EFEKTIVITAS PEMBERIAN VAKSIN Ichthyophthirius multifiliis ... · golongan Protozoa, ... Untuk melihat perubahan gambaran darah, ... Pada suhu rendah, titer antibodi lebih lama terbentuk

EFEKTIVITAS PEMBERIAN VAKSIN Ichthyophthirius

multifiliis TERHADAP IKAN MAS (Cyprinus carpio L) PADA

SUHU MEDIA PEMELIHARAAN YANG BERBEDA

HENNI SYAWAL

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR

2012

PERNYATAAN MENGENAI DISERTASI DAN

SUMBER INFORMASI

Dengan ini saya menyatakan bahwa disertasi ”Efektivitas Pemberian Vaksin

Ichthyophthirius multifiliis terhadap Ikan Mas (Cyprinus carpio L) pada

Pemeliharaan Suhu Media yang Berbeda” Adalah karya saya dengan arahan dari

komisi pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apapun kepada perguruan

tinggi manapun. Sumber informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang

diterbitkan maupun yang tidak diterbitkan dari penulis lain telah disebutkan dalam

teks dan dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir disertasi ini.

ABSTRACT

HENNI SYAWAL. Provision of Vaccine Effectiveness Against Ichthyophthirius

multifiliis Common Carp (Cyprinus carpio L) at Different Temperatures of

Media. Under direction of NASTITI KUSUMORINI, WASMEN MANALU, and

RIDWAN AFFANDI.

The aims of this study were to assess the physiological and haematological

responses of fish due to different water temperatures, Ichthyophthirius multifiliis

(ich) infection, and vaccination with ich theront stadia. The research was

conducted in three stages. The first stage was designed to determine the

temperature range that could cause stress in fish and had potency to cause ich

infection. In the second stage, fish was infected with ich. The last stage was

carried out to investigate the effect of vaccination. Physiological changes in fish

from each stage were determined. The results of the first stage showed that

cortisol levels at 20, 24, and 28⁰C and glucose levels at 24 and 28

oC increased

until 21st day. Fish that was kept at 24

oC had the lowest survival rate (87±3.35%)

and fish that was kept at 32oC had the highest survival rate (100%). In the second

stage, infected fish at 20oC was under great stress, which was characterized by the

increase in cortisol levels by 51.38% on 3rd

day, increase in glucose levels by

60.93%, decrease in osmolarity by 18.40%, decrease lymphocytes percentage by

16.44%, and the lowest survival rate (58.11±2.16%). The damage that was

affected by I. multifiliis could be seen by the presence of hypercellular, many

goblet cells, and infiltration of lymphocytes cells. Lastly, vaccination caused the

decrease in cortisol levels and increase in glucose levels until 14th

day. The

prevalence of I. multifiliis in the vaccinated fish decreased with the increase in

temperature, and I. multifiliis prevalence at 20⁰C was 80.03±10.00% and at 28

⁰C

was 0%, and the highest survival rate was obtained at 28⁰C (100%).

Keywords: Cyprinus carpio, Ichthyophthirius multifiliis, temperature, vaccine.

RINGKASAN

HENNI SYAWAL. Efektivitas Pemberian Vaksin Ichthyophthirius multifiliis

terhadap Ikan Mas (Cyprinus carpio L) pada Suhu Media Pemeliharaan yang

Berbeda. Dibimbing oleh NASTITI KUSUMORINI, WASMEN MANALU, dan

RIDWAN AFFANDI.

Ichthyophthirius multifiliis (ich) adalah salah satu jenis ektoparasit dari

golongan Protozoa, yang biasa menyerang ikan-ikan air tawar. Penyakit yang

ditimbulkannya dinamakan Ichthyophtiriasis atau lebih dikenal dengan “White

spot”, karena gejala yang ditimbulkan berupa bintik putih yang terdapat pada

bagian kulit, sirip, insang, dan mata. Akibat patogenitas ich dapat menyebabkan

kematian hingga 80-100% dalam waktu yang relatif singkat sehingga dapat

menimbulkan kerugian secara ekonomis. Tingkat patogenitas dan siklus hidup ich

dipengaruhi oleh suhu lingkungan media pemeliharaan ikan. Pencegahan terhadap

penyakit ini sudah banyak dilakukan dengan menggunakan bahan kimia, namun

hasilnya tidak memuaskan karena bahan tersebut tidak dapat membunuh semua

stadia dari ich. Salah satu usaha untuk mencegah serangan penyakit ini adalah

dengan pemberian vaksin yang berasal dari salah satu stadia ich, yaitu stadia

theront. Pemberian vaksin pada ikan lebih aman, karena dapat melindungi dari

penyakit tersebut dalam jangka waktu yang relatif lama, dan tidak menimbulkan

resistensi. Keberhasilan pemberian vaksin pada ikan dipengaruhi oleh suhu media

pemeliharaan. Perubahan suhu di lingkungan media pemeliharaan dapat

mempengaruhi kehidupan ikan bahkan dapat menyebabkan stres. Ikan yang

mengalami stres berkepanjangan akan mudah terinfeksi oleh mikroorganisme

patogen. Tujuan penelitian adalah, pertama untuk mengkaji respons fisiologis dan

hematologis ikan yang dipelihara pada suhu media pemeliharaan yang berbeda.

Kedua, mengkaji respons fisiologis dan hematologis ikan yang diinfeksi dengan

ich stadia theront dan kemudian dipelihara pada suhu media pemeliharaan yang

berbeda. Ketiga, mengkaji respons fisiologis dan hematologis ikan yang diberi

vaksin ich stadia theront dan kemudian dipelihara pada suhu media yang berbeda.

Metode penelitian untuk mengkaji respons fisiologis dan hematologis ikan

yang dipelihara pada suhu media pemeliharaan yang berbeda, dilakukan dalam

tiga tahap sebagai berikut: 1). Penentuan kisaran suhu yang dapat menimbulkan

stres pada ikan dan berpotensi untuk terinfeksi ich. Hewan uji yang digunakan

adalah ikan mas berukuran panjang 6.61±0.68 cm dengan bobot 6.29±0.79 g

sebanyak 480 ekor. Ikan dipelihara dalam akuarium berukuran 60x40x35 cm³,

dengan kepadatan satu ekorL-1

. Untuk mempertahankan suhu air di dalam

akuarium dipasang alat pemanas listrik (heater) sesuai perlakuan, yaitu 20, 24, 28,

dan 32⁰C. Pemeliharaan ikan uji dilakukan selama 21 hari, selama pemeliharaan

ikan diberi pakan komersil tiga kali sehari (ad libitum). Kisaran suhu yang dapat

menimbulkan stress pada ikan pada tahap pertama dijadikan dasar untuk

penelitian tahap kedua. 2). Penelitian tahap kedua adalah untuk melihat pato-

genitas ich pada ikan yang dipelihara pada suhu 20, 24, dan 28⁰C. Ikan uji

berukuran 5-7 cm, dengan bobot 6.0±1.65 g, juga dipelihara dalam akuarium

berukuran 60x40x35 cm³, dengan kepadatan satu ekorL-1

. Ikan diinfeksi dengan

ich stadia theront selama 30 menit, dengan cara merendam ikan tersebut dalam

wadah yang berisi sel theront sebanyak 5.000 selL-1

, selama penginfeksian tetap

diberi aerasi. Selanjutnya dipelihara selama 1 minggu, selama pemeliharaan ikan

tetap diberi pakan komersil tiga kali sehari (ad libitum). 3). Penelitian tahap keti-

ga adalah berupa pencegahan terhadap serangan penyakit Ichthyophthiriasis,

dengan cara pemberian vaksin ich stadia theront yang telah diinaktifkan pada suhu

47⁰C selama 30 menit. Pemberian vaksin pada ikan uji dengan cara perendaman

selama 15 menit, dosis tiga mLL-1

(kepadatan sel theront 8.000 selMl-1

vaksin),

untuk melihat kemanjuran dari vaksin dilakukan uji tantang pada hari ke-15

pascaimunisasi dengan dosis 5.000 sel/ikan. Perubahan fisiologis ikan uji dari

setiap tahap penelitian, seperti kadar kortisol diukur dengan metode RIA kit

(CORTISOL[125]) IZOTOP, kadar glukosa dengan metode enzimatis colorimetric

kit Glucose liquicolor GOD-PAP, nilai osmolaritas diukur dengan OSMOTAT

030. Untuk melihat perubahan gambaran darah, seperti kadar hemoglobin diukur

dengan metode Cyanmethemoglobin, nilai hematokrit, total eritrosit, dan total

leukosit dengan cara pemeriksaan darah rutin. Parameter tambahan pada tahap

kedua dan ketiga adalah menghitung tingkat prevalensi ich pada ikan, gambaran

jaringan insang dianalisis melalui preparat histologis yang diwarnai dengan

Hematoksilin dan Eosin. Pada tahap ketiga dilakukan uji immobilisasi untuk

mengetahui titer antibodi.

Temuan hasil penelitian pada tahap pertama adalah sebagai berikut:

perubahan nilai fisiologis dan hematologis ikan mas selama pengamatan secara

keseluruhan mengalami penurunan seiring dengan lamanya waktu pemeliharaan

dan meningkatnya suhu media pemeliharaan. Pada penelitian ini, ikan yang

dipelihara pada suhu 20 dan 24⁰C mengalami stres yang ditandai dengan ting-

ginya kadar kortisol dan glukosa. Sintasan yang dihasilkan berkisar antara 87-

100%, sintasan tertinggi didapatkan pada suhu 32⁰C.

Hasil penelitian pada tahap kedua menunjukkan bahwa ikan mas yang

diinfeksi dengan ich dan dipelihara pada suhu 20⁰C mengalami stres berat, yang

ditandai dengan terjadinya peningkatan kadar kortisol, kadar glukosa, penurunan

persentase limfosit, dan terjadinya kerusakan insang pada hari ke-3. Tingginya

patogenitas ich pada suhu rendah terlihat dari tingginya angka prevalensi pada

suhu 20⁰C, yaitu sebesar 62.77±5.17%. Kesemua ini mempengaruhi angka sin-

tasan. Sintasan terendah didapatkan dari ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C,

yakni sebesar 58.11±2.16%.

Hasil penelitian pada tahap ketiga menunjukkan bahwa kadar kartisol

mengalami penurunan hingga mendekati nilai normal sampai hari ke-14 dan

kembali meningkat sebesar 20.35% pada hari ke-21 setelah dilakukan uji tantang.

Pada suhu rendah, titer antibodi lebih lama terbentuk dan titernya juga lebih

rendah dibandingkan dengan ikan yang dipelihara pada suhu hangat atau men-

dekati suhu optimum. Tingkat prevalensi ich tertinggi didapatkan pada suhu

media pemeliharaan 20⁰C, yakni sebesar 80.03±0.00%. Selanjutnya efektivitas

pemberian vaksin terlihat dari hasil sintasan ikan uji setelah dilakukan uji tantang,

didapatkan hasil bahwa semakin tinggi suhu media pemeliharaan maka sintasan

yang dihasilkan semakin tinggi. Sintasan tertinggi diperoleh pada suhu 28⁰C,

adalah sebesar 100% dan terendah pada suhu 18⁰C, yakni sebesar 69.9±1.48%.

Kata kunci: Cyprinus carpio L, fisiologis, Ichthyophthirius multifiliis, suhu.

© Hak Cipta milik IPB, tahun 2012

Hak Cipta dilindungi Undang-undang

1. Dilarang mengutip sebagian atau seluruh karya tulis ini tanpa mencantumkan

atau menyebutkan sumber

a. Pengutipan hanya untuk kepentingan pendidikan, penelitian, penulisan

karya ilmiah, penyusunan laporan, penulisan kritik atau tinjauan suatu

masalah

b. Pengutipan tersebut tidak merugikan kepentingan yang wajar IPB

2. Dilarang mengumumkan dan memperbanyak sebagian atau seluruh karya tulis

dalam bentuk laporan apapun tanpa izin IPB

EFEKTIVITAS PEMBERIAN VAKSIN Ichthyophthirius

multifiliis TERHADAP IKAN MAS (Cyprinus carpio L) PADA


HENNI SYAWAL

Disertasi

Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar Doktor pada

Program Mayor Ilmu-ilmu Faal dan Khasiat Obat

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR

2012

Penguji pada Ujian Tertutup: 1. Dr. Drh. Damiana Rita Ekastuti, MS

(Departemen AFF-FKH IPB)

2. Dr. MuntiYuhana, S.Pi. M.Si.

(Departemen Budidaya Perairan FPIK-IPB)

Penguji pada Ujian Terbuka:

1. Dr. Drh. Angela Mariana Lusiastuti, M.Si

(Balai Penelitian dan Pengembangan Budidaya Air Tawar, KKP)

2. Dr. Ir. Sukenda, M.Sc

(Departemen Budidaya Perairan FPIK-IPB)

PRAKATA

Alhamdulillah, segala puji dan syukur penulis haturkan ke hadirat Allah SWT atas

segala karunia Nya sehingga penelitian dan penulisan disertasi ini dapat

diselesaikan dengan judul: Efektivitas Pemberian Vaksin Ichthyophthirius

multifiliis terhadap Ikan Mas (Cyprinus carpio L) pada Suhu Media Pemeliharaan

yang Berbeda.

Pada kesempatan ini penulis sampaikan ucapan terima kasih yang tak

terhingga kepada Dr. Dra. Nastiti Kusomorini, Prof. Ir. Wasmen Manalu, PhD dan

Dr. Ir. Ridwan Affandi, DEA selaku komisi pembimbing yang telah banyak

mem-berikan bimbingan dan arahan, mulai dari penyusunan proposal,

pelaksanaan penelitian dengan segala kemudahan fasilitas laboratorium baik di

lingkungan FKH maupun FPIK IPB, hingga penulisan disertasi. Terima kasih

penulis sampaikan pada Dr. Munti Yuhana, SPi. MSi dan Dr. Drh. Damiana Rita

Ekastuti, MS yang telah ber-sedia sebagai penguji luar komisi pada sidang

tertutup.

Ucapan terima kasih sebesar-besarnya penulis sampaikan kepada

Ayahanda Syawal Hassan, Ibunda (Almh. Nurliam, M), Etek Yulinar, M dan

keluarga, Ayahanda Yuliar dan ibunda Yunidar (mertua), Kakanda Yunisda dan

keluarga, adik-adik beserta adik ipar semua, yang selama ini telah banyak

memberikan motivasi dan doa buat keberhasilan penulis dalam menyelesaikan

studi program doktor.

Ucapan terima kasih khusus disampaikan kepada suami tercinta Drs.

Yufrizal, MSi, dan anak-anakku tersayang (Mohd. Syahrizal SPt, RH. Fitri

Faradilla, STp, dan M. Putra Wibowo) yang selama ini sudah banyak berkorban

dengan penuh keikhlasan dalam memberikan dukungan demi keberhasilan penulis

meraih gelar akademis tertinggi.

Terima kasih kepada pihak berwenang di Kementrian Pendidikan dan

Nasional yang telah memberikan bantuan beasiswa BPPS Dikti dan dana

penelitian melalui Hibah Bersaing tahun 2010 dan 2011. Terima kasih juga

kepada Pimpinan dan rekan-rekan di Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan

Universitas Riau, Lembaga Penelitian Universitas Riau, dan semua pihak yang

tidak dapat disebutkan satu persatu yang telah membantu penulis dalam masa

studi, penelitian, dan penulisan disertasi hingga selesai.

Ucapan terima kasih juga penulis sampaikan kepada para teknisi/laboran

di lingkungan Fakultas Kedokteran Hewan (Bu Ida, Bu Sri, Mba Esti, dan Shelin).

Selanjutnya Bpk. Ranta, Ruslan, dan Mba Tina di Fakultas Perikanan dan Ilmu

Kelautan IPB yang telah membantu sehingga penelitian ini dapat terlaksana

dengan baik. Selanjutnya ucapan terima kasih juga penulis sampaikan buat teman-

teman di Mayor IFO (S-2 dan S-3) angkatan 2007-2011, khususnya Bpk. Sunarno,

Mba Hernawati, Mba Syafrida, dan Bpk. Adri Jems terima kasih atas segala

bantuan dan diskusinya selama ini, teman-teman di Mayor AKU 2007 khususnya

(Mba Ilmiah, Mba Yulintine, Mba Hesti, dan Pak Usman), Mayor PSL 2007 (Dr.

Saida, Dr. Elida Novita, dan Pak Fuad) serta teman-teman di Mayor IKL 2007

(Mba Isni, Bpk. Efrieldi, dan Bpk. Supriadi) terima kasih atas kebersamaan,

diskusi dan motivasinya. Terima kasih juga buat Dr. Ernawati Yunizar, Dr. Hera

Maheswari, Dr. Aryani Sismin, Dr. Anita Esfandiari, dan Dr. Susderthi yang

selalu meluangkan waktu buat penulis untuk berdiskusi.

Semoga Allah SWT yang maha luas kasih sayang-Nya membalas semua

kebaikan itu dengan keselamatan, kesehatan, dan keberkahan hidup yang berlipat

ganda. Semoga hasil penelitian ini bermanfaat dalam pengembangan ilmu

pengetahuan di bidang perikanan dan berguna bagi yang memerlukan,…… Amin.

Bogor, Juni 2012

Henni Syawal

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Lirik (Indragiri Hulu-Riau) pada tanggal 12 Maret 1962, anak

pertama dari tujuh bersaudara pasangan berbahagia Syawal Hasan dan Almh. Nurliam

Mahmud. Pendidikan Sarjana ditempuh di Program Studi Budidaya Perairan, Fakultas

Perikanan dan Ilmu Kelautan, Universitas Riau, lulus pada tahun 1988. Pada tahun 1989

diterima sebagai dosen di Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Universitas Riau. Pada

tahun 1994, penulis berkesempatan melanjutkan pendidikan S-2 di Pascasarjana Institut

Pertanian Bogor pada Program Studi Sains Veteriner, lulus pada tahun 1998. Pada tahun

2007, kembali melanjutkan pendidikan S-3, dan diterima pada Mayor Ilmu-ilmu Faal dan

Khasiat Obat, Sekolah Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor, dengan mendapatkan

beasiswa dari Badan Penyelenggara Program Pendidikan Pascasarjana (BPPS), Departemen

Pendidikan Nasional. Selain itu penulis juga mendapatkan dana bantuan penelitian melalui

Program Hibah Bersaing dari DP2M DIKTI pada tahun 2010 dan 2011.

Penulis bekerja sebagai dosen di Jurusan Budidaya Perairan Fakultas Perikanan dan

Ilmu Kelautan Universitas Riau, dari tahun 1989 sampai sekarang. Bidang studi yang

diajarkan adalah Parasit dan Penyakit Ikan dan Avertebrata Air.

Selama mengikuti program S-3, penulis telah menulis beberapa karya ilmiah antara

lain, berjudul “Imunisasi Ikan Jambal Siam dengan Vaksin Ichthyophthirius multifiliis”

yang diterbitkan pada Jurnal Veteriner. Jurnal Kedokteran Hewan Indonesia 2010.11(3).

“Respons Fisiologis Ikan Jambal Siam (Pangasius hypopthalamus) pada Suhu Media

Pemeliharaan yang Berbeda” diterbitkan pada Berkala Perikanan Terubuk 39 (1) Feb 2011.

ISSN. Kedua tulisan ini merupakan penelitian pendahuluan untuk disertasi, yang didanai

oleh DP2M DIKTI melalui proyek penelitian Hibah Bersaing tahun 2007 dan 2008. Karya

ilmiah selanjutnya merupakan bagian dari disertasi dengan judul “Respons Fisiologis dan

Hematologis Ikan Mas (Cyprinus carpio L) pada Suhu Media Pemeliharaan yang Berbeda”

yang dipublikasikan pada Jurnal Iktiologi Indonesia, vol 12 no 1 (Juni 2012).

xiii

DAFTAR ISI

Halaman

DAFTAR TABEL xv

DAFTAR GAMBAR xvi

DAFTAR LAMPIRAN xviii

PENDAHULUAN

Latar Belakang 1

Perumusan Masalah 2

Tujuan Penelitian 3

Manfaat Penelitian 3

Kebaruan 4

Kerangka Berpikir 4

TINJAUAN PUSTAKA

Adaptasi Ikan terhadap Lingkungan 5

Faktor yang Mempengaruhi Kesehatan Ikan 5

Faktor Fisika 6

Faktor Kimia 7

Faktor Biologi 8

Respons Ikan terhadap Suhu 9

Sistem Kekebalan pada Ikan 13

Sistem Kekebalan Nonspesifik 13

Sistem Kekebalan Spesifik (humoral) 14

Hematologi 16

Morfologi dan Siklus Hidup Ichthyophthirius multifiliis 18

Patogenitas Ichthyophthirius multifiliis 20

Vaksinasi 21

Metode Pemberian Vaksin 21

Faktor yang Mempengaruhi Keberhasilan Vaksinasi 23

Klasifikasi dan Habitat Ikan Mas (Cyprinus carpio L) 24

RESPONS FISIOLOGIS DAN HEMATOLOGIS IKAN

MAS (Cyprinus carpio L) PADA SUHU MEDIA

PEMELIHARAAN YANG BERBEDA

Abstract 27

Pendahuluan 27

Bahan dan Metode 28

Hasil 30

Pembahasan 36

Kesimpulan 40

Daftar Pustaka 40

xiv

RESPONS STRES IKAN MAS (Cyprinus carpio L)

AKIBAT DIINFEKSI Ichthyophthirius multifiliis PADA


Abstract 45

Pendahuluan 45

Bahan dan Metode 47

Hasil 49

Pembahasan 60

Kesimpulan 64

Daftar Pustaka 64

RESPONS STRES IKAN MAS (Cyprinus carpio L) AKIBAT

PEMBERIAN VAKSIN Ichthyophthirius multifiliis PADA SUHU

MEDIA PEMELIHARAAN YANG BERBEDA

Abstract 67

Pendahuluan 67

Bahan dan Metode 68

Hasil 72

Pembahasan 83

Kesimpulan 87

Daftar Pustaka 87

PEMBAHASAN UMUM 91

KESIMPULAN DAN SARAN 95

DAFTAR PUSTAKA 97

LAMPIRAN 109

xv

DAFTAR TABEL

Halaman

1. Rataan nilai parameter fisiologis ikan mas yang dipelihara pada

suhu media yang berbeda 31

2. Rataan nilai hematologis ikan mas yang dipelihara pada suhu

media yang berbeda 33

3. Rata-rata kualitas air dari setiap perlakuan selama pengamatan 36

4. Rataan nilai gambaran darah ikan mas yang diinfeksi dengan ich

dan dipelihara pada suhu yang berbeda 50

5. Persentase nilai diferensiasi sel leukosit ikan mas yang diinfeksi

dengan ich dan dipelihara pada suhu yang berbeda 54

6. Rataan kadar kortisol dan glukosa ikan mas yang diinfeksi dengan

ich dan dipelihara pada suhu yang berbeda 56

7. Nilai osmolaritas ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan dipelihara

pada suhu yang berbeda 57

8. Rataan persentase prevalensi ich dan sintasan ikan mas yang diinfeksi

dengan ich dan dipelihara pada suhu yang berbeda 60

9. Nilai parameter hematologis ikan mas yang diberi vaksin ich 68

10. Persentase nilai diferensiasi sel leukosit ikan mas yang diberi

vaksin ich 73

11. Kadar kortisol dan kadar glukosa ikan mas yang diberi vaksin ich 76

12. Rataan nilai osmolaritas plasma ikan mas yang diberi vaksin ich 80

13. Hasil uji imobilisasi pada serum ikan mas yang diberi vaksin ich 81

14. Persentase prevalensi dan sintasan ikan mas yang diberi vaksin 82

xvi

DAFTAR GAMBAR

Halaman

1. Kerangka berpikir penelitian 4

2. Interaksi ikan dengan faktor fisika, kimia, dan biologi 6

3. Mekanisme peningkatan kadar kortisol dalam darah 10

4. Mekanisme peningkatan kadar glukosa plasma 11

5. Mekanisme kortisol menghambat pembentukan antibody 12

6. Perlindungan nonspesifik dan spesifik dari serangan agen infeksius 15

7. Proses pembentukan antibodi 16

8. Interaksi antara makrofag, antigen, dan limfosit pada ikan 16

9. Siklus hidup Ichthyophthirius multifiliis 19

10. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari dan

suhu media pemeliharaan yang berbeda 31

11. Kadar glukosa ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu

media pemeliharaan yang berbeda 32

12. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


13. Kadar hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


14. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


15. Rataan total leukosit ikan mas yang dipelihara pada suhu

media yang berbeda 35

16. Persentase sintasan ikan mas pada akhir pengamatan 36

17. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari

pengamatan dan suhu media setelah diinfeksi dengan ich 50

18. Nilai hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari


19. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


20. Total leukosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


21. Persenase limfosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


22. Persentase monosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


xvii

23. Persentase neutrofil ikan mas hasil interaksi pada level hari


24. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari


25. Kadar osmolaritas ikan mas hasil interaksi pada level hari


26. Preparat histologis insang ikan mas 72 jam pascainfeksi 59

27. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari dan

suhu setelah diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich 73

28. Nilai hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


29. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


30. Total leukosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


31. Nilai limfosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


32. Nilai monosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu setelah diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich 77

33. Nilai neutrofil ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


34. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


35. Kadar glukosa ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu setelah diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich 80

36. Nilai osmolaritas ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu setelah diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich 81

xviii

DAFTAR LAMPIRAN

Halaman

1. Gejala ikan terinfeksi Ichthyophthirius multifiliis dan ciri-ciri

2. Ichthyophthirius multifiliis 109

3. Menghitung kepadatan sel theront dari Ichthyophthirius multifiliis 109

4. Histopatologi insang ikan mas akibat diinfeksi dengan Ich 110

5. Prosedur pembuatan vaksin ich dan uji viabilitas terhadap sel theront 111

6. Prosedur uji imobilisasi 112

7. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang dipelihara pada


8. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang dipelihara pada


9. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang dipelihara pada


10. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang dipelihara

pada suhu media yang berbeda 116

11. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang dipelihara pada


12. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang dipelihara pada


13. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang diinfeksi

dengan ich 119

14. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang diinfeksi

dengan ich 120

15. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang diinfeksi

dengan ich 120

16. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang diinfeksi

dengan ich 121

17. Analisis ragam nilai limfosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich 121

18. Analisis ragam nilai monosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich 122

19. Analisis ragam nilai neuterofil ikan mas yang diinfeksidengan ich 122

20. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang diinfeksi dengan ich 123

21. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang diinfeksi dengan ich 123

22. Analisis ragam untuk nilai osmolaritas ikan mas yang

diinfeksi dengan ich 124

xix

23. Analisis ragam prevalensi ikan mas yang diinfeksi dengan ich 124

24. Analisis ragam sintasan ikan mas yang diinfeksi dengan ich 124

25. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang diberi vaksin dan

diuji tantang dengan ich 125

26. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang diberi vaksin

dan diuji tantang dengan ich 126

27. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang diberi vaksin


28. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang diberi vaksin


29. Analisis ragam nilai limfosit ikan mas yang diberi vaksin


30. Analisis ragam nilai monosit ikan mas yang diberi vaksin


31. Analisis ragam nilai neuterofil ikan mas yang diberi vaksin


32. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang diberi vaksin


33. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang diberi vaksin


34. Analisis ragam nilai osmolaritas ikan mas yang diberi vaksin


35. Analisis ragam prevalensi ikan mas yang diberi vaksin


36. Analisis ragam sintasan ikan mas yang diberi vaksin


1

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Usaha budi daya ikan mas telah banyak dilakukan masyarakat secara

intensif, baik yang dipelihara di kolam, keramba, maupun jaring apung. Usaha

intensif ini biasanya dilakukan dengan kepadatan tinggi dan pemberian pakan

yang maksimal agar ikan tumbuh dengan cepat. Namun, usaha ini sering juga

mengalami kegagalan karena adanya serangan penyakit. Kegagalan akibat

penyakit ini bisa mencapai 30-90%, bahkan dapat mencapai 100% apabila kondisi

lingkungan ekstrim dan adanya mikroorganisme patogen di perairan (Supriyadi

dan Komaruddin 2003).

Kendala utama dalam pengembangan usaha budi daya ikan air tawar

adalah penyediaan benih yang masih terbatas, baik kualitas maupun kuantitas.

Salah satu penyebab timbulnya kendala tersebut adalah karena tingginya angka

kematian pada saat masih berukuran benih. Angka kematian atau mortalitas bisa

mencapai 80–100% yang disebabkan oleh serangan parasit, bakteri, virus, dan

jamur (Nigrelli et al. 1976). Salah satu penyakit yang kerap menyerang adalah

Ichthyophthiriasis atau “White Spot”. Penyakit ini disebabkan oleh parasit

golongan protozoa (Ichthyophthirius multifiliis). Parasit ini menyerang organ ikan

bagian luar, seperti kulit, sirip, insang, dan mata, yang akibatnya dapat

menimbulkan kematian pada ikan peliharaan, terutama yang masih berukuran

benih, dengan laju kematian mencapai 100% dalam waktu relatif singkat

(Matthews 2005).

Keberadaan parasit ich di perairan akan lebih mudah penyebarannya

apabila diikuti oleh padat penebaran yang tinggi, sedangkan faktor lingkungan

yang sangat berpengaruh pada perkembangan parasit ich adalah suhu. Suhu

merupakan faktor pengontrol di perairan karena dapat mempengaruhi siklus hidup

dan ukuran parasit ich, selain itu juga mempengaruhi kadar oksigen terlarut dan

NH3 di dalam air.

Pengendalian penyakit ichthyophthiriasis ini sudah dilakukan dengan

menggunakan bahan kimia, namun cara ini tidak efektif apabila ich telah

melakukan penetrasi ke kulit dan insang. Selain itu, bahan tersebut tidak dapat

membunuh semua stadia ich, dan dampak lain akibat penggunaan bahan kimia

2

adalah tercemari lingkungan dan produk makanan (Xu et al. 2007). Kesulitan

dalam mengatasi penyakit tersebut dikarenakan siklus hidup ich sangat

dipengaruhi oleh perubahan suhu lingkungan pemeliharaan. Selain pengendalian

suhu, usaha lain untuk mengatasi hal tersebut di atas adalah melakukan

pencegahan dengan cara pemberian vaksin ich.

Suhu merupakan salah satu faktor penyebab stres pada ikan. Perubahan

suhu pada media pemeliharaan akan sangat berpengaruh pada semua proses

fisiologis ikan, seperti laju pernapasan, metabolisme, denyut jantung, dan sirkulasi

darah di dalam tubuh (Nofrizal et al. 2009). Ikan yang mengalami stres akan

menunjukkan peningkatkan sekresi katekolamin dan kortisol (Berne dan Levy

1988). Kedua hormon tersebut pada kadar yang tinggi akan berpengaruh negatif

pada sistem imunitas ikan. Hal ini disebabkan karena meningkatnya kortisol

dalam plasma akan menurunkan aktivitas sel-sel leukosit. Akibatnya, kekebalan

ikan akan menurun sehingga rentan terinfeksi oleh bakteri, virus, parasit, dan

jamur. Dengan demikian, infeksi dapat menimbulkan kematian dalam jumlah

yang banyak.

Perumusan Masalah

Kondisi lingkungan pada kegiatan budi daya intensif sering bermasalah

karena luasan wadah yang digunakan terbatas, kepadatan ikan dalam wadah

pemeliharaan tinggi, dan pemberian pakan yang banyak. Dengan demikian,

banyak dihasilkan sisa pakan yang tidak termanfaatkan dan feses ikan yang

kemudian menumpuk di dasar perairan. Kondisi ini akan memicu penurunan

kualitas air, dan sebagai akibatnya dapat meningkatkan populasi mikroorganisme

patogen yang sebetulnya juga sudah ada di perairan tersebut. Akibat kondisi

perairan yang buruk ini, ikan akan mengalami stres dan kondisi fisiologisnya

terganggu sehingga memicu terjadinya penurunan fungsi kekebalan tubuh.

Dengan demikian, ikan mudah terinfeksi oleh mikroorganisme patogen, seperti

parasit, bakteri, jamur, dan virus. Akibatnya, angka mortalitas ikan menjadi tinggi,

terutama pada saat ikan masih di kolam pendederan atau saat awal pemeliharaan

di kolam pembesaran. Kematian umumnya disebabkan oleh kegagalan ikan

beradaptasi dengan lingkungan.

3

Berdasarkan hal tersebut di atas maka perlu dicari suatu alternatif untuk

pencegahan agar usaha budi daya intensif tetap berhasil. Pemberian vaksin pada

ikan merupakan salah satu upaya untuk meningkatkan kekebalan ikan terhadap

suatu penyakit. Dengan demikian, angka sintasan dapat ditingkatkan dan pada

akhirnya produksi dapat meningkat.

Penelitian tentang penyakit Ichthyophthiriasis yang disebabkan oleh

parasit Ichthyophthirius multifiliis di Indonesia jarang sekali dilakukan. Sejauh ini

penelitian-penelitian lebih banyak mengkaji tentang patogenitas dan cara pen-

cegahan penyakit yang disebabkan oleh bakteri dan virus yang biasa menyerang

ikan, sedangkan tentang parasit sangat jarang dilakukan. Penelitian ini tidak hanya

mengkaji patogenitas I. multifiliis, pencegahan dengan pemberian vaksin, tetapi

juga mengkaji kondisi fisiologis ikan akibat patogenitas I. multifiliis dan

pemberian vaksin serta pengaruh suhu media pemeliharaan yang berbeda.

Suhu perairan sangat mempengaruhi kondisi fisiologis ikan dan siklus

hidup parasit ich. Suhu dapat menimbulkan stres pada ikan dan juga dapat

mempengaruhi sistem kekebalan sehingga ikan rentan terhadap serangan ich.

Pengaturan suhu media pemeliharaan dan pemberian vaksin dapat memperbaiki

kualitas hidup ikan. Salah satu keberhasilan dalam pemberian vaksin ke ikan

juga sangat ditentukan oleh suhu lingkungan.

Tujuan Penelitian

1. Mengkaji respons stres pada ikan mas yang dipelihara pada suhu media yang

berbeda

2. Mengkaji respons stres pada ikan mas yang diinfeksi dengan Ich

thyophthirius multifiliis dan dipelihara pada suhu media yang berbeda

3. Mengkaji respons stres pada ikan mas akibat diberi vaksin I. multifiliis dan

dipelihara pada suhu media yang berbeda

Manfaat Penelitian

Manfaat penelitian ini adalah sebagai dasar untuk pengembangan pem-

buatan vaksin yang berasal dari Ichthyophthirius multifiliis.

4

Kebaruan (Novelty)

Penggunaan stadia theront sebagai vaksin dari Ichthyophthirius multifiliis

yang diinaktifkan dapat mencegah terjadinya infeksi yang disebabkan oleh I.

multifiliis.

Kerangka Berpikir Penelitian

Faktor lingkungan perairan, seperti suhu, tidak hanya berpengaruh pada

kehidupan ikan, tetapi juga berpengaruh pada siklus hidup dan patogenitas I.

multifiliis. Pada suhu tinggi, kandungan oksigen terlarut rendah sehingga dapat

menimbulkan kondisi hipoksia dan akibatnya ikan akan kekurangan energi.

Demikian juga pada suhu rendah, proses metabolisme juga tidak dapat

berlangsung dengan baik sehingga ikan menjadi lemah dan mudah terinfeksi.

Siklus hidup I. multifiliis pada suhu rendah lebih lama dan patogenitasnya juga

tinggi. Untuk lebih jelasnya tentang kerangka berpikir penelitian ini disajikan

dalam bentuk bagan alir (Gambar 1).

Gambar 1. Kerangka berpikir penelitian

SUHU MEDIA

Optimum

Laju pencer-

naan

Tk.

Keko-

songan

lambung

Derajat

lapar

Tingkat

konsumsi

pakan

Pertumbuhan

Sintasan

IKAN

STRES

VAKSIN I. multifiliis

PARASIT

I.multifiliis

Respons imun Kortisol

Kortisol Respons imun

KADAR OKSIGEN

TERLARUT

ERITROPOIESIS

HIPOKSIA

_ +

+

-

5

TINJAUAN PUSTAKA

Adaptasi Ikan terhadap Lingkungan

Ikan telah berevolusi sehingga cara beradaptasi dengan lingkungan

berbeda dari hewan teresterial. Adanya sisik, sirip, dan lendir (mukus) pada

permukaan tubuh dapat melindungi ikan dari gangguan eksternal. Ikan memiliki

6-8 sirip, dengan adanya sirip-sirip ini akan memudahkan ikan bergerak maju dan

mundur. Karena air memiliki kepadatan molekul yang tinggi, yaitu 800 kali lebih

padat dibandingkan udara, maka ikan memerlukan sejumlah besar kekuatan otot.

Sisik yang ada melekat erat pada kulit dan ditutupi lendir berfungsi untuk

melindungi kulit dari cedera dan infeksi. Ikan-ikan yang tidak bersisik telah

berevolusi dengan tanpa sisik, tetapi memiliki duri tajam di beberapa bagian sirip,

yang berfungsi untuk melindungi diri dari predator. Adanya lendir di atas sisik

sangat efektif untuk menghambat pelekatan dan melumpuhkan serangan

mikroorganisme patogen, mengurangi gesekan, dan memudahkan pergerakan.

Suhu pada lingkungan akuatik relatif stabil sehingga hewan yang hidup di

dalamnya tidak mengalami permasalahan yang serius terhadap perubahan suhu

lingkungan. Pelepasan panas dari tubuh ikan terutama melalui insang. Kelebihan

panas pada hewan akuatik akan diserap oleh air sehingga suhu tubuh ikan akan

stabil dan relatif sama dengan suhu air di sekitarnya. Pada hewan teresterial, suhu

tubuh selalu berubah dengan variasi cukup besar. Cara hewan teresterial

mengatur suhu tubuhnya yaitu dengan cara konduksi, konveksi, radiasi, dan

evaporasi (Hoar 1984).

Suhu dapat mempengaruhi proses fisiologis dan biokimia pada beberapa

hewan, termasuk ikan. Pengaruh suhu tersebut, antara lain mempengaruhi asupan

makanan, laju metabolisme, proses enzim, fungsi membran, dan sintesis protein

(Wedemeyer 1996). Selanjutnya dilaporkan bahwa perubahan suhu dalam waktu

yang lama, baik terhadap suhu rendah atau tinggi, dapat mempengaruhi kondisi

fisiologis dan biokimia dan secara umum proses ini dinamakan aklimatisasi suhu.

Faktor yang Mempengaruhi Kesehatan Ikan

Perubahan faktor lingkungan harus direspons oleh ikan. Respons ikan

terhadap perubahan lingkungan ini pada dasarnya adalah dalam upaya untuk

6

mempertahankan hidupnya, termasuk di dalamnya agar dapat tumbuh dan

berkembang biak. Faktor lingkungan dapat mempengaruhi kesehatan dan kondisi

fisiologis ikan. Faktor lingkungan tersebut dapat dikelompokkan dalam tiga

faktor, yaitu faktor fisika, kimia, dan biologi. Interaksi antara ketiga faktor

lingkungan tersebut diilustrasikan pada Gambar 2 (Wedemeyer 1996).

Faktor kimia (kualitas air)

- Kandungan oksigen

- Toksin metabolit (NH3, CO2)

Faktor biologi

- Mikroorganisme patogen dan

nonpatogen

Faktor Fisika

- Suhu

- Kepadatan

- Cahaya

Gambar 2. Interaksi ikan dengan faktor fisika, kimia, dan biologi (Wedemeyer 1996)

Faktor Fisika

Suhu perairan mempunyai kaitan yang cukup erat dengan besarnya

intensitas cahaya yang masuk ke dalam suatu perairan. Besarnya intensitas cahaya

akan menentukan derajat panas, yakni semakin banyak sinar matahari yang masuk

maka semakin tinggi suhu air. Namun, semakin bertambahnya kedalaman air

maka akan menurun suhu perairan. Suhu yang terdeteksi di permukaan air

dipengaruhi oleh keadaan meteorologi, seperti curah hujan, penguapan,

kelembaban udara, kecepatan angin, dan intensitas cahaya matahari (Nontji 1984

7

dalam Purnamawati 2009). Kedalaman perairan merupakan parameter penting

untuk kelayakan luasan wadah usaha budi daya ikan. Hal ini juga terkait dengan

kualitas air, seperti suhu, kecerahan, dan kecepatan arus.

Suhu merupakan salah satu faktor lingkungan yang dapat menimbulkan

stres pada ikan. Stres adalah ketidak mampuan suatu organisme mempertahankan

kondisi homeostasis akibat terganggunya individu tersebut oleh adanya rang-

sangan dari luar yang dinamai dengan stresor (Kubilay dan Ulukoy 2002). Suhu

juga dapat mempengaruhi daya tahan berenang ikan dan denyut jantung ikan

Trachurus japonicus, yaitu 25.3 denyut per menit pada suhu 10°C, 38.9 pada suhu

15°C, dan 67.2 denyut per menit pada suhu 22°C. Denyut jantung juga meningkat

dengan meningkatnya kecepatan renang ikan (Nofrizal et al. 2009).

Kepadatan atau padat tebar yang tinggi di suatu wadah pemeliharaan ikan

dapat mengakibatkan berkurangnya oksigen terlarut, terjadinya akumulasi

ammonia yang berasal dari sisa metabolisme, dan banyaknya feses yang

menumpuk. Hal ini dapat menyebabkan menurunnya kualitas air, dan berdampak

buruk pada ikan yang ditandai dengan tingginya kadar kortisol dan kadar glukosa

pada ikan (Ortuno et al. 2002). Kepadatan adalah salah satu penyebab stres pada

ikan tilapia dan terjadi peningkatan kadar glukosa setelah 2 jam pengurungan

yang ditandai dengan terjadinya proses glikogenolisis.

Faktor Kimia

Ikan memerlukan energi untuk melakukan aktivitas, seperti berenang,

pertumbuhan, dan reproduksi. Kebutuhan ikan akan oksigen bergantung pada laju

metabolisme, dan pada dasarnya terkait dengan suhu air dan ukuran ikan. Ikan di

air hangat lebih banyak membutuhkan oksigen dibandingkan ikan di air dingin.

Konsumsi oksigen pada ikan kecil lebih banyak per unit bobot badan

dibandingkan ikan besar (Wedemeyer 2001).

Proses pengambilan oksigen dan pelepasan karbon dioksida dinamakan

respirasi. Masuknya oksigen melalui insang dengan cara memompakan air terus

menerus, menyebabkan terjadinya pergerakan oksigen ke dalam pembuluh kapiler

darah insang yang jumlahnya ribuan. Pergerakan ini terjadi karena adanya per-

bedaan tekanan oksigen (PO2) di dalam insang lebih besar dari pada PO2 di

8

pembuluh darah kapiler, sehingga oksigen akan berdifusi ke pembuluh darah

kapiler. Apabila oksigen telah berdifusi dalam darah maka akan berikatan dengan

Fe++

yang terkandung dalam hemoglobin. Hemoglobin bertanggung jawab untuk

mengatur PO2 di dalam jaringan. Tekanan oksigen di dalam kapiler jaringan tidak

lebih dari 40 mmHg. Apabila PO2 lebih tinggi dari 40 mmHg, oksigen yang

diperlukan oleh jaringan tidak dapat ke luar dari hemoglobin (Fujaya 2004).

Pengikatan oksigen oleh hemoglobin di dalam darah, kemudian dibawa ke

jaringan dipengaruhi oleh faktor lingkungan, seperti suhu (Nielsen 1997).

Konsentrasi oksigen dalam air dipengaruhi oleh laju difusi dari udara,

fotosintesis oleh tumbuhan air, dan respirasi organisme perairan. Jika fitoplankton

di perairan melimpah, konsentrasi oksigen akan tinggi hingga sore hari.

Konsentrasi oksigen yang dihasilkan dari proses fotosintesis berlangsung pada

siang hari dengan bantuan cahaya matahari. Pada malam hari, konsumsi oksigen

meningkat, karena semua organisme hidup memanfaatkan oksigen untuk respirasi

akibatnya pada pagi hari konsentrasi oksigen rendah (Tucker 1993). Kelarutan

oksigen dalam air menurun dengan meningkatnya suhu dan salinitas. Ketersediaan

oksigen di perairan sering menjadi faktor pengontrol dalam kehidupan ikan. Ikan

yang mengalami kekurangan oksigen atau dalam kondisi hipoksia akan

mengalami penurunan nafsu makan, energi yang dihasilkan sedikit sehingga

pergerakan juga lambat (Randall et al. 2004).

Banyak permasalahan pada kegiatan budi daya intensif baik langsung

maupun tidak langsung, pada perubahan patofisiologi darah dan sistem

sirkulasinya. Sebagai contoh, insang yang terinfeksi parasit dapat berakibat

terjadinya penyempitan kapiler dan kerusakan struktur anatomi lamella sekunder

insang, akibatnya terjadi gangguan pernapasan. Apabila ikan dalam kondisi stres

akibat penanganan, maka produksi epinefrin dapat meningkatkan sirkulasi darah

ke insang sehingga terjadi peningkatan pengambilan oksigen dari air (Wedemeyer

1996).

Faktor Biologi

Interaksi antara ikan dan organisme lain di dalam lingkungan wadah

pemeliharaan harus dapat dikendalikan, terutama terhadap agen yang dapat

menimbulkan penyakit. Agen ini biasanya bisa berasal dari sumber air, atau dari

9

pakan alami, seperti cacing tubifex. Faktor lain yang juga dapat mengganggu

kenyamanan ikan adalah pemangsa, seperti adanya burung pemakan ikan.

Pemangsa ini dapat membantu penyebaran penyakit ke dalam perairan (Woo et al.

2002).

Kondisi lingkungan perairan yang subur karena terjadinya ledakan

populasi alga (algae bloom), dapat berdampak buruk pada usaha budi daya. Pada

umumnya algae bloom hanya melibatkan spesies tunggal dan sering dinamai

berdasarkan warna koloni algae penyebabnya. Alga Microcystis (bluegreen

algae) adalah alga air tawar yang dapat menimbulkan gangguan pada ikan dan

hewan perairan, karena dapat menurunkan kadar oksigen di perairan dan toksin

yang dihasilkan alga tersebut dapat mengganggu pernapasan (Irianto 2005).

Respons Ikan terhadap Suhu

Respons stres pada ikan secara umum dapat dikategorikan ke dalam tiga

kelompok, yaitu respons stres primer, sekunder, dan tersier (Iwama dan Nakanishi

1996). Respons stres primer ditandai dengan pelepasan hormon katekolamin dan

kortisol ke dalam sirkulasi sehingga kadar kortisol di dalam plasma meningkat

dan merupakan indikator utama stres. Hormon katekolamin berasal dari jaringan

chromaffin, sedangkan kortisol berasal dari jaringan interrenal. Respons stres

sekunder sering juga dikatakan sebagai efek metabolik yang ditandai dengan

meningkatnya kadar glukosa plasma. Respons stres tersier adalah apabila ikan

tidak mampu untuk melakukan aklimasi atau beradaptasi terhadap stressor, maka

ikan akan mengalami gangguan pertumbuhan dan reproduksi. Mekanisme

peningkatan kadar kortisol diilustrasikan pada Gambar 3 dan kadar glukosa

plasma Gambar 4.

10

Gambar 3. Mekanisme peningkatan kadar kortisol dalam darah (Molina 2010)

11

STRESOR HIPOTHALAMUS

HIPOFISIS

ACTH

Jaringan cromaffin

Jaringan interrenal

Kortek adrenal

Medula adrenal

Kortikostreoid

Kortisol Plasma Katekolamin

Adrenalin dan Noradrenalin

Glukoneogenesis Glikogenolisis

Glukosa Plasma

Keterangan: ACTH = Adrenocorticosteroid

CRF= Corticotrophin releasing factor

Gambar 4. Mekanisme peningkatan kadar glukosa plasma

(Isnaeni 2006: Purbayanto et al. 2010)

Kadar kortisol yang tinggi dapat mempengaruhi respons imun, yang di-

tandai dengan menurunnya aktivitas fagositik leukosit, meningkatnya pelepasan

neutrofil dari sumsum tulang, namun efektivitasnya menurun (Berne dan Levy

1988). Selanjutnya juga dikatakan bahwa kortisol menghambat produksi inter-

leukin-1 oleh makrofag dan interleukin-2 oleh sel T helper. Mekanisme kortisol

menghambat produksi interleukin disajikan pada Gambar 5.

Ikan yang mengalami stres berkepanjangan dapat berisiko tinggi untuk

terinfeksi bakteri dan parasit (Costas et al. 2008). Jorgensen dan Buchmann

(2007) menjelaskan bahwa meningkatnya kadar kortisol dapat menyebabkan ikan

dalam kondisi kronis atau akut selama diinfeksi dengan Ichthyophthirius-

multifiliis. Stres menyebabkan terjadinya hiperglisemia, kondisi ini diperlukan

untuk memenuhi kebutuhan energi dalam mempertahankan homeostasis.

CRF

12

Gambar 5. Mekanisme kortisol menghambat pembentukan antibodi

(Berne dan Levy 1988)

Keberhasilan transfer glukosa ke dalam sel sangat ditentukan oleh kinerja

insulin. Apabila kinerja insulin meningkat, maka masuknya glukosa ke dalam sel

akan lebih efektif sehingga glukosa segera tersedia sebagai sumber energi.

Naiknya transfer glukosa ke dalam sel yang disebabkan oleh peran kromium

mengakibatkan turunnya glukosa dalam darah dengan cepat (Hastuti 2004). Hal

ini dijelaskan karena kortisol dapat menyebabkan terjadinya immunosupresif.

Pelepasan kortikosteroid dan katekolamin, memicu terjadinya peningkatan

glukosa plasma dan gangguan osmotik (Mazeaud et al. 1977 dalam Shrimton et

al. 2001).

Suhu air dikenal sebagai suatu regulator penting dari respons kekebalan

ikan. Suhu lingkungan yang rendah dapat meningkatkan penekanan respons imun

baik pertahanan nonspesifik maupun spesifik (Koeypudsa dan Jongjareanjai

2010). Selanjutnya Bozorgnia et al. (2011) juga melaporkan bahwa suhu

berpengaruh signifikan pada proses fisiologis ikan, seperti respons imun,

pertumbuhan dan metabolisme. Suhu normal untuk ikan beradaptasi di daerah

tropis berkisar antara 22-35⁰C (Howerton 2001). Suhu optimum untuk

13

pertumbuhan berkisar antara 25-31⁰C (Popma dan Masser 1999 dalam Atli dan

Canli 2008).

Suhu dapat mempengaruhi aktivitas Na+K

+-ATPase dan morfologi insang

ikan air tawar maupun air laut. Pola perubahannya, pada ikan air tawar lebih

konsisten apabila dibandingkan dengan ikan air laut (Evans dan Claiborne 2006).

Na+K

+-ATPase berperan penting pada saat adaptasi terhadap perubahan faktor

suhu dan salinitas (Inman dan Lockwood 1977 dalam Atli dan Canli 2008).

Sistem Kekebalan pada Ikan

Ikan termasuk hewan vertebrata yang sistem pertahanannya mirip dengan

hewan mamalia dan burung. Sistem pertahanannya dikelompokkan ke dalam dua

kategori, yaitu sistem pertahanan bawaan dari lahir (innate) dan sistem pertahanan

yang didapatkan (adaptive). Perlindungan didasarkan atas kekebalan bawaan

(innate immunity) secara umum tidak bergantung pada struktur organisme yang

menyerang. Namun, komponennya bereaksi cepat dan relatif tidak bergantung

pada suhu. Ikan memiliki kemampuan respons imun nonspesifik dan spesifik

(humoral) yang diperantarai sel (cell-mediated immune response) (Woo 2006).

Sistem Kekebalan Nonspesifik

Sistem kekebalan nonspesifik adalah jika inang memberikan respons yang

sama terhadap berbagai jenis antigen, baik antigen berkontak untuk pertama kali

dengan inang maupun yang sudah berulang, tanpa menimbulkan respons memori

pada tubuh inang. Jika suatu individu terpapar oleh bahan asing maka yang

pertama kali akan merespons adalah sistem pertahanan bawaan atau nonspesifik.

Kulit dan mukus, merupakan sistem pertahanan fisik pertama (kekebalan non-

spesifik) pada ikan yang dapat mencegah masuknya mikroorganisme patogen

(Stoskopf 1993). Keuntungan lainnya dari kulit adalah dapat mempertahankan

osmolaritas terhadap lingkungan perairan (Ellis 1988). Selanjutnya dilaporkan

mukus atau lendir yang terdapat pada permukaan tubuh ikan, juga berfungsi untuk

menghambat kolonisasi mikroorganisme pada integumen.

Mukus pada kulit dihasilkan oleh sel-sel goblet, yang berfungsi untuk

mencegah menempelnya bakteri, fungi, parasit, dan virus. Mukus mengandung

lisosim, komplemen, dan immunoglobulin (Ig), kesemua ini tergolong ke dalam

14

sistem kekebalan nonspesifik. Baru-baru ini ditemukan antibodi yang dihasilkan

sebagai akibat infeksi parasit dan bakteri di lendir dan antibodi yang dihasilkan

bukan berasal dari serum, tetapi dihasilkan oleh limfosit yang terdapat pada kulit.

Molekul humoral pada mukus ikan ini termasuk lektin (kharbohidrat), transferin,

dan merupakan komponen dari sistem komplemen. Sel-sel nonspesifik dari sistem

imun ikan termasuk monosit atau makrofag jaringan, granulosit (heterofil), dan

sitotoksit (Craig et et al. 2005). Selanjutnya, Douglas et al. (2001) melaporkan

bahwa mukus yang terdapat di kulit dan usus juga mengandung bahan

antimikrob, yaitu berupa peptida, seperti pleurosidin. Bahan ini diekpresikan pada

hari pertama hingga hari ketiga setelah menetas, dan diduga memegang peranan

penting dalam kehidupan ikan sebelum berkembangnya sistem kekebalan.

Lisozim mempunyai aktivitas antibakteri (khususnya pada Gram positif) yang

menyebabkan lisis dan dapat juga berperan sebagai opsonin (Ellis 1988). Lisozim

juga dilaporkan dapat meningkatkan fagositosis (Engstad et al. 1992). Mekanisme

sistem kekebalan ini tidak menunjukkan spesifisitas terhadap bahan asing dan

mampu melindungi tubuh terhadap berbagai jenis patogen.

Ikan yang dipelihara pada suhu 20οC mempunyai aktivitas dan produksi

komplemen yang meningkat bila dibandingkan dengan yang dipelihara pada suhu

5 dan 10οC. Namun, peningkatan aktivitas komplemen ini apakah akibat

peningkatan produksi protein komplemen atau perubahan fungsi protein

komplemen pada ikan yang dipelihara pada suhu tinggi belum diketahui

(Nikoskelainen et al. 2004). Selanjutnya dilaporkan juga bahwa terjadi penurunan

aktivitas hemolitik dari serum ikan channel catfish pada musim semi dan musim

dingin. Demikian juga dengan kemampuan opsonisasi plasma ikan menurun pada

pemeliharaan di suhu rendah. Efisiensi opsonisasi plasma ikan rainbow trout lebih

efisien pada kisaran suhu 10–15οC, dengan rasio OZ (Opsonisasi Zymozan) dan

NOZ (Non Opso-nisasi Zymozan) tidak lebih dari 1.0 (Nikoskelainen et al. 2004).

Sistem Kekebalan Spesifik (humoral)

Kekebalan spesifik atau humoral erat kaitannya dengan pembentukan

antibodi. Perkembangan respons ikan terhadap kekebalan nonspesifik, spesifik,

dan memori kekebalan sepesifik diilustrasikan pada Gambar 6. Apabila agen

infeksius melakukan penetrasi ke ikan, maka mekanisme kekebalan nonspesifik

15

akan terstimulasi dan menghambat serangan agen infeksi. Jika sistem kekebalan

nonspesifik ini dapat bekerja dengan baik, maka penyakit tidak akan berkembang.

Sebaliknya, apabila sistem ini tidak bisa melawan antigen yang masuk maka

penyakit akan berkembang. Untuk mengatasi hal ini maka mekanisme pertahanan

spesifik akan berperan dalam proses penyembuhan dan memblok perkembangan

infeksi. Selanjutnya, apabila terinfeksi kembali, maka sistem kekebalan memori

spesifik akan langsung merespons sehingga ikan terlindungi dari penyakit.

Gambar 6. Perlindungan nonspesifik dan spesifik dari serangan agen infeksius

(www. dsm.com/en_VS/downloads/dnp/51644_vitaminC.pdf).

Mekanisme pertahanan spesifik dalam pembentukan antibodi adalah

dimulai dari adanya antigen yang masuk kemudian ditelan oleh makrofag,

selanjutnya makrofag akan mengaktivasi sel limfosit B untuk melakukan pro-

liferasi. Makrofag diaktivasi juga untuk menghasilkan interleukin-1 yang

kemudian akan mengaktifkan sel limfosit T untuk kembali memproduksi

interleukin-2, yang mendukung terjadinya proliferasi sel-sel limfoblas dan men-

stimulasi sel limfosit B untuk menghasilkan immunoglobulin. Ikan hanya

mensintesis satu jenis immunoglobulin, yaitu immunoglobulin M (IgM) Stoskopf

1993. IgM lebih efisien dari pada IgG dalam aktivasi komplemen, opsonisasi

netralisasi dari virus, dan aglutinasi (Tizar 1987). Mekanisme pembentukan

antibodi mulai dari hadirnya antigen hingga terbentuknya antibodi diilustrasikan

pada Gambar 7 dan 8.

16

Gambar 7. Proses pembentukan antibodi

(www. dsm.com/en_VS/downloads/dnp/51644_vitaminC.pdf)

Gambar 8. Interaksi antara makrofag, antigen, dan limfosit pada ikan

(Stoskofp 1993)

Hematologi

Hematologi adalah ilmu yang mempelajari tentang darah serta jaringan yang

membentuknya. Darah merupakan bagian yang terpenting dalam sistem

transportasi di dalam tubuh. Jumlah darah di dalam tubuh, berkisar antara 6-8%

dari bobot badan (Robert 1978). Fungsi darah dalam sirkulasi adalah sebagai

media pembawa bahan nutrisi dari saluran pencernaan ke jaringan, dan sisa

metabolisme dari sel ke organ eksresi, sebagai regulasi suhu tubuh, dan lain-lain.

Secara rinci fungsi darah adalah; 1) membawa zat makanan yang telah disiapkan

Lymphocyte proliferation

LymphocyteProliferation

Macrophage

Antigen

IgM

17

oleh saluran pencernaan menuju ke seluruh jaringan tubuh, 2) membawa oksigen

ke jaringan, 3) membawa karbon dioksida dari jaringan, 4) membawa produk

buangan dari berbagai jaringan untuk diekresikan, 5) membawa hormon dari

kelenjar endokrin ke organ lain, 6) berperan penting dalam pengendalian suhu

tubuh, 7) berperan dalam mempertahankan keseimbangan air, 8) berperan dalam

sistem buffer untuk membantu mempertahankan pH, 9) penggumpalan atau

pembekuan darah sehingga dapat mencegah terjadinya kehilangan darah yang

berlebihan pada saat luka, dan 10) mengandung berbagai faktor penting untuk

mempertahankan tubuh dari serangan penyakit (Anderson dan Swicki 1995;

Iwama dan Nakanishi 1996).

Darah ikan terdiri atas sel darah merah (eritrosit) dan sel darah putih

(leukosit). Eritrosit merupakan bagian utama dari sel darah, warna merah

disebabkan oleh adanya hemoglobin. Hemoglobin merupakan zat warna (pigmen)

darah yang berupa ikatan kompleks protein terkonjugasi, yang dibentuk oleh

pigmen dan protein sederhana. Protein ini adalah suatu histon yang disebut globin.

Warna merah dari hemoglobin disebabkan oleh heme, yaitu suatu ikatan metalik

mengandung sebuah atom besi (Fe) (Swenson 1984 dalam Hidayaturrahmah

2011).

Produksi hemoglobin dipengaruhi oleh kadar Fe di dalam tubuh karena besi

merupakan komponen terpenting dalam pembentukan molekul heme. Jika tidak

terdapat transferin dalam jumlah yang cukup akan menyebabkan kegagalan dalam

pengangkutan zat besi menuju eritroblast. Hal ini dapat menimbulkan kondisi

anemia hipokromik yang berat, yaitu terjadinya penurunan jumlah eritrosit yang

mengandung lebih sedikit hemoglobin (Guyton dan Hall 1997).

Nilai hematokrit adalah suatu istilah yang digunakan untuk menyatakan

persentase (berdasarkan volume) dari darah yang terdiri atas sel-sel darah merah.

Nilai hematokrit dapat digunakan sebagai perkiraan jumlah eritrosit di dalam

tubuh secara cepat. Jika nilai hematokrit dalam darah rendah maka dapat diartikan

bahwa jumlah sel darah merah di dalam tubuh lebih sedikit dibandingkan dengan

kondisi normal (Foster et al. 2006).

Leukosit merupakan salah satu sel darah yang mempunyai peran sangat

penting dalam sistem kekebalan ikan. Leukosit sangat berbeda dari eritrosit karena

18

memiliki kemampuan bergerak bebas dan mampu keluar dari pembuluh darah

menuju jaringan dalam melakukan fungsinya. Jumlah leukosit jauh di bawah

eritrosit dan bervariasi bergantung pada jenis hewannya. Jumlah leukosit yang

menyimpang dari keadaan normal mempunyai arti klinik penting dalam

mengevaluasi gangguan kesehatan. Jumlah leukosit akan meningkat secara pesat

dalam waktu singkat apabila terjadi suatu penyakit infeksi ( Iwama dan Nakanishi

1996). Sel leukosit, terdiri atas limfosit, monosit, neutrofil, dan trombosit dengan

fungsi yang berbeda-beda.

Morfologi dan Siklus Hidup Ichthyophthirius multifiliis

Ichthyophthirius multifiliis (ich) adalah parasit golongan protozoa yang

biasa menyerang ikan air tawar pada usaha budi daya intensif. Patogenitas ich

dapat menyebabkan mortalitas hingga 100%. Parasit ini bersifat obligat dan

hidup atau tinggal di bawah epitelium kulit, insang, dan sirip, serta memakan

jaringan inangnya (Lobo-da-Cunha dan Azevedo 1990). Ichthyophthirius-

multifiliis bentuknya bundar, seluruh permukaan tubuh ditutupi oleh silia yang

berguna untuk bergerak dan melakukan penetrasi ke lapisan epidermis ikan. Ich

memiliki sejumlah vakuola, mikro dan makro nukleus. Makro nukleus bentuknya

seperti tapal kuda yang merupakan ciri khas dari I. multifiliis. Stadia trophozoid

dari I. multifiliis berukuran 0.5-1cm, sedangkan theront berukuran 25-70x15-

22μm (Lom dan Dykova 1992).

Ich stadia dewasa dinamakan trophozoid dan akan lepas dari tubuh ikan,

dinamakan trophont. Trophont akan mensekresikan gelatin dan membentuk kista.

Trophont tersebut akan bergerak secara perlahan dan mulai melakukan

pembelahan sel secara binary fision. Trophont akan menghasilkan theront yang

jumlahnya berkisar antara 250-2.000 sel (Lom dan Dykova 1992). Kemampuan

trophont menghasilkan theron sangat bergantung pada ukuran trophozoid dan

lamanya berada di tubuh ikan (Ewing dan Kocan 1986). Siklus hidup ich terdiri

atas tiga fase, yaitu fase hidup bebas (theront), fase bersifat parasit (trophozoid),

dan fase reproduksi (trophont) (Lobo-da-Cunha dan Azevedo1994). Theront yang

dihasilkan akan langsung bergerak aktif mencari inang (host), apabila tidak

menemukan inang dalam waktu maksimal 94 jam theront akan mati. Siklus hidup

ich langsung dan tidak membutuhkan inang perantara (Ewing dan Kocan 1992).

19

Faktor lingkungan, seperti suhu, sangat berpengaruh pada siklus hidup ich. Pada

suhu 10oC siklus hidup lebih kurang 20 hari, pada suhu 13-15

⁰C menjadi 12 hari,

pada suhu 18–20οC turun menjadi 7 hari, dan pada suhu 22–24

οC adalah 3–6 hari.

Faktor lain yang berpengaruh adalah pH, dan kandungan oksigen. pH di bawah 5

atau di atas 10, dan konsentrasi oksigen 0.2 mgL-1

akan menyebabkan kematian

ich pada semua stadia (Lom dan Dykova 1992). Siklus hidup ich diliustrasikan

pada Gambar 9.

Gambar 9. Siklus hidup Ichthyophthirius multifiliis Noga (2000) Keterangan : a. Trophozoid, b. Trophont, c. Theront

Suhu yang optimum bagi ich (stadia theront) untuk melakukan invasi ke

ikan adalah pada suhu 24–26οC, sedangkan pada suhu 29

οC I. multifiliis tidak

mampu menginfeksi ikan. Hal ini terbukti dari ikan yang terinfeksi ich ditularkan

ke ikan sehat yang dipelihara pada suhu 29οC tidak terjadi infeksi, sebaliknya ikan

yang sebagai sumber infeksi ini jadi sembuh (Syawal et al. 2001).

Penyebaran penyakit ini dipicu oleh adanya peningkatan aktivitas budi

daya dan perdagangan ikan hias. Patogenitasnya meningkat apabila ikan dalam

kondisi stres akibat tingginya populasi ikan dalam wadah pemeliharaan, kualitas

air yang buruk, dan mutu pakan yang rendah (Paperna 1996 dalam Woo et al.

2002). Penyakit ichthyophthiriasis biasanya berkembang apabila suhu air relatif

hangat dan ikan dalam kondisi stres akibat kandungan oksigen rendah, atau

kepadatan ikan tinggi (Woo 2006). Jutaan ikan mati pada usaha budi daya

intensif disebabkan oleh parasit ich (Valtonen dan Keranen 1981 dalam Elsayed et

20

al. 2006). Kasus ini sering terjadi pada sistem budi daya tertutup, seperti di kolam

dan akuarium, serta adanya ikan baru yang membawa parasit ich (Maki 2002).

Patogenitas Ichthyophthirius multifiliis

Theront melakukan penetrasi dan perporasi ke dalam epitel kulit ikan di-

mungkinkan oleh adanya enzim yang dihasilkan ich, yaitu enzim hialuronidase.

Enzim hialuronidase selain digunakan untuk merobek dinding sel trophont agar

theront dapat keluar, juga digunakan untuk melarutkan lapisan zat tanduk dari

sisik sehingga ich dapat masuk ke dalam lapisan epitel (Stanley 1995). Parasit ich

menyerang epitel insang dan kulit sehingga menimbulkan kerusakan dan

akibatnya keseimbangan osmotik terganggu (Witeska et al. 2010).

Xu et al. (2000) melaporkan bahwa theront adalah stadia infektif dari ich

yang menyerang ikan Lepomis macrochirus, kemudian menempel dan

berkembang menjadi trophozoid, serta bergerak secara memutar pada jaringan

epidermis ikan tersebut. Lebih dari 88% theront dapat menempel pada sirip,

insang, dan kulit setelah satu jam pascainfeksi. Theront berkembang menjadi

trophozoid dan meningkat diameternya dari 27.21μm menjadi 30+3.1 μm setelah

4 jam pascainfeksi pada organ insang. Peningkatannya, sebesar 9.6% dengan

rata-rata 1.2% / jam dari 4 sampai 8 jam pascainfeksi.

Patogenitas ich dimulai ketika theront sudah menempel pada permukaan

kulit atau insang, maka ich mulai melakukan perforasi ke bagian epidermis.

Selanjutnya ich mengeluarkan enzim yang bersifat racun bagi jaringan sehingga

terbentuk nekrosis pada lapisan spongosum pada dua jam pascainfeksi. Kemudian

nekrosis berkembang hingga ke lapisan kompaktum, 3–48 jam pascainfeksi.

Dengan demikian, sistem osmoregulasi terganggu dan keseimbangan ion-ion di

dalam tubuh menjadi tidak stabil sehingga berakhir dengan kematian (Mulyana

1999). Ikan yang terinfeksi berat dapat menimbulkan reaksi inflamasi pada kulit,

terjadinya peningkatan hiperplasia pada sel-sel epitel, dan secara umum juga

meningkatkan jumlah sel-sel mukus pada kulit (Hines dan Spira 1974 dalam

Dickerson 2006). Selanjutnya dilaporkan bahwa hasil pengamatan histopatologi

di tempat-tempat yang terjadi nekrosis ditemukan sel trophozoid.

21

Vaksinasi

Vaksin

Vaksin merupakan sediaan antigen yang diperoleh dari mikroorganisme

patogen atau substrat yang merupakan produk dari patogen tersebut dan bersifat

immunogenik, antigenik, dan protektif yang kemudian dilemahkan atau dimatikan

(Kamiso 1996). Suatu vaksin bersifat immunogenik apabila dapat merangsang

pembentukan antibodi. Idealnya suatu vaksin adalah harga relatif murah, mudah

diberikan, aman terhadap ikan maupun lingkungan, dan efektif dapat

meningkatkan kekebalan ikan (Stoskopf 1993).

Vaksinasi adalah suatu proses pemasukan antigen ke dalam tubuh untuk

mendapatkan kekebalan spesifik dan nonspesifik sehingga tanggap terhadap jenis

patogen tertentu (Kamiso 1996). Ellis (1988) melaporkan bahwa respons

kekebalan yang timbul setelah vaksinasi adalah respons spesifik (humoral), sesuai

dengan jenis antigen yang diberikan. Selanjutnya dilaporkan juga bahwa vaksin

tidak menimbulkan dampak negatif berupa munculnya jenis patogen yang resisten

dan tidak menyebabkan akumulasi di dalam tubuh. Secara umum ada dua jenis

vaksin, yaitu vaksin hidup (aktif) dan inaktif. Vaksin hidup bisa berasal dari

parasit, seperti menggunakan ich stadia trophont maupun stadia theront,

sedangkan vaksin inaktif didapatkan dengan cara melemahkan atau mematikan

bakteri, parasit, dan virus.

Perkembangan vaksin parasit lebih lambat bila dibandingkan dengan

perkembangan vaksin dari bakteri dan virus. Ada beberapa alasan kenapa vaksin

parasit sulit untuk dikembangkan. Pertama, karena kesulitan dalam memanipulasi

parasit protozoa dan helmin di laboratorium. Kedua, kesulitan dalam mengkultur

baik secara in vivo maupun in vitro. Ketiga, pada hakikatnya parasit mempunyai

siklus hidup yang komplit dan melibatkan beberapa inang atau host (Ellis 1988).

Metode Pemberian Vaksin

Vaksinasi pada ikan dapat dilakukan dengan cara penyuntikan pada bagian

intramuskular atau intraperitoneal, pencelupan, perendaman, penyemprotan

bertekanan tinggi, dan secara oral, yaitu melalui pakan. Aplikasi vaksinasi dengan

cara perendaman ternyata lebih menguntungkan bila dibandingkan dengan teknik

22

lain karena dapat dilakukan pada berbagai ukuran serta dalam jumlah yang banyak

(Ellis 1988). Pemberian vaksin dengan cara penyuntikan biasanya dilakukan pada

ikan berukuran besar atau induk, sedangkan ikan yang berukuran kecil dengan

cara perendaman. Anderson 1974 dalam Ellis 1988 melaporkan bahwa pemberian

vaksin secara penyuntikan di bagian intraperitoneal lebih baik, karena antigen

cepat diserap, namun perlu dilakukan secara cermat agar tidak mengena usus.

Pemberian vaksin melalui oral juga ada kelemahannya, karena antigenik yang

diberikan dapat mengalami kerusakan di dalam saluran pencernaan (Austin dan

Austin 1987 dalam Stoskopf 1993).

Ling et al.(1993) melaporkan bahwa induk ikan tilapia yang divaksin

dengan 0.1 mL garam fisiologis yang mengandung 2.3x105 sel theront dapat

memberikan hasil sintasan yang tertinggi, yaitu 95.3% pada anak ikan tilapia,

setelah dilakukan uji tantang (pemaparan) dengan ich stadia theront. Selanjutnya

ikan channel catfish yang diimunisasi dengan theront hidup, baik secara

perendaman maupun diinjeksikan secara intraperitonium (i.p.), maupun trophont

yang telah disonikasi kemudian diberikan secara injeksi di bagian

intraperitonium (i.p.), dapat memberikan respons kekebalan humoral dan

memberikan perlindungan terhadap parasit ich setelah dilakukan uji tantang (Xu

et al. 2004). Hasil penelitian juga dilaporkan bahwa semua ikan yang diimunisasi

dengan theront hidup, baik secara perendaman maupun dengan cara injeksi

menghasilkan lebih dari 90% ikan yang diimunisasi secara injeksi intraperitonium

(i.p.) dengan trophont yang disonikasi berhasil hidup setelah diuji tantang dengan

theront. Ikan kontrol tidak mendapatkan perlindungan sehingga terjadi mortalitas

100%. Syawal dan Siregar (2010) juga telah melaporkan bahwa pemberian vaksin

sel utuh dari theront yang diinaktifkan dengan pemanasan, dan diberikan ke ikan

jambal siam secara perendaman dengan dosis 3mLL-1

selama 15 menit dapat

menghasilkan sintasan hingga 100% setelah dilakukan uji tantang.

Ikan rainbow trout yang diimunisasi dengan trophont yang disonikasi dan

diberikan secara injeksi di bagian intraperitonium (i.p.) dengan dosis rata-rata 10–

20 trophont per gram ikan, memperlihatkan tingkat infeksi lebih rendah

dibandingkan dengan ikan yang diimunisasi secara perendaman atau yang tidak

diimunisasi (kontrol). Tidak ada informasi tentang anti-ich antibodi pada

23

cutaneous (bagian kulit) pada ikan yang diimunisasi pada penelitian ini. Informasi

lain adalah 2 dari 20 ikan yang diimunisasi dengan trophont yang disonikasi dan

diberikan secara injeksi secara intraperitonium terlihat adanya trophont setelah 5

hari diuji tantang dengan theront (Dalgaard et al. 2002).

Ikan mas (Carassius auratus) yang diimunisasi dengan theront hidup baik

secara perendaman maupun diinjeksi, dapat melindungi ikan pada level yang

tinggi dari infeksi ich setelah dilakukan uji tantang. Pada ikan Carassius auratus

yang diimunisasi dengan trophont baik yang disonikasi maupun yang tidak diso-

nikasi dan pemberiannya secara injeksi, maka hasilnya lebih rendah dari ikan

yang diimunisasi dengan trophont yang disonikasi maupun yang tidak disonikasi

dan diberikan secara perendaman (Osman et al. 2009).

Faktor yang Mempengaruhi Keberhasilan Vaksinasi

Pemberian vaksin kepada ikan sudah banyak dilakukan, terutama vaksin

yang berasal dari antigen bakteri dan virus. Namun, vaksin yang berasal dari

parasit jarang dilakukan karena isolat dan media kulturnya belum tersedia.

Dengan demikian akan mengalami kesulitan untuk mendapatkan antigen dalam

jumlah yang banyak. Demikian juga halnya dengan parasit Ichthyophthirius

multifiliis, karena ich adalah parasit obligat pada ikan sehingga hanya bisa

didapatkan dari ikan hidup. Jadi untuk mendapatkan ich sebagai antigenik dalam

skala besar untuk membuat vaksin mengalami kesulitan ( Dickerson 2006).

Keberhasilan pemberian vaksin untuk meningkatkan kekebalan terhadap

suatu penyakit pada ikan sangat dipengaruhi oleh suhu lingkungan pemeliharaan.

Pada suhu rendah, terjadi penekanan mekanisme kekebalan nonspesifik, humoral,

dan sel yang diperantari. Dengan demikian, pada suhu rendah antibodi yang

terbentuk lebih lama dan kadarnya juga rendah. Sebaliknya, pada suhu tinggi,

pembentukan antibodi lebih cepat dan kadarnya juga tinggi (Stoskopf 1993). Suhu

rendah dapat menurunkan kapasitas opsonisasi dalam serum. Opsonisasi pada

serum ikan rainbow trout akan lebih efisien pada suhu 10 dan 15οC

(Nikoskelainen et al. 2004). Selanjutnya juga dikatakan bahwa pada suhu rendah

akan menyebabkan terjadinya penekanan imun (imunosupresif), sehingga akan

mempengaruhi terbentuknya titer antibodi. Ikan rainbow trout yang diberi vaksin

ich (theront) dan dipelihara pada suhu 12ºC dan 20ºC, titer antibodi tertinggi yang

24

dihasilkan pada suhu 12ºC adalah sebesar 34.3, sedangkan pada suhu 20ºC adalah

sebesar 46.0 (Alishahi dan Buchmann 2006). Hal-hal yang perlu diperhatikan

selain dari faktor suhu agar pemberian vaksin dapat mencapai hasil yang

maksimal adalah antigen harus bersifat antigenik, metode vaksinasi yang

digunakan harus tepat, termasuk dosis, dan adjuvan yang digunakan serta tingkat

perkembangan sistem kekebalan ikan (Zapata et al. 1997 dalam Darmanto 2003).

Klasifikasi dan Habitat Ikan Mas (Cyprinus carpio L)

Ikan merupakan sumber makanan yang penting bagi manusia karena

memiliki kandungan gizi yang tinggi, seperti protein dan asam lemak tak jenuh.

Ikan mas (Cyprinus carpio) adalah salah satu jenis ikan air tawar yang

mempunyai cita rasa tinggi dan banyak digemari masyarakat sehingga termasuk

ikan yang bernilai ekonomis tinggi. Oleh karena itu, usaha budi daya ikan mas

banyak dilakukan baik secara tradisional maupun intensif. Usaha budi daya ikan

mas tidak hanya untuk memenuhi kebutuhan manusia sebagai sumber protein,

tetapi juga sebagai sumber pendapatan keluarga (Mert et al. 2008).

Ikan termasuk hewan poikiloterm, artinya suhu tubuh dipengaruhi oleh

suhu lingkungan (Wedemeyer, 1996). Secara taksonomi, ikan mas termasuk ke

dalam phylum Chordata, klas Osteichthyes, ordo Cypriniformes, family

Cyprinidae, genus Cyprinus, dan spesies Cyprinus carpio, Linnaeus. Ikan mas

dikenal juga dengan nama ikan karper, tomroh, atau ameh. Ikan ini berasal dari

Cina dan Rusia lalu tersebar ke berbagai wilayah, termasuk Indonesia. Ikan ini

hidup dan berkembang dengan baik pada ketinggian 150–1.000 m di atas

permukaan laut, serta pH antara 7 sampai 8. Ikan mas termasuk ikan pemakan

segala (ommivor) dan menyukai air yang dangkal, arus tidak begitu deras baik di

sungai, genangan air, atau di danau (Saanin 1986).

Kriteria kualitas air yang sesuai untuk budi daya intensif adalah memiliki

kadar oksigen terlarut antara 3 sampai 4 mgL-1

dan kadar CO2 tidak lebih dari 20

mgL-1

. Pada umumnya, kadar CO2 di perairan sebesar 2 mgL-1

, CO2 mudah larut

dalam air. Kualitas air yang buruk akan menyebabkan ikan rentan terhadap

penyakit dan dapat menimbulkan kematian dalam waktu relatif singkat

(Wedemeyer 2001). Selanjutnya, Flajšhans dan Hulata (2007) melaporkan bahwa

ikan mas tumbuh baik pada kisaran suhu 23-30°C, salinitas lebih dari 5‰, pH

25

6.5-9.0. Ikan mas bersifat omnivora, namun ada kecenderungan mengkonsumsi

organisme bentik, seperti insekta air, larva insekta, cacing, moluska, dan

zooplankton.

PHYSIOLOGICAL AND HEMATOLOGICAL RESPONSE OF COMMON

CARP (Cyprinus carpio L) IN DIFFERENT TEMPERATURES OF MEDIA

Henni Syawal, Nastiti Kusumorini, Wasmen Manalu, Ridwan Affandi

ABSTRACT

This research was conducted to explore the effect of different

enviromental temperatures on the physiological and hematological conditions of

common carp (Cyprinus carpio L). Fish was exposed for 21 days in four level of

temperatures; 20, 24, 28, and 32ºC. Water electric heater was applied to maintain

the temperature. About 450 of common carps with 6.61±0.68 cm of size, and

weight 6.29±0.79 g were utilized in this experiment. The parameters of

physiological properties were the plasma concentrations of cortisol, glucose,

haemoglobin level, haematocrit, the total of red and white blood cells, and

survival rate. The measurements of these parameters were done four times; before

the treatment (0 day), 7th

day, 14th

day, and 21st day. The results showed that

media temperatures influenced the physiological condition of fish which was

marked by the increased plasma cortisol and glucose concentrations. The highest

level of cortisol (552.99 nmolL-1

) were found on 21th

day in 20ºC, glucose

(151.65± 23.57 mg100 dL-1

) were found on 7th

day in 20ºC of temperature treat-

ment, respectively. At the temperature treatment of 20, 24, and 28ºC, the values of

physiological parameters (plasma cortisol) increased, while the hematological

values decreased. Finally, the highest survival rate (100%) was found in 32ºC,

and the lowest (87±3.35%) was in 24°C.

Keywords:Cyprinus carpio, physiological, hematological responses, temperature.

PENDAHULUAN

Kepekaan ikan terhadap perubahan suhu dikarenakan suhu tubuhnya

mengikuti perubahan suhu lingkungan (poikilothermal) sehingga suhu lingkungan

dapat berpengaruh langsung pada perubahan fisiologis ikan (Wedemeyer 1996).

Perubahan suhu yang cukup besar dan mendadak dapat menimbulkan stres pada

ikan. Ikan yang mengalami stres dalam jangka waktu yang lama akan mengalami

penurunan fungsi imunitas seluler dan humoral sehingga ikan akan mudah

terinfeksi oleh mikroorgnisme patogen (Kubulay dan Ulukoy 2002). Ikan yang

dipelihara pada suhu dingin mempunyai respons imunitas yang lebih rendah bila

dibandingkan dengan yang dipelihara pada suhu air yang lebih hangat

(Nikoskelainen et al. 2004). Flajšhans dan Hulata (2007) melaporkan bahwa ikan

mas tumbuh baik pada kisaran suhu 23-30°C.

28

Perubahan suhu air pada media pemeliharaan akan berpengaruh pada proses

fisiologis ikan, seperti laju pernapasan, metabolisme, denyut jantung, dan sirkulasi

darah di dalam tubuh (Nofrizal et al. 2009). Penelitian tentang pengaruh suhu

pada respons fisiologis dan hematologis ikan-ikan di daerah tropis belum banyak

diteliti, apabila dibandingkan dengan daerah subtropis. Perubahan suhu di perairan

tidak hanya akan berpengaruh pada kehidupan ikan, tetapi juga erat hubungannya

dengan keberadaan dan siklus hidup dari mikroorganisme patogen yang ada di

perairan. Mikroorganisme patogen yang biasa menyerang ikan-ikan air tawar

antara lain adalah parasit dari golongan Protozoa, seperti Ichthyophthirius

multifiliis, dan golongan Plathyhelmintes (Monogenia), seperti Dagtilogyrus dan

Girodactylus (Buchmann dan Bresciani 2006).

Penelitian ini bertujuan untuk mengevaluasi respons ikan mas (Cyprinus

carpio L) pada suhu media pemeliharaan yang berbeda melalui kajian fisiologis

dan hematologis. Dari penelitian ini diharapkan dapat diketahui tentang kisaran

suhu pemeliharaan yang optimum untuk pertumbuhan ikan, dan suhu yang dapat

menghambat perkembangan dari parasit yang biasa menyerang ikan. Dengan

demikian, informasi yang didapatkan dari hasil penelitian ini dapat menjadi acuan

dalam mengendalikan parasit pada kegiatan budi daya.

BAHAN DAN METODE

Tempat dan Waktu

Penelitian ini dilaksanakan di Laboratorium Fisiologi Hewan Air, Fakultas

Perikanan dan Ilmu Kelautan, dan Laboratorium Fisiologi, Fakultas Kedokteran

Hewan, Institut Pertanian Bogor, dari bulan Mei sampai akhir September 2010.

Bahan dan Alat

Persiapan Wadah dan Ikan Uji

Hewan uji yang digunakan adalah ikan mas (Cyprinus carpio) berukuran

panjang 6.61±0.68 cm dan bobot 6.29±0.79 g sebanyak 480 ekor. Ikan dipe-

lihara dalam akuarium berukuran 60x40x35 cm3, yang diisi dengan air sebanyak

40L. Kepadatan ikan satu ekor L-1

dan untuk mempertahankan suhu air dipasang

alat pemanas listrik (heater). Ikan uji dipelihara selama 21 hari, dan selama

29

pemeliharaan ikan diberi pakan komersil, tiga kali sehari ad libitum. Untuk

mempertahankan kualitas air setiap hari dilakukan penyiponan dan air diganti

sebanyak yang terbuang. Air stok yang digunakan terlebih dahulu diberi

perlakuan, yaitu pertama ditambahkan sebanyak 30 ppm hipoklorid kemudian

diaerasi selama 24 jam. Selanjutnya ditambahkan 10-15 ppm tiosulfat, aerasi

tetap diberikan dan dibiarkan hingga satu minggu baru air tersebut dapat

dipergunakan. Ikan uji sebelum diberi perlakuan terlebih dahulu direndam dalam

larutan kalium permanganate (PK) 5 ppm selama 15 menit.

Pengambilan Sampel Darah

Darah ikan diambil dari vena caudalis dengan menggunakan syringe (1 mL)

yang telah diberi heparin sebagai antikoagulan. Sebelum darah ikan diambil,

terlebih dahulu ikannya dibius dengan phenoxyethanol dosis 0,3 mLL-1

air (Rigal

et al. 2008). Sebagian darah yang didapat, langsung digunakan untuk mengukur

kadar hemoglobin, nilai hematokrit, jumlah total eritrosit, dan jumlah total

leukosit. Sisanya, diambil plasmanya dengan menggunakan “centrifuge” dan

plasma tersebut digunakan untuk mengukur kadar kortisol dan kadar glukosa.

Kadar kortisol plasma diukur dengan metode RIA (radio immuno assay)

Cortisol (125

I) RIA KIT (Ref: RK-240CT) IZOTOP, mengikuti prosedur (Ramsay

et al. 2006). Pengukuran kadar glukosa plasma dengan metode enzimatis

colorimetric kit Glucose liquicolor GOD-PAP produksi Human. Kadar

hemoglobin diukur dengan metode Cyanmethemoglobin dan kit modifikasi dari

Merck, pembacaan hasil dengan spektrofotometer. Nilai hematokrit, total sel

eritrosit dan leukosit diukur mengikuti prosedur Johnny et al. (2003). Sintasan

ditentukan dengan menggunakan rumus Effendi (1979), S = Nt / No x 100.

Parameter kualitas air, seperti pH, kandungan oksigen terlarut, dan NO2 juga

diukur dua kali, yaitu pada hari ke-0 dan hari ke-14. Pengukuran parameter

dilakukan empat kali, yaitu hari ke-0 atau sebelum perlakuan (ikan yang

disampling pada awal diambil dari ikan stok yang telah diadaptasi pada suhu

18⁰C), hari ke-7, hari ke-14, dan hari ke-21. Jumlah ikan yang digunakan untuk

setiap kali analisis adalah 15 ekor dari setiap perlakuan.

30

Rancangan Percobaan

Rancangan percobaan yang digunakan adalah Rancangan Faktorial dalam

waktu yang menjadi faktor adalah suhu dan waktu (hari pengamatan). Suhu terdiri

atas empat taraf perlakuan, yaitu suhu 20, 24, 28, dan 32°C, dan waktu penga-

matan, yaitu hari ke-0 (H-0), hari ke-7 (H-7), hari ke-14 (H-14), dan hari ke-21

(H-21). Masing-masing perlakuan memiliki ulangan tiga kali.

Analisis Data

Data yang didapatkan disajikan dalam bentuk tabel dan grafik. Data diuji

secara statistik dengan analisis ragam (ANOVA), menggunakan perangkat lunak

software SAS 9.1,.3 dan minitab 16 (Mattjik dan Sumertajaya 2006).

HASIL DAN PEMBAHASAN

HASIL

Kondisi Fisiologis Ikan Mas (Cyprinus carpio L) Ikan Mas yang Dipelihara

pada Suhu Media yang Berbeda

Data hasil pengamatan terhadap nilai fisiologis ikan mas, mencakup kadar

kortisol dan kadar glukosa disajikan pada Tabel 1. Berdasarkan data pada Tabel 1,

terlihat bahwa hari pengamatan dan suhu lingkungan mempengaruhi kadar

kortisol (p<0.01). Kenaikan kadar kortisol terlihat sejalan dengan lamanya masa

pemeliharaan pada kelompok ikan yang dipelihara pada suhu 20, 24, dan 28⁰C.

Meningkatnya kadar kortisol menandakan bahwa ikan dalam kondisi stres. Untuk

melihat perubahan kadar kortisol hasil level hari pengamatan atau suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 10. Berdasarkan Gambar 10 terlihat

bahwa pola perubahan kadar kortisol menunjukkan adanya pengaruh lama waktu

pengamatan (p<0.01) dan suhu media pemeliharaan (p<0.01) terhadap kadar

kortisol. Dengan bertambahnya hari pengamatan dan meningkatnya suhu media

pemeliharaan maka kadar kortisol menurun mendekati nilai normal.

Perubahan kadar glukosa selama pengamatan disajikan pada Tabel 1. Dari

data tersebut terlihat bahwa kadar glukosa juga dipengaruhi oleh hari pengamatan

dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Terjadinya peningkatan kadar glukosa

ikan hari ketujuh pada suhu pemeliharaan 20⁰C menandakan ikan dalam kondisi

stres.

31

Tabel 1. Rataan nilai parameter fisiologis ikan mas yang dipelihara pada suhu

media yang berbeda

Suhu media pemeliharaan

Respons Waktu 20⁰C 24⁰C 28⁰C 32⁰C Nilai P

H-0 235.31 235.31 235.31 235.31 D <0.0001

Kortisol* H-7 397.44 264.11 249.11 189.28 C

(nmolL-1

) H-14 478.08 372.46 326.72 167.82 B

H-21 552.99 440.42 397.44 153.52 A

A B C D

Glukosa H-0 125.38± 5.71 125.38± 5.71 125.38± 5.71 125.38± 5.71 A 0.0005

(mgdL-1

) H-7 151.65± 23.57 117.42± 0.79 114.39± 9.92 117.86± 10.21 A

H-14 83.56± 2.65 81.74± 7.19 84.85± 7.30 84.62± 3.67 B

H-21 74.92± 15.00 94.07± 2.62 83.94± 8.73 59.09± 6.91 B

A AB AB B

Keterangan:* kadar kortisol berasal dari plasma yang dipool

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang berbeda

pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan beda nyata. P < 0.05.

Gambar 10. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari dan

suhu media pemeliharaan yang berbeda

Perubahan kadar glukosa berdasarkan level hari pengamatan atau suhu

media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 11. Dari Gambar 11 terlihat bahwa

kadar glukosa dipengaruhi oleh hari pengamatan (p<0.05) dan suhu media

pemeliharaan (p<0.05). Perubahan kadar glukosa menurun sejalan dengan

peningkatan suhu media pemeliharaan dan lamanya waktu pemeliharaan. Namun

penurunan kadar glukosa mendekati nilai normal tidak secepat penurunan kadar

kortisol.

0

100

200

300

400

500

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

KO

RTI

SOLn

mo

lL-1

HARI SUHU

c

cdb

a

a b

d

32

Gambar 11. Kadar glukosa ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu

media pemeliharaan yang berbeda

Berdasarkan Gambar 11 terlihat bahwa pada hari ke-7 kadar glukosa

masih tinggi dan kemudian menurun mendekati nilai normal seiring dengan

lamanya masa pemeliharaan. Hal ini diduga bahwa ikan mengalami stres pada

awal masa pemeliharaan dan kemudian sejalan dengan lamanya masa

pemeliharaan ikan mulai beradaptasi. Demikian juga dengan meningkatnya suhu

media pemeliharaan mendekati suhu optimum maka kadar glukosa juga menurun

mendekati nilai normal, nilai normal glukosa ikan adalah 23 mg/dL.

Kondisi Hematologis Ikan Mas (Cyprinus carpio L) yang Dipelihara pada

Suhu Media yang Berbeda

Nilai hematologis ikan mas, seperti nilai hematokrit, kadar hemoglobin,

total eritrosit, dan total leukosit disajikan pada Tabel 2. Berdasarkan data pada

Tabel 2 terlihat bahwa kadar hemoglobin ikan mengalami fluktuasi selama

pengamatan. Hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan berpengaruh pada

kadar hemoglobin (p<0.01). Untuk melihat perubahan kadar hemoglobin ikan

berdasarkan interaksi antara level hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan

yang berbeda ditampilkan pada Gambar 12. Berdasarkan Gambar 12 terlihat

bahwa kadar hemoglobin menurun seiring dengan lamanya masa pemeliharaan

(p<0.01) dan meningkatnya suhu media pemeliharaan (p<0.01). Namun

penurunan kadar hemoglobin ini masih dalam batas nilai normal ikan. Dengan

demikian dapat dikatakan bahwa penurunan kadar hemoglobin mendekati nilai

normal menandakan ikan sudah melakukan adaptasi dengan lingkungan.

0

50

100

150

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

GLU

KO

SAm

gdL-1

HARI SUHU

a ab b a

ab ab b

33

Tabel 2. Rataan nilai hematologis ikan mas yang dipelihara pada suhu media

yang berbeda

Respons Waktu Suhu media pemeliharaan

Nilai P 20⁰C 24⁰C 28⁰C 32⁰C

Hemoglobin

(gdl-1

)

H-0 8.24± 0.46 8.24± 0.46 8.24± 0.46 8.24± 0.46 B <0.0001

H-7 7.86± 0.34 6.61± 0.28 8.27± 0.43 7.80± 0.70 C

H-14 7.70± 0.15 8.39± 0.16 8.06± 0.34 10.22± 0.62 B

H-21 8.41± 0.20 9.44± 0.11 9.41± 0.05 9.16± 0.81 A

C CB B A

Hematokrit

(%)

H-0 20.66± 2.56 20.66± 2.56 20.66± 2.56 20.66± 2.56 A 0.0401

H-7 12.16± 1.52 14.66± 2.02 18.63± 0.48 17.80± 0.70 C

H-14 14.33± 1.89 14.83± 3.25 18.40± 0.63 18.66± 0.92 CB

H-21 13.60± 2.08 21.00± 4.58 19.41± 0.05 18.17± 1.04 B

B A A A

T. eritrosit

(x106selmm

-3)

H-0 1.65± 0.23 1.65± 0.23 1.65± 0.23 1.65± 0.23 A 0.0001

H-7 1.55± 0.07 1.15± 0.17 1.39± 0.81 1.64±0.53 B

H-14 1.41± 0.26 1.16± 0.17 1.29± 0.03 1.53± 0.05 B

H-21 1.25± 0.14 1.48± 0.12 1.52± 0.04 1.25± 0.13 B

AB B B A

T. Leukosit

(x103sel mm

-3)

H-0 2.16± 1.97 2.16± 1.97 2.16± 1.97 2.16± 1.97 A 0.0263

H-7 3.86± 0.3 2.02± 0.99 1.46± 0.23 1.80± 0.69 C

H-14 4.00± 0.40 2.40± 0.69 2.13± 0.30 2.20± 0.34 C

H-21 6.06± 0.41 5.06± 0.64 3.06± 0.61 1.33± 0.30 B

A B CB C

Keterangan:

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang berbeda

pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan beda nyata. P< 0.05.

Gambar 12. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


1

3

5

7

9

11

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

HEM

OG

LOB

INgd

l-1

HARI SUHU

b cb a c cb b a

34

Perubahan nilai hematokrit ikan pada pemeliharaan suhu media yang

berbeda disajikan pada Tabel 2. Dari data tersebut terlihat bahwa nilai hematokrit

dipengaruhi oleh hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). Untuk

melihat perubahan nilai hematokrit berdasarkan interaksi antara level hari

pengamatan atau suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 13. Dari

gambar tersebut terlihat bahwa perubahan nilai hematokrit menurun sejalan

dengan lama waktu pengamatan (p<0.01) dan peningkatan suhu media

pemeliharan (p<0.01).

Gambar 13. Kadar hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


Tabel 2 menunjukkan bahwa total eritrosit juga dipengaruhi oleh hari

pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Total eritrosit ikan yang

dipelihara pada suhu 20⁰C mengalami penurunan hingga hari ke-21. Terjadinya

penurunan total eritrosit diduga ada hubungannya dengan lambatnya laju

metabolisme pada suhu rendah sehingga akan mempengaruhi pembentukan sel-sel

eritrosit. Selanjutnya untuk melihat perubahan total eritrosit berdasarkan interaksi

antara level hari pengamatan atau suhu media pemeliharaan ditampilkan pada

Gambar 14. Dari gambar tersebut terlihat bahwa total eritrosit dipengaruhi oleh

hari pengamatan (p<0.01) dan suhu media pemeliharaan (p<0.01).

Berdasarkan data pada Tabel 2 terlihat bahwa total leukosit dipengaruhi

oleh hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). Selanjutnya, untuk

melihat perubahan total leukosit hasil interaksi antara level hari pengamatan atau

suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 15.

0

5

10

15

20

25

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

HEM

ATO

KR

IT %

HARI SUHU

a ccb b b a a a

35

Gambar 14. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


Gambar 15. Total leukosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan suhu


Berdasarkan Gambar 15 terlihat bahwa total leukosit dipengaruhi oleh hari

pengamatan (p<0.05) dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). pada hari ke-7 total

leukosit mengalami peningkatan yang signifikan sebesar 85.92% bila

dibandingkan dengan hari ke-0, namun peningkatan ini masih dalam kisaran

normal. Total leukosit normal ikan berkisar antara 30.000-100.000 selmm-3

.

Selanjutnya berdasarkan suhu, total leukosit menurun dengan meningkatnya suhu

media pemeliharaan.

Kualitas Air Media Pemeliharaan Ikan Mas (Cyprinus carpio L)

Data hasil pengukuran kualitas air, berupa pH, Total Amonia Nitrogen

(TAN), Nitrit, dan Oksigen terlarut ikan mas yang dipelihara pada suhu media

yang berbeda disajikan pada Tabel 3. Berdasarkan Tabel 3 terlihat bahwa kadar

oksigen terlarut mengalami penurunan dengan meningkatnya suhu dan lama

waktu pemeliharaan, penurunan terbesar terjadi pada suhu 24⁰C, yakni sebesar

0

0.5

1

1.5

2

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

ERIT

RO

SITx

10

6 sel

mm

-3

HARI SUHU

ab b b

ab b b c

01234567

H-0 H-7 H-14 H-21 S-20 S-24 S-28 S-32

LEU

KO

SITx

10

3 sel

mm

-3

HARI SUHU

a c c b b cb ca

36

17.88%. Selain kelarutan oksigen, pada suhu 24⁰C juga terjadi peningkatan kon-

sentrasi nitrit (NO2) yang tertinggi hingga mencapai 80%. Kedua parameter ini

diduga dapat menyebabkan ikan menjadi stres.

Tabel 3. Rata-rata kualitas air dari setiap perlakuan selama pengamatan

Parameter

Hari dan Suhu

20⁰C 24⁰C 28⁰C 32⁰C

H-0 H-14 H-0 H-14 H-0 H-14 H-0 H-14

pH 7.04 6.72 6.81 6.50 6.43 6.35 6.21 6.07

TAN (mgL-1

) 0.15 0.51 0.20 0.59 0.35 0.48 0.49 0.61

NO2 (mgL-1

) 0.022 0.035 0.020 0.036 0.021 0.033 0.023 0.028

Oksigen terlarut

(mgL-1

)

6.25 6.05 6. 15 5.05 4.93 4.65 4.09 3.94

Sintasan Ikan Mas (Cyprinus carpio L ) yang Dipelihara pada Suhu Media

yang Berbeda

Sintasan adalah jumlah ikan yang berhasil hidup pada akhir masa

pemeliharaan. Dari penelitian ini terlihat bahwa suhu media pemeliharaan 32⁰C

merupakan suhu yang optimal untuk kehidupan ikan mas, karena memiliki nilai

sintasan 100%. Suhu di bawah 32⁰C menunjukkan kondisi yang kurang kondusif

untuk kehidupan ikan mas.

Gambar 16. Persentase sintasan ikan mas pada akhir pengamatan

PEMBAHASAN

Terjadinya peningkatan kadar kortisol terutama pada ikan mas yang

dipelihara pada suhu 20, 24, dan 28⁰C hingga akhir pengamatan atau hari ke-21,

menandakan ikan dalam kondisi stres. Kadar kortisol dalam plasma yang tinggi

93.32 87 91.66 100

0

20

40

60

80

100

20⁰C 24⁰C 28⁰C 32⁰C

SIN

TASA

N %

SUHU

37

merupakan salah satu indikator stres. Secara umum, stres dapat dikategorikan ke

dalam tiga kelompok, yaitu respons stres primer, sekunder, dan tersier. Respons

stres primer ditandai dengan pelepasan hormon katekolamin dan kortisol ke

dalam sirkulasi darah sehingga kadar kortisol di dalam plasma meningkat.

Hormon katekolamin berasal dari jaringan chromaffin, sedangkan kortisol berasal

dari jaringan interrenal. Respons stres sekunder sering juga dikatakan sebagai

efek metabolik yang ditandai dengan meningkatnya kadar glukosa plasma.

Respons stres tersier adalah apabila ikan tidak mampu untuk melakukan aklimasi

atau beradaptasi terhadap stressor, maka ikan akan mengalami gangguan

pertumbuhan dan reproduksi (Iwama dan Nakanishi 1996).

Efek dari tingginya kadar kortisol dalam jangka waktu yang lama dapat

menurunkan reaksi kekebalan ikan. Penurunan reaksi kekebalan ikan tersebut

disebabkan karena kortisol dapat menghambat pembentukan interleukin-1dan 2

sehingga menyebabkan sel limfosit T mati dan tidak dapat merangsang sel

limfosit B untuk memproduksi antibodi (Berne dan Levy 1988). Dengan

demikian, ikan akan mudah terinfeksi oleh parasit, bakteri, jamur, dan virus

(Kubilay dan Ulukoy 2002 ; Varsamos et al. 2006). Kondisi yang sama juga

terjadi peningkatan kadar kortisol pada ikan mas yang mengalami stres pada saat

persiapan panen, pemanenan, setelah panen, dan dalam masa transportasi, yaitu

dari 243±215 hingga 573±108 ngmL-1

(Svobodova et al. 2006). Nilai normal

kadar kortisol ikan Acipenser naccarii pada suhu 17⁰C adalah 32.0±18.7 nmolL-1

,

dan yang dipelihara pada suhu 25⁰C adalah sebesar 107.8±88.0 nmol.L-1

, nilai ini

sudah mengindikasikan kondisi stres kronis (Cataldi et al. 1998). Kadar kortisol

ikan common carp sebelum diberi stresor kepadatan 113.6 kg m−3

, adalah: 19

nmolL-1

dan setelah 87 jam meningkat menjadi 206 nmolL-1

(Raune et al. 2002).

Kadar kortisol normal ikan berkisar antara 19-150 nmol/L (Evans dan Claiborne

2006).

Hormon kortisol sangat penting peranannya dalam kehidupan, karena

kortisol dapat mempengaruhi metabolisme basal, mekanisme pertahanan, tekanan

darah, dan respons terhadap stres. Peningkatan kadar kortisol dalam plasma,

sering dijadikan sebagai indikator utama stres, sedangkan indikator kedua adalah

peningkatan kadar glukosa (Evans dan Claiborne 2006). Selanjutnya Purbayanto

38

et al. (2010) melaporkan bahwa stres dapat menimbulkan efek primer berupa

gangguan hormonal dan metabolik, dan efek sekunder berupa gangguan osmo-

regulasi, perubahan hematologis, dan penurunan imunitas ikan.

Ikan yang mengalami stres akan membutuhkan banyak energi untuk

beradaptasi melawan stres yang disebabkan oleh suhu. Dengan demikian, akan

memicu terjadinya mobilisasi glukosa ke dalam darah (Costas et al. 2008; Porchas

et al. 2009). Hal ini terbukti dengan meningkatnya kadar glukosa plasma pada

hari ke-7 suhu 20⁰C. Perubahan kadar glukosa dalam plasma sering digunakan

sebagai indikator kedua dari respons metabolik terhadap stres pada ikan (Evans

dan Claiborne 2006). Adanya respons stres, akan merangsang hipothalamus untuk

melepaskan corticotrophin releasing factor (CRF), dan CRF ini akan merangsang

kelenjar hipofisa anterior untuk melepaskan hormon adrenocorticotropin

(ACTH), kemudian ACTH akan merangsang sel-sel interrenal (medulla adrenal)

untuk menghasilkan kortisol dan hormon katekolamin, seperti epinefrin

(Wedemeyer 1996). Hormon-hormon ini berperan dalam proses glukoneogenesis

yang akan mendeposisi cadangan glikogen di hati dan otot untuk meningkatkan

kadar glukosa darah (Hastuti 2004).

Perubahan nilai parameter hematologis berkaitan dengan peningkatan

penyebab stres (stressor) (Gabriel et al. 2007). Terjadinya penurunan kadar

hemoglobin, nilai hematokrit, dan total eritrosit pada suhu media pemeliharaan

24⁰C mengindikasikan bahwa ikan mengalami anemia. Sebagai akibat dari

penurunan kadar hemoglobin, maka ketersediaan oksigen di jaringan akan

berkurang atau jaringan mengalami kekurangan oksigen (hipoksia), sehingga

proses metabolisme terganggu. Dengan demikian, ikan akan mengalami

kekurangan energi. Lebih dari 90% oksigen yang dibawa oleh hemoglobin

berasal dari oksigen yang masuk melalui epitel insang secara difusi dan kemudian

berikatan dengan hemoglobin pada sel darah merah yang berada pada kapiler

darah (Evans dan Claiborne 2005).

Kadar hemoglobin ikan common carp adalah 6.40 gdL-1

(Houston dan De

Wilde 1968 dalam Moyle dan Cech 2004), selanjutnya Konstantinov dan

Zdanovich (2007) juga melaporkan bahwa kadar hemoglobin ikan mas pada suhu

30⁰C, adalah sebesar 8.2 gdL-1

. Rafatnezhad et al. (2008) menyatakan bahwa

39

kadar hemoglobin dalam darah ikan berkaitan dengan jumlah eritrosit (sel darah

merah). Nilai pameter hematologis ikan mas, seperti total eritrosit adalah sebesar

3.240±0.046x106 selmm

-3, total leukosit sebesar 9.688 ±1.015x10

3 selmm

-3, dan

kadar hemoglobin sebesar 4.45±0.163 gdL-1

(Ramesh dan Saravanan 2008).

Menurut Hrubec dan Smith (2010) nilai hematokrit ikan berkisar antara 20-45%

dan kadar hemoglobin adalah sebesar 5-10 gdL-1

.

Penghitungan total leukosit penting dilakukan untuk mengetahui status

kesehatan ikan. Sel leukosit pada ikan atau hewan, merupakan sistem pertahanan

yang bertanggung jawab terhadap berbagai serangan penyakit (Gbore et al. 2006).

Tingginya total leukosit pada hari ke-0 disebabkan ikan mengalami stres selama

masa aklimatisasi pada suhu 18⁰C. Secara umum, respons stres pada ikan ditandai

dengan terjadinya kondisi heteropilia dan limpopenia (Hines dan Spira 1973

dalam Stoskopf 1993). Rata-rata total leukosit ikan mas adalah sebesar 9.688 ±

1.015x103 sel mm

-3 (Ramesh dan Saravanan 2008). Menurut Hrubec dan Smith

(2010) total leukosit pada ikan Cyprinus carpio (koi) adalah: 19.900-28.100 sel

mm-3

. Selanjutnya juga dilaporkan bahwa ikan yang mengalami stres, dicirikan

dengan kondisi limfopenia, heterofilia, respons inflamasi, dan meningkatnya

konsentrasi protein dalam darah. Perubahan nilai-nilai ini dipengaruhi oleh suhu

air, pH ekstrim, umur, dan jenis kelamin.

Rendahnya nilai sintasan pada suhu 24°C, diduga ikan mengalami stres

akibat adanya perubahan kualitas air, seperti terjadinya peningkatan konsentrasi

nitrit dan penurunan kadar oksigen terlarut. Peningkatan konsentrasi nitrit dapat

menimbulkan permasalahan pada kegiatan budi daya intensif atau pada budi daya

ikan hias. Konsentrasi nitrit di perairan tidak boleh lebih dari 0.06 mgL-1

(Effendi

2003). Konsentrasi nitrit yang tinggi dalam perairan biasanya berasal dari

pembusukan bahan organik akibat ketidakseimbangan proses nitrifikasi atau

denitrifikasi (Eddy dan Williams dalam Jensen et al. 1993). Keberadaan nitrit

dalam perairan pada konsentrasi tertentu akan masuk ke dalam tubuh dan diikat

oleh darah yang ada di insang pada saat respirasi berlangsung atau yang diserap

melalui epithelium usus. Nitrit ini akan terakumulasi secepatnya di dalam plasma

darah ikan jauh di atas konsentrasi lingkungan perairan. Selanjutnya, nitrit akan

menembus membran sel darah merah dan mengoksidasi besi (Fe+2

) dalam

40

hemoglobin menjadi Fe+3

(ferrihemoglobin) dan dikenal dengan nama

methaemoglobin (Wedemeyer 1996; Jensen 2003). Reaksi pembentukan

methamoglobin adalah:

4Hb (Fe2+)

O2 + 4NO-2 + 4H

+ 4Hb (Fe

3+) + 4NO3 + O2 + 2H2O

Laju pembentukan methaemoglobin akan meningkat dengan meningkatnya

konsentrasi nitrit dalam darah. Kemampuan methaemoglobin untuk mengikat dan

mentranspor oksigen dari lingkungan ke seluruh bagian sel/jaringan sangat

rendah, sehingga akan menyebabkan terjadinya hipoksia (kekurangan oksigen)

dan cyanosis (lebam, biru pada kulit karena darah balik tertahan) (Colt 1983).

Kekurangan kemampuan transpor oksigen akan memberikan warna cokelat pada

darah dan dinamakan penyakit darah cokelat. Tingginya kadar nitrit pada hari ke-

14 pemeliharaan terjadi karena proses akumulasi dari sisa makanan dan hasil

metabolisme dari ikan itu sendiri. Penggunaan pakan yang berlebihan dapat

menyebabkan tingginya amoniak dan nitrit (Triyanto dan Said 2006).

KESIMPULAN

Ikan yang dipelihara pada suhu rendah mengalami stres yang ditandai

dengan tingginya kadar kortisol dan glukosa. Suhu optimal untuk kehidupan ikan

mas adalah 32°C.

UCAPAN TERIMA KASIH

Ucapan terima kasih disampaikan kepada DP2M Dikti yang telah mem-

beri bantuan dana melalui kegiatan penelitian Hibah Bersaing tahun 2010.

DAFTAR PUSTAKA

Berne R, Levy MN. 1988. Physiology. Second Edition. Mosby Company. St.

Louis. Washington, DC. Toronto. Halaman 962-969.

Buchmann K, Bresciani J. 2006. Monogenia (Phylum Platyhelmintes). Dalam

Woo PTK. Fish diseases and disorders. Volume 1 Protozoa and metazoan

infections 2nd

edition. University of Guelph Canada. Halaman 297-344.

41

Cataldi E, P.Di Marco, Mandich A, Cataudella S. 1998. Serum parameter of

adriatic sturgeons Acipenser naccarii (Pisces: Acipenseriformes): effects

of temperature and stress. Comparative Biochemistry and Physiology Part

A 121: 351–354.

Colt J. 1983. Pond culture practices. In JE. Lannan, RO. Smitherman, and

G.Tchobanoglous (eds.). Principle & Practices of Pon Aquaculture: A

State of the Art Review. Oregon State University, Newport, Oregon.

Halaman 187-195.

Costas B, Aragao C, Mancera JM, Dinis MT, Conceicao LEC. 2008. High

stocking density induces crowding stress and affects amino acid

metabolism in Senegalese sole Solea senegalensis (Kaup 1858) juveniles.

Aquaculture Research 39: 1-9.

Effendi MI.1979. Metode biologi perikanan. Yayasan Dewi Sri. Bogor 112

halaman

Effendi H. 2003. Telaah kualitas air bagi pengelolaan sumberdaya dan

lingkungan perairan. Kanisius Yogyakarta. 258 halaman.

Evans DH, Claiborne JB. 2006. The physiology of fishes. Third Edition.Taylor &

Francis. Halaman. 231–340.

Flajšhans M, Hulata G. 2007. Common carp-Cyprinus carpio. Genimpact final

scientific report. Halaman 32-39.

Gabriel UU, Amakiriand EU, Ezeri GNO. 2007. Haematology and gill pathology

of Clarias gariepinus exposed to refined petroleum oil, kerosene under

laboratory conditions. Journal of Animal and Veterinary Advances 6(3):

461–465.

Gbore FA, Oginni O, Adewole AM, Aladetan JO. 2006. The effect of

transportation and handling stress on haematology and plasma

biochemistry in fingerlings of Clarias gariepinus and Tilapia zilii. Word

Journal of Agriculture Sciences 2(2): 208-212.

Hastuti S. 2004. Respons fisiologi ikan gurami (Osphronemus gouramy, Lac.)

yang diberi pakan mengandung kromium-ragi terhadap penurunan suhu

lingkungan. (disertasi). Bogor: Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian

Bogor. Halaman 12-44.

Hrubec TC, Smith SA. 2010. Hematology of Fishes.Dalam Weiss DJ dan

Wardrop KJ Schalm’sVeterinary hematology 6rd

edition.Wiley- Blackwell.

Ltd., Publication. Halaman 994–1003.

Jensen FB. 2003. Nitrite disrupts multiple physiological function in aquatic

animals. Comparative Biochemistry and Physiology 135: 9-24.

42

Jensen FB, Nikinmaa M, and Weber RE. 1993. Environmental perturbations of

oxygen transport in teleost fishes: causes, cosequences and

compensations. Dalam Rankin JC. and Jensen FB. (eds.), Fish

Ecophysiology. Chapman & Hall. London. Halaman 161-175.

Johnny F, Zafran, Rosa D, Mahardika K. 2003. Hematologis beberapa spesies

ikan laut budi daya. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia. 9 (4): 63-71

Konstantinov AS, Zdanovich VV. 2007. Influence of temperature oscillations on

some hematological value and metabolism of fish. Moscow University

Biological Sciences Bulletin 62(2): 59–61.

Kubulay A, Ulukoy G. 2002. The effects of acute stress on rainbow trout

(Oncorhynchus mykiss). Turkish Journal of Zooloogy 26: 249-254.

Mattjik AA, Sumertajaya IM. 2006. Perancangan percobaan dengan aplikasi SAS

dan Minitab. IPB Press. 276 halaman.

Moyle PB, Cech JJ. 2004. Fishes an introduction to ichthyology. Fifth edition.

Prentice-Hall, Inc. Upper Saddle River, NJ 07458. Halaman 51-75.

Nikoskelainen S, Bylund G, Lilius EM. 2004. Effect of environmental

temperature on rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) innate immunity.

Developmental and Comparative Immunology 28: 581-592.

Nofrizal, Yanase K, Arimoto T.2009. Effect of temperatur on the swimming

endurance and post-exercise recovery of jack mackerel Trachurus

japonicus as determined by monitoring. Fish Sciences 75: 1369-1375.

Porchas MM, Cardova LRM, Enriquez RR. 2009. Cortisol and glucosa: Reliable

indicators of fish stress?. Pan-American Journal of Aquatic Sciences 4(2):

158-178.

Purbayanto A, Riyanto M, Fitri ADP. 2010. Fisiologi dan tingkah laku ikan pada

perikanan tangkap. IPB Press. 208 halaman.

Rafatnezhad S, Falahatkar B, GilaniMHT. 2008. Effects of stocking density on

haematological parameter, growth and fin erosion of great sturgeon (Huso

huso) juvenile. Aquaculture Research 39:1506–1513.

Ramesh M, Saravanan M. 2008. Haematological and biochemical responses in a

freshwater fish Cyprinus carpio exposed to chlorpyrifos. International

Journal of Integrative Biology 3(1): 80–83.

Ramsay JM, Feist GW, Varga ZM, Westerfield M, Kent ML, Schreek CB. 2006.

Whole-body cortisol is an indicator of crowding stress in adult zebrafish,

Danio rerio. Aquaculture 258: 565-574.

43

Rigal F, Thibaud C, Catherine LN, Guy C, Jean-Antoine T, Fabien A, Patrick B.

2008. Osmoregulation as a potensial factor for the differential distribution

of two cryptic gobiid spesies, Pomatoschistus microps and P. marmoratus

in French Mediterranean lagoons. Scientia Marina 72(3): 469–476.

Ruane NM, Carballo EC, Komen J. 2002. Increased stocking density influences

the acute physiological stress response of common carp (Cyprinus carpio

L). Aquaculture Research 33: 777-784.

Stoskopf SK. 1993. Immunology. Dalam Stoskopf MK Fish medicine. WB.

Saunders Company. Harcout Brace Jovanovich, Inc. Philadelphia London

Toronto Montreal Sydney Tokyo. Halaman 149–159.

Svobodova Z, Vykusova B, Modra H, Jarkovsky J, Smutna M. 2006.

Haematological and biochemical profile of harvest-size carp during

harvest and post harvest storage. Aquaculture Research 37: 959–965.

Triyanto, Said DS. 2006. Pengaruh perlakuan jenis pakan yang berbeda terhadap

pertumbuhan ikan pelangi (Marosatherina ladigesi). Jurnal Iktiologi

Indonesia 6 (2): 85-90.

Varsamos S, Flik G, Pepin JF, Wendelaar, Bonga SE, Breul G. 2006. Husbandry

stress during early life stages affects the stress response and health status

of juvenile seabass, Dicentrarchus labrax L. Fish and Shellfish

Immunology 20: 83-96.

Wedemeyer GA. 1996. Physiology of fish in intensive culture system. Chapman

and Hall. 115 Fifth Avenue New York. 232 halaman.

TEMPERATURE STRESS RESPONSE OF COMMON CARP

(Cyprinus carpio L) AFTER INFECTION WITH Ichthyophthirius multifiliis


ABSTRACT

This study was conducted to determine the physiological properties of

common carps (Cyprinus carpio L) which were infected by Ichthyophthirius-

multifiliis (ich) in theront stadia, and kept at three different media temperatures.

The design of the experiment was a Factorial in Time with two factors

(temperature and observation times) and three replications. Fish was infected with

theront by 5.000 cellsL-1

and then was exposed for 7 days to mediatemperatures of

20, 24, and 28ºC. To maintain the water temperature, electric heaters were used.

Five hundred and forty common carps with 5-7 cm of length and two months of

age were used in the experiment. Parameters measured were haemoglobin,

hematocrit, total red blood cells, and white blood cells, cortisol levels, glucose,

osmolarity values, histology of gill, and survival rate. Parameter measurements

were performed three times; at the beginning before treatment (day 0), 3rd

, and

5th

day after infection. The results showed that the temperature and ich infection

influenced haematological values of fish at 20ºC media temperature. Hematocrit

and erythrocytes decreased until the end of the treatment (5th

day), while the total

leucocyte increased. The physiological properties of fish were characterized by

the increase in cortisol and glucose levels to temperature (20ºC) but decrease in

osmolarity value. The highest cortisol and glucose levels were observed in the

3rd

day after infection at 20ºC media temperature (cortisol 657 nmolL-1

and

glucose 77.44±18.09mg 100 dL-1

). Osmolarity values decreased until the last day

of observation for all treatments with the lowest value at 20ºC media temperature

(275.00±25.69 mMkg-1

H2O). Conclusion, fish that was kept at 20ºC and infected

with ich experienced more stress than fish kept in 24 and 28ºC temperatures.

Keywords: Cyprinus carpio L, Ichthyophthirius multifiliis, temperature, stress.

PENDAHULUAN

Usaha budi daya ikan mas sudah banyak dilakukan masyarakat secara

intensif, baik yang dipelihara di kolam, keramba, maupun jaring apung.

Pemeliharaan ikan mas umumnya dilakukan dengan kepadatan tinggi, dan

pemberian pakan yang maksimal agar ikan tumbuh dengan cepat. Namun, usaha

ini sering juga mengalami kegagalan karena adanya serangan penyakit sehingga

dapat menimbulkan kematian yang berkisar antara 30-90%, bahkan dapat

mencapai 100% apabila kondisi lingkungan sangat ekstrim dan adanya

mikroorganisme patogen (Supriyadi dan Komarudin 2003). Salah satu jenis

46

penyakit yang menyerang benih ikan air tawar adalah penyakit Ichthyophthiriasis,

yang disebabkan oleh parasit Ichthyophthirius multifiliis (ich).

Parasit ich dapat menyerang organ bagian luar ikan, seperti kulit, sirip,

mata, dan insang. Patogenitas ich dapat menimbulkan kematian pada ikan

peliharaan, terutama yang berukuran benih (kematian hingga100%) dalam waktu

relatif singkat sehingga dapat menimbulkan kerugian secara ekonomis (Ogut et al.

2005). Selain menimbulkan kerugian secara materi juga dapat berdampak buruk

pada kekurangan sumber protein asal hewani, karena ikan merupakan sumber

protein asal hewani yang sangat baik untuk memenuhi kebutuhan gizi masyarakat.

Parasit ini bersifat obligat dan hidup atau tinggal di bawah epitelium kulit,

insang, dan sirip, serta memakan jaringan inangnya (Lobo-da-Cunha dan Azevedo

1990). Selanjutnya Lobo-da-Cunha dan Azevedo (1994) menyatakan bahwa ich

stadia dewasa,yang dinamakan trophozoid akan lepas dari tubuh ikan, kemudian

membentuk kista, hidup bebas di perairan atau menempel pada substrat, dan

melanjutkan siklus hidupnya. Xu et al. (2000) melaporkan bahwa theront adalah

stadia infektif dari ich yang menyerang ikan Lepomis macrochirus, kemudian

menempel dan berkembang menjadi trophont (trophozoid) serta bergerak secara

memutar pada jaringan epidermis ikan tersebut. Lebih dari 88% theront dapat

menempel pada sirip, insang, dan kulit setelah satu jam pascainfeksi.

Pengendalian penyakit Ichthyophthiriasis ini sudah dilakukan dengan

menggunakan antibiotik dan bahan kimia, namun hasilnya belum memuaskan

karena bahan tersebut tidak dapat membunuh semua stadia ich. Dampak lain

penggunaan bahan tersebut adalah pencemaran lingkungan dan menimbulkan

resistensi pada mikroorganisme patogen. Kesulitan dalam mengatasi penyakit ini

dikarenakan siklus hidup ich sangat dipengaruhi oleh perubahan suhu lingkungan

pemeliharaan.

Suhu merupakan faktor pengontrol dalam usaha budi daya. Fluktuasi suhu

siang dan malam hari dapat menimbulkan stres pada ikan. Hal ini terbukti dari

hasil penelitian tahap pertama bahwa suhu dapat mempengaruhi kondisi fisiologis

dan hematologis ikan. Pada suhu 24⁰C, sintasan ikan mas paling rendah dan dari

ikan yang mati terlihat adanya gejala terinfeksi parasit. Hasil tersebut dijadikan

dasar untuk penelitian tahap kedua. Penelitian pada tahap kedua ini bertujuan

47

untuk mengkaji respons stres ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan dipelihara

pada suhu media yang berbeda.

BAHAN DAN METODE

Tempat dan Waktu

Penelitian ini telah dilaksanakan di Laboratorium Fisiologi Hewan Air

FPIK, dan Laboratorium Fisiologi FKH IPB. Waktu pelaksanaan dimulai bulan

Februari sampai dengan Maret 2011.

Bahan dan Alat

Ikan Uji

Sebanyak 540 ekor ikan mas berukuran 5-7 cm telah digunakan dalam

penelitian ini. Ikan mas ini berasal dari salah satu panti pembenihan di daerah

Kecamatan Ciampea, Kabupaten Bogor. Ikan uji dipelihara dalam akuarium

berukuran 60x45x35 cm3, yang diisi air sebanyak 60L, dengan padat tebar satu

ekor L-1

, dan diberi aerasi. Air yang digunakan untuk pemeliharaan ikan uji

terlebih dahulu diberi perlakuan agar terbebas dari mikroorganisme patogen, yaitu

pertama dimasukkan larutan hipoklorid 30 ppm dan diaerasi selama 24 jam

kemudian ditambahkan 10-15 ppm natriumtiosulfat setelah satu minggu baru air

tersebut dapat dipergunakan. Sebelum diinfeksi, ikan uji terlebih dahulu

dibebaskan dari mikroorganisme patogen lainnya dengan cara merendam di

dalam larutan kalium permanganat (5 ppm) selama 15-20 menit. Untuk

memastikan bahwa ikan uji tidak ada terinfeksi oleh I. multifiliis adalah dengan

cara menyampling ikan stok sebanyak 15 ekor, kemudian diperiksa lendir yang

ada di permukaan tubuh dan insang di bawah mikroskop. Selama penelitian ikan

diberi pakan tiga kali sehari sampai kenyang (ad libitum).

Kultur Theront dari Ichthyophthirius multifiliis (Ich)

Stadia theront diperoleh dari kultur trophozoid. Trophozoid adalah ich

stadia dewasa yang berasal dari 200 ekor ikan sakit yang positif terinfeksi ich

(Lampiran 1). Trophozoid didapatkan dengan cara mengerik lendir yang ada pada

permukaan tubuh dengan menggunakan pisau scalpel. Kemudian lendir hasil

48

kerikan dimasukkan ke dalam petridis yang telah diisi akuades, dan selanjutnya

diinkubasi pada suhu ruang selama18-24 jam sehingga didapatkan stadia theront

(Syawal et al. 2007).

Penginfeksian

Ikan diinfeksi dengan ich stadia theront. Kepadatan theront yang

diinfeksikan 5.000 selL-1

(Lampiran 2). Penginfeksian dilakukan selama 30

menit, dengan cara merendam ikan uji dalam wadah (bervolume 30 L) yang berisi

theront dan selama penginfeksian tetap diberi aerasi. Setelah dilakukan

penginfeksian, ikan dikembalikan ke dalam akuarium sesuai perlakuan, dan

dipelihara selama satu minggu.


Darah diambil dari vena caudalis dengan menggunakan syringe (1 mL) yang

diberi heparin sebagai antikoagulan. Sebelum darah diambil, ikan terlebih dahulu

dibius dengan phenoxyethanol dosis 0.3 mLL-1

air (Rigal et al. 2008). Sebagian

darah yang didapat, langsung digunakan untuk mengukur kadar hemoglobin, nilai

hematokrit, total eritrosit, dan total leukosit. Sisanya, diambil plasmanya dengan

menggunakan sentrifuse dan plasma tersebut digunakan untuk mengukur kadar

kortisol, kadar glukosa, dan nilai osmolaritas.

Parameter yang Diukur

Pengukuran parameter dilakukan tiga kali, yaitu pada hari ke-0 sebelum

dilakukan penginfeksian, pada hari ke-3 pascainfeksi, dan pada hari ke-5

pascainfeksi. Adapun parameter yang diukur adalah gambaran darah (meliputi:

hemoglobin, hematokrit, total eritrosit, dan total leukosit), diferensial leukosit,

kadar kortisol, kadar glukosa, nilai osmolaritas, histologi jaringan insang, dan

prevalensi, serta sintasan. Kadar hemoglobin diukur dengan metode

Cyanmethemoglobin modifikasi dari Merck, dengan kit produksi Human. Nilai

hematokrit, total eritrosit, total leukosit, dan diferensiasi leukosit diukur dengan

mengikuti prosedur Johnny et al. (2003). Kadar kortisol diukur dengan meng-

gunakan metode RIA (radio immune assay) kit (CORTISOL[125I] RIA KIT (Ref:

RK-240CT) IZOTOP, kadar glukosa diukur dengan metode enzimatis

49

colorimetric kit GLUCOSE liquicolor GOD-PAP produksi Human, nilai

osmolaritas plasma diukur langsung dengan menggunakan OSMOTAT 030.

Persentase prevalensi ich pada ikan didapat dengan menggunakan rumus P = Jt/ Jo

x 100. P adalah prevalensi, Jt adalah jumlah ikan yang terinfeksi dan Jo adalah

jumlah ikan yang diperiksa. Persentase sintasan ditentukan dengan rumus: S = Nt

/ No x 100, Effendi (1979). S adalah sintasan, Nt adalah jumlah ikan yang hidup

pada akhir pengamatan, dan No adalah jumlah ikan pada awal pemeliharaan.

Gambaran jaringan insang dianalisis melalui preparat histologis yang diwarnai

dengan Hematoksilin dan Eosin (HE).

Rancangan Percobaan

Rancangan percobaan yang digunakan adalah Faktorial dalam Waktu, dan

yang menjadi perlakuan adalah suhu media pemeliharaan (20⁰C, 24⁰C, dan

28⁰C) dan waktu pengamatan adalah (hari ke-0, hari ke-3,dan hari ke-5

pascainfeksi). Masing-masing perlakuan memiliki tiga ulangan.

Analisis Data

Data yang didapatkan disajikan dalam bentuk tabel dan grafik. Data diuji

secara statistik dengan analisis ragam (ANOVA) menggunakan perangkat lunak

software SAS 9.1,.3 dan minitab 16 (Mattjik dan Sumertajaya 2006). Gambaran

histologi dibahas secara deskriptif.


HASIL

Gambaran Darah Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Hasil pengamatan terhadap gambaran darah, mencakup hemoglobin,

hematokrit, total eritrosit, dan total leukosit disajikan pada Tabel 4. Berdasarkan

data pada Tabel 4 terlihat bahwa kadar hemoglobin ikan mas setelah diinfeksi

dengan ich (stadia theront) mengalami peningkatan selama pengamatan, baik

berdasarkan waktu (hari) pengamatan maupun suhu media pemeliharaan (p<

0.01). Peningkatan kadar hemoglobin tertinggi terjadi pada hari ke-5 pada suhu

20⁰C, yakni sebesar 138.14% bila dibandingkan dengan hari ke-0, sedangkan rata-

50

rata kadar hemoglobin tertinggi berdasarkan suhu media pemeliharaan diperoleh

pada suhu 28⁰C hari kelima. Untuk lebih jelasnya, perubahan kadar hemoglobin

hasil interaksi antara hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan ditampilkan

pada Gambar 17.

Tabel 4. Rataan nilai gambaran darah ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan

dipelihara pada suhu yang berbeda


Nilai P 20⁰C 24⁰C 28⁰C

Hemoglobin H0 3.72 ±0.57 4.71 ± 1.31 6.13 ± 2.39 B

(gdL-1

) H3 9.68 ±1.95 11.14 ± 1.64 10.98 ± 1.22 A 0.0005

H5 10.57 ± 3.06 11.83 ± 1.64 12.26 ± 0.72 A

B AB A

Hematokrit

(%)

H0 15.00 ± 1.20 18.25 ± 0.95 18.90 ± 3.48 A

H3 8.45 ± 1.84 12.63 ± 2.66 13.94 ± 3.51 B 0.006

H5 24.75± 3.72 9.17 ± 4.17 20.50 ± 2.27 A

A A A

T. eritrosit

(x106selmm

-3)

H0 2.95 ± 0.30 3.93 ± 0.61 3.05 ± 1.06 A

0.0111 H3 2.21 ± 0.51 2.60 ± 0.51 2.22 ± 0.94 B

H5 2.57 ± 1.24 2.56 ± 0.62 2.96 ± 0.92 AB

A A A

T. Leukosit

(x103sel mm

-3)

H0 5.74 ± 1.64 8.53 ± 4.26 1.87 ± 1.26 A

0.0016 H3 4.11 ± 0.69 4.60 ± 1.76 5.05 ± 0.07 A

H5 10.50 ± 2.16 2.60 ± 0.63 3.90 ± 1.31 A

A AB B

Keterangan:

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang sama pada

baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata, P< 0.05.

Gambar 17. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari

pengamatan dan suhu media setelah diinfeksi dengan ich

0

5

10

15

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

HEM

OG

LOB

IN g

/dL

HARI SUHU

a a b ab ab

51

Berdasarkan Gambar 17 terlihat bahwa kadar hemoglobin dipengaruhi oleh

hari pengamatan (p<0.01) dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Kadar

hemoglobin meningkat sejalan dengan lamanya masa pemeliharaan dan

meningkatnya suhu media pemeliharaan. Hal ini diduga ada hubungannya dengan

kondisi yang dialami oleh ikan akibat diinfeksi dengan ich dan dipelihara pada

suhu media yang berbeda. Meningkatnya suhu media pemeliharaan dapat menu-

runkan kandungan oksigen terlarut di dalam air sehingga dapat menyebabkan ikan

kekurangan oksigen. Selain itu, kekurangan oksigen di jaringan juga bisa dise-

babkan oleh keberhasilan ich menginfeksi insang ikan. Kekurangan oksigen ini

dapat memicu pembentukan darah merah yang salah satunya ditandai dengan

meningkatnya kadar hemoglobin.

Berdasarkan Tabel 4, nilai hematokrit ikan mas setelah diinfeksi dengan ich

dipengaruhi oleh suhu media pemeliharaan dan lama pengamatan (p<0.05). Nilai

hematokrit mengalami penurunan pada hari ketiga dan kembali meningkat pada

hari kelima pada ikan yang dipelihara pada suhu 20 dan 28⁰C, namun pada suhu

24⁰C mengalami penurunan hingga akhir pengamatan, yakni sebesar 49.75% dari

nilai awal (H-0). Penurunan nilai hematokrit ini diduga ada hubungan antara

terjadinya infeksi pada ikan akibat invasi sel theront. Untuk melihat perubahan

nilai hematokrit hasil interaksi antara hari pengamatan dan suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 18. Dari data terlihat bahwa nilai

hematokrit dipengaruhi oleh hari pengamatan (p< 0.01) namun tidak dipengaruhi

oleh suhu media pemeliharaan.

Gambar 18. Nilai hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari


0

5

10

15

20

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

HEM

ATO

KR

IT %

HARI SUHU

a b a

52

Pada Tabel 4 terlihat bahwa total eritrosit ikan mas dipengaruhi oleh infeksi

ich dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). Pengaruh infeksi ich terhadap total

eritrosit hasil interaksi antara level hari pengamatan atau suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 19.

Gambar 19. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


Berdasarkan Gambar 19 terlihat bahwa total eritrosit hanya level waktu

pengamatan yang memberikan beda nyata (p<0.05). Total eritrosit pada hari

ketiga mengalami penurunan yang berarti bila dibandingkan dengan H-0. Hal ini

diduga pada hari ketiga sudah terjadi infeksi pada ikan yang disebabkan oleh ich

sehingga menyebabkan turunnya total eritrosit, dan pada hari kelima kembali

meningkat. Hal ini mengindikasikan bahwa ikan sudah mampu mengatasi

terjadinya infeksi.

Perubahan nilai total leukosit ikan mas setelah diinfeksi dengan ich dan

dipelihara pada suhu media yang berbeda selama pengamatan ditampilkan pada

Tabel 4. Dari data pada Tabel 4 terlihat bahwa total leukosit ikan yang dipelihara

pada suhu 20⁰C mengalami peningkatan hingga akhir pengamatan. Hal ini

menandakan terjadi infeksi yang berat sebagai akibat dari kondisi stres ikan pada

suhu rendah. Untuk lebih jelasnya perubahan total leukosit berdasarkan interaksi


Gambar 20. Berdasarkan Gambar 20 terlihat bahwa total leukosit ikan mas yang

diinfeksi dengan ich hanya berpengaruh nyata berdasarkan waktu pengamatan

(p<0.05). Pada hari ketiga, total leukosit mengalami peningkatan sebesar 214.31%

00.5

11.5

22.5

33.5

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

ER

ITR

OS

IT x

10

6se

lmm

-3

HARI SUHU

a b ab

53

bila dibandingkan dengan hari ke-0 yang diduga merupakan reaksi pertama dari

infeksi ich.

Gambar 20.Total leukosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


Diferensiasi Sel Leukosit Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Hasil pengamatan terhadap diferensiasi sel leukosit, mencakup limfosit,

monosit, dan neutrofil ikan mas yang telah diinfeksi dengan ich dan dipelihara

pada suhu media yang berbeda disajikan pada Tabel 5. Berdasarkan data pada

Tabel 5 terlihat bahwa infeksi ich mempengaruhi persentase limfosit (p<0.05).

Nilai limfosit ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C mengalami penurunan hingga

hari kelima, demikian juga pada ikan yang dipelihara pada suhu 28⁰C. Nilai

limfosit dari ikan yang dipelihara pada suhu 24⁰C mengalami peningkatan pada

hari ketiga dan kembali menurun pada hari kelima. Untuk lebih jelasnya,

perubahan nilai limfosit hasil interaksi antara level hari pengamatan atau suhu

media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 21. Dari gambar terlihat bahwa

penurunan limfosit hanya terjadi pada hari kelima (p<0.01). Semua tingkatan suhu

media pemeliharaan mempengaruhi jumlah limfosit (p<0.05).

Perubahan nilai persentase monosit ikan mas setelah diinfeksi dengan ich

dan dipelihara pada suhu media yang berbeda disajikan pada Tabel 5. Berdasarkan

data pada Tabel 5 terlihat bahwa terjadi peningkatan nilai persentase monosit

untuk semua kelompok ikan yang dipelihara (p<0.05). Peningkatan ini

sehubungan dengan fungsi sel monosit, yaitu berperan dalam proses fagositosis.

Dengan demikian, perubahan nilai persentase monosit ini erat hubungannya

0

5

10

15

20

25

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

LEU

KO

SIT

x10

3 sel

mm

-3

HARI SUHU

a ab b

54

dengan keberhasilan ich menimbulkan infeksi pada ikan. Untuk lebih jelasnya

perubahan nilai monosit berdasarkan interaksi antara level hari pengamatan atau

suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 22. Nilai monosit meningkat

hanya pada hari kelima (p<0.05) dan pada suhu media pemeliharaan 28⁰C

(p<0.05).

Tabel 5. Persentase nilai diferensiasi sel leukosit ikan mas yang diinfeksi dengan

ich dan dipelihara pada suhu yang berbeda


20⁰C 24⁰C 28⁰C Nilai P

Limfosit H0 54.75 ± 3.86 53.05 ± 3.86 52.85 ± 3.86 A 0.0005

% H3 51.25 ± 5.50 56.50 ± 1.91 38.00 ± 3.37 A

H5 45.75 ± 3.10 44.75 ± 2.75 38.00 ± 0.82 B

B A C

Monosit

%

H0 38.50 ± 4.93 37.05 ± 4.93 37.75 ± 4.93 B 0.0001

H3 41.75 ± 4.65 37.25 ± 0.96 51.25 ± 4.57 B

H5 42.50 ± 5.00 48.25 ± 2.63 50.25 ± 3.50 A

B B A

Neutrofil

%

H0 7.50 ± 3.70 8.50 ± 3.70 7.50 ± 3.70 A 0.0412

H3 10.00 ± 1.63 6.25 ± 2.06 10.75 ± 2.22 A

H5 11.75 ± 2.63 7.00 ± 4.16 9.25 ± 3.77 A

A B A

Keterangan:

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standardeviasi. Huruf yang sama pada

baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata, P< 0.05

Gambar 21. Persenase limfosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


0102030405060

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

LIM

FOSI

T %

HARI SUHU

a b b a c

55

.

Gambar 22. Persentase monosit ikan mas hasil interaksi pada level hari


Persentase neutrofil ikan mas setelah diinfeksi dengan ich dan dipelihara

pada suhu media yang berbeda disajikan pada Tabel 5. Berdasarkan data tersebut

terlihat bahwa nilai neutrofil dipengaruhi oleh infeksi ich (p<0.05). Pada suhu

20⁰C nilai neutrofil mengalami peningkatan terus hingga hari ke-5, mencapai

56.66%. Demikian juga dengan ikan yang dipelihara pada suhu 24⁰C mengalami

peningkatan hingga hari ke-5, sebesar 42.30%. Selanjutnya untuk melihat

perubahan nilai neutrofil hasil interaksi level hari atau suhu lingkungan

ditampilkan pada Gambar 23.

Gambar 23. Persentase neutrofil ikan mas hasil interaksi pada level hari


Berdasarkan Gambar 23 terlihat bahwa peningkatan nilai neutrofil pada

ikan mas yang diinfeksi ich hanya dipengaruhi oleh suhu media (p<0.05).

0

10

20

30

40

50

60

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

MO

NO

SIT

%

HARI SUHU

b b a b b a

0

2

4

6

8

10

12

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

NEU

TRO

FIL

%

HARI SUHU

a b a

56

Kadar Kortisol dan Kadar Glukosa Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Hasil pengukuran kadar kortisol dan glukosa ikan mas yang diinfeksi

dengan ich dan dipelihara pada suhu media yang berbeda disajikan pada Tabel 6.

Dari data pada Tabel 6 terlihat bahwa infeksi ich dapat mempengaruhi kadar

kortisol (p<0.01). Berdasarkan data tersebut di atas terlihat bahwa kadar kortisol

ikan pada hari ketiga pascainfeksi dengan ich dan dipelihara pada suhu 20°C

memiliki kadar tertinggi. Selanjutnya untuk melihat perubahan kadar kortisol ha-

sil interaksi antara level hari pengamatan atau suhu media pemeliharaan

ditampilkan pada Gambar 24.

Tabel 6. Rataan kadar kortisol dan glukosa ikan mas yang diinfeksi dengan ich

dan dipelihara pada suhu yang berbeda

Waktu Suhu media pemeliharaan


Kortisol*

(nmolL-1

)

H0 434.38 402.44 350.89 B

0.000 H3 657.58 547.98 439.19 A

H5 293.95 279.32 488.25 C

A C B

Glukosa

(mgdL-1

)

H0 48.12 ± 2.65 48.57 ± 5.14 45.71 ± 9.16 A

0.5317 H3 77.44 ± 2.89 59.51 ± 9.78 50.89 ± 7.87 A

H5 60.06 ± 8.77 51.96 ± 7.23 61.14 ± 9.95 A

A A A

Keterangan: * kadarkortisol berasaldari plasma yang dipool

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan, ± standar deviasi. Huruf yang sama pada

baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata P < 0.05

Gambar 24. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari


0

100

200

300

400

500

600

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

KO

RT

ISO

Lnm

olL

-1

HARI SUHU

b a ca c b

57

Bedasarkan Gambar 24 terlihat bahwa penginfeksian ich mempengaruhi

kadar kortisol berdasarkan hari pengamatan (p<0.01) dan suhu media (p<.0.01)

Tingginya kadar kortisol ini menandakan ikan dalam kondisi stres berat karena

diinfeksi dengan ich dan dipelihara pada suhu rendah. Seiring dengan perubahan

kadar kortisol juga akan diikuti oleh perubahan kadar glukosa. Namun demikian

pada penelitian ini kadar glukosa tidak berpengaruh nyata

Nilai Osmolaritas Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Hasil pengukuran nilai osmolaritasikan mas yang diinfeksi dengan ich dan

dipelihara pada suhu media yang berbeda disajikan pada Tabel 7. Dari data pada

Tabel 7 terlihat bahwa nilai osmolaritas dipengaruhi oleh hari pengamatan dan

suhu media pemeliharaan (p<0.05). Nilai osmolaritas terendah didapatkan dari

ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C pada hari ketiga. Rendahnya nilai

osmolaritas ini diduga disebabkan karena keberhasilan ich menginfeksi ikan

terutama pada organ insang dan kulit. Kedua organ tersebut berfungsi sebagai

osmoregulator. Terjadinya kerusakan pada insang akibat ich menyebabkan

banyaknya air yang masuk ke dalam tubuh sehingga konsentrasi zat-zat terlarut

akan berkurang, dengan demikian nilai osmolaritas menjadi rendah. Selanjutnya

untuk melihat perubahan nilai osmolaritas hasil interaksi level hari pengamatan

dan suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 25. Berdasarkan Gambar

25 terlihat bahwa nilai osmolaritas dipengaruhi oleh hari pengamatan (p<0.05)

dan suhu media pemeliharaan (p< 0.05). Pada hari ketiga nilai osmolaritas

mengalami penurunan yang signifikan pascadiinfeksi dengan ich.

Tabel 7. Nilai osmolaritas ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan dipelihara

pada suhu yang berbeda



Osmolaritas

mMolkg-1

H2O

H-0 303.33 ± 5.51 302.00 ± 4.36 320.33 ± 11.55 A

0.0008 H-3 247.50 ± 24.78 284.17 ± 19.53 283.50 ± 22.50 B

H-5 287.50 ± 16.53 366.83 ± 10.37 325.83 ± 23.23 A

B A A

Keterangan:

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi.Huruf yang berbeda

pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan beda nyata P < 0.05

58

Gambar 25. Kadar osmolaritas ikan mas hasil interaksi pada level hari


Gambaran Histologi Insang Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Gambaran histologi insang ikan 72 jam pascainfeksi dengan ich pada

suhumedia pemeliharaan yang berbeda ditampilkan pada Gambar 26. Gambar 26a

adalah preparat histologis insang ikan pada suhu media pemeliharaan 20⁰C yang

menunjukkan adanya perbesaran sel (hiperseluler), banyaknya sel-sel goblet, dan

adanya infiltrasi sel limfosit. Disimpulkan bahwa insang ikan mengalami

inflamasi. Selanjutnya pada Gambar 26b terlihat bahwa infiltrasi sel limfosit yang

ditemukan sangat sedikit jumlahnya bila dibandingkan dengan Gambar 26a, dan

tidak ditemukan adanya perbesaran sel, sedangkan pada Gambar 26c juga

ditemukan infiltrasi sel limfosit, namun jumlahnya juga tidak sebanyak pada

Gambar 26a. Dapat disimpulkan bahwa insang ikan pada suhu media air

pemeliharaan 24⁰C dan 28⁰C tidak mengalami inflamasi.

Prevalensi Ich dan Sintasan Ikan Mas yang Diinfeksi dengan Ich

Persentase prevalensi ich pada ikan mas disajikan pada Tabel 8.

Berdasarkan Tabel 8 terlihat bahwa prevalensi ich dipengaruhi oleh suhu media

pemeliharaan (p<0.05). Pada suhu 20⁰C prevalensi ich lebih tinggi bila

dibandingkan dengan ikan yang dipelihara pada suhu media 24 dan 28⁰C.

Tingginya prevalensi ich menandakan bahwa patogenitas ich tinggi pada suhu

20⁰C. Selain itu juga diduga bahwa ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C sudah

mengalami stres sehingga mudah terinfeksi.

Sintasan ikan mas yang diinfeksi dengan ich dipengaruhi oleh suhu media

pemeliharaan (p<0.01). Rendahnya sintasan yang dihasilkan menandakan bahwa

50

100

150

200

250

300

350

H-0 H-3 H-5 S-20 S-24 S-28

Osm

ola

rita

sm

Mo

lkg-1

H2O

HARI SUHU

a a b a ab

59

kisaran suhu 20⁰C sampai 28⁰C merupakan kisaran suhu yang baik untuk ich

melakukan invasi pada ikan.

Gambar 26a.Preparat histologis insang ikan mas 72 jam pascainfeksi

pada suhu 20⁰C (Pewarnaan H&E, Bar 200 μm)

Keterangan: (a) hiperseluler : (b) infiltrasi sel limfosit : (c) sel goblet

Gambar 26b. Preparat histologis insang ikan mas 72 jam pascainfeksi

pada suhu 24⁰C(Pewarnaan H&E, Bar 200μm)

Keterangan: (1) hiperseluler : (2) sel goblet: (3) infiltrasi sel limfosit.

3

2

1

2

3

1

60

Gambar 26c. Preparat histologis insang ikan mas 72 jam pascainfeksi

pada suhu 28⁰C (Pewarnaan H&E, Bar 200 μm)

Keterangan: (1) hiperseluler : (2) sel goblet : (3) infiltrasi sel limfosit

Tabel 8. Rataan Persentase prevalensi ich dan sintasan ikan mas yang diinfeksi

dengan ich dan dipelihara pada suhu yang berbeda

Renpons Suhu media pemeliharaan Nilai P

20⁰C 24⁰C 28⁰C

Prevalensi (%) 62.77±5.17a 55.09±2.94b

53.48±1.76b 0.0402

Sintasan (%) 58.11±2.16a 73.88±1.62

b 74.10±4.18

b 0.000

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi.Huruf yang sama pada baris yang

sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata , P < 0.05

PEMBAHASAN

Stres yang diakibatkan oleh suhu dan infeksi ich dapat mempengaruhi

gambaran darah ikan. Rendahnya kadar hemoglobin pada hari ke-0 dan suhu 20⁰C

bila dibandingkan dengan suhu 24⁰C, dan 28⁰C menandakan bahwa suhu

mempengaruhi kadar hemoglobin. Pada suhu rendah, laju metabolisme rendah

sehingga mempengaruhi laju pembentukan eritrosit. Rendahnya jumlah total

eritrosit pada suhu rendah diikuti pula dengan rendahnya kadar hemoglobin.

Sebaliknya pada suhu tinggi, laju metabolisme tinggi dan diikuti oleh

1

2

3

61

pembentukan eritrosit. Rendahnya laju metabolisme juga erat kaitannya dengan

ketersediaan oksigen di lingkungan. Hal ini dapat dimengerti bahwa pada suhu

rendah ketersediaan oksigen terlarut lebih tinggi bila dibandingkan pada suhu

tinggi (Wedemeyer 2001). Hasil pengukuran kandungan oksigen terlarut pada su-

hu 20⁰C adalah 6.3 mgL-1

, sedangkan pada suhu 24⁰C dan 28⁰C adalah 4.5 mgL-1

.

Dengan demikian, ikan mas yang dipelihara pada suhu 24⁰C dan 28⁰C

mengalami kekurangan oksigen (hipoksia). Untuk mengatasi kekurangan oksigen

di jaringan maka produksi eritrosit meningkat atau disebut juga eritropoiesis.

Dengan meningkatnya jumlah total eritrosit maka kadar hemoglobin juga me-

ningkat, karena hemoglobin terkandung di dalam eritrosit dan berfungsi

mengangkut oksigen ke jaringan. Hal ini terbukti bahwa kadar hemoglobin pada

suhu tinggi nilainya lebih besar bila dibandingkan dengan suhu rendah.

Peningkatan kadar hemoglobin pada hari ketiga dan kelima erat kaitannya

dengan keberhasilan ich menginfeksi ikan. Ich yang berhasil menempel pada

epitel insang ikan akan berkembang menjadi dewasa. Akibatnya, terjadi

kerusakan pada organ insang, seperti yang terlihat pada hasil preparat histologis

(Gambar 26). Mekanisme infeksi ich telah memicu terjadinya hiperplasia pada

sel-sel epitel insang, sehingga interlamela insang mengecil ukurannya dengan

demikian tempat pertukaran oksigen menjadi terbatas. Akibatnya, proses respirasi

terganggu (Dang et al. 2000).

Peningkatan kadar kortisol juga diikuti oleh peningkatan kadar glukosa pada

hari ketiga. Hal ini menunjukkan bahwa ikan mengalami stres akibat suhu dan

diinfeksi dengan ich. Terjadinya peningkatan kadar kortisol ini disebabkan oleh

adanya stresor suhu dan infeksi ich sehingga merangsang bagian hipothalamus

untuk melepaskan hormon adrenocorticosteroid (ACTH). Hormon ini merangsang

korteks adrenal untuk menghasilkan kortisol dan hormon kortikosteroid lainnya.

Kadar kortisol yang tinggi dapat menekan sistem imunitas ikan, karena kortisol

dapat menghambat terbentuknya interleukin-1 dan interleukin-2, sehingga dapat

mempengaruhi atau menghambat sel limfosit T dalam membantu sel B untuk

mengasilkan antibodi (Berne dan Levy 1988; Isnaeni 2006). Dengan demikian,

kekebalan ikan menurun dan mudah terinfeksi oleh ich.

62

Tingginya kadar kortisol pada hari ketiga pascainfeksi menandakan ikan

dalam kondisi stres berat akibat dipelihara pada suhu rendah dan diinfeksi dengan

ich. Dengan demikian, ikan akan mudah terinfeksi (Kubilay dan Ulukoy 2002 ;

Varsamos et al. 2006). Hal yang sama juga terjadi pada hasil penelitian yang

dilaporkan oleh Jorgensen dan Buchmann (2007) bahwa peningkatan kadar

kortisol terjadi baik pada kondisi kronis maupun akut pada ikan rainbow trout

yang terinfeksi Ichthyophthirius multifiliis dan diperlakukan dengan formalin.

Akibat stres ini, ikan membutuhkan energi yang besar untuk mempertahankan

kelangsungan hidupnya (Costas et al. 2008). Dengan demikian, hormon stres ini

akan merangsang peningkatan produksi glukosa melalui jalur glukoneogenesis

dan glikogenolisis untuk mengatasi kebutuhan energi yang disebabkan oleh stres.

Tingginya kebutuhan energi untuk mempertahankan hidup oleh ikan yang

mengalami stress akan merangsang terjadinya mobilisasi glukosa ke dalam darah.

Pada kondisi ini, sel-sel chromaffin melepaskan hormon katekolamin, adrenalin,

dan noradrenalin ke sirkulasi darah (Porchas et al. 2009). Hal ini terbukti dengan

meningkatnya kadar glukosa plasma pada semua suhu pemeliharaan pascainfeksi

ich. Perubahan kadar glukosa dalam plasma sering digunakan sebagai indikator

kedua dari respons metabolik terhadap stres pada ikan (Evans dan Claiborne

2006).

Stres pada ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan dipelihara pada suhu air

media yang berbeda tidak hanya meningkatkan kadar kortisol dan glukosa plasma,

tetapi juga dapat menurunkan nilai osmolaritas plasma pada hari ke-3

pascainfeksi. Penurunan nilai osmolaritas plasma berkaitan dengan kerusakan

organ insang akibat invasi ich. Keberhasilan ich (sel theront) menginvasi ikan

terkait dengan masa aktifnya sel theront, yaitu 48 jam dan apabila tidak

menemukan ikan maka theront mati (Gratzek 1993). Kerusakan pada insang selain

diakibatkan oleh perforasi sel theront ke lapisan epitel juga dipicu oleh tingginya

kadar kortisol di dalam plasma. Peningkatan kadar kortisol pada ikan tilapia juga

mengakibatkan meningkatnya jumlah sel-sel chloride pada lamella insang.

Dengan demikian, kortisol mampu menginduksi terbentuknya hiperplasia dan

hipertropi dan secara bersamaan dengan meningkatnya sel-sel chloride dalam

membrane plasma (Dang et al. 2000). Akibat, terjadinya hiperplasia dan

63

hipertropi pada lamella insang maka ikan akan mengalami gangguan respirasi dan

proses osmoregulasi. Selanjutnya Purbayanto et al. (2010) melaporkan bahwa

stres dapat menimbulkan efek primer berupa gangguan hormonal dan metabolik,

dan efek sekunder berupa gangguan osmoregulasi, perubahan hematologis, dan

penurunan imunitas ikan.

Rendahnya sintasan ikan mas pada suhu 20⁰C pascainfeksi bila dibanding-

kan dengan suhu 24⁰C, dan 28⁰C diduga karena pada suhu 20⁰C ikan mengalami

kondisi stres akut akibat infeksi ich. Hal ini terbukti dari tingginya tingkat

prevalensi pada suhu 20⁰C, yakni sebesar 62.77%. Tingginya tingkat prevalensi

yang dihasilkan menandakan keberhasilan ich menginvasi ikan. Akibatnya terjadi

kerusakan pada insang sehingga menyebabkan gangguan respirasi dan proses

osmoregulasi. Pada suhu 24 dan 28⁰C ikan juga mengalami stres tetapi lebih

rendah bila dibandingkan dengan suhu 20⁰C. Hal ini ada hubungannya dengan

tingkat patogenitas ich, dan terbukti dari ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C

tanpa dilakukan penginfeksian dengan ich maka sintasan yang dihasilkan lebih

tinggi, yakni sebesar 87% (hasil penelitian tahap 1) sedangkan pada ikan yang

diinfeksi dan dipelihara pada suhu 20⁰C, angka sintasannya adalah: 58.11%.

Tingkat prevalensi ich pada suhu tinggi lebih rendah bila dibandingkan dengan

suhu rendah.

Keberhasilan ich menginfeksi ikan juga didukung oleh faktor suhu, pada

suhu air media pemeliharaan yang rendah ikan mengalami stres yang ditandai

dengan tingginya kadar kortisol. Selanjutnya karena adanya infeksi oleh ich juga

menyebabkan terjadinya penurunan nilai limfosit. Limfosit diketahui sebagai

benteng pertahanan tubuh dan berperan utama dalam pembentukan kekebalan

humoral dan seluler untuk menyerang dan menghancurkan agen penyakit (Jain

1993 dalam Esfandiari 1997). Akibat penurunan nilai limfosit maka ikan akan

mudah terinfeksi.Hal ini terbukti pada suhu 20⁰C tingkat prevalensi ich tinggi dan

kondisi ini akan merangsang terbentuknya monosit. Sel monosit berperan dalam

proses peradangan yang bersifat kronis dan dalam proses fagositosis. Papenfuss

(2010) melaporkan bahwa terjadinya peradangan akan merangsang terbentuknya

monositosis. Meningkatnya jumlah monosit merupakan respons tubuh untuk

menghancurkan patogen yang terlalu sulit untuk dihancurkan oleh sel neutrofil.

64

Osman et al. (2009) melaporkan bahwa ikan goldfish (Carassius auratus)

yang diinfeksi dengan ich stadia trophont menghasilkan mortalitas hingga 100%

pada suhu 24-27⁰C. Selanjutnya Syawal et al. (2001) juga melaporkan bahwa

tingginya patogenitas ich pada ikan patin yang diinfeksi dengan ich stadia

trophont dan dipelihara pada suhu 24-26⁰C menyebabkan terjadinya mortalitas

hingga 100%.

KESIMPULAN

Berdasarkan data gambaran darah, kadar kortisol, kadar glukosa, dan nilai

osmolaritas plasma maka ikan mas yang diinfeksi dengan ich dan dipelihara pada

suhu 20⁰C mengalami stres berat dan menghasilkan sintasan yang rendah.Tingkat

stres dan mortalitas ikan mas yang diinfeksi dengan ich dapat menurun dengan

meningkatnya suhu pemeliharaan.

UCAPAN TERIMA KASIH

Ucapan terima kasih disampaikan kepada DP2M Dikti yang telah

memberi bantuan dana melalui kegiatan penelitian Hibah Bersaing tahun 2010.

DAFTAR PUSTAKA

Berne R, Levy MN. 1988. Physiology. Second Edition. Mosby Company. St.

Louis. Washington, D.C. Toronto. Halaman 962-969.





Dang Z, et al. 2000. Cortisol increases Na+/K

+-ATPase density in plasma

membranes of gill chloride cell in the freshwater tilapia Oreochromis

mossambicus. The Journal of Experimental Biology 203: 2349-2355.

Effendi MI. 1979. Metode biologi perikanan. Yayasan Dewi Sri. Bogor 112

halaman.

65

Esfandiari A.1997. Perubahan profil hematologi kambing local yang diinfeksi

dengan Haemonchuscontortus (Rudolphi,1983). [tesis]. Bogor. Program

Pascasarjana Institut Pertanian Bogor. 68 halaman.


Francis. 601 halaman.

Gratzek JB.1991. Parasites associated with freshwater tropical fishes Dalam Fish

Medicine. WB.Sounders Company Harcourt Brace Jovanovich, Inc.

halaman 575-576.

Isnaeni W. 2006. Fisiology Hewan. Kanisius Yokyakarta. 288 halaman.

Johnny F, Zafran, Rosa D, Mahardika K. 2003. Hematologis beberapa spesies

ikan laut budi daya. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia 9(4):63-71

Jorgensen TR, Buchmann K. 2007. Stress response in rainbow trout during

infection with Ichthyophthirius multifiliis and formalin bath treatment.

ACTA Ichthyologica et Piscatoria 37 (1):25–28.


(Oncorhynchus mykiss). Turkey Journal Zoology 26: 249–254.

Lobo-da-Cunha A, Azevedo C. 1990. Ultrastructural localization of

phosphatases with cerium in ciliated protozoa. Acta Histochem cytochem

23: 467–473.

Lobo-da-Cunha A, Azevedo C. 1994. The Golgi apparatus of ciliated protozoon

Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet). Europa Journal Protistology 30:

97–103.

Mattjik AA, Sumertajaya IM. 2006. Perancangan percobaan dengan aplikasi

SAS dan Minitab. IPB Press. 276 halaman.

Ogut H, Akyol A, Alkan MZ. 2005. Seasonality of Ichthyophthirius multifiliis in

the trout (Oncorhynchus mykiss) farms of the eastern black sea region of

Turkey. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 5: 23-27.

Osman HAM, Monier MM, Abd El Ghany OA, Ibrahim TB, Ismail MM. 2009.

Protection of goldfish (Carasius auratus) against Ichthyophthirius

multifiliis by immunization with live theronts, trophontts and sonicated

trophontts. Global Veterinaria 3 (4): 329–334.

Papenpuss TL. 2010. Monocytes and dendritic cell production and distribution.

Dalam Weiss DJ, Wardrop KJ. Schalm’sveterinary hematology.6rd

edition.Wiley-Blackwell. Ltd., Publication. Halaman 50-60.

66



158–178.


perikanan tangkap. IPB Press Kampus IPB Taman Kencana Bogor. 208

halaman.




in French Mediterranean lagoons. Scientia Marina 72(3). 469–476,

Barcelona (Spain) ISSN: 0214–8358.

Supriyadi H, Komarudin O. 2003. Kerusakan jaringan ikan nila (Oreochromis

niloticus) yang terinfeksi penyakit streptococciasis. Jurnal Penelitan

Perikanan Indonesia 9 (2): 35-38.

Syawal H, Mulyadi, Aryani N. 2001. Pengaturan suhu dan padat tebar benih ikan

jambal siam (Pangasius hypophthalmus) terhadap derajat insiden

Ichthyophthirius multifiliis. Jurnal Perikanan dan Ilmu Kelautan 6 (2):66-

72.

Syawal H, Siregar YI, Aryani N. 2007. Pembuatan vaksin sel utuh Ich-

thyophthirius multifiliis. Laporan penelitian Hibah Bersaing tahun ke-1.

Lembaga Penelitian Universitas Riau. 42 halaman.



of juvenile sea-bass, Dicentrarchus labrax L. Fish and Shellfish


Wedemeyer G. 2001. Fish Hatchery Management.Second Edition. American

Fisheries Society Bathesda, Maryland. Halaman 91-186.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA, Evan JJ. 2000. The early development of

Ichthyophthirius multifiliis in channel catfish in Vitro. Journal of Aquatic

Animal Health 12 (4): 290-296.

STRESS RESPONSE OF COMMON CARP (Cyprinus carpio L) DUE

TO APPLICATION OF Ichthyophthirius multifiliis VACCINE IN

DIFFERENT TEMPERATURES OF MEDIA


ABSTRACT

This study was conducted to assess the physiological responses of

commonfish due to administration of ich vaccines and different water

temperatures. The design for this study was Completely Randomized Factorial

Design. The number and the size of the experimental fish were 720 and 5-7 cm,

respecttively. Fish was vaccinated by immersing the fish in water that contained 3

mLL-1

of ich vaccines for 15 minutes. Then, fish was kept for 21 days at various

temperatures: at 18ºC which was room temperature without heater and fish had

not been vaccinated and at 20, 24, and 28ºC where fish was given the vaccines

and the aquarium is facilitated with electric heater. On the 15th

day after

immunization, challenge test was performed with 5.000 cells of life theront fish-1

.

Levels of cortisol, glucose, plasma osmolarity values, haematological profile,

leukocyte differentiation, prevalence rates, and survival rates were measured. The

measurements of these parameters were performed four times: before the

treatment (day 0), 7th

day, 14th

day, and 21st

day. The results showed that the

vaccine could reduce the stress on the fish that were kept at 20, 24, and 28ºC,

could reduce the prevalence of ich, and could increase survival rates after

challenge test. The highest survival rate which was 100% was found in fish that

was kept in 28ºC.

Keywords: Cyprinus carpio L, Ichthyophthirius multifiliis, temperature, vaccine.

PENDAHULUAN

Kendala utama dalam pengembangan usaha budi daya ikan air tawar

adalah penyediaan benih yang masih terbatas baik secara kuantitas maupun

kualitas. Salah satu penyebab tingginya angka kematian pada saat masih

berukuran benih adalah akibat serangan parasit Ichthyophthirius multifiliis (Ich).

Penyakit yang ditimbulkannya dinamakan Ichthyophthiriasis atau sering juga

disebut “White Spot”. Ichthyophthirius multifiliis termasuk ektoparasit dan organ

yang diserangnya adalah insang, kulit, sirip, dan mata. Patogenitas ich dapat

menyebabkan kematian ikan hingga 100% dalam waktu yang relatif singkat

sehingga menimbulkan kerugian secara ekonomis (Matthews 2005).

Pengendalian terhadap penyakit Ichthyophthiriasis sudah dilakukan de-

ngan menggunakan bahan kimia, namun hasilnya tidak efektif. Alasan pertama,

68

bahan kimia tidak efektif apabila ich telah melakukan penetrasi ke kulit dan

insang maka akan sulit untuk lepas. Kedua, bahan kimia tersebut tidak dapat

membunuh semua stadia dari ich. Ketiga, penggunaan bahan kimia dapat

mencemari lingkungan dan produk makanan. Oleh karena itu, perlu dilakukan

pencegahan dengan cara pemberian vaksin ich. Pemberian vaksin dapat

melindungi ikan terhadap patogen tertentu dalam jangka waktu yang lama.

Keberhasilan pemberian vaksin ke ikan dalam meningkatkan kekebalan

atau dalam pembentukan antibodi sangat dipengaruhi oleh faktor lingkungan,

seperti suhu. Pada suhu rendah, induksi pembentukan antibodi membutuhkan

waktu lebih lama dan titer antibodi yang dihasilkan lebih sedikit. Hal ini

disebabkan karena suhu dapat menimbulkan imunosupresi pada ikan. Akibatnya,

terjadi hambatan dan penekanan sintesis antibodi untuk melawan antigen yang

masuk.

Berdasarkan hal di atas dan dari hasil penelitian tahap pertama dan kedua

maka perlu dilakukan penelitian tentang pencegahan penyakit ichthyophthiriasis

dengan cara pemberian vaksin ich dan dipelihara pada suhu media yang berbeda.

Tujuannya adalah untuk meningkatkan kekebalan ikan terhadap penyakit

Ichthyophthiriasis dan hasil penelitian ini dapat dijadikan sebagai dasar untuk

melakukan pencegahan dan pengendalian penyakit.

BAHAN DAN METODE

Tempat dan Waktu

Penelitian ini telah dilaksanakan di Laboratorium Fisiologi Hewan Air,

FPIK dan Laboratorium Fisiologi, FKH - IPB. Waktu pelaksanaan dimulai bulan

Mei sampai dengan Oktober 2011.

Bahan dan Alat

Ikan Uji

Sebanyak 720 ekor ikan mas berukuran 5-7 cm dengan bobot rata-rata

6±1.65 g diperoleh dari Balai Benih Ikan Cibitung di Kecamatan Ciampea Bogor.

Ikan dipelihara dalam akuarium berukuran 60x45x35 cm3, yang diisi dengan air

sebanyak 60 L dengan padat tebar satu ekorL-1

. Sebelum perlakuan diberikan,

ikan terlebih dahulu direndam dalam larutan kalium permanganat (PK), sebanyak

69

5 ppm selama 15 menit agar terbebas dari mikroorganisme patogen yang

menempel. Untuk memastikan bahwa ikan uji tidak ada terinfeksi oleh I.

multifiliis adalah dengan cara menyampling ikan stok sebanyak 15 ekor, kemudian

diperiksa lendir yang ada di permukaan tubuh dan insang di bawah mikroskop.

Selanjutnya, ikan uji diadaptasi selama satu minggu. Kemudian ikan uji diberi

perlakuan dan dipelihara selama 21 hari. Selama pemeliharaan, ikan diberi pakan

komersil hingga kenyang (ad libitum) tiga kali sehari dan untuk mempertahankan

kualitas air dilakukan penyiponan setiap dua hari sekali.

Persiapan Antigen Ichthyophthirius multifiliis (Ich)

Trophozoid didapatkan dari ikan yang terinfeksi ich, kemudian lendir yang

ada pada permukaan tubuh ikan dikerik dengan menggunakan pisau scalpel.

Lendir hasil kerikan ditampung dalam cawan petridis yang telah diisi dengan

akuades, selanjutnya diinkubasi pada suhu ruang selama 18-24 jam, sehingga

didapatkan stadia theront (Syawal et al. 2007). Stadia theront digunakan sebagai

bahan antigen dalam pembuatan vaksin. Selain itu, theront juga digunakan untuk

uji tantang.

Pembuatan Vaksin

Metode pembuatan vaksin memodifikasi prosedur Sakai (1984), yaitu

dengan cara menginaktifkan sel theront di water bath pada suhu 47oC selama 30

menit. Setelah dilakukan pemanasan dilanjutkan dengan uji viabilitas, yaitu

dengan cara mengambil beberapa tetes larutan vaksin kemudian diamati di bawah

mikroskop. Theront dinyatakan tidak aktif apabila pada waktu pengamatan tidak

ada yang bergerak (Uji viabilitas) Lampiran 4.

Pemberian Vaksin kepada Ikan

Pemberian vaksin kepada ikan adalah dengan cara perendaman. Dosis vak-

sin yang diberikan adalah 3 mlL-1

dengan kepadatan sel theront 8.000 sel mL-1

(Lampiran 2), sedangkan lama perendaman 15 menit (Syawal dan Siregar 2010).

Ikan direndam dalam wadah bervolume 30 liter, selama perendaman tetap diberi

aerasi.

70

Pemeliharaan Ikan

Ikan yang telah diberi vaksin dikembalikan ke akuarium dan dipelihara

selama 21 hari pada suhu 20, 24, dan 28⁰C untuk mempertahankan suhu, dipasang

alat pemanas listrik (heater), ikan yang dipelihara pada suhu 18⁰C (tanpa heater)

dan diberi vaksin dijadikan sebagai kontrol. Penyiponan dilakukan dua hari sekali

hingga hari ke-14 pascaimunisasi.

Uji Tantang

Uji tantang dilakukan untuk melihat efektivitas vaksin, maka pada hari ke-

15 pascaimunisasi dilakukan uji tantang dengan cara menginfeksikan sel theront

hidup sebanyak 5.000 sel ikan-1

(Alishahi dan Buchmann 2006). Penginfeksian

dilakukan di dalam akuarium pemeliharaan. Pengamatan dilakukan hingga hari

ke-7 pascaujitantang. Selama uji tantang, ikan tetap diberi makan tiga kali sehari.

Penyiponan tidak dilakukan karena dikhawatirkan therontnya akan terbawa pada

waktu penyiponan. Setiap dua hari sekali dilakukan penambahan air ke dalam

akuarium sebanyak jumlah air yang berkurang akibat penguapan.


Darah ikan diambil dari vena caudalis dengan menggunakan syirenge 1

mL dan diberi heparin sebagai antikoagulan. Jumlah ikan yang diambil darahnya

dari setiap perlakuan adalah 15 ekor. Sebelum darah diambil terlebih dahulu ikan

tersebut dibius dengan phenoxyethanol dosis 0.3 mLL-1

air (Rigal et al. 2008).

Sebagian darah yang didapat, langsung digunakan untuk mengukur kadar

hemoglobin, hematokrit, total eritrosit, total leukosit, dan diferensiasi leukosit.

Sisanya, diambil plasmanya dengan menggunakan “centrifuse”. Plasma tersebut

digunakan untuk mengukur kadar kortisol, kadar glukosa, dan nilai osmolaritas.

Selanjutnya dibutuhkan serum untuk uji imobilisasi. Serum didapatkan dengan

cara mensentrifuse darah ikan yang berasal dari darah yang diambil dengan

menggunakan syrenge 1 mL tanpa diberi antikoagulan. Jumlah ikan yang

dibutuhkan untuk keperluan mendapatkan serum adalah 10 ekor dari setiap

perlakuan.

71

Parameter yang Diukur

Pengukuran parameter dilakukan empat kali, yaitu pada hari ke-0 sebelum

dilakukan imunisasi, pada hari ke-7 pascaimunisasi, hari ke-14 pascaimunisasi,

dan hari ke-21 pascaimunisasi atau hari ke-7 pascaujitantang. Adapun parameter

yang diukur adalah gambaran darah (meliputi: hemoglobin, hematokrit, total

eritrosit, total leukosit, dan diferensiasi leukosit), kadar kortisol, kadar glukosa,

nilai osmolaritas, dan uji imobilisasi. Kadar hemoglobin diukur dengan metode

Cyanmethemoglobin modifikasi dari Merck, dengan kit produksi Human. Nilai

hematokrit, total eritrosit, total leukosit, dan diferensiasi leukosit diukur dengan

mengikuti prosedur Johnny et al. (2003a). Kadar kortisol diukur dengan meng-

gunakan metode RIA (radioimmunoassay) kit (CORTISOL[125I] RIA KIT (Ref:

RK-240CT) IZOTOP, kadar glukosa diukur dengan metode enzimatis

colorimetric kit GLUCOSE liquicolor GOD-PAP produksi Human, nilai

osmolaritas plasma diukur langsung dengan menggunakan OSMOTAT 030. Uji

imobilisasi mengikuti prosedur (Sigh dan Buchmann 2002). Persentase prevalensi

ich pada ikan didapat dengan menggunakan rumus P = Jt/ Jo x 100. P adalah

prevalensi, Jt adalah jumlah ikan yang terinfeksi dan Jo adalah jumlah ikan yang

diperiksa. Presentase sintasan ditentukan dengan rumus: S = Nt / No x 100,

Effendi (1979). S adalah sintasan, Nt adalah jumlah ikan yang hidup pada akhir

pengamatan, dan No adalah jumlah ikan pada awal pemeliharaan (Effendi 1979).

Rancangan Percobaan

Rancangan yang digunakan adalah Rancangan Faktorial dalam waktu.

Faktor perlakuannya adalah suhu dan waktu pengamatan. Suhu yang digunakan

adalah 18oC (tanpa dipasang heater), 20, 24, dan 28

oC untuk mempertahankan

suhu dipasang alat pemanas listrik (heater). Waktu pengamatan ialah hari ke-0

sebelum dilakukan imunisasi, hari ke-7, hari ke-14, dan hari ke-21 pasca-

imunisasi, masing-masing perlakuan memiliki tiga ulangan.

72

Analisis Data

Data yang didapatkan disajikan dalam bentuk tabel dan grafik, dan diuji secara

statistik dengan analisis ragam (ANOVA), dengan menggunakan perangkat lunak

software SAS 9.1,3 (Mattjik dan Sumertajaya 2006).


HASIL

Gambaran Darah Ikan Mas yang Diberi Vaksin Ich

Hasil pengamatan terhadap gambaran darah, mencakup hemoglobin,

hematokrit, total eritrosit, dan total leukosit disajikan pada Tabel 9. Dari data pada

tabel tersebut terlihat bahwa kadar hemoglobin tidak dipengaruhi oleh hari

pengamatan maupun suhu media pemeliharaan. Namun demikian, terdapat beda

nyata kadar hemoglobin hasil interaksi level waktu pengamatan (p<0.05) mau-

pun suhu media pemeliharaan (p<0.05). Hasil interaksi level tersebut ditampilkan

pada Gambar 27. Kadar hemoglobin mengalami peningkatan hingga hari ke-14

dan mengalami penurunan pada hari ke-21. Terjadinya penurunan kadar

hemoglobin diduga akibat adanya infeksi oleh ich setelah dilakukan uji tantang

pada hari ke-15. Suhu media pemeliharaan tidak mempengaruhi kadar

hemoglobin.

Berdasarkan data pada Tabel 9 terlihat bahwa hari pengamatan dan suhu

media pemeliharaan berpengaruh pada nilai hematokrit (p<0.05). Untuk melihat

perubahan nilai hematokrit hasil interaksi antara hari pengamatan atau suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 28. Nilai hematokrit ikan dipengaruhi

oleh hari pengamatan (p<0.05), sedangkan suhu media pemeliharaan tidak

berpengaruh pada nilai hematokrit.

Berdasarkan Gambar 28 terlihat bahwa nilai hematokrit mengalami

penurunan yang signifikan pada hari ke-7 sebesar 30.67% bila dibandingkan

dengan hari ke-0, dan kembali meningkat mendekati nilai normal pada hari ke-14

dan ke-21. Terjadinya penurunan dan peningkatan nilai hematokrit ini diduga

akibat pengaruh pemberian vaksin.

73

Tabel 9. Nilai parameter hematologis ikan mas yang diberi vaksin ich


Nilai P 18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C

Hemoglobin

gdL-1

H0 11.34 ± 2.32 9.40 ± 1.09 9.57 ± 2.50 9.15 ± 3.18 A

H7 11.02 ± 1.52 8.08 ± 0.42 10.33 ± 1.27 10.47 ± 2.22 A 0.1724

H14 10.31 ± 0.76 9.99 ± 2.82 11.75 ± 0.78 9.99 ± 1.39 A

H21 8.54 ± 1.37 8.01 ± 2.82 9.02 ± 2.82 7.50 ± 1.73 B

A B A AB

Hematokrit

%

H0 20.40 ± 2.88 20.90 ± 4.92 19.00 ± 2.09 19.00 ± 10.23 A

0.0022 H7 12.30 ± 3.47 13.76 ± 1.45 16.00 ± 6.47 12.90 ± 4.46 B

H14 17.50 ± 6.07 9.30 ± 7.50 19.10 ± 4.07 23.30 ± 7.50 AB

H21 15.50 ± 1.97 16.00 ± 1.84 18.45 ± 3.23 18.40 ± 1.56 AB

A A A A

Total

Eritrosit

x 106

selmm-3

H0 2.44 ± 0.64 2.31 ± 0.82 2.65 ± 0.47 3.05 ± 0.50 A

0.0111 H7 1.74 ± 0.41 1.80 ± 0.05 2.49 ± 0.81 2.60 ± 0.79 BC

H14 2.40 ± 0.79 1.74 ± 1.20 2.40 ± 0.33 3.04 ± 0.25 AB

H21 1.33 ± 0.59 1.74 ± 0.84 2.04 ± 1.14 1.61 ± 1.20 C

BC C AB A

Total

Leukosit

x 103

selmm-3

H0 2.96 ± 1.96 2.60 ± 1.20 3.88 ± 2.93 3.56 ± 1.34 AB

0.0016 H7 6.84 ± 3.28 6.10 ± 1.29 1.44 ± 1.04 2.48 ± 1.83 A

H14 2.44 ± 1.12 1.32 ± 0.52 1.40 ± 0.87 1.84 ± 1.33 C

H21 3.32 ± 2.04 3.16 ± 2.41 2.16 ± 0.65 1.32 ± 0.67 BC

A A A A

Keterangan: Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang sama

pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata P <0.05

Gambar 27. Kadar hemoglobin ikan mas hasil interaksi pada level hari dan

suhu setelah diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich

Keterangan: tanda panah menunjukkan uji tantang pada hari ke-15

0

2

4

6

8

10

12

H-0 H-7 H-14 H-21 S-18 S-20 S-24 S-28

HEM

OG

LOB

IN(g

dl-1

)

HARI SUHU

a b a ab a a aba

74

Gambar 28. Nilai hematokrit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Berdasarkan data pada Tabel 9 terlihat bahwa total eritrosit dipengaruhi

oleh hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). Selanjutnya untuk

melihat perubahan total eritrosit hasil interaksi level hari pengamatan dan suhu

media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 29. Dari gambar tersebut terlihat

bahwa total eritrosit dipengaruhi oleh hari pengamatan (p<0.01) dan suhu media

pemeliharaan (p<0.01). Total eritrosit pada hari ke-21 mengalami penurunan

sebesar 35.68% bila dibandingkan dengan hari ke-0. Rendahnya total eritrosit

pada hari ke-21 diduga ada hubungannya dengan terjadinya infeksi pada ikan

akibat dilakukan uji tantang dengan sel theront hidup pada hari ke-15

pascaimunisasi.

Gambar 29. Total eritrosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



0

5

10

15

20

25

H-0 H-7 H-14 H-21 S-18 S-20 S-24 S-28

HEM

ATO

KR

IT %

HARI SUHU

a b ab ab

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

H-0 H-7 H-14 H-21 S-18 S-20 S-24 S-28

ERIT

RO

SIT

x 1

0-6

sel

mm

-3

HARI SUHU

a ab c bc c ab abc

75

Data hasil pengukuran total leukosit ikan yang diberi vaksin selama

pengamatan disajikan pada Tabel 9. Berdasarkan data pada tabel tersebut terlihat

bahwa total leukosit dipengaruhi oleh waktu pengamatan maupun suhu media

pemeliharaan (p<0.01). Tingginya total leukosit pada hari ke-7 pascaimunisasi

pada suhu 18 dan 20⁰C, diduga ada hubungan dengan pemberian vaksin.

Perubahan total leukosit hasil interaksi hari pengamatan atau suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 30. Hari pengamatan berpengaruh pada

total leukosit (p<0.01) sedangkan suhu media pemeliharaan tidak mempengaruhi

total leukosit.

Gambar 30. Total leukosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Diferensiasi Leukosit Ikan Mas yang Diberi Vaksin Ich

Diferensiasi leukosit perlu untuk diketahui melihat status kesehatan ikan.

Hasil pengamatan terhadap nilai diferensiasi leukosit disajikan pada Tabel 10.

Berdasarkan Tabel 10, terlihat bahwa limfosit dipengaruhi oleh hari pengamatan

dan suhu media pemeliharaan (p<0.05). Untuk melihat hasil interaksi antara level

hari pengamatan maupun suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 31.

Dari gambar tersebut terlihat bahwa nilai limfosit dipengaruhi oleh hari

pengamatan (p<0.05) tetapi tidak dipengaruhi oleh suhu media pemeliharaan.

Nilai limfosit menurun sejalan dengan lama masa pemeliharaan dan cenderung

meningkat dengan peningkatan suhu. Rendahnya nilai limfosit pada hari ke-21

menandakan ikan dalam kondisi terinfeksi akibat dilakukan uji tantang. Sesuai

dengan fungsinya, sel limfosit berperan dalam pembentukan antibodi. Pada suhu

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

H-0 H-7 H-14 H-21 S-18 S-20 S-24 S-28

LEU

KO

SITx

10

3 sel

mm

-3

HARI SUHU

ab a c bc

76

28⁰C pembentukan antibodi lebih cepat dan kadarnya lebih tinggi bila

dibandingkan dengan suhu rendah.

Tabel 10. Persentase nilai diferensiasi sel leukosit ikan mas yang diberi vaksin ich


Nilai P 18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C

Limfosit

H0 48.00 ± 5.89 40.25 ± 7.93 42.50 ± 2.52 52.50 ± 4.43 A

0.0413 H7 40.50 ± 5.74 39.50 ± 3.42 41.50 ± 1.52 38.75 ± 1.89 B

H14 36.75 ± 3.60 38.50 ± 7.19 34.00 ± 1.55 39.00 ± 3.83 B

H21 36.00 ± 7.30 42.00 ± 1.63 42.50 ± 1.91 32.00 ± 4.62 B

A A A A

Monosit

H0 39.50 ± 3.42 46.50 ± 8.85 34.25 ± 3.50 35.25 ± 1.50 B

< 0.0001 H7 43.75 ± 4.19 48.50 ± 2.52 34.52 ± 3.50 47.25 ± 1.50 A

H14 44.50 ± 4.12 47.00 ± 6.00 40.50 ± 3.42 45.00 ± 6.22 A

H21 14.00 ± 2.83 12.25 ± 1.26 13.50 ± 1.91 13.00 ± 2.58 C

A A B A

Neutrofil

H0 7.75 ± 2.63 5.50 ± 1.91 12.50 ± 4.12 8.25 ± 2.87 C

< 0.0001 H7 5.00 ± 1.15 7.50 ± 1.00 14.00 ± 2.83 5.75 ± 1.71 C

H14 15.00 ± 2.00 8.75 ± 2.22 13.75 ± 2.06 13.00 ± 2.00 B

H21 36.50 ± 3.42 37.00 ± 2.50 36.50 ± 2.52 45.00 ± 1.15 A

B B A A


pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata P < 0.05

Gambar 31. Nilai limfosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Perubahan nilai monosit disajikan pada Tabel 10. Nilai monosit

dipengaruhi oleh hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Untuk

melihat perubahan nilai monosit hasil interaksi antara level hari pengamatan atau

suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 32.

34

36

38

40

42

44

46

H-0 H-7 H-14 H21 S-18 S-20 S-24 S-28

LIM

FOSI

T %

HARI SUHU

b b ba

77

Gambar 32. Nilai monosit ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Berdasarkan Gambar 32 terlihat bahwa nilai monosit dipengaruhi oleh hari

pengamatan (p<0.05) dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Tingginya nilai

monosit pada hari ke-21 berhubungan dengan keberhasilan ich menginfeksi ikan

akibat dilakukan uji tantang pada hari ke-15.

Perubahan nilai neutrofil ikan mas selama pengamatan disajikan pada

Tabel 10. Nilai neutrofil ikan yang diberi vaksin ich dan diuji tantang dengan ich

dipengaruhi oleh lama hari pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.01).

Selanjutnya untuk melihat interaksi antara level hari pengamatan atau suhu media

pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 33. Dari gambar tersebut terlihat bahwa

nilai neutrofil dipengaruhi oleh hari pengamatan (p<0.01) dan suhu media

pemeliharaan (p<0.01). Nilai persentase neutrofil tertinggi diperoleh pada hari

ke-14. Hal ini diduga ada hubungannya dengan peningkatan respons imun ikan

sebagai efek pemberian vaksin. Pada hari ke-21 nilai neutrofil menurun

sehubungan dengan terjadinya infeksi akibat dilakukan uji tantang. Rendahnya

nilai neutrofil pada suhu 20⁰C menandakan bahwa pada suhu rendah respons

imun ikan terhadap serangan mikroorganisme patogen juga rendah.

0

10

20

30

40

50

H-0 H-7 H-14 H21 S-18 S-20 S-24 S-28

MO

NO

SIT

(%)

HARI SUHU

b a a c a a b a

78

Gambar 33. Nilai neutrofil ikan mas hasil interaksi pada level hari dan


Keterangan:tanda panah menunjukkan uji tantang pada hari ke-15

Kadar Kortisol dan Kadar Glukosa Ikan Mas yang Diberi Vaksin Ich

Pengukuran kadar kortisol perlu dilakukan karena merupakan indikator

pertama untuk mengetahui tingkat stres, dan kadar glukosa merupakan indikator

kedua. Hasil pengukuran kadar kortisol dan kadar glukosa disajikan pada Tabel

11. Kadar kortisol dipengaruhi oleh hari pengamatan dan suhu media peme-

liharaan (p<0.01). Untuk melihat perubahan kadar kortisol berdasarkan interaksi


Gambar 34. Dari gambar tersebut terlihat bahwa hari pengamatan mem-

pengaruhi kadar kortisol (p<0.01) dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Kadar

kortisol menurunan mendekati nilai normal hingga hari ke-14 dan kembali

meningkat pada hari ke-2. Peningkatan ini disebabkan karena keberhasilan ich

menginfeksi ikan pada saat dilakukan uji tantang, sehingga ikan mengalami stres.

Data kadar glukosa ikan mas yang diberi vaksin dan diuji tantang dengan

sel theront hidup disajikan pada Tabel 11. Kadar glukosa dipengaruhi oleh hari

pengamatan dan suhu media pemeliharaan (p<0.01). Kadar glukosa secara umum

mengalami peningkatan hingga hari ke-14 pada semua suhu media pemeliharaan.

Peningkatan tertinggi terjadi pada suhu 28⁰C hari ke-14, yakni sebesar 155.52%

bila dibandingkan dengan suhu media lainnya. Perubahan kadar glukosa tidak

seiring dengan perubahan kadar kortisol. Hal ini diduga ada hubungannya dengan

proses pembentukan antibodi yang dihasilkan oleh ikan setelah dilakukan

0

5

10

15

20

25

H-0 H-7 H-14 H21 S-18 S-20 S-24 S-28

NEU

TRO

FIL

(%)

HARI SUHU

c c b a b b a a

79

pemberian vaksin ich. Glukosa digunakan sebagai sumber energi oleh tubuh

selama dalam proses pembentukan antibodi.

Tabel 11. Rataan kadar kortisol dan kadar glukosa ikan mas yang diberi vaksin ich


Nilai p 18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C

Kortisol*

nmolL-1

H0 756.60 579.28 574.35 502.14 A

0.000 H7 556.67 439.56 509.54 317.94 C

H14 359.57 389.56 515.96 506.95 D

H21 434.08 651.23 607.60 489.50 B

B C A D

Glukosa

mgdL-1

H0 94.89 ± 9.12 64.34 ± 13.65 57.33 ± 18.11 43.22 ± 11.42 C

< 0.0001 H7 86.96 ± 17.63 84.05 ± 8.58 102.15 ± 8.00 84.20 ± 8.41 B

H14 92.59 ± 13.43 103.03 ± 9.33 110.44 ± 6.28 110.44 ± 6.90 A

H21 42.88 ± 25.42 61.93 ± 2.14 54.59 ± 33.46 50.63 ± 32.47 C

B B A A Keterangan: * kadar kortisol berasal dari plasma yang dipool,

Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang sama pada baris

yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata P < 0.05

Gambar 34. Kadar kortisol ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Untuk melihat pola perubahan kadar glukosa berdasarkan interaksi antara

level hari pengamatan atau suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar

35. Kadar glukosa terlihat dipengaruhi oleh hari pengamatan (p<0.01) dan suhu

media pemeliharaan (p<0.05).

0

50

100

150

200

250

H-0 H-7 H-14 H21 S-18 S-20 S-24 S-28

KO

RTI

SOLn

mo

lL-1

HARI SUHU

a c d b dacb

80

Gambar 35. Kadar glukosa ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Nilai Osmolaritas Plasma Ikan Mas yang Diberi Vaksin Ich

Data nilai osmolaritas plasma ikan mas yang diberi vaksin ich dan diuji

tantang dengan theront disajikan pada Tabel 12. Pemberian vaksin ich dan uji

tantang terlihat mempengaruhi nilai osmolaritas (p<0.05). Selanjutnya untuk

melihat pola perubahan nilai osmolaritas hasil interaksi antara level hari

pengamatan atau suhu media pemeliharaan ditampilkan pada Gambar 36. Dari

gambar tersebut terlihat bahwa nilai osmolaritas dipengaruhi oleh hari

pengamatan (p<0.05), tetapi tidak dipengaruhi oleh suhu media pemeliharaan.

Nilai osmolaritas pada hari ke-21 mengalami penurunan terutama pada ikan yang

dipelihara pada suhu kurang dari 28⁰C. Terjadinya penurunan nilai osmolaritas di

bawah nilai normal ini ada kaitannya dengan keberhasilan ich menginvasi ikan

setelah dilakukan uji tantang. Keberhasilan ich menginfeksi terutama organ

insang dan kulit telah menyebabkan terjadinya gangguan osmoregulasi. Hal ini

mengindikasikan bahwa respons kebal ikan rendah pada suhu kurang dari 28⁰C.

Tabel 12. Rataan nilai osmolaritas plasma ikan mas yang diberi vaksin ich

Respons Waktu


18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C Nilai P

Osmolaritas mMolkg

-1

H2O

H0 318.33±16.07 310.00±31.22 306.67±7.64 311.67±±25.17 A 0.0042

H7 286.67±12.58 305.67±19.01 301.67±8.78 301.67±15.27 AB

H14 295.00±10.00 298.33±12.58 300.00±5.00 325.00±20.00 AB

H21 276.67±33.29 281.67±37.86 296.67±29.30 305.00±26.46 B

A A A A Keterangan: Data yang ditampilkan merupakan nilai rataan ± standar deviasi. Huruf yang sama

pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata P<0.05

0

20

40

60

80

100

120

H-0 H-7 H-14 H-21 S-18 S-20 S-24 S-28

GLU

KO

SA g

dL-1

HARI SUHU

bb a acb a

c

81

Gambar 36. Nilai osmolaritas ikan mas hasil interaksi pada level hari dan



Uji Imobilisasi

Hasil uji imobilisasi ikan sebelum dan sesudah pemberian vaksin serta uji

tantang disajikan pada Tabel 13. Uji imobilisasi dilakukan untuk melihat titer

antibodi. Titer antibodi pada kondisi awal atau hari ke-0 tidak ada terdeteksi

antibodi ikan terhadap ich. Titer antibodi baru terdeteksi pada hari ke-14 dari ikan

yang dipelihara pada suhu 20, 24, dan 28⁰C. Hasil uji imobilisasi ditandai dengan

tidak bergeraknya sel theront pada saat ditambahkan serum yang berasal dari ikan

yang telah diberi vaksin. Titer yang tertinggi didapatkan dari ikan yang dipelihara

pada suhu 28⁰C, yaitu sebesar 0.78. Pembentukan antibodi dipengaruhi oleh suhu

lingkungan pemeliharaan, yakni pada suhu tinggi mendekati suhu optimum titer

antibodi akan cepat terbentuk dan titer yang dihasilkan juga tinggi. Sebaliknya,

pada suhu rendah, pembentukan antibodi lama dan titer yang dihasilkan juga

rendah.

Tabel 13. Hasil uji imobilisasi pada serum ikan mas yang diberi vaksin ich

Waktu


18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C

H-0 0.00 0.00 0.00 0.00

H-14 0.00 0.48 0.60 0.78

H-21 0.30 0.60 0.70 0.78

Titer uji imobilisasi log (titer +1).

100

150

200

250

300

350

H-0 H-7 H-14 H21 S-18 S-20 S-24 S-28

OSM

OLA

RIT

AS

mM

olk

g1 H2O

HARI SUHU

a ab ab b

82

Prevalensi Ich dan Sintasan Ikan Mas yang Diberi Vaksin Ich

Data hasil pengamatan terhadap tingkat prevalensi ich pada ikan mas yang

diberi vaksin dan diuji tantang disajikan pada Tabel 14. Nilai prevalensi ich

dipengaruhi oleh suhu media pemeliharaan (p<0.01). Nilai prevalensi ich ter-

tinggi didapatkan pada suhu 20⁰C, yakni sebesar 80.03±10.00%. Tingginya

prevalensi ich pada ikan yang dipelihara pada suhu 20⁰C menandakan bahwa

patogenitas ich tinggi, sehingga berhasil menginfeksi ikan setelah dilakukan uji

tantang. Namun demikian, tingginya prevalensi ich ini tidak menyebabkan angka

sintasan menjadi rendah. Hal ini diduga ada hubungannya dengan fungsi vaksin

yang diberikan, yaitu dapat meningkatkan kekebalan spesifik ikan terhadap

invasi ich. Tingginya prevalensi ich pada suhu 20⁰C dibandingkan pada suhu

18⁰C menandakan bahwa tingkat patogenitas ich lebih tinggi pada suhu 20⁰C bila

dibandingkan dengan suhu 18⁰C. Dengan demikian, pemberian vaksin ich telah

mampu meningkatkan angka sintasan.

Tabel 14. Persentase prevalensi dan sintasan ikan mas yang diberi vaksin

Renpons Suhu media pemeliharaan Nilai P

18⁰C 20⁰C 24⁰C 28⁰C

Prevalensi (%) 65.28±4.92a

80.03±0.00b 33.73±7.42

c 0.00

d 0.000

Sintasan (%) 69.90±1.48a 82.00±3.36

b

89.66±3.53c

100.00d 0.000


pada baris yang sama atau kolom yang sama menunjukkan tidak beda nyata , P < 0.05

PEMBAHASAN

Perubahan lingkungan dapat berpotensi sebagai sumber stres pada ikan

sehingga dapat menyebabkan terjadinya perubahan fisiologis. Secara teori,

respons tersebut pada ikan dan hewan vertebrata lainnya dapat dilihat dari

perubahan hormonal atau konsentrasi zat dalam plasma, atau peningkatan eritrosit

(Donaldson dalam Farabi et al. 2009). Rendahnya nilai total eritrosit pada suhu

rendah, seperti pada suhu 18⁰C diduga ada hubungannya dengan rendahnya laju

83

metabolisme sehingga mempengaruhi pembentukan eritrosit. Penurunan total

eritrosit akan berpengaruh pada kadar hemoglobin dan hematokrit.

Hemoglobin berfungsi mengangkut oksigen pada saat darah mengalir ke

seluruh tubuh, hemoglobin melepaskan oksigen ke sel dan mengikat karbon-

dioksida. Banyaknya oksigen yang diterima oleh jaringan bergantung pada kadar

hemoglobin yang tersedia. Pada hari ke-21 terjadi penurunan kadar hemoglobin

pada semua suhu pemeliharaan. Hal ini disebabkan karena pada hari ke-15

dilakukan uji tantang dengan sel theront hidup dan diduga pengaruhnya terlihat

pada hari ke-21. Akibat invasi theront ke ikan, maka dapat menyebabkan

kerusakan pada insang sehingga ikan mengalami gangguan respirasi dan

osmoregulasi. Namun, penurunan kadar hemoglobin pada suhu 28⁰C masih dalam

kisaran normal (kadar hemoglobin ikan common carp berkisar antara 7.1–13.0

gdL-1

(Klontz 1994) sehingga tidak mempengaruhi nafsu makan ikan dengan

demikian tidak terjadi kematian. Ikan juga diberi vaksin ich dan dipelihara pada

suhu 28⁰C lebih cepat terbentuknya antibodi dibandingkan dengan ikan yang

dipelihara pada suhu rendah, sehingga ikan dapat melawan serangan ich pada saat

diuji tantang.

Nilai hematokrit erat kaitannya dengan total eritrosit, karena hematokrit

adalah persentase dari kandungan volume sel eritrosit dalam darah. Berdasarkan

data tersebut terlihat penurunan nilai hematokrit. Penurunan ini juga diikuti oleh

penurunan total eritrosit. Penurunan ini ada kaitannya dengan terjadinya infeksi

akibat dilakukan uji tantang. Sebagaimana dilaporkan oleh Bastiawan et al. 2001

bahwa apabila ikan terinfeksi penyakit atau nafsu makan menurun maka nilai

hematokrit menjadi rendah. Penurunan nilai hematokrit dan total eritrosit jelas

mengindikasikan terjadinya kondisi anemia pada tipe kronis normal (Siakpere et

al. 2008).

Nilai hematokrit ikan common carp berkisar antara 26–39%, ikan rainbow

trout sebesar 13–42% (Klontz 1994), ikan tilapia sebesar 27–37% (Hrubec et al.

2000). Total eritrosit pada ikan common carp berkisar antara 0.84x106

sel mL-1

,

ikan rainbow trout sebesar 1.01x106

sel mL-1

(Klontz 1994), ikan tilapia, yaitu

sebesar 1.91–2.83x106sel mL

-1 (Hrubec et al. 2000). Jumlah eritrosit sangat

dipengaruhi oleh spesies dan suhu lingkungan, rata-rata berkisar antara 1.69-

84

1.91x106selmm

-3 (Hrubect et al. 2010). Total eritrosit ikan mas selama perlakuan

cenderung lebih tinggi apabila dibandingkan dengan nilai normal. Tingginya nilai

eritrosit ini ada hubungannya dengan kondisi stres yang dialami ikan. Nilai total leukosit pada suhu 24 dan 28⁰C hasilnya berbeda nyata bila

dibandingkan dengan suhu 18⁰C dan suhu 20⁰C. Perbedaan ini diduga ada

hubungannya dengan pemberian vaksin ich, pemberian vaksin dapat mening-

katkan kekebalan ikan terhadap mikroorganisme patogen. Sel leukosit adalah sel

yang bertanggung jawab dalam sistem pertahanan tubuh terhadap infeksi

mikroorganisme patogen (Johnny et al. 2003b). Secara umum, respons stres pada

ikan adalah mengalami heterophilia dan limphopenia (Hines dan Spira 1973

dalam Stoskopf 1993). Selanjutnya juga dilaporkan total sel leukosit pada ikan

mirror carp sebesar 34.000 sel mL-1

. Total leukosit ikan mas (Cyprinus carpio L)

pada kontrol ialah 189.688±1.015 x 103sel mL

-1 (Ramesh dan Saravanan 2008).

Tingginya total leukosit pada hari ke-21 pada suhu 18, 20, dan 24⁰C,

disebabkan terjadinya infeksi setelah dilakukan uji tantang, sedangkan pada suhu

28⁰C terjadi penurunan. Hal ini diduga bahwa pemberian vaksin ich kepada ikan

yang dipelihara pada suhu 28⁰C telah mampu meningkatkan kekebalan ikan ter-

hadap penyakit yang disebabkan oleh ich. Ikan yang diberi vaksin dan dipelihara

pada suhu 28⁰C, terlihat bahwa pembentukan antibodinya lebih cepat

dibandingkan dengan yang dipelihara pada suhu 24 dan 20⁰C. Tingginya per-

sentase limfosit pada awal pengamatan menandakan bahwa ikan mengalami stres

selama masa adaptasi. Kondisi yang demikian dinamakan limfositosis. Nilai per-

sentase heterofil mengalami peningkatan hingga hari ke-21. Hal ini diduga ada

kaitannya dengan pemberian vaksin dan uji tantang. Heterofil (neutrofil)

merupakan garis terdepan pada pertahanan seluler dalam menghadapi serangan

mikroorganisme patogen.

Pembentukan antibodi juga dipengaruhi oleh suhu lingkungan. Pada suhu

rendah memerlukan waktu yang lebih lama untuk terbentuknya antibodi,

sedangkan pada suhu tinggi lebih cepat terbentuknya demikian juga dengan titer

yang dihasilkan juga lebih tinggi. Hal ini terbukti bahwa titer antibodi ikan pada

hari ke-14 yang dipelihara pada suhu 28⁰C adalah lebih tinggi, apabila diban-

dingkan dengan ikan yang dipelihara pada suhu 20 dan 24⁰C. Pada suhu 28⁰C,

85

yaitu sebesar 0.78, pada suhu 20⁰C, yakni sebesar 0.48, sedangkan pada suhu

24⁰C adalah sebesar 0.60. Ikan salmon yang diberi vaksin vibrio pada suhu 10⁰C

memerlukan waktu 14 hingga 21 hari, sedangkan pada suhu 5⁰C butuh 40 hari

untuk terbentuknya kekebalan, berbeda lagi dengan ikan carp pada suhu 12⁰C

dapat menekan respons kekebalan (Ellis 1988). Pemberian vaksin ich dapat

meningkatkan produksi mukus (lendir) yang berfungsi sebagai barier pertahanan

ikan terhadap invasi ich (Xu et al. 2007). Hal ini menandakan bahwa dengan

pemberian vaksin dapat meningkatkan kekebalan ikan melalui sistem pertahanan

spesifik.

Penurunan kadar kortisol ikan mas pada hari ke-7 menandakan bahwa ikan

tersebut telah melakukan homeostasis dengan cara beradaptasi terhadap suhu

pemeliharaan, sedangkan pada hari ke-14 pascaimunisasi kembali mengalami pe-

ningkatan pada suhu 24 dan 28⁰C. Peningkatan ini diduga ada hubungannya

dengan pemberian vaksin dan dalam proses pembentukan antibodi di dalam tubuh

ikan. Vaksin ich yang diberikan merupakan benda asing yang masuk ke dalam

tubuh sehingga sistem pertahanan tubuh, seperti makrofag akan aktif untuk

menghancurkan antigen dan menghasilkan interleukin-1 selanjutnya juga

mengaktifkan sel limfosit T untuk menghasilkan interleukin-2 dan sel T

membantu sel limfosit B melakukan proliferasi, sehingga dihasilkan antibodi.

Pembentukan antibodi juga dipengaruhi oleh suhu, pada suhu rendah (suhu 20⁰C)

akan lebih lama terbentuknya antibodi apabila dibandingkan dengan ikan yang

dipelihara pada suhu yang lebih hangat, yaitu suhu 24 dan 28⁰C (Alishahi dan

Buchmann 2006). Tingginya kadar kortisol pada hari ke-21 pada suhu 20 dan

24⁰C disebabkan karena ikan kembali mengalami stres akibat dilakukan uji

tantang dengan theront hidup pada hari ke-15. Kondisi stres yang kembali dialami

oleh ikan, diduga ada hubungannya dengan lama dan rendahnya titer antibodi

yang dihasilkan pada suhu rendah. Pada suhu 28⁰C, kadar kortisol menurun

mendekati nilai normal setelah dilakukan uji tantang. Hal ini disebabkan karena

vaksin yang diberikan telah mampu melindungi ikan dari serangan ich. Dengan

demikian, ikan tidak lagi mengalami stres. Pemberian vaksin ich dapat

meningkatkan kekebalan ikan terhadap serangan penyakit Ichthyophthiriasis yang

86

disebabkan oleh parasit Ichthyophthirius multifiliis ( Xu et al. 2004 ; Alishahi dan

Buchmann 2006).

Peningkatan kadar glukosa terjadi hingga hari ke-14. Peningkatan ini

tidak sejalan dengan perubahan kadar kortisol. Hal ini menandakan bahwa ikan

membutuhkan energi yang banyak untuk pembentukan antibodi. Hal ini terbukti

dengan mulainya terdeteksi antibodi pada hari ke-14. Peningkatan kadar glukosa

merupakan indikasi stres sekunder setelah peningkatan kadar kortisol yang

merupakan indikator stres primer. Sebagai akibat dari peningkatan kadar kortisol

maka akan terjadi mobilisasi glukosa ke dalam darah. Peningkatan kadar glukosa

di dalam darah dapat berasal dari proses glikogenolisis maupun glukoneogenesis.

Adrenalin dan kortisol berperan penting dalam peningkatan kosentrasi glukosa

dalam plasma setelah stres. Hal ini berperan untuk mempertahankan kadar

glukosa plasma pascaterjadinya stres (Evans dan Claiborne 2006). Pemberian

vaksin ich dapat mengurangi stres dan meningkatkan kekebalan ikan terhadap

penyakit Ichthyophthiriasis (Osman et al. 2009) serta dapat melindungi ikan dari

infeksi ich dalam jangka waktu yang lama (Xu et al. 2010).

Nilai normal osmolaritas ikan air tawar berkisar antara 280–350 mMolkg-1

(Evans 1979 dalam Rigal et al. 2008). Perubahan nilai osmolaritas dapat

mempengaruhi keseimbangan ion-ion di dalam tubuh. Terjadinya penurunan nilai

osmolaritas pada suhu rendah (suhu 18 dan 20⁰C) hingga hari ke-21. Hal ini

diduga ada hubungannya dengan keberhasilan ich menginfeksi ikan terutama pada

organ insang dan kulit. Insang dan kulit adalah organ yang berfungsi sebagai

osmoregulasi. Hal lain yang dapat mengakibatkan perubahan osmolaritas tubuh

adalah akibat kerusakan pada insang dan kulit yang ditimbulkan oleh pengaruh

infeksi ich pada saat uji tantang. Pada suhu rendah, tingkat prevalensi ich tinggi.

Hal ini dapat dimengerti karena ikan yang dipelihara pada suhu rendah

terbentuknya antibodi lama dan titer antibodi yang dihasilkan juga rendah.

Keberhasilan ich menginfeksi ikan pada bagian kulit dan insang dapat

menimbulkan gangguan ion-ion di dalam tubuh (Dickerson 2006), karena kulit

dan insang merupakan organ osmoregulasi pada ikan (Evans dan Claiborne 2006).

Tingginya angka prevalensi ich pada suhu 20⁰C, yakni sebesar

80.03±10.00% tidak berdampak buruk pada angka sintasan diakhir masa peme-

87

liharaan, bila dibandingkan dengan ikan yang dipelihara pada suhu 18⁰C. Hal ini

diduga ada hubungannya dengan efektivitas pemberian vaksin. Dengan adanya

pemberian vaksin pada ikan yang dipelihara pada suhu rendah, telah mampu

mencegah terjadinya penyakit Ichthyophthiriasis.

Sintasan tertinggi didapatkan pada suhu 28⁰C, yaitu 100% sedangkan

pada suhu 20 dan 24⁰C masih terjadi mortalitas meskipun sudah dilakukan

vaksinasi. Hal ini diduga bahwa pada suhu 20 dan 24⁰C antibodi yang terbentuk

masih rendah kadarnya sehingga belum mampu melindungi invasi ich pada saat

dilakukan uji tantang. Pada suhu 18⁰C angka sintasannya masih tinggi setelah

dilakukan uji tantang, yaitu sebesar 71.11%. Hal ini diduga karena patogenitas

ich lebih rendah pada suhu 18⁰C bila dibandingkan pada suhu 20⁰C sehingga

ikan masih dapat melawan serangan ich tersebut. Suhu optimum untuk ich adalah

21-24⁰C (Ellis 1988) sedangkan Dickerson (2006) melaporkan suhu optimum

untuk ich adalah 25-28⁰C.

KESIMPULAN

Berdasarkan data hasil pengamatan terhadap parameter fisiologis, gam-

baran darah, prevalensi, uji imobilisasi, dan sintasan, maka ikan yang diberi

vaksin ich dapat menghasilkan sintasan yang tinggi setelah dilakukan uji tantang.

UCAPAN TERIMA KASIH


beri bantuan dana melalui kegiatan penelitian Hibah Bersaing tahun 2011.

DAFTAR PUSTAKA

Alishahi M, Buchmann K. 2006. Temperature dependent protection against

Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet) following immunization of rainbow

trout using live theronts. Diseases of Aquatic Organisms 72: 269–273.

88

Bastiawan, Wahid DA, Alifuddin M, Agustiawan I. 2001. Gambaran darah lele

dumbo (Clarias spp) yang diinfeksi cendawan Aphanomyces spp pada pH

yang berbeda. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia 7(3): 4–61.

Dickerson HW. 2006. Ichthyophthirius multifiliis and Cryptocaryon irritans

(Phylum Ciliophora). Dalam Woo PTK. Fish diseases and disorders.

Volume 1 Protozoa and metazoan infections 2nd

edition. University of

Guelph Canada. Halaman 116-153.


halaman

Ellis AE.1988. Fish vaccination. Academic Press London. 255 halaman.


Francis. Halaman 231–340.

Farabi SMV, Najafpour SH, Najafpour GD. 2009. Aspect of osmotic-ions

regulation in juvenile ship, Acipenser nudiventris (Lovetsky,1828) in the

shoutheast of Caspian sea. World Applied Sciences Journal 7(9): 1090–

1096.

Hrubec TC, Jenifer LC, Stephen A, Smit. 2010. Haematologi and plasma

chemistry referance interval for cultured tilapia (Oreochromis hybrid).

Veterinary Clinical Pathology 29 (1): 7–12.

Johnny F, Zafran, Rosa D, Mahardika K. 2003a. Hematologis beberapa spesies

ikan laut budi daya. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia 9 (4). 63-71.

Johnny F, Tridjoko, Des Rosa 2003b. Studi pendahuluan pengaruh hormone

steroid terhadap keragaan hematologi induk ikan kerapu bebek

(Cromileptes altivelis). Jurnal Veteriner (Veterinary Journal).4 (4). http://

www.jvetnud.com/archives/66. Kunjungan 10/02/2008 19:57.

Klontz GW.1994. Fish hematology. Dalam Stolen et al. (Eds). Techniques in Fish

Immunology-3. Sos Publications. Fair Haven, NJ07704–3303. USA.

Halaman 121

Matthews RA. 2005. Ichthyophthirius multifiliis Fouquet and Ichthyophthiriasis in

freshwater teleosts. Advances Parasitology 59: 159–241.





multifiliis by immunization with live theronts, trophonts and sonicated

trophonts. Global Veterinaria 3 (4): 329–334.

http://www.jvetnud.com/archives/66.%20Kunjungan%2010/02/2008%2019:57

89


freshwater fish Cyprinus carpio L exposed to chlorpyrifos. International

Journal of Integrative Biology (IJIB) 3 (1): 80–83.




in French Mediterranean lagoons.Scientia Marina 72(3). 469–476,


Robert RJ. 1978. Fish pathology. Bailliere Tindall. London. 531 halaman.

Sakai DK. 1984. Opsonization by fish antibody and complement in the immune

phagocytosis by peritoneal exudates cells from salmoned fish. Journal

Fish Diseases 7: 29–38.

Siakpere K. Ovie. Obogu, Oghoghene E. 2008. Sublethal haematological effects

of zinc on the freshwater fish, Heteroclarias sp. (Osteichthyes: Clariidae).

African Journal of Biotechnology 7(12): 2068–2073.

Sigh J, Buchmann K. 2002. Comparative analysis of cross-reactivity between

Ichthyophthirius and Tetrahymena. Bull. Eur. Ass. Fish Pathology 22(1):

37-44.

Syawal H, Siregar YI. 2010. Imunisasi ikan jambal siam dengan vaksin

Ichthyophthirius multifiliis. Jurnal Veteriner. Jurnal Kedokteran Hewan

Indonesia 11(3): 163–167.

Stoskopf SK. 1993. Immunology. Dalam Michael K. Fish medicine. WB.

Saunders Company. Harcout Brace Jovanovich, Inc. Philadelphia London

Toronto Montreal Sydney Tokyo. Halaman 149–159.

Xu-DH, Klesius PH, Shelby RA. 2004. Immune responses and host protection of

channel catfish, Ictalurus punctatus (Rafinesque), against Ichthyophthirius

multifiliis after immunization with live theronts and sonicated trophonts.

Journal of Fish Diseases 27, 135-141.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA. 2007. Evaluation of a cohabitation

challenge model in immunization trials for channel catfish Ictalurus

puntatus against Ichthyophthirius mulifiliis. Journal Deseases of Aquatic

Organisms 74: 49-55.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA. 2010. Protective immunity of nile tilapia

against ichthyophthirius (Abstract). World Aquaculture Society. P. 1111.

USDA Agriculture Research Service. Last Modified: 09/23/2011.

PEMBAHASAN UMUM

Berdasarkan hasil pengamatan dan analisis data dari ketiga tahap

penelitian maka didapatkan hasil bahwa suhu dapat mempengaruhi kondisi

fisiologis ikan sehingga menimbulkan stres pada ikan. Ikan yang mengalami stres

ditandai dengan tingginya kadar kortisol dan glukosa dalam plasma. Kadar

kortisol ikan yang dipelihara pada suhu rendah, lebih tinggi kadarnya apabila

dibandingkan dengan ikan yang dipelihara pada suhu tinggi. Akibat tingginya

kadar kortisol di dalam plasma dapat mengakibatkan menurunnya fungsi imun

sehingga ikan mudah terinfeksi. Peningkatan kadar kortisol dalam jangka waktu

yang lama akan berdampak buruk pada sistem pertahanan tubuh, karena kortisol

dapat menghambat produksi interleukin-I oleh makrofag dan interleukin-2 oleh sel

T helper sehingga menghambat sel T dalam membantu sel B untuk menghasilkan

antibodi (Berne dan Levy 1988). Selanjutnya juga dikatakan bahwa kortisol juga

dapat menurunkan kemampuan fagositosis dan aktivitas sel leukosit. Terjadinya

peningkatan kadar kortisol dalam darah sebagai akibat stres juga akan

memobilisasi glukosa dari sumber produksi glukosa melalui proses glikogenolisis

dan glukoneogenesis. Kadar glukosa yang tinggi dalam darah diperlukan sebagai

sumber energi terutama pascastres (Evans dan Claiborne 2006).

Hasil penelitian tahap pertama terlihat bahwa ikan mas yang dipelihara

pada suhu 20, 24, dan 28⁰C mengalami peningkatan kadar kortisol hingga akhir

pengamatan, yaitu hari ke-21. Hasil uji statistik menunjukkan bahwa kadar

kortisol akan menurun seiring dengan lamanya masa pemeliharaan dan

meningkatnya suhu media pemeliharaan. Hal ini menandakan bahwa ikan telah

melakukan homeostasis terhadap perubahan suhu media pemeliharaan sehingga

dapat beradaptasi dengan lingkungan. Penurunan kadar kortisol juga diikuti oleh

penurunan kadar glukosa. Selanjutnya gambaran hematologis ikan, seperti kadar

hemoglobin, nilai hematokrit, dan total eritrosit juga mengalami penurunan

sehubungan dengan lamanya masa pemeliharaan dan meningkatnya suhu media

pemeliharaan. Secara keseluruhan data hasil pengukuran dari setiap parameter

menunjukkan bahwa ikan yang dipelihara pada suhu rendah mengalami stres.

Kondisi stres ini juga ditandai dengan tingginya total leukosit pada suhu rendah.

92

Akibat terjadinya stres pada ikan yang dipelihara pada suhu rendah maka dapat

mengganggu kemampuan ikan dalam memproduksi antibodi yang dibutuhkan

dalam merespons patogen yang menginvasi tubuh sehingga memungkinkan ikan

akan mudah terinfeksi (Irianto 2005).

Sintasan yang dihasilkan dari masing-masing suhu media pemeliharaan

juga menunjukkan perbedaan. Sintasan yang tertinggi diperoleh pada suhu 32⁰C,

yakni sebesar 100% dan yang terendah pada suhu 24⁰C, yakni sebesar 87%.

Seharusnya pada penelitian ini tidak terjadi angka mortalitas karena ikan mas

yang digunakan masih dapat hidup pada kisaran suhu 20-32⁰C. Namun masih

terjadi juga mortalitas pada suhu media pemeliharaan di bawah 32⁰C, walaupun

sudah dilakukan pemberian desinfektan yaitu dengan merendam ikan uji selama

15 menit dalam larutan 5 ppm kalium permanganat. Kemudian juga telah

dilakukan penyiponan agar kualitas air dapat dipertahankan namun masih juga

terjadi mortalitas. Hal ini menandakan bahwa kemampuan ikan untuk dapat

beradaptasi tidak hanya dipengaruhi oleh faktor luar saja tetapi juga dipengaruhi

oleh faktor dalam, seperti faktor genetik. Dengan demikian, keragaman individu

dapat mempengaruhi keberhasilan suatu individu tersebut untuk dapat melakukan

adaptasi.

Hasil penelitian pada tahap kedua, yaitu ikan uji yang dipelihara pada suhu

rendah (20⁰C) dan diinfeksi dengan ich mengalami stres berat, yang ditandai

dengan tingginya kadar kortisol dalam plasma. Tingginya kadar kortisol plasma

telah memicu terjadinya hiperplasia pada organ insang (Dang et al. 2000). Kondisi

ini terlihat dari hasil pengamatan secara mikroskopis pada preparat histologis.

Hasilnya menunjukkan bahwa telah terjadi kerusakan pada organ insang, seperti

yang terlihat pada Gambar 26. Akibat terjadinya kerusakan pada insang, maka

fungsinya sebagai alat respirasi dan osmoregulator mengalami gangguan. Dengan

demikian, dapat menyebabkan ikan dalam kondisi hipoksia (kekurangan oksigen)

dan keseimbangan ion-ion di dalam tubuh juga tertanggu. Ikan yang mengalami

hipoksia akan berakibat kekurangan energi. Kekurangan energi ini disebabkan

karena proses metabolisme tidak dapat berjalan dengan normal sehingga energi

yang dihasilkan tidak dapat memenuhi kebutuhannya dengan demikian ikan

menjadi lemas dan berakhir dengan kematian.

93

Ikan yang mengalami stres berkepanjangan dapat menyebabkan menu-

runnya fungsi imun sehingga mudah terinfeksi. Terjadinya infeksi ich pada ikan

ditandai dengan meningkatnya jumlah monosit dan neutrofil (heterofil) pada ikan

yang dipelihara pada suhu 20⁰C. Hal ini menandakan bahwa ikan melakukan

perlawanan terhadap agen penyebab timbulnya penyakit. Sel monosit berfungsi

mengawasi daerah infeksi dan memfagositosis benda-benda asing dan sel-sel

mati. Selain itu sel monosit juga mengikuti neutrofil masuk ke daerah infeksi

membentuk garis pertahanan kedua yang secara kuantitatif lebih penting (Ganong

1995).

Suhu tidak hanya berpengaruh pada kondisi fisiologis ikan, tetapi juga

mempengaruhi siklus hidup dan patogenitas parasit ich. Hal ini terbukti dari

tingginya angka prevalensi ich pada suhu 20⁰C, yakni sebesar 62.77±5.17% dan

rendahnya angka sintasan yang dihasilkan, yakni sebesar 58.11±5.45%. Pada suhu

media pemeliharaan 24⁰C, angka sinsatan yang dihasilkan juga masih rendah,

yakni sebesar 73.88±1.62%. Rendahnya angka sintasan pada akhir pengamatan

menandakan bahwa pada suhu 20-24⁰C adalah suhu yang efektif oleh ich untuk

melakukan invasi ke ikan. Hal yang sama juga dilaporkan oleh Ellis (1988) bahwa

suhu optimum ich adalah 21-24⁰C.

Faktor lingkungan, seperti suhu, sangat mempengaruhi siklus hidup ich.

Pada suhu 10oC lebih kurang 20 hari, pada suhu 13-15

⁰C menjadi 12 hari, pada

suhu 18– 20οC turun menjadi 7 hari, dan pada suhu 22–24

οC adalah 3–6 hari.

Faktor lain yang berpengaruh adalah pH dan kandungan oksigen. pH di bawah 5

atau di atas 10, dan konsentrasi oksigen 0.2 mgL-1

akan menyebabkan kematian

ich pada semua stadia (Lom dan Dykova 1992). Ich dilaporkan dapat

menyebabkan kematian baik terhadap ikan peliharaan untuk konsumsi maupun

sebagai ikan hias. Wabah penyakit ich di daerah subtropis biasanya terjadi selama

musim semi dan musim panas, ketika suhu air hangat terjadi peningkatan replikasi

parasit. Faktor lain yang mendukung terjadinya wabah penyakit adalah pada saat

kandungan oksigen terlarut menurun, kepadatan populasi tinggi, kerentanan

spesies, dan kualitas air menurun sehingga ikan mengalami stres (Maki 2002).

Berdasarkan pengalaman empiris, kasus kematian ikan akibat invasi ich di

daerah tropis sering terjadi pada saat akhir musim hujan dan di awal musim

94

kemarau, serta adanya fluktuasi suhu (perbedaan suhu yang menyolok antara

siang dan malam, atau setelah panas turun hujan lebat). Akibat terjadinya

perubahan suhu sehingga ikan mengalami stres. Dengan demikian, akan mudah

terinfeksi oleh penyakit. Mikroorganisme patogen termasuk ich pada umumnya

sudah ada di perairan. Ich stadia dewasa yang sudah lepas dari ikan dinamakan

stadia trophont dapat bertahan lama di alam apabila suhu perairan rendah karena

sudah membentuk kista dan menempel pada substrat. Wabah penyakit

Ichthyophthiriasis ini sering terjadi pada usaha budi daya ikan yang dipelihara di

akuarium atau di kolam yang sering kemasukan ikan-ikan baru yang berpeluang

membawa parasit.

Pencegahan terdahap munculnya suatu penyakit pada ikan merupakan

suatu hal yang penting untuk dilakukan. Salah satu cara yang dapat dilakukan

untuk pencegahan tersebut adalah dengan pemberian vaksin. Pemberian vaksin

ich pada awal masa pemeliharaan ikan merupakan suatu hal yang perlu dilakukan

agar ikan tidak terinfeksi oleh parasit ich. Pemberian vaksin mempunyai banyak

kelebihan, apabila dibandingkan dengan penggunaan bahan kimia. Vaksin dapat

meningkatkan kekebalan ikan melalui kekebalan spesifik, pemberian vaksin juga

aman untuk ikan (Ellis 1988). Hal ini terbukti dengan pemberian vaksin ich

(stadia theront yang diinaktifkan) kepada ikan mas yang dipelihara pada suhu

20⁰C telah mampu meningkatkan angka sintasan dari 58.12±2.16% (tanpa

pemberian vaksin ich) menjadi: 82.00±3.36% (setelah diberi vaksin). Demikian

juga dengan ikan yang dipelihara pada suhu 24⁰C yang tidak diberi vaksin adalah

sebesar 73.88±1.62% sedangkan yang diberi vaksin adalah sebesar 89.66±3.53%,

demikian juga pada suhu 28⁰C yang tidak diberi vaksin adalah: 74.10±4.18%,

sedangkan yang diberi vaksin meningkat menjadi 100%.

Keberhasilan pemberian vaksin ich kepada ikan juga dipengaruhi oleh

suhu air media pemeliharaan. Alishahi dan Buchmann (2006) melaporkan bahwa

ikan rainbow trout yang diberi vaksin theront dan dipelihara pada suhu 12ºC dan

20ºC, titer antibodi tertinggi pada suhu 12ºC adalah: 34.3, sedangkan pada suhu

20ºC adalah sebesar 46.0. Rendahnya titer antibodi yang dihasilkan pada ikan

yang dipelihara pada suhu 20ºC menandakan bahwa pada suhu rendah titer

antibodi yang dihasil lebih sedikit bila dibandingkan dengan ikan yang dipelihara

95

pada suhu 24 dan 28ºC. Nikoskelainen et al. (2004) melaporkan bahwa pada suhu

rendah terjadi imunosupresif (penekanan imun) pada ikan. Dengan demikian ikan

masih bisa terinfeksi oleh ich. Hal ini juga terbukti dengan masih tingginya angka

prevalensi ich pada ikan yang telah diberi vaksin ich dan dipelihara pada suhu

20ºC, yaitu sebesar 80.03%. Walaupun angka prevalensi ich tinggi namun tidak

menimbulkan angka kematian yang tinggi. Hal ini terbukti dengan masih

tingginya angka sintasan yang dihasilkan pada suhu 20ºC, yakni sebesar

82.00±3.36%. Dengan demikian jelas bahwa pemberian vaksin ich dapat mening-

katkan angka sintasan ikan mas yang dipelihara pada suhu rendah.

KESIMPULAN UMUM

1. Suhu dapat mempengaruhi kondisi fisiologis dan hematologis ikan.

2. Ikan yang dipelihara pada suhu rendah mengalami stres dan mudah terinfeksi

oleh ich.

3. Pemberian vaksin ich pada ikan menyebabkan berkurangnya stres dan

meningkatkan angka sintasan.

SARAN

1. Perlu penelitian tentang potensi dari setiap stadia ich sebagai sumber

antigen dalam pembuatan vaksin

2. Disarankan untuk menurunkan prevalensi ich dan laju mortalitas sebaiknya

ikan mas dipelihara pada suhu 28⁰C

3. Pemberian vaksin ich diutamakan untuk ikan-ikan yang dipelihara pada suhu

rendah

UCAPAN TERIMA KASIH


beri bantuan dana melalui kegiatan penelitian Hibah Bersaing tahun 2010 dan

2011.

96

DAFTAR PUSTAKA

Affandi R, Tang UM. 2002. Fisiologi Hewan Air, Unri Press. 217 halaman.

Alishahi M, Buchmann K. 2006. Temperature dependent protection against

Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet) following immunization of rainbow

trout using live theronts. Diseases of Aquatic Organisms 72: 269–273.

Anderson DP, Swicki AK. 1995. Basic hematology and serology for fish health

program. Dalam : Sharif, Arthur R, Subangshinghe RP. (ed) Fish health

section Asian fisheries society. Halaman 185–202.

Anderson DP.1996. Environmental factors in fish health, Immunologycal aspect.

Dalam Iwana G dan Nakanishi T. The fish immune system. Academic

Press, London. Halaman 289-310

Atli G, Canli M. 2008. Characterization of branchial Na,K-ATPase from three

freshwater fish species (Oreochromis niloticus, Cyprinus carpio, and

Oncorhynchus mykiss). Turkey Journal Zooloogy 32, 299–304.

Bastiawan,Wahid DA, Alifuddin M, Agustiawan I. 2001. Gambaran darah lele

dumbo (Clarias spp) yang diinfeksi cendawan Aphanomyces spp pada pH

yang berbeda. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia 7(3): 4–61.

Berne R, Levy MN. 1988. Physiology. Second Edition.Mosby Company. St.

Louis. Washington, D.C. Toronto. Halaman 962-969.

Bozorgnia A, Hosseinifard M, Alimohammadi R. 2011. Acute effect of different

temperature in blood parameters of common carp (Cyprinus carpio). 2011

2nd

International Conference on Enviromental Science and Technology.

IPCBEE 6.52-55. IACSIT Press, Singapore.

Cataldi EP, Marco D, Mandich A, Cataudella S. 1998. Serum parameter of

adriatic sturgeons Acipensernaccarii (Pisces: Acipenseriformes): effects of

temperature and stress. Comparative Biochemistry and Physiology Part A

121: 351–354.

Cholik F, Jagatraya AG, Poernomo RP, Jauzi A. 2005. Akuakultur tumpuan

harapan masa depan bangsa. Masyarakat Perikanan Nusantara kerjasama

dengan Akuarium Air Tawar. Jakarta 415 halaman.





98

Craig S, Philip K, Xu DH, Richard S. 2005. Overview of the immune sytem of

fish (Abstrak). Aquaculture America Conference. http//

www.ars.usda.gov.recearch/publication/htm. Kunjungan 15/02/2008.

Dang Z, et al. 2000. Cortisol increases Na+/K

+-ATPase density in plasma

membranes of gill chloride cell in the freshwater tilapia Oreochromis

mossambicus. The Journal of Experimental Biology 203: 2349-2355.

Dalgaard M, Li A, Buchmann K. 2002. Immunitation of rainbow trout fry with

Ichthyophthirius multifiliis sonicate: protection of host and immunological

changes. Bulletin of the European association of fish pathologist 22: 287–

297.

Darmanto. 2003. Respons kebal ikan mas koki (Carasius auratus L.) melalui

vaksinasi dan imunostimulasi terhadap infeksi bakteri Aeromonas-

hydrophila. [tesis] Bogor. Program Pascasarjana Institut Pertanian Bogor.

54 halaman.

Dharmawan NS. 2002. Pengantar patologi klinik veteriner: Hematologi Klinik.

Universitas Udayana. Denpasar. 111 halaman.

Dickerson HW. 2006. Ichthyophthirius multifiliis and Cryptocaryon irritans

(Phylum Ciliophora). Dalam :Fish Diseases and Disorders. Volume 1

Protozoan and Metazoan Infections 2nd

Edition. University of Guelph

Canada. Halaman 130-131.

Douglas SE, Gallant JW, Gong Z, Hew C. 2001. Cloning and developmental

expression of a family of pleurosidin-like antimikrobial peptides from

winter flounder, Pleuronectes americanus (Walbaum). Developmental and

Comparative Immunology 25: 137–147.


halaman

Ellis AE.1988. Fish vaccination.Academic Press London. 255 halaman.

Elsayed EE, Ezz El Dien N, Mahmoud MA. 2006. Ichthyopthiriasis: Various fish

susceptibility or presence of more than one strain of the parasite. Nature

and Science 4 (3): 5–13.

Engstad RE, Robersten B, Frifold E. 1992. Yeast glucan induced increase in

lysozyme and complement-mediated haemolytic activity in atlantic salmon

blood. Fish and Shelfish Immunology 2: 287–297.

Esfandiari A.1997. Perubahan profil hematologi kambing local yang diinfeksi

dengan Haemonchus contortus (Rudolphi,1983). [tesis]. Bogor. Program

Pascasarjana Institut Pertanian Bogor. 68 halaman.

http://www.ars.usda.gov.recearch/publication/htm.%20Kunjungan%2015/02/2008

99

Evans DH, Claiborne JB. 2006. The physiology of fishes. Third Edition. Taylor

& Francis. 601 halaman.

Ewing MS, Kocan KM. 1986. Ichthyophthirius multifiliis (Ciliophora)

development in gill epithelium. Journal Protozoology 33(3): 369-374.

Flajšhans M, Hulata G. 2007. Common carp-Cyprinus carpio Genimpact final

scientific report. Halaman 32-39.

Farabi SMV, Najafpour Sh, Najafpour GD. 2009. Aspect of osmotic-ions

regulation in juvenile ship, Acipenser nudiventris (Lovetsky,1828) in the

shoutheast of Caspian sea. World Applied Sciences Journal 7(9): 1090–

1096.

Foster R, Smith M, Nash H. 2006. Complete blood count (CBC). http//pet-

education.com./article.cfm (2 Juni 2012).

Fujaya Y. 2004. Fisiologi ikan. Penerbit Rineka Cipta. Jakarta. 179 halaman

Gabriel UU, Amakiriand EU, Ezeri GNO. 2007. Haematology and gill pathology

of Clarias gariepinus exposed to refined petroleum oil, kerosene under

laboratory conditions. Journal of Animal and Veterinary Advances 6(3).

46–465.

Ganong WF. 1995. Buku ajar fisiologi kedokteran. Alih bahasa: Andrianto P.

Editor Oswari J. Penerbit Buku Kedokteran.757 halaman.

Gbore FA, Oginni O, Adewole AM, Aladetan JO. 2006. The effect of

transportation and handling stress on haematology and plasma

biochemistry in fingerlings of Clarias gariepinus and Tilapia zilii. Word

Journal of Agriculture Sciences 2(2): 208-212.

Gratzek JB.1991. Parasites associated with freshwater tropical fishes Dalam

Fish Medicine. WB. Sounders Company Harcourt Brace Jovanovich, Inc.

halaman 575-576.

Guyton AC, Hall JE. 1997. Textbook of medical physiology . (Buku Ajar Fisiologi

Kedokteran). Ed ke-7. Diterjemahkan oleh Setiawan I, Tengadi KA,

Sentoso A. Penerbit Buku Kedokteran, EGC. Jakarta 1353 halaman.

Harper C, Wolf JC. 2009. Morphologic effects of the stress response in fish.

ILAR Journal 50(4): 387-396.

Hastuti S. 2004. Respons fisiologi ikan gurami (Osphronemus gouramy, Lac.)

yang diberi pakan mengandung kromium-ragi terhadap penurunan suhu

lingkungan. (disertasi). Bogor. Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian

Bogor. 103 halaman.

100

Hidayaturrahmah 2011. Dinamika lipid dan profil asam lemak volatil (VFA)

parsial serta hematologi domba yang diberi fraksi ekstrak daun katuk

(Sauropus-androgynus L. Merr). (thesis). Bogor. Sekolah Pascasarjana

Institut Pertanian Bogor. 75 halaman.

Hoar WS. 1984. General & comparative physiology. Third Edition. Prentice Hall

of India Private Limited. Halaman 659–676.

Howerton R. 2001. Best management practices for Hawaiian aquaculture. Center

for tropical and subtropical aquaculture. Publication 148: 7-31.

Hrubec TC, Jenifer LC, Smit SA. 2000. Haematologi and plasma chemistry

referance interval for cultured tilapia (Oreochromis hybrid). Veterinary

Clinical Pathology 29 (1): 7–12.

Hrubec TC, Smith SA. 2010. Hematology of fishes. Dalam Weiss DJ. dan

Wardrop KJ, editor. Schalm’s Veterinary hematology. 6rd

Ed. Wiley-

Blackwell. Ltd., Publication. Halaman 994–1003.

Irianto A. 2005. Patologi ikan teleostei. Gajah Mada University Press. 256

halaman

Isnaeni W. 2006. Fisiology Hewan. KanisiusYokyakarta. 288 halaman

Iwama G, Nakanishi T. 1996. The fish immune system. Academic Press, London.

Johnny F, Zafran, Rosa D, Mahardika K. 2003a. Hematologis beberapa spesies

ikan laut budi daya. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia 9 (4). 63-71.

Johnny F, Tridjoko, Des Rosa. 2003b. Studi pendahuluan pengaruh hormone

steroid terhadap keragaan hematologi induk ikan kerapu bebek

(Cromileptes altivelis). Jurnal Veteriner (Veterinary Journal) 4 (4). http://

www.jvetnud.com/archives/66. Kunjungan 10/02/2008 19:57.

Jorgensen TR, Buchmann K. 2007. Stress response in rainbow trout during

infection with Ichthyophthirius multifiliis and formalin bath treatment.

ACTA Ichthyologicaet Piscatoria 37 (1): 25–28.

Kamiso HN. 1996. Metode pencegahan hama dan penyakit ikan karantina dengan

menggunakan vaksin. Makalah disampaikan pada seminar hama dan

penyakit ikan karantina pada tanggal 13 Desember 1996. Cipanas Bogor.

Klontz GW. 1994. Fish hematology. Dalam Stolen et al. (Eds). Techniques in

Fish Immunology-3. Sos Publications. Fair Haven, NJ07704–3303. USA.

Halaman 121.

Koeypudsa W, Jongjareanjai M. 2010. Effect of water temperature on hematology

and virulence of aeromonas hydrophila in hybrid catfish (Clarias

http://www.jvetnud.com/archives/66.%20Kunjungan%2010/02/2008%2019:57

101

gariepinus burchell x C. macrocephalus gunther). Thailan Journal Veteri-

nary Medicine 40(2): 179-186.

Konstantinov AS, Zdanovich VV. 2007. Influence of temperature oscillations on

some hematological values and metabolism of fish. Moscow University

Biological Sciences Bulletin 62 (2): 59-61.


(Oncorhynchus mykiss). Turkey Journal Zoology 26: 249–254.

Kucukgul A, Sahan A. 2008. Acute stress response in common carp (Cyprinus

carpio Linnaeus,1758) of some stressing factors. Journal of Fisheries

Science. Com 2(4): 623-634.

Ling KH, Sin YM, Lam TJ. 1993. Protection of gold fish against some common

ectoparasitic protozoons using Ichthyophthirius multifiliis and

Tetrahymena pyriformis for vaccination. Aquaculture 116: 303-314.

Lobo-da Cunha A, Azevedo C. 1990. Ultrastructural localization of phosphatases

with cerium in ciliated protozoa. Acta Histochem cytochem 23: 467–473.

Lobo-da Cunha A, Azevedo C. 1994. The Golgi apparatus of ciliated protozoon

Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet). Europa Journal Protistology 30:

97–103.

Lom J, Dykova I. 1992. Protozoan parasite of fish development in Aquaculture

and Fisheries. Science 26. Halaman 253–258.

Maki JL. 2002. Ichthyophthirius multifiliis infection and elements of mucosal

immunity in the channel catfish, ictalurus punctatus. A Dissertation

Submitted to the Graduate Faculty of The University of Georgia in Partial

Fulfillment of the Requirements for the Degree. Electronic Version

Approved. 136 halaman.



Matthews RA. 2005. Ichthyophthirius multifiliis Fouquet and ichthyophthiriasis in

freshwater teleosts. Advances Parasitology 59: 159–241.

Molina PE. 2010. Lange Endocrine Physiology. Mc Graw Hill. Http://www.study

temple.com/ (kunjungan 3 Juni 2012).

Mulyana. 1999. Ichthyophthirius multifiliis pada ikan jambal siam (Pangasius

hypophthalmus) dan respons fisiologisnya (tesis). Bogor. Program Pasca-

sarjana, Institut Pertanian Bogor. 65 halaman .

http://www.study/

102

Nielsen KS. 1997. Animal physiology adaptation and environmental. Fifth

edition. Cambridge University Press. Halaman 217–293.

Nigrelli RF, Pokamy KS, Ruggieri GD. 1976. Note on Ichthyophthirius multifiliis

a ciliate parasitic on freshwater fishes with some remark on possible

physiological races and species. Transaction of The American

Microscopic Society, 251: 60–613.

Nikoskelainen S, Bylund G, Lilius EM. 2004. Effect of environmental

temperature on rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) innate immunity.

Developmental and Comparative Immunology, 28: 581–592.

Nofrizal, Yanase K, Arimoto T. 2009. Effect of temperatur on the swimming

endurance and postexercise recovery of jack mackerel Trachurus

japonicus as determined by monitoring. Fish Sciences 75: 1369–1375.

Noga EJ. 2000. Fish diseases diagnosis and treatment. Iowa State University

Press. Halaman 95-97.

Ogut H, Akyol A, Alkan MZ. 2005. Seasonality of Ichthyophthirius multifiliis in

the trout (Oncorhynchus mykiss) farms of the eastern black sea region of

Turkey. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 5: 23-27.

Ortuno J, Esteban MA, Meseguer J. 2002. Effect of high dietary intake of vitamin

C on non-spesific immune response of gilthead seabream (Sparusa urata

L). Fish and Shelfish Immunology 9: 429-443.



multifiliis by immunization with live theronts, trophonts and sonicated

trophonts. Global Veterinaria 3 (4): 329–334.



158–178.


perikanan tangkap. IPB Press. 208 halaman.

Purnamawati 2009. Tingkat perombakan bahan organik sedimen waduk cirata

pada kondisi anaerobik skala laboratorium. [tesis]. Bogor. Sekolah Pasca-

sarjana, Institut Pertanian Bogor. 85 halaman.


freshwater fish Cyprinus carpio exposed to chlorpyrifos. International

Journal of Integrative Biology (IJIB), 3(1): 80–83.

103

Ramsay JM, et al. 2006. Whole-body cortisol is an indicator of crowding stress in

adult zebrafish, Daneo rerio. Aquaculture 258: 565-574.

Randall DJ, Hung CY, Poon WL. 2004. Response of aquatic vertebrates to

hypoxia. Proceedings of the Eighth International Symposium, Chongqing,

China October 12-14, 2004. Halaman 1-10.




in French Mediterranean lagoons. Scientia Marina 72(3). 469–476,


Robert RJ. 1978. Fish pathology. Bailliere Tindall. London. 485 halaman.

Romo ZM, Re AD, Diaz F, Mena A. 2010. Physiological responses of pink

abalone Haliotis corrugata (Gray,1828) exposed to different combinations

of temperature and salinity. Aquaculture Research 41: 953–960.

Saanin 1986. Taksonomi dan kunci identifikasi ikan. Bina Cipta. Bandung.

Sakai DK. 1984. Opsonization by fish antibody and complement in the immune

phagocytosis by peritoneal exudates cells from salmoned fish. Journal

Fish Diseases 7: 29–38.

Shrimpton JM, Zydlewski JD, McCormick D. 2001. The stress response of

juvenile American Shad to handling and confinement is greater during

migration in freshwater than in seawater. Transactions of the American

Fisheries Society, 130: 1203–1210.

Siakpere K. Ovie. Obogu, Oghoghene E. 2008. Sublethal haematological effects

of zinc on the freshwater fish, Heteroclarias sp. (Osteichthyes: Clariidae).

African Journal of Biotechnology 7(12): 2068–2073.

Sin YM, Ling KH, Lam TL. 1996. Cell-mediated immune response of goldfish

Carassius auratus (L), to Ichthyophthirius multifiliis. Journal Fish Di-

seases 19: 1-7.

Stanley DW. 1995. A hyaluronidase from Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet). http://www.google.co.id/#q=A+hyaluronidase+from+Ichthyophthirius+multifiliis (kunjurngan Oktober 2008).

Stoskopf SK. 1993. Immunology. Dalam Fish medicine.WB. Saunders Company.

Harcout Brace Jovanovich, Inc. Philadelphia London Toronto Montreal

Sydney Tokyo. Halaman 149–159.

http://www.google.co.id/#q=A+hyaluronidase+from+Ichthyophthirius+multifiliis

104

Supriyadi H, Komarudin O. 2003. Kerusakan jaringan ikan nila (Oreochromis

niloticus) yang terinfeksi penyakit streptococciasis .Jurnal Penelitian

Perikanan Indonesia 9 (2): 35-38.

Syawal H, Mulyadi, Aryani N. 2001. Pengaturan suhu dan padat tebar benih ikan

jambal siam (Pangasius hypophthalmus) terhadap derajad insiden I.

multifiliis. Jurnal Perikanan dan Ilmu Kelautan 6 (2): 66-72.

Syawal H, Siregar YI, Aryani N. 2007. Pembuatan vaksin sel utuh Ich-

thyophthirius multifiliis. Laporan penelitian Hibah Bersaing tahun ke-1.

Lembaga Penelitian Universitas Riau. 42 halaman.

Syawal H, Siregar YI. 2010. Imunisasi ikan jambal siam dengan vaksin

Ichthyophthirius multifiliis. Jurnal Veteriner. Jurnal Kedokteran Hewan

Indonesia 11(3): 163–67.

Tizard I.1987. Pengantar imunologi veteriner. Airlangga University Press Sura-

baya. 497 halaman.

Tucker CS. 1993. Water analysis. Dalam: Fish Medicine. Harcout Brace

Jovanovich WB. Saunders Company. Inc. Philadelphia London Toronto

Montreal Sydney Tokyo. Halaman166–197.



of juvenile sea-bass, Dicentrarchus labrax L. Fish and Shellfish


Wedemeyer GA. 1996. Physiology of fish in intensive culture system. Chapman

and Hall. 115 Fifth Avenue New York. 232 halaman.

Wedemeyer GA. 2001. Fish hatchery management. Edition, 2. American

Fisheries Society. 733 halaman

Witeska M, Kondera E, Lugowska K. 2010. The effects of ichthyophthiriasis on

some haematological parameter in common carp. Turkey Journal

Veterinary Animal Science 34 (3): 267–271.

Woo PTK, Bruno DW, Lim LHS. 2002. Diseases and disorders of finfinsh in

cage culture. CABI Publishing. Halaman 193-230.

Woo PTK. 2006. Fish diseases and disorders. Volume 1 Protozoa and Metazoan

Infections 2nd

edition. University of Guelph Canada. www.cabi.or.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA, Evan JJ. 2000. The early development of

Ichthyophthirius multifiliis in channel catfish in Vitro. Journal of Aquatic

Animal Health 12 (4): 290-296.

http://www.cabi.or/

105

Xu-DH, Klesius PH, Shelby RA. 2004. Immune responses and host protection of

channel catfish, Ictalurus punctatus (Rafinesque), against Ichthyophthirius

multifiliis after immunization with live theronts and sonicated trophonts.

Journal Fish Diseases 27: 135-141.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA. 2007. Evaluation of a cohabitation

challenge model in immunization trials for channel catfish Ich-

taluruspuntatus against Ichthyophthirius mulifiliis. Deseases of Aquatic

Organisms 74: 49-55.

Xu-DH, Klesius PH, Shoemaker CA. 2010. Protective immunity of nile tilapia

against ichthyophthirius (Abstract). World Aquaculture Society. P. 1111.

USDA Agriculture Research Service. Last Modified: 09/23/2011

LAMPIRAN

109

Lampiran 1. Gejala ikan terinfeksi Ichthyophthirius multifiliis dan ciri-ciri

Ichthyophthirius multifiliis

Gejala ikan terinfeksi Ichthyophthirius

multifiliis

Ciri-ciri Ichthyophthirius multifiliis

- Adanya bintik putih di

permukaan tubuh

- Sirip putus

- Sisik lepas

- Ichthyophthirius multifiliis

dewasa bentuknya bundar,

permukaan tubuh dikelilingi

oleh silia.

- Warna transparan

- Mempunyai makro nukleus

seperti tapal kuda

- Pergerakan aktif

- Ukuran 30-1000μm

- Ichthyophthirius multifiliis

bentuknya bundar hingga oval

(seperti buah peer) tubuh

dikelilingi oleh silia

- Bergerak sangat aktif

- Warna transparan

- Ukuran 30-45μm

Sumber: Gratzek 1993

Lampiran 2. Menghitung kepadatan sel theront dari Ichthyophthirius multifiliis

- Ambil satu tetes dari media kultur theront kemudian diamati di bawah

mikroskop dan dihitung berapa jumlah sel theront yang terlihat dari satu

lapang pandang, pengamatan dilakukan empat lapang pandang. Prosedur

yang sama dilakukan tiga kali ulangan

- Hasil yang didapatkan dirata-ratakan kemudian dikonversikan untuk

mengetahui kepadatan dalam 1 mL media kultur, yaitu dengan cara

mengalikan jumlah sel theront dalam 1 tetes media dikali dengan 20

- Angka 20 didapatkan dari 1 mL media terdiri atas 20 tetes.

Sumber : Syawal et al. 2007.

110

Lampiran 3. Histopatologi insang ikan mas akibat diinfeksi dengan Ich

Waktu/Org

an

Perlakuan

T20 T24 T28

72 Jam PI

Insang

Kulit

Diagnosis

-hyperseluler,

infiltrasi sel

limfosit

-infiltrasi sel

mononuklear

(limfosit dan

makrofag)

- fragmentasi

serabut

-peradangan

insang dan kulit

-nekrosis,

desquamasi

selepitel, sel goblet

dan infiltrasi sel

limfosit

-terdapat sel

Goblet, infiltrasi

sel mononuklear

(limfosit dan

makrofag)

-nekrosis insang,

dermatitis

-nekrosis, desquamasi

sel epitel, cyste,

hemorrhage, infiltrasi

sel imfosit dan

magrofag

-nekrosis, infiltrasi sel

limfosit, makrofag dan

eosinofil, terdapat sel

Goblet

-nekrosis, hemosiderin,

dan vakuolisasi

-nekrosis insang,

dermatitis

Keterangan PI = pascainfeksi

Sumber: Laboratorium Diagnostik BALIVET Bogor.

111

Lampiran 4. Prosedur pembuatan vaksin ich dan uji viabilitas terhadap sel theront

(modifikasi dari Sakai 1984)

Kultur ich stadia trophozoid

1. Stadia trophozoid didapatkan dari ikan yang positif terinfeksi ich

2. Trophozoid diisolasi dengan cara mengerik lendir yang ada di permukaan tubuh

ikan yang terinfeksi ich

3. Lendir dimasukan ke dalam botol erlimeyer berukuran 500 mL yang telah diisi

dengan akuades

4. Diinkubasi selama 18-24 jam pada suhu ruang

Untuk memastikan bahwa stadia trophozoid sudah berubah menjadi stadia

theront, dilakukan pengecekan di bawah mikroskop. Pengecekan dilakukan

dengan cara mengambil satu tetes dari media kultur kemudan diletakan di atas

gelas objek dan ditutup dengan kaca penutup lalu diamati dengan menggunakan

mikroskop perbesaran 10x40. Pengamatan dilakukan dengan lima lapangan

pandang

5. Sel theront dipisahkan dari lendir dengan cara sentrifuse, selama 5 menit

dengan kecepatan 3.000 rpm.

6. Supernatan yang dihasilkan diambil beberapa tetes diamati di bawah mikroskop

untuk dihitung kepadatan sel theront (250-300 sel/mL)

7. Inaktivasi sel theront dilakukan dengan cara pemanasan di waterbath pada suhu

47⁰C selama 30 menit. Hasil pemanasan ini diistilahkan sebagai vaksin ich

8. Uji viabilitas yaitu dengan cara mengambil beberapa tetes larutan vaksin

diamati di bawah mikroskop dengan 5 lapang pandang (theront tidak bergerak

lagi). Vaksin dinyatakan aman apabila tidak ditemukan lagi sel theront yang

bergerak

112

Lampiran 5. Prosedur uji imobilisasi (Sigh dan Buchmann 2002)

Persiapan Bahan

- Kultur theront

- Serum

- PBS (Phosfat Buffer Saline) pH 7.2

Peralatan

- Waterbath, mikropipet, 96 well microtitre plate, mikroskop

Prosedur

- Serum dipanaskan dalam waterbath suhu 44⁰C selama 20 menit

- Ke dalam masing-masing sumur (96 well microtitre plate) dimasukkan

50μL PBS

- Tambahkan pada sumur pertama serum sebanyak 50μL, lalu homogenkan.

Diambil 50μL dari sumur pertama yang telah dihomogenkan masukkan ke

sumur kedua, homogenkan lagi. Kemudian diambil 50μL dari sumur

kedua dimasukkan ke dalam sumur ketiga dan dihomogenkan lagi,

demikian seterusnya sampai sumur ke-12

- Tambahkan 25 sel theront ke dalam masing-masing sumur, kemudian

diinkubasi pada suhu ruang. Setiap 30 menit selama 2 jam diamati di

bawah mikroskop. Titer immobilisasi dinyatakan apabila 50% sel theront

tidak bergerak pada pengenceran tertinggi

- Angka titer immobilisasi didapatkan dengan menggunakan rumus log

(n+1), n adalah pada pengenceran tertinggi didapatkan 50% sel theront

tidak bergearak.

113

Lampiran 6. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang dipelihara pada

suhu media yang berbeda

Source DF Anova SS Mean Square F Value Pr > F

Hari 3 159172.6837 53057.5612 9.72E15 <.0001

Suhu 3 322280.4913 107426.8304 1.97E16 <.0001

Hari*Suhu 9 151773.9170 16863.7686 3.09E15 <.

Analisis ragam untuk faktor utama Hari

Hari N Mean

H-0 12 235.31000

H-7 12 275.09000

H-14 12 336.27000

H-21 12 386.09250

Analisis ragam untuk faktor utama Suhu

Suhu N Mean

20 12 415.95500

24 12 328.07500

28 12 302.25000

32 12 186.48250

114

Lampiran 7. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang dipelihara pada


Source DF Anova SS Mean Square F Value Nilai P

Hari 3 24097.43349 8032.47783 86.38 <.0001

Suhu 3 961.58886 320.52962 3.45 0.0281

Hari*Suhu 9 3990.07715 443.34191 4.77 0.0005


Hari N Mean

H-0 12 125.380

H-7 12 125.584

H-14 12 83.693

H-21 12 78.009


Suhu N Mean

20 12 109.129

24 12 104.656

28 12 102.142

32 12 96.739

115

Lampiran 8. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang dipelihara pada



Hari 3 164.9844500 54.9948167 11.68 <.0001

Suhu 3 120.4453500 40.1484500 8.53 0.0003

Hari*Suhu 9 97.4962000 10.8329111 2.30 0.0401


Hari N Mean

H-0 12 20.6667

H-7 12 15.8175

H-14 12 16.5575

H-21 12 18.0450


Suhu N Mean

20 12 15.1917

24 12 17.7917

28 12 19.2792

32 12 18.8242

116

Lampiran 9. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang dipelihara

pada suhu media yang berbeda


Hari 3 13.75898958 13.29621875 24.39 <.0001

Suhu 3 4.64523958 1.54841319 8.23 0.0003

Hari*Suhu 9 13.29621875 1.47735764 7.86 <.0001


Hari N Mean

H-0 12 8.2433

H-7 12 7.6367

H-14 12 8.5942

H-21 12 9.1083


Suhu N Mean

20 12 8.0558

24 12 8.1742

28 12 8.4958

32 12 8.8567

117

Lampiran 10. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang dipelihara pada



Hari 3 159172.6837 53057.5612 9.72E15 <.0001

Suhu 3 322280.4913 107426.8304 1.97E16 <.0001

Hari*Suhu 9 151773.9170 16863.7686 3.09E15 <.0001


Hari N Mean

H-0 12 235.31000

H-7 12 275.09000

H-14 12 275.09000

H-21 12 235.31000


Suhu N Mean

20 12 415.95500

24 12 328.07500

28 12 302.25000

32 12 186.48250

118

Lampiran 11. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang dipelihara pada



Hari 3 765.9482250 255.3160750 214.03 <.0001

Suhu 3 33.6135583 11.2045194 9.39 0.0001

Hari*Suhu 9 27.0266750 3.0029639 2.52 0.0263


Hari N Mean

H-0 12 2.0667

H-7 12 3.8333

H-14 12 2.6833

H-21 12 2.2883


Suhu N Mean

20 12 6.5000

24 12 5.3883

28 12 4.6833

32 12 4.3000

119

Lampiran 12. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang diinfeksi

dengan ich


Hari 2 315.266 157.633 53.213 .000

Suhu 2 20.266 10.133 3.421 .047

Hari*Suhu 4 2.675 .669 .226 .922



Suhu N Mean

20 12 7.993

24 12 9.226

28 12 9.789

Hari N Mean

0 12 4.854

3 12 10.598

5 12 11.556

120

Lampiran 13. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 299.879 149.939 5.440 .010

Suhu 2 119.892 59.946 2.175 .133

Hari*Suhu 4 499.782 124.946 4.533 .006

Analisis ragam untuk faktor utama Hari :

Hari N Mean

0 12 17.379

3 12 11.672

5 12 18.138


Suhu N Mean

20 12 16.068

24 12 13.345

28 12 17.777

Lampiran 14. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 5.727 2.864 4.463 .021

Suhu 2 1.268 .634 .988 .385

Hari*Suhu 4 1.878 .470 .732 .578

Analisis ragam faktor untuk utama Hari

Hari N Mean

0 12 3.307

3 12 2.341

5 12 2.699


Suhu N Mean

20 12 2.576

24 12 3.030

28 12 2.741

121

Lampiran 15. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 1038.879 519.439 .852 .438

Suhu 2 1741.968 870.984 1.428 .257

Hari*Suhu 4 2000.538 500.134 .820 .524


Hari N Mean

0 12 5.381

3 12 16.917

5 12 5.667


Suhu N Mean

20 12 19.113

24 12 5.244

28 12 3.607

Lampiran 16. Analisis ragam nilai limfosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 203.389 101.694 11.721 .000

Suhu 2 1452.722 726.361 83.721 .000

Hari*Suhu 4 192.611 48.153 5.550 .002



Suhu N Mean

20 12 48.833

24 12 51.917

28 12 37.167

Hari N Mean

0 12 46.500

3 12 48.583

5 12 42.833

122

Lampiran 17. Analisis ragam nilai monosit ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 122.167 61.083 4.436 .022

Suhu 2 666.500 333.250 24.204 .000

Hari*Suhu 4 180.333 45.083 3.274 .026


Hari N Mean

0 12 42.833

3 12 43.417

5 12 47.000


Suhu N Mean

20 12 41.250

24 12 41.500

28 12 50.500

Lampiran 18. Analisis ragam nilai neutrofil ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 12.389 6.194 .910 .414

Suhu 2 83.389 41.694 6.127 .006

Hari*Suhu 4 135.444 33.861 4.976 .004


Hari N Mean

0 12 8.833

3 12 10.250

5 12 9.333


Suhu N Mean

20 12 10.333

24 12 7.333

28 12 10.750

123

Lampiran19. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 251096.316 125548.158 . .

Suhu 2 17032.673 8516.336 . .

Hari*Suhu 4 201378.040 50344.510 . .


Lampiran 20. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari 2 1436.989 718.494 2.252 .125

Suhu 2 631.072 315.536 .989 .385

Hari*Suhu 4 1064.930 266.232 .835 .515


Hari N Mean

0 12 47.47083

3 12 62.61333

5 12 57.80833


Suhu N Mean

20 12 61.8725

24 12 53.34667

28 12 52.67333

Hari N Mean

0 12 395.9033

3 12 548.25

5 12 353.84


Suhu N Mean

20 12 461.97

24 12 409.9133

28 12 426.11

124

Lampiran 21. Analisis ragam untuk nilai osmolaritas ikan mas yang diinfeksi

dengan ich


Hari 2 6718.056 3359.028 5.750 .008

Suhu 2 2977.556 1488.778 2.548 .097

Hari*Suhu 4 2406.944 601.736 1.030 .410


Hari N Mean

0 12 302.167

3 12 272.583

5 12 300.917


Suhu N Mean

20 12 280.167

24 12 302.333

28 12 293.167

Lampiran 22. Analisis ragam prevalensi ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari*Suhu 2 147.8786000 73.9393000 5.76 0.0402

Lampiran 23. Analisis ragam sintasan ikan mas yang diinfeksi dengan ich


Hari*Suhu 2 252.159 126.079 30.452 .000

125

Lampiran 24. Analisis ragam nilai hematokrit ikan mas yang diberi vaksin dan

diuji tantang dengan ich


Hari 3 374.106 124.702 4.944 .004

Suhu 3 152.481 50.827 2.015 .121

Hari*Suhu 9 454.002 50.445 2.000 .054


Hari N Mean

0 12 19.82

7 12 13.74

14 12 17.30

21 12 17.08


Suhu N Mean

0 12 16.425

7 12 14.99

14 12 18.13

21 12 18.40

126

Lampiran 25. Analisis ragam kadar hemoglobin ikan mas yang diberi vaksin

dan diuji tantang dengan ich


Hari 3 56.193 18.731 4.987 .004

Suhu 3 28.803 9.601 2.556 .063

Hari*Suhu 9 28.441 3.160 .841 .581


Hari N Mean

0 12 9.865

7 12 9.977

14 12 10.511

21 12 8.266


Suhu N Mean

0 12 10.304

7 12 8.870

14 12 10.167

21 12 9.279

Lampiran 26. Analisis ragam total eritrosit ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 11.048 3.683 6.515 .001

Suhu 3 10.427 3.476 6.149 .001

Hari*Suhu 9 7.044 .783 1.385 .214


Hari N Mean

0 12 2.612

7 12 1.909

14 12 2.396

21 12 1.680


Suhu N Mean

0 12 1.978

7 12 1.650

14 12 2.395

21 12 2.575

127

Lampiran 27. Analisis ragam total leukosit ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 66.791 22.264 7.500 .000

Suhu 3 39.115 13.038 4.392 .007

Hari*Suhu 9 88.692 9.855 3.320 .002


Hari N Mean

0 12 3.250

7 12 4.215

14 12 1.750

21 12 2.490


Suhu N Mean

0 12 3.890

7 12 3.295

14 12 2.220

21 12 2.300

128

Lampiran 28. Analisis ragam nilai limfosit ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 217.938 72.646 3.632 .017

Suhu 3 664.338 221.446 11.072 .000

Hari*Suhu 9 1127.413 125.268 6.263 .000


Hari N Mean

0 12 45.250

7 12 43.400

14 12 39.500

21 12 38.100


Suhu N Mean

0 12 41.300

7 12 39.650

14 12 41.100

21 12 44.200

129

Lampiran 29. Analisis ragam nilai monosit ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 290.437 96.812 6.393 .001

Suhu 3 1070.838 356.946 23.571 .000

Hari*Suhu 9 642.912 71.435 4.717 .000


Hari N Mean

0 12 39.500

7 12 42.700

14 12 43.550

21 12 44.600


Suhu N Mean

0 12 44.300

7 12 46.300

14 12 36.550

21 12 43.200

Lampiran 30. Analisis ragam nilai neutrofil ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 597.037 199.012 21.706 .000

Suhu 3 328.838 109.613 11.955 .000

Hari*Suhu 9 486.812 54.090 5.899 .000


Hari N Mean

0 12 16.050

7 12 17.100

14 12 21.450

21 12 17.950


Suhu N Mean

0 12 17.150

7 12 14.600

14 12 22.150

21 12 18.650

130

Lampiran 31. Analisis ragam kadar kortisol ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 44413.873 14804.624 77.745 .000

Suhu 3 1027.360 342.453 1.798 .167

Hari*Suhu 9 39513.443 4390.383 23.056 .000


Hari N Mean

0 12 236.872

7 12 165.046

14 12 160.372

21 12 193.023


Suhu N Mean

0 12 190.677

7 12 186.396

14 12 195.289

21 12 182.951

Lampiran 32. Analisis ragam kadar glukosa ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 53757.478 17919.159 64.770 .000

Suhu 3 4986.879 1662.293 6.008 .001

Hari*Suhu 9 3024.025 336.003 1.215 .302


Hari N Mean

0 12 49.944

7 12 89.339

14 12 104.125

21 12 42.507


Suhu N Mean

0 12 64.330

7 12 63.087

14 12 81.127

21 12 77.372

131

Lampiran 33. Analisis ragam nilai osmolaritas ikan mas yang diberi vaksin



Hari 3 56384.896 18794.965 21.686 .000

Suhu 3 29508.896 9836.299 11.349 .000

Hari*Suhu 9 44590.021 4954.447 5.717 .000

Lampiran 34. Analisis ragam prevalensi ikan mas yang diberi vaksin



Hari*Suhu 3 11371.38063 3790.46021 84.50

<.0001

.

Lampiran 35. Analisis ragam sintasan ikan mas yang diberi vaksin



Hari *Suhu 3 724.606 241.535 74.346 .000

Documents

EFEKTIVITAS PEMBERIAN VAKSIN Ichthyophthirius multifiliis ... · golongan Protozoa, ... Untuk melihat perubahan gambaran darah, ... Pada suhu rendah, titer antibodi lebih lama terbentuk