DETERMINACIÓN, ESTUDIO DE ASPECTOS BIOLÓGICOS Y ECOLÓGICOS DE LA FAUNA DE VERTEBRADOS EN YARABAMBA – QUEQUEÑA (ABRIL-JULIO 2015)

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

ESCUELA PROFESIONAL Y ACADÉMICA DE BIOLOGÍA

DETERMINACIÓN, ESTUDIO DE ASPECTOS BIOLÓGICOS Y

ECOLÓGICOS DE LA FAUNA DE VERTEBRADOS EN YARABAMBA –

QUEQUEÑA (ABRIL-JULIO 2015)

AUTORES:

LOA GUIZADO, SANDRA.

LUQUE MEDINA, JULIETH.

MINGA GUZMAN, DAVID.

SILVA HOLGADO, DAVID.

TACCA HUANACUNI, MARIA.

VERGARAY MAMANI, YOVELYNN.

ASESOR

Dr. ALBERTO MORALES HURTADO

AREQUIPA-PERÚ

2015


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INDICE

Resumen 3

Introducción 4

Objetivos 5

General 5

Específicos 5

Generalidades 6

Marco teórico 6

Revisión bibliográfica 18

Áreas de trabajo 19Ubicación: política y geográfica 19

Características ecológicas 25

Materiales 30

De Campo 30

De Laboratorio 31

Metodología 32

De Campo 32De Laboratorio 52

Resultados 63

Conclusiones 95

Bibliografía 96

Anexos 98


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I. OBJETIVOS

a. General

Determinación, estudio de aspectos biológicos y ecológicos de

la fauna de vertebrados en Yarabamba – Quequeña (Abril-Julio

2015)

b. Específicos

Determinar las especies de vertebrados presentes en

Yarabamba y Quequeña (Abril-Julio 2015).

Estudiar el aspecto biológico (morfometría ) de anfibios, reptiles

y mamíferos de Yarabamba y Quequeña (Abril-Julio 2015).

Estudiar aspectos ecológicos como la distribución por campos

vitales y el monitoreo de aves de Yarabamba y Quequeña

(Abril-Julio 2015).


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II. GENERALIDADES

a. Marco teórico

1.1 Fauna silvestre

La palabra fauna se utiliza para referirse genéricamente a toda la

diversidad animal existente en un lugar o región. Sin embargo, el

término fauna silvestre tiene una connotación más restringida.

Debemos entender por fauna silvestre, en el sentido más amplio de

la palabra, a todos aquellos animales que viven en libertad sin recibir

ninguna ayuda directa del hombre para satisfacer sus necesidades

(alimento, abrigo, pareja, etc.). Así quedan incluidos vertebrados e

invertebrados (Gallina y López, 2011).

1.2 Vertebrados

A. Clase Actinopterygii

Son vertebrados acuáticos poiquilotermos con respiración

branquial y con aletas. Son los vertebrados más antiguos,

habiéndose originado a partir de un cordado antecesor

desconocido en el Cámbrico. Los peces óseos modernos

(peces teleósteos) se han diversificado en 23 600 especiesque representan una enorme variedad de adaptaciones en la

forma del cuerpo como el comportamiento y las preferencias

ecológicas. Las dos clases de Osteíctios (peces óseos)

presentan una serie de caracteres comunes que permiten

identificarlos y diferenciarlos de los otros grupos de peces:

1. Esqueleto parcial o totalmente osificado (hueso

endocondral o membranoso)

2. Cráneos con suturas

3. Cámara branquial cubierta por una serie de huesos

(aparato opercular).

4. Recubrimiento del cuerpo con escamas óseas.

5. Vejiga natatoria o pulmón funcional generalmente

presente.

6. Baja concentración de urea en la sangre. (Gallina y López,

2011).


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B. Clase Amphibia

Vertebrados con mayor tendencia a la vida acuática que a la

terrestre, en su mayoría están conformados para poder

desenvolverse con facilidad en los dos medios. En un principio

llevan vida acuática y respiran por branquias. Sus tegumentos

son lisos, de temperatura variable. Posee cuatro miembros de

locomoción con cuatro dedos de la extremidad anterior y cinco

en la extremidad posterior, con discos adhesivos

(Leptodactillidae), que ayudan a fijarse al sustrato; con

coloraciones diversas.

La fauna de anfibios del departamento de Arequipa es

reducida. Solo cinco especies pertenecientes a dos familias(Bufonidae y Leptodactylidae) se encuentran presentes. Este

bajo número de especies está determinado por la condición

árida extrema que hay en la mayor parte del territorio

arequipeño. Los sapos son animales extraordinariamente

dependientes del agua o regiones húmedas, lo que condiciona

su pobreza en el departamento. Por ello es que se los

encuentra presente solo en los valles ribereños o en losarroyos y ríos mismos. Los tablazos desérticos o pampas

constituyen la barrera ecológica más restrictiva que tienen los

anfibios en el departamento. (PEFAUR, 1978)

C. Clase reptilia

Son vertebrados amniotas de temperatura variable, con un

epitelio queratinizado, desprovisto de gandulas, a menudo la

dermis se osifica y forma un exoesqueleto, como sucede en

tortugas y las placas ventrales de los cocodrilos, lo cual le

permite penetrar en biotopos secos. El cráneo se une a la

columna vertebral por un solo cóndilo occipital, presenta una

osificación completa del esqueleto, la mandíbula inferior

formada por varios huesos, se articula con el cráneo por

medio del hueso cuadrado. El corazón se compone de dos

aurículas y de un ventrículo (excepcionalmente en cocodrilos,


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tienen dos ventrículos). Los huevos son telolecitos su

desarrollo se realiza fuera del agua; el medio acuático es

sustituido por el líquido amniótico que baña al embrión. Las

glándulas venenosas son característica de algunos Ofidios

están situadas debajo y detrás de los ojos, según el aparato

inoculador del veneno se dividen en áglifos, opistóglifos,

proteróglifos y solenóglifos. (PEFAUR, 1978)

D. Clase aves

Son vertebrados amniotas con el cuerpo recubierto de plumas,

temperatura constante. Las extremidades anteriores están

transformadas en alas. Esqueleto completamente osificado.

Corazón con dos aurículas y dos ventrículos. Respiraciónpulmonar. Posee dos sacos aéreos. La fecundación es

interna. La piel es delgada y flexible carece de glándulas. La

dermis a veces se carga de grasa formando un panículo

adiposo alrededor del cuerpo. Las únicas glándulas que

existen son las glándulas uropigiales, situadas en la base de la

cola. Segregan una sustancia sebosa de olor característico: el

ave coge el sebo con el pico y unta con él sus alas. Están másdesarrollados en especie acuática y faltan en alguna de ellas.

La piel alrededor de cada mandíbula se endurece mucho y

forma una especie de estuche corneo o ranfoteca, los orificios

nasales se abren en la parte anterior de la ranfoteca. El pico

varía muchísimo y generalmente depende del régimen

alimenticio. En la mayoría de aves las patas están cubiertas

de escamas, de origen epidérmico, muy semejantes a la de

los reptiles (saurios), las garras son consideradas como

escamas especializadas, la mayoría se recurva en forma de

gancho, en su parte dorsal son más gruesas. En los machos

de algunas especies se localiza en el tarso-metatarso una

garra cornea o espolón. En algunas especies de aves se

distingue las plumas, el plumón y filoplumas. Las plumas cada

una consta de un eje en el cual se distinguen una parte inferior

hundida en un folículo llamada cañón o cálamo y una parte


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superior o raquis, el cálamo tiene un orificio u ombligo inferior

en su base. A cada lado del raquis hay una serie de barbas

paralelas, cuyo conjunto constituye el estandarte.

Cada barba a su vez está provista de numerosas barbillas. En

el punto de unión del raquis con el cálamo existe un ombligo

superior y a sus lados se localiza un segundo estandarte en

forma de plumón o hiporraquis. Las plumas se llaman tectrices

cuando cubren todo el cuerpo, rémiges cuando se insertan en

las alas, y rectrices o timoneras cuando forman la cola. El

plumón está formado por un cálamo y un raquis reducidos, y

por unas barbas largas y flexibles provistas de corta barbilla.

Lo tienen los pollos al nacer y algunos adultos debajo de las

plumas. Las filoplumas presentan un largo raquis con algunasbarbas y barbillas en su extremo.

Crecen en grupos y están distribuidas por toda la superficie

del cuerpo. El color de las plumas varía mucho de unas

especies a otras. (Gallina y López, 2011).

E. Clase Mammalia

Constituyen los mamíferos el grupo más elevado de losvertebrados, que poseen características exclusivas que no se

encuentran en otros grupos. Presentan una superficie corporal

con pelos, es una estructura exclusiva de mamíferos.

Presencia de glándulas mamarias, están en ambos sexos,

pero sólo son funcionales en hembras, glándulas cutáneas,

diversificación y desarrollo. Mandíbula compuesta por un solo

hueso primario, son vertebrados quiridiados, que pueden tener

especializaciones para el nado, marcha, salto, la carrera o el

vuelo, algunos pueden ser ápodos.

Son animales de sangre caliente, esto es, tienen temperaturas

constantes diferentes a la del medio ambiente “homeotermos”.

Casi todos poseen viviparismo con desarrollo de placenta

corión-alantoideo, la relación entre la madre y el individuo en

desarrollo se basa en el sentido alimenticio.


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2. ASPECTOS BIOLOGICOS

2.1 Anfibios

2.2

FIG.N°1. Medidad morfométricas de anfibios (Fuente:IBT)

2.3 Reptiles

FIG.N°2.-


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2.4 Mamíferos

FIG.N°.3- Medidas morfométricas de mamíferos (Fuente: Morales)


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MEDIDAS DEL CRÁNEO EN CONSIDERADAS EN LA DETERMINACIÓN DE

ROEDORES

(Tomadas de López, 1978 y Patton y Rogers 1983)

1. Longitud basal (LBA): Distancia de las prolongaciones más anteriores de

los huesos pre maxilares al borde inferior y más interior del agujerooccipital.

2. Longitud basilar (LB): Distancia entre el borde posterior de los alveolos

de los primeros incisivos superiores al borde más anterior e inferior del

borde occipital.

3. Longitud del paladar (LP): Distancia desde la parte posterior externa de

los incisivos hasta las crestas inferiores palatinas.

4. Longitud del diastema (LD): Distancia desde la parte posterior de los

incisivos hasta el borde anterior de la hilera dental.

5. Longitud craneal post-palatina (LCP): Distancia desde el borde posterior

de la fosa glenoidea a la parte más posterior de los cóndilos occipitales.

6. Longitud de la línea molar (LLM): Distancia paralela al eje longitudinal

del cráneo, desde la parte delantera del diente más anterior a la parte

dorsal del diente más posterior.

7. Longitud del foramen incisivo (LFI): Distancia paralela al eje mayor del

cráneo, desde donde comienza el foramen incisivo hasta donde termina.

8. Longitud palatina A (LPA): Tomada desde el margen posterior de os

incisivos hasta el punto más anterior del extremo palatino posterior.

9. Longitud palatina B (LPB): Tomada desde el margen anterior del cuarto

alveolo premolar hasta el punto más anterior del extremo palatino

posterior.

10. Ancho de la fosa Mesopterigoidea (AFM): Tomada paralelamente al eje

transverso del cráneo de la fosa Mesopterigoidea.

11. Anchura maxilar (AM): Tomada desde la hilera dental izquierda del

último diente hasta la hilera dental derecha del último diente.

12. Longitud de la porción timpánica de la bulla auditiva (LBU).

13. Anchura rostral (AR): Ancho mayor del rostro, tomada en la sutura

maxilar-premaxilar.

14. Longitud de la constricción inter-orbital (LCI): Distancia entre las orbitas

en la cúspide del cráneo.


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15. Longitud mayor del cráneo (LMC): Distancia desde las prolongaciones

más anteriores de los huesos premaxilares a la parte más posterior de

los cóndilos occipitales.

16. Longitud nasal (LN): Desde el extremo de los huesos nasales hasta la

sutura fronto-nasal.

17. Longitud rostral (LR): Desde el extremo de los huesos nasales hasta la

apófisis post-orbitaria del hueso frontal.

18. Anchura mastoidea (AM): Anchura máxima del cráneo entre los bordes

extremos de los huesos mastoideos.

19. Anchura cigomática (AC): Distancia máxima entre los bordes externos

de los arcos cigomáticos.

20. Altura rostral (ALR): Desde el borde dorsal del rostro hasta el borde

inferior ventral del rostro.21. Altura craneal (ALC): Desde la parte más alta de la bóveda craneal

hasta la parte as externa de la bulla auditiva.


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FIG.N°.4- Medidas morfométricas de cráneo de mamíferos (Fuente: Morales)


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3. ASPECTOS ECOLOGICOS

3.1 Diversidad

La biodiversidad o diversidad biológica se define como “la

variabilidad entre los organismos vivientes de todas las fuentes,

incluyendo, entre otros, los organismos terrestres, marinos y de otros

ecosistemas acuáticos, así como los complejos ecológicos de los que

forman parte; esto incluye diversidad dentro de las especies, entre

especies y de ecosistemas”. El término comprende, por tanto,

diferentes escalas biológicas: desde la variabilidad en el contenido

genético de los individuos y las poblaciones, el conjunto de especies

que integran grupos funcionales y comunidades completas, hasta el

conjunto de comunidades de un paisaje o región. (Moreno. 2001).

Métodos de mediciones.

La diversidad tiene dos componentes: riqueza (número de

especies) y abundancia relativa de especies. La connotación

usual que se la da al término diversidad, es la del número de

especies. Este tópico ha fascinado a los ecólogos más que

ningún otro, y ello es demostrado por hipótesis que se han

propuesto para explicar porque hay más organismos enalgunos lugares que en otros. (Jaksic. 2001).

Actualmente el significado y la importancia de la biodiversidad

no están en duda y se han desarrollado una gran cantidad de

parámetros para medirla como un indicador del estado de los

sistemas ecológicos, con aplicabilidad práctica para fines de

conservación, manejo y monitoreo ambiental. (Moreno. 2001).

Hay tres tipos fundamentales de hipótesis para explicar ladiversidad de especies, aquellas que apelan a los siguientes

factores:

o Factores temporales

o Factores ambientales

o Factores bióticos

Dentro de Dentro de cada uno de estos tres tipos de hipótesis

hay versiones que apelan a situaciones de equilibrio o


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desequilibrio comunitario en cuanto al grado de saturación de

especies. (Jaksic. 2001).

3.2 Abundancia

Frecuencia de individuos de una especie en un área geográfica

dada1. Saber cuántas especies hay en un coto o cómo se distribuye

su abundancia dentro del mismo es una información básica Carlos

Calvete (2006). De este modo uno puede tomar juicios, de índole

ambiental como por ejemplo trabajos de impacto ambiental por

influencia antropogenica, la Contaminación ambiental es uno de los

problemas más perjudiciales que afecta a la población mundial, a la

flora y la fauna en todo el orbe1. Pero también para conocer laevolución natural de las poblaciones o de su respuesta ante cualquier

medida de manejo que se haya puesto en práctica (ej.

Repoblaciones o manejo del hábitat) Carlos Calvete (2006).

PARA LA DISTRIBUCION DE LAS ESPECIES

Para estudiar la distribución de las especies se ha seguido el criterio

de considerar campos vitales (biotopos) en el área de estudio en

base esencialmente a la asociación de factores florísticos –

vegetacionales y medio ambientales que otorgan al ambiente

unidades con características especiales y que son distinguibles unas

de otras una vez que están han sido caracterizadas. De esta forma

la distribución de las especies es asumida en base a la ocupación de

los diversos campos vitales que se pongan de manifiesto en el área

de estudio

PARA LA ABUNDANCIA RELATIVA (SOLO ARA ESPECIES DE

AVES)

La abundancia relativa de las especies se ha estudiado

considerando la frecuencia de observación en un determinado

tiempo. De tal forma que se establecieron las siguientes categorías:


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Abundante (Ab): una especie es considerada abundante

cuando se le ha observado en diferentes ambientes en

un número mayor a 50 individuos

Común (Co): la especie es considerada común cuando se

le ha observado en diversos ambientes en un numero de

21 a 50 individuos

Frecuente (Fr): se ha considerado especies frecuentes a

aquellas que han sido registradas en varios ambientes en

número de entre 6 a 20 individuos .

Escasa (Es): cuando la especie ha sido observada en

poco ambientes, en número menor a 5 individuos, o en

grupo pero tan solo una vez .


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b. Revisión bibliográfica

Anderson. 1997. Mammals of Bolivia, taxonomy and distribution.

Bull. American museum of natural history. N° 231

Clements, J. y N. Shanny. 2001 birds of Perú. Ibis publishing

company. Los Ángeles.

Fjeldsa, J. y N. Krabbe 1990. Birds of the high andes. Published

by zoological museum. University of copenhagen and apollo

books.

Gonzales, J. A., H. Zeballos, y E. López. 2001. Aves del valle del

colca y la reserva nacional de salinas y aguada blanca. Proyecto

araucaria – valle del colca. Agencia española de cooperation

internacional. Arequipa – peru

Vellard, J. 1960 estudios sobre batracios andinos VI: notas

complementarias sobre Telmatobius. VII: El género pleurodema

en los andes peruanos. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier Prado N°

10

Vellard, J. 1995 estudios sobre batracios andinos III: los

Telmatobius del grupo jelskii. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier

Prado N° 4

Vellard, J. 1995 estudios sobre batracios andinos V: El género

bufo. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier Prado N° 8

Zeballos P., H. y E. López T. 2002. Roedores de Arequipa, clave

para su determinación taxonómica. Dilloniana revista de

investigación, noviembre, 2002, 2 (1), Arequipa-Perú


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III. ÁREAS DE TRABAJO

a. Ubicación: política y geográfica

Se muestreo en tres áreas de trabajo, entre los distritos de Quequeña

y Yarabamba a orillas del río Sogay; en la provincia de Arequipa;

departamento de Arequipa


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AREA DE MUESTREO 1.-

Es una zona con sustrato arenoso, rocoso y el río es pedregoso. El nivel del

agua es de 5-10 cm (menor profundidad), 10-20cm (mayor profundidad).

En lugar se observó Solanáceas, asteráceas y cucurbitáceas, el campamento

se ubicó a S 16°33’54.0” y HO 71°26’50.2” a una altura de 2546 m.s.n.m.

Mapa N°3: Áreas de muestreo (Fuente Google Earth)

Leyenda de Mapa N° 3Delimitación de área de

muestreo

Área de muestreo 1

Área de muestreo 2


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AREA DE MUESTREO N°1

MONTE RIBEREÑOCUERPOS DE AGUA

MONTE RIBEREÑO CUERPO DE AGUA

CAMPO DE CULTIVO EN DESCANSO


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AREA DE MUESTREO 2.-

Es una zona con sustrato arenoso, rocoso y pedregoso con vegetación

arbustiva. El nivel del agua es de 5 - 9 cm (la parte más baja), 23-27cm (la

parte más profunda; agua clara).

En lugar se observó Solanáceas, asteráceas, malváceas y gramíneas, el

campamento se ubicó a S 16°33’49.5” y HO 71°27’10.2” a una altura de 2523

m.s.n.m.

Mapa N°3: Áreas de muestreo (Fuente Google Earth)Leyenda de Mapa N° 3

Delimitación de área de

muestreo

Área de muestreo 1

Área de muestreo 2


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b. Características ecológicas

FLORA

Familia Asteraceae:

Las asteraceae son una familia cosmopolita, sus especies

habitan desde zonas frías hasta los trópicos, pasando por las

zonas templadas y sub-tropicales. Son especialmente

frecuentes en número de especies o número de individuos en

las regiones áridas o semi-áridas abiertas y las regiones de

montañas, de latitudes subtropicales o templadas.

En el Perú ocupa el segundo lugar en diversidad de flora

peruana ya que presenta alrededor de 250 géneros y 1590especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004),

En su mayoría son hierbas, arbustos y subarbustos presentan

hojas simples o rara vez compuestas casi siempre alternas o

en algunos casos opuestas, verticiladas las flores siempre

reunidas en capítulos y sus frutos mayormente son de tipo

cipsela.

Los géneros más representativos en Arequipa son Sonchus,

Encelia, Bacharis.

Familia Malvaceae

Las malvaceae son una familia cosmopolita distribuida

especialmente en Sudamérica presentando 116 géneros y

1550 especies (Mabberley, 1993). En el Perú se hallan 38géneros y 264 especies (Brako & Zarucchi 1993, Ulloa et al.

2004).

Son plantas arbustivas y arbóreas sus hojas son alternas

simples con inflorescencia en cimas axilares o terminales el

fruto es normalmente seco membranoso de tipo bayas.

Los géneros más representativas en Arequipa son Abutilon,

Nototichia, Tarassa, Cristaria, Gaya Fuertesimalva, Palaua.


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Familia Salicaceae

La familia Salicaceae se distribuye principalmente en regiones

templadas del hemisferio norte y unas pocas en el hemisferio

Sur está constituida por 2 géneros y 435 especies (Mabberley,1993).

Son plantas arbóreas y arbustivas formando ectomicorrizas sus

hojas son alternas internas sus flores anemófilas presentan

frutos por lo general en capsulas siendo el género más

representativo en Arequipa es Salix

FamiliaFabaceae

Es una familia cosmopolita se conocen 730 géneros y

aproximadamente 19400 especies (Stevens, 2009). La familia

Fabaceae en el Perú es reconocida por presentar alrededor de

145 géneros y 1000 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa

Ulloa et al., 2004).

Son hierbas algunas veces trepadoras también pueden ser

arbustos o arboles sus hojas son por lo general compuestas,

bipinnaticompuestas, parapinnadas, las flores son solitarias y

en inflorescencia presentando como fruto característico tipo

legumbre

Los géneros más representativos en Arequipa son Adesmia,

Hoffmannseggia, Lupinus, Medicago, Mimosa, Senna.

Familia Anacardiaceae

Familia principalmente tropical y subtropical. Se hallan

representadas en América del Sur, África y Malasia, con

algunos géneros nativos de Norteamérica y Eurasia (Heywood,

1985). Presenta 70 géneros y 600 especies (Stevens, 2001).

Esta familia es reconocida en el Perú por presentar 13 géneros

y 40 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al.,

2004),


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Son plantas arbóreas arbustivas resinosos sus hojas son

compuestas pinnaticompuestas trifoliadas tipo de flores en

inflorescencia y el fruto generalmente drupáceo

El género más representativo en Arequipa es Schinus

Familia Loranthaceae

Son plantas de áreas forestales de regiones tropicales y

templadas de todo el mundo presentan 70 géneros con 940

especies (Heywood, 1985). Esta familia está representada en

la flora peruana por 11 géneros y 63 especies (Brako &

Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004)

Son plantas arbustivas hemiparasitas epifitos sus hojas son

simples opuestas las flores entomófilas de colores vistosos el

fruto es carnoso de tipo baya o drupa

Familia So lanácea

Es una familia cosmopolita que se halla ampliamente

distribuida en las regiones tropicales y templadas existen en

todos los continentes, pero se hallan concentradas en Australia

y América Central y Sur, de donde son endémicos por lo

menos 40 géneros. Presenta 102 géneros y 2460 especies

(Stevens, 2008). En el Perú está representada con alrededor

de 42 géneros y 600 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa

Ulloa et al., 2004).

Son plantas herbáceas con hojas en espiral o alternas las

inflorescencias son normalmente uníparas o bíparas,

helicoidales, pero también son frecuentes las flores solitarias,

sus frutos son por lo general en baya pero puede ser también

en capsula siendo los géneros más representativos de

Arequipa es Cestrum, Dunalia, Solanum


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Familia Cucurbitaceae

Esta familia se encuentra distribuida en regiones tropicales y

subtropicales, Está constituida por 118 géneros y 845 especies

(Stevens, 2009).

La familia Cucurbitaceae es reconocida en el Perú por

presentar alrededor de 27 géneros y 110 especies (Brako &

Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004),

Son plantas de tipo herbaceae a veces leñosas trepadoras,

presentan hojas alternas palmatinervias palmatilobadas las

flores dispuestan en inflorescencias axilares o solitarias an las

axilas, el fruto que presentan es de tipo baya (pepónide) rara

vez capsulas

Familia Poaeceae

Es una familia cosmopolita que se halla distribuida en las

regiones tropicales y en todos los continentes Esta familia

posee unos 668 géneros y alrededor de 10035 especies,

agrupados en 13 subfamilias (APG II, 2003).

La familia Poaceae es reconocida en el Perú por presentar

alrededor de 157 géneros y 750 especies (Brako & Zarucchi,

1993; Ulloa Ulloa et al., 2004)

Plantas de tipo herbáceas a veces de tipo arbusto o arbóreas

presentan hojas simples alternas dísticas con flores en tipo

inflorescencia compuestas el fruto que presenta esta familia es

cariopse rara vez utrículo o aquenio, siendo generos más

representativo de Arequipa son Festuca,

Familia Cactaceae

Familia originaria de las regiones tropicales, subtropicales y

templadas de América,. Habitan desde el nivel del mar hasta

los 4500 m en los Andes centrales de Perú y Chile (Barthlott y

Hunt, en Kubitzki, 1993).


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Esta familia presenta 111 géneros y 1500 especies (Stevens,

2001).

Son plantas crasas perennes que presenta tallos continuos o

articulados globosos ovoides cilíndricos planos angulosos con

costillas o mamelones no presenta hojas típicas, las flores son

comúnmente perfectas predominantemente solitarias que

pueden ser pequeñas o grandes el fruto es generalmente

carnoso en algunos géneros son secos y huecos


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IV. MATERIALES

a. De Campo

Frascos de plástico

Tapers de plástico

Bolsas herméticas

Alcohol 95%

Formol 10%

Cámara fotográfica

Redes de niebla

Parantes

Trampas de golpe

Avena

Sardina

Soguilla

Guantes

Jeringas

Esencia de vainilla

Cinta de agua

Bolsas de tela


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b. De Laboratorio

Tecnopor

Pinzas

Lupa

Estiletes

Tapers de plástico

Guantes

Cámara fotográfica

Regla

Vernier

Alcohol al 95%

Formol 10%

Alfileres

Bórax

Algodón

Alambre


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V. METODOLOGÍA

a. DE CAMPO

PECES

CAPTURA

Según el Instituto de Biodiversidad Tropical una de las forma de captura

apropiada para peces es la de redes tipo D o chinchorros, que son

utilizados en áreas de rabiones, remansos, entre la vegetación marginal,

cauce del río con hojarasca, piedras, arena, etc. Nosotros usamos esta

metodología de captura debido a que el cauce del rio de nuestra área de

muestreo era pedregoso.

FOTO N°1 .- Manipulación de la red tipo D o chinchorros (FUENTE: IBT)

Nosotros utilizamos una red fabricada artesanalmente en forma de saco o

bolsa (red de licra, en forma de bolsa). Esta red fue manipulada a

conveniencia, es decir, donde se veían cantidades regulares de individuos;

fue utilizada en afluentes de río, y arroyos grandes o pequeños.


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ANFIBIOS

CAPTURA

Según el Instituto de Biodiversidad Tropical una de las forma de captura de

anfibios es mediante registros de encuentros visuales (REV), está

metodología consiste en que dos o más personas caminan lentamente a lo

largo de un transecto y cuidadosamente buscan sobre el suelo, rocas,

hojas y en cuerpos de agua.

FIG. N° 5.- Colecta nocturna de ranas y sapos(Tomado de Casas-Andreu et

al. 1991)

La distancia efectiva para encontrar ranas visualmente es

aproximadamente de 1 a 3 metros a cada lado del transecto.

Nuestra captura fue manual, mediante búsqueda intensiva en zonas

húmedas y/o arroyos o charcos de correntada lenta, en horas del día y la

noche, buscando en agujeros o entre piedras para luego capturarlos

rápidamente por la espalda para evitar que salte e inmediatamente

someterlo

FOTO N° 2.- Captura manual de un anfibio (FUENTE: propia)


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Para capturar renacuajos, se utilizó frascos transparentes sumergiéndolos

y haciendo un arrastre en zonas con gran población de estos.

Los especímenes adultos fueron colocados en frascos con ventilación que

contenían agua del medio de donde fueron extraídos para evitar su

deshidratación.

FOTO N°3 .- Cuerpos de agua donde se observó renacuaajos(FUENTE: propia)

.

MUERTE

Según López (1998), el método para dar muerte al espécimen, se puede

dar de varios métodos, lo más práctico es recurrir a la utilización de

algunos analgésicos (por ejemplo éter, cloroformo, etc.) el cual se impregnaen un algodón y se coloca junto con el ejemplar en una campana de vidrio.

Nosotros dimos muerte a nuestro anfibio utilizando una inyección

hipodérmica con un analgésico (lidocaína). Esta inyección fue colocada

dentro del corazón o cerca de este. Solo se procedió a dar muerte a un

individuo adulto, dada la disminución de poblaciones de anfibios de sus

diferentes ecosistemas, tanto a nivel nacional y fundamentalmente de

nuestra localidad.


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FIJACIÓN

Según López (1998), el formol al 10% es el fijador por excelencia para

anfibios, en algunos casos se emplea el alcohol etílico al 70%. Al fin de

asegurar la fijación de los ejemplares, es necesario introducir el líquido

fijador en la cavidad corporal, miembros y cola; debe tenerse cuidado que

el fijador penetre y alcance todas las partes del cuerpo, además de cuidar

de no sobre inyectar. Los renacuajos pequeños deben ser fijados en formol

al 10 %, en ningún caso en alcohol etílico.

A nuestro espécimen se le inyectó formol al 10%, lo suficiente en la cavidad

corporal, miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo

evitando la hinchazón del espécimen.Los renacuajos colectados fueron preservados con formol al 10% tal como

lo indica en la metodología.


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REPTILES

COLECTA

Según Aguirre, la captura de serpientes requiere de un procedimiento queconsiste en inmovilizar la cabeza. Primero se sujeta la cabeza con un

bastón herpetológico contra el suelo en un lugar firme y se toma de la parte

posterior de la cabeza con los dedos pulgar y medio, al mismo tiempo

colocando el dedo índice en la parte superior, con la otra mano se sujeta el

cuerpo.

FIG. N°6 .- Manipulación de una serpiente para inmovilizarla (Tomado de

Ferri 1992)

Posteriormente se deposita en una bolsa de tela introduciendo primero al

parte posterior (A), el saco debe torcerse (B), doblarse y amarrarse en el

extremo (C), es conveniente transportar la bolsa alejada del cuerpo.

FIG. N°7 .- Embolsado de una serpiente para transportarla (Tomado de

Knudsen 1972)


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Nosotros realizamos una búsqueda intensiva en lugares rocosos, laderas

de los cerros y los matorrales de la zona de estudio.

Para la colecta de especímenes de este grupo, el colector tuvo que tener

en cuenta las medidas de seguridad (guantes de cuero).Se tuvo en cuenta

para ofidios que estos se encontraban en el monte rivereño y cerca del rio

(según información consultada a los pobladores del lugar).

FOTO N°4 .- Captura manual de un ofidio (FUENTE: propia)

MUERTE

Según López (1998), se debe proceder a dar muerte a estos empleando un

método que permita que los especímenes queden completamenterelajados. Nuestros reptiles (ofidios) fueron muertos utilizando una

inyección hipodérmica con alcohol etílico al 70%. Esta inyección fue

colocada dentro del corazón o cerca de este.


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FIJACIÓN

Según López (1998), el formol al 10 % es el mejor fijador para reptiles.

También puede emplearse alcohol al 95%. Para nuestro espécimen se

utilizó formol 10%. Se inyectó lo suficiente en la cavidad corporal,

miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo evitando

la hinchazón del espécimen.


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AVES

COLECTA

Según el Instituto de Biodiversidad Tropical, para la captura de aves se

utiliza redes de niebla, pero tomando una serie de criterios: Siempre debemos averiguar por donde ha entrado el individuo antes

de iniciar la extracción.

El método de extracción de patas primero es uno de los más

utilizados: La única desventaja es que requiere sostener las patas en

posición del fotógrafo.

Utilice suavemente los dedos de su otra mano para extender las

patas y dedos, y enrollar o deslizar la red fuera de los dedos y patascon los dedos.

FOTO N° 5.- Extracción de las patas de una red de niebla (FUENTE: IBT)

Una vez que las patas están libres continúe sosteniendo el ave en

esta posición e intente liberar las alas. Al golpear el ave contra la red

normalmente cierra las alas, por tanto es la muñeca del ave(

articulación carpal) la que más se atrapa en la red, al menos

parcialmente.

Nunca fuerce los filamentos sobre la articulación o hacia arriba de

los cañones de las plumas. Esto puede ocasionar daños al tejido o

las plumas.


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Seguidamente debemos sacar la cabeza. Generalmente es fácil

sacar los filamentos alrededor de la cabeza, pero se necesita un

poco de experiencia para dominar el método.

Debemos encontrar la abertura por donde el ave introdujo la cabeza.

Una vez localizado, sostenga el ave por el cuerpo, con la mano libre,

enganchada la red y sáquela por encima de la cabeza del ave.

FIG. N° 8.- La forma correcta de sacar la cabeza de una red de niebla

(Tomado de IBT)

Nosotros también usamos redes de niebla ya que es un método para la

captura de especímenes vivos, para ellos se utilizó redes de mallado fino,

de 12 m. x 2 m., de tal manera que no sean percibidas cuando están

extendidas.

Fueron colocadas en el monte ribereño y donde se percibió mayor

actividad de aves (de acuerdo a la salida de campo dereconocimiento), entre árboles altos y sembríos a diferentes alturas,

etc.

Esta red se colocó con parantes de metal, sujetado por drisas de

rafia, soguilla o cordeles. La malla fue colocada de una manera no

muy tensa, formando bolsas entre las guías, para asegurar la

captura de las aves.

Para extraer al ave de la trampa se procedió con mucho cuidado. Enel caso de la red se debe tomar al ave por la espalda y luego


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MAMIFEROS

COLECTA

Según Chani (1992), la captura viva por medio de trampas: generalmente

se colocan alineadas, a la misma distancia mantenidas en condiciones defuncionar.

Deben revisarse dos veces al día (noche y mañana).

Anotación de datos: No. de trampas utilizadas, superficie o longitud

cubierta; No. de animales capturados, identificación de las especies, sexos,

etapas de crecimiento.

Características del suelo, flora, clima de la región. En el caso de los

pequeños mamíferos (roedores miomorfos, caviomorfos y marsupiales

pequeños (Monodelphis sp., Thylamys sp., Marmosa sp.), los modelos mas

conocidos de trampa son: Trampa jaula, modelo Kunz-Massoia- Forne,

Sherman, Tomahawk y Havarhard. Las trampas jaula están construidas

con alambre y pueden adquirirse en ferreterías para la captura de ratas y

ratones.

FIG. N°9 .- Trampa de golpe para roedores (Tomado de Chani)

Tipos de cebos.- Hay tres tipos de cebo basados en la comida deomnívoros, herbívoros y carnívoros. También pueden ser útiles los cebos a

base de secreciones sexuales. No existen hasta el presente una base seria

para su aplicación en la fauna neotropical.

Cebos para carnívoros: se usan cebos vivos o animales muertos o

trozos de carne.

Cebos para herbívoros: pastas hechas con avena arrollada, harina

de maíz y agua.


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Cebos para omnívoros: se preparan en forma de pastas,

compuestas por avena arrollada, harina de maíz, miel, pasas de uva,

pasta de maní, semillas varias, grasas y carne cruda desmenuzada.

Otros cebos: pueden ser frutas, una secreción glandular, etc. los

cuales resultan muy atractivos y hasta irresistibles. Otros pueden ser

la sal (en zonas tropicales húmedas donde generalmente escasea) y

en particular agua, sobre todo en períodos de sequía (si se trabaja

en zonas áridas o semiáridas).

FOTO N°7 .- Preparación del cebo en campo (FUENTE: propia)

Reglas básicas para el manejo de trampas

1- Para preparar los cebos se debe cuidar de dejar rastros de olores

(tabaco, perfumes). Es recomendable refregarse las manos con

pasto y hojas del ambiente.

2- Las trampas deberán estar limpias al momento de ser utilizadas (El

lavado debe hacerse con agua solamente).

3- Las trampas deben colocarse lo más alejadas posible del lugar

donde se ha pisado. Los animales evitan el rastro de olor dejado por

el operador.


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4- Se puede utilizar el cebo para marcar el rastro que conduzca a la

trampa.

5- Las trampas deben tener perfectamente accionado el trabado para

evitar su cierre antes que ingrese en animal.

6- Se puede utilizar (en el caso de los animales cazadores) animales

vivos colocados en jaulas más pequeñas dentro de la trampa

(ratones, cobayos, aves, coleópteros, arañas, etc.). Al animal cebo,

se le debe colocar agua y comida para evitar la muerte. Un animal

vivo produce mayor cantidad de olores.

7- Se debe renovar el cebo diariamente para evitar que pierda su

atractivo.

8- Cómo mínimo se deben colocar 20 trampas.

9- Deben ser controladas por la sensibilidad de su mecanismo.10- Cualquier modelo de trampa es perfectible, se puede innovar

utilizando ingenio.

Nosotros aplicamos lo siguiente:

Utilizamos trampas de golpe de metal. Estas trampas contuvieron un

cebo, el cual consistía en una mezcla de avena, atún y esencia de

vainilla, para que el animal sea atraído. Fueron colocadas en los

márgenes de los cultivos, monte ribereño, laderas rocosas de los

cerros; sujetas a rocas o árboles, para que de esta manera no

puedan ser removidas. Las trampas fueron colocadas en las

primeras horas de la tarde y en la noche.

FOTO N°8 .- Colocación de las trampas de golpe en monte ribereño(FUENTE: propia)


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Se procesaron inmediatamente los individuos capturados, debido a

que estos fueron encontrados ya muertos.

MUERTE

Todos los individuos capturados cayeron en las trampas de golpe y fueron

colectados de éstos totalmente muertos.

FOTO N° 9.- Mamífero atrapado en la trampa de golpe N 43, en monte

ribereño (FUENTE: propia)

FIJACIÓN

Se utilizó formol al 10 %. Se inyecto lo suficiente en la cavidad corporal,

miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo evitando

la hinchazón del espécimen.

FOTO N° 10.- Fijando al roedor con formol al 10% (FUENTE: propia)


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b) COLOCACIÓN DE LAS TRAMPAS

Mapa N° 4.- Distribución de las trampas de roedores, posas de

renacuajos redes de niebla y captura de anfibios de la Área de muestreo1.

Leyenda de Mapa N° 4

Área de captura de anfibios

Redes de niebla

Trampas de golpe

Posas de renacuajos

Campamento


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Mapa N° 6.- Distribución de las trampas de golpe, posas de renacuajos y

redes de niebla de la Área de muestreo 2.

Leyenda de Mapa N° 6

Posas de renacuajos

Redes de niebla

Trampas de golpe

Campamento


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c) SALIDAS DE CAMPO

SALIDA PRELIMINAR

Se realizó la salida preliminar a campo el día domingo 25 de abril

para el reconocimiento del lugar y así poder establecer en que zonas

debemos poner las redes de niebla y las trampas de golpe. Se partió

a las 7:00 am de la Universidad (área de biomédicas).

Hacia la plaza de Quequeña se llegó a las 8:30 am, caminamos por

las chacras aledañas al río Sogay; estableciendo cuales serían

nuestros puntos de muestreo para nuestras salidas de campo

próximas.

FOTO N° 11.- Chacras aledañas al río Sogay (Fuente: Propia)

En la salida de reconocimiento nos percatamos que el cauce del río

era pedrogosoy el agua que discurre por este era escasa en algunos

trayectos por lo que presumimos que no habría peces.

FOTO N°12 .- Parte del río Sogay (Fuente: Propia)


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PRIMERA SALIDA

Se realizó la primera salida de campo el día viernes 08 de mayo. Se

partió a las 6:00 pm de la Universidad (área de biomédicas) hacia el

primer punto de muestreo establecido en la salida preliminar;

pasamos por la plaza de Quequeña a las 8:00 pm. Se procedió a

poner el campamento a las 8:30 pm, de ahí como lo indica en la

metodología ya mencionada anteriormente se preparó el cebo y se

distribuyó las trampas de golpe.

FOTO N°13.- Verificando que las trampas sean funcionales (Fuente:

Propia)

Se colocaron las redes de niebla a las 4 am cada 1 hora

revisábamos si alguna ave había quedado atrapada; las redes de

niebla solo estuvieron por un lapso de 12 horas.

FOTO N°14.- Desenredando las redes de niebla (Fuente: Propia)


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Para las tres salidas de campo siguiente, las metodologías utilizadas son las

mismas por lo que obviamos volver a redactarlas, posteriormente en los

resultados se indicaran en que salidas se encontraron los especímenes

correspondientes.




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d) DE LABORATORIO

Para el trabajo en laboratorio se hizo uso del manual de López et. al,

1998. Adaptándolo a nuestros requerimientos y especímenes de trabajo.

FOTO N°17.- Trabajo de gabinete (Fuente: Propia)


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ANFIBIOS

MUERTE.- En campo

FIJACIÓN.- En campo

PRESERVACIÓN

Se preservó con alcohol al 96% , solo se preservó un individuo adulto, dada

la disminución de poblaciones de anfibios de sus diferentes ecosistemas,

tanto a nivel nacional y fundamentalmente de nuestra localidad.

LIMPIEZA

Luego de vaciar el contenido de las glándulas falsas parótidas se procedió al

lavado de los especímenes con abundante agua y jabón.

PREPARACIÓN

El espécimen fue colocado en una posición adecuada para endurecerse. Se

le colocó en un recipiente de fondo plano y entre dos capas de papel mojadoscon fijador,

Luego se añadió fijador al recipiente (hasta 1 cm. de altura por sobre su

superficie dorsal). López et al., 1998

El anfibio fue colocado en posición ventral con los miembros libres.

FOTO N°18.- Rhinella en estado de relajación (Fuente: Propia)


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ALMACENAJE:

El individuo fue guardado con alcohol al 96 % (etanol). Fue colocado en un

recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al., 1998)

FOTO N°19.- Rhinella almacenado con alcohol al 96%(Fuente: Propia)


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REPTILES

MUERTE.- En campo


PRESERVACIÓN

De nuestros dos especímenes e uno preservó con alcohol al 96%. Para evitar

su endurecimiento y el otro debido a su estado se tuvo que preservar en

formol al 10%.

LIMPIEZA:

Se procedió al lavado de los especímenes con agua y jabón.

FOTO N°.20- Limpieza del ofidio (Fuente: Propia)

PREPARACIÓN

El espécimen fue colocado en una posición adecuada para endurecerse. Se

colocó en un recipiente de fondo plano y se añadió fijador al recipiente (hasta

1 cm. de altura por sobre su superficie dorsal). Un ofidio fue colocado en

posición ventral con la cola extendida. (López et al., 1998)

FOTO N°21.- Ofidio fijado en estado de relajación (Fuente: Propia)


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ALMACENAJE:

Uno de los ofidios fue guardado con alcohol al 96 % (etanol) y colocado en

un recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al., 1998)

FOTO N°22.- Ofidio almacenado con alcohol al 96%(Fuente: Propia)

Y el individuo que estaba en mal estado tuvo que ser almacenado en formol y

colocado en un recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al.,

1998)

FOTO N°23.- Restos de ofidio almacenado con formol al 10%(Fuente: Propia)


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AVES

MUERTE.- En campo


PRESERVACIÓN

Cuatro de nuestros especímenes se preservaron con alcohol al 96%. Para

evitar su endurecimiento y el otro se moteo en campo por lo que no se

preservó

LIMPIEZA:

Se procedió al lavado de los especímenes con agua y jabón.

PRESERVACIÓN:

Algunos especímenes debido a su tamaño (pequeños) fueron colocados en

algodón y alcohol etílico al 96% en recipientes transparentes de polietileno

sumergidos totalmente, para garantizar el no deterioro de las partes deimportancia taxonómica.

FOTO N°24.- Ave preservada con alcohol al 96%(Fuente: Propia)


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MAMÍFEROS

MUERTE.- En campo


PRESERVACIÓN.- Un espécimen se preservó con formol al 96%.

PREPARACIÓN DE LA PIEL DE MAMÍFEROS PEQUEÑOS:

Se realizó la preparación de piel de dos de los individuos capturados. No

todos los especímenes colectados fueron preparados para colección de

museo. El otro espécimen al que no se pudo preparar la piel se le fijo con

formol al 10 % y se le preservó momificado.

Se hizo una incisión en la línea media del abdomen, cerca de los órganos

genitourinarios hasta cerca del esternón además se hicieron cortes

adicionales para facilitar la extracción. Se separó la piel alrededor de la

incisión y se extrajeron los órganos internos. Luego se procedió a extraer el

cráneo y retirar la masa cefálica.

FOTO N°25.-Disección de roedor (Fuente: Propia)


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Posteriormente se realizó varios lavados en agua para quitar manchas de

sangre y restos que no son de importancia. La extracción de músculos y

huesos se hizo de forma rápida sin dañar la piel. Una vez obtenida la piel libre

se hizo el lavado nuevamente para desechar cualquier resto adherido a la

piel.

FOTO N°26 .- Extracción de vísceras del roedor (Fuente: Propia.)

Para el relleno y costura se utilizó algodón, aguja, hilo, alambre y pañosabsorbentes para retirar el exceso de agua, se empezó por la cola

introduciendo el alambre de forma paralela a la columna del roedor hasta la

cabeza, luego se procedió a rellenar con algodón desde la cabeza hasta la

parte del abdomen, dándole la forma original al individuo.

FOTO N°27 .- Introduciendo algodón en la piel del roedor (Fuente: Propia.)


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Una vez rellenado se cose la piel siguiendo los surcos trazados por el corte y

uniendo ambas partes se da la forma final, uniendo las extremidades

separadas y colocando el pelo perdido durante la limpieza. (López et al .,

1998)

FOTO N°28 .- Cociendo la piel del roedor (Fuente: Propia.)

Para el montaje se hizo uso de alfileres y marbetes. El espécimen fue

colocado en posición ventral sobre una plancha de tecnopor, las patas

delanteras por debajo y a los lados de la cabeza, y fueron fijadas con alfileres,

las posteriores hacia atrás y junto a la cola, estirándolas siguiendo el eje del

cuerpo, se hizo uso de alfileres para mantener la posición deseada.

El marbete fue amarrado en la pata derecha y llenado con los datos que a

continuación se detallan:

FIG. N° 10.- Modelo de Marbete para roedores (Fuente: Claves Morales)


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PREPARACIÓN DEL CRÁNEO

Se procede a limpiar el cráneo remojado en agua de 12 a 24 horas y luego se

limpia cuidadosamente retirando la masa encefálica. Seguidamente se coloca

el cráneo en agua oxigenada para que blanquee, luego se le deja secar para

posteriormente ser guardado. (López et al ., 1998).


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VI. RESULTADOS

DETERMINAR LAS ESPECIES DE VERTEBRADOS PRESENTES EN

YARABAMBA Y QUEQUEÑA

A. ANFIBIOS

1. Bufo sp inu losus (Wiegmann)

Ubicación Taxonómica (Kardong, 1999)

Reino: Animalia

Subreino: Eumetazoa

Infrareino: Bilateria

Rama: Deuterostomia

Cohorte: Eucelomata

Grado: Enteroceles

Phylum: Chordata

Subphylum: Vertebrata

Superclase: Gnatostomata

Clase: Anf ib ios

Subclase: Lisanfibios

Orden: Salientios

Suborden: Procoela

Familia: Bufonidae

Género: Rhinella

Especie: R. spinulosa (Wiegmann)

Nombre VulgarSapo. Sapo Andino.

Descripción

Sapos de cuerpos robustos con patas anteriores cortas,

tetradáctilas, carentes de membranas interdigitales en contraste

con las extremidades posteriores de mayor longitud, pentadáctila

y con membranas interdigitales, con notorio desarrollo enlongitud del 4º dedo respecto a los demás. Tubérculos

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metacarpianos y metatarsianos notorios, los internos más

desarrollados en tamaño que los externos. Superficie dorsal

cubierta densamente de espinas y verrugas, con prominentes

glándulas parótidas postoculares. Anteriormente las espinas son

mucho más numerosas que las verrugas, disminuyendo

progresivamente hacia atrás, donde hay predominancia de

verrugas provistas de espinas (de 4 a 8 por verruga). Superficie

ventral conspicuamente más clara que el dorso, carente de

espinas y verrugas. Posteriormente se forman acúmulos

sanguíneos, dándole al vientre y segmento proximal de las patas

posteriores una coloración rojiza. Coloración general verde

amarillento o verde oliváceo, con diagrama oscuro en el dorso,

parcialmente simétrico respecto al plano axial. Rostroredondeado anteriormente, con coloración oscura alrededor de

las narinas; presencia de una línea vertebral clara y continua.

Hembras de coloración verde amarillento de aspecto más

robusto y de mayor tamaño que los machos, los que presentan

coloración verde oliváceo, con menor tamaño y aspecto más

verrugoso que las hembras, con prominentes sacos vocales

importantes durante la época reproductiva.

FOTO N°29.- R. spinulosa (Fuente: Propia.)


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Coloración general del cuerpo verde oliváceo con moteados

negruzcos, dispuestos indistintamente en la superficie dorsal. Ojos

negros convexos, debido a que el globo ocular está parcialmente

fuera de su órbita; ubicado uno cerca de otro tomando una ubicación

frontal. La diferenciación sexual es relativa en cuanto a coloración,

sin embargo, se puede generalizar que las hembras presentan

brazos delgados a diferencia de los machos que tienen tanto el

brazo como el antebrazo robustos, además de poseer formaciones a

manera de espinas en pecho, garganta y metacarpo.

FOTO N°30.- T. arequipensis (Fuente: Propia.)


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B. REPTILES

1. Tachymenes peruviana ( Wiegmann, 1836)

Reino: Animalia

Subreino: Eumetazoa

Infrareino: Bilateria

Rama: Deuterostomia

Cohorte: Eucelomata

Grado: Enteroceles

Phylum: Chordata

Subphylum: Vertebrata

Superclase: Gnatostomata

Clase: Repti les

Orden: Squamata

Familia: Dipsadidae

Género: Tachymenis

Especie: T. peruviana

Nombre Vulgar

Culebra andina, culebra de cola corta.

Descripción

Culebra de cola corta, es de amplia distribución en la ladera

occidental de los andes de chile y Perú. Es una animal relativamente

corto alcanzando hasta 550mm. Hay 145 placas ventrales y 41 placascaudales. El cuerpo es cilíndrico, más engrosado en la parte media

donde hay 19 corridas de escamas dorales.

La cabeza es pequeña, algo aplanada, los ojos poseen pupila sub

elíptica. La boca posee dientes maxilares y mandibulares, siendo el

último par superior un “diente de veneno” alargado, dándole una

condición opistoglifa. Las escamas supra labiales son siete; las infra

labiales son nueve. El color es amarillento grisáceo, con la cabezamás oscura. Dos cintas más oscuras recorren la cabeza y el cuello.

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Hay una banda media dorsal más clara, con manchas laterales a lo

largo del cuerpo. El vientre es más claro, de tono amarillento, donde

cada placa ventral lleva manchas oscuras en sus extremos. La

reproducción es vivípara, con desarrollo de los embriones en la época

invernal y cuya gestación dura de dos a tres meses, siendo capaces

de producir hasta 8 hijuelos.

Esta culebra es sin duda la más abundante en la región alta del

departamento. La hemos encontrado en la región de Arequipa,

Chiguata, salinas, Sumbay, Chuquibamba, etc. Habita lugares

relativamente secos, en comparación con las especies de Dromicus

que prefieren sectores húmedos. Es posible encontrarla en las

mismas áreas donde existe Liolaemus multiformis.

FOTO N°31.- T. peruviana (Fuente: Propia.)


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2. Pyrocephalus rubinu s (Boddaert, 1783)

Clase: Aves

Orden: Passeriformes

Familia: TyrannidaeGénero: Pyrocephalus

Especie: Pyrocephalus rubinus (Boddaert, 1783)

Nombre común: mosquetero bermellón (turtupilín)

Descripción

Tamaño de 14,5-15 cm. Abdomen inferior de la hembra rosáceo en lavertiente oeste, a menudo más extensamente rojo en ardens. Región

anal de la hembra rubinus teñida de forma limitada con amarillo o

anaranjado claro. Juvenil escamado anteado claro por encima y también

con coloreado borroso en la región anal (usualmente amarillo).macho

inmaduro similar a la hembra, pero plumaje moteado de rojo.

FOTO N°33- Pyrocephalus rubinus (Fuente: Propia.)


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3. Turdus chiguanco ( Lafresnaye & d'Orbigny, 1837)

Clase: Aves


Familia: Turdidae

Género: TurdusEspecie: Turdus chiguanco (d’Orbigny & Lafresnaye, 1837)

Nombre común: zorzal chiguanco

Descripción

Tamaño de 25-27,5 cm, gris-marrón apagado, similar al grande en

apariencia y comportamiento, pero más pequeño y claro que el

extendido gigantodes (mucho más claro que la subespecie ockendeni

en el sureste); no tiene periocular claro como el macho del Grande.

FOTO N°34- Turdus chiguanco (Fuente: Propia.)


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4. Muscisax icola macul i rost r is ( d'Orbigny & Lafresnaye, 1837)

Clase: Aves


Familia: Tyrannidae

Género: MuscisaxicolaEspecie: Muscisaxicola maculirostris (d’Orbigny & Lafresnaye, 1837)

Nombre común: dormilona chica

Descripción

Pequeña, 15 cm, con base dela mandíbula clara; marrón por encima,

con barras alares pobremente definidas, y listado del pecho descolorido.

FOTO N°35- Muscisaxicola maculirostris (Fuente: Propia.)


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5. Rhodopis vesper (Lesson, 1829)

Clase: Aves

Orden: Caprimulgiformes

Familia: Trochilidae

Género: RhodopisEspecie: Rhodopis vesper (Lesson, 1829)

Nombre común: colibrí del oasis

Descripción

Colibrí mediano, macho 12,5-13,5 cm hembra 11-11,5 cm, pico 3cm, de

colores sencillos, con pico largo y curvo; macho también con cola larga y

delgada. Rabadilla leonada. Los individuos de las poblaciones del norte

son más pequeños, más blancos por debajo, y con rabadilla clara menos

prominente (koepckeae).

FOTO N°36- Rhodopis vesper (Fuente: Propia.)


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6. Thraupis bonar iens is (Gmelin, 1789)

Clase: Aves


Familia: Thraupidae

Género: ThraupisEspecie: Thraupis bonariensis (Gmelin, 1789)

Nombre común: tagara de azul y amarilla

Descripción

De 17 -18 cm, adultos distintivos; con rabadilla amarilla contrastante.

Juveniles más opacos con coloración azul grisácea en la cabeza y alas.

FOTO N°37- Thraupis bonariensis (Fuente: Propia.)


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7. Zenaida auriculata Des Murs

Clase: Aves

Orden: Columbiformes

Familia: Columbidae

Género: Zenaida Especie: Zenaida auriculata (Des Murs, 1847)

Nombre común: tórtola orejuda

Descripción

25,5-26 cm, forma esbelta, cola larga y moteado negro en las alas y el

cuello. Más grandes y de cola más larga que las tortolitas

FOTO N°38- Zenaida auriculata (Fuente: Propia.)


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8. Metrioela melan op tera

Clase: Aves


Familia: Columbidae

Género: MetriopeliaEspecie: Metriopelia melanoptera (Molina, 1782)

Nombre común: tortolita de ala negra

Descripción

De medidas 21-23 cm, plumaje de color parduzco, cola relativamente

larga y oscura (sin blanco), pequeña área de piel desnuda debajo de ojo,

y pequeña área blanquecina en el borde de atanque del ala (la parte

más interna de las coberteras alares menores).

FOTO N°40- Metriopelia melanoptera (Fuente: Propia.)


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9. Thaumastu ra cora

Clase: Aves

Orden: Caprimulgiformes

Familia: Trochilidae

Género: Thaumastura Especie: Thaumastura cora. (Lesson, 1827)

Nombre común: Colibrí de cora

Descripción

Macho 13-15 cm, hembras 7-7,5 cm, pico 1,2 cm. Pequeño cola larga y

blanca distintiva en el macho (formada por el par de timoneras contiguas

al par central).

FOTO N°41 Thaumastura cora (Fuente: Propia.)


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10. Trogod ythes aedon

Clase: Aves


Familia: Troglodytidae

Género: TroglodytesEspecie: Troglodytes aedon (Vieillot, 1809)

Nombre común: cucarachero común

Descripción

Pequeño 12-12,5 cm, marrón con expresiva cola que frecuentemente

mantiene levantada; por lo demás bastante llano, con barras en alas y

cola. Color variables anteado por debajo, aunque consiste una

considerable variación individual de color.

FOTO N°42- Troglodytes aedon (Fuente: Propia.)


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11. Falco sparverius

Clase: Aves

Orden: Falconiformes

Familia: Falconidae

Género: FalcoEspecie: Falco sparverius (Linnaeus, 1758)

Nombre común: cernícalo americano

Descripción

De medidas 27-30 cm; env. al. 52-61 cm. Presenta color rojizo en las

plumas de la cola, diseño facial ornamentado, con corona gris y líneas

negras delgadas en la cara. El macho tiene alas azul gris, espalda rojiza

con ancha banda subterminal negra; parte ventral de color canela claro,

con moteado variado. Las alas, la espalda y la cola de la hembra son de

color rojizo –marrón, con barrado negro. Juveniles similares al plumaje

del adulto respectivo.

FOTO N°43- Falco sparverius (Fuente: Propia.)


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12. Pardiral lus sangu inolentus

Clase: Aves

Orden: Gruiformes

Familia: Rallidae

Género: PardirallusEspecie: Pardirallus sanguinolentus (Swainson, 1838)

Nombre común: Rascón plomizo

Descripción

De medidas 28-30 cm, el inmaduro detschudii es más marrón apagado,

distribuido uniformemente en su plumaje. A temprana edad el pico toma

algo de color; ningún otro rascón de pico largo es previsible en pantanos

andinos. Los inmaduros de simonsi aparentemente tienen pecho gris,

similar a los adultos pero más claro.

FOTO N°44- Pardirallus sanguinolentus (Fuente: Propia.)


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13.Zenaida melódica

Clase: Aves


Familia: Columbidae

Género: ZenaidaEspecie: Zenaida melodica (Tschudi, 1843)

Nombre común: Tórtola melódica (cuculí)

Descripción

Grande 28,5 – 31 cm, robusta (casi del tamaño de una paloma), con un

parche blanco prominente en las coberteras alares (especialmente visible

en el vuelo). Piel facial azul.

FOTO N°45- Zenaida melodica (Fuente: Propia.)


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14.Colum bina cruziana (Prévost)

Clase: Aves


Familia: Columbidae

Género: Metriopelia

Especie: Metriopelia melanoptera (Molina, 1782)

Nombre Vulgar

Tortola de pico amarillo. Tortolita peruana.

Descripción

Macho: Tortolita pequeña con cara, corona y nuca grises, pico de base

amarillo-anaranjado y negro en la punta, coloración general grisácea;parte dorsal gris que llega hasta la cola, las rectrices externas de

coloración negras en sus partes distales mientras que las centrales son

de color gris al igual que la base de toda la cola, vistas ventralmente;

alas grises con manchas negruzcas y con barra color marrón-rojizo con

las remiges negruzcas, patas rojizas; pecho de color café tenue y vientre

de color blanquecino. Externas de coloración negra. Pico de base

amarillo-anaranjado y negro en la punta. Alas con barra color marrón-rojizo.

FOTO N°46- Metriopelia melanoptera (Fuente: Propia.)


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15.Zonotr ich ia capensis (Lesson)

Clase: Aves


Familia: Emberizidae

Género: Zonotrichia

Especie: Zonotrichia capensis (Muller, 1776)

Nombre Vulgar

Tanka. Pichitanka. Chingolo. Gorrión americano, gorrión de collar rufo

(pichisanka)

Descripción

Pequeño gorrión, cabeza rayada con fondo gris, línea pileal lateral,línea ocular negras y línea infraocular que separa la mejilla de la

garganta, corona forma una cresta de plumas eréctil es de color gris

negro, mentón y garganta blanquecinos, pico corto y cónico de color gris,

nuca y partes laterales de cuello, superficie dorsal pardo con estrías

negruscas, rabadilla gris pardusca, pecho y vientre blanco humo, parche

negro alado de otro parche rojizo a los lados del pecho, flancos y lados

parduscos, alas gris oscuras a pardas con dos gruesas barras blancas,cola larga y angosta de coloración parda gris oscura, patas rosadas.

FOTO N°47- Zonotrichia capensis (Fuente: Propia.)


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D. MAMIFEROS

1. Phyl lot is magister (Thomas)

Clas e: Mamíferos

Orden: Rodentia

Familia: MuridaeSubfamilia Sigmodontinae

Género: Phyllotis

Especie: Phyllotis magister Thomas

Nombre Vulgar

Raton orejudo.

Descripción

Color ventral blanco puro o blanco ahumado siempre con el extremo de

la cola con pincel de pelos bien desarrollado, hilera molar superior mayor

de 5,4 mm, con parche de pelos en el pecho de color pardo rojizo.

FOTO N°48- Phyllotis magister (Fuente: Propia.)


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ASPECTO BIOLÓGICO

A. MORFOMETRÍA DE ANFIBIOS, REPTILES Y MAMÍFEROS

Se tomaron las medidas biométricas según el instituto de biodiversidad tropical

FOTO N°49 .- Manipulando a uno de los anfibios capturados (Fuente: Propia.)

Rhinella spinulosus

N° SEXO C mm CCmm

LBmm

LPmm

DBmm

DPmm

AC=H LC=V1 Hembra 21,7 18,4 52,6 26,6 57,7 13,2 39

2 Macho 32,3 27,1 88,3 54,7 112,6 14,5 43

3 Hembra 35,1 29,6 83,4 60,9 128,2 25,3 43,8

4 Macho 35 29,7 79,89 57,3 116,7 19 42,99

5 Macho 33,2 29,6 80,78 43,72 107,08 17,6 39,82

6 Macho 32,44 27,3 76,8 48,32 101,76 18 41,8

7 Hembra 35,40 28,24 83,02 56,08 112,96 15 44,8

8 Macho 32,5 30,16 84,6 50,5 103,98 14,8 36,7

9 Hembra 33,7 25,4 75,98 44,42 95,1 16 33,7

10 Hembra 29,3 23,08 69 41 82,1 14,7 32

11 Hembra 30,82 25,4 80,9 41,2 86,2 16,3 32,512 Hembra 29 24,5 57,8 39 88,32 14,2 29

13 Hembra 23,4 19,7 49,3 23,8 53,64 13,9 38,7

14 Macho 33,6 27,6 75,72 53 110,01 15 38,2

15 Macho 34,8 28.7 81.3 59,8 126,7 24,6 42,9

Telmatobius arequipensis

N° Sexo C mm CCmm

EAD EPD DEAD DEPD

H V

1 Juvenil 14,4 18,5 40,3 23,9 59,3

Abreviatura Descripción

LP Longitud de pierna

LB Longitud de brazo

LHC Longitud hocico cloaca

AC Ancho de la cabeza

LC Largo de la cabeza

DB Dedo del brazo

DP Dedo de la pierna


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FOTO N°50 .- Midiendo la longitud de hocico - cloaca a uno de los anfibios

capturados (Fuente: Propia.)

FOTO N°51 .- Midiendo la longitud de la pierna a uno de los anfibios

capturados (Fuente: Propia.)


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B. MORFOMETRÍA DE REPTILES

Se tomaron las medidas biométricas según Aguirre , Métodos de

estimación, captura y contención de anfibios y reptiles.

FIG N°11.- Medidas biométricas de serpientes (a) Longitud hocico –

cloaca, (b) longitud cola, (c) longitud total (modificado de Casa – Andreu

y McCoy 1979)

FOTO N°52 .- Midiendo la longitud total del ofidio (Fuente: Propia.)

ASPECTOS MEDIDAS

Longitud hocico- cloaca 25.9 cm

Longitud cola 6.6 cm

Longitud total 32.5 cm


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C. MORFOMETRÍA DE MAMÍFEROS

MEDIDAS CORPORALES (MORFOMETRICAS) EN PEQUEÑOS MAMÍFEROS

MEDIDAS

MORFOMETRICAS

Especimen 1

(cm)

Especimen 2

(cm)

Especimen 3

(cm)

Longitud total (LT)cabeza + cuerpo +

cola17,3 31 16,5

Longitud de la cola(LC)

10,1 13,5 5,5

Longitud de la oreja(LO)

1 2,3 2,1

Longitud de la pataposterior (LP)

2,1 2,5 2,3

FOTO N°53 .- Midiendo la longitud total del roedor (Fuente: Propia.)


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D. MEDIDAS DE CRANEOS

MEDIDAS DEL CRÁNEO PARADETERMINACIÓN DE ROEDORES

ESPECIE 1 (mm) ESPECIE 2 (mm)

Longitud basal (LBA) 30 22

Longitud basilar (LB) 25 15

Longitud del paladar (LP) 9 7,3

Longitud del diastema (LD) 4,62 3,18

Longitud craneal post-palatina (LCP) 16 12,33

Longitud de la línea molar (LLM) 5.39 3,88

Longitud del foramen incisivo (LFI) 3 1,48

Longitud palatina A (LPA) 8,15 5,05

Longitud palatina B (LPB) 2,86 2,58

Ancho de la fosa Mesopterigoidea (AFM) 2,02 1,29

Anchura maxilar (AMX) 6,77 4,73

Longitud de la porción timpánica de la bullaauditiva (LBU)

5,50 4,70

Anchura rostral (AR) 5,15 4,54

Longitud de la constricción inter-orbital (LCI) 4,02 4,39

Longitud mayor del cráneo (LMC) 36 29,36

Longitud nasal (LN) 14,71 9,04

Longitud rostral (LR) 13,44 8,82

Anchura mastoidea (AM) 11,38 8,97

Anchura cigomática (AC) 16,58 12,66

Altura rostral (ALR) 5,90 4,33

Altura craneal (ALC) 11,87 9,36


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FOTO N°54 .- Midiendo cráneo de roedor (Fuente: Propia.)


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ASPECTOS ECOLÓGICOS

A. LA DISTRIBUCIÓN POR CAMPOS VITALES

Se distinguieron Campos vitales basado en la presencia de las

diferentes especies de vertebrados con respecto a las características del

espacio físico donde fueron observados; y no con respecto a la

cobertura vegetal u otros factores ambientales

Monte ribereño (MR): Vegetación arbórea que se desarrolla

en los márgenes de los cursos de agua.

Campo aéreo (AIR): Espacio sobre el suelo donde se observaron

vertebrados sobre el área muestral.

Zona agrícola: Área alterada producto de las actividades

humanas.

Cuerpos de agua: Pozo o estanque, laguna, riachuelo, río.


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DistribuciónMonteribereño

Campoaéreo

Área decultivo

Cuerpos deagua

TyrannidaeElaenia albiceps x

Pyrocephalus rubinus XMuscisaxicolamaculirostris

x X x

EmberizidaeZonotrichia capensis x x xCol umbidaeZenaida auriculata x XZenaida melódica x XMetrioela melanoptera x XColumbina cruziana X

TurdidaeTurdus chiguanco XTrochilidaeRhodopis vesper x XThaumastura cora x XThraupidaeThraupis bonariensis x XTroglodytidaeTrogodythes aedon x XFalconidaeFalco sparverius x x X

RallidaePardirallus sanguinolentus x xMuridaePhyllotis magister x xDipsadidae Tachymenis peruviana x xBufonidae Rhinella spinulosa x xLeptodactylidae Telmatobius arequipensis x x


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B. ABUNDANCIA

Abundancia relativa aves Ab Co Fr Es Ra

TyrannidaeElaenia albiceps XPyrocephalus rubinus XMuscisaxicola maculirostris X

EmberizidaeZonotrichia capensis x

Col umbidaeZenaida auriculata XZenaida melódica X

Metrioela melanoptera XColumbina cruziana XTurdidaeTurdus chiguanco XTrochilidaeRhodopis vesper XThaumastura cora XThraupidaeThraupis bonariensis XTroglodytidae

Trogodythes aedon XFalconidaeFalco sparverius XRallidaePardirallus sanguinolentus X

Abundancia relativa anfibios Ab Co Fr Es Ra

Bufonidae

Rhinella spinulosa xLeptodactylidae Telmatobius arequipensis x

Abundancia relativa reptiles Ab Co Fr Es Ra

DipsadidaeTachymenis peruviana x


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Abundancia relativaN° de individuos

TyrannidaeElaenia albiceps 8Pyrocephalus rubinus 11

Muscisaxicola maculirostris 29

emberizidae

Zonotrichia capensis 42Columbidae Zenaida auriculata 34Zenaida melódica 29Metrioela melanoptera 37Columbina cruziana 51

TurdidaeTurdus chiguanco 63

TrochilidaeRhodopis vesper 47

Thaumastura cora 45

ThraupidaeThraupis bonariensis 6

TroglodytidaeTrogodythes aedon 25

Falconidae

Falco sparverius 2RallidaePardirallus sanguinolentus 9

Abundancia relativa mamiferos Ab Co Fr Es Ra

MuridaePhyllotis magister x

La abundancia relativa presenta las siguientes particularidades:

De las 15 especies de aves, en la categoría de abundante se encuentran 2

especies; en la categoría de común se encuentran 8 especies; en la categoría

de frecuente se encuentran 3 especies, y en la categoría de escaso se

encuen

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DETERMINACIÓN, ESTUDIO DE ASPECTOS BIOLÓGICOS Y ECOLÓGICOS DE LA FAUNA DE VERTEBRADOS EN YARABAMBA – QUEQUEÑA (ABRIL-JULIO 2015)