Les agents pathogènes affectant Les moLLusques …archimer.ifremer.fr/doc/00439/55015/56444.pdf · de détecter l’adn de ce virus dans les tissus des mollusques. • Observation

Le virus ostreid herpesvirus type 1 (OsHV-1)

Les agents pathogènes affectant Les moLLusques marins

Le virus OsHV-1 infecte les huîtres mais également d’autres mollusques bivalves. c’est un virus enveloppé à aDn. Depuis le début des années 1990, ce virus est régulièrement associé à des épisodes de mortalité d’huîtres creuses japonaises (Crassostrea gigas) et plus particulièrement de naissain et de juvéniles. À partir de 2008, ces épisodes de mortalité ont pris des proportions jusqu’alors non observées en france (atteinte de l’ensemble des bassins ostréicoles). Les huîtres adultes semblent moins sensibles mais peuvent être porteuses du virus et ainsi jouer un rôle dans la propagation de l’infection. Différents génotypes du virus ont été associés à d’importants épisodes de mortalité : le génotype de référence, majoritaire avant 2009 et le génotype microvariant (µVar) dominant depuis 2009 en France. ce virus a également été détecté en l’absence de mortalité.

Le développement des infections virales est influencé par la tempé-rature. ainsi, en france, les fortes mortalités associées à la détection du virus surviennent au printemps et en été, lors du réchauffement des eaux côtières.

RépaRtition géogRaphique du viRus oshv-1détecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques

Méthodes de diagnosticPas de signes cliniques spécifiques, bien qu’une faiblesse du muscle adducteur soit souvent observée, entraînant la difficulté des huîtres à se refermer.• Méthode la plus courante pour détecter la présence du virus oshv-1 :

l’analyse par réaction de polymérisation en chaîne (PCR) permet d’amplifier et de détecter l’adn de ce virus dans les tissus des mollusques.

• Observation de coupes ultra-fines de tissu (du mollusque) en microscopie électronique à transmission.

quelques dates

19722005 2010

19911993

États-Unis : première détection d’un virus de type herpès chez l’huître creuse

américaine (Crassostrea virginica).

France : épisodes de mortalité d’huîtres creuses japonaises, associée à la détection d’un virus de type herpès (identifié ultérieurement), observée en 1991

en écloserie, et en 1993 dans le milieu naturel.

Purification du virus oshv-1 et caractérisation

partielle du génome.publication du génome

du virus oshv-1.caractérisation

du génotype µVar.

1995

Présence de capsides virales dans le noyau d’une cellule infectée d’huître creuse japonaise, observées en microscopie électronique à transmission.

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quelques espèces sensibles

Huître plate

Huître deSuminoe*

Huître creuse japonaise

Huître creuse portugaise

Palourdejaponaise

Palourdeeuropéenne

CoquilleSaint-Jacques

Application des dispositions réglementaires générales : Arrêté du 4 novembre 2008 relatif aux conditions de police sanitaire applicables aux animaux et aux produits d’aquaculture et relatif à la prévention de certaines maladies chez les animaux aquatiques et aux mesures de lutte contre ces maladies.

Réglementé à l’échelle nationale en Irlande et au Royaume-Uni : Article 43 de la directive 2006/88/CE, décision 2010/221/UE modifiée par les décisions 2013/213/UE, 2014/250/UE et 2016/169/UE.

Code sanitaire pour les animaux aquatiques (oie, 2017).Manuel des tests de diagnostic pour les animaux aquatiques, chapitre 2.4.5 en anglais (oie, 2017).OIE : Organisation mondiale de la santé animale

Réglementation en santé animale

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1fiche péDagogique

La bactérie Vibrio aestuarianus


La bactérie Vibrio aestuarianus infecte les huîtres, mais également d’autres mollusques bivalves. c’est un petit bacille mobile en milieu liquide. cette espèce regroupe des souches virulentes et non virulentes. en france, en 2001, des épisodes de mortalité d’huîtres creuses japonaises (Crassostrea gigas) ont été associés à la détection de cette bactérie. Depuis 2012, une augmentation de sa fréquence de détection est observée et associée à des épisodes de forte mortalité d’huîtres creuses. La sensibilité à la maladie augmente avec l’âge et le poids des huîtres.

plusieurs souches de V. aestuarianus ont également été détectées chez des coques (Cerastoderma edule) en 2012 et en 2015.

Quelques dates

1983

États-Unis : isolement de la souche bactérienne-type chez des huîtres.

2001

Détection de certaines souches de Vibrio aestuarianus, associées à des épisodes de mortalité chez l’huître creuse (C. gigas).

Colonies bactériennes de Vibrio aestuarianus (chaque point correspond à une colonie) : observées sur un milieu de culture (gélose contenant des éléments nutritifs).

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QuelQues espèces sensibles

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2fiche péDagogique

MéthoDes De DiagnosticPas de signes cliniques spécifiques, bien qu’une faiblesse du muscle adducteur soit souvent observée, entraînant la difficulté des huîtres à se refermer.• Des broyats de mollusques sont mis en culture afin d’isoler les bactéries. une

technique de biologie moléculaire, la réaction de polymérisation en chaîne (pcR) est ensuite appliquée sur les souches bactériennes isolées, dans le but de détecter l’aDn de Vibrio aestuarianus.

• Les souches bactériennes sont ensuite identifiées précisément par séquençage d’une partie de leur génome.

non réglementé.

non réglementé.

non réglementé.OIE : Organisation mondiale de la santé animale


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RépaRtition géogRaphiQue De la bactéRie VIbrIo aestuarIaNusdétectée lors d’épisodes de mortalité de mollusques

CoqueHuître creuse

japonaise

Détections de souches de V. aestuarianus avec une virulence non caractérisée en chine et en nouvelle-Zélande.

2006 2010

Les bactéries du groupe Splendidus


Le groupe Splendidus est un ensemble de bactéries appartenant au genre Vibrio. ce sont de petits bacilles mobiles en milieu liquide présents dans le sédiment marin, dans l’eau de mer et dans les mollusques. c’est un groupe au sein duquel coexiste une grande diversité d’espèces (17 espèces recensées actuellement), elles-mêmes composées de souches virulentes et non virulentes. Les espèces principalement associées à de fortes mortalités de mollusques sont Vibrio splendidus, V. crassostreae et V. tasmaniensis.

en france, la détection de ce groupe de bactéries a été souvent associée à des mortalités d’huîtres creuses japonaises (Crassostrea gigas) et de moules (Mytilus edulis).

Les bactéries du groupe Splendidus semblent plus souvent infecter le naissain (huîtres âgées de moins d’un an) et le demi-élevage (huîtres de 18 mois).

1996

France : chez des coquilles Saint-Jacques (Pecten maximus).

1998

Japon : chez des huîtres creuses japonaises (C. gigas).

Colonies bactériennes de Vibrio splendidus observées sur un milieu de culture (gélose contenant des éléments nutritifs).

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QuelQueS eSpèceS SenSibleS

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3fiche péDagogique

MéthodeS de diagnoSticPas de signes cliniques spécifiques.

• Des broyats de mollusques sont mis en culture afin d’isoler les bactéries. Une technique de biologie moléculaire, la réaction de polymérisation en chaîne (PCR), est ensuite appliquée sur les souches bactériennes isolées, dans le but de détecter l’ADN du groupe Splendidus.

• Les souches bactériennes sont ensuite identifiées précisément par séquençage d’une partie de leur génome.

Non réglementé.

Non réglementé.

Non réglementé.OIE : Organisation mondiale de la santé animale


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RépaRtition géogRaphiQue deS bactéRieS du gRoupe SPLeNdIduS détectées lors d’épisodes de mortalité de mollusques

France : chez des huîtres creuses japonaises (C. gigas).

France : chez des palourdes (Ruditapes sp.).

France : chez des moules (Mytilus sp.).

1999


Moule bleue Coque

Palourdeeuropéenne

Palourdejaponaise

Mouleméditerranéenne

CoquilleSaint-Jacques

Ormeau

ces bactéries du groupe Splendidus ont été détectées et associées à des épisodes de mortalité en :

20022010-2014

Quelques dates

Le parasite protozoaire Bonamia ostreae


Bonamia ostreae est un parasite intracellulaire, constitué par une cellule unique, infectant principalement les cellules circulantes (les hémocytes : cellules du système immunitaire) des huîtres plates (Ostrea edulis). il est responsable de la bonamiose. en france, la première détection de ce parasite (1979) a été associée à de fortes mortalités d’huîtres plates en Bretagne. ce parasite peut être observé chez l’huître plate quel que soit son âge, y compris chez les larves et les huîtres âgées de moins d’un an ; néanmoins, les huîtres adultes sont les plus sensibles à cette maladie.

Des pics de prévalence* de la bonamiose sont parfois observés à la fin de l’hiver. Le parasite se transmet directement d’une huître à l’autre par l’intermédiaire de l’eau de mer.

*Prévalence d’une maladie (%) : nombre d’individus infectés (des huîtres plates, Ostrea edulis, par exemple) par rapport au nombre total d’individus examinés de cette même espèce, à un moment donné.

Quelques dates

1979

France : forte mortalité d’huîtres plates associée à la détection de Bonamia ostreae.

1980

Extension de la maladie sur les côtes françaises et en Europe, baisse considérable de la production de l’huître plate.

Le parasite Bonamia ostreae observé dans le manteau (le tissu conjonctif) d’une huître plate (Ostrea edulis).

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QuElQuEs EspècEs sEnsiblEs

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4fiche pédagogique

MéthodEs dE diagnosticSignes cliniques non spécifiques mais possibles lésions sur les branchies et les tissus cardiaques.

• Des coupes histologiques, effectuées en particulier dans les branchies et les tissus cardiaques de l’huître, sont observées en microscopie optique afin de vérifier la présence* de parasites du genre Bonamia.

• Il est ensuite possible d’identifier l’espèce (B. ostreae) par des techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR), et séquençage d’une partie de son génome.

*Le parasite peut être localisé plus facilement dans les tissus de l’hôte (l’huître) à l’aide de l’hybridation in situ (his).

RéPaRtItIon géogRaPhIque dE BoNaMIa ostreaedétecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques Huître plate

du Chili*Huître

de Suminoe*Huîtreplate

statut de maladie non exotique à déclaration obligatoire (directive 1991/67/Ce).

1991

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application des dispositions réglementaires générales : Arrêté du 4 novembre 2008 relatif aux conditions de police sanitaire applicables aux animaux et aux produits d’aquaculture et relatif à la prévention de certaines maladies chez les animaux aquatiques et aux mesures de lutte contre ces maladies.

MALADIE À DÉCLARATION OBLIGATOIREDirective 2006/88/CE (annexe IV, partie II)

MALADIE À DÉCLARATION OBLIGATOIRE Code sanitaire pour les animaux aquatiques (oIe, 2017).Manuel des tests de diagnostic pour les animaux aquatiques, chapitre 2.4.3 en anglais (oIe, 2017).OIE : Organisation mondiale de la santé animale


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Le parasite protozoaire Bonamia exitiosa


Bonamia exitiosa est un parasite intracellulaire, constitué par une cellule unique, infectant principalement les cellules circulantes (les hémocytes : cellules du système immunitaire) des mollusques bivalves. il est responsable de la bonamiose. La première détection de ce parasite, en 1985, a été associée à de fortes mortalités chez l’huître plate du chili (Ostrea chilensis) en nouvelle-Zélande.

ce parasite a été détecté en France en 2008 chez l’huître plate (Ostrea edulis).

Le parasite se transmet directement d’une huître à l’autre par l’inter-médiaire de l’eau de mer.

Quelques dates

Le parasite Bonamia exitiosa observé dans le manteau (le tissu conjonctif) d’une huître plate (Ostrea edulis).

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5fiche pédagogique

Méthodes de diagnosticPas de signes cliniques spécifiques mais possibles lésions sur les branchies et les tissus cardiaques.• Des coupes histologiques, effectuées en particulier dans les branchies et les

tissus cardiaques de l’huître, sont examinées en microscopie optique afin de vérifier la présence* de parasites du genre Bonamia.

• Il est ensuite possible d’identifier l’espèce par des techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR), séquençage d’une partie du génome du parasite.


RéPaRtItIon géogRaPhIque de BoNaMIa exItIosadétecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques Huître plate

australienne*Huître plate

du Chili*Huîtreplate

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1985

2007 Depuis 20081998

Nouvelle-Zélande : forte mortalité d’huîtres plates du Chili (ostrea chilensis)

associée à la détection de Bonamia exitiosa.Deuxième épizootie en nouvelle-Zélande

statut de maladie exotique à déclaration obligatoire

(directive 2006/88/Ce).

Espagne : détection de B. exitiosa chez l’huître plate

(ostrea edulis).

Détections en France, Italie, Royaume-uni, tunisie, turquie,

Portugal et Croatie.

2006

Le parasite protozoaire Marteilia refringens


Marteilia refringens est un parasite, constitué par une cellule unique, infectant principalement l’épithélium du système digestif des mollusques bivalves. En France, la première détection de ce parasite (1967) a été associée à de fortes mortalités d’huîtres plates (Ostrea edulis) en Bretagne.

La marteiliose est une maladie saisonnière dont la transmission semble dépendre de la température.

Le parasite, responsable de la marteiliose, ne peut être transmis directement entre mollusques bivalves. En effet, la transmission de la maladie semble nécessiter l’infection d’un hôte intermédiaire : dans le plancton, un crustacé copépode (Paracartia grani) héberge des stades intermédiaires du développement de Marteilia refringens.

Quelques dates

Le parasite Marteilia refringens observé dans les diverticules digestifs (dans l’épithélium) d’une huître plate.

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6fiche pédagogique

Méthodes de diagnosticSignes cliniques non spécifiques : possibles nécroses tissulaires, amaigrisse-ment, décoloration de la glande digestive.

• Des coupes histologiques, effectuées en particulier dans la glande digestive du mollusque, sont observées en microscopie optique afin de vérifier la présence* de parasites du genre Marteilia.

• Il est ensuite possible d’identifier l’espèce (M. refringens) par des techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR), séquençage d’une partie de son génome.

*Le parasite peut être localisé plus facilement dans les tissus de l’hôte (le mollusque bivalve) à l’aide de l’hybridation in situ (his).

RéPaRtItIon géogRaPhIque de MarteILIa refrINGeNs détecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques

20 µm





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Huître plate

Moule bleue

Huître plateaustralienne*

Huître plated’Argentine*

Huître platedu Chili*

Mouleméditerranéenne

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1967

France : forte mortalité d’huîtres plates (Ostrea edulis) associée à la détection de

Marteilia refringens.

1970

extension de la maladie sur les côtes françaises et espagnoles et baisse considérable de la production de l’huître plate.

statut de maladie non exotique à déclaration obligatoire (directive 1991/67/Ce).

1991

Le parasite protozoaire Mikrocytos mackini


Mikrocytos mackini est un parasite intracellulaire, constitué par une cellule unique, infectant diverses espèces d’huîtres. il est responsable de la maladie des huîtres de l’île de Denman. La première détection de ce parasite, en 1960, a été associée à des épisodes de mortalité d’huîtres creuses japonaises (Crassostrea gigas) sur la côte Pacifique du Canada (île de Denman).

La sensibilité à la maladie augmente avec l’âge des huîtres.

L’expression de cette maladie semble dépendre de la température de l’eau : inférieure à 10 °c.

Le parasite se transmet directement entre les individus par l’intermédiaire de l’eau de mer.

ce parasite n’a pas été détecté en europe.

Quelques dates

1960

Canada : première détection de Mikrocytos mackini associée à une importante mortalité d’huîtres creuses (Crassostrea gigas).

2006

Statut de maladie exotique à déclaration obligatoire (directive 2006/88/CE).

QuElQuES ESpèCES SEnSiblES

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7fiche péDagogique

MéthodES dE diagnoStiCSignes cliniques non spécifiques : possibles pustules, abcès ou même variations de couleurs des organes observés sur des individus sévèrement touchés.

• Des coupes histologiques, effectuées dans les tissus du mollusque, sont observées en microscopie optique afin de vérifier la présence* de parasites du genre Mikrocytos.

• Il est ensuite possible d’identifier l’espèce (M. mackini) par des techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (pCR), séquençage d’une partie de son génome.

*Le parasite peut être localisé plus facilement dans les tissus de l’hôte (l’huître) à l’aide de l’hybridation in situ (HIS).

RépaRtition géogRaphiQuE dE MIkroCytos MaCkINI détecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques

Le parasite Mikrocytos mackini observé dans des palpes labiaux (dans le tissu conjonctif) d’une huître creuse (Crassostrea gigas).

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10 µm

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eHuître platedu Pacifique*


Huître creuse américaine*

Huître plate



non réglementé.OIE : Organisation mondiale de la santé animale


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Le parasite protozoaire Perkinsus marinus


Perkinsus marinus est constitué par une cellule unique, parasite intracellulaire infectant diverses espèces d’huîtres. il est responsable de la perkinsose ou maladie de Dermo (en référence à son nom d’origine, Dermocystidium marinum). ce parasite, détecté aux États-unis pour la première fois en 1946, a été associé à des épisodes de forte mortalité d’huîtres creuses américaines (Crassostrea virginica).

L’expression de cette maladie semble dépendre de la température et de la salinité. L’infection se transmet directement d’une huître à l’autre par l’intermédiaire de l’eau de mer.

cette espèce, P. marinus, n’a pas été détectée en France.

Quelques dates

19461948

États-Unis (golfe de Mexico) : mortalité importante d’huîtres creuses

américaines (Crassostrea virginica).

Découverte de globules (organismes sphériques) dans les tissus des huîtres

touchées par les infections de 1946.

Développement d’une technique de culture de tissus par S.M. Ray (RFTM) permettant de détecter Perkinsus et d’évaluer l’intensité de

l’infection chez l’huître.

Statut de maladie exotique à déclaration obligatoire

(directive 2006/88/CE).

1952

Le parasite Perkinsus marinus observé dans la glande digestive (l’épithélium) d’une huître creuse américaine (Crassostrea virginica).

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8fiche pÉdagogique

MéThoDES DE DiagnoSTiCSignes cliniques non spécifiques : possible décoloration de la glande digestive, rétrécissement du manteau, présence occasionnelle de poches de pus.

• La mise en culture des tissus du mollusque dans un milieu liquide au thioglycollate de Ray (RFTM), provoque le « gonflement » des cellules Perkinsus qui sont ensuite observées au microscope optique et énumérées (sans identification de l’espèce).

• Autre méthode de détection : observation en microscopie optique* de coupes histologiques préalablement colorées de tissu du mollusque.

• L’espèce (P. marinus) est ensuite identifiée par des techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR), séquençage d’une partie de son génome.




MALADIE À DÉCLARATION OBLIGATOIRE Code sanitaire pour les animaux aquatiques (oiE, 2017).Manuel des tests de diagnostic pour les animaux aquatiques, chapitre 2.4.6 en anglais (oiE, 2017).OIE : Organisation mondiale de la santé animale


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RéPARTiTion géogRAPhique DE PERKINSUS MARINUSdétecté lors d’épisodes de mortalité de mollusques

10 µm

queLques esPèCes sensibLes

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eHuître desmangroves*


Huître creuse américaine*

Huître creuse de Cortez*

2006

Certains virus, bactéries et protozoaires peuvent provoquer des maladies chez les mollusques marins. Ces micro-organismes

sont invisibles à l’œil nu. Ils peuvent être présents dans l’environnement et dans les organismes vivants.

0,1 µm 1 µm 10 µm

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Fiche pédagogique A

Virus - Bactéries - ProtozoairesLes agents pathogènes aFFectant Les moLLusques marins

Modes de détection• Techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR) qui permet d’amplifier et de détecter l’ADN du virus dans le mollusque ;

• Observation de coupes ultra-fines de tissu (du mollusque) en microscopie électronique à transmission.

Identification de l’espèceTechniques de biologie moléculaire :

• Séquençage (d’une partie) du génome du virus ;

• Localisation de l’ADN ou de l’ARN sur une coupe « histologique » de tissu du mollusque (hybridation in situ, HIS).

Modes de détection• Cultures bactériennes (en milieu solide sur gélose) ;

• Techniques de biologie moléculaire : réaction de polymérisation en chaîne (PCR).

Identification de l’espèce ou de la souche• par séquençage (d’une partie) du génome de la bactérie.

Modes de détection• Histologie (observations des tissus du mollusque au microscope, après fixation et coloration).

Identification de l’espèceTechniques de biologie moléculaire :

• Réaction de polymérisation en chaîne (PCR) ;

• Séquençage (d’une partie) du génome du protozoaire parasite ;

• Localisation de l’ADN ou de l’ARN sur une coupe « histologique » de tissu (hybridation in situ, HIS).

Virus(OsHV-1)

Bactéries (Vibrio aestuarianus,

Vibrio du groupe Splendidus)

PrOtOzOaires Parasites

(Bonamia, Marteilia, Mikrocytos, Perkinsus sp.)

Structure rudimentaire

Un virus est constitué par un acide nucléique (ADN ou ARN) entouré d’une coque de protéines (la capside) et parfois d’une membrane (l’enveloppe) issue de la membrane de la cellule-hôte (d’une huître par exemple).

Pas de noyau, ni organites.

Structure simple

Une bactérie est composée d’une cellule unique, sans noyau (procaryote), de forme allongée (bacille) ou sphérique (coque), entourée d’une membrane de lipides et d’une paroi aux propriétés caractéristiques (Gram+ ou Gram-).

Souvent un seul chromosome (mais deux chromosomes chez les bactéries du genre Vibrio) formé d’un filament circulaire d’ADN libre.

Avec ou sans plasmides (anneaux d’ADN).

Structure complexe

Un protozaire est composé d’une cellule unique avec un véritable noyau (eucaryote).

L’ADN (le génome) est présent dans le noyau qui est un compartiment cellulaire particulier.

Présence d’organites spécialisés et d’une membrane plasmique.

Une grande partie du cycle de vie de certains protozoaires parasites se déroule à l’intérieur des cellules de l’hôte (d’une huître par exemple). Ce cycle peut comporter plusieurs stades où il y a multiplication du parasite. Les bactéries se multiplient très

rapidement en se divisant dans l’environnement ou envahissent les tissus. Elles présentent de grandes capacités à s’adapter en fonction de leur environnement par mutations génétiques.

Les virus ne sont pas autonomes. Ils doivent pénétrer dans une cellule vivante et détourner la machinerie cellulaire pour se multiplier (souvent jusqu’à la mort de la cellule).

1 millimètre (mm) = 1000 micromètres (µm)

x 100 000 x 35 000 x 2 500

Méthodes de diagnostic en laboratoireLes agents pathogènes affectant Les moLLusques marins

Un épisode de forte mortalité de mollusques est souvent dû à une combinaison de plusieurs facteurs. La présence d’un agent pathogène n’est donc pas forcément l’unique cause. Un agent pathogène peut être détecté chez des mollusques en l’absence de mortalité.

Un fragment de mollusque (A) est placé dans un liquide fixateur puis imprégné de paraffine (B) permettant des coupes fines de tissus. Ces coupes sont apposées sur une lame de verre (C), colorées puis observées au microscope (D).

lamehistologique

tissu d’huître inclus dans

un bloc de paraffine

BC

Dmicroscope

optique

1 L’HISTOLOGIE OU ÉTUDE DES TISSUS BIOLOGIQUES (OBSERVÉS AU MICROSCOPE)

cette méthode permet de détecter la présence de certains agents pathogènes ainsi que les lésions qu’ils peuvent provoquer dans les tissus des mollusques marins.

2 LES CULTURES BACTÉRIOLOGIQUES

cette méthode permet de cultiver et d’isoler les bactéries majoritairement présentes, chez les mollusques marins et dans l’eau de mer, afin de les identifier par la suite.

Les tissus de mollusques sont broyés (A). Le broyat est étalé sur un milieu de culture (gélose) contenant les éléments nutritifs nécessaires à la croissance des bactéries. Les bactéries se multiplient et forment des colonies (B). Chaque colonie est de nouveau étalée sur un milieu de culture afin d’obtenir des souches pures (C).

Les souches pures peuvent être ensuite analysées par PCR, voir méthode suivante 3 .

Les tissus de mollusques sont prélevés et placés dans un tube (A). Des réactifs sont ajoutés pour « digérer » les tissus afin d’en libérer l’acide nucléique (ADN ou ARN) contenu dans les cellules (B). L’analyse par PCR consiste en une succession de réactions qui permettent la multiplication des fragments d’ADN d’intérêt (C) qui peut ainsi être détecté (D).

3 LA RÉACTION DE POLYMÉRISATION EN CHAÎNE (PCR)

cette technique de biologie moléculaire est utilisée pour identifier les agents pathogènes. Elle permet d’amplifier des millions de fois un fragment spécifique d’ADN ou d’ARN afin d’en obtenir une quantité suffisante pour le détecter.

CB

libération de l’ADN ou l’ARN PCR

thermocycleur

Bfiche péDAgogiquE

Des techniques de laboratoire permettent de détecter les agents pathogènes présents chez les mollusques marins : l’histologie 1 , les cultures bactériologiques 2 et des techniques de biologie moléculaire, en particulier, la réaction de polymérisation en chaîne (PCR) 3 .

ces méthodes de diagnostic sont dites « directes » car elles ciblent l’agent pathogène recherché. Les méthodes pcr ciblent la carte d’identité génétique (ADN ou ARN) des agents pathogènes.

pour aLLer pLus Loin... après la détection de l’agent pathogène, celui-ci est caractérisé de façon précise au moyen de deux techniques de biologie moléculaire, couramment utilisées pour identifier l’espèce ou même la souche :- le séquençage permet de connaître la composition exacte du fragment d’ADN ou d’ARN amplifié de l’agent pathogène ;- l’hybridation in situ permet de localiser un fragment d’ADN ou d’ARN cible (de l’espèce pathogène présente), sur une coupe (histologique) de tissu observée au microscope.

AA

colonies de bactéries

souchepure

B C

A

D

copies du fragment d’ADN

Ifrem

er -

Labo

rato

ire d

e G

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Documents

Les agents pathogènes affectant Les moLLusques …archimer.ifremer.fr/doc/00439/55015/56444.pdf · de détecter l’adn de ce virus dans les tissus des mollusques. • Observation