Practicas de Hongos

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CAMPECHE

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICO BIOLÓGICAS

PROGRAMA EDUCATIVO: BIÓLOGO

MANUAL DE PRÁCTICAS: HONGOS

TERCER SEMESTRE

PERIODO ESCOLAR: SEPTIEMBRE - FEBRERO

HRS/SEM/MES: 5 HORAS

COMPILADOR:

OLIVIA DEL ROCÍO COMPEÁN GARCÍA

San Francisco de Campeche, Camp., México-2008

Facultad de Ciencias Químico Biológicas Programa Educativo - Biólogo

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PRACTICAS DE HONGOS OLIVIA DEL R. COMPEÁN GARCIA

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CONTENIDO

PRESENTACION

1

UNIDAD 1 INTRODUCCION A LA MICOLOGIA

Práctica No. 1 Los diferentes grupos vegetales 2

Práctica No. 2 Morfología de los hongos 7

UNIDAD 2 DIVISION MYXOMMYCOTA

Práctica No. 3 Aislamiento de Myxomycetes 10

UNIDAD 3 DIVISION EUMYCOTA, SUBDIVISION PHYCOMYOTINA

Práctica No. 4 Subdivisión Phycomycetes 12

UNIDAD 4 DIVISION EUMYCOTA, SUBDIVISION

DEUTEROMYCOTINA Y ASCOMYCOTINA

Práctica No. 5 Deuteromycotina Sembrado, cultivo y aislamiento 14

Práctica No. 6 Deuteromycotina Sembrado, cultivo y aislamiento

(2° parte)

16

Práctica No.7 Ascomycetes 20

UNIDAD 5 SUBDIVISION BASIDIOMYCOTINA Y DIVISION

LICHENES

Práctica No. 8 Elaboración de una clave 21

Práctica No.9 Práctica de campo. Macromycetes y Liquenes 24

BIBLIOGRAFÍA GENERAL 32

ANEXOS

Anexo I Forma de reporte de práctica 33


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3

PRESENTACIÓN

Este manual de practicas esta diseñado para que el alumno refuerce el

conocimiento adquirido en las sesiones teóricas; ayudándole a comprender las

características Morfológicas, Fisiológicas, Taxonómicas, los Patrones de Distribución

y la Importancia Ecológica del Reino Fungi. Así como también el manejo de estos

organismos; desde las técnicas de colecta, cultivo, aislamiento y conservación

básicas que ayuden a la identificación de este importante grupo taxonómico.

Este documento esta integrado por una práctica de campo; diseñada para

que el alumno aprenda la metodología de colecta, preservación, conservación para

herbario y conozca en su medio natural los hongos (macromicetos) propios de la

selva tropical. Ocho prácticas de laboratorio planeadas para que el alumno

distinga, la morfología de los micro y macromicetes, así como también se familiarice

con el manejo de las claves para la identificación taxonómica de ambos. Así mismo,

en cada práctica el alumno deberá desarrollar la introducción de cada práctica con

los conocimientos adquiridos en las sesiones teóricas y la investigación documental

realizada, así como que resuelva un cuestionario con conceptos analizados en el

laboratorio y lo observado en cada práctica.

En esencia este manual servirá de guía para que el alumno tenga a su

disposición la información básica e introductoria para cubrir los objetivos del curso,

persiguiendo se fortalezcan las capacidades de investigación, indagación y

creatividad, proponiendo las alternativas mas viables conforme a la infraestructura de

los laboratorios de la facultad.


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PRÁCTICA NO.1

LOS DIFERENTES GRUPOS VEGETALES

Objetivo: Reconocer por medio de técnicas de tinción y observaciones

microscópica y macroscópicas los principales grupos vegetales clorofílicos y su

clasificación en procariontes, eucariontes, talofitas y cormofitas.

Recursos Materiales:

-Biológico:

Cianofita

Ficofita

Musgo

Helecho

Fanerógamas

-Equipo:

Microscopio compuesto

Microscopio estereoscópico

Pinza y aguja de disección

Porta y cubre objetos

Mechero

Baño maría

Charola de disección

Caja de petri

Tubos de ensaye

Pinzas para tubo de ensaye

Goteros

-Reactivos:

Agua destilada

Lugol


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Eritrosina

Café Bismarck

Carmin

Azul de Cresil

Azul de Metileno

Formol

HCL

Solución Ringer

Liquido de Schiff

Técnica:

1. Técnica de Feulgen para tinción nuclear:

-Lave el material biológico con agua corriente

-Hidrolice con HCL N a 60° C durante 15-20 minutos (en estufa o baño

maría).

-Lave con agua corriente.

-Coloque el material en liquido de Schiff durante 2 hrs o más.

-Pase el material a la solución Ricanger durante 3 minutos.

-Lave con abundante agua corriente.

-Coloque el material en el portaobjetos.

-Coloque 2-3 gotas de un colorante de contraste.

-Coloque el cubreobjetos.

-Quite el exceso de líquido con un lienzo, limpie el portaobjetos.

2. Diferencie entre talo y cormo.

-Con las cianofitas, observe al microscopio la estructura general.

-En las ficofitas observe la constitución, arreglo de las células y la

estructura de reproducción.

-En el musgo obsérvelo en el estereoscopio y señale el rizoide, caulidio y

filidios, la seta y la cápsula.


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-En el helecho observe la raíz, tallo y hojas. En el corte transversal del tallo,

señale la epidermis, corteza, tejidos conductores y médula.

-En la fanerógama observe la raíz, tallo, hojas, flor, fruto y semilla.

3. Dibujar detalladamente las observaciones realizadas, indicando el nombre

de cada una de las estructuras observadas.

6. Reportar de la manera acostumbrada.

Cuestionario:

1.- ¿Cuál es la función de la técnica de Feulgen?

2.- ¿Qué papel juega el reactivo Schiff en la técnica?

3.- ¿Para que se agrega el colorante de contraste?

4.- ¿Qué grupo estudiado presentó un núcleo procariótico?

5.- ¿Qué grupos presentaron núcleo eucariótico?

6.- ¿Qué grupos presentan talo?

7.- ¿Qué grupos presentan cormo?

8.- ¿Histológicamente como diferenció entre una talófita y una cormofita?

9.- ¿Cómo se presentan las estructuras reproductoras en las talófitas y en las

cormofitas?


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PRÁCTICA NO.2

MORFOLOGÍA DE LOS HONGOS

Fundamentación:

Objetivo: Que el alumno conozca y se familiarice con las principales

características morfológicas de los hongos.


-Biológico:

Cultivo de hongo

Levadura(Saccharomyces cerevisiae)

Setas

-Equipo:



Pinza y aguja de disección

Porta y cubre objetos

Mechero

Triangulo de vidrio

Caja de petri

Pipeta pauster

Asa de sembrado

Aguja de disección

Bisturí

Pizeta

Papel secante

-Reactivos:

Agua destilada

Azul de algodón solución acuosa al 0.5%

Verde de malaquita solución acuosa al 7.6%

Safranina solución acuosa al 0.25%


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8

Floxina solución acuosa al 0.5%

Solción acuosa de hidróxido de potasio al 2-3%

Técnica:

1. Elaborar preparación de micelios, teñir con azul de algodón.

2. Elaborar un frotis de levadura, tiñendo con verde de malaquita y safranina.

3. Hacer un corte delgado del cuerpo fructífero, en caso de que este seco

colocarlo en la solución acuosa de KOH añadiendo unas gotas de floxina para

teñir los tejido, si este no se encuentra deshidratado, teñir directamente.

4. Reconocer y diferenciar las variantes que presentan los talos:

-Estructuras ramificadas y filamentosas.

-Estructura miceliar y levaduriforme.

5. Reconocer y diferenciar:

-Estructuras de reproducción o propágulos, de tipo sexual (esporas), de tipo

asexual (conidios), pileo, lamelas, estípite.

-Pared, núcleos, septos.

-Tipo de tejido fúngico

-Estructuras de resistencia.

-Tipos de hifas:

Septadas, cenocíticas (aseptadas); en espiral, nodosas;

pectinadas; en candelabro fávico; en raqueta; unicelulares

(levaduriformes); seudohifas; vesiculosas.

6. Dibujar detalladamente las observaciones realizadas.



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BIBLIOGRAFÍA

-Deacon J.W., 1988. Introducción Micología Moderna. Limusa Noriega, México.

350 p.

-Guzmán G., 1990. Identificación de los Hongos de México. Limusa. México. 424

p.

-López M. R., 1995 Micología Médica. Editorial Trillas. México.

-Herrera T., Ulloa M., 1998. El Reino de los Hongos. Micología básica aplicada.

Fondo de Cultura Económica. México. 550 p.


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PRÁCTICA NO. 3

AISLAMIENTO DE MYXOMYCETES

Objetivo: Diferenciar las principales características morfológicas vegetativas y

reproductivas de algunos Myxomycetes.


-Biológico:

Diferentes sustratos como corteza de árboles vivos o troncos en

descomposición.

Hojuelas de avena esterilizadas.

-Equipo:

Estereoscopio

Cámara húmeda forrada con papel filtro o toallas de papel.

-Reactivos:

Caja de petri con medio harina de maíz agar .

Técnica:

1. Colocar pedazos delgados de corteza o de tronco en la cámara húmeda

forrada con el papel filtro o toallas de papel; los pedazos de papel son

remojados durante una noche y al día siguiente se escurre el agua sobrante y

se incuba a temperatura de laboratorio.

2. Examinar en estereoscopio después de cuatro o cinco días, localizar los

plasmodios y transferir a la caja de petri que contiene el medio harina de maíz

agar a mitad de concentración normal.

3. Después de que el plasmodio alcance un tamaño suficientemente grande

como para ser visto sin ayuda del estereoscopio, transferirlo a otra placa de

medio de harina de maíz agar para obtener un cultivo puro donde será

alimentado por hojuelas de avena esterilizadas.

4. Dibujar detalladamente las observaciones realizadas.



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Cuestionario

1. ¿Qué tipo de plasmodio observo?

2. ¿Qué ocurre con el plasmodio cuando hay formación de esporangios?

3. ¿Qué producen las esporas de un myxomycete?

BIBLIOGRAFÍA


Fondo de Cultura Económica. México. 550 pag.


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PRÁCTICA NO.4

SUBDIVISIÓN PHYCOMYCETES

Objetivo: Al finalizar la práctica el alumno conocerá las principales

características morfológicas, de aislamiento y sustratos sobre los que se

desarrollan algunos miembros de esta subdivisión.


-Biológico:

Diferentes sustratos como semillas de cañamo, granos de polen, papel celofán,

pelo humano desengrasado con éter, piel de víbora, exoesqueleto de camarón

o moscas muertas.

Detritus vegetal obtenido de un lago o charco y del suelo.

-Equipo:

Cajas de petri

Pinzas de disección

Bisturí

-Reactivos:

Agua destilada estéril

Técnica:

1. Para el aislamiento de ficomicetes acuáticos colocar una pequeña cantidad

de detritos vegetal, o aproximadamente dos cucharaditas de suelo, en la

caja de petri y añadir agua destilada estéril hasta una profundidad de 5 mm.

No añadir demasiado detritus o suelo, ya que esto hará que el suelo se

descomponga e impida realizar los aislamientos. El aislamiento puede

comenzarse con agua de charco o de lago, esta se vacía en las cajas de

petri sin necesidad de agregar detritos.

2. Añadir una pequeña cantidad de carnada a la superficie; utilizar vario trozos

de carnada en cada caja de petri, no mezclar diferentes tipos de carnada,


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para no dificultar las observaciones. Los granos de polen en pequeña

cantidad pueden ser espolvoreados sobre la superficie del agua. El

exoesqueleto de camarón, celofán y piel de víbora deberán ser esterilizados

sumergiéndolos rápidamente en agua hirviendo y cortados en cuadros

pequeños para caber debajo del cubreobjetos cuando se realice la

observación al microscopio. Las semillas de cañamo deben ser sumergidas

brevemente en agua hirviendo para ablandar la testa y esterilizarlas

superficialmente, después cortadas a la mitad antes de ser colocadas en el

agua como carnada.

3. Dejar las cajas de 3 a 4 días. Antes de ser examinadas con el microscopio.

4. Dibujar detalladamente las observaciones realizadas indicando el nombre

de las estructuras identificadas, así como el de los organismos aislados.


Cuestionario

1. ¿De qué manera podría obtener un cultivo monoespecífico de los hongos

encontrados?

2. ¿Por qué podemos empezar el aislamiento utilizando agua de charco o lago

sin utilizar detritos, a diferencia de cuando lo hacemos con agua destilada?

4. ¿Cuál es la finalidad de esterilizar las carnadas antes de ponerla en la caja

de petri?


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PRÁCTICA NO.5 DEUTEROMYCOTINA

Sembrado, cultivo y aislamiento

Objetivo: El alumno se familiarice con las técnicas de cultivo más comunes

para el estudio de algunos hongos microscópicos.


-Biológicos:

Mohos provenientes de distintos medios amiláceos

Suelo

-Equipo y Reactivos:



Estufa

Tres tubos con 10ml de papa dextrosa agar

Medio de agar rosa de bengala espectromicina

Seis cajas de Petri esterilizadas

Gradilla para tubos

Pinzas estériles

Mechero de gas

Asa para siembra

Lápiz de cera

Cinta adhesiva

Cubre bocas

Técnica:

Para hongos que crecen en medios amiláceos

1. Vaciar los tubos con 3ml de medio de cultivo en tres cajas de Petri

esterilizadas. Esto se hace junto a la flama del mechero y levantando la


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tapa de la caja solamente lo necesario para verter el medio de cultivo. Dejar

enfriar el medio en las cajas hasta que solidifique.

2. Destapar el frasco que contienen los cultivos de hongos. Se esteriliza el asa

para siembra y se deja enfriar; se toma con el asa un poco de micelio por

cultivar, sobre todo hifas con esporangios. Se siembra en la caja de petri.

Para aislamiento de hongos de suelo

1. Colocar una pizca de suelo con las pinzas estériles en el centro de una caja

de petri, triturando todo agregando de suelo presente. Si el suelo es muy

húmedo tratar previamente con calor a 60-70 °C durante una hora.

2. Añadir de 8 a 10 ml del medio de agar rosa de bengala espectromicina

fundido y enfriado a una temperatura aproximada de 45 °C, para evitar

matar los organismos que están en el, dispersando las partículas de suelo

por todo el medio.

La caja sembrada se invierte y se unen la tapa y la base con cinta adhesiva

para evitar que entre aire y contamine el medio, incubar a temperatura de

laboratorio. Se observa diariamente y se hacen las anotaciones pertinentes.

Revisar las cajas de petri con los cultivos de hongos y anotar lo observado

(número de colonias, aspecto, color, dimensiones y demás caracteres útiles

para su identificación).

BIBLIOGRAFÍA

-Gaviño Gonzalo. et al. 1979. Técnicas biológicas selectas de laboratorio y

campo. Limusa. México. 251 pp.



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PRÁCTICA NO.6

DEUTEROMYCOTINA

Sembrado, cultivo y aislamiento (2° parte)

Objetivo: El alumno se familiarice con las técnicas de cultivo más comunes

para el estudio de algunos hongos microscópicos.


-Biológico:

Cultivo de hongos en caja de Petri

-Equipo y Reactivos:

Seis tubos con papa dextrosa agar inclinado esterilizados

Azul de algodón lacofenol

Gelatina glicerinada

Baño María a 45°C-50°C

Cubre y porta objetos

Asa bacteriológica

Mechero

Pinzas de disección

Vernier

Ligas

Cubre bocas

Técnica:

1. Escoger de cada caja dos micelios con caracteres lo más diverso posible.

Hacer una preparación fresca de cada uno, colocando una gota de agua en

un portaobjetos. Se esteriliza el asa en la flama del mechero, se deja enfriar

y se coloca cerca de la flama la caja de Petri, se abre solo lo necesario para

introducir el asa, tomar un poco del micelio de uno de los hongos; el cual

se coloca un la gota de agua del portaobjetos. Observar al microscopio con


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menor y mayor aumento. Anotar todos los caracteres perceptibles,

identificar consultando una micología.

2. Una vez escogidos los dos micelios diferentes, sembrar en los tubos con

agar inclinado, cada uno en tres tubos distintos. Para hacer esto, se coloca

cerca de la flama la caja de Petri con el micelio, se esteriliza con la flama el

asa y se deja enfriar. Se levanta un poco la tapa de la caja y se toma un

poco de micelio o esporas. Después, sin que el asa toque algún objeto, se

acerca uno de los tubos con medio de cultivo y se destapa para

introducirle el asa con la muestra de hongo. Se desliza en línea recta por la

mitad del medio de cultivo, cuidando de no romperlo. Se tapa el tubo con el

algodón previamente flameado. El algodón se flamea sosteniéndolo con

pinzas de disección.)

3. Terminada la siembra, etiquetar cada uno de los tubos anotando: número

de caja de donde se tomó el micelio, fecha, nombre o iniciales de quien

realizo la siembra.

4. Tapar cada uno de los tubos con dos papeles estaño o aluminio de

aproximadamente seis centímetros, ajustados con una liga, dándole una o

dos vueltas para cerrar herméticamente. Colocar en posición vertical en la

gradilla y dejar incubar a temperatura ambiente durante diez o quince días.

Al cabo de este período se habrán desarrollado nuevos micelios que se

examinarán al microscopio estereoscópico y con los cuales se harán

preparaciones fijas.

5. Cuando aparezcan los micelios, se procede a resembrarlos en tubos con

medio inclinado o bien a hacer observaciones directas de preparaciones

en el microscopio.


Preparaciones frescas:

1. Escoger cuatro micelios que muestren características diferentes y que

provengan de cajas o tubos diferentes.

2. Colocar una gota de agua en un portaobjetos.


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3. Esterilizar el asa con la flama y deje enfriar. Destape un tubo de cultivo de

los que se prepararon previamente, introducir el asa hasta el micelio para

tomar una muestra, colocarla en la gota de agua del portaobjetos. Adicionar

un portaobjetos.

Observar de menor a mayor aumento. En caso necesario agregar azul de

algodón, rojo neutro o cualquier otro colorante vital para destacar las

estructuras por observar.

Preparaciones semipermanentes:

Estas pueden obtenerse reemplazando el agua con azul de algodón lactofenol

y sellando los bordes del cubreobjetos con varias aplicaciones de esmalte de

uñas transparente

1. Poner una o dos gotas de azul de algodón lactofenol en una orilla del

cubreobjetos, extraer el agua desde la orilla opuesta del cubreobjetos con

un pedazo de papel toalla o secante, de manera que el azul de algodón

lactofenol reemplace al agua.

2. Sellar con esmalte de uñas.

Preparaciones permanentes:

1. Tomando las mismas precauciones anteriores par evitar la contaminación,

se toma con el asa estéril y cerca de la flama, un poco de micelio del tubo

2. Se coloca en el portaobjetos sobre una gota de agua. Se tapa el tubo y con

la aguja de disección se extiende el micelio.

3. La preparación se fija a calor pasando varias veces la superficie inferior del

portaobjetos por la flama del mechero, hasta que se caliente de tal manera

que no queme al tocarlo.

4. Poner la preparación ya fijada en un triangulo de vidrio colocado dentro de

una caja de Petri. Dejar enfriar.

5. Agregar unas gotas de azul de algodón extendiéndolas sobre el micelio,

dejar actuar el colorante durante diez minutos. Licuar la gelatina glicerinada

mientras se tiñe la preparación.


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6. Lavar la preparación con agua destilada, dejando caer esta lentamente

sobre el portaobjetos, el agua se escurre sobre un vaso de precipitado

hasta que esta salga sin colorante.

7. Secar la preparación, bordes y parte inferior del portaobjetos, con papel

secante o filtro, no secar la superficie que tiene el micelio esta se seca al

aire libre.

8. Tomar con un agitador delgado o con un gotero, un poco de gelatina

glicerinada licuada y poner una pequeña gota encima del micelio teñido.

Realizar esto con cuidado para evitar que se formen burbujas, si estas se

forman, desbaratarlas colocándoles la punta de una aguja caliente.

9. Colocar el cubreobjetos antes de que solidifique. Pasar la superficie inferior

del portaobjetos por la flama del mechero hasta que la gelatina cubra todo

el cubreobjetos. Limpie el excedente con papel filtro en caso de que este

escurra por los bordes.

10. Deje solidificar la gelatina por diez o veinte minutos. Rotule la preparación,

pegándole un membrete en el que se anota: nombre de la técnica usada,

fecha, tipo de hongo y nombre de quien realizo la preparación.

11. Dibujar detalladamente las observaciones realizadas indicando el nombre

de las estructuras identificadas, así como el de los organismos aislados.


Las preparaciones permanentes como semipermanentes deberán mostrar la

estructuras reproductoras del hongo. Estas deberán ser entregadas junto al

reporte de prácticas, identificando los hongos a clase, orfen, familia y género.

Si es posible también deberá indicarse la especie.


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PRACTICA NO. 7

ASCOMYCETES

Objetivo: Que el alumno se familiarice con algunas características morfológicas

de los Ascomycotina.


-Biológico:

Diferentes ejemplares de ascomycetes:

Cultivo joven y viejo de levadura (Saccharomyces cerevisiae)

-Equipo:



Porta objetos

Cubre objetos

Pipeta pauster

-Reactivos:

Agua destilada

Azul de algodón

Técnica:

1. Observar las células vegetativas de las levaduras en los diferentes estados de

gemación,

2. Elaborar un frotis de levadura, tiñendo con verde de malaquita y safranina.

Identificar ascas con ascosporas.

3. Observe diferentes ascocarpos al estereoscopio, hacer cortes longitudinales,

teñir e identificar: acas, ascosporas, peridio, parálisis y ostiolo.


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PRÁCTICA NO.8

ELABORACION DE UNA CLAVE

Fundamentación:

Objetivo: Al término de la práctica el alumno podrá elaborar una clave

basándose en las características morfológicas distintivas de un conjunto de

elementos orgánicos e inorgánicos.


-Biológico:

-Diferentes ejemplares de hongos

-Equipo:

Diferentes ejemplares de hongos

Técnica:

1. Separe los elementos del conjunto de manera dicotómica hasta que, en

pasos sucesivos se tengan subconjuntos constituidos por dos elementos

cada uno; en algunos casos un subconjunto puede estar constituido por un

elemento.

En cada caso de separación anote las características que usó para hacer

dicha separación. En este caso procure que las características que usadas

sean mutuamente excluyentes. Por ejemplo:

Con rosca – Sin rosca

Con punta – Sin punta

Procure no usar características diferentes para separar en grupos, por

ejemplo:

Con agujero - Con rosca


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2. Al separar los grupos, escoja la característica más simple que sirva para hacerlo

en cada paso.

3. Enumere las operaciones de dos en dos yendo de lo general ( las

características comunes al conjunto formado) a lo particular (la característica

distintiva del último elemento) ejemplo:

1 a. Alargado, con rosca y punta………………………………………..2

1 b. Redondo, sin rosca y sin punta…………………………………….8

2 a. Con cabeza, rosca en todo el cuerpo……………………………...3

2. b. Sin cabeza, rosca en lamitad anterior del cuerpo………………..5

Y así construya su clave.

Material Biológico.

Clasifique el material proporcionado, organicelo en jerarquías taxonómicas (taxas)

y dé el nombre adecuado, siguiendo las reglas de la clasificación biológica:

Reino: Nombre arbitrario

División: Nombre terminado en “mycota”

Subdivisión: Nombre terminado en “mycotina”

Clase: Nombre terminado en “mycetes”

Orden: Nombre terminado en “mycetidae”

Familia: Nombre terminado en “ales”

Género: Un solo nombre latinizado

Especie: Un solo nombre latinizado

Cada categoría o jerarquia taxonómica debe agrupar a los elementos de acuerdo

con un criterio. Este puede ser naturaleza, función, organización, morfología,

origen, etc.. Haga las divisiones sucesivas de acuerdo con las jerarquias; en este

caso, las divisiones no necesariamente va a hacerse de manera dicotómica.


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CUESTIONARIO

1. ¿Qué es una clave?

2. ¿Qué tipode taxonomía se aplica al usar una clave?

3. ¿Qué tipo de clave se utiliza en la actualidad?


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PRACTICA No.9

PRÁCTICA DE CAMPO

(MACROMYCETES y LIQUENES)

Fundamentación:

Objetivos:

1. Aprender la metodología para la colecta, fijación, preservación y

determinación de hongos.

2. Conocer en su medio la flora micológica de selva del estado de Campeche.

3. Fomentar y aumentar la capacidad de observación, investigación, síntesis y

crítica que debe cumplir todo profesionista de la biología

4. Constituir con este tipo de estudios un banco de datos básico que pueda

utilizarse como antecedente para investigaciones más detelladas y diversas.

RECURSOS MATERIALES:

-Equipo:

Una libreta de campo y lápiz semi duro

Una cesta plana y extendida

Guantes de látex

Cuchillo o navaja de campo bien afilada

Bolsas de papel estraza de diferentes tamaños

Papel blanco

Lupa

Rejilla con fuente de calor para secar los hongos

Vernier

Regla de madera

Cámara fotográfica (35 mm)

Caja de plástico (plexiglás)

Termómetro

Frasco de vidrio o plástico de 200 ml


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Papel encerado (hojas de 30 x 30 cm)

Brújula

Pala de jardinería

Desuhumidificador

3 goteros

Bolsas de plástico de 15 x 10 cm aprox.

-Reactivos:

HCL al 10% 50ml

NaOH al 10% 50ml

H2O2 al 50ml al 3% que es la presentación comercial.

Agua destilada 500ml en una pizeta

Papel pH

Perlas de Naftalina

Técnica:

Colecta

1.-La colecta del material micológico se hará excavando con el cuchillo o

navaja, de tal manera que se pueda sacar totalmente con todo y sus partes

subterráneas, o al menos con la base completa. Se colectarán solo ejemplares

en buen estado. Se recomienda no dañar ni destruir ejemplares "no

recolectables”.

2.-Colectar dos o tres ejemplares de la misma especie, disponiendo de

ejemplares de todas las edades, el material colectado inmediatamente,

colóquese sobre una hoja de papel encerado ya cortada, hágase un paquete y

deposítese en la canasta.

3.-En la libreta se anotarán, número de colecta, el nombre de la localidad lo

más exacto posible (Estado, municipio, Km. al N, S, E, O, etc). Se anotará

también fecha, tipo de terreno y características de suelo, tipo de

vegetación del lugar (árboles, hierbas que crecen al rededor, etc) en caso de


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no conocer el nombre de las plantas, se tomará una muestra de esta, y se

herborizará, para su posterior identificación. Pero sobre todo deberán anotarse

y estudiarse las características inmediatas perecederas del hongo,

anotarse y estudiarse las características tales como: Forma del cuerpo

fructífero; color de cada una de las partes de dicho cuerpo, incluyendo la

interna y las partes subterráneas; color de las esporas en masa (por medio

de una esporada), presencia o ausencia de cualquier estructura o

característica del cuerpo fructífero, llamativa a la vista; por ejemplo: escamas,

verrugas, pelos, espinas, poros (generalmente debajo del sombrero, es muy

importante el contar cuántos hay en un mm), grietas, estrías, viscosidad,

carnosidad, etc.; cambios de color de cualquiera de las partes, ya sea al

maltratarse o cortarse (para ello se corta el hongo con una navaja y se observa

si cambia o no de color); presencio o no de jugo lechoso o látex al cortarse el

hongo; color del látex y si cambia de color al exponerse al aire. Olor del hongo

(principalmente de la “carne”) Sabor de la “carne”, para ello se masticará

suavemente un pequeño fragmento del cuerpo fructífero, se saborea y se

escupe. No existe ningún peligro en probar hongos venenosos, si se

escupe inmediatamente y se enjuaga la boca con agua.

El anillo y la copa que presentan el pie de algunos hongos son estructuras

valiosa para la identificación, pero son muy delicadas y poco durables en el

cuerpo fructífero del hogo que se maltrata por lo que deberán ser estudiadas

en el momento de la recoloección (ver anexo).

4.- Una fracción de la muestra se utilizará para el análisis o la determinación

específica, y la otra para realizar un herbario de hongos que permitirá contar

con material micológico de esa localidad.

Preparación de una esporada

1- Se retira la piel de la seta.


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2. -Se corta el pie del hongo si es que tiene y se coloca el sombrero con las

laminillas hacia abajo, sobre una hoja de papel blanco.

3. -Al cabo de unas horas (8 hrs.) Se levanta el sombrero y se encontraran

sobre el papel depositadas una gran masa de esporas a manera de polvo fino.

Este dato es muy importante para la identificación de muchos hongos. Se

doblará el papel, se sellará y etiquetará, para análisis microscópico posterior.

Secado para herbario

1- Los especimenes grandes y carnosos deben abrirse longitudinalmente y

extenderse o “desdoblarse” sobre la reja o malla de alambre, debajo de la cual

deberá existir una fuente de calor. Cúbrase todo el dispositivo con papel

periódico, para proporcionar un ambiente cálido y libre de humedad, dejando

hendiduras entre los periódicos para permitir el paso del aire a través de la

maya de alambre, y desalojo de la humedad que desprendida por los hongos.

La temperatura más recomendable es entere los 35°C y 37°C.

2. - Ya secos los hongos se depositan en bolsas de papel, que contenga una

etiqueta que indique los datos contenidos en la libreta de campo, así como un

poco de insecticida. Las bolsas se depositan en una caja hermética de plástico

con un poco de deshumidificador dentro de la caja. Retirar el deshumidificador

durante el traslado del material.

3. - Los hongos de tipo leñoso son fáciles de conservar simplemente

limpiándolos, secándolo, y guardándolos convenientemente, con sus datos

respectivos, ya que este tipo de hongo no sufre cambios notables como los

carnosos. , que en el secado pierden su aspecto original.


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28

Líquenes.

Serán colectados, siempre que sea posible, con una pequeña porción del

sustrato donde se encuentran adheridos. Colóquelos dentro de bolsitas

individuales de plástico y ponga en cada una de ellas los datos

correspondientes. En la libreta de campo además registre los datos del hábitat.

Para conservarlos se limpiarán y secarán, para guardarlos en cajas herméticas

con un poco de naftalina.

Determinación sencilla de algunos rasgos edáficos.

1. -Con la pala extraer una muestra de suelo (que quepa en la palma de la

mano) debajo de la capa de raíces, de cada ambiente visitado.

2. - Humedecer con agua formando una especie de rodillo de 2 cm de ancho

por 8 de largo.

Realice las pruebas que se señalan a continuación:

Textura:

a) Huella

Si en el rodillo quedan grabadas las huellas de los dedos, es indicador de que

el suelo tiene alto contenido de arcilla que revela una relativa abundancia de

nutrientes y una dificultad en el drenaje y en la aeración de los suelos; si se

trata de fondos de cuencas, podría esperarse anegamiento. Si no se graban

las huellas, entonces es posible que se trate de suelos no arcillosos, más

pobres en nutrientes, con mejor drenaje y aireación.

b) Doblado


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29

Intente doblar el rodillo: si se logra (como plastilina), es que el contenido de

arcilla es alto; Si no, lo contrario es cierto.

c) Morder las partículas

Tome un pedacito de suelo humedecido y muérdase con cuidado. Si se siente

como piedras diminutas duras, se trata de un suelo con cierta cantidad de

arena; por otro lado, si la sensación es la de morder talco, entonces

predominan los limos. Si se siente que se disuelve, está compuesta de arcilla

primordialmente. Lo más común es que los tres tipos de partículas estén

presentes en diferentes proporciones, por lo que hay que desarrollar un poco la

habilidad para diferenciarlas.

d) Manchado

Si el suelo al manejarlo húmedo en las manos deja manchas persistentes, es

indicador de un nivel de arcilla alto.

e) Escuchar

Tomar una pizca de muestra entre los dedos índice y pulgar, estrujándose

cerca del oído para escuchar el sonido que produzcan; si se escucha un

chirrido, es de esperar que el suelo contenga una elevada proporción de arena;

si no se escucha, es que predominan limos y arcillas.

Para las siguientes pruebas se tomará una muestra que se dividirá en cuatro

porciones y se aplicará una prueba a cada una.

Acidez o alcalinidad:

a) Papel pH

A la muestra del suelo, se le agregará agua destilada, se agita y se deja

reposar por 30 min. Después se vuelve a agitar y se pone en contacto con el

papel pH, para determinarlo.


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30

b) HCL

Se aplicará gotas a la muestra del suelo y se observarán los efectos.

Se establecerá una escala comparativa de cual fue el suelo con mayor

efervescencia y cuál con menos. Registra los resultados en la tabla.

El más reactivo tendrá pH más alcalino y el menos más ácido. Comúnmente la

aplicación de HCL con fines de diagnóstico de suelos es usada para

determinar la presencia de carbonatos, los cuales suelen ser abundantes en

los suelos básicos.

c) Se procederá en la misma forma que el apartado anterior, esta ves

aplicando la misma cantidad de NaOH a un a submuestra de cada tipo de

suelo.

La escala comparativa mostrará que el suelo más alcalino es el que menos

reacciona, mientras que el más ácido es el que presenta mayor efervescencia.

Contenido de materia orgánica:

H2O2

A la última submuestra de suelo de cada ambiente se le aplicará agua

oxigenada, e este caso, la mayor efervescencia la mostrará el suelo que

presente mayor contenido de materia orgánica.

Orden tus observaciones conforme a la siguiente tabla:

Ambiente

Nombre

HCL

NaOH

pH

H2O2


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31

X = Nula Reactividad

XX = Poca reactividad

XXX = Regular

XXXX = Alta

XXXXX = Muy alta reactividad

Reportar de la manera acostumbrada y entregar de colección biológica.


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PRACTCAS DE HONGOS OLIVIA DEL R. COMPEÁN GARCIA

32

BIBLIOGRAFÍA GENERAL

-Becker Georges. 1989 2a. ed. El Gran Libro de las Setas (Hongos y setas de

Europa) Susaeta Ediciones S. A. Madrid, España. 319 pp.

-Deacon J.W., 1988. Introducción Micología Moderna. Limusa Noriega, México.

350 p.

-Gaviño Gonzalo. et al. 1979. Técnicas biológicas selectas de laboratorio y

campo. Limusa. México. 251 pp.

-Guzmán Gastón. 1990.Identificación de los hongos (Comestibles, venenosos y

alucinantes) Limusa –Noriega. México. 451 pp.

-Guzmán G., 1990. Identificación de los Hongos de México. Limusa. México.

424 p.


Fondo de Cultura Económica. México. 550 pag.


-Mille P. S:R:; Parra A. Pérez CH. 1993. Guía para la identificación de.

Invertebrados. Trillas. México 465 pp.

-Suárez G. Ana Isabel, Carmona V. Tomás. 1998. Ecología general. (Manual

de prácticas) Universidad Veracruzana. México. 65 pp.


_____________________________________________________________________________________________________

PRACTCAS DE HONGOS OLIVIA DEL R. COMPEÁN GARCIA

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ANEXOS

ANEXO I

FORMA DE REPORTE DE PRÁCTICA.

PORTADA

Logotipo de la UAC y de la Facultad

Nombre de la Universidad

Nombre de la facultad

Nombre del programa educativo

Nombre de la asignatura

Grado en el que se imparte

Período escolar en el que se imparte

Nombre del maestro responsable de la asignatura

Nombre del alumno

Fecha de elaboración

NÚMERO DE LA PRÁCTICA

NOMBRE DE LA PRÁCTICA

INTRODUCCIÓN. Incluye justificación y objetivo

MATERIALES Y MÉTODOS UTILIZADOS. Incluye procedimientos,

materiales, equipo, reactivos de laboratorio, muestra biológica.

RESULTADOS OBTENIDOS. En éstos resultados se pueden incluir

dibujos, tablas o gráficas.

OBSERVACIONES Y ANÁLISIS DE RESULTADOS

CONCLUSIONES

CUESTIONARIO RESUELTO

BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA

Documents

Practicas de Hongos