PROCEDIMIENTO DE COORDINACIÓN DE ENSEÑANZAS DE LA … · las siguientes áreas: Biología Celular, Bioquímica y Biología Molecular, Botánica, Ecología, Fisiología, Fisiología

PROCEDIMIENTO DE COORDINACIÓN DE ENSEÑANZAS DE LA FACULTAD DE CIENCIAS DE LA UEx (P/CLO009_FC)

Asunto: Plan Docente Iniciación a la

Investigación en Biología Celular II Curso 2016-2017

Código: P/CL009_D002_MUI

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PLAN DOCENTE DE LA ASIGNATURA

Curso académico: 2016-17

Identificación y características de la asignatura

Denominación 400842. Iniciación a la Investigación en Biología Celular II

Créditos ECTS

6

Titulación Máster Universitario de Investigación en Ciencias

Centro Facultad de Ciencias

Semestre 2 Carácter Optativa

Módulo Específico

Materia Especialidad en Biología

Profesor/es

Nombre Despacho Correo-e Pág. web

Matías Hidalgo Sánchez

Gervasio Martín Partido

Javier de Francisco Morcillo

DBC5

DBC3

LBC6-C

[email protected]

[email protected]

[email protected]

Área de

conocimiento Biología Celular

Departamento Anatomía, Biología Celular y Zoología

Profesor

coordinador (si

hay más de uno)

Matías Hidalgo Sánchez

mailto:[email protected]







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Competencias

CB6. Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u

oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a

menudo en un contexto de investigación.

CB7. Que los estudiantes sepan aplicar los conocimientos adquiridos y su

capacidad de resolución de problemas en entornos nuevos o poco conocidos

dentro de contextos más amplios (o multidisciplinares) relacionados con su

área de estudio.

CB8. Que los estudiantes sean capaces de integrar conocimientos y

enfrentarse a la complejidad de formular juicios a partir de una información

que, siendo incompleta o limitada, incluya reflexiones sobre las

responsabilidades sociales y éticas vinculadas a la aplicación de sus

conocimientos y juicios.

CB9. Que los estudiantes sepan comunicar sus conclusiones y los

conocimientos y razones últimas que las sustentan a públicos especializados y

no especializados de un modo claro y sin ambigüedades.

CB10. Que los estudiantes posean las habilidades de aprendizaje que les

permitan continuar estudiando de un modo que habrá de ser en gran medida

autodirigido o autónomo.

Competencias Generales

CG1- Formación especializada que, partiendo de la formación obtenida en un

grado con acceso a este máster, le sitúe en disposición de investigar en

alguna de las líneas de investigación ofertadas en la Rama de Ciencias.

CG2- Manejo de herramientas (bibliográficas, informáticas, de laboratorio,…)

para desarrollar con garantías su investigación en el seno de un grupo de

investigación de la Rama de Ciencias.

CG3- Comprensión de la bibliografía científica en algún campo de estudio de

la Rama de Ciencias.

CG6- Desarrollo de metodologías educativas para la transmisión de

conocimientos científicos, y de debate sobre los mismos.





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CG7- Conocimiento de las líneas de investigación en áreas de fuerte

implantación en la Rama de Ciencias y capacidad de interacción investigadora

con las mismas.

Competencias Transversales

CT2. Dominio mínimo de la lengua inglesa, de modo que el alumno pueda

comprender sin dificultades idiomáticas la literatura científica de su

especialidad en dicha lengua.

CT4. Fomentar actitudes personales que favorezcan la investigación científica.

Competencias Específicas

CEB1. Dominio avanzado de conceptos y resultados biológicos que, partiendo

de la formación recibida en un grado con amplios contenidos de Biología, le

sitúen en disposición de realizar aportaciones originales en al menos una de

las siguientes áreas: Biología Celular, Bioquímica y Biología Molecular,

Botánica, Ecología, Fisiología, Fisiología Vegetal, Genética, Microbiología,

Zoología, y Edafología y Química Agrícola.

CEB2. Capacidad de redacción, interpretación científica y comunicación oral a

públicos especializados de documentos de Biología –artículos de revistas

especializadas, tesis doctorales, libros o partes de libros de especialización,

etc.- de una complejidad de nivel de posgrado en al menos una de las áreas

relacionadas en la competencia CEB1.

CEB3. Conocimiento de las principales revistas científicas multidisciplinares de

Ciencias, así como especializadas en algunas de las áreas citadas en la

competencia CEB1, de los niveles estándar de los artículos habitualmente

publicados en ellas y de algunos grupos de investigación y congresos

nacionales o extranjeros más relacionados con las líneas de investigación que

se desarrollan en la UEx en ese área.

CEB4. Capacidad de resolución de problemas de Biología de un nivel de

complejidad de segundo ciclo relacionados fundamentalmente con su área de

estudio.

CEB5. Capacidad de comunicación de resultados de Biología de nivel de grado

y máster a alumnos de nivel de posgrado en Biología u otras especialidades

del MUI en Ciencias o de Enseñanza Secundaria.





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CEB7. Completar la formación de Biología obtenida en el grado.

Temas y contenidos

(especificar prácticas, teoría y seminarios, y actividades en general, en su caso)





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PROGRAMA DE TEORÍA

PARTE 1. Técnicas experimentales utilizadas en biología del desarrollo.

Dr. Matías Hidalgo Sánchez

Tema 1: Tinción versus cito-histoquímica. Histoquímica de polisacáridos: técnica de

PAS y de azul alcián. Histoquímica de ácidos nucleicos: tinción de Feulgen y metilo-

pironina. Histoenzimología: principios básicos. Fosfatasas. Peroxidasas. NADP-

diaforasa. Óxido nítrico-sintasa. ATPasas.

Tema 2: Histoenzimología de hidratos de carbonos: lectinas. Histoenzimología de

proteínas: inmunohistoquímica. Anticuerpos. Histoenzimología de ácidos nucleicos:

hibridación in situ. Sondas de RNA o DNA.

Tema 3: Hibridación in situ: fundamentos. Marcaje de sondas de RNA/DNA. Estudios in

silico: bases de datos y disponibilidad del material. Ribosondas: amplificación por PCR,

vectores de clonación y marcaje. Tipo de marcaje de ribonsondas. FISH. Preparación

del material.

Tema 4: Preparación del material. Extracción del ADN/ARN de células o tejidos. Dot

blot, Southern blot y Northern blot. Cromosomas. Células aisladas. Organismos

pequeños o en fase embrionaria (in toto).Tejido adulto o embrionario (secciones) in situ.

Tema 5: Hibridación in situ sobre secciones de criostato. Optimización de la histología.

Microtomía: el criostato. Preparación del material: ventajas e inconvenientes. La

congelación. Protocolo de hibridación in situ sobre secciones de criostato. Etapas. Pre-

hibridación: fundamentos teóricos. Hibridación: factores que la determinan. Corrección

de errores. Falsos positivos y falsos negativos.

Tema 6: Técnicas experimentales in ovo. Preparación del material: principios básicos.

Trasplantes pollo/codorniz. Electroporación. Implantación de bolitas acrílicas como

soportes físicos a factores difusibles. Modelos de estudios: organización segmentaria del

tubo neural, desarrollo del oído interno de vertebrados y desarrollo de las extremidades

de vertebrados.

PARTE 2. Desarrollo del sistema visual de vertebrados I.

Dr. Javier de Francisco Morcillo





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Tema 7.- Anatomía del sistema visual de vertebrados.

Anatomía macroscópica del sistema visual de vertebrados. Vías ópticas. El ojo de

vertebrados. Esclerótica y córnea. Úvea. Cristalino: patologías asociadas a su

disfunción. El epitelio pigmentario. Partes anatómicas de la retina. Histología retiniana:

tipos celulares que la componen.

Tema 8.- Ontogenia del sistema visual de vertebrados.

Modelos animales empleados en Biología del Desarrollo. El embrión trilaminar:

gastrulación. Desarrollo embrionario de la retina y vías ópticas. Factores paracrinos

implicados en la formación del sistema visual. Familia de los Hedgehogs. Familia de los

FGFs. Súper-familia de los TGFβ. Familia de los Wnt. Interacciones yuxtacrinas. Vía de

transducción mediada por Notch. Factores de transcripción involucrados en formación

del sistema visual: Pax6, Otx2 y Shh. Formación de la vesícula óptica. Formación de la

copa óptica. Diferenciación celular en el tubo neural y en la retina. Técnicas aplicadas a

la diferenciación celular en la retina de vertebrados. Marcadores de proliferación celular.

Papel de los bHLH en la diversificación celular de la retina. Marcadores de

diferenciación celular.

Tema 9. Neurogénesis postnatal y mecanismos de regeneración en el sistema

visual de vertebrados.

Células madre embrionarias y de tejidos diferenciados. Neurogénesis postnatal en el

tubo neural y en la retina de vertebrados. La zona marginal proliferativa de peces y

anfibios. Neurogénesis postnatal de bastones en la capa nuclear interna. Neurogénesis

postnatal en aves. Neurogénesis postnatal en mamíferos. Regeneración: células madre,

desdiferenciación y transdiferenciación. Técnicas lesivas aplicadas en regeneración

retiniana. Regeneración retiniana en anfibios: transdiferenciación del epitelio

pigmentario. Regeneración del cristalino. Regeneración de la retina de teleósteos: la glía

de Müller como células madre.

PARTE 3. Desarrollo del sistema visual de vertebrados II.

Dr. Gervasio Martín Partido

Tema 10.- Algunos aspectos de la diferenciación celular en el sistema visual de

vertebrados.

Patrones espacio temporales de neurogénesis en la retina de aves. Diferenciación de

las células horizontales. Desarrollo del nervio y quiasma óptico de aves. Desarrollo del

nervio óptico y quiasma de mamíferos. Desarrollo del nervio óptico y quiasma de





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reptiles.

Tema 11.- Diferenciación de las células microgliales en el sistema visual de

vertebrados.

A) Microglía en el sistema visual de aves: Microglía en la retina a retina adulta. Origen

de la microglía en la retina. Migración tangencial de la microglía ameboide. Proliferación

de la microglía ameboide. Migración circunferencial de la microglía ameboide. Migración

radial de los precursores microgliales. Macrófagos durante en el desarrollo del esbozo

ocular, del nervio óptico y de los centros necróticos. Origen de la microglía en el techo

óptico.

B) Macrófagos/células microgliales en el sistema visual de mamíferos: Desarrollo

de las células microgliales en la retina humana. Desarrollo embrionario y postnatal de

las células microgliales en la retina de ratón. Desarrollo de las células microgliales en la

retina de rata. Desarrollo de las células microgliales en la retina de conejo.

C) Macrófagos/células microgliales en el sistema visual de peces: la tenca y la

pintarroja.

Tema 12.- Diferenciación de los oligodendrocitos en el sistema visual de

vertebrados.

Origen y migración de los precursores de oligodendrocitos en el sistema visual de aves.

Invasión de la retina de pollo en desarrollo por precursores de oligodendrocitos.

Proliferación de los precursores de oligodendrocitos en el sistema visual embrionario de

pollo.

Tema 13.- Diferenciación de los astrocitos en el sistema visual de vertebrados.

Diferenciación de astrocitos en el sistema visual de aves. Ontogenia de los astrocitos en

el sistema visual de reptiles.

Tema 14.- Muerte celular durante el desarrollo del sistema visual de vertebrados.

Características de las células que mueren. Técnicas utilizadas para poner de manifiesto

las células que mueren. Clasificación de la muerte celular atendiendo a su función.

Muerte celular durante la formación del cristalino. Oleadas de muerte celular en la retina

de vertebrados. Regulación de la muerte celular temprana durante el desarrollo de la

retina. Muerte celular asociada al periodo de sinaptogénesis. Fagocitosis de las células

que mueren. Papel de los macrófagos/precursores microgliales en la inducción de la

muerte celular. Muerte celular durante el desarrollo del nervio óptico y quiasma.





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PROGRAMA DE PRÁCTICAS

Práctica 1.- Obtención de secciones en el microtomo criostático y en el de parafina.

Práctica 2.- Técnica histoquímica de la NADPH diaforasa para la observación de células

nitrérgicas en el sistema nervioso central.

Práctica 3.- Técnica histoquímica de TUNEL para la observación de células que

degeneran por apoptosis.

Práctica 4.- Técnica de histoquímica de lectinas para la identificación de macrófagos y

precursores microgliales.

Práctica 5.- Técnica de doble inmunofluorescencia para la detección de dos antígenos

diferentes sobre la misma preparación.

Práctica 6.- Técnica de hibridación in situ de ácidos nucleicos para la detección del

mRNA de una proteína.

Práctica 7.- Técnica de marcaje neuronal con DiI en el sistema visual.

Análisis de las distintas técnicas empleadas por el alumno durante las prácticas y puesta

en común de los resultados obtenidos.





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Actividades formativas

Horas de trabajo del alumno por tema

Presencial Actividad de seguimiento

No presencial

Tema Total GG SL TP EP

TEMA 01 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9

TEMA 02 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9

TEMA 03 10,8 2,8 1,5 0,6 5,9

TEMA 04 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9

TEMA 05 10,7 2,8 1,4 0,6 5,9

TEMA 06 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 07 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 08 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 09 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 10 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 11 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 12 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 13 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9

TEMA 14 10,4 2,7 1,4 0,5 5,8

Evaluación 2,0 2,0 0 0,0 0,0

Total 150,0 40,0 20,0 7,5 82,5

GG: Grupo Grande (100 estudiantes).

SL: Seminario/Laboratorio (prácticas clínicas hospitalarias = 7 estudiantes; prácticas laboratorio o campo = 15; prácticas sala ordenador o laboratorio de idiomas = 30, clases problemas o seminarios o casos prácticos = 40).

TP: Tutorías Programadas (seguimiento docente, tipo tutorías ECTS).

EP: Estudio personal, trabajos individuales o en grupo, y lectura de bibliografía.





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Metodologías docentes

1. Presentación en el aula de los contenidos de las diferentes materias con la ayuda de

pizarra o programas informáticos de presentaciones.

2. Prácticas en laboratorios científicos, informáticos o de idiomas, en función de los cursos

monográficos ofertados.

3. Exposición de uno o varios estudiantes con discusión posterior sobre lecturas o

trabajos realizados.

4. Trabajos realizados por el estudiante de forma independiente bajo la orientación

científica, bibliográfica, didáctica y metodológica del profesor, con el fin de profundizar o

completar las competencias del módulo.

5. Lecturas bibliográficas individuales, algunas de ellas en inglés, seleccionadas por el

profesor para reforzar o ampliar las competencias del módulo.

6. Profesor para guiar a los alumnos en sus lecturas, trabajos, realización de tareas y

estudio personal.

7. Estudio y trabajo independiente del alumno para la preparación de tareas, trabajos y

exámenes.

8. Examen final sobre los contenidos de las materias y las prácticas realizadas.

Resultados de aprendizaje

- Especializar la formación general adquirida en el grado en Biología en al menos una

de las áreas relacionadas con la especialidad.

- Adquirir la capacidad de realizar una tesis doctoral en alguna de las líneas de

investigación que se oferten en el programa de doctorado cuyo periodo de formación

sea el MUI en Ciencias –Especialidad en Biología.

- Proporcionar al estudiante instrumentos para la transmisión del conocimiento y

métodos de la Biología.





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Sistemas de evaluación

Se utilizará un sistema de evaluación continua que tendrá en cuenta la asistencia y

participación activa en las clases teóricas, la elaboración de trabajos, las exposiciones

en clase y el examen final.

La calificación final de la asignatura se obtendrá de los siguientes instrumentos de

evaluación y su ponderación:

- Asistencia y participación activa en las clases teóricas y seminarios: 20%

- Elaboración de trabajos: 15%

- Exposición de seminarios en clase: 15%

- Examen final: 50%

Se aplicará el sistema de calificaciones vigente en cada momento; actualmente, el que

aparece en el RD 1125/2003, artículo 5º. Los resultados obtenidos por el estudiante se

calificarán según una escala numérica de 0 a 10, con expresión de un decimal, a la que

podrá añadirse su correspondiente calificación cualitativa: 0 - 4,9: Suspenso (SS), 5,0 -

6,9: Aprobado (AP), 7,0 - 8,9: Notable (NT), 9,0 - 10: Sobresaliente (SB). La mención

de Matrícula de Honor podrá ser otorgada a alumnos que hayan obtenido una

calificación igual o superior a 9.0. Su número no podrá exceder del 5% de los alumnos

matriculados en una asignatura en el correspondiente curso académico, salvo que el

número de alumnos matriculados sea inferior a 20, en cuyo caso se podrá conceder una

sola Matrícula de Honor.





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Bibliografía

Bibliografía de apoyo seleccionada

J. Remohí y col. Reproducción Humana. 2ª edición. McGraw-Hill-Interamericana.

B. Alberts y col. Biología Molecular de la Célula Cuarta Edición. OMEGA. 2004.

L. Montuenga Badía y col. Técnicas en Histología y Biología Celular. ELSEVIER

MASSON. 2014.

R. Paniagua y col. Citología e histología vegetal y animal. 2ª ed. Mc-Graw-Hill-

Interamericana. (1997).

Scott F Gilbert. Biología del desarrollo. 7ª edición. Editorial Médica Panamericana.

(2005).

Lewis Wolpert y col. Principles of Development. 3ª ed. OxfordUniversity Press. (2006).

I.E. Beesley (Ed.). Immunocytochemistry. A practical approach. IRL Press.

R. Martoja, M. Martoja. Técnicas de Histología Animal. TORAY-MASSON.

D.G. Wilkinson (Ed.). In Situ Hybridization. A practical approach. IRL Press.

Sánchez-Guardado LO, Ferrán JL, Mijares J, Puelles L, Rodríguez-Gallardo L,

Hidalgo-Sánchez M. Raldh3 gene expression pattern in the developing chicken inner ear.

Journal of Comparative Neurology 514(1):49-65. 2009.

Javier Francisco-Morcillo; Matías Hidalgo Sánchez; Gervasio Martín-Partido.Spatial

and temporal patterns of apoptosis during differentiation of the retina in the turtle. Anatomy

and Embryology, 208: 289-299. 2004.

Javier Francisco-Morcillo, Matías Hidalgo-Sánchez, Gervasio Martín-Partido.Spatial

and temporal patters of proliferation and differentiation in the developing turtle eye. Brain

Research, 1103:32-48, 2006.

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differentiation in the retina of an epibenthonic teleost, the Tench (Tinca tinca, Linneo 1758).

Experimental Eye Research. 89: 398-415. 2009.

Francisco-Morcillo J, Bejarano-Escobar R, Rodríguez-León J, Navascués J, Martín-





13

Partido G. Ontogenetic cell death and phagocytosis in the visual system of vertebrates.

Dev Dyn. Oct; 243(10):1203-25. doi: 10.1002/dvdy.24174. 2014.

Bejarano-Escobar R, Álvarez-Hernán G, Morona R, González A, Martín-Partido G,

Francisco-Morcillo J. Expression and function of the LIM-homeodomain transcription

factor Islet-1 in the developing and mature vertebrate retina. Exp Eye Res. Sep;138:22-31.

doi: 10.1016/j.exer.2015.06.021. Epub 2015 Jun 26. 2015.

Ferran, J.L., Ayad, A., Merchán, P., Morales-Delgado, N., Sánchez-Arrones, L., Alonso,

A., Sandoval, J.E., Bardet, S.M., Corral-San-Miguel, R., Sánchez-Guardado, L.O.,

Hidalgo-Sánchez, M., Martínez-de-la-Torre, M., Puelles, L. Exploring brain

genoarchitecture by single and double chromogenic in situ hybridization (ISH) and

immunohistochemistry (IHC) in Whole-mount embryos. "In situ hybridization Methods"

(Hauptmann G., ed.), en la serie Neuromethods (Wolz, W.), Springer Protocols; Berlin,

Springer Science + Business Media, pg. 61-82, 2015.

Ferran, J.L., Ayad, A., Merchán, P., Morales-Delgado, N., Sánchez-Arrones, L., Alonso,

A., Sandoval, J.E., Bardet, S.M., Corral-San-Miguel, R., Sánchez-Guardado, L.O.,

Hidalgo-Sánchez, M., Martínez-de-la-Torre, M., Puelles, L. Exploring brain

genoarchitecture by single and double chromogenic in situ hybridization (ISH) and

immunohistochemistry (IHC) on cryostat, paraffin, or floating sections. "In situ hybridization

Methods" (Hauptmann G., ed.), en la serie Neuromethods (Wolz, W.), Springer Protocols;

Berlin, Springer Science + Business Media, 83-107, 2015.

Horario Tutorías

Los horarios de tutorías están publicados en la siguiente dirección web:

http://www.unex.es/conoce-la-uex/estructura-academica/centros/ciencias/centro/profesores







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RECOMENDACIONES PARA EL ESTUDIO

- Asistencia a clase y leer con detenimiento lo explicado para detectar dudas.

- Asistencia a los seminarios y atención adecuada a los mismos, con el objeto

de fomentar debates de discusión de temas de actualidad biológica.

- Asistencia a las clases prácticas, el alumno obtiene de forma individualizadas

muestras de laboratorio.

- Consultar la bibliografía recomendada.

- Participar activamente en clase.

- Leer los artículos científicos y de divulgación propuestos y analizarlos

críticamente.

- Realizar las actividades propuestas.

- Utilizar, dado su importancia, las tutorías académicas en el horario referido

por el profesor.

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