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anteproyecto de tesis para optar el titulo de ingeniero con mención en ingeniería agroindustrial
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE TUMBES
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
PROYECTO DE TESIS PARA OPTAR EL GRADO ACADÉMICO DE
INGENIERO AGROINDUSTRIAL
TITULO
QUITOSANO DE CALIDAD ALIMENTARIA OBTENIDO A PARTIR
DE ESCAMAS DE MYCTEROPERCA XENARCHA Y PARALABRAX
HUMERALIS
AUTOR
ENOC JONATAN MORENO CÓRDOVA
TUMBES, PERU 2014
RESPONSABLES
Est. Enoc Jonatan Moreno Córdova ____________________
EJECUTOR
Dr. Gerardo J. F. Cruz Cerro ____________________
ASESOR
Ing. Dorian Y. Aguirre Campos ____________________
CO- ASESOR
Ing. MSc. Juan F. Cruz Gutiérrez ____________________
CO- ASESOR
2
DATOS GENERALES
1. TÍTULO.
Quitosano de calidad alimentaria obtenido a partir de escamas de
Mycteroperca xenarcha y Paralabrax humeralis.
2. AUTOR.
2.1. Ejecutor : Est. Enoc Jonatan Moreno Córdova
2.2. Facultad : Ciencias Agrarias
2.3. Escuela : Agroindustrias
2.4. Nivel Académico : Estudiante de Pre-Grado
2.5. E-mail : [email protected]
3. ASESOR Y COASESOR (Sí lo hubiera).
3.1. Asesor : Dr. Gerardo J. F. Cruz Cerro
3.2. Co-Asesor : Ing. Dorian Aguirre Campos
3.3. Co-Asesor : Ing. MSc. Juan F. Cruz Gutiérrez
4. TIPO DE INVESTIGACIÓN.
4.1. De acuerdo al fin que se persigue : Aplicada
4.2. De acuerdo al enfoque de investigación : Experimental
5. ÁREA Y LÍNEA DE IVESTIGACIÓN.
5.1. Área : Producción Agroindustrial
5.2. Línea : Aprovechamientos de Residuos Agroindustriales
6. LUGAR DE EJECUCIÓN E INSTITUCIÓN.
6.1. Lugar : Ciudad Universitaria U.N.T.
6.2. Distrito : Tumbes
6.3. Provincia : Tumbes
6.4. Departamento : Tumbes
6.5. Instalaciones : Universidad Nacional de Tumbes (U.N.T.)
7. PERIODO DE EJECUCIÓN: Siete meses a partir de su inicio.
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PLAN DE INVESTIGACION
1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA.
1.1. Situación Problemática
Tumbes es una de las regiones más privilegiada a nivel nacional, pues
posee en su litoral una gran variedad de especies hidrobiológicas, es
también dependiente en su mayoría de la pesca artesanal que es
juntamente con la agricultura los pilares en que esta apoyada la actividad
económica de esta región. Asimismo la actividad hidrobiológica del norte
peruano representa una de las actividades económicas más importantes. A
nivel nacional por ejemplo la extracción de peces ascendió a 4 861,226 Ton
en el año 2012, de la cual 11 164,9 Ton corresponde a pesca para
consumo humano directo (Produce 2012). Considerando que la parte
comestible del pescado representa entre el 80 y 85% del total y los
desechos constituidos por las vísceras, hueveras y escamas representan el
15 y 20% del total, de estos desechos las escamas representan el 5 y 7%
El destino de los desechos producto de la pesca es la causa de
preocupación de nuestra investigación, puesto que Tumbes es una zona en
la que la pesca en mayor cantidad artesanal, se dedica netamente a la
extracción para consumo humano. Solo una porción de estos residuos en
son aprovechados para la artesanía Tumbesina y el resto son dispuestos
de manera inadecuada en botaderos informales originando diversos
impactos ambientales como: contaminación del suelo, contaminación
atmosférica y malos olores que generan malestar y se convierten en
generadores de posibles enfermedades para la población que vive
circundante a los mismos.
El uso de este tipo de residuos para producir de productos renovables tales
como biopolímeros es una oportunidad de doble propósito (Gildberg et. Al,
2001). No solo por la oportunidad de crear nuevos productos sino también
por la necesidad de hacerlos mas amigables al medio ambiente. Por lo
tanto, los residuos escama de crustáceos y del pescado es ideal como
materia prima para la producción de quitina y por su transformación a
4
quitosano. El quitosano es un compuesto que se obtiene por desacetilación
a partir de la quitina. El quitosano es un polímero catiónico que
presenta grupos aminos libres de estructura lineal con una alta
densidad de cargas positivas
El uso de productos renovables para producir materiales valiosos y
biológicamente sostenibles y reducir al mínimo los residuos son un reto
para la investigación y el desarrollo actual. Es aquí que la agroindustria
busca una reutilización y de estos residuos para materias primas que
garanticen no solo minimizar la cantidad de residuos generados sino el uso
de los mismos en producción de componentes para la mejora de productos
agroindustriales.
1.2. Formulación del Problema de Investigación
¿Es factible obtener quitosano de calidad alimentaria a partir de escamas
de Mycteroperca xenarcha y Paralabrax humeralis?
1.3. Justificación (social, ambiental, técnico, económico)
Técnico: Permite obtener parámetros técnicos parar la elaboración de
quitosano, un producto de alto valor agregado a partir de las escamas de
peces y al mismo tiempo sirve de guía para seguir la investigación acerca
de su uso en diversos campos agroindustriales.
Económico: Para los pescadores artesanales, personas dedicadas a la
elaboración de comidas a base de pescado y para la población en general
generaría un plus a la valorización de los peces pues no solo se
comercializará el pez como materia prima para consumo humano sino
también las escamas que hoy se toma como desperdicios sin valor.
Social: Garantizaría a la población tumbesina el libre quehacer de sus
actividades cotidianas valorando los recursos marinos y garantizando un
desarrollo social sostenible.
5
Ambiental: Ayudaría a solucionar los problemas ambientales derivados de
la mala disposición de los residuos provenientes de los restaurantes,
mercados, caletas de pesca y de las amas de casa; asociados a las
escamas de los peces que se usan en la alimentación diaria.
2. MARCO REFERENCIAL DEL PROBLEMA.
2.1. Antecedentes
La investigación que realizaremos se encuentra inmersa en la necesidad
de demostrar el uso de las escamas no solo para la extracción de
queratina, sino también para extracción de materiales que nos sean útiles
no solo a niveles comerciales sino también amigables con el medio
ambiente. Es así que nos agenciamos de investigaciones hechas en el
campo de quitosano pero proveniente de otras materias primas semejantes
a las escamas pues de la misma se tiene poca información.
Estos productos presentan numerosas aplicaciones en distintas áreas,
principalmente en medicina, farmacia, remoción de metales pesados en el
tratamiento de aguas naturales y efluentes industriales, cosméticos,
industria alimenticia, etc. (Harish et al. 2007).
Zaku et al. (2011) extrajeron exitosamente quitina de las escamas de
un pez carpa común y se caracterizó por conferir propiedades
funcionales. Los datos estructurales de la quitina se determinaron por
FT-IR y el cristalino y la superficie de la morfología también se
estudiaron por rayos X de polvo, difractometría y microscopía
electrónica de barrido (SEM). El análisis proximal determino un
contenido de humedad de 2,12%, 1,56% de cenizas y 4,18% de
nitrógeno. La cantidad de Ca, Mg, Zn, Fe, Cu y Mn presente en la
quitina fue 26,84, 50,49, 21,80, 12,68, 0,22 y 1,17 mg / kg, obtenida por
espectrometría de absorción atómica, respectivamente.
Yunjian et al. (2009) prepararon quitosano crudo a partir de cáscara de
camarón por HCl, NaOH y una solución de etanol sucesivamente.
6
Utilizaron peróxido de hidrógeno para degradar el quitosano crudo en
quitosano soluble en agua. Sus condiciones óptimas para obtener la
máxima recuperación de quitosano soluble en agua eran 5,5 % de nivel
de H2O2, 3,5 horas de tiempo y 42.8 °C de temperatura. La
recuperación predicha fue del 93,5%. A través de la prueba del número
de colonias, tanto el quitosano crudo y el soluble en agua mostraron
tener una buena actividad de inhibición contra B. subtilis, mientras que
el quitosano soluble en agua demostró significativas capacidades de
inhibición contra E. coli y S. aureus en comparación al quitosano crudo.
Alishahi et al. (2011) realizaron extracción de quitosano a partir de
desechos de camarón procedente de plantas de embalaje mediante el
calentamiento por microondas y en comparación con la desacetilación
en un autoclave se definió que este método genera quitosano de alto
peso molecular (tal como se determina por mediciones de la viscosidad
de quitosano en solución de ácido acético diluido), de color blanco, de
alta capacidad de unión a agua (WBC) y capacidad de unión de grasa
(FBC). Además, el tratamiento de microondas ahorra una gran cantidad
de energía (debido al tiempo más corto de calentamiento) que es un
factor muy importante para producciones comerciales.
Younes et al. (2012) obtuvieron quitosano a partir de cascaras de
camarón, usando proteasas microbianas en un diseño Box-Beheken
con tres variables y tres niveles con el fin de predecir la
enzima/sustrato optimo, temperatura y tiempo de incubación (en la
desproteinización con Bacillus mojavensis A21 proteasa cruda. Estas
condiciones óptimas fueron: una relación enzima / sustrato de 7,75 U /
mg, una temperatura de 60 ◦ C y un tiempo de incubación de 6 h
permitiendo predecir 94 ± 4% desproteinización. Experimentalmente,
en estas condiciones optimizadas, se obtuvo un grado de
desproteinización de 88 ± 5 % en buen acuerdo con la predicción y
más grande que los valores dados en la literatura general. Los
resultados mostraron que el quitosano disuelto en 50 mg / ml inhibió
7
notablemente el crecimiento de bacterias más Gram negativas y Gram
positivas ensayadas.
TSAI et al. (2002) evaluaron los efectos del grado de desacetilación
(DD) y métodos de preparación de quitosano sobre la actividad
antimicrobiana. Quitina químicamente preparada (quitina-CH) y quitina
microbiológicamente preparada (quitina-MO) se obtuvo a partir de
conchas de camarones. La quitina-CH y la quitina-MO se desacetiló
más químicamente para obtener diversos productos de quitosano y su
DD varió de bajo (47-53 %), medio DD (74-76 %) a alto (95-98 %).
Además, la quitina-MO se desacetiló también por diversas proteasas.
Las actividades antimicrobianas de estos productos fueron evaluados
en un medio con pH 6,0 en el cual ni la quitina-CH, ni la quitina-MO u la
quitina-MO desacetilada con proteasa mostraron ninguna actividad
antimicrobiana. Para el quitosano la actividad antimicrobiana se
incrementó con el aumento de DD, y era más fuerte contra las
bacterias que contra los hongos. Las concentraciones letales mínimas
(MLC) de quitosano con un alto DD contra Bacillus cereus, Escherichia
coli, Listeria monocytogenes, Pseudomonas aeruginosa, Shigella
dysenteriae, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae y V.
parahaemolyticus estaban todos en la gama de 50-200 ppm, mientras
que el MLC contra Candida albicans y Fusarium oxysporum fueron de
200 ppm y 500 p.p.m., respectivamente. No se encontró actividad
antifúngica en 2000 p.p.m. contra el Aspergillus fumigatus o A.
parasiticus.
2.2. Bases teóricos Científicas
2.2.1. El Mero Negro (Mycteroperca xenarcha)
Familia : Epinephelidae
Nombre Científico : Mycteroperca xenarcha
Nombre común : Cola De Retama, Garropa Jaspeada,
Mero Brujo, Mero Cola De Retama, Mero
Negro
Nombre inglés : Mangrove mero, mero Escoba-cola
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Características de la especie
Mycteroperca xenarcha es una especie demersal que se encuentra
distribuida a partir de las zonas de manglares a lo largo de fondo
duro de la plataforma continental y el talud. Según Thomson et
al. (1979), esta especie prefiere los estuarios de manglar. Los
adultos y los juveniles se encuentran en aguas poco profundas con
los adultos que se encuentran a profundidades de 60 m. Es una
especie muy extendida, pero poco conocidas. se encuentra en el
Pacífico centro-oriental y se extiende de San Francisco Bay,
California (EE.UU.) hasta el sur de Perú. El holotipo se informó
desde las Islas Galápagos, y este es el único registro de allí; pero es
más que probable que el espécimen ha sido mal etiquetado y su
origen en realidad sería del Perú (Rosenblatt y Zahuranec 1967).
2.2.2. Cágalo (Paralabrax humeralis)
Familia : SERRANIDAE
Nombre Científico : Paralabrax humeralis (Valenciennes)
Nombre común : Cabrilla, cabrilla común, muñi (juvenil),
Cágalo, cabrillón
Nombre inglés : Peruvian rock seabass
Nombre FAO : Cabrilla loca, cabrillón
Características de la especie
Es una especie bentopelágica que habita sobre áreas costeras
rocoso-arenosas (Chirichigno. N. y M. Cornejo., 2001); acompañante
de la merluza en el norte del mar peruano; y es muy apreciada para
el consumo humano directo, siendo comercializada en estado fresco,
congelado y salado. La composición química de su carne, está
constituida de: humedad = 77,9%, grasa = 1,8%, proteína = 18,6% y
sales minerales = 1,2%, entre estas últimas: sodio = 115,2 mg/100g,
magnesio = 36,2 mg/100g, calcio = 15,6 mg/100 g; calorías (100g) =
122% (Instituto Tecnológico Pesquero, 1996). Con información
obtenida de la pesca comercial para el período 1980-1997, el rango
9
de tamaños de esta especie varío entre 14 y 67 cm, con medias que
fluctuaron entre 35 y 25 cm.
2.2.3. Las Escamas
Las escamas son huesos tegumentarios laminares de origen
dérmico incluidos en una bolsa epidérmica de tejido conjuntivo
fibrilar, derivadas del exoesqueleto de los primitivos Ostracodermos
y los peces Placodermos (Rojo, 1988). Tanto la cara interna como la
externa están cubiertas por una lámina de osteoblastos, activos en
los márgenes de la escama (Beamishy McFarlane, 1987) que
provocan su crecimiento continuo.
En 1891, Claus definió las escamas como “láminas duras, más o
menos flexibles, que trazan un gran número de líneas concéntricas y
de estrías radicadas, superpuestas como las tejas de un tejado”
formadoras del exoesqueleto de los peces. Unos años después, ya
comenzado el presente siglo, las escamas empiezan a tomar cierta
importancia para diversas investigaciones.
2.2.4. El quitosano
El quitosano es un polímero natural modificado que se obtiene a
través de la deacetilación de la quitina, el componente principal de
los caparazones de crustáceos tales como langosta, camarón y
cangrejo (Hong y Meyers, 1995). Este polímero presenta la
propiedad de formar películas, es biocompatible, no antigénico, no
tóxico y biofuncional. La seguridad biológica del quitosano ha sido
demostrada en experimentos nutricionales con animales domésticos,
lo que genera especial interés por sus aplicaciones comerciales en
varios sectores industriales (Hirano et al. 1990).
Es uno de los derivados parcialmente desacetilados más
importantes obtenidos a partir de la quitina. Basándose en sus
propiedades biológicas, como antibacteriano (Ding et al. 2006; Xie et
10
al. 2002), no toxicidad, biodegradabilidad (Park et al. 2003),
hemocompatibilidad (Zhu et al. 2003) y biocompatibilidad (Renbutsu
et al. 2005), es un biomaterial atractivo y utilizado en diversas
aplicaciones biomédicas, incluyendo la entrega de genes (Chan et
al. 2007), la ingeniería de sistemas de tejidos, (Kim et al. 2008) de
suministro de medicamentos (Ding et al. 2007; . Jiang et al. 2006) y
los apósitos para heridas (Chen, et al. 2006).
El carácter coagulante/floculante del quitosano se ha aprovechado
desde hace más de 30 años en algunas aplicaciones relacionadas
con el tratamiento de aguas provenientes de diversas fuentes
(Bough, 1975; Roussy et al. 2005) así como en la recuperación de
sólidos suspendidos en aguas residuales que pueden ser aún
aprovechables (Bough y Landes, 1978). Por otra parte, en varios
países se ha aprobado el uso del quitosano para ser utilizado como
aditivo en la clarificación de jugos de frutas (Baxter et al. 2005;
Oszmiański y Wojdyło, 2007)
Actividad bactericida: La carga positiva que se desarrolla en el
quitosano en medio ácido pH < 5,5; , debido a la
protonación del grupo amino presente en cada una de sus
unidades glucosamina, lo hace soluble en medio acuoso,
diferenciándolo de su polímero matriz la quitina y, según muchos
autores, confiriéndole también mayor actividad biocida
(Papineau et al., 1991; Helander et al., 2001; Devlieghere et al.,
2004).
Actividad fungicida: La actividad fungicida del quitosano se
ha estudiado, tanto in vitro (El Ghaouth et al., 1992a) como in
vivo (Li y Yu, 2001; Yu et al., 2007). El quitosano inhibe multitud
de especies de hongos, exceptuando, o siendo menos efectivo
con aquellas que lo poseen en sus paredes celulares (Roller
y Covill, 1999; Allan y Hardwiger, 1979).
11
Actividad antiviral: Se han publicado algunos trabajos sobre la
inhibición que provocan las soluciones de quitosano en
enfermedades de plantas provocadas por virus y viroides
(Chirkov, 2002; Pospieszny et al. 1989; Pospieszny et al. 1991;
Pospieszny 1997).
El uso de quitosano para el recubrimiento de frutas y vegetales se ha
propuesto y ensayado desde hace más de 15 años (El Ghaouth et
al. 1991) debido a sus propiedades bactericidas y fungicidas, su
capacidad para formar películas y su baja toxicidad en seres
humanos, la cual había sido estudiada en la década de los
sesenta del siglo pasado (Arai et al. 1968). En principio, la capacidad
del quitosano para formar películas favorece la preservación de los
productos debido a la modificación de la atmósfera interna y a la
disminución de las pérdidas por transpiración.
2.2.5. Métodos usados para la obtención de quitosano
El proceso de producción de quitosano de desechos de la industria
de hidrobiológicos involucra una serie de métodos que en su
mayoría principalmente son químicos (Yue Wu, et al. 2008),
enzimáticos (Kuroiwa, Takashi et al. 2008) y microbiológicos
(Logesh, A et al. 2012). Se ha probado también satisfactoriamente el
uso de altas concentraciones de radiaciones gamma (Valenzuela,
Cinthia; 2006). Asimismo se ha utilizado satisfactoriamente
microondas para optimizar el proceso de obtención de quitosano
(Mahdy, M et al. 2013).
2.2.5.1.Uso de Método Químico
Yue Wu, et al. (2008) demostraron que el ozono generado a
partir de oxígeno comprimido por un generador de descarga
de corona a escala de laboratorio se puede utilizar para la
preparación de quitosano de bajo peso molecular soluble en
ácido libre de agua (AFWSLMWC). Determinaron los
12
Factores que afectan el rendimiento por ciento de
AFWSLMWC en experimentos por lotes. Se obtuvieron
AFWSLMWC con un peso molecular de 4,3 a 13,1 kDa.
Espectros de IR demostraron que las estructuras químicas
de AFWSLMWC no se modificaron durante el proceso de
despolimerización. No hubo ningún cambio significativo del
grado total de desacetilación (DD) de AFWSLMWC, en
comparación con el quitosano inicial. El método es
prometedor adecuado para ampliación fabricación de
quitosano de bajo peso molecular solubles en ácido libre de
agua.
2.2.5.2.Uso de Método Enzimático
Kuroiwa, Takashi et al. (2008) Desarrollaron quitosanasa
inmovilizada en nanopartículas magnéticas recubiertas de
amilosa y utilizadas para producir oligosacáridos de
quitosano. Las nanopartículas magnéticas utilizadas estaban
compuestas de magnetita (Fe3O4) y su superficie se revistió
con amilosa. Los grupos hidroxilo de amilosa depositados
sobre las nanopartículas fueron activados químicamente y
después se utilizaron para inmovilizar la quitosanasa a
través de enlaces covalentes multipunto. En comparación
con el método de adsorción física-convencional, se
inmovilizó 1.4-2.0 veces la cantidad de quitosanasa a través
de múltiples puntos de unión covalente en las mismas
condiciones experimentales. La quitosanasa inmovilizada se
utiliza para producir pentámeros y hexámeros de
oligosacáridos de quitosano, que poseen actividades
biológicas beneficiosas. En la hidrólisis por lotes de
quitosano inmovilizado utilizando la quitosanasa, se obtuvo
con éxito un alto rendimiento de oligosacáridos de destino
(40% del quitosano utilizado, basado en el peso). El
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quitosanasa inmovilizada podría ser recuperado y reutilizado
varias veces.
2.2.5.3.Uso de Método Microbiológico
Logesh, A et al. (2012) Evaluaron la capacidad de
producción de quitosano de hongos endolichenic por
fermentación sumergida en base a un liquen recogido de
manglar. La actividad antibacteriana se llevó a cabo frente a
diferentes patógenos. En total 4 grupos diferentes de hongos
fueron aislados del liquen Roccella montagnei. Entre los
cuatro géneros, Aspergillus niger (A. niger) resulto ser el
potencial para producir el quitosano (1,3 g / L) a los doce
días de incubación. La glucosa jugó un papel importante en
la productividad de quitosano y el rendimiento fue máximo
en 10% (1,93 g / L). Actividad antibacteriana reveló que
Vibrio cholerae fue sensible a quitosano seguido por
Escherichia coli.
2.2.5.4.Uso de Radiación Gamma
Valenzuela, Cinthia; (2006) estudió el efecto de la radiación
gamma en la obtención de quitosano de “Dosidicus gigas”
para compararlo con el método convencional. Opto por
obtener quitosano de “Dosidicus gigas” a fin de conseguir b-
quitosano ya que este cuenta con una alta reactividad
cualidad que nos permite obtener mayor numero de
derivados de quitosano. También en este trabajo se
presentó la preparación de hidrogeles de quitosano-PVA,
empleando el método de la radiación gamma. Los hidrogeles
son materiales poliméricos entrecruzados en forma de red
tridimensional, que tienen la capacidad de absorber una gran
cantidad de agua formando materiales blandos y elásticos.
Estos hidrogeles pueden prepararse por radiación (rayos
gamma) (2, 3 ,4), electrones (5), UV (6) o con la ayuda de
14
agentes de entrecruzamiento químicos (7). Los hidrogeles
tienen aplicación práctica en agricultura y en biomedicina
(8,9). Actualmente el uso de Radiación Gamma apunta a la
obtención de quitosanos de bajo peso molecular.
2.2.5.5.Uso de Microondas
Mahdy, M et al. (2013) obtuvieron quitosano producido a
partir de quitina extraída de residuos camarones en tres
tamaños de partículas 20, 40 y 60 de malla por
desacetilación con diferentes concentraciones de solución
de NaOH (30%, 40% y 50%) bajo irradiación de microondas
durante 10 min. El proceso comprende un procedimiento de
síntesis rápida en comparación con los métodos
convencionales. El quitosano sintetizado por microondas fue
caracterizado y los resultados experimentales mostraron que
el grado de desacetilación aumentó con el aumento de
concentración de desacetilación solución alcalina. Un grado
de desacetilación de 95,19% se logró después de la
irradiación de la quitina en malla 60 con solución de NaOH al
50% en un microondas durante 10 min a potencia 1400-W.
El quitosano sintetizado por microondas exhibió actividades
antioxidantes de 47,71 a 72,31% en 10 mg / ml y mostró
reducción de potencias de 2,094 a 2,367 a 10 mg / ml. Por
otra parte, en 10 mg / ml, la capacidad de eliminación de
quitosano sobre los radicales 1,1-difenil-2-picrilhidrazil varió
de 43,03% a 90,48%. Las actividades antibacterianas de
quitosano sintetizado por microondas se examinaron contra
dos bacterias gram negativas (Escherichia coli y Salmonella
typhimurium) y dos bacterias gram positivas (Staphylococcus
aureus y Bacillus cereus), se probo que el quitosano inhibida
marcadamente el crecimiento de bacterias probadas aunque
los efectos inhibitorios diferían con molecular en peso (Mw)
de quitosano y las especies de bacterias. En general, la
15
técnica de microondas puede ser muy útil para la síntesis de
buenas propiedades funcionales quitosano con la química
rápida y limpia.
2.3. Definición de términos básicos
2.3.1. Quitina: La quitina es el segundo polisacárido en abundancia en la
naturaleza después de la celulosa, se encuentra ampliamente
distribuida en la naturaleza.
2.3.2. Quitosano: El quitosano es un compuesto que se obtiene por
desacetilación a partir de la quitina, es un polímero catiónico que
presenta grupos aminos libres de estructura lineal con una alta
densidad de cargas positivas.
2.3.2. Escamas: láminas duras, más o menos flexibles superpuestas como
las tejas de un tejado” formadoras del exoesqueleto de los peces.
2.3.3. Desacetilación: Tratamiento usado en la quitina para eliminar al
menos el 50 % de sus grupos acetilo y que la convierte en quitosano
β(1-4)-2-acetamido-2-desoxi-d-glucosa y β(1-4)-2-amino-2-desoxi-d-
glucosa.
3. HIPÓTESIS, VARIABLES Y OBJETIVOS.
3.1. Formulación de la Hipótesis
Es factible obtener quitosano de calidad alimentaria a partir de escamas de
dos especies de peces que se extraen en la región Tumbes
3.2. Variables y Operacionalización
3.2.1. Variable dependiente
Calidad de quitosano de uso alimentario obtenido utilizando el
método tradicional (Químico) de extracción.
16
3.2.2. Variable independiente
Parámetros usados en la obtención de quitosano a partir de
escamas de dos especies de peces usando el método tradicional
para su extracción.
3.3. Operacionalización de variables
3.3.1. Objetivo específico 1
Objetivo VariableParámetro o
indicadorMétodo Unid.
Obtener quitosano de calidad alimentaria utilizando el
método tradicional
para su extracción.
Método Tradicional
Ratio agente químico/materia
primagravimétrico Ratio
Tiempo de reacción
cronometro Horas
3.3.2. Objetivo específico 2
Objetivo VariableParámetro o
indicadorMétodo Unid.
Determinar la calidad
de quitosano obtenido a partir de
escamas de dos
especies de peces
extraídas en Tumbes
Calidad
Grado de deacetilación del quitosano
Porcentaje de nitrógeno
%
Peso Molecular del
Quitosano
Viscosidad Intrínseca
----
Determinación del contenido
de cenizas
Análisis gravimétrico
proximal%
Determinación del contenido de nitrógeno
Método de Kjeldahl
%
Actividad antimicrobian
a del quitosano
Adaptación del método de
Hong Kyoon NoUFC
17
3.4. Objetivos
3.4.1. Objetivo general
Evaluar la calidad de quitosano para uso alimentario obtenido a
partir de escamas de tres variedades de peces que se extraen en la
región Tumbes
3.4.2. Objetivos específicos
Obtener quitosano de calidad alimentaria utilizando el método
tradicional para su extracción.
Determinar la calidad de quitosano obtenido a partir de escamas
de tres variedades de peces extraídas en Tumbes
4. DISEÑO METODOLOGICO
4.1. Tipo de estudio
El tipo de estudio que se va a realizar es una Investigación aplicada -
experimental.
4.2. Materiales Biologicos
- Escamas de (Mycteroperca xenarcha)
- Escamas de (Paralabrax humeralis)
4.3. Materiales de Laboratorio
- Agitador magnético.
- Baguetas.
- Balanza 0,1 g precisión.
- Bureta de 25mL.
- Gotero.
- Lunas de reloj y morteros.
- Matraz Erlenmeyer de 150mL.
- Matraz volumétrico.
- Pipetas (tamaño variado).
- Probetas de diferente graduación.
- Termómetro capacidad medición 110°C.
- Vasos de precipitados de (capacidad variada).
- Placas Petri.
18
4.4. Equipos
- Estufa
- Licuadora.
- Mufla
4.5. Reactivos
- Acetato de sodio 0.2 M.
- Ácido acético 0.5 M.
- Ácido acético 0.1 M.
- Ácido acético a una concentración de 1%
- Ácido sulfúrico a 0.1 N.
- Ácido sulfúrico concentrado.
- Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud,
- Agua desionizada.
- Caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB
(Merck, Alemania).
- Dióxido de selenio.
- HCl 2N.
- Hidróxido de potasio.
- Hidróxido de sodio 0.1 N.
- NaOH 10%.
- NaOH 2N.
- NaOH al 50%
- Rojo de metilo.
- Sulfato de cobre.
4.6. Población y muestra
La población está determinada por las escamas de pescado obtenidas de
los residuos generados por el pescado comercializado dentro del Mercado
Modelo de Tumbes y la muestra está constituida por 6 kg de residuo
tomados de la venta diaria de las dos especies de pescado en un mes y
serán recogidos en 4 semanas tomando 5 días por semana la cantidad de
19
150 gr de cada variedad cada día.
4.7. Método de Investigación
Para la producción de quitosano y su posterior análisis de calidad de
tomara en cuenta el método de extracción; el mismo que se refriere al
método tradicional a través de el se obtendrá la quitina que es la
precursora del quitosano y su posterior modificación a quitosano el cual es
nuestro objetivo de estudio.
4.7.1. Método Tradicional para Obtención de Quitina y su paso a
Quitosan (Keisuke Kurita, 1997)
1. Se tratará aproximadamente 800 g de escamas de pecado
(previamente lavado y cortado) con HCl 2N a temperatura
ambiente durante una noche.
2. Posteriormente se lava el material con abundante agua
desionizada hasta pH 7.0 y se reduce a tamaño más pequeño
con la ayuda de una licuadora.
3. El material resultante se procede a tratar con NaOH 10% a
temperatura ambiente por 24h.
4. Posteriormente se procederá a lavar el material con abundante
agua desionizada hasta pH 7.0 y se trata con NaOH 2N, se
dejará en calentamiento por 4h a 100 ºC para obtener Quitina.
5. El producto obtenido se tratará con NaOH 50% y se dejará en
calentamiento aproximadamente por 8h a 100 ºC, para obtener
quitosano, (se verificará la obtención de quitosano al hacer la
prueba de solubilidad en ácido acético 0.1 M).
6. Finalmente se lavará con abundante agua desionizada hasta pH
7.0, se procederá a reducir el tamaño del producto obtenido, con
la ayuda de una licuadora, para obtener un grano más fino,
finalmente se secará al vacío con etanol y posteriormente en la
estufa por 24 h. a 50°C.
4.8. Determinación de la calidad del quitosano
Para determinar la calidad del quitosano se usaran 4 métodos que se
detallan con 4 parámetros o indicadores:
20
4.8.1. Determinación del peso molecular del quitosano mediante
viscosidad intrínseca.
1. Se preparará el disolvente el cual es una mezcla de 0.5 M
de ácido acético y 0.2 M de acetato de sodio: Se pesarán 49.2
g de acetato de sodio y 90 g de ácido acético glacial y se
disolverán en tres litros de agua destilada.
2. Se prepararán soluciones de 0.1000 g/100 mL de una
muestra de quitosano a determinar su peso molecular
(ChP, ChPsI, ChPaI, ChPaI10, ChPaI15, ChPaI20,
ChPaI30, ChPaI35, ChPaI40, ChPsI1, ChPaI1, ChPsI2,
ChPaI2, ChPsI3 y ChPaI3) a partir del cual se tomarán las
siguientes alícuotas (mL): 25.0 en 50.0, 20.0 en 50.0, 10.0
en 50 y 5 en 50, se enrasará con el disolvente, obteniendo
así soluciones de 1000, 500,400, 200 y 100 mg/L.
3. Se medirán las densidades de las soluciones por el
método del picnómetro a una misma temperatura.
4. Se medirán las viscosidades de las soluciones empleando
el viscosímetro de Ubbelohde a la misma temperatura anterior.
5. Se seguirá los pasos 2, 3 y 4 con cada muestra de quitosano
tratados independientemente.
6. Se calculará la viscosidad específica de cada solución, ns, y
se graficará ns/C versus C, donde C es la concentración
(mg/L) de la solución de quitosano. El intercepto de la recta
es la viscosidad intrínseca de la muestra de quitosano, [n], que
se aplicó en la fórmula para el cálculo del peso molecular.
Cálculos:
Cálculo de la viscosidad intrínseca de una solución:
Viscosidad relativa : ηr=ηη0
≅ tt 0
Viscosidad específica : ηsp=ηr−1
21
Viscosidad intrínseca : [η ]=( ηspc )c=0
c = concentración en g/dL, [η ] será expresado en dL/g o este valor
se puede multiplicar por 100 y expresarlo en mL/g
La viscosidad intrínseca se calcula aplicando la ecuación de
Huggins que relaciona la viscosidad reducida ( ηspc2) con la
concentración:
( ηspc2)=[η ]+K [η ]2 c2
La correlación entre la viscosidad Intrínseca y el peso
molecular esta expresada en la siguiente ecuación:
[η ]=KM A , para K = 0.00035, A = 0.76
Donde:
K = Indica un parámetro de viscosidad, el cual esta en función
del solvente así como del tipo del polímero, para el quitosano
en solución de 0.5M de ácido acético y 0.2M de acetato de
sodio el valor es de 3.5 x10-4.
4.8.2. Determinación de cenizas mediante análisis gravimétrico
proximal.
La determinación de cenizas se realizará mediante análisis
gravimétrico proximal, por calcinación de las muestras en mufla a
550ºC por 5 horas, por el método PE-01-5.4FQ AOAC 923.03. De la
Unidad de Investigación y Desarrollo en Tecnología de Alimentos
(LACONAL), Universidad Técnica de Ambato.
22
La ecuación para la determinación del contenido de cenizas es
descrita a continuación:
%Ceniza=Pcz−PcPcm−Pc
∗100
Donde:
% cenizas : Cenizas
Pcz : Peso del Crisol mas Cenizas
Pcm : Peso del Crisol mas Muestra
Pc : Peso del Crisol
4.8.3. Determinación de porcentaje de nitrógeno usando método de
kjeldahl
Se pesará alrededor de 0.20g de muestra, en un balón, luego se
añadirá 1.0 g de hidróxido de potasio, 0.1 g de sulfato de cobre y
0.001 g de dióxido de selenio. A la mezcla se añadirá 2.5 ml de
ácido sulfúrico concentrado. El balón se colocará en el equipo
digestor a una temperatura aproximada de 500ºC por 13 a 15
minutos hasta que se efectué una combustión total de lamezcla.
Muestra + H2SO4 + Catalizadores → ((NH4)2
Se procederá con la destilación una vez enfriada la muestra y se
añadirá NaOH al 50% hasta que se torne un viraje en la coloración a
negro. Seguido se colocará en un erlenmeyer 10 ml de ácido
sulfúrico a 0.1 N y se adicionará tres gotas de indicador rojo de
metilo.
La reacción efectuada en el digestor será:
(NH4)2SO4 + NaOH →(NH4)OH (gas) + Na2SO4
23
Se recogerá 20 ml de condensado y se titulará con una base de
hidróxidode sodio 0.1 N, el mismo que neutralizará el ácido no
neutralizado. Para determinar la cantidad de N2 (se encontraba
como NH4OH presente en la muestra) se restará de la cantidad total
de ácido el número de ml empleados en la titulación.
El análisis se realizará bajo el método estandarizado PE-03-
5.4.FQAOAC 2001.11 de la Unidad de Investigación y Desarrollo en
Tecnología de Alimentos (LACONAL), Universidad Técnica de
Ambato.
La ecuación para la determinación del contenido de nitrógeno está
descrita a continuación:
%N=⦋ (V H 2SO4
∗N1∗f 1 )−(V NaOH∗N 2∗f 2 )⦌∗0.014∗100
Pm
Donde:
%N : Porcentaje de Nitrógeno
V H 2SO4: Volumen de Acido Sulfúrico (ml)
V NaOH : Volumen de Hidróxido de Sodio de la Titulación
ÇÇ (ml)
N1 : Normalidad del Acido Sulfúrico
N2 : Normalidad del Hidróxido de Sodio
f1 : Factor Obtenido en la Valoración del ácido
f2 : Factor obtenido en la valoración del hidróxido
Pm : Peso de la muestra en gramos
0.014 : gramos de nitrógeno correspondiente a 1 ml de
H2SO4
4.8.4. Determinación de actividad antibacteriana del quitosano
Adaptación del Método propuesto por Hong Kyoon No et al. (2002):
24
Las soluciones de quitosano serán preparadas en 1% (v/v) de ácido
acético a una concentración de 1% (w/v) antes de ser añadidos a al
caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB
(Merck, Alemania), para dar una concentración final de quitosano de
0.1% (w/v).
Se añadirá 0.05 ml de cada cultivo (109 UFC/ml) a 10 ml de caldo
MHB o SB, y se realizará la incubación a 37º C por 24 horas bajo
condiciones estáticas. Los recuentos microbianos de viables serán
realizados en Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud,
colocando 1 ml de diluciones seriadas, seguidas por incubación a
37º C por 48 horas.
4.9. Diseño experimental
El diseño que se usará en la realización del presente proyecto es un
diseño aleatorio completamente al azar que consta de tres tratamientos y
cuatro repeticiones en los que se evaluará los parámetros de calidad
antes mencionados.
Tratamientos
RepeticionesEscama de Pez Especie 1 (E1)
Escama de Pez Especie 2 (E2)
Testigo (E3)
Repetición 1 (R1) E1R1 E2R1 E3R1
Repetición 2 (R2) E1R2 E2R2 E3R2
Repetición 3 (R3) E1R3 E2R3 E3R3
Repetición 4 (R4) E1R4 E2R4 E3R4
25
5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Alishahi, A., A. Mirvaghefi, M. R. Tehrani, H. Farahmand, S. A. Shojaosadati, F.
A. Dorkoosh, and Maher Z. Elsabee. "Enhancement and characterization of
chitosan extraction from the wastes of shrimp packaging plants." Journal of
Polymers and the Environment 19, no. 3 (2011): 776-783.
Allan, Carolyn R., and Lee A. Hadwiger. "The fungicidal effect of chitosan on
fungi of varying cell wall composition." Experimental Mycology 3, no. 3 (1979):
285-287.
Arai, Kimie, Toyosuke Kinumaki, and Takao Fujita. "Toxicity of chitosan." Bull.
Tokai. Region. Fish. Res. Lab. 56 (1968): 89-94.
Baxter, Shari, Svetlana Zivanovic, and Jochen Weiss. "Molecular weight and
degree of acetylation of high-intensity ultrasonicated chitosan." Food
Hydrocolloids 19, no. 5 (2005): 821-830.
Bough, W. A., and D. R. Landes. "Recovery and nutritional evaluation of
proteinaceous solids separated from whey by coagulation with
chitosan."Journal of dairy science 59, no. 11 (1976): 1874-1880.
Bough, Wayne A. "Reduction of suspended solids in vegetable canning waste
effluents by coagulation with chitosan." Journal of food science 40, no. 2 (1975):
297-301.
Chan, Peggy, Motoichi Kurisawa, Joo Eun Chung, and Yi-Yan Yang. "Synthesis
and characterization of chitosan-< i> g</i>-poly (ethylene glycol)-folate as a
non-viral carrier for tumor-targeted gene delivery." Biomaterials 28, no. 3
(2007): 540-549.
26
Chen, R. N., Wang, G. M., Chen, C. H., Ho, H. O., & Sheu, M. T. (2006).
Development of NO-(carboxymethyl)chitosan/collagen matrixes as a wound
dressing. Biomacromolecules, 7, 1058–1064.
Chirkov, S. N. "The antiviral activity of chitosan (review)." Applied Biochemistry
and Microbiology 38, no. 1 (2002): 1-8.
Devlieghere, Frank, An Vermeulen, and Johan Debevere. "Chitosan:
antimicrobial activity, interactions with food components and applicability as a
coating on fruit and vegetables." Food Microbiology 21, no. 6 (2004): 703-714.
Ding, P., Huang, K. L., Li, G. Y., & Liu, Y. F. (2007). Preparation and
properties of modified chitosan as potential matrix materials for drug
sustained-release beads. International Journal of Biological Macromolecules,
41, 125–131.
Ding, P., Eweis, M., Elkholyb, S. S., & Elsabeeb, M. Z. (2006). Antifungal
efficacy of chitosan and its thiourea derivatives upon the growth of some sugar-
beet pathogens. International Journal of Biological Macromolecules, 38, 1–8.
Du, Yunjian, Yuqiao Zhao, Shuchao Dai, and Bao Yang. "Preparation of water-
soluble chitosan from shrimp shell and its antibacterial activity." Innovative food
science & emerging technologies 10, no. 1 (2009): 103-107.
Ghaouth, Ahmed El, Joseph Arul, Jean Grenier, and Alain Asselin. "Effect of
chitosan and other polyions on chitin deacetylase in< i> Rhizopus
stolonifer</i>." Experimental mycology 16, no. 3 (1992): 173-177.
Ghaouth, Ahmed, Joseph Arul, Rathy Ponnampalam, and Marcel Boulet.
"Chitosan coating effect on storability and quality of fresh strawberries." Journal
of food science 56, no. 6 (1991): 1618-1620.
Harish Prashanth, K. V., and R. N. Tharanathan. "Chitin/chitosan: modifications
and their unlimited application potential—an overview." Trends in food science
& technology 18, no. 3 (2007): 117-131.
27
Helander, I. M.; E. L. Nurmiaho Lassila, R. Ahvenainen, J. Rhoades and S.
Roller. 2001. Chitosan disrupts the barrier properties of the outer membrane of
Gram-negative bacteria. International Journal of Food Microbiology 71: 235-
244.
Hirano, Shigehiro, Chitoshi Itakura, Haruyoshi Seino, Yasutoshi Akiyama, Isao
Nonaka, Naoki Kanbara, and Toshihiro Kawakami. "Chitosan as an ingredient
for domestic animal feeds." Journal of agricultural and food chemistry 38, no. 5
(1990): 1214-1217.
Kim, I. Y., Seo, S. J., Moon, H. S., Yoo, M. K., Park, I. Y., Kim, B. C., et al.
(2008). Chitosan and its derivatives for tissue engineering applications.
Biotechnology Advances, 26, 1–21.
Kuroiwa, Takashi, Yohei Noguchi, Mitsutoshi Nakajima, Seigo Sato, Sukekuni
Mukataka, and Sosaku Ichikawa. "Production of chitosan oligosaccharides
using chitosanase immobilized on amylose-coated magnetic
nanoparticles."Process Biochemistry 43, no. 1 (2008): 62-69.
Li, Hongye, and Ting Yu. "Effect of chitosan on incidence of brown rot, quality
and physiological attributes of postharvest peach fruit." Journal of the Science
of Food and Agriculture 81, no. 2 (2001): 269-274.
Logesh, A. R., K. A. Thillaimaharani, K. Sharmila, M. Kalaiselvam, and S. M.
Raffi. "Production of chitosan from endolichenic fungi isolated from mangrove
environment and its antagonistic activity." Asian Pacific journal of tropical
biomedicine 2, no. 2 (2012): 140-143.
Mahdy Samar, M., M. H. El-Kalyoubi, M. M. Khalaf, and M. M. Abd El-Razik.
"Physicochemical, functional, antioxidant and antibacterial properties of
chitosan extracted from shrimp wastes by microwave technique." Annals of
Agricultural Sciences 58, no. 1 (2013): 33-41.
No, Hong K., and Samuel P. Meyers. "Preparation and characterization of chitin
and chitosan—a review." Journal of aquatic food product technology 4, no. 2
(1995): 27-52.
28
Oszmiański, Jan, and Aneta Wojdyło. "Effects of various clarification treatments
on phenolic compounds and color of apple juice." European Food Research
and Technology 224, no. 6 (2007): 755-762.
Papineau, Anne M., Dallas G. Hoover, Dietrich Knorr, and Daniel F. Farkas.
"Antimicrobial effect of water‐soluble chitosans with high hydrostatic
pressure."Food Biotechnology 5, no. 1 (1991): 45-57.
Park, Jae Hyung, Yong Woo Cho, Hesson Chung, Ick Chan Kwon, and Seo
Young Jeong. "Synthesis and characterization of sugar-bearing chitosan
derivatives: aqueous solubility and biodegradability." Biomacromolecules 4, no.
4 (2003): 1087-1091.
Pospieszny, H. "Antiviroid activity of chitosan." Crop Protection 16, no. 2 (1997):
105-106.
Pospieszny, Henryk, and Joseph G. Atabekov. "Effect of chitosan on the
hypersensitive reaction of bean to alfalfa mosaic virus." Plant Science 62, no. 1
(1989): 29-31.
Pospieszny, Henryk, Sergei Chirkov, and Joseph Atabekov. "Induction of
antiviral resistance in plants by chitosan." Plant Science 79, no. 1 (1991): 63-68.
PRODUCE (Ministerio de la Producción). Anuario estadístico Pesquero
Acuícola – 2012.
http://www.produce.gob.pe/images/stories/Repositorio/estadistica/anuario/
anuario-estadistico-pesca-2012.pdf
Renbutsu, Eiko, Masaru Hirose, Yoshihiko Omura, Fumiaki Nakatsubo,
Yasuhiko Okamura, Yoshiharu Okamoto, Hiroyuki Saimoto, Yoshihiro
Shigemasa, and Saburo Minami. "Preparation and biocompatibility of novel UV-
curable chitosan derivatives." Biomacromolecules 6, no. 5 (2005): 2385-2388.
Roller, S., and N. Covill. "The antifungal properties of chitosan in laboratory
media and apple juice." International Journal of Food Microbiology 47, no. 1
(1999): 67-77.
29
Roussy, Jean, Maurice Van Vooren, and Eric Guibal. "Chitosan for the
coagulation and flocculation of mineral colloids." Journal of dispersion science
and technology 25, no. 5 (2005): 663-677.
TSAI, GUO‐JANE, WEN‐HUEY SU, HSING‐CHEN CHEN, and CHORNG‐LAING PAN. "Antimicrobial activity of shrimp chitin and chitosan from different
treatments and applications of fish preservation." Fisheries Science 68, no. 1
(2002): 170-177.
Valenzuela Chamorro, Cynthia Lourdes. "Obtención de quitosano de pota
(Dosidicus gigas) empleando altas dosis de radiación gamma." (2006).
Xie, Wenming, Peixin Xu, Wei Wang, and Qing Liu. "Preparation and
antibacterial activity of a water-soluble chitosan derivative." Carbohydrate
polymers 50, no. 1 (2002): 35-40.
Younes, Islem, Olfa Ghorbel-Bellaaj, Rim Nasri, Moncef Chaabouni, Marguerite
Rinaudo, and Moncef Nasri. "Chitin and chitosan preparation from shrimp shells
using optimized enzymatic deproteinization." Process Biochemistry 47, no. 12
(2012): 2032-2039.
Yu, Ting, Hong Ye Li, and Xiao Dong Zheng. "Synergistic effect of chitosan
and< i> Cryptococcus laurentii</i> on inhibition of< i> Penicillium expansum</i>
infections." International journal of food microbiology 114, no. 3 (2007): 261-
266.
Yue, Wu, Pingjia Yao, Yuanan Wei, Shiqian Li, Fang Lai, and Xiongmin Liu. "An
innovative method for preparation of acid-free-water-soluble low-molecular-
weight chitosan (AFWSLMWC)." Food chemistry 108, no. 3 (2008): 1082-1087.
Zhu, Aiping, Bing Shan, Youling Yuan, and Jian Shen. "Preparation and blood
compatibility of phosphorylcholine‐bonded O‐butyrylchitosan." Polymer
international 52, no. 1 (2003): 81-85.
6. CRONOGRAMA
Para llevar a cabo este estudio se necesitarán 7 meses de ejecución. En los
cuales se llevaran a cabo todas las actividades que abarca la investigación
30
programada en este proyecto de tesis, se ha tomado un tiempo prudente
comprendiendo la complejidad de alguna de las actividades a realizar se
presentan en la Tabla Nº 1.
Tabla Nº 1: Actividades contempladas en el proyecto para analizar la calidad del quitosano para uso alimentario obtenido a partir de escamas de dos
especies de peces extraídos en la región Tumbes
No. Ítem
Semanas
Actividades
1er
Mes2do Mes
3er
Mes4to
Mes5to Mes 6to Mes 7mo Mes
3 4 1 2 3 4 1 2 3 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4
1Fecha de inicio del proyecto.
2Solicitud para Alquiler de equipos
3Abastecimiento de la materia prima.
4Adquisición de Artículos de oficina, Reactivos
5Estudio preliminar para establecer parámetros
6
Estudio de los métodos del obtención de quitosano
7Obtención de quitosano y comparación
8Análisis de calidad del quitosano
9Análisis y discusión de los resultados
10Entrega de Informe Mensual
11Entrega del Informe Final
7. PRESUPUESTO ANALITICO
En la Tabla 2 se presenta el presupuesto detallado del proyecto que muestra la
descripción de los gastos y el monto involucrado (en Soles). Dado que los
precios pueden variar durante el próximo año, se considera un imprevisto del
5.6% y se considera al cambio en dólares a s/. 3.00 el dólar para los productos 31
que se importarán como es el caso de los agares y de los acidos. El monto total
del proyecto es de S/. 3 705.00 (Tres mil Setecientos Cinco con 00/100)
Tabla Nº 2: Presupuesto Detallado
Nº Descripción UNDPresupuesto (Soles)Unitario Sub-Total
3Transporte (pasaje para movilización en la ciudad)
20 10.00 200.00
4 Papelería y artículos de oficina. 1 550.00 550.005 Recolección de materia prima 1 300.00 300.006 Acetato de sodio 0.2 M. 1 40.00 40.007 Ácido acético 0.5 M. 1 40.00 40.008 Ácido acético 0.1 M. 1 40.00 40.00
9Ácido acético a concentración de 1%
1 40.00 40.00
10Ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado.
1 40.00 40.00
11 Hidróxido de sodio (NaOH) al 10 % 1 40.00 40.00
12Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud
1 420.00 420.00
13Caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB (Merck, Alemania).
1 420.00 420.00
14 Agua desionizada. 1 10.00 10.0015 Dióxido de selenio. 1 100.00 100.0016 Ácido Clorhídrico HCl 2N. 1 40.00 40.0017 Hidróxido de sodio 0.1 N 1 40.00 40.0018 Hidróxido de potasio. 1 40.00 40.0019 Hidróxido de sodio NaOH 10%. 1 40.00 40.0020 Hidróxido de sodio NaOH 2N. 1 40.00 40.0021 Hidróxido de sodio NaOH al 50% 1 40.00 40.0022 Rojo de metilo. 1 20.00 20.0023 Sulfato de cobre. 1 35.00 35.00
24Alquiler de Balanza de Precisión marca OHAUS. Capacidad de pesaje: 3000g. Lectura: 0.1g
1 120.00 120.00
25Alquiler de pH–metro, marca Mettler Toledo
1 50.00 50.00
26 Licuadora Oster 1 400.00 400.0028 Imprevistos 1 600.00 600.00
Total (Soles) 3 705.00
32
8. FINANCIAMIENTO
En este proyecto el financiamiento será asumido por el alumno responsable y
será el quien tome toda la subvención que implica realizar el mismo.
33