Kursprogramm - UniversitätsKlinikum Heidelberg: … · o Restriktionsverdau o Gelextraktion o Ligation o Transformation ... - Auswertung am Fluoreszenzmikroskop - Erstellung des

Kursprogramm 2013/14

TopLab Coaching im wissenschaftlichen Labor Ein gemeinsamer Service des Universitätsklinikums Heidelberg, der Universität Heidelberg und der Medizinischen Fakultät Mannheim

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TopLab - Coaching im wissenschaftlichen Labor Unser Expertennetzwerk – kompetente und individuelle Hilfe zu Ihren speziellen Fragen im Labor

TopLab versteht sich als Servicestelle. Wir bieten kompetente und gezielte individuelle Unterstützung

und Beratung an, wenn im Labor besonders spezielles Know-how gefragt ist – beispielsweise

bezüglich komplexer Versuchsreihen, seltener Substanzen, Zelllinien oder Geräte. Ihre individuellen

Anfragen werden direkt beantwortet oder umgehend an unser TopLab-Expertennetzwerk – bestehend

aus gegenwärtig 68 fachkundigen Kolleginnen und Kollegen des Universitätsklinikums Heidelberg

und der Universitätsmedizin Mannheim – weitergeleitet. Unsere Experten geben ihr Wissen an ihrem

Arbeitsplatz und während ihrer Arbeitszeit weiter. Die Vorteile dieses Service liegen auf der Hand:

- dauerhafte Etablierung neuer Methodenkompetenzen mit minimalem Zeitaufwand

- leichtere und schnellere Bearbeitung Ihrer Fragestellungen während der Projektlaufzeit

- Briefing durch Experten auch nach der Weiterbildung möglich

- keine Kosten für die Weiterbildung eines Mitarbeiters und keine Ausfallzeiten für Ihre

Arbeitsgruppe.

- Aufbau von Kontakten zu anderen Arbeitsgruppen (z.B. Wo finde ich eine bestimmte Zelllinie?)

Auf diese Weise findet sich schnell und unkompliziert ein Weg zum Austausch und damit zur Klärung

Ihrer Frage bzw. zur Lösung Ihres Problems. Das spart nicht nur wertvolle Zeit, sondern trägt auch in

hohem Maße zur Sicherung Ihrer Forschungsergebnisse bei.

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Unser Expertennetzwerk erfährt eine fortlaufende Ausweitung. Falls Sie sich vorstellen können, uns

als Expertin/Experte bzw. AnsprechpartnerIn zur Verfügung zu stehen, laden wir Sie herzlichst dazu

ein. Gerne nehmen wir auch Ihre Ideen zu neuen Bildungsangeboten oder ein Feedback zu unseren

bestehenden Fortbildungskursen entgegen. Natürlich erhalten Sie auch Unterstützung, z.B. durch

Mitteilung von Resonanz, Erfolgen und Problemen der eigenen Expertenarbeit.

Sollten Sie Interesse an einer Unterstützung unseres Expertennetzwerkes haben, wäre es sehr

hilfreich, wenn Sie uns Ihr Tätigkeitsprofil schicken.

Im Folgenden finden Sie einen Überblick über die Themen, die gegenwärtig von unseren Experten

abgedeckt werden:

Antikörper - Herstellung im Kaninchen - Handling - Aufreinigung - Aufbewahrung

Biochemie - BNP-2D-Elektrophorese - SDS-Gelelektrophorese - Proteinisolierung - Western Blot

Durchflußzytometrie - Mehrfarbenanalyse und Kompensation - MACS - FACS - Genotypisierung dendritischer Zellen mittels

FACS-Analyse - Auswertungen mit FlowJo und Diva-Software

Elektronenmikroskopie - Gewebeaufbereitung (Entnahme, Einbettung) - Dünn- und Ultradünnschnitte - Ultracryoschnitte - Färbungen - Immun-EM

Enzymatische Bestimmungen - Endpunktbestimmungen - Kinetik

Hämatologie - Erythrozytenzählung - Leukozytenzählung - Differentialblutbild

Histologie - Gewebeaufbereitung (Entnahme,

Einbettung) - Cryoschnitte - Paraffinschnitte - Immunhistologie - Färbemethoden

Chromatographie - Wave dHPLC

Immunfluoreszenz

- auf Granulozyten-Ausstrichen

Immunoblotting

Medizinische Statistik - Versuchsplanung und Auswertung - Umgang mit Statistiksoftware - Epidemiologie

Mikroarray-Analysen - Genexpressionsarray - SNP Array

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Mikrobiologie - Anzucht von Bakterien - Arbeiten mit Bakterien

Mikroskopieren - Köhlern - Lichtmikroskopie - Fluoreszenzmikroskopie - Digitale Bildbearbeitung

Molekularbiologie - Genotypisierung - Mutagenese - Realtime PCR:

o RNA/DNA-Extraktion o RNA Quantifizierung (Bioanalyzer) o cDNA-Synthese o Evaluierung von Referenzgenen über

GeNorm o Nested PCR o Southern Blot o Northern Blot

- In Situ Hybridisierung: o Synthese von RNA – Sonden o Gewebepräparation o Gewebeschnitte o mFISH

- Klonierungstechniken: o Herstellung kompetenter Zellen o Restriktionsverdau o Gelextraktion o Ligation o Transformation o Plasmidisolierung o Transkription o Subklonierung

Tierversuche - Transkardiale Perfusionsfixierung von Mäusen - Injektionstechniken an Mäusen - Schlundsonden - Adipozytenisolierung - Operative Oozytenentnahme bei Xenopus laevis und deren Aufbereitung

Zellkultur

- Umgang mit Suspensionskulturen - Umgang mit adhärenten Zellen - Zellen passagieren - Zellzahl- und Vitalitätsbestimmung - Kryokonservierung - Mykoplasmennachweis - Isolierung bzw. Präparation von:

o Neuronalen Regionen für Primärkulturen

o HSC o HEPs o Murinen dentritischen Zellen aus

Knochenmark o Blutzellen über Ficoll-Gradient o Zellisolierung mit Beads o HUVECs o Mesenchymalen Stammzellen o Endothelialen Vorläuferzellen

Zytogenetik - Aufarbeitung - Auswertung am Fluoreszenzmikroskop - Erstellung des Karyotyps aus: - Blut, Knochenmark bei Leukämie,

Lymphomen - Erstellung des konsistutionellen Karyotyps

aus PHA-stimuliertem peripherem Blut

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TopLab - Coaching im wissenschaftlichen Labor

Was sich hinter TopLab verbirgt? Die Arbeit im Laborbereich ist durch ständige Veränderungen und Differenzierungen mit sich stetig entwickelnden Methoden und Technologien geprägt. Deshalb werden MitarbeiterInnen und WissenschaftlerInnen in Zukunft noch gezielter unterstützt. TopLab – eine Servicestelle des Universitätsklinikums Heidelberg, der Medizinischen Fakultät Mannheim und der Universität Heidelberg – nimmt den Weiterbildungsbedarf in lebens-wissenschaftlichen und medizinischen Forschungslaboratorien auf und bietet zielgerichtete Qualifizierungsangebote. An wen richtet sich TopLab? TopLab richtet sich an alle MitarbeiterInnen (TA, BTA, CTA, MTA), DoktorandInnen sowie an PostdoktorandInnen in medizinischen und lebenswissenschaftlichen Forschungslaboratorien des Universitätsklinikums Heidelberg, der Medizinischen Fakultät Mannheim und der Universität Heidelberg. Wie TopLab funktioniert? TopLab bietet Seminare an, berät zu Qualifizierungsfragen und vernetzt MitarbeiterInnen in Forschungslaboren mit ExpertInnen, die über hochspezialisiertes Wissen und Know-How zu Labortechnik, Labormethoden und -verfahren verfügen.

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TopLab - Coaching im wissenschaftlichen Labor

TopLab bildet weiter! Sie müssen Ihre Kompetenzen auf neue Arbeitsgebiete ausdehnen oder Ihre Grundlagenkenntnisse zu bestimmten Techniken auffrischen? Nutzen Sie das Weiterbildungsangebot von TopLab. Es ist auf den Schulungsbedarf von LabormitarbeiterInnen aus dem lebenswissenschaftlichen und medizinischen Bereich ausgerichtet und greift zugleich neue Entwicklungen in Labortechnik und -methoden auf. TopLab vernetzt! Sie wollen wissen, welchen HEC-Zelltyp Sie für die Virenproduktion am besten benutzen können? Oder ob eine Aufreinigung der Viren mittels Ultrazentrifuge oder Heparinsepharose vorzuziehen ist? Oder Sie müssen ein neues Gerät bedienen, mit dem Sie sich nicht gut auskennen? In solchen Fällen unterstützt TopLab, indem wir Sie an einen Experten aus unserem Expertennetzwerk vermitteln, der Ihnen bei Fragestellungen, bzw. Problemen aus seinem jeweiligen Spezialbereich weiterhilft. TopLab berät individuell! Die TopLab-Servicestelle steht Ihnen telefonisch oder per E-Mail für Auskünfte und individuelle Beratung zur Verfügung. Wir suchen gemeinsam mit Ihnen nach Lösungen für Fragen rund um Ihre Arbeit im Labor und nehmen Ihre Vorschläge für neue Weiterbildungsthemen gerne entgegen. Im vorliegenden Kursprogramm finden Sie alle Informationen rund um TopLab – einen Überblick zu unserem Expertennetzwerk, eine Terminübersicht zu unserem Schulungsangebot 2013/2014 mit anschließenden Kursinhaltsbeschreibungen und natürlich alle Kontaktdaten unserer Servicestelle. Wie können wir Sie unterstützen? TopLab-Servicestelle Ulrike Traut, Heribert Mohr Im Neuenheimer Feld (INF) 327 2. OG., Raum 205 Telefon: 06221 – 54 8699 Fax: 06221 – 54 8695 E-Mail: [email protected] Homepage: www.toplab.uni-hd.de Die aktuellen Öffnungszeiten unserer Servicestelle entnehmen Sie bitte unserer Homepage.

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Inhaltsverzeichnis TopLab

Allgemeine Informationen

TopLab - Expertennetzwerk ............................................................................................................... 1 TopLab – Kompetenz im Labor ......................................................................................................... 4 Inhaltsverzeichnis .............................................................................................................................. 6 Terminübersicht zu den Kursangeboten ............................................................................................ 7 Referentenprofile ............................................................................................................................. 34

Grundlegende Techniken

10.02 Proteinbestimmung: Lowry und Bradford unter der Lupe ........................................................ 9 10.13 pH-Messung in Theorie und Praxis ....................................................................................... 10 10.14 Wiegetechnik mit Analysewaagen ......................................................................................... 11 10.15 Fachrechnen im Labor ........................................................................................................... 12 10.20 Lichtmikroskopie .................................................................................................................... 13 10.23 Homogenisation von Zellen und Gewebe .............................................................................. 14 10.24 Zentrifugation und Ultrazentrifugation ................................................................................... 15 10.25 Troubleshooting Pipettiertechnik ........................................................................................... 16

Statistik

10.04 Deskriptive Statistik (Kurs 1).................................................................................................. 17 10.08 Einfache statistische Tests (Kurs 2) ...................................................................................... 18 10.10 Regressionsanalysen (Kurs 3) .............................................................................................. 19 10.11 Varianzanalysen (Kurs 4) ...................................................................................................... 20 10.12 Überlebenszeitanalysen (Kurs 5) .......................................................................................... 21

Molekularbiologisches Arbeiten

10.01 Klonierung–Grundprinzipien der DNA-Vervielfältigung und Weiterverarbeitung ................... 22 10.03 PCR-Methoden zur SNP-Genotypisierung - Seminar mit praktischem Teil .......................... 23 10.05 RNA-Isolierung/-Quantifizierung/-Qualifizierung – Seminar mit praktischem Teil ................. 24 10.09 Relative Quantifizierung der Genexpression mittels Real-Time-PCR (QRT-PCR) ............... 25

Zellkultur

10.17 Zellkultur - Theorie ................................................................................................................. 26 10.18 Zellkultur - Praxis ................................................................................................................... 27

Durchflußzytometrie

10.16 Einführung in die Durchflußzytometrie .................................................................................. 28 Proteine und Antikörper

10.07 Free-Flow.Elektrophoresetechnik .......................................................................................... 29 10.19 2-Tages-Workshop: SDS-Gele – Immunoblotting - Antikörperinkubationen ......................... 30 10.21 3-Tages-Workshop: 2-D-Gelelektrophorese mit dem Blue Native System (BNP) ................ 31

Histologie

10.22 Immunhistologie und Immunfluoreszenz ............................................................................... 32 Zellbiologie

10.06 Isolierung verschiedener Zellorganellen ................................................................................ 33

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Terminübersicht Kursangebote TopLab

März 2013

12.03. – 13.03 10.01 Klonierung – Grundprinzipien der DNA Vervielfältigung und Weiterverarbeitung

15.03. 10.02 Proteinbestimmung: Lowry und Bradford unter der Lupe

21.03. 10.03 PCR-Methoden zur SNP-Genotypisierung – Seminar mit praktischem Teil

April 2013

08.04. 10.04 Deskriptive Statistik (Kurs 1)

11.04. 10.05 RNA-Isolierung/ -Quantifizierung/ -Qualifizierung – Seminar mit praktischem Teil

11.04. 10.06 Isolierung verschiedener Zellorganellen

12.04. 10.07 Free-Flow – Elektrophoresetechnik

15.04. 10.08 Einfache statistische Tests (Kurs 2)

18.04. 10.09 Relative Quantifizierung der Genexpression mittels Real-Time-PCR (QRT-PCR)

22.04. 10.10 Regressionsanalysen (Kurs 3)

29.04. 10.11 Varianzanalysen (Kurs 4)

Mai 2013

06.05. 10.12 Überlebenszeitanalysen (Kurs 5)

14.05. 10.13 pH-Messung in Theorie und Praxis

14.05. 10.14 Wiegetechnik mit Analysewaagen

Juni 2013

07.06. 10.15 Fachrechnen im Labor

11.06. 10.16 Einführung in die Durchflußzytometrie

18.06. 10.17 Zellkultur – Theorie

18.06. 10.18 Zellkultur – Praxis

20.06. – 21.06. 10.19 2-Tages-Workshop: SDS-Gele – Immunoblotting – Antikörperinkubationen

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Terminübersicht Kursangebote TopLab

Oktober 2013

22.10. 10.20 Lichtmikroskopie

November 2013

06.11. – 08.11. 10.21. 3-Tages-Workshop: 2-Dimensionale Gelelektrophorese mit dem Blue-Native-System (BNP)

07.11. 10.09 Relative Quantifizierung der Genexpression mittels Real-Time-PCR (QRT-PCR)

26.11. 10.22 Immunhistologie und Immunfluoreszenz

Januar 2014

21.01. 10.23 Homogenisation von Zellen und Gewebe

Februar 2104

04.02. 10.24 Zentrifugation und Ultrazentrifugation

18.02. 10.25 Troubleshooting Pipettiertechnik

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Nr. 10.02 Proteinbestimmung: Lowry und Bradford unter der Lupe TopLab

Zielgruppe: LabormitarbeiterInnen, wissenschaftliche MitarbeiterInnen, DoktorandIn-nen, NachwuchsgruppenleiterInnen und Post-Docs der Universität und des Universitätsklinikums Heidelberg sowie der Universitätsmedizin Mannheim (UMM)

Zielsetzung: Informationen und Tipps zum praktischen Einsatz von „Lowry“ und „Bradford“ (Bio-Rad-Proteinbestimmung) mit anschließendem Praxisteil

Schwerpunkte und Inhalte:

Theoretischer Teil: Die beiden Methoden werden im Mini-Maßstab (1,5ml Eppis) mit gerin-gem Probeneinsatz vorgestellt: Welche Substanzen vertragen sich nicht mit der einen oder an-deren

Bestimmung? Kits kaufen oder Reagenzien selbst ansetzen? BSA als Standard – gibt es Alternativen? Ein einfaches Modell zur Berechnung der Kalibriergeraden Auflösung von Zell- oder Organell-Membranen zur Freisetzung aller

Proteine Strategien zur Herstellung von Vorverdünnungen Vorteile von Dreifachbestimmungen Proteinbestimmungen von Mini-Pellets aus einer Zentrifugation:

Messungen mit geringstem Probeneinsatz Konzentrieren von Proteinlösungen durch Ausfällen

Praktischer Teil: Ausführung einer oder beider Bestimmungen Pipettieren und Berechnen einer Kalibriergeraden, rechnerische

Bestimmung der Proteinkonzentration einer unbekannten Probe

Anmerkung: Wer möchte, bringt für die praktischen Arbeiten einen präzise arbeiten-den Pipettensatz von 0,1 – 1000µl und dazu passende Pipettenspitzen mit

ReferentInnen: Heribert Mohr, Ausbildungsleitung Biologielaboranten, Universität Heidelberg

Termin Uhrzeit Ort Teilnehmerzahl

15.03.2013 9:00 - 16:00 Uhr Universitätsmedizin Mannheim (UMM)

genauer Veranstaltungsort wird rechtzeitig bekannt gegeben

6 - 12

10

Nr. 10.13 pH-Messung in Theorie und Praxis TopLab


Zielsetzung: Die Messung des pH-Wertes in Lösungen ist alltägliche Routine. Trotzdem stößt man immer wieder auf offene Fragen. Dieses Seminar soll zum besseren Verständnis der Geräteteile (z.B. Messelektrode) führen und versucht die offenen Fragen rund um die Handhabung der Messelektrode zu klären


Theoretischer Teil: Was kennzeichnet eine genaue und verlässliche Messung? Wie eicht man das Gerät? Wie pflegt man eine pH-Messelektrode Wie erkenne ich, dass die Elektrode ausgewechselt werden muss? Und vieles mehr

Praktischer Teil: Übungen an pH-Messgeräten

ReferentInnen: Patrick Heil, WTW


14.05.2013 09:00 – 12:00 Uhr Zentralbereich Neuenheimer Feld Genauer Veranstaltungsort wird

rechtzeitig bekannt gegeben 5 – 15

11

Nr. 10.14 Wiegetechniken mit Analysewaagen TopLab

Teilnahme-voraussetzungen:

Grundkenntnisse im Umgang mit Waagen


Zielsetzung: In diesem Seminar werden Grundlagen zum Thema Wägetechnik vermittelt. Die TeilnehmerInnen sind am Ende in der Lage Störquellen zu erkennen und zu beseitigen


Physikalische Grundlagen Allgemeiner Umgang mit Laborwaagen Praktische Beispiele Übungen an pH-Messgeräten

ReferentInnen: Steffen Gloth, Product Specialist Weighing Sartorius Weighing Technology GmbH, Göttingen




12

Nr. 10.15 Fachrechnen im Labor TopLab


Zielsetzung: Bestimmt haben auch Sie vor Zeiten das Rechnen mit Mol und Prozent für Konzentrationen gelernt, aber immer seltener angewendet. Durch gemeinsame Übungen wird Ihr Wissen aufgefrischt


Berechnungen von molaren und prozentigen Lösungen Umrechnen zwischen Mol und Prozent Was bedeutet Massenprozent, weight/weight, weight/volume,

volume/volume? Rechnungen mit Dichte, Prozent und Molarität Verdünnungsrechnen Berechnen und Umrechnen einer Konzentration Berechnung von µg-Mengen aus gegebenen Konzentrationen

Benötigtes Material:

Herkömmliche Taschenrechner, Schreibmaterial



07.06.2013 09:00 – 12:00 Uhr Universitätsmedizin Mannheim (UMM)

Genauer Veranstaltungsort wird rechtzeitig bekannt gegeben

5 – 20

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Nr. 10.20 Lichtmikroskopie TopLab


Zielsetzung: Der Kurs ermöglicht einen guten Einstieg in die Arbeit mit dem Licht-mikroskop, auch für MitarbeiterInnen, die bislang keine oder nur wenig Erfahrung in diesem Bereich mitbringen


Theoretischer Teil: Grundlagen der Lichtmikroskopie Einblick in Darstellungs- und Auswertungsverfahren Die richtige Beleuchtung durch „Köhlern“ Grenzen der Lichtmikroskopie, Tipps und Tricks

Praktischer Teil: Bauteile, Einstellungen und Bedienung des Mikroskops Mikroskopieren verschiedener Präparate

ReferentInnen: Silke Vorwald, Neuroanatomie, AG Prof. Schultz Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg

Termin Uhrzeit Ort Raum Teilnehmerzahl

22.10.2013 09:00 – 12:00 Uhr Med. Fakultät Mannheim

Haus 22, 1.OG Theodor-Kutzer-Ufer 1-3

11 5 – 40

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Nr. 10.23 Homogenisation von Zellen und Gewebe TopLab


Zielsetzung: Das Ergebnis eines Zellaufschlusses hängt im Wesentlichen vom ange-wendeten Verfahren ab. Nicht jedes Verfahren erscheint für weiter-gehende Experimente geeignet. In diesem Seminar wird eine Auswahl an verschiedenen Zellaufschlussverfahren vorgestellt


Verschiedene Aufschlussverfahren im Vergleich Welche Ergebnisse sind dabei zu erwarten? Anwendung verschiedener Verfahren bei unterschiedlichen experi-

mentellen Zielen Strategieentwicklung für eigene Experimente



21.01.2014 09:00 – 12:30 Uhr Zentralbereich Neuenheimer Feld genauer Veranstaltungsort wird


15

Nr. 10.24 Zentrifugation und Ultrazentrifugation TopLab


Zielsetzung: Dieses Seminar soll eine Basis für Ihre zukünftigen Zentrifugations-Experimente legen


Unterschiedliches Verhalten von Partikeln während der Zentrifuga-tion, Einfluss der Mediumdichte

Geeignete Zentrifugenröhrchen Zentrifugen und Rotorenpflege Pelletieren, Differentialzentrifugation und Dichtegradientenzentri-

fugation Zentrifugationsmedien Welcher Rotor ist wofür geeignet?


Prof. Dr. Alfred Völkl, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Heidelberg




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Nr. 10.25 Troubleshooting Pipettiertechnik TopLab


Zielsetzung: Fachgerechtes Pipettieren ist eine Schlüsselkompetenz im wissen-schaftlichen Labor, da die Reproduzierbarkeit von Arbeitsergebnissen in hohem Maße davon abhängt. Wir betrachten fachgerechte Arbeitsweisen mit Mikroliterpipetten (variable Volumina), nennen potentielle Fehler-quellen und stellen verschiedene Pipettiertechniken vor.


Theoretischer Teil: Grundlagen/Funktionsweisen einer Pipette Auswahl der richtigen Pipette bei verschiedenen Medien Pipettieren in der Praxis: Tipps und Tricks Verschiedene Pipettiertechniken Pipettieren kleinster Volumina Fehlereinflüsse Tipps und Tricks zur Kalibrierung Wartung und Reinigung der Pipette Dekontamination und Sterilisation: was geht – was geht nicht? Kleinere Reparaturen: Demo anhand einer Gilson-Pipette

Praktischer Teil: Anhand einer Kalibriergeraden werden wir fachgerechtes Pipettieren mit verschiedenen Techniken anwenden

ReferentInnen: Ute Pfeifle-Tiller, Gilson International B.V.

Heribert Mohr, Ausbildungsleitung Biologielaboranten, Universität Heidelberg




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Nr. 10.04 Deskriptive Statistik (Kurs 1) TopLab


Zielsetzung: Sie erhalten einen Überblick über die wichtigsten Methoden und Kenn-größen der deskriptiven Statistik


Merkmale und ihre Eigenschaften Häufigkeiten Odds Ratio Graphische Darstellung von Häufigkeiten Lage- und Streuungsmaße Box-and-Whisker-Plots Korrelationskoeffizienten Nach einer methodischen Einführung sollen die Kenntnisse anhand praktischer Zahlenbeispiele u.a. unter Verwendung der Statistik-Software SAS vertieft werden

ReferentInnen: Dr. Joachim Brade, Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg PD Dr. Christel Weiß, Leiterin der Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg




5 – 20

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Nr. 10.08 Einfache statistische Tests (Kurs 2) TopLab


Teilnahme am Kurs 1 (Deskriptive Statistik) oder vergleichbare Vorkennt-nisse


Zielsetzung: Sie lernen das Prinzip eines statistischen Tests, die bekanntesten uni-variaten Tests und deren Anwendungsmöglichkeiten sowie die Bedeu-tung und Interpretation des p-Wertes kennen


Durchführung eines statistischen Tests Interpretation des p-Wertes t-Tests Rangsummentests Chi2-Test Nach einer methodischen Einführung sollen die Kenntnisse anhand praktischer Zahlenbeispiele u.a. unter Verwendung der Statistik-Software SAS vertieft werden





5 – 20

19

Nr. 10.10 Regressionsanalysen (Kurs 3) TopLab


Teilnahme an den Kursen 1 (Deskriptive Statistik) und 2 (Einfache statis-tische Tests) oder vergleichbare Vorkenntnisse


Zielsetzung: Sie erhalten einen Überblick über die unterschiedlichen Regressionsana-lysen (lineare - logistisch, einfache - multiple) und deren Anwendungs-möglichkeiten


Einfache lineare Regression Multiple lineare Regression Allgemeines lineares Modell Logistische Regression Nach einer methodischen Einführung sollen die Kenntnisse anhand praktischer Zahlenbeispiele u.a. unter Verwendung der Statistik-Software SAS vertieft werden





5 – 20

20

Nr. 10.11 Varianzanalysen (Kurs 4) TopLab




Zielsetzung: Sie lernen unterschiedliche Arten und Anwendungsmöglichkeiten der Varianzanalysen kennen


1-faktorielle Varianzanalyse 2-faktorielle Varianzanalyse Varianzanalysen mit Messwiederholungen Nach einer methodischen Einführung sollen die Kenntnisse anhand praktischer Zahlenbeispiele u.a. unter Verwendung der Statistik-Software SAS vertieft werden

ReferentInnen: PD Dr. Christel Weiß, Leiterin der Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg Dr. Joachim Brade, Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg




5 – 20

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Nr. 10.12 Überlebenszeitanalysen (Kurs 5) TopLab




Zielsetzung: Sie lernen, wie man Überlebenszeiten statistisch analysiert, wenn zen-sierte Daten vorliegen und wie man prognostisch relevante Faktoren statistisch evaluiert


Maßzahlen zur Beschreibung einer Prognose Kaplan-Meier-Kurven Logrank-Test Das Cox-Regressionsmodell Nach einer methodischen Einführung sollen die Kenntnisse anhand praktischer Zahlenbeispiele u.a. unter Verwendung der Statistik-Software SAS vertieft werden

ReferentInnen: PD Dr. Christel Weiß, Leiterin der Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg Dr. Joachim Brade, Abteilung für Biomathematik, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg




5 – 20

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Nr. 10.01 Klonierung – Grundprinzipien der DNA Vervielfältigung und Weiterverarbeitung TopLab

Teilnahme-voraussetzungen

Grundkenntnisse Pipettieren Grundkenntnisse im Umgang mit Zentrifugen Grundkenntnisse PCR Grundkenntnisse im Umgang mit Photometern


Zielsetzung: Das Seminar soll Sie in die Lage versetzen, selbständig kompetente Zellen, Agarplatten und Präparationsmethoden auszusuchen um DNA zu vermehren und das praktische Vorgehen hierzu zu erlernen. Weiterhin sollen Sie im Anschluss an das Seminar fähig sein, Schnittenzyme für eine Subklonierung auszuwählen, Sequenzierergebnisse zu überprüfen und Überlegungen für mögliche Mutagenese PCR Reaktionen anzustellen


Praxisorientierte Demonstration aller notwendigen Arbeitsschritte zur (Sub)Klonierung von DNA

Auswahl kompetenter Zellen

Ausplattieren und Klone picken

Prinzip der Mini/Midi/Maxi- Präparation

Troubleshooting der Klonierung

Vermittlung der Grundkenntnisse der Mutagenese PCR und Subklonierung

ReferentInnen: Dr. Claudia Seyler, Innere Medizin III – Kardiologie; Universitätsklinikum Heidelberg


12.03. - 13.03.2013

9:30 - 16:30 Uhr Zentralbereich Neuenheimer Feld Genauer Veranstaltungsort wird

rechtzeitig bekannt gegeben 4 - 12

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Nr. 10.03 PCR-Methoden zur SNP-Genotypisierung Seminar mit praktischem Teil TopLab


Grundkenntnisse im Umgang mit Mikroliterpipetten und Zentrifugen Grundkenntnisse in der Isolierung von DNA aus Zellen Grundkenntnisse in PCR


Zielsetzung: In diesem Seminar werden einfache Methoden zur PCR-basierten Ge-notypisierung von SNPs (Single Nucleotide Polymorphisms) bzw. DNA-Punktmutationen vermittelt. Die TeilnehmerInnen sollen danach in der Lage sein, selbstständig Testsysteme für beliebige SNPs aufzubauen und die Genotypisierung durchzuführen.


Theoretischer Teil: Theoretische Grundlagen der Genomvariation Bedeutung von SNPs in der Diagnostik Grundlagen der allelspezifischen PCR und der allelischen Dis-

kriminierung mittels allelspezifischer TaqMan-Sonden Primerdesign und Assaydesign

Praktischer Teil: Isolierung der eigenen DNA aus Wangenabstrich Durchführung einer allelspezifischen PCR und TaqMan PCR Ergebnisauswertung

ReferentInnen: Prof. (apl.) Dr. rer. nat. Peter Bugert und Gabi Rink (MTA), Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim


21.03.2013 09:00 – 15:00 Uhr DRK-Blutspendedienst Friedrich-Ebert-Str. 107

68167 Mannheim 109 2 – 8

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Nr. 10.05 RNA-Isolierung / -Quantifizierung / -Qualifizierung Seminar mit praktischem Teil TopLab


Grundkenntnisse im Umgang mit Mikroliterpipetten und Zentrifugen Grundkenntnisse in der Isolierung von Nukleinsäuren aus Zellen


Zielsetzung: In diesem Seminar werden Standardmethoden zur Isolierung und Ana-lyse von Gesamt-RNA aus eukaryotischen Zellen vermittelt. Die Teil-nehmerInnen sollen danach in der Lage sein, RNA aus beliebigen biologischen Proben zu isolieren und die Quantität bzw. Qualität der RNA zu beurteilen


Theoretischer Teil: Methoden der RNA-Extraktion aus Zellen / Geweben Quantifizierung von RNA mittels UV-Photometrie Funktion und Anwendung eines Bioanalyzers RNA Integry Number (RIN)

Praktischer Teil: Isolierung von Gesamt-RNA aus Zellkultur und Gewebe mittels Trizol

und Minisäulen RNA-Quantifizierung am GeneQuant RNA-Qualifizierung am Bioanalyzer

ReferentInnen: Prof. (apl.) Dr. rer. nat. Peter Bugert und Gabi Rink (MTA), Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim


11.04.2013 09:00 – 15:00 Uhr DRK-Blutspendedienst Friedrich-Ebert-Str. 107

68167 Mannheim 109 2 – 8

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Nr. 10.09 Relative Quantifizierung der Genexpression mittels Real-Time-PCR (QRT-PCR) Seminar TopLab


Grundkenntnisse in PCR und Real-Time PCR Grundkenntnisse in Tabellenkalkulation mit Excel


Zielsetzung: In diesem Seminar werden die Prinzipien der relativen Quantifizierung von Genexpression mittels Real-Time-PCR vermittelt. Unabhängig vom PCR-System werden die Rohdaten der QRT-PCR verwendet, um mit einfacher Tabellenkalkulation die relative Expressionsstärke eines Zielgens zu bestimmen. Die TeilnehmerInnen sollen danach in der Lage sein, beliebige Zielgene zu analysieren und hinsichtlich ihrer Expressionsstärke statistisch zu beurteilen


Grundlagen der Reverse-Transkriptase-PCR Grundlagen der QRT-PCR Prinzip der Probe-Assays und CybrGreen-Assays Beispiele für Assaydesign Bedeutung und Auswahl der Referenzgene Grundlagen der relativen Quantifizierung Bestimmung der Effizienz von PCR-Systemen Ergebnisauswertung und vereinfachte relative Quantifizierung an

mitgebrachten Rohdaten der QRT-PCR

ReferentInnen: Prof. (apl.) Dr. rer. nat. Peter Bugert Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim

Termin Uhrzeit Ort Raum Teilnehmer-

zahl

18.04.2013 und

07.11.2013 09:00 – 12:00 Uhr

DRK-Blutspendedienst Friedrich-Ebert-Str. 107

68167 Mannheim

EG Seminarraum

4 – 20

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Nr. 10.17 Zellkultur – Theorie TopLab


Laborerfahrung


Zielsetzung: Auffrischung und Kennenlernen der theoretischen Grundlagen der Zell-kultur


Sterile Arbeitstechnik Funktionsprinzip der Sterilwerkbank Zellkulturreagenzien Kontaminationen in der Zellkultur Umgang mit Suspensionszellen Umgang mit adhärenten Zellen Zellen subkultivieren, Zellzahl- und Vitalitätsbestimmung Kryokonservierung Isolation primärer Zellen

ReferentInnen: PD Dr. Karen Bieback Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim


zahl

18.06.2013 09:00 – 11:00 Uhr

Med. Fakultät Mannheim Tridomus Haus C, Ebene 5,

Ludolf-Krehl-Str. 13-17 68167 Mannheim

C-517 5 – 20

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Nr. 10.18 Zellkultur – Praxis TopLab


Laborerfahrung; Voraussetzung zur Teilnahme ist der vorangehende Kurs 10.17 Zellkultur - Theorie


Zielsetzung: Auffrischung und Kennenlernen der praktischen Grundlagen der Zellkul-tur. Es werden lediglich grundlegende Arbeiten vermittelt anhand von 2 adhärenten Zelllinien und einer Suspensionskultur. Aufgrund der be-grenzten Personenzahl richtet sich der Kurs ausschließlich an Perso-nen, die konkret Zellkulturtechniken erlernen möchten und sehr wenig Erfahrung haben.


Die Praxis umfasst: Steriles Arbeiten mit Zellen Einfrieren und Auftauen von Zellen Mediumwechsel und Subkultivieren von adhärenten und Suspen-

sionszellen Zellzahl- und Vitalitätsbestimmung

ReferentInnen: Susanne Elvers-Hornung, Andrea Hecker, PD Dr. Karen Bieback Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim


zahl

18.06.2013 11:00 – 16:00 Uhr



C-517 2 – 6

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Nr. 10.16 Einführung in die Durchflusszytometrie TopLab


Laborerfahrung


Zielsetzung: Sie erhalten einen Überblick über Grundlagen und Anwendungsgebiete der Durchflusszytometrie und die Funktionsweise des BD FACS-Canto II


Grundlagen der Durchflusszytometrie Prinzip der Fluoreszenz Überblick über Mehrfarb-Analysen Kontrollen in der Durchflusszytometrie Kompensation Auswertung mit der DIVA-Software

ReferentInnen: Stefanie Uhlig, PD Dr. Karen Bieback Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Universitätsmedizin Mannheim

Auf Wunsch kann nach individueller Absprache ein Termin für eine praktische Einführung am FACS Canto II, FACS DIVA Software für max. 4 Teilnehmer verabredet werden. Dieser Termin macht nur Sinn für MitarbeiterInnen, die an diesem Gerät und mit dieser Software arbeiten.


zahl

11.06.2013 09:00 – 12:00 Uhr



C-517 5 – 20

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Nr. 10.07 Free-Flow - Elektrophoresetechnik TopLab


Gute Kenntnisse in Elektrophoresetechniken


Zielsetzung: Die Free-Flow-Technik ist eine trägerfreie Trenntechnik für die hochauf-lösende Trennung von geladenen Analyten wie Peptide, Proteine oder Zellorganellen bis hin zu ganzen Zellen. Die Trennung findet, im Gegen-satz zu gelbasierten Techniken, kontinuierlich und in flüssigen Medien statt


Vortrag, Darstellung der Trennkammer und der unterschiedlichen Trennprinzipien (isoelektrische Fokusierung, Zonenelektrophorese und Isotachophorese)

Praxisteil mit verschiedenen Trennungen

Anmerkung: TeilnehmerInnen haben die Möglichkeit eigene Proben zu trennen. Dies bitte frühzeitig bei Herrn Mohr ([email protected]) bekannt geben.

ReferentInnen: Dr. Weber oder Dr. Robert Wildgruber, FFE Service München Heribert Mohr, Ausbildungsleitung Biologielaboranten, Universität Heidelberg




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Nr. 10.19 2-Tages Workshop: SDS-Gele – Immunoblotting - Antikörperinkubationen TopLab


Zielsetzung: Sie erhalten praxisorientierte Anregungen, lernen Fehlerquellen zu er-kennen und welche Faktoren auch im Rahmen quantitativer Auswertun-gen beachtet werden sollen, um optimale Ergebnisse zu erhalten. Der praktische Teil gibt Gelegenheit, Gelerntes gleich zu vertiefen


Theoretischer Teil: Effekt des Sammelgels Acrylamid-Konzentration und Laufstrecke Auftragsmengen und Überladen der Lanes Auswirkungen auf das Blot-Ergebnis Tank-Blot und Semi Dry-Blot Antikörper und Antigen: Handhabungen und geeignete Mengen Voraussetzungen für die Auswertung von Banden mit digitalen

Messprogrammen

Praktischer Teil: Beladen und Fahren eines Mini-SDS-Gels Semi-Dry-Blot Immuninkubation mit Antikörpern Ergebnisdarstellung durch TMB-Farbreagenz Silberfärbung und Coomassieblau Färbung für Gele



20.06. – 21.06.2013

09:00 – 16:00 Uhr Zentralbereich Neuenheimer Feld Genauer Veranstaltungsort wird


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Nr. 10.21 3-Tages Workshop: 2-Dimensionale Gelelektrophorese mit dem Blue-Native-System (BNP) TopLab


Selbstständiges Arbeiten nach vorgegebenen Protokollen und gute Kenntnisse im Bereich SDS-Gele, Westernblots und Immunoblots


Zielsetzung: Mit diesem unkomplizierten Verfahren kann eine 2-Dimensionale Gel-elektrophorese im Labor etabliert werden. BNP eignet sich sehr gut zur Darstellung von Membranproteinen oder großen zusammenhängenden Proteinkomplexen


Einer kurzen theoretischen Einführung in die Methode folgt ein Praxisteil, der die Trennung und Darstellung eines Enzymkomplexes, bestehend aus drei Untereinheiten, zeigen soll. In möglichst kleinen Gruppen erarbeiten wir alle experimentellen Schritte bis hin zum Endergebnis.

Praktischer Teil: Gele gießen und fahren der 1. Dimension Equilibrieren für die 2. Dimension und fahren der 2. Dimension Western-Blot der 2. Dimension´ Silberfärbung von Gelen Antikörperinkubation und Darstellung der 3 unterschiedlichen

Enzymuntereinheiten mittels TMB-Reaktion



06.11. – 08.11.2013

09:00 – 16:00 Uhr Zentralbereich Neuenheimer Feld Genauer Veranstaltungsort wird


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Nr. 10.22 Immunhistologie und Immunfluoreszenz TopLab


Zielsetzung: Sie lernen einzuschätzen, welche grundlegenden Anforderungen an ein Präparat zu stellen sind, damit gute Ergebnisse erzielt werden können


Grundlagen: Wie funktioniert Immunhistologie? Unterschiede bei der Gewebeentnahme für anschließende Kryo- oder

Paraffinschnitte Wie wird entnommenes Gewebe behandelt? Perfusion, Fixierung, Einbettung, typische Fehlerquellen Wahl der Antikörper und Verfahren für die Immunhistologie Wie funktioniert Fluoreszenz? Was bedeutet Immunfluoreszenz? Welche Mikroskope, Filter, Farbstoffe und Antikörper werden

verwendet?

ReferentInnen: Silke Vorwald, Neuroanatomie, AG Prof. Schultz Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg


26.11.2013 09:00 – 12:00 Uhr Univesitätsmedizin Mannheim (UMM)


10 – 30

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Nr. 10.06 Isolierung verschiedener Zellorganellen TopLab


Grundkenntnisse im Umgang mit Zentrifugen, Ultrazentrifugen und zell-biologischem Material


Zielsetzung: Mit verhältnismäßig geringem Einsatz von Material und Kosten lassen sich überraschend „saubere“ Fraktionen von Zellorganellen, deren Membranen und Proteinen herstellen. Teure Kits zur Organell-Isolierung sind nicht immer der Weisheit letzter Schluss. Nach Besuch des Seminars trauen Sie sich zu, zielgerichtete Isolierungen selbst durchzu-führen


Theoretischer Teil: Praxisorientierte Demonstration aller notwendigen Arbeitsschritte zur

Isolation verschiedener Zellorganellfraktionen Beispiele zur Homogenisation von Gewebe und Zellen Beispiele zu Technik und Herstellung von Dichtegradienten

Praktischer Teil: Herstellung einer angereicherten Zellorganellfraktion aus einer Ratten-leber





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Referentenportraits TopLab

PD Dr. rer. nat. Karen Bieback

Leitung der zellbiologischen Arbeitsgruppe am Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie, Medizinische Fakultät Mannheim, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg-Hessen. Themengebiete: Adulte Stamm- und Vorläuferzellen. Leitung: Core-Facility für Durchflusszytometrie und Zellsortierung der Medizinischen Fakultät Mannheim. Dr. Joachim Brade

Statistiker mit langjähriger Berufserfahrung im Bereich der angewandten Statistik (Wirtschafts- und Sozialstatistik, medizinische Statistik, SAS-Programmierung, industrielle klinische Forschung). Lehrbeauftragter für Medizinstudenten und wissenschaftlicher Mitarbeiter an der Medizinischen Fakultät Mannheim. Prof. (apl.) Dr. rer. nat. Peter Bugert

Diplom-Biologe, Promotion an der Biologischen Fakultät der Universität Heidelberg, Habilitation an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg. Seit 2000 Laborleiter am Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie Mannheim. Arbeitsschwerpunkte: Molekulargenetik und Biochemie der Thrombozytenfunktion, Blutgruppengenetik, Nukleinsäureanalytik, Proteinanalytik, Zellbiologie. Steffen Gloth

Gelernter Maschinenbau- und Mechatroniker; 4 Jahre Servietechniker D-A-CH; 1 Jahr Internationaler Servicespezialist; insgesamt 6 Jahre Berufserfahrung bei der Sartorius AG; Betreuung der Pharma-Kunden in Süddeutschland; Produktspezialist Wägetechnik bei der Sartorius Weighing Technology GmbH Andrea Hecker

MTA in der zellbiologischen Arbeitsgruppe am Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie unter der Leitung von PD Dr. rer. nat. Karen Bieback, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg-Hessen.

Heribert Mohr

Biotechniker mit langjähriger praktischer Erfahrung im zellbiologischen Forschungsbereich. Ausbildungsleiter für Biologielaboranten an der Universität Heidelberg und Mitglied der TopLab- Projektleitung.

Ute Pfeifle-Tiller

Chemisch-Technische Assistentin und Diplom-Biologin, langjährige Erfahrung im Vertrieb von Laborgeräten, Wechsel in die Produktlinie Manual Liquid Handling bei Gilson International B.V., verantwortlich für den Gesamtumsatz, die Betreuung von Key Accounts, Schulungen und die Erstellung von Marketingaktionsplänen.

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Referentenportraits TopLab

Claudia Seyler

Dr. sc. Hum. Claudia Seyler, promovierte Apothekerin, derzeit als Wissenschaftlerin (Post-Doc) in der Kardiologie des Universitätsklinikums Heidelberg tätig. Forschungsschwerpunkt ist die Ursache von Herzrhythmusstörungen mittels elektrophysiologischen, molekularbiologischen und biochemischen Analysen.

Prof. Dr. MD PhD Alfred Völkl

Professor für Medizinische Zellbiologie am Institut für Anatomie und Zellbiologie der Universität Heidelberg.

Silke Vorwald

Technische Angestellte in der Neuroanatomie der UMM. TopLab-Expertin mit langjähriger Erfahrung im histologischen Forschungsbereich.

Dr. Christel Weiß

Biomathematikerin, Leiterin der Abteilung für Medizinische Statistik am Universitätsklinikum Mannheim, Dozentin für die Vorlesungen Biomathematik und Epidemiologie, Beraterin für Ärzte und Doktoranden bei der Planung und Analyse medizinischer Studien, Autorin zweier Lehrbücher und Co-Autorin zahlreicher wissenschaftlicher Papers

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TopLab – Coaching im wissenschaftlichen Labor

TopLab berät individuell! Unsere Servicestelle steht Ihnen telefonisch und per E-Mail für Auskünfte und individuelle Beratung zur Verfügung. Wir suchen mit Ihnen gemeinsam nach Lösungen für anspruchsvolle Probleme. Weitere Informationen zu TopLab, zu unserem Schulungsangebot sowie zu fachlichen Themen, stehen Ihnen auf unserer Homepage zur Verfügung. Wie können wir Sie unterstützen?

TopLab-Servicestelle Ulrike Traut, Heribert Mohr Telefon: 06221 / 54-8699 Im Neuenheimer Feld 327 Fax: 06221 / 54-8695 2. OG / Raum 205 E-Mail: [email protected] 69120 Heidelberg www.klinikum.uni-heidelberg.de www.toplab.uni-hd.de

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