Entomopatogenos-2008 EstevesE CedenoR[1]

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Susceptibilidad de Rhynchophorus palmarum (L.) (Coleoptera: Curculionidae) a Cepas de

Hongos Entomopatógenos

Eduardo Francisco Esteves Vélez

Roberto Joao Cedeño Dávila

Proyecto de Graduación para obtener el título de

Ingeniero Agrónomo con el grado académico de

Licenciatura en Ciencias Agrícolas

Guácimo, Limón, Costa Rica 2008

iii

La Universidad EARTH certifica que el Proyecto de Graduación titulado

Susceptibilidad de Rhynchophorus palmarum (L.) (Coleoptera: Curculionidae) a Cepas de Hongos Entomopatógenos

Presentado por

Eduardo Francisco Esteves Vélez

Roberto Joao Cedeño Dávila

Reúne las condiciones para obtener el título de Ingeniero Agrónomo

con el grado académico de Licenciatura

Decano de Asuntos Académicos

Manuel Cerrato, Ph.D.

Asesor

Edgar Alvarado, M.Sc.

Diciembre 2008

v

Dedicatoria

Dedico este trabajo a mi familia, quienes me han apoyado, no solo durante estos cuatro años de carrera,

si no durante toda mi vida. Para ellos con mucho cariño.

A mis padres, que con su sacrificio y dedicación me condujeron por el sendero del saber y me sirvieron

como ejemplo de perseverancia, sabiduría y ternura. A mis abuelos, que con sus consejos y cariño,

fueron libros abiertos para que aprendiera en cualquier momento de la escuela de la vida y aunque me

faltase su presencia física seguían conmigo. A mis hermanos, por crecer junto a mi y permitirme vivir con

ellos las alegrías y tristezas de nuestras vidas y por ser mis mejores amigos. A mis amigos que me

apoyaron en las buenas y en las malas y por sobre todas las cosas siguen siendo mis amigos. A la

agricultura y todas aquellas personas que trabajan en ella, por ser la ocupación más noble del ser

humano y por llevarla siempre en el corazón.

Agradecimiento

Quiero agradecer al profesor Edgar Alvarado, quien con su esfuerzo y dedicación, formó parte importante

en la consecución y éxito de este trabajo. También quiero agradecer el apoyo de la Dirección de

Investigación y Extensión de la Caña de Azúcar (DIECA), por haber contribuido gentilmente donando

cepas de hongos para este proyecto.

Primero a Dios, por haberme permitido caminar de su mano en este largo recorrido, en el que hoy, veo

cristalizado en una realidad tangible, mi ideal. En las páginas de este trabajo, en las que he ido

deshojando las enseñanzas recibidas día tras día, quedan aprisionados, mi amor y mi gratitud

imperecedera, como una pequeña recompensa a los desvelos y sacrificios de ustedes queridos padres. A

mis hermanos, familiares y amigos, que a la distancia estuvieron presentes, para apoyar siempre mi

decisión, que ahora me permitirá enfrentar los retos de la vida. A EARTH y a mi profesor asesor Edgar

Alvarado, por brindarme su ayuda y apoyo desinteresado, transmitiéndome lo mejor de sus

conocimientos y experiencias; reciban el fruto de la siembra que infatigablemente cultivaron. A todas las

personas que directa o indirectamente, colaboraron para que este proyecto alcance su feliz término.

vii

Resumen

La palma aceitera, Elaeis guineensis, es afectada por una enfermedad letal llamada

anillo rojo del cocotero, causada por el nematodo Bursaphelenchus cocophilus, cuyo

vector es el Rhynchophorus palmarum (Coleoptera: Curculionidae). Se evaluó la

mortalidad y rapidez de infección de ciertos hongos entomopatógenos sobre R.

palmarum. Una población de R. palmarum, colectada del campo con trampas de

feromonas sintéticas y cebos a base de caña de azúcar, se usó para realizar los

bioensayos. Los insectos en el laboratorio fueron colocados en recipientes plásticos de

9 mm de diámetro y 5,4 mm de profundidad con alimento a base de caña de azúcar. Se

evaluaron tres cepas de Beauveria bassiana, D0101, D0106 y D0205; de Trichoderma

asperellum se evaluó la cepa Ale; de Metarhizium anisopliae se evaluó la var.

anisopliae; y, también un testigo. Los insectos fueron expuestos a una dosis de 0,017 g

de esporas g-1 de insecto y se observaron diariamente, a partir de 24 horas de

inoculados. El período de observación por tratamiento fue de 21 días. Las cepas de B.

bassiana y M. anisopliae lograron mortalidad de los insectos del 90 % - 100 % en el

tiempo de observación. La cepa D0106 de B. bassiana y la cepa de M. anisopliae

fueron las más virulentas pues infectaron al 100 % de los insectos entre 6 días y 8 días.

Si estas cepas se comportan de igual manera en el campo, se considerarían como una

opción de control biológico para el manejo de R. palmarum.

Palabras clave: Elaeis guineensis, Rhynchophorus palmarum, hongos

entomopatógenos, Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Trichoderma

asperellum.


viii

Abstract

Red ring, caused by the Bursaphelenchus cocophilus nematode, is a lethal disease

affecting the oil palm tree, Elaeis guineensis. The red ring nematode parasitizes the

palm weevil, Rhynchophorus palmarum, which is attracted to trunks and acts as a vector

for B. cocophilus in uninfected trees. The susceptibility of R. palmarum to selected

strains of the entomopathogenic fungi Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, and

Trichoderma asperellum was evaluated through a bioassay under laboratory conditions.

Weevils from the field were obtained using pheromone and sugar cane baited traps for

use in the study. In the laboratory, weevils were kept in 9 mm diameter and 5,4 mm

depth plastic containers with sugar cane diet . B. bassiana’s strains D0101, D0205,

D0106; Trhichoderma asperellum´s strain Ale; and Metarhizium anisopliae var.

anisopliae were compared with an untreated control. Weevils were exposed to 0,017 g

conidia g-1 insect, and observed during 21 days. B. bassiana and M. anisopliae strains

outperformed all other strains causing 90 % to 100 % mortality. Time-mortality response

was significant for M. anisopliae var. anisopliae and B. bassiana D0106, since insect

mortality was observed between 6 days to 8 days. If these fungi perform similar under

field conditions, there is a potential use of entomopathogenic fungi for R. palmarum

management.

Key words: Elaeis guineensis, Rhynchophorus palmarum, entomopathogenic fungi,

Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Trichoderma asperellum.

ix

Lista de Contenido Página

1 INTRODUCCIÓN 1 2 OBJETIVOS 5

2.1 OBJETIVO GENERAL .................................................................................... 5 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ........................................................................... 5

3 REVISIÓN DE LITERATURA 7 3.1 PALMA ACEITERA ......................................................................................... 7

3.1.1 Taxonomía y biología ........................................................................... 7 3.1.2 Clima .................................................................................................... 7 3.1.3 Suelos................................................................................................... 7 3.1.4 Proceso agroindustrial .......................................................................... 7 3.1.5 Importancia económica......................................................................... 8

3.2 RHYNCHOPHORUS PALMARUM.................................................................. 8 3.3 BIOLOGÍA R. PALMARUM ............................................................................. 9

3.3.1 Huevo ................................................................................................... 9 3.3.2 Larva..................................................................................................... 9 3.3.3 Pupa ................................................................................................... 10 3.3.4 Adulto ................................................................................................. 10 3.3.5 Daño................................................................................................... 10

3.4 ANILLO ROJO DEL COCOTERO O ANILLO ROJO/HOJA AMARILLA ....... 10 3.5 MÉTODOS DE CRÍA DE R. PALMARUM ..................................................... 11 3.6 MÉTODOS DE TRAMPEO ........................................................................... 11 3.7 HONGOS ENTOMOPATÓGENOS............................................................... 12

3.7.1 Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales) ............................... 13 3.7.2 Metarhizium anisopliae var. anisopliae (Ascomycota:

Hypocreales) ...................................................................................... 15 3.7.3 Trichoderma (Ascomycota: Hypocreales).......................................... 16

4 MATERIALES Y MÉTODOS 17 4.1 COLECTA DE INSECTOS ............................................................................ 17 4.2 EVALUACIÓN DEL CONTROL DE INSECTOS CON HONGOS EN EL

LABORATORIO ............................................................................................ 19 4.3 LOS HONGOS .............................................................................................. 19 4.4 EXPOSICIÓN DE LOS INSECTOS............................................................... 20 4.5 ANÁLISIS DEL EXPERIMENTO ................................................................... 20

5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 23 5.1 MORTALIDAD............................................................................................... 23 5.2 TIEMPO DE INFECCIÓN.............................................................................. 24

6 LISTA DE REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 29


1

1 Introducción

El desarrollo de combustibles a partir de fuentes renovables, ha impulsado el área de

cultivo de especies potenciales, como la palma aceitera. En Ecuador, la superficie

sembrada de palma supera las 200 mil hectáreas (ANCUPA, 2005) y tiene un

crecimiento sostenido.

La palma aceitera, Elaeis guineensis, es afectada por una letal enfermedad, llamada

anillo rojo de cocotero o también llamada anillo rojo/hoja pequeña (Coto y Saunders,

2004). Esta enfermedad es causada por el nematodo Bursaphelenchus cocophilus

(Cobb), el cual es diseminado por el picudo de la palma Rhynchophorus palmarum

(Coleoptera: Curculionidae). El control del picudo se lo ha estado realizando con

trampas, utilizando cebos impregnados de insecticida y, como atrayente, feromonas

(Mexzón et al., 1994). Existe muy poca información sobre el control biológico del

picudo. Prior y Arura (1985) utilizaron Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) Sorokin

como controlador del picudo negro de la palma Rhynchophorus bilineatus, en Papúa

Nueva Guinea, obteniendo resultados aceptables. Liu y Bauer (2006) realizaron

experimentos exitosos al tratar de controlar al barrenador esmeralda del fresno, Agrilus

planipennis (Coleoptera: Buprestidae), utilizando Beauveria bassiana (Balsamo)

Vuillemin (cepa GHA) y M. anisopliae. Asimismo, Badilla y Alves (1991) tuvieron éxito

en control del picudo de la caña Sphenophorus levis (Coleoptera: Curculionidae),

mediante el uso de B. bassiana (447) y B. brogniartii. Hasta el momento se han

realizado muy pocos estudios al respecto, por lo tanto se requieren más

investigaciones. Es imperioso contar con más información sobre agentes controladores

biológicos para este picudo, con el objetivo de suprimir la utilización de insecticida en

las trampas de captura, controlar más eficientemente el insecto y tener un manejo más

integral de la enfermedad. El control de R. palmarum se realiza, principalmente,

mediante un trampeo con feromonas y luego una intoxicación del insecto, al ingerir

cebo contaminado con insecticida. Existe muy poca información sobre otro tipo de

control u otro tipo de sustancias alternativas a los insecticidas.

Las regulaciones agrícolas están cambiando constantemente a favor del cuidado del

medio ambiente y es muy probable que en cualquier momento los insecticidas utilizados

para controlar este vector sean prohibidos. Esto traería graves complicaciones para el


2

sector palmero, ya que hasta ahora no se ha difundido otro método de control más

eficiente, ni productos alternativos a los insecticidas. El control de picudos es una

práctica imposible de obviar, ya que estos son vectores de una enfermedad letal para la

palma aceitera. Los insectos son capaces de desarrollar resistencia a los insecticidas,

sin embargo, hasta ahora no se ha reportado resistencias de insectos a productos

biológicos, como los hongos entomopatógenos. Si R. palmarum desarrollara resistencia

a los insecticidas comúnmente utilizados como el carbaril o el diazinón sería también un

gran problema, ya que las opciones de insecticidas cada vez se van reduciendo más.

Lo anteriormente mencionado indica claramente que, si el sector palmero continúa

dependiendo de los insecticidas para el control de R. palmarum, dentro de poco tendrán

un grave problema. Es por esto que se vuelve imperiosa la necesidad de buscar

alternativas al uso de insecticidas, las cuales puedan ser igual de efectivas y, a su vez,

más amigables con el ambiente. Hasta el momento no se ha encontrado un estudio que

muestre resultados del uso de entomopatógenos, sobre R. palmarum. Si se descubre

que algún entomopatógeno infecta a R. palmarum, se podría controlar biológicamente a

este insecto. Esta enfermedad causa millonarias pérdidas al sector palmero. Al ser la

palma aceitera un cultivo perenne, la pérdida de cada unidad de palma representa un

costo muy significativo, más aún cuando existen variedades que tardan hasta 3 años

para iniciar su producción y 8 años en alcanzar su pico productivo. La enfermedad de

anillo rojo puede disminuir las densidades poblacionales hasta un 60 % (Agrios, 1995),

por lo que fácilmente una empresa podría quebrar, por un brote de esta enfermedad. Al

controlar este insecto se disminuiría la diseminación de la enfermedad y por ende, las

pérdidas económicas también se reducirían. Se evitaría una pérdida de biodiversidad

en el agroecosistema, ya que este hongo actúa sobre determinados órdenes de

insectos y, dependiendo de la cepa, puede que actúe sobre ciertas familias, a diferencia

de los insecticidas, que por lo general, son de amplio espectro e incluso tóxicos para

animales y humanos. Los entomopatógenos son totalmente inofensivos hacia animales

de sangre caliente, por lo que el riesgo de intoxicación de trabajadores y animales, con

insecticidas, se reduciría considerablemente. Asimismo se evitaría la contaminación de

alimentos y mantos acuíferos, lo cual brinda seguridad a poblaciones cercanas al

cultivo. Hasta la fecha no se ha reportado que algún insecto genere resistencia hacia el

control biológico con hongos entomopatógenos.


3

Se espera que el conocimiento generado por este proyecto, pueda contribuir hacia un

cambio en el uso de insecticidas, por productos biológicos más amigables con el

ambiente y que tengan un nivel aceptable de control.


5

2 Objetivos

2.1 Objetivo General Evaluar hongos entomopatógenos para el control de Rhynchophorus palmarum, para

que se reduzca la diseminación de la enfermedad de anillo rojo.

2.2 Objetivos Específicos • Evaluar alternativas biológicas al uso de insecticidas químicos sintéticos, en

el control de R. palmarum.

• Evaluar el efecto de Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae var. anisopliae y Trichoderma asperellum en el control de R. palmarum.

• Seleccionar cepas según rapidez de infección a R. palmarum.

• Determinar porcentaje de mortalidad de las cepas evaluadas en R. palmarum.


7

3 Revisión de Literatura

3.1 Palma Aceitera 3.1.1 Taxonomía y biología La palma aceitera es una planta monocotiledónea del orden Arecales, familia

Arecaceae, género Elaeis, especie guineensis. (Coto y Saunders 2004; Bayer 2008). Es

una planta monoica, perenne con una vida productiva aproximada de 25 años. Tiene

apariencia de árbol, con un tallo que puede llegar a medir hasta 25 m. Su sistema foliar

tiene un arreglo helicoidal compuesto por hojas largas y arqueadas con una longitud

entre 5 m y 8 m. La productividad promedio por hectárea, en Ecuador, es de 12

toneladas métricas de fruta fresca (ANCUPA, 2005). Las inflorescencias femeninas,

después de la polinización, darán origen a los frutos y racimos de la planta los cuales

son drupas que constan de un exocarpio, mesocarpio (que es de donde se obtiene el

aceite) e interiormente un endocarpio, que junto con la almendra constituyen la semilla.

Una vez que el racimo alcanza su madurez fisiológica puede pesar hasta 50 kg

(Raygada, 2005).

3.1.2 Clima El cultivo de palma aceitera requiere una precipitación pluvial entre 2000 mm y 4000

mm distribuidos uniformemente durante el año. Soporta hasta cuatro meses de sequía

sin presentar sensibles caídas en la producción. Requiere una temperatura que oscile

entre 20 °C y 34 °C con una humedad relativa entre 75 % a 85 %. Este cultivo es

altamente demandante de energía solar, requiere más de 2000 horas luz al año.

Soporta vientos entre 10 m s-1 y 25 m s-1 (Donough, 2008).

3.1.3 Suelos La palma aceitera se desarrolla en una amplia gama de condiciones agroecológicas

siempre y cuando se mantengan dentro del trópico húmedo. Requiere suelos con una

profundidad entre 50 cm y 100 cm y con una capa de materia orgánica de 5 cm a 20

cm. Este cultivo se desarrolla en bien suelos francos y francos arcillosos con topografía

plana o ligeramente ondulada (0° a 12°) (Raygada, 2005).

3.1.4 Proceso agroindustrial El procesamiento de los frutos de la palma de aceite se lleva a cabo en la planta

extractora. En ella se desarrolla el proceso de extracción del aceite rojo de palma y


8

palmiste. El proceso consiste en someter los frutos a un tratamiento térmico,

desgranarlos, macerarlos, extraer el aceite de la pulpa, clarificarlo y recuperar las

almendras del bagazo resultante. De las almendras se obtienen dos productos: el aceite

de palmiste y la torta de palmiste que sirve para alimentación animal. Finalmente el

cuesco resultante de la extracción del aceite de palmiste se utiliza para la elaboración

de carbón vegetal. Este carbón vegetal se considera amigable con el ambiente ya que

se produce a partir de un desecho agroindustrial y este carbono es fijado del medio

ambiente.

3.1.5 Importancia económica El cultivo de palma aceitera genera grandes divisas para países como Colombia,

Ecuador, Perú, Costa Rica. Además de generar miles de empleos directos e indirectos.

En Ecuador existen alrededor de 200 mil hectáreas de palma aceitera. Estas producen

aproximadamente 480 mil toneladas de aceite al año, de las cuales el 70 % son

destinadas para consumo interno y el 30 % restante es exportado a Europa y Estados

Unidos (ANCUPA, 2005). Debido a los altos precios del petróleo y en el afán de buscar

energías limpias que sean amigables con el medio ambiente, en los últimos años se ha

incrementado la demanda de biodiesel como fuente de energía alternativa. Esta

tendencia ha causado un sensible incremento en los precios del aceite rojo de palma y

por ende el precio de la tonelada de fruta fresca. Lo cual torna al negocio

económicamente más rentable y atractivo.

3.2 Rhynchophorus palmarum Comúnmente se llama picudo de la palma, pero también se conoce como picudo

americano de la palma, gualpa y gorgojo del cocotero. Las larvas pueden desarrollarse

en caña de azúcar, palma de coco, palma aceitera, palmito e inclusive en piña. Se

distribuye por toda América tropical. Las larvas perforan túneles a lo largo del tallo de la

planta, debilitándola y haciéndola susceptible a otras enfermedades. Si estas

perforaciones hicieran contacto con el meristemo apical, la planta moriría. Si existe una

gran infestación de larvas en el meristemo superior, la planta presenta el cogollo muerto

y las hojas marchitas. El daño en la planta es similar al que realiza el picudo Rhina

barbirostris, sin embargo los túneles de R. palmarum son más pequeños y las larvas

son más pequeñas. Los adultos son vectores del nematodo Bursaphelenchus

cocophilus, el cual causa la enfermedad de anillo rojo de cocotero o también conocida


9

como “anillo rojo – hoja pequeña”, en palma africana y palma de coco. Esta enfermedad

es mucho más importante que el daño físico que provoca el picudo (Coto y Saunders,

2004).

3.3 Biología R. palmarum 3.3.1 Huevo Tiene periodo de incubación entre 3 días y 5 días. El huevo mide alrededor de 2,2 mm

de longitud y 0,9 mm de ancho. Es ovalado y de color blanco crema brillante, en uno de

sus extremos tiene un mucílago oscuro, el cual es utilizado para adherirse a las paredes

donde es ovipositado. Por lo general son depositados en el cogollo o en tejidos frescos

y blandos (heridas) de la palma. La hembra perfora un agujero con el rostrum,

posteriormente se da la vuelta e inserta el ovipositor dentro del tejido afectado. Se

calcula que una hembra puede ovipositar cerca de 144 huevos a lo largo de su vida.

Mexzón et al., (1994) reportaron en un estudio que las hembras eran afectadas en la

oviposición por el nematodo Bursaphelenchus cocophilus. Las hembras que no fueron

afectadas por el nematodo, ovipositaban alrededor de 400 huevos en 30 días, mientras

que las afectadas ovipositaban cerca de 40 huevos en el mismo periodo de tiempo.

3.3.2 Larva El periodo larval dura entre 40 días y 70 días. La larva mide 76 mm de longitud y 25 mm

de ancho, con un peso que oscila entre 9 g a 39 g. Presenta 13 segmentos arrugados,

además realiza de 8 mudas a 9 mudas. Las primeras mudas son de color blanco crema

y la cabeza es semi- esclerotizada de color caoba claro. Mientras que las mudas

posteriores son de color amarillo tenue y la cabeza totalmente esclerotizada. En cada

segmento tienen un par de muñones musculares, además presentan manchas laterales

amarillas y pronoto grande. En el octavo y el noveno segmento dorsal existen manchas

negras irregulares y seis cerdas. El último segmento tiene forma de espátula

esclerotizada, dorsalmente es cóncavo y ventralmente convexo. Las larvas previas a la

pupación cesan de alimentarse por 35 horas y empiezan a formar un capullo con fibras

de palma aceitera, en el cual se introduce. Según Coto y Saunders (2004) presenta un

estadio de pre-pupa el cual dura entre 4 días y 12 días. Sin embargo no existen

mayores especificaciones con respecto a este estadio.


10

3.3.3 Pupa El estado de pupa tiene una duración entre 16 días y 30 días. La pupa mide 80 mm de

longitud y 35 mm de ancho. Es de color pardo y por lo general se encuentra en la

periferia del tallo, cogollo o en troncos en descomposición (Coto y Saunders, 2004).

3.3.4 Adulto El periodo adulto dura entre 40 días y 90 días. El insecto mide alrededor de 30 mm y 44

mm de longitud y entre 8 mm y 15 mm de ancho. Es de color negro opaco. La cabeza

tiene un pico prolongado (rostrum) ligeramente curvado. Las antenas son geniculadas y

terminan en mazo. El protórax es aplanado y liso en el dorso, hexagonal y delgado a

medida que avanza hacia la cabeza. El insecto está cubierto por muchas setas cortas y

densas que le dan una textura aterciopelada. El meso y metatórax invaden la región

abdominal y los dos primeros segmentos abdominales son cortos. Presenta tres pares

de patas cortas y fuertes con fémures robustos, los cuales en conjunto con la tibia

tienen una faja de pelillos. El abdomen es voluminoso, los élitros son lisos y tienen

estrías. La hembra se diferencia del macho porque tiene el rostrum más largo y

delgado con una leve curvatura distal. Además la hembra tiene rostrum completamente

liso. Según Chinchilla et al., (1990) encontraron en Honduras insectos que presentaban

una longitud rostral menor en la hembra que en el macho. Esto puede deberse a que

son poblaciones diferentes y al tamaño de la muestra. El insecto adulto se encuentra en

los ductos larvales únicamente cuando acaba de emerger de la pupa, después se ubica

en el cogollo y axilas de las hojas (Coto y Saunders, 2004).

3.3.5 Daño El daño causado por el insecto inicia cuando la hembra deposita los huevos en la

planta, posteriormente las larvas barrenan el tallo debilitándolo. Si las perforaciones

entran en contacto con el punto de crecimiento de la palma, esta muere. El daño

principal que causa el Rhynchophorus palmarum cuando es adulto es que es vector del

nematodo Bursaphelenchus cocophilus, causante de la enfermedad conocida como

síndrome de anillo rojo en palma aceitera y coco (Coto y Saunders, 2004).

3.4 Anillo Rojo del Cocotero o Anillo Rojo/Hoja Amarilla Según Agrios (1998) la enfermedad de anillo rojo de cocotero se desarrolla rápidamente

en palmas jóvenes de 3 años a 10 años de edad. A estas edades, las palmas pueden

morir en cuestión de 3 meses después de la infección. Las pérdidas pueden ser del 10


11

% al 15 % en vivero y afecta también a palmas de coco y de dátiles. En plantaciones

muy infestadas las pérdidas pueden ser de hasta el 60 %. El principal síntoma de la

enfermedad es la coloración verde amarillenta y secado progresivo de las hojas

intermedias, así como también el doblamiento del pecíolo de las hojas cerca del tallo.

Además se observa un anillo pardo rojizo localizado a 7 cm - 8 cm de la periferia del

tallo y de 3 cm - 5 cm de ancho. Este síntoma se puede apreciar al realizar un corte

transversal del tallo. Otro síntoma es que los foliolos presentan corrugaciones similares

a la deficiencia de boro. Para combatir la enfermedad se deben eliminar las fuentes de

inóculo, así como la reducción de la población adulta del vector (Coto y Saunders,

2004).

3.5 Métodos de Cría de R. palmarum Varios métodos de cría se han desarrollado para este insecto. En 1965 Hagley utilizó

tejido tierno de palma de coco para mantenerlo vivo. En 1968 Quezada usó tallos de

papaya, Carica papaya, en 1989 Giblin-Davis y sus colaboradores desarrollaron una

dieta de caña azucarera, Saccharum officinarum, y piña, Ananas comosus, y en 1993

Zagatti y sus compañeros de estudio hicieron una dieta con cereales, agar y

suplementos vitamínicos. Con esta última pudieron desarrollar larvas y adultos del

insecto (Mexzón et al., 1994). Mexzón et al. (1994), en su estudio, ubicaron insectos

adultos en jaulas en forma individual y los alimentaron diariamente con 25 g de vaina de

hoja de palma de coco. En dicho estudio el consumo diario de alimento fue de 1,61 g en

hembras y 1,94 g en machos. Se utilizaron otros tejidos como caña de azúcar y palma

aceitera. La palma perdió frescura a las pocas horas y esto motivó a los insectos a dejar

de comer, en cambio la caña de azúcar permaneció atractiva y fue comida y destruida

casi en su totalidad. El problema de la caña fue que el tejido fue muy destruido, lo cual

dificultó poder obtener el dato de consumo. La vaina de hoja de palma de coco fue muy

atractiva y no fue dañada con facilidad, lo cual facilitó la toma de datos.

3.6 Métodos de Trampeo Para reducir las poblaciones de este vector se utilizan algunos métodos de trampeo. El

método más utilizado es el uso de trampas elaboradas con baldes plásticos con

capacidad de 50 L. Estos baldes tienen aperturas en el fondo para drenar los lixiviados

y otra en la tapa para permitir la entrada del picudo, los cuales son atraídos por una


12

feromona de agregación que es colgada en la tapa del envase. Dentro del balde son

colocados tallos de caña de azúcar impregnados con insecticida. Una vez que la trampa

está lista, es colgada en los tallos de palma aceitera a una altura de 2,5 m y a una

distancia entre trampas de 100 m. Los tallos de caña de azúcar deben de ser

cambiados cada 7 días para que la trampa no pierda su capacidad atrayente. También

pueden usarse trozos de tallo de cocotero con baldes o troncos de palma aceitera a los

que se les extrae la parte central. A estos troncos se les agrega caña de azúcar fresca

impregnada con insecticida. Al no usar feromonas, la captura de picudos será

sensiblemente menor (Coto y Saunders, 2004). Según Sánchez et al. (2005) se pueden

utilizar baldes o recipientes de 20 L con ventanas en la parte superior, para permitir el

ingreso de los picudos. En el fondo del balde se colocan de 4 a 6 capas de trozos de

caña, impregnados con carbaril o malation, a una concentración del 1 %. El área de

atracción de la trampa es de aproximadamente 50 m, por lo que estos autores

recomienda dos trampas por hectárea. Para efectos de este proyecto no se utilizó el

insecticida, ya que el objetivo era capturar y mantener los picudos vivos. Existe otro

método de trampeo que presentó buenos resultados, este consiste en utilizar tallos de

caña de azúcar de una longitud de 30 cm. Los tallos de caña de azúcar son colocados

en forma transversal y longitudinal formando una estructura de varios pisos. Estos tallos

deben ser cambiados cada 5 días. Una vez que la estructura está formada, es envuelta

con un saco de yute o fibra, dejando aberturas a los lados para permitir la entrada de

los insectos. La estructura envuelta con el saco es colocada sobre una base a una

altura de 1,5 m, para palma aceitera y en el caso del palmito, se pueden dejar sobre el

suelo bajo la sombra de la planta. Posteriormente los insectos son recogidos

diariamente para minimizar fugas. Ferreira et al. (2003) evaluaron, en Brasil, diferentes

fuentes atrayentes como trampas para R. palmarum y determinaron que la fuente más

efectiva fue caña de azúcar + feromona + acetato de etilo y la segunda más efectiva fue

caña de azúcar + feromona.

3.7 Hongos entomopatógenos El primer hongo entomopatógeno reportado perteneció al género Cordiceps.

Actualmente se conocen más de 700 especies que infectan a miles de insectos y

ácaros, además de su capacidad para desarrollarse en diferentes hábitats. Los hongos

difieren de los otros patógenos para causar infección, pues no necesita ser ingerido por


13

el insecto. Los hongos tienen la capacidad de invadir al huésped penetrando su

cutícula. Una vez el hongo ha llegado huésped potencial se inician una serie pasos que

pueden llevar a una reacción compatible o incompatible. Cuando la reacción es

compatible es porque ha habido un reconocimiento entre hongo y la cutícula del insecto

y se presenta una adhesión al tegumento, luego la germinación del conidio, seguido por

la penetración dentro de la cutícula y la colonización del hemocele. En el momento de

estar el hongo colonizando el hemocele habrá disminución de nutrientes o inanición, lo

que provoca la muerte. El hongo ingresa a través del tegumento usando hifas

filamentosas, pero dentro del hemocele se transforma en cuerpos de hifas como de

levadura o protoplastos que proliferan en nuevos crecimientos. Después el hongo

nuevamente cambia a fase filamentosa e invade tejidos y órganos. El hongo

posteriormente sale a través de la cutícula y micelios externos cubren al huésped. En

condiciones que no son favorables de humedad y temperatura, el hongo podría formar

estructuras de descanso dentro del cadáver (Castrillo, 2005). Los hongos, también,

producen metabolitos secundarios, derivados de varios pasos en la formación de los

metabolitos primarios, de los cuales algunos poseen propiedades insecticidas. Los

hongos que los poseen producen la muerte más rápidamente que los que no. El grupo

más importante de hongos entomopatógenos son los Hyphomycetes, en el cual se

encuentran los géneros más importantes como Beauveria, Verticilium, Metarhizium,

Hirsutella y Paecilomyces (Fernández-Larrea, 2002). Sin embargo estos hongos han

sido reclasificados y según NCBI (2008) ahora pertenecen al orden de los Hypocreales.

3.7.1 Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales) Es un hongo entomopatógeno que fue descubierto en 1835 y es ampliamente utilizado

para el control de insectos. Pertenece al orden Hypocreales y a la familia

Clavicipitaceae (NCBI, 2008). Tiene los conidióforos agrupados en forma apiñada, sus

conidias son lisas y transparentes. Presenta un color blanco cremoso. El hongo tiene un

mecanismo de acción invasivo, las esporas invaden la superficie del huésped

específicamente la cutícula. En la penetración de la cutícula participan mecanismos

físicos y químicos. El mecanismo físico es la presión ejercida por la estructura de

penetración, rompiendo áreas esclerosas y membranosas de la cutícula. Por otra parte,

el mecanismo químico consiste en la acción enzimática de proteasas, lipasas y

quitinazas, las cuales provocan descomposición de la zona de penetración. Una vez


14

que la hifa penetra se ensancha y se ramifica por todos los tejidos del insecto. Cuando

el hongo se desarrolla dentro del insecto causa destrucción de los tejidos, pérdida de

sensibilidad, incoordinación de movimientos y finalmente la muerte del mismo. Después

de que el hongo haya infectado al insecto, el micelio sale a través de las articulaciones

dando una apariencia algodonosa. Una vez muerto el insecto, el hongo produce un

antibiótico llamado oosporeina para combatir las bacterias intestinales. Este hongo tiene

la ventaja de que no es nocivo para la salud humana, no daña el medio ambiente y

además es permitido usarlo en el programa de manejo de plagas para producción

orgánica (FAO, 2003). B. bassiana está relacionado con alrededor de 200 especies de

insectos hospederos, entre estos hospederos se encuentran especies de coleóptera,

lepidóptera, isóptera, hemíptera y díptera (Dubois et al., 2004; Klinger et al., 2006;

Toledo et al., 2007; Lord, 2007; Shapiro-ilan et al., 2008). Cabe mencionar que este es

uno de los pocos hongos que puede parasitar curculiónidos (Marcano y Morales, 1998;

Delbene, 2005; El-Sufty et al., 2007). Para inocular el insecto con el hongo existen

varios métodos como: aspersión de una suspensión del hongo, inmersión en una

suspensión de hongo, aplicación de esporas en seco y aplicación de esporas y sustrato

de esporas en seco. Marcano y Morales (1998) utilizaron como metodología la

aspersión de suspensión de hongo y la inmersión en suspensión (cinco minutos), para

el control del picudo de la batata Cylus formicarius, determinando que el método de

inmersión fue el más efectivo para este caso. El-Sufty et al. (2007) utilizaron B.

bassiana para el control de Rhynchophorus ferrugineus en palmas de dátiles,

obteniendo resultados satisfactorios aplicando suspensiones con 5 x 107 conidios mL-1,

5 L de suspensión por palma, con una mortalidad en campo entre el 13,7 % y el 19,2 %,

durante tres semanas después de la aplicación, mientras que utilizando 40 g de polvo

por palma con 5 % de esporas, obtuvieron mortalidades de hasta 8,9 % durante tres

semanas después de la aplicación. Durán et al. (2004) evaluaron el efecto de varios

fungicidas sobre la germinación y crecimiento de B. bassiana en un cultivo de chile

dulce o pimiento Capsicum annuum, determinando que fungicidas como Benlate,

Curzate, Acrobat, Daconil, Antracol y Ditharie afectan significativamente a este hongo,

mientras que Aliette (fosetyl-Al), Previcur (propamocarb) y Kocide (oxicloruro de cobre)

no afectaron significativamente el crecimiento y la germinación.


15

3.7.2 Metarhizium anisopliae var. anisopliae (Ascomycota: Hypocreales) Es junto a B. bassiana el hongo más utilizado en control biológico, esto debido a la gran

cantidad de investigaciones sobre producción masiva, formulación y almacenamiento.

Pertenece al orden Hypocreales y a la familia Clavicipitaceae (NCBI, 2008a). Fue

aislado en 1879 por el científico ucraniano Elías Metchnikoff, el cual dirigió las primeras

investigaciones para la infección de Anisoplia austriaca mediante el uso de Metarhizium

anisopliae. Presenta el mismo mecanismo de B. bassiana para penetrar e infectar

insectos. Posee un amplio espectro de acción ya que puede infectar a una gran

cantidad de insectos, además de tener la facilidad para crear epizootias, lo cual

favorece su diseminación. Se produce principalmente sobre productos y desechos

agrícolas como cascarilla de arroz y arroz. Se puede aplicar de forma granulada (en

seco) o realizar una suspensión de esporas en agua, sin embargo dicha suspensión no

debe aplicarse después de 4 horas de preparada, ya que para este momento los

conidios habrán germinado y su efectividad habrá disminuido. Se puede conservar

hasta 3 meses a 20 °C granulado o en polvo. En Brasil se utiliza este hongo para el

control de la mosca prieta de la caña de azúcar Mahanarva posticata, en África se ha

utilizado contra diferentes especies de salta hojas (Fernández-Larrea, 2002).

Metchnikoff y Krassilstchik desarrollaron en Ucrania (1880-1888) las primeras

instalaciones para la producción de M. anisopliae para ser utilizado contra el gorgojo de

la remolacha azucarera Cleouns puctiventris. En Brasil existen más de 200 mil ha año-1

de caña de azúcar y pastos que son aplicadas con M. anisopliae para el control de

salivazo y otras plagas (Lecuona, 2002). Este hongo ha demostrado ser muy efectivo

contra insectos del orden coleóptera (Dubois, 2004; Kabaluk y Ericsson, 2007; Erisson

et al., 2007). Según Sánchez et al. (2005) Rhynchophorus palmarum es susceptible

tanto a B. bassiana como a M. anisopliae al someterlos a una suspensión de esporas

de los hongos, por aproximadamente 10 segundos; los picudos mueren en su totalidad

entre los 8 días y 15 días, asimismo estos autores aseguran que los picudos infectados

copularán e interactuarán con otros picudos, infectándolos y distribuyendo el hongo.

Bautista y González (2005) utilizaron tres dosis de M. anisopliae sobre Aeneolamia spp.

en caña de azúcar, evaluando 5 x 1011 conidios ha-1, 1 x 1012 conidios ha-1 y 1,5 x 1012

conidios ha-1, obteniendo mortalidades de 80,8 %, 96,4 % y 98,7 % respectivamente.

Quesada et al. (2006) evaluaron este hongo aplicando suspensiones e inmersiones


16

para el control de la mosca del mediterráneo Ceratitis capitata, utilizando

concentraciones entre 1 x 105 conidios mL-1 y 1x 108 conidios mL-1, obteniendo

mortalidades entre 30 % y 100 % y reducciones en la fertilidad de hasta un 45,9 %. Por

otro lado, Kabaluk y Ericsson (2007) encontraron que M. anisopliae fue efectivo para el

control del gusano de alambre Agriotes obscurus, al ubicar los insectos en un suelo con

una concentración de 1 x 106 conidios g-1. Estos autores aseguran que obtuvieron

mortalidades significativas en suelos con una temperatura de 18 °C y, por lo menos,

48 horas después de la aplicación. También demostraron que, conforme disminuye la

temperatura, se reduce la efectividad del entomopatógeno.

3.7.3 Trichoderma (Ascomycota: Hypocreales) Es un hongo entomopatógeno imperfecto ampliamente usado para el control de hongos

aéreos y hongos del suelo. Pertenece al orden Hypocreales y a la familia Hypocreaceae

(NCBI, 2008b). Es cosmopolita y se encuentra en forma natural en todos los suelos. Su

estructura de esporulación son conidios de color verde y sus estructuras de resistencia

son clamidosporas, las cuales son de 5 veces a 10 veces más grandes que los conidios

por la acumulación de lípidos. Son de forma cilíndrica globosa. Este hongo se desarrolla

en temperaturas que oscilen entre 30 °C y 38 °C, aunque la temperatura óptima es

31 °C. Los hongos del género Trichoderma consumen otros hongos, materia orgánica,

insectos y algunos nutrientes que son secretados por las raíces. La cantidad de

nutrientes que consuma el hongo influye en la densidad del micelio, mas no en el

crecimiento. El principal mecanismo de acción de este hongo es micoparasitismo, este

hongo envuelve al hongo a ser atacado, penetrando sus células y causándole daños

como: alteraciones de la pared celular; retracción de la membrana plasmática de la

pared y desorganización del citoplasma. Cuando el hongo es aplicado al suelo, este

entra en simbiosis con la raíz, este se alimenta de los exudados de las raíces y las

raíces son protegidas por el hongo. T. harzianum actúa como barrera impidiendo la

entrada de patógenos a la raíz. Cuando actúa sobre insectos, este utiliza algunas

enzimas como proteasas, lipasas y quitinazas, penetrando la cutícula e infectándolos.

(FAO, 2003). Arango (2008) encontró en Colombia resultados prometedores en control

de la hormiga arriera (Atta spp.).


17

4 Materiales y Métodos

El estudio de bioensayo de este trabajo se realizó en el Laboratorio de Recursos

Naturales y del Ambiente de la Universidad EARTH, mientras que los insectos usados

como material experimental fueron colectados de poblaciones naturales, en esa misma

Universidad. Este trabajo tuvo como propósito determinar la mortalidad y rapidez de

infección que podrían causar ciertas cepas de hongos entomopatógenos contra R.

palmarum. Este trabajo se realizó de junio a septiembre de 2008.

4.1 Colecta de Insectos Se obtuvo una población experimental de R. palmarum, la cual fue capturada de

plantaciones tanto comerciales como experimentales de la Universidad EARTH. Estas

plantaciones se encuentran a una altitud de 80 msnm., con temperatura máxima

promedio de 30 °C y mínima promedio de 20 °C, precipitación pluvial media anual de

3200 mm y humedad relativa de 85 %, por lo que se ubican dentro de la zona de vida

bosque muy húmedo premontano, transición basal y bosque húmedo tropical transición

a prehúmedo. El método de captura fue probado una vez por semana, durante dos

meses, hasta determinar la forma de captura masiva que permitiera tener la población

necesaria para los bioensayos. Una vez determinada la forma más eficaz de captura, se

procedió al trampeo para obtener la población de los insectos para el estudio de

laboratorio. Los especímenes de estudio fueron capturados a través de trampas de

feromonas sintéticas y trampas con cebos naturales. Las trampas de feromonas fueron

construidas utilizando envases plásticos de 3,78 L de capacidad, a los que se le

abrieron dos ventanas para el ingreso de los insectos. En la parte superior, en donde va

la tapa, se colocó una burbuja de membrana plástica conteniendo el atrayente 2-metil1-

4-hidroxi-5-heptenol, conocido como Rhyncholure®. Dentro del recipiente se colocó un

trozo de caña de azúcar de 10 cm de largo que le sirviera de atrayente y alimento a los

insectos (Figura 1).


18

Figura 1. Trampa para captura de R. palmarum usando feromona sintética. Mientras que las trampas naturales consistieron en un apilamiento de pedazos de caña

de azúcar, de 20 cm de largo, colocados dentro de un costal de polipropileno de malla

de 1 cm (Figura 2).

Figura 2. Trampa para captura de R. palmarum usando cebo natural. Las trampas fueron ubicadas tanto en plantaciones de palmito, Bactris gasipaes, como

en plantaciones de palma aceitera, E. guineensis, por un periodo de dos días. Al

término de este periodo se revisaron las trampas y se colectaron los insectos. Los

insectos capturados se transportaron al laboratorio en cajas de cartón, guardadas en un

termo con hielo seco a temperatura de (17±1) °C. Quince trampas de cada una se

colocaron en la plantación de palmito y de la misma manera, 15 trampas de cada tipo

se ubicaron en la plantación de palma. El tiempo de colecta y transporte del campo al

laboratorio fue de fue de 1,5 horas.


19

4.2 Evaluación del control de insectos con hongos en el laboratorio Una vez llevados los insectos al laboratorio, estos fueron lavados con agua destilada,

con el objeto de eliminar contaminación de tierra y otros materiales, procurando dejar a

cada espécimen limpio de materias extrañas. Luego los insectos fueron ubicados en

recipientes de plástico de 9 mm de diámetro y 5,4 mm de profundidad, a cuya tapa,

también del mismo material, se le hizo un agujero en el centro, el cual fue cubierto con

tela de queso. La motilidad fue observada al momento de la colocación en los

recipientes y nuevamente observada a las 24 horas. Esto con el propósito de eliminar

ejemplares que manifestaran síntomas de conducta anormal, asegurando que todos

tuvieren vigor natural, típico de los insectos silvestres. La conducta de motilidad de los

insectos era muy evidente al tratar de escapar de la cápsula que les contenía, aún en

presencia de alimento, cuando los mismos eran expuestos a luz artificial.

4.3 Los hongos Los tratamientos evaluados en el bioensayo fueron seis. Se utilizaron tres cepas de

Beauveria bassiana, una de Trichoderma asperellum, una de Metarhizium anisopliae

var. anisopliae y un testigo absoluto. Las cepas de B. bassiana fueron las siguientes:

cepa D0101, cepa D0205 y cepa D0106. La cepa de T. asperellum fue Ale y también se

utilizó M. anisopliae. Todos los hongos fueron inoculados en medios de papa-dextrosa-

agar y se verificó que estén viables (Cuadro 5). De cada cepa se inoculó la dosis de

0,017 esporas g-1 de insecto. La cepa de B. bassiana D0101 fue aislada de la zona de

Naranjo, Costa Rica, en el año de 2001, de especímenes de broca del cafeto

Hyphotenemus hampei (Coleoptera: Curculionidae). La cepa D0205 y la cepa Navarro

D0106, de B. bassiana, fueron aisladas en la zona de Orosi, Costa Rica, en el año de

2005 y 2006, respectivamente. Estas dos últimas cepas también fueron aisladas de

especímenes de H. hampei y todas provienen de formulaciones comerciales

BEAUVEDIECA, producidas por la Dirección de Investigación y Extensión de la Caña

de Azúcar (DIECA). Las cepas de T. asperellum y de M. anisopliae son formulaciones

comerciales de Plantisana S.A., Aurora, Heredia, Costa Rica. La cepa de M. anisopliae

fue aislada de trips (Thysanoptera: Thripidae) en la provincia de Cartago, Costa Rica.


20

4.4 Exposición de los Insectos Todas las cepas se usaron en formulaciones secas con sustrato de arroz, de tal forma

que todas llevaron el mismo procedimiento. El hongo se cernió con un tamiz # 850

(Micro Meter USA Standard Testing Sieve) para obtener las esporas. Luego se pesó y

se colocaron las esporas en un recipiente en donde se introdujeron los insectos, a

razón de 0,017 g de esporas g-1 de insecto. Los insectos en el medio fueron movidos

de manera suave procurando que las esporas cubrieran sus cuerpos y luego se les dejó

por espacio de 5 minutos. En el caso del tratamiento testigo se procedió de la misma

manera pero sin inóculo. Posteriormente los insectos contaminados fueron colocados

en los recipientes plásticos. En cada envase se colocaron cuatro insectos con un

pedazo de caña de azúcar de 8 g. El alimento se cambió cada tres días. Después de

inocular los picudos, se observaron diariamente, a partir de 24 horas de inoculados. Se

midió la rapidez con que el hongo inducía síntomas de reducción de la motilidad del 90

% al 100 %, para lo cual se lo consideró infectado. También se cuantificó el porcentaje

de mortalidad de los insectos en cada tratamiento. El período de observación por

tratamiento fue de 21 días. A los insectos muertos se les hizo una necropsia para

verificar la presencia de micosis. Paralelamente a la inoculación de insectos, se

inocularon las cepas en cajas de Petri en medio de papa-dextrosa-agar con ácido

láctico al 0,25 %, para determinar velocidad de crecimiento in vitro y verificar la

viabilidad de los conidios. El conteo de esporas para el bioensayo se hizo a través de

un hematocímetro, cámara de Neubauer. El procedimiento utilizado fue de pesar 0,05 g

de esporas, que se disolvieron en 50 mL de agua destilada en un Erlenmeyer. A esta

solución se le agregó 0,05 % de Tween 80 y se agitó durante un minuto para dispersar

las esporas, usando un agitador Vortex-Mixer Modelo VM-2000. Se tomó una muestra

de la suspensión y se colocó en la cámara de Neubauer y se contaron las esporas en el

campo, para lo cual se realizaron cinco repeticiones para obtener un promedio.

4.5 Análisis del Experimento El diseño experimental utilizado fue de un completo azar, con seis tratamientos y cuatro

repeticiones (Cuadro 1). Para la interpretación de este estudio se realizó un análisis de

varianza y prueba de comparaciones múltiples de Tukey, para determinar la mortalidad.

Mientras que para comparar la rapidez de infección se estimaron, mediante análisis de


21

regresión, las pendientes de las rectas de ajuste entre el porcentaje de infección y el

tiempo. Para ello se usó el paquete InfoStat Statistical Sofware 2004®.

Cuadro 1. Tratamientos y formulaciones del experimento.

Tratamiento Dosis

Beauveria bassiana D0101 0,017 g de espora g-1 de insecto



Trichoderma asperellum Ale 0,017 g de espora g-1 de insecto

Metarhizium anisopliae 0,017 g de espora g-1 de insecto

Testigo 0,017 g de espora g-1 de insecto

Cuadro 2. Concentración de conidios de cepas de hongos evaluadas en laboratorio contra R. palmarum.

Entomopatógeno Esporas g-1

Beauveria bassiana D0101 9,3 x 107



Trichoderma asperellum Ale 5,3 x 108

Metarhizium anisopliae 4,9 x 108


23

5 Resultados y Discusión

5.1 Mortalidad Los resultados de este estudio demuestran que adultos de R. palmarum mostraron

susceptibilidad B. bassiana y M. anisopliae al ser expuestos directamente a las

formulaciones en polvo de esos entomopatógenos. Las cepas B. bassiana D0101,

D0106, D0205 fueron tan efectivas como la cepa M. anisopliae, las cuales no mostraron

diferencias significativas entre sí (Alfa<0,05) (Cuadro 3). Sin embargo, la cepa de T.

asperellum se comportó de similar manera que el testigo, de tal forma que no hubo

asocio entre el hospedero y el parásito en este caso (Figura 2). La cepa de M.

anisopliae, aunque no difiere de las cepas de B. bassiana, fue consistente durante todo

el estudio para provocar mortalidad, no obstante la fuente de accesión no proviene de

coleópteros, como sí las de B. bassiana. Estos hongos han demostrado poseer

patogenicidad y virulencia para R. palmarum en condiciones de laboratorio, por lo que

el siguiente paso sería hacer evaluaciones de campo para determinar la mejor forma de

exponer los hongos a los especímenes de esta especie. Dado al incremento constante

de precios de insecticidas químico sintéticos derivados del petróleo, que deben ser

importados en la mayoría de países productores de palma aceitera, estos hongos

tienen un potencial como componentes de programas de manejo de plagas. Aún más,

también en el cultivo del palmito, debido a que el R. palmarum se ha transformado en

una especie plaga para este cultivo. Dada la demanda urgente del medio, las cepas

evaluadas pueden ser utilizadas de inmediato, tanto en sistemas convencionales de

producción como orgánicas, dado a que todas tienen registro de uso en Costa Rica. Y,

eventualmente, podrían registrarse en otros países de la zona productora de estos

cultivos.


24

Cuadro 3. Porcentajes de mortalidad demostrada por R. palmarum al ser expuesto a hongos entomopatógenos.

Tratamiento Media E.E. n LI (95 %) LS (95 %)

B. bassiana D0101 57,36 8,33 21 39,99 74,73

B. bassiana D0205 54,16 8,96 17 35,16 73,15

B. bassiana D0106 60,68 9,4 16 40,64 80,72

T. asperellum Ale 6,9 0,81 21 5,22 8,59

M. anisopliae 64,55 11,13 11 39,75 89,34

Testigo 5 0,98 21 2,96 7,04

B.bassiana D0101B.bassiana D0205

B.bassiana D0106T.asperellum Ale

M.anisopliaeTestigo

0

20

40

60

80

100

Mor

talid

ad (%

) a aa

a

b b

Figura 2. Mortalidad causada por entomopatógenos a poblaciones de R. palmarum en condiciones de laboratorio. Columnas con la misma letra no manifiestan deferencias (Alfa<0,05; DMS=28,88. InfoStat Sofware).

5.2 Tiempo de Infección Los tratamientos a base de B. bassiana y de M. anisopliae no presentaron diferencias

significativas en cuanto al porcentaje de mortalidad; sin embargo, sí hubo diferencias

con relación al tiempo de infección. M. anisopliae y B. bassiana D0106 fueron las más

eficientes con relación al tiempo. M. anisopliae fue el que demostró mayor rapidez para

infectar a los insectos, conjuntamente con la cepa B. bassiana D0106, quienes no

manifiestan diferencias significativas entre ellos, según comparación de los intervalos

de confianza (16,66; 28,49) y (13,51; 19,22) respectivamente. De igual manera se


25

comportaron en pruebas in vitro en medios de papa-dextrosa-agar, siendo estas dos

cepas las que lograron un mayor porcentaje de esporulación a los 6 días (Cuadro 5). La

mortalidad de más del 90 % de los especímenes se presentaba entre el sexto y octavo

día de exposición. Esta característica es de suma importancia debido al tiempo de vida

de los adultos de R. palmarum, ya que si el control no es rápido, el picudo tiene tiempo

suficiente para cumplir su función de vector. Mientras que el tratamiento B. bassiana

D0101 fue el más lento en provocar infección (5, 93; 9,61). El tratamiento B. bassiana

DO205 fue más rápido en infectar (10,96; 13,29) que B. bassiana D0101, pero

ligeramente. En todos los casos la bondad de ajuste fue de R2 >0,85, de tal manera que

la relación lineal entre el porcentaje de infección y el tiempo es alta (Figura 3a). En

Cuadro 4 se aprecian los valores de las pendientes, los intervalos de confianza de la

pendiente y del coeficiente de determinación lineal (R2). Dada las condiciones de

infestación del picudo de la palma, cuyas larvas viven dentro del interior del tronco de

las plantas, su control es sumamente difícil, al menos que se traten a los adultos. De

esa manera esta evaluación ha detectado dos cepas muy rápidas para inducir infección,

6 días a 8 días, lo que le permitiría a los productores tener una posibilidad más en el

sistema de control de estos insectos. Además, en el método de trabajo de este

experimento, los insectos fueron expuestos a las formulaciones en polvo solo escasos 5

minutos de tiempo, para detectar si en ese período de tiempo las esporas eran

suficientemente patogénicas y virulentas, de poder hacer asocio con su hospedero,

adherirse al tegumento e iniciar el proceso de infección. Las condiciones de campo son

más adversas y los R. palmarum tienen una alta motilidad, lo que implica que los

hongos deben ser también suficientemente eficientes para parasitar. En general, los

hongos entomopatógenos son considerados como más seguros para el ambiente que

los insecticidas convencionales y pueden ser usados en zonas sensibles. Los hongos

también persisten y proliferan en el ambiente y tienen la capacidad de transmitirse

horizontal y verticalmente, de tal manera que las poblaciones silvestres de insectos

plagas pueden colaborar en la transmisión de los mismos entre ellos. Basados en los

resultados obtenidos, consideramos que eventualmente estos hongos pueden ser

usados en un programa de manejo de R. palmarum. Agregado a este estudio, tendrá

que realizarse un estudio de dosis mínima y la técnica adecuada de poner los hongos

en el campo.


26

B.bassiana D0101 B.bassiana D0205B.bassiana D0106 M.anisopliae

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16Día

0

18

37

55

73

92

110In

fecc

ión

(%)

100 %

B.bassiana D0101 B.bassiana D0205B.bassiana D0106 M.anisopliae a

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16Día

0

18

37

55

73

92

110

Infe

cció

n (%

)

100%

b

Figura 3. Porcentaje de infección observado (a) y rectas de ajuste elaboradas según la pendiente (b). En (b) línea cortada (M. anisopliae), línea continua (B. bassiana D0106), línea y punto (B. bassiana D0205) y puntos (B. bassiana D0101). R2 > 0,85.


27

Cuadro 4. Valor estimado de la pendiente de la recta de regresión (% Infección = a x Día + b) y el intervalo de confianza de la estimación con un 95 % de confianza.

Tratamiento Pendiente LI (95 %) LS (95 %) R2

B. bassiana D0101 7,77 5,93 9,61 0,86

B. bassiana D0205 12,12 10,96 13,29 0,99

B. bassiana D0106 16,37 13,51 19,22 0,97

M. anisopliae 22,57 16,66 28,49 0,97

Cuadro 5. Porcentaje de esporulación a 3 días y 6 días, de las cepas utilizadas en el experimento.

Porcentaje de esporulación

3 días 6 días

B. bassiana D0101 60 80



T. asperellum Ale 52 80

M. anisopliae 55 95


28

Figura 4. R. palmarum momificado con conidios de B. bassiana que emergen del interior del cuerpo.

Figura 5. R. palmarum momificado con conidios de M. anisopliae que emergen del cuerpo, al inicio los conidios son de color blanquecino.


29

6 Lista de Referencias Bibliográficas

Agrios, G. 1998. Fitopatología. 2 ed. México : Limusa. 480 p. ISBN 9681851846. ANCUPA (Asociación Nacional de Cultivadores de Palma Aceitera, EC). 2005.

Superficie de palma aceitera por bloque a nivel nacional [en línea]. Santo Domingo (EC) : ANCUPA [consultado 2 marzo 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.ancupa.com/ancupa/docs/superficie_nacional.html>

Arango, J. 2008. Manejo de la sanidad tropical en el bosque tropical húmedo; el caso de las hormigas arrieras en Chageradó [en línea]. Colombia : Leisa. [consultado 18 septiembre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://latinoamerica.leisa.info/index.php?url=getblob.php&o_id=205814&a_id=211&a_seq=0>

Badilla, F. y Alves, S. 1991. Control del picudo de caña de azúcar Sphenophorus levis Vaurie (Coleoptera: Curculionidae) con Beauveria bassiana y Beauveria brogniartii en Condiciones de Laboratorio y Campo. Turrialba, vol. 4, no. 2, p. 237-243.

Bautista, A. y González, C. 2005. Tres dosis de Metarhizium anisopliae sobre la mosca pinta (Aeneolamia spp.) en caña de azúcar en la región de Los Ríos, estado de Tabasco. Universidad y Ciencia, vol. 21, no. 41, p. 37-40.

Bayer. 2008. Palma Aceitera [en línea]. [consultado 17 octubre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.bayercropscience.com.pe/web/index.aspx?articulo=135>

Castrillo, LA.; Roberts, DW. y Vandenberg, JD. The fungal past, present, and future: germination, ramification and reproduction. Journal of Invertebrate Pathology, vol. 89, p. 46-56.

Chinchilla, CM., Menjívar, R. y Arias, E. 1990. Picudo de la palma aceitera y enfermedad del anillo rojo/hoja pequeña en una plantación comercial de palma aceitera en Honduras. Turrialba, vol. 40, no. 4, p. 471-477.

Coto, D. y Saunders, J. 2004. Insectos plagas de cultivos perennes con énfasis en frutales en América Central. 1 ed. Turrialba (CR) : CATIE. 400 p.

Delbene, J. 2005. Evaluación de cepas nativas de los hongos entomopatógenos Beauveria sp. y Metarhizium sp., sobre el control de polilla del tomate Tuta absoluta Meyrick. [en línea]. Valparaíso (CL). [consultado 12 abril 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://ucv.altavoz.net/prontus_unidacad/site/artic/20061211/pags/20061211133833.html>

Donough, C. 2008. Manejo de plantaciones de palma aceitera para lograr altos rendimientos. In Seminario internacional de manejo y nutrición de palma aceitera, 8 julio 2008. [CD-ROM]. Santo Domingo (EC). 1 disco compacto.

Dubois, T.; Hajek, AE.; Jiafu, H., LI, Z. 2004. Evaluating the efficiency of entomopathogenic fungi against the Asian longhorned beetle, Anoplophora glabripennis (Coleoptera: Cerambycidae), by using cages in the field. Environmental Entomology, vol. 33, no 1, p. 62-74.


30

Durán, J.; Carballo, M. y Hidalgo, E. 2004. Efecto de fungicidas sobre la germinación y el crecimiento de Beauveria bassiana. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología, no. 71, p. 73-78.

El-Sufty, R.; Al-Awash, SA.; Al Amiri, AM.; Shahdad, AS.; Al Bathra, AH.; Musa, SA. 2007. Biological control of red palm weevil, Rhynchophorus ferrugineus (Col.: Curculionidae) by the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana in United Arab Emirates. International Society for Horticultural Science, no. 736, p. 399-404.

Ericsson, JD.; Kabaluk, JT.; Goettel, MS.; Myers, JH. 2007. Spinosad interacts synergistically with Insect pathogen Metarhizium anisopliae against the exotic wireworms Agriotes lineatus and Agriotes obscures (Coleoptera: Elateridae). Journal of Economic Entomology, vol. 100, no. 1, p. 31-38.

FAO. 2003. Buenas Prácticas tecnológicas [en línea]. Honduras : Escuela Agrícola Panamericana [consultado 12 abril 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.fao-sict.un.hn/practicas/00_produccion_beauveria.htm>

FAO. 2003. Buenas Prácticas tecnológicas [en línea]. Honduras : Escuela Agrícola Panamericana [consultado 18 septiembre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.fao-sict.un.hn/practicas/002_produccion_trichoderma.htm>

Fernández-Larrea, O. 2002. Introducción al tema: control microbiológico de plagas agrícolas. In producción y uso de agentes microbianos para el control de plagas en agricultura ecológica. Turrialba (CR) : CATIE. p. 2-8.

Fernández-Larrea, O. 2002a. Principales grupos de microorganismos entomopatógenos y antagonistas: mecanismos de acción. In Producción y uso de agentes microbianos para el control de plagas en agricultura ecológica. Turrialba (CR) : CATIE. p. 29-37.

Ferreira, J.; Leal, ML.; Sarro, F.; Araujo, RPC. y De Moura, JIL. 2003. Avaliação de diferentes fontes atrativas e suas prováveisinterações na captura de Rhynchophorus palmarum. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología, no. 67, p. 23-29.

Klinger, E; Groden, E y Drummond, F. 2006. Beauveria bassiana horizontal infection between cadavers and adults of the Colorado potato beetle Leptinotarsa decemlineata (Say). Environmental Entomology, vol. 35, no. 4, p. 992-1000.

Kubaluk, JT. y Ericsson, JD. 2007. Environmental and behavioral constraints on the infection of wireworms by Metarhizium anisopliae. Environmental Entomology. vol. 36, no 6, p. 1415-1420.

Lecuona, R. 2002. Situación actual y perspectiva del uso de bioplaguicidas en Latinoamérica. In Producción y uso de agentes microbianos para el control de plagas en agricultura ecológica. Turrialba (CR) : CATIE. p. 9-20.

Liu, H. y Bauer, L. 2006. Susceptibility of Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) to Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae. Journal of Economical Entomology, vol. 99, no. 4, p. 1096-1103.

Lord, JC. 2007. Enhanced efficacy of Beauveria bassiana for red flour beetle with reduced moisture. Journal of Economic Entomology, vol. 100, no. 4, p. 1071-1074.

Marcano, A. y Morales, M. 1998. Patogenicidad de Beauveria bassiana y Paecilomyces fumosoroseus sobre adultos del picudo de la batata Cylas formicarius elegantulus


31

Summers (Curculionidae) [en línea]. Lara (VE) [consultado 12 abril 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.revfacagronluz.org.ve/v16_1/v161z005.html>

Mexzón, R., Chinchilla, CM., Castrillo, G. y Salamanca, D. 1994. Biología y hábitos de Rhynchophorus palmarum L. asociado a la palma aceitera en Costa Rica [en línea]. ASD Oil Palm Papers, no 8, p.14-21. [consultado 2 febrero 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.asd-cr.com/ASD-Pub/Bol08/B8c3.htm>

NCBI (National Center for Biotechnology Information, US). 2008. Beauveria bassiana [en línea] [consultado 18 octubre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi?mode=Info&id=475271&lvl=3&p=mapview&p=has_linkout&p=blast_url&p=genome_blast&lin=f&keep=1&srchmode=1&unlock>

NCBI (National Center for Biotechnology Information, US). 2008a. Metarhizium anisopliae var. anisopliae [en línea] [consultado 18 octubre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi?mode=Info&id=92636&lvl=3&p=mapview&p=has_linkout&p=blast_url&p=genome_blast&lin=f&keep=1&srchmode=1&unlock>

NCBI (National Center for Biotechnology Information, US). 2008b. Trichoderma spp. [en línea] [consultado 18 octubre 2008]. Disponible en World Wide Web: <http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi>

Prior, C. y Arura, M. 1985. The infectivity of Metarhizium anisopliae to two insect pests of coconuts. Journal of Invertebrate Pathology, vol. 45, p. 187-194.

Quesada, E.; Ruíz, A. y Santiago, C. 2006. Laboratory evaluation of entomopathogenic fungi Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae against puparia and adults of Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae). Journal of Economical Entomology, vol. 99, no 6, p. 1955-1966.

Raygada, R. 2005. Manual técnico para el cultivo de la palma aceitera. 1ª ed. Lima (PE) : PRODATU. 106 p. ISBN 9972-2715-0-1.

Sánchez, E.; Wang, A.; Uribe, L.; Pizarro, R.; Chaimsohn, FP.; Cartagena, LV.; Bogantes, A.; Mexzón, R.; Arroyo, C. y Mora, J. 2005. Bacteriosis del palmito. Costa Rica : CONICIT. 22 p.

Shapiro-ilan, DI.; Gardner, WA.; Cottrell, TE.; Behle, RW.; Wood, Bruce W. 2008. Comparison of application methods for suppressing the pecan weevil (Coleoptera: Curculionidae) with Beauveria bassiana under field conditions. Environmental Entomology, vol. 37, no. 1, p. 162-171.

Toledo, J.; Campos, SE.; Flores, S.; Liedo, P.; Barrera, JF.; Villaseñor, A. y Montoya, P. 2007. Horizontal transmission of Beauveria bassiana in Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae) under laboratory and field cage conditions. Journal of Economic Entomology, vol. 100, no. 2, p. 291-297.

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Entomopatogenos-2008 EstevesE CedenoR[1]