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Universidad de La Salle Universidad de La Salle
Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle
Ingeniería Ambiental y Sanitaria Facultad de Ingeniería
2015
Determinación de la CL50 para un vertimiento proveniente de una Determinación de la CL50 para un vertimiento proveniente de una
empresa indumotora utilizando organismos del género Daphnia empresa indumotora utilizando organismos del género Daphnia
Ángela María Avendaño Andrade Universidad de La Salle, Bogotá
Liliana Mora Araque Universidad de La Salle, Bogotá
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Citación recomendada Citación recomendada Avendaño Andrade, Á. M., & Mora Araque, L. (2015). Determinación de la CL50 para un vertimiento proveniente de una empresa indumotora utilizando organismos del género Daphnia. Retrieved from https://ciencia.lasalle.edu.co/ing_ambiental_sanitaria/982
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DETERMINACION DE LA CL50 PARA UN VERTIMIENTO PROVENIENTE
DE UNA EMPRESA INDUMOTORA UTILIZANDO ORGANISMOS DEL
GENERO DAPHNIA
ANGELA MARIA AVENDAÑO ANDRADE
LILIANA MORA ARAQUE
FACULTAD DE INGENIERÍA
PROGRAMA DE INGENIERÍA AMBIENTAL Y SANITARIA
BOGOTÁ D.C
2015
DETERMINACION DE LA CL50 PARA UN VERTIMIENTO PROVENIENTE
DE UNA EMPRESA INDUMOTORA UTILIZANDO ORGANISMOS DEL
GENERO DAPHNIA
ANGELA MARIA AVENDAÑO ANDRADE
LILIANA MORA ARAQUE
Tesis de Grado para Optar
Al Título de Ingenieros Ambientales y Sanitarios
Director
PEDRO MIGUEL ESCOBAR MALAVER
Químico industrial
Lic. Química y biología
Msc. Alta gestión, consultoría y verificación medio ambiental
Msc. Residuos urbanos e industriales
FACULTAD DE INGENIERÍA
PROGRAMA DE INGENIERÍA AMBIENTAL Y SANITARIA
BOGOTÁ D.C
2015
NOTA DE ACEPTACION:
…………………………………………………………………..
…………………………………………………………………..
…………………………………………………………………..
…………………………………………………………………..
…………………………………………………………………..
………………………………………………………………………………………
FIRMA DIRECTOR DE TESIS
………………………………………………………………………………………
FIRMA JURADO 1
………………………………………………………………………………………
FIRMA JURADO 2
BOGOTA D.C., 2015
AGRADECIMIENTOS
A Dios por haberme permitido lograr uno de mis sueños, a mis padres por haberme
apoyado en todo el proceso de formación profesional y a mi compañera de tesis
por haber compartido conmigo la elaboración de nuestro proyecto de grado.
Liliana Mora
Quisiera agradecer a Dios por permitirme sacar adelante esta meta propuesta, que es el
inicio de muchas otras. A mis papas por su apoyo incondicional, por acompañarme en
todo el proceso académico y de formación personal. A mi compañera de tesis por
participar en la elaboración de este nuestro proyecto de grado y haberlo sacado adelante
con tanto esfuerzo.
Ángela María Avendaño
1
Contenido
GLOSARIO .................................................................................................................................... 5
INTRODUCCION ........................................................................................................................ 10
RESUMEN ................................................................................................................................... 12
ABSTRACT .................................................................................................................................. 13
1. OBJETIVOS .......................................................................................................................... 14
1.1 OBJETIVO GENERAL ...................................................................................................... 14
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .............................................................................................. 14
2. MARCO TEORICO .............................................................................................................. 15
2.1. BIOENSAYOS................................................................................................................... 15
2.1.1. Tipos de bioensayos..................................................................................................... 15
2.2. TOXICIDAD .................................................................................................................. 16
2.2.1. Clasificación de la toxicidad ................................................................................... 17
2.3. DETERGENTES ............................................................................................................ 17
2.3.1. Coadyuvantes .......................................................................................................... 18
2.3.2. Tensoactivos ........................................................................................................... 18
2.4. EFECTOS DE LOS DETERGENTES EN LA SALUD ............................................... 20
2.4.1. Elemento tóxico ...................................................................................................... 20
2.4.2. Síntomas .................................................................................................................. 20
2.5. EFECTOS DE DETERGENTES EN EL MEDIO AMBIENTE ................................... 21
2.6. EFECTOS DE LOS DETERGENTES EN EL TRATAMIENTO DE AGUAS
RESIDUALES .......................................................................................................................... 25
2.6.1 PARAMETROS FISICOQUIMICOS PARA LA DETERMINACION DE LA
CALIDAD DE AGUA .............................................................................................................. 26
2.6.1.1 Temperatura ............................................................................................................... 26
2.6.1.2 Potencial de hidrogeno .............................................................................................. 26
2.6.1.3 Caudal ........................................................................................................................ 27
2.6.1.4 Sólidos suspendidos totales ....................................................................................... 27
2
2.6.1.5 Sólidos sedimentables ................................................................................................ 28
2.7. Daphnia pulex ................................................................................................................ 28
2.7.1. Hábitat ..................................................................................................................... 30
2.7.2. Condiciones ideales de mantenimiento de cultivo de laboratorio. ......................... 31
2.7.3. Alimentación ........................................................................................................... 32
2.7.4. Morfología .............................................................................................................. 34
2.7.5. Ciclo de Vida .......................................................................................................... 35
2.7.6. Selección ................................................................................................................. 36
2.7.7. Importancia ecológica de Daphnia pulex. .............................................................. 37
2.8. PROCEDENCIA DEL VERTIMIENTO ....................................................................... 37
3. METODOLOGIA .................................................................................................................. 40
3.1. FASE 1. CARACTERIZACIÓN FISICOQUIMICA .................................................... 41
3.1.1. Determinación de parámetros a medir .................................................................... 41
3.1.2. Selección de puntos de muestreo ............................................................................ 43
3.1.3. Descripción del muestreo ........................................................................................ 44
3.1.4. Análisis in-situ ........................................................................................................ 46
3.1.5. Composición de la muestra ..................................................................................... 47
3.1.6. Análisis en el laboratorio ........................................................................................ 48
3.2. FASE 2. MANTENIMIENTO DEL CULTIVO (Daphnia pulex) ................................ 49
3.2.1. Preparación del agua reconstituida ......................................................................... 49
3.2.2. Ensayo de viabilidad ............................................................................................... 51
3.2.3. Preparación del medio bristol y cultivo de algas verdes ......................................... 51
3.2.4. Prueba – Alimento .................................................................................................. 53
3.2.5. Prueba - Aclimatación............................................................................................. 54
3.2.6. Mantenimiento del cultivo de los organismos (Daphnia pulex) ............................. 55
3.2.7. Separación de organismos: ..................................................................................... 56
3.2.8. Limpieza: ................................................................................................................ 58
3.3. FASE 3. ENSAYOS DE TOXICIDAD (Preliminares y Definitivas) ........................... 59
3.3.1. Pruebas de sensibilidad ................................................................................................ 60
3.3.2. Montaje de las pruebas de toxicidad (bioensayos) ...................................................... 60
3.4. FASE 4. OBTENCIÓN DE RESULTADOS ................................................................. 63
3
3.4.1 Validación de resultados por medio de la determinación del índice toxicológico ....... 63
3.4.1.2 Corrección por caudal al IT de entrada ..................................................................... 65
3.4.1.5. Corrección por caudal del IT a la salida ................................................................... 65
3.4.3 Validación de resultados por medio Del coeficiente de variación. ............................ 65
4. ANALISIS DE RESUTADOS Y RESULTADOS ............................................................... 67
4.1. CARACTERIZACION FISICOQUIMICA DEL VERTIMIENTO .............................. 67
4.1.1. Características del vertimiento en cada punto de muestreo .................................... 67
4.1.2. Características de la muestra primer punto ............................................................. 67
4.1.3. Características de la muestra segundo punto (caja de inspección) ......................... 68
4.1.4. Aforo de caudal ....................................................................................................... 69
4.1.5. Análisis IN- SITU .................................................................................................... 69
4.1.6. Análisis en el laboratorio ........................................................................................ 71
4.2. PRUEBAS DE SENSIBILIDAD ................................................................................... 73
4.2.1. Análisis ANOVA para las pruebas de sensibilidad con Dicromato de Potasio........... 76
4.3. PRUEBAS DE TOXICIDAD CON EL VERTIMIENTO ............................................. 79
4.3.1. Pruebas de toxicidad con muestra de agua antes de ser sometida a tratamiento ......... 79
4.3.1.1. Análisis ANOVA para las pruebas de toxicidad con el agua residual antes de ser
sometida a tratamiento ........................................................................................................... 81
4.3.1.2. Análisis ANOVA para las pruebas de toxicidad con el vertimiento ........................ 84
4.4. CARGA TÓXICA E ÍNDICE TÓXICOLÓGICO......................................................... 87
4.4.1. Carga toxicológica del afluente de la trampa de grasas .......................................... 87
4.4.2. Índice toxicológico del afluente de la trampa de grasas ......................................... 87
4.4.3 Corrección por caudal al IT de entrada ........................................................................ 87
4.4.3. Carga toxicológica del vertimiento a la salida de la trampa de grasas ................... 88
4.4.4. Índice toxicológico del afluente de la trampa de grasas ......................................... 88
4.4.5. Corrección por caudal del IT a la salida ................................................................. 89
4.5. COEFICIENTE DE VARIACION ................................................................................ 90
4.5.1. Media a la entrada del tratamiento .......................................................................... 90
4.5.2. Media a la salida del tratamiento ............................................................................ 90
4.5.3. Desviación estándar ................................................................................................ 90
4.5.4. Coeficiente de variación a la entrada del tratamiento ............................................. 93
4
4.5.5. Coeficiente de variación a la salida del tratamiento ............................................... 93
5. CONCLUSIONES ................................................................................................................. 94
6. RECOMENDACIONES ....................................................................................................... 96
7. BIBLIOGRAFIA ................................................................................................................... 97
ANEXOS .................................................................................................................................... 100
5
GLOSARIO
ACLIMATACIÓN: Es la adaptación fisiológica a un nivel particular de una o más
variables ambientales. El término es generalmente referido al control en condiciones de
laboratorio. (ebookbrowsee, 2013)
AGUA DE DILUCIÓN: El agua natural o reconstituida que por las características
óptimas que presenta para la sobrevivencia y reproducción de los organismos usados en
pruebas de toxicidad, es utilizada para preparar las diferentes diluciones o
concentraciones efectuadas durante una prueba, sea ésta exploratoria o definitiva.
(ebookbrowsee, 2013)
AGUA DESTILADA: Agua que ha sido evaporada y condensada en un aparato de
destilación de vidrio borosilicato u otro material, para remover impurezas.
(ebookbrowsee, 2013)
AGUA RECONSTITUIDA: Es agua destilada con adición de reactivos. El resultado
es agua dulce sintética libre de contaminantes y con características deseables de dureza.
Se prepara con sales inorgánicas en cantidad requerida por el organismo prueba.
(ebookbrowsee, 2013)
BIOENSAYO: El concepto de bioensayo o prueba de toxicidad se deriva de la
toxicología clásica, esta definición actualmente ha sido modificada, adaptada y
extendida al diagnóstico y manejo ambiental. Estas técnicas bioanalíticas son
consideradas complementarias de los análisis fisicoquímicos convencionales y son
6
alternativas eficaces para la predicción de niveles seguros de concentración de tóxicos
en los que no se generan efectos observables. (Díaz Báez, Bistos López, & Espinosa
Ramirez, 2004)
BIOENSAYOS ACUÁTICOS: Son los procedimientos por los cuales las respuestas de
organismos acuáticos se usan para detectar o medir la presencia o efectos de una o más
sustancias, elementos, compuestos, desechos o factores ambientales solos o en
combinación. (ebookbrowsee, 2013)
BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO (BLP, en inglés GLP): normas
fundamentales incorporadas en las legislaciones nacionales, relativas a la organización
y las condiciones en la que los estudios de laboratorio deben ser planificados,
realizados, controlados, registrados y resumidos en un informe.
CARGA TÓXICA: “La importancia de una descarga sobre el cuerpo receptor esta
conferida no solo por sus concentraciones tóxicas, sino por la cantidad total de tóxico en
un volumen dado de descarga”. (Castillo , 2004)
CL50: concentración letal media, concentración del material en agua, suelo o sedimento
que se estima letal para el 50% de los organismos de ensayo. La CL50y sus límites de
confianza (95%) son usualmente derivados de análisis estadístico. (Castillo , 2004)
CONCENTRACIÓN: En una disolución, relación que existe entre la cantidad de
sustancia disuelta y la del disolvente. (Online Langiaje Dictionaries, Online)
7
CONCENTRACIÓN LETAL (CL): Es la concentración de una sustancia (pura o
combinada), o efluente que produce la muerte del organismo. (Online Langiaje
Dictionaries, Online)
CURVA CONCENTRACIÓN – RESPUESTA: Grafico que relaciona la
concentración de la exposición y la proporción de individuos de la población que
manifiesta un efecto determinado. (Jimenez Repetto & Reppetto kuhn, 2009)
CONTAMINANTE: Sustancia ajena, presente en un sistema natural en una
concentración más elevada de lo normal por causa de actividad antrópica directa o
indirecta. En un sentido más amplio se le define como la presencia de cualquier agente
físico, químico o biológico, o de combinaciones de los mismos en lugares, formas y
concentraciones tales y con tal duración que sean o puedan ser nocivos para la salud, la
seguridad o bienestar de la población, o perjudiciales para la vida animal y vegetal, o
que impidan el uso y goce de las propiedades y lugares de recreación. (Castillo , 2004)
Daphnia pulex (cladóceros): Daphnia pulex es la especie más común del grupo de
organismos conocidos como pulgas de agua. Su nombre común se dio a causa de su
aspecto general y espasmódicos movimientos de natación que se asemeja a la de la
pulga de la tierra. Ellos están, en realidad, un tipo de pequeño crustáceo y son
generalmente 0,2-3,0 mm de largo. Sus cuerpos no están claramente segmentados, pero
una característica importante de su anatomía es el caparazón, una estructura en forma de
concha plegada que cubre al animal y lo abre ventralmente y posteriormente. El estudio
de la anatomía de este organismo se hace más fácil por el hecho de que la mayor parte
8
de su cubierta exterior es clara, mostrando la mayoría de los órganos internos en el
trabajo, incluyendo el corazón. (University of Michigan, MUSEUM OF ZOOLOGU M,
2000).
DILUCIÓN: Consiste en disminuir la concentración de un soluto en una solución con
la adición de más solvente. (Franco, Yepes, & Vargas, 2008)
DOSIS LETAL: La prueba DL50 se desarrolló en 1927 para medir la toxicidad aguda
de ciertos compuestos en animales vivos. Consiste en la administración forzada
mediante ingesta, inhalación o vías parenterales, de distintas cantidades de una
sustancia, lo que conlleva dolorosas y agonizantes consecuencias para los animales
(dolor, convulsiones, diarrea, hemorragias nasales y bucales, vómitos, muerte).
(ANIMA NATURALIAS, 2013).
DUREZA: Concentración de compuestos minerales que hay en una determinada
cantidad de agua, en particular sales de magnesio y calcio. (Serveriche Sierra, Castillo
Bertel , & Acevedo Barrios, 200)
TÓXICO DE REFERENCIA: Es una sustancia química utilizada en bioensayos de
toxicidad, cuyo efecto en los organismos a determinadas concentraciones es conocidoy
por lo tanto, permite establecer el estado de respuesta de los organismos de prueba
empleados, así como comparar los resultados intra e inter laboratorios . El uso de estos
tóxicos, proporciona también una evaluación general de la precisión (estabilidad y
respetabilidad) del método a través del tiempo. (ebookbrowsee, 2013)
9
TÓXICOLOGÍA: Consiste en un estudio integrado o multidimensional de la respuesta
de los organismos frente a los tóxicos, aplicando tanto los métodos tradicionales como
los modernos, es decir, la observación clínica, el análisis químico toxicológico, la tóxico
cinética, los análisis bioquímicos y biomarcadores (de exposición, de efecto y de
susceptibilidad), los estudios histológicos, el análisis molecular de expresión de genes,
tóxicogenómica (transcriptó- mica), tóxicoproteómica y metabonómica, etc. que puedan
dilucidar nuevas vías y redes mecanísticas. (Jimenez Repetto & Reppetto kuhn, 2009)
10
INTRODUCCION
La descarga de compuestos peligrosos al medio ambiente, intencional o no, podrá
causar consecuencias serias, las cuales serán mayores cuando se generan y manejan
grandes cantidades de químicos que no existían anteriormente en la naturaleza y para
los cuales no existen procesos físicos o biológicos que permitan su degradación a
formas inocuas. (Díaz Báez, Bistos López, & Espinosa Ramirez, 2004).
Uno de los problemas presentados en el control ambiental es la contaminación de
los cuerpos de agua por diferentes vertimientos tóxicos, por ello es necesaria la
determinación de la toxicidad de estos, para así tomar medidas rigurosas de control.
El método más utilizado para la evaluación de la toxicidad de sustancias (vertimientos)
que afectan en alguna medida al medio ambiente son los bioensayos, los cuales son
herramientas ampliamente utilizadas en el campo de la ecotóxicología, la cual se ocupa
del estudio del efecto y destino de los agentes tóxicos de origen antropogénico a los
ecosistemas acuícolas y terrestres (Larrain 1995,P. 89).
El organismo seleccionado para la realización del análisis con el método de
bioensayos fue la Daphnia pulexy el vertimiento corresponde al de una industria
indumotora con contenido de detergentes.
Es necesario el estudio de los detergentes como agente tóxico potencial de los
vertimientos y la evaluación de este frente al medio ambiente y los organismos vivos,
determinando los daños que generan puesto que a pesar de que los detergentes son
sustancias con un nivel tóxico menor a otras, como metales pesados, suelen causar gran
afectación a microorganismos y organismos animales y vegetales, en suelos y cuerpos
de agua, alterando su ciclo de vida natural gracias a sus componentes.
11
El siguiente proyecto muestra los resultados obtenidos de la investigación
realizada a través de Bioensayos, determinando la concentración de CL 50 del
vertimiento de una de las sedes de Praco Didacol e identificando el efecto del mismo
sobre el recurso hídrico ayudados de resultados de análisis fisicoquímicos.
12
RESUMEN
Con esta investigación se determinó la concentración letal media de un vertimiento con
contenido de detergentes proveniente de una empresa indumotora, por medio de bioensayos de
toxicidad acuática realizados utilizando organismos Daphnia pulex. Se realizó el respectivo
montaje para la supervivencia del cultivo, estos, se aclimataron durante 15 días y después se
retuvieron en las instalaciones de los laboratorios de la Universidad de la Salle con fines de
realizar las pruebas donde se obtuvo el valor de sensibilidad de los organismos para verificar la
respuesta de estos al vertimiento con contenido de detergentes. La preparación de las sustancias
de referencia con vertimiento se realizó a través de ensayos preliminares y definitivos con los
tóxicos de referencia, se obtuvo la CL50 de vertimiento con contenidos de detergentes mediante
el método PROBIT y aceptabilidad de los resultados obtenidos por medio del análisis de
varianza ANOVA. Los organismos escogidos fueron Daphnia pulex por su gran importancia en
la cadena alimenticia media y por ser sensibles a todos los tipos de toxicidad presentes en el
medio acuático. Los ensayos fueron realizados en el laboratorio de bioensayos de la
Universidad de la Salle, basados en los protocolos establecidos por CETESB. Como resultado
final se determinó el valor de CL50 para un vertimiento con contenido de detergentes sin ser
sometido a tratamiento de 1,51 %. Y para un vertimiento con contenido de detergentes después
de ser sometido a un tratamiento de agua residual se determinó un valor de CL50 de 36,53 %.
13
ABSTRACT
This research determined the median lethal concentration of a shedding containing
detergent, through aquatic toxicity bioassays conducted using organisms Daphnia pulex.
Mounting the respective crop survival was performed; they were acclimated for 15 days
and then retained in the laboratory facilities of the University La Salle. The
accomplishment of the tests was the value of sensitivity of organisms to verify the
response of these dumping containing detergents. The preparation of the reference
substances with shedding were made through preliminary and final tests with reference
tóxicants, the LC50 of shedding with detergent content was obtained by the probit
method and acceptability of the results obtained by analysis of variance ANOVA. The
organisms were Daphnia pulex chosen for their great importance in the food media
chain and to be sensitive to all types of toxicity in the aquatic environment. The tests
were conducted in laboratory bioassays Salle University, based on protocols established
by CETESB. As a final result was determined LC50 value for shedding containing
detergents without being subjected to treatment was 1.51%. And for a detergent
containing shedding after being subjected to a wastewater treatment LC50 value of
36.53% was determined.
14
1. OBJETIVOS
1.1 OBJETIVO GENERAL
Determinar la toxicidad de un vertimiento proveniente de una industria
indumotora con contenido de detergentes utilizando organismos del genero Daphnia.
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
• Establecer la sensibilidad de la Daphnia pulex mediante la exposición al Dicromato de
Potasio
•Determinar la concentración letal media de detergentes sobre Daphnia pulex en el
vertimiento de la industria indumotora.
•Determinar índice de efecto tóxico potencial (IETP) con el fin de clasificar el
vertimiento según su toxicidad.
•Evaluar la eficiencia del tratamiento realizado al vertimiento proveniente de la
industria indumotora.
15
2. MARCO TEORICO
Las industrias automotrices generan vertimientos en el proceso de lavado de
autopartes. Por ende los contaminantes con mayor concentración presentes en estos
vertimientos son los tensoactivos.
Para la determinación la toxicidad de este tipo de contaminantes se debe tener en cuenta
los siguientes conceptos.
2.1. BIOENSAYOS
Los bioensayos son herramientas ampliamente utilizadas en el campo del eco
toxicología, la cual se ocupa del estudio del efecto y destino de los agentes tóxicos de
origen antropogénico a los ecosistemas acuícolas y terrestres. Estas pruebas de toxicidad
permiten realizar mediciones experimentales del efecto de agentes químicos o físicos en
sistemas biológicos, estableciendo relaciones concentración-respuesta bajo condiciones
controladas en terreno o en laboratorio. (Silva et al.2003)
2.1.1. Tipos de bioensayos.
Se pueden destacar varios tipos de pruebas de bioensayos, las cuales permiten
determinar variables cuantitativas y cualitativas como las siguientes:
• De tipo estático: Se efectúa sin la renovación continua de la cantidad constante de
las diluciones usadas en el ensayo. (FAO, 1981)
16
• Sin renovación: los organismos se exponen a la misma solución de prueba y el
tiempo de duración del ensayo es el mismo 48 o 96 horas. (Esclapés, 1999)
• Con renovación: los especímenes se someten a una preparación fresca de la
misma concentración inicialmente empleada, periódicamente (generalmente cada 24
horas). (Esclapés, 1999) Tal renovación puede ser necesaria cuando importantes
sustancias tóxicas se deterioran, o son absorbidas, o se pierden por cualquier otra razón,
con suficiente rapidez para influir considerablemente con los resultados del ensayo.
(FAO, 1981)
• De flujo continuo: Circula continuamente una corriente de sustancia de prueba
nueva en contacto con los individuos experimentales. (Esclapés, 1999) Se realizan con
la renovación continua o casi continua de las diluciones sometidas al ensayo, con el fin
de mantener casi constantes las concentraciones de las sustancias tóxicas activas. (FAO,
1981)
2.2. TOXICIDAD
Las pruebas de toxicidad constituyen una herramienta eficaz para la predicción de
niveles de concentración de compuestos tóxicos, en los que mediante la analítica clásica
no se logra obtener efectos observables, extendiéndose estas evaluaciones al ámbito de
poblaciones, comunidades o ecosistemas para la identificación de elementos biológicos
en riesgo. (Castillo , 2004)
17
2.2.1. Clasificación de la toxicidad
La Tabla 1 muestra la relación entre la clasificación de ensayos de toxicidad y el
objetivo del mismo.
Tabla 1
Clasificación de la toxicidad
Según su respuesta Ensayos de toxicidad aguda
Ensayos de toxicidad crónica
Según el enlace Ensayos de toxicidad directa
Ensayos de toxicidad indirecta
Según su finalidad De toxicidad de muestra única
De toxicidad de efluente
De bioestimulación
Organolépticos
Según su técnica De sistemas estáticos
De sistemas de renovación
De sistemas de flujo continuo NOTA: Forma general de clasificación de los ensayos de toxicidad. Fuente: Tesis Determinación de la
toxicidad de los detergentes mediante sistemas estáticos utilizando Daphnia pulex / Pedro Miguel Escobar
Malaver, Luis Eduardo García.
2.3. DETERGENTES
Los detergentes o agentes tensoactivos son un grupo de compuestos orgánicos que
poseen la propiedad de disminuir la tensión superficial de los líquidos en que se
encuentran disueltos. (Vargas , 2004)
Un detergente está formado por uno o más tenso activos, que constituyen la materia
viva y por un conjunto de componentes complementarios: coadyuvantes (builders),
aditivos y auxiliares de presentación o carga. (Dominguez & Asociación de
Investigación de la Industria Española de Detergentes, 1986)
18
La composición de los detergentes comprende numerosos compuestos según tres
categorías importantes; Tenso activos, coadyuvantes y otros como: agentes
blanqueadores, abrillantadores, etc.
2.3.1. Coadyuvantes
Estos compuestos son sustancias que se incorporan a la formulación de un
detergente para mejorar o proteger la eficacia detersiva del tenso activo. Entre los más
frecuentes se consideran poli fosfatos, silicatos, carbonatos, citratos, etc. (Manrique ,
2009)
2.3.2. Tensoactivos
Los agentes tenso activos son aquellas sustancias que modifican las propiedades
físicas de una superficie o de una interface, reduciendo la tensión superficial. Poseen en
su estructura química dos regiones claramente diferenciadas, lo que les confiere el
carácter dual característico de todas las sustancias anfifilas. Una es la porción hidrófoba
(o apolar), que presenta afinidad por disolventes orgánicos o polares y corresponde
frecuentemente a una cadena hidrocarbonada, de tipo alquilo o alguilobenceno, de
longitud variable. La otra es la porción hidrófila (o polar), caracterizada por mostrar
atracción hacia disolventes polares, sobre todo agua y puede estar formada por átomos
de oxígeno, azufre, fosfato o nitrógeno incluidos en grupos funcionales como alcoholes,
tioles, éteres, esteres, ácidos, sulfonatos, sulfatos, fosfatos, aminas, amidas, etc. (Rosen
& Rosen, 2004)
19
2.3.2.1. Clasificación de los tensoactivos o surfactantes
Los surfactantes aniónicos se disocian en un anión anfífilo y un catión, el cual es en
general un metal alcalino o un amonio cuaternario. A este tipo pertenecen los
detergentes sintéticos como los alquil benceno sulfonatos, los jabones (sales de sodio de
ácidos grasos), los agentes espumantes como el lauril sulfato, los humectantes del tipo
sulfosuccinato, los dispersantes del tipo lignosulfonatos, etc. La producción de los
surfactantes aniónicos representa alrededor del 55% de los surfactantes producidos
anualmente en el mundo. (Salager, 2002)
Los surfactantes noiónicos están en el segundo rango por orden de importancia con un
poco menos del 40% del total. En solución acuosa no se ionizan, puesto que ellos
poseen grupos hidrófilos del tipo alcohol, fenol, éter o amida. Una alta proporción de
estos surfactantes pueden tornarse relativamente hidrofílicos gracias a la presencia de
una cadena poliéter del tipo polióxido de etileno. El grupo hidrófobo es generalmente un
radical alquilo o alquil benceno y a veces una estructura de origen natural como un
ácido graso, sobre todo cuando se requiere una baja toxicidad. (Salager, 2002).
Los surfactantes catiónicos se disocian en solución acuosa en un catión orgánico
anfífilo y un anión generalmente del tipo halogenuro. La gran mayoría de estos
surfactantes son compuestos nitrogenados del tipo sal de amina grasa o de amonio
cuaternario. La fabricación de estos surfactantes es mucho más cara que la de los
anteriores y es por esta razón que no se les utilizan salvo en caso de aplicación
particular, como cuando se hace uso de sus propiedades bactericidas o de su facilidad de
adsorción sobre sustratos biológicos o inertes que poseen una carga negativa. Esta
20
última propiedad hace que sean excelentes agentes antiestáticos, hidrofobantes, así
como inhibidores de corrosióny puedan ser utilizados tanto en productos industriales
como para uso doméstico. (Salager, 2002)
2.4. EFECTOS DE LOS DETERGENTES EN LA SALUD
Los detergentes son productos de limpieza potentes que pueden contener ácidos,
álcalis o fosfatos fuertes. Los detergentes catiónicos a menudo se utilizan como
germicidas (antisépticos) en hospitales y los detergentes aniónicos algunas veces se
emplean para limpiar alfombras o tapetes. La intóxicación ocurre cuando alguien
ingiere detergentes catiónicos o aniónicos. (Biblioteca Nacional de Medicina de
EE.UU, online)
2.4.1. Elemento tóxico
•Ácidos dañinos (corrosivos), como el cloruro de benzalconio
•Jabón común
2.4.2. Síntomas
La tabla 2 muestra los efectos de los detergentes en la salud correspondientes al ser
humano con la respectiva descripción de los mismos.
21
Tabla 2
Efectos de los detergentes en la salud
Sangre Cambio significativo en el
nivel acido de la sangre
(equilibrio en el pH) que lleva a
daño en todos los órganos del
cuerpo.
Ojos, oídos, nariz y garganta Perdida de la visión
Fuerte dolor de garganta
Fuerte dolor o ardor en nariz,
ojos, oídos, labios o lengua
Gastrointestinales Sangre en las heces
Quemaduras y posibles
orificios en el esófago
Dolor abdominal fuerte
Vómitos
Vómitos con sangre
Corazón y sangre Desmayos
Hipotensión que se presenta
rápidamente
Pulmones y vías
respiratorias Dificultad respiratoria (por la
inhalación del detergente)
Inflamación de la garganta
causando dificultad al respirar.
Piel Quemaduras
Orificios (necrosis) en la piel
o tejidos subyacentes
Irritación NOTA. Algunos efectos representativos de los detergentes sobre la salud del ser humano. Fuente: Wax
PMyarema M. Corrosives. In: Shannon MW, Borron SW, Burns MJ, eds. Haddad and Winchester's
Clinical Management of Poisoning and Drug Overdose. 4th ed. Philadelphia, Pa: Saunders Elsevier;
2007: chap 98.
2.5. EFECTOS DE DETERGENTES EN EL MEDIO AMBIENTE
Los tensoactivos se clasifican en Aniónicos, No iónicos y catiónicos. Cada uno de
ellos tiene una característica primordial y es su concentración en el agua como lo
muestra la Tabla 3. Algunos tenso activos típicos son el tetrapropileno-benzil-sulfonato
(TPBS) en el mejor de los casos se consigue su biodegradación al 50% en las
22
depuradoras urbanas, aunque existen límites establecidos admisibles para
concentraciones de tensoactivos antes de su tratamiento o depuración como lo muestra
la Tabla 4. El grupo de los nonilfenoleroxilatos se degrada también de forma muy lenta,
formándose compuestos intermedios más tóxicos que el inicial.
Según (Luna, 2009) los aspectos que se deben tener en cuenta desde un punto de
vista medioambiental son los siguientes:
BIODEGRADABILIDAD
Según la legislación vigente, en un paquete de detergente se puede poner la palabra
"biodegradable" si el tensoactivos (sustancia de los jabones que causa perjuicios a la
vida acuática) deja de tener un 90% de su propiedad de disminuir la tensión superficial
del agua 28 días después de ser vertido a ésta.
EUTROFIZACIÓN
Muchos detergentes convencionales utilizan fosfatos, fosfonatos o percarboxilatos como
potenciadores. Estas sustancias actúan como fertilizantes de las algas, haciendo que se
reproduzcan muy rápido. La gran cantidad de algas agota el oxígeno del agua, que deja
de estar disponible para la fauna acuática (microbios y peces)y genera malos olores.
Este fenómeno se llama eutrofizacióny ha causado desequilibrios muy graves en lagos y
ríos.
BLANQUEADORES
Estos productos pueden contener cloro u oxígeno. Uno de los principales problemas de
la industria del cloro es que genera sustancias organocloradas, como dioxinas y furanos,
que causan muchos problemas de salud como: disfunciones hormonales,
malformaciones en el feto y cáncer, entre otrosy debido a que no se pueden metabolizar,
23
se acumulan en los tejidos de los seres vivos. Actualmente, casi no se usan
blanqueadores de este tipo para detergentes.
ANTIBACTERIALES
Últimamente, muchos detergentes convencionales contienen agentes antibacteriales No
tienen ninguna utilidad prácticay en cambio pueden causar problemas a la vida
bacteriana acuática.
Tabla 3
Tenso activos Vs. Concentración en agua bruta
TENSOACTIVOS CONCENTRACION EN
AGUA BRUTA (mg/L)
Aniónicos 4 – 20
No-iónicos 2 – 6
Catiónicos 1 – 2 NOTA: Concentraciones de los diferentes tipos de tensoactivos en agua bruta Fuente: Instituto
Sindical de Trabajo, Ambiente y Salud. (s.f.). ISTAS. Obtenido de http://www.istas.net/web/portada.asp.
Tabla 4
Valores de porcentaje de eliminación de tensoactivos
Grupo Tensoactivos % de eliminación
Aniónicos Alquilobenceno
sulfonato
50-70
Alquil silfato (C12) 0-10
Alquileter sulfato 50-70
No-iónicos Alcohol graso etox.
(C12-C14)
0-10
Nonilfenol etoxilado 0-10
Catiónicos Diestearil dimetil
amonio
90-100
Hexadecil
trimetilamonio
15-30
NOTA: Porcentajes sobresalientes de depuración de tensoactivos. Fuente: Instituto Sindical
de Trabajo, Ambiente y Salud. (s.f.). ISTAS. Obtenido de http://www.istas.net/web/portada.asp
24
Los jabones son sustancias que alteran la tensión superficial (disminuyen la
atracción de las moléculas de agua entre sí en la superficie) de los líquidos,
especialmente el agua, este fenómeno permite que el oxígeno disuelto en el agua escape
con mayor facilidad ocasionando el deterioro de la calidad del cuerpo de agua. Este tipo
de sustancias se denominan tensoactivas.
La mayoría de los detergentes son compuestos de sodio del sulfonato de benceno
substituido, denominados sulfatos lineales de alquilos (LAS), hay otros que son los
alquilbencen sulfatos de cadena ramificada (ABS) que se degradan más lentamente que
los LAS. El extremo sulfato es soluble en agua y el extremo del hidrocarburo es soluble
en aceite. La ventaja de los detergentes es que no forman natas con el agua dura.
(Canjura & Lemus, 2003)
Por su amplia utilidad los detergentes se usan tanto en la industria como en los
hogares, sin embargo, puesto que se emplean en grandes cantidades constituyen una
fuente de contaminación del agua. En cuanto a la biodegradabilidad, tanto los
detergentes como los jabones son biodegradables, pero la biodegradabilidad se ve
limitada si estos compuestos se encuentran en exceso en un cuerpo de agua. (Texas,
2008)
Uno de los principales problemas que causa el uso de detergentes, es que los de tipo
comercial deben contener ciertos aditivos que se pueden convertir en graves
contaminantes del agua. El principal aditivo de los detergentes es un compuesto
llamado tripolifosfato de sodio, al que se le denomina en forma genérica como fosfato.
25
Actualmente se encuentran en mercado los llamados detergentes anti-bacteriales,
los cuales contienen agentes bactericidas, esto en parte es bueno pero si se usa este
detergente en exceso, entonces el agente bactericida llega a los cuerpos de agua y mata
una buena proporción de los microorganismos presentes en éste, disminuyendo la
capacidad de los microorganismos para degradar al detergente. (TRIPOD, 2000)
2.6. EFECTOS DE LOS DETERGENTES EN EL TRATAMIENTO DE AGUAS
RESIDUALES
Cuando se desecha el detergente fosfatado, los fosfatos son arrastrados por el
drenaje y la mayoría de las plantas de tratamiento de aguas negras no están diseñadas
para eliminar fosfatos y por lo tanto, éstos pasan al medio ambiente acuático a través del
efluente de las agua negras. Se calcula que alrededor del 50% de los fosfatos de las
aguas negras provienen de los detergentes, el porcentaje restante se deriva de
compuestos fosforosos de desechos humanos y animales y fertilizantes de fosfato. El
problema de los fosfatos, es que actúa como elemento nutritivo para algas y plantas
acuáticas, lo que a su vez provoca la degradación de las aguas naturales.
La espuma producida en plantas de tratamiento de agua provoca problemas de
operación, afecta la sedimentación primaria ya que engloba partículas haciendo que la
sedimentación sea más lenta, dificulta la dilución de oxígeno atmosférico en agua y
recubre las superficies de trabajo con sedimentos que contienen altas concentraciones de
surfactantes, grasas, proteínas y lodos. (TRIPOD, 2000)
Entre otros efectos secundarios producidos por los detergentes es que afectan los
procesos y producen cambios en la demanda bioquímica de oxígeno y en los sólidos
26
suspendidos, efectos corrosivos en algunas partes mecánicas de las plantas,
interferencias en el proceso de cloración y en la determinación de oxígeno disuelto y
algunos aditivos en los detergentes pueden intervenir en la formación de flóculos.
(Mohander, 2013)
2.6.1 PARAMETROS FISICOQUIMICOS PARA LA DETERMINACION DE
LA CALIDAD DE AGUA
Dentro de los parámetros existentes para la determinación de la calidad de agua se
encuentran:
2.6.1.1 Temperatura
La determinación exacta de la temperatura es importante para diferentes procesos
de tratamiento y análisis de laboratorio, puesto que, por ejemplo, el grado de saturación
de oxígeno disuelto, la actividad biológica y el valor de la saturación con carbonato de
calcio se relacionan con la temperatura. (Romero, 2009).
2.6.1.2 Potencial de hidrogeno
El término pH es una forma de expresar la concentración del ion hidrogeno o, más
exactamente, la actividad del ion hidrogeno (H+). En general se usa para expresar la
intensidad de la condición acida o alcalina de una solución, sin que esto quiera decir que
mida la acidez total o la alcalinidad total. (Romero, 2009)
27
2.6.1.3 Caudal
La medición de caudal se puede desarrollar por métodos diferentes y su elección
depende del tipo de fuente que se pretenda aforar, de las características del sitio y de las
condiciones al momento de su realización, uno de estos métodos es el volumétrico;
realizando la medición manual del caudal utilizando un cronómetro y un recipiente
aforado, en este caso un balde.
El procedimiento a seguir es tomar un volumen de muestra cualquiera (V) y medir
el tiempo transcurrido (t) desde que se introduce a la descarga hasta que se retira de ella;
la relación de estos dos valores permite conocer el caudal (Q) en ese instante de tiempo.
Se debe tener un especial cuidado en el momento de la toma de muestra. (Hernandez
Muñoz, 1998)
2.6.1.4 Sólidos suspendidos totales
Los sólidos suspendidos totales es un parámetro asociado con pequeñas
cantidades de materia orgánica y material suspendido. El principal interés de este
parámetro, asociado con la turbidez del agua natural, se relaciona con la destinación del
recurso para el consumo público y con las condiciones de vida de la fauna acuática. Una
alta concentración de sólidos producirá disturbios en el crecimiento de los huevos de los
peces, modifica su movimiento natural, su migración y reduce la abundancia de
alimentos. (Ramalho, Lora, & Beltran, 1996)
28
2.6.1.5 Sólidos sedimentables
Los sólidos sedimentables son el grupo de sólidos cuyos tamaños de partículas
corresponde a diez o más micras y se pueden sedimentar. Son los sólidos más pesados
que al tratarlos con elementos químicos, por el propio tratamiento sedimentan en el
fondo del lugar de tratamiento de las aguas.
Los sólidos sedimentables están formados por partículas más densas que el agua,
se mantienen dispersos dentro de ella en virtud de la fuerza de arrastre causada por el
movimiento o turbulencia de la corriente. Por esta razón, sedimentan rápidamente por
acción de la gravedad cuando la masa de agua se mantiene en reposo. La turbidez va en
directa relación con los sólidos sedimentables en la muestra de agua. (Ramalho, Lora, &
Beltran, 1996).
2.7. Daphnia pulex
En general las Daphnia son micro crustáceos de agua dulce que habitan en aguas
estancadas o de movimiento muy ligero. También ha sido localizada en las
proximidades de lagos y lagunas de agua salobre. Por su forma de natación se las
conoce como "Pulgas de Agua", la figura 1 muestra la estructura de cómo es una
Daphnia pulex en general.
29
Figura 1 Organismo DAPHNIA pulex Fuente: (s.f.). Recuperado el 21 de Noviembre de 2014, de www.dr-ralf-
wagner.de/Bilder/
Las pulgas de agua como Daphnia pulex, son parte integral de los consumidores
primarios de los sistemas acuáticos, participa en el movimiento de sustancias y energía,
obteniendo ésta por transformación de materia orgánica, especialmente de organismos
vivos. Este organismo planctónico se apodera de otros más pequeños y sirve de
alimento de muchos animales más grandes como los peces por tanto es fuente de
alimento de consumidores secundarios, es decir, sirve de puente en la cadena trófica
entre un productor y un consumidor, la tabla 5 muestra la respectiva clasificación
científica.. (Canjura & Lemus, 2003)
30
Tabla 5
Clasificación científica
CLASIFICACION CIENTIFICA
Philum Artropoda
Clase Crustáceo
Subclase Branchiopoda
Orden Anomopoda
Suborden Cladócera
Familia Daphniidae
Genero Daphnia
Subgéneros -Ctenodaphnia
-Hyalodaphnia NOTA: Clasificación científica de organismos de género Daphnia. Fuente: SIB. (s.f.). Administración de
Parques Nacionales. Obtenido de http://www.sib.gov.ar/taxonomia/genero/Daphnia
2.7.1. Hábitat
La Daphnia pulex es un organismo que se encuentra en territorio colombiano en
cuerpos de agua y escorrentías clasificadas como aguas blandas (dureza 0-75 mg/l
CaCO3). Estos crustáceos filtradores son principalmente de agua dulce, reservorios
artificiales, charcos temporales. Son abundantes en ambientes con alta concentración de
materia orgánica en donde proliferan bacterias, levaduras y micro algas, igualmente las
concentraciones más altas de las poblaciones viven como plancton en el agua abierta de
los lagos, Ver Tabla 6. (FAO, s.f.)
31
2.7.2. Condiciones ideales de mantenimiento de cultivo de laboratorio.
Para el buen mantenimiento del cultivo en el laboratorio, se deben mantener
ciertas condiciones específicas, referidas a la simulación del habitad natural de los
organismos, estas condiciones se especifican en la Tabla 6.
Tabla 6
Condiciones ideales de mantenimiento del cultivo de Daphnia pulex en el laboratorio
TEMPERATURA 20 ± 2°C
CALIDAD DE LUZ FLUORESCENTE
INTENSIDAD
LUMINOSA
600 – 1000 Lux (luz blanca fría) en la
superficie de liquido
FOTOPERIODO 16 horas luz/ 8 oscuridad
ALIMENTACION Cultivos puros de Scenedesmus quadricauda
DOSIS DE ALIMENTO La cantidad de alimento suministrada se
calcula de la siguiente manera:
V= A x B / C
Donde V= volumen a ser adicionado
A= número de organismos
B= número de células por Daphnia
C= densidad celular de la suspensión algar
El alimento suministrado diariamente
DENSIDAD
POBLACIONAL
No mayor a 22 individuos / 2 L
LIMPIEZA Diariamente se debe retirar las mudas y los
restos que se encuentren en el fondo de los
recipientes. Cada viernes se cambia el agua de
los acuarios los cuales deben lavarse con
varias veces con agua desionizada.
No se debe emplear jabón ni otros detergentes
RECOLECCION DE
NEONATOS
Diariamente se retiran con un micro pipeta
Pasteur de plástico, con una abertura lo
suficientemente ancha como para no ocasionar
daños a los neonatos. NOTA. Condiciones a las cuales se debe mantener el cultivo para su supervivencia. FUENTE: Alarcón y
Ardila. 2008
32
2.7.3. Alimentación
Los organismos Daphnia pulex Son normalmente fitófagos, alimentándose por
filtración. Filtran continuamente el agua en la cual viven, deteniendo las partículas
suspendidas en ésta a través sedas situados en los apéndices toráxicos; el tamaño
promedio de las partículas ingeridas se sitúa entre 0,5 y 50 μm. Mediante diversos
mecanismos de gran complejidad, las corrientes de alimento pasan al interior de una
cámara sencilla precedente de la dirección anteroventral; esta cámara está cerrada
dorsalmente por la pared del cuerpo, lateralmente por las valvas y los cinco pares del
tronco y centralmente por el tercer y cuarto par de los mismos cuando se encuentran
juntos. (Bosch 1974, citado por Matuk 1996).
El primer y segundo par de apéndices crean una corriente de agua y así, un movimiento
de partículas suspendidas; el quinto par se encarga de la succión del agua, mientras el
tercer y curto par realiza la filtración de las partículas (Bosch y Gonzalez 1974, citado
por Matuk 1996).
2.7.3.1. Algas para alimentación
• Scenedesmus quadricauda
Es una microalga típica plantónica. En el laboratorio de biología, tiene un recurso
maravilloso para demostrar fotosíntesis, pero en el resto del mundo, ofrece un potencial
para la creación de los biocombustibles de algas.
33
Las microalgas son capaces de remover microorganismos patógenos, metales
pesadosy compuestos orgánicos tóxicos mediante procesos aún en vías de estudio.
(Oswald, 1978)
Dado que una gran variedad de estos microorganismos crecen en medios
completamente inorgánicos, confiriéndoles capacidades para remover nutrientes y al
mismo tiempo producir material celular potencialmente útil, se iniciaron estudios sobre
su aplicación en el tratamiento de aguas residuales desde la década de los 40, al respecto
se citan los trabajos de Cadwell (Cadwell,1946) y más tarde de Oswald y Gotaas
(Oswald y Gotaas,1957), quienes introdujeron un nuevo concepto en la producción
masiva de micro algas, demostrando que los cultivos a gran escala podrían ser
simultáneamente utilizados para el tratamiento de aguas residuales y la producción de
biomasa para la obtención de proteína vegetal.
• Chlorella
La Chlorella es una alga microscópica, unicelular de agua dulce que existe en la
Tierra desde hace más de 540 millones de años, siendo uno de los organismos más
primitivos.
Sorprendentemente se ha conservado de forma casi inalterada hasta nuestros días
gracias a su extraordinaria capacidad de supervivencia.
• Debido a su existencia elemental y a su rápido crecimiento, la Chlorella contiene una
gran concentración y variedad de nutrientes esenciales para la vida, especialmente
proteínas, vitaminas y minerales.
34
La Chlorella existe en la Tierra desde hace más de 540 millones de años. Por
tanto, se trata de una de las formas de vida más primitivas y sorprendentemente su
estructura genética se ha mantenido prácticamente intacta hasta nuestros días. La razón
por la cual esta alga ha podido sobrevivir a los cataclismos y cambios climáticos durante
todos esos millones de años radica en la extrema dureza de su membrana celular, capaz
de aislar y proteger el material genético hallado en el interior de la célula. Por otro lado,
también su extraordinaria habilidad reproductiva ha jugado un papel en su favor. Una
sola célula de Chlorella puede reproducirse hasta por 4 cada 20 horas. Debido a su
existencia elemental y a su rápido crecimiento, la Chlorella contiene una gran
concentración y variedad de nutrientes esenciales para la vida, especialmente proteínas,
vitaminas y minerales. Además, constituye la mayor fuente de clorofila que se pueda
encontrar en un vegetal. (Indigo Hierbas)
2.7.4. Morfología
En la Figura 2 se evidencia la morfología del organismo. Estos organismos se
caracterizan por poseer un cuerpo comprimido lateralmente y ovalado, no se distinguen
segmentos como en otros crustáceos. Presentan dimorfismo sexual marcado, la hembra
es más grande que el macho. Presenta un caparazón de quitina transparente, las antenas
o apéndices con numerosas setas, ojos compuestos y simples (ojo nauplio), una cavidad
embriónica con huevo y embriones situados en la parte dorsal, entre el caparazón y el
dorso del cuerpo. (Díaz Báez, Bistos López, & Espinosa Ramirez, 2004)
35
FIGURA 2 Daphnia pulex
Fuente: (s.f.). Recuperado el 1 de Noviembre de 2014, de www.asturnatura.com
2.7.5. Ciclo de Vida
Generalmente, el ciclo se incrementa cuando la temperatura decrece debido a la
disminución en la actividad metabólica. El ciclo de vida de Daphnia pulex a 20°C es de
50 días como se muestra en la figura 3.
FIGURA 3 Ciclo de vida Daphnia pulex
Fuente: (s.f.). Recuperado el16 de Octubre de 2014, de
www.imasd.fcien.edu.uy
36
Daphnia pulex posee 3 a 4 instares juveniles, donde cada instar es terminado por una
muda, de esta forma, el crecimiento ocurre inmediatamente después de cada muda,
hasta que el nuevo caparazón deja de ser elástico.
Daphnia pulex tiene de 18 a 25 instares adultos. Generalmente, la duración de los
instares aumenta con la edad, pero también de las condiciones ambientales. (Castillo ,
2004)
2.7.6. Selección
El género Daphnia es utilizado extensivamente en pruebas de toxicidad, permiten
determinar la letalidad potencial de sustancias químicas puras, aguas residuales
domésticas e industriales, lixiviados, aguas superficiales o subterráneas, agua potable,
entre otros. (Díaz et al, 2006).
A la hora de seleccionar la especie es necesario tener en cuenta la aclimatación, los
ciclos de vida, la alimentación, en fin los cuidados de los microorganismos
seleccionados de tal forma que no se cometan errores en la manipulación y cuidado de
los mismos. Por esto, algunas razones para seleccionar este organismo fueron:
•Conocimiento previo de la biología de la especie (comportamiento, hábitos
alimenticios, ciclo de vida, reproducción y desarrollo, etc.).
•Son fáciles de encontrar, en número suficiente y se recolectan sin dificultad en los
humedales de la ciudad.
•Presentan sensibilidad muy alta a cualquier tipo de tóxico.
37
•Son fáciles de criar y manipular en el laboratorio, dado su tamaño suficientemente
pequeño, no ocupan mucho espacio.
•Por su ciclo de vida corto y su tasa de renovación alta.
•Los costos de cultivo y mantenimiento son bajos.
•Es fácil comparar los resultados obtenidos con trabajos realizados en diferentes partes,
dada la gran utilización de estos microorganismos por diferentes entidades ambientales
y laboratorios.
2.7.7. Importancia ecológica de Daphnia pulex.
Estas especies se encuentran comúnmente en los márgenes de los estanques y
charcas permanentes y temporales, en el fondo del agua y cerca de las raíces o la parte
aérea de las plantas acuáticas. Las aguas donde se encuentran son aguas oxigenadas,
con un contenido de calcio y magnesio alto. El rango de pH del agua donde se
encuentran está entre 6.5 y 8.5 (Pennak, 1989). Su importancia en la cadena alimenticia
acuática esta, en que sirve de alimento para peces juveniles y adultos, Hydras, Insectos
maduros y otros organismos (Golulden, 1982). Como las Daphnia son animales
planctónicos altamente sensibles, que se alimentan de organismos más pequeños y a la
vez sirven de alimento para otros más grandes, una alteración en el ecosistema o un
efecto en ellos afectara a los demás eslabones de la cadena trófica.
2.8. PROCEDENCIA DEL VERTIMIENTO
El vertimiento proviene de la empresa indumotora PRACO-DIDACOL, la
cual consta de varias sucursales en el país como se muestra en la figura 4.
38
FIGURA 4 Mapa sucursales PRACO- DIDACOL en Colombia
FUENTE: (s.f.). Recuperado el 30 de Octubre de 2014, de
www.pracodidacol.com/Inicio/Sucursales/tabid/1812/Default.aspx
La sede de donde proviene el vertimiento está ubicada en la localidad de
Engativá. Y se muestra en la figura 5.
FIGURA 4 Ubicación sucursal en la que se tomó la muestra
FUENTE: (s.f.). Recuperado el 28 de Noviembre de 2014, de
http://www.pracodidacol.com/Inicio/Sucursales/tabid/1812/Default.aspx
La industria indumotora se caracteriza por realizar actividades provenientes del
área indumotora más específicamente se dedica a mercadeo automotriz prestando el
servicio de venta y posventa de vehículos automotrices, vehículos de carga pesada y
39
mantenimiento de estos. El mantenimiento corresponde a servicios de taller tales como
cambio de aceite, de filtro, repuestos entre otros. Adicionalmente realizan la actividad
que influye directamente en esta investigación que es la de lavado de vehículos en un
área específica.
Para el lavado de los vehículos utilizan aguas lluvias, realizan el lavado y
finalmente reutilizan parte del agua para volver a ser utilizado en el lavado. Como se
muestra en las siguientes Imágenes 1 y 2.
IMAGEN 1 Zona de lavado de vehículos
FUENTE: Autoras
IMAGEN 2 Tanque recolector de Aguas lluvias
FUENTE: Autoras
40
3. METODOLOGIA
La metodología del proyecto permite el seguimiento del desarrollo del mismo bajo
una metodología común. A continuación se describe de forma detallada cada uno de los
procedimientos realizados en el desarrollo de este proyecto de investigación, los cuales
fueron ejecutados en el laboratorio de bioensayos de la Universidad de la Salle.
El diagrama de flujo de la metodología utilizada se encuentra en el ANEXO 1.
Se llevaron a cabo pruebas de toxicidad con el fin de determinar la concentración letal
media (CL50) del vertimiento, que produce la muerte al 50% de los organismos de
Daphnia pulex expuestos en un tiempo de 48 horas.
El desarrollo del proyecto se llevó a cabo basándose en la metodología
experimental por medio de la cual se pretende la recolección de información y datos
necesarios para la determinación de la toxicidad del vertimiento con contenido de
detergentes, esto, evaluando la concentración letal a la cual sobrevive la Daphnia
pulex.
Los procedimientos realizados en el desarrollo de este proyecto de investigación se
dividieron en 4 fases; Fase 1. Caracterización fisicoquímica; Fase 2. Mantenimiento del
Cultivo; Fase 3. Ensayos de Toxicidad; Fase 4. Obtención y Análisis de Resultados.
Al realizar las pruebas preliminares se limitan los rangos de concentración para
las pruebas definitivas, de la muestra de entrada del vertimiento a la trampa de grasas
fue de 0,1% a 3%; mientras que la muestra de la salida del vertimiento de la trampa de
grasas fue de 0% a 48%; al obtener esos valores, se realizan las pruebas definitivas
utilizando cinco organismos por recipiente de ensayo, baterías de cinco concentraciones
más el control y cuatro replicas por ensayo, dando un total de 24 recipientes por ensayo
41
de prueba, 120 organismos por montaje y 20 organismos por concentración
correspondiendo cada uno al 5%.
Al tener los resultados de mortalidad, se realizó en análisis Probit para la
obtención de la respectiva CL50, utilizando el protocolo LB06 “Análisis de Regresión y
Análisis Probit”, de donde se extrajeron los pasos a seguir para la obtención de la
concentración letal media; la información obtenida fue analizada por el método
conocido como ANOVA, método que consiste en aislar y estimar las varianzas
separadas que contribuyen a la varianza total de un experimento.
3.1. FASE 1. CARACTERIZACIÓN FISICOQUIMICA
El agua utilizada para el lavado de carros es agua lluvia. Al realizar el lavado, sale
el vertimiento con detergentes y es tratado por medio de una trampa de grasas.
Posteriormente es reutilizada el agua en el mismo proceso.
Se realizó la caracterización fisicoquímica del vertimiento proveniente del proceso de
lavado de carros en 2 puntos, antes del tratamiento realizadoy después del tratamiento
determinando así la eficiencia del tratamiento del mismo.
Para realizar la caracterización fisicoquímica se tuvo en cuenta 6 fases las cuales son:
Determinación de parámetros a medir, selección de puntos de muestreo, descripción del
muestreo, análisis IN-Situ, composición de la muestra y análisis en el laboratorio.
3.1.1. Determinación de parámetros a medir
Para la determinación de los parámetros a medir se tuvo en cuenta la Resolución
3957 de 2009 de la Secretaría Distrital de Ambiente, "Por la cual se establece la
norma técnica, para el control y manejo de los vertimientos realizados a la red de
42
alcantarillado público en el Distrito Capital". En donde se especifican los
parámetros evaluados para el cumplimiento de vertimientos al alcantarillado público
con los respectivos valores referencia que permiten realizar el análisis correspondiente
(valor muestra vs valor norma) al realizar la caracterización.
Los parámetros a medir con sus respectivos valores límites según la resolución
3957 se presentan en la tabla N° 7
Tabla 7
Parámetros con valores limites según la Resolución 3957 de 2009
PARAMETROS UNIDADES VALOR
Ph 5,0 – 9,0
TEMPERATURA DE
LA MUESTRA
°C 30
SOLIDOS
SEDIMENTABLES
mL/L – h 2
SOLIDOS
SUSPENDIDOS
mg/l 600
FENOLES TOTALES mg/l 0,2
DBO mg/L O2 800
DQO mg/L O2 1500
TENSOACTIVOS mg/l 10
GRASAS Y ACEITES mg/l 100
NOTA. Parámetros con los respectivos valores límite permisible según la Resolución 3967.FUENTE:
Autoras
43
3.1.2. Selección de puntos de muestreo
Para realizar el respectivo muestreo se seleccionaron dos puntos de muestreo con
el fin de obtener datos que permitan el análisis del comportamiento de los parámetros
específicos antes y después de un debido proceso de tratamiento.
a) Primer punto de muestreo: Para la selección del primer punto de muestreo se
tomó como criterio principal obtener una muestra de agua sin tratar con la finalidad de
obtener datos base de análisis. El primer punto de muestreo corresponde a la entrada del
agua antes del respectivo tratamiento.
b) Segundo punto de muestreo: Para la selección del segundo punto de muestreo
se tuvo en cuenta 2 criterios principales. El primero basado en la resolución 3957,
CAPITULO IX CARACTERIZACION Y OBTENCION DE MUESTRAS Artículo
24º. Sitio de la Caracterización, el cual establece que para efectuar caracterización
para un vertimiento a alcantarillado público el sitio de muestreo” debe ser una caja de
inspección externa, acondicionada para el aforo y recolección de muestras”. El
segundo criterio basado en obtener una muestra tratada con el objetivo de obtener datos
base para el análisis.
Este punto corresponde a la salida del tratamiento de agua residual
correspondiente a la caja de inspección externa mostrada en la IMAGEN 3, ésta reúne
las aguas provenientes del lavado de vehículos que se lleva a cabo al interior de las
instalaciones de la industria indumotora.
44
IMAGEN 3 Caja de inspección correspondiente
al Segundo punto de muestreo
FUENTE: Las Autoras
La tabla N°8 muestra la ubicación específica de los puntos de muestreo.
Tabla 8
Ubicación puntos de muestreo
MUESTRA TIPO DE AGUA ORIGEN DE LA
MUESTRA
1 Agua residual industrial sin
tratar
Efluente de la planta de
tratamiento.
2 Agua residual industrial Caja de inspección
externa
NOTA. Ubicación especifica de los puntos de muestreo .FUENTE: Autoras
3.1.3. Descripción del muestreo
Se realizó muestreo de tipo compuesto en los dos puntos entre las 7: 00 y las 18:
30 horas el día 11 de agosto de 2014; se tomó muestra cada hora obteniéndose un total
de 10 muestras en total por cada punto, el criterio por el cual se tomó la frecuencia fue
basado el horario laboral en donde está en funcionamiento el proceso directo de
45
vertimiento correspondiente al lavado de vehículos, con el objetivo de obtener valores
representativos del vertimiento.
Para el punto N°1 Se tomó un total de 12 muestras cada una con un volumen de
500 ml, ver Tabla 9.
Tabla 9
Frecuencia de toma de muestra para el punto No. 1
# MUESTRA HORA VOLUMEN (ml)
1 7:00 500
2 8:00 500
3 9:00 500
4 10:00 500
5 11:00 500
6 12:00 500
7 13:00 500
8 14:00 500
9 15:00 500
10 16:00 500
11 17:00 500
12 18:00 500
TOTAL 6000
NOTA. Frecuencia en la que se realizó el muestreo en el punto 1. FUENTE: Autoras.
Para el punto N°2 se tomaron un total de 12 muestras cada una con un volumen
de 250 ml como se muestra en la tabla 10.
46
Tabla 10
Frecuencia de toma de muestra para el punto n°2
#
MUESTRA
HORA VOLUMEN (ml)
1 7:30 250
2 8:30 250
3 9:30 250
4 10:30 250
5 11:30 250
6 12:30 250
7 13:30 250
8 14:30 250
9 15:30 250
10 16:30 250
11 17:30 250
12 18:30 250
TOTAL 3000
NOTA. Frecuencia en la que se realizó el muestreo en el punto 2. FUENTE: Autoras.
3.1.4. Análisis in-situ
En cada punto y para cada muestra compuesta se realizó análisis IN-situ de los
parámetros especificados en la tabla 11.
Tabla 11
Parámetros medidos IN-SITU
PARAMETROS IN SITU
TEMPERATURA DE LA MUESTRA
pH
CAUDAL
SOLIDOS SEDIMENTABLES
NOTA. Parámetros medidos IN SITU.FUENTE: Autoras
47
3.1.5. Composición de la muestra
La composición de la muestra se llevó a cabo por asignación simple en donde se
adiciona la misma cantidad de cada muestra a la composición.
Para el punto número uno se realizó la composición de la muestra de 250 ml por cada
muestra para un volumen total de muestra compuesta de 3 litros como se muestra en la
Tabla No. 12.
Tabla 12
Composición de la muestra del punto No. 1
# MUESTRA VOLUMEN
(ml)
VOLUMEN PARA
COMPOSICIÓN (ml)
1 500 250
2 500 250
3 500 250
4 500 250
5 500 250
6 500 250
7 500 250
8 500 250
9 500 250
10 500 250
11 500 250
12 500 250
TOTAL COMPOSICIÓN 3000 NOTA. Volúmenes escogidos para la composición de la nuestra en el punto 1.FUENTE: Autoras
Con respecto al punto N°2 se realizó la composición de muestra de a 125 ml por
muestra para un volumen total de muestra de 1,5 litros como se muestra en la tabla No.
13.
48
Tabla 13
Composición de la muestra del punto No. 2
# MUESTRA VOLUMEN
(ml)
VOLUMEN PARA
COMPOSICION (ml)
1 250 125
2 250 125
3 250 125
4 250 125
5 250 125
6 250 125
7 250 125
8 250 125
9 250 125
10 250 125
11 250 125
12 250 125
TOTAL COMPOSICIÓN 1500
NOTA. Volúmenes escogidos para la composición de la nuestra en el punto 1.FUENTE: Autoras
3.1.6. Análisis en el laboratorio
A continuación se mostraran los procedimientos realizados en el
laboratorio para el análisis de las muestras tomadas en la Tabla 14.
Tabla 14
Métodos de análisis STANDARD METHODS
PARAMETRO METODO TECNICA
DBO Standard Methods. Edition
20.5210 B Potenciométrico
Incubación 5 días
DQO Standard Methods. Edición
20.5220 D
Flujo cerrado
GRASAS Y
ACEITES
Standard Methods. Edición
20.5520 D
Extracción soxhlet
FENOLES Standard Methods. Edition
20.5530 B, D
Colorimétrica
SAAM Standard Methods. Edición
20.5540 C
NOTA. Métodos por los cuales se realizó la caracterización fisicoquímica n el laboratorio. FUENTE:
Autoras
49
3.2. FASE 2. MANTENIMIENTO DEL CULTIVO (Daphnia pulex)
El mantenimiento del cultivo se realizó según la metodología CETESB (L5.018)
VER ANEXO 4, Protocolo LB – M04, para conservar un cultivo masivo de 4 edades.
En esta fase fue muy importante la preparación del medio Bristol y cultivo de algas
verdes (Chlorella, Scenedesmus quadricauda).
Para la óptima reproducción de la Daphnia pulex en medio experimental se
requieren dos medios básicos: el agua reconstituida en la cual se aclimata y reproduce
la población y el medio Bristol, en el que se produce el alimento para el organismo
constituido básicamente de Chlorella.
3.2.1. Preparación del agua reconstituida
La preparación de agua reconstituida consiste en el acondicionamiento del hábitat
natural de la Daphnia pulex, esto, garantizando una dureza de 40 – 48 mg/l CaCO3
rango característicos para la supervivencia de este tipo de organismos Daphnia,
El agua reconstituida fue elaborada a partir de agua desionizada y de los reactivos
a diferentes concentraciones mostrados en la tabla 15 y todas las especificaciones
presentes en el ANEXO 4, protocolo LB – M01
50
Tabla 15
Concentraciones de reactivos utilizaos para preparación de agua reconstituida
REACTIVO NOMENCLARURA CONCENTRACIÓN
Bicarbonato de sodio NaHCO3 10g/L
Cloruro de Calcio CaCL2 13,5g/L
Sulfato de magnesio
heptahidratado
MgSO4 7H2O
20,5 g/L
Cloruro de potasio KCl 10g/L
Fuente: Escobar Malaver. 1997
El agua reconstituida se debe oxigenar por un ciclo de 48 horas como se muestra
en la Imagen 4 antes de adicionar el organismo a prueba, manteniendo unos
parámetros necesarios para garantizar las condiciones de simulación del hábitat natural,
los parámetros de control se relacionan en la tabla 16.
IMAGEN 4 Oxigenación del agua reconstituida
FUENTE: Las Autoras
51
Tabla 16
Parámetros de control
Parámetro
de control
Método según el Standard
Methods
Rango Rango Ideal
Oxígeno
Disuelto
4500-0 G. Electrodo de
Membrana
> 6 mg/L 6 mg/L
pH 4500-H B Electrométrico 7.3 – 7.5 Unid. 7.4 Unid.
Temperatura 2550 B Laboratorio 18 – 22 ºC 20 ºC
Fuente: Bernal Paredes, Alba Janeth. Rojas Avellana, Andrea Paola, Determinación de la Concentración
Letal Media (CL50-48) del Cromo y el Cobre por Medio de Bioensayos de Toxicidad Acuática sobre
Daphnia pulex, 2008, Universidad de La Salle, Facultad de Ingeniería Ambiental y Sanitaria.
3.2.2. Ensayo de viabilidad
Para identificar la viabilidad del agua elaborada se realizó una prueba con algunos
organismos expuestos (5 organismos) a ella durante 24 horas y evaluar el
comportamiento de los mismos determinando el porcentaje de mortalidad que no debe
ser superior al 10 %.
En caso de que el porcentaje de mortalidad en esta prueba de viabilidad supere el
10 % se anula la posibilidad de utilizar esta agua reconstituida y se elabora una nueva
realizando el mismo procedimiento.
3.2.3. Preparación del medio bristol y cultivo de algas verdes
El método más usado para realizar el cultivo del alimento de los organismos es el
medio Bristol, la preparación de este medio se realizó según la metodología Dutka
(1989) VER ANEXO 4, protocolo LB – M02 y LB – M03. Para la preparación del
cultivo de algas fue necesario la utilización de soluciones de macro y micronutrientes,
cuya composición se muestra en la tabla 18; este medio Bristol permite la producción
52
de algas verdes para garantizar el medio adecuado para la supervivencia de las Daphnia
pulex duplicando las algas verdes a través de condiciones estandarizadas y el proceso
de fotosíntesis. (VER IMAGEN 5)
IMAGEN 5 Soluciones para la preparación del medio Bristol.
FUENTE: Autoras
IMAGEN 6 Montaje Medio Bristol
FUENTE: Autoras
53
4.1.2. Conteo de algas en la cámara de Neubauer
Se realiza el conteo de algas con el objetivo de suministrar a los organismos la
cantidad correcta de alimento garantizando la no sobrealimentación y la no limitación
de alimentos, a través de la cámara de Neubauer mostrada en la ilustración 6.
FIGURA 5 Cámara de Neubauer
3.2.4. Prueba – Alimento
El cultivo se alimentó con un concentrado de algas verdes compuesto por
Scenedesmus y Chlorella cultivadas como se describió anteriormente. Cada organismo
en su mantenimiento, necesitó una dosis de 3.0 x 106 células por Daphnia pulex /día.,
según la metodología CETESB y la Universidad Nacional de Colombia. Gracias a la
Cámara de Neubauer, se estableció qué cantidad de alimento se debe suministrar. Según
protocolos del convenio UN-CAR del año 1994 la frecuencia de alimentación fue los
días lunes, miércoles y viernes de cada semana la IMAGEN 7 muestra un ejemplo de
cómo se alimentaron los organismos en la frecuencia establecida.
54
IMAGEN 7Suministro de alimento.
FUENTE: Autoras
3.2.5. Prueba - Aclimatación
El cultivo se manejó en 4 peceras por semana, obteniendo 16 recipientes de vidrio
en el mes, cada una con 20 organismos de Daphnia pulex y dos litros de agua, esto con
el fin de establecer condiciones óptimas para el crecimiento de los organismos.
Obteniendo un total de 320 organismos cultivados. Así mismo se realizó una reserva de
organismos de cada una de las generaciones obtenidas. Incluyendo las peceras de
reserva serian 20 en total.
Los organismos se introdujeron en recipientes de vidrio con agua del ambiente
natural. Después de 24 horas se estabilizaron las condiciones fisicoquímicas del agua
del vertimiento a tratar con la del ambiente, con el fin de que los organismos se
adaptaran a esta agua colocando los organismos en los recipientes de vidrio con 50% de
agua natural y 50 % del vertimiento a tratar, 48 horas después se pasaron a recipientes
de vidrio con el 100% de agua del vertimiento procedente de la industria indumotora
completándose así su aclimatación a esta condición y se iniciara la frecuencia de
alimentación.
55
3.2.6. Mantenimiento del cultivo de los organismos (Daphnia pulex)
El mantenimiento del cultivo se llevó a cabo bajo la metodología expuesta en el
ANEXO 4, protocolo LB – M04
El cultivo se renovó de acuerdo al ciclo reproductivo de indicador de la Daphnia
pulex, conservándose las etapas óptimas de reproducción en peceras separadas por
edades:
• 0 – 1 semanas - hasta cuatro semanas.
• Se renovó el cultivo con neonatos que se obtuvieron el mismo día y se eliminaron
los organismos mayores a 5 semanas.
• Se tuvo el control de cada pecera, teniendo en cuenta fecha de inicio del cultivo
para así poder facilitar la separación que cada pecera tiene.
• Diariamente se verificó que la temperatura ambiente no fuera diferente de 20 ±
2°C. Adicionalmente con el fin de mantener las condiciones necesarias para el
crecimiento de los individuos, estuvieron expuestos a fotoperiodo de 16 horas de luz y
8 horas de oscuridad, controlado con un temporizador, el cual se apagaba a las 9:00 p.m.
dando oscuridad y se volvía a prender a las 5:00 a.m., con una intensidad lumínica de
alrededor de 1000 lux.
La IMAGEN 8 muestra las condiciones externas a las cuales se mantenía el cultivo.
56
IMAGEN 8 Mantenimiento del cultivo FUENTE: Autoras
3.2.7. Separación de organismos:
El cultivo se renovó con el objeto de mantener una población masiva de tres
edades. La separación de los organismos se realizó todos los días, con ayuda de una
pipeta Pasteur de plástico de 3 ml, con ella se extrajeron los neonatos de 6 a 24 horas de
nacidos. La figura 3 muestra un ejemplo de cómo se realizó la extracción de neonatos.
Los neonatos se utilizaron para la nueva generación de los cultivos, pruebas de
viabilidad del agua reconstituida, pruebas de sensibilidad y realización de las pruebas
preliminares y definitivas de toxicidad.
57
IMAGEN 9 Extracción de neonatos
FUENTE: Autoras
Para la separación de organismos debe tenerse en cuenta el haber obtenido las 4
generaciones, este procedimiento se debió previamente haberse realizado en 4 peceras
cada una con 20 organismos, la estructura del procedimiento lo muestra la ilustración 8.
FIGURA 3 Separación y mantenimiento de organismos prueba
Fuente: OROZCO Y TORO. 2008
58
3.2.8. Limpieza:
Para el mantenimiento del cultivo fue necesario realizar limpiezas con
determinada frecuencia siguiendo las siguientes recomendaciones:
Diariamente se retiraron los restos que se encontraban en el fondo de los
recipientes.
Cada lunes se cambió el 50% del agua de las peceras. (Ver IMAGEN 10).
Las peceras se lavaron con abundante agua, retirando del vidrio las algas
adheridas a este, posteriormente se realizó enjuague varias veces con agua des-ionizada
y se procedió purgando las peceras con vertimiento. No se emplearon jabones ni otros
detergentes.
IMAGEN 10 Limpieza de peceras
FUENTE: Autoras
59
3.3. FASE 3. ENSAYOS DE TOXICIDAD (Preliminares y Definitivas)
Cuando el cultivo y los neonatos se encontraban dispuestos para los ensayos por
cumplir con condiciones necesarias como lo son color, tamaño, edad (planteadas en
investigaciones de toxicidad). Se dio inicio a la fase de ensayos de toxicidad siguiendo
la metodología expuesta en el ANEXO 4, protocolo LB – M05.
En esta fase se llevó a cabo por medio de 5 pruebas por duplicado, las de sensibilidad
que son las dispuestas para Dicromato de Potasio (K2Cr2O7), 12 pruebas finales con los
vertimientos procedentes del lavado de autos antes de realizarles tratamiento y 12
pruebas finales con los vertimientos procedentes del lavado de autos después de ser
sometidos a tratamiento.
Estos ensayos se realizaron por medio de 2 fases:
Fase 1: Pruebas preliminares, en las que se emplea un rango con el fin de
establecer el 0 y 100% de mortalidad por el tóxico de referencia Dicromato de Potasio
(K2Cr2O7).
Fase 2: Pruebas definitivas, se realizaran de acuerdo a los resultados obtenidos en
las pruebas preliminares.
La prueba definitiva con Dicromato de Potasio se repitió 20 veces.
Adicionalmente se medió oxígeno disuelto, dureza y pH, en las dos concentraciones
extremo de la batería, para corroborar que el efecto tóxico fue producido por un agente
químico, en este caso el vertimiento proveniente de la industriay no por las constantes
que se manejan en la prueba toxicológica. De igual manera las pruebas definitivas son
consideradas válidas según metodología CETESB, dentro de las siguientes condiciones:
60
• La mortalidad en los controles no pueden ser mayor que el 10% y preferiblemente
no más que el 5%. En dado caso que la mortalidad en el control sobrepase el 10%, esta
prueba se considera no representativa, se descarta y se requiere la repetición de la
misma.
• La concentración de oxígeno disuelto en las soluciones test durante el transcurso
del ensayo fue mayor a 4mg/L.
La anterior metodología fue la misma a usar en las pruebas de toxicidad del detergente
en estudio.
El vertimiento fue aclimatado a temperatura ambiente durante un periodo de 3
horas, antes de los ensayos de toxicidad, para evitar la mortalidad de los organismos de
prueba debido a un cambio brusco de temperatura.
3.3.1. Pruebas de sensibilidad
Las pruebas de sensibilidad son fundamentales ya que proporcionan información
fundamental para saber si el cultivo de Daphnia pulex se encuentra en condiciones
óptimas para la realización de las pruebas definitivas con el vertimiento a estudio.
El dicromato de potasio (K2Cr2O7) se ha utilizado en varios tipos de bioensayos como
tóxico de referencia con el fin de tener un control de calidad analítica de los organismos
que son utilizados en las pruebas.
3.3.2. Montaje de las pruebas de toxicidad (bioensayos)
Para el montaje de pruebas de toxicidad se utilizó la metodología expuesta en el
ANEXO 4, protocolo LB – M05, se utilizaron 24 recipientes de ensayo, distribuidas
61
para cinco concentraciones de las respectivas soluciones tanto de las pruebas de
dicromato como las del vertimiento, un control y cuatro replicas por cada concentración.
Teniendo listos los 24 recipientes estos se colocan en una bandeja como se
muestra en la IMAGEN 11 a lo cual se le denomina la batería de ensayos que
principalmente es “el conjunto de bioensayos de toxicidad inespecíficos en condiciones
controladas.”. (De la torre, Nuñoz, & Caballo, 2004), inmediatamente se adicionaron 10
mL de las concentraciones a evaluar y sus respectivos controles.
La prueba se adicionaron cinco organismos por recipiente, dando un total de 20
organismos por concentracióny cuatro réplicas de cada concentración, utilizando un
total de 120 organismos por batería de ensayo.
Se realizó el mismo procedimiento tanto para la muestra de afluientede la trampa
de grasas, como a la muestra del vertimiento a la salida de la trampa de grasas.
Las baterías se cubrieron con una bolsa negra y papel kraff, se guardaron sin luz y
por un periodo de 48 horas.
Al pasar las 48 horas, con ayuda de una lámpara, se realizó la lectura de los
organismos muertos en cada copa, reportando el número de ellos en el registro LB001
“Registro de resultados por muestra analizada”
62
IMAGEN 11 Montaje de Pruebas realizadas al vertimiento
FUENTE: Autoras
3.3.2.1. Preparación de soluciones con vertimiento
Las pruebas realizadas con el vertimiento de la industria tipo, requieren que se
realicen 5 concentraciones diferentes. Por ello es necesario realizar diluciones obtenidas
volumen a volumen como se muestra en la ilustración 17.
Tabla 17
Volúmenes requeridos para la prueba preliminar del vertimiento
CONCENTRACION VOLUMEN AGUA
RECONSTITUIDA (%)
VOLUMEN VERTIMIENTO
(%)
BLANCO 100 0
1 80 20
2 60 40
3 40 60
4 20 80
5 0 100 NOTA. Volúmenes escogidos para la realización de las pruebas preliminares
FUENTE: Autoras
Al obtener los resultados, se plantean concentraciones a valores más bajos para
realizar las pruebas definitivas y obtener el valor de la CL50 del vertimiento con
contenido de detergentes.
63
Es necesario tener en cuenta que siempre debe existir un blancoy una
concentración en la cual la mortalidad sea del 100%:
Al ir disminuyendo las concentraciones se vuelve a repetir todo el procedimiento
anteriormente explicado.
3.4. FASE 4. OBTENCIÓN DE RESULTADOS
Las lecturas de los resultados se obtuvieron a las 48 horas transcurridas después
de la elaboración del montaje de cada una de las pruebas. La determinación de la CL50
se da por medio de análisis probabilísticos, la estimación de este valor sigue un modelo
matemático que asume relación continua entre dosis y respuesta.
El valor se calcula con una confiabilidad del 95%. Este valor se obtiene por
medio del método PROBIT, obteniéndola con sus respectivos límites de confianza, para
ello se utilizara el protocolo “LB 06 Análisis de regresión y análisis PROBIT “VER
ANEXO 4.
Después de tener este resultado se procede a realizar el análisis de varianza según
el protocolo LB07 “Análisis de varianza” VER ANEXO 4 para comprobar que a
diferentes concentraciones de la sustancia pura o vertimiento se produce un efecto
diferente en todos los organismos.
3.4.1 Validación de resultados por medio de la determinación del índice
toxicológico
Con el fin de evaluar y clasificar el vertimiento se determinó la carga e índice
toxicológico.
64
Para el cálculo del índice toxicológico es necesario tener en cuenta el caudal del
vertimiento que está en estudio, la concentración letal media del mismo y la carga
tóxica del efluente. Una vez conocida la toxicidad de los efluentes es posible la
estimación de su carga tóxica; por lo tanto, se puede estimar la contribución de cada una
de las muestras del efluente con respecto a su cuerpo receptor. (Escobar, Malaver. 1997)
Este tipo de clasificación es muy útil para definir las prioridades en las
actuaciones que se deben tomar con cada uno de los vertimientos que se estudien con el
fin de controlar la calidad del mismo.
Para el cálculo de la Carga Tóxica se utiliza la siguiente ecuación:
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 100
𝐶𝐿 50× 𝑄
Dónde:
La carga tóxica se expresa en Unidades Tóxicas (UT)
CL50= Concentración Letal Media del vertimiento que produjo la muerte del 50%
de los organismos expuestos en un periodo de 48 horas.
Q= Caudal promedio del efluente. (𝑚3/𝑑).
Al obtener el cálculo de la carga tóxicay al transformarlo logarítmicamente en
base 10, se obtiene el índice toxicológico:
𝐼𝑇 = Log(1 + 𝑈𝑇)
65
3.4.1.2 Corrección por caudal al IT de entrada
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 100
1,5133×
8,98𝑚3/𝑑
0,01
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 59339,84
𝐼𝑇 = Log(1 + 59339,84)
3.4.1.5. Corrección por caudal del IT a la salida
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 100
36,5359×
7,94𝑚3/𝑑
0.4
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 54,3294
𝐼𝑇 = Log(1 + 54,3294)
3.4.3 Validación de resultados por medio Del coeficiente de variación.
El coeficiente de variación es el indicador del grado de variabilidad en un
conjunto de datos. A partir de los datos arrojados por el análisis PROBIT en las 12
pruebas realizadas tanto en el afluente como el afluente del tratamiento se determina
este coeficiente, el primer paso para hallar el COEFICIENTE DE VARIACION la
determinación de la Media.
El coeficiente de variación (cv) se determina para medir el error muestral, este
mide la magnitud de variabilidad de la distribución maestral, es decir, es la cantidad
más adecuada para comparar la variabilidad.
El primer paso para la determinación del coeficiente de variación es hallar la media, dad
por la siguiente formula:
66
𝑥 = ∑𝑛1 + 𝑛2 + 𝑛3 + ⋯ + 𝑛𝑛
𝑛
El segundo paso para la determinación del coeficiente de variación es halla la
varianza, dad por la siguiente formula:
𝒮 = √1
𝑛∑(𝑥𝑖 −
𝑛
𝑖=1
𝑥)2
El coeficiente de variación está dado por la siguiente formula:
𝐶𝑉 =𝒮
𝑥 * 100
Donde
𝒮 Corresponde a la varianza
𝑥 Corresponde a la media
En el ANEXO 1 se muestra al diagrama de flujo de la metodología utilizada
para el desarrollo de todo el proyecto de investigación
67
4. ANALISIS DE RESUTADOS Y RESULTADOS
Esta investigación se realizó en el laboratorio de bioensayos de la Universidad de
La Salle, con las condiciones fisicoquímicas controladas como son el pH, dureza,
oxígeno disuelto, luz, temperatura, espacios separados para el mantenimiento de los
cultivos, entre otros y algunas pruebas realizadas en la industria tipo.
Para el desarrollo y análisis de las pruebas de toxicidad del vertimiento con sobre
organismos Daphnia pulex, se implementó la metodología ya establecida CETESB, la
cual se ha venido trabajando por los grupos de investigación de bioensayos del
Programa de Ingeniería Ambiental y Sanitaria de la Universidad de la Salle.
4.1. CARACTERIZACION FISICOQUIMICA DEL VERTIMIENTO
4.1.1. Características del vertimiento en cada punto de muestreo
El vertimiento a la entrada como en la salida del tratamiento mostró
características físicas específicas en el muestreo
4.1.2. Características de la muestra primer punto
El agua presenta características organolépticas como color, olor.
El agua presenta gran cantidad de solidos suspendidos.
Durante el monitoreo predominó el tiempo seco, con ausencia de lluvia durante y
antes del monitoreo.
La imagen 12 muestra el aspecto del vertimiento en el primer punto de muestreo.
68
IMAGEN 6 Característica del vertimiento en el primer punto
FUENTE: Autoras
4.1.3. Características de la muestra segundo punto (caja de inspección)
Se evidencia presencia de espuma en la caja de inspección externa
El agua presenta características organolépticas como color, olor e iridiscencia.
Durante el monitoreo predominó el tiempo seco, con ausencia de lluvia durante y
antes del monitoreo.
La imagen 13 muestra el aspecto del vertimiento en el segundo punto de muestreo.
Imagen 7 Características del vertimiento En el segundo punto.
FUENTE: Las Autoras
69
4.1.4. Aforo de caudal
La tabla 18 muestra los valores obtenidos de caudal en cada punto de muestreo
para cada toma de muestra y el respectivo valor promedio.
Tabla 18
Valores obtenidos de caudal para los dos puntos de muestreo
#
MUESTRA
PRIMER PUNTO SEGUNDO PUNTO
Q (L/S) Q (L/S)
1 0,080 0,070
2 0,095 0,080
3 0,033 0,023
4 0,105 0,099
5 0,23 0,223
6 0,055 0,043
7 0,163 0,153
8 0,086 0,07
9 0,032 0,026
10 0,141 0,129
11 0,115 0,096
12 0,118 0,093
PROMEDIO 0,104 0,092
NOTA. Resultados obtenidos de caudal en los dos puntos. FUENTE: Autoras
4.1.5. Análisis IN- SITU
La tabla 19 muestra los valores obtenidos para temperatura, pH, caudal y sólidos
sedimentables al realizar el análisis IN- SITU en cada uno de los puntos y para cada
muestra compuesta.
70
Tabla 19
Resultados obtenidos de análisis IN-SITU
PARAMETRO IN-SITU PRIMER
PUNTO
SEGUNDO
PUNTO
Temperatura Muestra (°C) 15,00 16,30
Ph 6,000 7,190
Caudal (L/s) 0,104 0,092
Sólidos Sedimentables (mL/L-
h)
2,000 0,100
NOTA. Resultados obtenidos de la caracterización fisicoquímica en los dos puntos de muestreo.
FUENTE: Autoras.
Se evidencia notoriamente la diferencia de valores en los parámetros; caudal y
solidos sedimentables, tanto a la entrada del tratamiento correspondiente al primer
punto, como a la salida del tratamiento correspondiente la del vertimiento después del
tratamiento, esto demuestra que el tratamiento realizado al vertimiento es óptimo.
La imagen 12 muestra uno de los métodos IN- SITU realizados para las mediciones.
IMAGEN 12 Medición in-situ de solidos sedimentables
FUENTE: Autoras
La imagen 13 muestra una de las características físicas del vertimiento como los
son la presencia de tensoactivos evidenciada por la espuma presente en el aforo por el
71
método volumétrico, motivo por el cual el vertimiento se caracteriza por ser un
vertimiento con contenido de detergentes.
IMAGEN 13 Presencia de tensoactivos en el vertimiento
FUENTE: Autoras
4.1.6. Análisis en el laboratorio
La tabla 20 muestra los valores obtenidos para sólidos suspendidos totales,
demanda biológica de oxigeno (DBO), Demanda química de oxigeno (DQO),
Tensoactivos, grasas y aceites y fenoles totales en cada uno de los puntos y para cada
muestra compuesta.
72
Tabla 20
Resultados análisis en el laboratorio
PARÁMETRO CONCENTRACIÓN
PUNTO UNO (mg/L)
CONCENTRACIÓN
PUNTO DOS (mg/L)
SST 80 71
DBO 140 139
DQO 205 199
TENSOACTIVOS 5.3 4,57
GRASAS Y ACEITES 26 18,1
FENOLES TOTALES 0.15 0,153
NOTA. Resultados obtenidos de la caracterización fisicoquímica en los dos puntos de muestreo.
FUENTE: Autoras
Los valores obtenidos de los parámetros en el análisis en el laboratorio
evidencian un proceso óptimo de tratamiento de las unidades de rejilla y trampa grasas
pues, disminuye un 11.25 % solidos suspendidos totales y en un 30.38 % las grasas y
aceites antes y después de ser sometido al tratamiento.
A continuación se muestra la eficiencia del tratamiento que se realiza para los
parámetros de SST, Grasas y aceites y solidos sedimentables. Ver tabla 21.
Tabla 21
Eficiencia del tratamiento PARÁMETRO CARGA
CONTAMINANTE
PUNTO UNO (Kg/d)
CONCENTRAC
IÓN PUNTO
DOS (Kg/d)
EFICIENCIA
EN EL
TRATAMIENT
O (%)
SST 0,71 0,56 21,12
GRASAS Y ACEITES 0,23 0,14 39,13
Sólidos Sedimentables
(mL/L-h)
0,017 0,007 58,82
FUENTE: Autoras
En la tabla 21 se observa la eficiencia del tratamiento que recibe el vertimiento.
La eficiencia optima de remoción de una trampa grasas de grasas y aceites debe ser de
un 30 %, el resultado obtenido para el tratamiento al que se somete el vertimiento es de
73
un porcentaje de remoción de un 39.13 % lo que quiere decir que el procedimiento es
eficiente.
El tratamiento es eficiente solo para estos parámetros pues el vertimiento es
sometido solo al proceso de cribado y remoción de grasas y aceites (trampa grasas).
4.2. PRUEBAS DE SENSIBILIDAD
La pruebas de sensibilidad permiten dar confiabilidad en los resultados obtenidos
al someter los organismos al vertimiento pues demuestran que el efecto tóxico resultante
en las prueba de toxicidad no se deben a factores de variabilidad en la sensibilidad de
los organismos o factores como la aplicación metodológica
Con el fin de determinar la Concentración Letal Media CL50 de la prueba de
sensibilidad con dicromato de potasio (K2Cr2O7) para Daphnia pulex, se utilizó el
programa estadístico Probit, ver ANEXO 2A, el cual nos muestra el límite superior e
inferior para cada prueba de toxicidad, con un límite de confianza de 95%.
Las concentraciones utilizadas en las pruebas de toxicidad iniciaron en 0,05 ppm
y finalizaron 0,5 ppm.
Posteriormente con los valores de la CL50, se elaboró una tabla con las 20
pruebas realizadas, cada una con el valor promedio y los respectivos límites. (VER
TABLA 22)
74
Tabla 22
Tabla resultados Probit pruebas de sensibilidad
No. LIMITE INFERIOR CL 50-48 LIMITE
SUPERIOR
1 0,77 0,184 0,243
2 0,139 0,209 0,268
3 0,025 0,153 0,211
4 0,132 0,194 0,230
5 0,094 0,175 0,233
6 0,159 0,237 0,290
7 0,118 0,188 0,240
8 0,053 0,139 0,190
9 0,115 0,184 0,231
10 0,124 0,190 0,244
11 0,178 0,233 0,279
12 0,039 0,161 0,223
13 0,129 0,198 0,250
14 0,075 0,217 0,289
15 0,045 0,170 0,233
16 0,101 0,165 0,205
17 0,114 0,168 0,213
18 0,035 0,163 0,219
19 0,12 0,187 0,232
20 0,07 0,139 0,186
PROMEDIO 0,182 0,131 0,235
FUENTE: Autoras
De la tabla 22 podemos ver que los valores de CL50 se encuentran en un rango de
0,139 ppm a 0,237 ppmy que ningún valor estuvo por debajo del límite inferior ni por
encima del límite superior, dando así unos resultados certeros y demostrando que los
organismos Daphnia pulex siempre presentaron capacidad de respuesta dentro del rango
establecido.
En la tabla 23 se pueden observar los resultados promedio para el tóxico de
referencia (Dicromato de potasio).
75
Tabla 23
Resultados pruebas con dicromato de potasio
LIMITE SUPERIOR 0,235
CL50 0,182
LIMITE INFERIOR 0,131
FUENTE: Autoras
A continuación se representa la distribución de las sensibilidades de la tabla de
resultados para la prueba con Dicromato de potasio en la Grafica 1.
Gráfica 1 Concentración Letal Media de Dicromato de Potasio
FUENTE: Autoras
En la tabla 24, se realizó la comparación del valor obtenido de la CL50, con resultados
obtenidos anteriormente por estudiantes de la Universidad de la Salle.
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0 5 10 15 20 25
CL5
0 d
e D
icro
mat
o d
e P
ota
sio
Numero de Pruebas
CL 50 de Dicromato de Potasio Vs. Numero de Pruebas
CL 50-48 Lim Inferior Lim Superior CL50 promedio
76
Tabla 24
Resultados de sensibilidad con Dicromato de Potasio en investigaciones anteriores
AÑO REFERENCIA CL50
2010 Determinación de CL50-48 de Hierro y
Manganeso sobre Daphnia pulex.
Mediante bioensayos de toxicidad
acuática.
0.20
ppm
2011 Determinación de la concentración letal
media de Arsénico y Litio mediante
bioensayos de toxicidad sobre el
organismo acuático Daphnia pulex.
0.20
ppm
FUENTE: Modificado por Las Autoras
Al analizar la taba anterior, podemos evidenciar que la CL50 obtenida en esta
investigación, muestra similitud con los resultados obtenidos en otras investigaciones
realizadas por estudiante de la Universidad de la Salle. Con el único que se ve una
variación significativa es con la investigación: Determinación de la concentración letal
media (CL50-48) del Mercurio por medio de bioensayos de toxicidad acuática sobre
Daphnia pulex ya que el CL50 dio 0,39 ppm, lo cual pudo deberse a variaciones en la
humedad, entre otros factores.
4.2.1. Análisis ANOVA para las pruebas de sensibilidad con Dicromato de Potasio
Al obtener la concentración letal media en las pruebas definitivas de sensibilidad
con Dicromato de Potasio, se realizó el análisis de varianza con el fin de validar los
resultados obtenidos en el programa PROBIT. A continuación en la Tabla 25 y 26, se
77
presenta uno de los resultados de pruebas de sensibilidad y análisis de varianza, en el
ANEXO 3 se encuentran las pruebas restantes con el análisis de varianza.
Tabla 25
Resultados obtenidos en una prueba con dicromato de potasio
SENSIBILIDA
D N° 1
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos Total
% DE
MORTALID
AD
R1 R
2
R
3
R
4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 1 1 1 3 15%
0,1 1 1 2 2 6 30%
0,2 3 3 2 2 10 50%
0,3 4 5 4 4 17 85%
0,5 5 5 5 5 20 100
%
Total 56
FUENTE: Autoras
Tabla 26
Análisis de Varianza prueba con dicromato de potasio
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados
F Valor
crítico
para F
Entre grupos 77,833 5 15,566 80,057
2,772
Dentro de los
grupos
3,5 18 0,194
Total 81,333 23
FUENTE: Autoras
Adicional en la Tabla 27 se presentan los resultados del análisis de varianza para
cada una de las pruebas realizadas (20) con Dicromato de Potasio.
78
Tabla 27
Resultados Análisis de Varianza ANOVA para pruebas con
Dicromato de Potasio
No. De
Prueba F Valor
crítico para
F
1 80,05 2,77
2 104,56 2,77
3 305,40 2,77
4 102,68 2,77
5 114,24 2,77
6 122,20 2,77
7 73,60 2,77
8 112,85 2,77
9 85,64 2,77
10 126,72 2,77
11 112,41 2,77
12 101,07 2,77
13 127,92 2,77
14 72,34 2,77
15 101,07 2,77
16 143,04 2,77
17 236 2,77
18 120,24 2,77
19 93,6 2,77
20 141,933 2,77 FUENTE: Autoras
En la Tabla 27, se puede observar que el F siempre es mayor al valor crítico para
F o el F teórico, por lo cual se rechaza la hipótesis nula y se acepta la hipótesis alterna.
Sencillamente se puede explicar de forma en que las diferentes concentraciones
producen efectos diferentes en los organismos Daphnia pulex, generando a mayor
concentración mayor tasa de mortalidad.
79
4.3. PRUEBAS DE TOXICIDAD CON EL VERTIMIENTO
4.3.1. Pruebas de toxicidad con muestra de agua antes de ser sometida a
tratamiento
Con el fin de demostrar la capacidad de respuesta de los organismos Daphnia
pulex al ser expuestos a un vertimiento con contenido de detergentes, se determinó la
concentración letal media, por medio de cartas de control, cálculo por medio del
programa estadístico PROBIT y el análisis de varianza.
Las pruebas preliminares se realizaron en los siguientes rangos: 100%, 80%, 60%,
40%, 20% y el blanco, al existir una mortalidad del 100 % en todas las concentraciones
a excepción del blanco, se tomaron nuevos porcentajes de concentración usando 20%,
15%, 10%, 5%. Nuevamente se evidencio mortalidad del 100%. Así se redujo el
porcentaje de concentración a 3%,1.5%, 1%, 0,5% y 0,1%, usando estos valores para
las pruebas definitivas.
Tabla 30
Control de la prueba definitiva CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS MUERTOS NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMOS
% DE
MORTALIDAD
1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 1 1 1 1 0 4 16
1 3 3 3 2 2 13 52
1,5 4 3 4 4 4 19 76
3 5 5 5 5 5 25 100
FUENTE: Autoras
En la tabla 30 se puede observar que el mayor porcentaje de mortalidad se
evidencia entre las concentraciones 1% y 1,5%, donde el porcentaje de mortalidad es
80
del 52% y 76%, lo cual indica que la concentración letal media corresponde o está muy
cerca a estos valores.
En la tabla 31 se presentan los resultados de la concentración letal media de las pruebas
definitivas con la muestra del agua residual antes de ser sometido a tratamiento.
Tabla 31
Carta de control pruebas definitivas del agua residual antes de ser sometida a
tratamiento
No.
Prueba
CL50 Límite
inferior
Límite
superior
1 2,144 1,443 4,259
2 1,698 1,469 2,117
3 1,954 1,585 4,118
4 1,512 1,391 1,791
5 1,236 1,036 1,459
6 1,38 1,152 1,622
7 1,258 1,065 1,43
8 1,348 1,068 1,662
9 1,065 0,816 1,287
10 1,254 1,006 1,369
11 1,191 1,017 1,331
12 2,12 1,479 3,986
FUENTE: Autoras
El promedio resultante de las pruebas definitivas sobre los organismos Daphnia
pulex.se presenta en la tabla 32.
Tabla 32
Resultados pruebas con el agua residual antes
de sometida a tratamiento.
LIMITE SUPERIOR 2,202
CL50 1,513
LIMITE INFERIOR 1,210
FUENTE: Autoras
81
4.3.1.1. Análisis ANOVA para las pruebas de toxicidad con el agua residual antes
de ser sometida a tratamiento
Al obtener la concentración letal media en las pruebas definitivas de la muestra de
agua antes de ser sometida a tratamiento, se realizó el análisis de varianza con el fin de
validar los resultados obtenidos en el programa PROBIT. En la Tabla 33 y 34 se
presenta uno de los resultados obtenidos al realizar las pruebas de toxicidad y análisis
de varianza, en el ANEXO 4 se encuentran las pruebas restantes con el análisis de
varianza.
La Tabla 33 muestra los porcentajes de mortalidad en una de las pruebas
realizadas con las concentraciones a las que se encontró el resultado de CL50 que
corresponden a porcentajes de 0.1, 0.5, 1, 1.5 y 3.
Tabla 33
Resultados prueba agua residual antes de ser sometida a tratamiento
CONCENTRACIO
N NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS MUERTOS NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMOS
% DE
MORTA
LIDAD
1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 1 0 1 2 28
0,5 0 1 0 1 0 2 8
1 0 1 0 0 0 1 4
1,5 0 1 0 0 0 1 4
3 5 5 5 5 5 25 100
FUENTE: Autoras
82
Tabla 34
Análisis de varianza para el agua residual antes de ser sometida a tratamiento
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados
F Valor crítico
para F
Entre grupos 92,8 5 18,56 44,544
2,620654148
Dentro de los
grupos
10 24 0,416666667
Total 102,8 29
FUENTE: Autoras
Adicional en la tabla 34, se presentan los resultados del análisis de varianza para cada
una de las pruebas definitivas.
Tabla 35
Resultados análisis ANOVA con el agua residual antes
de sometida a tratamiento
RESUMEN ANOVA DE ENTRADA
No. De
Prueba
F Valor
crítico para
F
1 44,544 2,620
2 616 2,620
3 961 2,620
4 65535 2,866
5 65535 2,866
6 65535 2,620
7 65535 2,620
8 616 2,620
9 106,472 2,620
10 151 2,620
11 65535 2,620
12 27,005 2,620
FUENTE: Autoras
83
Al analizar la tabla 35, se puede observar que el F es mayor que el valor crítico
para F, por tanto, se rechaza la hipótesis nula y se toma la hipótesis alterna. Así se
concluye concluir que en los organismos de prueba se evidencian efectos producidos a
diferentes concentraciones. Dando así una relación proporcional entre concentración y
mortalidad, pues a mayor concentración se genera mayor mortalidad con muestra a la
salida del tratamiento de agua residual.
Gráfica 2Concentración letal media del vertimiento
FUENTE: Autoras
En la gráfica 2, se evidencia que los valores de la mayoría de las pruebas se
encuentran dentro del rango de los límites de confianza (límite superior-Límite inferior),
Sin embargo hay 2 puntos en los cuales no se cumple, pues son valores más bajos que el
límite inferior establecido. Esto puede deberse a variaciones en el ambiente como
humedad y temperatura.
0
0,5
1
1,5
2
2,5
0 2 4 6 8 10 12 14
CL5
0 d
el a
flu
en
te d
e la
tra
mp
a d
e g
rasa
s
No. De Pruebas
CL50 de vertimiento Vs. No. De pruebas
CL50 limite inferior limite superior CL50 PROMEDIO
84
4.3.1.2. Análisis ANOVA para las pruebas de toxicidad con el vertimiento
Ya realizando el análisis ANOVA para las pruebas de toxicidad con el vertimiento
de entrada fue necesario realizar el mismo análisis para el vertimiento de salida al
tratamiento para evaluar las características del vertimiento tanto en la entrada como a la
salida.
Las pruebas de toxicidad con el vertimiento de salida se realizaron inicialmente
con los rangos correspondientes a: 100%, 80%, 60%, 40%, 20% y el blanco, evaluando
los resultados a estas concentraciones los cuales la mayoría de pruebas dieron un
porcentaje de mortalidad del 100 % a concentraciones de 100%, 80% y 60 %, lo que
conlleva a que tomaron nuevos porcentajes de concentración pues el porcentaje de
mortalidad debe ser del 50%, los nuevos porcentajes tomados fueron porcentajes de
12%, 24%, 36%, 48% y 60 % rango que corresponden a los realizados en las pruebas
definitivas.
Porcentajes en el que se encontró el CL50 en las pruebas definitivas. Esto
significa que el vertimiento a la salida va a tener su concentración letal media dentro
del rango definitivo.
Tabla 36
Resultados obtenidos en la prueba al vertimiento CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS MUERTOS NUMERO DE MUERTOS
/ TOTAL DE
ORGANISMOS
% DE
MORTALIDAD
1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
12 0 0 0 0 0 0 0
24 0 0 2 0 1 3 12
36 2 0 1 0 3 6 24
48 3 3 3 3 1 13 60
60 5 5 5 5 5 25 100
FUENTE: Autoras
85
Tabla 37
Análisis de varianza para la muestra de vertimiento
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de
las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad Valor
crítico
para F
Entre
grupos
94,166 5 18,833 34,242 3,609E-10 2,620
Dentro de
los grupos
13,2 24 0,55
Total 107,366 29
FUENTE: Autoras
En la Tabla 36 y 37 se observan uno de los resultados obtenidos para una de las
pruebas y el análisis de varianza. Así mismo en la tabla 38 muestra los resultados de
análisis ANOVA con el vertimiento a la salida de la trampa de grasas.
Tabla 38
Resultados análisis ANOVA con el vertimiento
RESUMEN ANOVA DE
LA SALIDA
F Valor crítico
para F
34,242 2,620
42,816 2,620
26,420 2,620
33,212 2,620
202,2 2,620
97,846 2,620
89,057 2,620
69,576 2,620
123,84 2,620
49,415 2,620
19,025 2,620
48,933 2,620
FUENTE: Autoras
86
Teniendo en cuenta los datos presentados en la tabla 38, se observa que el F continua
siendo, mayor que el valor crítico para F, por tanto, continuamente se rechaza la
hipótesis nula y se toma la hipótesis alterna. Lo cual hace referencia a que los
organismos de prueba reaccionan a diferentes concentraciones. Así mismo, a mayor
concentración se va a evidenciar mayor porcentaje de mortalidad.
El resto de los análisis pueden observarse en el ANEXO 5.
Gráfica 3 Concentración letal media del vertimiento
FUENTE: Autoras
En la gráfica 3, se evidencia que los valores se CL50 en gran cantidad de
las pruebas se encuentran dentro del rango de los límites de confianza (límite
superior-Límite inferior), sin embargo las pruebas 1,2 y 3 superan el valor del
límite superior promedio, esto puede deberse a diferentes circunstancias como lo
son variaciones en el ambiente, humedad, entre otras. También se evidencia la
0
10
20
30
40
50
60
0 2 4 6 8 10 12 14
CL5
0 d
el v
ert
imie
nto
a la
sal
ida
de
la t
ram
pa
de
gr
asas
N° DE PRUEBAS
CL50 de vertimiento a la salida Vs. No. De pruebas
CL 50 limite inferior limite superior promedio CL 50
87
variación de resultados respecto a la CL50 del afluente del tratamiento pues se
evidencia que el vertimiento a la salida tiene mayor valor de CL50 que a la
entrada, Es decir que el afluente tiene una mayor toxicidad, generando la muerte
de diferentes organismos con concentraciones más bajas.
4.4. CARGA TÓXICA E ÍNDICE TÓXICOLÓGICO
Se obtuvieron los siguientes datos de índice toxicológico para cada punto:
4.4.1. Carga toxicológica del afluente de la trampa de grasas
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 593,40
4.4.2. Índice toxicológico del afluente de la trampa de grasas
𝐼𝑇 = 2,77
4.4.3 Corrección por caudal al IT de entrada
𝑰𝑻 = 𝟒, 𝟕𝟕
Con los valores obtenidos anteriormente se clasifico el vertimiento según la tabla 39.
88
Tabla 39
Rangos Índice Toxicológico
CARGA
TÓXICA
RANGOS
Despreciable 1 – 1,99
Reducida 2 – 2,99
Moderada 3 – 3,99
Considerable 4 - 4,99
Elevada >5
NOTA Rangos que clasifican el vertimiento según su toxicidad.
.FUENTE: Escobar Malaver, Pedro Miguel
El afluente de la trampa de grasas se encuentra dentro del rango (4 – 4,99),
basándonos en la escala establecida en la tesis “Implementación de un sistema de alerta
de riesgo toxicológico utilizando Daphnia pulex para la evaluación de muestras
ambientales”.
Al ser clasificada la calidad de vertimiento como considerable, implica que tiene
un alto índice toxicológico.
4.4.3. Carga toxicológica del vertimiento a la salida de la trampa de grasas
𝐶𝑎𝑟𝑔𝑎 𝑇𝑜𝑥𝑖𝑐𝑎 (𝑈𝑇) = 21,73
4.4.4. Índice toxicológico del afluente de la trampa de grasas
𝐼𝑇 = 1,3565
89
4.4.5. Corrección por caudal del IT a la salida
𝑰𝑻 = 𝟏, 𝟕𝟒
Con los valores obtenidos anteriormente se clasifico el vertimiento según la tabla 40.
Tabla 40
Rangos Índice Toxicológico
CARGA TÓXICA RANGOS
Despreciable 1 – 1,99
Reducida 2 – 2,99
Moderada 3 – 3,99
Considerable 4 - 4,99
Elevada >5
FUENTE: Escobar Malaver, Pedro Miguel
El vertimiento ase encuentra dentro del rango (1 – 1,99), basándonos en la escala
establecida en la tesis “Implementación de un sistema de alerta de riesgo toxicológico
utilizando Daphnia pulex para la evaluación de muestras ambientales”
Al ser clasificada la calidad de vertimiento como despreciable, implica que no
tiene un alto índice toxicológico, sin embargo es necesario mejorar la calidad del agua
para evitar alteraciones en fuentes de agua.
90
Para el análisis es necesario tener en cuenta que se realizaron diluciones del
vertimiento, por tanto el vertimiento nos e puede catalogar como despreciable ya que no
se tomó la concentración inicial para los resultados obtenidos.
4.5. COEFICIENTE DE VARIACION
4.5.1. Media a la entrada del tratamiento
𝑥 = 1,51
4.5.2. Media a la salida del tratamiento
𝑥 = 36,53
4.5.3. Desviación estándar
Para la determinación de la desviación estándar de la Cl50 a la entrada del tratamiento
se obtuvieron los resultados mostrados en la tabla 41.
91
Tabla 41
Desviación estándar a la entrada del tratamiento
ENTRADA
No. CL50 (𝒙𝒊 − 𝒙) (𝒙𝒊 − 𝒙)2
1 2,14 0,63 0,402
2 1,70 0,19 0,035
3 1,95 0,44 0,197
4 1,51 0,00 0,000
5 1,24 -0,27 0,075
6 1,38 -0,13 0,016
7 1,26 -0,25 0,063
8 1,35 -0,16 0,026
9 1,07 -0,45 0,198
10 1,25 -0,26 0,065
11 1,19 -0,32 0,101
12 2,12 0,61 0,372
TOTAL ∑ 1,55
FUENTE: Autoras
Obteniéndose así una desviación estándar de:
𝒮 = 0,37
Para la determinación de la desviación estándar de la Cl50 a la salida del tratamiento se
obtuvieron los resultados mostrados en la tabla 42.
92
Tabla 42
Desviación estándar a la salida del tratamiento
SALIDA
No. CL 50 (𝒙𝒊 − 𝒙) (𝒙𝒊 − 𝒙)2
1 43,14 6,61 43,71
2 50,13 13,60 184,91
3 49,60 13,07 170,69
4 49,18 12,65 160,10
5 26,28 -10,25 105,08
6 28,50 -8,03 64,46
7 26,27 -10,26 105,25
8 28,11 -8,42 70,93
9 28,74 -7,79 60,75
10 34,96 -1,57 2,46
11 38,49 1,96 3,85
12 35,04 -1,49 2,23
TOTAL ∑ 974,42
FUENTE: Autoras
Obteniéndose así una desviación estándar de:
𝒮 = 9,41
Finalmente se obtuvo el coeficiente de variación para cada uno de los puntos.
93
4.5.4. Coeficiente de variación a la entrada del tratamiento
𝐶𝑉 = 24,50%
4.5.5. Coeficiente de variación a la salida del tratamiento
𝐶𝑉 =25,76 %
De acuerdo a los resultamos obtenidos de Coeficiente de variación (CV) a la entrada
del tratamiento 24,50% y a la salida 25,76 %, se puede evidenciar que los porcentajes
son cercanos al 30 %, valor que según El Servicio de Protección Ambiental de Canadá
(EPS, 1990) y la Agencia de Protección Ambiental de los Estados Unidos (USEPA,
1990) ha sido fijado como la máxima variabilidad permitida entre los índices de
toxicidad. (Silva, Torrejón, Bay -, & Larrain , 2003)
De esta forma, se evidencia la confiabilidad de los resultados contando con una media
representativa y demostrando una exactitud intralaboratorio óptima.
94
5. CONCLUSIONES
La sensibilidad obtenida para el cultivo de Daphnia pulex expuesta a dicromato de
potasio (tóxico de referencia), arrojó un valor para la CL50 de 0,1827 ppm con estos
valores se estableció que la sensibilidad del cultivo Daphnia pulex al Dicromato de
Potasio, se encuentra dentro del rango de datos de investigaciones pasadas, de esta
manera se evidencia así una repro-ducibilidad de estas pruebas, y se demuestra la
existencia de confiabilidad en los resultados y adecuadas condiciones intralaboratorio.
Además los valores de CL50 no sobrepasan los límites inferior y superior (0,1317ppm –
0,235 ppm respectivamente), resultados que garantizan que los organismos tienen buena
respuesta ante los tóxicos y que en las pruebas de toxicidad los resultados se van a deber
por variaciones en la sensibilidad de los organismos y no por agentes externos.
Se determinó que la concentración letal media CL50 del vertimiento sobre Daphnia
pulex es de 1,51 % a la entrada del tratamiento y de 36,53 % a la salida del tratamiento
con sus respectivos limites superiores de 2,20 % y 45,60 % e inferiores de 1,21 % y
25,89 %, y se evidencia con estos resultados que el afluente (agua residual sin
tratamiento) es más tóxico con respecto al vertimiento, demostrando que la trampa de
grasas realiza un tratamiento óptimo.
Obteniendo los resultados del índice toxicológico se reitera el óptimo tratamiento al cual
se somete el agua residual pues el afluente se clasifica como un agua residual con carga
tóxica considerable en dilución, y ya al ser sometido a tratamiento, el vertimiento se
clasifica como un vertimiento despreciable en dilución. Con esto se evidencia una
reducción en carga tóxica de efluente a afluente del tratamiento , sin embargo pueden
implementarse otras medidas de tratamiento que disminuyan más el índice toxicológico.
95
Teniendo en cuenta que para la determinación de la CL50 del afluente del tratamiento el
porcentaje de dilución fue alto, se concluye que el vertimiento en este punto es altamente
tóxico.
Los parámetros analizados para el vertimiento después del tratamiento se encuentran
dentro de los límites permisibles establecidos en la Resolución 3957 de 2009 Por la cual
se establece la norma técnica, para el control y manejo de los vertimientos realizados a la
red de alcantarillado público en el Distrito Capital"
En todos los análisis de varianza para cada uno de los test de toxicidad, se rechaza la
hipótesis nulaya que el F calculado es mayor al F teórico. Lo cual quiere decir que
efectivamente se presentan efectos aleatorios sobre los organismos a diferentes
concentraciones.
Conforme a los resultados obtenidos en las pruebas de análisis fisicoquímico y
toxicológico realizados al vertimiento tanto antes como después de ser sometido a
tratamiento (trampa de grasas), se evidencia que el tratamiento al agua residual
proveniente de la industria indumotora es efectivo, puesto que al comparar las
concentraciones de los parámetros fisicoquímicos con las pruebas toxicológicas sobre el
organismo Daphnia pulex tanto a la entrada como a la salida del tratamiento, demuestran
una reducción significativa dando cumplimiento a la normatividad vigente y mejorando
la calidad del agua vertida disminuyendo los posibles impactos al ecosistema acuático.
96
6. RECOMENDACIONES
Los bioensayos se deben realizar con todas las sustancias de interés sanitario, para
garantizar la supervivencia de los ecosistemas acuáticos en el país.
Es importante seguir llevando a cabo pruebas de toxicidad con organismos
representativos de la cadena trófica para luego aplicarlos a normas restrictivas en el
control de vertimientos y protección de la fauna y flora.
Es pertinente realizar más investigaciones con organismos como la Daphnia pulex
(organismo de prueba)ya que demuestran ser una herramienta confiable y económica
para este tipo de proyectos donde se busca clasificar los vertimientos.
Se recomienda la implementación de un sedimentador para la remoción de solidos
pequeños y pesados como arena. Evitando así la acumulación de sedimentos en las
tuberías, produciendo obstrucción en el escurrimiento de fluidos.
Se recomienda a la empresa la implementación de un tratamiento adicional con el
fin de disminuir la carga tóxica. Se propone la implementación de un humedal
subsuperficial puesto que es una alternativa de bajo costo, fácil de operar, el sistema
puede operar sin ningún coste energético, son muy efectivos en la remoción de la DBO,
la DQO, los SST, los metales y algunos compuestos orgánicos refractarios de las aguas
residuales domésticas.
Se recomienda a la empresa la optimización de la caja de Inspección externa
acondicionándola para aforo de caudal y toma de muestras para cumplir a cabalidad con
lo que exige la Resolución 3957 acerca del punto de muestreo.
97
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100
ANEXOS
ANEXO 1 DIAGRAMAS DE FLUJO METODOLOGIA DEL PROYECTO
FASE I
101
FASE II
102
FASE III y IV
103
ANEXO 2
ANEXO 2ª PROBIT PRUEBAS DE SENSIBILIDAD
1)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 8,999 2,195 4,100 ,000 4,697 13,301
Intersecció
n
-1,654 ,639 -2,589 ,010 -2,293 -1,015
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,818 ,741
Respuesta natural ,239 ,022
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
104
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,147
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,239 3 ,524b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
2)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 9,012 1,659 5,433 ,000 5,761 12,263
Intersecció
n
-1,882 ,485 -3,876 ,000 -2,367 -1,396
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
105
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 2,751 ,462
Respuesta natural ,096 ,016
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,126
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
6,711 3 ,082b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
3)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,558 2,836 3,723 ,000 4,999 16,117
Intersecció
n
-1,615 ,754 -2,142 ,032 -2,369 -,861
106
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,558 2,836 3,723 ,000 4,999 16,117
Intersecció
n
-1,615 ,754 -2,142 ,032 -2,369 -,861
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 8,045 ,784
Respuesta natural ,423 ,036
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,190
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
7,652 3 ,054b
107
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
7,652 3 ,054b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
4)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 12,631 3,271 3,861 ,000 6,219 19,043
Intersecció
n
-2,454 ,792 -3,099 ,002 -3,246 -1,662
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 10,702 ,783
Respuesta natural ,171 ,004
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
108
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,067
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,406 3 ,939b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
5)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 9,206 1,876 4,908 ,000 5,529 12,883
Intersecció
n
-1,614 ,521 -3,100 ,002 -2,135 -1,094
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
109
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 3,519 ,593
Respuesta natural ,158 ,020
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,142
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,141 3 ,247b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
110
6)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 8,823 2,124 4,154 ,000 4,660 12,987
Intersecció
n
-2,093 ,643 -3,253 ,001 -2,736 -1,449
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,513 ,737
Respuesta natural ,134 ,007
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,085
111
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
1,272 3 ,736b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
7)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,931 2,167 5,044 ,000 6,684 15,178
Intersecció
n
-2,056 ,592 -3,474 ,001 -2,647 -1,464
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,696 ,569
Respuesta natural ,169 ,019
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
112
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,137
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
7,430 3 ,059b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
8)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 11,827 2,719 4,349 ,000 6,498 17,157
Intersecció
n
-1,650 ,645 -2,556 ,011 -2,295 -1,005
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
113
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 7,395 ,695
Respuesta natural ,319 ,029
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,169
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,119 3 ,249b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
114
9)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,758 2,296 4,685 ,000 6,258 15,259
Intersecció
n
-1,978 ,596 -3,319 ,001 -2,574 -1,382
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 5,273 ,653
Respuesta natural ,171 ,013
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,114
115
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,884 3 ,410b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
10)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,330 1,942 5,319 ,000 6,523 14,137
Intersecció
n
-1,966 ,530 -3,707 ,000 -2,496 -1,435
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 3,772 ,501
Respuesta natural ,130 ,018
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
116
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,133
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
6,530 3 ,088b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
11)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,648 2,172 4,902 ,000 6,391 14,905
Intersecció
n
-2,477 ,604 -4,098 ,000 -3,081 -1,873
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
117
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,719 ,542
Respuesta natural ,104 ,008
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,088
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
1,914 3 ,590b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
118
12)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,525 2,110 4,988 ,000 6,389 14,660
Intersecció
n
-2,088 ,589 -3,543 ,000 -2,677 -1,498
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,452 ,577
Respuesta natural ,155 ,016
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,128
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,427 3 ,143b
119
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,427 3 ,143b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
13)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,525 2,110 4,988 ,000 6,389 14,660
Intersecció
n
-2,088 ,589 -3,543 ,000 -2,677 -1,498
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 4,452 ,577
Respuesta natural ,155 ,016
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
120
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,128
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,427 3 ,143b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
14)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 7,579 1,968 3,851 ,000 3,721 11,437
Intersecció
n
-1,646 ,683 -2,411 ,016 -2,329 -,963
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 3,874 ,779
Respuesta natural ,237 ,024
121
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 3,874 ,779
Respuesta natural ,237 ,024
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,155
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,765 3 ,124b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
122
15)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 9,026 2,285 3,950 ,000 4,547 13,506
Intersecció
n
-1,536 ,667 -2,303 ,021 -2,202 -,869
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 5,223 ,755
Respuesta natural ,300 ,030
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,174
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,777 3 ,287b
123
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,777 3 ,287b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
16)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 13,357 3,098 4,311 ,000 7,285 19,430
Intersecció
n
-2,207 ,709 -3,111 ,002 -2,916 -1,497
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 9,599 ,711
Respuesta natural ,241 ,012
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
124
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,109
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,104 3 ,250b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
17)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 12,758 2,280 5,596 ,000 8,290 17,226
Intersecció
n
-2,147 ,542 -3,958 ,000 -2,689 -1,604
125
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 12,758 2,280 5,596 ,000 8,290 17,226
Intersecció
n
-2,147 ,542 -3,958 ,000 -2,689 -1,604
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 5,197 ,445
Respuesta natural ,139 ,019
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,136
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,250 3 ,154b
126
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,250 3 ,154b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
18)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 10,213 2,779 3,675 ,000 4,766 15,660
Intersecció
n
-1,660 ,753 -2,205 ,027 -2,412 -,907
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 7,722 ,799
Respuesta natural ,384 ,030
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
127
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,173
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,305 3 ,347b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
19)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 11,090 2,471 4,488 ,000 6,247 15,933
Intersecció
n
-2,079 ,633 -3,282 ,001 -2,713 -1,446
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
128
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 6,107 ,690
Respuesta natural ,176 ,011
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,103
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
1,725 3 ,631b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
129
20)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 12,208 2,546 4,794 ,000 7,217 17,199
Intersecció
n
-1,702 ,577 -2,948 ,003 -2,279 -1,124
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 6,484 ,612
Respuesta natural ,239 ,024
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
20 0 ,000 ,154
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,785 3 ,188b
130
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,785 3 ,188b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
131
ANEXO 2 B PROBIT SALIDA
1)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,083 ,013 6,599 ,000 ,058 ,107
Intersecció
n
-3,575 ,540 -6,622 ,000 -4,114 -3,035
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Información sobre los datos
Nº de casos
Válidos 6
Rechazados Perdidos 0
Número de respuestas
> Número de sujetos
0
Grupo control 1
Información sobre la convergencia
Número de
iteraciones
Solución
óptima
encontrada
PROBI
T
18 Sí
Contrastes de chi-cuadrado
132
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
6,474 4 ,166b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 150, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
2)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,290 ,132 2,197 ,028 ,031 ,548
Intersecció
n
-14,526 6,413 -2,265 ,024 -20,938 -8,113
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,017 ,054
Respuesta natural ,000 ,001
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
133
Estimación de tasa de respuesta
naturala
Estimación
Error
típico
PROBI
T
,106 ,035
a. No se ha proporcionado el
grupo control.
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,431 2 ,066b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
3)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,248 ,099 2,516 ,012 ,055 ,442
Intersecció
n
-12,320 4,842 -2,544 ,011 -17,163 -7,478
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
134
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,010 ,074
Respuesta natural ,000 ,002
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta
naturala
Estimación
Error
típico
PROBI
T
,134 ,040
a. No se ha proporcionado el
grupo control.
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
1,027 2 ,598b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
135
4)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,247 ,114 2,156 ,031 ,022 ,471
Intersecció
n
-12,125 5,592 -2,168 ,030 -17,716 -6,533
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,013 ,091
Respuesta natural ,000 ,002
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta naturala
Estimación Error típico
PROBIT ,134 ,040
a. No se ha proporcionado el grupo control.
136
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,063 2 ,216b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
5)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,065 ,011 5,718 ,000 ,043 ,088
Intersecció
n
-1,719 ,490 -3,506 ,000 -2,209 -1,229
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,306
Respuesta natural ,001 ,037
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
137
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,193
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,139 3 ,162b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
6)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,066 ,012 5,430 ,000 ,042 ,090
Intersecció
n
-1,885 ,561 -3,358 ,001 -2,446 -1,323
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
138
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,440
Respuesta natural ,001 ,035
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,186
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,150 3 ,246b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
139
7)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,070 ,012 5,633 ,000 ,046 ,094
Intersecció
n
-1,835 ,509 -3,603 ,000 -2,344 -1,326
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,307
Respuesta natural ,001 ,035
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,188
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,349 3 ,341b
140
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,349 3 ,341b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
8)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,055 ,009 6,218 ,000 ,038 ,072
Intersecció
n
-1,543 ,430 -3,589 ,000 -1,973 -1,113
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,294
Respuesta natural ,000 ,034
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
141
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,183
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,189 3 ,242b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
9)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,060 ,010 5,911 ,000 ,040 ,080
Intersecció
n
-1,734 ,484 -3,586 ,000 -2,218 -1,251
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
142
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,363
Respuesta natural ,001 ,032
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,179
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,551 3 ,466b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
143
10)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,054 ,010 5,575 ,000 ,035 ,073
Intersecció
n
-1,884 ,555 -3,396 ,001 -2,439 -1,330
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,564
Respuesta natural ,001 ,026
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,161
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,013 3 ,570b
144
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,013 3 ,570b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
11)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,052 ,014 3,879 ,000 ,026 ,079
Intersecció
n
-2,021 ,880 -2,296 ,022 -2,901 -1,140
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,825
Respuesta natural ,002 ,039
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
145
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,197
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
5,053 3 ,168b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
12)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS ,045 ,007 6,066 ,000 ,030 ,060
Intersecció
n
-1,579 ,474 -3,331 ,001 -2,053 -1,105
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
146
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,000 ,513
Respuesta natural ,001 ,029
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,170
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,727 3 ,293b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
147
ANEXO 2 C PROBIT ENTRADA
1)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 3,628 1,600 2,268 ,023 ,493 6,764
Intersecció
n
-7,778 3,228 -2,410 ,016 -11,006 -4,551
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 2,559 ,097
Respuesta natural ,003 ,000
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
148
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,048 ,020
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,587 3 ,460b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
2)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,000 ,519 3,855 ,000 ,983 3,016
Intersecció
n
-3,394 ,774 -4,384 ,000 -4,169 -2,620
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
149
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,269 ,245
Respuesta natural ,003 ,000
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,030 ,021
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
4,879 3 ,181b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
150
3)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,560 1,213 2,111 ,035 ,183 4,936
Intersecció
n
-5,001 2,231 -2,242 ,025 -7,232 -2,770
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 1,471 ,595
Respuesta natural ,016 ,000
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,024 ,022
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,634 3 ,304b
151
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,634 3 ,304b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
4)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 4,664 1,779 2,622 ,009 1,178 8,150
Intersecció
n
-7,051 2,592 -2,721 ,007 -9,642 -4,459
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 3,163 -,148
Respuesta natural -,026 ,010
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
152
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,100
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,215 3 ,975b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
5)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,454 ,463 5,304 ,000 1,547 3,360
Intersecció
n
-3,032 ,590 -5,142 ,000 -3,621 -2,442
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,214 ,088
Respuesta natural ,004 ,012
153
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,214 ,088
Respuesta natural ,004 ,012
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,110
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
3,249 3 ,355b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
154
6)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,586 ,627 4,127 ,000 1,358 3,814
Intersecció
n
-3,569 ,893 -3,996 ,000 -4,463 -2,676
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,393 ,370
Respuesta natural ,023 ,010
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,101
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,610 3 ,894b
155
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,610 3 ,894b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
7)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 3,121 ,675 4,624 ,000 1,798 4,444
Intersecció
n
-3,926 ,919 -4,273 ,000 -4,845 -3,007
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,456 ,343
Respuesta natural ,025 ,011
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
156
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,107
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,396 3 ,941b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
8)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 1,530 ,237 6,448 ,000 1,065 1,994
Intersecció
n
-2,063 ,359 -5,750 ,000 -2,421 -1,704
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
157
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,056 ,223
Respuesta natural ,004 ,007
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,084
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
7,698 3 ,053b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
9)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,069 ,360 5,739 ,000 1,362 2,775
Intersecció
n
-2,203 ,479 -4,598 ,000 -2,682 -1,724
158
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 2,069 ,360 5,739 ,000 1,362 2,775
Intersecció
n
-2,203 ,479 -4,598 ,000 -2,682 -1,724
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,130 ,453
Respuesta natural ,016 ,009
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,095
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,356 3 ,502b
159
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
2,356 3 ,502b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
10)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 3,521 ,800 4,403 ,000 1,954 5,089
Intersecció
n
-4,414 1,106 -3,990 ,000 -5,520 -3,308
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,640 ,447
Respuesta natural ,039 ,012
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
160
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,108
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,142 3 ,986b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
11)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 3,918 ,829 4,724 ,000 2,293 5,544
Intersecció
n
-4,667 1,093 -4,272 ,000 -5,760 -3,575
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
161
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS ,688 ,380
Respuesta natural ,035 ,012
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,000 ,110
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
,121 3 ,989b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
162
12)
Estimaciones de los parámetros
Parámetro Estimación
Error
típico Z Sig.
Intervalo de confianza al
95%
Límite
inferior
Límite
superior
PROBITa
DOSIS 3,465 1,491 2,324 ,020 ,542 6,387
Intersecció
n
-7,345 2,955 -2,486 ,013 -10,300 -4,391
a. Modelo PROBIT: PROBIT(p) = Intersección + BX
Covarianzas y correlaciones de estimaciones de los
parámetros
DOSIS
Respuesta
natural
PROBI
T
DOSIS 2,223 ,094
Respuesta natural ,004 ,001
Covarianzas (abajo) y correlaciones (arriba).
Estimación de tasa de respuesta natural
Grupo control
Estimación
Error
típico
Número de
sujetos
Número de
respuestas
PROBI
T
25 0 ,094 ,027
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
6,362 3 ,095b
163
Contrastes de chi-cuadrado
Chi-
cuadrado gla Sig.
PROBI
T
Contraste de la bondad
de ajuste de Pearson
6,362 3 ,095b
a. Los estadísticos basados en casos individuales difieren de los
estadísticos basados en casos agregados.
b. Como el nivel de significación es mayor que, 050, no se utiliza un
factor de heterogeneidad en el cálculo de los límites de confianza.
164
ANEXO 3
PRUEBAS ANOVA SENSIBILIDAD
1.
SENSIBILIDAD
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total
% DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 1 1 1 3 15%
0,1 1 1 2 2 6 30%
0,2 3 3 2 2 10 50%
0,3 4 5 4 4 17 85%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 56
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 77,83333333 5 15,56666667 80,057143 2,77285315
Dentro de los
grupos 3,5 18 0,194444444
Total 81,33333333 23
165
2.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 2 2 1 1 6 30%
0,2 3 3 2 3 11 55%
0,3 4 4 3 3 14 70%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 51
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 79,875 5 15,975 104,56364 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,75 18 0,152777778
Total 82,625 23
3.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 1 1 1 4 20%
0,1 2 2 2 2 8 40%
0,2 3 2 2 3 10 50%
0,3 5 5 5 5 20 100%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 62
166
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 84,83333333 5 16,96666667 305,4 2,77285315
Dentro de los
grupos 1 18 0,055555556
Total 85,83333333 23
4.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 1 1 5%
0,1 0 0 1 1 2 10%
0,2 2 3 3 3 11 55%
0,3 4 5 5 4 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 52
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 99,83333333 5 19,96666667 102,68571 2,77285315
Dentro de los
grupos 3,5 18 0,194444444
Total 103,3333333 23
5.
167
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 1 1 2 10%
0,1 2 2 2 2 8 40%
0,2 3 2 3 3 11 55%
0,3 5 4 4 4 17 85%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 58
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 79,33333333 5 15,86666667 114,24 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,5 18 0,138888889
Total 81,83333333 23
6.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 0 0 0 1 5%
0,1 1 1 1 0 3 15%
0,2 2 2 2 2 8 40%
0,3 3 3 4 3 13 65%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 45
168
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 76,375 5 15,275 122,2 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,25 18 0,125
Total 78,625 23
7.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 2 2 2 1 7 35%
0,2 2 2 2 3 9 45%
0,3 5 5 5 3 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 54
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 92 5 18,4 73,6 2,77285315
Dentro de los
grupos 4,5 18 0,25
Total 96,5 23
169
8.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 1 1 1 4 20%
0,1 3 2 1 2 8 40%
0,2 3 3 3 4 13 65%
0,3 5 5 5 5 20 100%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 65
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 86,20833333 5 17,24166667 112,85455 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,75 18 0,152777778
Total 88,95833333 23
9.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 0 0 0 1 5%
0,1 1 2 2 1 6 30%
0,2 2 2 3 3 10 50%
0,3 5 5 4 4 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 55
170
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 89,20833333 5 17,84166667 85,64 2,77285315
Dentro de los
grupos 3,75 18 0,208333333
Total 92,95833333 23
10.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 2 2 1 2 7 35%
0,2 3 3 2 2 10 50%
0,3 4 4 4 5 17 85%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 54
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 88 5 17,6 126,72 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,5 18 0,138888889
Total 90,5 23
171
11.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 1 0 1 0 2 10%
0,2 2 2 3 2 9 45%
0,3 4 4 3 3 14 70%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 45
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 85,875 5 17,175 112,41818 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,75 18 0,152777778
Total 88,625 23
172
12.
Concentraci
ón (ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALID
AD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 2 1 1 1 5 25%
0,1 2 1 1 2 6 30%
0,2 3 3 3 3 12 60%
0,3 5 5 4 4 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 61
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico
para F
Entre grupos 77,20833333 5 15,44166667
101,072
73
2,772853
15
Dentro de los grupos 2,75 18 0,152777778
Total 79,95833333 23
13.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 1 2 2 1 6 30%
0,2 2 2 3 2 9 45%
0,3 4 4 4 5 17 85%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 52
173
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 88,83333333 5 17,76666667 127,92 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,5 18 0,138888889
Total 91,33333333 23
14.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 1 1 2 10%
0,1 2 2 2 1 7 35%
0,2 1 2 2 2 7 35%
0,3 4 3 3 4 14 70%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 50
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 70,33333333 5 14,06666667 72,342857 2,77285315
Dentro de los
grupos 3,5 18 0,194444444
Total 73,83333333 23
174
15.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos Total % DE
MORTALIDAD R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 1 1 1 4 20%
0,1 1 2 2 2 7 35%
0,2 2 2 3 3 10 50%
0,3 4 4 5 5 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 59
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 77,20833333 5 15,44166667 101,07273 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,75 18 0,152777778
Total 79,95833333 23
16.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 1 1 5%
0,1 2 2 1 1 6 30%
0,2 2 3 3 3 11 55%
0,3 5 5 5 5 20 100%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 58
175
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 99,33333333 5 19,86666667 143,04 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,5 18 0,138888889
Total 101,8333333 23
17.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 0 0 0 0 0%
0,1 2 2 2 1 7 35%
0,2 3 3 3 3 12 60%
0,3 5 5 5 4 19 95%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 58
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 98,33333333 5 19,66666667 236 2,77285315
Dentro de los
grupos 1,5 18 0,083333333
Total 99,83333333 23
176
18.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 1 1 1 1 4 20%
0,1 2 1 1 2 6 30%
0,2 3 3 3 2 11 55%
0,3 4 5 5 5 19 95%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 60
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 83,5 5 16,7 120,24 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,5 18 0,138888889
Total 86 23
19.
Concentració
n (ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDA
D
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 1 0 0 1 5%
0,1 2 1 1 1 5 25%
0,2 3 2 2 3 10 50%
0,3 5 5 4 4 18 90%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 54
ANÁLISIS DE VARIANZA
177
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico
para F
Entre grupos 91 5 18,2
93,
6
2,7728531
5
Dentro de los grupos 3,5 18 0,194444444
Total 94,5 23
20.
Concentración
(ppm)
# de organismo muertos
Total % DE
MORTALIDAD
R1 R2 R3 R4
Blanco 0 0 0 0 0 0%
0,05 0 1 1 1 3 15%
0,1 3 2 2 2 9 45%
0,2 4 3 3 3 13 65%
0,3 5 5 5 5 20 100%
0,5 5 5 5 5 20 100%
Total 65
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor
crítico para
F
Entre grupos 88,70833333 5 17,74166667 141,93333 2,77285315
Dentro de los
grupos 2,25 18 0,125
Total 90,95833333 23
178
RESUMEN SENSIBILIDAD
RESUMEN ANOVA
DE SENSIBILIDAD
F
Valor
crítico para
F
80,0571429 2,77285315
104,563636 2,77285315
305,4 2,77285315
102,685714 2,77285315
114,24 2,77285315
122,2 2,77285315
73,6 2,77285315
112,854545 2,77285315
85,64 2,77285315
126,72 2,77285315
112,418182 2,77285315
101,072727 2,77285315
127,92 2,77285315
72,3428571 2,77285315
101,072727 2,77285315
143,04 2,77285315
236 2,77285315
120,24 2,77285315
93,6 2,77285315
141,933333 2,77285315
179
ANEXO 4
PRUEBAS ANOVA ENTRADA
1.
ENTRADA
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 14/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 1 0 1 2 8
0,5 0 1 0 1 0 2 8
1 0 1 0 0 0 1 4
1,5 0 1 0 0 0 1 4
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 92,8 5 18,56 44,544 2,620654148
Dentro de los grupos 10 24 0,416666667
Total 102,8 29
180
2.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 09/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 1 0 1 0 0 2 8
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 0 2 0 1 1 4 16
1,5 1 2 2 2 1 8 32
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 154 5 30,8 616 2,620654148
Dentro de los grupos 1,2 24 0,05
Total 155,2 29
3.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 09/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 1 0 0 0 1 4
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 0 0 0 1 1 2 8
1,5 1 1 1 0 0 3 12
3 5 5 5 5 5 25 100
181
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 160,1666667 5 32,03333333 961 2,620654148
Dentro de los grupos 0,8 24 0,033333333
Total 160,9666667 29
4.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 07/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 0 0 0 0 0 0 0
1,5 3 2 3 2 2 12 48
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 100 4 25 65535 2,866081402
Dentro de los grupos 0 20 0
Total 100 24
182
5.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 07/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 2 2 2 2 2 10 40
1,5 4 4 3 3 3 17 68
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 100 4 25 65535 2,866081402
Dentro de los grupos 0 20 0
Total 100 24
6.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 1 1 1 1 1 5 20
1,5 2 3 4 3 3 15 60
3 5 5 5 5 5 25 100
183
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 104,1666667 5 20,83333333 65535 2,620654148
Dentro de los grupos 0 24 0
Total 104,1666667 29
7.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 2 1 1 1 1 6 24
1,5 5 4 2 5 3 19 76
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 104,1666667 5 20,83333333 65535 2,620654148
Dentro de los grupos 0 24 0
Total 104,1666667 29
184
8.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 1 0 1 0 2 8
1 2 2 2 1 2 9 36
1,5 3 4 3 3 4 17 68
3 5 5 5 4 5 24 96
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 102,6666667 5 20,53333333 616 2,620654148
Dentro de los grupos 0,8 24 0,033333333
Total 103,4666667 29
9.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 1 1 1 1 0 4 16
1 3 3 3 2 2 13 52
1,5 4 3 4 4 4 19 76
3 5 5 5 5 5 25 100
185
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 97,6 5 19,52 106,472727 2,620654148
Dentro de los grupos 4,4 24 0,183333333
Total 102 29
10.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 30/09/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 1 1 1 1 1 5 20
1,5 4 4 4 4 4 20 80
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 100,6666667 5 20,13333333 151 2,620654148
Dentro de los grupos 3,2 24 0,133333333
Total 103,8666667 29
186
11.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 0 0 0 0 0 0
0,5 0 0 0 0 0 0 0
1 1 1 2 1 1 6 24
1,5 4 5 4 4 5 22 88
3 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 104,1666667 5 20,83333333 65535 2,620654148
Dentro de los grupos 0 24 0
Total 104,1666667 29
12.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
0,1 0 3 2 0 0 5 20
0,5 0 2 0 1 0 3 12
1 0 1 0 1 0 2 8
1,5 0 2 0 0 0 2 8
3 5 5 5 5 5 25 100
187
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F
Valor crítico
para F
Entre grupos 87,76666667 5 17,55333333 27,0051282 2,620654148
Dentro de los grupos 15,6 24 0,65
Total 103,3666667 29
RESUMEN ENTRADA
RESUMEN ANOVA DE ENTRADA
F Valor crítico para F
44,544 2,620654148
616 2,620654148
961 2,620654148
65535 2,866081402
65535 2,866081402
65535 2,620654148
65535 2,620654148
616 2,620654148
106,4727273 2,620654148
151 2,620654148
65535 2,620654148
27,00512821 2,620654148
188
ANEXO 5
PRUEBAS ANOVA SALIDA
1.
SALIDA
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 14/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0
12 0 0 0 0 0 0 0
24 0 0 2 0 1 3 12
36 2 0 1 0 3 6 24
48 3 3 3 3 1 13 52
60 5 5 5 5 5 25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
94,166666
7 5
18,8333333
3
34,242424
2
3,60987E-
10
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 13,2 24 0,55
Total
107,36666
7 29
2.
189
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 14/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
12 0 0 1 0 2 3 3/25 12
24 0 0 0 0 0 0 0/25 0
36 0 0 1 2 2 5 0,2 20
48 1 2 1 2 3 9
36
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico
para F
Entre grupos 89,2 5 17,84 42,816 3,44936E-11 2,620654148
Dentro de los grupos 10 24 0,416666667
Total 99,2 29
3.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 14/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
12 0 0 1 1 0 2 2/25 8
24 0 0 2 0 2 4 4/25 16
26 0 0 1 3 0 4 4/25 16
48 2 3 1 3 2 11 11/25 44
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
190
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
85,866666
7 5
17,1733333
3
26,420512
8
5,02838E-
09
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 15,6 24 0,65
Total
101,46666
7 29
4.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 14/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
12 0 0 0 1 0 1 1/25 4
24 0 0 3 0 1 4 4/25 16
36 0 0 2 2 1 5 5/25 20
48 2 3 3 2 2 12 12/25 48
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
191
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico
para F
Entre grupos 88,5666667 5 17,71333333 33,2125 4,94941E-10 2,620654148
Dentro de los grupos 12,8 24 0,533333333
Total 101,366667 29
5.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 09/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 3 2 2 2 3 12 12/25 48
40 4 4 3 4 3 18 18/25 72
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico
para F
Entre grupos 101,1 5 20,22 202,2 8,48497E-19 2,620654148
Dentro de los grupos 2,4 24 0,1
Total 103,5 29
192
6.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 09/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 3 2 2 1 2 10 10/25 40
40 3 4 4 4 2 17 27/25 68
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrado
s
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos 106 5 21,2
97,846153
8 3,71137E-15
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 5,2 24
0,21666666
7
Total 111,2 29
193
7.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 3 3 2 2 1 11 12/25 44
40 3 4 3 4 5 19 19/25 76
60 5 5 5 5 5 25 25/25 100
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrado
s
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos 103,9 5 20,78
89,057142
9 1,07965E-14
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 5,6 24
0,23333333
3
Total 109,5 29
194
8.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 3 2 2 2 2 11 11/25 44
40 3 4 3 4 5 19 21/25 76
60 5 5 3 5 5 23 23/25 92
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
98,566666
7 5
19,7133333
3
69,576470
6
1,72645E-
13
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 6,8 24
0,28333333
3
Total
105,36666
7 29
195
9.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 2 3 2 1 2 10 10/25 40
40 4 3 4 4 3 18 18/25 72
60 5 4 5 5 5 24 24/25 96
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio de
los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico
para F
Entre grupos 103,2 5 20,64 123,84 2,50637E-16 2,620654148
Dentro de los grupos 4 24 0,166666667
Total 107,2 29
10.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 2 1 3 1 0 7 7/25 28
40 3 4 3 2 3 15 15/25 60
60 5 4 3 5 5 22 22/25 88
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
196
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
107,06666
7 5
21,4133333
3
49,415384
6
7,40262E-
12
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 10,4 24
0,43333333
3
Total
117,46666
7 29
11.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 02/10/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 0 0 3 4 0 7 7/25 28
40 2 1 3 4 0 10 10/25 40
60 4 5 5 3 5 22 22/25 88
80 5 5 5 5 5 25 25/25 100
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
197
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
112,56666
7 5
22,5133333
3
19,025352
1
1,19105E-
07
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 28,4 24
1,18333333
3
Total
140,96666
7 29
12.
FECHA DE TOMA DE LA
MUESTRA 30/09/2014
CONCENTRACION
NOMINAL (%)
# DE ORGANISMOS
MUERTOS
NUMERO DE
MUERTOS /
TOTAL DE
ORGANISMO
S
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
BLANCO 0 0 0 0 0 0 0/25 0
20 1 2 3 1 2 9 9/25 36
40 3 2 4 2 3 14 14/25 56
60 3 5 4 5 5 22 20/25 88
80 5 5 4 5 5 24 24/25 96
100 5 5 5 5 5 25 25/25 100
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
liberta
d
Promedio
de los
cuadrados F
Probabilida
d
Valor
crítico para
F
Entre grupos
97,866666
7 5
19,5733333
3
48,933333
3 8,2302E-12
2,62065414
8
Dentro de los
grupos 9,6 24 0,4
Total 107,46666 29
198
RESUMEN SALIDA
ANALISIS ANOVA DE LA SALIDA
F Valor crítico para F
34,24242424 2,620654148
42,816 2,620654148
26,42051282 2,620654148
33,2125 2,620654148
202,2 2,620654148
97,84615385 2,620654148
89,05714286 2,620654148
69,57647059 2,620654148
123,84 2,620654148
49,41538462 2,620654148
19,02535211 2,620654148
48,93333333 2,620654148
199
ANEXO 5
FACULTAD DE
INGENIERIA
AMBIENTAL Y
SANITARIA
LB – M02
LABORATORIO DE
BIOENSAYOS
PREPARACION DEL MEDIO
BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
Página 1 de 10
Versión 0
CONTENIDO
1. Objetivo
2. Materiales
3. Reactivos
4. Principio del método
5. Definiciones
6. Procedimiento
7. Bibliografía
8. Anexo A – Preparación del medio Bristol
Anexo B – Formato LB-M003. Preparación de soluciones
1. OBJETIVO
Preparar el medio Bristol para multiplicar las algas verdes Scenedesmus Quadricauda, por
medio de la fotosíntesis con ayuda de nutrientes y luz artificial, las cuales servirá como
alimento del cultivo masivo del microorganismo prueba. (Daphnia pulex)
200
FACULTAD DE
INGENIERIA
AMBIENTAL Y
SANITARIA
LB – M02
LABORATORIO DE
BIOENSAYOS
PREPARACION DEL MEDIO
BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
Página 2 de 10
Versión 0
2. MATERIALES
Probeta de 2 litros (Brand) o
recipiente de vidrio de 3.5 L
Pipeta graduada de 10 ml
Aireador de una (1) sola entrada
(atman)
Pipeta graduada de 1 ml
Agua destilada Pipeta Pasteur de vidrio
Lámpara luminiscente Pipeteador
Beaker de 2000 y 500 ml Tubos de ensayo
Probeta de 10 ml Centrifugadora DINAC II Brand
3. REACTIVOS
NaNO3 KOH KH2PO4
CaCl2 .2H2O EDTA MnCl2. 4H2O
MgSO4.7H2O FeSO4. 7H2O ZnSO4. 7H2O
K2HPO4 H2SO4, MoO3,
NaCl H3BO3 CoCl2. 6H2O
CuSO4. 5H2O Co (NO3)2. 6H2O
4. PRINCIPIO DEL METODO
El medio Bristol según la metodología Dutka (1989) se realiza con el fin de
201
FACULTAD DE
INGENIERIA
AMBIENTAL Y
SANITARIA
LB – M02
LABORATORIO DE
BIOENSAYOS
PREPARACION DEL MEDIO
BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
Página 3 de 10
Versión 0
multiplicar las algas verdes Scenedesmus Quadricauda, en condiciones de laboratorio por
medio de la fotosíntesis, con ayuda de una lámpara luminiscente y nutrientes para la
reproducción de las mismas, las cuales después de un proceso están listas para la
administración del alimento dependiendo la cantidad calculada con ayuda de la Cámara
Neubauer.
5. DEFINICIONES
Medio Bristol: solución de macro y micro – nutrientes necesarios el incremento de las
algas verdes, en condiciones estandarizadas.
Micronutrientes: Nutrientes que requiere una planta en menor cantidades (boro, cobre,
zinc, molibdeno, cloro, ferro), para su crecimiento.
Macronutrientes: Nutrientes que requiere una planta en mayor cantidades (boro, cobre,
zinc, molibdeno, cloro, ferro), para su crecimiento.
Elementos Traza: son elementos químicos requeridos para la vida de los organismos en
muy pequeñas cantidades. Se trata de elemento esenciales y a veces también se les
denomina oligoelementos
202
FACULTAD DE
INGENIERIA
AMBIENTAL Y
SANITARIA
LB – M02
LABORATORIO DE
BIOENSAYOS
PREPARACION DEL MEDIO
BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
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Fitoplancton: está constituido por algas microscópicos que flotan libremente en las diversas
capas de agua; existen en formas unicelulares, colonias o filamentosas. Son las
responsables por la base de la cadena alimenticia del medio acuático.
Fotosíntesis: Síntesis de compuestos químicos por la acción de la luz, llevada a cabo por
las células vegetales que contienen clorofila, especialmente la producción de compuestos
orgánicos (principalmente carbohidratos) a partir de dióxido de carbono y una fuente de
hidrógeno (tal como el agua), con liberación simultánea de oxígeno.
Aireación: Adición de aire al medio Bristol, para la realización de la fotosíntesis.
6. PROCEDIMIENTO
(Ver diagrama 2 Anexo C)
6.1. Preparación de reactivos del medio Bristol (metodología Dutka 1989)
6.1.1. Disolver la cantidad de reactivos en el volumen indicado de agua destilada,
teniendo el stock de macro y micro - nutrientes en el anexo A
6.1.2. Anotar la fecha de preparación y el pH de las soluciones en el formato de
identificación de reactivos preparados Anexo B formato LB-M003
6.1.3. Preservar estas soluciones mediante refrigeración por un tiempo máximo de 6
meses.
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BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
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6.2. Preparación del medio Bristol (metodología Dutka 1989)
6.2.1. Tomar 1500 ml de agua destilada en un Beaker de 2000 ml.
6.2.2. Adicionar las diferentes alícuotas de macro y micro nutrientes expuestas en el
anexo A.
6.2.3. Transferir la solución a una probeta de 2000 ml, completando con agua destilada
hasta su volumen graduado.
6.2.4. Llevar la solución Bristol una vez preparada a un Erlenmeyer de 2000 ml, colocar
un tapón de papel kraff y esterilizar en autoclave por un periodo de 15 minutos a
121ºC y 15 libras de presión.
6.2.5. Una vez esterilizado y enfriado el medio a temperatura constante Adicionar una
alícuota de 2 ml del cultivo de algas verdes Selenastrum Capricornutum,
Scenedesmus Quadricauda, de la semana anterior, por medio de una pipeta Pasteur.
Y transferir a una probeta de 2000 ml.
6.2.6. Tapar la probeta con un corcho o el recipiente de vidrio de 3.5L con papel parafilm
evitando así la contaminación del cultivo por agentes externos.
6.2.7. Oxigenar e iluminar con ayuda de un aireador y una lámpara luminiscente de
manera continua las 24 horas, proporcionando así las condiciones necesarias para
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BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
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Que se multipliquen por medio de la fotosíntesis. No se puede apagar en ningún momento
el aireador y la lámpara.
6.2.8. El medio Bristol se debe mantener en las condiciones anteriormente descritas en
un tiempo no mayor de 15 días. Tornándose en color verde en su totalidad
6.2.9. Trasvasar el medio Bristol a un Beaker de 500 mly de este transferirlo a tubos
de centrifuga en volúmenes de 10 ml con ayuda de la probeta.
6.2.10. Llevar los tubos de ensayo a la centrifugadora “DINAC II Centrifugue
(Brand)” por quince (15) minutos, de 2000 a 2500 rpm, con el fin de concentrar
el cultivo de algas verdes Scenedesmus Quadricauda.
6.2.11. Retirar los tubos de la centrifugadora DINAC II y eliminar el sobrenadante
6.2.12. Extraer el concentrado de las algas con ayuda de la pipeta Pasteur
6.2.13. Almacenar el concentrado de algas en frascos destinados para el mismo.
6.2.14. Sellar los frasco de almacenamiento con papel parafilm, rotular, identificando
fecha de siembra y refrigerar a 4°C
6.2.15. Realizar el conteo algal mediante el procedimiento LB-M003, con el fin de
determinar la cantidad de células de algas y frecuencia de alimentación del
cultivo de organismos.
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PREPARACION DEL MEDIO
BRISTOL Y CENTRIFUGACION DE
ALGAS VERDES Scenedesmus
Quadricauda
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7. BIBLIOGRAFIA
ESCOBAR MALAVER, Pedro Miguel; GARCIA, Eduardo. Determinación de la
toxicidad agua de los detergentes mediante sistemas estáticos, utilizando Daphnia
Magna. Universidad de la Salle; Facultad de ciencias de la educación;
departamento de Química y Biología. Bogotá D.C., 1993. Anexo 4
CETESB. Pruebas de Toxicidad aguda. Protocolos L5.017/ 92
Proyecto CAR – BID – Contrato 298–94. Estudio de evaluación de toxicidad
relativa de sustancias tóxicas en vertimientos y cuerpos receptores.
VILLEGAS GONZALEZ, Guillermo. Protocolos analíticos para agua. Corporación
Autónoma Regional de Cundinamarca; Subdirección Científica. Bogotá D.C.,
1999.1ª edición
Adaptado para D. PULEX por: María Angélica Castelblanco 41022124
Yasmín Maldonado Malaver 41021149
Revisión: Pedro Miguel Escobar Malaver
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PREPARACION DEL MEDIO BRISTOL
Y CENTRIFUGACION DE ALGAS
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ANEXO A
PREPARACIÓN DEL MEDIO BRISTOL
N° COMPUESTO SOLUCION
MADRE
ml de solución
madre por litro
de solución
1 NaNO3 25.0 g/L 10
2 CaCl2.2H2O 2.5 g/L 10
3 MgSO4.7H2O 7.5 g/L 10
4 K2HPO4 7.5 g/L 10
5 NaCl 2.5 g/L 10
6 KH2PO4 17.5 g/L 10
7 KOH 15.5 g/ 500 ml 1
EDTA 25.0 g/ 500 ml
8 FeSO4.7H2O 2.49 g/ 500 ml 1
H2SO4 0.05 ml/ 500 ml
9 H3BO3 5.71 g / 500 ml 1
SOLUCION DE ELEMENTOS TRAZA
10 ZnSO4. 7H2O 4.41 gr. /
500 ml
ZnSO4. 7H2O 4.41 gr. /
500 ml
1 ml del
stock
combinado
11 11 MnCl2. 4H2O 0.72 gr. /
500 ml
11 MnCl2. 4H2O 0.72gr.
/ 500 ml
12 12 MoO3 0.355 gr. / 500
ml
12 MoO3 0.355 gr. / 500
ml
13 13 CuSO4. 5H2O 0.785 gr.
/ 500 ml
13 CuSO4. 5H2O 0.785
gr. / 500 ml
14 14 Co (NO3)2. 6H2O
0.245 gr. / 500 ml
14 Co (NO3)2. 6H2O
0.245 gr. / 500 ml Fuente: ESCOBAR MALAVER, Pedro Miguel. Determinación de la toxicidad agua de los detergentes
mediante sistemas estáticos, utilizando DAPHNIA Magna. Universidad de la Salle. 1994.
Adicionar los volúmenes indicados de macronutrientes, más un (1) ml de los elementos
traza y completar el volumen de la probeta que se desee preparar
Agitar y ajustar el pH
Anotar el pH y la fecha de preparación
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PREPARACION DEL MEDIO BRISTOL
Y CENTRIFUGACION DE ALGAS
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ANEXO B
Formato LB – M003 PREPARACION DE SOLUCIONES
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LABORATORIO AREA DE
BIOENSAYOS
IDENTIFICACION DE SOLUCIONES PREPARADOS
Nombre de la solución:
Fecha de preparación:
pH:
Determinación:
Volumen a preparar:
Preparado por:
Fuente: Autoras
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PREPARACION DEL MEDIO BRISTOL
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ANEXO C
DIAGRAMA DEL PROCESO
Fuente: Autoras
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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CONTENIDO
1. Objetivo
2. Materiales
3. Definiciones
4. Procedimiento
5. Ejemplo
6. Bibliografía
1. OBJETIVO
Determinar la cantidad de células algales (cultivo de algas verdes Scenedesmus Quadricauda)
que se debe suministrar las Daphnia pulex, los días de limpieza del cultivo, mediante la
utilización de la cámara Neubauer.
2. MATERIALES
Papel de arroz
Microscopio trinocular CME Leica
Cámara Neubauer
Frasco de solución de algas Scenedesmus Quadricauda a evaluar
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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Pipeta Pasteur
Pipeteador
Agua destilada
3. DEFINICIONES
Cámara Neubauer: Es una cámara que se utiliza para realizar el conteo de glóbulos, en
una cantidad fija de líquido. La profundidad de la cámara es de 0.1 mm. La cuadricula
de recuento muestra 9 cuadros grandes, cada uno de un (1) mm2; los cuatro cuadrados
grandes de las esquinas señalados con una L están en 16 cuadrados con aristas de 0.25
mm. Se utiliza para el recuento de leucocitos. El cuadrado grande central está dividido
en 25 cuadrados medianos.
Con aristas de 0.2 mm, estando cada cuadrado mediano dividido en 16 cuadrados
pequeños con aristas de 0.05 mm y una superficie de 0.0025 mm2. Los 5 cuadrados
medianos señalados con una “E” se utilizan para el recuento de eritrocitos y
trombocitos.
Tiene especial relevancia que todos los cuadros medianos presentan en todos sus lados
líneas límite triple. La línea central es la frontera y decide si las células de esta zona se
deben contar o no.
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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Microscopio Trinocular: El microscopio es un instrumento que permite observar objetos que
son demasiado pequeños para ser vistos a simple vista.
Pipeta Pasteur: Son de vidrio sódico-cálcico, para uso único, ISO 7712, con punta larga y fina,
con estrangulación en el tubo de aspiración apta para colocar un tapón de algodón, sin tapón de
laboratorio
Micro pipeta: Instrumento de laboratorio empleado para medir absorber pequeños volúmenes
de líquidos y permitir su manejo en las distintas técnicas científicas.
Agua Destilada: Agua producida por intercambio iónico con resinas catiónicas y aniónicas con
ayuda de la unidad de osmosis inversa la cual reduce el contenido de sales totales en más del
90%.
Factor de dilución: El factor de dilución es igual al volumen final de la dilución dividido entre
la cantidad alicuotada para la dilución.
4. PROCEDIMIENTO
A continuación se describe el procedimiento a realizar con la cámara de Neubauer, con
capacidad de 1 x 10-4 ml.
4.1. Limpiar la cámara Neubauer con papel de arroz (figura 1)
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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4.2.Colocar el cubreobjetos sobre los canales de la cámara (figura 2)
4.3.Agitar manualmente el frasco con la solución de algas verdes concentradas, a evaluar,
hasta observar coloración homogénea o disolver los agregados celulares.
4.4.Tomar una alícuota de 0.1 ml del concentrado de algas, con ayuda de una pipeta
Pasteur
4.5.Colocar la punta de la pipeta Pasteur en el borde del cubreobjetos.(Figura 3)
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4.6. Dejar ingresar la solución a la cámara por capilaridad en un tiempo de 2 minutos sin que
pase a los canales laterales, no se puede dejar burbujas dentro de la cámara.
4.7. Colocar la cámara de Neubauer en la platina del microscopio trinocular y enfocar con el
objetivo 10X.
4.8. Localizar el cuadro central de la rejilla, el cual está dividido en 25 cuadros, teniendo cada
uno un área de 0.04 mm2.
4.9. Cambiar de lente al objetivo de 40x y realizar 5 lecturas de forma diagonal, teniendo
presente que las células que se encuentren sobre las líneas de la cuadricula deben ser
descartadas; la lectura se realiza en el orden señalado como se observa en el siguiente
diagrama 1.
Diagrama 1: Lectura en la Cámara de Neubauer
Fuente: Las autoras.
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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4.10. De las células contadas en cada cuadro en forma diagonal se multiplica por 4 o 5
dependiendo de la cuadricula; se suman los valores obtenidos hallando su promedio.
4.11. Si se tienen entre 200 y 250 células; realizar una dilución de las algas verdes
Scenedesmus Quadricauda a evaluar en agua destilada.
4.11.1. Estas diluciones pueden ser 0.1 ml de concentrado de algas / 2.9 ml de agua destilada y
así sucesivamente, hasta obtener un numero de algas entre 40 y 80 por cada cuadricula.
4.12. Con la dilución se realiza los procedimientos de 4.5 a 4.9.
4.13. Registrar esta información en el formato LB-M004.
4.14. Se determina la cantidad de células que existen en un 1 ml, partiendo que la cámara tiene
una capacidad de 1 x 10-4 ml, de la siguiente manera:
𝑋𝐶𝑒𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠
1 × 10−4𝑚𝑙=
𝑁𝑜. 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠
1 𝑚𝑙
4.13. Este valor se multiplica posteriormente por el factor de dilución, dado así el valor real de
células que existe en 1 ml
4.14. Calcular el volumen de alimento que necesita cada pecera que contiene 20 Daphnia
pulex con la siguiente fórmula:
𝑉 =( 𝐴 × 𝐵)
𝐶
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CAMARA NEUBAUER
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Dónde:
V = Volumen del concentrado de algas
A = Número de Daphnia pulex por acuario.
B = Dosis óptima recomendada (4.5 x 106 células por Daphnia pulex /día).
(según metodología CETESB / L5.018)
C = Concentración (número de células/ml) de la suspensión de algas descritas y
halladas anteriormente.
4.15. Determinar la cantidad de alimento que se debe suministrar en cada pecera que contiene
20 Daphnia pulex, la frecuencia de alimentación y la limpieza deben realizarse todos los
días ya que la algo podría pegarse al cuerpo del organismo.
5. BIBLIOGRAFÍA
DIAZ BÁEZ, María Consuelo; PICA GRANADOS Yolanda; RONCO Alicia. Ensayos
tóxicológicos y métodos de evaluación de calidad de aguas; conteo con la cámara de
Neubauer. Canadá; IDRC, 2004. 90p.
www.google.com/cámaraneubauer/procedimientoparaelconteodeglobulos
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CONTEO DE ALGAS CON LA
CAMARA NEUBAUER
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• CETESB. Pruebas de Toxicidad aguda. Protocolos L5.017/ 92
Proyecto CAR – BID – Contrato 298–94. Estudio de evaluación de toxicidad relativa de
sustancias tóxicas en vertimientos y cuerpos receptores.
Adaptado para D. pulex por: María Angélica Castelblanco 41022124
Yasmín Maldonado Malaver 41021149
Primera: Pedro Miguel Escobar Malaver
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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CONTENIDO
1. Objetivo
2. Materiales
3. Definiciones
4. Principio del método
5. Procedimiento
6. Bibliografía
7. Anexo A – Mantenimiento, separación y conservación del cultivo en peceras
8. Anexo B – Ciclo de renovación del cultivo.
9. Anexo C – Diagrama del proceso.
1. OBJETIVO
Realizar el mantenimiento y limpieza del cultivo de los organismos prueba Daphnia pulex,
bajo condiciones de laboratorio.
2. MATERIALES
• Peceras
• Bandeja para el conteo y separación de microorganismo modelo
• Mallas de filtro
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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• Pipetas Pasteur plásticas de 3 ml
• Recipientes plásticos de 250 y 120mm aproximadamente.
• Lavadores con agua destilada
• Agua reconstituida (dureza 160-180 mg CaCO3)
• Agua Caliente de la llave
• Toallitas absorbentes
• Esponja para lavado de peceras
3. DEFINICIONES
Cladóceros: Subgrupo de Braquiópodos, conformado por animales de tamaño pequeño. Se les
encuentra mayormente en agua dulce.
Daphnia: Crustáceos planctónicos, pertenecientes al orden Cladóceros, que viven en las aguas
dulces. En épocas favorables se reproducen por partenogénesis originando sólo hembras que
incrementan de forma rápida la población.
Bandeja para el conteo y separación de microorganismos: Utensilio de color blanco; utilizado
para la separar neonatos y contar las madres de la especie Daphnia pulex, los días de limpieza.
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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Pipetas Pasteur plásticas de 3 ml: Pipeta plástica, en la cual se establece puede establecer el
tamaño de la boca de succión dependiendo del microorganismos que se esté separando y
recolectando (neonatos y madres de la especie Daphnia pulex)
Mantenimiento: Operación realizada con el fin de conservar el cultivo de los organismos
en óptimas condiciones de reproducción, evitando alteraciones del mismo por la presencia
de efipios y madres que ya culminaron su etapa reproductiva.
Limpieza: Acción realizada con el propósito de mantener las peceras donde se encuentra el
cultivo en óptimas condiciones sin residuos de alimentación y caparazones de los
microorganismos.
Neonatos: Crustáceos de la especie Daphnia pulex, de 6 a 24 horas de nacidos en
condiciones controladas de laboratorio.
Daphnia Madres: Crustáceos planctónicos que se encuentra en el ambiente óptimo para su
reproducción partenogenética, en condiciones controladas.
4. PRINCIPIO DEL METODO
El mantenimiento del cultivo de organismos Daphnia pulex, se realiza según la metodología
CETESB (L5.018), para conservar un cultivo masivo de 4 edades, manteniendo la posibilidad
de usar neonatos del primero al cuarto parto, donde su etapa reproductiva es la más alta.
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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Eliminando cualquier alteración que puede producir bajas en la reproducción de los
organismos entre ellas:
• Presencia de efipios (machos).
• Residuos que pueden entrar en contacto con las Daphnia pulex y provocar
mortandad de las mismas.
• Falta de oxígeno o alimentación en el cultivo
5. PROCEDIMIENTO
(Ver diagrama 3, anexo C)
5.1.MANTENIMIENTO
5.1.1. El cultivo de Daphnia pulex se deben mantener en peceras de 2 litros con el fin de
establecer el escenario óptimo para el crecimiento de los individuos. Según
metodología (EPA 1994).
5.1.2. En cada una de ellas se deben mantener 20 individuos, manejando la relación de
1/100 (1 individuo por cada 100ml de agua reconstituida), con una dureza total que
puede variar entre 160 y 180 mg/L para su desarrollo.
5.1.3. Cada pecera debe permanecer tapada para ello se puede utilizar plástico evitando el
polvo, sustancias químicas y vapores que puede afectar la calidad del agua y alterar
el cultivo.
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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5.1.4. Renovar el cultivo teniendo en cuenta el ciclo reproductivo de la Daphnia pulex,
conservándose en las etapas óptimas de reproducción, manteniéndolas en peceras separados
por edad desde 0 – 1 semana hasta cuatro semanas; eliminando los organismos mayores a
cinco semanas y renovando el cultivo con neonatos que se obtuvieron ese día. (CETESB
/L5.018, 1992).
5.1.5. Esta renovación se debe realizar de manera continua hasta obtener organismos de quinta
generación bajo condiciones estandarizadas de laboratorio, teniendo esta descendencia se
procede a realizar las pruebas tóxicológicas preliminares de sensibilidad como se muestra en el
anexo A.
5.1.6. El cultivo se debe manejar en 4 peceras por semana, obteniendo 16 peceras en el mes
con un total de 320 organismos prueba. Esto se debe realizar después de su aclimatación como
se muestra en el anexo B, anexo C.
5.1.7. Conservar el cultivo a una temperatura de 20 ± 2°C, para ello se debe ubicar un
termómetro en el sitio de almacenamiento. Revisándolo y registrando continuamente en el
formato LB-M004
5.1.8. Se debe manejar foto - periodo 16 horas de luz / 8 de oscuridad
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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5.2.LIMPIEZA
5.2.1. La limpieza del área de trabajo se debe realizar solo con agua, no se debe usar
detergentes, desinfectantes, bactericidas, etc.
5.2.2. Limpiar diariamente las peceras, con el fin de eliminar los caparazones de los
organismos y los restos (comida) que se pueden encontrar en el fondo.
5.2.3. Pasar el agua de las peceras con el cultivo a la bandeja de separación.
5.2.4. Realizar la separación entre neonatos de 6 a 24 horas de nacidos y adultas (madres) en
recipientes plásticos.
5.2.5. Realizar el conteo del cultivo tanto de neonatos como la corroboración de las madres.
Consignar esta información en el formato LB-M005.
5.2.6. Lavar las peceras con abundante agua de la llave; enjuagarlas con agua destilada y
purgarlas con agua reconstituida (no se puede emplear ningún tipo de detergentes).
5.2.7. Filtrar el agua en un tamiz y recuperar el volumen de cada pecera
5.2.8. Cambiar una parte mínima (±1/6) del volumen; por agua reconstituida nueva y fresca,
esto se realiza cada ocho días.
5.3.RECOLECCION Y MANIPULACION DE ORGANISMOS PRUEBA Daphnia pulex
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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5.3.1. Extraer los organismos modelo ( neonatos de 6- a 24 horas de nacidos empleando
una pipeta Pasteur de plástico de 3 mililitros, la cual, debe tener una abertura
suficiente para no ocasionarle daños a ningún microorganismo
5.3.2. No se pueden formar burbujas dentro de las pipetas Pasteur.
5.3.3. Colocar los microorganismos dentro y no sobre el agua reconstituida en recipientes
plásticos, porque la tensión superficial afecta la flotabilidad de los organismos y
tiende a irse hacia la superficie.
5.3.4. Realizar la separación y recolección de los neonatos de manera cuidadosa evitando
el estrés que se puede provocar a los organismos modelo por la transferencia de un
recipiente a otro. Estos serán utilizados para las pruebas de toxicidad, renovación
de cultivo y pruebas de viabilidad.
5.3.5. Alimentar los cultivos de las peceras, teniendo en cuenta el Protocolo LB-M03
(conteo de algas con la cámara Neubauer)
5.3.6. Guardar las peceras en el sitio de almacenamiento y taparlo con plástico evitando el
polvo, sustancias químicas y vapores que pueden estar en el ambiente del
laboratorio.
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
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ANEXO A
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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ANEXO B
Recolección de Organismos
Aclimatación de las 8 Daphnia pulex Hembras adultas, representadas por la
letra H cada una en un cristalizador
226
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ANEXO C
DIAGRAMA DEL PROCESO - MANTENIMIENTO DEL CULTIVO D. pulex
Fuente: Autoras
MANTENIMIENTO CULTIVO D. pulex
MANTENIMIENTO
4 peceras 20 organismos
T 20°C - 16 h luz/ 8 h oscuridad - tapadas
Nueva siembra c/8-12 dias. Hasta 4
semanas
Realizar pruebas de sensibilidad
LIMPIEZA
Lavar con agua destilada
Separar D. pulex en recipientes plasticos
c/8 dias cambio 1/2 de agua dura
reconstituida nueva.
RECOLECCION Y MANIPULACION DE
ORG.
Extraer neonatos
Colocarlos en recipientes plasticos
Condiciones mantenimiento
inicial
227
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MANTENIMIENTO DEL CULTIVO
Daphnia pulex
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6. BIBLIOGRAFIA
• ESCOBAR MALAVER, Pedro Miguel. Implementación de un sistema de alerta de
riesgo tóxicológico utilizando Daphnia Magna para la evaluación de muestras
ambientales. Santafé de Bogotá; 1997.
• CETESB. Mantenimiento del cultivo. Protocolo L5.018, 1992
• Proyecto CAR – BID – Contrato 298–94. Estudio de evaluación de toxicidad
relativa de sustancias tóxicas en vertimientos y cuerpos receptores.
Adaptado para D. pulex por: María Angélica Castelblanco Marcelo 41022124
Yasmín Maldonado Malaver 41021149
Primera Revisión: Pedro Miguel Escobar Malaver
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CONTENIDO
1. Objetivos
2. Definiciones
3. Materiales
4. Principio del método
5. Procedimiento
6. Bibliografía
7. Anexos
1. 1. OBJETIVO
Determinar la concentración la concentración letal media (CL50 – 48) de una sustancia pura o
de un vertimiento mediante pruebas estáticas sin renovación de la sustancia pura o efluente,
que produce la muerte al 50% de los organismos expuestos en un tiempo de 48 horas.
2. 2. DEFINICIONES
Prueba Estática: Ensayo tóxicológico en el cual no existe renovación de las soluciones test a lo
largo de toda la prueba 8corto tiempo de duración no más de 96 horas)
Condiciones de la Prueba: Medición de parámetros de control después de cada una de las
pruebas, con fin de demostrar que la manifestación de los organismos expuestos se debe al
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Efecto de las sustancias puras o vertimientos y no a alteraciones de las características
fisicoquímicas de las mismas. Para ello se verifican el pH, el oxígeno disuelto y la dureza.
Concentración Letal (CL50-48): Concentración del compuesto tóxico que afecta al 50 % de la
población de la especie modelo, causando su muerte, bajo condiciones de prueba en un tiempo
determinado
Pruebas de Sensibilidad: Estandarización de pruebas de toxicidad, cuyo propósito es establecer
la sensibilidad de las especies y su secuencia de efecto frente a un tóxico de referencia, según
las repeticiones de las mismas; con esto se garantiza y certifica la confiabilidad de los datos en
relación con la capacidad de respuesta de los organismos.
Con las pruebas se determina el rango de sensibilidad frente al tiempo de exposición de igual
manera se comprueba que la manifestación de los organismos expuestos se debe al efecto del
tóxico de referencia y no a fallas operacionales en la aplicación del método, elaborando así
cartas de vigilancia, teniendo en cuenta la precisión y exactitud que se deben y pueden
obtenerse en los resultados generados por un determinado bioensayo. Los tóxicos de referencia
a utilizar en estas pruebas pueden ser: NaCl, KCl, CdCL, CuSO4, SDS o K2CR2O7
Pruebas Preliminares (Screening Test): Pruebas de toxicidad donde se establece el rango de
concentraciones de sustancias problema o vertimientos en las cuales hay efectos observables
en los organismos prueba sin que se presente alta mortalidad.
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Pruebas Definitivas: Pruebas de toxicidad que se realizan a partir de los resultados de las
pruebas preliminares. En ellas se determinan si se pueden mantener las mismas
concentraciones, o si es necesario cambiar el factor de dilución en algún intervalo u otro
aspecto que resulte relevante.
Pruebas de Toxicidad Aguda: El principio de estas pruebas es determinar bajo condiciones
específicas de una sustancia pura o efluente su letalidad al 50% de la población expuesta
después de un período de exposición de 24, 48, 72 o 96 horas. Esta determinación se
designa como la concentración letal media en el tiempo de exposición.
3. MATERIALES
Frascos de vidrio boca ancha de 100 y 500 ml Gradillas
Balones aforados de 100 ml y 500 ml Pipeta graduada de 10 ml
Lápiz de cera Pipeteador
Tubos de ensayo Cristalizadores de 60 y 70 mm
Frascos de vidrio boca ancha de 100 y 500 ml Pipeta Pasteur plástica de 3 ml
4. PRINCIPIO DEL METODO
Las pruebas de toxicidad se realizan según la metodología CETESB (L5.017 y L5.022),
con el fin de exponer individuos de 24 horas de nacidos a diferentes porcentajes de dilución
de una sustancia de interés sanitario o de un vertimiento, determinándose la concentración
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Que afecta al 50 % de la población del organismos prueba Daphnia pulex, causando su
muerte, en un tiempo determinado.
5. PROCEDIMIENTO
5.1 Preparación de sustancias puras para pruebas de toxicidad Agua.
5.1.1 Preparar 100 ml de sustancia pura en un balón aforado 100 ml utilizando la sal de la
sustancia y agua reconstituida en una concentración de 100 mg/l y a partir de ella hacer 5
diluciones siguiendo un factor de 10. ( 100, 10, 1, 0,1, 0,01 y 0,001 mg/l)
5.1.2 Transferir las soluciones a frascos de vidrio de boca ancha, rotular indicando la fecha
de preparación y mantenerlas refrigeradas por un tiempo máximo de 2 meses.
5.1.3 Aclimatar las soluciones durante un periodo de tres (3) horas antes de la realización
de las pruebas toxicológicas.
5.2 Vertimientos
5.2.1 Determinar el sitio de muestreo en la industria
5.2.2 Realizar la caracterización fisicoquímica del agua residual, siguiendo los
lineamientos del estándar Methods versión 19. AWWA.
5.2.3 Establecer si es necesario efectuar un tratamiento a la muestra ambiental (filtración o
precipitación, centrifugación) para facilitar el montaje de las pruebas de toxicidad.
5.2.4 Mantener refrigerada la muestra por un tiempo no mayor a 12 horas.
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5.2.5 P5.2.5 Preparar diluciones partiendo del 100% del efluente y a partir de ella preparar soluciones de
20, 40, 60, 80 % del efluente diluyendo con agua reconstituida a un volumen final de 500 ml.
5.2.6 Pasar las soluciones en frascos de boca ancha y mantenerlas tapadas, hasta iniciar las
pruebas de toxicidad.
5.2.7 Realizar las pruebas toxicológicas en un tiempo no mayor a 24 horas.
5.2.8 Aclimatar las soluciones durante un periodo de tres (3) horas antes de la realización de las
pruebas toxicológicas.
5.2.Montaje de la pruebas toxicológicas
5.2.1. Colocar en una gradilla 24 tubos de ensayo, los cuales, deben estar distribuidos en cinco
(5) concentraciones de las respectivas soluciones (pruebas de sensibilidad, sustancia pura y
muestra ambiental) y en un control de agua reconstituida. Para ello cada tubo debe ser marcado
con un lápiz de cera.
5.2.2. Adicionar 10 ml de los diferentes porcentajes de concentración con ayuda de una pipeta
graduada en los tubos de ensayo, siendo preparadas cuatro (4) replicas por concentración, cada
una, con su respectivo control (agua reconstituida dureza 160 - 180 g/l CaCO3).
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5.2.3. Transferir en cada tubo de ensayo 5 neonatos de 6 a 24 horas de nacidos con ayuda de una
pipeta Pasteur de plástico, separados con anterioridad según el protocolo LB04 “mantenimiento
del cultivo Daphnia pulex”. Cada concentración necesita 20 organismos y en cada batería de
ensayo se utilizan 120 organismos.
5.2.4. Cubrir el montaje con una bolsa de color negro que aislé la luz, a una temperatura de 20± 2
°C bajo condiciones de oscuridad durante 48 horas.
5.2.5. Al terminar las 48 horas revisar con ayuda de una lámpara con lupa, la batería de ensayo y
realizar la lectura de los organismos muertos en cada tubo, reportando el número de ellos en el
formato LB M001 "registro de resultados por muestra analizada”.
5.2.6. Realizar la medición de parámetros de control el pH, OD y dureza después de cada prueba,
tomando de manera aleatoria cualquier concentración, con fin de demostrar que la manifestación
de los organismos expuestos se debe al efecto de las sustancias puras o vertimientos y no a
alteraciones de las características fisicoquímicas de las mismas. Reportando estos datos en el
formato LB001
5.2.7. Registrar y reportar los datos en la siguiente tabla:
Concentración
Replicas Total
Muertos
% de
Mortalidad
pH OD DUREZA
1 2 3 N
Tabla 1. Formato LB M001. Reporte de datos de bioensayos
Fuente: Guía para la realización de ensayos de toxicidad (Bioensayos) en organismos acuáticos
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5.2.8. Este procedimiento se realiza hasta encontrar los rangos de concentraciones que produce
la muerte al 50% de los organismos para la realización de las pruebas definitivas de
sensibilidad como para sustancias puras y vertimientos.
5.3. Pruebas de Sensibilidad
5.3.1. Realizar las pruebas definitivas de sensibilidad siguiendo la metodología descrita en los
pasos 5.2.1. hasta 5.2.7. utilizando los rangos establecidos según los resultados en las
pruebas preliminares
5.3.2. Los rangos de dicromato de potasio que producen la muerte al 50% de los organismos
están entre 0.1 y 1 mg/l de dicromato de potasio.
5.3.3. Con los resultados obtenidos entre este rango determinar la concentración letal media
CL50-48 de cada prueba de sensibilidad, por medio del método Probit que está en el
protocolo LBM 06 “Análisis de Regresión y análisis Probit”
5.3.4. Realizar una carta de control con los resultados obtenidos en las pruebas de sensibilidad y
determinar la concentración letal media (CL50-48) promedio para el Dicromato de
Potasio, así como la desviación estándar (σ) de la (CL50-48), sus límites superior
(promedio +2(σ)), e inferior (promedio - 2(σ))
5.3.5. Estos resultados, corresponden al intervalo de la concentración en el cual varía la
respuesta de los organismos al tóxico de referencia, con una confiabilidad del 95%.
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5.3.6. La carta de control se debe realizar como mínimo con 20 pruebas de sensibilidad con el
dicromato de potasio.
5.4. Pruebas Definitivas
5.4.1. Realizar las pruebas definitivas siguiendo la metodología descrita en los pasos 5.2.1.
hasta 5.2.7. utilizando los rangos establecidos según los resultados en las pruebas
preliminares
5.4.2. Reportar estos resultados en el formato LBM001
5.4.3. Obtener la concentración letal media (CL50-48), con sus respectivo límite superior e
inferior con una confiabilidad del 95% por medio del método Probit, para ello remítase la
protocolo LB006 “Análisis de Regresión y Análisis Probit”
5.4.4. Realizar el análisis de varianza (ANOVA) del resultado con el procedimiento descrito en
el protocolo LB07 “análisis de varianza”
Notas:
1. La mortalidad en los controles no debe ser mayor que el 10% y preferiblemente
no más que el 5%.
2. Si la mortalidad en el control sobrepasa el 10%, esta prueba se considera no
representativa y se requiere la repetición de la misma.
3. La concentración de oxigeno medida en el bioensayo después de 48 horas debe
ser mayor de 2 mg/l.1
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4. Se debe realizar semanalmente una prueba de sensibilidad con los rangos
establecidos del dicromato de potasio; el resultado de la concentración letal media
(CL50-48) del tóxico de referencia debe estar dentro de los límites superiores e
inferiores establecidos en la carta de control.
6. BIBLIOGRAFIA
•CETESB. Pruebas de Toxicidad aguda. Protocolos L5.017 y L5.022 1992
•Proyecto CAR – BID – Contrato 298–94. Estudio de evaluación de toxicidad relativa de
sustancias tóxicas en vertimientos y cuerpos receptores.
Elaboro: Alba Janneth Bernal Paredes 41012014
Andrea Paola Rojas Avella 41001100
Primera Revisión: Pedro Miguel Escobar Malaver
Segunda Revisión: Rubén Darío Londoño
Modificado por: María Angélica Castiblanco 41
Jazmín Maldonado 41
María Isabel Sierra 41012146
Andrés Felipe Zárate 41012166
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7. ANEXOS
PROGRAMA DE INGENIERIA AMBIENTAL Y SANITARIA
LB 01
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VERSION 0
REGISTRO DEL TEST DE TOXICIDAD
PRUEBAS PRELIMINARES
TIPO DE MUESTRA:
MUESTRA:
DATOS FISICOQUIMICOS DE LA MUESTRA:
DUREZA:
PH:
OD:
TRATAMIENTO DE LA MUESTRA:
SEDIMENTACION:
FILTRACION:
AJUSTE DEL PH:
INICIO DE LA PRUEBA: HORA:
FIN DE LA PRUEBA: HORA:
AGUA DE DILUCION
FECHA TOMA DE LA MUESTRA:
RESULTADOS
CONCENTRACIO
N NOMINAL (%)
# DE
ORGANISMOS
MUERTOS
# 𝑫𝑬 𝑴𝑼𝑬𝑹𝑻𝑬𝑺
𝑻𝑶𝑻𝑨𝑳 𝑫𝑬 𝑶𝑹𝑮𝑨𝑵𝑰𝑺𝑴𝑶𝑺
% DE
MORTALIDA
D 1 2 3 4 5
Elaboro: ESCOBAR MALAVER, Pedro Miguel. Implementación de un sistema de alerta de
riesgo tóxicológico utilizando Daphnia Pulex para la evaluación de muestras ambientales.
Santafé de Bogotá; 1997
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CONTENIDO
1. Objetivo
2. Definiciones
3. Principio del modelo matemático
4. Procedimiento
5. Bibliografía
1. OBJETIVO
Evaluar los resultados de los ensayos por medio de un modelo estadístico
2. DEFINICIONES
Concentración: La concentración es la magnitud física que expresa la cantidad de un elemento o
un compuesto por unidad de volumen.
Dosis: Contenido de principio activo, expresado en cantidad por unidad de toma, por unidad de
volumen o de peso en función de la presentación, que se administrará de una vez.
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Efecto: Consecuencia positiva o negativa, de la ocurrencia de un evento.
Modelo: Conceptualización de un evento, un proyecto, una hipótesis, el estado de una cuestión,
que se representa como un esquema con símbolos descriptivos de características y relaciones
más importantes con un fin: ser sometido a modelización como un diseño flexible, que emerge y
se desarrolla durante el inicio de la investigación como una evaluación de su relevancia.
Toxicidad aguda: La toxicidad aguda tiene por objeto determinar los efectos de una dosis única y
muy elevada de una sustancia. Usualmente, el punto final del estudio es la muerte del animal y la
toxicidad aguda se expresa por la dosis letal 50, que viene a representar más o menos la dosis de
la sustancia que produce la muerte en el 50% de los animales.
Probit: Modelo estadístico que analiza las pruebas de toxicidad. El método consiste en la
aplicación de correlaciones estadísticas para estimar las consecuencias desfavorables sobre una
población a los fenómenos físicos peligrosos; nos da una relación entre la función de
probabilidad y una determinada carga de exposición.
3. PRINCIPIO DEL MODELO MATEMATICO
En un experimento típico de pruebas de toxicidad se tiene la siguiente situación:
• Concentración de la sustancia o dosis (d).
• Número de individuos (n).
• Número de organismos muertos o afectados (r).
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PROBIT
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Porcentaje de efecto (p).
𝑝 = (𝑟
𝑛) × 100
La representación gráfica de p vs. d, o relación dosis-respuesta, genera una curva parabólica que
muchas veces presenta dificultades en la construcción de un modelo lineal.
Una forma de abordar este problema es transformando d a una escala logarítmica (X = log10
(d)), lo cual mostrará una relación dosis-respuesta de forma S o sigmoidea normal, como se
muestra en la figura 1; de esta manera la distribución de p vs. X será de tipo normal.
Figura 1. Relación dosis-respuesta
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PROBIT
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Posteriormente, mediante las tablas de Probit se transforma p (porcentaje de efecto) a unidades
Probit (buscando en una tabla de distribución normal el valor de z correspondiente a una
probabilidad acumulada igual a p y sumándole a continuación cinco unidades), se obtiene una
distribución de puntos en un sistema bivariado de tipo lineal, los cuales se procesan según un
análisis de regresión típico. Vale la pena enfatizar que el Probit es una transformación sobre la
tasa de efecto (p)y la ecuación generada es de la forma: 𝑦 = 𝑎 + 𝑏𝑥
Dónde:
y (expresado en unidades Probit) = z + 5
z= Variable normal estándar = zO tal que la Prob (z ≤ zO) = p
a y b son los estimadores de los parámetros de la recta de regresión
Así, cuando p= 50% entonces y = 5, por lo tanto:
X5= log10 CL50, entonces CL50 = 105
Para facilitar los cálculos, simplemente se puede usar un software como el suministrado por la US
Environmental Protection Agency (US EPA): Probit Analysis Program, El procedimiento Probit
permite encontrar estimadores m-verosímiles de parámetros de regresión y de tasas naturales (por
ejemplo, tasas de mortalidad) de respuesta para ensayos biológicos, analizando porcentajes de
efecto vs. dosis dentro del marco de la regresión.
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1. PROCEDIMIENTO
Para el cálculo de la CL50 por este método es necesario contar, por lo menos, con dos
porcentajes intermedios del efecto esperado (valores entre 0 y 100%).
Con los resultado obtenidos en los ensayos de toxicidad aguda con Daphnia pulex se debe
construir una tabla que contenga los siguientes datos:
Concentración de la sustancia ensayada en %
Logaritmo en base 10 de las concentraciones (x)
Numero de organismos en cada concentración
Número de organismos muertos en cada concentración (r).
Porcentaje de mortalidad en cada concentración (P).
Probit empírico (PE).
Probit esperado o calculado (Y).
Los cinco primeros resultados corresponden a datos experimentales; el Probit empírico se
obtiene de una tabla con el porcentaje de mortalidad observada en cada una de las
concentraciones.
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ANALISIS DE RESULTADOS, METODO
PROBIT
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Tabla 1: Calculo de la CL50 por el método Probit
Concentración
del agente
tóxico (%)
Log10 de la
concentración
(X)
Numero de
organismos
(N)
Núm. De
muertos (r)
Porcentaje
de
mortalidad
(P)
Probit
empírico
(PE)
Probit
calculado
(Y)
A partir de estos datos se elabora una gráfica en papel cuadriculado, colocando en el eje x el
logaritmo de las concentraciones y en el eje Y el Probit empírico (figura 1)y se ajusta la recta a
través de estos puntos. En el gráfico se traza una línea a partir del Probit 5,0 hasta cortar la línea
trazada; el valor correspondiente en el eje x se denomina m y el antilogaritmo de este valor
corresponderá a la CE50 o CL50.
Para el cálculo del Probit esperado o calculado, debe hallarse el valor de S correspondiente a la
tasa de incremento del log de la concentración (x) por unidad de incremento del Probit.
Para el cálculo del Probit esperado o calculado, debe hallarse el valor de S correspondiente a la
tasa de incremento del log de la concentración (x) por unidad de incremento del Probit
En la recta trazada se calcula la pendiente, tomando el porcentaje donde se halló el mayor y el
menor efecto, así como los probits correspondientes a estos valores, remplazando en la siguiente
formula:
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ANALISIS DE RESULTASDOS,
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𝑆 = (𝑋 − 𝑥)/(𝑃𝐸 − 𝑃𝑒)
Dónde:
X: Mayor concentración
x: Menor concentración
PE: Probit empírico correspondiente a la mayor concentración
Pe: Probit empírico correspondiente a la menor concentración
Así, los valores del Probit esperado o calculado (Y) para cada concentración podrán ser
calculados utilizando la siguiente expresión:
𝑌 = 5 +(𝑥 − 𝑚)
𝑆
Una vez calculados se colocan en la columna correspondiente de la tabla 1.
La prueba de hipótesis utilizada para establecer la asociación entre la concentración de la
sustancia tóxica y la respuesta en unidades probit es la prueba de CHI-cuadrado (X2). Los datos
para el cálculo de este valor se colocan en una tabla 2 de la siguiente forma:
Concentración de la sustancia estudiada en %
Logaritmo decimal de la concentración (x).
Probit calculado o esperado (Y).
Numero de organismos (N)
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ANALISIS DE RESULTADOS,
METODO PROBIT
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Mortalidad observada (r)
Porcentaje de efecto esperado (P).
La mortalidad esperada (NP') se calcula multiplicando (N) por (P').
El cálculo de la desviación de la mortalidad se obtiene hallando la diferencia entre la mortalidad
observada y la esperada. La contribución al Chi cuadrado de cada uno de los valores se calcula:
(𝑟 − 𝑁𝑃)2/𝑁𝑃 (1 − 𝑃)
Y para el cálculo de los grados de libertad (n):
𝑛 = 𝐾 − 2
Donde K es el número de concentraciones utilizadas
Con los datos obtenidos de realiza la siguiente tabla 3 para el cálculo del intervalo de confianza:
Tabla 3. Valores de X2 para una P=0.05
Grados de libertad (n) X2
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METODO PROBIT
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Para el cálculo de los límites es necesario establecer el error estándar. El error estándar de log de
la concentración letal para el 50% de los organismos se obtiene a través de la siguiente
expresión:
4.17. Inicialmente, se construye una tabla en la cual se incorporen los siguientes datos:
• Logaritmo decimal de las concentraciones (x).
• Numero de organismos por concentración (N).
• Probit esperado o calculado (Y).
• Factor p, el cual se obtiene de la tabla 4 con el valor Y.
• Productos Np, Npx y Npx2, obtenidos de los datos de la misma tabla
• Sumatoria de los productos correspondientes a los valores SNp, SNpx y S Npx2
• Factor p debe ser obtenido en la tabla entrando el valor de Probit calculado
• Producto Np resultante de la multiplicación de los valores de número de organismos por el
factor p y su respectiva sumatoria.
• Producto Npx resultante de la multiplicación del producto anterior por el logaritmo de las
concentraciones con su respectiva sumatoria.
• Producto Npx2 resultante de la multiplicación del producto anterior por el logaritmo de la
concentración con su respectiva sumatoria.
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METODO PROBIT
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Tabla. 5. Calculo del error estándar del log 10 CL50
Log 10 de la
concentración
(x)
Núm. De
organismos
(N)
Probit
calculado
(Y)
Factor
(p)
Producto
(Np)
Producto
(Npx)
Producto
(Npx2)
Al tener la CL50 y no olvidando que el intervalo de confianza es 95% tendremos la
concentración letal con sus límites inferior y superior respectivamente.
Para el desarrollo de esta investigación se adquirió el Software de Probit, el cual determinar la
CL50-48 y los límites de confianza más rápidoy su procedimiento es el siguiente:
Se instala el programa en un computador que cuente con un software de Windows 98 en
adelante, creándose una carpeta de Probit en el escritorio.
Dentro de esta carpeta quedaran registrados varios archivos; se dirige al archivo con nombre
PROBFIS2 y se da doble clic donde se abre una ventana de la siguiente manera:
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ANALISIS DE RESULTADOS,
METODO PROBIT
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Da dos opciones para manejar el programa, la (1) es para introducir los datos con el teclado, la
(2) para introducirlos en fila. Es este paso se escribe (1)y sale:
Ahora se le da un nombre al archivo que se crea con los resultados que determina el programa,
así:
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ANALISIS DE RESULTADOS,
METODO PROBIT
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Ahora el programa pide que se inserten el número de concentraciones, sin el control, número de
muertes en el control, numero de organismos en el control, así:
Ahora se procede a insertar los datos de las concentraciones comenzando por la concentración
menor, el número de muertes en cada una y el número de tratamientos, así:
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METODO PROBIT
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Así, sucesivamente hasta completar los datos de las 5 concentraciones. Al terminar este paso se
da enter y se cierra esta ventana, en la carpeta de probit aparece un archivo con el nombre que se
le designo a esa batería donde dará los resultaos de la CL50 son los límites de confianza.
Este procedimiento se debe realizar para cada batería de ensayo, quedaran registrados los
resultados en su respectivo archivo.
5. BIBLIOGRAFÍA
http://www.metodologia probit.htm
http://www.unizar.es/guiar/1/Accident/An_conse/Probit.htm
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CONTENIDO
1. Objetivo
2. Definiciones
3. Principio del modelo
4. Procedimiento
5. Ejemplo
6. Bibliografía
7. Anexo A
1. OBJETIVO
Comparar si los valores de un conjunto de datos numéricos son significativamente distintos a los
valores de otro o más conjuntos de datos.
2. DEFINICIONES
Variable: conceptos que forman enunciados de un tipo particular denominado hipótesis. Las
variables se refieren a propiedades de la realidad que varían, es decir, su idea contraria son las
propiedades constantes de cierto fenómeno.
Variable Dependiente: características de la realidad que se ven determinadas o que dependen del
valor que asuman otros fenómenos o variables independientes.
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Variables independientes: Los cambios en los valores de este tipo de variables determinan
cambios en los valores de otra (variable dependiente).
Grados de libertad: número efectivo de observaciones que contribuyen a la suma de cuadrados en
un ANOVA, es decir, el número total de observaciones menos el número de datos que sean
combinación lineal de otros.
Hipótesis: Las hipótesis son proposiciones provisionales y exploratorias sobre la veracidad o
falsedad de un concepto, una teoría o un modelo con un alcance de trabajo de investigación por
simulación y con métodos de campo o de laboratorio
3. PRINCIPIO DEL MODELO
- El análisis de varianza parte de algunos supuestos que han de cumplirse:
- La variable dependiente debe medirse al menos a nivel de intervalo.
- Independencia de las observaciones.
- La distribución de la variable dependiente debe ser normal.
- Homogeneidad de las varianzas
Los modelos de efectos aleatorios asumen que en un factor se ha considerado tan sólo una
muestra de los posibles valores que éste puede tomar, estos modelos se usan para describir
situaciones en que ocurren diferencias incomparables en el material o grupo experimental. El
ejemplo más simple es el de estimar la media desconocida de una población compuesta de
individuos diferentes y en el que esas diferencias se mezclan con los errores del
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instrumento de medición.
La técnica fundamental consiste en la separación de la suma de cuadrados (SS, 'sum of squares')
en componentes relativos a los factores contemplados en el modelo. Como ejemplo, mostramos
el modelo para un ANOVA simplificado con un tipo de factores en diferentes niveles. (Si los
niveles son cuantitativos y los efectos son lineales, puede resultar apropiado un análisis de
regresión lineal).
𝑆𝑆 𝑇𝑂𝑇𝐴𝐿 = 𝑆𝑆 𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟 + 𝑆𝑆 𝑓𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟𝑒𝑠
El número de grados de libertad (gl) puede separarse de forma similar y se corresponde con la
forma en que la distribución chi-cuadrado describe la suma de cuadrados asociada.
𝑔𝑙𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 = 𝑔𝑙 𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟 + 𝑔𝑙 𝑓𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟𝑒𝑠
4. PROCEDIMIENTO
Al realizar una prueba de toxicidad, se pasan los datos correspondientes a la siguiente tabla 1
Tabla 1. Formato de Datos de Prueba de Toxicidad
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES Yi Yi promedio
1 2 3 4
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4.3. Se plantea la hipótesis nula y la hipótesis alterna
Ho: μ1 = μ2 = μ3 = μn
H1: μ1 ≠ μ2 , para algún par
4.4. El tratamiento de análisis de varianza seria mediante la siguiente tabla 2::
Tabla 2. Análisis de Varianza
FV SS GL Ms Fc Ft
Tratamiento SSTTO A – 1 𝑆𝑆𝑇𝑇𝑂
𝑎 − 1
𝑆𝑆𝑇𝑇𝑂𝑎 − 1𝑆𝑆𝐸
𝑁 − 𝑎
𝐹𝑎 (𝑉1 𝑉2)
Error SSE N – a 𝑆𝑆𝐸
𝑁 − 𝑎
Total SST N - 1
Dónde:
o N: Número total de observaciones; N: a * n
o n: número de observaciones en cada grupo
o a: número de tratamientos
o FV : Fuente de varianza
o SS: Suma de cuadrados
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o GL: Grados de libertad
o Ms: Cuadrados medios
o Fc: F calculado
o Ft: F tabulado
o V1: a – 1
o V2: N – a
4.5. Para obtener el SSTTO, se debe reemplazar la siguiente formula
4.6.Para obtener el SST, se debe reemplazar la siguiente formula:
4.7. Para obtener el SSE:
𝑆𝑆𝐸 = 𝑆𝑆𝑇 − 𝑆𝑆𝑇𝑇𝑂
4.7. Al obtener el Fc lo comparamos el Ft, el cual se encuentra en el libro Diseño y análisis de
experimentos Douglas C. Montgomery (anexo A), para refutar o aceptar alguna hipótesis, esto se
hace así:
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Fc > Ft Se rechaza la Ho
Fc < Ft Se acepta la Ho
6. BIBLIOGRAFÍA
. http://www.estadistico.com/arts.html?20011022
. http://www.udc.es/dep/mate/estadistica2/sec3_7.html
. http://es.wikipedia.org/wiki/An%C3%A1lisis_de_varianza
Elaboro: Alba Janneth Bernal Paredes 41012014
Andrea Paola Rojas Avella 41001100
Primera Revisión: Pedro Miguel Escobar Malaver
Segunda Revisión: Rubén Darío Londoño
Modificado Por: María Angélica Castiblanco 41
Jazmín Maldonado 41
María Isabel Sierra 41012146
Andrés Felipe Zárate 41012166
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ANEXOS
Fuente: Diseño y análisis de experimentos Douglas C. Montgomery
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