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PRÁCTICA 6 SEPARACIÓN ELECTROFORÉTICA DE PROTEINAS SÉRICAS SOBRE ACETATO DE CELULOSA 1. Introducción teórica El fenómeno de electroforesis, se basa en el desplazamiento de partículas portadoras de carga a través de un medio líquido, bajo la influencia de un campo eléctrico aplicado. La aplicación de este fenómeno a la separación de los componentes de una mezcla compleja hace necesaria la existencia de diferentes velocidades de migración, que a su vez dependen del campo eléctrico aplicado. De aquí que se defina el concepto de movilidad electroforética (m) como la velocidad de migración para un campo eléctrico de gradiente potencial unidad: E V m = La movilidad es proporcional a la relación Carga/masa. Pudiéndose alterar por otros factores, tales como volumen de la partícula cargada, posibilidad de solvatación, interacciones iónicas, viscosidad del medio .... . Por eso se hace necesario controlar adecuadamente las condiciones experimentales (pH, temperatura, fuerza iónica,...) de forma que si las únicas variables son el tiempo de migración y el gradiente de potencial aplicado, los valores obtenidos para la movilidad pueden ser reproducibles. De entre los diferentes tipos de electroforesis existentes, la más empleada para separar las proteínas del suero sanguíneo es la electroforesis de zona, con ella se consigue una distribución de los componentes de las zonas perfectamente delimitadas, puesto que las partículas cargadas se desplazan a velocidades constantes a través de un medio soporte. La utilización de los diferentes soportes modificará las movilidades y, por lo tanto, el tiempo necesario de aplicación del potencial, para poder realizar una separación completa entre los distintos componentes del suero. Las macromoléculas de proteínas se comportan como partículas coloidales cargadas. Las cargas positivas son portadas por las funciones básicas de restos de lisina, arginina y los aminoácidos N-terminales, mientras que las negativas las proporcionan los grupos carboxílicos de los restos glutámico, aspártico y los aminoácidos C- terminales. La carga total será la que condicione la movilidad electroforética y aquella a su vez está condicionada por el pH del medio, pues es conocido que a pH ácido se inhibe la disociación de los grupos ácidos y con un pH básico se consigue reprimir la disociación de los grupos básicos. Entre estos valores extremos de pH existe el denominado punto isoeléctrico (p.i.) que es el pH para el cual una proteína en disolución salina presenta una carga global nula, es decir, el mismo número de cargas positivas y negativas. Si una disolución de proteínas se somete a la acción de un campo eléctrico se producirá una migración cuyo sentido y velocidad dependerá de la carga neta, magnitud y forma de las moléculas. En la zona de pH menor que el p.i. las proteínas se comportan como cationes y si el pH del medio es superior al p.i. se comportan como aniones. A partir de pH 8.4 las proteínas séricas migran hacia el ánodo, la albúmina con un p.i. de 4.7 estará cargada más negativamente que la γ-globulina que tiene un p.i. de 7.2, la albúmina recorrerá mayor distancia que la γ- globulina cuando se sitúen en un campo eléctrico. Las fracciones que se obtienen son: -Albúmina (la más negativa) -α 1 -globulina -α 2 -globulina -β-globulina -γ-globulina (la menos negativa) Para identificar la presencia y separación de proteínas hay que realizar un revelado mediante colorantes ácidos (azul de bromofenol, negro amido, rojo Ponceau A, etc...) que se fijan sobre las funciones básicas de las proteínas. El exceso de colorante se arrastra con mezclas acético-agua, metanol-acético-agua. Existen dos procedimientos para cuantificar las fracciones electroforéticas: a)Por densitometría: se emplea un fotómetro que permite cuantificar el colorante fijado a diferentes distancias del punto de aplicación de las proteínas, y con ello la representación gráfica de la separación y que se conoce como espectro electroforético. b)Por elución, cortando el soporte correspondiente a las zonas de separación observadas y eluyendo el colorante fijado en el disolvente adecuado. La medida posterior de la absorbancia de estas disoluciones permite calcular la proporción de las fracciones separadas.

T_a6 Separacion Electroforetica de Proteinas Sericas Con Acetato de Celulosa

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ELECTROFORESIS

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  • PRCTICA 6 SEPARACIN ELECTROFORTICA DE PROTEINAS SRICAS

    SOBRE ACETATO DE CELULOSA

    1. Introduccin terica El fenmeno de electroforesis, se basa en el desplazamiento de partculas portadoras de carga a travs de

    un medio lquido, bajo la influencia de un campo elctrico aplicado. La aplicacin de este fenmeno a la separacin de los componentes de una mezcla compleja hace

    necesaria la existencia de diferentes velocidades de migracin, que a su vez dependen del campo elctrico aplicado. De aqu que se defina el concepto de movilidad electrofortica (m) como la velocidad de migracin para un campo elctrico de gradiente potencial unidad:

    EVm =

    La movilidad es proporcional a la relacin Carga/masa. Pudindose alterar por otros factores, tales como

    volumen de la partcula cargada, posibilidad de solvatacin, interacciones inicas, viscosidad del medio .... . Por eso se hace necesario controlar adecuadamente las condiciones experimentales (pH, temperatura, fuerza inica,...) de forma que si las nicas variables son el tiempo de migracin y el gradiente de potencial aplicado, los valores obtenidos para la movilidad pueden ser reproducibles.

    De entre los diferentes tipos de electroforesis existentes, la ms empleada para separar las protenas del

    suero sanguneo es la electroforesis de zona, con ella se consigue una distribucin de los componentes de las zonas perfectamente delimitadas, puesto que las partculas cargadas se desplazan a velocidades constantes a travs de un medio soporte.

    La utilizacin de los diferentes soportes modificar las movilidades y, por lo tanto, el tiempo necesario de

    aplicacin del potencial, para poder realizar una separacin completa entre los distintos componentes del suero. Las macromolculas de protenas se comportan como partculas coloidales cargadas. Las cargas positivas

    son portadas por las funciones bsicas de restos de lisina, arginina y los aminocidos N-terminales, mientras que las negativas las proporcionan los grupos carboxlicos de los restos glutmico, asprtico y los aminocidos C-terminales. La carga total ser la que condicione la movilidad electrofortica y aquella a su vez est condicionada por el pH del medio, pues es conocido que a pH cido se inhibe la disociacin de los grupos cidos y con un pH bsico se consigue reprimir la disociacin de los grupos bsicos. Entre estos valores extremos de pH existe el denominado punto isoelctrico (p.i.) que es el pH para el cual una protena en disolucin salina presenta una carga global nula, es decir, el mismo nmero de cargas positivas y negativas.

    Si una disolucin de protenas se somete a la accin de un campo elctrico se producir una migracin

    cuyo sentido y velocidad depender de la carga neta, magnitud y forma de las molculas. En la zona de pH menor que el p.i. las protenas se comportan como cationes y si el pH del medio es superior al p.i. se comportan como aniones.

    A partir de pH 8.4 las protenas sricas migran hacia el nodo, la albmina con un p.i. de 4.7 estar cargada

    ms negativamente que la -globulina que tiene un p.i. de 7.2, la albmina recorrer mayor distancia que la -globulina cuando se siten en un campo elctrico. Las fracciones que se obtienen son:

    -Albmina (la ms negativa) -1-globulina -2-globulina --globulina --globulina (la menos negativa) Para identificar la presencia y separacin de protenas hay que realizar un revelado mediante colorantes

    cidos (azul de bromofenol, negro amido, rojo Ponceau A, etc...) que se fijan sobre las funciones bsicas de las protenas. El exceso de colorante se arrastra con mezclas actico-agua, metanol-actico-agua.

    Existen dos procedimientos para cuantificar las fracciones electroforticas: a)Por densitometra: se emplea un fotmetro que permite cuantificar el colorante fijado a diferentes

    distancias del punto de aplicacin de las protenas, y con ello la representacin grfica de la separacin y que se conoce como espectro electrofortico.

    b)Por elucin, cortando el soporte correspondiente a las zonas de separacin observadas y eluyendo el

    colorante fijado en el disolvente adecuado. La medida posterior de la absorbancia de estas disoluciones permite calcular la proporcin de las fracciones separadas.

  • 2. Parte experimental a. Instrumental y productos

    1 Gradilla 5 Tubos de ensayo con tapn 2 Cubetas electroforticas con cables y puentes 2 Pipetas Pasteur 1 Tijeras 1 Aplicador de muestras semi-micro 2 Chupetes 2 Pinzas 2 Cubetas para decolorar 1 Probeta de 100 mL 1 Embudo 1 Pera de goma 2 Vasos de precipitados de 100 mL 2 Vasos de precipitados de 250 mL 2 Pipetas de 5 mL 2 Pipetas de 10 mL 1 Soporte para pipetas Papel Parafilm Tiras de acetato de celulosa Alimentador de corriente Agitador orbital Actico glacial 1 L Metanol 1 L Solucin colorante Negro amido Suero problema

    b. Soluciones de trabajo

    Solucin colorante Negro amido 0.5 g Metanol 45 mL Agua destilada 45 mL cido actico glacial 10 mL Solucin decolorante Mezclar 90 ml solucin A + 10 ml solucin B

    c. Procedimiento experimental 1. Sumergir las tiras de acetato de celulosa durante al menos 10 minutos en la solucin tampn. 2. Absorber el exceso de tampn de las tiras colocndolas entre 2 hojas de papel de filtro. 3. Colocar las tiras en el puente con la cara mate hacia arriba (la esquina cortada debe quedar abajo a la derecha). 4. Realizar la siembra de la muestra a 1 cm del extremo catdico. 5. Conectar la fuente de alimentacin a 200 v. durante 60 minutos (una vez pasado el tiempo desconectar el alimentador). 6. Revelado: a) teir las tiras con solucin colorante durante 5 minutos. b) Decoloracin: lavar las tiras 3 4 veces con la solucin decolorante agitando levemente hasta obtener un fondo blanco. 7. Cuantificacin: Colocar las tiras extendidas sobre portaobjetos y dejar 24h hasta que se transparenten completamente. Para acelerar el proceso de transparentado es conveniente colocarlas bajo la luz del flexo durante unos minutos. Una vez transparentadas leer el proteinograma obtenido en el fotodesnsitometro, introducindole el valor de protenas totales obtenido por refractometria para realizar la cuantificacin de cada fraccin proteica.

    Datos, medidas y clculos