THEME - Université d'Oran 1 Ahmed Ben Bella · Je tiens également à témoigner ma profonde reconnaissance à Ahmed Moussa, Ammam, Ait amrane, Selles, et Belhamiti enseignants à

www.univ-oran.dz +213 (0) 41 xx xx xx +213 (0) 41 xx xx xx

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR

ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE D’ORAN

FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

THESE EN VUE DE L’OBTENTION DU DIPLOME DE

DOCTORAT EN BIOLOGIE

OPTION : REPRODUCTION ANIMALE

THEME : ETUDE DES PERFORMANCES REPRODUCTIVES DE LA

BREBIS DE RACE REMBI

PRESENTEE PAR: Mr KHIATI Baghdad

JURY:

PRESIDENT: Mr. SAIDI. Djamel Professeur

EXAMINATEURS: Mr. OUZROUT. Rachid Professeur

Mr. SAHRAOUI. Tewfik Professeur

Mr. KROUF. Djamil Professeur

DIRECTEUR DE THESE: Mr. GUETARNI. Djamel Professeur

CO-DIRECTEUR DE THESE: Mr. NIAR. Abdelatif Professeur

ANNEE 2012/2013

Dédicaces

A mon père et ma mère pour les

valeurs qu’ils m’ont transmises.

A ma femme et mes enfants en

témoignage de leur amour.

A mes frères et mes sœurs que dieu les

bénisses

Remerciements

Au Professeur GUETARNI Djamel de l’université de Blida, qui a

accepté d’encadrer et de corriger ce travail, pour sa gentillesse, sa rigueur et sa

disponibilité ; qu’il trouve ici l’expression de ma sincère reconnaissance.

Au Professeur NIAR Abdellatif de l’université de Tiaret, qui a accepté de

corriger et de diriger ce travail, pour son expérience ; qu’il en soit vivement

remercié.

Au Professeur SAIDI Djamel de l’université d’Oran, qui nous a fait

l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse Hommages

respectueux.

Au Professeur SAHRAOUI Tewfiq de l’université d’Oran, qui a

accepté de faire partie de ce jury de thèse. Sincères remerciements.

Au Professeur KROUF Djamil de l’université d’Oran, qui a accepté de

faire partie de ce jury de thèse ; qu’il trouve ici l’expression de ma sincère

reconnaissance.

Mes sincères remerciements s’adressent aussi aux enseignants :

Hammoudi et Iguerouda pour leurs qualités humaine et scientifique.

Je tiens également à témoigner ma profonde reconnaissance à Ahmed

Moussa, Ammam, Ait amrane, Selles, et Belhamiti enseignants à l’université de

Tiaret, pour leurs disponibilités, leurs générosités et bienveillance.

Mes remerciements s’adressent à tous les enseignants et les travailleurs de

l’institut vétérinaire de Tiaret.

RESUME

La présente étude est une contribution à l’évaluation des potentialités reproductives de la

brebis de race Rembi. La bonne maitrise des paramètres reproductifs de cette race permet une

meilleure productivité.

Dans la première partie de l’étude, l’effet des traitements hormonaux sur les paramètres de

reproduction de la brebis de race Rembi pendant la période de faible activité sexuelle a permis

d’obtenir, avec le traitement de synchronisation des chaleurs par les éponges vaginales

imprégnées de progestagène (40 mg de FGA) associée à différentes doses de PMSG, une

augmentation non significative des taux de fertilité, de fécondité et de prolificité. Le meilleur

taux de fertilité est obtenu avec une dose de 300 UI de PMSG (86,2%), par contre le meilleur

taux de fécondité et de prolificité (121% et 152%, respectivement) sont obtenus avec la dose

de 500 UI de PMSG.

Dans la deuxième partie de l’étude, le traitement de synchronisation des chaleurs associé à la

PMSG a permis d’obtenir de courts intervalles entre « Retrait d'éponge – Apparition des

chaleurs » de 37h31 min et 32h24 min avec les doses respectives de 300 et 500 UI de PMSG

contre 40h56 sans PMSG.

Dans la dernière partie, la production d’embryons in vivo, après un traitement de

superovulation à base de FSH/LH et PMSG, suivi d’un transfert embryonnaire par

laparotomie s'est effectuée avec succès chez cette race, malgré que la technique par

laparoscopie semble être plus facile et sans traumatisme.

Mots clés : brebis, Rembi, progestérone, PMSG, FSH, LH, synchronisation, fertilité,

fécondité, prolificité.

Abstract

This study was carried out as a contribution to the evaluation of potential productivity of the

ewes race “Rembi” The best control of reproductive parameters of this race gives a better

breeding and productivity.

In the first stage, the effect of hormonal treatment son re productive parameter son ewes

Rembi during the period of low sexual activity was obtained with the treatment of

synchronization of oestrus by heating vaginal sponges impregnated with progesterone(40 mg

FGA) associated with different doses of PMSG, a no significant increase infertility rates,

fertility and prolificacy. The best fertility rate is obtained with a dose of 300 IUPMSG

(86.2%), against the best in fertility and prolificacy (121% and 152%, respectively) were

obtained with a dose of 500 IU PMSG.

In the second part of the study, the treatment of estrus synchronization associated with PMSG

permitted short intervals between "Removing sponge- Appearance of heat "from (37h 31min)

and (32h24min) with doses of 300 and 500 IU PMSG against (40h56min) without PMSG.

In the 3rd and last part, the embryo production in the in vivo after superovulation treatment

with FSH /LH and PMSG, followed by embryo transfer laparotomy was performed

successfully in this race, although the technical laparoscopy seems to be easier, effective and

without trauma.

Keywords: Ewes, Rembi, progesterone, PMSG, FSH, LH, fertility, breeds, prolificacy

لخصم

من المعلمات جيدة مراقبة المحتملة. اإلنجابية Rembi ساللة النعاج تقييم المساهمة في هي هذه الدراسة

.إنتاجية أفضل يمنحك ساللةمن هذا اإلنجابية

اإلنجابية في المعلمات على تأثير الهرمونية العالجات تم الحصول على هذه الدراسة، من الجزء األول في

اإلسفنج بواسطة الشبق تزامن عالج مع النشاط الجنسي انخفاض خالل فترة Rembi ساللة النعاج

في زيادة، PMSG جرعات مختلفة من( المرتبطة FGA ملغ 04) progestagen مشربة المهبلي

مع أفضل الخصوبة معدل يتم الحصول علىالتكاثر. والخصوبة و non significant معدالت الخصوبة

التكاثر الخصوبة و األفضل في ضد٪(، 2..8) (PMSG) من محرض القند وليةدوحدة 044 جرعة من

.PMSG وحدة دولية 544من مع جرعة تم الحصول عليها على التوالي( ،158 و٪ ٪181)

(PMSG) من محرض القند المرتبطة شبق التزامن عالج أسفرت عن، من الدراسة الثاني في الجزء

24ساعة و 32) و دقيقة( 01ساعة و 03)"من الحرارة المظهر - ةاالسفنجإزالة بين " فترات قصيرة

دقيقة( 56ساعة و 40) ضد (PMSG)من محرض القند وحدة دولية 544و 044منبجرعات دقيقة(

.(PMSG) محرض القند دون

ل من بروتوكو ااستناد فرط اإلباضة بعد العالج الجسم الحي في إنتاج الجنين تم إجراء، في الجزء األخير

، ساللة "الرمبى" هذا في بنجاح نقل األجنة البطنتليها PMSG)و FSH) / LH العالجات الهرمونية

الصدمة.دون أسهل و ويبدو أن تنظير البطن التقنية على الرغم من أن

.التكاثر،الخصوبة و FSH ،LH، محرض القند البروجسترون،، Rembi، النعاج :مفتاحيهكلمات

REMERCIEMENTS

RESUME

TABLE DES MATIERES

LISTE DES TABLEAUX ; FIGURES ET PHOTOS

LISTE DES ABREVIATIONS

INTRODUCTION ............................................................................................................... 22

PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I : GENERALITES SUR L’ELEVAGE OVINS EN ALGERIE.

1. Aperçu sur l'élevage ovin en Algérie…………………………………………………....25

2. Principales races… .......................................................................................................... 26

2.1. La race Ouled Djellal ........................................................................................... 26

2.2. La race Hamra ou Race Béni-Ighil .................................................................... 26

2.3. La race Rembi ...................................................................................................... 27

3. Les races secondaires....................................................................................................... 28

3.1. La race Berbère .................................................................................................... 28

3.2. La race D’men ..................................................................................................... 28

3.3. La race Barbarine ................................................................................................. 29

3.4. La race Sidahou (Tergui) ..................................................................................... 29

4. Pratique de l’élevage en semi-intensif ............................................................................. 29

4.1. Zone d’élevage du semi-intensif ......................................................................... 29

4.1.1. Caractérisation de l’élevage en semi-intensif .............................................. 29

CHAPITRE II : ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DU SYSTEMES REPRODUCTEUR DE

LA BREBIS.

1. Système reproducteur de la brebis .................................................................................. 32

1.1. La vulve ................................................................................................................... 32

1.2. Le vagin ................................................................................................................... 32

1.3. Col de l’utérus (cervix) ............................................................................................ 33

1.4. Utérus ....................................................................................................................... 33

1.5. Oviductes .................................................................................................................. 34

1.6. Ovaires ...................................................................................................................... 34

2. La physiologie de l’activité sexuelle de la brebis ........................................................... 35

2.1. Puberté ...................................................................................................................... 35

2.1.1. Définition .......................................................................................................... 35

2.1.2. Âge à la puberté ................................................................................................ 35

2.1.3. Poids à la puberté .............................................................................................. 36

3. Maturité sexuelle chez la brebis ..................................................................................... 36

3.1. Influence du développement corporel sur la maturité sexuelle ................................ 36

3.2. Influence de la race sur la maturité sexuelle............................................................. 36

3.3. Influence de la période de naissance sur la maturité sexuelle .................................. 37

4. Cycle sexuelle chez la brebis .......................................................................................... 37

4.1. Définition ............................................................................................................. 37

4.2. Caractéristiques du cycle d’oestrus ..................................................................... 37

4.2.1. Durée ........................................................................................................... 37

4.2.2. Modification du comportement ................................................................... 40

4.2.3. Modification au niveau ovarien ................................................................... 42

4.3. Description des modifications hormonales........................................................... 46

4.3.1. Les hormones hypothalamiques ................................................................... 47

4.3.2. Les hormones hypophysaires ...................................................................... 48

4.3.3. Les hormones ovariens ................................................................................ 48

4.3.4. Les facteurs utérins ...................................................................................... 50

4.3.5. Régulation du cycle sexuel .......................................................................... 53

4.4. Variations saisonnières de l’activité sexuelle ...................................................... 55

4.4.1. La période de l’activité sexuelle chez la brebis ........................................... 55

4.4.1.1. Influence du photopériodisme sur l’activité sexuelle ....................... 55

4.4.1.2. Influence de la race sur l’activité sexuelle........................................ 56

4.4.2. La période de l’inactivité sexuelle chez la brebis ou anoestrus ................... 57

4.4.3. Variation de l’activité sexuelle chez le bélier .............................................. 60

4.4.3.1. Influence de la saison sur l’activité sexuelle du bélier .................... 60

4.4.3.2. Influence de la température sur l’activité sexuelle du bélier ............ 61

4.4.3.3. Influence de l’alimentation sur l’activité sexuelle du bélier ............. 61

5. Les facteurs qui influencent les paramètres de la reproduction...................................... 62

5.1. Les facteurs influençant la fertilité ...................................................................... 62

5.1.1. Influence de la saison sur la fertilité ............................................................ 63

5.1.2. Influence des méthodes de lutte sur la fertilité ............................................ 63

5.1.3. Influence du bélier sur la fertilité ................................................................ 65

5.1.4. Influence de l’alimentation sur la fertilité ................................................... 65

5.1.5. Influence du poids corporel sur la fertilité .................................................. 66

5.1.6. Influence de l’âge des brebis sur la fertilité ................................................. 67

5.1.7. Influence du type génétique sur la fertilité .................................................. 67

5.2. Les facteurs qui influencent la prolificité ............................................................ 67

5.2.1. Effet de la saison de lutte sur la prolificité .................................................. 67

5.2.2. Influence du poids vif de la brebis sur la prolificité .................................... 68

5.2.3. Influence de l’âge de la brebis sur la prolificité .......................................... 68

5.2.4. Influence du type génétique sur la prolificité .............................................. 68

5.3. Mortalité des agneaux .......................................................................................... 68

5.3.1. Race et âges des mères ................................................................................ 69

5.3.2. Poids des agneaux à la naissance ................................................................. 69

5.3.3. Conditions du milieu ................................................................................... 69

CHAPITRE III : MAITRISE DE LA REPRODUCTION

1. Introduction .................................................................................................................... 71

2. Principe ........................................................................................................................... 71

3. Intérêt et importance économique .................................................................................. 71

3.1. Utilisation de l’insémination artificielle .................................................................... 71

3.2. Choisir des périodes de reproduction ........................................................................ 72

3.3. Intensification du rythme d’agnelage ........................................................................ 72

3.4. Optimisation de la taille des portées .......................................................................... 72

3.5. Mise à la reproduction précoce des agnelles ............................................................. 73

3.6. Synchronisation de l’oestrus et groupage des mises bas ........................................... 73

3.7. Induction de l’activité sexuelle en période d’anoestrus et lutte à contre saison ....... 73

3.8. Réduire l’intervalle entre deux gestations ................................................................. 73

3.9. Transfert embryonnaire et mise au point de nouvel technique .................................. 73

4. Méthodes ......................................................................................................................... 74

4.1. Zootechniques ............................................................................................................ 74

4.1.1. Alimentation « le flushing » ............................................................................. 74

4.1.2. Effet bélier ......................................................................................................... 75

4.1.3. L’éclairement artificiel ...................................................................................... 75

4.2. Médicales ................................................................................................................... 75

4.2.1. Facteurs lutéolytiques ........................................................................................ 76

4.2.2. Les progestagènes .............................................................................................. 77

4.2.3. Mélatonine ......................................................................................................... 80

4.3. Combinées ................................................................................................................. 81

4.3.1. Combinaison du traitement progestérone- PMSG avec l’œstradiol 17β ........... 81

4.3.2. Amélioration de la synchronisation des chaleurs induite par les éponges

vaginales imprégnées de FGA et par l’effet bélier ou de la progestérone et

effet bélier .......................................................................................................... 81

4.3.3. Influence de la variation de l’apport concentré avant et après l’oestrus

induit par un traitement hormonal sur la fécondité............................................ 82

4.3.4. Combinaison de l’effet bélier, PMSG, flushing et le traitement par les

éponges .............................................................................................................. 83

4.3.5. Association de la mélatonine avec le traitement de synchronisation

d’oestrus ............................................................................................................ 85

4.3.6. Combinaison du traitement prostaglandine+PMSG et progestérone+PMSG ... 86

5. Techniques d’amélioration de la prolificité .................................................................... 86

5.1. Naturelles ................................................................................................................... 86

5.1.1. Influence de l’alimentation ................................................................................ 86

5.2. Insémination artificielle ............................................................................................. 87

5.2.1. La PMSG ........................................................................................................... 87

CHAPITRE IV : TRANSPLANTATION EMBRYONNAIRE

1. Introduction ..................................................................................................................... 96

2. Intérêt de la transplantation embryonnaire ...................................................................... 96

2.1. Création du progrès génétique ................................................................................... 96

2.1.1. Accroissement de la pression de la sélection....................................................... 96

2.1.2. Accroissement de la précision de sélection ........................................................ 96

2.1.3. Réduction de l’intervalle entre générations ......................................................... 97

2.2. Diffusion du progrès génétique ................................................................................. 97

2.3. Sauvegarde des races à faibles effectifs .................................................................... 97

2.4. Garantie sanitaire ....................................................................................................... 97

2.5. Usages commerciaux ................................................................................................. 98

3. Choix des donneuses et des receveuses .......................................................................... 98

4. Traitement hormonaux des donneuses et des receveuses ................................................ 98

4.1. Les hormones utilisées et leurs rôles ......................................................................... 98

4.1.1. La GnRH ........................................................................................................... 98

4.1.2. La FSH et la LH................................................................................................. 99

4.1.3. La PMSG ou ECG ............................................................................................ 99

4.1.4. La progestérone et ses analogues ...................................................................... 99

4.1.5. La prostaglandines F2α et ses analogues ........................................................... 100

4.2. La stimulation ovarienne ........................................................................................... 100

4.2.1. Induction de la superovulation chez la donneuse .............................................. 100

4.2.1.1. Stimulation avec la PMSG ...................................................................... 100

4.2.1.2. Stimulation avec la FSH .......................................................................... 101

4.2.1.3. Facteurs de variations de la superovulation ............................................ 102

4.2.2. Induction de l’oestrus et de l’ovulation chez la receveuse ................................ 103

4.2.3. Synchronisation des ovulations chez les donneuses .......................................... 104

4.2.4. Recommandations avant l’intervention ............................................................. 104

5. La détection de l’oestrus .................................................................................................. 105

5.1. Intérêt ......................................................................................................................... 105

5.2. Conditions de la détection de l’oestrus ...................................................................... 105

6. La fécondation des femelles donneuses .......................................................................... 105

6.1. Sélection et préparation des mâles ............................................................................ 105

6.2. Saillie naturelle .......................................................................................................... 106

6.3. L’insémination artificielle ......................................................................................... 106

6.3.1. L’I.A cervical...................................................................................................... 106

6.3.2. L’I.A intra-utérine sous contrôle endoscopique ................................................. 107

7. Collection des embryons ................................................................................................. 108

7.1. Principe général de la collection ................................................................................ 108

7.2. Milieu pour la récolte des embryons ......................................................................... 108

7.3. Méthodes de récolte des embryons ............................................................................ 109

7.3.1. La collection par les voies génitales naturelles ................................................. 109

7.3.2. Préparation des femelles à la collection chirurgicales ou sous contrôle

endoscopique ..................................................................................................... 110

7.3.3. La collection chirurgicale (laparotomie) ........................................................... 110

7.3.4. La collection par endoscopie ............................................................................. 111

8. estimation de la qualité des embryons ............................................................................. 111

9. Méthode de transfert embryonnaire chez la receveuse .................................................... 112

10. Conservation des embryons ........................................................................................... 112

10.1. La conservation de courte durée par refroidissement à +4°C .................................. 112

10.2. La conservation par congélation .............................................................................. 112

10.2.1. Technique de la congélation progressive appliqué à l’embryons ovin ou

Caprin…………………………………………………………………………112

PARTIE EXPERIMENTALE

Partie A : Effets des traitements hormonaux sur les performances de reproduction des brebis

de race Rembi. Pendant l'anoestrus saisonnier

I. Cadre de l’étude… ........................................................................................................... 114

II. Matériels ...................................................................................................................... 114

1. Animaux ........................................................................................................................ 114

2. Produits et instruments .................................................................................................. 115

III. Protocole expérimental ................................................................................................ 115

1. Synchronisation des chaleurs par pose d’éponges vaginales imprégnées de FGA

(40mg) ........................................................................................................................115

2. Stimulation ovarienne par injection de PMSG .......................................................... 117

3. Détection de l’oestrus ................................................................................................ 117

4. Saillie naturelle .......................................................................................................... 117

5. Evaluation des paramètres de reproduction ............................................................... 117

IV. Traitement statistique ................................................................................................... 117

V. Résultats et discussion ................................................................................................... 120

1. Paramètres de reproduction ...................................................................................... 121

1.1. Fertilité ................................................................................................................. 124

1.2. Fécondité .............................................................................................................. 124

1.3. Prolificité ............................................................................................................. 125

Partie B : Détermination de l'intervalle "retrait d'éponges - apparition de l'oestrus", et le

moment d’insémination ou de saillie contrôlée (en main).

I. Cadre de l’étude ............................................................................................................... 129

II. Matériels ...................................................................................................................... 129

1. Animaux ....................................................................................................................... 129

2. Produits et instruments ................................................................................................. 130

III. Protocole expérimental .................................................................................................. 130

1. Détection de l’oestrus et saillie contrôlée (en main) .................................................. 130

IV. Traitement statistique ................................................................................................... 130

V. Résultats et discussion ................................................................................................... 132

1. Effet du traitement de PMSG sur les paramètres de reproduction ............................. 137

1.1. Fertilité .................................................................................................................... 137

1.2. Fécondité ................................................................................................................ 139

1.3. Prolificité ...................................................................................................................... 140

Partie C : Transfert embryonnaire chez la brebis de race Rembi.

I. Cadre de l’étude .............................................................................................................. 144

II. Matériels ...................................................................................................................... 144

1. Animaux (donneuse et receveuse) ................................................................................ 144

2. Produits et instruments ................................................................................................. 145

III. Protocole expérimental .................................................................................................. 146

1. Synchronisation des chaleurs ....................................................................................... 146

2. Stimulation ovarienne ................................................................................................... 146

3. Induction de la superovulation chez la donneuse ........................................................ 146

4. Détection de l’oestrus et saillie de la donneuse ........................................................... 146

5. Récolte des embryons (laparotomie) ........................................................................... 147

5.1. Préparation de la donneuse pour la laparotomie .................................................... 147

5.2. Laparotomie ............................................................................................................ 147

5.2.1. Récolte ............................................................................................................ 148

5.2.2. Recherche des embryons ................................................................................ 149

5.3. Transplantation embryonnaire ............................................................................... 149

5.3.1. Transfert embryonnaire par voie chirurgicale ................................................. 149

6.3. Diagnostic de gestation .......................................................................................... 151

IV. Résultats et discussion .................................................................................................. 151

Conclusion ........................................................................................................................... 158

Références bibliographiques................................................................................................ 159

Annexes.

TABLEAUX.

Bibliographie.

Tableau 1 : Evolution de l’effectif du cheptel ovin de 2001 à 2009………………………………….

Tableau 2: Pourcentages d'agnelles présentant des chaleurs à 6 mois d'âge chez différentes

races ovines (Meyer et al, 2004)……………………………………………….....

Tableau 3 : Chronologie du développement de l’embryon chez la brebis.

(Winterberger -Torres et Sevellec, 1987)………………………………….………

Tableau 4 : Résume les caractéristiques et rôles des principales hormones de la

reproduction (Bonne et al, 1988)………...………………………...........................

Tableau 5 : Durée de la saison sexuelle en jours et en cycle œstraux chez les différentes

races (Rosa, 2003)…….……………………………………………………………

Tableau 6 : Longueur de la saison de reproduction chez différentes races

(Castonguay, 2000b)……………….……………………………………………….

Tableau 7 : Etude de la durée de l'anœstrus de lactation suivant le mois d'agnelage

(Journault 2012)…………………………………………………………………….

Tableau 8 : Influences des carences alimentaires sur la reproduction chez le mâle

(Drogoul et al, 2004)…………...……….................................................................

Tableau 9 : Apports alimentaires journaliers recommandés et capacité d’ingestion

(Chafri et al, 2008) …………………...…………………………………………….

Tableau 10 : Taux de mortalité moyen chez les différentes races suivants différents

Auteurs. (Zygoyiannis et al, 1997)………………………………......................

Tableau 11 : Influence du « flushing » sur le taux d’ovulations et de prolificité chez

Les brebis (limousine) synchronisées par des éponges vaginales et associées à

400 UI de PMSG (Oujagir et al, 2011) …..………................................................

Tableau 12 : Fertilité, prolificité et fécondité des brebis (Caussenardes) et

(Limousines) témoins ou traitées avec la mélatonine et luttées naturellement.

(Chemineau et al, 1991)……………..…………………………………………….

Tableau 13 : Effet de différents traitements sur la fécondité de brebis de la race ............

(Mérnios) (Lindsay et al; 1982)…………...............................................................

Tableau 14 : Régimes alimentaires des différents lots (Dove, 2002)………………………..

Tableau 15 : Résultat de la lutte en fonction du régime alimentaire avant et après la lutte chez

25

37

40

52

56

57

60

63

67

70

75

82

82

83

83

la brebis (Dove, 2002)…………………………………………………….………

Tableau 16 : Influence de la PMSG sur la fertilité après traitement progestatif et sur la

fertilité naturelle des brebis (Laucone) en saison sexuelle (Belkasmi et al; 2010).

Tableau 17 : Fertilité, prolificité et fécondité des brebis mises en lutte de printemps après

traitement hormonal associé ou non a un flushing (Lassoued ; 2011)……………

Tableau 18 : Action du bélier sur le taux d'ovulation la brebis de race (Mérinos)

(En mois de Mai) (Lassoued ; 2011)………..…………….....................................

Tableau 19 : Comparaison de l'effet bélier et de l'injection de PMSG en fin de traitement de

synchronisation par les éponges chez la brebis de race (Berrichonnes) (En mois

de juin) (Besselievre; 1981)………………………………………………………

Tableau 20 : Importance du moment d'introduction des béliers sur la fertilité et la prolificité

des la brebis de race (Tarasconaise) traitées aux progestagènes

(en mois de Février) (Besselievre, 1981)……………….…………………………

Tableau 21: Fertilité, prolificité et fécondité des brebis du lot témoin et celles traitées avec la

mélatonine après la lutte naturelle (Cheminau, 1991)…….…………………......

Tableau 22 : Une augmentation de fécondité et de prolificité entre le lot témoin et ceux

traités après I.A (Cheminau, 1991)……..…………………………………….....

Tableau 23: Le taux de fertilité et de prolificité obtenue par un traitement avec la

prostaglandine et la progestérone associé à la PMSG chez la brebis de race

(Menze) Ethiopiennes (Mukasa-Mugerwa, 1992)………………………………….

Tableau 24: Relation entre le poids vif et la mortalité embryonnaire chez la brebis

(Therier, 1984)…………………………………………………………………….

Tableau 25 : Variation de la dose de PMSG en fonction de l'état physiologique des brebis

(Gounis, 1989)……………...……………….........................................................

Tableau 26 : Effet la dose de PMSG après traitement progestatif sur l'intervalle fin de

traitement- apparition de l'œstrus (heure).

(Manuer Revena et al, 1972)……..........................................................................

Tableau 27 : Effet du traitement progestatif et de la dose de PMSG sur le taux d'ovulation

(GOUNIS, 1989)…………….................................................................................

Tableau 28 : Effet de l’interaction race/dose de PMSG sur le taux d’ovulations.

(Gounis, 1989)………………………………….................................................

Tableau 29 : Comparaison des effets des différentes doses de PMSG sur la fertilité

et la prolificité chez la brebis de race (Rembi) (Niar, 2001)……………………

Tableau 30 : Comparaison des principaux traitements d'induction/ synchronisation

de l'œstrus chez la brebis…………………………………………………….........

Tableau 31 : Doses de PMSG utilisées dans les élevages français lors du traitement

progestatif avec éponge vaginale. (Cognie et Baril, 2011)…………...….............

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Tableau 32 : Le pourcentage d’embryons transférables obtenus chez des brebis

Lacune superovulées avec 20 mg de pFSH et inséminées in utérus, selon le

moment d’insémination artificielle. BREBBION et al, 1992)………………..

Tableau 33 : Pourcentage d’œufs divisés chez la brebis et la chèvre en fonction du

nombre d’inséminations cervicales réalisées et du nombre de spermatozoïdes

mis en place par femelle. (VALLET et al, 1991 ; BREBION et al, 1992)….

Tableau 34 : Nombre de spermatozoïdes (x105) utilisés par femelle donneuse selon la

méthode d’insémination artificielle. (BARIL et al, 1989 ;

VALLET et BARIL, 1990 ; BREBION et al, 1992)…………………………

Tableau 35 : Préparation du milieu Phosphate buffered saline (PBS). (BARIL et al,

1993)………………………………………………………………………………..

Tableau 36 : Pourcentage d’œufs récoltés par voie cervicale chez les ovins et

caprins. (SOONEN et al, 1991 ; FLORES-FOXWORTH, 1992)………….....

Tableau 37 : Pourcentage d’œufs récoltés selon la technique. (SOONEN et al, 1991;

FLORES-FOXWORTH, 1992)……………………………..………………..

Tableau 38 : Effet de la répétition de la collecte par voie chirurgicale sur le taux

d’œufs récoltés. (TORRES et SEVELLEC, 1987 ; SENLIS, 1990)………….

Tableau 39 : Pourcentage d’œufs récoltés par endoscopie chez la brebis et la chèvre selon

le numéro d’ordre de la collecte. (McKELVY et al, 1986 ; VALLET et al,

1987)……………………………………………………………….................

Tableau 40 : Stade de développement des embryons de brebis et de chèvres,

collectée à différents moments après le début de l’oestrus.

(Cognie et al, 2003)……………………………………………….……………

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Partie Expérimentale :(Partie A)

Tableau 41: Récapitulatif des événements de l’essai…………………………………………..

Résultats. (Partie A)

Tableau 42: Résultats enregistrés dans les différentes portées des 04 lots……………...……..

Tableau 43 : Poids moyen des agneaux à la naissance en fonction de la taille de la portée..........

Tableau 44 : Paramètres de reproduction obtenus dans les quatre lots………………………...

Tableau 45 : Résultats des tests du Khi-deux………………………………………………….

Tableau 46 : Degrés de signification (p) obtenus dans la comparaison des taux de fertilité

moyen par rapport aux doses de PMSG utilisées………………………...………..

Tableau 47 : Analyse de la variance (α = 0.05)………………………………………………...

Tableau 48 : Résultats du test HSD de Tukey pour la comparaison des moyennes

(=0,05)…………………………………………………………………………..

Tableau 49 : Analyse de la variance (α = 0.05)………………………………………………...

Tableau 50 : Résultats du test HSD de Tukey pour la comparaison des moyennes

(=0,05)…………………………………………………………………………..

Partie Expérimentale :(Partie B)

Tableau 51 : Récapitulatif des événements de l’essai…………………………………….........

Résultats. (Partie B)

Tableau 52 : Intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus pour les brebis

des trois lots…………………………………………………………………..

Tableau 53 : Résultats du traitement statistique des intervalles "retrait des éponges apparition

de l’oestrus" obtenus au cours de l’essai…………………………………………..

Tableau 54 : Analyse de la variance (=0,05)……………………………………………........

Tableau 55 : Degrés de signification’ (p) obtenus dans la comparaison des intervalles moyens

par rapport aux doses de PMSG utilisées (=0,05)…………………………..

Tableau 56 : Distribution des intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus

au cours de l’essai par lot en fonction des classes définies par rapport à la moyenne,

la médiane, le minimum et le maximum……………………………………………..

Tableau 57 : Effet du traitement de PMSG sur les paramètres de reproduction………………

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140

Tableau 58 : Résultats des tests du Khi-deux………………………………………………

Tableau 59 : Degrés de signification (p) obtenus dans la comparaison des taux

de fertilité par rapport aux doses de PMSG utilisées………………………….

Tableau 60 : Analyse de la variance (=0,05)……………………………………………...


de fécondité moyen par rapport aux doses de PMSG utilisées……………….

Tableau 62 : Analyse de la variance (=0,05)……………………………………………...


de prolificité moyen par rapport aux doses de PMSG utilisées……………….

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143

143

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145

FIGURES.

Bibliographie.

Figure 1: Système reproducteur de la brebis (Barone, 2010)…………………………………

Figure 2: Appareil génital de la brebis (Barone, 2010)………………......................................

Figure 3: Répartition des fréquences de durée cycle œstral selon l'âge. (Dirand, 2007)…….

Figure 4: Les signes de l’œstrus chez la brebis. (Gordon, 1997)………..…………………...

Figure 5: Les principales étapes de la croissance folliculaire (Monniaux et al, 1999)……….

Figure 6: Structure de l’ovaire à travers le cycle. (Hansen, 2005)………………………..........

Figure 7: Représentation schématique des régulations hormonales de l’axe

hypothalamo-hypophyso-ovarien chez la femelle. (HENSEN ; 2005).....................

Figure 8: Evolution des concentrations hormonales au cours du cycle sexuel de la

brebis. (Boukhliq; 2002)………………………………………...............................

Figure 9 : Taux de différentes hormones durant le cycle chez la brebis.

(INRA production animale, 1988.)………………………….……………………….

Figure 10: La régulation photopériodique du cycle annuel de reproduction chez la

brebis (Malpaux et al. 1996)……..……………………….....................................

Figure 11: Fréquence des mises en fonction de l'anoestrus saisonnier.

(Bonnes et al, 1988)………………………………………………………………

Figure 13: Décharge de la LH chez les brebis traitées avec la FGA + PMSG

(Brice et al, 1995) …………………………………...............................................

Partie Expérimentale :(Partie B)

Figure 14 : Pratique de la vasectomie des béliers destinés à la détection des chaleurs…….

Résultats.

Figure 15: Intervalle « Retrait d’éponges – Apparition d’oestrus »………………………..

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LES PHOTOS.

PHOTO 1 : Méthode de lutte libre……………………………...…………………………...

PHOTO 2 : Méthode de lutte en main……………………….................................................

PHOTO 3 : Méthode de lutte en lots………………………………………………………...

PHOTO 4 : Insémination artificielle. (Baril et al, 1993)………………………………….…

PHOTO 5 : Pose d’éponge………………………...……………………………………….

PHOTO 6: Femelles retenues pour l’expérimentation……………………………………...

PHOTO 7: Matériel de récolte...............................................................................................

PHOTO 8: Préparation de la donneuse pour la laparotomie……………………………….

PHOTO 9: Technique de récolte…………………………………………………………...

PHOTO 10 : Récolte des embryons………………………………………………………...

PHOTO 11 : Transplantation embryonnaire………………………………………………..

PHOTO 12 : Dénombrement des corps jaunes……………………………………………..

PHOTO 13 : Choix de l’embryon à transférer au frais……………………………………..

PHOTO 14 : Examen échographique de la receveuse à J40………………………………...

PHOTO 15 : Examen échographique de la donneuse à J40………………………………...

PHOTO 16 : Examen échographique à J90…………………………………………………

PHOTO17 : Agnelage de la donneuse et receveuse………………………………………..

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Liste des abréviations

GnRH : Gonadotropin Releasing Hormonal.

LH : Lutéotropic Hormone.

LHp : Lutéotropic Hormone Porcine .

FSH : Folliculo-Stimulating Hormone.

FSHp : Folliculo-Stimulating Hormone Porcine.

PMSG : Pregnant mare serum gonadotrophin.

ECG : Equine Chorionic Gonadotrophin.

PGF2α : Prostaglandine F2 α.

E2 : Œstrogène.

P4 : Progestérone.

LTH : Prolactine.

MAP : Médroxyprogestérone.

CAP : Chlormadione.

FGA : Acétate de Fluorogestone.

HSA : Serum Albumin Humaine.

TGF : Transforming Growth Factor.

EDF : Erythroid differenciation Factor.

RH : Releasing Hormone.

PBS : Solution bisodique.

SVF : Sérum de veau fœtal.

I.A : Insémination Artificielle.

T.E : Transfert embryonnaire

U.I : Unité Internationale.

UF : Unité Fourragère.

JC : Jours courts.

JL : Jours Longs.

Mm : Millimètres.

μ : Micron.

Ng : Nanogramme.

Kg : Kilogramme.

PV : Poids Vif.

ml : Millilitre

IM : Intramusculaire.

IV : Intraveineuse.

SC : Sous-cutanée.

P : Probabilité.

α : Représente les 5% de possibilité d'erreurs

(Etude Statistique)

INTRODUCTION

22

Face à une population de 37,8 millions d’habitants (O.N.S, 2012), qui ne cesse d’augmenter ;

l’Algérie doit faire face à d’importants besoins en produits animaux, et particulièrement en

viandes. Actuellement, le cheptel ovin estimé à 21 404 584 millions (O.N.S. 2009) représente

le premier fournisseur de viande rouge et cette production demeure faible par rapport à ses

potentialités.

En Algérie, l’élevage extensif nomade en zone steppique et saharienne représente 70% de

l’effectif national et celui semi extensif sédentaire sur les hauts plateaux céréaliers, le tell et le

littoral le reste (MADR, 2006).

Le mode d'élevage pratiqué se caractérise par :

- L'insuffisance des ressources alimentaires, surtout dans les parcours steppiques où se

situe la plus grande concentration ovine, avec le plus souvent un nomadisme fonction

de la disponibilité fourragère laquelle est tributaire des conditions climatiques.

- La reproduction naturelle, non contrôlée que ce soit pour la charge bélier/brebis, la

sélection, l'âge de mise à la reproduction ou l'âge à la réforme.

- Les mauvaises pratiques d’élevage conséquentes au faible niveau de technicité des

éleveurs (Mamine, 2010).

La rentabilité de l’élevage ovin se mesure par la productivité de son troupeau, la fertilité et la

prolificité qui ont l’impact le plus important. Les taux de fertilité et de prolificité de la brebis

de race Rembi sont de 50% et de 105%, respectivement lors de la lutte du printemps (Niar,

2001). Les traitements de synchronisation des chaleurs et de superovulation, très utilisé dans

les systèmes d’élevage de la rive nord méditerranéenne, ont permis l’amélioration de la

productivité et les conditions de travail de l’éleveur (El Amiri, 2010). L’amélioration de ces

paramètres devient alors une priorité afin de rentabiliser cette production de viande ovine.

En Algérie, ces techniques ne sont pas très répandues à cause de multiples facteurs parmi

lesquels leur inadaptation aux modes de fonctionnement des différents systèmes d’élevage où

la productivité des troupeaux reste compromise car elle est due essentiellement à la surcharge

des animaux par hectare, l’absence de sélection et la mauvaise conduite de la reproduction

même si l’on constate une amélioration du suivi sanitaire.

INTRODUCTION

23

Devant ce constat, il devient impératif d’apporter notre contribution dans l’amélioration de la

productivité de notre cheptel ovin. Les objectifs fixés dans la présente étude se résument à :

1. L’étude de l’effet des traitements hormonaux sur les performances de reproduction

des brebis de race Rembi pendant la période de faible activité sexuelle.

2. La détermination de l'intervalle "retrait d'éponges - apparition de l'oestrus" en vue

de réaliser des inséminations artificielles à des moments prédéterminés.

3. L'application d’un traitement hormonal de superovulation suivi de transfert

embryonnaire.

PARTIE

BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I

GENERALITES SUR L’ELEVAGE

OVINS EN ALGERIE.

CHAPITRE I. Généralités sur l'élevage ovin en Algérie.

52

1. Aperçu sur l'élevage ovin en Algérie :

L'évolution globale des effectifs du cheptel ovin a été marquée sensiblement, depuis un demi-

siècle, par désordre qui relève de certains facteurs inhérents au développement, la progression

et l'intensification de la céréaliculture vers la steppe et avec un système pastoral implanté dans

des zones arides ou semi arides qui est caractéristique de la société nomade pratiquant des

mouvements de transhumance avec une utilisation extensive des parcours sur de longues

distances et un usage de terres dont l’accès est plus au moins réglementé et collectif. Ainsi

l’alimentation des ovins est largement basée sur la valorisation des « Unités fourragères

gratuites ». (Rondia, 2006)

Il est difficile de connaître avec précision l'effectif exact du cheptel ovin national. Le système

de son exploitation, principalement nomade et traditionnel, ne le permet pas. Selon les

statistiques du Ministère de l'Agriculture, l'effectif ovin a été estimé à environ 21,4 millions

de têtes en 2009 (Cf. tableau 1) (O.N.S. 2009).

Tableau 1 : Evolution de l’effectif du cheptel de 2001 à 2009

Race 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009

Ovin 17298790 17 298 790 17502790 18293300 18909110 19615730 20154890 19946150 21404584

Source : MADR « série E »

Le cheptel évoluant en milieu steppique représente 80% de l'effectif national. La charge

animale pratiquée actuellement est d'environ 1 ha pour une tête pour l'ensemble des parcours

palatables, ce qui montre une très forte exploitation des terrains de parcours (Kanoun, 2007).

Cette charge varie selon : les régions, l'importance des parcours et la concentration du cheptel.

Région Ouest: 1 ovin /04 Ha

Région centre: 1 ovin/ 1,7 Ha

Région Est: 1 ovin/0,2 Ha

Actuellement, cet espace fragile de par l'aridité de son climat et sa sensibilité aux facteurs de

dégradation des parcours sous l'effet de différentes causes a comme conséquences la

diminution du couvert végétal, la réduction des espèces d'intérêt pastoral se traduisant par la

faiblesse de l'offre fourragère des parcours, estimée à 1 Milliards d'UF (soit l'équivalent de 10

millions de quintaux d'orge) qui ne peut satisfaire que 25% des besoins alimentaires du

cheptel ovin (HCDS, 2006).


52

2. Principales races.

2.1. Race Ouled Djellal.

C’est la plus importante et la plus intéressante des races ovines algériennes. C'est une race

entièrement blanche, à laine et queue fine, à taille haute, à pattes longues, apte pour la marche.

Elle craint cependant les grands froids. C'est une excellente race à viande. Le bélier pèse 80

kg et la brebis 60 kg, Elle a comme berceau le centre et l'Est algérien, vaste zone allant de

l'Oued Touil (Laghouat-Chellala) à la frontière tunisienne (Dekhili et Aggoun, 2007).

Cette race est subdivisée en trois (Lafri, 2011) :

- Ouled Djellal proprement dite qui peuple les Zibans, Biskra et Touggourt. C'est

l'espèce la plus adaptée à la marche. Elle est communément appelée la

«Transhumante»,

- Ouled Nail qui peuple le Hodna, Sidi Aissa, M'sila, Biskra et Sétif. C'est le type le

plus lourd, elle est communément appelée « Hodnia »,

- Chellala qui peuple la région de Laghouat, Chellala et Djelfa, c'est l'espèce la plus

petite et la plus légère de la race Ouled Djellal.

Les performances de reproduction données Dekhili et Aggoun (2007), sont comme suit:

o Age au premier oestrus (chaleur): Agnelle fécondée 8 à 10 mois.

o Saisonnalité de l'oestrus: Deux saisons: avril-juillet et octobre-novembre.

o Mise à la lutte: 18 mois, (Ténia) 35 kg.

o Première mise bas: 24 mois.

o Intervalle entre deux agnelages: 11-12 mois.

o Fécondité: 93%.

o Prolificité: 110%.

o Productivité au sevrage: 70% en élevage nomade, 80% en élevage sédentaire.

o Longévité: Brebis: 10 ans, Bélier: 12 ans.

2.2 Race Hamra ou Race Béni-ighil.

Cette race originaire de l'Est du Maroc est de bonne conformation; sa viande est d'excellente

qualité. La taille est plus petite que celle des races arabes, et correspond à une adaptation au

milieu de vie qui est l'immensité plate de la steppe sans relief, soumise aux grands vents. Elle

pâture les parcours steppiques à armoise (chih) principalement et à alfa en second lieu. Dans

les dépressions (Dayas), on trouve du Lygium sparthum (sennag). (ITEBO, 1996).


52

On assiste aujourd'hui au remplacement de la race Béni-Ighil très rustique et adaptée au

pâturage steppique par la race Ouled Djellal plus prolifique et d'un apport plus rentable en

viande. En effet, "Un broutard de 12 mois de la race Béni-Ighil équivaut en poids à un agneau

de 4 mois Ouled Djellal". L'une des causes de ces mutations est le pillage organisé de

certaines races très prisées, telles que la race Ouled Djellal, vers les pays voisins où elles sont

cédées à des prix dérisoires (Abdelguerfi et Laouar, 1999).

D'après Abdelguerfi et Laouar (1999), les performances de cette dernière sont:

o Age de la brebis au premier oestrus: 12 mois.

o Age au premier agnelage: 18 mois.

o Fécondité: 90%.

o Prolificité: 110 à 120%.

o Nombre d'agneaux au sevrage pour 100 brebis (mise à la lutte): 75% à 80%.

o Longévité: 8 à 10 ans pour les brebis. 10 à 12 ans pour les béliers.

2.3. Race Rembi.

Le mouton Rembi, est issu d’un croisement entre le Mouflon de Djebel AMOUR (appelé

également LAROUI) et la race Ouled Djellal. Son aire originale d’expansion est représentée

par la zone allant d’Oued Touil à l’Est au Chott Chergui à l’Ouest et de Tiaret au Nord à

Aflou et EL Bayadh au Sud. Mais, actuellement on retrouve le mouton Rembi sur l’ensemble

des zones steppiques (Niar, 2001).

La race Rembi est haute sur pattes. La hauteur au garrot dépasse les 75cm. C’est une race à

forte dentition résistante à l’usure, lui permettant de valoriser les végétations ligneuses et de

retarder jusqu’à 9 ans l’âge de réforme. Elle est bien adaptée aux zones d’altitudes.

Ce mouton à tête rouge ou brunâtre et robe chamoise est le plus gros ovin d'Algérie. Le bélier

pèse 90 kg et la brebis 60 kg (CN AnRG, 2003). Cette race est particulièrement rustique et

productive; elle est très recommandée pour valoriser les pâturages pauvres de montagnes, et

les pâturages ligneux de l'Atlas Saharien (Niar, 2001).

Les performances reproductives sont:

o Age au premier oestrus: 12 mois.

o Saisonnalité d'oestrus: Avril-Juillet (printemps) et de septembre à décembre

(automne).

o Age au premier agnelage: 17 à 18 mois.

o Fécondité: 95%.

o Prolificité: 110%;


52

o Nombre d'agneaux au sevrage pour 100 brebis: 80%.

o Longévité: brebis: 9 à 10 ans, bélier 10 à 12 ans.

Les productivités numérique et pondérale sont les plus élevées comparativement aux races de

la steppe. Les poids des animaux aux différents âges sont supérieurs de 10 à 15% de ceux de

la race Ouled Djellal. Une sélection en masse et une augmentation de ses effectifs en race

pure paraissent indispensables à brève échéance pour maintenir ce patrimoine génétique

(Lafri, 2011).

3. Races secondaires.

3.1. Race Berbère.

C'est une race des montagnes du Tell (Atlas-Tellien d'Afrique de Nord), autochtone, de petite

taille à laine mécheuse blanc brillant. Le mouton Berbère constitue probablement la

population ovine la plus ancienne d'Afrique du Nord, vraisemblablement issue de métissage

avec le mouflon sauvage. Elle est aussi appelée Chleuh, Kabyle ; Son aire d'extension

rustique, résistant au froid et à l'humidité, il est élevé traditionnellement dans les vallées

froides et dans les montagnes boisées bien arrosées. Le caractère pastoral très extensif de cet

élevage en montagnes explique les productivités numériques et pondérales inférieures à celles

des races élevées en systèmes agricoles (Boukhliq, 2002).

Les performances de cette race sont:

o Lutte: la femelle est mise à la lutte entre 12 et 18 mois et elle met bas pour la première

fois entre 17 et 23 mois.

o Prolificité: 110%.

o Fécondité des brebis âgées: 90%.

o Résultats au sevrage: 60% (Nombre d'agneaux).

o Longévité: 11 ans pour la brebis, 12 ans pour le bélier.

3.2. Race D'men.

Il parait morphologiquement avec un squelette très fin à côtes plates. De petit format. La

toison est généralement peu étendue. Le ventre, la poitrine et les pattes sont dépourvus de

laine. Les cornes sont absentes, parfois des ébauches peuvent apparaître chez le mâle, mais

qui finissent par tomber. L'absence de cornage est un caractère constant chez les deux sexes.

La queue est fine et longue à bout blanc. La très grande hétérogénéité morphologique de la

D'men, laisse apparaître trois types de populations:

o Type noir acajou, le plus répandu et apprécié.

o Type brun.

o Type blanc.


52

Les trois types présentent des queues noires à bout blanc et des caractères de productivité ne

signalant aucune différence significative. Cette race saharienne est répandue dans les oasis du

sud Ouest Algérien: Gourara, Touat, Tidikelt et va jusqu'à El Goléa à l'est et se prolonge dans

les zones désertiques au sud de Bechar sous le nom de Tafilalet ou D'men (Derqaoui et al,

2009).

3.3. Race Barbarine.

C'est un animal de bonne conformation, de couleur blanche, sauf la tête et les pattes qui

peuvent être bruns ou noirs. La toison est fournie, les cornes sont développées chez le mâle et

absentes chez la femelles. La queue est grasse, d’où l'appellation de mouton à queue grasse ou

mouton de Oued-Souf. Son aire de répétition est limitée à l'Est Algérien par l'erg oriental à

l'Est de l'Oued Rhigh et dans les régions avoisinantes de la frontière Tunisienne. Cette race est

remarquablement adaptée au désert de sable et aux grandes chaleurs estivales (Brahmi, 2011).

3.4. Race Sidahou (Targui).

C'est la seule race Algérienne dépourvue de laine, mais à corps couvert de poils, la queue

étant longue et fine. Cette race se trouve dans le grand Sahara Algérien allant de Bechar et

passant par Adrar jusqu'à Djanet. On qualifie cette race de résistance au climat Saharien et

aux grandes marches. C'est ainsi qu'elle est la seule race qui peut pâturer les étendues du

grand Sahara (Berchiche et al, 1993).

Les performances de cette race sont:

o Production d'agneaux au sevrage: 70 à 80%.

o Les Targui vivent jusqu'à 12 ans pour les brebis et 14 ans pour les béliers.

o Les brebis sont réformées à 7 ans et les béliers à 8 ans.

La conformation est mauvaise, toutefois il serait recommandé d'éviter la perte d'un patrimoine

génétique qui a fait preuve d'adaptation aux conditions les plus rudes (ITEBO, 1996).

4. Pratique de l'élevage semi-intensif en Algérie.

4.1. Zones d'élevage du semi-intensif.

Pratiqué au niveau des plaines céréalières (CN AnRG, 2003), le tell et le littoral.

4.1.1. Caractérisation de l'élevage en semi-intensif.

Ce type d'élevage est caractérisé par une utilisation modérée représentée essentiellement par

les aliments et les produits vétérinaires. Le système semi-intensif constitue un élément clé du

système agraire de cette zone et qui se caractérise par la complémentarité

céréaliculture/élevage ovin. En plus du pâturage sur jachères (très répandu dans la région) et


03

sur résidus de récoltes, les animaux reçoivent un complément en orge et en foin (CN AnRG,

2003). Pour l'élevage sédentaire des hauts plateaux à céréales le troupeau reçoit une

complémentaire en paille (T'ben) à la bergerie dans les comités de gestion, et en le lâchant

autour d'une meule de paille chez les éleveurs privés des Douars. Par ailleurs, les éleveurs,

grands ou petits propriétaires de troupeaux, utilisent régulièrement les produits vétérinaires

pour les troupeaux sédentaires, traitement sanitaire complet dans les comités de gestion, et

traitement de clavelée (Djedri) et la gale (Djerab) dans les élevages privés de Douar. Selon le

même auteur l'abri est en dur dans les comités de gestion et en Z'riba qui est constitué d'un

appentis en Diss ou branches avec courette en pierres sèches pour les élevages privés du

Douar (CN AnRG, 2003).

CHAPITRE II

ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DU

SYSTEMES REPRODUCTEUR DE

LA BREBIS.

CHAPITRE II. Anatomie et physiologie.

23

1. Système reproducteur de la brebis.

L'appareil génital de la brebis, situé dans la cavité abdominale, peut être divisé en six parties

principales: la vulve, le vagin, le col de l'utérus, l'utérus, l'oviducte et les ovaires (Figure 1).

Les dimensions du système reproducteur varient d'une brebis à l'autre (Barone, 2010).

Figure 1. Système reproducteur de la brebis (Barone, 2010)

1.1. Vulve.

La vulve est la partie commune du système reproducteur et urinaire. On peut distinguer

l'orifice externe de l'urètre provenant de la vessie s'ouvrant dans la partie ventrale, qui marque

la jonction entre la vulve et le vagin. Les lèvres et un clitoris très court constituent les autres

parties de la vulve (Barone, 2010).

1.2. Vagin.

Avec une longueur de 10 à 14 cm, le vagin constitue l'organe de l'accouplement. Son

apparence intérieure change en fonction du stade du cycle sexuel. L'orsqu'une brebis est en

chaleur, le vagin contient un fluide plus au moins visqueux, sécrété par le col de l'utérus, et sa

muqueuse prend une coloration rougeâtre, causée par l'augmentation de l'irrigation sanguine.

Les brebis dont le vagin est plutôt sec et couleur pâle ne sont probablement pas en chaleur.

Ce phénomène peut facilement être observé lors des inséminations. Chez l'agnelle, une mince

membrane obstrue partiellement le vagin, l'hymen, qui est perforé lors du premier

accouplement (Baril et al, 1998).


22

1.3. Col de l'utérus (cervix).

Le col de l'utérus représente le lien entre le vagin et l'utérus et est, en quelque sorte, la porte

d'entrée de l'utérus. Il mesure entre 4 et 10 cm de long et est constitué d'environ 5 à 7 replis

fibreux, les anneaux cervicaux, fortement imbriqués les uns dans les autres de façon à

fermement obstruer le passage. A l'extrémité communiquant avec le vagin, le cervix se

termine par un repli de tissu fibreux appelé os cervical. La forme et la position de l'os cervical

varient considérablement d'un animal à un autre. Le rôle du cervix est d'isoler l'utérus du

vagin et donc de l'environnement extérieur, limitant ainsi les possibilités d'infection.

Le cervix demeure habituellement fermé sauf au moment de la parturition. Cette

caractéristique anatomique est particulière aux brebis et elle constitue un inconvénient majeur

en insémination artificielle. Ainsi, à cause des nombreux replis du cervix, il est très difficile

de traverser le col de l'utérus avec la tige d'insémination et de déposer la semence directement

dans l'utérus. Cette particularité chez la brebis limite l'atteinte de meilleurs résultats en

insémination, particulièrement avec la semence congelée (Castonguay, 1999).

1.4. Utérus.

L'utérus constitue l'organe de la gestation et son rôle est d'assurer le développement du fœtus

par ses fonctions nutritionnelles et protectrices. La première partie de l'utérus se nomme le

corps et a une longueur d'à peine 1 à 2 cm. L'utérus se divise ensuite en deux parties pour

former les cornes utérines d'une longueur de 10 à 15 cm. Les cornes utérines sont côte à côte

sur une bonne partie de leur longueur et leur partie libre, dirigée latéralement, s'atténue en

circonvolution. D'une largeur d'environ 10 mm, elles s'effilent vers l'oviducte où leur diamètre

n'est plus que de 3 mm; La paroi interne de l'utérus est constituée d'une muqueuse dans

laquelle on retrouve une multitude de vaisseaux sanguins, l'endomètre et le myomètre.

L'endomètre joue un rôle primordial dans la survie et le développement du fœtus pendant la

gestation. Les contractions du myomètre sont impliquées dans le transport des spermatozoïdes

vers l'oviducte et dans l'expulsion du ou des fœtus au moment de l'agnelage. La surface

interne de l'utérus présente des prolongements ressemblant à des champignons, les caroncules,

qui constituent les points d'attachement des membranes fœtales durant la gestation. Il y a entre

70- 100 caroncules dans un utérus de brebis (Barone, 2010).


23

1.5. Oviductes (trompes de Fallope).

Les oviductes sont de petits tubules pairs d'une longueur de 10 à 20 cm, prolongeant les

cornes utérines et se terminant par une sorte d'entonnoir : le pavillon de l'oviducte. Ce dernier

recouvre partiellement l'ovaire et capte les ovules provenant des ovaires lors de l'ovulation

pour les entraîner, grâce à la présence de cils et à l'aide de contractions musculaires, dans les

oviductes, site de la fécondation. Par la suite, le nouvel embryon formé se déplace vers

l'utérus, où se poursuit la gestation (Castonguay, 1999).

1.6. Ovaires.

Les ovaires sont de petits organes en forme d'amande (2 cm de longueur x 1 cm d'épaisseur)

dont le poids varie en fonction de l'activité ovarienne. Chaque femelle possède deux ovaires

qui ont pour fonctions de produire les gamètes femelles (ovules) ainsi que certaines hormones

sexuelles femelles, principalement la progestérone et les oestrogènes, qui maintiennent les

caractéristiques sexuelles et contrôlent partiellement plusieurs fonctions de reproduction.

(Figure 2) (Barone, 2010)

Figure 2 : Appareil génital de la brebis (Barone, 2010)


23

2. La physiologie de l’activité sexuelle de la brebis.

2.1. Puberté.

2.1.1. Définition.

La puberté est le moment où la femelle va manifester le premier œstrus associé à une

ovulation; elle correspond sur le plan physiologique à l'apparition des premières chaleurs et

du point de vue stéroїdogène, à la sécrétion d'œstrogènes, ce qui suppose une lise en route

préalable du contrôle central «hypothalamo-hypophysaire» permettent une stimulation de

l'activité des ovaires (Thibault et Levasseur, 1980 ; Hamidallah, 2007).

Cependant il faut la différencier de la maturité sexuelle, qui est l'âge auquel l'animal est

capable d'exprimer son potentiel de production complet. Par conséquent si les animaux sont

mis à la reproduction trop tôt, de faibles performances reproductives sont à atteindre, de

même qu'un risque supplémentaire de problèmes de parturition est engendré (Craplet et

Thibier, 1984; Bouix et al, 1985 ; Nicolino, 2001).

2.1.2. Âge à la puberté.

L'éveil de la puberté chez la femelle se produit à l'âge de 6 à 7 mois en moyenne. Certains

facteurs peuvent influencer son apparition, notamment l'alimentation, la race et la saison

(Pinedahn, 1987 ; Casey, 2012).

Alimentation: L'alimentation peut agir comme un régulateur important de la

reproduction. Ce fait est clairement illustré chez la brebis, qui peut montrer des variations du

moment d'apparition de la puberté dues à des modifications du niveau de nutrition (Lanson et

al, 1991; cités par Figueiredo, 1996)

En effet, le niveau alimentaire dont bénéficient les jeunes animaux durant leur croissance joue

un rôle important dans l'apparition plus au moins précoce de la puberté. Un jeune

reproducteur, mâle ou femelle doit être alimenté convenablement car une sous alimentation,

en perturbant la croissance, entraîne un retard de la puberté (Mamine, 2010).

Johnson et al (2011) ont montré qu'une sous alimentation stricte empêche l'ovulation chez

l'agnelle en altérant le mécanisme contrôlant la sécrétion de la GnRH (Gonadotropin releasing

hormone) et la production à haute fréquence des pulses de LH (Luteotropic hormone) qu'ils

induisent.

La race: Les races rustiques se reproduisent plus tôt que les races améliorées, ainsi

des agneaux de race «Romanov» âgés de 3 mois et demi à 4 mois sevrés ont réussi à féconder

des brebis et des agnelles. (Robinson, 1988).


23

La saison: La puberté ne peut se manifester que pendant la saison de reproduction,

l'âge à la puberté peut donc dépendre très largement du mois de naissance. Des agnelles nées

en Avril-mai expriment leurs pubertés dés que cela est possible, à l'âge de 6 mois en octobre

et novembre, période normale de reproduction ; mais cette première saison sexuelle est très

courte. Celles nées en juin-juillet ne pourront l'exprimer qu'à l'automne de l'année suivante,

d'autres facteurs tels que le niveau alimentaire et l'effet mâle peuvent moduler ces interactions

pour avancer ou retarder l'apparition du 1er

œstrus (Chanvallon et al, 2011).

2.1.3. Poids à la puberté.

Le poids et la conformation de l'agnelle sont des facteurs importants pour déterminer le

moment où la puberté est atteinte (Susana et al, 2005). La puberté est achevée presque en fin

de croissance et elle est acquise quand le jeune atteint 60 à 70% de son poids adulte (dit: poids

critique). Le poids critique dépend de l'âge et de l'alimentation de l'agnelle (Adas, 2010).

3. Maturité sexuelle chez la brebis.

C'est l'âge où l'animal est capable d'exprimer son potentiel de production complet, il dépend

du facteur génétique et du milieu, tels que le développement corporel de l'agnelle et la saison

de naissance (Hamra et Brayant, 1982).

3.1. Influence du développement corporel sur la maturité sexuelle.

Selon Hamra et Bryant, (1982), il existe une corrélation étroite entre le développement

pondéral de l'agnelle et l'âge de mise en reproduction. En effet, ils ont évalué le poids de mise

à la reproduction des brebis et ils signalent que le poids des agnelles à la puberté n'a qu'un

effet statique sur la précocité sexuelle, c'est-à-dire qu'ils ont démontré que la régularité du

développement corporel de l'agnelle jusqu'à la puberté est essentiel pour une précocité

sexuelle adéquate, alors que les agnelles sous alimentées en phase de croissance et ramenées

en bon état juste avant la première lutte ont un taux d'œstrus à la puberté significativement

inférieure. Cette relation a été confirmée par Caraty, (2007) et Demers el al, (2011).

3.2. Influence de la race sur la maturité sexuelle.

En supprimant l'effet de la saison de naissance, autrement dit, si les agnelles auraient l'âge

précoce à la puberté pendant la saison sexuelle qui suit leur naissance, nous constatons des

différences raciales. Les résultats sont résumés dans le Tableau 2.

http://endo.endojournals.org/search?author1=A.+Caraty&sortspec=date&submit=Submit


23

Tableau 2: Pourcentages d'agnelles présentant des chaleurs à 6 mois d'âge chez différentes

races ovines (Meyer et al, 2004)

Race Pourcentage d'agnelles nées au printemps et présentant des chaleurs à l'automne

Romanov

Bérrichon de chair

Bleu de Maine

Téxél

D'man

Ouled.Djellal

100% (conditions expérimentales)

50% ( ,, ,, )

60% ( ,, ,, )

30% ( ,, ,, )

Peuvent être fécondées à 5 mois avec une bonne préparation corporelle.

Fécondation en steppe de 15 à 18 mois d'âge

3.3. Influence de la période de naissance sur la maturité sexuelle.

Chez les races saisonnées, l'influence de la date de naissance est très importante. En effet, une

agnelle née durant la période de l'anœstrus saisonnier peut avoir son premier œstrus la saison

sexuelle suivante. Par contre, si elle naît après cette période, son premier œstrus n'apparaîtra

qu'à la deuxième saison sexuelle (15 mois). Par contre, chez les races dessaisonnées ou à

longue saison sexuelle, l'effet de la période de naissance n'est pas très important. (Ghozlane et

al, 2005). De l'étude des facteurs qui influencent la maturité sexuelle des brebis, nous pouvons

retenir que le plus important est la bonne préparation alimentaire des agnelles gardées pour la

production. En effet, la régularité de la croissance de ces agnelles leur assure un âge de mise

en reproduction précoce et des résultats d'agnelage à leur première lutte satisfaisante (Caraty,

2007).

4. Cycle sexuel chez la brebis.

4.1. Définition.

Le cycle sexuel est la manifestation de l'activité sexuelle cyclique des femelles, recouvre à la

fois le cycle ovarien et le cycle œstral (El Amiri et al, 2003).

La femelle non gestante possède une activité sexuelle cyclique à partir de la puberté. Cette

activité sexuelle se traduit par une succession d'événements précis se reproduisant à intervalle

constant et selon un rythme propre à chaque espèce; ceci est connu sous le nom du: cycle

sexuel. Par contre, le cycle œstral correspond à la période délimitée par deux œstrus

consécutifs; plus précisément, c'est l'intervalle entre le premier jour de deux œstrus ou

chaleurs consécutives (Castonguay, 2000).

4.2. Caractéristique du cycle d’œstrus.

4.2.1. Durée.

La durée du cycle sexuel est de 16 à 17 jours avec une variabilité de 14 à 19 jours Cependant,

en période de transition entre l'anœstrus et la saison sexuelle (à la fin de l'été), des cycles

courts de moins de 12 jours sont fréquemment observés.

http://endo.endojournals.org/search?author1=A.+Caraty&sortspec=date&submit=Submit


23

Il est courant que les premières ovulations de la saison ne s'accompagnent pas de

comportement d'œstrus, on parle de «chaleurs silencieuses» (Castonguay, 2006).

Comme chez les autres espèces, on divise le cycle œstral en deux phases: La phase folliculaire

(3 à 4 jours) et la phase lutéale qui dure environ (13 jours). Cette dernière est caractérisée par

la maturation du corps jaune et un fort taux de progestérone qui atteint un maximum aux

environs du 6ème

jour après l'ovulation. En fin de phase lutéale qui est de 13 à 15 jours chez la

brebis, la prostaglandine F2α (PGF2α) secrétée par l’utérus induit chez la femelle non

gestante la chute de la concentration de la progestérone, qui reflète la lutéolyse. (Baril et al,

1993). L’augmentation de l’œstradiol 17β secrété par les follicules en fin leurs croissance

induit le comportement d’oestrus et exerce un rétrocontrôle positif sur l’axe hypothalamo-

hypophysaire. L’accroissement de la sécrétion de GnRH due à cette stimulation entraîne une

sécrétion importante de FSH et de LH par l’hypophyse, appelée décharge, ou pic

préovulatoire. (Tillet et al, 2012).

L’intervalle entre le début de l’oestrus et le pic de LH varie selon l’espèce mais aussi selon la

race des femelles (Gonzalez-Stangnaro et al, 1984), de 18,4 ± 2,4 h chez la brebis Romanov et

de 7,6 ± 1,1 h chez la brebis Il de France (Vaillancourt et al, 2003). Le pic de LH provoque

l’ovulation 20 à 26 heures plus tard. Les cellules du follicule ayant libéré l’ovocyte se

transforment en cellules lutéales qui forment le corps jaune et secrètent la progestérone.

L’élévation de la concentration de cette hormone et son maintien à un niveau élevé pendant

14 jours chez la brebis constitue la phase lutéale. Durant cette période, la croissance

folliculaire se poursuit, mais la forte concentration de la progestérone freine l’activité de

décharge de la GnRH par l’hypothalamus bloquant ainsi l’ovulation jusqu'à la lutéolyse

suivante (Evans, 1987). La durée de l'œstrus varie avec l'âge, la race et la saison, allant de 18

à 72 heures, la moyenne se situe aux alentours de 36 heures (Figure. 3) L'ovulation est

spontanée et survient 24 à 27 heures après le début de l'œstrus (Dirand, 2007).


23

Figure 3 : Répartition des fréquences de durée cycle œstral selon l'âge. (Dirand, 2007).


34

Tableau 3 : Chronologie du développement de l’embryon chez la brebis. (Torres et Sevellec,

1987)

Jours Différentes étapes avant et après

l’ovulation

Temps après le début de

l’oestrus (heures)

J0 Début de chaleurs

Pic de LH

Accouplement ou insémination

0-12

J1 Ovulation

Fécondation

24-30

25-31

J2 Stade 2 blastomères (1er

division)

Stade 4 blastomères

56

60

J3 Stade 8 blastomères 72

J4 16 cellules : Morula 96

J5 48 cellules (16-76 cellules morula)

J6 Embryon 100 cellules : jeunes

blastocyte.

J7 200 cellules blastocyte.

J8 400 blastocyte sortant de la zone

pellucide.

J9 400 blastocyte sans zone pellucide.

J10 700 blastocyte en expansion.

J14 Premier contact entre les cellules du

trophoblaste et l’épithélium de

l’endomètre qui marque le début de

l’implantation.

IMPLANTATION

4.2.2. Modification du comportement.

L'œstrus est la période du cycle pendant laquelle la femelle présente un comportement

d'activité sexuelle et accepte le chevauchement par le mâle. Ce comportement est absent

pendant les autres périodes (phase lutéale du cycle, anœstrus, gestation). Comparée aux autres

ruminants, la brebis extériorise moins ses chaleurs. En présence d'un bélier, les brebis en

chaleurs cherchent le contact, reniflent leurs scrotums et présentent des mouvements rapides

de la queue. Si le bélier cherche à les saillir, elles restent immobiles aux chevauchements;

cependant, en l'absence de béliers ou avec un bélier inexpérimenté, les chaleurs peuvent

passer inaperçues (Evans, 1987; Henderson, 1991; Castonguay, 2000).

Son intensité est variable en fonction du type de femelle et de la saison:


34

En automne, la brebis est excitée, elle va devant le bélier, tourne autour de lui et

cherche à placer sa tête dans ces flancs et dans la région scrotale. A l'approche du

bélier, elle s'immobilise, tourne sur le coté et le regarde, agite la queue puis accepte le

chevauchement, des bêlements plus fréquents si le mâle est absent (Figure 4).

Au printemps, ce comportement est moins marqué et la brebis reste d'avantage dans le

troupeau. L'agnelle est agitée, curieuse, se porte beaucoup moins devant le bélier et

parfois fuit à son approche (Gordon, 1997).

Ces différences de comportements, associées à la moindre ardeur sexuelle du bélier au

printemps, expliquent d'une part la nécessité de limiter à cette époque le nombre de brebis par

bélier et d'autre part l'intérêt de faire lutter les agnelles séparément car si elles sont mélangées

aux brebis, le bélier risque de s'intéresser uniquement à ces dernières (Bonnes et al, 1988).

Ces signes apparaissent et disparaissent progressivement avec le début et la fin du

comportement d'oestrus. Ces événements sont responsables des modifications des

comportements alimentaires et de repos chez la femelle. Ces perturbations sont susceptibles

de diminuer la productivité des femelles, quelle que soit la méthode de lutte (I.A ou saillie

naturelle). La présence des mâles et les accouplements répétés sont capables de réduire la

durée de l'oestrus (Henderson, 1991).

La durée de l'oestrus dépend de la race. Dans une même race, cette durée peut varier

individuellement en fonction de nombreux facteurs comme la méthode de détection, le taux

d'ovulation, le régime alimentaire, l'âge, la saison et la présence du mâle (Boukhliq, 2002).

Cette durée de l’oestrus est influencée par l’âge des brebis et le mois de l’année. Elle est plus

courte chez les brebis de moins de 2 ans (23 ± 3,3 heures) que chez celles de 3 ans (33 ± 7

heures) ou 4 ans (32 ± 7 heures) et de janvier à avril (25,7 ± 4,7 heures) que de juillet à

décembre (32 ± 7 heures) (Aboul Naga et al, 1988).


33

Figure 4. Les signes de l’œstrus chez la brebis (Gordon, 1997)

4.2.3. Modification au niveau ovarien.

Le cycle ovarien correspond aux modifications histologiques siégeant au sein de l'ovaire et

caractérisé par l'alternance de deux phases successives:

La phase folliculaire qui s'achève à l'ovulation,

La phase lutéale qui s'achève au moment de la lutéolyse ou qui se poursuit par la

gestation.

a) Croissance et maturation folliculaire:

La durée moyenne de cette phase est de 3 à 4 jours qui correspondent à la croissance

folliculaire suivie de leur maturation. La maturation ne concerne que les follicules qui arrivent

aux stades terminaux, c'est-à-dire qui atteignent 5 à 8 mm de diamètre.


32

Chez les brebis, l'effectif folliculaire, principalement constitué par les follicules de la réserve

à la naissance est d'environ 160 000 (Thibaut et Levasseur, 2001).

Pendant la vie sexuelle active de la femelle de la plupart des mammifères, seules quelques

centaines de cellules sont émises par l'ovaire sous forme d'ovocytes; toutes les autres

disparaissent par le phénomène d'atrésie folliculaire. Le développement folliculaire est un

processus lent. Six mois sont nécessaires chez la brebis, pour aller du stade de follicule

primordial au stade préovulatoire (Zamiri, 2012).

Le développement des follicules est d'abord très lent; au stade terminal, une brutale

accélération se produit et donne lieu aux événements de sélection et dominance. La sélection

fait référence à un processus par lequel, parmi les nombreux follicules en croissance, seuls

arrivent au stade préovulatoire le nombre caractéristique de l'espèce. La dominance fait

référence à une situation créé par le follicule qui va ovuler, pendant cette période, ce follicule

continue à croître alors que le développement des plus petits est inhibé.

Dans ce processus de la croissance et maturation folliculaire, il faut insister sur l'importance

de l'atrésie. Celle-ci, en effet, affecte la majorité des follicules qui sont sortis de la réserve et

ont entamé leur croissance. Elle peut atteindre les follicules à n'importe quel stade de leur

développement. Durant les périodes prépubertaires et les périodes d'annonceurs, tous les

follicules sont amenés à dégénérer à un stade plus ou moins avancé de leur croissance.

Ainsi, en période d'acyclicité, tous les follicules s'arrêtent au stade préantral ou antral,

autrement dit avant d'atteindre le stade follicule de De Graaf. En période de cyclicité, un

nombre réduit de follicules poursuit sa croissance jusqu'à un stade très avancé (follicule de De

Graaf) et pour limiter le nombre de follicules qui vont ovuler en fonction de l'espèce, de la

race et autres, interviennent les processus de sélection et dominance (Karen, 2003). (Figure.

5)


33

Figure 5 : Les principales étapes de la croissance folliculaire. (Monniaux et al, 1999).

Par ailleurs, l'observation des ovaires par ultrasonographie a démontré l'existence de vagues

en ce qui concerne le renouvellement continu de la population des follicules chez la brebis

(Thibaut et Levasseur, 1991; Raviendra et al, 1993).

Les vagues se produisent au hasard entre les deux ovaires et ont lieu pendant la période pré-

pubertère, l'anoestrus saisonnier, le post-partum et le début de gestation. Les follicules

grandissant au cours de ces vagues sont identiques morphologiquement et en terme de

réceptivité à la LH, et au follicule ovulatoire de phase folliculaire (El Amiri et al, 2003).

b) Ovulation.

A la fin de la phase folliculaire se produisent les manifestations œstrales. Au cours de ces

dernières, le follicule dominant est capable de répondre à une élévation brutale et importante

de gonadotrophines par un remaniement complet de sa structure, conduisant à sa rupture et la

libération d'un ovocyte fécondable: c'est « l'ovulation ». Elle se produit entre la 24éme

et la

36éme

heure après le début des chaleurs (Castonguay, 2000).

Chez la brebis, le nombre d'ovulations est variable. Il est généralement de 1 à 2 ovules pour la

plupart des races, cependant certaines races telles: «La Finnoise, la Romanov» émettent entre

2 à 5 ovocytes (Derivaux et Ectors, 1989). Le taux d'ovulation peut varier avec l'âge, la

période de l'année et l'alimentation. La période séparant deux ovulations étant en moyenne de

2 heures (écart de 1h30 à 7h) (Hansen, 2010).


33

L'ovulation, ou la libération du ou des ovocytes de la paroi de l'ovaire, résulte de divers

mécanismes. Chez les brebis, le processus d'ovulation a été décrit comme le résultat de la

diminution de la synthèse des substances constitutive de la paroi du follicule pré ovulatoire

(collagène, glycoprotéine). Ce phénomène est accompagné d'un amincissement de la paroi du

follicule du à l'action d'enzymes protéolytiques (collagénase, glycoamidase) libérées

localement. Une constriction locale des vaisseaux sanguins et une contraction de l'ovaire

complètent ces mécanismes (Bochenek et al, 1994). Thériault et al, (2009) ont ajouté à ces

connaissances le fait que le diamètre du follicule pré ovulatoire reste le même (environ 7 à

8mm), 10 heures avant l'ovulation et que deux types de libération de l'ovocyte soient

observés:

- Déhiscence folliculaire.

- Des gouttes de liquide accumulées en haut de la protubérance sont éliminées

lentement en dehors de la paroi du follicule. Les événements macroscopiques

(couleurs, vascularisation et convexité) changent d'un niveau à l'autre; ainsi, à

l'approche de l'ovulation, les follicules perdent leur aspect transparent et sitôt

l'ovulation, forme une structure rougeâtre et opaque dénommée «corpus

hemorragium ». (Figure.6)

Figure 6: Structure de l’ovaire à travers le cycle. (Hansen, 2005)


33

c) Développement et maintien du corps jaune:

Une fois l'ovulation terminée, le follicule passera par des changements structuraux afin de se

transformer en corps jaune. Cette transformation a lieu grâce à une modification des cellules

de la thèque interne et de granulosa. Ces modifications peuvent être mises en évidence par

l'observation de deux nouveaux types de cellules:

Petites cellules (< 20μ de diamètre) originaire des cellules de la thèque;

Grosses cellules (> 20μ de diamètre) originaires de la granulosa (Thibaut et Levasseur,

2001).

d) Lutéolyse.

La lutéolyse se produit en fin de cycle s'il n'y a pas eu fécondation. Le corps jaune cesse de de

produire de la progestérone, mais la régression morphologique demande un délai plus long.

Le processus de dégénérescence se produit lentement et progressivement et le corps jaune

dégénératif «corpus albicans», peut être observé dans l'ovaire bien après la fin du cycle

(Hansen ; 2005).

4.3. Description des modifications hormonales.

Le déroulement du cycle sexuel nécessite l'intégrité du fonctionnement de l'axe hypothalamo-

hypophyso-ovarien sous l'influence du système nerveux et des stimuli externes. Plusieurs

hormones sont associées au cycle sexuel, ces hormones sont d'origines: Hypothalamique

(GnRH), Hypophysaire (FSH, LH et Prolactine), Ovarien (œstradiol, progestérone et

cybérines) et Utérines (prostaglandines). La Figure 7 illustre l'interdépendance de plusieurs

glandes et leur sécrétion hormonale nécessite une activité harmonieuse de l'ensemble de l'axe

hypothalamo-hypophyso-ovarien (Hansen ; 2005).


33

Figure 7 : Représentation schématique des régulations hormonales de l’axe hypothalamo-

hypophyso-ovarien chez la femelle (Hansen ; 2005).

4.3.1. Les hormones hypothalamiques.

Le rôle principal de l'hypothalamus dans la reproduction, est la sécrétion de la GnRH

(Gonadotrophine Releasing Hormone), qui est un décapeptide, petite molécule comportant 10

acides aminés (Ribady et al, 1994). La GnRH est synthétisée au niveau de la zone antérieure

de l'hypothalamus, sa production s'effectue à un niveau tonique avec des décharges cycliques

préovulatoires. Elle est déversée dans les capillaires du système porte hypothalamo-

hypophysaire, pour gagner l'hypophyse (Vellet, 2004).

Les récepteurs à la GnRH ont été mis en évidence au niveau de l'hypophyse, de l'ovaire et du

testicule. La GnRH agit essentiellement sur les cellules hypophysaires responsables de la

synthèse et de la libération des hormones FSH (Folliculo-Stimuling Hormone) et LH

(Lutéotropic Hormone) (Hansen, 1988). La GnRH exerce une double action sur les cellules

hypophysaires; elle provoque la libération rapide et transitoire de gonadotropines (FSH, LH)

d'une part, et exerce une action à long terme et de longue durée sur la synthèse hormonale de

ces hormones, d'autre part (Tixier, 1981; Hansen, 1988 ; Vellet, 2004).


33

4.3.2. Les hormones hypophysaires.

L'antéhypophyse, situé en dessous de l'encéphale, dont le rôle principal est le contrôle de la

fonction ovarienne est sous le contrôle de l'hypothalamus; elle élabore les trois hormones

suivantes: FSH, LH et prolactine (LTH) (Roux, 1986).

a) FSH: La FSH est une glycoprotéine qui stimule la croissance et la maturation des

follicules ovariens par la sécrétion d'œstrogènes. Elle prépare l'ovaire à l'action de LH

par l'augmentation des récepteurs à cette hormone au niveau des cellules folliculaire

(Signoret et al, 1984). Au cours de la phase lutéale du cycle, chez la brebis, le taux

basal de la FSH est de 5 à 6 ng/ml et durant l'œstrus on observe un pic d'environ 10 à

15 ng/ml (Derivaux et Ectors, 1989).

b) LH: La LH est une hormone lutéinisante, qui provoque l'ovulation. Elle est

responsable de la transformation du follicule mûr en corps jaune et stimule la sécrétion

de progestérone à partir du cholestérol au niveau des cellules lutéales (Bister, 2002).

La sécrétion de la LH est caractérisée par un niveau basal (sécrétion tonique) et par sa

pulsabilité pendant la majeure partie du cycle, ainsi que par un pic important

(sécrétion cyclique) en période préovulatoire. Les concentrations basales de LH chez

la brebis varient de 1 à 5 ng/ml, alors qu'en pic œstral, elle varie de 50 à 150 ng/ml ;

l'élévation du taux basal et de la fréquence des pulses de LH en phase préovulatoire,

provoque une hausse de taux d'œstradiol et marque le début de la décharge ovulatoire

(Hoffman et al, 2011).

c) La prolactine (LTH): La prolactine n'est pas considérée comme une hormone

gonadotrope. Son rôle principal est la stimulation de sécrétion lactée. Cependant, elle

joue un rôle important dans la reproduction des animaux domestiques. Elle est

responsable de la sécrétion de progestérone par le corps jaune et de son maintien lors

de la gestation. Le pic de LTH dans le sang précède celui de LH et se prolonge plus

longtemps (Gomez-Brunet, 2012).

4.3.3. Les hormones ovariennes.

a) Les œstrogènes: L'œstradiol (œstrogène) est synthétisé et libéré surtout au cours de la

phase folliculaire du cycle, alors que la progestérone est libérée par le corps jaune au

cours de la phase lutéale. La synthèse des œstrogènes nécessite, chez la plupart des

espèces, la présence simultanée de la thèque interne et de la granulosa des follicules.

Sous l'effet de la LH, les cellules de la thèque synthétisent des androgènes à partir du

cholestérol. Ces androgènes sont ensuite aromatisés en œstradiol par les cellules de la

granulosa sous contrôle des hormones gonadotropes. La sécrétion d'œstrogènes,


33

surtout l'œstradiol 17β, varie au cours du cycle sexuel de la brebis de 1 à 3 pg/ml pour

le taux de base et atteint 25 pg/ml au pic œstral (Derivaux et Ectors, 1989).

b) La progestérone: La progestérone est secrétée essentiellement au niveau des ovaires

par les cellules lutéales, mais elle peut être secrétée en faible quantité par les cellules

granuleuses des follicules ovariens (Lennoz, 1987 ; Bechsabat, 2008). La progestérone

est présente dans l'ovaire, le testicule, le cortex surrénalien et le placenta. C'est une

hormone qui constitue le point de départ pour la synthèse des corticoïdes, des

androgènes et indirectement des œstrogènes. Elle va assurer le début et le maintien de

la gestation et sa diminution aboutit à l'avortement ou à l'accouchement (Roux, 1986 ;

Tillet, 2012). Rajama et al (1990), ont démontré qu'il n'y a pas de différence entre les

animaux primipares et pluripares concernant les niveaux du pic de progestérone

plasmatique. Le jour d’œstrus, le taux de progestérone est très faible de 0,2 à 0,3

ng/ml; il augmente rapidement du 3ème

au 14ème

jour du cycle sexuel, pour atteindre un

pic de 2 ng/ml. La régression survient 48 à 60 heures avant l'œstrus (Figure. 8).

Pendant le cycle sexuel de la brebis, le taux de sécrétion de progestérone durant la

phase lutéale est de 3 ng/ml, alors qu'il est de 0,5 ng/ml pendant la phase œstrale. Les

niveaux les plus élevés de progestérones pendant la phase lutéale sont associés à un

taux d'ovulation plus élevé (Benyounes, 2005).


34

Figure 8 : Evolution des concentrations hormonales au cours du cycle sexuel de la brebis

(Boukhliq; 2002)

c) Cybérines:

Inhibine:

Hormone glycoprotéine, non stéroïdienne, d'origine gonadique qui inhibe spécifiquement la

synthèse et/ou la libération des gonadotropines hypophysaires, préférentiellement la FSH.

C'est en 1987 que l'Inhibine a été isolée chez la brebis. Chez la femelle, l'inhibine est

synthétisée par les cellules de la granulosa, une partie s'accumule dans le liquide folliculaire,

l'autre est sécrétée dans le plasma. Chez le mâle, elle est synthétisée par les cellules de sertoli,

sa sécrétion varie avec le sexe (elle est plus importante chez le mâle), l'âge (elle diminue avec

l'âge) et la phase du cycle (Caraty, 2012). L'action de l'inhibine semble se dérouler à différents

niveaux: hypophyse, hypothalamus et gonades (Souilem et al, 1992).

Chez la femelle, l'inhibine a un intérêt zootechnique basé essentiellement sur l'inhibition de la

sécrétion de FSH qui est un déterminant essentiel de la fertilité. L'immunisation contre

l'inhibine provoquée dans les premières semaines de la vie, avance la puberté des agnelles si

les injections débutent dès la troisième semaine d'âge (Thibault et Levasseur, 2001)

Activine:

L'Activine est une hormone apparentée à l'inhibine, mais qui a un effet opposé à celui-ci. Elle

présente une grande homologie structurale avec les facteurs de croissance comme le

transforming growth factor β (TGFβ) ou l'erythroid différenciation factor (EDF).L'Activine

est capable de stimuler in vitro la production de FSH (Kennaway, 1988; Hunter, 1990).

Follistatine:

La Follistatine isolée à partir du liquide folliculaire bovin présent in vitro un effet suppresseur

sur la libération de FSH et elle peut modeler l'activité de l'Activine qui empêche la

lutéinisation trop précoce des follicules dominants en augmentant l'action de FSH (Hunter,

1990).

4.3.4. Les facteurs utérins (La prostaglandine).

Les prostaglandines sont un ensemble de molécules de nature lipidique, synthétisées par de

nombreuses cellules sécrétrices. Elles sont présentes dans presque tous les tissus de

l'organisme des mammifères dont l'utérus. La prostaglandine (PGF2α) est synthétisée à partir

de l'acide arachidonique et elle est essentielle à la lutéolyse et son action a été étudiée par

Autella et Flint (1988) et Niswender et Nett (1988). La concentration de cette hormone dans

la veine utérine durant la lutéolyse est pulsatile, avec 3 à 4 pulses/24 heures.


34

La libération est contrôlée par l'ocytocine d'origine lutéale. En effet, l'ocytocine favorise la

sécrétion de l'acide arachidonique et par conséquent favorise la production de PGF2α

(Niswender et Nett, 1988).

En l'absence de fécondation et de produit de conception dans l'utérus, la PGF2α entraîne la

régression du corps jaune, c'est-à-dire la lutéolyse qui est un phénomène qui se divise en deux

phases: la lutéolyse fonctionnelle et structurale (Roux, 1986)

1ère

phase: La lutéolyse fonctionnelle qui est due à une diminution du taux de

progestérone.

2ème

phase: La lutéolyse structurale résulte de deux mécanismes hypothétiques:

- Le premier, issu d'une théorie vasculaire qui attribue à la PGF2α des propriétés

ischémiques responsables de la nécrose du corps jaune

- Le deuxième, basé sur une éventuelle action de la PGF2α sur la synthèse des

récepteurs LH-RH (Luteotropic-hormone-Releasing hormone) (Thierry et Patrick, 1987).

Les caractéristiques et rôles des principales hormones de la reproduction sont rapportés dans

le tableau 4 (Bonne et al, 1988).


Tableau 4 : Caractéristiques et rôles des principales hormones de la reproduction chez la femelle (Bonnes et al. 1988) Dénomination Nature

chimique

Lieu de production

éventuellement de

stockage

Sexe

concerné

Principales

la

actions dans

reproduction

Action directe Rétrocontrôle

Hormones de

complexe

Hypothalamo -

Hypophysaire

GnRH Protide Hypothalamus Mâle et

femelle Synthèse et libération de FSH et LH par l’antéhypophyse

FSH Protide Antéhypophyse Femelle Développement de l’ovaire et croissance folliculaire.

Synthèse d’oestrogènes par les follicules

LH Protide Antéhypophyse Femelle Maturation des follicules

Détermination de l’ovulation.

Formation du corps jaune.

Hormones

Stéroïdiennes

Œstrogènes Lipide

(Stéroïde)

Follicules de l’ovaire Femelle Manifestation de l’oestrus. A forte dose rétrocontrôle

positif sur la synthèse de

GnRH FSH et LH.

Progestérone Lipide

(Stéroïde)

Corps jaune de

l’ovaire et placenta

Femelle Maintien de la gestation A forte dose rétrocontrôle

négatif sur la synthèse de

GnRH FSH et LH.

Autres

Hormones

Prostaglandi

nes surtout

PGF2α

Lipide Presque tous les

tissus de l’organisme

des mammifères dont

l’utérus

Femelle Déhiscence folliculaire.

Régression du corps jaune.

Contractions utérines à la mise bas.


32

4.3.5. Régulation du cycle sexuel.

Peu après le début de l’oestrus, se produit une décharge de gonadotrophines qui

entraîne l’ovulation. Ce pic sépare la phase folliculaire de la phase lutéale. Au début

de la phase folliculaire (J14- J-15) la concentration en œstradiol est très faible (quelque

pg/ml) et la pulsatilité de LH limitée (1 pulse d’amplitude moyenne, toutes les 3

heures) (Driancourt et al, 1991b). La maturation du follicule qui va ovuler

s’accompagne entre J15 et J17 d’une élévation de sa production d’œstradiol (d’un

facteur 5 ou 10). L’augmentation de la pulsatilité de LH (1 pulse/h d’amplitude faible)

permet l’élévation d’œstradiol pré ovulatoire et augmentent la production de

testostérone (androgène) par la thèque. (Figure 9). La production d’Inhibine s’élève

également lors de la maturation folliculaire, mais moins nettement que pour

l’œstradiol, car à l’inverse de l’œstradiol qui est produit à 90% par le follicule

mature ; la production de l’Inhibine est également assurée par les follicules plus petits

ou atrésiques. La production combinée observée au cours de la phase folliculaire.

En revanche, une fois le niveau maximum d’œstradiol atteint, celui-ci déclenche, par

rétroaction positive, le pic ovulatoire de gonadotrophines (LH et FSH) qui induit

l’ovulation 24-28 heures plus tard. L’ovulation est suivie d’une seconde élévation de

FSH (2éme

pic) et de l’installation du corps jaune. L’hormone principale sécrétée par

celui-ci est la progestérone dont le niveau maximum est atteint vers J8 (2-3ng/ml)

(Gayrard, 2007). Pendant cette période d’activité du corps jaune, la pulsatilité de LH

est faible (pulse/6h), mais les pulses présentent une grande amplitude (Goodman et al,

1982). Des fluctuations de FSH existent à intervalle ± réguliers ; elles sont

d’amplitude variable selon les animaux. En fin de phase lutéale, l’endomètre amorce

une sécrétion pulsatile de prostaglandine PGF2α qui va devenir explosive entre J14 et

J16 induisant ainsi la régression rapide du corps jaune. Une nouvelle phase folliculaire

débute alors. Le mécanisme d’action de la PGF2α reste incomplètement élucidé. Deux

mécanismes non exclusifs l’un de l’autre ont été proposés : une réduction du débit

sanguin dans le corps jaune et une action directe sur la cellule lutéale. Cette dernière

résulterait à la fois d’une diminution de la synthèse de l’AMP cyclique induite par LH

et d’une inhibition de l’action stéroïdiennes de l’AMP cyclique. Ces effets inhibiteurs

sont amplifiés par une diminution du nombre de récepteurs à LH. (Gayrard, 2007).


33

Figure 9 : Taux de différentes hormones durant le cycle

chez la brebis (INRA productions animales, 1988).

(DRIANCOURT et al, 1991b)


33

4.4. Variations saisonnières de l'activité sexuelle.

4.4.1. La période de l'activité sexuelle chez la brebis.

L'activité sexuelle de la brebis est saisonnière. En effet, comme la chèvre, la brebis

manifeste la succession de cycles œstraux et la libération d'ovules fécondables que

durant une saison limitée dans l'année. Le facteur essentiel qui marque la saison

sexuelle est le photopériodisme, néanmoins nous constatons aussi des différences

entre les races. (Ortavant, 1985; Castonguay, 2000a)

4.4.1.1. Influence du photopériodisme sur la saison sexuelle.

Nombreux sont les auteurs (Craplet et Thibier, 1984 ; Gomez-Brunet et al, 2012 ;

Menassol et al, 2012) qui ont montré la liaison qui existe entre la saison et la venue en

chaleur des brebis et la durée du jour. Ainsi nous constatons qu'au printemps (Durée

du jour ascendante, il y a peu d'apparition de chaleurs chez la brebis, alors qu'en

automne (Durée du jour décroissante), le nombre de femelle en chaleur est élevée.

Gomez-Brunet (2012) constate que sous l'effet de la durée du jour, la saison sexuelle

chez les ovins a tendance à être plus courte en s'éloignant du tropique vers les deux

pôles. Elle est plus longue en déplaçant inversement jusqu'à avoir des saisons

sexuelles qui durent toute l'année. Ce même effet se voit confirmer lorsque le rythme

saisonnier de la lumière est inversé. Il est admis actuellement que les photos

stimulations reçues par l'œil de la brebis sont transmises à l'hypothalamus puis à

l'antéhypophyse où elles provoquent des modifications dans la sécrétion et la

décharge des hormones gonadotropes ; ainsi, sont crées des successions d'équilibres

hormonaux différents ayant une périodicité qui est fonction du rythme lumineux

(Menassol et al, 2012)

Skipor et al (2012) ont trouvés des concentrations d'hormones gonadotropes (FSH et

LH) significativement plus élevées durant la saison des jours courts. (Figure 10).


33

Figure 10 : La régulation photopériodique du cycle annuel de reproduction chez la

brebis (Malpaux et al. 1996).

4.4.1.2. Influence de la race sur la saison sexuelle.

Chanvallon (2011) a constaté que la saison sexuelle varie selon les races ovines; les

races nordiques ou d'altitude (type Black-face) ont une saison sexuelle courte, celles

des plaines ou méridionales et rustiques (type Dorset horn) ont une saison sexuelle

longue.

Toutes les races de moutons présentent une période d'inactivité sexuelle. Cette

période varie en longueur et en intensité en fonction des races. Certaines sont donc

naturellement plus "dessaisonnées" que d'autres (anoestrus saisonnier moins profond

ou intense). Une certaine proportion des brebis de ces races parvenant même à

maintenir leur cycle sexuel durant presque toute l'année. Les variations de l'intensité

de l'anoestrus entre les races pourraient être la résultante d'une différence de

sensibilité à la rétroaction négative de l'œstradiol pendant la période anoestrale; de

plus, les races ne répondaient pas de la même façon aux variations de photopériode

Tableau 5.

Tableau 5 : Durée de la saison sexuelle en jours et en cycle œstraux chez les

différentes races (Rosa, 2003).

Races Nombre de cycles Durée en jours

Welsh Moutain 7,0 133

Suffolk 10,2 189

Dorset horn 12,4 223


33

Tableau 6 : Longueur de la saison de reproduction chez différentes races

(Castonguay, 2000b)

Race

Date de la 1ère

chaleur

Date de la dernière

chaleur

Longueur de la

saison sexuelle

(jours)

DLS

Dorset

Finish Landrace

Leicester

Romanov

Suffolk

28 juillet

8 août

10 septembre

13 septembre

28 août

16 septembre

11 mars

2 mars

17 février

16 février

18 février

24 janvier

227

206

160

157

174

132

Ce phénomènes se retrouve en Algérie où il semble que nos race locales (rustiques)

ont des saisons sexuelles longues telle que chez Ouled Djellal, Rembi et Hamra (Niar,

2001), ainsi que toute l'année chez la D'man (Boukhliq, 2002).

Ils peuvent s'expliquer par une sélection qui ne conserve dans un milieu donné que les

animaux dont le génotype provoque l'œstrus à un moment tel que les agneaux naissant

en période favorable. Dans les régions nordiques, la saison favorable à l'agnelage est

le printemps. Par contre les régions méridionales ou de plaines à climat tempéré, la

saison favorable à l'agnelage est plus étendue et par conséquent, la saison de

reproduction est plus longue, voir même continuelle. (Chanvallon et al, 2011).

4.4.2. La période de l'inactivité sexuelle ou anœstrus.

C'est la période qui correspond au repos sexuel, nous distinguons deux types

d'anœstrus: anœstrus saisonnier et anœstrus de lactation «post partum».

4.4.2.1. L'anœstrus saisonnier.

Si la vie sexuelle des brebis se caractérise par son saisonnement, elle est par

conséquent caractérisée aussi par un repos sexuel durant le reste de l'année appelé:

«Anœstrus saisonnier». Comme pour la saison sexuelle, l’anœstrus saisonnier est sous

l'effet du photopériodisme et se manifeste généralement durant la saison où le rythme

lumineux journalier augmente (Craplet et Thibier, 1984 ; Gomez-Brunet et al, 2012)

a) Durée:

La durée de l’anœstrus saisonnier est très variable selon les races. Les races dont le

berceau est situé à des latitudes élevées (origines septentrionales) ont une saison de

reproduction courte et un annonceur saisonnier long et bien marquée.


33

Ces races sont dites: races saisonnées, elles sont souvent qualifiées de race d'herbage.

Les mises bas de fin d'hiver et de printemps sont exploitées en vue de la reproduction

d'agneaux d'herbe (Martin et al, 2002). Au contraire, les races dont le berceau est situé

à des latitudes moins élevées (origine méridionale) ont une saison de reproduction

plus longue, des annonceurs saisonniers plus courts et un certain nombre de femelle

manifeste une reprise d'activité sexuelle au printemps. Ces races sont dites: races

dessaisonnées. Cette aptitude est utilisée en vue de la reproduction d'agneaux de

bergerie à partir d'une lutte à contre saison au printemps et d'un agnelage d'automne.

Figure. 11. (Bonnes et al, 1988)

Figure 11: Fréquence des mises en fonction de l'anoestrus saisonnier. (Bonnes et al, 1988).


33

b) Facteurs de variation de l’anœstrus saisonnier.

Il varie aussi avec les races. Ainsi, Maurel (2012) rapporte que la durée d’anœstrus

saisonnier pour différentes races varie comme suit:

300 jours Border leicester

200 jours Solognote

185 jours Ile de France

160 jours Romanov

110 jours Préalpes du sud

Très court Les races arabes et Barbarines

0 jours D'man.

Selon la littérature, il existe des anœstrus profonds sans apparition de chaleurs et sans

ovulations et des anœstrus dits de comportement durant lesquels les ovulations se

produisent mais quelles soient extériorisées par des chaleurs (ovulations silencieuses).

C'est souvent le cas des races méridionales (Préalpes du sud) et les races d'Afrique du

nord. (Maurel et al; 2012)

4.4.2.2. Anœstrus de lactation ou anoestrus «post partum».

C'est le repos sexuel qu'on constate généralement après la mise bas. Son étude est

souvent rendue difficile à cause de son interférence avec l’anœstrus saisonnier.

Une étude faite par Journault (2012) sur la brebis (Ile de France) a aboutit aux

résultats que résume le Tableau 7.

Tableau 7: Etude de la durée de l'anœstrus de lactation suivant le mois d'agnelage.

(Journault 2012)

Mois d'agnelage Intervalle moyen des mises bas 1er

œstrus

(jour)

Décembre

Janvier

Février

Mars

Avril

Mai

Juin

Juillet

Août

Septembre

Octobre

Novembre

237,7

193,3

162,8

147,3

123,3

112,9

82,1

63,8

51,4

47,0

55,0

48,0


34

Pour les mises bas situées en pleine saison sexuelle, la durée est de l'ordre de 51 jours,

cependant, il semble que l'activité ovarienne reprenne avant ce délai (Ile de France;

34 jours). Les brebis taries ont un anoestrus post partum significativement plus court

que les brebis allaitantes. Cet effet est plus marqué pour les mises bas en pleine

période sexuelle. (Gomez-Brunet et al, 2012)

Selon Migaud (2011) l'allaitement influence peu l'activité ovarienne mais plutôt

empêche l'extériorisation de cette activité sous forme d'œstrus.

Journault (2012) montre que lorsque les agneaux (Romane) sont séparés à la

naissance de leurs mères, 90% de ces dernières manifestent un comportement d'œstrus

dans les 48 heures qui suivent la mise bas, alors que seulement 25% de celles-ci

conservent leurs agneaux extériorisent des chaleurs post partum.

En conclusion, nous pouvons dire que le saisonnement de la reproduction des brebis

d'une race donné constitue un inconvénient qui limite sa reproduction annuelle (un

agnelage par an). Ainsi, pour augmenter le rythme reproductif annuel des femelles, les

chercheurs ont définis deux méthodes possibles:

- Le premier est physiologique, elle consiste à modifier l'équilibre

hormonal de la brebis par l'administration d'hormones naturelles ou synthétisées.

- La deuxième méthode est généralement, soit par sélection du caractère

du saisonnement soit par croisement avec des races dessaisonnées. Il va de soit que la

première alternative est la plus sollicitée, car ces résultats sont immédiats. (Gordan,

1997). En Algérie, la majorité des races parait être dessaisonnées ceci en liaison avec

leurs rusticité et leur adaptation au milieu steppique. Ainsi, elles présentent un

avantage certain sur ce plan (Niar, 2001).

4.4.3. Variation de l'activité sexuelle chez le bélier.

L'activité sexuelle chez le bélier présente la particularité d'être sous la dépendance de

nombreux facteurs que nous allons étudier par ordre d'importance.

4.4.4. Influence de la saison sur l'activité sexuelle du bélier.

Selon Sayed et al (2010), le bélier ne montre pas de saison sexuelle stricte comme

chez la brebis. Cependant, des variations saisonnières dans la production des

spermatozoïdes et dans leur qualité sont évidentes.


34

Selon Parapanov, et al (2009), la production spermatique éjaculée dépend étroitement

du photopériodisme chez le bélier, au cours d'un cycle lumineux annuel, elle

augmente lorsque la durée d'éclairement diminue et inversement. Autrement dit,

l'activité sexuelle d'un bélier est meilleure en automne qu'au printemps.

4.4.4.1.Influence de la température sur l'activité sexuelle du bélier:

Une brève augmentation de la température testiculaire provoque une baisse du

rendement de la spermatogenèse par altération de la mitose spermatogoniale (40,5°C

pendant 30 mn ou 37°C pendant une semaine (Maurya et al, 2010). Le même auteur

ajoute que le rendement optimal de la spermatogenèse se situe quand la température

testiculaire se trouve à 3 à 5 °C au dessus de la température corporelle.

Une température élevée agit non seulement sur les spermatozoïdes en voie de

formation mais également sur les spermatozoïdes en voie de maturation dans

l'épididyme. (Hansen et al, 2009). Le même auteur rapporte que l'effet de la

température se traduit par l'existence dans le sperme des spermatozoïdes anormaux

peu mobiles avec une fertilité nettement diminuée. Ce phénomène mérite une

attention particulière dans notre région particulièrement en zone steppique.

4.4.4.2.Influence de l'alimentation sur l'activité sexuelle du bélier.

L'élévation du niveau alimentaire du bélier avant la lutte (ration énergétique)

provoque une amélioration nette du volume et de la concentration de l'éjaculat ainsi

que la capacité sexuelle du bélier (Rassu et al, 2004). Comme il est nécessaire de

mentionner que les déficits en certains éléments, comme les minéraux et les oligo-

éléments, sont susceptibles d’affecter les performances reproductives des mâles

(Drogoul et al, 2004). (Tableau 8)


33

Tableau 8 : Influences des carences alimentaires sur la reproduction chez le mâle. (Drogoul

et al, 2004).

Carences alimentaires Comportement sexuel Caractère du sperme

Carence en protéines

- Chez le jeune

- Chez l’adulte

↘ Absent

↘ Libido

Azoospermie

↘ Vitalité des

spermatozoïdes

↗ Anomalies

morphologiques

Carence en phosphore Libido Motilité des spermatozoïdes

Carence en zinc Retard de puberté Azoospermie

Carence en cuivre

Carence en cobalt Retard de puberté ↘ Motilité

Carence en manganèse ↘ Libido

Retard de puberté

Avitaminose A

- Chez le jeune

- Chez l’adulte

↘ Libido

Retard de puberté

Oligospermie

↘ Motilité

↗ Anomalies

morphologiques

Avitaminose D Retard de puberté

Avitaminose E Normal

5. Les facteurs qui influencent les paramètres de la reproduction.

5.1. Les facteurs influençant la fertilité.

La fertilité d'une femelle, mesure selon le cas, son aptitude à être gestante (a) ou à

donner des agneaux (b). Elle est donnée en valeur absolue ou en pourcentage (taux).

Par conséquent on distingue:

(a) Fertilité réelle: Nombre de brebis pleines/Nombre de brebis lutées.

- Taux de fertilité réel: fertilité réel x 100

(b) Fertilité apparente: Nombre de brebis agnelant/ Nombre de brebis

lutées.

- Taux de fertilité apparente: fertilité apparente x 100

La fertilité varie d'une façon très importante avec le milieu, mais aussi avec le type

génétique. (Gilles et al, 2006)


32

5.1.1. Influence de la saison sur la fertilité.

L'effet saison traduit le saisonnement de l'activité reproductrice. En effet, chez les

races saisonnées, la fertilité est presque nulle durant les périodes d'anœstrus et

maximal durant la saison sexuelle (Dekhili et al, 2010).

Chez les races moins saisonnées, on distingue des différences de la fertilité suivant la

période de lutte. En effet, Beckers (2003) rapporte que les luttes d'automne sont les

plus fertiles et plus prolifique.

5.1.2. Influence des méthodes de lutte sur la fertilité.

Selon Safsaf et Tlidjane (2010), les chances de fécondation sont plus au moins

grandes suivant les différentes méthodes de lutte. En Algérie la méthode la plus

pratiquée est la lutte libre. Les béliers sont lâches dans le troupeau de brebis et

peuvent saillir les brebis sans aucun contrôle. (Photo 1). Cette méthodes présente des

inconvénients tels que:

- Compétition entre les béliers (combats, risque de blessures)

- Les brebis peu attractives ne seront pas saillies, d'autres le seront

plusieurs fois.

- La fertilité obtenue est faible.

- Agnelages étalés sur une longue période.

- Difficultés d'améliorer les troupeaux.

- L'étalement de la fécondation rend difficile le raisonnement de la

pratique du flushing (Safsaf et Tlidjane, 2010) (Photo 1)

Photo 1: Méthode de lutte libre.

Il est donc important de recourir à d'autres méthodes de lutte, dont la plus facile est la

lutte en main qui consiste à détecter les brebis en chaleurs et effectuer la lutte brebis

par brebis dans un enclos spécial (accouplements raisonnés). Elle nécessite

l'utilisation d'un bélier boute en train vasectomisé ou muni d'un tablier spécial

empêchant la saillie et habillé d'un harnais marqueur. (Photo 2).


33

L’avantage de cette méthode consiste à une sélection généalogique précise. Par contre

les inconvénients se résument comme suite :

- Sexe. ratio: 10 brebis par bélier adulte et par jour suivi d'un repos de 3-4 jours

en saison sexuelle 5 brebis par bélier adulte et par jour suivi par un repos de 7

jours en contre-saison

- Méthode très coûteuse, nécessite l'entretien de nombreux béliers surtout en

contre saison

Cette méthode peut être simplifiée par le recours à la synchronisation des chaleurs et

l'insémination artificielle (Boukhliq, 2002)

Photo 2: Méthode en main

Enfin, la lutte en lots qui consistent à repartir le troupeau en lots de brebis avec un

seul bélier par lot. La lutte peut alors s'étaler sur une période de 6 à 8 semaines. La

taille des lots doit être raisonnée comme suit:

En saison sexuelle:

40-50 brebis par bélier de plus de 2 ans.

30 brebis par bélier de moins de 2 ans.

En contre saison

30-35 brebis par bélier adulte


33

Eviter l'utilisation des jeunes béliers et faire un lot à part avec les antenaises et les

confier à un bélier expérimenté. (Boukhliq, 2002)

Photo 3: Méthode de lutte en lots.

5.1.3. Influence du bélier (effet bélier) sur la fertilité.

L'effet bélier se manifeste au début de la saison sexuelle aussi sur les brebis adulte

que sur les antenaises (Thimonier et al, 2000). Bahri (1987) a constaté sur des brebis

(Barbarine) en Tunisie, que l'introduction du bélier provoque des ovulations

silencieuses sur les brebis en anœstrus et les chaleurs n'apparaissent qu'au cycle

suivant. En réalité l'effet bélier se manifeste chez les brebis, par le groupage des

chaleurs de celles-ci, en deux pics espacés de 6 jours. Selon Malpaux (2001) le 1er

pic

correspondrait à des brebis ayant des follicules en cours de développement et le 2ème

à

des brebis en anœstrus plus profond. Le regroupement des chaleurs des brebis par

"l'effet bélier" se répercute positivement sur la fertilité. En effet Fernandez (1999)

trouve que la fertilité chez les brebis (Mérinos d'Arles) a été améliorée au cours des

30 premiers jours de lutte par l'introduction de bélier vasectomisés.

5.1.4. Influence de l'alimentation sur la fertilité.

Une préparation alimentaire adéquate (flushing) au cours des semaines précédant la

lutte est un facteur favorable à une bonne fertilité (Chafri et al, 2008). Cette

préparation sera de préférence de type énergétique, plutôt que protéique, mais une

supplémentassions minéralo-vitaminique peut être aussi envisagée (Kendall, 2004).

La continuation de l'élévation du niveau alimentaire (flushing) après la saillie peut

aussi influencer favorablement les performances des animaux, cette continuation du

flushing fait surtout sentir pendant les 10 jours qui suivent la saillie (Hassoun et

Bocquer, 2007)


33

La fertilité peut être augmentée de 50% si on apporte 400g de concentré par jour à des

brebis sous alimentées, par contre un jeûne de 3 jours en cette période diminuera la

fertilité de 10% (Blache et al, 2006). Il est alors indispensable de ne pas diminuer les

apports alimentaires lors des premières semaines de lutte mais bien au contraire de

veillez à ce que les brebis saillies soient alimentées en conséquences. (Tableau 9).

(Chafri et al, 2008).

Tableau 9 : Apports alimentaires journaliers recommandés et capacité d’ingestion

(Chafri et al, 2008).

Poids

vif

(Kg)

Stade

physiologique

Apports recommandés Capacité

d’ingestion

UFL PDI

(g)

Ca

(g)

P (g) MS

(Kg)

UFL

60 Entretien

Lutte

0.87

1.00

50

53

4.0

4.6

3.0

3.4

1.33 1.89

90 Entretien

Lutte

1.21

1.39

67

77

5.5

6.3

4.5

5.1

1.74 2.22

100 Entretien

Lutte

1.43

1.65

78

90

6.5

7.5

5.5

6.3

2.01 2.44

5.1.5. Influence du poids corporel sur la fertilité.

Le faible poids vif de la brebis à la saillie est fréquemment lié à une malnutrition donc

à un développement insuffisant de l'utérus (Aliyari et al, 2012). Une relation directe

existe entre la fertilité et la prolificité d'un troupeau et ainsi que son état général avant

la lutte, (Scaramuzzi et al, 2006).

Il ressort des travaux de Abdel-Mageed (2009) réalisés en Egypte que chez les brebis

la fertilité est supérieure à 90% tant que le poids vif moyen est au dessus de 40 kg,

elle diminue par contre rapidement si le poids devient inférieur à 40 kg et n'est plus

que 50% à 30 kg. L'état général post œstral (après la saillie) influence fortement sur le

taux de mortalité embryonnaire précoce. Ce taux généralement estimé entre 20 à 40%

chez les espèces domestiques peut être nettement plus élevé (Rhind et al, 1984)

Chez les brebis (Mérinos), selon Artoisement (1982) rapporte que 74% de pertes

embryonnaires lorsque le poids vif moyen est de 25,6 kg contre 55 kg chez les brebis

de 40,3 kg. Le pourcentage de pertes embryonnaires détermine celui des brebis vides,

qui lui évidemment détermine le taux de fertilité réel (Brebis pleines).


33

5.1.6. Influence de l'âge des brebis sur la fertilité.

La fertilité augmente avec l'âge de la brebis, elle atteint son maximum à l'âge de 5 à 6

ans, puis elle décroit. (Aliyari et al, 2012). Augas et al (2012) indiquent que le nombre

d'agneaux nés augmente avec l'âge des brebis bien que cette augmentation varie d'une

race à l'autre, elle était respectivement de 44%, 7% et 5% pour les âges de 1 an, 2 ans

et plus de 2 ans. L'effet de l'âge est en corrélation positive avec celui du poids vif,

leurs effets sont souvent associés.

5.1.7. Influence du type génétique sur la fertilité.

Il existe des différences raciales pour la fertilité, cependant des valeurs précises,

spécifiques aux différentes races ovines ne sont pas données. Ceci est dû

vraisemblablement à la faible respectabilité de ce caractère (Rege et al, 2000).

Bouix et al (1985) estiment que les résultats de fertilité qu'ils ont obtenus différent

significativement entre les races (Romanov et Lacaune). Les mêmes auteurs signalent

que les différences de fertilité entre les types génétiques tendent à s'accroître d'une

façon significative avec les difficultés des conditions d'élevage.

5.2. Les facteurs qui influencent la prolificité.

Elle mesure l’aptitude d’une brebis à avoir une grande taille de portée. Critère à faible

héritabilité, la prolificité est soumise à une forte influence des différents facteurs du

milieu mais aussi de type génétique.

5.2.1. Effet de la saison de lutte sur la prolificité.

La prolificité varie avec l’époque de lutte, mais d’une façon différente, selon qu’il

s’agit de races saisonnées ou peu saisonnées.

Chez les races saisonnée, Beckers (2003) rapporte que l’influence de la saison de lutte

se traduit, par un faible résultat de prolificité aux luttes d’Avril et de Juin et un

maximum en Octobre et Novembre. Cette constatation a été confirmée par Dekhili et

al, (2010), il affirme que les luttes d’automne sont plus prolifiques et aboutissent au

printemps aux portées les plus nombreuses. Les variations de la prolificité existent

pour une même époque de lutte se situant en saison sexuelle (Molina et al, 1994).


33

5.2.2. Influence du poids vif de la brebis sur la prolificité.

Indépendamment du facteur génétique, la prolificité de la brebis dépend fortement de

son état général (poids) avant la lutte (Gaskins et al, 2005)

Les mécanismes d’action de l’alimentation et par conséquent du poids vif sur la

prolificité sont maintenant connus. Nous pouvons retenir en résumé que le poids et le

« flushing » préparatoire à la lutte, influencent le taux d’ovulation. Chez les brebis

« Mérinos » de 30kg, le taux d’ovulation n’est que de 1.00 ; il passe à 1,67 si les

animaux pèsent 50kg (Gunn, 1983).

L’alimentation après la saillie, influe sur la mortalité embryonnaire. La prolificité

dans ce cas est plus touchée que la fertilité, dans la mesure où la mortalité

embryonnaire serait plus importante chez les brebis à ovulation multiple (Artoisement

et al, 1982)

5.2.3. Influence de l’âge de la brebis sur la prolificité.

De nombreux auteurs ont mis en évidence des variations de la prolificité en fonction

de l’âge des brebis (Craplet et Thibier, 1984 ; Bouix et al, 1985).

Ils ont constaté que la prolificité augmente avec l’âge, elle atteint son maximum avec

l’âge qui varie avec les types génétiques, puis elle décroît. On notera que les races à

prolificité élevée « Bleu de Maine et Texel » atteignent plus précocement leur

optimum de prolificité, mais accusent un déclin plus rapide que les races à prolificité

moyenne. (Bocquier et al, 2011).

5.2.4. Influence du type génétique sur la prolificité.

Malgré la faible héritabilité de la prolificité, les valeurs de cette dernière sont

spécifiques aux différentes races ovines existant. (Malik et al, 2000).

5.3. Mortalité des agneaux.

La mortalité des agneaux de la naissance au sevrage, constitue souvent l’une des

causes principales de la faible productivité du troupeau et est considérée comme un

fléau économique. De nombreuses études portées par Yves et Berger (1997) et

Allouche et al (2011) ont mis en évidence l’influence de multiples facteurs sur le taux

de mortalité:

Race et âge des mères ;

Poids des agneaux à la naissance ;

Mode des naissances et sexe des agneaux et Conditions du milieu.


33

5.3.1. Race et âge des mères.

Le taux de mortalité moyen observé chez différentes races et donné dans le tableau

suivant :

Tableau 10 : Taux de mortalité moyen chez les différentes races. (Zygoyiannis et al,

1997)

Races Taux de mortalité moyen en % Taux de mortalité moyen en %

Sowthdown

Rambouillets

Mérinos x Arles

21

15

7

S D

18

10

6

25

20

9

N.B : S « Agneaux simples ». D « Agneaux doubles ».

Pour ce qui est de l’âge des mères, il a été prouvé que la production laitière et

l’instinct maternel sont insuffisants chez les brebis primipares. Par conséquent le taux

de mortalité des agneaux de 0 à 5 jours est élevé. (Zygoyiannis et al, 1997).

5.3.2. Poids des agneaux à la naissance.

Ce facteur influe aussi sur la mortalité précoce des agneaux. En effet, Kerfal et al,

(2005) montre que les agneaux dont les réserves énergétiques sont très limitées ne

peuvent assurer longtemps les dépenses simultanées de thermorégulation et d’énergie

des tétés.

5.3.3. Conditions du milieu.

Teyssier et al (2011) à l’issue d’une étude faite sur les brebis de race

« Mérinos d’Arles», constate que la mortalité est minimale en Automne et maximale

en Hiver, ceci est dû au froid qui peut perturber le réflexe des tétés et l’instinct

maternel des brebis.

CHAPITRE III

MAITRISE DE LA

REPRODUCTION

CHAPITRE III. Maitrise de la reproduction

17

1. Introduction.

Dans l'élevage moderne et intensif des années 1990, la maîtrise du moment et des conditions

de la fécondation est désormais possible dans la plus part des espèces domestiques. Chez les

ovins et les caprins, notamment, la synchronisation des œstrus et des ovulations par la

technique des éponges vaginales imprégnées de progestatifs, associées à la PMSG (prenant

mare serum gonadotriphin), connaît un succès considérable (Amiridis et al, 2012).

Les élevages intensifs doivent être de plus en plus performants, tout en gardant une

production de qualité conforme aux exigences du marché. Dans les élevages intensifs, qui

subsistent encore presque bien adaptés à des milieux difficiles, la maîtrise de la reproduction

pour faire coïncider les ressources fourragères et les besoins des animaux, est essentielle.

Dans ce contexte, la maîtrise de la reproduction des animaux de ferme est très vite apparue

comme une des clés du développement de l'élevage (Pellicer-Rubio et al, 2009).

2. Principe.

La synchronisation des chaleurs consiste à avoir un certain nombre de femelles en œstrus

durant une période très courte (Picard – Hagen et al, 1996 ; Abeciaa et al, 2012).

En terme pratique, la synchronisation de l'œstrus d'un groupe de femelles met en jeu deux

alternatives pour modifier les cycles œstraux :

Induction de la régression du corps jaune, de telle sorte que les animaux entrent dans

la phase folliculaire du cycle à la même période et seront synchronisés à l'œstrus

suivant.

Suppression du développement folliculaire par le maintien d'une phase lutéale

artificielle suffisante. Après l'arrêt de cette phase, tous les animaux entraient dans la

phase folliculaire d'une manière synchronisée (Thibault et Levasseur, 1991).

3. Intérêt et importance économique.

La technique de synchronisation des chaleurs a connu un grand succès auprès des éleveurs

pour des raisons différentes selon les régions, mais que l'on peut regrouper en plusieurs

catégories dont les principaux sont les suivants:

3.1. Utilisation de l'insémination artificielle.

L'insémination artificielle chez les ovins ne peut se concevoir sans synchronisation des

chaleurs. La mise au point de techniques permettant la maîtrise des cycles a été un préalable à

l'utilisation de l'insémination artificielle et à la mise en place de programmes d'amélioration

génétique efficaces (Santolaria et al, 2011).


17

Le développement de la technique de synchronisation des œstrus et des ovulations par le

traitement avec des éponges vaginales imprégnées de progestatif, associées à la PMSG et son

adaptation à de nombreuses races et système d'élevage a permis l'essor de l'insémination

artificielle, moteur du progrès génétique (Castonguay et al, 2002 ; Romano, 2004) (Photo 4)

Photo 4 : Insémination artificielle. (Baril et al, 1993)

3.2. Choisir les périodes de reproduction (gestion de la période de gestation).

De multiples raisons peuvent être évoquées pour choisir la période de mise bas.

Ajustement aux disponibilités fourragères.

Adaptation au marché ou à la demande.

La possibilité d'avancer la date d'agnelage par rapport à l'époque traditionnelle, et de

programmer d'avantage le moment de la commercialisation permet de mettre sur le

marché des produits aux périodes où les cours sont les plus favorables (Gayrard,

2007).

3.3. Intensification du rythme d'agnelage.

La synchronisation des chaleurs permet de rendre possible trois agnelages en 2 ans (Dudouet,

2003).

3.4. Optimisation de la taille de la portée.

L'optimisation de la taille de la portée doit cependant se faire en tenant compte de la valeur

laitière des mères. Dans les races à faible production laitière, l'augmentation de la prolificité

ne constitue pas forcément un avantage (Vanimisetti et Notter, 2012).


17

3.5. Mise à la reproduction précoce des agnelles.

Les agnelles peuvent être traitées dés l'âge de 7 à 8 mois à condition qu'elles atteignent au

moins le 2/3 du poids adulte et qu'elles soient en bon état général, par contre, les résultats

seront mauvais si on ne respecte pas ces conditions (Belkasmi et al, 2010).

3.6. Synchronisation de l'œstrus et groupage des mises bas.

La synchronisation est en fait un moyen pour l’éleveur de trouver le meilleur équilibre entre

productivité, adaptation au marché et vie familiale. Les avantages qui déroulent de cette

concentration sont importants. La concentration des mises- bas sur quelques semaines ou

quelque jour limite les temps d'intervention et de surveillance donc les coûts, ce qui réduit les

mortalités périnatales. Cette synchronisation facilite aussi la constitution de lots homogènes

d'animaux. Les ajustements de régime alimentaires sont plus aisés : femelles en lactation,

jeunes en cours de sevrage ou en croissance, peuvent être regroupées (Madani et al, 2009).

3.7. Induction de l'activité sexuelle en période d'anœstrus et lutte à contre

saison.

La technique de maîtrise des œstrus, permet de limiter la période improductive des brebis et

réduire la durée de l'anœstrus saisonnier permettant aussi d'obtenir plus d'une gestation par

brebis et par an, ce qui accroît sensiblement de plus de 25% la productivité par femelle

(Abdelhadi, 1998).

3.8. Réduire l'intervalle entre deux gestations.

La concentration des mises- bas sur quelques semaines ou quelques jours, limite le temps, et

donc les coûts. Elle permet une meilleure surveillance, ce qui réduit les mortalités prénatales.

Elle permet ainsi de réduire l'anœstrus post-partum chez la brebis, ce qui rend possible

d'atteindre l'objectif des 3 agnelages en 2 ans (Thibault et Levasseur, 1991).

3.9. Transfert embryonnaire et mise au point de nouvelles techniques.

La maîtrise de la reproduction est également un outil pour la mise au point et le

développement de nouvelles techniques de manipulation ou de stockage du patrimoine

génétique (Cardin et al, 1996). La synchronisation avec la maîtrise du moment exact des

ovulations à l'heure près, permet déjà ou permettra rapidement des collectes d'ovocyte au

même stade sur de nombreux animaux, l'obtention à la demande d'œuf juste fécondés, la mise

à la disposition d'un grand nombre d'embryons ou d'un grand nombre de femelles receveuses

en même temps et même stade du cycle.


17

Ces différentes possibilités favorisent la mise au point du développement, par exemple, de la

fécondation in vitro, de la culture, de la congélation et du transfert d'embryon, du sexage des

embryons ou du transfert de gènes (Humblot, 1999 et Castonguay et al, 2000).

4. Méthodes.

4.1. Zootechnique.

4.1.1. Alimentation : « flushing »

Une augmentation contrôlée de l'alimentation, connue sou le nom de «flushing», stimule les

ovulations (Menassol et al, 2011). L'action de l'alimentation se manifeste aux différentes

périodes de la vie productive, principalement pendant les 2 à 3 semaines qui précèdent et qui

suivent la saillie. La lutte des brebis est une période privilégiée qui conditionne l'obtention

d'une bonne fertilité et d'une bonne prolificité (Thibier, 1984; Besselievre, 1986).

Le «flushing», maintenu assez longtemps après la fécondation, permet d'accroître le taux

d'ovulations et par conséquent la prolificité car il évite une augmentation du taux de mortalité

embryonnaire dû à un taux d'ovulation accru. Chez les animaux ayant un état corporel moyen

ou bas, l'accroissement progressif de l'alimentation de brebis au cours des semaines qui

précèdent la lutte où le «flushing» doit débuter au plus tard 17 jours avant le début de la lutte

et se poursuivre 19-20 jours après l'introduction des brebis. Tableau. 11 (Thibier, 1984).

Le «flushing», peut se faire par l'apport de 300 à 400g d'aliment concentrés en plus de la

ration nécessaire pour l'entretien pendant les 3 à 4 semaines qui précèdent la lutte (Oujagir et

al, 2011).

Tableau 11: Influence du « flushing » sur le taux d’ovulations et de prolificité chez les brebis

(limousine) synchronisées par des éponges vaginales et associées à 400 UI de PMSG

(Oujagir et al, 2011).

Saison Nombre de brebis Régime Taux

Prolificité Ovulation

Automne 40 Témoins

27 Flushing

1,5g de foin

Idem +300g de concentré

138

160

148

174

Hiver 44 Témoins

35 Flushing

1,6kgdefoin+200gdeconcentré

Idem + 500g de concentré.

160

182

197

215

Printemps 25 Témoins

24 Flushing

1,5kg de foin

Idem+300g de concentré

136

169

179

201


17

4.1.2. Effet bélier.

C'est une technique qui permet le groupage naturel des chaleurs et l'amélioration de la

prolificité. (Kenyona et al, 2012). Les brebis isolées du bélier pendant une durée d'un mois,

réagissent à l'introduction du bélier dans le troupeau par une augmentation rapide de la

concentration plasmatique de LH, ainsi que par un pic préovulatoire de LH. L'ovulation

survient en moyenne 35 à 40 heures après (Zarazaga et al, 2012).

Plusieurs chercheurs ont émis l’hypothèse selon laquelle, le bélier produit un stimulus olfactif

(phérormone) qui stimule l’axe hypothalamo-hypophyso-ovarien de la brebis et la fait sortir

de son anoestrus. Dans une expérience mené par Perkins et Fitzgerald (1994) dans laquelle 89

brebis en anoestrus ont été exposées à 4 béliers de haute performance sexuelle pendant un

mois (contact de 30mn par jour), ont trouvé que 95% des brebis avaient ovulé dans les 5 ± 1,9

jours qui ont suivi l’introduction des béliers. Cet effet bélier outre son action de groupage des

chaleurs, permet de réduire la durée de l'anœstrus saisonnier, la reprise de l'activité sexuelle et

améliore la fertilité. (Delgadillo et al, 2000)

Le déclenchement des chaleurs chez les brebis par l'effet mâle aboutit à une dispersion des

œstrus sur une dizaine de jours. Dans de telles conditions, la possibilité d'obtenir un groupage

des œstrus résultant de l'introduction des béliers, dans un troupeau de femelle préalablement

isolées présente un grand intérêt. (Pinheiro et al, 2011).

4.1.3. L’éclairement artificiel.

L'utilisation de l'éclairement artificiel peut modifier la saison sexuelle. En dehors de celle-ci,

en soumettant des lots à des durées d'éclairement décroissantes, on obtient le déclenchement

d'œstrus, des chaleurs normales et un taux normal de mise bas (Etienne, 1987; Castonguay,

2000a). La méthode consiste à allonger la durée du jour naturel, sur des brebis devraient

mettre bas en février; dès le début de janvier, la longueur du jour a été prolongée pendant 6

semaines jusqu'à 18 heures par jour, pour être ramenée en suite à 13 heures à la fin du mois de

mars. La réponse des brebis n'est pas immédiate. Les chaleurs sont alors apparues à la mi-juin,

soit trois mois plus tôt (Menassol et al, 2011).

4.2. Médicales.

On distingue 2 types de méthodes :

Par raccourcissement de la phase lutéale physiologique par l'emploi des facteurs

lutéolytiques exogènes.

Par prolongation de la phase lutéale du cycle sexuel normal par des progestatifs

exogène (Tsouli, 1985).


17

4.2.1. Facteurs lutéolytiques.

La méthode lutéolytique aboutit à une lyse du corps jaune, qui sera suivi par une décharge de

FSH et l'évolution d'un nouveau follicule et donc d'un nouveau cycle sexuel. On peut utiliser

deux produits : les prostaglandines dont l'utilisation est très répandue et les œstrogènes qui ne

sont pas beaucoup utilisés (McDonald, 1980).

a) Les œstrogènes (E2) : Ils ont été utilisés en premier, ils entraînent une

lutéolyse. Les chaleurs obtenues sont inconstantes et l'ovulation est mal maîtrisée. Les

œstrogènes ont une certaine action sur le corps jaune de femelles ovines. Les œstrogènes,

injectés à certains stades du cycle (2ème

moitié), peuvent avoir une action lutéolytique en

induisant la sécrétion de la PGF2α. A d'autres stades, ils ont une action lutéotrophine

(Thimonnier et al, 1986; Bahri, 1987).

Les œstrogènes seuls ne donnent pas de bons résultats de fertilité, même s'ils peuvent

synchroniser les œstrus chez la brebis par leur action lutéolytiques; en fait, les E2 donnent plus

souvent des chaleurs anovulatoires. Par conséquent ils ne peuvent être utilisés seul dans des

programmes de synchronisation mais en association avec les progestérones (Brice et al,

2002).

b) Les prostaglandines (PGF2α): Les prostaglandines peuvent jouer des rôles

très importants en reproduction incluant, la sécrétion des gonadotrophines; l'ovulation de

certaines espèces; la régression ou la lutéolyse du corps jaune par le contrôle du cycle

sexuelle; produisent la motilité et les contractions utérines; des effets ocytociques pendant la

parturition et le transport des spermatozoïdes dans les voies génitales femelles, chez la

jument, la brebis et la femme. (Robert, 1986)

La prostaglandine utérine est produite par l'endomètre à partir de l'acide arachidonique, sous

l'influence des œstrogènes et de l'ocytocine. La régulation du cycle œstral par l'effet

lutéolytique de la prostaglandine utérine est un mécanisme très complexe qui varie d'une

espèce à une autre (Hansen, 2009).

Lorsque le corps jaune est immature ou encore en développement, les prostaglandines n'ont

aucun effet sur lui; c'est pour cette raison qu'il est conseillé en synchronisation des chaleurs,

d'utiliser une double dose de prostaglandine (à 8 jours d'intervalle chez la brebis), pour arriver

à synchroniser la majorité des femelles traitées (Roberts, 1986).

L'intervalle fin de traitement apparition de l'œstrus est affecté par le jour du traitement. Il est

d'autant plus élevé que le traitement est appliqué à un stade avancé du cycle (Evans, 1987 et

Henderson, 1991).


11

Après injection de la PGF2α aux brebis, chèvres, vaches et juments qui cyclent normalement

et ayant un corps jaune mûr (donc après 5 à 7 jours de l'œstrus), ce dernier régresse, et un

autre œstrus normal et fertile habituellement survient. Chez la brebis et la chèvre, il survient

habituellement 2 à 3 jours après injection, tandis que chez la vache, il survient généralement 2

à 5 jours ou même un peu plus (Scaramuzzi et al, 1988).

4.2.2. Les progestagènes.

C'est l'hormone produite par le corps jaune ou encore l'hormone stéroïdienne produite par les

cellules de la granulosa et les cellules lutéales. Dans beaucoup d'espèces animales, la

sécrétion de la progestérone par le follicule débute avant l'ovulation; celle-ci se poursuit avec

la maturation du corps jaune, étant donné que la demi-vie de la progestérone dans le sang est

de 3 à 5 minutes seulement chez la vache et la jument (Karen et al, 2002).

La progestérone est aussi produite par le cortex surrénalien et le placenta. Après ovulation, le

corps jaune se développe à partir des cellules de la granulosa du follicule de DE GRAAF, et il

est maintenu en activité grâce à l'hormone gonadotrope, lutéotrope ou lutéinisante (LH). Sous

l'influence de la LH, les cellules lutéiniques produisent de la progestérone (Bari et al, 2000).

La production de la progestérone par le corps jaune régularise le cycle œstral en inhibant

l'œstrus, le pic ovulatoire de LH, et joue encore des rôles très importants en reproduction

animale. Le corps jaune est indispensable pour la gestation chez la grande majorité des

espèces animales domestiques, même si dans certaines espèces, le placenta prend le relais de

la production de la progestérone vers la deuxième moitié de la gestation (exemple : brebis,

jument) (Karen et al, 2006).

La progestérone stimule la croissance du système glandulaire endométrien de l'utérus; elle

stimule aussi la production du lait «lait utérin» par l'endomètre, élément essentiel pour la

nutrition de l'œuf fécondé, et pour la nidation de l'embryon aussi. La progestérone assure aussi

le maintien de la gestation en produisant un milieu favorable à la survie et au développement

embryonnaire, et en inhibant la motilité de l'utérus (Sousa et al, 2004).

La progestérone est utilisée pour prévenir ou contrôler l'avortement provoqué par une

déficience possible en progestérone naturel chez la brebis, chèvre, jument et la vache.

(Derivaux et Ectors, 1989).

L'administration de progestérone ou de progestagènes ne modifie que très peu la durée de vie

du corps jaune et le moment normal de la régression lutéale, cependant, la présence de

progestérone empêche toute apparition d'œstrus et d'ovulation chez les femelles dont le corps

jaune a déjà régressé. L'arrêt du traitement est suivi de l'œstrus et de l'ovulation.


17

Le traitement à base de progestérone doit donc avoir une durée sensiblement égale à la phase

lutéale pour l'obtention du résultat souhaité (Thimonier et Bosc, 1986).

Toutefois, le traitement progestatif seul est insuffisant pour provoquer l'apparition de l'œstrus

chez la totalité des animaux traitée pendant la période d'anœstrus. L'injection par la voie

intramusculaire de la gonadotrophine sérique de jument gravide «PMSG» à la fin de

traitement progestatif augmente le pourcentage des femelles en œstrus (Mamine, 2010).

a) Nature des produits utilisés :

A coté de la progestérone, d'autres produits synthétiques qui ont des propriétés analogues sont

utilisés; ces substances sont regroupées dans l'appellation de «progestagènes». Trois groupes

de progestagènes sont utilisés :

MAP : 6 Méthyl-17-Acétoxy-progestérone ou Médroxyprogestérone

CAP : 6 Chlr. Dihydro-17-Acétoxy-progestérone ou chlormadione.

FGA : 17-Acétoxy-9-Fluoro-11-hydroxy prégnane-20-dione ou acétate

de Fluorogestone (Thibault et Levasseur, 1991).

b) Quantités à administrer :

Cette quantité du produit lui-même varie en fonction de l'animal qui va être traité, de la

saison pendant laquelle on applique ce traitement et du mode d'administration. Généralement,

en utilise les doses minimales efficaces qui sont les plus faibles possibles pour les quelles les

progestagènes de synthèse sont efficaces sans avoir un effet rémanent après arrêt du

traitement (Gounis, 1989).

Il a été démontré que l’application d’une dose de FGA inférieure à 30mg se traduit par une

baisse significative de la fertilité aussi bien chez les brebis en anoestrus que chez les brebis

cyclées (Mukasa; Mugerwa, 1992)

c) Modes d'administration :

Eponges vaginales :

L'absorption de la progestérone et des progestagènes est très bonne par la muqueuse vaginale.

Le traitement de brebis par des éponges vaginales imprégnées d'acétate de Fluorogestone

«FGA» ou analogue pendant 12 à 14 jours permet la synchronisation des chaleurs pendant la

saison sexuelle, au cours de l'anœstrus saisonnier ou post-partum et la mise à la lutte des

agnelles. (Baril, 1993; Goulet et al, 2002).


17

Quatre produits sont commercialisés actuellement et administrées par voie vaginal :

o Des éponges commercialisées sous le nom de VERAMIX par le laboratoire «UPJON»

o Des éponges imprégnée d'acétate de Fluorogestone (FGA) commercialisées sous le

nom de « SYNCRO-PART» par le laboratoire «SANOFI».

o Des éponges imprégnées de FGA commercialisée sous le nom de « CHRONO.

GEST » par le laboratoire «INTERVET».

o Des éponges imprégnée d'acétate de Médroxyprogestérone (MAP) commercialisée

sous le nom d'ESPONJAVET par le laboratoire «HIPRA».

Les éponges imprégnées de FGA sont dosées à 30 mg sont laissées en place pendant 12 jours

et les éponges dosées à 40 mg sont laissées en place pendant 14 jours. Il est préférable de ne

pas dépasser les durées car, au-delà, la dose de FGA restant dans l'éponge risque d'être

insuffisante par la synchronisation (Boukhliq, 2002).

Voie orale : Leur usage est fastidieux car l'administration doit être quotidienne

pendant tout le temps du blocage du cycle. Leur effet est peu modulable (Etienne, 1987).

Lors d'utilisation des progestagènes par la voie orale, on ne peut pas connaître les quantités

absorbées par jour et par animal lors de distribution collective. La solution serait donc de

distribuer des quantités importantes, d’où un coût de traitement élevé (Dubray et Vautrin,

1983).

Voie parentérale :

- Injectable : C'est le cas de la progestérone mais l'effet est très limité et une

administration quotidienne est nécessaire, ce qui rend cette méthode inutilisable.

- Implant sous-cutané : L'implant contenant la substance progestative qui va être

libérée dans l'organisme et placé en position sous cutanée entre la peau et le cartilage,

sur la face externe de l'oreille. Il est retiré au bout de 10 à12 jours suite à une légère

incision de la peau à l'extrémité de l'implant. Les progestagènes utilisés sont de très

haute activité, actuellement ont utilise le «SC 21009 NORGESTOMET» (Zaiem et al,

2000).

Fuente et al (1984) ont démontré que l’utilisation des implants de « Norgestomet » avec une

injection par la voie IM de 500 UI de PMSG chez les brebis de race (Pelibuey) donne un taux

de fertilité plus élevé que les brebis traitées avec des éponges vaginales imprégnées de FGA et

des brebis sans traitement hormonal.


78

4.2.3. Mélatonine.

L'utilisation de la mélatonine permet d'obtenir un déclenchement plus précoce de la saison de

reproduction des brebis, en même temps qu’un raccourcissement de la période de lutte ainsi

qu’une amélioration de la fertilité et de la prolificité (Lassoued et al, 2008).

L’utilisation d’un traitement de mélatonine seul (sans traitement photopériodique préalable) a

fait l’objet de nombreuses expérimentations notamment en Australie, en Nouvelle Zélande et

en Grande Bretagne. Chez les races peu saisonnées, telle que la (Mérinos), elle permet une

légère augmentation de la fertilité et de la prolificité, quelle soit la date à la quelle elle est

employée. Chez les races saisonnées originaire de l’Europe du nord, dont le début de la saison

se situe en septembre, ce type de traitement permet d’avancer de 1 à 1,5 mois le début de la

saison sexuelle annuelle. Dans ces races, le traitement n’est efficace que s’il commence à

partir de la fin du mois de mai (Zaiem et al, 1996).

La durée optimale pour obtenir un déclenchement plus précoce des ovulations chez au moins

les 2/3 des animaux traités, est supérieur à 36 jours mais inférieur à 93 jours. Il faut avoir au

moins 36 jours du traitement afin que la cyclicité ovarienne soit établie de façon régulière

(Devavry, 2011)

La durée optimale pour un traitement sous forme d'implant sous cutané est située aux

alentours de 70 jours. La dose de mélatonine libérée de manière régulière doit permettre

d'obtenir des concentrations voisines des niveaux observés pendant la période de jours courts

(JC) chez des femelles témoins soit 120 pg/ml (Dardente, 2012). Plusieurs formes de

distribution de la mélatonine ont été essayées :

o Distribution quotidienne par injection ou ingestion ;

o Bolus intra-ruminal ;

o Implant sous- cutané.

Dans le cas des implants sous- cutané, il se produit également une augmentation du taux

d'ovulations qui conduit à un léger accroissement de la prolificité. En France, ce traitement est

testé sur deux races: La « Limousine » et la « Caussenarde ».

Un tel traitement employé avec insertion des implants (MelovineND

) pendant 30 à 40 jours

avant l’introduction des béliers pour la lutte naturelle, provoque le déclenchement de l’activité

sexuelle, en avance de la saison et une augmentation significative de la fertilité et de la

prolificité aboutissant à l’accroissement de 20% de la fécondité des brebis traitées

(Chemineau et al, 1991) Tableau 12.


77

Tableau 12 : Fertilité, prolificité et fécondité des brebis « Caussenardes » «Limousines » témoins ou

traitées avec la mélatonine et luttées naturellement (Chemineau et al, 1991)

Nombre de

brebis

Fertilité en

%

Prolificité en

%

Fécondité en

%

Brebis témoins

401 76 1,35 1,02

Brebis traitées la

mélatonine

447 85 1,42 1,21

N.B: L’expérience s’est déroulée dans 9 troupeaux et les mâles ont été introduits pour la lutte,

de fin Mars à mi-juin, 30 à 40 jours après l’insertion d’un ou deux implants de mélatonine.

(Chemineau et al, 1991)

4.3. Combinées.

4.3.1. Combinaison du traitement progestérone-PMSG avec l'œstradiol 17β

Pour rétablir la fertilité des brebis laitières de race Karagounik pendant l'anœstrus

de lactation, le traitement à base de progestérone (implant) associé à deux injections

de 1000 UI de PMSG à intervalle de 16 jours permet 76,6% d'agnelage. L'injection

de 30µg d'œstradiol 17 β injecté après la 1ère

injection de PMSG immédiatement et

avant la saillie abaisse à 50% le taux d'agnelage (Laouini et al, 2004).

4.3.2. Amélioration de la synchronisation des chaleurs induites par les

éponges vaginales imprégnées de FGA et par l'effet bélier ou de la

progestérone et l'effet bélier :

Les travaux de Lindsay et al (1992) montrent une similitude des résultats de l'utilisation de

l'effet bélier seul ou combiné avec un traitement progestatif ou progestéronique. Tableau 13.

Tableau 13 : Effet de différents traitements sur la fécondité de brebis de la race (Mérnios)

(Lindsay et al; 1992).

Groupe Traitement Nombre 1

er cycle 2

ème cycle

Fertilité Prolificité Fertilité Prolificité

І FGA+ mâle 35 71,4 1,16 94,3 1,15

ІІ Effet mâle 35 70,6 1,17 94,1 1,16

ІІІ Effet mâle +P4 35 71,4 1,12 82,9 1,10


77

4.3.3. Influence de la variation de l'apport concentré avant et après l'œstrus

induit par un traitement hormonal sur la fécondité.

L'élévation du niveau alimentaire a un effet sur la fertilité, mais essentiellement en

améliorant la prolificité. L'effet favorable du «flushing» se manifeste aussi sur la fécondité.

Le flushing pré-œstral a permis d'obtenir une proportion plus importante de gestations

multiples chez la brebis; le niveau alimentaire élevé sur toute la durée de l'expérience permet

donc d'avoir le meilleur taux de fécondité. (Dove, 2002). Tableau 14.

Tableau 14: Régimes alimentaires des différents lots (Dove, 2002)

Régimes Expérience I Expérience II

B

H

H+

1,45kg de foin

1,35kg de foin+300g de concentré

1,35kg de foin+500g de concentré

Foin*+200gde concentré



N.B: * : la consommation moyenne de foin pour l’ensemble du troupeau était de l’ordre de

1,6kg/brebis/jour.

N.B : Le troupeau était réparti en 5 lots dont deux désignés sous le nom de BB et HH ont reçu

un régime constant tout au long de l’expérience, alors que le régime des trois autres lots

varierait le lendemain de l’expérience. (Dove, 2002). Tableau 15.

Tableau 15 : Résultat de la lutte en fonction du régime alimentaire avant et après la lutte chez

la brebis (Dove, 2002)

Lots

BB BH HB HH HH+

Nombre des brebis inséminées 84 80 54 56 55

Nombre des brebis agnelant 56 57 39 42 40

Taux de non-retour 75 76 85 84 84

Taux de fertilité 67 71 72 75 73


77

4.3.4. Résultat obtenu par combinaison de l'effet bélier, la PMSG, le flushing et

le traitement par les éponges :

a) Effet de la PMSG :

En l'absence de la PMSG, la fertilité est plus faible au premier qu'au second œstrus après le

retrait de l'éponge et la fécondité est également plus basse. Par contre lorsque les brebis

reçoivent de la PMSG, les différences de fertilité et de fécondité entre œstrus induit par le

traitement progestatif et second œstrus après le traitement progestatif avec la PMSG

disparaissent. La prolificité à l'œstrus induit augmente par rapport à celle du second œstrus

mais la différence n'est pas significative (Belkasmi et al; 2010). Tableau 16.

Tableau 16 : Influence de la PMSG sur la fertilité après traitement progestatif et sur la

fertilité naturelle des brebis (Ouled Djellal) en saison sexuelle (Belkasmi et al; 2010).

Insémination effectuée à l'œstrus

Fertilité% Prolificité% Fécondité%

Expérience І (sans PMSG)

01

02

54,5

72,0

147,0

150,5

83,5

123,5

Expérience ІІ (avec PMSG)

01

02

69,0

71,8

139,4

132,3

96,2

95,0

b) Effet du Flushing :

Les différentes combinaisons de traitement aux éponges vaginales imprégnées au FGA avec

et en absence de flushing sont comparées entre elles. Les résultats sont apportés dans le

Tableau 17 : Fertilité, prolificité et fécondité des brebis mises en lutte de printemps après

traitement hormonal associé ou non a un flushing (Lassoued ; 2011).

Flushing

Absence de flushing

Fertilité %

75,5 69,2

Prolificité %

191,7 179,3

Fécondité % 144,7 124,1


77

c) Comparaison entre éponges + effet bélier et éponges + PMSG :

Tableau 18 : Action du bélier sur le taux d'ovulation la brebis de race (Barbarine)

(En mois de Mai) (Lassoued ; 2011).

Taux d'ovulation % Prolificité %

Ovulation naturelle 1,2 1,16

Effet bélier après traitement d'éponges. 1,6 1,3

PMSG après traitement d'éponges. 2,0 1,63

Tableau 19 : Comparaison de l'effet bélier et de l'injection de PMSG en fin de traitement de

synchronisation par les éponges chez la brebis de race (Berrichonnes) (En mois de juin)

(Besselievre; 1981).

Tableau 20 : Importance du moment d'introduction des béliers sur la fertilité et la prolificité

des la brebis de race (Tarasconaise) traitées aux progestagènes (en mois de Février)

(Besselievre, 1981).

Fertilité % Prolificité % Taux d'agnelage supérieur à 2

Eponges + PMSG. 78,7 177 15,4

Eponges + effet belier

76,6 161 4,3

Fertilité% Prolificité

%

Cycle Cycles

1er

2ème

1er

2ème

Eponges + PMSG. 66 80 139 132

Eponges+effet bélier 2 jours avant fin

progestagènes

80 93 116 118

Eponges + effet bélier fin

progestagènes.

67 96 122 119


77

4.3.5. Association mélatonine avec traitement de Synchronisation de l'œstrus

L'utilisation de la mélatonine, en association avec un traitement hormonal de synchronisation

de l'œstrus permet d'améliorer le résultat de fécondité des brebis et de favoriser l'apparition

des chaleurs sur les brebis non fécondées. Cet accroissement des performances de

reproduction est du à un déclenchement plus précoce de l'activité sexuelle en avance de sa

saison et donc à une induction de retour en chaleur chez les brebis non fécondées (vides)

après traitement hormonal. Pour les essais réalisés en lutte naturelle et après synchronisation,

deux implant de mélatonine sont insérés par voie sous cutané à la base de l'oreille gauche, de

façon à ce que les deux implants soient disposé l'un derrière l'autre et non l'un a coté de

l'autre. L'introduction du bélier a eu lieu en moyenne 33 jours après la pose des implants. Les

béliers sont introduits pour une durée variable selon les élevages qui peut excéder 100 jours,

mais pour chacun des élevages la lutte est libre, et aucune détection des œstrus n'est effectuée.

Le traitement associé utilisé, est un traitement comprenant une éponge vaginale qui contient

30 mg d'acétate de Fluorogestone (FGA), laissée en place pendant 12 jours consécutives. Lors

du retrait de l'éponge, 500 à 600 UI de PMSG ont été injectées par la voie IM (Zaiem et al,

2000). Les tableaux 21 et 22 montrent une augmentation du taux de fécondité et de fertilité

entre les lots témoins et les lots traités avec la mélatonine.

L’insémination artificielle à lieu en moyenne 34 jours après la pose des implants. Les béliers

utilisées pour assurer les saillies lors des retours en oestrus des femelles non fécondés à

l’oestrus induit par le traitement hormonal de synchronisation, sont introduit dans le troupeau

après le cinquième jour qui suit l’I.A. la lutte est libre et aucune détection de l’oestrus n’est

effectuée. (Chemineau et al, 1991).

Tableau 21 : Fertilité, prolificité et fécondité des brebis du lot témoin et celles traitées avec la

mélatonine après la lutte naturelle (Chemineau et al, 1991)

Lot témoin

Effectif mis en

lutte

Effectif

mettant bas

Fertilité

%

Nombre

d’agneaux nés

Prolificité

%

Fécondité%

401 303 76 408 135 102

Lot traité

Effectif mis en

lutte

Effectif

mettant bas

Fertilité

%

Nombre

d’agneaux nés

Prolificité

%

Fécondité%

447 378 85 537 142 120


77

Tableau 22 : Une augmentation de fécondité et de prolificité entre le lot témoin et ceux

traités après I.A (Chemineau et al, 1991)

Lot Témoin

Effectif mis en

lutte

Effectif

mettant bas

Fertilité

%

Nombre

d’agneaux nés

Prolificité

%

Fécondité%

460 303 65 486 160 106

Lot traité

Effectif mis en

lutte

Effectif

mettant bas

Fertilité

%

Nombre

d’agneaux nés

Prolificité

%

Fécondité%

519 357 69 630 176 121

4.3.6. La combinaison du traitement prostaglandines + PMSG et

progestérone + PMSG.

La prostaglandine agit par arrêt de l'approvisionnement en sang du corps jaune (lutéolyse).

Par contre la progestérone, bloque la libération de la gonadotropine endogène jusqu'à retrait

des éponges vaginales. (Mukasa-Mugerwa, 1992). (Tableau 23).

Tableau 23 : Le taux de fertilité et de prolificité obtenue par un traitement avec la

prostaglandine et la progestérone associé à la PMSG chez la brebis de race (Menze)

Ethiopiennes (Mukasa-Mugerwa, 1992).

Méthode de

synchronisation

Dosage de PMSG

(UI)

Nombre de brebis

traitées

Nombre d'agneaux nés

Simple Double total

Eponges vaginales (FGA)

Aucun 12 8 1 10

200 12 7 2 11

300 12 4 5 14

PGF2α

Aucun 12 7 1 9

200 12 6 2 10

300 12 5 4 13

Total 72 37 15 67

5. Techniques d'amélioration de la prolificité.

5.1. Naturelles.

5.1.1. Influence de l'alimentation :

Le niveau d'alimentation des brebis au moment de la lutte est l’un des principaux facteurs

d'amélioration de la prolificité. On a observé depuis longtemps qu'une alimentation accrue


71

avant la mise au bélier se traduisait par un nombre supérieur de naissances gémellaires, même

si cette supplémentaire était étroitement limitée dans le temps.

Les performances de reproduction sont positivement corrélées au poids de l'animal avant la

lutte (Dekhili et al; 1996). Le poids vif et la prise de poids avant la lutte ont une influence

déterminante sur le taux d'ovulation. De nombreux auteurs ont montré la liaison existante

entre le poids vif lors de la lutte et le taux d'ovulation. Les brebis lourdes produisent

significativement plus d'agneaux à la mise bas parce que leurs taux de fertilité et d'ovulation

sont supérieurs à ceux des brebis légères. Le taux de mortalité embryonnaire varie également

avec le poids de l'animal et son état corporel (Roux, 1986). Tableau 24.

Les brebis les plus lourdes ont non seulement un taux d'ovulation plus élevé mais aussi un

taux de perte embryonnaire plus faible malgré la proportion d'ovulation multiples (Mansanet

et al, 2012). La suppression de l'apport d'aliment concentré pendant la période de flushing

augmentera le taux de mortalité embryonnaire, cette dernière est d'autant plus marquée que le

stress produit par la réduction de l'alimentation est plus fort.

Tableau 24: Relation entre le poids vif et la mortalité embryonnaire chez la brebis (Thibier,

1984).

Poids vif (kg) Taux d’ovulation Taux de mortalité embryonnaire %

26

30

35

1,63

1,77

2,06

73,9

71,8

54,8

5.2. Insémination Artificielle.

Au cours de la saison sexuelle, la fertilité et la fécondité des brebis inséminées artificiellement

sont plus faibles pendant un œstrus induit par un progestatif que pendant un œstrus naturel.

Cette subfertilité ne peut résulter d'une apparition incomplète des chaleurs. On sait en effet,

qu'à l'époque où les animaux sont en pleine activité sexuelle, le pourcentage d'apparition des

chaleurs après traitement hormonal est très élevé (Seegers, 1997).

5.2.1. La PMSG.

Après injection de la PMSG, le taux de fécondation est sensiblement augmenté et l'on

parvient à un niveau de fertilité et de fécondité comparable à celui d'un œstrus normal. La

PMSG apparaît comme le complément à tout traitement progestatif (Boly et al; 2000).

a) Production:

La PMSG : est une hormone présente au cours de la gestation chez les équidés. Elle est

produite au niveau des cupules endométriales fœto-placentaires qui se développent à partir de


77

l'invasion de l'endomètre par des cellules spécialisées du trophoblaste entre le 36 ème et

38

èmejour de gestation. C'est à ce moment que la PMSG apparaît dans le sang des juments.

La production de cette hormone augmente alors rapidement pour culminer vers les 60-80 ème

jours de gestation. La concentration plasmatique de cette hormone commence à chuter à partir

du 90ème

jour pour s'effondrer vers le 120ème

jour de gestation. (Legan, 1981).

b) Activités biologiques:

La PMSG a essentiellement une activité FSH c'est-à-dire folliculo-stimulante, propriété ayant

permis sa découverte en 1930. Depuis cette époque, de nombreux travaux sont veux préciser cet

effet de stimulation de la croissance folliculaire aussi bien du point de vie qualitatif que quantitatif

chez l'animal pubère ou impubère (Rekik et al, 2003).

Le mode d'action de la PMSG se traduit par :

- Une synchronisation plus précise des chaleurs et de l'ovulation.

- Une augmentation de la durée des chaleurs dont l'effet retentit sur la fertilité.

- Une élévation du taux d'ovulation.

c) Modes d'emploi et voies d'administrations :

Les voies d'administration utilisées, sont les voies sous cutanées (SC), intraveineuse (IV) et

intramusculaire (IM). Finalement seule la voie (IM) a été retenue. La diffusion par voie

sanguine est nettement plus rapide et plus directe que par voie lymphatique. A dose égale de

PMSG, on a montré que le nombre d'ovulation induit est deux fois plus élevé, lors d'injection

par la voie (IM), que lors d'injection par la voie (SC) (Lassoued et al, 1990).

Au moment de l’emploi, le lyophilisat est dissous dans un solvant spécial, à raison de 2 ml

quelle que soit la dose. Souvent, on utilise du sérum physiologique, car certains solvants plus

élaborés dénaturent l’hormone. (Lassoued et al, 1990).

d) Dose de PMSG :

La dose de PMSG varie en fonction de nombreux paramètres :

- Saison : A contre saison, on utilise une dose supérieur à celle utilisée en saison

sexuelle. Les doses de PMSG généralement préconisées sont de 400 à 1000UI (Khaldi, 1984).

- La race : Les différentes races sont inégalement sensibles à la PMSG. En

pratique on réduit la dose pour les races prolifiques comme la (Romanov) et augmente pour

les races moins prolifiques (Khaldi, 1984).

- Individu : Les doses varient selon l'âge et le stade physiologique de l'individu.

La dose est plus réduite chez l'agnelle que chez la brebis (Khaldi et Lassouad, 1988).


77

- Etat physiologique: La dose de PMSG varie selon que la brebis soit

allaitante ou tarie (Gounis, 1989). Tableau 25.

Tableau 25 : Variation de la dose de PMSG en fonction de l'état physiologique des brebis

(Gounis, 1989).

Etat physiologique Saison sexuelle Anœstrus saisonnier

Brebis sèches 400 500-600

Brebis allaitante 500 600-700

Agnelles (8 à 12 mois) 400 500

e) Effet de la PMSG:

- Sur le moment de l'œstrus : L'injection de la PMSG réduit l'intervalle fin de

traitement- apparition de l'œstrus. Cette réduction varie de 5 à 14 heurs selon la dose de

PMSG et la saison.

L'œstrus survient plus tard chez les brebis allaitantes que chez les brebis taries. De même, le

moment d'apparition de l'œstrus après traitement progestatif varie selon la race de la brebis

(Hooshang et al, 2007)

L'intervalle fin du traitement- apparition des chaleurs est plus court pendant la saison sexuelle

que pendant l'anœstrus. Tableau 26.

Tableau 26 : Effet la dose de PMSG après traitement progestatif sur l'intervalle fin de

traitement- apparition de l'œstrus (heure). (Manuer Revena et al, 1972).

Dose PMSG (UI) Fin du traitement- apparition de l'œstrus

0

500

Saison sexuelle Anœstrus saisonnier

35

40

41

-

0

400-800

37,7

30

42,7

32,7

- Sur l'ovulation : La PMSG augmente le taux d'ovulation. De plus, il a été

démontré une interaction significative entre la dose de PMSG et la race par le taux

d'ovulation. Tableau 27.


78

Tableau 27: Effet du traitement progestatif et de la dose de PMSG sur le taux d'ovulation

(Gounis, 1989). Dose de PMSG (UI) Taux d'ovulation moyen

0

200

400

800

1600

Anœstrus saisonnier Saison sexuelle

0,6

1,2

2,2

7,4

6,0

1,0

1,2

1,8

4,0

9,0

L'injection de la PMSG à la fin du traitement aux progestérones, stimule la croissance

folliculaire, avance le début des chaleurs et augmente le taux d'ovulation. (Gounis, 1989)

Tableau 28.

Tableau 28 : Effet de l’interaction race/dose de PMSG sur le taux d’ovulations. (Gounis,

1989)

Dose de PMSG /Race Anoestrus saisonnier Saison sexuelle

750 UI 1000 UI 0 750 UI

Rambouillet

Tarhée

Hampshire

Dorse

Suffak

Corriedale

Coarsemool

2,2

1,4

1,3

2,2

1,6

1,3

1,8

4,5

4,8

2,0

1,3

1,3

2,4

2,3

2

2,1

1,9

2

1,8

2,1

1,6

1,8

2,1

1,8

2

2,3

2,8

2,0

Moyenne 1,9 2,6 1,9 2,1

La dose de PMSG injectée doit être ajustée précisément en fonction de la saison, de l'état

physiologique des brebis et de la race mais aussi à la prolificité naturelle de l'animal. En effet,

les brebis naturellement prolifique sont plus sensibles à la PMSG. Selon (Bidon et al, 1986;

Bister et al, 1987 ; Lindsay et Thimonier et al, 1988 et Niar, 2001) qui considèrent que les

doses de la PMSG doivent êtres comprises entre 250 et 700 UI par femelle.


77

- Sur la Fertilité et la Prolificité.

Tableau 29 : Comparaison des effets des différentes doses de PMSG sur la fertilité et

la prolificité chez la brebis de race (Rembi) Niar (2001).

Traitement Taux de Fertilité % Taux de Prolificité %

I FGA seule 48,4 105,3

II FGA+ 250 UI de PMSG 66,7 129,6

III FGA + 300 UI de PMSG 86,2 132

IV FGA + 500 UI de PMSG 85,3 156,5

V FGA + 700 UI de PMSG 79,7 152,2

La PMSG améliore le taux de fertilité et surtout le taux de prolificité. Chemineau et al (1982)

rapportent que l’injection de la PMSG en fin de traitement de synchronisation aux

progestagènes se traduit par des oestrus plus précoces et par un taux de fertilité plus élevé

après saillie naturelles ou insémination artificielle chez la brebis Figure 13.

Le Tableau 30 donne les performances de reproduction (Fertilité et prolificité) des

brebis de différentes races, sous différents traitements hormonaux.


77

Tableau 30 : Comparaison des principaux traitements d'induction/ synchronisation de l'œstrus chez

la brebis.

N.B : Ce sont des taux de fertilité obtenus dans les mêmes conditions sans injection de PMSG

Race Ouled

Djellal

Ouled

Djellal

TAADMIT TAADMIT Merinos

d'arles

Rasa

Aragonesa

Traitement

progestérones

30 mg FGA 30 mg FGA 30 mg FGA 30 mg FGA 30 mg

FGA

30 mg FGA

Durée du

traitement

(jours)

14 14 12 12 14 14

Nombre de

brebis 42 54 177 50 80 740

Dose de PMSG

(UI) 500 250 500 500 500 500

Condition de

fécondation

Lutte

naturelle

(saison

naturelle)

Lutte

naturelle

(saison

sexuelle)

Lutte naturelle

en printemps

(œstrus)

Lutte naturelle

en hiver

(anœstrus)

1.A 1.A

Fertilité %

92.85

71.7

70.8 56 94 75

Prolificité % 129.4 102.85 142.37 117.85 163 156

Référence

Bousbaa et

Lachi

(1992)

Bousbaa et

Lachi

(1992)

Belahreche et

Boulanour

(1991)

Belahreche et

Boulanour

(1991)

Folch et

Cognié

(1985)

Folch et

Cognié

(1985)


77

Figure 13: Décharge de la LH chez les brebis traitées avec la FGA + PMSG.

(Effet de la PMSG) (Brice et al, 1995).


77

f) Effets secondaires :

Récemment il a été démontré que l'utilisation à répétition de la PMSG à une dose supérieure à

750 UI diminuerait la fertilité en raison de la production d'anticorps anti-PMSG chez la brebis

traitée (Castonguay et al, 1999).

Au moment de l'œstrus, la PMSG n'a pas été totalement éliminée et provoque une nouvelle

croissance folliculaire avec sécrétion d'œstrogènes qui perturbent le transit des gamètes (Roy

et al, 1999).

Certains auteurs ont proposé d'injecter au moment de l'œstrus un anticorps dirigé contre la

PMSG, ce qui supprime toute stimulation folliculaire parasite post-œstrale. L'effet de

l'immunisation active se traduit principalement par un accroissement de la proportion des

ovulations multiples. Ceci provoque une augmentation de la prolificité avec une diminution

du nombre des portées triples au profit des doubles, une moindre mortalité périnatale et une

meilleure croissance des agneaux (Bodin et al, 1997).

CHAPITRE IV

TRANSPLANTATION

EMBRYONNAIRE

CHAPITRE.IV. Transplantation embryonnaire

69

1. Introduction.

La transplantation embryonnaire est une méthode de reproduction artificielle dont le

principe revient à transférer avant l’implantation des embryons générés par des femelle

donneuse (mère génétique) chez des femelles receveuses (mères porteuses) qui en assurant le

développement jusqu’au terme. La mise en œuvre de cette méthode chez les animaux

domestiques peut servir une multiplicité d’objectifs, d’ordres génétiques, commerciaux ou

sanitaires (Cognie et Baril et al, 2011)

La transplantation embryonnaire constitue un outil complémentaire de l’insémination

artificielle pour l’amélioration génétique des troupeaux. (Baril et al, 1993). Pour tous les

échanges, la voie embryonnaire est souvent plus économique que le déplacement d’animaux

vivants, est surtout très sécurisant sur le plan sanitaire, puisque l’embryon au premier stade du

développement bénéficie d’une protection naturelle contre les agents infectieux. (Baril et al,

2001).

2. Intérêt de la transplantation embryonnaire.

L’augmentation du nombre de descendant par femelles permet par la transplantation

embryonnaire en fait un outil de choix tant pour la création que pour la diffusion du progrès

génétique, cette méthode apporte d’autre part une solution au problème de la sauvegarde des

génotypes menacés d’extinction.

2.1. Création du progrès génétique.

2.1.1. Accroissement de la pression de la sélection.

Grâce à l’augmentation permise du nombre de descendants par femelle, le nombre de mères

retenus au sein d’une génération pour procréer la génération suivante de reproducteurs

destinés au renouvellement du troupeau peut être réduit, et la pression de sélection peut être

ainsi augmentée. (Fieni et al, 2008).

2.1.2. Accroissement de la précision de sélection.

La procréation d’un plus grand nombre de descendants offre l’opportunité d’une meilleure

estimation de la valeur génétique des femelles par contrôle des performances de leurs sœurs et

de leurs filles situées dans différents lieux. Elle permet aussi d’intégrer des critères

supplémentaires de sélection. (Fieni et al, 2008).


69

2.1.3. Réduction de l’intervalle entre générations.

La possibilité d’accroître rapidement la descendance des jeunes femelles permet un

raccourcissement de l’intervalle entre générations qui peut être mis à profit pour une diffusion

plus rapide des mâles de haut niveau génétique et contribuer par conséquent à accélérer le

progrès génétique. (Cardin, 1996)

2.2. Diffusion du progrès génétique.

Le développement de l’insémination artificielle permet une très large diffusion du progrès

génétique par la voie du mâle. En portant à quelques dizaines de produits la descendance

possible des femelles de haute valeur génétique, la transplantation embryonnaire offre un

moyen pour augmenter sensiblement la diffusion du potentiel génétique par la voie femelle.

(Baril et al, 2010).

2.3. Sauvegarde des races à faible effectifs.

Un certain nombre de races présentent des aptitudes zootechniques reconnues mais peu

valorisantes dans l’économie actuelle des productions ovines et caprines. A l’instar de nombre

de races apparentées, certaines sont menacées de disparition à court ou moyen terme. (Perret,

1986).

2.4. Garantie sanitaire.

En dépit des mesures sanitaires en vigueur au niveau international, la propagation des

maladies infectieuses est encore aujourd’hui souvent associée aux échanges d’animaux

vivants. De nombreuses études ont en revanche montré que la transplantation embryonnaire

oppose à la transmission des agents viraux ou batraciens testés, une barrière très efficace

(Stringfellow et al, 1991). De ce fait, l’intégrité de la zone pellucide, naturellement

protectrice, isole les cellules embryonnaires de la plupart des agents infectieux qui peuvent

contaminer le milieu utérin. Sur le plan sanitaire, le transfert d’embryon offre l’approche la

plus fiable du problème des échanges génétiques. Des travaux réalisés chez la chèvre

(Chemineau et al, 1988) puis chez la brebis (Hare et al, 1988) ont en effet montré que le

transfert d’embryons préalablement « lavés », provenant de femelles séropositives pour le

virus de la bluetongue permettait la création de troupeaux indemnes de cette maladie. La

garantie sanitaire représentée par cette technique permettrait ainsi de l’appliquer à

l’assainissement systématique de troupeaux atteints de maladies infectieuses, avec

conservation de la totalité du potentiel génétique existant. (Chemineau et al, 1996)


69

2.5. Usages commerciaux.

La possibilité de multiplier la descendance de femelles de haute valeur économique ouvre au

transfert d’embryons une multiplicité débouchée purement commerciaux. De ce fait, les

échanges d’animaux vivants sont outre le risque sanitaire, actuellement limités par le coût des

transports à longue distance, de mise en quarantaine et les difficultés d’adaptation des

animaux à leur milieu d’accueil (conditions climatiques, alimentaires et sanitaires). La

commercialisation d’embryons apparaît comme un moyen à la fois sanitairement satisfaisant

et économiquement concurrentiel pour développer des échanges de matériel génétique.

(Chemineau et al, 1996)

3. Choix des donneuses et receveuses.

Toutes les femelles retenues doivent avoir mis-bas au cours de la saison de reproduction

précédente et depuis au minimum 2 mois (pour la brebis) et 5 mois (pour la chèvre) avant le

début des traitements selon l’espèce et la race. Une mise à la reproduction réalisée trop

précocement par rapport à la mise-bas précédente a fréquemment pour conséquence une faible

fertilité.

- On devra refuser les animaux présentant des écoulements vaginaux pouvant révéler

une métrite.

- Si le moindre doute existe sur l’état gestationnel des sujets, il ne faut hésiter à

pratiquer une échographie qui permettra de ne soumettre aux traitements aucune

femelle gestante.

- Pour les femelles donneuses, une sélection peut être réalisée sur la configuration

ovarienne, plus au moins favorable à la superovulation. (Baril et al, 2010).

4. Traitements hormonaux des donneuses et receveuses.

Les traitements hormonaux spécifiques des donneuses et des receveuses sont destinés à

induire l’oestrus et la superovulation (donneuse) ou l’ovulation (receveuse) à un moment

prédéterminé. Ces traitements réalisent en fait une maîtrise temporaire de l’activité ovarienne,

en mimant plus au moins les mécanismes endocriniens qui contrôlent les cycles sexuels.


4.1. Les hormones utilisées et leurs rôles.

4.1.1. La GnRH (Gonadolibérine).

La sécrétion de cette neurohormone dans la circulation porte-hypophysaire varie sous l’effet

de facteurs externes et internes :


66

(externes : durée d’éclairement, odeurs, stress ; internes : rétrocontrôles endocriniens par les

oestrogènes ou progestérones). La GnRH sécrétée atteint directement les cellules

gonadotropes de l’hypophyse, dont elle stimule l’activité de synthèse et de libération de FSH

et LH. (Baril et al, 2004).

4.1.2. FSH (Hormone Folliculo-Stimulante) et LH (Hormone

Lutéinisante).

La FSH favorise la croissance et la maturation des follicules et des ovocytes ; elle induit dans

le follicule en fin de croissance l’apparition de récepteurs à la LH, et soutient la sécrétion

d’oestrogènes. La sécrétion de FSH, grossièrement continue, présent deux pics d’intensité

situés :

- Simultanément à la décharge préovulatoire de LH,

- Deux à trois jours plus tard (second pic d’intensité plus faible).

La LH n’est pas sécrété de façon continue mais périodique, sa concentration

plasmatique s’élève pendant une courte période (appelée pulse) puis décroît progressivement

jusqu’au niveau basal où elle stagne avant le pulse suivant. La fréquence des pulses varie

selon la stimulation des cellules hypophysaires par la GnRH, chaque pulse de LH correspond

en effet à un pulse de GnRH. Durant la phase préovulatoire, l’augmentation de la

concentration d’oestrogènes sécrétés par les follicules exerce un rétrocontrôle positif sur l’axe

hypothalamo-hypophysaire. Cette stimulation induit une augmentation de la fréquence des

pulses de LH et provoque ainsi une élévation importante de sa concentration plasmatique,

appelée « pic préovulatoire de LH » où la LH participe avec la FSH à la maturation finale du

follicule, puis l’élévation massive de sa concentration (pic préovulatoire) déclenche la

libération de l’ovocyte et la transformation du follicule en corps jaune (lutéinisation). Après

l’ovulation LH permet le développement du corps jaune puis la synthèse de la progestérone

(Gayrard, 2007).

4.1.3. PMSG (Pregnant Mare’s Serum Gonadotrophin) ou ECG (Equine

Chorionic Gonadotrophin).

Cette gonadotrophine, extraite du serum de juments gravides possède une double activité FSH

et LH, elle n’est pas présente naturellement chez la brebis et la chèvre, mais elle très

largement utilisée pour l’induction de l’ovulation chez ces femelles. (Maurel et al, 2006).

4.1.4. La progestérone et ses analogues.

La progestérone est un stéroïde sécrété par le corps jaune ovarien mais aussi par le placenta

chez la brebis. Son rôle primordial est le maintien de la gestation.


011

Le déclenchement du comportement d’oestrus par l’œstradiol. Après l’ovulation, un jaune

exerce un rétrocontrôle négatif sur l’hypothalamus qui inhibe la sécrétion de GnRH, la

pulsatilité de LH et bloque ainsi toute nouvelle ovulation. (Sutherland, 1988 ; Bechsabat,

2008).

4.1.5. La prostaglandine F2α et ses analogues.

Elle est sécrétée par de nombreux tissus dans l’organisme et notamment par l’endomètre

utérin. L’augmentation de la sécrétion de la PgF2α produite par l’utérus induit la lutéolyse

(destruction du corps jaune), la chute de la progestérone et l’apparition d’une nouvelle période

d’oestrus. (Baril et al, 1998).

4.2. La stimulation ovarienne.

4.2.1. Induction de la superovulation chez la donneuse.

Le traitement gonadotrope pour l’induction de la superovulation pourrait être effectué au

cours du cycle naturel, en commençant la stimulation 48 heures avant le moment présumé de

la lutéolyse spontanée, mais cette méthode serait d’une part inefficace en période

anovulatoire, et d’autre part difficilement applicable au cas du traitement conjoint de plusieurs

femelles non préalablement synchronisées. Pour cette raison, l’administration massive de

gonadotrophines a lieu généralement en fin de traitement progestatif (ce qui correspond à la

phase folliculaire du cycle oestrien), elle entraîne une augmentation du nombre de follicules

préovulatoires conduisant à un nombre plus au moins élevé d’ovulations. (Baril et al, 2004).

4.2.1.1. Stimulation avec PMSG.

De nombreux travaux ont été réalisés pour comparer l’efficacité des traitements par PMSG et

par FSH. La PMSG est caractérisée par une activité LH environ 4 fois supérieure à son

activité FSH, associée à une longue durée d’activité biologique (4 jours), en conséquence une

seule injection de 750 à 1500 UI de PMSG réalisée 48 heures avant la fin du traitement

progestatif où l’injection de prostaglandine suffit à induire la superovulation. (Armstrong et

al, 1983) (Walker et al, 1989). Par ailleurs, une récente étude effectuée chez des brebis

soumises à deux traitements PMSG successifs (27 à 34 jours d’intervalle) a montré, une

diminution de la réponse ovulatoire en deuxième traitement (1er

traitement : 10,6 ± 6,8 ;

2éme

traitement : 5,9 ± 3,5), corrélée négativement avec l’apparition d’anticorps anti-PMSG.

(Rainio, 1992 ; Maurel et al, 2006).


010

4.2.1.2. Stimulation avec FSH.

Cette hormone est la plus fréquemment employée pour induire la superovulation chez les

petits ruminants. (Baril et al, 1993). L’administration répétée de FSH d’origine caprine ou

ovine n’entraîne pas l’abaissement de la réponse ovulatoire. (Simonetti et al, 2000).

a) Doses utilisées :

Les quantités de FSH à administrer pour obtenir la superovulation sont souvent exprimées en

mg. Du standard Armour. Le milligramme Armour est une unité d’activité d’un test

biologique correspondant à environ 10-14 µg d’hormone FSH pure. (Smith et al, 1984). Les

doses totales de FSH les plus souvent préconisées chez la brebis et la chèvre sont comprises

entre 16 et 21 mg Armour. ((Tervit et al, 1984 ; Brebion et al, 1992) alors que ces doses sont

insuffisantes chez la chèvre Angora (Leboeuf et al, 1998).

b) Nombres d’injections.

En raison de la courte demi-vie de la FSH (3 à 4 heures), il est nécessaire de répartir la dose

en plusieurs injections pour induire la superovulation. 4 à 8 injections espacées d’environ 12

heures sont généralement réalisées durant les 2 à 4 derniers jours de traitement progestatif.

Chez la brebis, la réponse ovulatoire suite au traitement de superovulation de courte durée (2

jours) est cependant inférieure à celle obtenue après 3 jours de stimulation ovarienne (2 j : 5,8

± 2,7 ; 3 j : 8,8 ± 5,1 corps jaunes) (Jabbour et Evans, 1991).

c) Répartition des doses et rapport FSH/LH.

La quantité totale de FSH administrée durant le traitement est en général répartie en doses

décroissantes (Tervit et al, 1984; Jabbour et al, 1991 et Brebion et al, 1992), la réponse

ovulatoire obtenue avec cette méthode chez la brebis Ile de France est en effet plus élevée

qu’après injection de doses constantes (10,1 ± 6,4 vs 6,7 ± 3,6) (Torres et Sevellec, 1987). Il a

été montré par ailleurs, qu’un apport croissant de LH en fin de traitement améliorait la

réponse ovulatoire. Cet apport décalé de FSH et LH correspond sans doute mieux à

l’environnement hormonal du follicule en croissance terminale, et contribue à accroître

l’efficacité de la superovulation. Avec cette méthode, les nombres moyen d’ovulations et

d’embryons transférables par brebis ou par chèvre donneuse sont, en effet, plus élevées

qu’avec un apport constant de FSH et LH pendant la durée du traitement. (Baril et al, 1989)

http://www.journals.elsevierhealth.com/periodicals/anirep/article/S0378-4320(07)00040-1/abstract?refuid=S0093-691X(10)00547-9&refissn=0093-691X

http://academic.research.microsoft.com/Author/4365730/henry-n-jabbour


011

d) Association PMSG-FSH.

Cette méthode a fait l’objet de plusieurs études chez la brebis. L’administration d’une dose

modérée de PMSG (400-800 UI) associé à l’injection de 12 à 18 mg ne provoque pas une

production excessive d’oestrogènes et permet de bénéficier de la stimulation prolongée de

PMSG de part sa longue demie-vie. L’association de ces deux hormones semble utilisable

dans le cadre d’une production d’embryons. (Maurel et al, 2006).

4.2.1.3. Facteurs de variation de la superovulation.

Plusieurs facteurs ont un effet sur la réussite de l’induction de la superovulation à savoir :

a) L’individu. La distribution des donneuses en fonction du nombre d’ovulations

montre une importante variabilité de la réponse au traitement selon les individus (Brebion et

al, 1988). Des travaux réalisées chez les ovins (Driancourt, 1987 ; McMillan et al, 1991 ;

Veiga-Lopez et al, 2005) et les caprins (Baril et Vallet, 1990) ont mis en évidence une étroite

relation entre l’état ovarien avant traitement et la réponse à l’induction de la superovulation.

b) La race. Plusieurs études ont montré pour les ovins et caprins, des différences

de réponses au traitement de superovulation en fonction de la race. Après un même traitement

pFSH, le nombre moyen d’ovulations chez la chèvre Angora est inférieur à celui observé chez

la chèvre Cashmere (Ritar et al, 1988), Saânen (Tervit et la, 1984) et Alpine (Baril et al,

1989). Pour la brebis Romney Marsh, Amstrong et Evans (1983) constatent une faible

réponse au traitement pFSH, la réponse ovulatoire des brebis de race Lacaune est inférieure à

celle des brebis prolifiques Romanov x Préalpes (Torres et al, 1984).

c) La saison : Chez la brebis laitières de race Lacune traitées avec pFSH en

période d’anoestrus saisonnier, le nombre moyen d’ovulations par femelle est inférieur à celui

obtenu pendant la saison de reproduction (8,4 ± 1,3 vs 11,2 ± 1,4) (Torres et al, 1984)

d) L’alimentation : L’administration d’un traitement de superovulation à des

brebis recevant une ration insuffisante peut conduire à la lutéolyse prématurée des corps

jaunes chez près de la moitié des animaux (Jabbour et al, 1991). Cette lutéolyse prématurée se

traduit par une diminution brutale de la progestéronenémie (Chafri et al, 2011) et la

production d’embryons dans ce cas est très faible.


011

4.2.2. Induction de l’oestrus et de l’ovulation chez les receveuses.

La programmation de l’oestrus des receveuses est en général effectuée par un traitement

progestatif identique à celui utilisé chez les donneuses. Lorsque le transfert est pratiqué sans

délai, le traitement progestatif des donneuses et receveuses débute au même moment, afin

qu’elles soient au même stade physiologique au moment de la transplantation embryonnaire.

(Baril et al, 2010). Une injection de PMSG est généralement associée à la fin du traitement

progestatif ; le moment précis d’injection varie depuis 48 heures avant (chèvre) jusqu’au

retrait du support de progestagène (brebis). L’injection de PMSG effectuée avant le retrait ne

modifie pas le degré de synchronisation des ovulations, (Ritar et al, 1989 ; Eppleston et al,

1991 ; Adib et al, 2012). Chez la brebis receveuse, l’injection de PMSG est pratiquée

habituellement au retrait de l’éponge vaginale. Ces femelles viennent en chaleur en moyenne

36 heures plus tard avec un retard de 12 heures par rapport aux donneuses traitées avec pFSH.

Pour mieux synchroniser les stades des donneuses et receveuses, il convient donc, chez la

brebis, d’arrêter le traitement progestatif des receveuses avec une avance de 12 heures par

rapport à celui des donneuses. (Baril et al, 1993). La quantité de PMSG administrée varie

selon plusieurs critères, tant chez la brebis que chez la chèvre. Des travaux ont en effet montré

que la quantité de PMSG doit être adaptée à la saison à laquelle le traitement est effectué,

mais aussi à la race des femelles, ainsi qu’à leur état physiologique et à leur production

laitière (Cognie et al, 1980 ; Leboeuf, 1989).

Les doses présentées au Tableau 31 sont celles utilisées dans les élevages ovins et caprins

français. En conséquence, les doses ici préconisées ne sont pas identiques pour l’ensemble des

races ovines et caprines. Quand la quantité de PMSG à administrer pour une race, ou pour des

femelles placées dans des conditions d’élevage particulières n’est pas connue, une étude doit

être mise en œuvre afin de déterminer la dose optimum. (Cognie et Baril, 2011).

Tableau 31 : Doses de PMSG utilisées dans les élevages français lors du traitement

progestatif avec éponge vaginale. (Cognie et Baril, 2011).

Etat Physiologique Saison de reproduction1

Contre saison1

Brebis sèches 400-500 UI 500-600 UI

Brebis en lactation2 550-600 UI 600-650 UI

Agnelles (8-12 mois) 400-500 UI 450-500 UI

N.B : 1 : La dose est modifiée selon la race.

2: L’intervalle entre mise-bas et la mise à la

reproduction est de 45 jours en Automne et 60 jours au printemps. L’injection de PMSG a

lieu au retrait de l’éponge vaginale dont la durée de mise en place est de 12 à 14 jours.


011

4.2.3. Synchronisation des ovulations chez les donneuses.

Les femelles dont l’oestrus débute précocement après la fin du traitement présentent une

réponse ovulatoire supérieure à celle des femelles dont l’oestrus apparait plus tardivement

(Brebion et al, 1989).

Pour déterminer les conditions optimales d’insémination. Si les donneuses sont inséminées à

un moment constant par rapport à la fin du traitement, l’insémination artificielle ne peut être

réalisée au moment optimum par rapport à l’ovulation pour l’ensemble des animaux,

conduisant à un taux de fécondation des ovocytes variable et souvent faible. L’étalement des

ovulations est ainsi un facteur limitant de la production d’embryon. (Adib et al, 2012).

4.2.4. Recommandations avant l’intervention.

Par delà la diversité des méthodes permettent d’augmenter le nombre d’ovulations, on peut

dégager les principes d’une stimulation optimale :

- La superovulation est induite à la fin d’un traitement progestagène de synchronisation

de l’oestrus, efficace tant en période de reproduction que durant l’anoestrus saisonnier.

- La durée de la stimulation est voisine de celle de la croissance folliculaire terminale (3

jours).

- La dose totale de FSH découle de la connaissance de la courbe (dose, réponse) : c’est

la dose au-delà de laquelle la réponse ovulatoire et le nombre d’embryons

transférables par donneuse ne sont plus augmentées (en général 16 à 20 unités

Armour).

- L’activité FSH doit prédominer sur la LH contaminants en début de traitement,

conditionnant la qualité de l’ovulation.

- L’activité LH doit être augmentée en fin de traitement, conditionnant le taux

d’ovulation.

Autour des ces généralités, les paramètres précis de la stimulation idéale (nombre

d’injections, doses totales et partielles, décroissance de FSH, apport de LH) varient largement

avec le génotype de la donneuse. (Brebion et al, 1989 ; Gonzalez-Bulnes et al, 2002).

5. La détection de l’oestrus.

5.1. Intérêt.

La connaissance du moment de début de l’oestrus est nécessaire pour choisir le moment

d’insémination des donneuses d’une part, et pour estimer le moment d’ovulation des

receveuses d’autre part. (Briois al, 1992). Chez les donneuses, la variabilité du moment


011

d’ovulations est un facteur limitant du taux de fécondation, particulièrement critique dans le

cas d’utilisation de semence congelée.

Tableau 32 : Le pourcentage d’embryons transférables obtenus chez des brebis Lacune

superovulées avec 20 mg de pFSH et inséminées in utérus, selon le moment d’insémination

artificielle. (Brebion et al, 1992).

Moment d’insémination % d’embryons transférables

49 heures après retrait des éponges 77

32 heures après le début d’oestrus 87

Chez les receveuses, l’observation du début de l’oestrus apparaît comme une étape à ne pas

négliger, si l’on recherche le meilleur synchronisme possible entre les cycles des donneuses et

des receveuses au moment de la transplantation embryonnaire. (Brebion et al, 1992).

5.2. Conditions de la détection de l’oestrus.

Le critère de début d’oestrus généralement retenu est l’acceptation du chevauchement par le

mâle (réceptivité). Durant l’oestrus, les femelles tournent autour du mâle et agitent la queue à

son approche. La vulve est congestionnée et peut présenter un écoulement de mucus

translucide. Le comportement d’oestrus chez la brebis est plus discret que chez la chèvre qui

au cours de cette période s’alimente moins, bêle fréquemment et chevauche ses congénères.


6. La fécondation des femelles donneuses.

6.1. Sélection et préparation des mâles.

Dans tous les cas, il est important de disposer de mâles dont la fertilité est élevée. Comme

pour les mâles utilisés en insémination artificielle, on respectera au mieux les conditions

d’élevage, d’alimentation et d’entraînement connues pour favoriser la libido. (Chemineau et

al, 1991).

De plus avant toute utilisation d’un mâle ainsi sélectionné et préparé, la qualité de la semence

doit être systématiquement contrôlée selon les critères retenus concernant l’insémination

artificielle :

- Dans le ces de fécondation par saillie naturelle, les mâles retenus devront présenter

une aptitude suffisante à réaliser des saillies répétées.

- Dans le cas d’insémination artificielle, l’aptitude des mâles à éjaculer dans un vagin

artificiel et la quantité de semence produite seront plus particulièrement recherchées.

(Chemineau et al, 1991).


019

6.2. Saillie naturelle.

L’utilisation de la saillie naturelle dans le cadre des productions d’embryons est limitée du fait

de la répartition géographique des mâles de haute valeur génétique, ces derniers étant plus

souvent concentrés dans le centre d’insémination artificielle que répartis dans les élevages.

Néanmoins, lorsque le contexte permet d’y recourir, la saillie peut s’avérer une méthode

satisfaisante pour la fécondation des donneuses d’embryons. (Chemineau et al, 1991).

En monte libre, mâles et femelles sont laissés en présence pendant la période estimée des

chaleurs, à raison d’un mâle pour 3 à 4 femelles. Le mâle peut être équipé d’un harnais

marqueur pour identification des femelles saillies. La saillie réalisée dans de bonne conditions

produits fréquemment plus de 80% d’œufs divisés. (Baril et Vallet, 1990).

6.3. L’insémination artificielle.

En effet, il est clairement démontré que le transport et la survie des spermatozoïdes dans les

voies femelles sont perturbés après traitement progestatif et/ou de prostaglandines associés à

l’induction de la superovulation (Sagot, 2009).

6.3.1. L’I.A cervical.

L’efficacité de l’I.A. exo ou endocervicale chez les petits ruminants superovulés est

sensiblement diminuée comparée au cas d’animaux témoins non superovulés. Le taux d’œufs

divisés obtenus par cette méthode est souvent insuffisant et inférieur à celui obtenu après

saillie. (Armstrong et Evans, 1984; Baril et al, 1989).

Le taux de fécondation par I.A. cervicale n’est pas amélioré par l’augmentation du nombre

d’inséminations ou du nombre de spermatozoïdes mis en place par insémination (Vallet et al,

1991 ; Brebion et al, 1992). Tableau 33.

Tableau 33 : Pourcentage d’œufs divisés chez la brebis et la chèvre en fonction du nombre

d’inséminations cervicales réalisées et du nombre de spermatozoïdes mis en place par femelle.

(Vallet et al, 1991 ; Brebion et al, 1992)

Nombre d’I.A/femelle

2 I.A 3 I.A Auteurs

Espèce

109spz/ % œufs 10

9spz/ % œufs

femelle divisés femelle divisés

Caprine1 0,4 56 0,6 49 Vallet et al, 1991

Ovine2 0,8 77 1,2 68 Brebion et al, 1992

N.B : 1

: Spermatozoïdes conservé à -196°C. 2

: Spermatozoïdes conservé à +15°C.


019

L’environnement utérin défavorable à la remontée et à la survie des spermatozoïdes depuis

l’entrée du cervix conduit à ne pas recommander l’insémination par voie cervicale pour la

fécondation des brebis et chèvres donneuses d’embryons. (Baril et al, 1993)

6.3.2. L’I.A. intra-utérine sous contrôle endoscopique.

Afin de pallier aux difficultés de transport des spermatozoïdes, l’insémination artificielle chez

les donneuses est le plus souvent réalisée in utéro sous contrôle laparoscopique. Les

spermatozoïdes sont ainsi placés plus près du site de fécondation. Quelle que soit l’espèce et

la méthode de conservation de la semence, le pourcentage d’œufs divisés après I.A. intra-

utérine est supérieur à celui obtenu par I.A. cervicale. (Vallet et Baril, 1990 ; Brebion et al,

1992 ; Vishwanath, 2003). Cette méthode de fécondation permet par ailleurs d’utiliser un plus

faible nombre de spermatozoïdes que dans le cas d’insémination par voie cervicale. Tableau

34. (Baril et al, 1989 ; Vallet et Baril, 1990 ; Brebion et al, 1992).

Tableau 34 : Nombre de spermatozoïdes (x105) utilisés par femelle donneuse selon la

méthode d’insémination artificielle. (Baril et al, 1989 ; Vallet et Baril, 1990 ; Brebion et al,

1992).

Espèce I.A. cervicale I.A. intra-utérine sous

contrôle laparoscopie

Auteurs

Caprine

800 80 Brebion et al, 1992

400-600 100

Baril et al, 1989

Vallet et Baril, 1990

7. Collection des embryons.

7.1. Principe général de la collection.

Les embryons sont récoltés par « Lavages successifs » des deux cornes utérines. Une solution

physiologique adaptée est injectée à l’une ou l’autre des extrémités de la corne utérine. Le

flux crée par l’injection de cette solution entraîne les embryons à l’extrémité opposée de la

corne utérine où ils sont récupérés par un cathéter, avec le milieu de collection.

La récolte des embryons est réalisée en général le 6ème

ou le 7ème

jour après le début de

l’oestrus(J0). Cette « fenêtre » de collecte relativement courte est la résultante de plusieurs

facteurs :

- Le passage des embryons de l’oviducte dans l’utérus a eu lieu à partir du 4ème

jour,

- Pour des raisons sanitaires, la législation impose que l’embryon soit transféré avant sa

sortie de la zone pellucide qui peut survenir à partie du 8ème

jour,

- La congélation des embryons n’est maîtrisée que pour les embryons des stades morula

compactée et blastocyte soit le 6 ème et 7 ème jour après le début de l’oestrus.


019

- Chez les ovins, la sortie du blastocyte de la zone pellucide commence à partir du 7ème

jour, pour cette espèce, il est par conséquent souhaitable de récolter les embryons le

6ème

jour après le début de l’oestrus. (Gonzalez-Bulnes et al, 2005).

7.2. Milieu pour la récolte des embryons :

La préparation du milieu Phosphate buffered saline (PBS) pour la récolte et la

conservation des embryons est présentée au Tableau 35.

Tableau 35 : Préparation du milieu Phosphate buffered saline (PBS). (Baril et al, 1993)

Solution 1

Mg/litre Solution 2 Mg/litre

Cacl2 2H20

Mgcl2 6H20

132,5

100,0

Nacl

Kcl

KH2PO4

Na2HPO4

B.S.A. (fraction V)

D-glucose

Na pyruvate

Sulfate de streptomycine

Na pénicilline-G

8000

200

200

1150

4000

1000

36

50

1 000 000 U.I.

7.3. Les méthodes de récolte des embryons.

En raison de la difficulté de franchir le col utérin et de l’impossibilité de manipuler les cornes

utérines par palpation rectale comme chez les bovins et équins, la collecte des embryons par

les voies génitales naturelles est peu développée chez les petits ruminants. Les embryons sont

le plus souvent récoltés par laparotomie abdominale (collection chirurgicale) ou sous contrôle

endoscopique (collection par endoscopie ou laparoscopie). Quelle soit la méthode utilisée, le

matériel est au préalable stérilisé et la collection doit être réalisée de manière aseptique. (Baril

et al, 2004).

7.3.1. La collection par les voies génitales naturelles.

Les animaux sont préalablement anesthésiés, puis ils sont placés sur une table de contention

en décubitus dorsal. Un spéculum muni d’un dispositif d’éclairage est introduit dans le vagin ;

l’entrée du col de l’utérus, saisi à l’aide d’une pince atraumatique, est positionnée dans la

partie antérieure du vagin. L’opérateur introduit alors un doigt dans le rectum de l’animal afin

de guider le passage de la sonde de collecte dans l’orifice du cervix. (Coonrod et al, 1986).


016

Le taux de récupération des œufs obtenu par cette méthode est en général très faible,

(Inférieur à celui obtenu par laparoscopie ou chirurgie).

Tableau 36 : Pourcentage d’œufs récoltés par voie cervicale chez les ovins et caprins.

(Soonen et al, 1991 ; Flores-Foxworth, 1992)

Espèce Nombre de femelle % d’œufs collectés Auteurs

Ovine

14 36,5 Soonen et al, 1991

Caprine

18 36,9 Flores-Foxworth, 1992

Tableau 37 : Pourcentage d’œufs récoltés selon la technique. (Soonen et al, 1991;

Flores-Foxworth, 1992)

Technique de collecte

Espèce

Transcervicale laparoscopie Chirurgicale Auteurs

Ovine

36,5 (14) / 51,0 (15) Soonen et al, 1991

Caprine 36,9 (18) 78,7 (15) / Flores-Foxworth, 1992

Par ailleurs, la mise en place de la sonde par voie cervical n’est pas toujours réalisable. Chez

la brebis ne réussissent à pratiquer cette méthode que chez respectivement 40 et 59% des

femelles. (Connrod et al, 1984 ; Mylne et al, 1992).

7.3.2. Préparation des femelles à la collection chirurgicale ou sous contrôle

endoscopique.

L’anesthésie générale est induite par l’injection intraveineuse de 8 à 10 mg de thiopental

sodique par kg de poids vif. L’anesthésie est maintenue après intubation endotrachéale, par

l’inhalation d’un mélange d’halothane et d’oxygène. L’animal anesthésié est placé sur une

table de contention en décubitus dorsale. (Pendleton et al, 1992).

7.3.3. La collecte chirurgicale (Laparotomie).

Dans le cas d’une collecte réalisée J2-J4 après le début de l’oestrus :

La plupart des embryons sont encore dans l’oviducte. La technique consiste à récupérer au

niveau du pavillon le perfusat injecté à la base de la corne utérine.


001

Dans le cas d’une collection réalisée J6-J7 après le début de l’oestrus :

Une ponction est réalisée à la base de la corne, qui permet d’introduire une sonde de

« Folley » dans la lumière qui sera obstruée après avoir gonflé le ballonnet situé à l’extrémité

de la sonde. (Pendleton et al, 1992).

La collection chirurgicale est la méthode de récupération des œufs la plus utilisée chez les

petits ruminants car la plus efficace en termes de taux de collecte qui est de 70% à 90%, mais

il diminue lorsque cette technique est répétée plusieurs fois chez les mêmes animaux en raison

de l’apparition d’adhérences sur l’utérus, les oviductes et les ovaires. Tableau 38. (Torres et

Sevellec, 1987 ; Senlis, 1990)

Tableau 38 : Effet de la répétition de la collecte par voie chirurgicale sur le taux d’œufs

récoltés. (Torres et Sevellec, 1987 ; Senlis, 1990)

Numéro d’ordre de collection

Espèce

1 2 3 Auteurs

Ovine

88% (18) 52% (17) 24% (15) Torres et Sevellec, 1987

Caprine

71% (8) 65% (8) 42% (8) Senlis, 1990

7.3.4. La collection par endoscopie.

Cette méthode a été développé chez la brebis (McKelvy et al, 1986) et la chèvre (Vallet et al,

1987) afin d’améliorer les possibilités de répétition de la collecte chez les femelles donneuses

permanentes. L’animal anesthésié est place en décubitus dorsal. Une première ponction

réalisée 4 à 5 cm en avant de la mamelle et à 10-15 cm à gauche de la ligne blanche permet la

mise en place d’une canule (diamètre 7 mm) recevant l’endoscope. (Vallet et al, 1987).

Le taux d’œufs récoltés par endoscope est inférieur de 10 à 15ù à celui obtenu par chirurgie,

mais la répétition de la collecte par endoscopie ne provoque pas de diminution du taux d’œufs

collectés. Tableau 39. (McKelvy et al, 1986 ; Vallet et al, 1987).


000

Tableau 39 : Pourcentage d’œufs récoltés par endoscopie chez la brebis et la chèvre selon le

numéro d’ordre de la collecte. (McKelvy et al, 1986 ; Vallet et al, 1987).

Numéro d’ordre de collection

Espèce 1 2 3 Auteurs

Ovine 35% (8) 76% (8) 66% (8) McKelvy et al, 1986

Caprine 59% (41) 58% (28) 68% (14) Vallet et al, 1987

8. Estimation de la qualité des embryons.

La qualité des embryons est en général estimée d’après son aspect morphologique. Au cours

d’un examen sous la loupe binoculaire à un grossissement d’au moins x80. Le degré de

développement embryonnaire par rapport au jour de la collecte est le principal facteur pris en

considération. Les embryons présentant un retard de développement supérieur à 48 heures

sont éliminés. Ainsi un embryon collecté les 6 ème à 7 ème jours après le début de l’oestrus

doit normalement avoir atteint le stade morula/blastocyte. Tout embryon présentant 16

cellules ou moins ne sera pas retenu pour la transplantation ou la congélation en raison du

retard excessif de son développement. Tableau 40 (Cognie et al, 2003).

Tableau 40 : Stade de développement des embryons de brebis et de chèvres, collectée à

différents moments après le début de l’oestrus. (Cognie et al, 2003).

Jour de la

collecte

Brebis

Chèvre

2

3

4

5

6

7

8

2-4 cellules

8 cellules

8-20 cellules

Jeune morula

Morula compactée-jeune blastocyte

Blastocyte expansé et blastocyte sorti de

la zone pellucide

Blastocyte sorti de la zone pellucide.

1-2 cellules

4-8 cellules

8-20 cellules

20 cellules-jeune morula

Morula

Morula compactée-blastocyte expansé

Blastocyte expansé et blastocyte sorti de

la zone pellucide

La qualité des embryons est le principal facteur de réussite du transfert, la survie d’embryons

ne présentant aucun défaut visible est toujours significativement supérieure à celle


001

d’embryons de moindre qualité. Un embryon de qualité incertaine peut cependant être

transféré, sous réserve d’être associé à un embryon de bonne qualité. (Cognie et al, 2003).

9. Méthode de transfert embryonnaire chez la receveuse.

Transfert par voie chirurgicale. (Laparotomie) décrit par (Pendleton et al, 1992)

Transfert par endoscopie, décrit par (Brebion et al, 1989)

Transfert semi-endoscopique, décrit par (Vallet et al, 1991)

Transfert par voie cervicale, décrit par (Lewalski et al, 1991)

10. Conservation des embryons.

10.1. La conservation de courte durée par refroidissement à +4°C.

Quelques études portant sur les embryons d’ovins (Driancourt et al, 1988), ont montré que le

refroidissement des embryons à +4°C permettait en l’absence d’agent cryoprotecteur, de

conserver ces derniers pour une période allant jusqu’à 48 heures. Ce temps peut être mis à

profit par exemple pour réaliser le transport d’embryons jusqu’à un autre élevage de femelles

receveuses.

10.2. La conservation par congélation.

10.2.1. Technique de la congélation progressive appliquée à l’embryon ovin

ou caprin.

La technique de congélation disponible aujourd’hui à l’usage des embryons de petits

ruminants s’adresse préférentiellement aux stades morula compactée à blastocyte expansé,

c'est-à-dire à des embryons prélevés de J6 à J7.

Après sélection, l’embryon est placé dans une solution de cryoprotecteur (éthylène glycol,

glycérol et propylène glycol) additionné à une solution de conservation (PBS) le tout est

soumis à une température comprise – 35°C (Tervit et Goold, 1984 ; Legal et al, 1993). Après

la mise des embryons dans des paillettes congelées vont séjournée dans l’azote liquide à -

196°C jusqu’à leur utilisation. La durée de stockage de l’embryon dans l’azote liquide n’a pas

d’effet sur sa survie ultérieure. (Sakul et al, 1993).

PARTIE EXPERIMENTALE

Partie expérimentale

111

Partie A

« Effets des traitements hormonaux sur les

performances de reproduction des brebis de

race Rembi. Pendant l'anoestrus saisonnier »


111

I. Cadre de l’étude :

Cette expérimentation s’est déroulée durant la période d’août 2007 à octobre 2008 au niveau

de la ferme étatique « Chérif El Dine » d'une superficie de 1300 hectares dans la wilaya de Tiaret.

La région de Tiaret se trouve sur les hauts plateaux, au centre d’un relief montagneux d’où

descendent les premières eaux de l’oued Rhiou, le Nahr ouassel. Tiaret s’étend sur les pentes

du Djebel Guezoul à une altitude de 1086 mètres, une latitude de 35° 15’N et une longitude de

1° 26’ E.

La région de Tiaret se caractérise par un climat semi-aride, froid et humide en hiver et chaud

et sec en été. La pluviométrie de l’année de l’expérimentation était de 450 mm. Les valeurs

moyennes de température varient entre 2,1 et 16,4 en hiver et entre 21,9 et 35,5°C en été.

Le troupeau de cette ferme est conduit selon un mode semi intensif, à savoir en bergerie, à

partir du mois de septembre où ils reçoivent du foin et de l’ensilage à volonté jusqu’au mois

de mars où ils sont placés sur un parcours d’orge vert ou naturels jusqu’en été où ils sont

laissés sur chaumes. Les béliers sont séparés du reste du troupeau à partir du début de la

période des agnelages (mois de février) et réintroduits au mois d’avril. La bergerie a une

superficie de 645 m2 et est divisée en trois compartiments. Le premier destiné aux brebis et

les antenaises, le second aux béliers et les antenais et le troisième, la nurserie.

II. MATERIELS :

1. Animaux.

Au cours de cet essai, 120 brebis et 12 béliers de race Rembi, identifiés par boucle d’oreille,

ont fait l’objet de notre travail.

Les brebis retenues pour l'expérimentation sont des femelles adultes d’un âge compris entre

1,5 et 3 ans avec un poids vif moyen variant de 35 à 42 kg. Elles ont mis bas au cours de la

saison sexuelle précédente et ne présentaient pas d'écoulement vaginal suspect, ni d’anomalie

génitale. Les béliers retenus, tous adultes, ont un age variant de 3 à 5 ans et un poids vif

moyen de 45 à 55 kg et présentent une symétrie testiculaire à l’examen des organes génitaux.

Les animaux retenus ont reçus :

un traitement antiparasitaire à base d’ivermectine (Baymec)

et d’albendazole

(Valbazen) à huit jours d’intervalle en mars 2007,

une supplémentation de 300 grammes d’un aliment concentré par tête et par jour

pendant 4 semaines avant la lutte et 3 semaines après la lutte,

un steaming en fin de gestation, un mois avant la date prévue d’agnelage, à raison de

200 grammes du même aliment concentré par brebis et par jour.


111

2. Produits et instruments :

Les éponges vaginales utilisées, commercialisées sous le nom «CHRONO GEST®», sont

imprégnées de 40 mg de FGA chacune.

L'applicateur est formé d'un tube en plastique dur à surface lisse, qu'on peut facilement

nettoyer et désinfecter. L'extrémité antérieure de ce tube est biseautée et un poussoir qui sert à

propulser l'éponge au fond du vagin.

La stimulation ovarienne des brebis a été induite par la gonadotrophine sérique de jument

gravide (PMSG), commercialisée sous le nom de «FOLLIGON 1000 UI®

».

Nous avons utilisé le permanganate de potassium en solution pour désinfecter l’applicateur

entre deux poses d’éponges.

III. Protocole expérimental :

Avant la mise en place du protocole expérimental, nous avons réparti de façon aléatoire les

cent vingt (120) brebis retenus en quatre lots [lot I (témoin), II, III et IV] de trente brebis

chacun.

Afin d’éviter les mises bas groupées dans un intervalle de temps réduit, nous avons

volontairement décalé d’une semaine le traitement de chaque lot.

1. Synchronisation des chaleurs par pose d’éponges vaginales imprégnées de

FGA (40mg) :

Après immobilisation de la brebis, par un aide en exerçant une pression par genou, sur le flanc

contre un mur. L’éponge est d’abord placée dans l’applicateur par l’extrémité biseautée en la

comprimant au préalable avec les doigts et l’autre extrémité de la ficelle reste à l’extérieur du

tube. Après désinfection de la région génitale, l’applicateur est introduit dans le conduit

vaginal de la brebis, après un léger écartement des lèvres de la vulve avec les doigts de la

main gauche tandis que l’applicateur contenant l’éponge, tenu par la main droite est dirigé

délicatement en direction du plafond du vagin par un mouvement de rotation et de propulsion

vers l’avant. Le tube de l’applicateur est retiré de 2 à 3 cm pour ainsi libérer l’éponge. Après

pose de l’éponge, l’applicateur est retiré hors du vagin. (Photo 5)


111

Les éponges sont laissées en place pendant une durée de 14 jours. Pour éviter la perte

accidentelle d’éponge, nous avons raccourci volontairement à 2 à 3 cm de la vulve la ficelle.

Après chaque utilisation, le matériel est désinfecté à l’aide d’une solution antiseptique. Il est à

signaler que la solution désinfectante se renouvelle après chaque passage de dix brebis.

Photo 5 : Pose d’éponge.


111

2. Stimulation ovarienne par injection de PMSG :

Le jour du retrait des éponges, les brebis du lot I (lot témoin) n’ont rien reçu tandis que celles

des autres lots ont été traitées à base de PMSG par voie intramusculaire :

Lot II : injection d’une dose de 300 UI de PMSG à chacune des brebis.

Lot III : injection d’une dose de 500 UI de PMSG à chacune des brebis.

Lot IV : injection d’une dose de 700 UI de PMSG à chacune des brebis.

3. Détection de l’oestrus :

A la fin du traitement hormonal, trois béliers sont introduits par lot. Vingt quatre heures après,

les brebis sont présentées une à une aux mâles par les bergers pour la détection de l’oestrus.

4. Saillie naturelle :

Les brebis sont présentées aux béliers pour la saillie à 24 et 36 heures après détection

d’oestrus.

5. Evaluation des paramètres de reproduction :

Nous avons enregistré le nombre d’agnelages, le poids des agneaux à la naissance et la

mortalité des agneaux lors de la première semaine après la naissance pour évaluer les

paramètres de reproduction sur la base des formules suivantes :

1. Taux de fertilité global = (nombre de brebis ayant mis bas / nombre de brebis mises à

la reproduction) x 100.

2. Taux de fécondité global = (nombre d'agneaux nés morts et vivants / nombre de brebis

mises à la reproduction) x 100.

3. Taux de prolificité global = (nombre d’agneaux nés / nombre de brebis ayant mis –

bas) x 100.

IV. Traitement statistique :

L’analyse statistique a été établie en utilisant les logiciels Statistica 7.0 de Statsoft Inc., Tulsa

(USA) et SPSS 15.0 for Windows » de SPSS Inc, Chicago, Illinois. Tous les calculs sont

portés en annexe. Nous avons comparé les taux de fertilité ainsi que la fécondité et la

prolificité moyenne pour un témoin et trois lots recevant de la PMSG à 300, 500 et 700 UI.

Nous avons utilisé le test du χ2pour voir s’il existait un lien entre les taux mesurés et les doses


111

de PMSG utilisées. Lorsque ce test a été significatif, des comparaisons multiples mettent en

évidence les lots présentant des différences significatives. Les moyennes ont été comparées

par un test ANOVA, et là aussi, les tests post hoc de Tukey nous ont permis de mettre faire

ressortir ceux des lots ayant des différences significatives.

Tous les résultats sont donnés sous la forme moyenne ± erreur standard.

Pour l’interprétation des paramètres de la reproduction, nous avons considéré la formulation

suivante :

Fertilité : 1 = brebis infertile et 2 = brebis fertile.

Fécondité : 0 = zéro agneau né ; 1 = un seul agneau né ; 2 = deux agneaux nés et 3 =

trois agneaux nés.

Prolificité : 1 = naissance simple ; 2 = naissance double et 3 = naissance triple.


Tableau 41 : Récapitulatif des événements de l’essai.

Lot Nombre de brebis Date de la

pose d'éponge

Date du

retrait

Nombre de

brebis ayant

perdu

l’éponge

Nombre de

brebis

synchronisées

Dose de PMSG

(UI)

Date de la 1ére

saillie

Date de la

2éme

saillie (12

heures après)

Période

d'agnelage

Témoin (I) 30 01/04/2007 14/04/2007 01 29 00 16/04/2007 17/04/2007

13/09/2007

au

22/09/2007

II 30 07/04/2007 20/04/2007 01 29 300 22/04/2007 23/04/2007

19/09/2007

au

29/09/2007

III 30 14/04/2007 27/04/2007 01 29 500 29/04/2007 30/04/2007

26/09/2007

au

06/10/2007

IV 30 21/04/2007 04/04/2007 01 29 700 06/05/2007 07/05/2007

03/10/2007

au

13/10/2007


121

V. Résultats et discussion :

Le nombre d’agnelages, le poids des agneaux à la naissance et la mortalité des agneaux lors de

la première semaine enregistrés pour les quatre lots sont rapportés dans le tableau 42.

Tableau 42 : Résultats enregistrés dans les différentes portées des 04 lots.

Lots

Nombre de

brebis

synchronisée

s

Nombre de

brebis

mettant bas

Nombre de

portées

simples

Nombre de

portées

doubles

Nombre de

portées

triples

Nombre

d'agneaux

nés vivants Mortalité

I (témoin) 29 13 12 01 00 14 00

II 29 25 17 08 00 33 00

III 29 23 11 12 00 35 00

IV 29 21 13 07 01 30 01

Total

n 116 82 53 28 01 112 01

% 96,7 70,7 64,6 34,1 1,2 96,6 0,9

Le nombre de brebis synchronisées par lot n’est que de 29 femelles car le jour du retrait des

éponges vaginales, nous avons constaté la perte d’une éponge d’une brebis par lot. Le faible

taux de perte d’éponges (3,3%) enregistré pourrait s’expliquer par l’absence de déplacement

important effectué par les brebis, d’une part et le raccourcissement volontaire de la ficelle

entrepris juste après la mise en place des éponges vaginales, d’autre part. Ce résultat est

comparable à celui rapporté par Zaiem (1996) chez la race Noire de Thibar (Tunisie) qui est

de l’ordre de 2,85% mais élevé par rapport à celui rapporté par Steffan et al (1983) qui est nul

pour deux troupeaux de 100 et 125 brebis, respectivement.

Sur un total de 116 brebis mise à la reproduction, 82 seulement ont mis bas avec 53 portées

simples, 28 portées gémellaires et un triplé. Les poids moyens enregistrés à la naissance par

portée sont rapportés dans le tableau 43.

Tableau 43 : Poids moyen des agneaux à la naissance en fonction de la taille de la portée.

Portée simple

(n = 53)

Portée double

(n = 28)

Portée triple

(n = 1)

Poids moyen à la

naissance 3,25 ± 0,19 kg 2,60 ± 0,11 kg 1,90 ± 0,16 kg

Le poids moyen des agneaux à la naissance est de 3,25 ± 0,19 kg pour ceux issus de portée

simple, de 2,60 ± 0,11 kg pour ceux issus de portée double et de 1,90 ± 0,16 kg pour ceux


122

issus de portée triple. Nos résultats concordent avec ceux de Donald et Russel (1970) qui

rapportent que toute augmentation de la taille de la portée s’accompagne d’une diminution du

poids à la naissance sans conséquence sur la croissance des agneaux dans de bonne condition

d’élevage.

Quoiqu’aucun avortement n’ait été observé dans cet essai, nous avons enregistré la mortalité

d’un agneau issu d’une portée triple le 2éme

jour après la naissance dans le lot IV traité avec

une dose de 700 UI de PMSG. Le taux de mortalité global des agneaux, au cours de la

première semaine après la naissance, obtenu de 0,9% est très faible par rapport à ceux

rapportés par Seegers et Denis (1982), observés sur un effectif beaucoup plus important, qui

varient de 10 à 17% et sont en relation avec les facteurs d’élevage, telles que les conditions

d’environnement tenant à l’ambiance et à l’entretien du troupeau et non au traitement de

synchronisation associant un progestagène à une dose de PMSG. De même que Bahri (1987)

a enregistré un taux de mortalité de 4,5% chez les agneaux nés des brebis traitées avec 400 UI

de PMSG.

1. Paramètres de reproduction :

Les paramètres de reproduction obtenus dans cet essai sont rapportés dans le tableau n°44.

Tableau 44 : Paramètres de reproduction obtenus dans les quatre lots.

Lots Taux de fertilité Fécondité Prolificité Taux de mortalité

entre 0 à 7 j

Témoin

44,8±9,2

a 0,48±0,11

a 1,08±0,08

a 00

II

(300 UI PMSG) 86,2±6,4

b 1,14±0,12

b 1,32±0,10

a,b 00

III

(500 UI PMSG) 79,3±7,5

b 1,21±0,14

b 1,52±0,11

b 00

IV

(700 UI PMSG) 72,4±8,3

b 1,03±0,15

b 1,43±0,13

a,b 3,4

Des lettres différentes (en colonne et en exposant) mettent en évidence des différences

significatives.

Les doses de PMSG de 300, 500 et 700UI (lots II, III et IV, respectivement) ont permis

l’obtention de taux de fertilité élevés (86,2% ; 79,3% et 72,4%, respectivement), de fécondité

élevés (1,14 ; 1,21 et 1,03, respectivement) et de prolificité élevés (1,32 ; 1,52 et 1,43) par

rapport à ceux du lot témoin qui ne sont que de 44,8% ; 0,48 et 1,08. Par conséquent, la

PMSG semble améliorer nettement la fertilité, la fécondité et la prolificité des brebis de race

Rembi. Cette observation a déjà été notée par Colas (1972) ; Chemineau et al (1982) qui


121

rapportent que l’injection de PMSG en fin de traitement de synchronisation des chaleurs se

traduit par des oestrus plus précoces et par un taux de fertilité plus élevée après saillie ou

insémination artificielle.

1.1. Fertilité :

La dose de 300 UI de PMSG a permis l’obtention du meilleur taux de fertilité (86,2% vs 79,3

et 72,4% pour les doses respectives de 500 UI et 700 UI).

Nos résultats sont :

Elevés par rapport à ceux rapportés par :

o Ben M’rad (1994), qui sont de 33% et 35% pour des doses respectives de 400

UI et 500 UI de PMSG, obtenus sur des brebis de race Noire de Thibar et à

contre saison (avril et mai) et inséminés artificiellement. L’auteur rattache ce

faible résultat essentiellement à la technique d’insémination artificielle utilisée

et non pas aux doses de PMSG employées.

o Harkat et Lafri (2007) qui sont de 60% et 75%, obtenus sur des brebis de race

Ouled Djellal traitées aux éponges vaginales en printemps avec des doses

respectives de 400 UI et 500 UI de PMSG.

Proches de ceux rapportés par :

o Floch et Cognie (1985), qui sont de 74% et 94%, obtenus respectivement sur

des brebis de race Rasa Aragonesa et Mérinos d’Arles, synchronisées avec des

éponges vaginales imprégnées de FGA associée à une dose de 500 UI de

PMSG.

o Bousbaa et Lachi (1992), qui sont de 71,7% et 92,8%, obtenus sur des brebis

de race Ouled Djellal traitées aux éponges vaginales en printemps associées à

des doses de 250 UI et 500 UI de PMSG

Néanmoins, il est à noter que la fertilité pourra être dépréciée si le dosage de PMSG dépasse

un certain seuil comme rapporté par Gordon (1977) chez la brebis en utilisant une dose de 750

UI de PMSG.

Les résultats du test de comparaison des taux de fertilité moyen en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II, III et IV) sont rapportés dans le tableau ci-dessous.


121

Tableau 45 : Résultats des tests du Khi-deux.

Valeur ddl Signification asymptotique

(bilatérale)

Khi-deux de Pearson 13,813 3 0,00317

Nombre d'observations valides 116

Sur la base des résultats obtenus (χ2=13,81 ; p=0,0032<<0,05), nous pouvons dire que les

traitements ont influencé de façon significative la fertilité.

Les résultats du test de comparaison des taux de fertilité moyen en fonction des doses de

PMSG utilisées sont rapportés dans le tableau 46.


moyen par rapport aux doses de PMSG utilisées.

Lots Témoin 300 UI PMSG 500 UI PMSG

300UI PMSG 0,0016**

500 UI PMSG 0,0090**

0,4896

700 UI PMSG 0,0374*

0,1999 0,5417

Les comparaisons des taux de fertilité deux à deux montrent une différence :

o Très significative entre le lot témoin et le lot ayant reçu la dose de 300UI de

PMSG (p=0,0016)


PMSG (p=0,0090)

o Significative entre le lot témoin et le lot ayant reçu la dose de 700UI de PMSG

(p=0,0374)

Par contre, nous avons constaté que les taux de fertilité sont comparables pour les trois doses

de PMSG utilisées, à savoir :

o p=0,4896>>0,05 pour les doses de 300UI et 500UI.




121

1.2. Fécondité :

La dose de 500 UI de PMSG a permis l’obtention du meilleur taux de fécondité (120,7% vs

113,8 et 103,4% pour les doses respectives de 300 UI et 700 UI).

Notre résultat est comparable à celui rapporté par Niar (2001) qui est de 120% pour une dose

de 500 UI de PMSG, mais nettement supérieurs à ceux rapportés par Tennah (1997) et

Belkasmi (2010), qui sont de 95% et 97%, obtenus sur des brebis de race Ouled Djellal,

traitées aux éponges vaginales en printemps associées à des doses de 500 UI et 400 UI de

PMSG, respectivement.

Les résultats du test ANOVA de comparaison de la fécondité en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II, III et IV) sont rapportés dans les tableaux ci-dessous.

Tableau 47 : Analyse de la variance (=0,05).

Variable SS effect dl

effect

MS effect SS error df

error

MS error F p

Intervalle 9,448276 3 3,149425 56,41379 112 0,503695 6,252649 0,0006

Tableau 48 : Résultats du test HSD de Tukey pour la comparaison des moyennes (=0,05).

Témoin

(M=0,483)

300UI PMSG

(M=1,138)

500 UI PMSG

(M=1,207)

700 UI PMSG

(M=1,034)

Témoin 0,003605 0,001087 0,019458

300UI PMSG 0,003605 0,982684 0,945075

500 UI PMSG 0,001087 0,982684 0,791557

700 UI PMSG 0,019458 0,945075 0,791557

Sur la base des résultats obtenus au test ANOVA de comparaison de la fécondité moyenne

(p=0,0006), nous pouvons dire que les traitements ont influencé de façon significative la

fécondité.

Le test de Tukey a permis de mettre en évidence une différence :


PMSG (fécondité moyenne : 0,483 contre 1,138 ; p=0,0036)


PMSG (fécondité moyenne : 0,483 contre 1,207 ; p=0,0011)

o Significative entre le lot témoin et le lot ayant reçu la dose de 700UI de PMSG

(fécondité moyenne : 0,483 contre 1,034 ; p=0,0195)


121

Par contre, nous avons constaté que les fécondités moyennes sont comparables pour les trois

doses de PMSG utilisées, à savoir :




1.3. Prolificité :

La dose de 500 UI de PMSG a permis l’obtention du meilleur taux de prolificité (152,2% vs

132,0 et 142,8% pour les doses respectives de 300 UI et 700 UI). Cette augmentation de la

prolificité signifie une action stimulante de la PMSG sur le nombre d’ovulation qui s’est

traduit par l’augmentation du nombre de gestations gémellaires, puisque nous avons

enregistré dans le lot III la naissance de 12 paires de jumeaux. Cette constatation déjà été

signalée par de nombreux auteurs : Colas (1973) et Gordon (1977). Cette prolificité

importante pour les brebis traitées avec une dose de 500 UI de PMSG, légèrement amoindrie

par une baisse de la fertilité, présente une opportunité facile à saisir par les éleveurs désireux

d’augmenter rapidement l’effectif de leurs troupeaux de race Rembi.


Similaires de ceux obtenus par Benlahrache et Boulanouar (1991), qui sont de

142,4%, obtenus sur des brebis de race Taadmit traitées par une dose de 500 UI de

PMSG.

Faibles par rapport à ceux rapportés par Harkat et Lafri (2007), qui sont de 175%,

obtenus sur des brebis de race Ouled Djellal traitées avec une dose de 500 UI de

PMSG.

Elevés par rapport à ceux de Bousbaa et Lachi (1992) qui sont de 102,4 et 129,4%,

obtenus sur des brebis de race Ouled Djellal, traitées avec des doses respectives de

250 UI et 500 UI de PMSG et ceux rapportés par Belkasmi (2010), qui sont de 108%,

obtenus sur des brebis de même race Ouled Djellal, traitées avec une dose de 400 UI

de PMSG.

Les résultats du test ANOVA de comparaison de la prolificité moyenne en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II, III et IV) sont rapportés dans les tableaux ci-dessous.


121


Variable SS effect dl

effect

MS

effect

SS error df

error

MS

error

F p

Intervalle 1,779326 3 0,593109 19,24506 78 0,246732 2,403861 0,073800

Tableau 50 : Résultats du test HSD de Tukey pour la comparaison des moyennes (=0,05).

Témoin

(M=1,078)

300UI PMSG

(M=1,320)

500 UI PMSG

(M=1,522)

700 UI PMSG

(M=1,429)

Témoin 0,133324 0,034112 0,078388

300UI PMSG 0,133324 0,422443 0,500072

500 UI PMSG 0,034112 0,422443 0,562637

700 UI PMSG 0,078388 0,500072 0,562637

Sur la base des résultats obtenus au test ANOVA de comparaison de la prolificité moyenne,

nous pouvons dire que les traitements n’influence pas la prolificité (p=0,0738).

Le test de Tukey a permis de mettre en évidence une différence très significative entre le lot

témoin et le lot ayant reçu la dose de 500UI de PMSG (prolificité moyenne 1,078 contre

1,522 ; p=0,0034). Aucune différence significative n’a été observé entre le lot témoin et les

lots ayant reçus les doses de PMSG de 300 UI et 700 UI (prolificité moyenne 1,078 contre

1,320 et 1,429 ; p=0,133324 et p=0,078388, respectivement).

Par contre, nous avons constaté que les prolificités moyennes sont comparables pour les trois

doses de PMSG utilisées, à savoir :




En conclusion, il en ressort que :

Le meilleur taux de fertilité a été obtenu avec la dose de 300 UI de PMSG. La dose de

700 UI de PMSG peut constituer une dose maximale limite, car à partir de cette dose,

la fertilité pourrait commencer à baisser. En effet, les doses élevées de PMSG peuvent

réduire les performances des brebis comme l’a signalé Gordon (1977) et Bruyas et al

(1988).


121

Une fécondité et prolificité maximales ont été obtenues avec la dose de 500 UI de

PMSG. Nos résultats sont en accord à ceux obtenus par plusieurs auteurs chez d’autres

races de brebis pour lesquelles une avance de la saison sexuelle et un accroissement de

la prolificité ont été obtenus après traitement avec les mêmes produits Chemineau et al

(1991).


121

Partie B

« Détermination de :

L'intervalle "retrait d'éponges - apparition de

l'oestrus" et le moment d’insémination ou de

saillie contrôlée (en main) »


111


Cette expérimentation s’est déroulée durant la période d’avril 2009 à octobre 2009 au niveau

de la même ferme étatique « Chérif El Dine » de la wilaya de Tiaret.

II. Matériel :

1. Animaux.

Au cours de cet essai, 70 brebis et 09 béliers de race Rembi, identifiés par boucle d’oreille,

ont fait l’objet de notre travail.

Les brebis retenues pour l'expérimentation sont des femelles vides âgées de 2,5 à 4 ans d’un

poids vif moyen de 45 ± 2 kg.

Les béliers retenus, tous adultes, ont un age variant de 4 à 5 ans et d’un poids vif moyen de 55

± 5 kg ont été divisés en deux groupes. Le premier comportant six béliers destinés à la

reproduction (saillie) et le second, trois béliers ayant subi une vasectomie par résection du

canal déférent par voie chirurgicale (Cf figure 14) pour la détection des chaleurs.

a : Désinfection des testicules du bélier b : Incision testiculaire

c : Résection du canal déférent d : Suture du scrotum

Figure 14 : Pratique de la vasectomie des béliers destinés à la détection des chaleurs


111

Les animaux retenus ont reçus :

un traitement antiparasitaire à base d’ivermectine (Baymec)

et d’albendazole

(Valbazen) à huit jours d’intervalle suivi d’une injection par voie intramusculaire d’un

complément vitaminique (Cofavit) en mars 2009,

une supplémentation de 300 grammes d’un aliment concentré par tête et par jour

pendant 4 semaines avant la lutte et 3 semaines après la lutte,

un steaming en fin de gestation, un mois avant la date prévue d’agnelage, à raison de

200 grammes du même aliment concentré par brebis et par jour.

2. Produits et instruments.

Nous avons utilisé les éponges vaginales imprégnées de 40 mg de FGA chacune,

commercialisées sous le nom «CHRONO GEST® et la gonadotrophine sérique de jument

gravide (PMSG), commercialisée sous le nom de «FOLLIGON 1000 UI®

».


Avant la mise en place du protocole expérimental, nous avons réparti les soixante dix (70)

brebis en trois lots comportant vingt brebis pour le lot I (témoin) et vingt cinq brebis pour les

lots II et III. Nous avons volontairement décalé d’une semaine le traitement de chaque lot

pour éviter les mises bas groupées dans un intervalle de temps réduit.

La synchronisation des chaleurs de l’ensemble des brebis des trois lots a été réalisée par pose

d’éponges vaginales imprégnées de FGA (40mg).

Le jour du retrait des éponges, les brebis du lot I (lot témoin) n’ont rien reçu tandis que celles

des autres lots ont été traitées, par voie intra musculaire, avec des doses de 300 UI pour le lot

II et 500 UI pour le lot III. La dose de 700 UI de PMSG n’a pas été utilisée car à partir de

cette dose, la fertilité pourrait commencer à baisser.

1. Détection de l’oestrus et saillie contrôlée (en main) :

Un bélier vasectomisé est introduit dans chaque lot vingt quatre heures après le retrait des

éponges (associé à l’injection de PMSG pour les lots II et III). Une vidéo surveillance

permanente est pratiquée en vue de détecter les brebis manifestant le comportement

d’acceptation du chevauchement du male. Le moment d’apparition des signes d’oestrus de

chaque brebis est enregistré et cette dernière est retirée du lot. Chaque brebis ayant manifesté


112

les signes de chaleurs est présentée 15 à 17 heures après au bélier reproducteur pour être

saillie.

Un récapitulatif des différents événements du protocole expérimental est rapporté dans le

tableau 51.

Tableau 51 : Récapitulatif des événements de l’essai.

Lots Date de pose

d'éponge

Date de retrait

d’éponge

Nombre de

brebis

synchronisées

Dose de PMSG

(UI)

Période

d'agnelage

Témoin (I)

(n = 20) 06/04/2009 20/04/2009 20 00

19/09/2009

au

27/09/2009

II

(n = 25) 12/04/2009 26/04/2009 25 300

25/09/2009

au

03/10/2009

III

(n = 25) 18/04/2009 02/05/2009 25 500

30/09/2009

au

08/10/2009

IV. Traitement statistique :

L’analyse statistique a été établie en utilisant les logiciels Statistica 7.0 de Statsoft Inc., Tulsa

(USA) et SPSS 15.0 for Windows » de SPSS Inc, Chicago, Illinois. Tous les calculs sont

portés en annexe. Nous avons comparé les taux de fertilité ainsi que la fécondité et la

prolificité moyenne pour un témoin et trois lots recevant de la PMSG à 300, 500 et 700 UI.

Nous avons utilisé le test du χ2pour voir s’il existait un lien entre les taux mesurés et les doses

de PMSG utilisées. Lorsque ce test a été significatif, des comparaisons multiples mettent en

évidence les lots présentant des différences significatives. Les moyennes ont été comparées

par un test ANOVA, et là aussi, les tests post hoc de Tukey nous ont permis de mettre faire

ressortir ceux des lots ayant des différences significatives.

Tous les résultats sont donnés sous la forme moyenne ± erreur standard.

Pour l’interprétation des paramètres de la reproduction, nous avons considéré la formulation

suivante :

Fertilité : 1 = brebis infertile ; 2 = brebis fertile.

Prolificité : 1 = naissance simple ; 2 = naissance double et 3 = naissance triple.


111

V. Résultats et discussion :

Les intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus pour les brebis des trois

lots sont rapportés dans le tableau 52.

Tableau 52 : Intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus pour les brebis

des trois lots.

Lot témoin

(n = 20; 00 UI PMSG)

Lot II

(n = 25; 300 UI PMSG)

Lot III

(n = 25; 500 UI PMSG)

n° identification

brebis Intervalle*

n° identification

brebis Intervalle*

n° identification

brebis Intervalle*

44101 40h50 44211 36h50 18401 31h00

44102 41h50 44212 37h50 18402 31h50

44103 39h00 44213 36h00 18403 32h15

44104 39h50 44214 38h25 18404 34h24

44105 39h25 44215 37h50 18405 32h19

44106 41h50 44216 37h15 18406 31h50

44107 41h15 44217 38h15 18407 31h50

44108 42h15 44218 37h15 18408 31h50

44109 40h15 44219 36h06 18409 32h00

44110 39h06 44300 37h25 18410 33h50

44111 41h25 44301 37h15 18411 32h00

44112 41h15 44302 38h15 18412 33h15

44113 42h15 44303 39h00 18413 33h15

44114 43h00 44304 38h25 18414 32h50

44115 42h25 44305 37h50 18415 32h05

44116 41h50 44306 38h32 18416 32h50

44117 42h32 44307 37h50 18417 32h19

44118 41h50 44308 35h00 18418 33h15

44119 38h00 44309 38h25 18419 32h00

44200 38h25 44310 36h25 18420 31h33

- - 44311 37h19 18421 32h20

- - 44312 38h00 18422 32h32

- - 44313 38h15 18424 32h00

- - 44314 37h32 18425 32h20

- - 44315 36h50 18426 32h30

Intervalle

moyen du lot 40h56

Intervalle

moyen du lot 37h31 Intervalle

moyen du lot 32h24

Les intervalles moyens "retrait d’éponge -apparition de l’oestrus" obtenus sont de 40h56,

37h31 et 32h24 pour les lots I (témoin), II (300 UI PMSG) et III (500 UI PMSG),

respectivement. Il en ressort que cet intervalle est indirectement proportionnel à la dose de

PMSG utilisée, c'est-à-dire qu’il décroît au fur et à mesure que la dose de PMSG augmente.


111

Les résultats du traitement statistique des intervalles obtenus au cours de l’essai sont rapportés

dans le tableau 53.

Tableau 53 : Résultats du traitement statistique des intervalles "retrait des éponges apparition

de l’oestrus" obtenus au cours de l’essai.

Lots Effectif Intervalle

moyen

Intervalle

médian Écart-type E.S.M.

Intervalle

minimal

Intervalle

maximal

Témoin 20 40h56 41h20 1h29 20’ 38h00 43h00

I (300UI PMSG)

25 37h31 37h50 56’ 11’ 35h00 39h00

II (500UI PMSG)

25 32h24 32h19 45’ 9’ 31h00 34h24

Global 70 36h40 37h22 3h38 26’ 31h00 43h00

Les intervalles moyen, médian, minimal et maximal obtenus sont de 36h40, 37h22, 31h00 et

43h00 ; respectivement.

Les résultats du test ANOVA de comparaison des intervalles moyens en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II et III) sont rapportés dans les tableaux ci-dessous.


Variable SC effect dl

effect

MC effect SC error df

error

MC error F p

Intervalle 3005345 2 1502673 275514,5 67 4112,157 365,4220 0,0000

Sur la base des résultats obtenus au test ANOVA de comparaison des intervalles moyens,

nous pouvons dire que les traitements influencent très significativement l’intervalle "retrait

des éponges apparition de l’oestrus" (p=0,0000).

Une étude comparative des intervalles moyens par rapport aux doses de PMSG utilisées a été

menée et les résultats obtenus sont rapportés dans le tableau ci-dessous.


111

Tableau 55 : Degrés de signification’ (p) obtenus dans la comparaison des intervalles moyens

par rapport aux doses de PMSG utilisées (=0,05).

Lots I (témoin)

(M=2455,6)

II (300UI PMSG)

(M=2251,4)

III (500 UI PMSG)

(M=1944,5)

Témoin 0,000113 0,000113

II (300UI PMSG) 0,000113 0,000113

III (500UI PMSG) 0,000113 0,000113

Les comparaisons des intervalles moyens deux à deux montrent une différence très

significative entre :

o le lot témoin et le lot traité avec une dose de PMSG de 300 UI (40h56’ vs 37h31’ ;

p=0,0001)

o le lot témoin et le lot traité avec une dose de PMSG de 500 UI (40h56’ vs 32h24’ ;

p=0,0001)

o les lots traités respectivement avec une dose de PMSG de 300 UI et 500UI (37h31’

vs 32h24’ ; p=0,0001)

La distribution des intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus au cours

de l’essai par lot en fonction des classes définies par rapport à la moyenne, la médiane, le

minimum et le maximum est rapportée dans le tableau 56.

Tableau 56 : Distribution des intervalles "retrait des éponges apparition de l’oestrus" obtenus au

cours de l’essai par lot en fonction des classes définies par rapport à la moyenne, la médiane, le

minimum et le maximum.

Lots

Classes d'intervalles "retrait éponge – apparition des chaleurs"

minimum – moyenne

(31h00 – 36h40) moyenne – médiane

(36h40 – 37h22) médiane – maximum

(37h22 – 43h00)

n % n % n %

I

(témoin) 0 0 0 0 20 100

II

(300 UI PMSG) 4 16 5 20 16 64

III

(500 UI PMSG) 25 100 0 0 0 0


111

La représentation graphique de la distribution des intervalles "retrait des éponges apparition

de l’oestrus" obtenus au cours de l’essai par lot en fonction des classes définies est rapportée

dans la figure 15.

0

20

40

60

80

100

120

min -

moy

moy -

med

med -

max

intervalle "retrait éponge-

apparition chaleurs"

taux

de

breb

is Lot I (témoin)

Lot II (300 UI

PMSG)

Lot III (500 UI

PMSG)

Les résultats montrent que la totalité (100%) des brebis ayant reçu une dose de 500 UI de

PMSG (lot III) a présenté des chaleurs précoces, soit un intervalle qui se situe dans la classe

minimum – moyenne et la totalité (100%) des brebis qui n’ont reçu aucune dose de PMSG

(lot témoin) a présenté des chaleurs tardives, soit un intervalle qui se situe dans la classe

médiane – maximum.

Quant aux brebis qui ont reçues une dose de PMSG de 300 UI (lot II), 16% ont présenté des

chaleurs précoces contre 64% des brebis avec des chaleurs tardives. Les 20% restantes ont

présenté un intervalle qui se situe dans la classe moyenne – médiane.


111

Selon BariL et al, (1993), les moments d’apparition de l’oestrus et de l’ovulation présentent

une grande variabilité selon l’espèce. Les venues en oestrus sont réparties sur une période de

24 à 48 heures dans le cas des brebis et des chèvres.

Selon Ali et Bint (2005), l'utilisation des doses importantes de PMSG peuvent anticiper les

chaleurs des agnelles iraquiennes de race Awassi. Colas (1972) et Chemineau et al, (1991) ont

rapporté que l’injection de PMSG en fin de traitement de synchronisation aux progestagènes

se traduirait par des oestrus plus précoces et par un taux de fertilité plus élevé après saillie

naturelle ou insémination artificielle. Cognie et al, (1984) ont rapporté que l’injection de la

PMSG réduit l’intervalle fin de traitement – apparition de l’oestrus. Cette réduction varie de 5

à 10 heures selon la dose de PMSG et la saison.

Nos résultats sont dans leur ensemble, comparables à ceux rapportés par Mauer Revena et al,

(1972), qui travaillant sur deux saisons différentes, ont enregistré en saison sexuelle un

intervalle de 37 heures pour le lot A qui a subit la pose d’éponges sans PMSG, et de 30 heures

pour le lot B traité par l’éponge vaginale associé à des doses de PMSG comprise entre 400 et

600 UI. A contre saison, l’intervalle enregistré dans le lot A (éponges seules) est de 42 heures

et pour le lot B (éponges + 400 à 600 UI de PMSG), la durée d’apparition des premiers signes

d’oestrus a été de l’ordre de 32 heures.

L’intervalle retrait des éponges - apparition des chaleurs, de 32 h et 24 minutes pour le lot III

traité avec une dose de 500 UI de PMSG, est très proche de celui rapporté par Kohno et al

(2005), de 30,1±7,6 h obtenu avec une dose de 500 UI de PMSG, sur des brebis synchronisées

par des éponges imprégnées de Médroxyprogestérone acétate (MAP). Pour ce qui est de

l’intervalle obtenu pour le lot II qui est de 37 h et 26 min, il est semblable à celui rapporté par

Fuente et al (2001) qui est de 35 ± 3 h après retrait des éponges associé à une dose de 500 UI

de PMSG.

L’intervalle "retrait des éponges – apparition d’oestrus" obtenu chez le lot témoin est plus

précoce par rapport à ceux rapportés par Simonetti et al. (2000), qui sont de : 55,94 h, 56.74 h

et 57,7 h après retrait des éponges vaginales imprégnées de : 40, 50 et 60 mg de progestérone,

respectivement.


111

1. Effet du traitement de PMSG sur les paramètres de reproduction :

Les résultats obtenus sont rapportés dans le tableau 57.

Lots

Nombre

de brebis

mettant

bas

Nombre de

portées

simples

Nombre de

portées

doubles

Nombre de

portées

triples

Nombre

d'agneaux

nés vivants

Taux de

fertilité

Taux de

fécondité

Taux de

prolificité

I (témoin)

(n = 20) 10 09 01 00 11 50,0±11,2

a 55±0,14

a 110±0,10

a

II

(n = 25) 21 14 07 00 28 84,0±7,3

b 112±0,13

b 133±0,11

a,b

III

(n = 25) 23 10 13 00 36 92,0±5,4

b 144±0,13

b 157±0,11

b

Total 54 33 21 00 75

Les lettres différentes (en colonne et en exposant) mettent en évidence des différences

significatives.

Sur un total de 70 brebis mise à la reproduction, 54 seulement ont mis bas avec 33 portées

simples, 21 portées gémellaires sans aucun triplé.

1.1. La fertilité.

Le traitement aux doses de PMSG de 300 et 500 UI a permis l’obtention de taux de fertilité

élevés de 84% et de 92%, respectivement pour les lots II et III par rapport à celui du lot

témoin.

Le faible taux de fertilité (50%) obtenu chez le lot témoin (non traité à la PMSG) est proche

de ceux rapportés par :

o Niar (2001) qui est de 61,66% sur des brebis de la race «Rembi », après

synchronisation des chaleurs par des éponges vaginales imprégnées de FGA

seules.

o Mbaye (1981), qui est de 50% sur des brebis de race Sénégalaise « Touabir ».

o Dekhissi (1977), qui est de 55%. sur des brebis de race Marocaine « Béni H’sen ».

Il est clair que le meilleur taux de fertilité a été obtenu avec la dose de 500 UI de PMSG (92%

vs 84% pour la dose de 300 UI). En effet, les travaux de Chemineau et al, (1996), montrent

que chez la brebis naturellement peu prolifique, la fertilité est plus élevée après injection de

500 à 600 UI de PMSG.


111


Comparables à ceux rapportés par :

o Floch et Cognie (1985) qui sont de 94% et de 75%, respectivement obtenus sur

des brebis de race « Mérinos d’Arles » et de race « Rasa Aragonesa », traitées

par une dose de 500 UI de PMSG.

o Niar (2001), qui sont de 86,2% et de 85,3%, respectivement obtenus avec les

doses de 300 UI et 500 UI de PMSG.

o Bousbaa et Lachi (1992) rapportent un taux de fertilité respectivement de

51,7% et 92,85% avec des doses de 250 et 500 UI de PMSG au mois d’Avril.

o Comparables à ceux rapportés par Bahri (1987) et Djebali (1991), qui sont de

86% et de 80% obtenus avec les doses de 400 UI et 500 UI de PMSG,

respectivement chez les brebis de race « Noire de Thibar » et de race

« Barbarine ».

Elevés de ceux rapportés par :

o Harkat et Lafri (2007), qui sont de 60%, 75% et 60% ; respectivement obtenus

avec les doses de 400, 500 et 600 UI de PMSG sur des brebis de race «Ouled

Djellal ».

o Benlahrache et Boulanouar (1991), qui est de 70,8% obtenu avec la dose de

500 UI de PMSG sur des brebis de race «Ouled Djellal ».

Par conséquent, nous pouvons dire que les taux de fertilité obtenus avec les doses de 300 et

500 UI de PMSG sont satisfaisants par rapport à ceux rapportés par différents auteurs (Algérie

ou même à l’étranger) et que la PMSG a un effet stimulant sur la fertilité des brebis de la race

« Rembi ».

Les résultats du test de comparaison des taux de fertilité moyen en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II et III) sont rapportés dans le tableau ci-dessous.

Tableau 58 : Résultats des tests du Khi-deux.

Valeur ddl Signification asymptotique

(bilateral)


Nombres d'observations valides 70


111

Sur la base des résultats obtenus (χ2=12,15 ; p=0,00230<<0,05), nous pouvons dire que les

traitements ont influencé de façon significative la fertilité.

Les résultats du test de comparaison des taux de fertilité moyen en fonction des doses de




Lots Témoin 300 UI PMSG

300UI PMSG 0,0144**

500 UI PMSG 0,0015**

0,3841

Les comparaisons des taux de fertilité deux à deux montrent une différence très significative

entre le lot témoin et le lot ayant reçu la dose de 300 UI de PMSG (p=0,0144) et entre le lot

témoin et le lot ayant reçu la dose de 500 UI de PMSG (p=0,0015)

Par contre, nous avons constaté que les taux de fertilité sont comparables pour les deux doses

de PMSG utilisées, à savoir : p=0,3841>>0,05 pour les doses de 300UI et 500UI.

1.2. La fécondité.

Le traitement aux doses de 300 et 500 UI de PMSG a permis l’obtention de taux de fécondité

élevés de 112% et de 144%, respectivement pour les lots II et III par rapport à celui du lot

témoin.

Nos résultats sont comparables de celui rapporté par Niar (2001) qui est de 120%, obtenu sur

des brebis de même race traitées avec une dose de 500 UI de PMSG, mais nettement

supérieurs à ceux rapportés par Tennah (1997) et Belkasmi (2010), qui sont de 95% et 97%,

obtenus sur des brebis de race Ouled Djellal, traitées avec des doses de 500 UI et 400 UI de

PMSG, respectivement.

Les résultats du test ANOVA de comparaison de la fécondité moyenne en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II, III) sont rapportés dans les tableaux ci-dessous.


111



effect MS

effect SS error df

error MS

error F p

Intervalle 8,892857 2 4,446429 27,75000 67 0,414179 10,73552 0,000090

Sur la base des résultats obtenus (p=0,0000<0,05), nous pouvons dire que les traitements ont

influencé de façon très significative la fécondité.

Les résultats du test de comparaison des taux de fécondité moyen en fonction des doses de


Tableau 61 : Degrés de signification (p) obtenus dans la comparaison des taux de fécondité


Témoin

(M=0,55)

300UI PMSG

(M=1,1200)

500 UI PMSG

(M=1,4400)

Témoin 0,018152 0,000231

300UI PMSG 0,018152 0,191753

500 UI PMSG 0,000231 0,191753

Le test de Tukey a permis de mettre en évidence une différence :

Significative entre le lot témoin et le lot ayant reçu la dose de 300UI de PMSG

(fécondité moyenne 0,55 contre 1,12 ; p=0,018).

Hautement significative entre témoin et lot ayant reçu la dose de 500UI de PMSG

(fécondité moyenne 0,55 contre 1,44 ; p=0,0002).

Cependant, les fécondités moyennes sont comparables pour les deux doses 300 et 500UI de

PMSG utilisées (p=0,1918>0,05.

1.3. La prolificité.

Le traitement aux doses de 300 et 500 UI de PMSG a permis l’obtention de taux de prolificité

élevés de 133,3% et de 157%, respectivement pour les lots II et III par rapport à celui du lot

témoin. Cependant, la dose de 300 UI de PMSG n’a pas permis une amélioration de la

prolificité puisque le taux obtenu de 133,3% est similaire à celui rapporté par Niar (2001) qui

est de 130,8% sur des brebis de race « Rembi » non traitées à la PMSG.


112

L’augmentation de la prolificité confirme l’action stimulante de la PMSG sur le nombre

d’ovulations car elle s’est traduite par une augmentation du nombre de gestations gémellaires

(naissance de 13 paires de jumeaux dans le lot III). Cette constatation a été signalée par

plusieurs auteurs : Colas (1972) ; Cognie (1988); Chemineau (1996) ; Niar (2001) et Harkat et

Lafri (2007).

Selon Chemineau et al, (1996), la PMSG est utilisée principalement pour induire l'ovulation

chez la femelle en anoestrus, mais peut être utilisée chez la femelle cyclique pour améliorer la

synchronisation des chaleurs associée à l'insémination artificielle et augmenter la prolificité.


Similaires de ceux rapportés par Niar (2001) qui sont de 156,5% obtenus sur des

brebis de la même race et se situent entre ceux rapportés par Djebali (1991) et

Benlahrache (1991) qui sont de 164% et 142,4%, respectivement obtenus sur des

brebis de race « Barbarine » et de race « Ouled Djellal » en utilisant la dose de 500

UI de PMSG.

Elevés par rapport à celui rapporté par Bousbaa (1992), qui est de 129,4%, obtenu sur

des brebis de race « Ouled Djellal » traitées avec une dose de 500 UI de PMSG.

Les résultats du test ANOVA de comparaison de la prolificité moyenne en fonction du type

d’échantillon (lots témoin, II, III) sont rapportés dans les tableaux ci-dessous.



effect MC

effect SC error df

error MC

error F p

Intervalle 1,614493 2 0,807246 11,21884 51 0,219977 3,669681 0,032435

Sur la base des résultats obtenus (p=0,00324<<0,05), nous pouvons dire que les traitements

ont influencé de façon significative la prolificité.

Les résultats du test de comparaison des taux de prolificité moyen en fonction des doses de



111

Tableau 63 : Degrés de signification (p) obtenus dans la comparaison des taux de prolificité


Témoin

(M=1,100)

300UI PMSG

(M=1,3333)

500 UI PMSG

(M=1,5652)

Témoin 0,404659 0,030745

300UI PMSG 0,404659 0,239273

500 UI PMSG 0,030745 0,239273

Le test de Tukey n’a permis de mettre en évidence aucune différence significative entre le lot

témoin et le lot ayant reçu la dose de 300UI de PMSG (prolificité moyenne 1,10 contre 1,33 ;

p=0,405). Cependant, la prolificité moyenne du lot ayant reçu la dose de 500UI de PMSG est

significativement plus élevée que celle du témoin (1,57 contre 1,33 ; p=0,031<0,05).


111

Partie C

« Transfert embryonnaire chez la brebis de

race Rembi »


111


Cette expérimentation s’est déroulée durant la période d’avril 2010 à octobre 2010 au niveau

de la même ferme étatique « Chérif El Dine » de la wilaya de Tiaret.

II. Matériel :

1. Animaux (donneuse et receveuse) :

La donneuse sélectionnée est une brebis âgée de 4 ans dont le poids corporel est de 45 kg et la

receveuse est âgée de 2 ans avec un poids corporel de 30 kg.

Les femelles retenues pour cette expérimentation ont mis-bas au cours de la saison de

reproduction précédente et elles sont restées deux mois vides avant le début des traitements

hormonaux. (Photo n°6). A l’examen rapproché de l’appareil génital, elles n’ont représentées

aucun des écoulements vaginaux pouvant révéler une quelconque pathologie. A l’examen

échographique, elles n’étaient pas gestantes.

a : Brebis donneuse b : Brebis receveuse

Photo n° 6 : Femelles retenues pour l’expérimentation.

Les brebis retenues ont reçues :

Un traitement antiparasitaire à base de doramectine (Dectomax) .

Une supplémentation de 300 grammes d’un aliment concentré par tête et par jour

pendant les trois (3) semaines qui précèdent la mise à la reproduction. Le même

aliment a été reconduit pour la receveuse durant la phase de gestation.


111

2. Produits et instruments.

Nous avons utilisé pour :

b. La synchronisation les éponges vaginales imprégnées de 40 mg de FGA

chacune, commercialisées sous le nom «CHRONO GEST®.

c. La stimulation ovarienne la gonadotrophine sérique de jument gravide

(PMSG), commercialisée sous le nom de «FOLLIGON 1000 UI®

».

d. La superovulation les extraits hypophysaires (FSH et LH) isolées et purifiées à

partir d'hypophyse porcine, (Stimufol®, Reprobiol, ULg FMV PhR). Ces

hormones sont produites par l'équipe du Pr. Beckers de la Faculté de Médecine

Vétérinaire de l’Université de Liège (Belgique).

e. La récolte des embryons :

o Les instruments suivants : sonde de Foley (n° 12); aiguille

épicrânienne (n°7/10); seringue de 10 ml pour gonfler le ballonnet de

la sonde de Foley et deux seringues de 60 ml pour injecter le milieu

de récolte.

o Un flacon de 120 ml stérile pour récupérer le liquide de récolte de

chacune des deux cornes utérines et le milieu de récolte : solution

bisodique : PBS modifié, dilué au 1/10e dans de l'eau stérile et

additionné de 1 % de sérum de veau fœtal (SVF). Le milieu est

maintenu à 37 °C pour permettre la survie optimale des embryons

récoltés (pas de choc thermique, ni osmotique) (Cf. photo n° 7).

Photo n°7 : Matériel de récolte.



111

1. Synchronisation des chaleurs :

La synchronisation des chaleurs de brebis (donneuse et receveuse) a été réalisée par pose

d’éponges vaginales imprégnées de FGA (40mg). Le retrait de l'éponge de la receveuse s'est

fait 12 heures avant le retrait de l'éponge de la donneuse puisque la donneuse devrait venir en

chaleur plus rapidement que la receveuse après le retrait de l'éponge (24h pour la donneuse,

36h pour la receveuse).

2. Stimulation ovarienne.

Le jour du retrait des éponges (J14), les brebis (donneuse et receveuse) ont été traitées, par

voie intra musculaire, avec une dose de 500 UI, dose optimale pour la race Rembi.

3. Induction de la superovulation chez la donneuse :

La superovulation est induite par l'administration intramusculaire (cuisse), durant les trois

(03) derniers jours du traitement progestagène, d’un total de six (06) injections biquotidiennes

(matin et soir à 12heures d'intervalle) à doses décroissantes de FSHp et croissantes de LHp

(Cf. tableau 64).

Tableau 64 : Doses de FSHp et LHp administrées au cours du traitement de superovulation.

Matin Soir

FSHp LHp FSHp LHp

J1 1 ml - 1 ml -

J2 0,5 ml 0,12 ml 0,5 ml 0,12 ml

J3 * 0,5 ml 1 ml 0,5 ml 1 ml

* : stimulation prolongée de PMSG (4 ml) en fin de traitement (dernière injection).

4. Détection de l’oestrus et saillie de la donneuse :

Le début de l’oestrus est déterminé par l’acceptation du chevauchement d’un mâle

vasectomisé mis en présence de la brebis donneuse, avec un intervalle de 4 heures, à partir de

la 20ème

heure de la fin du traitement progestatif.

Après détection des chaleurs, un bélier reproducteur de race Rembi est introduit avec la brebis

donneuse. Une double saillie en monte dirigée est pratiquée à 12 heures d’intervalle.


111

5. Récolte des embryons (laparotomie) :

Nous avons utilisé la technique chirurgicale de Tervit et Havik (1983).

5.1. Préparation de la donneuse pour la laparotomie :

La laparotomie est effectuée, après une diète alimentaire et hydrique de 24 heures, sous

anesthésie générale par l'administration intramusculaire de xylazine (Rompun® Bayer Ag,

Leverkusen, Germany, 6 mg) à raison de 0,1 mg/kg et de Kétamine (Imalgène1000®, Mérial,

Lyon, France, 130 mg) à raison de 5,5 mg/kg.

a : Désinfection de la zone d’incision b : Anesthésie locale

Photo n° 8 : Préparation de la donneuse pour la laparotomie.

5.2. Laparotomie :

Une injection intramusculaire de -lactamines, à raison de 1 ml/10 kg,r est administrée à la

brebis juste avant une incision abdominale ventrale de 8 à 10 cm au niveau de la ligne blanche

juste crânialement à la mamelle. Les cornes utérines sont extériorisées pour pratiquer la

récolte. Les deux cornes utérines sont entièrement extériorisées de l’abdomen (Cf. photo

n°8). La paroi de l’une des cornes utérines est ponctionnée, juste crânialement à la

bifurcation. Une sonde de Foley (Cf. photo n°9) est introduite par cet orifice sur environ 2 cm

et le ballonnet de la sonde est ensuite gonflé afin d’obstruer la base de la corne utérine.

L’oviducte et la corne utérine sont rincés. Un clamp atraumatique est posé sur l'oviducte pour

éviter tout reflux vers l'ovaire et à l’aide d’une aiguille épicrânienne on ponctionne et

cathétérise l'oviducte. Quarante millilitres du milieu de récolte sont injectés lentement dans

l'oviducte. Ils sont ensuite collectés par l'intermédiaire de la sonde de Foley dans un flacon

stérile. La récupération du liquide terminée, le ballonnet est dégonflé et la sonde de Foley est

retirée. Le point de ponction de la corne utérine est suturé à l'aide d'un fil, résorbable (Catgut

chromé n° 9).


111

Insertion de la Sonde de Foley dans la corne utérine Injection du milieu de récolte dans l'oviducte

Photo n° 9 : Technique de récolte.

La récolte achevée, la paroi abdominale est suturée par des points en X avec du fil résorbable

(Catgut n° 6). La plaie cutanée est refermée par un surjet avec du fil irrésorbable (n° 6) qui

sera retiré 10 jours plus tard.

5.2.1 Récolte :

Le milieu de collecte récupéré, après lavage des cornes utérines, est versé dans une boite de

pétri contenant du PBS, afin de faciliter la recherche des embryons au microscope. (Photo

10). Toutes les opérations de manipulation des embryons (recherche, examen) se faisait dans

un bain marré réglé à une température de 37°C (température des embryons in vivo) afin,

d’éviter toute éventualité de mortalité embryonnaire. (Photo 10).

a : flacon de récolte b : boites de Pétri contenant milieu PBS

Photo n°10 : Récolte des embryons.


111

5.2.2. Recherche des embryons :

La qualité de l’embryon est en général estimée d’après son aspect morphologique. Au cours

de notre examen sous microscope au grossissement x 80, l’embryon est retourné à l’aide

d’une fine pipette de verre afin d’apprécier sa morphologie.

Nous avons retenus les critères d’appréciation suivants :

Une zone pellucide avec une parfaite intégrité (absence de fissure) et de forme

sphérique.

Un embryon ayant atteint le stade morula

Il est à noter que l’examen morphologique pratiqué ne peut prétendre constituer un test

absolu de la viabilité ou de la non-viabilité des embryons.

5.3. Transplantation embryonnaire :

Dans le cas de notre expérimentation, on a procédé après collecte et examen des embryons à

un transfert direct sans cryoconservation intermédiaire, le délai séparant la collecte de la

remise en place chez la receveuse n’a pas excédé les 2 heures.

5.3.1. Transfert embryonnaire par voie chirurgicale :

Après anesthésie de la receveuse, le champ opératoire est préparé comme décrit pour la

collecte, une incision de 7 à 8 cm est pratiquée le long de la ligne blanche, en partant de 3 à 4

cm de l’attache de la mamelle. (Photo 11)

Après avoir extériorisé les cornes utérines, on a examiné les ovaires afin de sélectionner la

corne. Ayant ponctionné la corne choisie à l’aide d’une aiguille à pointe conique, on a

introduit de 2 à 3 cm le capillaire de transfert sans léser la muqueuse utérine, puis expulsé

délicatement les embryons. (Photo 11). Le transfert des embryons s’est effectué de manière

unilatéral autrement dit sur le coté ipsilatéral à l’ovaire (dans la partie proximale de la

jonction utéro-tubaire) présentant le plus grand nombre de corps jaunes fonctionnels. Le

transfert ainsi effectué, un antibiotique en solution (à base de pénicilline) est versé dans la

cavité abdominale, puis le péritoine et la peau sont suturés.


111

a : pose du champ opératoire b : Incision à partir de la ligne blanche

c : extériorisation des cornes d : Transfert des embryons

Photo n° 11 : Transplantation embryonnaire.

6.3 Diagnostic de gestation :

Le contrôle du non retour en chaleur a été réalisé par présentation biquotidienne du bélier

vasectomisé à la receveuse entre le 15ème

et le 19ème

jour tandis que la confirmation de

gestation a été réalisée par échographie à partir du 40ème

jour après l’intervention.

IV. Résultats et discussion :

L’examen de la corne utérine gravide de la brebis donneuse, lors de la laparotomie, a révélé

un nombre important de corps jaunes, reflétant ainsi l’efficacité du traitement de

superovulation utilisé (Cf. photo n°12)


112

Photo n° 12 : Dénombrement des corps jaunes.

Comme nos embryons ont été collectés le 7ème

jour après le début de l’oestrus, nous avons

retenu celui qui a atteint le stade morula (Cf photon°13). Il est à noter que l’examen

morphologique pratiqué ne peut prétendre constituer un test absolu de la viabilité ou de la

non-viabilité des embryons.

b : appréciation des embryons au microscope

inversé

b : embryon au stade morulla

Photo n° 13 : Choix de l’embryon à transférer au frais.

L’échographie au 40ème

a révélé l’existence d’un embryon en phase de différenciation avec

une couche amniotique de délimitation, confirmant ainsi l’état gestatif de la brebis receveuse

(Cf ; photo n°14).


111

a : examen échographique de la receveuse à J40 b : Image révélant la délimitation de la cavité

amniotique avec l'embryon en stade de

différenciation

Photo n°14 : Examen échographique de la receveuse à J40.

L’état non gestatif de la donneuse a été confirmé à l’examen échographique révélant un utérus

vide (Cf ; photo n°15).

a : examen de la donneuse à J40 b : Image révélant un utérus vide

Photo n° 15 : Examen échographique de la donneuse à J40.

Le deuxième examen échographique, réalisé trois mois après transfert, a révélé la présence

d’un fœtus avec sa colonne vertébrale (Cf ; photo n°16) confirmant ainsi la gestation et la

non mortalité embryonnaire.


111

a : Examen de la receveuse à J90 b : Image révélant un fœtus avec sa colonne

vertébrale

Photo n° 16: Examen échographique à J90.

Cinq mois et une semaine après transfert embryonnaire, la brebis receveuse a mis bas d’un

agneau et 7 mois après la donneuse a mis bas d’une agnelle issue d’une saillie naturelle.

(Cf. photo n°17).

a : brebis receveuse avec son agneau issu d’un transfert

embryonnaire, une semaine après mise- bas

b : brebis donneuse avec son agnelle issu d’une

saillie naturelle, 7 mois après l’intervention de

récolte des embryons

Photo n°17 : Agnelage de la donneuse et receveuse.


111

Discussion.

Les traitements hormonaux administrés à la donneuse (superovulation) et à la receveuse

(ovulation) ont permis une stimulation de la croissance folliculaire.

Nous avons pratiqué le décalage par avance de 12 heures du traitement progestatif de la

receveuse par rapport à celui de la donneuse sur la base des résultats obtenus par Cognie et al,

(1980) et Leboeuf et al, (1989) qui montrent les receveuses viennent en chaleur avec un retard

de 12 heures par rapport aux donneuses lorsqu’elles sont traitées avec la FSHp.

Nous avons pratiqué le traitement de superovulation par l’injection de doses décroissantes de

FSH suivies de l’injection de doses croissantes de LH à partir du 12ème

jour de traitement

progestatif en raison de la courte demie-vie de la FSH (3 à 4 heures). En effet, les travaux de

Cognie et al, (1987) ont révélé que la réponse ovulatoire au traitement de superovulation de

courte durée (2 jours) est inférieure à celle obtenue après 3 jours de stimulation ovarienne (2j :

5,8 ± 2,7 ; 3j : 8,8 ± 5,1). Ce constat a été confirmé par plusieurs auteurs (Tervit, et al, 1984 ;

Jabbour et al, 1991 ; Brebion et al, 1992), qui ont rapporté que les nombres moyens

d’ovulations et d’embryons transférables par brebis ou par chèvre donneuse sont, en effet,

plus élevés avec cette méthode qu’avec un apport constant de FSH et LH. Ainsi d’après

Torres et al, (1987), la réponse ovulatoire avec cette méthode chez des brebis Ile-de-France

est en effet plus élevée qu’après injections constantes (10,1 ± 6,4 vs 6,7 ± 3,6).

L’injection de la PMSG en fin de traitement FSH/LH chez la donneuse été pratiqué sur la

base des résultats obtenus par Ryan et al, (1991), qui montrent chez la brebis Mérinos ayant

reçu un traitement associant FSH/LH-PMSG une augmentation de la production d’embryons

avec des taux de fécondation et d’embryons transférables élevés (œufs divisés : 84% ;

embryons transférables : 87%), d’une part et de ceux de Armstrong et Evans (1983) relatifs à

l’administration massive de gonadotrophines (PMSG) en fin de traitement progestatif ayant

aboutis à l’augmentation du nombre de follicules pré ovulatoires conduisant à un nombre plus

au moins élevé d’ovulations. Toutefois, la dose optimale de PMSG, lorsqu’elle n’est pas

connue, doit être précisée pour la race considérée.

Nous avons choisi de récolter par voie chirurgicale les embryons au 7ème

jour après le début

de l’oestrus car la sortie du blastocyte de la zone pellucide commence à partir de cette date.


111

Selon Torres et Sevellec, (1987) et Senlis, (1990), la collecte par voie chirurgicale est la

méthode de récupération des œufs la plus utilisée chez les petits ruminants car efficace en

termes de collecte : le taux d’œufs collectés (n. œufs collectés/n. corps jaunes x 100) est de

70% à 90%, mais il diminue lorsque cette technique est répétée plusieurs fois chez les mêmes

animaux en raison de l’apparition d’adhérences sur l’utérus, les oviductes et les ovaires. Les

travaux de McKelvy et al, (1986) et Vallet et al, (1987), rapportent que le taux d’œufs récoltés

par endoscopie est inférieur de 10 à 15% à celui obtenu par chirurgie mais la répétition de la

collecte par endoscopie ne provoque pas de diminution du taux d’œufs collecté. Les travaux

d’Armstrong et al, (1983) et Floch et al, (2001) ont montré que le pourcentage d’embryons

collectés de J6 à J8 est supérieur à celui réalisé entre J2 à J4. Ceci pourrait s’expliquer par le

fait que la plupart des embryons soient encore dans l’oviducte.

L’état gestatif de la brebis receveuse diagnostiqué à l’examen échographie à J40 après transfert

est la confirmation de la réussite du transfert en frais que nous avons pratiqué par voie

chirurgicale chez la brebis de race Rembi. En effet, Castonguay et Arsenault (2000), ont

rapporté que la méthode de superovulation chez les brebis, avec l'utilisation de la pFSH/pLH-

PMSG, produit environ 11 ovulations avec un taux de 80 à 90% des embryons jugés de

bonne qualité et donc transférables ou congelables. De plus, Baril et al (1993), rapportent que

la survie des embryons est de 90% pour les embryons frais, contre 60% pour les embryons

décongelés avec production de 3 à 4 agneaux par donneuse avec des embryons frais et contre

1 à 2 agneaux avec des embryons congelés.

Conclusion

Conclusion

851

Le traitement progestatif (40 mg de FGA) permet d’induire et de synchroniser

l’apparition de l’oestrus chez la brebis de race Rembi pendant la période de faible

activité sexuelle (printemps).

La stimulation ovarienne avec une dose de 300 UI de PMSG permet l’obtention du

meilleur taux de fertilité chez la brebis de race Rembi. Par contre, les meilleurs taux

de fécondité et de prolificité sont obtenus avec la dose de 500 UI de PMSG.

L’utilisation de la PMSG chez la brebis de race Rembi permet d’avancer le moment

d’apparition de l’oestrus. L’apparition précoce des chaleurs est fonction de la dose de

celle ci. Par conséquent, l’insémination artificielle peut être effectuée à 56h ± 1h lors

d’utilisation des éponges vaginales sans PMSG, à 52h ± 1h et 47h ± 1h lors

d’utilisation des éponges associées aux doses respectives de 300 UI et 500 UI de

PMSG ce qui permet d’obtenir une meilleure organisation du travail et une nette

amélioration des paramètres de reproduction.

La production d’embryons in vivo, après un traitement de superovulation, suivi d’un

transfert embryonnaire par laparotomie s'est effectué avec succès chez cette race,

malgré que la technique par laparoscopie semble être plus facile et sans traumatisme.

Leur efficacité est dépendante de la race considérée, dont l’intérêt premier est

d’accroître la descendance des femelles estimées les meilleures sur le plan génétique,

car dans les conditions traditionnelles d’élevage de notre cheptel ovin, le nombre de

descendants produits par femelle et par an est voisin de 2 pour ne pas excéder 6 à 8 au

terme de leur vie. Ce qui limite considérablement les possibilités de création et de

diffusion du progrès génétique par la voie mère-fille.

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Annexes

ANNEXES

184

Annexe 1 :Test du χ2 :

Tableau croisé Lot * Mettant_bas

Mettant_bas

Total

Oui Non Oui

Lot

Témoin

Effectif 13 16 29

Effectif théorique 20,5 8,5 29

% dans Lot 44,83 55,17 100

Résidu ajusté -3,53 3,53

Dose 1

Effectif 25 4 29


% dans Lot 86,21 13,79 100

Résidu ajusté 2,12 -2,12

Dose 2

Effectif 23 6 29


% dans Lot 79,31 20,69 100


Dose 3

Effectif 21 8 29


% dans Lot 72,41 27,59 100


Total

Effectif 82 34 116

Effectif théorique 82 34 116

% dans Lot 70,69 29,31 100

Tests du Khi-deux

Valeur ddl

Signification asymptotique

(bilatérale)



Annexe 2 :

Breakdown Table of Descriptive Statistics

N=116 (No missing data in dep. var. l ist)

Lot Nombre

Means

Nombre

N

Nombre

Std.Dev.

Nombre

Std.Err.

Témoin 0,482759 29 0,5744990,106682

300 UI PMSG 1,137931 29 0,6394270,118739

500 UI PMSG 1,206897 29 0,7736420,143662

700 UI PMSG 1,034483 29 0,8230070,152828

All Grps 0,965517 116 0,7567780,070265

ANNEXES

185

Brown-Forsythe T est of Homog. of Variances

Marked effects are significant at p < ,05000

Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 0,784483 3 0,26149432,13793 112 0,2869460,9113020,438012

Analysis of Variance


Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 9,448276 3 3,14942556,41379 112 0,5036956,2526490,000579

Tukey HSD test

Marked differences are significant at p < ,05000

Lot

{1}

M=,48276

{2}

M=1,1379

{3}

M=1,2069

{4}

M=1,0345

Témoin {1}

300 UI PMSG {2}

500 UI PMSG {3}

700 UI PMSG {4}

0,003605 0,001087 0,019458

0,003605 0,982684 0,945075

0,001087 0,982684 0,791557

0,019458 0,945075 0,791557

Annexe 3 :



Lot Nombre

Means

Nombre

N

Nombre

Std.Dev.

Nombre

Std.Err.

Témoin 1,076923 13 0,2773500,076923

300 UI PMSG 1,320000 25 0,4760950,095219

500 UI PMSG 1,521739 23 0,5107540,106500

700 UI PMSG 1,428571 21 0,5976140,130410

All Grps 1,365854 82 0,5094710,056262

Brown-Forsythe T est of Homog. of Variances


Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 1,498838 3 0,49961319,24506 78 0,2467322,0249240,117245



Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 1,779326 3 0,59310919,24506 78 0,2467322,4038610,073800

Newman-Keuls test


Lot

{1}

M=1,0769

{2}

M=1,3200

{3}

M=1,5217

{4}

M=1,4286

Témoin {1}

300 UI PMSG {2}

500 UI PMSG {3}

700 UI PMSG {4}

0,133324 0,034112 0,078388

0,133324 0,422443 0,500072

0,034112 0,422443 0,562637

0,078388 0,500072 0,562637

ANNEXES

186

Annexe 4 :

Tableau croisé Lot * Mettant_bas

Mettant_bas

Total

Oui Non Oui

Lot

Témoin

Effectif 10 10 20


% dans Lot 50,00 50,00 100

Résidu ajusté -3,42 3,42

Dose 1

Effectif 21 4 25


% dans Lot 84,00 16,00 100


Dose 2

Effectif 23 2 25


% dans Lot 92,00 8,00 100


Total

Effectif 54 16 70

Effectif théorique 54 16 70

% dans Lot 77,14 22,86 100

Tests du Khi-deux

Valeur ddl

Signification asymptotique

(bilatérale)



Annexe 5 :



Lot Nombre

Means

Nombre

N

Nombre

Std.Dev.

Nombre

Std.Err.

Témoin 0,550000 20 0,604805 0,135239

300 UI PMSG 1,120000 25 0,665833 0,133167

500 UI PMSG 1,440000 25 0,650641 0,130128

All Grps 1,071429 70 0,728736 0,087101

Brown-Forsythe Test of Homog. of Variances


Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 0,215714 2 0,10785717,27000 67 0,2577610,4184380,659782

ANNEXES

187



Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 8,892857 2 4,44642927,75000 67 0,41417910,735520,000090

Unequal N HSD

Marked differences are significan t at p < ,05000

Lot

{1}

M=,55000

{2}

M=1,1200

{3}

M=1,4400

Témoin {1}

300 UI PMSG {2}

500 UI PMSG {3}

0,018152 0,000231

0,018152 0,191753

0,000231 0,191753

Annexe 6 :



Lot Nombre

Means

Nombre

N

Nombre

Std.Dev.

Nombre

Std.Err.

Témoin 1,100000 10 0,316228 0,100000

300 UI PMSG 1,333333 21 0,483046 0,105409

500 UI PMSG 1,565217 23 0,506870 0,105690

All Grps 1,388889 54 0,492076 0,066963

Brown-Forsythe Test of Homog. of Variances


Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 0,781159 2 0,39058011,21884 51 0,2199771,7755460,179701



Variable

SS

Effect

df

Effect

MS

Effect

SS

Error

df

Error

MS

Error

F p

Nombre 1,614493 2 0,80724611,21884 51 0,2199773,6696810,032435

Tukey HSD test


Lot

{1}

M=1,1000

{2}

M=1,3333

{3}

M=1,5652

Témoin {1}

300 UI PMSG {2}

500 UI PMSG {3}

0,404659 0,030745

0,404659 0,239273

0,030745 0,239273

ANNEXES

188

Annexe 7 :

Statistiques Descriptives par Groupes

N=70 (aucune VM dans les vars dép.)

Lot Intervalle

Moyennes

Intervalle

N

Intervalle

Ec-Type

Témoin 40h56' 20 1h29'

300 UI PMSG 37h31' 25 0h56'

500 UI PMSG 32h24' 25 0h45'

TsGrpes 36h40' 70 3h38'

Test d'Homogénéité des Variances de Brown-Forsythe (Feuil le de données1)

Effets significatifs marqués à p < ,05000

Variable

SC

Effet

dl

Effet

MC

Effet

SC

Erreur

dl

Erreur

MC

Erreur

F p

Intervalle (mn)17907,38 2 8953,691122576,0 67 1829,4924,8940850,010379

Analyse de la Variance (Feuil le de données1)

Effets significatifs marqués à p < ,05000

Variable

SC

Effet

dl

Effet

MC

Effet

SC

Erreur

dl

Erreur

MC

Erreur

F p

Intervalle (mn)3005345 2 1502673275514,5 67 4112,157365,42200,0000

HSD N différents ; Var. :Intervalle (mn) (Feuil le de données1)

Différences significatives marquées à p < ,05000

Lot

{1}

M=2455,6

{2}

M=2251,4

{3}

M=1944,5

Témoin {1}

300 UI PMSG {2}

500 UI PMSG {3}

0,000113 0,000113

0,000113 0,000113

0,000113 0,000113

Documents

THEME - Université d'Oran 1 Ahmed Ben Bella · Je tiens également à témoigner ma profonde reconnaissance à Ahmed Moussa, Ammam, Ait amrane, Selles, et Belhamiti enseignants à