C-2,3,5,2’,4’ (CH3)2CH

C-4

C-1’ C-1

C-6,6’

C-5’ C-3’


124


Figura 3.36 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O, con supresión del pico de solvente) de 180.

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

(CH3)2CH

H-4

H-6a, 6b, 4’,5’, 6’a, 6’b,

(CH3)2CH

H-1’ H-1

O

HOHO

HO OH

O

HO

OH

OiPr

S

HO

H-5

3.28 p4.45 ppm4.95

H-2’

3’ H-3

H-2

1520253035404550556065707580859095100 ppm

20.4

122

.35

51.9

0

61.0

661

.12

67.7

268

.92

69.9

670

.22

70.2

972

.76

74.1

9

79.0

7

85.3

9

95.5

2

HOO

OHHO

HOOH O

HO

OH

S

OiPr

(CH3)2CH

C-2,5,2’ (CH3)2CH C-6,6’

C-1’ C-1 C-3

4’

4C-5’ C-3’


125



A efectos de determinar si los tiodisacáridos 176 – 180 presentaban algún tipo de

actividad inhibitoria de glicosidasas, se llevaron a cabo experimentos de inhibición

sobre la β-galactosidasa de E. Coli y la β-glucosidasa aislada de almendras. Se

emplearon como sustratos de las enzimas los correspondientes glicósidos de nitrofenilo.

Así, se ensayó la actividad de los tiogalactósidos 176 – 178 como inhibidores de

β-glucosidasa aislada de almendras bajo las condiciones descriptas para la acción

conveniente de la enzima y no se observó inhibición alguna, aún a concentraciones altas

de los tiodisacáridos.

Los tiodisacáridos 179 y 180 se ensayaron frente a la β-galactosidasa de E. coli

usando como sustrato el o-nitrofenil β-D-galactopiranósido y el o-nitrofenol liberado se

midió espectrofotométricamente (そ 410 nm). Se determinó que los tiodisacáridos

presentaban una leve inhibición a altas concentraciones de inhibidor (aproximadamente

2 mM). Dado que estos resultados mostraron que no eran buenos inhibidores no se

realizaron las gráficas de Lineweaver-Burk. Los gráficos de velocidad de reacción vs.

[I] se muestran a continuación.

20253035404550556065707580859095100 ppm

20.5

822

.45

47.2

0

61.1

562

.19

64.4

1

68.7

269

.73

71.7

772

.01

73.8

3

79.0

7

85.5

6

97.1

7

(CH3)2CH

C-3 (CH3)2CH

C-1’C-1 C-4

O

HOHO

HO OH

O

HO

OH

OiPr

S

HO

C-5’ C-3’

C-6

C-2’,4

C-5

C-2

C-6’


126

El compuesto 180, que poseía la configuración gulo en su extremo reductor,

demostró una inhibición mayor que la de su análogo galacto. Como se puede observar

en las figuras, a bajas concentraciones de inhibidor, no se registraban modificaciones en

el perfil de inhibición. Recién a concentraciones relativamente altas de inhibidor

(aproximadamente 5 mM) se lograba disminuir la velocidad de reacción a la mitad. Este

hecho mostraba que si bien el tiodisacárido 180 inhibía la enzima, se requerían de altas

concentraciones del mismo. Dado que se trataba de un inhibidor débil no se realizó un

análisis más detallado del tipo de inhibición.


127

CONCLUSIONES

Se sintetizaron epóxidos de enonas de azúcares y derivados mediante una ruta

nueva y altamente diastereoselectiva. Los 3,4-anhidro azúcares resultantes se emplearon

como precursores de tiodisacáridos en una nueva estrategia, basada en la apertura

nucleofílica del anillo oxirano con una 1-tioaldosa. En el caso de las 3,4-epoxi-2-

cetopiranosas, el hidroxilo formado tras la apertura nucleofílica se eliminaba

regenerando el sistema α,β-insaturado. Éste se redujo para obtener 4-desoxi análogos de

los tiodisacáridos sintetizados en el capítulo anterior.

Cuando el grupo carbonilo de las enonas se redujo, se observó que el hidroxilo

alílico juega un rol importante en la selectividad de la epoxidación. Así, cuando el

hidroxilo se encuentra libre el acercamiento del peroxiácido ocurre por la cara más

impedida de la molécula (cara α). Esta selectividad disminuía por acetilación de dicho

hidroxilo. Contrariamente, cuando dicha posición se sustituía por un grupo sililo

voluminoso, se formaba el epóxido por la cara superior de la enona (cara β). Se

demostró que los epóxidos derivados de azúcares reaccionan satisfactoriamente con 1-

tioaldosas para producir el enlace tioglicosídico entre dos unidades piranósicas. La

estrategia descripta es adecuada para la síntesis de (1→3)- y (1→4)-tiodisacáridos pero

también podría aplicarse a la síntesis de (1→2)-tiodisacáridos, a partir de los 2,3-

anhidroazúcares obtenidos vía migración del epóxido. Debido a la apertura trans del

anillo oxirano, el átomo de azufre y el hidroxilo vecinal formado quedan ubicados en

una disposición anti. Además, se logró obtener regioselectividad para la construcción

del enlace S-(1→4). Se presume que la alta selectividad para la apertura por el C-4 se

debe a factores estéricos. La metodología descripta se aplicó para la síntesis de análogos

azufrados de disacáridos naturales (3-tiolaminarabiosa y 4-tiocelobiosa) como no

naturales.


128

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO IV

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129

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Blanc-Muesser, M.; Defaye, J.; Driguez, H. Carbohydr. Res. 1978, 67, 305.

131

CAPÍTULO V

SÍNTESIS DE TIOAZÚCARES POR

APERTURA DE TIIRANOS DE AZÚCARES

Las reacciones de compuestos cíclicos azufrados de tres miembros, tiiranos,

poseen un potencial sintético interesante pero han sido menos exploradas que las de los

análogos oxigenados (epóxidos) o nitrogenados (aziridinas). La polaridad inherente y la

tensión del anillo hacen a los tiiranos susceptibles a reacciones con numerosos

reactivos, entre los que se cuentan nucleófilos, ácidos, bases, agentes reductores y

oxidantes, reacciones que conducen a una variedad de sintones azufrados útiles en

síntesis orgánica.1 Se han empleado como intermediarios en la industria farmacéutica,

de polímeros, de pesticidas y de herbicidas.2

Tiirano es el nombre común del anillo de tres miembros que contiene un átomo

de azufre. Otras denominaciones usadas para estos compuestos incluyen sulfuro de

alqueno, sulfuro de etileno, episulfuro, óxido de tioalqueno y tiaciclopropano.

Los tiiranos constituyen una de las clases más importante de tioéteres cíclicos

pequeños con tensión angular de anillo. Se estima que la energía de tensión es de

alrededor de los 80 kJ/mol. Es por ello que estos compuestos tienden a polimerizar

fácilmente por catálisis con ácidos de Lewis. Además, los tiiranos se desulfuran

fácilmente en contacto con superficies metálicas o complejos metálicos, debido a que la

olefina resultante es un compuesto estable. La desulfuración es tan eficiente que los

tiiranos se usan como donores de azufre en la síntesis de complejos metálicos

azufrados.3

Varios grupos se han dedicado a analizar computacionalmente las diferencias

entre los anillos oxirano y episulfuro y su relación con la reactividad diferencial de cada

uno.4 Entre los parámetros más relevantes analizados, se encontraron las diferencias en

la longitud y ángulos de enlaces C-X, donde X es O o S. Se observó que la longitud del

enlace C-C del anillo disminuía a medida que aumenta la sustitución en dichos

carbonos, tanto para oxiranos como episulfuros, pero para este último grupo las


132

longitudes de dicho enlace fueron siempre mayores que para los análogos oxigenados.

En concordancia con esto, el ángulo C-S-C fue siempre menor que el C-O-C, siendo

además, la longitud del enlace C-S más larga que el C-O.4a Estos resultados, sugerían

que la apertura de los anillos de episulfuro requeriría condiciones más suaves, aunque la

especie formada (tiolato) es más nucleofílica que la de sus análogos oxigenados,

justificando de esta manera su tendencia a polimerizar.

Existen muchos métodos informados en bibliografía para la síntesis de tiiranos,

pero la ruta más general involucra la conversión de un anillo oxirano en episulfuro por

una reacción de apertura del epóxido por un nucleófilo azufrado y eliminación del

oxígeno con cierre del anillo episulfuro.5 En general, para esta transformación se emplea

tiocianato de potasio, tiourea, sulfuro de fosfina, 3-metilbenzotiazol-2-tiona,

dimetiltioformamida en ácido trifluoroacético o un cosolvente polimérico/tiocianato de

amonio. También existen antecedentes del uso de catalizadores como el nitrato cérico

amónico (CAN),6 cloruro de rutenio (RuCl3),7 cloururo de bismuto (BiCl3),

8

TiO(CF3CO2)29

para la conversión de los epóxidos en los tiiranos correspondientes

usando como fuente de azufre tiourea o NH4SCN.

De los métodos de síntesis de episulfuros, el del tiocianato sigue siendo el más

usado para epóxidos con una reactividad SN2 considerable.5,10 En general esta reacción

se realiza a temperatura ambiente, debido que a temperaturas mayores que los 60 oC se

obtiene cantidades apreciables del producto de polimerización, hecho que se atribuye a

la basicidad de los reactivos. El mecanismo propuesto para la reacción de epóxidos con

tiocianatos involucra la formación de un intermediario oxatiolamino II, y una migración

intramolecular del cianuro desde el azufre al oxígeno, lo que activa al oxígeno como

grupo saliente. Esta reacción ocurre con inversión de la configuración de los centros

asimétricos (inversión de Walden).5 Para los otros reactivos, los mecanismos son

similares al presentado.

Síntesis de tiodisacáridos por apertura de tiiranos de azúcares Capítulo IV

133

Bellomo y Gonzalez,10b estudiaron la síntesis de tiiranos derivados de inositoles

empleando dos estrategias. La primera involucraba dos pasos de reacción con

aislamiento de los intermediarios. De esta manera el epóxido 181 reaccionó con

tiocianato de potasio para dar el intermediario 182, que se aislaba y trataba con

carbonato de potasio y 18-crown-6, para dar el episulfuro 183.

El segundo protocolo implicaba un único paso de reacción, sin aislamiento de

los intermediarios. En este caso, el epóxido 181 se trató KSCN en MeCN con catálisis

de 18-crown-6 durante 24 h. De esta manera se obtenía 183 por una ruta más breve y

con buenos rendimientos.

En ambos rutas, el 18-crown-6 se usó para hacer mejor nucleófilo al tiocianato,

por complejación del contraión potasio con el éter corona.

Para la apertura nucleofílica de tiiranos, se han ensayado diversos reactivos,

entre los que se incluyen el cloruro de cobalto (CoCl2) para dar β-clorotioacetatos,11

catálisis de cobre (CuI-bipy en DMF-HAcO) para dar 1,2-dihidroxisulfenilaciones de

alquenos12 y apertura con N-bromosuccinimida (NBS), N-clorosuccinimida (NCS) o

2,4,4,6-Tetrabromo-2,5-ciclohexadienona (TABCO) para preparar los disulfuros

simétricos.1

Como ya se ha mencionado, los episulfuros dan reacciones de polimerización

muy fácilmente, debido a la alta reactividad de estos compuestos en condiciones de

apertura nucleofílica. Por esta razón, estas reacciones fueron menos estudiadas para

tiiranos que para epóxidos.1 A modo de ejemplo, el grupo de Kakuchi presentó la

síntesis asimétrica de polímeros de tioazúcares, como 185, utilizando como monómeros

1,2:5,6-diepitio-3,4-di-O-metil-D-alditoles de configuración mano (184), ido y allo, y

complejos de zinc (ZnEt2/H2O ó ZnEt2/alcohol) como catalizadores.13 Los polímeros se


134

sintetizaron con control regio y estereoselectivo, como se ejemplifica para el derivado

de manitol 184. La contribución de estructuras tiofuranósicas, tiopiranósicas y de

cadena abierta al polímero dependía de las condiciones empleadas en la reacción.

En bibliografía hay antecedentes de catalizadores metálicos útiles para el control

de la apertura del anillo episulfuro con formación de politioéteres macrocíclicos ó

tiacoronas.3

La primera síntesis de un tiirano de azúcar fue informada por Kuszmann,14 quien

sintetizó el tiirano de la furanosa 187, por tratamiento del epoxiazúcar 186 con tiourea

en MeOH. En este mismo trabajo, se abrió nucleofílicamente el anillo del episulfuro con

LiAlH4 y se obtuvo de esta manera el compuesto 189 junto con los tioazúcares 190,

191 y otros productos poliméricos que no pudieron ser identificados.


135

Knapp y Malolanarasimhan15 utilizaron tiiranos como intermediarios en la

síntesis de tioglicósidos, como ya se mencionara en la introducción. Se sintetizaron

tioglicósidos de D-manosa a partir de episulfuros de glicales en condiciones básicas

(MeONa/MeOH). Se postuló al episulfuro 85 como intermediario de reacción, no

aislado. La apertura nucleofílica del anillo episulfuro por el tiolato 84, produjo como

productos de reacción los compuestos 86 ‒ 89, lo cual evidenciaba la tendencia a la

polimerización.


136


Como nueva aproximación hacia la síntesis de tioazúcares, se pensó en una

estrategia que involucrase a tiiranos de azúcares sintetizados a partir de epóxidos. Los

tiiranos serían precursores viables no sólo de tiodisacáridos, sino también de

tiotrisacáridos. Si bien en bibliografía existían antecedentes del uso de tiiranos en

síntesis de compuestos poliméricos, no existían informes sobre la apertura controlada de

episulfuros para la síntesis de tioglicósidos.

Con la experiencia adquirida en la síntesis y apertura de epóxidos de azúcares, se

estimó que el oxirano 144 era un precursor factible de un anillo episulfuro. El análisis

retrosintético sugería el ataque de un azúcar azufrado como las 1-tioaldosas 50 ó 109,

podría producir la apertura del anillo episulfuro y dar lugar a la formación de un

tiodisacárido, que a su vez dejaría un grupo tiol susceptible de glicosidarse. Este tiol

podría reaccionar con un donor de glicosilo (haluros de glicosilo, tricloroacetimidato,

tioglicósidos, etc.) para generar un nuevo enlace tioglicosídico y, de esta manera, un

ditiotrisacárido ramificado.

Se esperaba que la apertura del anillo tiirano, de manera análoga a lo obtenido en

nuestro trabajo previo sobre apertura de epóxidos de azúcares, se viera influenciada por


137

el grupo protector del OH de C-2, de manera que sería factible controlar la

estereoquímica del producto.

Con el fin de sintetizar los derivados episulfuros, se utilizó al epóxido 144 como

precursor inmediato. Se intentó, en una primera instancia, tratar al oxirano de 144 con

tiourea en MeOH anhidro, en las condiciones descriptas en nuestro laboratorio16 para la

síntesis de episulfuros en cadenas laterales de azúcares. Sin embargo, en estas

condiciones, no se observó formación del producto, ni siquiera al elevar la temperatura

de la mezcla de reacción. Se decidió usar las condiciones de Bellomo et al.,10b KSCN en

MeCN bajo catálisis de éter corona, para la síntesis del anillo de tres miembros. La

elección de estos reactivos resultaba razonable dado que el método del tiocianato es el

método convencional para la síntesis de anillos episulfuros a partir de epóxidos,

considerando además que los inositoles empleados por Bellomo, son moléculas

similares a los azúcares, y por lo tanto se esperaba una reactividad similar.

Aunque la reacción no se completó, el tiirano 192 se obtuvo como producto de

reacción con un 70 % de rendimiento (rendimiento corregido 81 %), conjuntamente con

mínimas cantidades del producto insaturado, como era de esperar por la temperatura

usada. El espectro de RMN-1H de 192 (Figura 4.1) presentaba la señal anomérica a 4,90

ppm como un doblete con J1,2 = 4,9 Hz, indicativo de una configuración anomérica α.

Además, se observaron las señales de los protones del anillo episulfuro a 3,16 y 3,14

ppm correspondientes a H-4 y H-3, respectivamente (J3,4 = 6,8 Hz). Estos protones se

encontraban protegidos en comparación con el análogo oxigenado, debido a la presencia

del átomo de azufre. La constante de acoplamiento entre el H-4 y H-5 (J4,5 = 2,6 Hz)

sugería la distorsión de la conformación silla por la presencia del anillo de tres

miembros, hecho que se confirmaba por la constante de acoplamiento entre H-2 y H-3

que era cercana a 0 Hz. En el espectro de RMN-13C de 192 (Figura 4.1 b) eran

características las señales de C-3 y C-4, que aparecían a campos altos (35,2 y 35,0 ppm,

respectivamente).


138

Figura 4.1 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, CDCl3+D2O) de 192.


30405060708090100110120130140150160170180 ppm

20.7

821

.73

23.0

3

35.0

035

.16

64.0

965

.41

66.6

871

.26

93.4

2

170.

76

OOAcS

HO OiPr

(CH3)2CHC-2, 5 C-4

(CH3)CO

C-1

C-3

(CH3)CO

Me2CH C- 6,

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

4.90 ppm ppm

OOAcS

HO OiPr

(CH3)2CH

H-3a (ax)H-4 H-2, 6a, 6b

(CH3)CO

H-1

H-5

HDO Me2CH


139

Para confirmar que el producto azufrado tenía la configuración opuesta a la del

epóxido precursor en sus carbonos 3 y 4, se realizó un espectro bidimensional de

NOESY-GPPH (NOESY con gradiente de campo, Figura 4.1 c). En el espectro se

observaron contactos NOE entre los H-3–H-5 y entre un metilo del isopropilo con H-3 y

H-4, confirmando que el anillo episulfuro se encontraba por la cara superior de la

molécula y que la reacción había ocurrido con inversión de la configuración en los

estereocentros de C-3 y C-4.

Figura 4.1 (c) Espectro NOESY-GPPH (500 MHz, CDCl3+D2O) de 192.

Cuando la reacción se intentó sobre el epóxido 147 (de igual configuración que

144 pero con HO-2 acetilado), se observó que no ocurría, lo cual sugería que un grupo

más voluminoso que el hidroxilo en C-2, impedía el acercamiento del nucleófilo. Para

confirmar esta hipótesis se realizó la reacción sobre el epóxido 153, y al igual que el

caso anterior, no ocurrió reacción.

H-3,H-5

ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

4.5

5.0

H-5,(CH3)CH

H-3,(CH3)CHH-4,(CH3)CH

H

OOAcS

HOO

H

HCH3

CH3


140

De igual modo, se abordó la síntesis del análogo 195, de configuración opuesta

al tiirano 192. Para ello se partió del epóxido 161, descripto en el capítulo anterior, y se

trabajó en las mismas condiciones descriptas para preparar 192. Desafortunadamente la

reacción no avanzó, a pesar de que se aumentó la temperatura y los tiempos de reacción.

En estas condiciones el único producto formado era el insaturado.

Cuando se trató el análogo de 161 protegido con un éster acetato en el hidroxilo

de C-2 en las condiciones descriptas para obtener 192 la reacción tampoco tuvo lugar.

Posiblemente el grupo voluminoso de C-6 generaba impedimento estérico en la apertura

del epóxido o en la formación del intermediario de cinco miembros, precursor del anillo

episulfuro.

En este punto se decidió continuar con el estudio de la apertura nucleofílica del

anillo azufrado del tiirano 192, con el objetivo de optimizar las condiciones de apertura,

y luego retomar la ruta para la síntesis de 195.

Habiendo sintetizado 192, se decidió ensayar la apertura nucleofílica del anillo

de tres miembros. Considerando que el OH-2 podría generar reacciones secundarias

indeseadas, como por ejemplo, el ataque nucleofílico del hidroxilo al tiirano con

formación del epóxido entre C-2 y C-3, se decidió proteger ese hidroxilo con dos grupos

protectores de naturaleza química distinta, cómo acetato o sililéter. Por ello, el

compuesto 192 se trató con anhídrido acético y piridina para dar 193, y alternativamente

con TBSCl e imidazol, para dar 194. Ambas reacciones ocurrieron con rendimientos

prácticamente cuantitativos.


141

En una primera aproximación, se emplearon las mismas condiciones

optimizadas para el anillo oxirano (MeOLi/MeOH 0,8M y la 1-tioaldosa a 60 oC,

seguida de acetilación) para provocar la apertura del tiirano. Al tratar 194 en estas

condiciones, se observó la formación del producto insaturado 151, descripto en el

capítulo anterior. Conjuntamente con este producto, se aisló el tiirano de partida 194 y,

de fracciones posteriores de la columna, se recuperó el disulfuro simétrico de la 1-tio-

2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosa (196), cuyos propiedades físicas y datos

espectroscópicos coincidían con los descriptos en bibliografía.17

Se verificó que en condiciones fuertemente básicas y alta temperatura, la

desulfuración era el producto principal de la reacción como se informaba en la

literatura.18

También se intentó realizar la apertura nucleofílica en condiciones ácidas,

utilizando como catalizador HAcO en DMF a reflujo, pero la reacción no ocurrió y se

recuperó el tiirano de partida.

De acuerdo a lo descripto en literatura,11 se intentó abrir el anillo azufrado con

un halógeno que luego podría ser sustituido. En este sentido se ensayó la apertura con

cloruro de acetilo (AcCl) en CH2Cl2 con catálisis de CoCl2. Alternativamente, se

empleó ioduro de trimetilsilano (TMSI) en CH2Cl2, pero en ninguno de los casos se


142

obtuvo reacción. Tampoco fue posible abrir el anillo episulfuro con KSAc en THF y en

presencia de 18-crown-6, para hacer al tioacetato más nucleofílico.

En un último intento por abrir el anillo episulfuro, se decidió usar la sal de sodio

de la 1-tiogalactosa (197), sintetizada usando NaH en THF. A una solución de esta sal

en THF, bajo atmósfera de argón, se agregó el tiirano 193. Al cabo de unos minutos se

agregaron cantidades catalíticas de 18-crown-6. En pocos minutos el tiirano de partida

se había consumido y por CCD (tolueno/EtOAc 1:1) se observaba la formación de una

mancha alargada. La purificación por cromatografía en columna permitió aislar al

disacárido esperado 198, como un producto minoritario y a los disulfuros 199 y 200

(Figura 4.2). Las fracciones más polares correspondían a productos de polimerización,

como era de esperar por la reactividad inherente del grupo tiolato presente en el

producto de apertura. En todos los casos se observó que la apertura nucleofílica había

sido trans y había ocurrido por el C-4, posiblemente por el menor impedimento estérico

para el acercamiento del nucleófilo a ese carbono.

Figura 4.2 Apertura nucleofílica del tiirano 193

En el espectro RMN-1H de 198 (Figura 4.3 (a)) se observaban como señales

características las de los hidrógenos vecinos a azufre (H-3 y H-4) en la zona de

protección entre 2,0 – 3,5 ppm. La señal del H-3 aparecía a 3,51 ppm como un doble

triplete con constantes de acoplamiento de J2,3 = 10,9 y J3,4 = 11,3 Hz y también

mostraba una constante de acoplamiento de 3,8 Hz, correspondiente al acoplamiento

con el hidrógeno del grupo tiol. El H-4 aparecía como un triplete (J3,4 = J4,5 = 11,3 Hz) a


143

campos más altos (2,89 ppm), por la vecindad del tioazúcar. Los valores grandes de

constantes de acoplamiento para el extremo reductor indicaban una configuración gluco

para el mismo. El hidrógeno del tiol aparecía como un doblete a 2,32 ppm y esta señal

desaparecía con el agregado de D2O. También eran características las señales

anoméricas, la del H-1 (5,09 ppm) era un doblete con J1,2 = 3,5 Hz, indicativo de

configuración α, mientras que la señal del H-1’ (4,61 ppm) mostraba J1,2 = 10 Hz, típico

de una configuración β para ese carbono.


En el espectro RMN-13C de 198 (Figura 4.3 (b)) se observaban las diferencias en

las señales anoméricas de los carbonos unidos a oxígeno y a azufre a 93,7 y 82,8 ppm,

respectivamente. También se destacaban las señales de los C-4 y C-3 a 50,3 y 40,2 ppm,

valores que correspondían a carbonos enlazados a azufre.

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

2.90 p 2.32 p5.080 p 4.6065

(CH3)2CH

SH

H-3H-4

H-5,6a, 6b, 5’, 6’a, 6’b, (CH3)2CH

H-4’

H-2’

(CH3)CO

H-1’H-1 H-3’

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SHS

OAc

H-2


144


La estructura del compuesto 200 se elucidó en base a los datos espectroscópicos.

Este compuesto presentaba en sus espectros RMN señales que sugerían un

tiodisacárido, pero dado que su movilidad cromatográfica era menor que la de 198 y

199, se supuso del peso molecular mayor. En el espectro RMN-1H de 200 (Figura 4.4

(a)) se observaban las señales de los H-3 y H-4 como tripletes a 3,15 y 2,90 ppm,

respectivamente. Las constantes de acoplamiento grandes confirmaban que el ataque

nucleofílico había ocurrido nuevamente por el C-4, con apertura trans.

El espectro de RMN-13C (Figura 4.4 (b)) era semejante al espectro del tiol 198.

Era lógico pensar, debido a la similitud con 198, que el espectro podía pertenecer al de

un disulfuro de estructura simétrica. Este disulfuro 200 provenía de la autocondensación

por oxidación del derivado tiol 198. La estructura propuesta era consistente ya que sólo

se observaba una única señal de carbono anomérico azufrado a 82,7 ppm en el espectro

RMN-13C. Si dicho carbono está unido a un disulfuro la señal aparece a ~87 ppm.

También era diagnóstico el desplazamiento químico de la señal de C-3 del disulfuro 200

(50,9 ppm) respecto de la del C-3 del tiol 198 (40,2 ppm). Este efecto es análogo al que

2030405060708090100110120130140150160170180 ppm

20.5

020

.62

20.6

420

.69

20.7

620

.83

21.5

623

.13

40.2

2

50.3

5

61.5

163

.93

66.9

466

.98

69.5

970

.87

71.7

774

.43

74.7

682

.78

93.7

5

169.

5416

9.93

169.

9817

0.16

170.

1817

0.48

(CH3)2CH

MeCO

C-4 (CH3)CO C-1’

C-1C-3

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SHS

OAc

2 5’ 3’

Me2CH

5

2’,4’6 6’


145

ocurre entre los disulfuros simples y sus tioles precursores, en los cuales la señal del

carbono unido a azufre se desplaza a campos más bajos (> 10 ppm) en el disulfuro con

respecto al tiol.19 Contrariamente, la señal del C-β al azufre se protege en ~3 ppm, como

también se observa para la señal del C-4 en el disulfuro 200 (46,8 ppm), respecto de la

misma en el tiol 198 (50,3 ppm).

Su estructura de disulfuro simétrico se confirmó por espectrometría de masa de

alta resolución (HRMS) en el cual se observó un pico de m/z = 1357,33552 que

respondía a una fórmula C54H78O30S4+Na.


5.08 ppm

1.01.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

AcO

AcO

(CH3)2CH

H-1

H-3 H-4

H-5,6a, 6b, 5’, 6’a, 6’b, (CH3)2CH H-4’ H-2’

(CH3)CO

H-2

H-1’H-1,3’

4.70 3.03.13.23.3 ppm


146


Para la elucidación estructural de 199 se empleó espectroscopía de RMN mono y

bidimensional y espectrometría de masa de alta resolución, que arrojó una fórmula

molecular de C41H58O24S3, congruente con la formación del disulfuro generado por

reacción entre el compuesto 198 y 197 (Figura 4.2). Cabe aclarar que para la asignación

se denominó con primas al residuo del Galp unido al disulfuro (situado en el C-3). La

doble prima se usó para el sustituyente del C-4.

En el espectro de RMN-1H de 199 (Figura 4.5 (a)) era característica la señal

anomérica oxigenada a 5,08 ppm con una constante pequeña (anómero α). Además, las

señales de los H-1’ y H-1’’ aparecían a campos mayores (alrededor de 4,6 ppm) con

valores de constantes de acoplamiento grandes (del orden de 10 Hz) consistentes con

acoplamientos diaxiales, confirmando una configuración β para ambos centros

anoméricos de los extremos no reductores. Las señales de H-3 y H-4 aparecían a 3,21 y

3,30 ppm, como tripletes con constantes de acoplamiento grandes, lo cual indicaba la

configuración gluco del extremo reductor. Este disulfuro resultaría de la apertura del

(CH3)2CH

C-3

(CH3)CO

C-1’

C-4

MeCO

C-1

5’

2

3’

Me2CH

5

2’,4’

6

6’


147

tiirano por la 1-tioaldosa y reacción posterior del tiol resultante 198 con la sal de la

tioaldosa 197 presente en exceso en el medio de reacción.


En el espectro RMN-13C de 199 (Figura 4.5 (b)) se observaban señales

consistentes con la presencia de tres residuos de monosacáridos. Era llamativo que tanto

la señal anomérica del puente disulfuro (C-1’) al igual que la del C-4 del extremo

reductor, poseían menor intensidad que el resto de las señales. Esto sugería que la

relajación de dichos carbonos era afectada por la presencia del puente disulfuro. Lo

mismo ocurría para los C-3 y C-4 del disulfuro simétrico 200. Por otro lado, en este

caso se observaban tres señales anoméricas, congruentes con la formación de un

disulfuro no simétrico. El C-1, unido a oxígeno a 94,1 ppm, el C-1’ correspondiente al

carbono presente en el puente disulfuro, más desprotegido a 88,5 ppm, como era de

esperar y la señal del carbono tioacetálico (C-1’’) a 81,5 ppm. Nuevamente las señales

de los carbonos no anoméricos azufrados se encontraban a 48,8 (C-3) y 44,6 ppm (C-4),

consecuencia de la vecindad a los átomos de azufre. Al igual que en el caso anterior, se

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

3.3 ppm5.10 ppm ppm

(CH3)2CH

H-3 H-2

H-6b,6’a, 6’b,6’’a,6’’b H-4’,4’’

H-1,2, 3’’

(CH3)CO

H-1’,1’’,

H-1’ H-1 H-1’’ H-3 H-4

H-2’,2’’

H-4

H-5’,5’’, (CH3)2CH

H-5,6a


148

observó el desplazamiento del C-3 en 199 a δ mayor (~ 9 ppm) en comparación con el

C-3 del tiol 198 (40,2 ppm), debido a que este carbono forma parte del puente disulfuro.

También es interesante notar que tal como se observó para 200, el C-4 de 199 aparecía

desplazado a campos mayores (48,8 ppm) en comparación con el C-4 de 198 (50,3

ppm), en concordancia con la protección del C-β al disulfuro.


Para confirmar la identidad de 199, se hizo reaccionar 198 con 197 en THF (anh)

a temperatura ambiente y se obtuvo de esta manera 199, como producto mayoritario. Se

confirmó así la estructura propuesta para el disulfuro 199 y se corroboró que en el

medio de reacción utilizado era factible la formación de dicho producto.

607070 60

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

SO

OAcAcO

OAc

AcO

AcO

2030405060708090100110120130140150160170 ppm

20.6

420

.69

20.7

720

.80

20.8

521

.03

21.5

523

.20

44.6

048

.86

60.0

961

.50

63.8

466

.69

66.8

867

.00

67.6

069

.10

69.9

070

.71

71.6

271

.76

74.3

274

.52

74.8

081

.53

88.5

394

.18

169.

3216

9.63

169.

7216

9.88

169.

9617

0.12

(CH3)2CH MeCO

C-3

(CH3)CO

C-1’

C-1

C-4

C-1’’

5’,5’’ 3’,3’’

Me2CH

2

5

2’.2’’ 4’,4’’

6

6’,6’’


149

Con el fin de incrementar la selectividad en favor del tiodisacárido 198 en la

apertura nucleofílica de 193 se modificaron las condiciones de reacción. Primeramente

se ensayó infructuosamente el cambio de solvente de THF a MeCN. Del mismo modo el

uso de un agente para evitar la formación de los disulfuros, como el DTE, tampoco

aportó ninguna mejora. El descenso de la temperatura a -18 oC (baño hielo/sal)

ocasionaba una disminución de la proporción de oligómeros, aunque los productos

mayoritarios seguían siendo los disulfuros 199 y 200. Se estudió también el cambio del

nucleófilo; para ello se ensayó la reacción con la sal de sodio de la 1-tioglucosa (201).

Los resultados fueron análogos a los obtenidos con la sal de la 1-tiogalactosa 197,

observándose la formación de 202 (minoritario), 203, 204 y otros oligómeros que no

fueron identificados. Los productos 202-204 se aislaron y caracterizaron completamente

por analogía con los respectivos 198-200.

OOAcS

OAcOi-Pr

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SHS

OS-Na+

OAcAcO

Ac

+ 18-crown-6

THF

AcO

AcO

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

SO

OAcAcO

AcO+

+

AcO

AcO

AcO

AcO

193 201

202 203

204

+ oligómeros

1'2'3'

4'

5'

6'

11''

22''

33''

4''4

5'' 5

6'' 6

11'

22'

33'

4' 4

5' 5

6' 6

En el espectro de RMN 1H de 203 (Figura 4.6 (a)) se detectaron los protones

anoméricos (a 5,09, 4,63 y 4,51 ppm) y en el espectro de RMN-13C (Figura 4.6 (b)) se

observó también una menor intensidad de las señales de los carbonos involucrados en el

enlace disulfuro. En este caso, para confirmar la correlación entre el H-1’ y el carbono

anomérico (89,4 ppm) que casi no se detectaba en el espectro monodimensional, se

realizó un espectro bidimensional de HMQC-GPQF (Figura 4.6 (c)), en el cual se

observó el pico de entrecruzamiento H1’-C1’.


150



1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

(CH3)2CH

H-3,4

H-5, 6a, 6b, 6’a, 6’b, 6’’a, 6’’b,

(CH3)CO

H-1’,1’’

H-1, ,3’,4’, 3’’,4’’

H-4 H-3H-1’ H-1’’

3.3 3.2

Me2CH

2,2’,2’’

5’’ 5’

(CH3)2CH

MeCO

(CH3)CO

C-1’’C-1

C-3,4 C-1’

5’’ 5’ 3’’

6 2

Me2CHO 2’’

5

3’ 4’

4’’ 6’ 6’’


151

Figura 4.6 (c) Espectro HMQC-GPQF (500 MHz, CDCl3) de 203.

Debido a la dificultad encontrada al tratar de controlar la apertura del anillo

episulfuro y de evitar la formación de disulfuros, se decidió tratar la mezcla de reacción

con un agente reductor con el fin de escindir los enlaces disulfuros de los productos

formados en el crudo de reacción. Esta reducción resultaba conveniente porque los

disulfuros mayoritarios (199 y 200 ó 203 y 204) darían básicamente el mismo

tiodisacárido (198 y 202, respectivamente). Además, el enlace tioglicosídico no se vería

afectado por esta reacción. Se ensayaron distintos reactivos descriptos para la reducción

del enlace disulfuro. Las reducciones con Zn/HAcO ó Zn/Ac2O no resultaron

satisfactorias y sólo el tratamiento con LiAlH4 en THF, seguido de acetilación, permitió

obtener 205, análogo de 198 con el grupo tiol protegido como tioéster. El mismo

tratamiento sobre el crudo de reacción de apertura de 193 con la 1-tioglucosa 201

condujo a 207 (figura 4.7). Conjuntamente con 205 y 207, se aislaron las 2,3,4,6-tetra-

O-acetil-1-tioacetil-β-D-aldopiranosas 206 y 208, cuyas propiedades físicas y

espectroscópicas se encontraban descriptas en bibliografía.20

ppm

4.54.64.74.84.95.05.15.25.3 ppm

76

78

80

82

84

86

88

90

92

94

96

98

100

(H-1’, C-1’)


152

Figura 4.7 Reducción del crudo de reacción con LiAlH4.

En el espectro de RMN-1H de 205 (Figura 4.8) se observaba la señal del H-4

como un doble doblete de constantes características de un acoplamiento entre protones

diaxiales (J3,4 = 12,1, J4,5 = 11,0 Hz). Además, se identificaba la señal del metilo del

tioacetato a campos más bajos que las de los acetatos.


En el espectro de RMN-13C de 205 (Figura 4.8) se observaba las señales del

carbonilo y metilo del grupo tioacetato (a 193,7 y a 30,7 ppm respectivamente), que se

encontraban a campos más bajos que las de los análogos unidos a oxígeno. También, se

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

5.08 ppm 4.70 ppm 3.10 ppm

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SAcS

AcO

(CH3)2CH

H-4

H-3,5’, 6’a, 6’b

(CH3)CS

H-1’ H-4’ H-2,3’

(CH3)CO H-4H-1

H-2’ H-1 H-6a,6b

H-5 (CH3)2CH


153

observaban los desplazamientos característicos de las señales unidas a azufre a 82,2,

45,9 y 44,5 ppm, correspondientes a los C-1’, C-4 y C-3, respectivamente.


Los espectros de RMN del compuesto 207 eran similares a los de 205 y

presentaban las mismas señales características (capítulo VII - Experimental).

A continuación, se procedió a desacetilar selectivamente el grupo tioacetato para

obtener el tiol correspondiente. De esta manera se dispondría del tiol libre para la

síntesis de un tiotrisacárido. En bibliografía existían antecedentes del uso de cisteamina

para la S-desacetilación,21 por lo cual se utilizó este reactivo para tal fin. En efecto, al

tratar 205 con cisteamina, en acetonitrilo a 65 oC, se obtuvo 198 con buen rendimiento

(~70%) y como único producto de reacción. La misma reacción llevada a cabo sobre

207, originaba 202. Era importante, efectuar esta reacción poco tiempo antes de realizar

el acoplamiento con un donor de glicosilo adecuado, debido a que este compuesto se

oxidaba fácilmente para regenerar el disulfuro.

2030405060708090100110120130140150160170180190 ppm

20.5

220

.62

20.6

620

.83

21.5

423

.13

30.6

8

44.5

045

.91

61.1

464

.17

66.9

667

.10

70.0

870

.92

71.1

271

.79

74.1

482

.25

94.0

3

169.

3716

9.92

170.

0317

0.18

170.

2117

0.54

193.

66

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SAcS

AcO

(CH3)2CH

MeCO

C-4

(CH3)CO

C-1’

C-1

C-3

MeCS

(CH3)CO

(CH3)CS

607070 60

5’ 4’

Me2CH 5

3’

2

2’

6’ 6


154

El mecanismo propuesto para esta reacción, fue informado por Endo y col.22 y se

basó en la identificación de los productos de reacción. Se postuló que, inicialmente, se

forma la S-acetil-cisteamina, que en un paso posterior sufre una transferencia

intramolecular desde el azufre al nitrógeno. Este mecanismo se basa en la mayor

nucleofilia del grupo tiol de la cisteamina.

Disponiendo ahora de aceptores de glicosilo adecuados (198 y 202), para la

síntesis de los tiotrisacáridos, se intentó el acoplamiento con donores de glicosilo

adecuados. En primera instancia, se procuró glicosidar 202 con la penta-O-acetil-β-D-

glucosa (49), usando como catalizadores dos ácidos de Lewis, el SnCl423 y MoO2Cl2.

24

En ninguno de los dos casos se obtuvo formación del tiotrisacárido 209.


155

En otra aproximación, se intentó acoplar un tiol alquílico con un haluro de

glicosilo, para ensayar en un sistema más simple y luego trasladarlo al sistema deseado.

Para ello se sintetizó el ioduro anomérico 210, por tratamiento de 49 con ioduro de

trimetilsililo (TMSI) en CH2Cl225 y el mismo se hizo reaccionar con 2-tiopropanol, con

catálisis básica de Et3N. No se formó el producto de reacción esperado 211 y en su lugar

se obtuvo el monotioortoéster 212.

Los espectros de RMN-1H y 13C confirmaron la identidad del compuesto 212. En

el espectro RMN-1H de 212 (Figura 4.9) se observaba que las constantes de

acoplamiento eran todas pequeñas, lo cual indicaba una distorsión en la conformación

del azúcar, que se apartaba de la silla clásica. Además, el metilo del monotioortoéster se

encontraba desplazado a campos mayores que los otros metilos de los acetatos. Por otro

lado, en el espectro RMN-13C de 212 (Figura 4.9 (b)) se detectaban señales a 116,4 ppm

y 27,9 ppm, correspondientes al carbono central y al del metilo del tioortoéster.


156



O

OAcO

AcO

OAc

O

H3C S-iPr

MeCO

C-1

C-2,3,4,5,6

(CH3)CO

(CH3)2CHS

MeCS(i-Pr)

Me2CHS

(CH3)C

H-1

H-6a,6b

H-2

H-3

H-4 H-5

O

OAcO

AcO

OAc

O

H3C S-iPr(CH3)C (ortoéster)

(CH3)2CHS

(CH3)CO

(CH3)2CHS


157

Existían antecedentes de resultados similares y de la formación del tioortoéster

como producto de reacciones análogas.23,26 La formación de 212 sugiere que en un

primer paso se pierde el iodo de 210 como ioduro y el carbonilo del grupo participante

de C-2 ataca el centro anomérico estabilizando el ión oxonio, por formación de un ciclo

de cinco miembros y dispersión de la carga positiva. El grupo SH del 2-tiopropanol se

uniría al carbono del acetoxonio resultante.

En base a estos resultados, se desechó el uso de ioduros de glicosilo como

donores en tioglicosilaciones y se ensayó la metodología que involucraba los

tricloroacetimidatos.27 Se sabe que en este método se usan condiciones suaves de

reacción que producen muy buenos rendimientos en O-glicosidaciones. En este sentido

Schmidt,26a informó el uso de tricloroacetimidatos para tioglicosidaciones en la síntesis

del epitope Lewis A unido por azufre. Con el fin de evaluar el uso de los imidatos se

decidió ensayar el método en un sistema modelo compuesto por el tioazúcar 21328 y el

tricloroacetimidato 214,29 con catálisis de triflato de trimetilsililo (TMSTfO).

La reacción produjo 215, de configuración β para el carbono anomérico del

extremo no reductor debido al efecto del grupo participante de C-2. Los rendimientos

fueron moderados y el producto se caracterizó completamente por espectroscopía de

RMN y espectrometría de masa de alta resolución. En el espectro de RMN-1H de 215

(Figura 4.9 (a)) eran característicos los desplazamientos de los H-1’, H-6a y H-6b,

vecinos al átomo de azufre, a 4,69, 2,96 y 2,79 ppm. En el espectro de RMN 13C de 215

(Figura 4.9 (b)) se observaban las señales de todos los carbonos de la molécula y se

distinguían, en especial, los unidos a azufre (C-1’ y C-6) a 83,9 y 30,2 ppm, protegidos

con respecto a los análogos oxigenados.

A continuación se decidió llevar a cabo la misma reacción sobre los sustratos

198 y 202, sintetizados previamente. A cada uno de ellos se los hizo reaccionar con el

tricloroacetimidato de igual configuración que el ázucar del extremo no reductor. Es


158

decir, se hizo reaccionar a 198 con el triclooroacetimidato de configuración galacto 216,

mientras que a 202 se lo trató con el análogo de configuración gluco 214.

De esta manera se pudieron obtener los ditiotrisacáridos 217 y 209 en

rendimientos de aproximadamente 35%. En ambos casos, se observó que la reacción no

se completaba recuperándose los compuestos con el grupo tiol libre 198 y 202. El

espectro de RMN-1H de 217 (Figura 4.10 (a)) mostraba señales características debidas a

los tres hidrógenos anoméricos (5,11, 4,73 y 4,69 ppm), los últimos dos unidos a azufre

y por lo tanto desplazados a campos más altos. Por la misma razón, también eran

característicos los desplazamientos de H-3 y H-4 a 3,39 y 2,81 ppm, respectivamente.

En el espectro de RMN-13C de 217 (Figura 4.10 (b)) se observaban tres señales

anoméricas, una de ellas correspondía al C-1 unido a oxígeno (93,8 ppm), y las otras

dos señales de carbonos anoméricos unidos a azufre, se encontraban a 82,4 y 81,1 ppm.

Es importante notar que ninguna de estas dos últimas señales correspondía a un carbono

de un puente disulfuro, ya que como se mencionó anteriormente para 199, la señal

anomérica del enlace disulfuro, aparecía a campos menores (~87 ppm). Otras señales

características eran las de los C-3 y C-4 a 44,1 y 45,3 ppm, respectivamente, también

influenciados por la presencia del átomo de azufre.


159



2030405060708090100110120130140150160170180 ppm

20.5

120

.58

20.6

620

.69

20.7

420

.79

20.8

721

.53

23.1

744

.11

45.2

961

.01

61.3

864

.18

66.6

366

.91

67.0

169

.46

70.7

671

.56

71.7

073

.36

74.1

574

.44

81.1

482

.36

93.7

7

169.

5316

9.74

169.

8216

9.92

169.

9717

0.05

170.

0917

0.16

170.

37

607070 60

5’,5’’

2

3’,3’’ Me2CHO

5

2’2’’,4’,4’’

6 6’,6’’

O

OAcAcO

OAc

O

OAc

OAc

Oi-Pr

SS

AcO

O

AcOAcO

OAcAcO

(CH3)2CH

MeCO

C-4

(CH3)CO

C-1

C-3

C-1’,1’’

1.52.02.53.03.54.04.55.05.5 ppm

4.75 ppm5.15 ppm 2.85 ppm3.40 ppm

(CH3)2CH

H-3 H-4

H-1,2’,3’ 2’’, 3’’

(CH3)CO H-1’ H-1 H-1’’ H-3 H-4

H-4’,4’’ H-1’,1’’ H-2 H-6a,6b

H-5,5’,6’a,6’b, 5’’, 6’’a, 6’’b, (CH3)2CH


160

Los espectros para los análogos con monosacáridos de configuración gluco en

posición 3 y 4, eran muy similares a los ya presentados. Entre las señales características

del espectro de RMN-1H de 209 (Figura 4.11) se observaba la de los tres hidrógenos

anoméricos (5,04, 4,69 y 4,64 ppm) y la de los hidrógenos vecinos a un átomo de azufre

(H-3 y H-4) a 3,31 y 2,74 ppm. En el espectro RMN-13C de 209 (Figura 4.11) también

eran característicos los carbonos anoméricos a C-1 (93,9 ppm), C-1’ (81,8 ppm) y C-1’’

(80,7 ppm) y la de los carbonos unidos a azufre (C-3 y C-4) a 44,2 y 45,0 ppm.


1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

O

OAcAcO

OAc

O

OAc

OAc

Oi-Pr

SS

AcO

O

AcOAcO

OAc

AcO

(CH3)2CH

H-3 H-4

(CH3)CO

H-1’ H-1 H-1’’

3.3 ppm 2.8 ppm4.70 ppm5.15 ppm

H-5’,5’’

H-5,6’a,6’b 6’’a,6’’b

Me2CH

H-2,1’,1’’

H-6a,6b

H-1,2’ 4’,2’’,4’’

3’,3’’


161


Es importante señalar que, conjuntamente con los ditiotrisacáridos 209 y 217, se

aislaba otro compuesto que se identificó como el disacárido unido por un enlace

glicosídico (1→1), es decir, para la reacción entre el tiol 198 y el tricloroacetimidato

216 se aisló el 2,3,4,6-tetra-O-acetil-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-1-β-D-

galactopiranósido (218), cuyos propiedades físicas y datos espectroscópicos coincidían

con los informados en bibliografía.30

Del mismo modo, en la reacción del tiodisacárido 202 con el tricloroacetimidato

de configuración gluco 214, se recuperó el 2,3,4,6-tetra-O-acetil-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-

β-D-glucopiranosil)-1-β-D-glucopiranósido (219) como producto secundario.31

64666870727476 ppm

30405060708090100110120130140150160170 ppm

20.7

520

.89

21.6

023

.20

44.2

445

.05

61.7

662

.08

64.1

267

.83

68.0

669

.57

69.6

369

.98

70.8

573

.33

73.6

173

.75

75.6

576

.10

80.7

581

.82

93.9

0

169.

2516

9.37

169.

6016

9.89

170.

0617

0.17

170.

4517

0.52

O

OAcAcO

OAc

O

OAc

OAc

Oi-Pr

SS

AcO

O

AcOAcO

OAc

AcO

(CH3)2CH

MeCO C-4

(CH3)CO C-1

C-3

C-1’,1’’

3’3’’ 5 ‘ 5’’

2 Me2CHO

5,2’,2’’ 4’ 4’’

6 6’ 6’’


162

La formación de este producto era probablemente consecuencia de utilizar un

exceso de tricloroacetimidato e incrementar los tiempos de reacción para aumentar la

cantidad de producto. A tiempos largos de reacción es factible la descomposición del

tricloroacetimidato, generando el compuesto con el hidroxilo anomérico libre. Este

compuesto reaccionaría con el tricloroacetimidato para dar el disacárido (1→1).

Por otro lado, el grupo tiol de 198 y 202 se encuentra estéricamente impedido

por los sustituyentes gauche en C-2 y C-4. Además se sabe que el HO-3 es poco

reactivo en glucopiranosa y derivados.32 Con el fin de corroborar si el impedimento

estérico del tiol disminuía el rendimiento de la reacción de tioglicosidación, se condujo

la reacción entre 198 y el tricloroacetimidato de una galactofuranosa (220). Este

compuesto había sido sintetizado por primera vez por Roy33 y su síntesis fue modificada

por Gallo-Rodriguez.34 Se seleccionó una furanosa porque éstas en general son más

reactivas en el centro anomérico y presentan menos impedimento estérico que sus

análogos piranósicos.

Como era de esperar, al llevar a cabo la reacción entre 198 y 220 se observó la

formación de 222 con buenos rendimientos (66% sin corregir, y 88% si se corrige por la

cantidad de 198 recuperado). Además, la reacción procedía en tiempos menores y el

exceso de tricloroacetimidato reordenaba en el medio de reacción para dar la acetamida

221, como se ha descripto para otras glicosidaciones.34 El ditiotrisacárido ramificado

222 se caracterizó completamente por espectroscopía. En el espectro RMN-1H de 222

(Figura 4.12) se observaban las señales de los benzoatos de la furanosa y se pudieron

asignar todas las señales de los protones presentes en dicha molécula. Eran

característicos los protones de la unidad furanósica a más de 5 ppm. El H-1’, es decir, el

hidrógeno anomérico de la galactofuranosa, aparecía a 5,85 ppm como un singulete

denotando una configuración β para dicho estereocentro. En este caso, usamos


163

nuevamente la prima para describir las posiciones del azúcar sustituyente de la posición

3 (Galf) y doble prima para el sustituyente de la posición 4 (Galp).



2030405060708090100110120130140150160170180 ppm

20.4

920

.52

20.5

720

.62

20.8

521

.60

23.1

3

44.6

645

.32

61.0

364

.05

64.1

866

.89

67.1

670

.23

70.4

770

.97

71.8

673

.90

74.0

277

.82

82.0

182

.13

82.7

588

.45

93.9

112

8.25

128.

4612

8.50

128.

5212

8.56

128.

8512

9.46

129.

6412

9.74

129.

7712

9.93

129.

9713

2.95

133.

2813

3.52

133.

7116

5.32

165.

3716

5.74

166.

0716

9.54

169.

8517

0.00

170.

1117

0.25

3’’

Me2CH

5,5’’ 2’’4’’

O

OAcAcO

AcO OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OBz

OBz

OBz

OBz

(CH3)2CH

MeCO C-4

(CH3)CO

1’1

C-3 PhCO

(C6H5)CO

1’’ 2’3’4’

2 5’6,6’,6’’

1.01.52.02.53.03.54.04.55.05.56.06.57.07.58.0 ppm

O

OAcAcO

AcO OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OBz

OBz

OBz

OBz

3.13.23.33.4 ppm5.85 ppm

(CH3)2CH

H-3 H-4

H-1,2,6’a,6’b, 1’’,2’’,3’’,4’’

(CH3)CO

H-1’

(C6H5)CO

H-5’ H-3’

H-2’

H-4’’

H-3 H-4

5’’ Me2CHO

5,6’’a 6’’b

6a 6b

H-1’


164

En el espectro de RMN-13C de 222 (Figura 4.12 (b)) se detectaban las señales de

los dos tipos de carbonilo, los de benzoatos y acetatos. Las señales de los carbonos

anoméricos de las piranosas aparecían a 93,9 y 82,7 ppm, según si estaban enlazados a

oxígeno o azufre; mientras que el de la unidad furanósica resonaba a 88,4 ppm,

consistente con una configuración β. Otras señales características eran las de los C-3 y

C-4 a 44,7 y 45,3 ppm, respectivamente por encontrarse unidos a azufre.

SÍNTESIS DE LOS TIOOLIGOSACÁRIDOS LIBRES

A efectos de obtener los ditiotrisacáridos libres se procedió a desproteger los

compuestos 217 y 222, y también el tiodisacárido 198.

El procedimiento usado fue el mismo que se describió en capítulos anteriores.

Éste implicaba la disolución del compuesto protegido en una solución acuosa

metanólica de Et3N. Los tiooligosacáridos libres se purificaron por cromatografía de

intercambio iónico mixta y luego por una mini columna de fase reversa. Es así como se

obtuvieron los tiooligosacáridos libres 223 – 225.

Fue interesante el resultado obtenido para el tiodisacárido 198, que en las

condiciones suaves de reacción dimerizó para dar el disulfuro simétrico libre 225. Esto

se confirmó por determinación del peso molecular por HRMS, y también porque los

espectros monodimensionales y bidimensionales estaban de acuerdo con dicha

estructura (Figura 4.13). Nuevamente se confirmó la alta tendencia a la oxidación del

grupo tiol en medio básico, lo que originaba el disulfuro simétrico 225.


165

En el caso del compuesto 225, los desplazamientos de C-3 (45,2 ppm) y C-4

(54,2 ppm) confirmaban la presencia del enlace disulfuro. Es importante recordar que el

carbono unido al puente disulfuro (C-3), aparecía alrededor de 45 ppm, más

desprotegido por ~5 ppm respecto a su análogo reducido (forma -SH), que aparecía a 40

ppm (Figura 4.13).


3.10 ppm

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

O

H OH O

H O OHO

H O

O H

O iPrS S

OH O

H O OHO

H O

O H

O iPrS S (CH3)2C

H-3,4

H-2,5, 6a, 6b, 2’,3’,4’,5’, 6’a, 6’b,

(CH3)2CH

H-1’ H-1


166


A continuación se presentan los espectros de RMN del compuesto 224 (Figura

4.14). En el espectro de RMN-1H se observaban claramente los tres tipos de protones

anoméricos; el correspondiente al enlace O-glicosídico piranósico del extremo reductor

(4,95 ppm), y dos de carbonos unidos a azufre, uno de ellos de una furanosa (5,35 ppm)

y el otro piranósico (4,48 ppm). También se distinguen las señales de H-3 y H-4 unidos

a azufre, respectivamente a 3,05 y 2,96 ppm. En el espectro de RMN-13C de 224 (Figura

4.14 (b)) eran característicos los desplazamientos de los carbonos anoméricos. La señal

de 87,5 ppm se asignó al carbono anomérico de la furanosa unida a azufre, que aparecía

protegido con respecto a su análogo oxigenado (~110 ppm). Los dos carbonos de las

unidades piranósicas aparecían a 95,8 y 84,0 ppm, según se encontraran unidos a

oxígeno o azufre, respectivamente. Los C-3 (48,5 ppm) y C-4 (43,3 ppm) aparecían a

campos altos.

253035404550556065707580859095 ppm

20.6

4

22.5

0

45.2

2

54.1

9

60.9

362

.05

68.5

369

.64

69.8

370

.92

72.4

773

.84

78.8

8

83.8

6

96.1

9

O

HOHO

HO OHO

HO

OH

O iPrS S

OHO

HO OHO

HO

OH

O iPrS S

(CH3)2CHC-2,5,2’,3’,

4’,5’,(CH3)2CH

C-4

C-1’

C-1

C-3C-6

C-6’


167

Figura 4.14 (a) Espectro RMN-1H (500 MHz, D2O) de 224. (b) Espectro RMN-13C (125,7 MHz, D2O) de

224.

253035404550556065707580859095100 ppm

20.5

022

.41

43.3

8

48.4

9

61.0

262

.05

62.8

2

68.6

369

.74

70.5

570

.58

72.2

473

.01

73.7

676

.50

78.9

581

.74

81.7

983

.99

87.4

9

95.7

7

(CH3)2CH

C-3C-1’

C-1 C-4

O

OHHO

HO OHO

HO

OH

Oi-Pr

SS

O

OH

OH

OH

OH

2’,4’

C-1’’

C-2,5, 2’’,3’’,4’’ (CH3)2CH

C-6,6’,6’’3’ 5’

1.52.02.53.03.54.04.55.0 ppm

O

OHHO

HO OHO

HO

OH

Oi-Pr

SS

O

OH

OH

OH

OH

(CH3)2CH

H-3

H-2,5,6a, 6b,3’,4’ 5’, 6’a,6’b, 2’’,3’’,4’’,5’’,

6’’a,6’’b(CH3)2CH

H-1’’ H-1’

H-4H-1


168


Se estudió la inhibición de los compuestos 224 y 225 sobre β-galactosidasa de E.

coli en las condiciones clásicas descriptas para la enzima. El sustrato utilizado fue el o-

nitrofenil β-D-galactopiranósido, que libera el o-nitrofenol el cual se cuantifica

espectrofotométricamente (そ 410 nm). En base al gráfico de Lineweaver-Burk (Figura

4.15) se determinó que el compuesto 225 actuaba como inhibidor no competitivo de la

enzima, con una actividad inhibitoria caracterizada por una Ki = 0,10 mM (Km = 2,4

mM).


El mismo análisis realizado sobre el compuesto 224 mostró una disminución en

la actividad enzimática solamente a altas concentraciones de inhibidor, por lo cual no se

determinó la cinética de la inhibición. Se sabe que la enzima tiene un sitio catalítico con

grandes requerimientos estéricos por lo cual, se cree que la unidad furanósica del C-3

generaba interacciones desfavorables, convirtiendo a 224 en un inhibidor débil (Figura

4.16).


169

Figura 4.16 Estudios de inhibición del compuesto 224

CONCLUSIONES

La estrategia descripta en este capítulo para la síntesis de oligosacáridos es

novedosa y altamente regioselectiva. La misma involucra la síntesis de tiiranos a partir

de 3,4-anhidro azúcares sintetizados en el capítulo anterior. La apertura nucleofílica por

sales de 1-tioaldosas producía una mezcla de productos debido a la fácil oxidación del

grupo tiol en las condiciones optimizadas. Sin embargo, la reducción del crudo de

reacción con LiAlH4 condujo a tiodisacáridos con un grupo tiol factible de ser

glicosidado. La glicosidación con un donor de glicosilo adecuado condujo a

tiotrisacáridos ramificados. Éste constituye uno de los pocos antecedentes descriptos en

bibliografía de apertura de tiiranos y posterior tioglicosidación del grupo tiol remanente

para la síntesis de tiooligosacáridos.

Se observó que el compuesto 225 era un inhibidor no competitivo de la β-

galactosidasa de E. coli.


170

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO V

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171

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173

CAPÍTULO VI

DETERMINACIÓN DE LA CONFORMACIÓN

DE LOS TIODISACÁRIDOS Y ESTUDIO DE LA

INTERACCIÓN ENZIMA-INHIBIDOR POR

RMN

La búsqueda de nuevos inhibidores de glicosidasas y miméticos de azúcares

estables a la acción de las mismas se ha expandido considerablemente durante los

últimos años. En particular, los análogos de oligosacáridos con enlaces C- y S-

glicosídicos son moléculas útiles que suelen ser resistentes a procesos metabólicos, lo

cual incrementa sus potencialidades terapéuticas. Sin embargo, la conformación de estos

azúcar-miméticos es un factor decisivo para que resulten útiles desde el punto de vista

biológico. Se acepta que uno de los requerimientos es que su conformación debe ser

similar a la del análogo natural, a efectos de minimizar el costo entrópico del proceso de

reconocimiento con el receptor.1 Por lo tanto, es importante determinar de qué modo las

modificaciones sintéticas, como por ejemplo el reemplazo de átomos de oxígeno por

azufre en oligosacáridos, afectan el comportamiento conformacional de la molécula

resultante. Encontrar analogías a nivel molecular entre miméticos y sustratos naturales

en sitios catalíticos de las enzimas es de relevancia para el diseño de nuevas

generaciones de inhibidores. Sin embargo, el estudio de la interacción enzima-sustrato

presenta la dificultad de que el sustrato es rápidamente convertido en productos. En la

actualidad se dispone principalmente de dos procedimientos adecuados para establecer

aspectos moleculares del complejo enzima-sustrato: estudiar el complejo de la enzima

natural (“wild type”)/inhibidor2 o enzima mutada inactiva/sustrato.3-10

El comportamiento conformacional del inhibidor y sus interacciones en el

complejo con la enzima natural se ha estudiado por espectroscopía de RMN y modelado

molecular. Para ello, se emplearon análogos no hidrolizables de disacáridos y enzimas


174

naturales. Así, se determinó que la 4-tiocelobiosa se une a la β-glucosidasa de

Streptomyces Sp. en la conformación encontrada para O-glicósidos comunes.11

Contrariamente, el análogo C-glicosídico de lactosa se une a la β-galactosidasa de

Escherichia coli en una conformación inusual de alta energía.12 Se realizaron estudios

posteriores sobre aspectos conformacionales de complejos moleculares de O-disacáridos

y análogos estructuralmente relacionados (C- y S-disacáridos). Estos estudios se basaron

en experimentos de RMN y mecánica molecular,13 o métodos ab initio de mecánica

cuántica.14 Mediante estos estudios se determinaron las estructuras tridimensionales del

inhibidor dentro del sitio de unión a la enzima14 y se encontró que dicha estructura

depende de la naturaleza química de los compuestos y de la energía requerida tanto para

la distorsión de la conformación silla como para la rotación alrededor del enlace

glicosídico.

Dado que durante este trabajo de tesis se habían sintetizado tiodisacáridos con

unidades de galactosa como extremo no-reductor y que eran inhibidores de la β-

galactosidasa de E. coli, resultaba interesante estudiar la conformación de los mismos en

solución y localizados en el sitio catalítico de las enzimas. Esta información es de

utilidad para diseñar inhibidores más potentes y para ampliar el conocimiento sobre la

interacción enzima-sustrato, no sólo para glicósidos sino también para otro tipo de

compuestos.

Para los tioglicósidos es de esperar que se produzcan cambios conformacionales

alrededor del enlace glicosídico, resultantes del reemplazo del átomo de oxígeno

interglicosídico por azufre. De hecho, parámetros moleculares como la longitud del

enlace C-S (1,78 Å) y ángulo de enlace C-S-C (99o) difieren de los valores para el

enlace C-O (1,41 Å) y el ángulo C-O-C (116o). Asimismo, por la diferencia en

electronegatividad del S (2,58) respecto al O (3,44) y por el período de la tabla periódica

al que pertenecen, es de esperar que las propiedades estereoelectrónicas de los

respectivos enlaces glicosídicos sean diferentes, particularmente en los efectos endo y

exo-anoméricos.

Dado que los extremos reductores de los tiodisacáridos 117, 118, 179 y 180

presentan distinta configuración, también la flexibilidad de las conformaciones silla se

verán afectadas. Asimismo, es de prever que la introducción de grupos desoxi en C-3 de

117 y 118 facilite cambios conformacionales en el anillo piranósico del extremo

reductor.

Estudios de conformación y de interacción enzima-inhibidor por RMN Capítulo VI

175

En base a estas consideraciones, se estudiaron las conformaciones de los

tiodisacáridos libres 117, 118, 179 y 180 y asociados a la β-galactosidasa de E. coli.

Estos estudios se realizaron en el grupo del Profesor Jiménez-Barbero (Centro de

Investigaciones Biológicas, CSIC, Madrid, España). La β-galactosidasa de E. coli posee

una constitución tetramérica, con un sitio activo por monómero y su estructura se ha

determinado mediante rayos X.15-17 El sitio nucleofílico se identificó como Glu-537, por

formación de un enlace covalente (éster) entre un inhibidor y este residuo.18

En este estudio se empleó una combinación de experimentos de RMN y

mecánica molecular, metodología que se describen en la parte experimental. Los

ángulos de torsión glicosídicos se definen como:

ϕ = H1’-C1’-S-C4 y ψ = C1’-S-C4-H4.

TIODISACÁRIDO Galp-β-S(1→4)-3-desoxi-4-tio-α-D-TalOiPr (117)

En primera instancia se analizaron las constantes de acoplamiento de esta

molécula, centrándonos en el extremo reductor de configuración 3-desoxi-D-lixo-

hexopiranosa (3-desoxi-4-tio-α-D-talosa). Los datos experimentales se compararon con

los teóricos calculados para las sillas 4C1 y 1C4 (Altona SetB del programa MSpin, Tabla

5.1). Este análisis sugiere contribución de ambas conformaciones, siendo la más

abundante la 4C1 (63%).

Constantes de

acoplamientos

Silla 1C4

teórico

Silla 4C1

teórico

Valor

Experimental

H1-H2 7.6 1.9 2.6

H2-H3a 11.2 2.7 4.9

H2-H3b 4.8 3.7 4.4

H3a-H4 12.2 2.2 4.9

H3b-H4 4.1 4.7 4.4

H4-H5 4.8 2.6 4.8

H5-H6a 4.5 1.6 3.3

H5-H6b 11.3 8.9 7.9

Tabla 5.1 Constantes de acoplamiento para las conformaciones silla del extremo reductor de 117

OS

OH

HO

HO OH

O

Oi-Pr

OHOH

117


176

Para confirmar la coexistencia de ambas conformaciones, se realizaron los

espectros NOESY. Como era de esperar, el anillo piranósico de la Galp se encuentra en

la conformación 4C1. En efecto, el espectro muestra contactos NOE intra-residuos entre

el H-1’ con H-3’ y H-5’ (Figura 5.1), las cuales confirman la presencia de la silla 4C1.

Figura 5.1 Espectro NOESY de 117 libre en solución

La porción 3-desoxitalosa de la molécula (extremo reductor) presenta un pico de

entrecruzamiento entre H-3b y H-5 y otro entre H-1 y H-3a, las cuales confirman,

respectivamente, las conformaciones 4C1 y 1C4.

H2’-H4 anti φ/ syn ψ

H1’-H4 syn φ/ syn ψ


177

El contacto NOE entre H1-H3a se detecta también en el espectro NOE selectivo

(Figura 5.2) cuando se irradia el H-1; pero H-1 no mostró otros contactos NOE inter-

residuo.

Figura 5.2 Espectro NOESY selectivo de 117 libre en solución

Para esta molécula se calcularon superficies de energía adiabática usando la

herramienta Coordinate Scan de Macromodel (pack Schrodinger). Se llevaron a cabo

dos corridas para lo cual se fijó la configuración del extremo reductor, en un caso en la

silla 4C1 (Figura 5.3) y el otro para la 1C4 (Figura 5.4). En los mapas se han superpuesto

los contornos que corresponden exclusivamente a distancias cortas H-H’ inter-residuo.

Estas distancias son indicativas de los pares de hidrógenos que deberían presentar

contacto NOE en las respectivas conformaciones. Ambos mapas (Figura 5.3 y 5.4)

sugieren la presencia posible de los siguientes confórmeros originados por rotación del

enlace tioglicosídico:

A: anti ϕ / syn ψ 4C1

B: syn ϕ / syn ψ 4C1

C: syn ϕ / syn ψ 1C4

H-3b H-3a 42’

6’a, 6’b

3’6a, 6b 4’

iPr H-5 H-1’ H-1


178

Figura 5.3 Mapa adiabático (superficies de energía) para 117 libre con el extremo reductor en la silla 4C1. Las líneas superpuestas corresponden exclusivamente a distancias cortas entre H-H’ inter-residuo.

ϕ

ψ


179

Figura 5.4 Mapa adiabático (superficies de energía) para 117 libre con el extremo reductor en la silla 1C4. Las líneas superpuestas corresponden exclusivamente a distancias cortas entre H-H’ inter-residuo.


180

En la Figura 5.5 se muestran las conformaciones para 117 (4C1) que

corresponden a los mínimos de energía del mapa adiabático.

Figura 5.5 Conformaciones para 117 (1C4) libre asociadas al mapa adiabático.

El espectro NOE de 117 libre en solución (Figura 5.1) permitiría confirmar la

existencia de las conformaciones A-C, debido a la presencia de contactos NOE inter-

residuo. Así, la conformación anti ϕ / syn ψ 4C1 (A) se confirmó por la existencia de un

pico de entrecruzamiento entre H-2’ y H-4. La otra conformación syn ϕ / syn ψ 4C1 (B)

también se encontraba presente, a juzgar por el contacto NOE entre H-1’ y H-4. De

modo que la presencia de ambos confórmeros A y B ha quedado confirmada

experimentalmente. Contrariamente, para el confórmero C, con el extremo terminal

reductor en la silla 4C1, no se detectó la interacción NOE esperada (Figura 5.1 y 5.2)

entre H-1’ de la unidad Galp y H-5 del otro residuo. Como tampoco se detectó ningún

otro NOE inter-residuo no fue posible determinar ningún confórmero con la silla 1C4,

Conformación A anti ϕ / syn ψ H2’-H4 NOE

Conformación B syn ϕ / syn ψ H1’-H4 NOE


181

aunque la presencia de esta conformación se había verificado por picos de

entrecruzamiento intra-residuo, como se explicó anteriormente.

El análisis del complejo enzima-inhibidor mediante espectroscopia trNOESY

(NOESY transferido) no fue posible porque los espectros no eran de calidad suficiente.

Para obtener información conformacional de 117 en la interacción con la enzima se

adquirieron espectros NOE 1D (Figura 5.6). En estos espectros se observó un cambio en

el signo de los picos de entrecruzamiento, lo cual indica que el tiodisacárido adquiere la

“naturaleza” de la macromolécula e indica que tiene lugar la interacción inhibidor-

enzima. Sin embargo, tampoco fue posible obtener ninguna información

conformacional mediante esta metodología.

Figura 5.6 Espectros NOESY selectivos para 117 asociado a la enzima.

El análisis del epítope de 117 (es decir las regiones de la molécula del

tiodisacárido que se encuentran más próximas a la superficie de la proteína) se condujo

mediante experimentos STD (“Diferencia de Transferencia de Saturación”, Figura 5.7).

El H-2’ de la posición Galp recibió la transferencia de saturación más intensa, en

concordancia con lo observado para otros glicomiméticos derivados de Galp.19 Los

protones vecinos a H-2’ (H-1’, H-3’ y H-4’) fueron los más afectados después de H-2’.


182

El resto de los protones adquiere un bajo porcentaje de saturación, por lo cual puede

asumirse que el extremo reductor de 117 no se encuentra fuertemente anclado a la

enzima y que se aleja del entorno proteico.

Tiempo de saturación 1 segundo 1,5 segundos 2 segundos 2,5 segundos

H1' 17,3 17,8 19,6 21,6

H2' 23,8 29,8 33,2 34,2

H3' 17 20,6 21,4 22,1

H4' 19,2 22,7 23,1 24,5

m(H5'H6s'H2) 14,6 17,1 18,3 19,4

H1 N/M N/M N/M N/M

H3a 7 9,6 10,6 10,8

H3b N/M 5,9 9,3 9,1

H4 10,7 12 13,4 13,5

H5 14,8 15,2 16,8 16,6

H6a 9,4 9,9 11,2 12,8

H6b 8 9,2 10 11,6

CH 13,8 14,1 17,3 17,8

Me1 11,5 13,5 14,6 15,4

Me2 7,4 9,1 10 10,9

N/M = no medido

Figura 5.7 Estudios STD de 117 asociado a la enzima.


183

TIODISACÁRIDO Galp-β-S(1→4)-3-desoxi-4-tio-α-D-GalpOiPr (118)

Al igual que en el caso anterior, se analizaron primeramente las constantes de

acoplamiento de 118, centrándonos en el extremo reductor de configuración 3-desoxi-4-

tio-α-D-xilo-hexopiranosa (3-desoxi-4-tio-α-D-galactosa). Se compararon las constantes

de acoplamientos experimentales con los teóricos calculados para las sillas 4C1 y 1

C4

(programa MSpin, Tabla 5.8). A partir de este análisis se observó prácticamente una

única conformación para 118, la silla 4C1 (∼100%).

Constantes de

acoplamientos

Silla 1C4

teórico

Silla 4C1

teórico

Valor

Experimental

H1-H2 1.2 3.2 3.9 H2-H3a 2.8 4.1 4.2 H2-H3b 3.4 11.4 11.9 H3a-H4 12.3 2.2 3.9 H3b-H4 3.5 4.4 4.0 H4-H5 5.2 2.5

H5-H6a 10.7 8.8 H5-H6b 2.9 1.6

Tabla 5.8 Constantes de acoplamiento para las conformaciones silla del extremo reductor de 118

La conformación del anillo piranósico para los dos residuos era la silla 4

C1. En

efecto, el espectro NOESY mostró contactos intra-residuos que confirmaban esta

conformación. Para el residuo de galactosa terminal se observaba un contacto NOE

entre el H-1’ con H-3’ y entre el H-3b (H-3axial de la conformación 4C1) con el H-5 del

residuo reductor (Figura 5.9). El contacto entre el H-1’ y el H-5’ no se pudo observar,

debido a que esta última señal se superponía con otros protones.

OS

OHHO

HO OH

O

Oi-PrHO

OH

118


184

Figura 5.9 Espectro NOESY de 118 libre en solución

El resultado del análisis usando “Coordinate Scan” arrojaron dos posibles

mínimos de energía alrededor de los ángulos ϕ y ψ, los cuales eran anti ϕ/ syn ψ (A) y

syn ϕ / syn ψ (B). En la Figura 5.10 se muestran las conformaciones para 118 libre en

solución (4C1).


H2’-H4 anti φ/ syn ψ

H1’-H4 syn φ/ syn ψ

Conformación A anti φ / syn ψ

Conformación B syn φ / syn ψ


185

En el espectro NOE de 118 libre en solución, se observaron las dos

conformaciones del disacárido, pero la superposición del H-2’ (del extremo no reductor)

y el H-4 (del reductor) impidió detectar la presencia del contacto que confirmaría la

conformación anti ϕ/ syn ψ. Éste mínimo era, según cálculos, la conformación de menor

energía entre las dos. Para la otra conformación (syn ϕ / syn ψ) no se pudo detectar el

típico contacto NOE inter-residuo, pero la existencia de una interacción entre el H-1’ y

el H-3a permitió su detección. En resumen, cuando 118 está libre en solución ambas

piranosas se encontraban en la silla 4C1, y presentaba dos mínimos: syn ϕ/ syn ψ y anti ϕ

/ syn ψ, aunque esta última no se pudo confirmar experimentalmente.

El análisis del complejo enzima-inhibidor mediante espectroscopia trNOESY no

fue factible ya que el espectro no era de buena calidad. Sin embargo, la interacción

enzima-inhibidor se confirmó debido al cambio de signo de los picos NOE. El espectro

NOE selectivo sólo mostró un cambio en la orientación del grupo isopropilo al igual

que en el caso de 117.

El análisis STD de 118 presentó un reconocimiento similar al obtenido con 117.

El residuo de galactosa se une fuertemente a la enzima debido a que los porcentajes de

STD son mayores que los del residuo del extremo reductor. El H-2’ de la Galp recibió la

transferencia de saturación más intensa, y luego sus hidrógenos vecinos (H-1’, H-3’ y

H-4’) (Figura 5.11).


186


H1' 9,1 11,9 13,6 14,6 H2' 14,9 19,8 22,7 25,8 H3' 12,5 15,4 16,9 18,1 H4' 10,6 13,1 14,9 16

m(H5'H6s'H2) 8,3 10,3 10,9 11,4 H1 6,8 8,7 10,5 10,9

H3a 7,7 10,5 12 13,1 H3b 3,5 4 4,3 4,6 H4 4,9 5,6 5,8 6,8 H5 9,8 12,4 14,1 15,2

H6a 7,5 9,7 11,1 11,8 H6b 7,2 10,9 10,9 12,5 CH 7,2 9,1 10,1 10,7 Me1 4,6 6,1 6,9 7,4 Me2 9,1 11,9 13,6 14,6


TIODISACÁRIDO Galp-β-S(1→3)-3-tio-α-D-GlcpOiPr (179)

Al igual que para 118, para el tiodisacárido 179 se determinó, por análisis de las

constantes de acoplamiento, que la conformación del anillo de ambos residuos

piranósicos era 4C1. La existencia de contactos NOE intra-residuo confirmaban los

resultados del cálculo. A modo de ejemplo, para el residuo de galactosa se observaron

contactos NOE entre H-1’–H-3’, y para el extremo reductor (glucosa) se identificó un

pico de entrecruzamiento entre H-3–H-5 y entre H-2–H-4 (Figura 5.12).


187

Figura 5.12 Espectro NOESY de 179.

En este caso se definen los ángulos de torsión glicosídicos como: ϕ = H1’-C1’-

S-C3 y ψ = C1’-S-C3-H3. Al igual que en los casos anteriores, se determinaron las

conformaciones de mínima energía alrededor del enlace tioglicosídico. Se obtuvieron

así tres mínimos posibles: syn ϕ/ syn ψ (A), anti ϕ / syn ψ (B) y syn ϕ / anti ψ (C), de

las cuales A era la conformación de menor energía. En el espectro NOE de 179 libre

(Figura 5.12) sólo se observaron dos conformaciones para el tiodisacárido. El contacto

NOE inter-residuo entre los hidrógenos H-1’ y H-3 permitió confirmar la presencia de

la conformación syn ϕ/ syn ψ, mientras que el pico de entrecruzamiento H-1’–H-4 era

indicativo de la existencia de la conformación C (anti ϕ / syn ψ). La conformación B, no

se observó experimentalmente, por la ausencia de NOE inter-residuo característico (H-

2’–H-3).

En la Figura 5.13 se muestran las conformaciones para 179 libre en solución.


188


Por análisis de trNOESY (179 / β-galactosidasa 10:1) se obtuvo un espectro

similar al de NOESY en estado libre. Todos los contactos NOE inter- e intra-residuo

eran idénticos a los del estado libre, por lo que se deduce para este tiodisacárido que la

asociación con la enzima no cambia la conformación del estado libre. Es decir, la β-

galactosidasa está reconociendo las dos conformaciones A y C de 179.

El análisis STD de 179 mostraron que los porcentajes de saturación eran

menores que los obtenidos para 117 y 118, debido a que 179 se encontraba unido β(1-3)

mientras que los otros disacáridos poseían una unión β(1-4). Existían dos picos de

transferencia más intensa, la de mayor saturación era la señal del H-2’ seguido de la del

H-3’. Los siguientes picos más saturados correspondían al H-4’ de la galactosa y al H-3

de la glucosa (Figura 5.14).

Conformación B anti φ / syn ψ

Conformación A syn φ / syn ψ

Conformación C syn φ / anti ψ


189


H1' 4,9 5,6 6,9 7,3 H2' 9,5 10,8 12,7 14,5 H3' 9,3 10,6 11,6 13,4 H4' 5,7 7,5 8,4 8,9

m(H5'H6s'H2) N / M N / M N / M N / M H1 4,4 5 5,3 6,1

H3a 5,6 6,3 6,8 7 H3b 7 7,6 8,7 10,2 H4 4,6 6 7,2 8 H5 4,6 5,1 5,6 5,8

H6a 3,2 4,2 4,7 5,5 H6b 3,35 5,3 6 7 CH 4,7 5,6 5,9 5,9 Me1 4,3 5 5,2 5,5 Me2 4,9 5,6 6,9 7,3

N/M = no medido


TIODISACÁRIDO Galp-β-S(1→4)-4-tio-α-D-GulpOiPr (180)

El cálculo de la conformación de los anillos piranósicos de 180 arrojó que los

mismos se encontraban como las sillas 4C1, hecho que se corroboró experimentalmente

mediante interacciones NOE intra-residuo. Para la unidad galactosa se observaron dos

contactos NOE característicos de la conformación 4C1, que ocurrían entre H-1’ y H-3’ y

entre H1’ y H-5’. Por otro lado, para el residuo de gulosa no se observó ningún contacto

NOE intra-residuo diagnóstico. Sin embargo, de adquirir una conformación 1C4 hubiera


190

sido característico el contacto entre H-1 y H-3, el cual no se evidenciaba en el espectro

NOESY (Figura 5.15).

Figura 5.15 Espectro NOESY de 180.

Para 180 se determinó que las conformaciones de mínima energía eran: syn ϕ /

anti ψ (A), anti ϕ / syn ψ (B) y syn ϕ / syn ψ (C), siendo la primera la de menor energía.

En el espectro NOESY de 180 (Figura 5.15) se determinaron contactos NOE

característicos de todas las conformaciones. La syn ϕ / anti ψ se identificó por el pico de

entrecruzamiento entre el hidrógeno anomérico del extremo no reductor (H-1’) y el H-3

de la gulosa. La conformación de energía intermedia (B) se identificó por el contacto

NOE entre el H-2’ de la galactosa terminal y el H-4 del extremo reductor. La última


191

conformación (syn ϕ / syn ψ) se evidenciaba por la presencia de un acoplamiento entre

H-1’ y H-1. Todas las estructuras predichas por cálculo se encontraron

experimentalmente en solución. En la Figura 5.16 se muestran las conformaciones para

180 libre en solución.


Mediante el análisis STD de 180 se observó que el mayor porcentaje de

saturación correspondía al H-2’ del residuo de galactosa seguidos por el H-3’ y H-4’, al

igual que se observó en los otros tiodisacáridos. Una diferencia interesante era la alta

transferencia de magnetización que experimentaban los protones del residuo de la

unidad de gulosa. Los H-2, H-3 y H-4 de este extremo reductor se encontraban más

cerca de la enzima, en comparación con los otros compuestos analizados, generando un

mayor contacto con la β-galactosidasa (Figura 5.17).

A

C

B Conformación B

anti φ / syn ψ

Conformación A syn φ / anti ψ

Conformación C syn φ / syn ψ


192


H1' N/M N/M N/M N/M H2' 44,9 49,1 52 54 H3' 42,4 43,2 44,5 45,8 H4' 35, 38,4 40 42

m(H5'H6s'H2) 30,1 31 31,9 32,9 H1 N/M N/M N/M N/M

H3a 36,6 40,8 42,4 42,8 H3b 35,9 37,7 41,2 42,4 H4 40 40,8 41,6 42 H5 N/M N/M N/M N/M

H6a 29,5 31 31,6 33,5 H6b 32,9 34,2 37,7 38,1 CH 26 28,4 29,8 31,3 Me1 25 27,3 28 28 Me2 N/M N/M N/M N/M

N/M = no medido



193

A continuación se presenta un esquema comparativo de los STD de los protones

del extremo no reductor (galactosa) de los compuestos 117, 118 y 180. Los resultados

indicaban que la región del H-2’ era la que experimentaba, en todos los casos, un

contacto más íntimo con la β-galactosidasa.

0% de STD significa que ese valor no pudo ser medido

CONCLUSIONES

A modo de conclusión, mencionaremos que en este capítulo se estudiaron las

conformaciones de los tiodisacáridos 117, 118, 179 y 180 en estado libre. Las

calculadas por mecánica molecular pudieron ser, en muchos casos, confirmadas

experimentalmente por espectroscopía NOESY. No fue factible comparar estas

conformaciones con las de los análogos oxigenados, pues no hemos encontrado en

literatura datos sobre las conformaciones de los mismos. Se determinó el epitope de los

tiodisacáridos por estudios de RMN (trNOESY y STD) y se encontró que la región del

H-2’ de la unidad galactosa del extremo no reductor era la que presentaba mayor

interacción con la β-galactosidasa.

117

118

180


194

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO VI

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195

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2010, 49, 8779.

197

CAPÍTULO VII

TÉCNICAS EXPERIMENTALES

INSTRUMENTOS Y MÉTODOS GENERALES

Los puntos de fusión se determinaron con un equipo Fisher-Johns. Se realizó

cromatografía en capa delgada (ccd) en placas de sílica gel 60 F254 (Merck) soportadas

sobre aluminio (0,2 mm de espesor) con el sistema de solventes que se indica en cada

caso. Las manchas se visualizaron por exposición a la luz UV y se revelaron con una

solución 5% (v/v) de ácido sulfúrico en etanol, conteniendo 0,5% p-anisaldehído. Para

las cromatografías en columna se utilizó sílica gel 60 (230-400 mesh, Merck). Las

soluciones en solventes orgánicos se secaron con MgSO4 ó Na2SO4 y se concentraron

en rotavapor. Los poderes rotatorios se midieron con un polarímetro Perkin-Elmer 343

digital, para soluciones en CHCl3 o H2O. Los espectros de resonancia magnética nuclear

(RMN) se realizaron en un equipo Bruker AC 200 con consola Tecmag o en un Bruker

multinuclear 500 MHz, Bruker Avance II 500. Para las soluciones en CDCl3 se utilizó

tetrametilsilano como estándar interno. Las asignaciones de los espectros de RMN-1H y

-13C se confirmaron mediante experimentos DEPT-13C; 2D 1H-COSY, 2D 1H-13C

HSQC, 2D 1H-NOESY y 2D 1H-13C HMQC. Los espectros de masa de alta resolución y

microanálisis se realizaron en el UMYMFOR, utilizando un espectrómetro de masa

acoplado a cromatógrafo líquido Bruker microTOF-Q II o un Analizador elemental

(CHNS) Exeter CE 440, respectivamente. Las mediciones espectrofotométricas se

realizaron en un equipo JENWAY serie 67.


198

SÍNTESIS DE PRECURSORES

1-Bromo-2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-galactopiranosa (acetobromogalactosa, 105)

A una solución de 1,2,3,4,6-penta-O-acetil-β-D-galactopiranosa comercial (104, 10

g, 26 mmol) en CH2Cl2 anhidro (10,4 mL) se agregó lentamente una solución de HBr en

AcOH glacial (30-32%, 10 mL). La solución se mantuvo a 0 oC en la oscuridad hasta

observar por CCD (hexano / EtOAc 1:1) la conversión completa del compuesto de

partida (Rf 0,44) en uno de mayor movilidad (Rf 0,58). La mezcla de reacción se diluyó

con tolueno (~ 50 mL) y se concentró en evaporador rotatorio. Esta operación se repitió

otras dos veces más a fin de eliminar los restos de HBr. Finalmente se agregó éter

etílico y se evaporó (2 × 50ml). El compuesto 105 (8,4 g, 81%) se obtuvo como un

jarabe amarillento que se encontraba suficientemente puro como para ser utilizado en la

reacción posterior.

1-Bromo-2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-glucopiranosa (acetobromoglucosa, 33)

De manera análoga a la síntesis de 105, se preparó 1-bromo-2,3,4,6-tetra-O-acetil-

α-D-glucopiranosa (33) a partir de 1,2,3,4,6 penta-O-acetil-D-glucopiranosa comercial

(49) con rendimientos similares.1

Técnicas Experimentales Capítulo VII

199

2,3,4,6-Tretra-O-acetil-1,5-anhidro-D-lixo-hex-1-enitol (3,4,6-Tri-O-acetil-2-

acetoxi-D-galactal, 106)

Se disolvió la acetobromogalactosa 105 (10,53 g, 26 mmol) en CH2Cl2 anhidro (17

mL) y se trató con 1,8-diazabicilo[5.4.0]-undec-7-eno (DBU, 3,9 mL) a 0 oC. La mezcla

se agitó durante 30 min. hasta conversión total del compuesto de partida (Rf 0,58,

hexano/EtOAc 1:1) en uno de menor movilidad que se identificó como 106 (Rf 0,45).

La mezcla de reacción se diluyó con CH2Cl2 (30 mL) y se lavó sucesivamente con

solución de 7% HCl en agua, solución saturada (s.s.) de NaHCO3 acuosa (ac), s.s. de

NaCl (ac). La solución se secó con MgSO4, se filtró y se concentró. El glical 106 se

purificó por recristalización de i-PrOH (7,7 g, 90%) y presentó las constantes físicas y

espectroscópicas ya descriptas.2

2-Propil 6-O-acetil-3,4-didesoxi-α-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa ((2S,6S)-6-

Acetoximetil-2-(2-propiloxi)-2H-pirán-3(6H)-ona, 107)

A una solución del glical 106 (3,5 g, 0,011 mol) en CH2Cl2 anhidro (40 mL) a -18 oC, se agregó alcohol isopropílico (1,7 mL, 0,021 mol) y luego SnCl4 (1,6 mL, 0,013

mol) lentamente. La temperatura se dejó ascender a 0 oC y se agitó por 1 h hasta

observar por CCD (hexano/EtOAc 1:1) la conversión del compuesto 106 (Rf 0,45) en el

compuesto 107 (Rf 0,65). El crudo de reacción se lavó con s.s. ac. de NaHCO3 (3 × 25

mL) y con s.s. ac. de NaCl (2 × 20 mL). La fase orgánica se secó con MgSO4 y

concentró. El producto se purificó por columna de sílica gel eluyendo con

hexano/EtOAc (10:1) como solvente, obteniéndose la enona 107 (1,6 g, 64%) como un


200

jarabe amarillento, que presentaba las mismas propiedades físicas y espectroscópicas

que el producto descripto en bibliografía.2a

Bromuro de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosilisotiouronio (108) y

Bromuro de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosilisotiouronio (39)

A una solución de acetobromoglucosa (33) o acetobromogalactosa (105) (6,32 g, 15

mmol) en acetona (22 mL) se agregó tiourea (1,18 g, 15 mmol) y la mezcla se calentó a

reflujo durante 30 min. La sal de isotiouronio precipitó en el medio de reacción, y se

separó por filtración. El producto crudo estaba lo suficientemente puro como para ser

utilizado en las reacciones siguientes, sin necesidad de aislamiento y purificación. Los

datos espectroscópicos y físicos coincidían con los descriptos en bibliografía.3

2,3,4,6-Tetra-O-acetil-1-tio-β-D-galactopiranosa (109)

En una ampolla de decantación se trató la sal de tiouronio 108 (1,09 g, 2,2 mmol)

con s.s. ac. de K2CO3 (30 mL) y se extrajo con CH2Cl2 (3 × 30 mL). La fase orgánica se

secó (MgSO4), concentró y el residuo se purificó por columna cromatográfica eluyendo

con hexano/EtOAc (7:3), para dar la 1-tioaldosa 109 (440 mg, 55%) como un sólido

blanco. Los datos espectroscópicos coincidían con los descriptos en bibliografía.3


201

2,3,4,6-Tetra-O-acetil-1-tio-β-D-glucopiranosa (50)

La sal de tiouronio 39 (7,3 g, 15 mmoles) se trató con s.s. ac. de NaHCO3 a

temperatura ambiente para promover el intercambio del anión Br- por HCO3-. El

producto se separó por filtración, se secó en desecador y se trató con Na2S2O5 (3 g) en

EtOAc (10 mL) a reflujo durante 15 min. La solución se concentró, se disolvió en

CH2CL2 (30 mL) y extrajo con H2O (2 x 20 mL). La 1-tioglucosa 50 (2,73 g, 50% luego

de dos pasos de reacción, Rf 0,52, hexano/EtOAc 1:1) se purificó por columna eluyendo

con hexano/EtOAc (7:3). Los datos espectroscópicos de 50 coincidían con los

descriptos en bibliografía.3

(III) SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR ADICIÓN CONJUGADA AL SISTEMA α,β-

INSATURADO DE LA ENONA 107

2-Propil 6-O-acetil-3-desoxi-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-4-tio-

α-D-treo-hexopiranosid-2-ulosa (111)

a) A partir de la 1-tiogalactosa (109):

En un vial de fondo cónico (Reacti-Vial) se preparó una solución de 107 (63 mg,

0,27 mmol) y 109 (100 mg, 0,27 mmol) en CH2Cl2 (0,5 mL). La reacción se inició por

agregado de una solución 10% de Et3N en CH2Cl2 (0,2 mL) y la mezcla se enfrió a 0 °C

durante 30 min. El análisis por CCD (EtOAc / hexano, 1,5:1) mostró la conversión total

de los precursores en un producto de Rf = 0,50. La mezcla de reacción se concentró y el

residuo se purificó por cromatografía flash (hexano/EtOAc 1,5:1) para obtener la


202

tioulosa 111 (136 mg, 83%), que se recristalizó de EtOH; p.f. 126 °C; [α]に5D +26,6 (c =

1,0, CHCl3). RMN-1H (500 MHz, CDCl3): δ = 5,42 (dd, 1 H, J3’,4’ = 3,3, J4’5’= 1,0 Hz,

H-4’), 5,18 (dd, 1 H, J1’,2’ ~ J2’,3’= 10,0 Hz, H-2’), 5,03 (dd, 1 H, H-3’), 4,79 (ddd, 1 H,

J4,5 = 2,0, J5,6a = 4,3, J5,6b = 7,5 Hz, H-5), 4,74 (sa, 1 H, H-1), 4,57 (d, 1 H, H-1’), 4,29

(dd, 1 H, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 4,25 (dd, 1 H, H-6b), 4,17 (dd, 1 H, J5’,6’a = 6,4; J6’a,6’b

= 11,.2 Hz, H-6’a), 4,10 (dd, 1 H, J5’,6’b = 7,0 Hz, H-6’b), 4,00 (m, 1 H, J = 6,3 Hz,

Me2CH), 3,88 (ddd, 1 H, H-5’), 3,68 (m, 1 H, H-4), 3,18 (dd, 1 H, J3a,4 = 5,0, J3a,3b =

15,1 Hz, H-3a), 2,78 (ddd, 1 H, J3b,4 = 2,7, J3b,5 = 1,0 Hz, H-3b), 2,16, 2,08, 2,07, 2,05,

1,98 (5 s, 3 H cada uno, CH3CO), 1,27, 1,18 (2 d, 6 H, J = 6,3 Hz, (CH3)2C). RMN-13C

(50,3 MHz, CDCl3): δ = 198,8 (C-2), 170,6, 170,4, 170,2, 170,0, 169,7 (5 CH3CO), 97,8

(C-1), 82,7 (C-1’), 74,5 (C-5’), 71,8 (× 2, C-3’, Me2CH), 68,6 (C-5), 67,0 (× 2, C-2’,

4’), 64,9 (C-6), 61,3 (C-6’), 44,6 (C-4), 43,4 (C-3), 23,2, 21,7 [(CH3)2C], 20,7, 20,6 (×

3), 20,5 (5 × CH3CO). Anal. calculado para C25H36O14S: C, 50,67%; H, 6,12%; S,

5,41%; encontrado: C, 50,68%; H 6,21%; S, 5,39%.

b) A partir de la sal de isotiouronio de la galactosa (108):

A una suspensión de la sal de tiouronio 108 (0,32 g, 0,66 mmol) y 107 (0,10 g,

0,44 mmol) en CH2Cl2 (1 mL), se agregó Et3N (73 µL, 0,52 mmol), bajo atmósfera de

N2. Luego de 30 minutos de agitación a temperatura ambiente, la mezcla se llevó a seco

y el residuo se purificó por cromatografía en las mismas condiciones antes mencionadas

para dar 111 (0,21 g, 81%). Éste presentaba las mismas propiedades que el compuesto

111 obtenido en (a).


203

2-Propil 6-O-acetil-3-desoxi-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-

D-treo-hexopiranosid-2-ulosa (112)

La preparación de 112 se realizó por las mismas rutas sintéticas (a y b) descriptas

para el producto 111.

a) A partir de la 1-tioglucosa (50):

La reacción de 50 (100 mg, 0,27 mmol) y 107 (63 mg, 0,27 mmol) en presencia de

Et3N en CH2Cl2 condujo a 112 (131 mg, 80%); p.f. 154–155 °C (recristalizado de

EtOH); [α]に5D = +12.3 (c = 0,5 CHCl3)]. RMN-1H (500 MHz, CDCl3): δ = 5,20 (dd, 1 H,

J2’,3’ = 9,0, J3’,4’ = 9,9 Hz, H-3’), 5,08 (dd, 1 H, J4’,5’ = 9,2 Hz, H-4’), 4,99 (dd, 1 H, J1’,2’

=10,1 Hz, H-2’), 4,78 (m, 1 H, H-5), 4,73 (s, 1 H, H-1), 4,60 (d, 1 H, H-1’), 4,27-4,14

(m, 3 H, H-6a, 6b, 6’a), 4,15 (dd, 1 H, J5’,6’b = 2,0 Hz, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’b), 4,01

(m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH), 3,67-3,63 (m, 2 H, H-4, 5’), 3,16 (dd, 1 H, J3a,4 = 4,9,

J3a,3b = 15,2 Hz, H-3a), 2,80 (dd, 1 H, J3b,4 = 1,5 Hz, H-3b), 2,09, 2,08, 2,07, 2,02, 2,00

(5 s, 3 H cada uno, 5 CH3CO), 1,27, 1,18 (2 d, 3 H cada uno, J = 6,2 Hz, (CH3)2CH).

RMN-13C (50,3 MHz, CDCl3): δ = 198,8 (C-2), 170,6, 170,5, 170,1, 169,5, 169,3 (5

CH3CO), 97,8 (C-1), 82,0 (C-1’), 75,8 (C-5’), 73,7 (C-4’), 71,8 (Me2CH), 69,7, 68,5,

68,0 (C-2’, 3’, 5), 64,7 (C-6), 61,7 (C-6’), 44,5 (C-4), 43,5 (C-3), 23,2, 21,7

[(CH3)2CH], 20,7-20,5 (CH3CO). Anal. calculado para C25H36O14S: C, 50,67%; H,

6,12%; S, 5,41%; encontrado: C, 50,84%; H, 6,10%; S, 5,37%.

b) A partir de la sal de isotiouronio de la glucosa (39):

A partir de 39 (0,32 g, 0,66 mmol) y 107 (0,10 g, 0,44 mmol) disueltos en CH2Cl2,

en presencia de Et3N (73 µL, 0,52 mmol), se obtuvo 112 (0,21 g, 81%).


204

2-Propil 6-O-acetil-3-desoxi-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-4-tio-

α-D-lixo- y α-D-xilo-hexopiranósidos (113 y 114)

El compuesto 111 (0,15 g, 0,66 mmol) se disolvió en MeOH (3 mL) y se redujo con

borohidruro de sodio (25 mg, 0,66 mmol) a 0 °C durante 30 minutos. La mezcla se trató

con resina Dowex 50W(H+) hasta pH = 7, se filtró y concentró. El residuo se

cromatografió con hexano/EtOAc 1,5:1, para dar el producto menos polar (Rf = 0,48,

hexano/EtOAc, 1:2) que se identificó como 113 (90 mg, 23%); p.f. 52 °C; [α]に5D = +

35,0 (c = 0,5 CHCl3). RMN-1H (500 MHz, CDCl3): δ = 5,43 (dd, 1 H, J3’,4’ = 3,2, J4’,5’ =

1,0 Hz, H-4’), 5,24 (t, 1 H, J1’,2’ ~ J2’,3’ = 9,9 Hz, H-2’), 5,06 (dd, 1 H, H-3’), 4,86 (sa, 1

H, H-1), 4,65 (d, 1 H, H-1’), 4,43 (ddd, 1 H, J4,5 = 3,0, J5,6a = 7,2, J5,6b = 4,2 Hz, H-5),

4,25 (dd, 1 H, J5,6a = 7,6, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 4,21 (dd, 1 H, J5,6b = 4,4 Hz, H-6b),

4,16 (dd, 1 H, J5’,6’a = 6,6 Hz, J6’a,6’b = 11,3 Hz, H-6’a), 4,09 (dd, 1 H, J5’,6’b = 6,8 Hz,

H-6’b), 3,95 (m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH), 3,92 (ddd, 1 H, H-5’), 3,59 (m, 1 H, H-2),

3,47 (d, 1 H, J2,OH = 9,7 Hz, OH), 3,33 (m, 1 H, H-4), 2,28 (dt, 1H, J2,3a ~ J3a,4 = 3,8,

J3a,3b = 14,9 Hz, H-3a), 2,23 (dt, 1 H, J2,3b ~ J3b,4 = 3,1 Hz, H-3b), 2,17, 2,07, 2,06, 2,05,

1,98 (5 s, 3 H cada uno, 5 CH3CO), 1,21, 1,16 (2 d, 3 H cada una, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CH). RMN-13C (125,7 MHz, CDCl3): δ = 170,6, 170,3, 170,1, 169,9, 169,5

(CH3CO), 98,9 (C-1), 82,7 (C-1’), 74,7, 71,9, 69,5, 68,2 (C-5), 67,7, 67,1 (× 2) (C-2’ ─

5’, 2, 5, Me2CH), 65,1 (C-6), 61,3 (C-6’), 39,3 (C-4), 30,4 (C-3), 23,1, 21,5

[(CH3)2CH], 20,7, 20,6 (× 3), 20,5 (5 CH3CO). Anal. calculado para C25H38O14S: C,

50,50%; H, 6,44%; S, 5,39%; encontrado: C, 50,62%; H, 6,66%; S, 5,31%.

De las fracciones siguientes de la columna, se aisló un jarabe que se identificó

como 114 (Rf = 0,38, 282 mg, 72%), que posteriormente cristalizó; p.f. 56 °C; [α]に5D +

37,0 (c = 1.4 CHCl3); RMN-1H (500 MHz, CDCl3 + D2O): δ = 5,42 (dd, 1 H, J3’,4’ =

3,4, J4’,5’= 1,0 Hz, H-4’), 5,20 (t, 1 H, J1’,2’ ~ J2’,3’ = 9,9 Hz, H-2’), 5,04 (dd, 1 H, H-3’),

4,89 (d, 1 H, J1,2 = 4,0 Hz, H-1), 4,56 (d, 1 H, H-1’), 4,28 (ddd, 1 H, J4,5 = 2,3, J5,6a =

3,7, J5,6b = 7,8 Hz, H-5), 4,21 (dd, 1 H, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 4,17 (dd, 1 H, J5’,6’a =


205

6,3, J6’a,6’b = 11,5 Hz, H-6’a), 4,16 (dd, 1 H, H-6b), 4,09 (dd, 1 H, J5’,6’b = 6,5 Hz, H-

6’b), 3,99 (ddt, 1 H, J1,2 ~ J2,3a = 4,0 Hz, J2,3b = 11,7, J2,OH = 10,9 Hz, H-2), 3,95 (m, 1

H, J = 6,2, Me2CH), 3,89 (ddd, 1 H, H-5’), 3,30 (m, 1 H, H-4), 2,16, 2,07, 2,05 (× 2),

1,98 (4 s superpuestos con un m, 17 H, 5 CH3CO + H-3, 3’), 1,26, 1,19 (2 d, 6 H, J =

6,2 Hz, (CH3)2C). RMN-13C (125,7 MHz, CDCl3): δ = 170,6, 170,4, 170,1, 169,9, 169,4

(CH3CO), 96,7 (C-1), 83,7 (C-1’), 74,5, 71,9, 70,7, 68,1, 67,3, 67,2, 65,5 (C-2’─5’, 2, 5,

Me2CH), 64,0 (C-6), 61,4 (C-6’), 43,4 (C-4), 34,7 (C-3), 23,1, 21,9 [(CH3)2CH], 20,7,

20,6 (× 3), 20,5 (CH3CO). Anal. calculado para C25H38O14S: C, 50,50; H, 6,44; S, 5,39;

encontrado: C, 50,59; H, 6,31; S, 5,34.

2-Propil 6-O-acetil-3-desoxi-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-

D-lixo- y α-D-xilo-hexopiranósidos (115 y 116)

El compuesto 112 (0,228 g, 1,0 mmol) se redujo con borohidruro de sodio en

metanol, siguiendo la metodología descripta. El residuo se purificó por cromatografía en

columna eluyendo con hexano/EtOAc 1,5:1, para dar el compuesto menos polar 115

(112 mg, 19%); Rf = 0,41 (hexano/EtOAc, 1:2); p.f. 162–163 °C (recristalizado de

MeOH); [α]に5D +20.6 (c = 0,9 CHCl3)].RMN-1H (500 MHz, CDCl3): δ = 5,29 (t, 1 H,

J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,14 (dd, 1 H, J4’,5’ = 10,0 Hz, H-4’), 5,09 (dd, 1 H, J1’,2’

=10,2 Hz, H-2’), 4,91 (s, 1 H, H-1), 4,73 (d, 1 H, H-1’), 4,48 (ddd, 1 H, J4,5 = 2,9, J5,6a =

7,4, J5,6b = 4,4 Hz, H-5), 4,31 (dd, 1 H, J5’,6’a = 5,1, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,30 (dd, 1

H, J6a,6b = 11,7 Hz, H-6a), 4,26 (dd, 1 H, H-6b), 4,21 (dd, 1 H, J5’,6’b = 2,4 Hz, H-6’b),

4,00 (m, 1 H, J = 6,2, Me2CH), 3,76 (ddd, 1 H, H-5), 3,65 (m, 1 H, H-2), 3,49 (d, 1 H,

JH-2,OH = 10,0 Hz, HO), 3,36 (m, 1 H, H-4) 2,33 (dt, 1 H, J2,3a ~ J3a,4 = 4,0, J3a,3b = 14,8

Hz, H-3a), 2,27 (dt, 1 H, J2,3b ~ J3b,4 = 3,0 Hz, H-3b), 2,14, 2,11 (× 2), 2,08, 2,06 (5 s, 3

H cada uno, 5 CH3CO), 1,27, 1,21 (2 d, 3 H cada uno, J = 6,2 Hz, (CH3)2CH). RMN-13C (125,7 MHz, CDCl3): δ = 170,6, 170,5, 170,1, 169,4 (CH3CO), 98,9 (C-1), 82,2 (C-

1’), 76,1, 73,8, 69,9, 69,6, 68,2, 68,1, 67,5 (C-2’ ─ 5’, 2, 5, Me2CH), 65,0 (C-6), 61,9


206

(C-6’), 39,3 (C-4), 30,6 (C-3), 23,1, 21,5 [(CH3)2CH), 20,7, 20,6, 20,5 (CH3CO). Anal.

calculado para C25H38O14S: C, 50,50; H, 6,44; S, 5,39; encontrado: C, 50,42; H, 6,33; S,

5,38.

De las siguientes fracciones de la columna (Rf = 0,31) se aisló 116 (0,42 g, 71%);

p.f. 159–160 °C (recristalizado de MeOH); [α]D25 = +28,1 (c = 1,0 CHCl3)].

RMN-1H

(500 MHz, Cl3CD): δ = 5,21 (t, 1 H, J2’,3’ ~ J3’,4’= 9,3 Hz, H-3’), 5,08 (dd, 1 H, J4’,5’ =

10,0 Hz, H-4’), 5,00 (dd, 1 H, J1’,2’ = 10,2 Hz, H-2’), 4,89 (d, 1 H, J1,2 = 4,0 Hz, H-1),

4,59 (d, 1 H, H-1’), 4,27 (ddd, 1 H, J4,5 = 2,4, J5,6a = 3,5, J5,6b = 8,0 Hz, H-5), 4,22 (dd, 1

H, J5’,6’a = 5,1, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,19 (dd, 1 H, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 4,16 (dd,

1 H, J5’,6’b = 2,4 Hz, H-6’b), 4,14 (dd, 1 H, H-6b), 3,98 (dt, 1 H, J1,2 = J2,3a = 4,0, J2,3b =

11,5 Hz, H-2), 3,95 (m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH), 3,67 (ddd, 1 H, H-5’), 3,29 (m, 1 H,

H-4), 2,16 (ddd, 1 H, J3a,4 = 3,3, J3a,3b = 13,1 Hz, H-3a), 2,09, 2,07, 2,04, 2,03, 2,00 (5 s,

3 H cada uno + 1 H, 5 CH3CO + H-3b), 1,25, 1,19 (2 d, 3 H cada uno, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CH). RMN-13C (50,3 MHz, CDCl3): δ = 170,7–169,4 (CH3CO), 96,7 (C-1), 83,1

(C-1’), 75,9, 73,8, 70,8, 70,0, 68,2, 68,0, 65,5 (C-2’─5’, 2, 5, Me2CH), 64,0 (C-6), 62,0

(C-6’), 43,2 (C-4), 34,8 (C-3), 23,2, 21,9 [(CH3)2CH], 20,8, 20,7, 20,6, 20,5 (CH3CO).

Anal. calculado para C25H38O14S.0.5H2O: C, 49,75; H, 6,47; S, 5,34; encontrado: C,

49,62; H, 6,46; S, 5,33.

(IV) SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS OBTENIDOS POR APERTURA DE EPÓXIDOS

OBTENIDOS POR OXIDACIÓN DEL SISTEMA α,β-INSATURADO DE LA ENONA 107

2-Propil 6-O-acetil-3,4-anhidro-D-lixo-hexopiranosid-2-ulosa (127) y 2-propil 6-O-

acetil-3,4-anhidro-D-ribo-hexopiranosid-2-ulosa (128)

A una solución de 107 (100 mg, 0,44 mmol) en CH2Cl2 (6 mL), enfriada

externamente a 0 ºC (baño de hielo), se agregó lentamente una solución que contenía

DBU (97,8 µl, 0,63 mmol) e hidroperóxido de ter-butilo 5,5M en decano (196,4 µl) en

CH2Cl2 (2,94 mL). La mezcla de reacción se llevó a temperatura ambiente y se dejó


207

reaccionar durante 2 h. Por análisis en CCD (hexano/EtOAc 1,5:1) se observó la

conversión total del compuesto de partida (Rf 0,63) en dos manchas alargadas de menor

movilidad (Rf 0,47 y 0,38) en relación 10:1 (determinada por RMN del crudo). La

mezcla de reacción se diluyó con CH2Cl2 (15 mL),y se agregó agua (10 mL) y solución

acuosa 0,5 M de Na2S2O3 (12 mL). La mezcla se agitó enérgicamente y luego se

transfirió a una ampolla de decantación para separar las fases. La fase acuosa se extrajo

con CH2Cl2 (2 × 20 mL) y la fase orgánica se lavó con HCl 7% ac (15 mL) y s.s. ac. de

NaCl (15 mL). El extracto orgánico se secó con MgSO4, se concentró y el residuo se

purificó por columna cromatográfica con hexano/EtOAc (8:2).

El compuesto mayoritario eluyó primero de la columna y se identificó como 127

(32 mg, 31%) ; RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,85 (s, 1H, H-1), 4,49 (ddd, 1H, J5,6a =

6,1, J5,6b = 4,6 Hz, H-5), 4,47 (dd, 1H, J5,6a = 6,1, J6a,6b = 10,9 Hz, H-6a), 4,34 (dd, 1H,

J5,6b = 4,6, J6a,6b = 10,9 Hz, H-6b), 3,90 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,59 (d, 1H, J3,4

= 3,5 Hz, H-3), 3,42 (d, 1H, J3,4 = 3,4 Hz, H-4), 2,14 (s, 3H, CH3CO), 1,24, 1,20 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 195,2 (C-2),

170,6 (CH3CO), 94,9 (C-1), 72,0 (Me2CHO), 63,7, 63,4 (C-5, 6), 51,7, 50,8 (C-3, 4),

23,0, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,7 (CH3CO).

De fracciones posteriores de la columna se aisló 128 (8 mg, 7%); RMN-1H (CDCl3,

500 MHz) δ 4,84 (s, 1H, H-1), 4,56 (ddd, 1H, J5,6a ≈ J5,6b = 4,7 Hz, H-5), 4,38 (dd, 1H,

J5,6a = 4,6, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 4,32 (dd, 1H, J5,6b = 4,7, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6b), 3,92

(m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,70 (d, 1H, J3,4 = 3,4 Hz, H-3), 3,43 (d, 1H, J3,4 = 4,1

Hz, H-4), 2,11 (s, 3H, CH3CO), 1,27, 1,20 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 195,0 (C-2), 170,5 (CH3CO), 97,5 (C-1), 72,9

(Me2CHO), 66,3(C-5), 63,6 (C-6), 59,8, 50,5 (C-3, 4), 22,9, 21,7 [(CH3)2CHO], 20,7

(CH3CO).

El compuesto 128 también se obtuvo por oxidación de 144. Para ello se hizo

reaccionar 144 (50 mg, 0,20 mmol) con IBX (171 mg, 0,61 mmol) en MeCN (5 mL) a

reflujo durante 1 h. El análisis por CCD (hexano/EtOAc 1:1,5) del crudo de reacción

mostró la conversión del compuesto 144 (Rf 0,5) en otro compuesto de Rf 0,6. El crudo


208

de reacción se diluyó en AcOEt (10 mL), se filtró por lecho de celite y se concentró. El

residuo se sometió a columna cromatográfica (hexano/EtOAc 5,7:1 → 2,3:1) y permitió

obtener el producto menor polar que se identificó como 128 (25 mg, 50%). Las

propiedades físicas y espectroscópicas coincidían con las presentadas anteriormente

para el compuesto 128.

2-Propil 6-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3-tio-α-D-glicero-

hex-3-enopiranosid-2-ulosa (129)

En un vial de fondo cónico se preparó una solución de 127 (20 mg, 0,08 mmol) y

50 (30 mg, 0,08 mmol), en CH2Cl2 (0,5 ml). La reacción se inició por agregado de una

solución 10% de Et3N en CH2Cl2 (0,2 mL) y la mezcla se enfrió a 0° C durante 30 min.

El análisis por CCD (EtOAc/hexano 1,5:1) mostró la formación de un producto de Rf

0,36. La mezcla de reacción se concentró y el residuo se purificó por cromatografía en

columna (hexano/EtOAc 4:1) para dar el tiodisacárido 129 (21 mg, ≈ 50%); [α]D25 =

+1,6 (c = 0,7 CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 7,22 (d, 1H, J4,5 = 1,6 Hz, H-4),

5,24 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,5 Hz, H-3’), 5,11 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,7 Hz, H-4’), 5,10 (t,

1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,8 Hz, H-2’), 5,06 (s, 1H, H-1), 4,86 (dt, 1H, J4,5 = 1,6, J5,6a = J5,6b =

4,7 Hz, H-5), 4,81 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,36 (dd, 1H, J5,6a = 4,5, J6a,6b = 11,6

Hz, H-6a), 4,32 (dd, 1H, J5,6b = 4,9, J6a,6b = 11,7 Hz, H-6b), 4,28 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,4,

J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-6’a), 4,10 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,2, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 4,05 (m,

1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,69 (m, 1H, J4’,5’ = 10,0, J5’,6’a = 4,4, J5’,6’b = 2,2 Hz, H-5’),

2,15, 2,09, 2,06, 2,02, 1,99 (5 s, 3H cada uno, CH3CO), 1,26, 1,21 (2 d, cada uno 3H, J

= 6,2 Hz, (CH3)2CH); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 185,1 (C-2), 170,8, 170,6, 170,0,

169,3 × 2 (CH3CO × 5), 147,7 (C-4), 129,3 (C-3), 96,4 (C-1), 81,9 (C-1’), 76,1, 73,8,

72,1, 69,0, 68,5, 67,9, (C-2,5,2’,3’,4’,5’, Me2CHO), 64,5 (C-6), 61,8 (C-6), 23,0, 21,7

[(CH3)2CHO], 20,7, 20,6, 20,57, 20,50 (CH3CO × 5); HRMS (M+Na) Encontrado:

613,1574; (C25H34O14S+Na calculado: 613,1562).


209

2-Propil 6-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3-tio-α-D-

glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa (130)

En un vial de fondo cónico se preparó una solución de 127 (20 mg, 0,08 mmol) y

109 (30 mg, 0,08 mmol), en CH2Cl2 (0,5 ml). La reacción se inició por agregado de una

solución 10% de Et3N en CH2Cl2 (0,2 mL) y la mezcla se enfrió a 0° C durante 30 min.

El análisis por CCD (EtOAc/hexano 1,5:1) mostró la formación de un producto de Rf

0,35. La mezcla de reacción se concentró y el residuo se purificó por cromatografía en

columna (hexano/EtOAc, 4:1) para dar el tiodisacárido 130 (24 mg, 51%); RMN-1H

(CDCl3, 500 MHz) δ 7,16 (sa, 1H, H-4), 5,45 (d, 1H, J3’,4’ = 3,2 Hz, H-4’), 5,30 (t, 1H,

J1’,2’ = J2’,3’ = 9,8 Hz, H-2’), 5,09 (dd, 1H, J2’,3’ = 9,7, J3’,4’ = 3,2 Hz, H-3’), 5,05 (s, 1H,

H-1), 4,87 (t, 1H, J5,6a = J5,6b = 4,8 Hz, H-5), 4,84 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’), 4,30 (d,

2H, J5,6a = J5,6b = 5,0 Hz, H-6a,6b), 4,14 (dd, 1H, J5’,6’a = 6,3, J6’a,6’b = 10,9 Hz, H6’a),

4,09 (dd, 1H, J5’,6’b = 7,1, J6’a,6’b = 11,7 Hz, H-6’b), 4,05 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO),

3,92 (t, 1H, J5’,6’a = J5’,6’b = 6,9 Hz, H-5’), 2,16, 2,11, 2,07, 2,04, 1,98 (5 s, 3H cada uno,

CH3CO), 1,27, 1,22 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CH); RMN-13C (CDCl3, 50,3

MHz) δ 184,9 (C-2), 170,6, 170,2, 170,1, 169,9, 169,5 (CH3CO × 5), 145,9 (C-4), 129,9

(C-3), 96,4 (C-1), 82,3 (C-1’), 74,7, 72,2, 71,7, 68,3, 67,0, 66,5, (C-2, 5, 2’, 3’, 4’, 5’,

Me2CHO), 64,6, 61,0 (C-6, 6’), 23,0, 21,7 [(CH3)2CHO], 20,7, 20,6, 20,61, 20,5

(CH3CO × 5).

2-Propil 3,4-didesoxi-α-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa (132)

El compuesto 107 (600 mg, 2,6 mmol) se disolvió en tolueno (20 mL) y se agregó

óxido de bistributil estaño (BBTO, 2,7 mL, 5,28 mmol). La mezcla de reacción se


210

calentó a 80 oC por 24 hs. El análisis por CCD (hexano/EtOAc 1:1) mostró la

conversión completa del compuesto de partida (Rf 0,61) en otro compuesto de menor

movilidad (Rf 0,33). La solución se concentró y luego se realizó una partición

hexano/MeCN, se separaron fases y la fase menos polar se volvió a lavar con MeCN. La

fase de acetonitrilo se concentró y luego se sometió a columna cromatográfica

(hexano/EtOAc 9:1→3:1) para obtener 132 (445 mg, 92%); RMN-1H (CDCl3, 500

MHz) δ 6,98 (dd, 1H, J3,4 = 10,6, J4,5 = 1,6 Hz, H-4), 6,17 (dd, 1H, J3,4 = 10,5, J3,5 = 2,4

Hz, H-3), 4,96 (s, 1H, H-1), 4,65 (m, 1H, H-5), 4,04 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO),

3,89 – 3,76 (m, 2H, H-6a, 6b), 1,26, 1,21 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 189 (C-2), 148,2 (C-4), 126,4 (C-3), 96,2 (C-1), 71,7

(Me2CHO), 69,3 (C-5), 64,3 (C-6), 23,1, 21,7 [(CH3)2CHO].

2-Propil 6-ter-butildimetilsilil-3,4-didesoxi-α-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa

(133)

A una solución de 133 (760 mg, 4,1 mmol) en MeCN anh. (4,4 mL) se agregó

cloruro de ter-butildimetilsililo (TBSCl, 740mg, 4,9 mmol) e imidazol (545 mg, 8,0

mmol). La solución se agitó a temperatura ambiente hasta conversión completa del

producto de partida (Rf 0,10, hexano/EtOAc 4:1) en un producto de mayor movilidad

(Rf 0,85). La solución se concentró y se extrajo con CH2Cl2/H2O. La fase orgánica se

secó con MgSO4 y se sometió a purificación en columna de sílica gel hexano→

hexano/EtOAc (19:1) para obtener un jarabe que se identificó como 133 (740 mg,

62%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 7,11 (dd, 1H, J3,4 = 10,6, J4,5 = 1,6 Hz, H-4), 6,15

(dd, 1H, J3,4 = 10,6, J3,5 = 2,4 Hz, H-3), 4,93 (s, 1H, H-1), 4,56 (dddd, 1H, J3,5 = 2,4, J4,5

= 1,6, J5,6a = 5,7, J5,6b = 7,1 Hz, H-5), 4,04 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,86 (dd, 1H,

J5,6a = 5,7, J6a,6b = 10,2 Hz, H-6a), 3,67 (dd, 1H, J5,6b = 7,0, J6a,6b = 10,2 Hz, H-6b), 1,27,

1,22 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,91 (s, 9H, (CH3)3C), 0,09, 0,08 (2 s,

cada uno 3H, (CH3)2Si); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 189,4 (C-2), 149,4 (C-4),

125,3 (C-3), 96,2 (C-1), 71,5 (Me2CHO), 69,2 (C-5), 64,6 (C-6), 25,8 [(CH3)3CSi],


211

23,1, 21,7 [(CH3)2CHO], 18,2 (Me3CSi), -5,39, -5,41 [(CH3)2Si]. Anal. calculado para

C15H28O4Si: C, 59,96%; H, 9,39%; encontrado: C, 59,43%; H, 9,47%.

2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-3,4-anhidro-D-lixo-hexopiranosid-2-ulosa (134)

A una solución de 133 (200 mg, 0,66 mmol) en CH2Cl2 (10 mL) se agregó

lentamente y a 0 ºC una solución de CH2Cl2 (25 mL) que contenía DBU (149 µl, 0,96

mmol) e hidroperóxido de ter-butilo en decano (318 µl). La mezcla de reacción se llevó

a temperatura ambiente y se dejó reaccionar durante 2 h. Por análisis en CCD

(hexano/EtOAc 4:1) se observó la conversión total del compuesto de partida (Rf 0,85)

en un componente muy mayoritario de Rf 0,66. Por RMN, se evidenció la presencia de

otro epóxido, no aislable, en una relación 13:1 determinada a partir del crudo 134.

Posteriormente se diluyó con CH2Cl2 (15 mL), y se agregó agua (10 mL), y solución

acuosa 0,5 M de Na2S2O3 (12 mL). La mezcla se agitó enérgicamente y luego se

transfirió a una ampolla de decantación para separar fases. La fase acuosa se extrajo con

CH2Cl2 (2 × 20 mL) y la fase orgánica se lavó con 7% HCl ac (15 mL) y s.s. ac. de

NaCl (15 mL). La fase orgánica se secó con MgSO4 y purificó por columna

cromatográfica con hexano→hexano/EtOAc (19:1) para obtener 134 (94 mg, 45%);

[α] に5D +46.6 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,81 (s, 1H, H-1), 4,29 (dd,

1H, J5,6a = 6,0, J5,6b = 7,6 Hz, H-5), 3,99 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,87 (dd, 1H,

J5,6a = 5,9, J6a,6b = 10 Hz, H-6a), 3,83 (dd, 1H, J5,6b = 7,7, J6a,6b = 10 Hz, H-6b), 3,69 (d,

1H, J3,4 = 3,9 Hz, H-3 ó H-4), 3,43 (d, 1H, J3,4 = 3,9 Hz, H-3 ó H-4), 1,25, 1,19 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,92 (s, 9H, (CH3)3CSi), 0,11 (s, 6H, (CH3)2Si);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 196,2 (C-2), 94,7 (C-1), 71,4 (Me2CHO), 65,5 (C-5),

62,8 (C-6), 52,0, 51,4 (C-3, 4), 25,8 [(CH3)3CSi], 23,1, 21,4 [(CH3)2CHO], 18,2

[(CH3)3CSi], –5,4, –5,5 [(CH3)2Si]; Anal. calculado para C15H28O5Si: C, 56,93%; H,

8,92%; encontrado: C, 56,64%; H, 8,67.


212

2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3-

tio-α-D-glicero-hex-3-enopiranosid-2-ulosa (135)

A una solución de 134 (200 mg, 0,63 mmol) en CH2Cl2 anh. (4 mL) se agregó el

compuesto 50 (252 mg, 0,69 mmol). Luego se agregó Et3N (16 たL, 0,13 mmol) y se

dejó reaccionar a temperatura ambiente. Cuando el análisis por CCD (hexano/EtOAc

1,5:1) mostró la conversión del compuesto de partida (Rf 0,72) en uno de menor

movilidad (Rf 0,41). La purificación por columna cromatográfica (hexano/EtOAc 5,7:1)

condujo a 135 (170 mg, 41%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 7,25 (d, 1H, J4,5 = 1,8 Hz,

H-4), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,10 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,7 Hz, H-4’),

5,07 (dd, 1H, J1’,2’ = 9,9, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 5,01 (s, 1H, H-1), 4,90 (d, 1H, J1’,2’ =

10,1 Hz, H-1’), 4,63 (ddd, 1H, J4,5 = 1,8, J5,6a = 5,8, J5,6b = 7,2 Hz, H-5), 4,25 (dd, 1H,

J5’,6’a = 4,4, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 4,07 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,4, J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-6’b),

4,03 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,85 (dd, 1H, J5,6a = 5,7, J6a,6b = 10,2 Hz, H-6a),

3,68 (dd, 1H, J5,6b = 7,0, J6a,6b = 10,2 Hz, H-6b), 3,65 (m, 1H, J4’,5’ = 10,0, J5’,6’a = 4,4,

J5’,6’b = 2,4 Hz, H-5’), 2,08, 2,07, 2,01, 1,99 (4 s, 3H cada uno, CH3CO), 1,27, 1,21 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,90 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08 (2s, cada

uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 185,6 (C-2), 170,6, 170,0, 169,4

× 2 (CH3CO × 4), 150,2 (C-4), 141,7 (C-3), 96,4 (C-1), 81,9 (C-1’), 75,9 (C-5’), 73,9

(C-3’), 71,8 (Me2CHO), 71,0 (C-5), 69,9, 68,1, (C-2’, 4’), 64,5, 61,8 (C-6, 6’), 25,8

[(CH3)3CSiMe2], 23,0, 21,8 [(CH3)2CHO], 20,8, 20,7, 20,6 × 2 (CH3CO × 4), 18,2

[(CH3)3CSiMe2], −5,38, −5,42 [(CH3)2SiBut]; Anal. calculado para

C29H46O13SSi+H2O: C, 51,16%; H, 7,11%; encontrado: C, 51,50%; H, 6,94%; HRMS

(M+Na) Encontrado: 685,2340; (C29H46O13SSi+Na calculado: 685,2326).


213

2-Propil 6- O-ter-butildimetilsilil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3-

tio-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (138) y 2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-4-

desoxi-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3-tio-α-D-xilo-

hexopiranósidos (139)

O

Oi-PrO

OTBS

O S

OAcAcO

AcOOAc

135

O

Oi-PrHO

TBSO

O S

OAcAcO

AcOOAc O

Oi-PrHO

OTBS

O S

OAcAcO

AcOOAc+

138 139

NaBH4MeOH

En un tubo con tapa a rosca que contenía, una solución de NaBH4 (2,2 mg, 0,053

mmol) en MeOH (0,2 mL) a 0 oC, se agregó gota a gota una solución de 135 (30 mg,

0,045 mmol) en MeOH (0,03 mL). La solución se agitó a 0 oC por 30 min y luego se

dejo llegar a temperatura ambiente donde se agitó 2 hs más, hasta conversión por CCD

(tolueno:EtOAc 1,5:1) del reactivo de partida Rf 0,65 en dos productos de mayor

polaridad Rf 0,5 y 0,4, respectivamente. La reacción se finalizó por agregado de una

gota de HAcO y la solución se concentró. Luego el residuo se sometió a columna en

sílica gel (tolueno:EtOAc 9:1). De las primeras fracciones de la columna se aisló el 138

(8 mg, 27%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 6,17 (t, 1H, J2,4 = J4,5 = 1,8 Hz, H-4), 5,23

(t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,8 Hz, H-3’), 5,16 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,5 Hz, H-4’), 5,10 5,01 (d,

1H, J1,2 = 4,1 Hz, H-1), 5,07 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,0, J2’,3’ = 9,4 Hz, H-2’), 4,73 (d, 1H, J1’,2’

= 9,8 Hz, H-1’), 4,27 (m, 1H, H-5), 4,20 (dd, 1H, J5’,6’a = 5,1, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a),

4,15 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,5, J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-6’b), 4,14 (m, 1H, H-2), 4,01 (m, 1H, J =

6,1 Hz, Me2CHO), 3,73 (m, 1H, H-5’), 3,72 (dd, 1H, J5,6a = 5,3, J6a,6b = 10,3 Hz, H-6a),

3,63 (dd, 1H, J5,6b = 6,1, J6a,6b = 10,3 Hz, H-6b), 2,79 (d, 1H, J2,OH = 10,5 Hz, OH), 2,10,

2,05, 2,03, 2,00 (4 s, 3H cada uno, CH3CO), 1,28, 1,21 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO), 0,90 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08 (2s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut);

Anal. calculado para C29H50O14SSi+H2O: C, 51,01%; H, 7,38%; encontrado: C,

51,44%; H, 6,90%.

El segundo compuesto en ser eluido fue el 139 (8 mg, 27%); RMN-1H (CDCl3, 500

MHz) δ 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,0 Hz, H-3’), 5,07 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,7 Hz, H-

4’), 5,02 – 4,93 (m, 3H, H-1, 1’, 2’), 4,22 (dd, 1H, J5’,6’a = 5,4, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a),

4,15 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,5, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’b), 3,96 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO),

3,92 (m, 1H, J4ax,5 = 11,5, J4eq,5 = 2,2, J5,6a = J5,6b = 5,5 Hz, H-5), 3,73 (m, 1H, J4’,5’ =


214

10,1, J5’,6’a = 5,43, J5’,6’b = 2,5, H-5’), 3,62 (dd, 1H, J5,6a = 5,5, J6a,6b = 10,6 Hz, H-6a),

3,53 (dd, 1H, J5,6b = 5,0, J6a,6b = 10,6 Hz, H-6b), 4,14 (m, 1H, J1,2 = 3,5, J2,3 = 12,6, J2,OH

= 8,2 Hz, H-2), 3,22 (m, 1H, J2,3 = 12,9, J3,4ax = 10,5, J3,4eq = 4,2 Hz, H-3), 2,45 (d, 1H,

J2,OH = 8,2 Hz, OH), 2,10, 2,07, 2,04, 2,01 (4 s, 3H cada uno, CH3CO), 1,98 (m, 1H,

J2,4eq = 2,2, J3,4eq = 4,6, J4ax,4eq = 13,1, J4eq,5 = 2,2 Hz, H-4eq), 1,45 (m, 1H, J3,4ax = 13,1,

J4ax,4eq = 13,1, J4ax,5 = 11,7 Hz, H-4eq), 1,27, 1,19 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO), 0,89 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08 (2s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut);

Anal. calculado para C29H52O14SSi+H2O: C, 50,86%; H, 7,65%; encontrado: C,

50,39%; H, 6,68%.

(IV) SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR APERTURA DE EPÓXIDOS OBTENIDOS POR

REDUCCIÓN DE LUCHE DE LA ENONA Y OXIDACIÓN DEL ALQUENO REMANENTE

2-Propil 6-O-acetil-3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (140), su isómero

α-D-treo (141) y 2-propil 3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (142)

A una solución de 107 (1,70 g, 7,46 mmol) en metanol (60 mL) se agregó cloruro

de cerio(III) heptahidrato (2,78 g, 7,46 mmol). La solución se enfrió a 0 oC y se agregó

NaBH4 (1,06 g, 28 mmol). La mezcla se agitó a 0 oC por 30 min, hasta que el análisis

por CCD (EtOAc/hexano 1,5:1) mostró un producto mayoritario (Rf 0,58) y dos

componentes minoritarios (Rf 0,45 y Rf 0,25, respectivamente). La solución se

neutralizó por agregado de resina Dowex 50W (H+), luego se filtró y concentró. El

residuo se suspendió en CH2Cl2 y extrajo con agua (3 × 50 mL). La fase orgánica se

secó (MgSO4), concentró, y el residuo se sometió a columna cromatográfica

(hexano/EtOAc 5:1→2,5:1). De las primeras fracciones de la columna se obtuvo un

aceite que se identificó como 140 (1,31 g, 77%); [α] に5D +10,3 (c 1,2, CHCl3); RMN-1H

(CDCl3 + D2O, 500 MHz) δ 5,79 (br d, 1H, J3,4 = 10,5 Hz, H-4), 5,68 (dt, 1H, J2,3 ≈ J3,5

= 2,0, J3,4 = 10,5 Hz, H-3), 5,10 (d, 1H, J1,2 = 4,5 Hz, H-1), 4,36 (m, 1H, H-5), 4,19 (m,

1H, H-2), 4,15 (m, 2H, H-6, 6’), 4,01 (m, 1H, J = 6,4 Hz, Me2CHO), 2,10 (s, 3H,


215

CH3CO), 1,20, 1,27 (2 d, cada uno 3H, J = 6,4 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3,

125,7 MHz) δ 170,9 (CH3CO), 129,2 (C-4), 125,7 (C-3), 95,3 (C-1), 70,9 (Me2CHO),

66,7 (C-5), 65,6 (C-6), 63,7 (C-2), 23,3, 21,9 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO). Anal.

calculado para C11H18O5: C, 57,38%; H, 7,88%; encontrado: C, 57,48%; H, 7,66%.

De fracciones posteriores de la columna se aisló 141 (Rf 0,45) como un jarabe (86

mg, 5%); [α] に5D +75,1 (c 1,2, CHCl3); RMN-1H (CDCl3 + D2O, 500 MHz) δ 6,60 (dddd,

1H, J1,3 = 0,8, J2,3 = 5,0, J3,4 = 10,3, J3,5 = 1,9 Hz, H-3), 5,84 (dd, 1H, J3,4 = 10,3, J4,5 =

1,6 Hz, H-4), 4,96 (br s, 1H, J1,2 < 1, J1,3 = 0,8 Hz, H-1), 4,43 (dddd, 1H, J3,5 = 1,9, J4,5

= 1,6, J5,6 = 5,7, J5,6’ = 3,9 Hz, H-5), 4,26 (dd, 1H, J6,6’ = 11,6, J5,6 = 5,7 Hz, H-6), 4,17

(dd, 1H, J5,6’ = 3,9, J6,6’ = 11,6 Hz, H-6’), 3,99 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,78 (br

d, 1H, J1,2 < 1, J2,3 = 5,0 Hz, H-2), 2,10 (s, 3H, CH3CO), 1,23, 1,19 (2 d, cada uno 3H, J

= 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,8 (CH3CO), 128,7, 126,9

(C-3, C-4), 98,2 (C-1), 70,0 (Me2CHO), 67,2, 65,3 (C-2, C-5), 64,3 (C-6), 23,2, 21,6

[(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO). Anal. calculado para C11H18O5: C, 57,38%; H, 7,88%;

encontrado: C, 57,10%; H, 8,01%.

Por elución con hexano/EtOAc 1,5:1 se obtuvo el producto de Rf 0,25, que se

identificó como el diol 142 (90 mg, 6%); [α] に5D +33,8 (c 1,0, CHCl3); lit,4 [α] に5D +34,6 (c

1,0, CHCl3) cuyas propiedades y datos espectroscópicos resultaron idénticos al del

producto previamente descripto en bibliografía.4

La reducción de 107 (0,91 g, 3,99 mmol) realizada a -18 oC por 2 h llevó a 140

(0,76 g, 83%) y 142 (70 mg, 9%). La formación de 141 sólo fue detectada por

espectroscopía RMN 1H de la mezcla de reacción (relación 140:141 > 30:1).

2-Propil 3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (142)

El compuesto 140 (0,50 g, 2,17 mmol) se desacetiló con una solución de MeOH/

Et3N/H2O (4:1:5) (4 mL) para dar cuantitativamente 142 (0,41 g). El diol 142 mostró

propiedades idénticas a las del producto previamente descripto.


216

2-Propil 6-O-acetil-3,4-anhidro-α-D-galactopiranósido (143) y su isómero α-D-

alopiranósido (144)

O

Oi-PrHO

AcOO

OAc

O

OH

Oi-Pr

OOAcO

HOOi-Pr

MCPBA,CHCl3

140 143 144

+

A una solución de 3 (0,34 mg, 1,48 mmol) en CHCl3 (6 mL) enfriada a 0 oC, se

agregó lentamente ácido m-cloroperbenzoico (MCPBA, 0,90 g, 4,43 mmol) de grado

técnico (≈ 85%) disuelto en CHCl3 (3 mL). La solución se agitó a 0 oC por 20 h, hasta

que el análisis por CCD (hexano/EtOAc 1:1) mostró la conversión total del compuesto

de partida 140 en dos productos de Rf 0,50 y 0,39 (mayoritario). La mezcla de reacción

se diluyó en CH2Cl2 (15 mL) y se extrajo sucesivamente con solución acuosa fría de

NaOH 0,5% (2 × 30 mL), s.s.ac. de NaHCO3 (2 × 30 mL) y s.s.ac. de NaCl (2 × 30

mL). La fase orgánica se secó con MgSO4, se concentró y se sometió a cromatografía en

columna (hexano/EtOAc 4:1→2,5:1). El producto minoritario se recuperó como un

aceite que se identificó como 143 (10 mg, 3%); [α] に5D +44,5 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H

(CDCl3, 500 MHz) δ 4,89 (d, 1H, J1,2 = 4,8 Hz, H-1), 4,28–4,30 (m, 2H, J5,6 ≈ J5,6’ = 6,0

Hz, H-6, H-6’), 4,23 (t, 1H, J5,6 ≈ J5,6’ = 6,0 Hz, H-5), 3,95 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

MeCHO), 3,81 (dd, 1H, J1,2 = 4,8, J2,3 < 1,0, J2,OH = 10,7 Hz, H-2), 3,23, 3,20 (2 d, 2H,

J3,4 = 4,1 Hz, H-3, H-4), 2,45 (d, 1H, J2,OH = 10,7, OH), 2,11 (s, 3H, CH3CO), 1,27, 1,20

(2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6

(CH3CO), 93,2 (C-1), 71,1 (Me2CHO), 64,3, 63,8, 63,2 (C-2, C-5, C-6), 53,1, 50,0 (C-3,

C-4), 23,0, 21,7 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO). Anal. calculado para C11H18O6: C,

53,65%; H, 7,37%; encontrado: C, 53,99%; H, 7,47%.

El siguiente producto eluido de la columna fue 144 (0,27 g, 74%); [α] に5D +58,7 (c

0,6, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,92 (d, 1H, J1,2 = 5,5 Hz, H-1), 4,31 (dd,

1H, J5,6 = 4,9, J6,6’ = 11,1 Hz, H-6), 4,25 (dd, 1H, J5,6’ = 5,0, J6,6’ = 11,1 Hz, H-6’), 4,22

(dd, 1H, J4,5 < 1,0, J5,6 = 4,9, J5,6’ = 5,0 Hz, H-5), 3,98 (ddd, 1H, J1,2 = 5,5 Hz, J2,3 = 2,3,

J2,OH = 11,4 Hz, H-2), 3,82 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,39 (dd, 1H, J2,3 = 2,3, J3,4 =

4,4 Hz, H-3), 3,36 (d, 1H, J3,4 = 4,4 Hz, H-4), 2,52 (d, 1H, J2,OH = 11,4 Hz, OH), 2,10 (s,

3H, CH3CO), 1,24, 1,17 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3,

125,7 MHz) δ 170,6 (CH3CO), 95,4 (C-1), 72,3 (Me2CHO), 65,4 (2×) (C-2, C-5), 64,2


217

(C-6), 55,6, 52,0 (C-3, C-4), 23,0, 21,7 [(CH3)2CHO], 20,7 (CH3CO). Anal. calculado

para C11H18O6: C, 53,65%; H, 7,37%; encontrado: C, 53,45%; H, 7,54%.

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (145)

El compuesto 140 (0,25 g, 1,09 mmol) se acetiló con anhídrido acético (1 mL) en

piridina (1 mL) a temperatura ambiente por 16 h. La solución se concentró y el residuo

se purificó por cromatografía en columna (hexano/EtOAc 9:1) para dar el compuesto

145 (0,29 g, 98%) como un aceite; Rf 0,70 (hexano/EtOAc 1:1); [α] に5D +41,2 (c 1,3,

CHCl3); RMN-1H (CDCl3 , 500 MHz) δ 5,84 (dt, 1H, J2,4 ≈ J4,5 = 2,0, J3,4 = 10,6 Hz, H-

4), 5,75 (m, 1H, J1,3 < 1, J2,3 ≈ J3,5 =2,0, J3,4 = 10,6 Hz, H-3), 5,33 (br d, 1H, J1,2 = 4,3

Hz, H-1), 5,27 (dt, 1H, J1,2 = 4,3, J2,3 ≈ J2,4 ≈ J2,5 = 2,0 Hz, H-2), 4,45 (m, 1H, J2,5 ≈ J3,5

≈ J4,5 = 2,0, J5,6 = 5,1 Hz, H-5), 4,17 (d, 2H, J5,6 = 5,1 Hz, 2 H-6), 3,95 (m, 1H, J = 6,2

Hz, Me2CHO), 2,11, 2,09 (2 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,26, 1,15 (2 d, cada uno 3H, J =

6,4 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,8, 170,4 (CH3CO), 128,1

(C-4), 124,4 (C-3), 93,2 (C-1), 70,9 (Me2CHO), 66,6, 66,5 (C-2, C-5), 65,4 (C-6), 23,3,

21,9 [(CH3)2CHO], 20,9, 20,8 (CH3CO). Anal. calculado para C13H20O6: C, 57,34%; H,

7,40%; encontrado: C, 57,29%; H, 7,16%.

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3,4-anhidro-α-D-galactopiranósido (146) y su isómero α-D-

alopiranósido (147)

(a) A partir de 145

La epoxidación de 145 (0,40 g, 1,47 mmol) se realizó con MCPBA (1,22 g, 6,01

mmol) en las mismas condiciones descriptas para la oxidación de 140. Luego de 8 h, el


218

análisis por CCD (tolueno/EtOAc 3:1) reveló la formación de dos productos (Rf 0,38 y

0,26) en proporciones similares. La separación por cromatografía en columna

(tolueno/EtOAc 19:1 → 9:1) dio primeramente al compuesto menos polar, 146 (0,13 g,

31%); [α] に5D +117,9 (c 1,2, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,10 (dd, 1H, J1,2 =

4,6, J2,3 = 1,0 Hz, H-2), 4,73 (d, 1H, J1,2 = 4,6 Hz, H-1), 4,32–4,28 (m, 3H, H-5, H-6a,

H-6b), 3,86 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,30 (dd, 1H, J3,4 = 4,0, J2,3 = 1,0 Hz, H-3),

3,25 (d, 1H, J3,4 = 4,0 Hz, H-4), 2,13, 2,11 (2 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,25, 1,12 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,3 MHz) δ 170,7, 169,85

(CH3CO), 91,6 (C-1), 71,1 (Me2CHO), 65,9, 64,0, 63,7 (C-2, C-5, C-6), 50,9, 49,6 (C-3,

C-4), 23,0, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8, 20,6 (CH3CO). Anal. calculado para C13H20O7: C,

54,16%; H, 6,99%; encontrado: C, 53,91%; H, 6,92%.

De las siguientes fracciones de la columna se aisló 147 (0,15 g, 35%); [α] に5D +72,2

(c 1,4, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,11 (d, 1H, J1,2 = 5,1 Hz, H-1), 5,09 (dd,

1H, J2,3 = 1,8 Hz, H-2), 4,32–4,28 (m, 3H, H-5, H-6, H-6’), 3,77 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

Me2CHO), 3,41 (s.a., 2H, H-3,4), 2,17, 2,12 (2 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,25, 1,11 (2

d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 170,6, 170,5

(CH3CO), 93,4 (C-1), 71,7 [(Me)2CHO], 68,1 (C-2), 65,4 (C-5), 64,1 (C-6), 55,0, 49,4

(C-3, C-4), 22,9, 21,4 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO). Anal. calculado para C13H20O7: C,

54,16%; H, 6,99%; encontrado: C, 53,88%; H, 6,89%.

(b) A partir de 142

El compuesto 142 (50 mg, 0,27 mmol) se trató con MCPBA como se describió

anteriormente para la epoxidación de 3. La mezcla de reacción se concentró y el residuo

se disolvió en una solución de anhídrido acético-piridina 1:1 (2 mL) y la reacción se

dejó proceder a temperatura ambiente por 5 h. El solvente se evaporó y el residuo se

sometió a cromatografía en columna para dar el 3,4-anhidro azúcar 147 (56 mg, 72%).

Este compuesto mostró las mismas propiedades que el producto de epoxidación de 145

(ítem a).


219

2-Propil 2,6-di-O-ter-butildimetilsilil-3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido

(148)

A una solución de 142 (0,45 g, 2,39 mmol) en acetonitrilo anh. (10 mL), se agregó

ter-butildimetilclorosilano (0,90 g, 5,97 mmol) e imidazol (0,32 mg, 4,70 mmol). La

mezcla de reacción se agitó a temperatura ambiente por 4 h, cuando el análisis por CCD

(hexano/EtOAc 4:1) mostró que el compuesto de partida (142), se había consumido con

la subsecuente formación de un producto de mayor movilidad (Rf 0,80). La solución se

concentró, se diluyó en CH2Cl2, y se extrajo con agua. La fase orgánica se secó

(MgSO4), filtró y concentró. El aceite incoloro resultante se purificó por columna

cromatográfica (hexano/EtOAc 49:1) para dar 148 (0,94 g, 94%); [α] に5D −13,4 (c 1,0,

CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,77, 5,65 (2 d, cada uno 1H, J3,4 = 10,5 Hz, H-

3, 4), 4,91 (d, 1H, J1,2 = 4,2 Hz, H-1), 4,36 (m, 1H, H-5), 4,19 (m, 1H, H-2), 3,93 (m,

1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,67 (dd, 1H, J5,6 = 5,8, J6,6’ = 10,3 Hz, H-6), 3,58 (dd, 1H,

J5,6’ = 6,0, J6,6’ = 10,3 Hz, H-6b), 1,26, 1,18 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO),

0,90, 0,88 (2 s, cada uno 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08, 0,05 (×2) (3 s, 12H,

(CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 127,8, 127,4 (C-3, C-4), 96,3 (C-1), 70,5

(Me2CHO), 69,4, 65,8 (C-2, C-5), 65,7 (C-6), 25,9 [(CH3)3CSiMe2], 23,4, 21,9

[(CH3)2CHO], 18,3 [(CH3)3CSiMe2], −4,6, −4,7, −5,2, −5,3 [(CH3)2SiBut]. Anal.

calculado para C21H44O4Si2: C, 60,52%; H, 10,64%, encontrado: C, 60,23%; H, 10,64%.

2-Propil 6-O-acetil-2-O-ter-butildimetilsilil-3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-

enopiranósido (151)

El alcohol alilílico 140 (0,25 g, 1,09 mmol) se sililó con ter-butildimetilclorosilano

(0,21 g, 1,39 mmol) e imidazol (0,75 g, 1,10 mmol) en acetonitrilo anhidro (2,1 mL). Se


220

dejó reaccionar por 4 h, cuando la CCD (hexano/EtOAc 4:1) evidenció la formación de

un producto de mayor movilidad (Rf 0,64). La purificación por columna cromatográfica

(hexano/EtOAc 49:1→9:1) condujo a 151 (0,37 g, 99%) como un aceite; [α] に5D −12,8 (c

1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,73, 5,66 (2 d, cada uno 1H, J3,4 = 10,3

Hz, H-3,4), 4,97 (d, 1H, J1,2 = 4,1 Hz, H-1), 4,43–4,39 (m, 2H, H-2, H-5), 4,17 (dd, 1H,

J5,6 = 4,0, J6,6’ = 11,4 Hz, H-6), 4,14 (dd, 1H, J5,6’ = 5,9, J6,6’ = 11,4 Hz, H-6’), 3,96 (m,

1H, J = 6,2 Hz, (Me)2CHO), 2,09 (s, 3H, CH3CO), 1,27, 1,20 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2

Hz, (CH3)2CHO), 0,92 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,11, 0,10 (2 d, cada uno 3H,

(CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,9 (CH3CO), 129,4 (C-3), 125,5 (C-

4), 96,3 (C-1), 70,9 (Me2CHO), 66,9 (C-2), 65,7 (C-6), 65,4 (C-5), 25,8 [(CH3)3CSiBut],

23,4, 21,9 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO), 18,2 [(CH3)3CSiMe2], −4,6, −4,8

[(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C17H32O5Si: C, 59,27%; H, 9,36%; encontrado: C,

59,02%; H, 9,54%.

2-Propil 2,6-di-O-ter-butildimetilsilil-3,4-anhidro-α-D-galacto (149) y su isómero α-

D- alopiranósido (150)

La epoxidación del compuesto 148 (0,92 g, 2,21 mmol) se realizó con MCPBA

(2,30 g, 11,30 mmol) a temperatura ambiente por 20 h, como se describió

anteriormente. Por purificación por cromatografía en columna (hexano/EtOAc 99:1) se

aisló el producto mayoritario de Rf 0,60 (hexano/EtOAc 10:1) que se identificó como

149 (0,67 g, 70%); [α] に5D +23,3 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,67 (d,

1H, J1,2 = 4,3 Hz, H-1), 4,10 (dd, 1H, J5,6 = 7,5, J5,6’ = 6,1, J4,5 < 1,0 Hz, H-5), 3,87 (m,

1H, J = 6,2 Hz, (Me)2CHO), 3,79 (d, 1H, J1,2 = 4,3, J2,3 < 1,0 Hz, H-2), 3,76 (dd, 1H,

J5,6 = 7,5, J6,6’ = 9,8 Hz, H-6), 3,72 (dd, 1H, J5,6’ = 6,1, J6,6’ = 9,8 Hz, H-6’), 3,30 (d, 1H,

J3,4 = 4,1 Hz, H-4 ), 3,24 (d, 1H, J3,4 = 4,1 Hz, H-3), 1,28, 1,17 (2 d, cada uno 3H, J =

6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,92, 0,90 (2 s, cada uno 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,14, 0,11, 0,09

(×2) (3 s, 12H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 94,5 (C-1), 70,7

(Me2CHO), 66,7 (C-5), 66,4 (C-2), 62,9 (C-6), 54,6 (C-4), 50,9 (C-3), 25,8


221

[(CH3)3CSiBut], 23,1, 21,7 [(CH3)2CHO], 18,3, 18,2 [(CH3)3CSiMe2], −4,7, −4,9, −5,4, −5,5 [(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C21H44O5Si2: C, 58,29%; H, 10,14%,

encontrado: C, 58,29%; H, 10,25%.

El producto más polar (Rf 0,43, hexano/EtOAc 10:1) se caracterizó como 150 (0,12

g, 13%); [α] に5D +28,9 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,74 (d, 1H, J1,2 =

5,0 Hz, H-1), 4,08 (dd, 1H, J1,2 = 5,0, J2,3 = 2,1 Hz, H-2), 4,07 (dd, 1H, J5,6 = 4,8, J5,6’ =

6,4 Hz, H-5), 3,81 (dd, 1H, J5,6 = 4,8, J6,6’ = 10,6 Hz, H-6), 3,76 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

Me2CHO), 3,71 (dd, 1H, J5,6’ = 6,4, J6,6’ = 10,6 Hz, H-6’), 3,40 (d, 1H, J3,4 = 4,6, J4,5 <

1,0 Hz, H-4), 3,24 (dd, 1H, J2,3 = 2,1, J3,4 = 4,6 Hz, H-3), 1,25, 1,16 (2 d, cada uno 3H, J

= 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,93, 0,90 (2 s, cada uno 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,14, 0,13, 0,08

(×2) (3 s, 12H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 96,5 (C-1), 71,4

(Me2CHO), 68,2, 67,9 (C-2, C-5), 63,8 (C-6), 55,3, 52,5 (C-3, C-4), 25,9, 25,8

[(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO], 18,3, 18,2 [(CH3)3CSiMe2], −4,5, −4,6, −5,3, −5,4 [(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C21H44O5Si2: C, 58,29%; H, 10,14%,

encontrado: C, 58,44%; H, 10,08%.

2-Propil 2-O-ter-butildimetilsilil-6-O-acetil-3,4-anhidro-α-D-galactopiranósido

(152) y su isómero α-D- alopiranósido (153)

La epoxidación de 151 (0,36 g, 1,04 mmol) se condujo con MCPBA (1,10 g, 5,42

mmol) bajo las mismas condiciones empleadas para 148. El análisis por CCD mostró la

formación de dos productos (Rf 0,47 y 0,28, hexano/EtOAc 4:1), que se separaron por

cromatografía en columna (hexano/EtOAc 49:1→9:1). De las fracciones menos polares

se aisló 152 (0,24 g, 64%); [α] に5D +40,2 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ

4,73 (d, 1H, J1,2 = 4,3 Hz, H-1), 4,33–4,25 (m, 3H, H-5,6,6’), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

Me2CHO), 3,82 (d, 1H, J1,2 = 4,3 Hz, H-2), 3,21–3,24 (br s, 1H, H-3, H-4), 2,12 (s, 3H,

CH3CO), 1,29, 1,20 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,95 (s, 9H,

(CH3)3CSiMe2), 0,16, 0,14 (2 d, cada uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7

MHz) δ 170,8 (CH3CO), 94,6 (C-1), 71,1 (Me2CHO), 66,1 (C-2), 64,4 (C-6), 63,8 (C-5),


222

54,0, 50,4 (C-3,4), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,8 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO), 18,2

[(CH3)3CSiMe2], −4,7, −4,9 [(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C17H32O6Si: C,

56,64%; H, 8,95%; encontrado: C, 56,88%; H, 8,85%.

De las siguientes fracciones de la columna se recuperó el epóxido mas polar 153

(74 mg, 20%); [α] に5D +31,1 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,77 (dd, 1H,

J1,2 = 5,0, J1,3 ≈ 1,0 Hz, H-1), 4,30–4,21 (m, 3H, H-5,6,6’), 4,10 (dd, 1H, J1,2 = 5,0, J2,3 =

2,1 Hz, H-2), 3,75 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,29 (d, 1H, J3,4 = 4,5 Hz, H-4), 3,25

(m, 1H, H-3), 2,10 (s, 3H, CH3CO), 1,24, 1,26 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO), 0,93 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,14, 0,12 (2 s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,8 (CH3CO), 96,6 (C-1), 71,9 (Me2CHO), 67,9 (C-

2), 65,3 (C-5), 64,4 (C-6), 54,9 (C-4), 52,5 (C-3), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,6

[(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO), 18,3 [(CH3)3CSiMe2], -4,5, -4,6 [(CH3)2CSiBut]. Anal.

calculado para C17H32O6Si: C, 56,64%; H, 8,95%, encontrado: C, 56,66%; H, 8,94%.

Alternativamente, 153 se preparó en forma cuantitativa a partir de 144 por

tratamiento con ter-butildimetilclorosililano, en las condiciones de sililación descriptas

con anterioridad.

2-Propil 2,4,6-tri-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3-tio-α-D-

glucopiranósido (154) y 2-propil 2,3,6-tri-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

glucopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (155)

El epóxido 144 (0,15 g, 0,61 mmol) y la 2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tio-β-D-

glucopiranosa (50, 0,27 mg, 0,73 mmol) se disolvieron en una solución 2M de

LiOMe/MeOH (1,7 mL). La mezcla se purgó con Ar y se calentó a 60 oC, en un tubo


223

con tapa a rosca, por 24 h. Luego, la solución se neutralizó con ácido acético y se

concentró. El residuo se disolvió en piridina (1 mL) y anhídrido acético (1 mL) y se

agitó a temperatura ambiente por 18 h. El análisis por CCD (hexano/EtOAc 1,5:1) del

residuo obtenido por concentración, mostró por dos productos mayoritarios (Rf 0,51 y Rf

0,43), que se separaron por columna cromatográfica (hexano/EtOAc 3:1→2:1). El

producto menos polar se identificó como 154 (0,20 g, 47%), p.f. 162-163oC; [α] に5D

+54,0 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,20 (dd, 1H, J2’,3’ = 9,1, J3’, 4’ =

9,6 Hz, H-3’), 5,10 (d, 1H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 5,06 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,6 Hz, H-4’),

4,93 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,2, J2’,3’ = 9,1 Hz, H-2’), 4,91 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 10,5 Hz, H-4),

4,82 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 =11,6 Hz, H-2), 4,78 (d, 1H, J1’,2’ = 10,2 Hz, H-1’), 4,27

(dd, 1H, J5’,6’a = 4,8, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 4,21 (dd, 1H, J5,6a = 5,1, J6a,6b = 12,3 Hz,

H-6a), 4,12 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,4, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’b), 4,08 (dd, 1H, J5,6b = 2,3,

J6a,6b = 12,3 Hz, H-6b), 4,05 (ddd, 1H, J4,5 = 10,5, J5,6a = 5,1, J5,6b = 2,3 Hz, H-5), 3,88

(m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,75 (ddd, 1H, J4’,5’ = 9,6, J5’,6’a = 4,8, J5’,6’b = 2,4 Hz, H-

5’), 3,26 (dd, 1H, J2,3 = 11,6, J3,4 = 10,5 Hz, H-3), 2,13, 2,09 (×3), 2,02, 2,01, 1,99 (5 s,

21H, CH3CO), 1,25, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C

(CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,7, 170,6, 170,2, 169,8, 169,4, 169,3 (× 2), 169,1 (CH3CO),

93,8 (C-1), 83,1 (C-1’), 75,5 (C-5’), 73,8 (C-3’), 72,4 (C-2), 71,1 (Me2CHO), 70,3 (C-

2’), 68,4 (C-5), 68,1 (C-4’), 66,7 (C-4), 62,5 (C-6), 61,8 (C-6’), 46,7 (C-3), 23,0, 21,6

[(CH3)2CHO], 20,6 – 20,5 (CH3CO). Anal. calculado para C29H42O17S: C, 50,14%; H,

6,09%; S, 4,62%; encontrado: C, 50,05%; H, 5,94%; S, 4,50%.

De fracciones posteriores de la columna se aisló el producto 155 (0,19 g, 45%)

como un aceite; [α] に5D +31,3 (c 1,4, CHCl3);RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,35 (t, 1H,

J1,2 = J2, 3 = 4,1 Hz, H-2), 5,32 (dd, 1H, J2,3 = 4,1, J3,4 = 2,5 Hz, H-3), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ =

J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,13 (dd, 1H, J3’,4’ = 9,3, J4’,5’ = 10,0 Hz, H-4’), 5,06 (dd, 1H, J1’,2’

= 10,0, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 5,03 (d, 1H, J1,2 = 4,1 Hz, H-1), 4,71 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0

Hz, H-1’), 4,65 (ddd, 1H, J4,5 = 2,5, J = 4,1, J = 7,6 Hz, H-5), 4,22 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,7,

J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 4,20–4,14 (m, 3H, H-6a, H-6b, H-6’b), 3,87 (m, 1H, J = 6,2

Hz, Me2CHO), 3,73 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,0, J5’,6’a = 4,7, J = 2,3 Hz, H-5’), 3,30 (t, 1H,

J3,4 = J4,5 = 2,5 Hz, H-4), 2,15, 2,09, 2,08, 2,07, 2,06, 2,02, 2,01 (7 s, cada uno 3H,

CH3CO), 1,25, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3,

125,7 MHz) δ 170,6 (×3), 170,0, 169,9, 169,6, 169,3 (CH3CO), 94,3 (C-1), 82,2 (C-1’),

76,0 (C-5’), 73,7 (C-3’), 70,7 (C-3), 70,3 (Me2CHO), 69,5 (C-2’), 68,1 (C-4’), 65,3 (C-


224

2), 64,9 (C-6), 63,2 (C-5), 61,7 (C-6’), 44,5 (C-4), 23,0, 21,3 [(CH3)2CHO], 21,1 – 20,5

(CH3CO). Anal. calculado para C29H42O17S: C, 50,14%; H, 6,09%; encontrado: C,

49,76%; H, 6,05%.

Alternativamente, 154 y 155 se obtuvieron en forma cuantitativamente por

desililación en condiciones estándar y posterior acetilación de los tiodisacáridos 167 y

168.

2-Propil 2,4,6-tri-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-

glucopiranósido (156), 2-propil 2,4,6-tri-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

glucopiranosil)-3-tio-α-D-gulopiranósido (157) y 2-propil 2,4,6-tri-O-acetil-2-S-

(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-2-tio-α-D-idopiranósido (158)

El epóxido 146 (0,12 g, 0,42 mmol) y la tioaldosa 50 (0,19 g, 0,52 mmol) se

disolvieron LiOMe en MeOH 2M (1,50 mL) y la mezcla se agitó en atmósfera inerte de

Ar a 65 ºC por 24 h. Luego se neutralizó, concentró y acetiló como se describió en el

ítem anterior. El análisis por CCD (CH2Cl2/EtOAc 5:1) mostró dos manchas

mayoritarias de Rf 0,54 y 0,35, respectivamente. La purificación por cromatografía en

columna de la mezcla (CH2Cl2/EtOAc 9:1) condujo primero al producto menos polar,


225

que se identificó como 156 (81 mg, 28%); [α] に5D +44,6 (c 0,9, CHCl3); RMN-1H (CDCl3,

500 MHz) δ 5,43 (dd, 1H, J2,3 = 9,8, J3,4 = 10,8 Hz, H-3), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3

Hz, H-3’), 5,16 (d, 1H, J1,2 = 3,8 Hz, H-1), 5,07 (dd, 1H, J3’,4’ = 9,3, J4’,5’ = 10,1 Hz, H-

4’), 4,93 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,78 (dd, 1H, J1,2 = 3,8, J2,3 = 9,8

Hz, H-2), 4,75 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’), 4,50 (dd, 1H, J5,6a = 1,9, J6a,6b = 12,0 Hz,

H-6a), 4,46 (dd, 1H, J5,6b = 4,1, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,21 (ddd, 1H, J4,5 = 11,1, J5,6a =

1,9, J5,6b = 4,1 Hz, H-5), 4,20 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,3, J6’a,6’b = 12,2 Hz, H-6’a), 4,15 (dd,

1H, J5’,6’b = 2,4, J6’a,6’b = 12,2 Hz, H-6’b), 3,86 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,69

(ddd, 1H, J4’,5’ = 10,1, J5’,6’a = 4,3 Hz, J5’,6’b = 2,4 Hz, H-5’), 2,92 (t, 1H, J3,4 = 10,8, J4,5

= 11,1 Hz, H-4), 2,10, 2,09, 2,05 (× 2), 2,04, 2,03, 1,99 (6 s, 21H, CH3CO), 1,23, 1,13

(2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,5

(×2), 170,3, 170,0, 169,7, 169,3 (× 2) (CH3CO), 94,2 (C-1), 82,1 (C-1’), 75,4 (C-5’),

73,7 (C-3’), 72,4 (C-2), 71,1 (Me2CHO), 69,8 (C-2’), 68,9 (C-5), 68,0 (C-4’), 67,5 (C-

3), 63,4 (C-6), 61,8 (C-6’), 46,5 (C-4), 23,1, 21,5 [(CH3)2CHO], 20,8–20,6 (CH3CO).

Anal. calculado para C29H42O17S: C, 50,14%; H, 6,09%; encontrado: C, 50,20%; H,

6,23%.

De las últimas fracciones de la columna se aisló un componente de Rf 0,35, que a

pesar de ser cromatográficamente homogéneo, resultó ser una mezcla 1:1 de dos

tiodisacáridos isoméricos (0,17 g, 58%). Estos dos compuestos pudieron separarse

parcialmente por cromatografía en columna usando CH2Cl2/EtOAc 9:1 como eluyente.

El producto menos polar aislado de la columna se identificó como 158 (85 mg, 29%), el

cual se encontraba ligeramente impurificado con el compuesto de mayor polaridad 157.

El compuesto 158 dio; [α] に5D +24,4 (c 0,5, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,24

(t, 1H, J2,3 ≈ J3,4 = 3,8 Hz, H-3), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,10 (dd, 1H,

J3’,4’ = 9,3, J4’,5’ = 10,1 Hz, H-4’), 5,06 (d, 1H, J1,2 = 1,8, H-1), 5,01 (dd, 1H, J1’,2’ =

10,2, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,86 (dd, 1H, J3,4 = 3,8, J4,5 = 2,4 Hz, H-4), 4,77 (d, 1H, J1’,2’

= 10,2 Hz, H-1’), 4,48 (ddd, 1H, J4,5 = 2,4, J5,6a = 7,5, J5,6b = 5,3 Hz, H-5), 4,39 (dd, 1H,

J5’,6’a = 4,7, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,22 (dd, 1H, J5,6a = 7,5, J6a,6b = 11,5 Hz, H-6a),

4,17 (dd, 1H, J5,6b = 5,3, J6a,6b = 11,5 Hz, H-6b), 4,12 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,2, J6’a,6’b = 12,4

Hz, H-6’b), 3,92 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,79 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,1, J5’,6’a = 4,7,

J5’,6’b = 2,2 Hz, H-5’), 3,66 (dd, 1H, J1,2 = 1,8, J2,3 = 3,8 Hz, H-2), 2,12, 2,09 (× 2), 2,08,

2,06, 2,04, 2,02 (6 s, 21H, CH3CO), 1,24, 1,18 (2d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6, 170,2, 170,0 (× 2), 169,8, 169,4,


226

169,2 (CH3CO), 98,2 (C-1), 84,5 (C-1’), 75,8 (C-5’), 74,0 (C-3’), 70,0 (Me2CHO), 69,8

(C-2’), 68,6 (C-3), 68,0 (C-4’), 67,6 (C-4), 64,1 (C-5), 62,5 (C-6), 61,9 (C-6’), 44,3 (C-

2), 23,2, 21,3 [(CH3)2CHO], 20,9, 20,7, 20,6, 20,5 (CH3CO). Anal. calculado para

C29H42O17S,H2O: C, 48,87%; H, 5,89%; encontrado: C, 48,77%; H, 5,83%.

De las siguientes fracciones de la columna se aisló el compuesto 157 puro (81 mg,

28%); [α] に5D +31,3 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,25 (t, 1H, J2’,3’ =

J3’,4’ = 9,4 Hz, H-3’), 5,19 (dd, 1H, J1,2 = 3,3, J2,3 = 5,5 Hz, H-2), 5,10 (dd, 1H, J3’,4’ =

9,4, J4’,5’ = 10,1 Hz, H-4’), 5,03 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,4 Hz, H-2’), 5,01 (br dd,

1H, J3,4 = 3,0, J4,5 = 1,0 Hz, H-4), 4,96 (d, 1H, J1,2 = 3,3 Hz, H-1), 4,61 (ddd, 1H, J4,5 =

1,0, J5,6a = 6,3, J5,6b = 7,2 Hz, H-5), 4,60 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’), 4,26 (dd, 1H,

J5’,6’a = 4,9, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 4,18 (dd, 1H, J5,6a = 5,3, J6a,6b = 11,4 Hz, H-6a),


Hz, H-6’b), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,71 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,1, J5’,6’a = 4,9

Hz, J5’,6’b = 2,2 Hz, H-5’), 3,66 (dd, 1H, J2,3 = 5,5, J3,4 = 3,0 Hz, H-3), 2,18, 2,10, 2,09,

2,08, 2,07, 2,03, 2,02 (7 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,26, 1,15 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2

Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6, 170,5, 170,4 (× 2), 169,4,

169,0 (CH3CO), 93,9 (C-1), 83,2 (C-1’), 76,0 (C-5’), 74,0 (C-3’), 72,8 (C-4), 70,6

(Me2CHO), 69,6 (C-2’), 68,4 (C-4’), 66,2 (C-2), 62,9 (× 2, C-5,6), 62,0 (C-6’), 42,1 (C-

3), 23,0, 21,3 [(CH3)2CHO], 21,0, 20,8, 20,7, 20,6, 20,5 (CH3CO). Anal. calculado para

C29H42O17S: C, 50,14%; H, 6,09%; encontrado: C, 50,10%; H, 6,01%.

2-Propil 3,6-anhidro-α-D-galactopiranósido (160)

El epóxido 144 (25 mg, 0,087 mmol) se disolvió en una solución de LiOMe en

MeOH 0,8M (0,26 mL) y se agitó bajo atmósfera de Ar a 25 ºC por 4 h, hasta que el

análisis por CCD (EtOAc/hexano 2,5:1) de la mezcla de reacción mostró la conversión

completa del producto 144 (Rf 0,52) en un producto de Rf 0,23, el cual se identificó

como 160 (16 mg, 90%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,90 (d, 1H, J1,2 = 2,7 Hz, H-

1), 4,62 (d, 1H, J4,5 = 1,9 Hz, H-4), 4,37 (d, 1H, J2,3 = 5,2 Hz, H-3), 3,29 (br s, 1H, H-5),


227

4,08 – 4,07 (br s, 2H, H-6,6’), 4,03 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,87 (dd, 1H, J1,2 =

2,7, J2,3 = 5,2 Hz, H-2), 1,25, 1,18 (2 d, cada uno 3H, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3,

50,3 MHz) δ 93,4 (C-1), 81,1(C-5), 77,1(C-3), 71,9 (Me2CHO), 71,0, 70,9 (C-2,4), 69,2

(C-6), 23,3, 21,9 [(CH3)2 CHO]. Anal. calculado para C9H16O5: C, 52,93%; H, 7,90%;

encontrado: C, 52,93%; H, 8,00%.

2-Propil 3,4-anhidro-α-D- alopiranósido (159)

El compuesto 149 (270 mg, 0,64 mmol) se disolvió en THF (23 mL) y se trató con

una solución de TBAF 1M en THF (2 mL). La solución se agitó a temperatura ambiente

hasta que por CCD (hexano/EtOAc 1:1) se detectó la conversión de 149 (Rf 0,98) en

una mancha de Rf 0,15. El compuesto de menor movilidad se identificó como 159 (112

mg, 85%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,91 (d, 1H, J1,2 = 4,9 Hz, H-1), 4,11 (t, 1H,

J5,6a = J5,6b = 5,7 Hz, H-5), 3,97 (m, 1H, J = 6,1 Hz, Me2CHO), 3,85(d, 2H, J5,6a = J5,6b =

5,6 Hz, H-6a, 6b), 3,79 (d, 1H, J1,2 = 4,9 Hz, H-2), 3,22 (d, 1H, J3,4 = 4,1 Hz, H-4), 3,20

(d, 1H, J3,4 = 4,1 Hz, H-3), 1,28, 1,20 (2 d, cada uno 3H, J = 6,1 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 125,3 MHz) δ 92,9 (C-1), 70,7 (Me2CHO), 66,2 (C-5), 63,2 (C-2),

63,1 (C-6), 52,6, 50,3 (C-3, C-4), 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO].

2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-3,4-anhidro-2-α-D-galactopiranósido (161)

A una solución de 149 (0,29 g, 0,67 mmol) en THF (20 mL) se agregó una solución

1M de fluoruro de tetrabutilamonio (FTBA) en THF (1,6 mL). La reacción se agitó a

temperatura ambiente por 6 h, hasta la consumición completa del compuesto de partida.

La mezcla se concentró y el residuo se filtró por una columna corta de sílica gel,

obteniéndose el correspondiente diol. El mismo se sililó en las condiciones descriptas


228

anteriormente, usando ter-butildimetilclorosilano (112 mg, 0,74 mmol) e imidazol (92

mg, 1,34 mmol). La purificación del producto se realizó por columna cromatográfica

con hexano/EtOAc 9:1, obteniéndose así el derivado 6-O-sililo 152 (0,11 g, 50%, Rf

0,55, hexano/EtOAc 3:1), conjuntamente con el derivado disililado 161 (69 mg, 24%).

El compuesto 161 [α] に5D +22,0 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,85 (d,

1H, J1,2 = 4,4 Hz, H-1), 4,04 (t, 1H, J4,5 < 1,0, J5,6 = J5,6’ = 6,3 Hz, H-5), 3,95 (m, 1H, J

= 6,2 Hz, Me2CHO), 3,78 (ddd, 1H, J2,OH = 10,8, J1,2 = 4,4, J2,3 = 1,1 Hz, H-2), 3,77

(dd, 1H, J5,6 = 6,3, J6,6’ = 9,9 Hz, H-6), 3,74 (dd, 1H, J5,6’ = 6,3, J6,6’ = 9,9 Hz, H-6’),

3,29 (br d, 1H, J3,4 = 4,1, J4,5 < 1,0 Hz, H-4) 3,24 (dd, 1H, J2,3 = 1,1, J3,4 = 4,1 Hz, H-3),

2,48 (d, 1H, OH), 1,29, 1,19 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,90 (s, 9H,

(CH3)3CSiMe2), 0,09 (s, 9H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 92,9 (C-1),

70,5 (Me2CHO), 66,5 (C-5), 63,4 (C-2), 62,9 (C-6), 53,6 (C-3), 50,4 (C-4), 25,8

[(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO], 18,3 [(CH3)3CSiMe2], −5,4, −5,5


56,32%; H, 9,36%.

2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-2,3-anhidro-2-α-D-gulopiranósido (162)

El compuesto 161 (30 mg, 0,09 mmol) se disolvió en una solución de LiOMe 0,8 M

(0,3 mL) y se agitó bajo atmósfera de Ar a 25 oC por 4 h. El análisis por CCD

(hexano/EtOAc 3:1) de la mezcla de reacción mostró la conversión parcial del

compuesto de partida en otro de menor movilidad (Rf 0,23). Por purificación por

columna cromatográfíca (hexano/EtOAc 19:1→5:1) se obtuvo un aceite, el cual se

identificó como 162 (12,6 mg, 42%). RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,17 (d, 1H, J1,2 =

3,1 Hz, H-1), 4,16 (m, 1H, H-4), 4,00 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,85 (ddd, 1H, J =

5,3, 3,9, 1,0 Hz, H-5), 3,82 (m, 2H, H-6,6’), 3,38 (dd, 1H, J2,3 = 3,7, J3,4 = 2,3 Hz, H-3),

3,35 (ddd, 1H, J1,2 = 3,1, J2,3 =3,7, J2,4 = 0,5 Hz, H-2), 1,24, 1,21 (2 d, cada uno 3H, J =

6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,90 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08 (2s, cada uno 3H,

(CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 92,1 (C-1), 69,8 (Me2CHO), 66,6 (C-5),

65,4 (C-4), 63,8 (C-6), 52,5 (C-3), 51,8 (C-2), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,6, 21,7


229

[(CH3)2CHO], 18,2 [(CH3)3CSiMe2], −5,5 (×2) [(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para


2-Propil 3,6-di-O-acetil-2-O-ter-butildimetilsilil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

glucopiranosil)-4-tio-α-D-glucopiranósido (163) y 2-Propil 2,3,6-tri-O-acetil-4-S-

(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopyranosyl)-4-tio-α-D-glucopiranósido (156)

El epóxido 152 (0,10 g, 0,28 mmol) y la tioaldosa 50 (0,11 g, 0,30 mmol) se

disolvieron en una solución de 0,8M LiOMe en MeOH 0,8M (0,8 mL) y la solución se

agitó bajo atmósfera de Ar, a 60 oC por 24 h. La mezcla de reacción se concentró y se

acetiló como se describió anteriormente. El crudo de reacción mostró por análisis

cromatográfico (hexano/EtOAc 1:1) dos productos principales de Rf 0,61 (mayor) y Rf

0,45. Luego de la purificación por columna cromatográfica (hexano/EtOAc 4:1→2,5:1)

se obtuvo 168 como producto mayoritario (0,17 g, 81%); [α] に5D +47,5 (c 1,3, CHCl3);

RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5, 35 (dd, 1H, J2,3 = 9,7, J3,4 = 11,1 Hz, H-3), 5,17 (d,

1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,2 Hz, H-3’), 5,11 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz, H-1), 5,04 (dd, 1H, J3’,4’ =

9,2, J4’,5’ = 10,0 Hz, H-4’), 4,92 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,2, J2’,3’ = 9,2 Hz, H-2’), 4,82 (d, 1H,

J1’,2’ = 10,2 Hz, H-1’), 4,69 (dd, 1H, J1,2 = 3,7, J2,3 = 9,7 Hz, H-2), 4,24 (dd, 1H, J5’,6’a =

4,9, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,12 (dd, 1H, J5,6a = 2,9, J6a,6b = 11,4 Hz, H-6a), 4,09 (dd,

1H, J5’,6’b = 2,2, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 3,87 (br d, 1H, J4,5 = 11,0, J5,6a = 2,9 Hz, H-

5), 3,82 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,80 (br d, 1H, H-6b), 3,63 (ddd, 1H, J4’,5’ =

10,0, J5’,6’a = 4,9 Hz, H-5’), 3,03 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 11,0 Hz, H-4), 2,06, 2,04, 2,03,

2,02, 2,01, 1,98 (6 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,19, 1,09 (2 d, 6H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO); 0,92 (s, 9H, (CH3)3SiCMe2), 0,09, 0,08 (2 s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,4, 170,0, 169,4, 169,2 (×2) (CH3CO), 94,2 (C-1),

82,8 (C-1’), 75,4 (C-5’), 74,0 (C-3’), 72,6 (C-2), 71,8(C-5), 70,5 (Me2CHO), 70,1 (C-

2’), 68,2, 68,1 (C-3,4’), 62,2 (C-6), 62,0 (C-6’), 45,9 (C-4), 26,0 [(CH3)3CSiMe2], 23,2,

21,4 [(CH3)2CHO], 20,8–20,6 (CH3CO), 18,4 [(CH3)3CSiMe2], –5,0, –5,3


230

[(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C33H54O16SSi: C, 51,68%; H, 7,10%, encontrado:

C, 51,38%; H, 6,91%.

El producto minoritario de Rf 0,45 se obtuvo como un aceite y se identificó como

156 (29 mg, 15%), que mostró las mismas propiedades que el producto obtenido a partir

del oxirano 144.


glucopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (164) y 2-propil 2,3,6-tri-O-acetil-4-S-

(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (155)

El compuesto 153 (60 mg, 0,17 mmol) se trató con la tioaldosa 50 (70 mg, 0,19

mmol) en las condiciones de apertura nucleofílica del anillo oxirano descriptas para

152. Luego de la acetilación, la CCD (hexano/EtOAc1:1) mostró dos productos de Rf

0,65 y Rf 0,28, respectivamente. La purificación de dichos productos se realizó por

cromatografía en columna (hexano/EtOAc 4:1→2,5:1). El producto menos polar se

identificó como 164 (58 mg, 45%), [α] に5D +42,1 (c 0,8, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500

MHz) δ 5,25 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,08 (m, 3H, H-1,2,4’), 5,00 (dd, 1H,

J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,83 (m, 1H, H-5), 4,61 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’),

4,29 (dd, 1H, J5’,6’a = 5,5, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,23 (dd, 1H, J5,6a = 8,7, J6a,6b = 11,7

Hz, H-6a), 4,20 (t, 1H, J2,3 ≈ J3,4 ≈ 1,0 Hz, H-3), 4,13 (m, 2H, H-6b,6’b), 3,76 (m, 1H, J

= 6,1 Hz, Me2CHO), 3,68 (ddd, 1H, J4’,5’ = 9,8, J5’,6’a = 5,5, J5’,6’b = 2,0 Hz, H-5’), 3,05

(t, 1H, J3,4 ≈ J4,5 ≈ 1,0 Hz, H-4), 2,10, 2,09, 2,08, 2,06, 2,04, 2,02 (6 s, cada uno 3H,

CH3CO), 1,21, 1,08 (2 d, cada uno 3H, J = 6,1 Hz, (CH3)2CHO); 0,95 (s, 9H,

(CH3)3CSiMe2), 0,12, 0,10 (2 s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7

MHz) δ 170,6, 170,2, 170,1, 169,5, 169,3 (CH3CO), 95,3 (C-1), 82,5 (C-1’), 76,5 (C-

5’), 73,8 (C-3’), 71,0 (Me2CHO), 70,6 (C-3), 69,7 (C-2’), 68,2, 67,8 (C-2,4’), 65,2 (C-

6), 63,1 (C-5), 62,1 (C-6’), 48,0 (C-4), 25,4 [(CH3)3CSiMe2], 23,4, 21,8 [(CH3)2CHO],

20,9, 20,7, 20,66, 20,57, 20,55,20,52 (CH3CO), 18,0 [(CH3)3CSiMe2], –4,8, –5,0


231

[(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para C33H54O16SSi: C, 51,68%; H, 7,10%; encontrado:

C, 51,96%; H, 7,16%.

De las siguientes fracciones de la columna se aisló 155 (Rf 0,28, 53 mg, 45%) que

mostró las mismas propiedades que el producto descripto anteriormente.

2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-3,4-didesoxi-α-D-eritro-hex-3-enopiranósido (165)

El compuesto 142 (80 mg, 0,42 mmol) se sililó con TBSCl (70 mg, 0,46 mmol) en

las mismas condiciones ya descriptas para 140. El producto de movilidad intermedia (Rf

0,75, hexano/EtOAc 1,5:1) entre el disililado 148 (Rf 0,87) y el compuesto de partida 5

(Rf 0,11) se aisló por columna en sílica gel (hexano/EtOAc 49:1) para dar 165 (100 mg,

79%); [α] に5D -10,5 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,81, 5,73 (2 d, cada

uno 1H, J3,4 = 10,6 Hz, H-3, 4), 5,07 (d, 1H, J1,2 = 4,3 Hz, H-1), 4,16 (m, 2H, H-2, 5),

4,00 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,68 (dd, 1H, J5,6’ = 5,8, J6,6’ = 10,3 Hz, H-6), 3,58

(dd, 1H, J5,6’ = 6,0, J6,6’ = 10,3 Hz, H-6’), 2,25 (d, 1H, J2,OH = 11,0 Hz, OH), 1,26, 1,20

(2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,89 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,07 (s, 6H,

(CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 127,7, 127,6 (C-3, C-4), 95,3 (C-1), 70,6

(Me2CHO), 69,2, 65,5 (C-2, C-5), 64,0 (C-6), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,3, 21,9

[(CH3)2CHO], 18,3 [(CH3)3CSiMe2], −5,3, −5,4 [(CH3)2SiBut]. Anal. calculado para


2-Propil 6-O-ter-butildimetilsilil-3,4-anhidro-α-D- alopiranósido (166)

La epoxidación de 165 (80 mg, 0,26 mmol) en las condiciones estándar empleadas

anteriormente condujo a 166 (0,06 g, 72%); Rf 0,68 (hexano/EtOAc 1,5:1); [α] に5D +40,0


232

(c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,89 (d, 1H, J1,2 = 5,4 Hz, H-1), 4,02 (dd,

1H, J5,6 = 4,8, J5,6’ = 6,4, J4,5 < 1,0 Hz, H-5), 3,94 (m, 1H, H-2), 3,83 (dd, 1H, J5,6 = 4,8,

J6,6’ = 10,6 Hz, H-6), 3,81 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,72 (dd, 1H, J5,6’ = 6,4, J6,6’

= 10,6 Hz, H-6’), 3,46 (d, 1H, J3,4 = 4,6, J4,5 < 1,0 Hz, H-4), 3,37 (dd, 1H, J2,3 = 2,6, J3,4

= 4,6 Hz, H-3), 1,24, 1,17 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,90 (s, 9H,

(CH3)3CSiMe2), 0,09, 0,08 (s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 50,3

MHz) δ 95,4 (C-1), 72,0 (Me2CHO), 67,9, 65,8 (C-2,5), 63,6 (C-6), 56,1, 52,1 (C-3,4),

25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,7 [(CH3)2CHO], 18,2 [(CH3)3CSiMe2], −5,38, −5,42


56,64%; H, 9,58%.


glucopiranosil)-3-tio-α-D-glucopiranósido (167) y 2-propil 2,3-di-O-acetil-6-O-ter-

butildimetilsilil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-

gulopiranósido (168)

La reacción de 166 (50 mg, 0,16 mmol) con 50 (70 mg, 0,19 mmol) se condujo en

las mismas condiciones previamente descriptas. Luego de acetilación, el análisis por

CCD (hexano/EtOAc 1:1) mostró dos manchas de Rf 0,69 y 0,59 en relación

aproximada 1:1. Estos productos se separaron por columna en sílica gel usando como

eluyente mezclas de hexano/EtOAc 4:1→2:1. En primer término se aisló el

tiodisacárido 167 (37 mg, 31%), [α] に5D +51,0 (c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500

MHz) δ 5,19 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,07 (d, 1H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 5,05

(dd, 1H, J3’,4’ = 9,3, J4’,5’ = 10,1 Hz, H-4’), 4,92 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-

2’), 4,82 (dd, 1H, J3,4 = 11,3, J4,5 = 10,1 Hz, H-4), 4,80 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’),

4,78 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 11,3 Hz, H-2), 4,25 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,9, J6’a,6’b = 12,4 Hz,

H-6’a), 4,11 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,2, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 3,90 (m, 2H, H-5,Me2CHO),

3,73 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,1, J5’,6’a = 4,9, J5’,6’b = 2,3 Hz, H-5’), 3,63 (m, 2H, H-6a, H-6b),


233

3,26 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 11,3 Hz, H-3), 2,12, 2,09, 2,07, 2,03, 2,02, 1,98 (6 s, cada uno

3H, CH3CO), 1,25, 1,11 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,89 (s, 9H,

(CH3)3CSiMe2), 0,09 (2 s, 6H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6,

170,1, 169,8, 169,4, 169,36, 169,2 (CH3CO), 93,2 (C-1), 83,0 (C-1’), 75,4 (C-5’), 73,9

(C-3’), 72,5 (C-2), 71,4, 70,3 (×2) (C-2’, C-5, Me2CHO), 68,1 (C-4’), 67,2 (C-4), 62,9

(C-6), 61,9 (C-6’), 46,9 (C-3), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,1, 21,4 [(CH3)2CHO], 20,7–

20,5 (COCH3), 18,3 [(CH3)2CSiBut], –5,4, –5,5 [(CH3)2CSiBut]. Anal. calculado para

C33H54O16SSi: C, 51,68%; H, 7,10%; encontrado: C, 51,42%; H, 6,77%.

De las siguientes fracciones de la columna se aisló 168 (Rf 0,59, 56 mg, 47%);

[α] に5D +19,4 (c 1,2, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,37 (t, 1H, J1,2 = J2,3 = 4,0

Hz, H-2), 5,30 (dd, 1H, J2,3 = 4,0, J3,4 = 3,4 Hz, H-3), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz,

H-3’), 5,13 (t, 1H, J3’,4’ = 9,3, J4’,5’ = 10,0 Hz, H-4’), 5,06 (d, 1H, J1,2 = 4,0 Hz, H-1),

5,04 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,74 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1, H-1’), 4,44

(ddd, 1H, J4,5 = 2,9, J5,6a = 7,0, J5,6b = 4,1 Hz, H-5), 4,23 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,5, J6’a,6’b =

12,4 Hz, H-6’a), 4,12 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,3, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 3,92 (m, 1H, J =

6,2 Hz, Me2CHO), 3,75 (dd, 1H, J5,6a = 7,0, J6a,6b = 11,1 Hz, H-6a), 3,72 (ddd, 1H, J4’,5’

= 10,0, J5’,6’a = 4,5, J5’,6’b = 2,3 Hz, H-5’), 3,67 (dd, 1H, J5,6b = 4,1, J6a,6b = 11,1 Hz, H-

6b), 3,32 (t, 1H, J3,4 = 3,4, J4,5 = 2,9 Hz, H-4), 2,13, 2,10, 2,07, 2,06, 2,02, 2,00 (6 s,

cada uno 3H, CH3CO), 1,24, 1,21 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,89 (s,

9H, (CH3)3CSiMe2), 0,07 (2 s, 6H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ

170,6 (×2), 170,2, 170,1, 169,5, 169,4 (CH3CO), 93,7 (C-1), 82,5 (C-1’), 76,0 (C-5’),

73,9 (C-3’), 70,8 (C-3), 69,8 (C-2’), 69,4 (Me2CHO), 68,1 (C-4’), 67,0 (C-5), 65,9 (C-

2), 64,3 (C-6), 61,8 (C-6’) 44,3 (C-4), 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,3, 21,2, 21,0, 20,9, 20,7,

20,6, 20,5 [(CH3)2CHO, COCH3], 18,2 [(CH3)2CSiBut], –5,4 [(CH3)2CSiBut]. Anal.

calculado para C33H54O16SSi: C, 51,68%; H, 7,10%, encontrado: C, 51,28%; H, 6,85%.

De fracciones posteriores de la columna se aislaron dos productos minoritarios, de

Rf 0,35 y 0,26, que se identificaron, respectivamente, como 154 (10 mg, 9%) y 155 (12

mg, 11%).

Alternativamente, se hizo reaccionar 166 (50 mg, 0,16 mmol) y 50 (70 mg, 0,19

mmol), bajo las condiciones descriptas anteriormente. Luego de desililar la posición 6

con FTBA 1M en THF (0,2 mL), se procedió a acetilar. La purificación se realizó por

cormatografía en columna (hexano/EtOAc 3:1→2:1) obteniéndose los tiodisacáridos

154 (45 mg, 40%) y 155 (60 mg, 54%) como únicos productos aislados.


234

2-Propil 3,4-anhidro-α-D- alopiranósido (169)

El compuesto 144 (220 mg, 0,89 mmol) se trató con una solución de MeOH: Et3N:

H2O (4:1:5) (3 mL). La solución se agitó a temperatura ambiente por 2 h hasta que por

CCD (hexano/EtOAc 1:2) se observó la conversión de 144 (Rf 0,61) en una mancha de

Rf 0,25. La purificación por columna en sílica gel (hexano/EtOAc 1,5:1) condujo a 169

(167 mg, 92%); [α] に5D +76,7 (c 0,9, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,93 (d, 1H,

J1,2 = 5,5 Hz, H-1), 4,10 (ddd, 1H, J4,5 = 0,6, J5,6a = 3,7, J5,6b = 4,9 Hz, H-5), 3,96 (dd,

1H, J1,2 = 5,4, J2,3 = 2,0 Hz, H-2), 3,86 (dd, 1H, J5,6a = 3,7, J6a,6b = 11,6 Hz, H-6a), 3,82

(m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,80 (dd, 1H, J5,6b = 4,9, J6a,6b = 11,6 Hz, H-6b), 3,41

(dd, 1H, J3,4 = 4,5, J4,5 = 0,6 Hz, H-4), 3,39 (dd, 1H, J2,3 = 2,3, J3,4 = 4,5 Hz, H-3), 1,25,

1,18 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,3 MHz) δ 95,5

(C-1), 72,2 (Me2CHO), 67,8 (C-5), 65,7 (C-2), 63,7 (C-6), 56,1 (C-3), 52,1 (C-4), 23,1,

21,7 [(CH3)2CHO]; Anal. calculado para C9H16O5: C, 52,93%; H, 7,90%; encontrado:

C, 52,55%; H, 7,96%.

2-Propil 6-O-triisopropilsilil-3,4-anhidro-α-D- alopiranósido (170)

El compuesto 169 (130 mg, 0,64 mmol) se disolvió en DMF (0,64 mL) y se trató

con cloruro de triisopropilsililo (TIPSCl, 0,15 mL, 0,70 mmol) e imidazol (95 mg, 1,4

mmol). El producto de la reacción, de Rf 0,48 (hexano/EtOAc 4:1) se purificó por

columna cromatográfica (hexano→hexano/EtOAc 47:1) para dar 170 (124 mg, 55%);

RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,88 (d, 1H, J1,2 = 5,4 Hz, H-1), 4,05 (ddd, 1H, J4,5 < 1,

J5,6a = 4,8, J5,6b = 6,8 Hz, H-5), 3,93 (ddd, 1H, J1,2 = 5,3, J2,3 = 2,6, J2,OH = 11,4 Hz, H-2),

3,92 (dd, 1H, J5,6a = 4,8, J6a,6b = 10,3 Hz, H-6a), 3,81 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO),


235

3,81 (dd, 1H, J5,6b = 6,8, J6a,6b = 10,3 Hz, H-6b), 3,54 (dd, 1H, J3,4 = 4,5, J4,5 < 1 Hz, H-

4), 3,37 (dd, 1H, J2,3 = 2,6, J3,4 = 4,5 Hz, H-3), 2,54 (d, 1H, J2,OH = 11,4 Hz, OH), 1,24,

1,15 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 1,12 – 1,0 (m, 21H, (CH3)2CH × 3) ;

RMN-13C (CDCl3, 125,3 MHz) δ 95,5 (C-1), 72,0 (Me2CHO), 68,1, 65,9 (C-2,5), 64,0

(C-6), 56,2, 52,1 (C-3,4), 23,1, 21,8 [(CH3)2CHO], 17,9, 11,9 [(CH3)2CHSi].

2-Propil 2,4-di-O-acetil-6-O-triisopropilsilil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

glucopiranosil)-3-tio-α-D-glucopiranósido (171) y 2-propil 2,3-di-O-acetil-6-O-

triisopropilsilil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-

gulopiranósido (172)

La reacción de 170 (80 mg, 0,22 mmol) con 50 (100 mg, 0,27 mmol) se condujo en

las mismas condiciones previamente descriptas. Luego de acetilación, el análisis por

CCD (tolueno/EtOAc 2:1) mostró dos manchas de Rf 0,54 y 0,37 en relación

aproximada 1:1. Estos productos se separaron por columna en sílica gel usando como

eluyente mezclas de tolueno/EtOAc 19:1→4:1. En primer término se aisló el

tiodisacárido 171 (54 mg, 31%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,19 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’

= 9,3 Hz, H-3’), 5,07 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz, H-1), 5,04 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 10,3 Hz, H-

4’), 4,93 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,0, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,84 (dd, 1H, J3,4 = 11,3, J4,5 = 9,3

Hz, H-4), 4,81 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,79 (dd, 1H, J1,2 = 3,7, J2,3 = 11,3 Hz, H-

2), 4,24 (dd, 1H, J5’,6’a = 5,0, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 4,10 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,0, J6’a,6’b

= 12,3 Hz, H-6’b), 3,92 (m, 2H, H-5, Me2CHO), 3,73 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,3, J5’,6’a = 5,0,

J5’,6’b = 2,0 Hz, H-5’), 3,7 1 (m, 2H, H-6a, H-6b), 3,27 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 11,3 Hz,

H-3), 2,12, 2,09, 2,08, 2,02, 2,01, 1,98 (6 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,25, 1,11 (2 d, cada

uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 1,10 – 0,9 (m, 7H, (CH3)2CHSiO); RMN-13C (CDCl3,

125,7 MHz) δ 170,1, 169,8, 169,4, 169,37, 169,2 (CH3CO), 93,1 (C-1), 83,0 (C-1’),

75,4 (C-5’), 73,9 (C-3’), 72,5 (C-2), 71,7, 70,3, 70,1 (C-2’, C-5, Me2CHO), 68,1 (C-4’),


236

67,3 (C-4), 63,3 (C-6), 61,9 (C-6’), 46,9 (C-3), 23,1, 21,4 [(CH3)2CHO], 20,7–11,9

(COCH3, (CH3)2CHSiO).

De las siguientes fracciones de la columna se aisló 172 (68 mg, 38%); RMN-1H

(CDCl3, 500 MHz) δ 5,39 (t, 1H, J1,2 = J2,3 = 4,0 Hz, H-2), 5,31 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 3,5

Hz, H-3), 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,14 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,6 Hz, H-

4’), 5,06 (d, 1H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 5,06 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,5 Hz, H-2’), 4,73 (d,

1H, J1’,2’ = 10,1, H-1’), 4,46 (ddd, 1H, J4,5 = 2,6, J5,6a = 6,6, J5,6b = 4,1 Hz, H-5), 4,23

(dd, 1H, J5’,6’a = 4,4, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’a), 4,10 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,2, J6’a,6’b = 12,4

Hz, H-6’b), 3,95 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,82 (dd, 1H, J5,6a = 6,9, J6a,6b = 10,9

Hz, H-6a), 3,75 (dd, 1H, J5,6b = 6,9, J6a,6b = 10,9 Hz, H-6b), 3,73 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,0,

J5’,6’a = 4,4, J5’,6’b = 2,0 Hz, H-5’), 3,35 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 3,0 Hz, H-4), 2,13, 2,09, 2,07,

2,06, 2,02, 2,00 (6 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,24, 1,11 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO), 1,10 – 0,9 (m, 7H, (CH3)2CHSiO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ

170,4, 170,1, 169,5, 169,3 (CH3CO), 93,6 (C-1), 82,5 (C-1’), 76,0 (C-5’), 73,9 (C-3’),

70,8 (C-3), 69,8 (C-2’), 69,1 (Me2CHO), 68,1 (C-4’), 67,0 (C-5), 65,8 (C-2), 64,5 (C-6),

61,8 (C-6’) 44,4 (C-4), 23,3, 21,2 [(CH3)2CHO], 20,9 – 11,8 (COCH3, (CH3)2CHSiO).

2-Propil 3-O-acetil-2,6-di-O-ter-butildimetilsilil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

glucopiranosil)-4-tio-α-D-glucopiranósido (173)

El epóxido 149 (0,15 g, 0,35 mmol) se agregó a una solución que contenía la

tioaldosa 50 (0,15 g, 0,42 mmol) y una solución de 0,8M LiOMe en MeOH 0,8M (118

mL). La solución se agitó bajo atmósfera de Ar, a 60 oC por 24 h. El análisis por CCD

(hexano/EtOAc 4:1) del crudo de reacción mostró conversión parcial del producto de

partida (Rf 0,92) en dos productos, uno de Rf 0,45 y otro que quedaba retenido en el

origen. Luego de purificación por columna cromatográfica (hexano/EtOAc 9:1→1:1,5)

se obtuvo 173 como producto mayoritario (52 mg, 24%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ

4,83 (d, 1H, J1,2 = 3,4 Hz, H-1), 4,56 (d, 1H, J1’,2’ = 9,7 Hz, H-1’), 4,26 (brd, 1H, J6a,6b =


237

11,1 Hz, H-6a), 3,87 (m, 1H, J = 6,3 Hz, Me2CHO), 3,84 – 3,79 (m, 3H, H-3, 5, 6’a),


Hz, H-6’b), 3,56 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 8,8 Hz, H-3’), 3,53 (dd, 1H, J1,2 = 3,4, J2,3 = 9,1

Hz, H-2), 3,46 (dd, 1H, J3’,4’ = 8,8, J4’,5’ = 9,5 Hz, H-4’), 3,40 (m, 1H, H-5’), 3,37 (dd,

1H, J1’,2’ = 9,7, J2’,3’ = 8,8 Hz, H-2’), 2,60 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 10,8 Hz, H-4), 1,25, 1,16

(2 d, 6H, J = 6,3 Hz, (CH3)2CHO); 0,92 (s, 18H, (CH3)3SiCMe2), 0,12, 0,11, 0,09, 0,08

(4 s, cada uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 97,2 (C-1), 83,6 (C-

1’), 80,1 (C-5’), 77,0 (C-3’), 74,7 (C-2), 72,1, 70,5 (C-3,5), 70,7 (Me2CHO), 70,2 (C-

4’), 63,9 (C-6), 62,4 (C-6’), 45,9 (C-4), 26,0, 25,8 [(CH3)3CSiMe2], 23,4, 21,7

[(CH3)2CHO], 18,4 [(CH3)3CSiMe2], –5,0, –5,3 [(CH3)2SiBut]. HRMS (M+Na)

Encontrado: 651,30103; (C27H56O10SSi2+Na calculado: 651,30249).

2-Propil 2,4,6-tri-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3-tio-α-

D-glucopiranósido (174) y 2-propil 2,3,6-tri-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-

galactopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (175)

El epóxido 147 (250 mg, 1,01 mmol) y la 2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tio-β-D-

galactopiranosa (109, 0,45 g, 1,2 mmol) se trató con una solución 2M de LiOMe/MeOH

(3,1 mL) al igual que se describió anteriormente. Luego de la acetilación, el análisis por

CCD (tolueno:EtOAc 1:1) mostraba la formación de dos productos de Rf 0,46 y 0,37,

respectivamente. El residuo obtenido después de concentrar la mezcla de acetilación se

purificó por columna cromatográfica (hexano/EtOAc 3:1→2:1). El producto menos

polar se identificó como 174 (0,31 g, 45%); [α] に5D +62,7 (c 1,1, CHCl3); RMN-1H

(CDCl3, 500 MHz) δ 5,42 (d, 1H, J3’,4’ = 3,2 Hz, H-4’), 5,14 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,9

Hz, H-2’), 5,10 (d, 1H, J1,2 = 3,4 Hz, H-1), 5,03 (dd, 1H, J2’,3’ = 9,9, J3’,4’ = 3,1 Hz, H-

3’), 4,92 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 10,3 Hz, H-4), 4,82 (dd, 1H, J1,2 = 3,5, J2,3 =11,7 Hz, H-2),

4,77 (d, 1H, J1’,2’ = 9,9 Hz, H-1’), 4,20 (dd, 1H, J5,6a = 4,9, J6a,6b = 12,2 Hz, H-6a), 4,17

(dd, 1H, J5’,6’a = 6,6, J6’a,6’b = 11,0 Hz, H-6’a), 4,08 (dd, 1H, J5,6b = 2,3, J6a,6b = 12,2 Hz,

H-6b), 4,05 (m, 1H, H-5), 4,03 (dd, 1H, J5’,6’b = 7,1, J6’a,6’b = 11,1 Hz, H-6’b), 3,98 (t,


238

1H, J5’,6’a = J5’,6’b = 6,7 Hz, H-5’), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,27 (t, 1H, J2,3 =

J3,4 = 11,3 Hz, H-3), 2,15, 2,13, 2,10, 2,09, 2,06, 2,02, 1,97 (7 s, 21H, CH3CO), 1,25,

1,14 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ

170,7, 170,4, 170,2, 170,0, 169,8, 169,4, 169,3 (CH3CO), 93,7 (C-1), 83,8 (C-1’), 74,0

(C-5’), 72,5 (C-2), 71,8 (C-3’), 71,1 (Me2CHO), 68,4 (C-5), 67,5 (C-2’), 67,0 (C-4’),

66,8 (C-4), 62,5 (C-6), 61,1 (C-6’), 46,7 (C-3), 23,0, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,6

(CH3CO). Anal. calculado para C29H42O17S: C, 50,14%; H, 6,09%; S, 4,62%;

encontrado: C, 50,52%; H, 6,19%; S, 4,40%.

De fracciones posteriores se aisló el producto 175 (0,35 g, 50%) como un aceite;

[α] に5D +37,5 (c 1,0, CHCl3);RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,43 (dd, 1H, J3’,4’ = 2,7, J4’,5’

< 1,0 Hz, H-4’), 5,35 (m, 1H, H-3), 5,34 (d, 1H, J1,2 = 4,2 Hz, H-1), 5,24 (t, 1H, J1’,2’ =

J2’,3’ = 10 Hz, H-2’), 5,06 (dd, 1H, J2’,3’ = 10, J3’,4’ = 3,2 Hz, H-3’), 5,03 (d, 1H, J1,2 =

4,2 Hz, H-2), 4,68 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,65 (m, 1H, H-5), 4,22 – 4,08 (m, 4H,

H-6a,6b,6’a,6’b), 3,95 (dd, 1H, J5’,6’a = 6,7, J = 6,5 Hz, H-5’), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

Me2CHO), 3,28 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 2,7 Hz, H-4), 2,16, 2,14, 2,10, 2,07, 2,06, 2,04, 1,98

(7 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,25, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6, 170,5, 170,3 (×2), 170,0, 169,9, 169,8

(CH3CO), 94,4 (C-1), 83,0 (C-1’), 74,7, 71,8, 70,6 ( C-4, 3’,5’), 70,4 (Me2CHO), 67,1,

66,9, 65,4, 65,1 (C-2,5,2’,4’), 63,8 (C-6), 61,2 (C-6’), 44,8 (C-3), 23,0, 21,4

[(CH3)2CHO], 21,1 – 20,5 (CH3CO). Anal. calculado para C29H42O17S: C, 50,14%; H,

6,09%; S, 4,62%; encontrado: C, 50,22%; H, 6,21%; S, 4,57%.

(V) SÍNTESIS DE TIODISACÁRIDOS POR APERTURA DE TIIRANOS DE AZÚCARES

2-Propil 6-O-acetil-3,4-didesoxi-3,4-epitio-α-D-galactopiranósido (192)

A una solución de 144 (0,25 g, 1,01 mmol) en MeCN (9 mL) se agregó KSCN (345

mg, 3,55 mmol) y se ajustó el pH de la solución entre 8 y 10 por agregado de Et3N.

Después de la adición de 18-crown-6 (62,5 mg, 25% p/p con respecto a 144), la


239

solución se agitó a 65oC por 36 h, hasta que el análisis por CCD (hexano/EtOAc 1:1,5)

mostró la conversión del compuesto de partida 144 (Rf 0,53) en un producto de Rf 0,76.

La mezcla de reacción se concentró y luego se diluyó en CH2Cl2 (15 mL) y se extrajo

con H2O (2 × 30 mL). La fase orgánica se secó (MgSO4), concentró y se sometió a

cromatografía en columna (hexano/EtOAc 8,5:1,5→3,5:1,5). El producto 192 se

recuperó como un aceite (180 mg, 68%); [α] に5D +29,5 (c 0,8, CHCl3); RMN-1H (CDCl3

+ D2O, 500 MHz) δ 4,89 (d, 1H, J1,2 = 4,9 Hz, H-1), 4,60 (m, 1H, J5,6b = 7,2, J5,6a = 4,4,

J5,4 = 2,6 Hz, H-5), 4,27 (dd, 1H, J6a,6b = 11,4, J6a,5 = 4,5 Hz, H-6a), 4,13 (dd, 1H, J6b,6a

= 11,4, J6b,5 = 7,4 Hz, H-6b), 4,09 (d, 1H, J2,1 = 4,9 Hz, H-2), 3,97 (m, 1H, J = 6,2 Hz,

Me2CHO), 3,17 (dd, 1H, J4,3 = 6,8, J4,5 = 2,6 Hz, H-4), 3,14 (d, 1H, J3,4 = 6,8 Hz, H-3),

2,10 (s, 3H, CH3CO), 1,20, 1,29 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C

(CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,8 (CH3CO), 93,4 (C-1), 71,3 (Me2CHO), 66,7 (C-6), 65,4

(C-2), 64,1 (C-5), 35,2 (C-3), 35,0 (C-4), 23,0, 21,7 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO); Anal.

calculado para C11H18O5S: C, 50,36%, H, 6,92%; Encontrado: C, 50,68%, H, 7,09%;

HRMS (M+Na) encontrado: 285,0786 (C11H18O5NaS calculado: 285,0773).

De fracciones inferiores de la columna se recupero 144 (40 mg, 16%), Rendimiento

corregido de 192: 81%.

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3,4-didesoxi-3,4-epitio-α-D-galactopiranósido (193)

El compuesto 192 (110 mg, 0,42 mmol) se acetiló con una mezcla de anhídrido

acético (1,5 mL) y piridina (1,5 mL) a temperatura ambiente por 16 h. El análisis por

CCD (hexano/EtOAc 1:1) mostró la conversión total del compuesto de partida (Rf 0,59)

en un producto de mayor movilidad (Rf 0,74). El residuo se concentró y se purificó por

cromatografía en columna (hexano/EtOAc 8,5:1,5) para dar cuantitativamente el

compuesto 193 (125 mg); [α]に5D +71,4 (c 1,4, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ

5,09 (d, 1H, J1,2 = 4,75 Hz, H-1), 5,02 (dd, 1H, J2,1 = 4,75, J2,3 = 1,32 Hz, H-2), 4,67 (m,

1H, J5,6b = 7,3, J5,6a = 4,5, J5,4 = 2,9 Hz, H-5), 4,30 (dd, 1H, J6a,6b = 11,4, J6a,5 = 4,5 Hz,

H-6a), 4,13 (dd, 1H, J6b,6a = 11,4, J6b,5 = 7,4 Hz, H-6b), 3,86 (m, 1H, J = 6,2 Hz,


240

Me2CHO), 3,20 (dd, 1H, J4,3 = 6,8, J4,5 = 2,8 Hz, H-4), 3,15 (dd, 1H, J3,4 = 6,8, J3,2 = 0,8

Hz, H-3), 2,10, 2,13 (2 s, cada uno 3H, CH3CO), 1,12, 1,27 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2

Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,7, 169,9 (CH3CO × 2), 92,1 (C-

1), 71,3 (Me2CHO), 68,4 (C-2), 66,7 (C-6), 63,8 (C-5), 34,5 (C-4), 32,3 (C-3), 23,0,

21,7 [(CH3)2CHO], 20,8, 20,75 (CH3CO × 2); Anal. calculado para C13H20O6S: C,

51,30%, H, 6,62%; Encontrado: C, 51,29%, H, 6,54%; HRMS (M+Na) encontrado:

327,0875 (C13H20O6S+Na calculado: 327,0872).

2-Propil 6-O-acetil-2-O-ter-butildimetilsilil-3,4-didesoxi-3,4-epitio-α-D-

galactopiranósido (194)

El episulfuro 192 (40 mg, 0,15 mmol) se sililó con cloruro de ter-butildimetilsililo

(29 mg, 0,19 mmol) e imidazol (20 mg, 0,30 mmol) en MeCN anh. (1 mL). Se dejó

reaccionar por 4 h, hasta que por CCD (hexano/EtOAc 4:1) se observó la formación de

un producto de mayor movilidad (Rf 0,58). La mezcla de reacción se concentró, se

diluyó en CH2Cl2 (15 mL) y se extrajo con H2O (15 mL). Se separó la fase orgánica, se

secó (MgSO4) y concentró. La purificación por columna cromatográfica (hexano/EtOAc

24:1) dio como resultado el compuesto 194 (52 mg, 92%) como un aceite; [α] に5D +28,7

(c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 4,70 (d, 1H, J1,2 = 4,4 Hz, H-1), 4,65 (m,

1H, J5,6b = 7,6, J5,6a = 4,45, J5,4 = 3,15 Hz, H-5), 4,29 (dd, 1H, J6a,6b = 11,3, J6a,5 = 4,5

Hz, H-6a), 4,11 (dd, 1H, J6b,6a = 11,3, J6b,5 = 7,5 Hz, H-6b), 4,07 (dd, 1H, J2,1 = 4,4, J2,3

= 1,7 Hz, H-2), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,19 (dd, 1H, J4,3 = 7,0, J4,5 = 3,2

Hz, H-4), 3,09 (dd, 1H, J3,4 = 7,0, J3,2 = 1,5 Hz, H-3), 2,10 (s, 3H, CH3CO), 1,19, 1,29 (2

d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO), 0,94 (s, 9H, (CH3)3CSiMe2), 0,12, 0,15 (2 s,

cada uno 3H, (CH3)2SiBut); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,7 (CH3CO), 95,1 (C-

1), 71,2 (Me2CHO), 69,5 (C-2), 66,9 (C-6), 64,2 (C-5), 36,6 (C-3), 35,5 (C-4), 25,8

[(CH3)3CSiMe2], 23,0, 21,8 [(CH3)2CHO], 20,8 (CH3CO), 18,2 [(CH3)3CSiMe2], -4,75,

-4,8 [(CH3)2SiBut]; Anal. calculado para C17H32O5SSi: C, 54,22%, H, 8,56%;


241

Encontrado: C, 54,29%, H, 8,49%; HRMS (M+Na) Encontrado: 399,1625

(C17H32O5SSi+Na calculado: 399,1635).

2-Propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-

α-D-glucopiranósido (198), (2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tio-β-D-galactopiranosil) [2-

propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-α-

D-glucopiranosid-3-il]-disulfuro (199) y bis[2-propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-

tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-α-D-glucopiranosid-3-il]-disulfuro

(200)

A una solución de 109 (175 mg, 0,49 mmol) en THF (anhidro) (20 mL) se agregó

NaH (24 mg, 0,72 mmol) y se purgó con N2. La solución se agitó a temperatura

ambiente hasta que cesó la evolución de gases (aprox. 1 h) y la solución adquirió un

color amarillento. Se evaporó el solvente y el residuo 197 (sal de sodio de 109) se

disolvió en THF anh. (5 mL). La solución se enfrió a –18 oC (baño hielo/sal) y se le

agregó el tiirano 193 (100 mg, 0,32 mmol) disuelto en 1 mL de THF anh. La solución se

agitó a –18 oC por 10 minutos y luego se le agregó 18-crown-6 (10 mg, 0,038 mmol,

10% p/p con respecto a 193) y se purgó haciendo burbujear Ar. La mezcla se agitó

durante 30 min y luego se agregó más de 18-crown-6 (10 mg totalizando un 20% p/p

con respecto a 193). La solución se volvió a purgar con Ar y se agitó dejando llegar a

temperatura ambiente. Se verificó el fin de la reacción por conversión completa del

producto 193 de Rf 0,72 (tolueno/EtOAc 1:1) en una mancha alargada y difusa (Rf 0,26,

tolueno/EtOAc 1:1).


242

La mezcla de reacción se cromatografíó en columna (hexano/EtOAc 4:1→1,5:1) y

el primer compuesto eluído se identificó como 198; [α]に5D +40,5 (c 1,0, CHCl3); RMN-

1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,43 (dd, 1H, J3’,4’ = 3,4, J4’, 5’ = 1,0 Hz, H-4’), 5,17 (t, 1H, J1’,2’

= J2’,3’ =10,0 Hz, H-2’), 5,09 (d, 1H, J1,2 = 3,5 Hz, H-1), 5,04 (dd, 1H, J2’,3’ = 10,0, J3’,4’

= 3,4 Hz, H-3’), 4,76 (dd, 1H, J1,2 = 3,5, J2,3 = 10,9 Hz, H-2), 4,61 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0

Hz, H-1’), 4,49 (dd, 1H, J5,6a = 4,0, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6a), 4,45 (dd, 1H, J5,6b = 2,3,

J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,12 (dd, 1H, J5’,6’a = 7,0, J6’a,6’b = 11,4 Hz, H-6’a), 4,10 (ddd,

J4,5 = 9,6, J5,6a = 4,0, J5,6b = 2,2 Hz, H-5), 4,08 (dd, 1H, J5’,6’b = 6,2, J6’a,6’b = 11,4 Hz, H-

6’b), 3,89 (ddd, 1H, , J4’,5’ = 1,0, J5’,6’a = 7,0, J5’,6’b = 6,2 Hz, H-5’), 3,87 (m, 1H, J = 6,2

Hz, Me2CHO), 3,51 (td, 1H, J2,3 = 10,9, J3,4 = 11,3, J3,SH = 3,8 Hz, H-3), 2,89 (t, 1H, J3,4

= J4,5 = 11,3 Hz, H-4), 2,32 (d, 1H, J3,SH = 3,8 Hz, SH), 2,18, 2,14, 2,11 (×2), 2,05, 1,99

(5 s, 18H, CH3CO), 1,24, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C

(CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,2, 170,0, 169,9, 169,4 (CH3CO), 93,7 (C-1), 82,8 (C-1’),

74,8 (C-2), 74,4 (C-5’), 71,8 (C-3’), 70,9 (Me2CHO), 69,6 (C-5), 67,0 (C-2’), 66,9 (C-

4’), 63,9 (C-6), 61,5 (C-6’), 50,3 (C-4), 40,2 (C-3), 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,6

(CH3CO); HRMS (M+Na) Encontrado:691,17191; (C27H40O15S2+Na calculado:

691,17008).

De fracciones posteriores de la columna se aisló una mancha (0,12 g), que resultó

ser una mezcla de dos compuestos. El componente de menor polaridad, resultó ser el

componente mayoritario del crudo de reacción y se identificó como 199; [α]に5D +11,3 (c

1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,46 (dd, 1H, J3’’,4’’ = 3,4, J3’’,5’’ = 1,1 Hz,

H-4’’), 5,45 (dd, 1H, J3’,4’ = 3,5, J4’,5’ = 1,8 Hz, 4’), 5,17 (t, 1H, J1’, 2’ = J 2’, 3’ = 10,0 Hz,

H-2’), 5,16 (t, 1H, J1’’,2’’ = J2’’,3’’ = 10,1 Hz, H-2’’), 5,10 (d, 1H, J1, 2 = 3,3 Hz, H-1),

5,09 (dd, 1H, J2’’,3’’ = 10,0, J4’’,3’’ = 3,3 Hz, H-3’’), 5,07 (dd, 1H, J2’,3’ = 10,0, J3’,4’ = 3,4

Hz, H-3’), 4,90 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 10,5 Hz, H-2), 4,62 (dd, 1H, J5,6a = 2,1, J6a,6b =

12,0 Hz, H-6a), 4,60 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,57 (d, 1H, J1’’,2’’ = 10,2 Hz, H-

1’’), 4,53 (dd, 1H, J5,6b = 4,2, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,24 (m, 2H, H-5,6’a), 4,12 (m,

4H, H-6’a,6’b,6’’a,6’’b), 3,98 (ddd, 1H, J4’,5’ = 2,1, J5’,6’a = 5,6 , J5’,6’b = 8,4 Hz, H-5’),

3,92 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,88 (dt, 1H, J4’’,5’’ = 1,0, J5’’,6’’a = J5’’,6’’b = 6,1 Hz,

H-5’’), 3,32 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 11,1 Hz, H-4), 3,24 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 11,6 Hz, H-3),

2,21, 2,20, 2,16 × 2, 2,15, 2,12 2,10, 2,08, 2,07, 2,02, 2,01, 2,00 (11 s, 33H, CH3CO),

1,28, 1,18 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz)

δ 170,2 – 169,3 (CH3CO), 94,2 (C-1), 88,5 (C-1’’), 81,5 (C-1’), 74,5, 74,3 (C-5’, 5’’),


243

71,8, 71,6 (C-3’, 3’’), 70,7 (Me2CHO), 69,9 (C-2), 69,1 (C-5), 67,6, 67,0 66,9, 66,7 (C-

2’, 2’’, 4’, 4’’), 63,8 (C-6), 61,5, 60,1 (C-6’, 6’’), 48,9 (C-3), 44,6 (C-4), 23,2, 21,6

[(CH3)2CHO], 21,0 – 20,6 (CH3CO); HRMS (M+Na) Encontrado: 1053,2381;

(C54H78O30S4+Na calculado: 1053,2378).

El otro componente de la mezcla se identificó como 200; [α] に5D 19,3 (c 0,5, CHCl3);

RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,37 (dd, 1H, J3’,4’ = 3,4, J4’, 5’ = 1,0 Hz, H-4’), 5,10 (t,

1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 10,0 Hz, H-2’), 5,02 (d, 1H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 5,00 (dd, 1H, J2’,3’ =

10,0, J3’,4’ = 3,4 Hz, H-3’), 4,83 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 10,8 Hz, H-2), 4,61 (d, 1H,

J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,51 (dd, 1H, J5,6a = 1,9, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 4,34 (dd, 1H,

J5,6b = 5,5, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6b), 4,13 (ddd, J4,5 = 10,8, J5,6a = 1,8, J5,6b = 5,5 Hz, H-5),

4,06 (dd, 1H, J5’,6’a = 6,4, J6’a,6’b = 11,2 Hz, H-6’a), 4,01 (dd, 1H, J5’,6’b = 7,2, J6’a,6’b =

11,2 Hz, H-6’b), 3,88 (m, 1H, H-5’), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,15 (t, 1H,

J2,3 = J3,4 = 11,3 Hz, H-3), 2,90 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 11,3 Hz, H-4), 2,10, 2,09, 2,06, 2,04,

1,98, 1,91 (6 s, 18H, CH3CO), 1,19, 1,07 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 170,5 – 169,5 (CH3CO), 93,9 (C-1), 82,7 (C-1’), 74,2

(C-5’), 74,8 (C-3’), 74,3 (C-2), 70,8 (Me2CHO), 69,7 (C-5), 67,1 (C-2’), 66,9 (C-4’),

64,3 (C-6), 61,1 (C-6’), 50,9 (C-3), 46,8 (C-4), 23,2, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,6

(CH3CO); HRMS (M+Na) Encontrado: 1357,33552; (C54H78O30S4+Na calculado:

1357,33530).

Los componentes minoritarios de mayor polaridad que se eluyeron de la columna

formaban una mezcla inseparable de productos, por lo cual no se los aisló ni identificó.

Para confirmar la formación del disulfuro 199 en el medio de reacción de apertura

del tiirano, se trató la sal de sodio 197 (12 mg, 0,03 mmol) en THF anhidro (1,5 mL) y

luego se agregó a temperatura ambiente 198 (10 mg, 0,015 mmol). Luego de 3 hs de

reacción se corroboró la formación de un compuesto (Rf 0,45, tolueno:EtOAc 1:1) de

menor movilidad que el 198 (Rf 0,51, tolueno:EtOAc 1:1) cuyo Rf coincidía con el

descripto para 199. El producto que se purificó en las mismas condiciones antes

mencionadas, dio espectros RMN-1H y -13C idénticos a los de 198.


244


α-D-glucopiranósido (202), (2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tio-β-D-glucopiranosil) [2-

propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-D-

glucopiranosid-3-il]-disulfuro (203) y bis[2-propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-

O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-D-glucopiranosid-3-il]-disulfuro (204)

OOAcS

OAcOi-Pr

O

OAcAcO

OAc

O

AcO

OAc

Oi-Pr

SHS

OS-Na+

OAcAcO

Ac

+ 18-crown-6

THF

AcO

AcO

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

O

OAcAcO

OAcO

AcO

OAc

Oi-Pr

SS

SO

OAcAcO

AcO+

+

AcO

AcO

AcO

AcO

193 201

202 203

204

+ oligómeros

A una solución de 50 (76 mg, 0,21 mmol) en THF anh. (3,5 mL) se agregó NaH (10

mg) y se purgó con N2. La solución se agitó a temperatura ambiente hasta que cesó la

evolución de gases. La solución adquirió un color amarillento y se evaporó el solvente.

La sal de sodio 201 y el tiirano 193 (50 mg, 0,16 mmol) se disolvieron THF anh.

(1,5 mL) y la mezcla se agitó a temperatura ambiente por 10 min. Luego se agregó un

total de 10 mg de 18-crown-6 en dos porciones, como se describió en el ítem anterior

para la reacción entre 193 y 109. Cuando la CCD (tolueno/EtOAc 1:1) demostró la

conversión completa del compuesto 193 (Rf 0,72) en una mancha alargada de Rf 0.23

(tolueno/EtOAc 1:1), la mezcla se concentró y el crudo de reacción se sometió a

columna cromatográfica. El componente de mayor movilidad resultó ser el tiirano 193

(18 mg). El siguiente componente que eluyó, se identificó como 202 (3,5 mg, 5,6%);

RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,21 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,09 (d, 1H, J1,2

= 3,3 Hz, H-1), 5,08 (t, 1H, J3’,4’ = J4’, 5’ = 9,7 Hz, H-4’), 4,99 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’

= 9,3 Hz, H-2’), 4,75 (dd, 1H, J1,2 = 3,5, J2,3 = 10,9 Hz, H-2), 4,65 (d, 1H, J1’,2’ = 10,2

Hz, H-1’), 4,48 (dd, 1H, J5,6a = 2,3, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 4,45 (dd, 1H, J5,6b = 3,9,

J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,16 (2H, H-6’a, 6’b), 4,10 (ddd, J4,5 = 11,0, J5,6a = 2,3, J5,6b =

3,7 Hz, H-5), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,67 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,0, J5’,6’a =


245

3,0, J5’,6’b = 4,8 Hz, H-5’), 3,99 (dt, 1H, J2,3 = J3,4 = 12,0, J3,SH = 3,9 Hz, H-3), 2,91 (t,

1H, J3,4 = J4,5 = 11,3 Hz, H-4), 2,32 (d, 1H, J3,SH = 3,9 Hz, SH), 2,14, 2,11, 2,10, 2,09,


RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,5 – 169,2 (CH3CO), 93,8 (C-1), 82,3 (C-1’), 75,8,

74,8, 73,7, 71,0, 69,9, 69,6, 68,1 (C2,5,2’,3’,4’,5’,Me2CHO), 63,9 (C-6), 62,1 (C-6’),

50,2 (C-4), 40,2 (C-3), 23,2, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,6 (CH3CO); HRMS (M+Na)

Encontrado:691,17173; (C27H40O15S2+Na calculado: 691,17008).

De fracciones posteriores de la columna se aisló 203 (54,4 mg, 48,4%); [α] に5D −15,9

(c 1,1, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’),

5,21 (t, 1H, J2’’,3’’ = J3’’,4’’ = 9,1 Hz, H-3’’), 5,14 (t, 1H, J3’’, 4’’ = J4’’, 5’’ = 9,6 Hz, H-4’’),

5,09 (d, 1H, J1,2 = 3,8 Hz, H-1), 5,08 (t, 1H, J3’, 4’ = J4’, 5’ = 9,7 Hz, H-4’), 5,02 (t, 1H,

J1’’,2’’ = J2’’,3’’ = 9,6 Hz, H-2’’), 4,96 (dd, 1H, J1’,2’ =10,0, J2’,3’ = 9,4 Hz, H-2’), 4,90 (dd,

1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 10,3 Hz, H-2), 4,63 (d, 1H, J1’,2’ = 10,3 Hz, H-1’), 4,61 (dd, 1H,

J5,6a = 1,7, J6a,6b = 12,8 Hz, H-6a), 4,51 (d, 1H, J1’’,2’’ = 10,1 Hz, H-1’’), 4,44 (dd, 1H,

J5,6b = 5,2, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6b), 4,39 (dd, 1H, J5,6b = 4,2, J6a,6b = 12,6 Hz, H-6’’b),

4,24 (ddd, J4,5 = 10,5, J5,6a = 5,3, J5,6b = 1,9 Hz, H-5), 4,20 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,8, J6’a,6’b =

12,4 Hz, H-6’a), 4,13 (dd, 2H, J5’,6’b = J5’’,6’’b = 2,4, J6’a,6’b = J6’’a,6’’b = 12,4 Hz, H-6’b,

H-6’’b), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,71 (ddd, 1H, J4’’,5’’ = 9,9, J5’’,6’’a = 4,1,

J5’’,6’’b = 2,3 Hz, H-5’’), 3,65 (ddd, 1H, J4’,5’ = 10,0, J5’,6’a = 4,7 , J5’,6’b = 2,4 Hz, H-5’),

3,27 (dd, 1H, J3,4 =11,3, J4,5 = 10,7 Hz, H-4), 3,20 (dd, 1H, J2,3 =11,3, J3,4 = 10,4 Hz, H-

3), 2,17, 2,11, 2,10, 2,09, 2,07 2,05, 2,04, 2,03, 2,02, 2,00 (10 s, 30H, CH3CO), 1,25,

1,15 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ

193,7 (CH3COS) 170,6 – 169,2 (CH3CO), 94,2 (C-1), 89,5 (C-1’ se vio por HMQC),

81,3 (C-1’’), 76,5 (C-5’’), 75,7 (C-5’), 74,0 (C-3’’), 73,6 (C-3’), 70,9 (C-2), 70,6

(Me2CHO), 69,9 (C-2’), 69,6 (C-2’’), 69,0 (C-5), 68,0 (C-4’), 67,6 (C-4’’), 64,1 (C-6),

62,0 (C-6’), 61,6 (C-6’’), 48,5 (C-3), 44,3 (C-4), 23,2, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,7

(CH3CO); Anal. calculado para C41H58O24S3: C, 47,76%, H, 5,67%; Encontrado: C,

48,02%, H, 5,60%; HRMS (M+Na) Encontrado: 1053,2340 (C41H58O24S3+Na

calculado: 1053,2372).

De las fracciones siguientes de la columna se obtuvo 204 (8 mg, 5,6%); [α] に5D +17,2

(c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,23 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz, H-3’),

5,08 (d, 1H, J1,2 = 3,3 Hz, H-1), 5,08 (t, 1H, J3’,4’ = J4’, 5’ = 10,0 Hz, H-4’), 4,97 (dd, 1H,

J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,88 (dd, 1H, J1,2 = 3,4, J2,3 = 10,9 Hz, H-2), 4,69 (d,


246

1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’), 4,57 (dd, 1H, J5,6a = 1,9, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 4,39 (dd,

1H, J5,6b = 5,4, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6b), 4,21 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,6, J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-

6’a), 4,18 (ddd, J4,5 = 11,5, J5,6a = 1,9, J5,6b = 5,4 Hz, H-5), 4,14 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,5,

J6’a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,67 (ddd, 1H, J4’,5’ =

10,0, J5’,6’a = 4,6, J5’,6’b = 2,5 Hz, H-5’), 3,20 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 11,3 Hz, H-3), 3,00 (t,

1H, J3,4 = J4,5 = 11,3 Hz, H-4), 2,16, 2,10 (× 2), 2,09, 2,03, 2,00 (6 s, 18H, CH3CO),

1,25, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ

170,5–169,2 (CH3CO), 94,0 (C-1), 82,2 (C-1’), 75,8, 73,8, 71,2, 70,9, 70,0, 69,8, 68,0

(C2,5,2’,3’,4’,5’,Me2CHO), 64,3 (C-6), 61,9 (C-6’), 51,4 (C-4), 46,7 (C-3), 23,2, 21,6

[(CH3)2CHO], 20,8–20,6 (CH3CO); Anal. calculado para C54H78O30S4: C, 48,57%, H,

5,89%; Encontrado: C, 48,97%, H, 5,86%; HRMS (M+Na) Encontrado: 1357,3308;


Los compuestos de menor movilidad cromatográfica no pudieron separarse e

identificarse, por lo cual se procedió de manera análoga al caso de la galactosa y se

redujo directamente el crudo de la reacción, como se describe a continuación.

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3-S-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-

3,4-ditio-α-D-glucopiranósido (205)

Se llevó a cabo la reacción de apertura del tiirano 193 (100 mg, 0,32 mmol) con la

1-tiogalactosa 197 (175 mg, 0,49 mmol) en las condiciones antes descriptas. La mezcla

cruda obtenida se disolvió en THF anh. (45 mL), se enfrió a 0 oC y se agregó lentamente

LiAlH4 (160 mg, 4,19 mmol). La solución se agitó a 0 oC durante 1 h y luego a

temperatura ambiente durante 6 h. La solución adquirió un color grisáceo y se puso más

densa. La reacción se finalizó por agregado de EtOAc (10 ml) en baño de hielo/sal y a

continuación de MeOH (aprox. 10 mL), hasta que cesó el burbujeo. Finalmente la

solución se neutralizó con AcOH hasta pH 7. La mezcla se concentró y el residuo se

acetiló con piridina (4 mL) y Ac2O (4 mL) por doce horas, cuando el análisis por CCD

(tolueno/EtOAc 1:1) mostró dos manchas principales de Rf 0,67 y 0,51. La solución se


247

concentró, se diluyó con CH2Cl2 (35 mL) y se extrajo con H2O (2 × 20 mL). El extracto

orgánico se secó (MgSO4), se filtró y concentró y el residuo se purificó cromatografía

en columna (hexano/EtOAc 80:20 → 60:40).

El primer compuesto que eluyó la columna (Rf 0,67; tolueno:EtOAc 1:1) se

caracterizó como 2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tioacetil-β-D-galactopiranosa, pues sus datos

de movilidad cromatográfica y espectroscópicas coincidían con los descriptos en

bibliografía.5

De fracciones posteriores de la columna se aisló el compuesto de Rf 0,51, que se

identificó como 205 (160 mg, 70,3% para 3 pasos de reacción); [α] に5D +15,7 (c 0,9,

CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,43 (dd, 1H, J3’,4’ = 3,4, J4’, 5’ = 1,0 Hz, H-4’),

5,13 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ =10,0 Hz, H-2’), 5,07 (d, 1H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 5,02 (dd, 1H,

J2’,3’ = 10,0, J3’,4’ = 3,4 Hz, H-3’), 4,93 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 11,2 Hz, H-2), 4,68 (d,

1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,50 (dd, 1H, J5,6a = 4,1, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6a), 4,46 (dd,

1H, J5,6b = 2,4, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,25 (ddd, J4,5 = 11,0, J5,6a = 4,1, J5,6b = 2,4 Hz,

H-5), 4,09 (dd, 1H, J5’,6’a = 6,6, J6’a,6’b = 11,2 Hz, H-6’a), 4,08 (dd, 1H, J5’,6’b = 6,8,

J6’a,6’b = 11,2 Hz, H-6’b), 3,99 (dd, 1H, J2,3 = 11,2, J3,4 = 12,1 Hz, H-3), 3,92 (ddd, 1H, ,

J4’,5’ = 1,0, J5’,6’a =6,6, J5’,6’b = 6,8 Hz, H-5’), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,12

(dd, 1H, J3,4 = 12,1, J4,5 = 11,0 Hz, H-4), 2,33 (s, 3H, CH3COS-), 2,16, 2,09, 2,05, 2,04,


RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 193,7 (CH3COS) 170,5, 170,2, 170,1, 170,0, 169,9,

169,4, 169,3 (CH3CO), 94,0 (C-1), 82,2 (C-1’), 74,1 (C-5’), 71,8 (C-3’), 71,1 (C-2),

70,9 (Me2CHO), 70,1 (C-5), 67,1 (C-2’), 67,0 (C-4’), 64,2 (C-6), 61,1 (C-6’), 45,9 (C-

4), 44,5 (C-3), 30,7 (CH3COS), 23,1, 21,5 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,5 (CH3CO); Anal.

calculado para C29H42O16S2: C, 49,01%, H, 5,96%; Encontrado: C, 48,20%; H, 5,73%;

HRMS (M+Na) Encontrado: 733,1806; (C29H42O16S2+Na calculado: 733,1807).

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3-tioacetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-

3,4-ditio-α-D-glucopiranósido (207)


248

Al crudo obtenido por reacción del tiirano 193 (100 mg, 0,32 mmol) y la sal de

sodio 201 (175 mg, 0,49 mmol) en THF anh. (2 mL) y en presencia de 18-crown-6

(total 20 mg) se trató con LiAlH4 (160 mg, 4,2 mmol) en THF anh. (22 mL), en las

mismas condiciones empleadas en la obtención de 205.

Finalizada la reducción, la mezcla se acetiló con Ac2O (4 mL) y piridina (4 mL)

para dar por CCD (tolueno/EtOAc, 1:1) dos manchas de Rf 0,65 y 0,55. La mezcla de

reacción se concentró y el residuo se disolvió en CH2Cl2 y se extrajo con H2O (2 × 15

mL). La fase orgánica se secó (MgSO4), concentró y el jarabe resultante se purificó por

cromatografía en columna (hexano/EtOAc, 9:1→1.8:1). El primer compuesto eluido se

identificó como 2,3,4,6-tetra-O-acetil-1-tioacetil-β-D-glucopiranosa, cuyos datos

espectroscópicos coincidían con los descriptos en bibliografía.3b

De las siguientes fracciones de la columna se aisló 207. (142 mg, 61%); [α] に5D

+16,2 (c 0,8, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,20 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,3 Hz,

H-3’), 5,08 (t, 1H, J3’,4’ = J4’, 5’ = 9,6 Hz, H-4’), 5,07 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz, H-1), 4,95

(dd, 1H, J1’,2’ = 9,9, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,92 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 11,0 Hz, H-2),

4,69 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’), 4,50 (dd, 1H, J5,6a = 2,0, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 4,44

(dd, 1H, J5,6b = 4,1, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6b), 4,26 (ddd, J4,5 = 11,1, J5,6a = 2,2, J5,6b = 4,0

Hz, H-5), 4,23 (dd, 1H, J5’,6’a = 4,4, J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-6’a), 4,17 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,4,

J6’ a,6’b = 12,4 Hz, H-6’b), 3,99 (dd, 1H, J2,3 = 11,5, J3,4 = 12,0 Hz, H-3), 3,87 (m, 1H, J


(dd, 1H, J3,4 = 12,0, J4,5 = 11,1 Hz, H-4), 2,34 (s, 3H, CH3COS-), 2,11, 2,10, 2,05, 2,03

(×2), 1,99 (5 s, 18H, CH3CO), 1,25, 1,13 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO);

RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 193,7 (CH3COS) 170,5, 170,47, 170,1, 170,06, 169,3,

169,2 (CH3CO), 94,1 (C-1), 81,7 (C-1’), 75,6 (C-5’), 73,9 (C-3’), 71,1 (Me2CHO), 71,0

(C-5), 70,2 (C-2), 70,0 (C-2’), 68,0 (C-4’), 64,2 (C-6), 61,8 (C-6’), 45,9 (C-4), 44,4 (C-

3), 30,6 (CH3COS), 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,8 – 20,7 (CH3CO); Anal. Calculado

para C29H42O16S2: C, 49,01%, H, 5,96%; Encontrado: C, 49,15%, H, 5,74%.


249


α-D-glucopiranósido (198)

A una solución de 205 (60 mg, 0,084 mmol) en MeCN (0,25 mL) se agregó 2-

aminoetanotiol (8 mg, 0,10 mmol). La reacción se agitó a 65 oC por 1 h, hasta que por

CCD (tolueno/EtOAc 1:1) se observó que todo el compuesto de partida (Rf 0,51) se

había convertido en 198 (Rf 0,48). La reacción se concentró y extrajo con CH2Cl2/H2O.

La fase orgánica se secó (MgSO4), se filtró y sometió a columna cromatográfica

(hexano/EtOAc 4:1→2,3:1) para dar 198 (40 mg, 71,2%). Este compuesto mostró las

mismas propiedades que el producto 198, obtenido anteriormente por apertura del

tiirano 146 con la sal de sodio de 109.

2-Propil 2,6-di-O-acetil-4-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-

D-glucopiranósido (202)

A una solución de 207 (76 mg, 0,11 mmol) en MeCN (0,3 mL) se agregó 2-

aminoetanotiol (10 mg, 0,13 mmol). La reacción se agitó a 65 oC por 1 h, cuando la

CCD (tolueno/EtOAc 1:1) demostró total conversión de 207 (Rf 0,52) en 202 (Rf 0,60).

La mezcla de reacción se concentró y, luego de la partición entre CH2Cl2/H2O, la fase

orgánica se secó (MgSO4), se filtró y concentró. El residuo se cromatografió en

columna de sílica gel (hexano/EtOAc 4:1→2,3:1) para dar 202 (47 mg, 65,7%). Este

compuesto mostró las mismas propiedades que el producto antes obtenido por apertura

del tiirano 146 con la sal de sodio de 109.


250

3,4,6-Tri- O-acetil-1,2-(2-propanotiol)-α-D-glucopiranosa ortoacetato (212)

A una solución de 49 (50 mg, 0,13 mmol) en CH2Cl2 (0,5 mL) se agregó ioduro

de tetrametil silano (TMSI, 0,03 mL, 0,18 mmol) a temperatura ambiente por 1 h.

Cuando la CCD (hexano/AcOEt 1:1) reveló la conversión completa de 49 (Rf 0,52) en

otro compuesto de mayor movilidad cromatográfica (Rf 0,66), la reacción se concentró

y se sometió a una columna cromatográfica corta (hexano/EtOAc 70:30), para dar 210

cuantitativamente, cuyas propiedades espectroscópicas y físicas coincidían con las

descriptas en bibliografía.6

A continuación, 210 se trató con 2-propanotiol (48 たL, 0,05 mmol) en MeCN (1

mL) y con catálisis básica de (iPr)2EtN ( 28 たL, 0,17 mmol). Al cabo de dicho tiempo se

observó por CCD (hexano/AcOEt 2:1), la conversión del compuesto 210 (Rf 0,43) en

otro compuesto menos polar de Rf 0,5. La reacción se concentró, se diluyó en CH2Cl2 y

extrajo con s.s. ac. de NaHCO3. La fase orgánica se secó y concentró El compuesto se

purificó por columna cromatográfica (hexano → hexano/AcOEt 7:3) para dar 212 (17

mg, 32%); RMN-1H (CDCl3, 200 MHz) δ 5,70 (d, 1H, J1,2 = 5,2 Hz, H-1), 5,21 (t, 1H,

J2,3 = J3,4 = 2,2 Hz, H-3), 4,93 (ddd, 1H, J3,4 = 2,1, J4,5 = 9,7, J2,4 = 1,0 Hz, H-4), 4,46

(m, 1H, J1,2 = 5,3, J2,3 = 2,7, J2,4 = 1,0 Hz, H-2), 4,20 (d, 2H, J5,6a = J5,6b = 4,1 Hz, H-6a,

6b), 3,97 (dt, 1H, J4,5 = 9,5, J5,6a = J5,6b = 4,2 Hz, H-5), 3,02 (m, 1H, J = 6,8Hz,

Me2CHO), 2,12, 2,10, 2,09 (3 s, 9H, CH3CO), 1,22, 1,15 (2 d, cada uno 3H, J = 6,5 Hz,

(CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 50,3 MHz) δ 170,7, 170,0, 169,8, 169,6 (MeCO),

116,4 (MeC), 97,3 (C-1), 73,0, 69,8, 68,4, 66,7 (C-2,3,4,5), 63,0 (C-6), 35,5 (Me2CHS),

27,9 (CH3C), 24,9, 24,7 ((CH3)2CHS), 20,8 – 207 (CH3)CO.


251

1,2,3,4-Di-O-isopropiliden-6-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-6-tio-α-D-

galactopiranósido (215)

Una suspensión de 2137 (86 mg, 0,31 mmol) y el tricloroacetimidato 2148 (110 mg,

0,22 mmol) y tamices moleculares de 4 Å (recién activados y pulverizados, una punta

de espátula) en CH2Cl2 anhidro (3 mL) se agitó a temperatura ambiente. Luego de 10

min se enfrió a –18 oC y se agregó TMSOTf (12 µL, 0,066 mmol) y se continuó la

agitación por 24 h. El curso de la reacción se siguió por CCD (hexano/EtOAc 1:1 + 1%

Et3N) hasta la conversión del compuesto 213 (Rf 0,77) en otro de menor movilidad (Rf

0,50). La reacción se finalizó por agregado de Et3N (15 µL) y se concentró. La

purificación por cromatografía en columna (hexano/EtOAc 9:1→1,5:1) dio 214 (38 mg,

28%); [α] に5D +54,1 (c 0,8, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,50 (d, 1H, J1,2 = 5,0

Hz, H-1), 5,21 (t, 1H, J2’,3’ = J3’, 4’ = 9,3 Hz, H-3’), 5,07 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 9,8 Hz, H-

4’), 5,00 (dd, 1H, J1’,2’ = 10,1, J2’,3’ = 9,3 Hz, H-2’), 4,69 (d, 1H, J1’,2’ = 10,1 Hz, H-1’),

4,61 (dd, 1H, J2,3 = 2,5, J3,4 = 7,9 Hz, H-3), 4,30 (dd, 1H, J1,2 = 5,0, J2,3 = 2,5 Hz, H-2),

4,29 (dd, 1H, J3,4 = 7,9, J4,5 = 1,8 Hz, H-4), 4,23 (dd, 1H, J5’,6’a = 5,2, J6’a,6’b = 12,3 Hz,

H-6’a), 4,11 (dd, 1H, J5’,6’b = 2,3, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’b), 3,90 (ddd, J4,5 = 1,8, J5,6a =

7,4, J5,6b = 5,9 Hz, H-5), 3,69 (ddd, J4’,5’ = 7,5, J5’,6’a =5,1, J5’,6’b = 2,3 Hz, H-5’), 2,96

(dd, 1H, J5,6a = 7,4, J6a,6b = 13,8 Hz, H-6a), 2,79 (dd, 1H, J5,6b = 5,9, J6a,6b = 13,8 Hz, H-

6b), 2,08, 2,05, 2,02, 1,99 (4 s, 12H, CH3CO), 1,53, 1,45, 1,34, 1,32 (4 s, cada uno 3H,

(CH3)2CO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 193,7 (CH3COS) 170,7, 170,2, 169,4 (×

2) (CH3CO), 110,0, 108,7 [(CH3)2CO], 96,5 (C-1), 83,9 (C-1’), 75,8 (C-5’), 74,0 (C-3’),

71,8 (C-2), 70,9 (C-3), 70,4 (C-4), 70,2 (C-2’), 69,0 (C-5), 68,4 (C-4’), 62,2 (C-6’), 30,2

(C-6), 26,1, 26,0, 24,9, 24,5 [(CH3)2CO], 20,8, 20,7, 20,6, 20,58 (CH3CO); HRMS

(M+Na) Encontrado: 629,1898; (C26H38O14S+Na calculado: 629,1875).


252

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-4-S-

(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-α-D-glucopiranósido (217)

Una suspensión de 216 (36 mg, 0,054 mmol) y el tricloroacetimidato 1988-9 (53 mg,

0,107 mmol) y polvo de tamices moleculares (4 Å) recién activados (una punta de

espátula) en CH2Cl2 anh. (1,3 mL) se agitó a temperatura ambiente por 90 min. Luego

se enfrió a –18 oC y se agregó TMSOTf (2,5 µL, 13,5 µmol) y se continuó la agitación

hasta que se verificó por CCD (CH2Cl2/EtOAc 3:1) la conversión de 216 (Rf 0,71) y

198 (Rf 0,63) en otros de menor movilidad (Rf 0,37 y 0,26). Luego del agregado de

Et3N, se concentró la mezcla y el residuo se purificó por cromatografía en columna

(CH2Cl2:EtOAc 9:1 → 4:1). El primer compuesto aislado se identificó como 2,3,4,6-

tetra-O-acetil-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)-1-β-D-galactopiranósido 219

(20 mg) cuyos datos espectroscópicos se correspondían con los informados en

bibliografía.10

El compuesto de menor movilidad se identificó como 217 (20 mg, 35%); [α] に5D +9,5

(c 1,0, CHCl3); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,42 (dd, 1H, J3’’,4’’ = 3,4, J4’’,5’’ = 7,6

Hz, H-4’’), 5,42 (dd, 1H, J3’,4’ = 3,4, J4’,5’ = 7,6 Hz, H-4’), 5,16 (t, 1H, J1’, 2’ = J2’, 3’ =

10,0 Hz, H-2’), 5,12 (t, 1H, J1’’, 2’’ = J2’’, 3’’ = 10,1 Hz, H-2’’), 5,11 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz,

H-1), 5,07 (dd, 1H, J2’, 3’ = 10,0, J3’, 4’ = 3,4 Hz, H-3’), 5,04 (dd, 1H, J2’’, 3’’ = 10,1, J3’’,

4’’ = 3,4 Hz, H-3’’), 4,81 (dd, 1H, J1,2 =11,1, J2,3 = 3,6 Hz, H-2), 4,73 (d, 1H, J1’’,2’’ =

10,1 Hz, H-1’’), 4,69 (d, 1H, J1’,2’ = 10,0 Hz, H-1’), 4,60 (dd, 1H, J5,6a = 5,4, J6a,6b =

11,9 Hz, H-6a), 4,47 (dd, 1H, J5,6b = 2,0, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6b), 4,22 (ddd, 1H, J4,5 =

10,7, J5,6a = 4,3, J5,6b = 2,0 Hz, H-5), 4,16 (dd, 1H, J5’,6’a = 7,2, J6’a,6’b = 11,2 Hz, H-6’a),

4,18 (dd, 1H, J5’’,6’’a = 3,0, J6’’a,6’’b = 11,3 Hz, H-6’’a), 4,09 (dd, 1H, J5’,6’b = 1,3, J6’a,6’b

= 11,7 Hz, H-6’b), 4,07 (dd, 1H, J5’’,6’’b = 6,7, J6’’a,6’’b = 11,4 Hz, H-6’’b), 3,97 (ddd,

J4’,5’ = 7,1, J5’,6’a = 5,3, J5’,6’b = 1,3 Hz, H-5’), 3,89 (m, 2H, H-5’’, Me2CHO), 3,39 (t,

1H, J3,4 = J4,5 = 11,5 Hz, H-3), 2,81 (dd, 1H, J3,4 =12,0, J4,5 = 11,0 Hz, H-4), 2,18, 2,15,

2,14, 2,13, 2,12, 2,07, 2,06, 2,05, 1,98, 1,97 (10 s, 30H, CH3CO), 1,26, 1,15 (2 d, cada

uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,4 – 169,5


253

(CH3CO), 93,8 (C-1), 82,4 (C-1’’), 81,1 (C-1’), 74,4 (C-5’), 74,1 (C-5’’), 73,4 (C-2),

71,7, 71,6 (C-3’,3’’), 70,8 (Me2CHO), 69,5 (C-5), 67,0, 66,9, 66,6 (C-2’’,4’,4’’), 66,6

(C-2’), 64,2 (C-6), 61,4, 61,0 (C-6’,6’’), 45,3 (C-4), 44,1 (C-3), 23,2, 21,5

[(CH3)2CHO], 20,9 – 20,5 (CH3CO), Anal. calculado para C41H58O24S2: C, 49,29%, H,

5,85%; Encontrado: C, 49,49%, H, 5,79%. HRMS (M+Na) Encontrado: 1021,2693

(C41H58NaO24S2+Na calculado: 1021,26512).

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3-S-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-4-S-(2,3,4,6-

tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-D-glucopiranósido (218)

Una suspensión de 202 (44 mg, 0,066 mmol) y el tricloroacetimidato 214 (65 mg,

0,13 mmol) y polvo de tamices moleculares (4 Å) recién activados (una punta de

espátula) en CH2Cl2 anh. (1,5 mL) se agitó a temperatura ambiente por 90 min. Luego

se enfrió a –18 oC y se agregó TMSOTf (3 µL, 0,0165 mmol) y se continuó la agitación

hasta que se verificó por CCD (CH2Cl2/EtOAc 3:1) la conversión parcial del compuesto

214 (Rf 0,73) y 202 (Rf 0,63) en otros de menor movilidad (Rf 0,40 y 0,28). Luego del

agregado de Et3N, se concentró la mezcla y el residuo se purificó por cromatografía en

columna (CH2Cl2/EtOAc 9:1 → 4:1). Primeramente eluyó 202 sin reaccionar (18 mg).

A partir de fracciones posteriores se obtuvo un compuesto que se identificó como

2,3,4,6-tetra-O-acetil-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-1-β-D-glucopiranósido

220 (23 mg) cuyos datos espectroscópicos se correspondían con los informados en

bibliografía.11

El compuesto de menor movilidad se identificó como 218 (16 mg, 35% corregido);

RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 5,14 (t, 1H, J2’, 3’ = J3’, 4’ = 9,4 Hz, H-3’), 5,14 (t, 1H, J2’’,

3’’ = J3’’, 4’’ = 9,4 Hz, H-3’’), 5,04 (d, 1H, J1,2 = 3,5 Hz, H-1), 4,99 (t, 2H, J3’,4’ = 3,4,

J4’,5’ = J3’’,4’’ = J4’’,5’’ = 9,7 Hz, H-4’, 4’’), 4,90 (dd, 1H, J1’, 2’ = 10,1, J2’, 3’ = 9,3 Hz, H-

2’), 4,84 (dd, 1H, J1’’, 2’’ = 10,1, J2’’, 3’’ = 9,4 Hz, H-2’’), 4,74 (dd, 1H, J1,2 =11,1, J2,3 =

3,6 Hz, H-2), 4,69 (d, 1H, J1’’,2’’ = 10,3 Hz, H-1’’), 4,64 (d, 1H, J1’,2’ = 10,2 Hz, H-1’),

4,49 (dd, 1H, J5,6a = 4,3, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6a), 4,42 (dd, 1H, J5,6b = 2,0, J6a,6b = 12,0


254

Hz, H-6b), 4,23 (dd, 1H, J5’’,6’’a = 4,4, J6’’a,6’’b = 12,5 Hz, H-6’’a), 4,14 (ddd, 1H, J4,5 =

10,8, J5,6a = 4,1, J5,6b = 1,9 Hz, H-5), 4,10 (m, 3H, H-6’a,H-6’b, H-6’’b), 3,82 (m, 1H, J


(ddd, 1H, J4’’,5’’ = 10,0, J5’’,6’’a = 4,6, J5’’,6’’b = 2,9 Hz, H-5’’), 3,31 (t, 1H, J3,4 = J4,5 =

11,6 Hz, H-3), 2,77 (dd, 1H, J3,4 =11,9, J4,5 = 11,0 Hz, H-4), 2,08, 2,05, 2,04, 2,03, 202,

1,97, 1,96, 1,95, 1,93 (× 2) (9 s, 30H, CH3CO), 1,17, 1,07 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,6 – 169,5 (CH3CO), 93,9 (C-1),

81,8 (C-1’’), 80,7 (C-1’), 76,1 (C-5’), 75,6 (C-5’’), 73,7, 73,6 (C-3’,3’’), 73,3 (C-2),

70,8 (Me2CHO), 69,9 (C-5), 69,6, 69,5 (C-2’,2’’), 68,0, 67,8 (C-4’, 4’’), 64,1 (C-6),

62,0, 61,7 (C-6’,6’’), 45,0 (C-4), 44,2 (C-3), 23,2, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,7 – 20,5

(CH3CO); HRMS (M+Na) Encontrado: 1021,2671 (C41H58O24S2+Na calculado:

1021,2652).

2-Propil 2,6-di-O-acetil-3-S-(2,3,5,6-tetra-O-benzoil-β-D-galactofuranosil)-4-S-

(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-D-glucopiranósido (222)

La reacción entre 198 (30 mg, 0,045 mmol) y el tricloroacetimidato 22112 (84 mg,

0,11 mmol) catalizada por TMSOTf (2 µL) en CH2Cl2 (1,5 mL) se realizó en las

mismas condiciones que para la síntesis de 222. El curso de la reacción se siguió por

CCD (CH2Cl2\EtOAc 3:1) hasta la conversión total de los compuestos de partida, 221 y

198 (Rf 0,64 y 0,27), respectivamente en otros dos compuestos de Rf 0,54 y 0,19. El

primero en eluir (Rf 0,54) se identificó como el producto de transposición del imidato

(N-glicosil tricloroacetamida, 50 mg) cuyos datos espectroscópicos eran coincidentes

con los de bibliografía.13 A continuación eluyó de la columna 198 (5 mg). El producto

de Rf 0,19, que resultó UV activo, se identificó como 222 (38 mg, 66%, rendimiento

corregido 81%); RMN-1H (CDCl3, 500 MHz) δ 8,10 − 7,15 (m, 20H, H-aromático),


255

6,09 (m, J4’,5’ = 4,0, J5’,6’a = 3,5, J5’,6’b = 7,7 Hz, H-5’), 5,85 (s, 1H, H-1’), 5,66 (d, 1H,

J3’, 4’ = 4,9 Hz, H-3’), 5,42 (s, 1H, H-2’), 5,32 (dd, 1H, J3’’,4’’ = 3,4, J4’’,5’’ = 0,7 Hz, H-

4’’), 5,14 (t, 1H, J1’’, 2’’ = J2’’, 3’’ = 9,9 Hz, H-2’’), 4,97 (d, 1H, J1,2 = 4,7 Hz, H-1), 4,96

(dd, 1H, J2’’, 3’’ = 10,0, J3’’, 4’’ = 3,5 Hz, H-3’’), 4,89 (dd, 1H, J1,2 =4,0, J2,3 = 10,9 Hz, H-

2), 4,88 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ = 4,5 Hz, H-4’), 4,80 (dd, 1H, J5’,6’a = 3,2, J6’a,6’b = 12,1 Hz,

H-6’a), 4,76 (d, 1H, J1’’,2’’ = 10,1 Hz, H-1’’), 4,68 (dd, 1H, J5’,6’b = 8,0, J6’a,6’b = 12,1 Hz,

H-6’b), 4,45 (dd, 1H, J5,6a = 2,1, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 4,40 (dd, 1H, J5,6b = 4,1, J6a,6b =

11,9 Hz, H-6b), 4,18 (ddd, 1H, J4,5 = 10,7, J5,6a = 2,2, J5,6b = 3,8 Hz, H-5), 4,02 (dd, 1H,

J5’’,6’’a = 6,4, J6’’a,6’’b = 11,3 Hz, H-6’’a), 3,93 (dd, 1H, J5’’,6’’b = 7,2, J6’’a,6’’b = 11,3 Hz,

H-6’’b), 3,80 (ddd, J4’’,5’’ = 7,1, J5’’,6’’a = 5,3, J5’’,6’’b = 1,3 Hz, H-5’’), 3,77 (m, 1H, J =

6,2 Hz, Me2CHO), 3,36 (t, 1H, J3,4 = J4,5 = 11,6 Hz, H-3), 3,03 (dd, 1H, J3,4 =11,8, J4,5 =

11,0 Hz, H-4), 2,01, 1,97, 1,95, 1,91, 1,87, 1,86 (6 s, 18H, CH3CO), 1,16, 1,03 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (CDCl3, 125,7 MHz) δ 170,2 – 169,5

(CH3CO), 166,1 – 165,3 (PhCO), 133,7 – 128,2 (C-aromática), 93,8 (C-1), 88,5 (C-1’),

82,7 (C-2’), 82,1 (C-1’’), 82,0 (C-4’), 77,8 (C-3’), 74,0 (C-5’), 73,9 (C-2), 71,9 (C-3’’),

71,0 (Me2CHO), 70,5 (C-5), 70,2 (C-5’’), 67,2 (C-2’’), 66,9 (C-4’’), 64,2 (C-6), 61,4

(C-6’), 64,0 (C-6’), 61,0 (C-6’’), 45,3 (C-4), 44,7 (C-3), 23,1, 21,6 [(CH3)2CHO], 20,9–

20,5 (CH3CO); HRMS (M+Na) Encontrado: 1269,3246 (C41H58O24S2+Na calculado:

1269,3278).

PROCEDIMIENTO GENERAL PARA LA DESACETILACIÓN DE LOS

TIOOLIGOSACÁRIDOS

Una solución de tiodisacárido acetilado se agitó con MeOH/Et3N/H2O 4:1:5 (10

mL) a temperatura ambiente por 2 h. La mezcla se concentró y el residuo se disolvió en

agua (1 mL) y se desaló por pasaje a través de una columna rellena con resina de

intercambio iónico mixta (DOWEX MR-3C). La solución desionizada se concentró y

los tiodisacáridos libres se purificaron por cromatografía en fase reversa (RP18 Amprep,

Amersham Biosciences). Los tiodisacáridos libres se obtuvieron por evaporación del

solvente.


256

2-Propil 3-desoxi-4-S-(β-D-galactopiranosil)-4-tio-α-D-lixo-hexopiranósido (117)

La desacetilación de 113 (101 mg, 0,17 mmol) dio 117 (61 mg, 93%); p.f. 88–90

ºC; [α]に5D = +48,1 (c= 0,6, H2O). RMN-1H (500 MHz, D2O): δ = 4,68 (d, 1 H, J1,2 = 2,5

Hz, H-1), 4,32 (d, 1 H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’), 4,07 (ddd, 1 H, J4,5 = 3,2, J5,6a = 4,8, J5,6b =

7,7 Hz, H-5), 3,91 (m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH), 3,79 (d a, 1 H, J3’,4’= 3,2, J4’,5’ < 1 Hz,

H-4’), 3,72 (dd, 1 H, J5,6a = 4,8, J6a,6b = 11,9 Hz, H-6a), 3,66 (dd, 1 H, J5,6b = 7,7 Hz, H-

6b), 3,59 (dd, 1 H, J5’,6’a = 7,6, J6’a,6’b = 11,4 Hz, H-6’a), 3,54 (dd, 1 H, J5’,6’b = 4,1 Hz,

H-6’b), 3,53-3,50 (m, 2 H, H-2, 5’), 3,48 (dd, 1 H, J2’,3’ = 9,5 Hz, J3’,4’ = 3,2 Hz, H-3’),

3,35 (t, 1 H, H-2’), 3,18 (m, 1 H, H-4), 2,21 (dt, 1 H, J2,3a ~ J3a,4 = 4,3, J3a,3b = 14,8 Hz,

H-3a), 1,97 (dt, 1 H, J2,3b ~ J3b,4 = 5,0 Hz, H-3b), 1,08, 1,02 (2 d, 3 H cada uno, J = 6,2

Hz, [(CH3)2C]. RMN-13C (50,3 MHz, D2O): δ = 98,1 (C-1), 87,9 (C-1’), 79,7, 74,6,

72,6, 71,2, 70,7, 69,4, 67,3 (C-2’ – 5’, 2, 5, Me2CH), 62,4, 61,9 (C-6’, 6), 41,3 (C-4),

32,8 (C-3), 23,0, 21,2 [(CH3)2C]. Anal. calculado para C15H28O9S.H2O: C, 44,78; H,

7,46; S, 7,96; encontrado: C, 44,40; H, 7,09; S, 7,96.

2-Propil 3-desoxi-4-S-(β-D-galactopiranosil)-4-tio-α-D-xilo-hexopiranósido (118)

El procedimiento general para la desacetilación aplicado a 114 (221 mg, 0,372

mmol) produjo 118 (131 mg, 92%); p.f. 156 ºC; [α]に5D = +40,2 (c = 0,9, H2O). RMN-1H

(500 MHz, D2O): δ = 4,85 (d, 1 H, J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 4,41 (d, 1 H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-

1’), 4,12 (ddd, 1 H, J4,5 = 1,9, J5,6a = 5,0, J5,6b = 7,1 Hz, H-5), 3,99 (ddd, 1 H, J2,3a =

11,6, J2,3b = 4,5, H-2), 3,88 (m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH), 3,84 (d, 1 H, J3’,4’ = 3,4, J4’,5’


257

< 1 Hz, H-4’), 3,66-3,54 (m, 5 H, H-5’, 6a, 6b, 6’a, 6’b), 3,52 (dd, 1 H, J2’, 3’ = 9,3, J3’,4’

= 3,4 Hz, H-3’), 3,42 (t, 1 H, H-2’), 3,40 (m, 1 H, H-4), 2,05 (ddd, 1 H, J3a,4 = 3,6, J3a,3b

= 13,0 Hz, H-3a), 1,99 (ddd, 1 H, J3b,4 = 4,5 Hz, H-3b), 1,13, 1,06 (2 d, 3 H cada uno, J

= 6,2 Hz, [(CH3)2CH). RMN-13C (50,3 MHz, D2O): δ = 96,9 (C-1), 86, (C-1’), 79,8,

74,7, 71,3, 71,1, 70,6, 69,5, 64,8 (C-2’ – 5’, 2, 5, Me2CH), 63,4 (C-6), 61,9 (C-6’), 43,8

(C-4), 33,3 (C-3), 23,2, 21,3 [(CH3)2CH). Anal. calculado para C15H28O9S: C, 46,86; H,

7,34; S, 8,34; encontrado: C, 46,70; H, 7,40; S, 8,09.

2-Propil 3-desoxi-4-S-(β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-lixo-hexopiranósido (119)

El tiodisacárido 115 (118 mg, 0,198 mmol) se desacetiló como se describió arriba

para dar 119 (70 mg, 92%); p.f. 73 ºC; [α]に5D = + 21,6 (c = 0,5, H2O). RMN-1H (500

MHz, D2O): δ = 4,70 (d, 1 H, J1,2 = 2,5 Hz, H-1), 4,41 (d, 1 H, J1’,2’= 9,8 Hz, H-1’), 4,08

(ddd, 1 H, J4,5 = 3,2, J5,6a = 4,8, J5,6b = 7,7 Hz, H-5), 3,91 (m, 1 H, J = 6,2 Hz, Me2CH),

3,73 (dd, 1 H, J5’,6’a = 2,0, J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-6’a), 3,68 (m, 2 H, H-6a, 6b), 3,54 (dd, 1

H, J5’,6’b = 5,7 Hz, H-6’b), 3,52 (m, 1 H, H-2), 3,32 (t, 1 H, J2’,3’ ~ J3’,4’ = 8,9 Hz, H-3’),

3,28 (ddd, 1 H, J4’,5’ = 9,8 Hz, H-5’), 3,23 (dd, 1 H, H-4’), 3,17 (m, 1 H, H-4), 3,12 (dd,

1 H, H-2’), 2,22 (dt, 1 H, J2,3a ~ J3a,4 = 4,0, J3a,3b = 14,6 Hz, H-3a), 1,96 (dt, 1 H, J2,3b ~

J3b,4 = 4,6 Hz, H-3b), 1,08, 1,03 (2 d, 3 H cada uno, J = 6,2 Hz, (CH3)C). RMN-13C

(125,7 MHz, D2O): δ = 98,3 (C-1), 87,4 (C-1’), 80,7, 78,1, 75,5, 72,8, 71,4, 70,3, 67,5

(C-2’ – 5’, 2, 5, Me2CH), 62,6, 61,7 (C-6, 6’), 41,4 (C-4), 32,9 (C-3), 23,2, 21,3

[(CH3)2C). Anal. calculado para C15H28O9S.H2O: C, 44,78; H, 7,46; S, 7,96;

encontrado: C, 44,39; H, 7,06; S, 7,57.


258

2-Propil 3-desoxi-4-S-(β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-xilo-hexopiranósido (120)

Por desacetilación de 116 (123 mg, 0,207 mmol) se obtuvo 120 (74 mg, 93%). p.f.

174–175 ºC. [α]に5D = +19,4 (c = 0,6, H2O). RMN-1H (500 MHz, D2O): δ = 4,92 (d, 1 H,

J1,2 = 3,6 Hz, H-1), 4,54 (d, 1 H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’), 4,20 (ddd, 1 H, J4,5 = 2,1, J5,6a =

4,6, J5,6b = 7,1 Hz, H-5), 4,06 (dt, 1 H, J2,3a = 11,6, J2,3b = 4,4 Hz, H-2), 3,95 (m, 1 H, J

= 6,2 Hz, Me2CH), 3,84 (dd, 1 H, J5’,6’a = 2,0, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 3,69 (dd, 1 H,

J5,6a = 4,6, J6a,6b = 11,8 Hz, H-6a), 3,66-3,61 (m, 2 H, H-6b, 6’b), 3,47 (m, 1 H, H-4),

3,44 (t, 1 H, J2’,3’ = 9,1, J3’,4’ = 8,7 Hz, H-3’), 3,40 (ddd, 1 H, J4’,5’ = 9,8, J5’6’a = 2,0,

J5’,6’b = 5,4 Hz, H-5’), 3,35 (dt, 1 H, H-4’), 3,25 (dt, 1 H, H-4’), 2,13 (ddd, 1 H, J3a,4 =

3,4, J3a,3b = 13,0 Hz, H-3a), 2,05 (ddd, 1 H, J3b,4 = 3,2 Hz, H-3b), 1,0, 1,13 (2 d, 3 H

cada uno, J = 6,2 Hz, (CH3)2C). RMN-13C (125,7 MHz, D2O): δ = 97,0 (C-1), 85,7 (C-

1’), 80,8, 78,1, 73,3, 71,4, 71,2, 70,4, 64,9 (C-2’–5’, 2, 5, Me2CH), 63,6, 61,7 (C-6, 6’),

43,8 (C-4), 33,4 (C-3), 23,2, 21,4 [(CH3)2C). Anal. calculado para C15H28O9S: C, 46,86;

H, 7,34; S, 8,34; encontrado: C, 46,65; H, 7,58; S, 7,94.

2-Propil 3-S-(β-D-glucopiranosil)-3-tio-α-D-glucopiranósido (176, 2-Propil 3-

tiolaminarabiósido)

El compuesto 154 (0,15 g, 0,22 mmol) se trató con una solución de

MeOH/Et3N/H2O 4:1:5 (3,5 mL), para dar 176 (82 mg, 93%); Rf 0,55 (n-BuOH: EtOH:

H2O 2,5:1:1); [α] に5D +51,3 (c 1,02, H2O); RMN-1H (D2O, 500 MHz) δ 4,94 (d, 1H, J1,2 =

3,7 Hz, H-1), 4,63 (d, 1H J1’,2’ = 9,9 Hz, H-1’), 3,91 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,79

(dd, 1H, J5’,6’a = 1,8, J6’a,6’b = 12,3 Hz, H-6’a), 3,78–3,63 (m, 4H, H-5,6a,6b,6’b), 3,61


259

(dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 11,0 Hz, H-2), 3,42 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,2 Hz, H-3’), 3,40–

3,33 (m, 3H, H-4, 4’,5’), 3,25 (dd, 1H, J1’,2’ = 9,9, J2’,3’ = 9,0 Hz, H-2’), 3,04 (t, 1H, J2,3

= J3,4 = 10,8 Hz, H-3), 1,16, 1,10 (2 d, 6H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O,

125,7 MHz) δ 95,4 (C-1), 84,5 (C-1’), 79,6 (C-5’), 77,1 (C-3’), 72,5 (C-2’), 72,5 (C-5),

70,3 (Me2CHO), 70,2 (C-2), 69,3 (C-4), 67,1 (C-4’), 60,8 , 60,6 (C-6, C-6’), 51,6 (C-3),

23,0, 20,4 [(CH3)2CHO]. Anal. calculado para C15H28O10S: C, 44,99%; H, 7,05%, S,

8,01%, encontrado: C, 44,94%; H, 7,03%; S, 8,06%.

2-Propil 4-S-(β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (177)

La desacetilación del tiodisacárido 155 (0,15 g, 0,22 mmol) en las condiciones ya

descriptas condujo al tiodisacárido libre 177 (85 mg, 97%) que se obtuvo como una

espuma; Rf 0,55 (n-BuOH/EtOH/H2O 2,5:1:1); [α] に5D +35,2 (c 0,9, H2O); RMN-1H

(D2O, 500 MHz) δ 4,92 (d, 1H, J1,2 = 4,0 Hz, H-1), 4,51 (d, 1H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’),

4,41 (m, 1H, H-5), 4,05 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 3,4 Hz, H-3), 4,00 (t, 1H, J1,2 = J2,3 = 4,0 Hz,

H-2), 3,87 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,81 (dd, 1H, J5’,6’a = 1,5, J6’a,6’b = 12,4 Hz,

H-6’a), 3,71 (m, 2H, H-6a, H-6b), 3,61 (dd, 1H, J5’,6’b = 1,5, J6’a,6’b = 12,4 Hz , H-6’b),

3,39 (t, 1H, J2’,3’ = J3’,4’ = 9,0 Hz, H-3’), 3,36 (m, 1H, H-5’), 3,31 (t, 1H, J3’,4’ = J4’,5’ =

9,3 Hz, H-4’), 3,27 (br s, 1H, H-4), 3,21 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,8, H-2’), 1,26, 1,20 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ 97,2 (C-1), 85,2

(C-1’), 80,1 (C-5’), 77,4 (C-3’), 72,5 (C-2’), 72,0, 71,8 (C-3, Me2CHO), 69,6 (C-4’),

66,0 (C-5), 64,5 (C-2), 62,3(C-6) , 60,9 (C-6’), 47,1 (C-4), 23,3, 22,5 [(CH3)2CHO].

Anal. calculado para C15H28O10S: C, 44,99%; H, 7,05%, S, 8,01%; encontrado: C,

44,83%; H, 6,89%; S, 7,82%.


260

2-Propil 4-S-(β-D-glucopiranosil)-4-tio-α-D-glucopiranósido (178, 2-Propil 4-

tiocelobiósido)

Por desacetilación 156 (150 mg, 0,22 mmol) se obtuvo 178 (80 mg, 91%) como una

espuma; Rf 0,55 (n-BuOH/EtOH/H2O 2,5:1:1); [α] に5D +33,45 (c 0,95, H2O); RMN-1H

(D2O, 500 MHz) δ 5,07(d, 1H, J1,2 = 3,8 Hz, H-1), 4,65 (d, 1H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’),

4,04– 3,93 (m, 4H, H-5,6a,6b,Me2CHO), 3,37 (dd, 1H, J5’,6’a = 1,5, J6’a,6’b = 12,5 Hz, H-

6’a), 3,79 (dd, 1H, J2,3 = 9,5, J3,4 = 10,6 Hz, H-3), 3,70 (dd, 1H, J5’,6’b = 5,2, J6’a,6’b =

12,5 Hz, H-6’b), 3,58 (dd, 1H, J1,2 = 3,8, J2,3 = 9,5 Hz, H-2), 3,50 (t, 1H, J2’,3’ ≈ J3’,4’=

8,7 Hz, H-3’), 3,44 (m, 1H, H-5’), 3,41 (dd, 1H, J3’,4’ = 8,7, J4’,5’ = 9,7 Hz, H-4’), 3,33

(dd, 1H, J1’,2’ = 9,8, J2’,3’ = 8,7 Hz, H-2’), 2,84 (t, 1H, J3,4 ≈ J4,5 = 10,6 Hz, H-4), 1,13,

1,08 (2 d, cada una 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ 96,3

(C-1), 83,7 (C-1’), 79,9 (C-5’), 77,0 (C-3’), 72,3, 72,2 (C-2, 2’), 72,0, 70,7 (C-5,

Me2CHO), 69,6, 69,2 (C-3, 4’), 61,3 (C-6), 60,7 (C-6’), 47,2 (C-4), 22,4, 20,5

[(CH3)2CHO]. Anal. calculado para C15H28O10S: C, 44,99%; H, 7,05%; S, 8,01%,

encontrado: C, 44,69%; H, 7,24%; S, 7,94%.

2-Propil 3-S-(β-D-galactopiranosil)-3-tio-α-D-glucopiranósido (179)

El compuesto 174 (0,36 g, 0,52 mmol) se trató con una solución de

MeOH/Et3N/H2O 4:1:5 (7 mL) para dar 179 (192 mg, 92%); Rf 0,58 (n-BuOH: EtOH:

H2O 2,5:1:1); [α] に5D +80,7 (c 1,04, H2O); RMN-1H (D2O, 500 MHz) δ 4,92 (d, 1H, J1,2 =

3,5 Hz, H-1), 4,51 (d, 1H J1’,2’ = 9,6 Hz, H-1’), 3,89 (m, 1H, J = 6,2 Hz, Me2CHO), 3,86

(d, 1H, J3’,4’ = 3,0 Hz, H-4’), 3,75 (dd, 1H, J6a,6b = 10,3 Hz, H-6a), 3,69–3,59 (m, 5H, H-

5,5’,6b,6’a,6’b), 3,56 (dd, 1H, J1,2 = 3,5, J2,3 = 10,7 Hz, H-2), 3,54 (dd, 1H, J2’,3’ = 9,4,


261

J3’,4’ = 3,0 Hz, H-3’), 3,53 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,5 Hz, H-2’), 3,32 (t, 1H, J3,4 = J4,5 =

8,9 Hz, H-4), 3,01 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 10,7 Hz, H-3), 1,16, 1,08 (2 d, 6H, J = 6,2 Hz,

(CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ 95,5 (C-1), 85,4 (C-1’), 79,1 (C-5 ó 5’),

74,2 (C-3’), 72,8 (C-5 ó 5’), 70,3 (C-2), 70,2 (Me2CHO), 70,0 (C-2’), 68,9 (C-4’), 67,7

(C-4), 61,1 × 2 (C-6, C-6’), 51,9 (C-3), 22,3, 20,4 [(CH3)2CHO]. Anal. calculado para

C15H28O10S: C, 44,99%; H, 7,05%, encontrado: C, 44,98%; H, 7,20%;

2-Propil 4-S-(β-D-galactopiranosil)-4-tio-α-D-gulopiranósido (180)

El tiodisacárido 175 (0,13 g, 0,19 mmol) se desacetiló siguiendo el procedimiento

general para dar el tiodisacárido libre 180 (72 mg, 95%); Rf 0,55 (n-BuOH/EtOH/H2O

2,5:1:1); [α] に5D +51,7 (c 1,1, H2O); RMN-1H (D2O, 500 MHz) δ 4,88 (d, 1H, J1,2 = 4,0

Hz, H-1), 4,41 (d, 1H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’), 4,36 (ddd, 1H, J4,5 = 2,1, J5,6a = 5,1, J5,6b =

7,1 Hz , H-5), 4,01 (t, 1H, J2,3 = J3,4 = 3,6 Hz, H-3), 3,95 (t, 1H, J1,2 = J2,3 = 3,8 Hz, H-

2), 3,82 (d, 1H, J3’,4’ = 2,8 Hz, H-4’), 3,82 (m, 1H, J = 6,3 Hz, Me2CHO), 3,69 (dd, 1H,

J5,6a = 5,0, J6a,6b = 12,0 Hz, H-6a), 3,64 (dd, 1H, J5,6b = 7,4, J6a,6b = 12,1 Hz , H-6b), 3,59

– 3,54 (m, 3H, H-5’,6’a,6’b), 3,49 (dd, 1H, J2’,3’ = 9,5, J3’,4’ = 3,3 Hz, H-3’), 3,40 (t, 1H,

J1’,2’ = J2’,3’ = 9,6, H-2’), 3,21 (dd, 1H, J3,4 = 3,0, J4,5 = 2,6 Hz, H-4), 1,11, 1,04 (2 d,

cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ 97,2 (C-1), 85,6

(C-1’), 79,1 (C-5’), 73,8 (C-3’), 72,0 (Me2CHO), 71,8 (C-3), 69,7 (C-2’), 68,7 (C-4),

66,3 (C-5), 64,4 (C-2), 62,2 (C-6) , 61,1 (C-6’), 47,2 (C-4), 22,4, 20,6 [(CH3)2CHO].

Anal. calculado para C15H28O10S: C, 44,99%; H, 7,05%; encontrado: C, 44,87%; H,

7,38%.


262

2-Propil 3-S-(β-D-galactopiranosil)-4-S-(β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-α-D-

glucopiranósido (223)

El tiotrisacárido 217 se desacetiló en las mismas condiciones descriptas anteriormente

para dar el tiotrisacárido libre 223 Rf 0,45 (n-BuOH/EtOH/H2O 2,5:1:1); RMN-1H

(D2O, 500 MHz) δ 4,98 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz, H-1), 4,62 (d, 1H, J1’,2’ = 9,6 Hz, H-1’),

4,51 (d, 1H, J1’’,2’’ = 9,6 Hz, H-1’’), 4,01 – 3,84 y 3,67 – 3,53 (m, 12H, H-

5,6a,6b,3’,4’,5’,6’a,6’b,3’’,4’’,5’’,6’’a,6’’b), 3,75 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 10,6 Hz, H-

2), 3,51 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,6, H-2’), 3,50 (t, 1H, J1’’,2’’ = J2’’,3’’ = 9,6, H-2’’), 3,19

(dd, 1H, J2,3 = 10,7, J3,4 = 11,8 Hz, H-3), 2,93 (dd, 1H, J3,4 = 11,7, J4,5 = 11,2 Hz, H-4),

1,15, 1,09 (2 d, cada uno 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ

95,7 (C-1), 84,0, 83,6 (C-1’,1’’), 78,9 78,8 73,7 72,7 71,8 70,6 69,9 69,7 68,7 68,6 (C-

2,5,2’,3’,4’,5’,2’’,3’’,4’’,5’’,Me2CHO), 62,0 (C-6) , 61,1, 61,0 (C-6’,6’’), 47,9, 44,0 (C-

3,4) 22,4, 20,4 [(CH3)2CHO]; HRMS (M+Na) Encontrado: 601,15797


2-Propil 3-S-(β-D-galactofuranosil)-4-S-(β-D-glucopiranosil)-3,4-ditio-α-D-

glucopiranósido (224)

Por desacetilación 222 (100 mg, 0,08 mmol), en las condiciones descriptas, se obtuvo

225 (40 mg, 83%); Rf 0,57 (n-BuOH/EtOH/H2O 2,5:1:1); [α]に5D +12,1 (c 1,4, MeOH);

RMN-1H (D2O, 500 MHz) δ 5,34 (d, 1H, J1’,2’ = 3,7 Hz, H-1’), 4,95 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz,


263

H-1), 4,48 (d, 1H, J1’’,2’’ = 9,6 Hz, H-1’’), 4,00–3,48 (m, 17H, H-

2,5,6a,6b,Me2CHO,2’,3’,4’,5’,6’a,6’b,2’’,3’’,4’’,5’’,6’’a,6’’b), 3,05 (dd, 1H, J2,3 = 10,5,

J3,4 = 12,0 Hz, H-3), 2,96 (dd, 1H, J3,4 = 12,0, J4,5 = 10,6 Hz, H-4), 1,11, 1,07 (2 d, cada

una 3H, J = 6,3 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ 95,7 (C-1), 87,5 (C-

1’), 83,9 (C-1’’), 81,8, 81,7 (C-2’,4’), 79,0 (C-3’), 76,5 (C-5’), 73,8, 73,0, 72,2, 70,6,

70,5, 69,7, 68,7 (C-2,5,2’’,3’’,4’’,5’’,Me2CHO), 62,8 (C-6), 62,1, 61,0 (C-6’, 6’’), 48,5

(C-3), 43,4 (C-4), 22,4, 20,6 [(CH3)2CHO]; HRMS (M+Na) Encontrado: 601,1589


bis[2-propil 4-S-(β-D-galactopiranosil)-3,4-ditio-α-D-galactopiranosid-3-il]-

disulfuro (225)

Por desacetilación 198 (50 mg, 0,07 mmol) se obtuvo 225 (28 mg, 89%); Rf 0,57

(n-BuOH/EtOH/H2O 2,5:1:1); [α]に5D +14,1 (c 1,7, MeOH),; RMN-1H (D2O, 500 MHz) δ

5,01 (d, 1H, J1,2 = 3,7 Hz, H-1), 4,57 (d, 1H, J1’,2’ = 9,8 Hz, H-1’), 4,05– 3,84 (m, 6H,

H-5,6a,6b,Me2CHO,4’,5’), 3,73 (dd, 1H, J1,2 = 3,6, J2,3 = 10,1 Hz, H-2), 3,70 – 3,54 (m,

3H, H-3’,6’a,6’b), 3,47 (t, 1H, J1’,2’ = J2’,3’ = 9,6 Hz, H-2’), 3,13 – 3,02 (m, 2H, H-3,4),

1,16, 1,11 (2 d, cada una 3H, J = 6,2 Hz, (CH3)2CHO); RMN-13C (D2O, 125,7 MHz) δ

96,2 (C-1), 83,8 (C-1’), 78,9, 73,8, 70,9, 69,8, 69,6, 69,58, 68,5 (C-

2,5,2’,3’,4’,5’,Me2CHO), 62,0 (C-6), 60,9 (C-6’), 46,6, 45,2 (C-3,4), 22,5, 20,6

[(CH3)2CHO]; HRMS (M+Na) Encontrado: 853,2112 (C30H54O18S4+Na calculado:

853,2091).


264

PROCEDIMIENTO GENERAL PARA EL ESTUDIO DE LA CINÉTICA DE INHIBICIÓN

ENZIMÁTICA

Inhibición de β-galactosidasa: La actividad inhibitoria sobre la β-galactosidasa de E.

coli (EC 3.2.1.23, grado VIII, Sigma, 117 U/mg) se determinó en las siguientes

condiciones: la enzima (0,2 – 0,1 U) se incubó con o-nitrofenil-β-D-galactopiranósido

(rango de concentraciones: 0,4 a 5,0 mM) en buffer de fosfato de sodio (100 mM, pH

7,3, MgCl2 1,2 mM, 2-mercaptoetanol 100 mM) en ausencia y en presencia de los

tiooligosacáridos (concentraciones usadas: 0,1 – 5,0 mM). El volumen final fue de 0,5

mL en todos los casos. Luego de 10 minutos a 37 º C, la reacción se detuvo por

agregado de buffer de borato de sodio 0,2 M (4,0 mL, pH 10,0). La concentración de o-

nitrofenol liberada se determinó por espectroscopía de absorción visible a 410 nm. Los

valores de Ki y Km se determinaron a partir de los gráficos de Lineweaver-Burk.

Inhibición de β-glucosidasa: Se determinó la actividad inhibitoria sobre la β-

glucosidasa de almendras (EC 3.2.1.21, Biochemika, 12,4 U/mg). La enzima (0,01U) se

incubó con p-nitrofenil-β-D-glucopiranósido (rango de concentraciones: 0,4 a 2,0 mM)

en buffer acetato de sodio (50 mM, pH 5,6) en ausencia y en presencia de los

tiodisacáridos 17 o 18 (rango de concentraciones usadas: 0,3 a 2,4 mM). El volumen

final fue de 0,5 mL. En todos los casos, luego de 10 minutos a 37º C, la reacción se

detuvo por agregado de buffer de borato de sodio 0,2 M (4,0 mL, pH 10,0). La

concentración de o-nitrofenol liberada se determinó por espectroscopía de absorción

visible a 400 nm. Como no se observó inhibición de la enzima, se realizó un control

inhibitorio usando δ-gluconolactona14 como inhibidor (concentraciones usadas: 0,2 a

3,0 mM). En este último caso, y como era de esperar, se observó una disminución en la

absorbancia al aumentar la concentración de δ-gluconolactona.

MÉTODOS COMPUTACIONALES

Se realizaron en colaboración con el grupo del Profesor Jiménez-Barbero (Centro de

Investigaciones Biológicas, CSIC, Ramiro de Maeztu 9, E-28040 Madrid, España).

La determinación de la conformación del anillo de piranosa del extremo reductor de

cada tiodisacárido se basó en el análisis de las constantes de acoplamiento entre los


265

protones vecinos de dicho anillo. Los valores experimentales se compararon con los

valores teóricos obtenidos mediante el programa MSpin. Para el cálculo se utilizaron las

estructuras minimizadas de las dos conformaciones silla (1C4 y 4

C1) y se empleó la

ecuación de Karplus que mejor explicaba los datos experimentales observados para el

residuo de galactosa (Altona SetB de MSpin).

El cálculo teórico de las conformaciones alrededor de los ángulos dihedros ϕ y ψ de los

enlaces glicosídicos muestra los mínimos energéticos en torno a los mismos y facilita el

discernimiento entre una conformación y otra por la cuantificación directa de las

distancias interprotónicas. Los mapas de energía (ϕ, ψ) se calcularon con la herramienta

Coordinate Scan de Macromodel (pack Schrodinger). Dichos mapas se generaron por

rotaciones sistemáticas alrededor del enlace glicosídico de cada tiodisacárido,

definiendo los ángulos de torsión como ϕ = H1’-C1’-S-C4 y ψ = C1’-S-C4-H4. Estos

ángulos se variaron cada 10 o, desde –180 o a 180 o. Se llevaron a cabo dos muestreos

fijando en cada uno la conformación de la silla del extremo reductor en 1C4 ó 4

C1. Sólo

se consideró la conformación 4C1 para la Galp del extremo no reductor, aunque no se

restringió la conformación durante el cálculo de los mapas adiabáticos. Sólo se tuvieron

en cuenta las conformaciones gg y gt de la cadena lateral del azúcar, puesto que

demostraron ser más pobladas que la tg. Los cálculos de energía se realizaron con un

campo de fuerza (mecánica molecular) OPLS_2005 (solvente agua) integrado en el

programa MAESTRO. Para cada variación de 10 o el programa busca las estructuras de

menor energía (la conformación silla del extremo reductor no varía por haber sido

restringida en el cálculo). Al final se tienen 1369 estructuras minimizadas (37

variaciones en torno a ϕ y 37 en torno a ψ). Con estos datos se obtienen los mapas de

energía y como se conocen las estructuras se pueden obtener distancias entre H intra- y

extra-residuos en función de los ángulos diedros. Las distancias, que indicaban la

factibilidad de un contacto NOE, se han superpuesto con el mapa adiabático para poder

correlacionarlas con las conformaciones alrededor de los enlaces tioglicosídicos.

EXPERIMENTOS DE RMN

Los experimentos de RMN se realizaron a 298 K en D2O, en un espectrómetro

Bruker Advance DRX 500 MHz. Los estudios con β-galactosidasa (concentración 20

たM) se realizaron en buffer fosfato (20 mM, pH = 7,2) con 1 mM de MgCl2. Debido a la


266

presencia de moléculas de agua residual, se debió suprimir la señal correspondientes al

HDO en los espectros de RMN para facilitar el análisis. Para los espectros NOESY y

trNOESY se usó la secuencia noesygpph19, y para los espectros NOE selectivo la

selnogp. Los espectros de “Diferencia de Transferencia de Saturación” (STD) se

obtuvieron utilizando la secuencia std2. Los experimentos de NOESY en estado libre se

realizaron con tiempos de mezclado de 200 y 500 ms; mientras que los de trNOESY se

hicieron a 80, 100, 150 y 200 ms. La irradiación on-resonance se realizó a un valor de

desplazamiento químico de −2 ppm. La irradiación off-resonance se llevó a cabo a 100

ppm, donde no hay señales de la proteína. El número total de scans usados en

experimentos STD varían entre 360 a 480. Todos los espectros se adquirieron con un

spin lock de 15 ms, para minimizar las resonancias de fondo de la proteína. En los

estudios STD, los tiodisacáridos estaban presentes en una relación 100:1 con respecto a

la enzima. Las curvas de saturación se construyeron con tiempos de saturación

crecientes (0,5, 1, 1,5, 2 y 2,5 segundos) y los porcentajes relativos de saturación se

normalizaron con respecto al protón que poseía la máxima respuesta.


267

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO VII

(1) Fletcher, H. G., In Methods Carbohydr. Chem. 1963; Vol. 2, p 226.

(2) (a) De Fina, G. M.; Varela, O.; de Lederkremer, R. M. Synthesis 1988, 1988, 891;

(b) Manzano, V. E.; Repetto, E.; Uhrig, M. L.; Baráth, M.; Varela, O., "Synthesis of

2,3,4,6-Tetra-O-Acetyl-l ,5-Anhydro-D-lyxo-Hex-l-enitol and its Conversion into a

Hex-3-enopyranosid-2-ulose Analogue of Levoglucosenone", In Carbohydrate

Chemistry: Proven Synthetic Methods; Kovac, P., Ed. 2010; Vol. 1.

(3) (a) Horton, D.; Wolfrom, M. L. J. Org. Chem. 1962, 27, 1794; (b) Horton, D.

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Bols, M. Biochemical Journal 2000, 349, 211.

269

ABREVIATURAS Y ACRÓNIMOS

AcCl = Cloruro de acetilo

EtOAc = Acetato de etilo

BBTO = óxido de tributil estaño

CAN = Nitrato cérico amónico

CCD = Cromatografía en capa delgada

Cisteamina = 2-Aminoetanotiol

CuI-bipy = Complejo de ioduro cuproso bipiridina

DBU = 1,8-Diazabiciclo[5.4.0]undec-7-eno

DET = Tartrato de dietilo

DMF = N,N-Dimetilformamida

DNP = 2,4-dinitrofenil

DTBMP = 2,6-di-ter-butil-4-metilpiridina

DTE = Ditioeritritol

Et3N = Trietilamina

Galp = Galactosa piranósica

Galf = Galactosa furanósica

HMPA = Hexametilfosforamida = Hexametilfosfato triamida

IBX = Ácido 2-iodoxi benzoico

J = Constante de acoplamiento

KSAc = Tioacetato de potasio

LiOBn = Bencilóxido de litio

LiOMe = Métoxido de litio

L-selectride® = Tri-sec-butilborohidruro de Litio

MCPBA = m-Cloroperoxibenzoico

MeOH = Metanol

MeONa = Metóxido de Sodio

MPM = p-Metoxibencilo

NaBH4 = Borohidruro de Sodio

NBS = N-Bromosuccinimida

NCS = N-Clorosuccinimida

pNP = p-Nitrofenilo

Rf = Relación de frente

SN2 = Sustitución nucleofílica bimolecular

TABCO = 2,4,4,6-Tetrabromo-2,5-ciclohexadienona

TBS = ter-Butildimetilsililo

t-BuOOH = Hidroperóxido de ter-butilo

TDS = Texidimetilsililo

THF = Tetrahidrofurano

TIPSCl = Cloruro de triisopropilsililo

Ti(OiPr)4 = Tetra iso-propóxido de titanio

TMS = Trimetilsililo

TMSI = Ioduro de trimetilsilano

TMSOTf = Triflato de trimetilsililo

271

RESUMEN

Los hidratos de carbono son componentes fundamentales de glicoproteínas,

glicolípidos y otros glicoconjugados y participan en numerosos procesos de

señalización, reconocimiento, comunicación intra e intercelular y son también blancos

celulares y moleculares. Todos estos procesos se encuentran involucrados en la

progresión de un buen número de enfermedades. La unión de patógenos y de toxinas a

la superficie de células huésped es mediada por hidratos de carbono. Los virus emplean

también receptores oligosacarídicos para iniciar la infección. Por ejemplo, una de las

proteínas del virus de la influenza, la hemoaglutinina, se une al ácido siálico de la

superficie celular del huésped, evento necesario para el ingreso del virus a la célula. Si

bien los procesos de reconocimiento están fuertemente implicados en el progreso de

enfermedades, en algunos casos son parte de la cura de las mismas. Sin embargo, los

oligosacáridos no son buenos agentes terapéuticos por numerosas razones,

principalmente porque se degradan con facilidad por acción de glicosidasas digestivas,

plasmáticas o celulares y también porque en general interactúan con sus blancos con

baja afinidad. Para superar estas dificultades se emplean comúnmente glicomiméticos.

La terminología “glicomimético” o “mimético de hidrato de carbono” se refiere

a un derivado de hidrato de carbono, u otro compuesto, con múltiples funcionalidades

hidroxilo con apariencia estructural a un azúcar y que además es capaz de desarrollar

algún tipo de actividad biológica con respecto a un determinado proceso. Las ventajas

de los glicomiméticos, en comparación con sus análogos naturales, es que pueden ser

diseñados de modo que: i) resulten más resistentes a la degradación enzimática, ii) que

su biocompatibilidad puede ser mejorada, y iii) que tengan mayor afinidad por el

receptor. Así, se han sintetizado un buen número de miméticos de oligosacáridos en los

cuales el átomo del enlace interglicosídico se ha reemplazado por otro heteroátomo o un

grupo metileno. Cuando el heteroátomo es azufre, el glicomimético se denomina

tiooligosacárido. Esta modificación no altera la estructura global del mimético respecto

del compuesto natural, pero induce algunos cambios en sus propiedades físicas y

químicas. Por ejemplo, los tiooligosacáridos son generalmente resistentes a las enzimas


272

hidrolíticas y en muchos casos actúan como inhibidores de las mismas. Al inhibir

ciertas enzimas específicas de microorganismos patógenicos se interfieren procesos

metabólicos esenciales y, de esta manera, se impide su desarrollo y crecimiento.

El primer capítulo de esta tesis es introductorio y en el mismo se describen los

métodos empleados hasta el momento para construir enlaces tioglicosídicos que dan

lugar a los correspondientes tiooligosacáridos. Se han enfatizado los antecedentes más

relacionados con el presente trabajo. También se describen estudios relevantes de

inhibición de tioglicósidos y la acción de glicosidasas, haciéndose hincapié en la β-

galactosidasa de E. coli (empleada como enzima modelo en esta Tesis). Se introducen

algunos conceptos básicos de cinética enzimática.

En el capítulo 2 se detalla el objetivo general, que supone el diseño y síntesis de

tiodisacáridos y tiotrisacáridos con construcción diastereoselectiva del enlace

tioglicosídico, y la evaluación de los mismos como inhibidores de glicosidasas. Se

enuncian también los objetivos específicos que tienden al uso de reacciones clásicas

(adición de Michael, apertura de epóxidos y tiiranos, etc) para la formación del enlace

S-glicosídico. Se indica que los tiodisacáridos se diseñaron de modo que contuvieran

como extremo no reductor azúcares biológicamente importantes, como glucosa o

galactosa, pues estas unidades son generalmente reconocidas por las enzimas e

interactúan con ellas (epitopes). Se justifica que se emplearon como precursores del

extremo reductor de tiooligosacáridos a las enonas de azúcares (dihidropiranonas

quirales) porque son sustratos adecuados para una variedad de reacciones bien

establecidas debido a la presencia del sistema carbonílico α,β-insaturado.

Los resultados y discusión se describen en los capítulos 3 a 6. Primeramente

(capítulo 3) se describe la metodología desarrollada para generar

diastereoselectivamente el enlace tioglicosídico por adición conjugada de 1-tioaldosas al

sistema carbonílico α,β-insaturado de las enonas de azúcares. A continuación se indican

las ventajas que trajo aparejada la liberación de la 1-tioaldosa, en el medio de la

reacción de adición, a partir de la correspondiente sal de glicosil isotiouronio. Se estudió

la reducción del grupo carbonilo de C-2 del tiodisacárido para producir derivados

acetilados de 3-desoxi (1→4)-4-tiodisacáridos, que fueron posteriormente desprotegidos

para dar los compuestos libres. Estos se evaluaron como inhibidores de la β-glucosidasa

de almendras y la β-galactosidasa de E. coli. Cabe destacar que el 3-desoxi-4-tio

análogo de βGalp(1→4)Galp resultó inhibir competitivamente a la β-galactosidasa de E.

Resumen de la Tesis

273

coli con Ki = 0,16 mM. También se obtuvo un inhibidor mixto de esta enzima, el

βGal(1→4)Talo, con Ki = 0,12 mM.

En el capítulo 4 se describe una metodología novedosa para la síntesis de

tiodisacáridos mediante la apertura de epóxidos por 1-tioaldosas, como paso clave. El

método de preparación de 3,4-epóxidos de piranosas es también novedoso y se basó en

la epoxidación del doble enlace de las enonas o de los 3,4-enopiranósidos, obtenidos por

reducción de Luche de las mismas. Se optimizaron las condiciones para la apertura del

anillo oxirano, la cual tuvo lugar con alta regio- y estereo-selectividad cuando se

instalaba un sustituyente voluminoso en el C-2 vecino al epóxido. Por desprotección se

obtuvieron 3-tiolaminarabiosa y 4-tiocelobiosa, análogos de los naturales. En tanto que

otros tiodisacáridos, como por ejemplo la β-D-Glcp-β-(1→4)-4-tio-α-D-Gulp no poseía

una contraparte natural, pues la gulosa es un azúcar raro.

Dado que se disponía de un método adecuado para la síntesis de epóxidos a

partir de enonas de azúcares y derivados y considerando que los epóxidos son

precursores de tiiranos, se estudió la apertura de este anillo azufrado de tres miembros

por 1-tioaldosas. Los resultados se describen en el capítulo 5. Surgieron numerosas

dificultades, tanto para obtener los tiiranos como para optimizar la apertura nucleofílica

por la 1-tioaldosa. Si bien la reacción, aún en condiciones optimizadas, producía al

menos tres compuestos, fue posible convertir a estos en un tiodisacárido mayoritario

que poseía un grupo tiol adicional en el extremo reductor. Por glicosidación del grupo

tiol con un monosacárido activado anoméricamente se logró preparar ditiotrisacáridos

ramificados. Luego de la O-desacetilación, uno de los compuestos obtenidos, un dímero

con enlace tioglicosídico y disulfuro, resultó ser un inhibidor no competitivo de la β-

galactosidasa de E. coli con Ki = 0,10 mM.

A efectos de determinar el comportamiento conformacional de los

glicomiméticos, en el capítulo 6 se llevó a cabo el análisis conformacional de los

tiodisacáridos en estado libre y el estudio de la interacción enzima-inhibidor por RMN y

con el apoyo de cálculos computacionales. Así, para los tiodisacáridos estudiados se

determinó por modelado molecular la silla predominante en cada unidad y la

disposición relativa de las mismas respecto del enlace tioglicosídico (ϕ, ψ). Estas

conformaciones se investigaron experimentalmente mediante la detección de contactos

NOE intra- e inter-moleculares. Para estudiar la interacción enzima-inhibidor se

llevaron a cabo experimentos de RMN: NOE-transferido (trNOESY) y espectroscopía


274

de diferencia de transferencia de saturación (STD – saturation transfer difference). En

algunos casos esta última metodología permitió evaluar el epitope.

En el capítulo 7 se detallan las técnicas experimentales y se describen los

productos e intermediarios de cada síntesis.

Parte de este trabajo de tesis dio lugar a las siguientes publicaciones:

Verónica E. Manzano, Evangelina Repetto, María L. Uhrig, Markus Baráth, Oscar

Varela Carbohydrate Chemistry: Proven Methods, 2010, en prensa.

“Synthesis of 2,3,4,6-tetra-O-acetyl-1,5-anhidro-D-lyxo-hex-1-enitol and its

conversion into benzyl 3,4-dideoxy-α-D-glycero-hex-3-enopyranosid-2-ulose.

Analogue of levoglucosenone”

V.E. Manzano, M.L. Uhrig and O. Varela Journal of Organic Chemistry 2008, 73,

7224-7235.

“Straightforward synthesis of thiodisaccharides by ring-opening of sugar epoxides”

M. L. Uhrig, V.E. Manzano and O. Varela European Journal of Organic Chemistry

2006, 162-168.

“Stereoselective Synthesis of 3-Deoxy-4-S-(1→4)-Thiodisaccharides and their

Inhibitory Activities towards β-Glycosylhydrolases”

Documents

Tiooligosacáridos: nuevos métodos de síntesis; estudios ... · Tiooligosacáridos: Nuevos métodos de síntesis; estudios conformacionales y evaluación como inhibidores de glicosidasas