Embed Size (px)
Citation preview
EL PRESENTE TRABAJO DE TESIS, FORMA PARTE DEL PROYECTO
“EVALUACIÓN DE DOSIS DE Pseudomonas y Bacillus spp EN PLÁNTULAS DE CHILE BAJO CONDICIONES INVERNADERO” Y FUE REALIZADO BAJO LA
SUPERVISIÓN DEL DR. MARCO ANTONIO GUTIÉRREZ CORONADO.
Vo. Bo.
Dr. Marco Antonio Gutiérrez Coronado
1
RESUMEN
Las hortalizas en la actualidad juegan un papel muy importante ya que generan
grandes divisas a nuestro país, y una de las que más demanda tiene a nivel
nacional e internacional es el chile, ya sea dulce o picante, por eso es de suma
importancia para los agricultores de nuestro país saber producir con tecnología
moderna.
El uso de microorganismos en la producción intensiva de cultivos hortícolas ha
tomado demasiado auge en los últimos cinco años, ello debido en principio por el
impacto positivo que tiene en el ambiente, aunado a la excelente respuesta de las
plantas al aplicárseles dichos productos. Algunos van hacia la estimulación del
crecimiento, otros orientados al biocontrol de enfermedades fundamentalmente y
algunos más a ambas situaciones. El objetivo del presente trabajo fue el de
evaluar las diferentes dosificaciones de un biopreparado a base de la mezcla de
Pseudomonas y Bacillus, en el desarrollo vegetal integrado de chile en sus etapas
iniciales de crecimiento bajo condiciones de invernadero.
2
Los tratamientos aplicados fueron: los microorganismos en dosis de 4, 8, 16, 32 y
64 litros por ha y un testigo sin aplicación. Se sembró en vasos de unicel, semillas
de chile Cv Mitla, el 26 de septiembre del 2003, manejando un diseño simple
completamente al azar con diez repeticiones. Las variables evaluadas fueron: área
foliar (Área meter AM 200 de ADC, en centímetros cuadrados), peso seco
(balanza semianalítica, en gramos), longitud, peso volumétrico y peso seco de raíz
(regla, en centímetros, probeta graduada, en mililitros y balanza semianalítica, en
gramos, respectivamente); fitotoxicidad y clorofila total en unidades de clorofila
(Spad 502 de Minolta).
Dentro de los resultados obtenidos, a pesar de no detectarse diferencias
significativas en la mayoría de las variables valoradas, se pudo observar un efecto
en general positivo en el desarrollo vegetal integrado de chile.
3
I. INTRODUCCIÓN
1.1 Generalidades.
La producción intensiva de plantas en campo y en invernadero se ven seriamente
atacadas por microorganismos patógenos del suelo y sustrato, los cuales abaten
significativamente los rendimientos y calidades de los cultivos, siendo la estrategia
utilizada en los últimos 30 años el uso de agroquímicos, los cuales no ofrecen un
excelente control, son productos altamente contaminantes del suelo y del
ambiente, reportan un alto grado de riesgo para los seres humanos, por lo que los
productores y las diferentes agencias multinacionales e internacionales asociadas
con la salud reprueban fuertemente el manejo intensivo de éste tipo de sistemas;
siendo el biocontrol o el control biológico la mejor alternativa de manejo para estos
problemas de sanidad.
4
La definición de control biológico según Weller y Cook (1983) hace más de 20
años, se entiende por control biológico la reducción de la densidad o de las
actividades productoras de enfermedades de un patógeno o parásito, en su estado
activo o durmiente, lograda de manera natural o a través de la manipulación del
ambiente, del hospedero o de antagonistas del patógeno o plaga que se quiere
controlar.
Se trata de una definición muy amplia que abarca prácticamente a todo tipo de
control fuera del químico, tenemos que Control Biológico hace referencia a la
utilización de microorganismos antagonistas para el control de enfermedades,
entendiéndose por antagonistas, aquellos organismos que interfieren en la
supervivencia o desarrollo de los patógenos. No es fácil determinar con precisión
los mecanismos que intervienen en las interacciones entre los antagonistas y los
patógenos sobre la planta o en las heridas; en general los antagonistas no tienen
un único modo de acción y la multiplicidad de modos de acción es una
característica a seleccionar en un antagonista.
No es fácil determinar con precisión los mecanismos que intervienen en las
interacciones entre los antagonistas y los patógenos sobre la planta o en las
heridas. En general los antagonistas no tienen un único modo de acción y la
multiplicidad de modos de acción es una característica a seleccionar en un
antagonista. Se han descrito varios mecanismos de acción de los antagonistas
para controlar el desarrollo de patógenos sobre la fruta. Ellos son: antibiosis,
competencia por espacio o por nutrientes, interacciones directas con el patógeno
(micoparasitismo, lisis enzimática), e inducción de resistencia (Cook and Baker
1983).
5
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 Origen del chile El chile (Capsicun annum L.) es originario de las regiones meridionales de
Norteamérica (México) y de Perú y otros países americanos (Fersini, 1984, citado
por Álvarez, 2000). Después del descubrimiento de América su cultivo se difundió
rápidamente por todo el mundo (López, 1994).
Es una planta cultivada desde la antigüedad por los indios americanos que Colón
encontró en su primer viaje y llevó a España en 1493, extendiéndose a lo largo del
siglo XVI por otros países de Europa, Asia y África (Maroto, 1992).
6
2.2 Importancia del chile La importancia del cultivo del chile radica en que es un producto de exportación
que se vende en dólares, por dicha razón genera divisas a México, ya que nuestro
país es el principal proveedor de los Estados Unidos tanto en chile dulce como de
picosos, es por ello que se considera un cultivo de alta remuneración por hectárea
(Moreno, 1997, citado por Osuna, 2000). Es evidente tanto por la amplia
distribución de la superficie sembrada, como por su alto consumo en el país
(Pozo, 1981, citado por Álvarez, 2000), es una de las hortalizas de mayor
importancia económica y social (Martínez, Morales y Mata, 1988, citados por
Álvarez, 2000). Además destaca por su demanda comercial, el contenido de
nutrientes que aporta, en especial vitamina C (Casseres, 1984); por otra parte,
genera empleo pues su recolección es todavía un trabajo manual, por lo que la
necesidad de mano de obra aumenta con su cultivo (Morales, 1991, citado por
Álvarez, 2000). Es además, de un amplio rango ambiental que permite producción
durante todo el año (Pozo, 1981, citado por Álvarez, 2000).
Un factor importante en la explicación del auge hortícola es la expansión del
mercado de Estados Unidos, en el caso de los chiles, se considera un producto
que permanece estable y tal parece que su demanda va en aumento, puesto que
se está convirtiendo en un condimento esencial en la comida internacional.
El estado de Sonora en los últimos cinco años inicia un despliegue como
exportador, en el caso de los chiles el volumen es notable. El sur de Sonora se
distingue por ser la región chilena del estado, principalmente en los valles del
Yaqui, Mayo y Guaymas, cultivándose principalmente los tipos jalapeño, serrano,
anaheim, bell, caribe, poblano y pasilla para la exportación. (Moreno, 1997, citado
por Osuna, 2000).
El cultivo de chile cumple con una función socioeconómica muy importante para
todo el país, ya que requieren de muchos cuidados en todas las etapas de su
7
desarrollo vegetativo, se utiliza en promedio de 120 a 150 jornales por hectárea
en las labores de cultivos, principalmente en la cosecha, lo cual beneficia a los
trabajadores agrícolas de las regiones productoras así como las empacadoras,
transportistas y en general estimulan la actividad comercial.
A nivel nacional, el chile se siembra como cultivo único en un 90% del área de
siembra como cultivo asociado perfectamente con maíz o fríjol. Debido a que el
producto es altamente perecedero (como la mayoría de las hortalizas); el valor
esta fuertemente determinada por la oferta y la demanda, exceptuando los chiles
deshidratados, los cuales tienen precios más estables en el año, por la ventaja de
que pueden ser almacenados (SARH,1984).
Su principal valor nutritivo la constituye el alto contenido de vitamina C, un fruto
maduro contiene mas vitamina C en comparación del proporcionado por el tomate,
los frutos tienen un alto contenido de vitamina A o β-caroteno, este contenido de
vitaminas y principalmente su sabor agradable y estimulante, ya sea en
variedades dulces o picantes, hacen que esta hortaliza sea un ingrediente valioso
y casi esencial en la preparación de alimentos en muchos países del mundo,
sobre todo para regímenes monótonos, como el del maíz. (López, 1994).
Los cultivares del tipo picante probablemente han sido mas estudiados en México
que en ningún otro país. Hay cultivares mexicanos con frutos grandes como
Mulato y Ancho, que son típicos de las altiplanicies y valles semiáridos o áridos de
México, incluyendo en este grupo los cultivares poblanos, pasilla y jalapeño. En
general, los chiles pequeños delgados y largos son muy picantes y se producen
con preferencia en regiones bajas.
8
2.3 Aporte nutrimental del chile La utilidad nutricional de las hortalizas en el hogar e industria es en fresco, en
vinagre como conserva, se consumen también secos, en polvo, en salsas y las
semillas se usan para elaborar “pimienta roja”. Su composición nutrimental se
presenta en el cuadro 1.
Cuadro 1. Composición de 100 g de diferentes variedades de chile (Capsicum
annum L.).
Agua 85 - 89 %
Calcio 21 – 31 mg
Proteínas 0.9 – 2.5 g
Fósforo 21 – 58 mg
Fierro 0.9 – 1.3 mg
Grasas 0.7 – 0.8 g
Hidratos de carbono 8.8 – 12.4 g
Fibra 2.4 – 2.9 g
Riboflavina 0.11 – 0.58 mg
Niacina 1.25 -.1.47 mg
Ácido ascórbico 48.00 – 60.00 mg
Caroteno 2.5 – 2.9 mg
Valor energético 40 - 60 cal.
http://www.ecuarural.gov.ec/ecuagro/paginas/hrtl_am/textos/AJI.html
9
2.4 Usos del chile Se emplea mundialmente en la industria farmacéutica y de alimentos. Sirve para
estimular el apetito, como diurético y purgante, aumenta la menstruación,
fortalecen el estomago, llagas infectadas y secar heridas, debe comerse con
moderación, ya que puede ocasionar inflamación intestinal, se utiliza para
disminuir la intensidad del dolor de muelas o dolores de parto (está siendo
estudiado con resultados positivos a nivel experimental), Se usa para aliviar
personas con enfriamientos, catarros, amigdalitis, laringitis, afonía, reumatismo,
neuralgias, depresión; la infusión por vía oral se utiliza para mejorar la circulación
periférica, alivian la flatulencia y los cólicos. La infusión diluida se emplea para
curar manos y pies fríos, estrés. El aceite se puede aplicar en pequeñas
cantidades sobre la piel que rodea una úlcera varicosa (no sobre la úlcera) para
reducir el flujo sanguíneo en la zona tratada. Las compresas y emplastos de chile
se utilizan como antiirritante, para aumentar el flujo de la sangre en la zona tratada
y para calmar dolores reumáticos, de torceduras y de hematomas. Recientemente
se ha incorporado la capsicina, una amida aromática, en los repelentes, el chile
seco, quemado a fuego lento, se usa para fumigar las habitaciones. También se
maneja como planta ornamental.
(http://www.ecuarural.gov.ec/ecuagro/paginas/hrtl_am/textos/AJI.html, López,
1994, http://www.webcolombia.com/plantascurativas/Aji.htm )
2.5 Descripción botánica del Chile
El chile es una planta perenne, pero se cultiva como si fuera anual. Algunas
variedades se siembran como cultivos bianuales y trianuales. Se consideran dos
grandes grupos de chiles que son: los chiles dulces picantes que están
representados por los serranos, jalapeños y otros, el grupo de los chiles
representados por los cultivares California Wonder y Tolo Wonder. (Flores, 1982).
10
Raíz: El sistema de raíces es ramificado y velloso. La raíz es pivotante, la primera
es corta y ramificada, algunas llegan a medir de 70 hasta 120 cm y, lateralmente,
se extiende hasta 120 cm de diámetro alrededor.
Tallo: Es herbáceo, ramoso subleñoso, subcuadrangular, estriado, y por lo general
lampiño, su parte inferior es leñosa y se ramifica de manera seudo dicotómica,
después de que se empieza la ramificación, con frecuencia una de las ramas es
mas fuerte y crece en el sentido de la ramificación transitoria de menor
importancia. Así se forman las ramificaciones principales, que determinan la forma
y el carácter de la planta. El tallo llega a crecer hasta de 30 a 20 cm, según las
características de la variedad y las condiciones en que se siembra la planta.
Fruto: Es una baya oblonga o cónica de tamaño y coloración muy diversas según
las variedades, con numerosas semillas sobre uniformes, comprimidas y provistas
de endospermo. El fruto viene a se la parte comestible, el cual se compone de
pericarpio, endocarpio y las semillas.
Flores: Las flores tienen un cáliz gamosépalo y persistente, las cuales están
previstas de 5 a 6 dientes. La corona comprende de 5 a 6 pétalos soldados,
tienen el tubo muy corto y el limbo pegado. Androceo formado por 5 o 6 estambres
que se encuentran insertos en el tubo de la corona con filamentos más largos que
las anteras. Ovario de 2, 3 o 4 lóbulos multiovulares y con numerosas semillas,
estilo cilíndrico de longitud igual o mayor que los estambres, terminado de una
estigma muy corto, claviforme, verdoso o amarillento (Gutiérrez, 1998).
Semillas: las semillas tienen una forma deprimida reuniforme, son lisas, sin brillo y
de color blanco amarillento. Generalmente el peso del fruto de las semillas, de las
variedades, no es igual y oscila entre los limites de 3.8 y 8 g.
11
La clasificación taxonómica del chile, nos indica que pertenece a la familia de las
solanáceas (cuadro 2).
Cuadro 2. Clasificación taxonómica del chile.
Reino: Vegetal
División: Embryophyta
Subdivisión: Diploidalia
Clase: Dicotiledónea
Subclase: Metachlamydae
Orden: Tubifloras
Familia: Solanáceas
Genero: Capsicum
Especie: annuum
http://www.puc.cl/sw_educ/hort0498/HTML/p006.html
2.6 Temperatura y humedad relativa del chile.
Con respecto a la temperatura, el pimiento tiene una exigencia mayor a la de
tomate ya que su desarrollo optimo se lleva a cabo a temperaturas diurnas que
van de 20 a 25 °C y temperaturas nocturnas de 16 a 18 °C, el desarrollo del cultivo
se ve afectado y deja de crecer a partir de las 10 °C. Una temperatura por encima
de las 35 °C puede ocasionar la caída de las flores. Las heladas destruyen su
parte aérea, pero en tal caso, si la helada no fue intensa la planta puede rebotar.
12
La humedad relativa optima del pimiento va desde el 50 al 70 %. En este sentido
se dice que el pimiento es muy sensible a las condiciones de baja humedad y altas
temperaturas ya que provocan en una excesiva transpiración que se manifiesta en
la caída de las flores y frutos (Maroto, 1992).
2.7 Fertilización al suelo. Para satisfacer las necesidades nutricionales de los cultivos es común fertilizar al
suelo con los elementos N, P, K, Ca, Mg y S (macro nutrimentos), y el Fe, Bo, Zn,
Mn, Mo y Cu (micronutrimentos). La nutrición adecuada del cultivo es uno de los
factores más importantes para que la planta realice eficientemente sus funciones
metabólicas como fotosíntesis y respiración entre otros. A excepción del Oxígeno
(O) e Hidrógeno (H) (que son tomados en su totalidad del aire) y de un poco de
Nitrógeno (N) todos los elementos minerales nutricionales son suplementados por
el suelo el cual contiene una cantidad natural de ellos o bien se le agregan a
través de la fertilización. Las raíces toman de ahí los elementos y los translocan
hacia las zonas de demanda, reconociéndose que es la forma principal en que las
plantas se proveen de nutrientes.
(http://www.agroenzymas.com.mx/www/noticias/tecjul02.html).
Los nutrientes vegetales son aquellos elementos químicos que en mayor o menor
proporción son necesarios para el desarrollo de las plantas, y que en general son
tomados del suelo por las raíces, y del aire por las hojas. Aunque se han
identificado veinte elementos químicos en la mayor parte de las plantas, se ha
visto que solamente dieciséis son realmente necesarios para un adecuado
crecimiento y una completa maduración de las plantas. A estos 16 elementos se
les considera como los nutrientes esenciales.
13
Carbono, oxígeno e hidrógeno, constituyen la mayor parte del peso seco de las
plantas, estos elementos provienen del CO2 atmosférico y del agua. Le siguen en
importancia cuantitativa el nitrógeno, potasio, calcio, magnesio, fósforo y azufre
que son absorbidos del suelo. Los elementos más importantes para el crecimiento
de las plantas son los macronutrientes (nitrógeno, fósforo y potasio) y deberían ser
suministrados a las plantas a través de fertilizantes, mesonutrientes (calcio,
magnesio y azufre) y micronutrientes u oligoelementos (hierro, manganeso, boro,
zinc, cobre y molibdeno) que están generalmente presentes en el suelo en
cantidades suficientes y las plantas los necesitan en dosis menores.
(http://www.infoagro.com/abonos/analisis_suelos.htm#3.3.%20NUTRIENTES.)
En el cuadro 3 se describen las funciones de estos elementos en las plantas y sus
síntomas de deficiencia:
Cuadro 3. Funciones de los nutrientes en las plantas y sus síntomas de
deficiencia.
Nutriente Función Síntomas de deficiencia
Nitrógeno (N) Estimula el crecimiento rápido; favorece la síntesis de clorofila, de aminoácidos y proteínas.
Crecimiento atrofiado; color amarillo en las hojas inferiores; tronco débil; color verde claro.
Fósforo (P)
Estimula el crecimiento de la raíz; favorece la formación de la semilla; participa en la fotosíntesis y respiración.
Color purpúreo en las hojas inferiores y tallos, manchas muertas en hojas y frutos.
Potasio (K) Acentúa el vigor; aporta resistencia a las enfermedades, fuerza al tallo y calidad a la semilla.
Oscurecimiento del margen de los bordes de las hojas inferiores; tallos débiles.
Calcio (Ca) Constituyente de las paredes celulares; colabora en la división celular.
Hojas terminales deformadas o muertas; color verde claro.
Magnesio (Mg)
Componente de la clorofila, de las enzimas y de las vitaminas; colabora en la incorporación de nutrientes.
Amarilleo entre los nervios de las hojas inferiores (clorosis).
14
Azufre (S) Esencial para la formación de aminoácidos y vitaminas; aporta el color verde a las hojas.
Hojas superiores amarillas, crecimiento atrofiado.
Boro (B) Importante en la floración, formación de frutos y división celular.
Yemas terminales muertas; hojas superiores quebradizas con plegamiento.
Cobre (Cu) Componente de las enzimas; colabora en la síntesis de clorofila y en la respiración.
Yemas terminales y hojas muertas; color verdeazulado.
Cloro (Cl) No está bien definido; colabora con el crecimiento de las raíces y de los brotes.
Marchitamiento; hojas cloróticas.
Hierro (Fe) Catalizador en la formación de clorofila; componente de las enzimas.
Clorosis entre los nervios de las hojas superiores.
Manganeso (Mn) Participa en la síntesis de clorofila. Color verde oscuro en los nervios de las hojas; clorosis entre los nervios.
Molibdeno (Mo) Colabora con la fijación de nitrógeno y con la síntesis de proteínas.
Similar al nitrógeno.
Zinc (Zn) Esencial para la formación de auxina y almidón.
Clorosis entre los nervios de las hojas superiores.
(http://www.infoagro.com/abonos/analisis_suelos.htm#3.3.%20NUTRIENTES.)
15
2.8 RHIZOBAC-PROTECTOR
2.8.1 Composición
El producto Rhizobac-Protector esta compuesto de Pseudomonas y Bacillus spp.
Es útil para la prevención de Fussarium, Phytium, Phythophora cinnamonio. Se
recomienda para los cultivos de chile, tomate, pepino y fresa, en dosis de 8 l/ha.
Fig. 1. Botella de Rhizobac-Protector.
2.8.2 Pseudomonas y Bacillus En la actualidad muchos microorganismos muestran acción selectiva contra un
gran número de plagas y enfermedades, a través de una variada actividad
biológica, de aquí la importancia de la biotecnología como fuente potencial de
nuevos bioproductos con efecto fungicida e insecticida.
http://www.apsnet.org/meetings/div/cr01abs.asp
16
Las enfermedades de plantas causadas por patógenos juegan un papel muy
importante en la disminución de recursos agrícolas. El control biológico de dichos
patógenos mediante microorganismos antagonistas, ofrece una alternativa
atractiva frente al uso de compuestos químicos o de plantas transgénicas, que
actualmente provocan rechazo en la sociedad. Entre los microorganismos con
capacidad de biocontrol cabe destacar cepas bacterianas de Pseudomonas putida
y Pseudomonas fluorescens, además de algunas especies de Bacillus. Diversos
estudios demuestran que la eficacia del control biológico por estas bacterias
depende en gran medida de su capacidad de colonizar eficientemente la rizosfera
de las plantas. El hecho de que muchos antagonistas no persistan sobre las
plantas puede deberse a la ineficiencia de la maquinaria necesaria para el
crecimiento y la supervivencia en la rizosfera. Por ello, se está estudiando las
bases genéticas de la colonización, como punto de partida para poder desarrollar
mejores agentes de biocontrol que respondan a las necesidades de los cultivos sin
afectar el ambiente y sobre todo con buenos controles de los patógenos (Larkin y Fravel, 1998; Mao et al. , 1998; Minero, 1999).
Pseudomonas putida KT2440 ha sido elegida como sistema modelo, dada su gran
capacidad de colonizar la rizosfera de plantas de interés agrícola. Se han obtenido
mutantes de P. putida con defectos en la adhesión a semillas de maíz, algunos de
los cuales están también afectados en su capacidad de colonizar las raíces en
competición con la cepa silvestre. Se han identificado los genes interrumpidos en
todos estos mutantes. La mayoría codifican proteínas de membrana o de
superficie, no identificadas previamente y cuya función específica es desconocida.
Algunos de estos genes parecen ser específicos de P. putida KT2440 y no
aparecen en otras cepas de P. putida como DOT-T1E, lo que podrá estar
relacionado con su eficiencia en la colonización con respecto a otras cepas.
Actualmente estamos llevando a cabo el estudio detallado de las funciones
codificadas por dichos genes. Esta información resultará clave para mejorar la
capacidad colonizadora de cepas de interés en biocontrol (O’Sullivan y O’Gara,
17
1992).
Según Vorobeikov et al., 1996, comentan que la utilización de inoculantes
biológicos, Agrobacterium radiobacter (Agrophil), (b) Enterobacter aerogenes
(Rhizoenterin), (c) Flavobacterium sp. (Flavobacterin), (d) Pseudomonas
fluorescens (Extrasol-KO y Extrasol-32) o (e) Serratia strain 218 (Extrasol-2)
incrementaron la actividad nitrogenasa en la rizósfera de ensayos en macetas.
También el tratamiento de semillas con bacterias incrementó la captación de P33
e incrementó los contenidos de N, P y K de tallos y raíces, largo de tallos y
rendimiento de fibra de lino (Linum usitatisimum), manejado en diferentes
ambientes y condiciones de cultivo.
En ensayos de invernáculo con soja, Schreiner, 1997, concluyó que los hongos de
la micorriza influenciaron las funciones de la planta y la interacción con el suelo.
Los tratamientos P-fertilizado (+P) o bajo-P (-P), o inoculado en suelos -P con uno
de los siguientes organismos: Arbuscular micorriza (AM): Glomus etunicatum (Ge),
G. mosseae (Gm) o Gigaspora rosea (Gr) produjeron modificaciones en el peso
seco de vainas y en las relaciones de vaina: tallo y vaina: raíz, a la vez, los
recuentos de Pseudomonas fueron mayores en los suelos –P.
En sorgo bicolor o granífero, la inoculación combinada de T. harzianum y B.
polymyxa o P. striata incrementó el tamaño y el peso de la panoja, el número de
espiguillas por espigas, el rendimiento de grano y paja y el contenido de N y P,
reflejándose significativamente y económicamente el uso de estos inoculantes
(Jisha y Alagwadi, 1996).
En soja, la aplicación de superfosfato, Pseudomonas striata y Aspergillus awamori
y/o 10 toneladas de enmienda orgánica/ha modificó el número de nódulos y el
peso de las plantas, área foliar, materia seca, mientras que el rendimiento de
vainas fue mayor con la combinación de Bradyrhizobium japonicum 110 y
Pseudomonas fluorescens 20 ó P. fluorescens 21. La combinación de
18
Pseudomonas y micorrizas vesicular - arbuscular (VA) resultaron en incrementos
similares. La inoculación de soja con mezcla de microorganismos estimuló la
nodulación, la actividad nitrogenasa, la actividad de los nódulos también aumentó
la cantidad de "nitrógeno biológico" en plantas determinado por N15 en
comparación con soja inoculada con bacteria solamente. P. fluorescens y G.
mosseae estimuló el crecimiento de la planta, fotosíntesis y nodulación de manera
altamente significativa y económica. (O’Sullivan y O’Gara, 1992).
De acuerdo a Edi et al., 1996, para obtener efectos significativos es importante el
desarrollo de cepas resistentes de Pseudomonas putida y que proliferen en la
rizósfera de maíz. En test de solubilización de fosfato tricálcico Ca3(PO4)2, los
resultados encontrados indicaron que primero se produce una “adaptación” de la
Pseudomona (10 - 15 días) pero después de éste período se incrementa el
crecimiento del maíz, peso de tallos y la captación de fósforo, en estrecha relación
con el pH, se incrementó hasta un 40%.
Nahas, 1996, probando 31 bacterias y 11 hongos encontraron que Pseudomonas
cepacia y Penincillium purpurogenum mostraron la mayor actividad de
solubilización de fósforo, y la respuesta significativa en grano, materia seca y
contenidos de fósforo. Estos resultados también fueron informados por Dubey
1996 cuando utilizó P. Striata en los estudios que condujeron para tal fin.
La interacción fitohormonal entre Pseudomonas fluorescens, Rhizobium
leguminosarum con el cultivo del trigo, incrementó el número de macollos fértiles,
número de espigas, materia seca y rendimiento del grano. Paralelamente, el
contenido de N y P en el grano se incremento significativamente (Amara et al.,
1995).
19
III. OBJETIVOS
Objetivo General. Evaluar la influencia de la dosis de aplicación de un biopreparado con
Pseudomonas y Bacillus spp sobre el desarrollo vegetal integrado de plántulas de
chile.
Objetivo Especifico.
• Comparar el efecto de la aplicación de diferentes dosis de un biopreparado
con Pseudomonas y Bacillus spp con un testigo en el desarrollo vegetal
integrado de chile en sus fases iniciales creciendo bajo condiciones de
invernadero.
• Determinar el tratamiento que arroje mejores resultados en el desarrollo
vegetal integrado para el cultivo de chile.
20
IV. HIPÓTESIS Las diferentes dosis del biopreparado con Pseudomonas y Bacillus spp alteraran
positivamente el desarrollo vegetativo integrado de plántulas de chile en
invernadero.
21
V. MATERIALES Y METODOS 5.1 Ubicación del experimento
La investigación se desarrolló bajo condiciones de invernadero, en las
instalaciones del Instituto Tecnológico de Sonora (Figura 2), campus Nainari de
Ciudad Obregón, con dimensiones de 6.40 x 8.60 metros, en el cual se controlaron
los factores ambientales y agronómicos de manejo en el cultivo.
Fig. 2. Invernadero del ITSON, campus Nainari.
22
5.2 Diseño experimental
Esta investigación se realizo bajo un diseño experimental simple completamente al
azar con seis tratamientos y diez repeticiones por tratamiento, resultando 60
unidades experimentales Los análisis estadísticos (análisis de varianza y
comparación de medias) se efectuaron con la ayuda del programa Nuevo León
1994.
Se sembró el 23 de septiembre del 2003, en vasos de unicel número 10, llenos
hasta ¾ partes de sustrato sunshine 3, colocándose 3 semillas de chile Cv. Mitla a
2 cm de profundidad.
5.3 Tratamientos Se aplicaron los siguientes tratamientos (cuadro 4):
Cuadro 4. Dosis de los tratamientos aplicados.
Tratamiento 1 Rhizobac-protector 4 l ha-1
Tratamiento 2 Rhizobac-protector 8 l ha-1
Tratamiento 3 Rhizobac-protector 16 l ha-1
Tratamiento 4 Rhizobac-protector 32 l ha-1
Tratamiento 5 Rhizobac-protector 64 l ha-1
Tratamiento 6 Testigo
23
5.4 Preparación y aplicación de las soluciones Los tratamientos fueron aplicados en tres ocasiones después de la aparición de la
primera hoja verdadera y posteriormente cada semana. Tuvo una duración de seis
semanas. Se utilizó una solución nutritiva completa (cuadro 5), aplicándose ésta
cada cinco días y los riegos se aplicaron según los requerimientos del cultivo.
Cuadro 5. Composición de la solución nutritiva, cantidades de fertilizantes para
preparar 12 y 200 litros de solución nutritiva.
Fuente 12 litros de solución
nutritiva (cantidad en
g)
200 litros de solución
nutritiva (cantidad en g)
MAP (12-61-00) 3.534 58.9
Sulfato de Mg 5.400 90.00
Nitrato de Ca 5.400 90.00
Multi-K (12-2-43) 9.300 155.00
Supernitrato (31-5-00) 1.38 23.0
*Solución de
micronutrientes
1.2 ml 20 ml
*Ver composición en el cuadro 6.
24
Cuadro 6. Composición de la solución madre de micronutrientes, cantidades de
fertilizantes para preparar 3 litros de solución madre (Ordeñana, L. J.).
Fuente Cantidad ( g )
Sulfato ferroso (FeSO4 . H2O) 150.0
Sulfato de manganeso (MnSO4 . 4H2O) 60.0
Ácido bórico (H3BO3) 84.0
Sulfato de cobre (CuSO4 · 5 H2O) 6
Sulfato de Zinc (ZnSO4 · 7 H2O) 6
Nota: por cada litro de solución madre, se agregan 10 ml de ácido sulfúrico, antes
de disolver cada uno de los microelementos indicados en esta tabla, es decir, se
agregan 30 ml de ácido sulfúrico a los tres litros de solución madre.
Preparación de la solución madre.
Para preparar 3 litros de solución madre se sigue este procedimiento:
a) Se agregan lentamente 30 ml de ácido sulfúrico (H2SO4) a 3 litros de agua
en un recipiente de vidrio ámbar.
b) Se agregan 150 g de sulfato ferroso (FeSO4·7H2O) en varias porciones
poco a poco previa disolución y se agita el recipiente de la solución madre,
hasta que se disuelve perfectamente la primera porción. Después de esta,
se siguen agregando las demás porciones hasta su completa disolución.
c) En el mismo orden que se menciona en el cuadro 5, se añaden lentamente
las demás sales y se agita constantemente el recipiente de la solución
nutritiva.
d) Después de agregar todos los micronutrientes, la solución madre esta lista.
25
Preparación de 2500 litros de solución nutritiva.
1. El depósito se lava perfectamente bien con agua, jabón y cloro.
2. Se afora el matraz con 2500 litros de agua.
3. Se acidifica el agua agregando lentamente 150 ml de H2SO4. ¡Nunca se
debe arrojar violentamente el ácido! Para evitar que éste salpique en los
ojos o la piel y produzca graves quemaduras.
4. Se agita el agua con la bomba.
5. Se mide el pH con papel indicador dejándolo 5 minutos en el agua para
lograr una lectura precisa. Se ajusta el pH a un valor de 5.5, agregando en
pequeñas cantidades el ácido sulfúrico necesario.
6. Los fertilizantes se pesan y disuelven uno por uno en el orden que se indica
en el cuadro 5.
7. Para disolver cada fertilizante, se toma el agua aforada y acidificada del
depósito en una cubeta; el fertilizante se divide en 3 o 4 porciones; cada
porción se va disolviendo dentro de una cubeta con un agitador; después
que se ha solubilizado una parte del producto, se devuelve al depósito, se
le agrega mas agua a la cubeta para seguir disolviendo los sedimentos; se
vierte nuevamente una parte de la solución al depósito; ésta operación se
repite de 2 a 4 veces, hasta lograr que cada producto se disuelva
perfectamente. En el caso de que queden residuos muy duros en el fondo
de la cubeta, se macera con el agitador hasta lograr su completa disolución.
Se recomienda mucha paciencia para realizar este procedimiento.
8. En una probeta se agregan 0.012 ml de solución madre a los 0.120 litros
de solución nutritiva en el depósito.
9. Se agita la solución recién preparada con la bomba, durante unos 5
minutos.
10. Se ajusta nuevamente su pH= 5.5 agregando la cantidad necesaria de
ácido sulfúrico.
11. Se colocan correctamente las palancas del sistema de tuberías para el
riego por goteo o por subirrigación.
26
Aforo y ajuste del pH de la solución nutritiva.
La primera recomendación es aforar la solución nutritiva y ajustar su pH a 5.5
cada tercer día. El tezontle ciertas sales y hay un ligero lavado de los mismos lo
que alcaliniza la solución requiriéndola adición de 50 ml de ácido sulfúrico
aproximadamente para bajar en una unidad el valor del pH en 120 litros de la
solución nutritiva.
La práctica de los riegos pesados cada semana, tiene como fin también lavar el
exceso de sales que se acumulan en el sustrato durante los riegos suministrados
por goteo. (Ordeñana, 1995-1996)
5.5 Variables a medir Las variables evaluadas fueron:
5.5.1 Altura de la planta. En esta variable, se midió con una regla graduada cada una de las plantas, desde
el primer día de tratamiento y cada cinco días, para determinar su tasa relativa de
crecimiento (Fig. 3).
Figura 3. Medición de las plantas de chile con regla graduada.
27
5.5.2 Área foliar. Esta variable se evaluó tomando la parte aérea de cada una de las plantas y
posteriormente ser medida con integrador de área foliar, (Área meter AM 200 de
ADC, en centímetros cuadrados). (Fig. 4).
Fig. 4. Integrador de área foliar. 5.5.3 Peso seco parte aérea. Se tomaron las partes aéreas y se colocaron en bolsas de papel identificándolas
para cada tratamiento y número de repetición sometiéndose a un horno (Figura 5)
con temperatura de 70 0C por 48 horas, después se pesaron en una balanza
analítica (balanza semianalítica, en gramos). (Figura 6).
Fig. 5. Horno utilizado para el secado de las muestras.
28
Figura 6. Balanza analítica.
5.5.4 Clorofila. Se valoró después de la segunda aplicación de tratamiento diario por 5 días, no se
midió la planta por cinco días, al siguiente se aplicó tratamiento y te día se valoró
nuevamente por 5 días seguidos con el Spad 502 de Minolta (Fig. 7).
Figura 7. Medición de la clorofila.
29
5.5.5 Longitud de raíz. Después de que se completó el tiempo de tratamiento se cortaron las raíces de la
planta y se midieron con la ayuda de una regla métrica. (Figura 8).
Fig. 8. Medición de longitud de raíz.
5.5.6 Peso volumétrico de raíz. Las raíces de cada uno de los tratamientos se introdujeron en una probeta
graduada y se observa el volumen que desplazaba (Figura 9).
Figura 9. Medición de peso volumétrico de la raíz.
30
5.5.7 Peso seco de la raíz. Se cortaron las raíces introduciéndose en bolsas de papel etiquetadas y se
sometieron a una temperatura de 70° C, por 48 horas en un horno (Figura 10) y
después se pesaron en una balanza analítica.
Figura 10. Secado de muestras.
5.5.8 Fitotoxicidad Se determinó desde la primera aplicación, hasta días después de la última,
valorando el tejido necrosado o indicios del mismo, en hojas, tallos, ramas y raíces
en escala del 1-5, siendo 1 sin daño, 2 con daño inicial de 5%, 3 con daño
aparente de más del 5 al 25%, 4 daño fuerte de más de 25 al 50% y 5 con plantas
en inicio de senescencia, con daños por arriba del 50%.
31
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1 Altura de la planta. La altura final de planta, así como la tasa relativa de crecimiento (Figs. 11 y 12
respectivamente) en chile no se mostró efecto alguno por la aplicación de los
microorganismos, ello debido al corto tiempo de evaluación de los mismos, ya que
el desarrollo se realizó por cerca de cuarenta días, por lo tanto no hubo diferencias
significativas estadísticamente, aun así las alturas finales estuvieron alrededor de
7 cm.
El tratamiento 2 que se le aplicaron 8 l ha-1 fue el que mostró mayor altura 7.48 cm
comparado con los demás tratamientos que presentaron una altura de: tratamiento
1, 7.24 cm; tratamiento 3, 7.01 cm; tratamiento 4, 6.91cm; tratamiento 5, 7.08 cm;
32
33
tratamiento 6, 6.96 cm. El tratamiento 2 mostró mayor crecimiento con respecto a
los otros tratamientos, creciendo 0.2161 cm por día con respecto al testigo.
Minero (1999), comenta que en la aplicación de productos biológicos comerciales
formulados con hongos y bacterias benéficos, para que estos funcionen, es
necesario cambiar algunas practicas de manejo, como el tratamiento de la semilla,
aplicaciones de ciertos productos químicos y/o dosis no permitidas, ya que hasta
ahora no existen recetas de control biológico, por lo que si no se tienen ese tipo de
precauciones los efectos no se observarán.
2
3
4
5
6
7
Altu
ra d
e pl
anta
(cm
)
4 8 16 32 64 TestigoTratamientos (l ha-1)
17-Oct22-Oct27-Oct01-Nov06-Nov
Fig. 11. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en la altura de plantas jóvenes de chile, bajo condiciones de
invernadero.
34
35
0.202
0.204
0.206
0.208
0.21
0.212
0.214
0.216
0.218Ta
sa R
elat
iva
de C
reci
mie
nto
(cm
día
-1)
1 2 3 4 5 6Tratamientos (l ha-1)
Fig. 12. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en la tasa relativa de crecimiento de plantas jóvenes de chile,
bajo condiciones de invernadero.
6.2 Área foliar. El análisis estadístico no reveló diferencias significativas entre los distintos
tratamientos aplicados, sin embargo el tratamiento 2 supero al testigo en un 30%,
en el resto de los tratamientos los efectos no fueron notorios, pero fueron mejores
que el testigo (Fig. 13).
Se logra observar el efecto positivo de los Bacillos y Pseudomonas en todos los
tratamientos con respecto al testigo. Los resultados en mm2 fueron los siguientes:
tratamiento 1, 5407.75; tratamiento 2, 6361.57; tratamiento 3, 5256.63; tratamiento
4, 5101.43; tratamiento 5, 5489.38; tratamiento 6, 4871.25.
La promoción de desarrollo manifestado en el área foliar está descrita por varios
investigadores al aplicar tanto Bacillus como Pseudomonas en diversos cultivos y
momentos, tanto en su sanidad como en la promoción del mismo (McCourt, 1999;
Reddy et al., 1999; Simón et al., 2001).
36
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
Are
a fo
liar (
mm
2 )
1 2 3 4 5 6
Tratamientos (l ha-1)
Fig. 13. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en el área foliar de plantas jóvenes de chile, bajo condiciones
de invernadero.
37
6.3 Peso seco foliar. Los valores obtenidos, no mostraron ningún efecto en ésta variable, reportándose
alrededor de 0.1482 a 0.2282 gramos es de esperar que al encontrar mayores
áreas foliares de manera directa se detecten mayores pesos secos, por lo que al
no haber esos incrementos en el área significativos, no se refleja en el peso (Fig.
14).
El tratamiento 6 (testigo), superó ligeramente a los tratamientos 2, 3 y 5; por el
contrario los tratamientos 1 y 4 mostraron un incremento del 30% y 16 %
respectivamente.
La adición de bacterias del género Pseudomonas y Bacillus al medio de cultivo o
directamente al suelo, proveen a las plantas de un mejor desarrollo en general y
además de una excelente toma de nutrimentos, por solubilidad de algunos de ellos
por los microorganismos, reflejando entre otros parámetros en los pesos secos o
incremento en la materia seca de cultivos tales como soya, maíz y sorgo (Dubey,
1996; Edi et al., 1996; Jisha y Alagwadi, 1996).
38
0
0.05
0.1
0.15
0.2
Peso
sec
o fo
liar (
g)
1 2 3 4 5 6
Tratamientos (l ha-1)
Fig. 14. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en el peso seco foliar de plantas jóvenes de chile, bajo
condiciones de invernadero.
39
6.4 Clorofila total.
Sin diferencias significativas los valores anduvieron entre 23 y 27 unidades de
clorofila (Fig. 15). El tratamiento 4 registró mayores unidades de clorofila
Este pigmento, responsable en parte del proceso fotosintético, no muy fácilmente
puede ser afectado por inducciones microbiológicas, inclusive nutrimentales, ya
que genéticamente cada planta o grupos de ellas dentro de la misma familia,
tienen un rango de concentración en el cual se detectan sus valores (Bolhar, 1998;
Salisbury y Ross, 1994).
40
0
5
10
15
20
25
30U
nida
des
de c
loro
fila
4 8 16 32 64 Testigo
Tratamientos (l ha-1)
25-Oct27-Oct28-Oct29-Oct01-Nov02-Nov03-Nov04-Nov05-Nov
Fig. 15. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en el contenido de clorofila en plantas jóvenes de chile, bajo
condiciones de invernadero.
41
6.5 Longitud de raíz.
El tratamiento 3 reportó mejor longitud de raíz con 26.4% que el testigo aunque sin
diferencias significativas (Fig. 16).
El resto de los tratamientos también expresaron un comportamiento positivo al
biopreparado, ya que todos los tratamientos tuvieron la raíz más larga que el
testigo. Los tratamientos 2 y 5 superaron al testigo en un 21%. La longitud de las
raíces estuvieron entre 13.98 y 17.67 cm.
El contar con mayores longitudes de raíces en los cultivos, les da mayor
oportunidad de explorar la superficie del suelo y subsuelo, en búsqueda de agua y
minerales, así como de compuestos orgánicos y demás relacionados con el
desarrollo de ellos, lo cual puede ser promovido por microorganismos bacterianos
como se aprecia aquí al adicionar Pseudomonas y Bacillus al sistema de
crecimiento (Reddy et al., 1999; Simon et al., 2001).
42
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
Long
itud
de ra
íz (c
m)
1 2 3 4 5 6
Tratamientos (l ha-1)
Fig. 16. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en la longitud de raíz de plantas jóvenes de chile, bajo
condiciones de invernadero.
43
6.6 Peso volumétrico de raíz. En el peso volumétrico de raíz se reportaron incrementos con respecto al testigo
de más del 61% en el tratamiento 5, seguido del 3 y 1, con 48 y 42% de aumentos
respectivamente, aunque sin diferencias estadísticas en ninguno de los casos (Fig.
17).
El testigo estuvo por debajo de todas las diferentes dosis de Pseudomonas y
Bacillus aplicadas, los tratamientos 2 y 4 fueron mejores que el testigo en un 30 y
34%.
El contar con mayores longitudes de raíz da por consecuencia mayores pesos
volumétricos y secos, situación que no se dio en este caso por ser muy corto el
tiempo en que se llevo a cabo el experimento (Reddy et al., 1999; Simon et al.,
2001).
44
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
Peso
vol
umét
rico
de ra
íz (m
l)
4 8 16 32 64 Testigo
Tratamientos (l ha-1)
Fig. 17. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en el peso volumétrico de raíz de plantas jóvenes chile, bajo
condiciones de invernadero.
45
6.6 Peso seco de raíz.
El tratamiento 1 aumentó con respecto al testigo en un 2.4% el peso seco de raíz
no se detectaron diferencias significativas (Fig. 18).
La tendencia debería de mantenerse en el siguiente sentido, mayor longitud de
raíz, mayor peso volumétrico de ella y por lo tanto mayor peso seco, al no dar la
linealidad de esa forma, no se refleja el efecto directo en éste órgano de raíz,
situación que reporto dicho comportamiento (Vorobeikov et al., 1996)
46
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25Pe
so s
eco
de ra
íz (g
)
1 2 3 4 5 6
Tratamientos (l ha-1)
Fig. 18. Efecto de las dosis de Pseudomonas y Bacillus spp en el peso seco de raíz de plantas jóvenes chile, bajo
condiciones de invernadero.
47
6.7 Fitotoxicidad.
En ningún momento y en ninguna dosificación, los productos conteniendo los
microorganismos afectaron el desarrollo vegetal integrado del chile, por lo que no
se detectaron daños, ni en la parte aérea ni en el sistema de raíces.
48
VII. CONCLUSIONES
A pesar de no detectarse diferencias significativas en la mayoría de las variables
valoradas, se pudo observar un efecto en general positivo en el desarrollo vegetal
integrado de chile.
49
BIBLIOGRAFÍA
Álvarez, I. 2000. Estudio de la Fertilización Foliar con Calcio, Magnesio y
Fitorreguladores del Chile Bell Pepper, en el Valle del Yaqui, Sonora.
Bolhar, N.H.R. 1998. Morfología del vástago y anatomía de la hoja con relación a
la fotosíntesis. En: J. Coombs, D.O. May, S.P. Long y J.M.O. Scurlock
(Eds.). Técnicas en fotosíntesis y bioproductividad. UNEP-C.P., Chapingo,
México:89-98.
Cook, R. J., and K. F. Baker. 1983. The nature and practice of biological control of
plant pathogens. APS Press, St. Paul, Minn.
Dubey, S.K. 1996. Response of soybean to rock phosphate applied with
Pseudomonas striata in a Typic Chromustert. Journal of the Indian Society
of Soil Science. 44(2): 252-255.
50
Edi, P.M., A.M. Moawad and P.L.G. Vlek. 1996. Effect of phosphate-solubilizing
Pseudomonas putida on the growth of maize and its survival in the
rhizosphere. Indonesian Journal of Crop Science. 11(1):13-23.
Flores, R.I. 1982. Cultivos Hortícola. ITESM, Monterrey, N.L., México, pág. 161-
163.
Gutiérrez, C. M. A. 1998. Producción de hortalizas bajo invernadero. ITSON. Cd.
Obregón, Sonora. pág 23.
Jisha, M.S. and A.R. Alagawadi. 1996. Nutrient uptake and yield of sorghum
(Sorghum bicolor L. Moench) inoculated with phosphate solubilizing bacteria
and cellulolytic fungus in a cotton stalk amended Vertisol. Microbiological-
Research.151(2):213-217.
Larkin, R.P. and D.R. Fravel. 1998. Efficacy of various fungal and bacterial
biocontrol organism for control of Fusarium of tomato. Plant Disease
82:1022-1028.
López, T. M. 1994. Horticultura. Ed. Trillas. México, D. F. 94 pág.
Mao, W., J.A. Lewis, R.D. Lumsdem y K.P. Hebbar. 1998. Biocontrol of selected
soilborne diseases of tomato and pepper. Crop Protection. 17:535-542.
Maroto, J. V. 1992. Horticultura Herbacea Especial. Editorial mundiprensa.
Madrid España. 24 pág.
McCourt, P. 1999. Genetic analysis of hormone signaling. Annual Review of Plant
Physiology and Plant Molecular Biology 50: 219-243
51
Minero, A. 1999. Aspectos prácticos de la aplicación de hongos y microorganismos
benéficos. Productores de hortalizas 8:18-21.
Ordeñana, L. 1995. Conferencia dictada en la universidad Autónoma de Chapingo.
O’Sullivan, D.J. and F. O’Gara. 1992. Traits of fluorescent Pseudomonas spp.
Involved in suppression of plant pathogens. Microbiol. Refv. 56:662-672.
Osuna, L. 2000. Identificación del Agente Causal de la Marchites en el Cultivo de
Chile (Capsicum annum L.). Tesis de Licenciatura. p.4.
Pérez, C. L. De La Fuente, A. Arias y N. Altier. 2000. Uso de Pseudomonas
fluorescentes nativas para el control de enfermedades de implantación en
Lotus corniculatus L. Agrociencia 4(1):41-47.
Reddy, M.S., R. Rodriguez-Kabana, D.S. Kenney, C.M. Ryu, S. Zhang, Z. Yan,
N. Martinez-Ochoa and J.W. Kloepper. 1999. Growth promotion and induced
systemic resistance (ISR) mediated by a biological preparation.
Phytopathology 89:S65.
Salisbury, F. y C.W. Ross. 1994. Fisiología Vegetal. Grupo Editorial
Iberoamericano. México, D.F.:151-159.
Santos, A.T. y M. D. Aguilar. 1998. La fertilización foliar, un respaldo importante en
el rendimiento de los cultivos. Artículo de memorias del primer Simposium
Nacional sobre Nutrición de Cultivos. Querétaro, Querétaro. Pág. 26-27.
SARH. 1984. Presente y pasado del chile en México, publicación especial. Num.
85. México, D.F. 45 pág.
52
53
Simon, H.M., K.P. Smith, J. A. Dodsworth, B. Guenthner, J. Handelsman and R. M.
Goodman. 2001. Influence of tomato genotype on growth of inoculated and
indigenous bacteria in the spermosphere. Applied and Environmental
Microbiology: 67(2):514-520.
Vorobeikov, G.A., I.A. Khmelevskaya, T.K. Pavlova and A.V. Khotyanovich. 1996.
Mineral nutrition and productivity of fibre flax after seed treatment with
bacterial preparations. Agrokhimiya. No. 8-9:28-34.
Weller, D. M., and R. J. Cook. 1983. Suppression of take-all of wheat by seed
treatments with fluorescent pseudomonas. Phytopathology 73:463–469.
http://www.apsnet.org/meetings/div/cri01sbs.aps
http://www.infoagro.com/hortalizas/pimiento.htm#2.%20TAXONOMÍA%20Y%20M
ORFOLOGÍA
http://www.ecuarural.gov.ec/ecuagro/paginas/hrtl_am/textos/AJI.html
