# 14A revista doMicrobiologista.

www.sbmicrobiologia.org.br

informativo sbm • ano 4 / 2011

ISS

N 1

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1 - inscrições A inscrição ao Prêmio Jovem Microbiologista 2011 é isenta de taxa e pode ser realizada até 01/07/2011. Poderão inscrever-se recém-doutores que tenham defendido a tese nos últimos três anos anteriores à data de início do 26º Congresso Brasileiro de Microbio-logia. O candidato deverá estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia e deverá submeter apenas um trabalho. O comprovante de inscrição no 26º CBM deverá ser enviado para a Secretaria da SBM ao endereço Av. Prof. Lineu Prestes, 2415, Bu-tantã. CEP 05508-000, São Paulo, SP, juntamente com o trabalho, Currículo Lattes e documento da comissão de pós-graduação da instituição, declarando a data da defesa da tese e o título recebido. A documentação submetida não será devolvida.

2 - trABAlHo O trabalho, de responsabilidade do recém-doutor, deverá ser encaminhado na forma de paper, tendo como modelo o periódico Brazilian Journal of Microbiology, em três vias, acompanhado do respectivo arquivo gravado em CD-Rom. O texto deverá ser redigido em inglês e ter, no máximo, 10 páginas (incluindo tabelas e figuras) for-matadas em fonte Arial, tamanho 12, espaçamento de 1,5 entrelinhas, formato A4, margens 2 cm (esquerda, direita, superior e inferior) em editor de texto Microsoft Word. As citações bibliográficas deverão ser apresentadas de acordo com as normas

da revista Brazilian Journal of Microbiology . Os trabalhos que não estiverem de acor-do com essas especificações serão automaticamente desconsiderados sem qualquer comunicado ao participante.

3 - ApresentAção e seleçãoA Comissão Científi ca, designada pela Diretoria da SBM, selecionará cinco trabalhos. Os trabalhos selecionados deverão fi car expostos, na forma de painéis, durante o 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia, em local a ser designado pela Comissão Organi-zadora. Os autores serão convidados para apresentação pública desses trabalhos, em sessão do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. O tempo de apresentação oral será de 20 minutos, perante Comissão Julgadora, composta por três membros, indicada pela Diretoria da SBM. Não serão aceitos recursos quanto ao mérito das decisões das comissões de seleção e julgadora.

4 - prescrição Do Direito Ao prÊMioCaso o prêmio não seja solicitado no prazo de 1 ano contado a partir da data da pre-miação que acontecerá durante o 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia o mesmo perderá o direito de recebê-lo. A comissão avaliadora terá poderes para decidir as situ-ações em que nenhum trabalho merece receber o prêmio.

26º congresso BrAsileiro De MicroBiologiADAtA: 02/10/2011 À 06/10/2011.locAl: rAfAin pAlAce Hotel e convention center foz Do iguAçu, pr – BrAsil.

1º Prêmio Jovem Microbiologista 2011

pAtrocinADor oficiAl

A Sociedade Brasileira de Microbiologia (SBM) e a OXOID e Remel convidam os microbiologistas, com título de doutor obtido nos últimos três anos anteriores à data de início do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia (02/10/2011), a participarem do Prê-mio Jovem Microbiologista 2011, uma oportunidade ímpar de se destacar e deixar sua marca no meio científi co. Visando a maior integração entre os países latino-americanos, a SBM abre as inscrições para jovens microbiologistas dos países membros da ALAM (Associação Latino Americana de Microbiologia). Ao primeiro colocado será concedido um prêmio em dinheiro em valor a ser defi nido. O prêmio será entregue durante a ses-são de encerramento do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. Os demais clas-sifi cados receberão um certifi cado de participação.

1. ApresentAçãoO Presidente da Sociedade Brasileira de Microbiologia,

Adalberto Pessoa Junior, e o Secretário Geral, Carla Taddei de Castro Neves, no uso de suas atribuições legais, farão realizar Concurso para Obtenção do Título de Especialista em Microbio-logia-TEMICRO, no dia 03 de outubro de 2011, regulamentado pelo presente Edital.

O Título de Especialista em Microbiologia terá validade por 5 (cinco) anos, devendo ser renovado de acordo com as normas estabelecidas pela Comissão Nacional de Titulação SBM.

2. DAs inscrições2.1. A inscrição do candidato implicará o conhecimento e a

tácita aceitação das normas e condições estabelecidas neste Edital, em relação às quais não poderá alegar desconhecimento.

2.2. As inscrições serão recebidas no período de 02 de feve-reiro a 29 de julho de 2011, por via eletrônica www.sbmicrobio-logia.org.br/26cbm.

2.3. O candidato deverá efetuar o pagamento da taxa de ins-crição no valor de R$ 390,00 além da inscrição no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia.

As especialidades É importante esclarecer que as especialidades regulamen-

tadas são profissionais, isto é, são especialidades no campo do exercício profissional do microbiologista. Foram regulamen-tadas algumas que se configuraram como mais definidas e consensuais.

A Saber: Microbiologia AmbientalMicrobiologia de AlimentosMicrobiologia IndustrialMicrobiologia Clínica

Deve ser destacado que o título de especialista em microbio-logia é uma referência sobre a qualificação do profissional, não

26º congresso BrAsileiro De MicroBiologiA2 A 6 De outuBro De 2011

rAfAin pAlAce Hotel e convention centerfoz Do iguAçu - pArAná

EDITAL DO CONCURSO PARA OBTENÇÃO DO TÍTULO DE ESPECIALISTA EM

MICROBIOLOGIA TEMICRO 2011.

se constituindo condição obrigatória para o exercício da profissão. Podem solicitar o título de Especialista os Biólogos, Biomé-

dicos, Farmacêuticos, Médicos, Médicos Veterinários e outros profissionais que tenham atuação em uma das áreas da Micro-biologia, desde que preencham alguns dos pré-requisitos abaixo relacionados:

i – Das inscrições:1. O candidato deverá ser associado da Sociedade Brasileira

de Microbiologia (SBM) tendo quitado o ano vigente;2. O candidato deverá ter nível superior e cinco anos de expe-

riência profissional comprovada na área após a graduação OU carga horária mínima de 1.200 horas de estágio em mi-crobiologia comprovadas depois de formado;

3. Estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia4. Pagar a taxa estabelecida pela SBM;5. O candidato deverá ter uma carta de apresentação e três

indicações de associados da SBM;6. O certificado terá validade por cinco anos.

ii – Documentos necessários para inscrição:1. Preencher a ficha de inscrição do 26º Congresso Brasileiro

de Microbiologia; 2. Durante o processo de inscrição no 26º CBM efetuar a ma-

trícula no CONCURSO PARA OBTENÇÃO DO TÍTULO DE ESPECIALISTA EM MICROBIOLOGIAEnviar para a SBM via correio curriculum vitae documenta-

do, que deverá ser confeccionado de acordo com a “Plataforma Lattes” , histórico escolar e carteira ou comprovante de trabalho e uma fotografia recente 3x4;

Sociedade Brasileira de Microbiologia ICB III - SBM - Dep. de Microbiologia Av. Prof. Lineu Prestes, 2415 Cidade Universitária 05508-000 São Paulo, SP - Brasil Tel: (+5511) 3813-9647/3037-7095

iii – pontuação dos títulos e Atividades:1. Para obtenção do título o candidato deverá atingir média

final = 7,0;Provas – 90% Títulos – 10%

iiia – provasProva escrita: será composta de questões de múltipla esco-

lha e dissertativas sendo que 60% do conteúdo deverá versar sobre Microbiologia Geral e 40% sobre Microbiologia Específica da área de especialização escolhida.

Prova Prática: Versará sobre temas específicos da área de especialização escolhida

TÍTULOS Exigências PontuaçãoDoutor na área escolhida,

Programa regular credenciado pela CAPES 5

Mestre na área escolhida

Programa regular credenciado pela CAPES 3

Especialização na área escolhida

Deverão ter carga horária mínima de 720 horas, considerando-se as horas-aulas e os trabalhos de campo, experimental, de estudo e monografia, bem como deverão atender às exigências do Conselho Federal de Educação e deverão ser reconhecidos pela SBM

1,5

Liderança técnica Liderança técnica em Laboratórios de Microbiologia nos últimos 10 anos 1 ponto a cada 2 anos de atividade (máximo 5 pontos)

Atividade Docente Atividade Docente em Microbiologia nos últimos 10 anos 1 ponto a cada 2 anos de atividade (máximo 5 pontos)

Artigos científicos Artigo científico em Microbiologia na área escolhida, publicados em revistas indexadas no ISI e/ou PubMed, como autor ou co-autor nos últimos 5 anos

1 ponto por artigo (máximo 5 pontos)

Apresentação em Congresso

Trabalhos científicos em Microbiologia, apresentados em Congressos reconhecidos pela SBM, como autor ou co-autor

0,2 por apresentado(máximo 1 pontos)

Cursos de aperfeiçoamento

Em microbiologia nos últimos 5 anos, carga horária mínima de 180 horas, reconhecido pela SBM

1 ponto

Cursos de atualização

Em microbiologia nos últimos 5 anos, , reconhecido pela SBM. Abaixo de 36 horas de atualização nos últimos cinco anos não será pontuado

36 - 72 h 0,5; 73 - 109 h 1.0; >110 h 1,5

(máximo 1,5 ponto)Estágio em microbiologia

Período mínimo de 480 h consecutivas, nos últimos cinco anos Máximo de 1 ponto

Eventos Participação em Congresso de Microbiologia e afins nos últimos 5 anos. Somente eventos reconhecidos pela SBM serão pontuados (veja anexo). Eventos não reconhecidos serão julgados pela comissão

0,2 por evento(Máximo de 1 ponto)

Eventos Participação ativa como palestrante em Congressos de Microbiologia nos últimos 5 anos

0,2 por evento(Máximo de 1 ponto)

Critérios a serem utilizados na avaliação do CV para OBTEN-ÇÃO do Título de Especialista

OBS: Os documentos referentes às atividades pontuadas deverão ser enviados organizadamente, agrupados por ativida-de. Caberá à SBM, através da Comissão de Titulação, proceder a pontuação estabelecida nos itens acima discriminados, para cada candidato, ação essa que será executada antes da reali-zação da prova.

Outrossim, a comprovação de títulos e atividades constantes do currículo devem somar no mínimo 10 pontos nos últimos 5 anos para a aprovação da inscrição no concurso.

O título terá validade por cinco anos. Para revalidação, o solicitante deverá encaminhar CV circunstanciado à SBM. A ava-liação será feita pela Comissão de Titulação pela análise e pontuação do CV. Pontuação mínima exigida será de 10 pontos.

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ÍndiceEditorial

Expediente

É com grande satisfação que encaminhamos a décima quarta edição da Revista Microbiologia in Foco. Continuamos com os objetivos iniciais selecionando temas abrangentes e de interesse na divulgação da Microbiologia. No período, foram publicados 71 artigos, incluindo esse volume, abrangendo diversos temas relacionados à microbiologia, além de notícias e outros informes de interesse dos leitores. Voltamos a enfatizar que esperamos e contamos com a colaboração ativa dos leitores sugerindo temas e encaminhando artigos para publicação. Infelizmente, não temos recebido muitas sugestões por parte da comunidade científica e gosta-ríamos de deixar claro que os editores estão ansiosos por uma participação mais ativa dos colegas. Esperamos que comunidade de microbiologistas continue a colaborar ativamente para que essa iniciativa possa alcançar o objetivo de divulgar a microbiologia nos mais diversos setores da comunidade brasileira.Lembramos que a revista é de informação e divulgação e é composta de várias seções:

Seção 1: Ciência in foco: artigos de informação sobre temas relevantesSeção 2: Resenhas: comentários sobre livrosSeção 3: Resumos comentados de trabalhos científicos relevantesSeção 4: Homenagem a profissionais com destaque na fundação da SBM e no desenvolvimento da MicrobiologiaSeção 5: Ensino em MicrobiologiaSeção 6: Departamento in Foco: Departamentos em destaque: Noticias de interes-se da MicrobiologiaSeção 7: Leitor in Foco: espaço aberto ao leitorSeção 8: Empresas in Foco - Informes publicitários: espaço destinado a empresas

Agradecemos a todos que colaboraram com a edição número 14 da revista Micro-biologia in Foco e contamos com a colaboração dos colegas para futuros artigos.

PrezadoMicrobiologista,

Ciência in FocoBioMonitorAMento: BioinDicADores MicroBiAnos DA presençA De óleo eM MAnguezAis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8

proDução De celulose BActeriAnA: uMA novA tenDÊnciA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

MicroBiotA fecAl HuMAnA . . . . 18

AtiviDADe BiológicA De polissAcAríDeos: lições ensinADAs por MicrorgAnisMos pAtogÊnicos. . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

potenciAl Biotecnológico De fungos MArinHos pArA proDução De enziMAs ligninolíticAs e DegrADAção De poluentes AMBientAis . . . . 29

sBM in foco . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38

AgenDA in foco . . . . . . . . . . . . . . 40

curso De especiAlizAção e AperfeiçoAMento eM MicroBiologiA . . . . . . . . . . . . . . . 41

fique sócio . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42

Adalberto pessoa JuniorPresidente

Marina B. MartinezEditora

carlos p. tabordaEditor

sBM in focorevista da sociedade Brasileira de Microbiologia

Ano 4, nº 14São Paulo: SBM, 2011

Periodicidade Trimestral

editores:Carlos P. Taborda e Marina B. Martinez

tiragem:2000 exemplares - Circulação NacionalDistribuição gratuita para sócios SBM

impressão:Vox Editora Ltda.(11) 3871-7300

Diagramação:Hermano Design Editorialhermano@nextis.com

responsabilidade autoral:Todos os artigos assinados são de responsabilidade dos respectivos autores

responsabilidade editorial:Tífani Luri N. Hanashiro

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Ciência in Foco

BIOMONITORAMENTO: BIOINDICADORES MICROBIANOS DA PRESENÇA DE ÓLEO EM MANGUEZAIS

introDução

A população humana da Terra vem se expandindo e se desenvolvendo sig-nifi cativamente e os efeitos colaterais impostos por este desenvolvimento vêm sendo cada vez mais notados. Tais efeitos são resultados da intensa e descontrola-

Peixoto, RSProfessora Adjunta - Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, Instituto de

Microbiologia Paulo de Góes, Universidade Federal do Rio de Janeiro - raquelpeixoto@micro.ufrj.br

Carmo, FLDoutoranda Programa de Biotecnologia Vegetal da Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia

Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG

Santos, HFDoutorando Instituto de Microbiologia Paulo de Góes - Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia

Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG

Andrade, LLDoutoranda Instituto de Microbiologia Paulo de Góes - Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia

Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG

Paes, JEDoutorando Programa de Biotecnologia Vegetal da Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia

Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG e Biólogo CEnPES/Petrobras

Cury, JCPós-doutorando (PnPD) - Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, Instituto de

Microbiologia Paulo de Góes, Universidade Federal do Rio de Janeiro

Rosado, ASProfessor Associado e Diretor do Instituto de Microbiologia Paulo de Góes, Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular,

Universidade Federal do Rio de Janeiro - asrosado@micro.ufrj.br

da atividade antropogênica, impactando diversos ecossistemas. Por outro lado, a crescente preocupação com a sustenta-bilidade ambiental tem motivado a busca pela solução e/ou minimização desses problemas. Alguns ecossistemas são cru-ciais para a manutenção de outros ecos-sistemas associados, sendo fundamental

a sua preservação não apenas do ponto de vista pontual quanto global. Por exem-plo, diversos ecossistemas marinhos de-pendem da manutenção dos manguezais para sua própria manutenção. Apesar desse fato, os manguezais apresentam características e situações que os coloca entre os ecossistemas mais ameaçados

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do mundo, tendo sido especulada a sua possível extinção (Duke et al 2007). Este fato não apenas assusta como nos indica a real necessidade de conhecer e preser-var esses locais.

Por serem ambientes heterogêneos e, algumas vezes, de difícil acesso, além de conhecer e propor alternativas para a re-cuperação e/ou preservação de mangue-zais, é importante saber como monitorar esses ambientes e os graus de impacto presentes em diferentes localidades e condições. Dentro desse contexto, os mi-crorganismos podem ser alvos eficientes para o biomonitoramento de manguezais, uma vez que apresentam respostas rápi-das às alterações ambientais.

MAnguezAis

Manguezais são ecossistemas cos-teiros característicos de regiões tropicais e sub-tropicais que se situam em áreas de transição entre ambientes terrestres e marinhos. Muitas funções naturais de grande importância ecológica e econômi-ca são desempenhadas por esses ecos-sistemas, o que reforça a necessidade de preservar esses ambientes. Entre as funções associadas a esse ecossistema podemos destacar, a retenção dos se-dimentos carreados pelos rios, a ação depuradora desse ecossistema (que funciona como um filtro biológico em que bactérias aeróbicas e anaeróbicas reci-clam a matéria orgânica e o sedimento pode promover a fixação e a inertização de partículas contaminantes) e a renova-ção da biomassa da região litoranea, já que os manguezais funcionam como área de alimentação, abrigo, nidificação e re-pouso de aves. Além dessas funções, po-demos ainda destacar a proteção da linha da costa contra a ação erosiva das ondas e marés, o que torna esses ambientes ex-tremamente importantes na atenuação de ondas e a conseqüente proteção contra tempestades tropicais, enchentes, ciclo-nes, erosão costeira e tsunâmis (Walthers et al., 2008; Koch et al. 2009).

Esse ecossistema alberga uma gran-de riqueza e diversidade de microrga-nismos, os quais são responsáveis por importantes papéis na produtividade, conservação e reabilitação deste ecos-sistema. Os microrganismos estão dire-tamente envolvidos na transformação de

nutrientes, fotossíntese, fixação de nitro-gênio, metanogênese, solubilização de fosfato, redução de sulfato e produção de antibióticos e enzimas (Holguin, Vasquez & Bashan, 2001; Das et al., 2006).

Por serem ecossistemas costeiros, os manguezais estão entre os principais locais para onde os derramamentos de óleo convergem, e segundo Duke e co-laboradores (2007), por causa desse e de outros impactos antropogênicos, esses ambientes estão ameaçados de “extin-ção”. Ao contrário dos costões rochosos, onde a própria ação das marés ajuda na lavagem, os manguezais funcionam como um verdadeiro depósito de óleo, uma vez que a circulação das marés dentro deste ecossistema acaba favorecendo a depo-sição deste material no sistema de raízes aéreas e no sedimento (Li et al., 2007).

óleo eM AMBientes costeiros

O óleo corresponde a uma mistura de diversos compostos como hidrocarbonetos alicíclicos, alifáticos e aromáticos; compos-tos sulfurosos (ex: sulfetos, polissulfetos, benzotiofenos); compostos nitrogenados (ex: piridinas, quinolinas, indóis); compos-tos oxigenados (ex: ácidos carboxílicos, fenóis, ésteres); resinas e asfaltenos (Atlas & Barta, 1993; Huang et al., 2004).

Existem evidências suficientes de que a poluição por hidrocarbonetos provoque sérios efeitos adversos sobre o ecossiste-ma aquático, tanto em organismos produ-tores como nos consumidores primários, secundários, terciários até os níveis mais elevados.

Como o aporte anual de hidrocar-bonetos do óleo para os oceanos é de aproximadamente 2,35 x 106 toneladas (Gesamp et al.,1993) e considerando-se que a maior parte desta contaminação se dá no ambiente costeiro, pode-se avaliar o sério problema ambiental que isto pode representar para os manguezais. Derra-mamentos de óleo e seus derivados em florestas de mangue podem causar tanto efeitos agudos, que se manifestam em curto prazo, quanto crônicos, que irão provocar impactos detectáveis em perío-dos de tempo mais longos. Muitos man-guezais que sofrem derramamento de óleo por um curto período de tempo con-seguem resistir e se recuperar. Porém,

quando os derrames ocorrem a médio e longo prazo, ou seja, quando a contami-nação ocorre continuamente, este tipo de ecossistema pode ser substituído por sistemas menos complexos com menor diversidade (SEMADS, 2001).

Para tentar minimizar esses proble-mas, é de extrema importância o conhe-cimento da diversidade microbiológica dos manguezais, pois os microrganismos possuem uma grande versatilidade meta-bólica que pode ser otimizada e/ou aplica-da para a transformação dos contaminan-tes em produtos finais menos tóxicos, os quais são integrados nos ciclos biogeo-químicos naturais (biorremediação) (Ale-xander, 1994). Além disso, os microrga-nismos podem ainda ser utilizados como ferramentas para o biomonitoramento de impactos nesses ambientes. O biomoni-toramento permite não apenas avaliar o estado de contaminação do ecossistema como ainda acompanhar o efeito de trata-mentos aplicados de forma eficiente.

BioMonitorAMento

Biomonitoramento pode ser definido como “o uso sistemático das respostas de organismos vivos (bioindicadores) para avaliar as mudanças ocorridas no am-biente, geralmente causadas por ações antropogênicas” (Buss et al., 2003).

Os bioindicadores são “espécies, grupos de espécies ou comunidades bio-lógicas cuja presença, abundância e con-dições são indicativos biológicos de uma determinada condição ambiental” (Hyne & Maher, 2000). Os organismos indica-dores mais utilizados são os capazes de distinguir variações naturais dos impactos de origem antrópica (Hakanson & Blenck-ner, 2008).

Segundo Torres e colaboradores (2008), organismos indicadores têm sido amplamente utilizados, pois fornecem sinais rápidos sobre problemas ambien-tais mesmo antes de o homem perceber sua ocorrência e amplitude, permitindo a identificação das causas e efeitos entre os agentes de estresse e as respostas biológicas e, ainda, possibilitando a ava-liação da efetividade das ações tomadas para contornar os problemas causados por ações antropogênicas.

Kolkwitz & Marsson (2007) realizaram a primeira abordagem científica buscando

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a identificação de indicadores biológicos da qualidade das águas, avaliando bacté-rias, fungos e protozoários na Alemanha por Kolkwitz & Marsson (2007). A partir desse estudo pioneiro metodologias de avaliação para macrófitas aquáticas, peixes e macroinvertebrados também fo-ram descritas (Cairns & Van Der Schalie, 1982; Reynaud & Deschaux, 2005).

Diversos organismos de diferentes ní-veis tróficos também são utilizados com o objetivo de monitorar contaminantes dis-tintos, como metais pesados, pesticidas e hidrocarbonetos (Torres et al., 2008).

BioinDicADores DA presençA De óleo

A poluição marinha por óleo tem rece-bido cada vez mais atenção desde mea-dos do século XIX, pois a imensa intensi-ficação no uso deste produto levou a um aumento nos acidentes com petroleiros (Owen, 1999), a liberação de poluentes por refinarias costeiras (Tolosa et al., 2005; Wake, 2005) e ao contínuo derrame de óleo por navios (Carpenter & Macgill, 2001), como ocorrido recentemente no Golfo do México.

Podemos citar como outro exemplo de acidente em ambientes marinhos, o petroleiro Amoco Cadiz de propriedade da Amoco que após um acidente ocorrido em 16 de março de 1978 a 5 Km da costa da Bretanha, França, partiu-se em dois e gerou um dos maiores desastres ambien-tais da história. O petroleiro Aegean Sea da Repsol, que sofreu um acidente na costa da Espanha, é mais um exemplo, derramando mais de 70.000 toneladas de óleo no oceano (Gomez & Dauvina, 2000). Os efeitos dos derrames, em am-bas as áreas, levaram ao desaparecimen-to dos anfípodos (pequenos crustáceos, predominantemente de ambientes mari-nhos), especialmente os pertencentes ao gênero Ampelisca, gerando uma coloni-zação muito baixa dessas espécies nos quatro anos subseqüentes ao derrame de óleo. Por outro lado poliquetas, por exem-plo, mantiveram-se dominantes antes e após o derrame, levando Gesteira (2000) a propor a utilização desses anfípodos como bioindicadores do impacto da polui-ção por hidrocarbonetos naquela região.

Outros trabalhos vêm elucidando a importância do uso de indicadores bioló-

gicos da presença de óleo. Armynot Du Chatelet e colaboradores (2003) demons-traram, a partir de estudos em 5 portos da França, que a densidade e riqueza de espécies de foraminíferos bentônicos diminuíram com o aumento da concentra-ção de metais pesados e HPAs e, portan-to, podem ser utilizados como indicadores de poluição. Além disso, as zonas mais poluídas são dominadas pelas espécies pioneiras tolerantes, como a Haynesina germanica, que pode ser utilizada como bioindicador, principalmente nas áreas mais críticas.

Com o mesmo objetivo de monitora-mento de áreas contaminadas por óleo, outros organismos também são utilizados com sucesso em vários países, como pei-xes na Ásia e América (Ueno et al., 2005; Carrasco-Letelier et al., 2006), algas na Polônia, França e China (Aksmann & Tukaj, 2004; Lei et al., 2007) e mexilhões em manguezais no Sul do Brasil (Torres et al., 2002).

BioinDicADores eM MAnguezAis

Existem poucos trabalhos sugerindo o uso de bioindicadores de contamina-ção por hidrocarbonetos ou outro conta-minante em manguezais. Um exemplo foi o estudo realizado por um grupo de pesquisadores do Rio de Janeiro, que verificou a eficiência do Ucides cordatos, um caranguejo, como indicador da conta-minação por óleo em sedimento de man-guezal da Baía de Guanabara. O estudo demonstrou que os caranguejos coleta-dos nas áreas de Suruí e Canal da Pe-teca possuíam elevadas concentrações de HPAs em seus tecidos, o que também foi constatado na análise dos sedimentos dessas regiões. Estes resultados suge-rem o U. cordatus como um bom bioindi-cador da presença de óleo nesses locais (Nudi et al., 2007). Ainda no Brasil, mais especificamente em Pernambuco, ostras da espécie Crassostrea rhizophorae são utilizadas para monitorar a presença de mercúrio em manguezais do Canal de Santa Cruz, localizado a 40 km de Recife (Meyer, Hagen & Medeiros 1998).

Na Espanha, caranguejos da espécie Carcinus maenas e mexilhões da espécie Ruditapes philippinarum, são utilizados como bioindicadores da presença de óleo

de uma forma bastante interessante. Eles são colocados em gaiolas, divididas em dois compartimentos diferentes, um para os ca-ranguejos (n = 20) e um para os mexilhões (n = 40). As gaiolas são, então, colocadas no sedimento durante a maré baixa e após alguns dias, esses animais são levados ao laboratório para análises químicas e his-topatológicas, com o objetivo de detectar os níveis de poluentes e avaliar assim as condições ambientais da área estudada (Morales-Caselles et al., 2008).

Não apenas caranguejos e moluscos são utilizados como bioindicadores da presença de xenobiontes em mangue-zais. A planta da espécie Avicennia mari-na é um alvo para diagnosticar a presen-ça de Cu, Pb e Zn nestes ecossistemas a partir da quantificação desses poluentes em seus tecidos (Macfarlane & Burchett et al., 2001).

Na China, um grupo de pesquisado-res avalia a utilização de ciliados, para acompanhar um interessante sistema de tratamento de esgoto que utiliza plantas e sedimento de manguezal (Chen et al., 2008; Yang et al., 2008), porém não exis-tem trabalhos sugerindo a utilização de algum bioindicador microbiano para de-tectar especificamente a contaminação de manguezais por hidrocarbonetos de óleo.

A utilização de microrganismos para o biomonitoramento da presença de óleo no ambiente é uma excelente ferramenta para auxiliar a prevenção e a remediação de desastres ecológicos. Entre os micror-ganismos utilizados como bioindicadores de outros, podemos destacar a utilização dos microeucariotos como um grupo po-tencialmente eficiente para demonstrar a presença de contaminantes no ambiente, já que estes apresentam as principais ca-racterísticas necessárias para compor um bom bioindicador, destacando-se, dentre elas, sua abundância, diversidade genéti-ca e o tempo reduzido de geração, o que possibilita uma resposta rápida às mudan-ças ambientais (Griebler et al., 2002). Para o estudo e monitoramento da diversidade desses microrganismos e do impacto de um determinado xenobionte sobre essas populações e/ou comunidades é essencial o uso de técnicas moleculares.

Em manguezais é possível verificar que a comunidade bacteriana reflete os gradientes de nutrientes e de poluição existentes em diferentes porções do se-

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dimento (Santos et al., 2010a). Peixoto e colaboradores (2011) demonstraram que diferenças na distribuição do perfil de diferentes grupos bacterianos pode ser correlacionada à variação na distri-buição de nutrientes e de contaminantes (hidrocarbonetos de óleo) em sedimento de manguezal.

Com base nessas respostas, obtidas através do monitoramento de comunida-des microbianas às variações ambientais, nosso grupo de pesquisa avaliou recen-temente a utilização das técnicas mo-leculares para detectar microrganismos alvos no biomonitoramento de óleo em manguezais. Para detectar microeucario-tos sensíveis e resistentes à presença de óleo, bibliotecas de clones foram constru-ídas a partir de amostras de microcosmos (Figura 1) contendo sedimento de man-guezal sem histórico de contaminação com óleo e as mesmas amostras após contaminação com 2% óleo (Santos et al., 2010b). Verificamos a prevalência e a dinâmica das sequências de subunidades 18S do RNA ribossomal de microeucario-tos 23 e 66 dias após a contaminação. Os dados obtidos demonstraram diminuição na diversidade e abundância de espécies de microeucariotos após a contaminação, sendo Nematoda o grupo filogenético que apresentou maior sensibilidade à presen-ça de óleo. Por outro lado, os grupos Ba-cillariophyta (diatomáceas) e Biosoecida apresentaram aumento expressivo em sua abundância. As amostras contamina-das apresentaram-se quase que inteira-mente dominadas por Bacillariophyta sp e Cafeteria mínima, importantes grupos a serem considerados em estudos de bio-monitoramento (Tabela 1).

Em outro estudo, nosso grupo avaliou a dinâmica dos grupos bacterianos nas mesmas amostras de microcosmos (San-tos et al., 2011) através da técnica de piro-sequenciamento. Uma extensa diversida-de bacteriana foi observada no sedimento de manguezal não contaminado e mesmo após a contaminação do óleo. Ao contrá-rio do observado com microeucariotos, a riqueza de espécies aumentou após a exposição ao óleo. O número de diferen-tes UTOs detectadas apenas em amos-tras contaminadas foi significativamente maior que o número de UTOs detectadas apenas em amostras não contaminadas. O filo Proteobacteria, em especial as clas-

Figura 1: Montagem dos microcosmos contendo sedimento de manguezal da Restinga da Marambaia, Rio de Janeiro, com aplicação de óleo, nos estudos

conduzidos por Santos e colaboradores 2010b e 2011.

tABelA 1. BioinDicADores MicroBiAnos propostos nA literAturA pArA o MonitorAMento De óleo eM MAnguezAis

Bactérias Microeucariotos

Sensíveis à presença de óleo

Gênero Haliea (Santos et al., 2011)Ordem Chormatiales (Santos et al., 2011)

Gênero Chromatium (Essien & Antai, 2009)

Nematoda (Santos et al., 2010)

Estimulados pela presença de óleo

Gênero Marinobacterium (Santos et al., 2011)Gênero Marinobacter (Santos et al., 2011)Gênero Cycloclasticus (Santos et al., 2011)

Bacillariophyta sp (Santos et al., 2010)Cafeteria mínima (Santos et al., 2010)

ses Gammaproteobacteria e Deltaproteo-bacteria, predominaram antes e depois do derramamento de óleo simulado. Por

outro lado, a ordem Chromatiales e o gê-nero Haliea diminuiram após a exposição a 2 e 5% de óleo, sendo propostos como

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indicadores sensíveis da contaminação do óleo. Três outros gêneros, Marino-bacterium, Marinobacter e Cycloclasticus apresentaram aumento de sua prevalên-cia, quando expostos ao óleo (Tabela 1). Estes grupos são possíveis alvos para o biomonitoramento do impacto do óleo em ambientes de manguezal.

Alguns dos trabalhos citados foram realizados utilizando-se amostras de se-dimento coletadas no manguezal da Res-tinga da Marambaia, no Rio de Janeiro (Figura 2). Este manguezal não apresenta histórico de contaminação por óleo. Estu-dos sobre a utilização de bioindicadores microbianos da presença de óleo nesse ecossistema são de extrema importância, pois a Restinga da Marambiaia está locali-zada na Baía de Sepetiba, onde se encon-tra também o Porto de Itaguaí. Este porto está em expansão visando a sua adequa-ção para o recebimento, por exemplo, de navios petroleiros de grande porte (FEE-MA, 2010), o que torna esse ambiente sus-cetível a um desastre ecológico provocado por derramamento de óleo.

Como estratégias para o biomonito-ramento, de acordo com esses resulta-dos, propusemos o desenvolvimento e aplicação de análises de quantificação dos organismos selecionados em estu-dos de monitoramento de manguezais in situ. Nesse caso, os ácidos nucléicos

extraídos das amostras ambientais (DNA e RNA) poderiam ser submetidos a proto-colos de PCR em Tempo Real utilizando os marcadores específicos para os alvos propostos. Tal metodologia pode fornecer importantes informações relacionadas à presença e à abundância desses grupos durante o monitoramento de manguezais, podendo ser esses dados correlacionados a dados fisico-químicos para comprovar a eficiência do biomonitoramento. Essas ferramentas se configuram como alterna-tivas importantes e complementares no estudo e monitoramento de manguezais, direcionando as ações relacionadas a sua recuperação e/ou preservação.

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Ciência in Foco

PRODUÇÃO DE CELULOSE BACTERIANA: UMA NOvA TENDÊNCIA

introDução

A necessidade de desenvolvimento de novos materiais e da adaptação dos já existentes, para uso biotecnológico, levaram ao surgimento de uma nova área de pesquisa: os biomateriais.

Uma das defi nições correntes diz que biomateriais são “materiais (sinté-ticos ou naturais; sólidos ou, às vezes, líquidos) utilizados em dispositivos mé-dicos ou em contato com sistemas bio-lógicos” (Ratner, 2004). Outra defi nição encontrada na literatura é “parte de um sistema que trata, aumenta ou substitua qualquer tecido, órgão ou função do cor-po” (Helmuse e Tweden, 1995).

O desenvolvimento de novos mate-riais ou dispositivos capazes de intera-ções específi cas com os tecidos bioló-gicos (Croce et al.,2004), busca a utili-zação de materiais biocompatíveis que devem servir como suporte e arquitetura para o crescimento de células in vitro, organizando e desenvolvendo o tecido que posteriormente será implantado no paciente. A expansão das pesquisas tem acentuado a busca de novas classes de polímeros biodegradáveis e biocom-patíveis com bioatividade específi ca e controlável (Madihally e Matthew, 1999), para serem usados como suportes para culturas celulares (scaffolds) (Nehrer et

Angela Faustino Jozala, André Moreni Lopes, Leticia Célia de Lencastre novaes, Adalberto Pessoa Junior

Universidade de São Paulo, Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Departamento de Tecnologia Bioquímico-Farmacêutica.

al., 1997), na tentativa de reconstruir te-cidos in vitro.

Nos últimos anos, uma grande va-riedade de biomateriais vem sendo de-senvolvida com diferentes propriedades físico-químicas e mecânicas, depen-dendo da aplicação biomédica prevista, incluindo regeneração tecidual, sistemas de liberação de medicamentos, novos enxertos vasculares, ou suportes para engenharia de tecidos in vitro e in vivo (Czaja et al., 2007; Serrano et al., 2004). Assim, para que um biomaterial possa ser vinculado ao corpo humano ele deve satisfazer a uma série de exigências. Além de biocompatível e biofuncional, deve ser atóxico, fácil de esterilizar e apresentar propriedades mecânicas adequadas, dependendo do propósito da aplicação (Vert et al., 1992). De um modo geral um material biocompatível não deve provocar reação infl amatória crônica ou aguda do tecido e não deve apresentar diferenças signifi cativas en-tre o material implantado e o material circunvizinho. O biomaterial deve garan-tir não só a restauração do tecido, mas também deve garantir que não exerça, a longo ou médio prazo, qualquer dis-túrbio ao corpo do paciente. Portanto, a escolha do material é crítica. Obter a biocompatibilidade representa uma tarefa interdisciplinar, que envolve pes-

quisadores de varias áreas (Schaldach, 2000). Dessa maneira, a interação das células com as superfícies dos materiais é de extrema importância na efetividade de implantes médicos (Craighead et al., 2001), podendo defi nir o seu grau de rejeição. O conhecimento dos mecanis-mos básicos de interação célula-material e um melhor entendimento dos proces-sos em nível celular durante a adesão podem colaborar para o desenvolvimen-to de novos biomateriais e para o desen-volvimento de novos produtos biomédi-cos (Kumari et al., 2002).

Um dos desafi os, nesta área de pesquisa, envolve abordagens inter-disciplinares e tecnologias que vão da biologia à engenharia. Avanços recentes no campo de biomateriais e suas apli-cações médicas indicam a importância e o potencial de vários polissacarídeos de origem microbiológica no desenvol-vimento de novas classes de materiais biomédicos (Czaja et al., 2006). Dentre estes materiais encontra-se a celulose bacteriana.

celulose BActeriAnA

A celulose bacteriana possui uma nanoestrutura fi brilar única que deter-mina propriedades físicas e mecânicas características, que lhe conferem papel

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O

O

O

OO

OH

OH

O

OH

OH

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HOHO

HO...

...

Figura 1. Estrutura química da celulose bacteriana (Fonte: Klemm et al., 2001).

bastante promissor na medicina moder-na e nas pesquisas biomédicas (Czaja et al., 2007). Algumas questões a respeito deste biomaterial necessitam maior in-vestigação. Ainda não há indicações claras do seu mecanismo de ação, mas acredita-se que seja promovido pela sua nanoestrutura característica, que propor-ciona condições favoráveis para a cura de feridas e regeneração tecidual (Hoe-nich, 2006).

A celulose bacteriana é um políme-ro linear de glicose, altamente cristali-no, sintetizado extracelularmente pela bactéria Gluconacetobacter xylinus na forma de nanofibras. Diferentemente da celulose vegetal, a celulose bacteriana é produzida de forma pura, livre de outros polímeros (como hemicelulose e lignina) e também não contém componentes de origem animal. Deste modo, a celulose bacteriana pode ser considerada um material biocompatível (Sanchavanakit et al., 2006). É altamente hidrofílica e tem a possibilidade de ser moldada em estruturas tridimensionais durante sua síntese (Helenius et al., 2006). Sua es-trutura nanofibrilar, além de suas pro-priedades já citadas, a torna uma matriz ideal para ser utilizada em dispositivos médicos, seja como auxiliar na cura de lesões dérmicas (Czaja et al., 2007) ou na engenharia de tecidos, auxiliando a regeneração celular (Fontana et al., 1990; Sanchavanakit et al., 2006).(Figu-ras 1 e 2).

A celulose bacteriana é um biomate-rial promissor visto que possui alta resis-tência no estado úmido, moldabilidade in situ, biocompatibilidade, relativa simplici-dade e baixo custo de produção (Svens-son et al., 2005). Um substituto dérmico ideal deve ser capaz de funcionar como guia para que as células sintetizem com-ponentes da matriz extracelular na repa-ração de áreas teciduais (Croce et al., 2004). Neste contexto, a celulose bac-teriana vem sendo utilizada em diversas aplicações médicas, como por exemplo, em enxertos e substitutos temporários de pele e como curativos no tratamento de lesões, queimaduras e úlceras; visto que auxilia no alívio das dores causadas pelas feridas, protege contra infecções e acelera o processo de cicatrização (Fontana et al., 1990; Mayall et al., 1980; Sanchavanakit et al., 2006). (Figura 3).

proDução MicroBiAnA DA celulose

Apesar das promissoras expectativas em torno desse biomaterial em disposi-tivos biomédicos, o processo de obten-ção dessas membranas em larga escala necessita de estudos mais detalhados, objetivando a compreensão e melhoria do cultivo da G. xylinus (Czaja, et al., 2007) e a caracterização das diferentes propriedades estruturais nas membra-nas de celulose produzidas, bem como modificações deste biomaterial visan-do a um melhoramento nas interações células-material.

Os processos de obtenção da ce-lulose bacteriana podem levar até 120 horas de cultivo e ainda a variação dos componentes nutricionais pode levar a

diferentes formações estruturais da ce-lulose. Alguns trabalhos descritos na li-teratura desenvolveram diferentes meios de cultura com o objetivo de aumentar o rendimento de produção da celulose bacteriana, bem como obter sua melhor definição estrutural. O meio de cultura apresentado como padrão na produção da celulose bacteriana foi definido por Hestrin&Schramm (1954). Este meio de cultura é comumente utilizado como base de estudo para melhoria de pro-dução da celulose bacteriana, pois há interesse em utilizar fontes com menor custo e alto rendimento de produção (Mikkelsen et al., 2009; Nguyen et al.; 2008, Kurosumi et al., 2009). Mikkelsen e colaboradores (2009) estudaram a in-fluência de diferentes fontes de carbono, principal elemento na formação da celu-

Figura 2. Microscopia eletrônica de Varredura (MEV) da rede de celulose bacteriana, mostrando as bactérias excretando as nanofibras celulósicas (Fonte: Iguchi and Yamanaka, 1997).

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lose bacteriana e obtiveram rendimentos de 2.5g.L-1 de celulose. Com base neste principal elemento de formação da celu-lose, Kurosumi e colaboradores (2009) produziram celulose bacteriana através do cultivo da G. xylinus em meios de cul-tura contendo suco de abacaxi, laranja, maça e uva (separadamente) com a su-plementação de fontes nitrogênio, conti-das no meio de cultivo padrão, sugeridas por Hestrin&Schramm.

Atualmente os problemas que en-volvem o meio ambiente estão sendo abordados com maior evidência, pois há preocupação com a transformação de processos ambientalmente inviáveis em sistemas sustentáveis que beneficiem a sociedade. Sendo assim, trabalhos que utilizem resíduos, como por exemplo, em meios de cultivo, promovem a redução dos custos de produção e de poluição ambiental, tornando-se cada vez mais relevantes (Arauz et al., 2009).

Baseados no incentivo de processos que gerem a inovação de produtos apli-cáveis à saúde associados à sustenta-bilidade e trazendo melhorias significa-tivas em produtos e processos (Manual de Oslo 2006), são importantes os estu-dos que objetivem a obtenção de bioma-terial através da utilização de resíduos como meio de cultivo. Neste sentido, o desenvolvimento de processo que utilize meios de cultura oriundos de resíduos da indústria de alimentos (suco de fru-tas e lacticínios) e que são propícios ao desenvolvimento de celulose bacteriana pelas células de G. xylinus sem adição de fontes nutricionais extras vem sendo conduzidos (Figura 4). Estudos com es-tes objetivos estão em desenvolvimento no Laboratório de Biotecnologia Farma-cêutica da FCF/USP.

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Figura 3. Algumas aplicações médicas da celulose bacteriana. a) tubos de celulose bacteriana para implantes em vasos sanguíneos, b) d) e e) Celulose bacteriana aplicada em queimaduras e c) membrana de celulose bacteriana (Adaptação das Fontes: Klemm et al., 2001; Czaja et al., 2006).

Figura 4. Celulose bacteriana produzida nos seguintes meios de cultura: (A) Suco de Frutas e Soro de Leite; (B) padrão Hestrin&Schramm; e (C) Suco de frutas.

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Ciência in Foco

MICROBIOTA fECAL HUMANA

INTRODUÇÃO

O trato gastrointestinal (TGI) humano pode ser considerado um complexo ecos-sistema, uma vez que alberga uma sofi s-ticada rede de interações entre células do hospedeiro, alimentos e microrganismos (Zoetendal, 2006). O intestino é conside-rado o maior órgão imunológico do corpo humano, abrigando cerca de 80% das cé-lulas imunológicas e é responsável pela produção de um terço de anticorpos, ne-cessários no Sistema Imunológico Inato e Adaptativo (Ouwehand, 2002).

Com relação aos microrganismos, o TGI alberga o maior número e a maior diversidade de espécies bacterianas que colonizam o corpo humano. Embora as bactérias possam ser encontradas em todo o TGI, o maior número de bactérias reside no cólon e no ceco. A população microbiana do TGI varia de 1011 a 1014 UFC/mL no conteúdo intestinal. Estima-se a existência de aproximadamente 400 a 1.000 espécies diferentes de micro-or-ganismos, a maioria bactérias (Magalha-es et al., 2007).

Mais de 99% da microbiota fecal cul-tivável é representada por apenas 30-40 espécies bacterianas, o que refl ete a difi -culdade ainda existente em se conhecer a diversidade de micro-organismos que residem no TGI.

Carla Taddei1°Secretária da Sociedade Brasileira de Microbiologia, Professora Doutora da

Escola de Artes, Ciências e Humanidades - USP

Fernanda F. OliveiraMestre em Análises Clínicas pela Faculdade de Ciências Farmacêuticas - USP

Cristina BogsanDoutoranda em Tecnologia de Alimentos pela Faculdade de Farmácia e Bioquímica - USP

O entendimento da microbiota intes-tinal humana era limitado às técnicas microbiológicas convencionais, porém, o sequenciamento dos genes de RNA ribossomal 16S (rRNA) de bactérias fe-cais e de mucosa facilitaram a identifi ca-ção e classifi cação bacteriana (Eckburg, Bik et al., 2005; Palmer, Bik et al., 2007). O estudo da comunidade bacteriana usando técnicas metagenômicas revelou uma diversidade muito maior dos domí-nios bacteriano e archaeal que o existen-te anteriormente e ajudou a determinar a estrutura de ecossistemas antigamente desconhecidas (Macfarlane e Macfarla-ne, 2004; Gill, Pop et al., 2006; Frank e Pace, 2008).

O uso de técnicas moleculares para o estudo da microbiota fecal tem contribu-ído para a aplicação de métodos rápidos e independentes de cultivo e tem revela-do grande diversidade da microbiota nas amostras analisadas. No entanto, pode-se argumentar que a informação obtida a partir da análise da microbiota das fezes não fornece resultados precisos sobre a microbiota de mucosa intestinal.

A defi nição exata da microbiota da mucosa intestinal ainda é muito difícil uma vez que os procedimentos de cole-ta são invasivos a informação obtida a partir da análise da microbiota das fezes não fornece resultados precisos sobre

a microbiota de mucosa intestinal. Po-rém, alguns estudos demonstraram que a microbiota fecal refl ete na microbiota do colón intestinal (Tannock, 2005). As amostras colhidas por biópsias do cólon intestinal não estão livres de contamina-ção, pois o fl uido fecal continua presente na superfície do intestino. Portanto, não está claro o que exatamente está sendo descrito nos estudos atuais, se é a com-posição de mucosa ou contaminação da comunidade fecal (Tannock, 2005).

O sequenciamento genético 16S rRNA mostrou que as especies não culti-vaveis representam parte substancial da microbiota intestinal. Através de técnicas de clonagem Eckburg, Bik et al. (2005) encontraram que Bacteroidetes e Fir-micutes compreendem mais de 90% do todos os fi lotipos bacterianos e que M. smithii, bactéria metanogênica, domina o domínio Archaea.

A microbiota bacteriana intestinal tem papel fundamental na proteção ecológica do hospedeiro, impedindo o estabelecimento de bactérias patogêni-cas. As bactérias da microbiota inibem o crescimento de bactérias patogênicas (antagonismo), produzindo substâncias antimicrobianas, além de competirem por nutrientes e sítios de adesão. Este fenômeno é conhecido como “resistên-cia à colonização” (Tannock, 2001).

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Outra função atribuída à microbiota intestinal está relacionada à sua contri-buição para a nutrição e o metabolismo do hospedeiro. Esta contribuição pode ser evidenciada pela sua capacidade de interferir no pH do intestino e na motili-dade intestinal, favorecendo a absorção de íons e água e na diferenciação de células da mucosa. A microbiota ainda exerce atividade bioquímica, produzindo vitaminas do complexo B e K as quais são utilizadas pelo hospedeiro (Grolund et al., 1999). Além disso, a microbiota degrada carboidratos ingeridos pela ali-mentação, produzindo substratos absor-vidos pela célula intestinal do hospedei-ro (Hooper, 2009). Foi demonstrado que alguns micro-organismos da microbiota intestinal são capazes de produzir gran-des variedades de ácidos graxos bioati-vos e metabólitos, tais como o ácido lino-leico conjugado (CLA), ácidos graxos de cadeia curta (AGCC), gama-amino ácido butírico (GABA), que têm mostrado gran-de potencial no tratamento de doenças como o câncer, obesidade e doenças cardiovasculares. Um papel fundamen-tal dos ácidos graxos de cadeia curta na fisiologia do cólon é o seu efeito trófico sobre o epitélio intestinal, além de es-timular a proliferação e a diferenciação das células epiteliais (Wall et al., 2009).

IMUNOMODULAÇÃO

A mucosa intestinal humana é a principal interface entre o sistema imunológico e o ambiente externo. A microbiota tem efeito estimulante no desenvolvimento do sistema imuno-lógico do hospedeiro. Nos animais de experimentação isentos de bactérias, os nódulos linfáticos são menores e menos frequentes. O efeito estimulante da microbiota no tecido imunológico do hospedeiro está envolvido em aspectos da resistência que são importantes nos estágios iniciais das infecções pelos patógenos. No TGI, existe um estado de modulação imunológica constante. Enquanto o sistema imunológico está pronto para responder contra bactérias patogênicas, também é capaz se man-ter tolerante em relação à microbiota, que é um processo ativamente mantido (Mounttzouris et al., 2002; Schiffrin & Blum, 2002). A microbiota desempenha

papel importante no desenvolvimento e na expansão dos tecidos linfoides e na homeostasia da imunidade intestinal (Gaskins et al.,2008).

O sistema imune inato possui recep-tores de reconhecimento de padrões (PRR), que têm como alvos estruturas moleculares comuns a grandes grupos de patógenos e não ao hospedeiro. Essas estruturas são denominadas padrões moleculares associados à pa-tógenos (PAMP). Membros de várias famílias de proteínas funcionam como PRR e são expressas em células res-ponsáveis pela primeira linha de defesa do organismo, como as células epite-liais e também as células apresenta-doras de antígeno, representadas por macrófagos e células dendríticas (Me-dzhitov & Janeway, 2000).

No intestino, duas classes de recep-tores têm papel crucial no reconheci-mento de patógenos pelo sistema imu-ne de mucosa; os receptores Toll-like (TLR) e Nod (NLR).

O sistema imunológico inato reco-nhece um grande número de estruturas moleculares de bactérias, como os com-ponentes da parede bacteriana (lipopolis-sacarídeos, peptideoglicanos e ácidos li-poteicoicos) e a flagelina, componente do flagelo bacteriano. Diferentes estruturas ativam diferentes TLR: o TLR2 reconhece pepitideoglicanos e ácido lipoteicoico; o TLR3 reconhece RNA- dupla-fita, comuns em vírus; o TLR4 é o receptor de lipo-polissacarídeos (LPS), o principal com-ponente da parede de bactérias Gram negativas; e o TLR5 reconhece a flageli-na. A ligação de componentes dos micro-organismos com esses receptores induz o recrutamento de proteínas adaptadoras específicas que transduzem o sinal, ati-vando quinases e fatores de transcrição, como NF-kB e STAT-1, com subsequente produção de mediadores inflamatórios, como citocinas e quimiocinas (Bedani & Rossi, 2009).

As células epiteliais do intestino humano e as células da lâmina própria

Figura 1. Esquema do tecido linfoide associado ao intestino (GALT), com es-truturas linfóides organizadas, como placas de Peyer e linfonodos mesentéri-cos, como também linfócitos distribuídos difusamente e plasmócitos na lâmina própria, além de linfócitos intraepitelial. Macrofagos e células dendríticas estão presentes tanto em compartimentos linfóides organizados como difusos (Adlerberth, 2009).

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expressam TLR3 e TLR5, porém pouco TLR2 e TLR4. Estudos mostraram que TLR2 e TLR4 são expressos apenas em células epiteliais das criptas e que esta expressão foi perdida com a maturação das células no lúmen intestinal. A falta de TLR2 de TLR4 e do co-receptor CD14 (necessário para resposta ao LPS) e outras moléculas nas células epiteliais, provavelmente explica a ausência de resposta imunológica ao LPS das bac-térias comensais. Porém, a presença de TLR5 permitiria ao epitélio intestinal res-ponder às infecções mediadas por bac-térias comensais flageladas, bem como às bactérias enteropatogênicas (Winkler et al., 2007; Furrie et al., 2007). No en-tanto, foi demonstrado que o receptor TLR5 é expresso apenas na região ba-solateral das células intestinais, evitando assim o reconhecimento das bactérias comensais (Gewirtz et al., 2001).

Os receptores NOD (NLR), que estão localizados no citosol celular, NOD1 e NOD2 estão envolvidos no reconhecimento de pepitideoglicanos, um importante componente da parede celular bacteriana. O estímulo destas proteínas, de maneira similar aos TLR, induz a produção de mediadores infla-matórios, como citocinas e quimiocinas (Magalhaes et al., 2007).

Além disso, as células dendríticas têm a capacidade de capturar as bac-térias no lúmen intestinal e induzir a produção de células B e IgAs bactéria específica, que limitam a invasão bac-teriana pelo do epitélio intestinal. Deste modo, o sistema imunológico inato e adaptativo utiliza mecanismos para a detecção de bactérias e colabora para limitar o acesso ao epitélio intestinal. Embora as bactérias simbióticas se-jam toleradas no lúmen intestinal, as mesmas são rapidamente fagocitadas e eliminadas por macrófagos e células dendríticas residentes quando atraves-sam a barreira epitelial. Estes meca-nismos são importantes para manter a simbiose, sem causar danos à saúde do hospedeiro (Hooper, 2009).

MICROBIOTA INFANTIL

Ao nascimento, as mucosas do re-cém-nascido são estéreis. A colonização ocorre progressivamente após o parto.

No intestino, a população microbiana inicial é bastante heterogênea. Meca-nismos regulatórios gerados dentro dos habitats (como imunidade e condições físico-químicas do meio) e forças exter-nas (tipos de nutrientes, contaminação ambiental e uso de antimicrobianos) permitem a presença continuada de alguns tipos de micro-organismos e a eliminação de outros. Posteriormente, a composição da microbiota se torna mais estável, e a comunidade bacteriana nor-mal do adulto é alcançada (comunidade clímax) (Tannock, 2001).

As crianças atingirão uma microbiota com características de adulto ou comu-nidade clímax em torno dos 2 anos de idade. A partir deste período, embora a microbiota intestinal permaneça em in-teração permanente com micro-organis-mos do meio ambiente, sua composição se mantém estável. Alterações neste equilíbrio poderão ser observadas em condições patológicas, como por oca-sião de infecções intestinais, uso de an-tibióticos e tratamento imunossupressor (Penders, 2007).

De maneira geral, as bactérias ana-eróbias facultativas, como Escherichia coli, Staphylococcus, Enterococcus faecalis e E. faecium, são as primeiras bactérias a colonizarem o TGI do recém-nascido, devido ao elevado teor de oxi-gênio que existe inicialmente. À medida que estas bactérias consomem o oxigê-nio, o meio se torna mais adequado para as bactérias anaeróbias estritas (Bifido-bacterium, Bacteroides e Clostridium). Depois disso, pouco se sabe sobre a identidade e a época de entrada dos outros componentes do ecossistema di-gestivo (Adlerberth, 1999).

Fatores internos e externos interfe-rem no processo de colonização da mu-cosa intestinal (Tannock, 1999 e 2001). Os fatores internos estão relacionados às condições do hospedeiro, tais como desenvolvimento anatômico do TGI, mo-vimentos peristálticos, ácidos biliares, pH intestinal e resposta imune, assim como contemplariam as inter relações microbianas, quantidade e qualidade dos receptores de mucosa e terapias medica-mentosas. Os fatores externos dependem do ambiente ao qual este hospedeiro está inserido e incluem carga de bactérias do meio ambiente, composição da microbio-

ta materna, forma de nascimento e ali-mentação (Fanaro et al., 2003).

Alguns fatores favorecem a implan-tação de bactérias consideradas bené-ficas ao organismo, como Lactobacillus e Bifidobacterium, no TGI dos recém-nascidos, como o “fator bífido” (oligos-sacarídeos), presentes em quantidade elevada somente nas secreções lácteas humanas.

O fator bífido é utilizado por bactérias bífidas, podendo ser considerado, portan-to, como fator de crescimento que favore-ce a implantação específica dessas bac-térias no trato digestivo do recém-nascido humano. Uma vez instaladas, juntamente com a baixa capacidade tamponante do leite humano, permitem também a melhor atuação das bactérias produtoras de áci-do lático, devido a redução do pH intesti-nal, tornando o ambiente desfavorável ao crescimento de microrganismos patogêni-cos (Cummings, 2000).

O desenvolvimento da microbiota intestinal é afetado também pela região geográfica em que a criança nasce e esse fato é descrito até mesmo em pa-íses do mesmo continente. A formação da microbiota parece diferir entre crian-ças que vivem em países desenvolvidos e países em desenvolvimento, podendo, este fato, ser atribuído a elevados ní-veis de contaminação ambiental que as crianças de países em desenvolvimento são expostas no início da vida (Adlerber-th, 2008).

De acordo com a hipótese da higiene, práticas mais rigorosas de higiene ado-tadas em países desenvolvidos podem modificar a exposição microbiana inicial, e, consequentemente, o padrão da mi-crobiota intestinal desses recém-nasci-dos causando impacto negativo sobre a regulação imunológica, possivelmente levando à maior incidência de doenças alérgicas e autoimunes observadas nes-ses países (Penders, et al.,2006).

MIROBIOTA DO ADULTO

A microbiota do adulto alberga 1014 UFC, ou 60% da massa fecal (Aldeberth, 2009). Neste ambiente, não há oxigênio, e as bactérias facultativas ou anaeróbi-cas são as residentes deste ecossiste-ma, obtendo energia de processos me-tabólicos anaeróbicos.

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A microbiota difere entre cada in-divíduo, porém, a composição desta parece ser homogênea do cólon distal até o reto. Bacteroides, Bifidobacterium e os clusters XIV e IV de Clostridium (contendo gêneros como Eubacterium, Ruminococcus, Veillonella e Faecalibac-terium, pertencentes ao filo Firmicutes) dominam entre os adultos. Lactobacillus são identificados em cerca de 80% dos indivíduos, porém, em baixo número. Membros da família Enterobacteriaceae representam menos de 1% da com-posição desta microbiota.

Poucos estudos mostram esse ecos-sistema no intestino delgado, onde o oxigênio é abundante e bactéria aero-tolerantes como Lactobacillus e Strep-tococcus são dominantes (Aldeberth, 2009).

Mesmo após o estabelecimento da composição da micorbiota na infância, ao longo dos anos, a idade avançada também parece ser um fator determi-nante para a composição de microbiota. Em indivíduos idosos, há um predomínio de gêneros como Clostridium, Bacte-roides e Lactobacilus e um acentuado declínio de Bifidobacterium (Hayashi et al, 2003). Interessantemente, a bactéria Feacalibacterium prausnitzzi foi relata-da em abundância na composição da microbiota em idosos. Esta bactéria em especial possui um perfil antiinflamatório uma vez que induz a secreção de baixos níveis de IL-12 e IFN- e altos níveis de IL-10. Este bactéria possui uma razão IL-10/IL-12 maior que Lactobacillus sa-livariums Ls33, mundialmente conhecida por seus efeitos antiinflamatórios (Sokol et al, 2008).

MICROBIOTA E OBESIDADE

A obesidade é uma doença crônica caracterizada pelo acumulo excessi-vo de gordura (Carvalho, Dutra et al., 2009). Sua etimologia é complexa e multifatorial, resultado da interação ge-nética, ambiente, estilo de vida e fatores emocionais. Além disso, a obesidade re-presenta um fator de risco a muitas do-enças crônicas como dislipidemia, dia-bete, hipertensão e hipertrofia vascular (Duvnjak e Duvnjak, 2009). A prevalên-cia de obesidade aumentou dramatical-mente nos últimos trinta anos e se tornou

uma pandemia. Não apenas adultos, mas crianças e adolescentes estão se tornando obesos (Hill, Wyatt et al., 2003; Kalliomaki, Collado et al., 2008).

O tratamento da obesidade através da mudança de estilo de vida nem sempre é eficaz por muito tempo devido a dificulda-de enfrentada com as grandes mudanças permanentes na dieta e atividades físicas que são requeridas para manter o peso (Hill e Wyatt, 2002; Tsai e Wadden, 2005). Uma estratégia alternativa seria promover pequenas mudanças de hábitos quando se inicia o ganho de peso (Hill, 2009). Muitas pessoas que perdem peso através da modificação extrema de estilo de vida recuperam esse peso ao longo do tempo (Tsai e Wadden, 2005).

Há evidencias que alterações na microbiota intestinal impactam no de-senvolvimento da obesidade devido as diferenças encontradas na microbiota de obesos, não-obesos e diabéticos tipo-2 (Raoult, 2008; Cani, P. D. e Delzenne, N. M., 2009).

A microbiota intestinal se mantém constante depois da transformação de microbiota infantil em adulta, no entan-to, podem ocorrer mudanças transitó-rias derivadas de fatores alimentares como demonstraram Ley, Backhed et al. (2005). A estabilidade da microbiota é possível devido ao reconhecimento e tolerância do sistema immune de mu-cosas adquirida durante a infância (Ou-wehand, Salminen et al., 2002). Alguns estudos apontam para a diversidade entre a composição bacteriana luminal e de mucosa (Eckburg, Bik et al., 2005), isso devido provavelmente a um grupo de genes compartilhados que definem o microbioma intestinal e várias funções metabólicas (Turnbaugh, Hamady et al., 2009). Estudos comparativos entre adul-tos mostraram que o genótipo é mais importante que a dieta, idade ou estilo de vida para determinar a composição da microbiota intestinal (Zoetendal, Ben-Amor et al., 2001).

obesidade viceralA obesidade visceral é caracterizada

pelo excesso de gordura armazenada ao redor do abdomen, e é o primeiro sinal das anormalidades metabólicas, carac-terizado como uma inflamação crônica de baixa intensidade, na qual o tecido

adiposo apresenta o papel regulatório principal e representa um importante alvo para a síndrome metabólica (Matsu-zawa, 2006). O desenvolvimento da obe-sidade é complexo, envolvendo fatores ambientais e genéticos. Alguns genes estão relacionados com a determinação do peso corporal, afetando apetite, ener-gia e funções metabólicas (Cecil, Taven-dale et al., 2008).

De acordo com Hill (2006) e Jernas, Palming et al. (2006), a obesidade visce-ral é resultado de um desequilíbrio ener-gético entre energia absorvida, energia gasta e energia estocada. O excesso de energia é estocado nos tecidos adipóci-tos como triglicérides. A quantidade de gordura no fígado é determinado pelo balanço entre absorção de ácidos gra-xos da dieta, síntese de ácidos gráxos endógenos, síntese de triglicérides, oxi-dação de ácidos graxos e exportação de triglicérides. Mudanças em qualquer um destes parâmetros pode afetar a quanti-dade de gordura estocada no fígado. As anormalidades metabólicas que acom-panham a obesidade incluem hiperten-são, comprometimento da tolerância a glicose, resistência a insulina levando a hiperinsulinemia e dislipidemia (Stiens-tra, Duval et al., 2007).

obesidade visceral e micro-biota intestinal

O processo fisiológico que regula peso e metabolismo, incluindo sinais pe-riféricos de fome e saciedade e resposta à ingestão de alimento pelo sistema gas-trointestinal tem sido de grande interes-se na pesquisa atual (Camilleri, Bueno et al., 2006; Murphy, Dhillo et al., 2006).

Evidências recentes sugerem que a microbiota simbionte do trato gastroin-testinal humano afeta a aquisição de nu-trientes e regulação energética, baseadas na observação de que pessoas obesas e magras apresentarem perfis de microbio-tas diferentes. Cani e Delzenne (2009) sugeriram duas vias importantes da mi-crobiota afetar a aquisição de nutrientes e a regulação energética. No primeiro, a microbiota promove a absorção de mo-nossacarídeos, a extração de energia de componentes alimentares não digeríveis (via ácidos graxos de cadeia curta produ-zidos durante a fermentação), lipogenese hepática via de novo, e armazenamento

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de gordura nos adipócitos (Backhed, 2010). Na segunda via, os ácidos graxo de cadeia curta, formados a partir da fer-mentação realizada pela microbiota intes-tinal atuam não apenas como substratos ao hospedeiro mas também como mo-léculas de sinalização como receptores acoplados a proteína G (Gpr41, Gpr43). Samuel, Shaito et al. (2008) demonstra-ram que os camundongos GPR41-/- colo-nizados com um modelo de comunidade microbiana fermentativa (Bacteroides thetaiotaiomicron e Methanobrevibacter smithii) não ganharam massa adiposa na mesma proporção que os correspon-dentes wild-type ganharam. Os autores também mostraram que camundongos wild-type germ-free tiveram aumento plasmático do peptidio YY (PYY) ano-rexogênico, enquanto o camundongo GPR41-/- não apresentou modificação. Não há consenso no quanto a redução de Gpr41 influencia a concentração de PYY e causa a redução das taxas de entrega de nutrientes ao segmento íleo-colônico do intestino. Em contrapartida Delzenne, Cani et al. (2005) mostraram a modulação da microbiota através da fermentação de carboidratos não digeríveis (prebióticos), os quais aumentam as concentrações de ácidos graxos de cadeia curta no ceco e também aumentam a concentração plasmática de PYY, um mecanismo que provavelmente contribua para a redução no consumo alimentar e desenvolvimen-to de massa corporal. Além disso, com a mudança na microbiota ocorre uma super produção de ácidos graxos de cadeia curta concomitantemente com o aumento de secreção de PYY e esse aumento não acarreta necessariamente em dispersão energética e desenvolvimento de gordura.

Atividades metabólicas da micro-biota intestinal facilitam a extração de calorias ingeridas na dieta; ajudam a estocar estas calorias no tecido adipo-so para uso posterior e prove energia e nutrientes para o crescimento e pro-liferação microbiológica. Diferenças in-dividuais na captação de energia pode ser a explicação fisiológica para alguns pacientes obesos que não comem em excesso, sugerindo que a microbiota intestinal de cada pessoa apresenta eficiencia metabólica específica com características que podem predispor a obesidade (Backhed, 2010).

Enquanto os estudos relacionados a disbiose intestinal durante a obesidade apontam mudanças na quantidade de bifidobactéria Cani, e Delzenne (2009), Kalliomaki, Collado et al. (2008) obser-varam aumento no número de bifido-bactérias e diminuição na quantidade de Staphylococcus aureus quando compa-ravam crianças de peso normal e obesas aos sete anos de idade, sugerindo que as diferenças na microbiota precedem a obesidade.

Bacteroidetes e Firmicutes são as principais divisões bacterianas que dife-rem consideravelmente entre indivíduos magros e obesos. O camundongo obeso aumenta a concentração de Firmicutes e diminue a concentração de Bacteroidetes quando comparados entre si, corroboran-do com a teoria de que certas composi-ções de microbiota intestinal extraem mais energia do alimento do que outras (Frank e Pace, 2008).

Ley, Peterson et al. (2006) monitora-ram a microbiota fecal de 12 pacientes obesos durante a participação de um programa de perda de peso, onde, de forma randômica, foram selecionados a ingerir dieta de baixa caloria restrita em gordura ou dieta de baixa caloria restrita em carboidratos. Assim como nos expe-rimentos em camundongos, as divisões Bacteroidetes e Firmicutes dominaram a microbiota com estabilidade individual bem determinada durante todo o período de estudo. Após a dieta terapia, pacientes obesos apresentaram menos Bacteroide-tes e mais Firmicutes que os participantes magros controles.

Depois da perda de peso, uma propor-ção relativa de Bacteroidetes aumentou, enquanto de Firmicutes diminuiu. A cor-relação feita de acordo com a perda de peso e não com o tipo de dieta hipoca-lórica mostrou que Bacteroidetes consti-tuem aproximadamente 3% das bacté-rias intestinais antes da dieta terapia e aproximadamente 15% após a perda de peso. No entanto, Duncan, Lobley et al. (2008) realizaram experimento similar e não encontraram dados que suportem esta hipótese. Ainda não se sabe porque pessoas obesas apresentam mais Firmi-cutes (DiBaise et al., 2008), no entanto, sabe-se que pessoas obesas apresentam menor diversidade de microbiota do que pessoas magras (Raoult, 2008; Turnbau-

gh, Hamady et al., 2009). Este pode ser o primeiro sinal para entender como a dieta afeta a regulação energética e a composi-ção da microbiota individual.

CONSIDERAÇõES FINAIS

Apesar dos avanços obtidos nas últi-mas décadas no estudo da composição da microbiota fecal com o advento de técnicas moleculares, mais estudos são necessários para entender a modula-ção deste complexo ecossistema e os fatores que interferem no seu estabe-lecimento.

Estes estudos poderão contribuir ain-da para o entendimento dos reais efeitos da microbiota infantil no desenvolvimen-to de alergias e doenças imunológicas e/ou inflamatórias, possibilitando a in-tervenção com, por exemplo, o uso de alimentos funcionais na dieta de lacten-tes, e desta forma, promover o correto desenvolvimento do TGI e garantir seu equilíbrio na idade adulta.

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Ciência in Foco

ATIvIDADE BIOLÓGICA DE POLISSACARÍDEOS: LIÇÕES ENSINADAS POR MICRORGANISMOS PATOGÊNICOS

Polissacarídeos são estruturas po-liméricas compostas de ao menos dez monossacarídeos conectados seqüen-cialmente por ligações glicosídicas. Essas estruturas podem ser lineares ou ramificadas, característica observada quando um monossacarídeo constituin-te de um polissacarídeo está envolvido em mais de duas ligações glicosídicas. Os polissacarídeos podem ser clas-sificados como homopolissacarídeos, termo usado para indicar um polímero composto de monossacarídeos idênti-cos, ou hereropolissacarídeos, termo usado para definir polissacarídeos compostos por dois ou mais tipos de

Marcio L. RodriguesLaboratório de Estudos Integrados em Bioquímica Microbiana, Instituto de

Microbiologia, Universidade Federal do Rio de Janeiro; Avenida Carlos Chagas Filho, 373, Cidade Universitária CCS, Bloco I. Rio de Janeiro - RJ, 21941-902,

Brasil. Telefone: 21 2562 6740, fax: 21 25608344 - marciolrodrig@gmail.com

resuMoEstudos sobre estrutura e função de polissacarídeos em sistemas biológicos classicamente

envolvem análise de seqüência e composição de monossacarídeos, confi guração anoméri-ca, tipo de ligação glicosídica, ramifi cações e presença de substituintes. A literatura recente, entretanto, indica que outros parâmetros, até então pouco explorados, parecem infl uenciar diretamente a atividade biológica de polissacarídeos microbianos. Dentre esses parâmetros, destaca-se a correlação inversa entre as dimensões de polissacarídeos fúngicos e sua ativi-dade imunobiológica. Essas observações recentes sugerem novos conceitos sobre estrutura e função de polissacarídeos, o que pode gerar novas abordagens para o estudo dessas estrutu-ras e suas aplicações práticas.

monossacarídeos [1]. Os polissacarídeos são componen-

tes estruturais importantes encontrados nos três domínios da vida. Em micror-ganismos patogênicos, vários estudos demonstram que os polissacarídeos de-sempenham papéis determinantes para a arquitetura do envelope celular [2]. Em patógenos procarióticos e eucarióti-cos, são vários os polissacarídeos com-ponentes da superfície celular. Essa distribuição permite que estruturas po-lissacarídicas influenciem diretamente a interação patógeno-hospedeiro [3-7].

Polissacarídeos capsulares foram alguns dos primeiros determinantes de

virulência microbiana descritos na lite-ratura, como demonstrado no clássico experimento de Griffith (revisão em [8]). Nesse estudo pioneiro sobre transfe-rência de ácidos nucléicos e transfor-mação bacteriana, o uso de isolados de Streptococcus pneumoniae, na época identificados como tipo III-S (do inglês “smooth”) e tipo II-R (do inglês “rough”), permitiu o estabelecimento de uma re-lação direta entre a presença de cáp-sulas polissacarídicas em bactérias pa-togênicas e proteção contra as defesas do hospedeiro. O isolado III-S, reves-tido pela rede de polissacarídeos, foi capaz de sobreviver à resposta imune

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e causar morte de animais infectados. O isolado II-R, acapsular, mostrou-se avirulento. Posteriormente, ao longo de várias décadas, a associação entre polissacarídeos capsulares e virulência microbiana foi consolidada [9], embora seja claro que, em alguns casos, essas estruturas funcionem em favor do con-trole da infecção [10-12].

Classicamente, polissacarídeos são considerados antígenos indutores de padrões de imunidade independente de células T, consistindo em ativadores mais eficientes da produção de anticor-pos do que da resposta imune media-da por células [13]. Na última década, centenas de estudos demonstraram o papel de polissacarídeos na ativação de mecanismos de imunidade inata (revisão em [10]). A conjugação de polissacarídeos a estruturas protéicas pode gerar estruturas de imunogeni-cidade aumentada e, de fato, vacinas contendo polissacarídeos contra pa-tógenos procarióticos são comercial-mente disponíveis atualmente [14, 15]. Dentre essas, destacam-se vacinas anti-pneumocócicas, baseadas na com-binação de polissacarídeos capsulares de Streptococcus pneumoniae de 13 sorotipos individualmente conjugadas a proteína diftérica não tóxica, e con-jugados polissacarídeo-toxóide diftéri-co protetores contra meningococos de quatro sorogrupos diferentes [14, 15].

Os polissacarídeos são fundamen-tais para mecanismos de patogenicida-de e imunidade também nas infecções fúngicas [16]. Ao contrário das células de mamífero, os fungos possuem um envoltório denominado parede celular, estrutura composta majoritariamente de polissacarídeos [4]. Glucanas, quiti-na e mananas (polímeros formados por unidades repetitivas, respectivamente, de glucose, N-acetilglucosamina e ma-nose) são particularmente abundantes na parede celular de fungos, onde, de-pendendo de seus aspectos estruturais, funcionam como reguladores de viru-lência ou ativadores de imunidade inata [4, 11, 12]. O gênero fúngico no qual a função de polissacarídeos no processo infeccioso é conhecida em mais deta-lhes é o Cryptococcus.

O gênero Cryptococcus comporta as espécies patogênicas C. neoformans

e C. gattii. Esses são os agentes etio-lógicos da criptococose, doença que pode atingir o pulmão e, em indivíduos imunocomprometidos, causar danos ao sistema nervoso central e outros órgãos [17]. Estima-se que cerca de um milhão de novos casos de criptococose ocor-ram anualmente, com índices de leta-lidade que podem atingir 60% [18]. No Brasil, a criptococose é a doença fún-gica de maior índice de letalidade em pacientes HIV-positivos em estágio de imunossupressão [19]. C. neoformans e C. gattii são patógenos eucarióticos leveduriformes que apresentam uma característica singular: a presença de cápsula polissacarídica [20] (Figura 1). Essa é uma característica comum em patógenos bacterianos, mas rara em microrganismos eucarióticos.

Em C. neoformans e C. gattii, a cáp-sula é majoritariamente composta pelos polissacarídeos glucuronoxilomanana (GXM) e glucuronoxilomanogalactana (GXMGal) [20]. O polissacarídeo cap-sular majoritário em ambas as espécies é a GXM, que consiste de um polímero de unidades de manose α1,3 ligadas com substituições de ácido glucurôni-co e xilose, formando ligações β1,2 e β1,4 com o esqueleto de manose [20]. É fato, portanto, que ácido glucurônico, xilose e manose são as unidades for-madoras da GXM. As particularidades estruturais oriundas das conformações distintas que esses açúcares podem formar, entretanto, se refletem em pro-priedades sorológicas diferenciadas. Essas propriedades dividem a GXM em quatro principais sorogrupos: A e D, produzidos por C. neoformans, e B e C, produzidos por C. gattii [20]. Para construção da rede capsular, as levedu-ras secretam os polissacarídeos para o ambiente extracelular por mecanismos que envolvem a liberação de vesículas, para posterior incorporação na superfí-cie celular e crescimento distal da cáp-sula [21, 22].

Acredita-se que a produção de GXM e liberação para o ambiente extracelu-lar sejam eventos fundamentais para a imunopatogênese da criptococose [20]. Em geral, a GXM é deletéria para o sistema imune [23], embora vários re-latos indiquem que esse polissacarídeo seja um potente ativador do sistema

complemento e da imunidade inata [16, 20, 24]. Recentemente, foi claramente demonstrado que frações extracelu-lares de GXM diferem em estrutura e função de amostras de polissacarídeo associado à superfície celular do C. ne-oformans [25]. Essas observações su-geriram que as leveduras de C. neofor-mans e C. gattii produzem populações altamente diversificadas de GXM que, mesmo com composição monossacarí-dica similar, apresentam particularida-des estruturais com reflexo direto em sua função. De fato, o grupo liderado pelo Dr. Arturo Casadevall demonstrou em estudo recente que a produção de GXM por C. neoformans inclui fibras polissacarídicas com dimensões mo-leculares muito variáveis, que intera-giriam por mecanismos diversos para formar a malha capsular nessa espécie [26]. Esse estudo permitiu que fossem levantadas questões como: amostras polissacarídicas de composição idên-tica, mas com dimensões e graus de polimerização variáveis, apresentarão funções biológicas distintas?

A questão levantada acima é funda-mentada por observações que se torna-ram recentemente disponíveis na litera-tura científica. A quitina, polissacarídeo encontrado em células fúngicas, de insetos e parasitas, é um polímero in-solúvel em água composto de unidades de N-acetilglucosamina formando liga-ções β1,4. Conforme descrito por Da Silva e colaboradores [27, 28], frações de quitina com dimensões elevadas são imunologicamente inertes. Amostras do polissacarídeo com dimensões reduzi-das, entretanto, estiveram associadas à eficiente estimulação de receptores da imunidade inata e produção de citoci-nas pró- e antiinflamatórias. Essas ob-servações criaram um claro precedente na literatura indicando que amostras polissacarídicas de composição idênti-ca, mas com dimensões variáveis, po-dem ter funções diferenciadas.

A observação acima descrita e o fato de estruturas capsulares de espécies do complexo Cryptococcus serem compos-tas por moléculas de GXM de dimensões variadas estão de acordo com a hipótese de que as mesmas poderiam gerar múlti-plos efeitos biológicos. Em estudo recen-te desenvolvido por Fonseca e colegas

27

[29], essa hipótese foi comprovada. Atra-vés do uso de um modelo experimental que testou a ativação de respostas celu-lares resultantes na produção de óxido nítrico por fagócitos e ativação de re-ceptores do tipo Toll, foi observado que amostras de GXM isoladas de C. gattii (sorotipo B) com composições monossa-carídicas similares a outras produzidas por C. neoformans (sorotipos A e D) e mesmo por outros isolados de C. gattii (sorotipo C) geravam respostas muito variáveis. Através de ensaios de medida de diâmetro molecular por espalhamento de luz, foi observado que a capacidade aumentada de induzir respostas celula-res está correlacionada com a ocorrên-cia de diâmetros moleculares reduzidos nas amostras polissacarídicas do soroti-po B. Foi assim gerada a conclusão de que amostras de GXM com dimensões reduzidas teriam maior potencial imuno-biológico, conforme demonstrado para quitina [27, 28, 30].

As observações descritas acima geram novos conceitos sobre estrutura e função de polissacarídeos. Além de aspectos estruturais tradicionalmente estudados, como análise de seqüência e composição de monossacarídeos, configuração anomérica, tipo de ligação glicosídica, ramificações e presença de substituintes, torna-se clara a necessi-dade de análise de outros parâmetros para determinação de estrutura e fun-

ção de polissacarídeos, como diâme-tro molecular e grau de polimerização. Esses conceitos podem gerar novas visões sobre, por exemplo, imunogeni-cidade de polissacarídeos e aplicações em terapia e prevenção de doenças. Os estudos concluídos na área são ainda embrionários e, parece claro, há ainda muito a ser descoberto.

AgrADeciMentos O trabalho sobre estrutura e funções

de polissacarídeos em nosso laborató-rio vem sendo desenvolvido com apoio financeiro das agências de fomento FA-PERJ, FAPESP, FINEP, CNPq e CAPES. Cabem aqui também agradecimentos aos Profs. Luiz R. Travassos e Arturo Casadevall pelos ensinamentos na área e ao Prof. Leonardo Nimrichter pela co-laboração constante nesses estudos. As imagens mostradas na Figura 1 são de autoria da Dra. Fernanda L. Fonseca.

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Figura 1. Polissacarídeos de superfície celular do C. neoformans. O painel à esquerda mostra leveduras contra-coradas com tinta Nanquim; os halos brancos representam a malha capsular. O painel à direita mostra, por microscopia de fluorescência, po-

lissacarídeos capsulares (em verde, corados com anticorpo contra GXM) e de parede (azul, corados com calcofluor white, coran-te fluorescente para quitina). As regiões da célula coradas em vermelho representam oligômeros de quitina, revelados através de

reação com a lectina do germe do trigo. Cortesia da Dra. Fernanda L. Fonseca (Instituto de Microbiologia, UFRJ).

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Ciência in Foco

POTENCIAL BIOTECNOLÓGICO DE fUNGOS MARINHOS PARA PRODUÇÃO DE ENZIMAS LIGNINOLÍTICAS E DEGRADAÇÃO DE POLUENTES AMBIENTAIS

introDução

O interesse pelo isolamento e avalia-ção do potencial biotecnológico de micro-organismos pertencentes a nichos ecoló-gicos pouco explorados tem crescido nos últimos anos. Recentemente, estudos com enfoque na identifi cação e isolamen-to de compostos a partir da diversidade microbiana de origem marinha vêm se ex-pandindo [1-4]. Segundo Bugni e Ireland [1], os fungos derivados de ambientes marinhos são uma fonte de diversidade química, e este fato é atestado pelos 277 novos compostos que foram isolados e descritos. Alguns trabalhos relacionados ao isolamento e produção de metabólitos secundários por fungos fi lamentosos ma-rinhos ou derivados de ambiente marinho foram reportados na literatura [1-3,5-7], demonstrando o potencial biotecnológico destes organismos.

As principais atividades biológicas relacionadas aos fungos derivados mari-

Rafaella C. Bonugli-Santos, Mariana J. Magrini, Maria Raphaella S. Vasconcelos, Michel Rodrigo Z. Passarini & Lara Durães Sette

Divisão de Recursos Microbianos DRM – CPQBA - Universidade Estadual de Campinas (UnICAMP) – Campinas – SP

nhos são: propriedades antimicrobianas e antitumorais, inibição de ciclo celular, antagonistas de fatores de ativação, atividade antiviral, inibição de fosfatase e quinase [1]. Entretanto, seu potencial pode ser explorado em diversas áreas, como na produção de diferentes enzi-mas [4,8-10] e na degradação de po-luentes ambientais [11-13].

fungos MArinHos

Os fungos marinhos não formam um grupo taxonômico, mas sim ecológico [14]. No ambiente marinho, são organis-mos heterotrófi cos, com papel principal na decomposição do tecido vegetal e animal (celulose, lignina, queratina, entre outros) e na reciclagem de nutrientes [1]. A temperatura é o parâmetro mais im-portante que controla a distribuição dos fungos marinhos, embora a pressão hi-drostática e a disponibilidade de oxigênio sejam também fatores relevantes [15].

Os estudos na área de micologia marinha são relativamente recentes e renderam até o momento a classifi cação de dois grupos de fungos marinhos, com base em sua capacidade de crescer e se reproduzir na água do mar. São chama-dos fungos marinhos obrigatórios aqueles que crescem e esporulam exclusivamen-te na água do mar, e seus esporos são capazes de germinar neste ambiente; e fungos marinhos facultativos aqueles ter-restres e aquáticos com adaptações que permitem seu crescimento no ambiente marinho [16]. De acordo com Hyde et al. [14], aproximadamente 800 espécies de fungos marinhos obrigatórios foram encontrados. Porém, estes micro-orga-nismos não podem ser defi nidos somente por critérios fi siológicos, necessitando de um vasto estudo de sua ecologia para se-rem classifi cados como fungos marinhos obrigatórios. Neste sentido, um grande número de fungos isolados de amos-tras marinhas não foi comprovadamente

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classificado como micro-organismo mari-nho obrigatório ou facultativo. Assim, foi criada a expressão “fungos derivados de ambiente marinho” (marine-derived fun-gi), visando uma classificação mais geral para estes organismos [17].

Pesquisas conduzidas principalmen-te durante a metade do século passado permitiram uma compreensão do papel dos micro-organismos no ambiente ma-rinho. Em contraste com o ambiente terrestre, a vida no mar é dominada em termos de biomassa e metabolismo por micro-organismos dos três domínios de vida (Bacteria, Archaea e Eukarya). Nos oceanos, os micro-organismos fototró-ficos que coletam a energia solar, pro-duzem energia para os processos hete-rotróficos que ocorrem no ecossistema marinho [18].

Diversidade microbiana do ambiente marinho

Os oceanos cobrem aproximadamen-te 71% da superfície da Terra e são con-siderados como grandes reservatórios de recursos naturais [18]. No entanto, a extensão da biodiversidade marinha, especialmente de micro-organismos, é pouco conhecida. Estima-se que a diver-sidade biológica dos ecossistemas mari-nhos pode ser mais elevada do que em florestas tropicais [19]. As comunidades microbianas marinhas são compostas por organismos que podem ser encon-trados não só nas águas superficiais, mas também em profundezas abissais, nas regiões litorâneas e oceânicas, as-sociados a uma variedade de substra-tos, incluindo esponjas, algas, madeiras, sedimentos, moluscos, plantas, peixes e corais [15,20].

A associação entre micro e macro-organismos é uma característica pro-eminente dos ecossistemas marinhos. Corais e esponjas são conhecidos por manterem relações simbióticas com micro-organismos como cianobactérias, fungos e bactérias, o que os torna um conglomerado em miniatura de vários organismos. Entretanto, para muitos dos organismos marinhos a natureza des-tas associações não foi, até o presente momento, rigorosamente investigada e definida [21]. Contudo, a associação en-tre fungos e invertebrados marinhos tem sido descrita na literatura [21-23].

Poucos são os estudos de micro-organismos marinhos ao longo da costa brasileira. Entre os fungos filamentosos caracterizados, os gêneros com maior incidência são: Acremonium, Asper-gillus, Cladosporium, Fusarium, Pae-cilomyces, Penicillium e Trichoderma [4,24,25].

Um dos trabalhos mais recentes re-alizado pelo nosso grupo de pesquisa [4], avalia a diversidade de fungos fila-mentosos recuperados de quatro dife-rentes amostras de esponjas marinhas. Os resultados permitiram a identificação de 144 ribotipos distintos do total de 256 isolados (Figura 1). Os fungos filamen-tosos foram distribuídos entre 24 gêne-ros pertencentes aos filos Ascomycota, Basidiomycota e Zygomycota, alguns dos quais jamais haviam sido relatados na literatura como fungos derivados marinhos (Pestalotiopsis, Xylaria, Bo-trysphaeria e Cunnninghamella). Muitos dos gêneros identificados pertencem a um grupo conhecido como ‘esponjas-generalistas’, incluindo Penicillum e As-pergillus, e também os gêneros Tricho-derma, Phoma, Cladosporium, Fusarium e Mucor.

potencial biotecnológico de fungos marinhos

As propriedades físico-químicas úni-cas do ambiente marinho são suscep-tíveis de ter conferido aos fungos mari-nhos adaptações fisiológicas especiais, diferentes dos fungos terrestres, que po-dem ser explorado em diversas áreas da biotecnologia. Diversos fungos têm sido isolados do ambiente marinho e são des-critos como produtores de novos meta-bólitos secundários não encontrados em fungos terrestres [1]. Temperatura, pH, salinidade e concentração de íons sódio são fatores físicos com propriedades exclusivas no ambiente marinho e que afetam estes micro-organismos. A água do mar possui em média uma salinidade de 33-35 ppt, enquanto que a água doce possui menos de 0,05% de sais (0,5 ppt). O sódio, mesmo em baixas concen-trações, é tóxico para a célula da maio-ria dos organismos terrestres e de água doce. A presença de altos níveis de íons sódio confere características únicas às células dos fungos derivados marinhos, capazes de reduzir sua toxicidade.

O habitat marinho tem sido uma fonte de produtos naturais exclusivos usados em compostos farmacêuticos ou com características úteis para aplicações biotecnológicas. Entretanto, os estudos sobre as enzimas microbianas de origem marinhas podem ser considerados pra-ticamente inexplorados. Estas enzimas podem oferecer propriedades relaciona-das com o habitat marinho que são muito apreciadas no âmbito de uma perspecti-va biotecnológica [26].

As enzimas extracelulares são im-portantes para o desenvolvimento dos fungos em seu habitat natural, entre elas as celulases, hemicelulases, pectinases e ligninases fornecem aos fungos os meios para obtenção de energia e nu-trientes, além de contribuir para a ação de fungos patogênicos a células vege-tais e animais [27].

enzimas ligninolíticasAs enzimas ligninolíticas são enzimas

capazes de degradar a lignina presente em todas as plantas vasculares, sendo de grande importância na valorização de resíduos vegetais, juntamente com ou-tras aplicações industriais e ambientais.

A lignina é um polímero amorfo com-plexo composto de unidades fenilpropa-no (C9) unidas por diferentes tipos de ligações e suas estruturas podem variar entre as espécies vegetais [28]. Cons-tituindo de 20-30% da parede celular vegetal é um polímero natural rico em anéis aromáticos, e o mais abundante no planeta, depois da celulose [29]. Este polímero confere rigidez à parede celular e aos tecidos das plantas vasculares e está envolvido no transporte de água em plantas superiores, além de formar uma barreira contra o ataque microbiano [30].

Os fungos produtores de enzimas lig-ninolíticas, capazes de degradar a ligni-na, são conhecidos como fungos que de-gradam madeira. São divididos em três categorias principais, definidas de acor-do com o modo de ataque à molécula da lignina durante o processo de degra-dação [31]: a) fungos de podridão mole (soft-rot fungi): a maioria pertence ao filo Ascomycota; b) fungos de podridão par-da (brown-rot fungi): pertencem ao filo Basidiomycota e, c) fungos de podridão branca (white-rot fungi): pertencem aos filos Basidiomycota e Ascomycota. Em

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adição, os fungos de podridão branca são os únicos organismos conhecidos capazes de mineralizar completamente a lignina em CO2 e H2O, porém não são capazes de utilizar este composto como única fonte de carbono e energia [32]. É importante destacar que o sistema ligni-nolítico dos fungos, principalmente dos fungos de degradação branca, não é homogêneo. Diferentes fungos têm mos-trado capacidade para produzir uma ou mais enzimas ligninolíticas [31].

As enzimas ligninolíticas são produ-zidas durante o metabolismo secundário e atuam na oxidação dos substratos em ambientes externos às células [30]. São três as principais enzimas diretamente envolvidas na degradação da lignina: lignina peroxidase (LiP), primeiramen-te caracterizada por Tien e Kirk [33],

manganês-peroxidase (MnP) descoberta por Kuwahara et al. [34] e lacase (Lac), descoberta por Yoshida em plantas em 1983 e alguns anos depois em fungos, por Call e Mucke [35]. Essas enzimas foram extensivamente estudadas em fungos terrestres visando aplicação em processos de degradação de poluentes ambientes, principalmente hidrocarbo-netos policíclicos aromáticos (HPAs) e efluentes têxteis, mas atualmente o recente isolamento de fungos com uma melhor capacidade de biodegradação em relação às linhagens terrestres de referência tem direcionado a atenção mundial na busca de fungos pertencen-tes a diferentes grupos ecofisiológicos e taxonômicos para a biorremediação, como é o caso das enzimas ligninolíticas de origem marinha.

produção de enzimas ligni-nolíticas por fungos derivados de ambientes marinhos

As pesquisas com fungos derivados de ambiente marinho, em sua maioria, se referem aos experimentos de desco-loração de efluentes coloridos e corantes sintéticos, sendo a avaliação da produ-ção de enzimas ligninolíticas um objetivo secundário [36]. No ambiente marinho, as enzimas ligninolíticas possivelmen-te fornecem meios para a obtenção de energia e nutrientes, além da proteção a possíveis patógenos [27]. O primeiro relato sobre a mineralização da lignina por um fungo marinho foi publicado por Sutherland et al. [37].

Alguns poucos fungos marinhos fo-ram reportados na literatura como pro-dutores de enzimas ligninolíticas. Neste

Figura 1. Ocorrência de fungos filamentosos em amostras de macro-organis-mos marinhos da costa brasileira: Dideminun sp. (ascídia), Mycale laxissima,

Anphimedon viridis e Dragmacidon reticulata (esponjas). Fonte: [4].

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contexto, nosso grupo de pesquisa vem realizando estudos sobre a produção dessas enzimas por fungos derivados de ambiente marinho. Para tanto, cerca de 800 fungos filamentosos recuperados de diferentes amostras marinhas e man-tidos na coleção de pesquisa da Divisão de Recursos Microbianos do CPQBA/UNICAMP estão sendo investigados e têm revelado ser uma potencial fonte de recursos genéticos para produção de enzimas ligninolíticas. No trabalho de seleção inicial utilizando guaiacol como substrato para lacase 35% dos fungos derivados de esponjas marinhas avaliados foram positivos para a ativida-de ligninolítica (Figura 2). As esponjas marinhas alimentam-se por filtração, bombeando a água através das paredes do corpo e, consequentemente, retêm impurezas do fitoplâncton e/ou outras matérias em suspensão. Portanto, de acordo com Wang [9], é razoável acre-

ditar que alguns micro-organismos asso-ciados às esponjas produzam enzimas hidrolíticas para converter esta matéria orgânica em nutrientes.

Atividades significativas de lacase, LiP e principalmente MnP foram produ-zidas em 12,5% e 23% de salinidade por fungos derivados de cnidários marinhos: Aspergillus sclerotiorum CBMAI 849, Cladosporium cladosporioides CBMAI 857 e Mucor racemosus CBMAI 847 [38]. Este foi o primeiro trabalho a relatar a atividade ligninolítica por fungo zigomi-ceto pertencente ao gênero Mucor, bem como por fungos isolados de cnidários marinhos.

Recentemente, a atividade da lacase e a detecção dos genes que codificam para a lacase foram estudados por Bo-nugli-Santos et al. [39] em basidiomice-tos isolados de esponjas marinhas. Altos valores de lacase foram produzidos por Marasmiellus sp. CBMAI 1062 (971,2

UL) e Peniophora sp. CBMAI 1063 (709,03 UL) em meio de cultivo prepara-do com água do mar artificial, que possui salinidade de aproximadamente 4%. Em adição, estes basidiomicetos marinhos estão demonstrando capacidade de pro-dução de valores significativos de LiP e MnP quando cultivados em água do mar artificial.

Aplicação biotecnológica das enzimas ligninolíticas produzi-das por fungos marinhos

Levando-se em consideração a com-plexidade da molécula da lignina as enzi-mas capazes de degradar este polímero não possuem alta especificidade em re-lação aos substratos. Portanto, possuem um papel de destaque nos tratamentos enzimáticos em diferentes setores indus-triais, como o alimentício e de papel e celulose, e na remediação de diversos compostos poluentes. Neste sentido, são amplamente estudadas na degrada-ção de diferentes compostos formados por estruturas complexas (aromáticas), como por exemplo, os hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs).

Biodegradação de corantes sintéticos e efluentes têxteis

As indústrias têxteis apresentam grande potencial de poluição devido principalmente ao elevado consumo de corantes durante a etapa de tingimento e ao consumo de aditivos (ligantes, fi-xadores, antiespumantes, espessantes, amaciantes, resinas, antiestáticos, an-tichamas e antifungos) [40]. Neste sen-tido, essas indústrias são responsáveis pela geração de efluentes com elevados níveis de coloração, demanda química de oxigênio (DQO) e sólidos suspensos. Dentre estes, o problema da coloração tem atraído a atenção de pesquisadores, ambientalistas e governantes.

O complexo têxtil do estado de São Paulo está localizado na região da ci-dade de Americana e constitui um dos maiores pólos de indústrias têxteis do Brasil, contando com aproximadamente 3.000 indústrias. Em virtude do grande volume de produção, também é signi-ficativo o volume de resíduos que são gerados por essas empresas, necessi-tando de alternativas para o tratamento dos poluentes gerados.

Figura 2. Seleção de fungos derivados de esponjas marinhas com atividade ligninolítica. Resultado positivo: halo marrom escuro em meio B&K suplemen-tado com guaiacol (7 dias de cultivo a 28°C)

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A maioria das técnicas para remoção das características físicas, químicas e biológicas dos resíduos coloridos é a concentração dos resíduos sólidos em lodos. Atualmente, os principais méto-dos de tratamento de águas residuais têxteis envolvem processos físicos e/ou químicos por filtração em membranas, coagulação, floculação, precipitação, flotação, adsorção, troca iônica, extra-ção de pares iônicos, eletrólise, redução química e oxidação química avançada [41]. Os processos oxidativos avança-dos incluem a cloração, branqueamento, ozonização e a oxidação fotocatalítica [41-44]. Entretanto, nestes tratamentos, há possibilidade de que um problema de poluição secundária possa surgir devido a uma excessiva utilização de produtos químicos, além de serem extremamente onerosos.

Sistemas biológicos e/ou sistemas de tratamento misto que possam efeti-vamente remover a cor de grandes vo-lumes de águas residuais com um baixo custo estão sendo considerados como importantes alternativas [42]. Técnicas biológicas incluem a biossorção e a biodegradação em processos de trata-mento com bactérias, fungos, plantas, algas e enzimas em sistemas aeróbios, anaeróbios, anóxicos ou combinados anaeróbio/aeróbio [45-48].

A utilização de fungos filamentosos na degradação/descoloração de poluen-tes ambientais pode ser considerada vantajosa devido à capacidade de supor-tar altas concentrações de compostos tóxicos, baixa especificidade do comple-xo enzimático ligninolítico e amplo cres-cimento das hifas através do substrato, o que juntamente com a difusão das enzi-mas extracelulares contribuem para o al-cance e oxidação dos compostos pouco disponíveis [49].

Na última década um extenso nú-mero de revisões demonstra o potencial das enzimas ligninolíticas na descolo-ração de diferentes grupos de corantes têxteis e efluentes [50-53]. Contudo, os efluentes têxteis, além de corantes, contêm também valores extremos de pH e sais, os quais podem variar de 20 a 80% [54], representando um dos prin-cipais problemas durante a degradação por fungos terrestres [55]. Assim, apesar da alta eficiência de algumas linhagens

relatadas na literatura, novos grupos de fungos e enzimas ligninolíticas com características que possam suprir estas dificuldades estão sendo cada vez mais valorizados nas pesquisas, visando me-lhoria na eficiência processo de degra-dação/descoloração de corantes.

Neste contexto, os fungos deriva-dos de ambiente marinho podem ser considerados estratégicos para a bior-remediação de ambientes ou proces-sos salinos, incluindo o tratamento de efluentes de indústria têxtil. Os trabalhos de Raghukumar et al., [56,57] e D’Souza et al. [8] mostram a capacidade de des-coloração de efluentes têxtil e corantes sintéticos como vermelho congo, verde brilhante e Remazol Brilhant Blue R (RBBR) por fungos marinhos. Resulta-dos significativos de descoloração de corantes têxteis têm sido obtidos pelo nosso grupo de pesquisa (Figura 3), utili-zando fungos filamentosos recuperados de amostras marinhas da costa brasilei-ra [25, 58].

Biodegradação de Hidrocar-bonetos policíclicos Aromáticos

Os hidrocarbonetos policíclicos aro-máticos (HPAs) são constituídos por dois ou mais anéis aromáticos unidos de forma linear, angular ou agrupada. Eles podem existir em mais de 100 diferentes combinações, porém os mais comuns

formam um grupo de 15 HPAs [59]. De-vido à sua estrutura hidrofóbica e estabi-lidade química à temperatura ambiente eles são praticamente insolúveis em água e altamente lipofílicos [60].

Embora os HPAs sejam encontrados naturalmente no carvão e petróleo, sua principal origem atual é a combustão incompleta de material orgânico, como no caso da queima de madeira e óle-os combustíveis [61]. Podem ainda ser lançados no ambiente durante as ativi-dades de rotina da indústria petrolífera, como o transporte de óleo, ou através de seu derramamento acidental no am-biente marinho, causando sérios danos ambientais, sociais e econômicos, como o ocorrido em 2010 no Golfo do México.

Muitos destes poluentes foram des-critos como carcinogênicos, genotóxicos, citotóxicos ou ecotóxicos em estudos in vitro e em humanos, animais, plantas e micro-organismos aquáticos [62]. Pireno e benzo[a]pireno são compostos cance-rígenos com um longo período de meia-vida no solo, que varia de 270 dias a 5,2 anos e 269 dias a 8,2 anos, respectiva-mente [63]. Ambos são classificados pela Agência de Proteção ao Meio Ambiente dos Estados Unidos (US EPA) como po-luentes prioritários [59].

Os fungos filamentosos envolvidos na degradação de HPAs incluem fungos ligninolíticos e fungos não-ligninolíticos

Figura 3. Descoloração do corante RBBR pelo fungo derivado marinho Peniophora sp. CBMAI 1603 em meio sólido (A) e líquido (B).

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(fungos que não produzem estas enzi-mas). As enzimas ligninolíticas oxidam os HPAs em difenóis transitórios que facilmente se auto-oxidam em quinonas [64]. Outra rota metabólica de degrada-ção envolve a hidroxilação por mono-oxigenases do citocromo P-450 através de uma sequência de reações similares àquelas encontradas em células de ma-míferos [65]. Os metabólitos produzidos são geralmente mais hidrossolúveis e menos tóxicos que os HPAs de origem. Entretanto, o mecanismo básico envolvi-do nos processos de biorremediação dos HPAs permanece ainda pouco entendido [66]. De acordo com da Silva et al. [25, 67], Baborová et al. [68] e Chulalaksa-nanukul et al. [69], o sistema ligninolítico é de grande importância na degradação de HPAs, servindo como uma estratégia fundamental na biorremediação de am-bientes impactados.

Embora a produção destas enzimas por fungos derivados marinhos tenha

sido observada, sua relação com a de-gradação de HPAs é pouco conhecida [36]. O uso destes micro-organismos na biorremediação de ambientes sali-nos poluídos pode ser vantajoso devido à sua tolerância a altas pressões e a condições salinas. Neste contexto, nos-so grupo de pesquisa tem concentrado esforços nos estudos de degradação dos HPAs pireno e benzo[a]pireno. Os primeiros resultados utilizando fungos derivados de cnidários marinhos sele-cionados pela capacidade de descolorir o corante RBBR [25] foram animadores. O fungo Aspergillus sclerotiorum CBMAI 849 foi capaz de degradar 99,7% de pi-reno (Figura 4A) e 76,6% de benzo[a]pireno (Figura 4B) após 8 e 16 dias, respectivamente. Uma redução signifi-cativa de benzo[a]pireno (>50,0%) tam-bém foi alcançada pelo isolado Mucor racemosus CBMAI 847. Os metabólitos formados, pirenilsulfato e benzo[a]pire-nilsulfato, sugerem que o mecanismo de

hidroxilação foi mediado pela citocromo P450 mono-oxigenase [13]. Por outro lado, estudos de degradação destes mesmos HPAs por três fungos basidio-micetos ligninolíticos isolados de espon-jas marinhas (em andamento) sugerem o envolvimento das enzimas MnP e lacase no processo de degradação.

conclusão

O isolamento e seleção de fungos derivados de amostras marinhas repre-sentam uma importante estratégia para obtenção de recursos genéticos com potencial aplicação biotecnológica nos setores industrial e ambiental. Por esta-rem adaptados às condições do ambien-te marinho, os fungos recuperados de amostras provenientes deste ecossiste-ma podem apresentar vantagens bioló-gicas em processos salinos e/ou alcali-nos, como por exemplo, a degradação/descoloração de corantes e efluentes de indústria têxteis, bem como na biorreme-diação de HPAs derivados do petróleo em águas e sedimentos marinhos.

Tendo em vista o potencial biotecno-lógico dos fungos derivados de amostras marinhas, uma coleção de micro-organis-mos marinhos está sendo estabelecida no âmbito da Coleção Brasileira de Micro-organismos de Ambiente e Indústria do CPQBA/UNICAMP, garantindo a preser-vação deste valioso recurso genético.

AgrADeciMentos

Os autores agradecem ao apoio fi-nanceiro e/ou bolsas de estudo da Fun-dação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP), ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e tecnológico (CNPq), à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) e à Financiadora de Estudos e Projetos (FINEP).

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Figura 4. Cromatogramas obtidos por CG-EM: solução padrão (24,4 ug.mL-1), pireno e benzo[a]pireno (40,0 ug.mL-1) (A); Degradação de pireno após 8 dias de incubação pelo fungo A. sclerotiorum CBMAI 849 (A1); Degradação de benzo[a[pireno após 16 dias de incubação pelo fungo A. sclerotiorum CBMAI 849 (A2). Fonte: [13].

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Em 2009 a Sociedade Brasileira de Microbiologia implantou o Selo de Aprovação SBM, com o objetivo de promover a aprovação de produtos sanitariamente adequados quanto à presença de microrganismos. Em paralelo ao Selo, foi criado o Departamento de Avaliação de Produtos pela SBM, responsável pelas análises e pesquisas dos produ-tos, incluindo as embalagens e informações ao consumidor.

A aprovação do produto começou a ser uma exigência do mercado e os fabricantes passaram a se preocupar mais em adequar sua produção e seus produtos dentro de parâmetros qualitativos e com preços competitivos. O programa de aprovação da SBM visa certificar produtos quanto a sua qualidade microbiológica e/ou sua capacidade ger-micida.

O processo de aprovação pela SBM segue um programa internacional, cujas diretri-zes emanam da Organização Mundial de Saúde.

O primeiro produto a receber o Selo de Aprovação da SBM foi o Dettol® produzido pela empresa Reckitt-Benckiser nas formas de sabonete em barra, sabonete líquido e gel anti-séptico. Este selo foi concedido após avaliação de parecer técnico-específico emitido por especialistas indicados pela SBM.

APROvADO PELA SBM CONfIANÇA NA qUALIDADE

DO PRODUTO

como solicitar o selo sBM

As empresas interessadas em encaminhar seus produtos para avaliação do programa de aprovação da SBM devem: - Enviar carta à Sociedade Brasileira de Microbiologia e solicitar que o produto, fabricado ou comercializado no Brasil seja analisado

para receber o Selo de Aprovação SBM; - Também é preciso enviar estudos já realizados sobre o produto, como análises, pesquisas e formulação, além de informações

adicionais que houver; - Caso a comissão de avaliação achar necessário, novos testes em laboratórios credenciados poderão ser solicitados.

Depois do envio deste material, o SBM firma com a empresa solicitante um protocolo de pesquisa, informando os objetivos, procedi-mentos e tempo de estudo. A realização dos ensaios dura entre 30 a 90 dias e todas as análises realizadas, materiais e equipamentos utilizados obedecem a normas específicas para cada produto. Sendo o produto aprovado, deverá a Empresa assinar um Contrato que rege todos os pontos do relacionamento com a SBM.

Para tornar possível mais essa atividade da SBM, foi realizado um convênio de parceria com empresa tradicional em proficiência, a Controllab.

Para obtenção de maiores esclarecimentos entre em contato com:sbm@sbmicrobiologia.org.br

SBM In FOCO - A fORMA DIRETA DE fALAR COM OS MICROBIOLOGISTAS.

Apresentamos o plano de comercialização para 4 edições da Revista Microbiologia in Foco.

Periódico da Sociedade Brasileira de Microbiologia, com tiragem de 2000 exemplares e distribuição gratuita. Revista de informação e divulgação sobre temas em bacteriologia, micologia e virologia nas várias áreas de abrangência da Microbiologia: ambiental, agrí-cola, básica, de alimentos, industrial, médica humana e veterinária e oral.

A revista ainda conta com espaços para divulgação de consensos, agenda científica, atualidades e oportunidades de trabalho.

Venha fazer parte deste veículo de informação atualizada!

Atenciosamente,Marina Baquerizo Martinez e Carlos P. Taborda - Editores

Sociedade Brasileira de Microbiologia

página inteira

21 x 28 cm1/2 página

18 x 12 cmPara anunciar entre em contato com José Jair Cagnotto:E-mail: financeiro@sbmicrobiologia.org.br

Telefone: (11) 3813-9647 ou 3037-7095

WWW.SBMICROBIOLOGIA.ORG.BR

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Agenda in Foco

26º congresso Brasileiro de MicrobiologiaData: 02/10/2011 à 06/10/2011.Local: Rafain Palace Hotel e Convention Center Foz do Iguaçu, PR – Brasil.

XXi congresso latino-Americano de MicrobiologiaData: 28/10/2012 à 01/11/2012

Local: Mendes Convention Center – Santos, SP – Brasil

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coodernadora: Dra. Marina Baquerizo Martinezprofa. titular da fcf-usp

Graduados em • Biologia • Farmácia • Medicina Veterinária • Biomedicina • Engenharia de Alimentos • Medicina • Engenharia Química • Odontologia

Público Alvo

especialização

Interessados em atuar na área de microbiologia de alimentos, ambiental, industrial e clínica.

seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo

Duração: 18 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as 18:00 horas

carga Horária total: 760 horas

Aperfeiçoamento

Profissionais que atuam na área de microbiologia de alimentos, ambiental, industrial e clínica. E queiram aprimorar seus conhecimentos específicos.

seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo

Duração: 8 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as 18:00 horas

carga Horária total: 180 horas

www.sbmicrobiologia.org.brAv. Prof. Lineu Prestes 2415 ICB III | Cidade Universitária | São Paulo | SP | CEP: 05508-000

Tel: 11 3037-7095 | 11 3813-9647 | curso@sbmicrobiologia.org.br

Cursos de Especialização e Aperfeiçoamento em Microbiologia

• Microbiologia Clínica • Microbiologia de Alimentos• Microbiologia Industrial • Microbiologia Ambiental

início das turmas em janeiro e julho

Os sócios da SBM têm direito a descontos especiais nos eventos promovidos ou patrocinados pela SBM . Para usufruir do desconto de associado em nossas atividades é imprescindivel estar anuente a dois anos consecutivos com a sociedade. Além disso, têm acesso livre à revista científica Brazilian Journal of Microbiology (BJM e que se destina à publicação de trabalhos de pesquisa originais, notas breves e revisões, envolvendo todos os aspectos da Microbiologia. É considerada uma das revistas científicas mais importantes do nosso país. O BJM tem uma política muito severa de avaliação dos trabalhos submetidos à publicação, sendo cada manuscrito avaliado por pelo menos dois revisores criteriosamente selecionados.

A revista Microbiologia in Foco tem o objetivo de promover o intercâmbio de informações científicas entre os associados, publi-cando os autores nacionais de expressão. Adota o mesmo critério de avaliação e excelência que a SBM sempre adotou. Enviaremos o último número da Microbiologia in Foco a todos os novos asso-ciados, após sua efetiva associação, um exemplar da revista, no

período composto entre os dias 05 e 10. Nos meses seguintes, os associados receberão regularmente os novos números publicados da revista.

Fique sócio da SBM. Veja informações no site: www.sbmicrobiologia.org.br Lembre-se: um sócio da SBM integra a maior e mais represen-

tativa associação da comunidade científica que atua na microbio-logia nacional.

Valores para associaçãoCategoria de Sócio .............................................. Anuidade 2011Aluno de Graduação ..................................................R$ 80,00Aluno de Pós-Graduação (Mestrado e Doutorado) ............................................ R$ 130,00Aluno de Pós-Doutorado ........................................... R$ 160,00Profissional ............................................................... R$ 190,00

FIQUE SÓCIOFIQUE SÓCIO

Representantes de ÁreaRepresentantes de Área

Biênio 2010-2011

SBM 2010-2011

PresidenteAdalberto Pessoa Junior, USP-SP

Vice PresidenteAlexandre Soares Rosado, UFRJ-RJ

1º SecretárioCarla Taddei de Castro Neves, USP-SP

2º SecretárioLauro Santos Filho, UFPB-PB

1º TesoureiroCarlos Pelleschi Taborda, USP-SP

2º TesoureiroPatrícia Silva Cisalpino, UFMG-MG

Conselho FiscalBernadette G. Franco, USP-SP

Sergio E. L. Fracalanza, UFRJ-RJAgnes Marie Sá Figueiredo, UFRJ-RJ

Coleções de CulturaLara D. Sette, UNICAMP-SPCarlos Augusto Rosa, UFMG

EnsinoAlexandre Lourenço, UNIP/UNISA/FMU-SPMarcela Pellegrini Peçanha, PUC/UNESP

Infecção HospitalarAna Lúcia Darini, USP-SPAfonso Luis Barth, UFRGS

Microbiologia de AlimentosBernardete G. Franco, USP-SPRicardo Souza Dias, FUNED-MG/Metodista de Minas

Microbiologia AmbientalIrma Grivera, USP-SPRicardo Henrique Kruger, UnB

Microbiologia ClínicaElizabeth de Andrade Marques, RJJorge Luiz Mello Sampaio, Fleury-SP

Microbiologia IndustrialJosé Gregório, USP-SPEleni Gomes, UNESP-Rio Preto

Microbiologia MédicaLeila Carvalho Campos, FIOCRUZ-BAWaldir P. Elias Jr, Instituto Butantan-SP

MicologiaCélia Maria de Almeida Soares, UFG-GOMarcio Rodriges, UFRJ-RJ

MicotoxinasMarta Taniwashi, ITAL-SPMyrna Sabino, Instituto Adolfo Lutz-SP

Parasito-HospedeiroSandro R. de Almeida, USP-SPDario Simões Zamboni, USP-SP

Microbiologia do SoloItamar Soares de Melo, Embrapa-SPMariangela Hungria, Embrapa-PR

Microbiologia VeterináriaWalter Lilenbaum, UFF-RJOdir Antônio Dallagostin, UFPel

VirologiaMaurício L. Nogueira, FAMERP-SPLuciana Barros de Arruda, UFRJ-RJ

Genética de Microrganismos e BioinformáticaVasco Ariston de Carvalho Azevedo, UFMG-MGArtur Luiz da Costa Silva, UFPA