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Aus dem Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene im
Zentrum für Laboratoriumsmedizin der Medizinischen Hochschule Hannover
Dekontamination von Oberflächen durch UV-Licht
Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der Medizin
in der Medizinischen Hochschule Hannover
vorgelegt von Lasse Per Petersson
aus Hannover
Hannover 2017
1
Angenommen vom Senat der Medizinischen Hochschule Hannover
am 12.02.2018
Gedruckt mit Genehmigung der Medizinischen Hochschule Hannover
Präsident: Professor Dr. Christopher Baum
Wissenschaftliche Betreuung: Professor Dr. Ralf-Peter Vonberg
1. Refrent: Prof. Dr. med. Nils Schneider
2. Referent: PD Dr. med. Hans-Gert Heuft
Tag der mündlichen Prüfung: 12.02.2018
Prüfungsausschuss:
Vorsitz: Prof. Dr. med. Hans-Heinrich Kreipe
1. Prüfer: PD Dr. med. Albert Heim
2. Prüfer: Prof. Dr. med. Reinhard Brunkhorst
2
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung 4
1.1. Nosokomiale Infektionen 4
1.2. Smartphone und Tablet-PC in Krankenhäusern 11
2. Material 14
2.1. Allgemeine Geräte 14
2.2. Verbrauchsmaterialien 14
2.3. UV Lichtquelle 15
2.3.1. Leistung der UV Lichtquelle 16
2.3.2. Ein- und Ausschaltverhalten 17
2.4. Blende 17
2.5. Agar-Platten und Bouillon 18
2.5.1. Columbia-5%-Schaf-Blut-Agar 18
2.5.2. Clostridien-Agar 19
2.5.3. Trypticase-Soja-Bouillon 20
2.6. Bakterienstämme 21
3. Methoden 22
3.1. Aufbewahrung der Testorganismen 22
3.2. Erstellen von Bakteriensuspensionen 23
3.2.1. Suspension für E. coli, A. baumanii, S. aureus,
E. feacium, B. subtilis 23
3.2.2. Sporensuspensionen für B. athropheus, B. pumilus 24
3.2.3. Sporensuspension für G. stearothermophilus 24
3.2.4. Sporensuspension für C. difficile 24
3.3. Ausplatieren 25
3.4. Bestrahlung 25
3.5. Dauer der Bestrahlung 26
3.6. Bebrütung 26
3.7. Auszählung 26
4. Ergebnisse 27
4.1. Vitale Bakterienformen 28
4.1.1. S. aureus 28
4.1.2. E. faecium 29
3
4.1.3. A. baumannii 30
4.1.4. E. coli 31
4.1.5. B. subtilis 32
4.2. Sporenformen 33
4.2.1. B. atrophaeus 33
4.2.2. B. pumilus 34
4.2.3. G. stearothermophilus 35
4.2.4. C. difficile 36
5. Diskussion 37
5.1. Desinfektion elektronischer Geräte 37
5.1.1 Thermische und chemische Desinfektionsverfahren 42
5.1.2. UV-Strahlung zur Desinfektion 42
5.1.3. UV-C-Strahlung zur Desinfektion von
Alltagsoberflächen im stationären Einsatz 44
5.1.4. UV-C-Strahlung zur Desinfektion von
Alltagsoberflächen im mobilen Einsatz 47
5.2. Limitierungen 49
5.2.1. Übertragbarkeit der Ergebnisse 49
5.2.2. Schäden am bestrahlten Material 49
5.2.3. Eindringtiefe 50
5.2.4. Umweltbedingungen 50
5.2.5. Distanz und Intensität 51
5.2.6. Arbeitssicherheit 52
5.3. Schlussfolgerung 53
6. Zusammenfassung 55
7. Anhang 56
7.1. Literaturverzeichnis 57
7.2. Abbildungsverzeichnis 67
7.3. Tabellenverzeichnis 68
7.4. Lebenslauf 69
7.5. Publikationsverzeichnis 70
4
1. Einleitung
1.1. Nosokomiale Infektionen
Die Verhinderung von nosokomialen Infektionen (NI) ist weltweit eine der
größten Herausforderungen der modernen Medizin. Die vorliegende Arbeit
beschäftigt sich daher mit einer Methodik, die zur Reduktion von NI beitragen
kann.
Von einer NI wird dann gesprochen, wenn diese Infektion zum Zeitpunkt der
Aufnahme in ein Krankenhaus noch nicht bestand oder sich in der Inkubation
befand. Die Inkubationszeit beträgt für die meisten Infektionen 48 Stunden.
Es wird auch dann von einer NI gesprochen, wenn binnen dieser Zeit nach
Entfernung eines zentralen vaskulären Katheters (ZVK) eine Blutstrominfek-
tion festgestellt und die entsprechenden Erreger am ZVK nachgewiesen
werden können. Entsprechendes gilt auch für Harnblasenkatheter-assoziierte
Harnwegsinfektionen oder Beatmungs-assoziierte Pneumonien.(1) Von einer
nosokomialen Clostridium difficile Infektion (CDI) wird zusätzlich zur oben
genannten Definition auch dann gesprochen, wenn Zeichen einer CDI bereits
bei Aufnahme vorhanden waren oder sich diese innerhalb der ersten drei
Tage manifestieren, sofern der Patient innerhalb der letzten 28 Tage vor
neuerlicher Aufnahme in einem (anderen) Krankenhaus stationär behandelt
worden war.(2)
Im Rahmen einer Studie des European Centre for Disease Prevention and
Control (ECDC) aus dem Jahre 2012 konnte eine NI-Prävalenz in deutschen
Krankenhäusern von 5% ermittelt werden.(3) Auch das Nationale Referenz-
zentrum (NRZ) für die Surveillance von NI und das Robert-Koch-Institut (RKI)
beschreiben für das Jahr 2012 eine Punktprävalenz für NI von 5,1%.(4) Bei
jährlich 17,8 Millionen stationären Patienten entspricht dies ca. 500.000 Pati-
enten, die an einer NI erkrankt waren(5); bei 10.000 bis 15.000 Patienten
konnte im Jahre 2006 die NI als Todesursache identifiziert werden.(6)
Im Epidemiologischen Bulletin aus dem September 2010 des RKI wurden für
2008 Schätzungen der Häufigkeit und Verteilung verschiedener NI veröffent-
5
licht: ca. 28.000 primäre ZVK-assoziierte nosokomiale Septikämien, ca.
126.000 Blasenkatheter-assoziierte Harnwegsinfektionen und ca. 225.000
postoperative Wundinfektionen.(7) Im Jahre 2006 wurden zudem rund
14.000 NI mit einem Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA)
beobachtet.(6)
Nach Untersuchungen des RKI zeigte sich, dass die häufigste NI in Deutsch-
land im Jahre 2011 die postoperative Wundinfektion mit einem Anteil von
24,3% war. Für Harnwegsinfektionen (23,3%) und untere Atemwegsinfektio-
nen (21,7%) konnte eine ähnlich hohe Häufigkeit festgestellt werden. Erst-
malig wurden dabei auch NI durch eine einzelne Erregerspezies, C. difficile,
mit einem Anteil von 6,4% in diese Listung aufgenommen. Damit treten CDI
inzwischen häufiger auf als alle primären nosokomialen Septikämien (5,7%)
kumuliert.(8)
Durch das Auftreten von NI verlängert sich die Aufenthaltsdauer von Patien-
ten in Krankenhäusern deutlich. Im Vergleich zu Patienten ohne NI wurden
Patienten mit NI im Mittel 5,3 Tage länger auf Intensivstationen behandelt.
Bei Vorliegen einer NI verlängerte sich der Krankenhausaufenthalt insgesamt
sogar um 11,4 Tage.(9)
NI stellen nicht nur ein Problem der Patientensicherheit dar, sondern spielen
auch zunehmend bei ökonomischen Erwägungen im Krankenhausmanage-
ment eine Rolle. Durch die Vermeidung von NI können die Kosten eines
Krankenhausaufenthaltes aufgrund der deutlich kürzeren Verweildauer redu-
ziert werden. Dies ist insbesondere vor dem Hintergrund eines chronisch
unterfinanzierten Gesundheitssystems und der Vergütung nach Fallpauscha-
len (DRGs) von hoher Relevanz. (10,11)
Die zentrale Rolle für die Übertragung von nosokomialen Infektionserregern
spielen die Hände des Personals. Die Hände des Personals werden auf ver-
schiedene Weisen kontaminiert. Schon nach alltäglichen Routinetätigkeiten
wie dem Messen von Puls, Blutdruck oder der Körpertemperatur konnte eine
6
Kontamination der Hände des Personals z.B. mit Klebsiella spp., P. mirabilis,
C. difficile, S. aureus oder Enterokokken festgestellt werden.(12)
Bei der direkten Versorgung und Pflege von Patienten auf Intensivstationen
sind die Oberflächen des Wäschewagens und die Computer an den Betten
häufig berührte Oberflächen (Wäschewagen 211 Kontakte in 90 min, Com-
puter 170 Kontakte in 90 min).(13) Die Compliance in Bezug auf die Hände-
desinfektion ist jedoch sehr gering. In einer Einzelfallbeschreibung wurden
nur 11% aller Desinfektionsmöglichkeiten genutzt, bevor nach Patientenkon-
takt der Wäschewagen berührt wurde. Nach der Nutzung der Computer und
dem anschließenden Arbeiten am Patienten erfolgte nur in 14% eine nach-
folgende Desinfektion.(13) Diese Daten werden unterstützt von einer Review
der Weltgesundheitsorganisation (WHO) bezüglich der Compliance der Hän-
dehygiene, die bei medizinischem Fachpersonal eine durchschnittliche Com-
pliance von 38,7% festgestellt hatte.(14) Auch die deutschen Referenzdaten
des (NRZ) mit 6 bis 9 Händedesinfektionen pro Patiententag zeigen, dass
ein großes Defizit zwischen notwendiger und tatsächlich erfolgter Händedes-
infektion besteht.(15)
Khodavaisy et. al. haben die Hände des medizinischen Fachpersonals einer
Klinik untersucht. Es zeigte sich bei insgesamt 73,1% eine Kontamination
sowohl mit Gram positiven, als auch mit Gram negativen Keimen. Hiervon
waren 23% Staphylokokken, 4,7% Enterokokken, 3,9% E. coli und 3,1% Aci-
netobacter spp.(16)
Die WHO hat in diesem Zusammenhang in ihrer Announce Action on Patient
Safety die Händedesinfektion als eine Schlüsselmaßnahme zur besseren
Patientensicherheit erklärt: Sie ist maßgeblicher Bestandteil der „high fives“
zur Verbesserung des hygienischen Arbeitens am Patienten.(17) In der Fol-
ge wurden verschiedene Programme zur Förderung der Händehygiene auf-
gelegt.
Eines dieser Händehygiene-Programme ist die Aktion Saubere Hände des
NRZ. An dieser Maßnahme nehmen inzwischen mehr als 500 Krankenhäu-
7
ser in Deutschland teil. Ziel ist es, das Händedesinfektionsverhalten und da-
mit die Patientenversorgung durch die Reduktion von NI zu verbessern.(18)
Die ACCOMPLISH (Actively Creating COMPLIance Saving Health) Studie
zeigte die positive Auswirkung von solchen Händedesinfektions-Kampagnen
auf die NI Rate, die auf chirurgischen Stationen von 12% auf 10% und auf
Intensivstationen von 25% auf 22% zurückging. Auch konnte eine sehr posi-
tive Kosten-Nutzen-Relation von Händehygiene-Programmen festgestellt
werden.(19) Als Beispiel in diesem Zusammenhang sei eine Studie von
Chen et. al. erwähnt, die die Kostenersparnis durch eine Händehygiene-
Kampagne über den Zeitraum eines Jahres auf 940.000 Dollar bezifferte.(20)
Allerdings finden sich nicht nur auf den Händen nosokomiale Erreger. Die
Erreger lassen sich auch auf unbelebten Oberflächen wie Bettgittern, Tür-
klinken oder Tischen nachweisen. Kontaminationen inklusive der normalen
Hautflora wurden auf praktisch allen der untersuchten Objekten nachgewie-
sen. Potentiell pathogene Erreger zeigten sich auf bis zu 86% der untersuch-
ten Oberflächen. Unter anderem Pseudomonas spp. und Enterobacteri-
aceae.(21) Alle Hand- und Hautkontaktflächen stellen in Krankenhäusern ein
wichtiges Erregerreservoir dar. So sind beispielsweise Stethoskope, als Bei-
spiel für ein häufig verwendetes Instrument im Klinikalltag, bis zu 80% mit
Bakterien kontaminiert.(22) Dies ist insbesondere wichtig, da manche häufig
genutzten Kontaktflächen nur eingeschränkt desinfiziert werden (können).
Zum Beispiel ergab eine Untersuchung von Levin et. al., dass Röntgentische
nur in 1% der Fälle adäquat desinfiziert werden.(23) Auch andere, häufig
berührte, künstliche Oberflächen sind oft stark kontaminiert. Auf 85,2% der
Patientenakten einer Intensivstation wurden Keime nachgewiesen. Etwas
geringer war diese Besiedelung auf einer chirurgischen Normalstation. Dort
lag die Kontaminationsrate von Patientenakten jedoch immer noch bei
24,7%.(24)
Aufgrund der beschriebenen Kontaminationen von Oberflächen und der lan-
gen Überlebenszeit von verschiedenen Bakterien auf diesen Oberflächen
müssen diese Handkontaktflächen desinfiziert werden. Hierfür stehen sowohl
verschiedene thermische (z.B. Dampf-Strömungsverfahren, Fraktioniertes
Vakuumverfahren), als auch chemische Desinfektionsverfahren (z.B. Alkoho-
8
le, Biguanide, Formaldehyd, organisches oder anorganisches Chlor) zur Ver-
fügung.(25)
Ein besonderes Problem stellt in diesem Zusammenhang C. difficile dar. C.
difficile ist ein weit verbreiteter Erreger und wird im Stuhl und in der Darmflo-
ra von 1-5% aller Menschen nachgewiesen, ohne dass dies grundsätzlich
einen Krankheitswert hätte.
C. difficile produziert verschiedene Toxine, z. B. das Toxin A (TcdA) und To-
xin B (TcdB).(26) Insbesondere TcdB-positive Stämme spielen bei der CDI
eine wichtige Rolle und stellen einen entscheidenden Pathogenitätsfaktor
dar. Risikofaktoren für eine manifeste CDI sind u. a. eine kurz voraus gegan-
gene oder aktuell bestehende antibiotische Therapie und ein hohes Lebens-
alter.(27,28)
Im Jahre 2008 konnte bei C. difficile-Ausbrüchen erstmalig der besonders
virulente Ribotyp 027 in neun europäischen Ländern identifiziert werden, da-
runter auch Deutschland.(29) Dieser Stamm hat die Epidemiologie der CDI
entscheidend beeinflusst. Innerhalb der letzten Jahre hat die Inzidenz und
die Mortalität der CDI deutlich zugenommen. In Europa variiert die Zahl der
Neuerkrankungen über die verschiedenen Länder und Krankenhäuser erheb-
lich. Für das Jahr 2005 wurde eine Inzidenz von CDI im Mittel von 2,45 Fäl-
len pro 10.000 Patiententagen angegeben. Im Vergleich dazu wird im Mittel
für das Jahr 2008 bereits eine Inzidenz von 5,5 Fällen pro 10.000 Patienten-
tagen berichtet.(26) Zudem stiegen zum Beispiel in Quebec, Kanada, im Jahr
2003 die Anzahl der Neuerkrankungen innerhalb eines Jahres von 3,52 auf
15,63 Neuerkrankungen pro 10.000 Patienten.(28) Verschiedene Untersu-
chungen und Studien brachten die deutlich gestiegene Inzidenz mit dem Ri-
botyp 027 in Verbindung. Als eine mögliche Erklärung hierfür wird eine 16-
mal höhere Toxin-A Produktion und insbesondere eine 23-mal höhere Toxin-
B Produktion des Ribotypen 027 im Vergleich zu 12 weiteren untersuchten
Ribotypen diskutiert.(30,31) Inzwischen sind – auch in Deutschland – weitere
hypervirulente Ribotypen bekannt. So wird von einer ähnlichen Virulenz des
Ribotypen 078 ausgegangen und auch schwere CDI mit dem Ribotypen 001
in Verbindung gebracht.(32)
9
Die Clostridien gehören zu den Sporenbildnern. Für die Desinfektion sind
bakterielle Sporen aufgrund ihrer hohen Umweltstabilität (Tenazität) eine be-
sonders große Herausforderung. Bei den Sporen handelt es sich um eine
Entwicklungsform eines Bakteriums, die das Überleben unter schwierigen
äußeren Umständen ermöglicht. C. difficile Sporen sind für einen sehr langen
Zeitraum überlebensfähig. Sie sind metabolisch inaktiv und werden, solange
sie sich nicht wieder in die vegetative Form umwandeln, durch eine antibioti-
sche Therapie auch nicht abgetötet.(27,30) Sporen von C. difficile sind
grundsätzlich resistent gegen alkoholische Desinfektionsmittel.(33) Dies be-
günstigt die Übertragung des Erregers erheblich. In diesem Zusammenhang
stellen Kontaminationen mit bakteriellen Sporen von C. difficile eine beson-
ders große Herausforderung dar.
Hygienemaßnahmen sind immer ein Zusammenspiel verschiedener Schritte.
Durch eine Kombination von Aufklärungskampagnen, Isolationsmaßnahmen,
Händehygiene und Flächendesinfektion konnte auf einer medizinischen In-
tensivstation eine Reduktion der Inzidenz von CDI um 67% erreicht werden
(47 auf 15,3 Fälle auf 10.000 Patiententage), während im gleichen Zeitraum
in Krankenhäusern ohne explizite Interventionen die Inzidenz von CDI von
9,3 auf 11,7 Fälle pro 10.000 Patiententage weiter anstieg.(34)
Für die Häufigkeit der Übertragung von C. difficile wurde bereits in einigen
Studien ein direkt proportionaler Zusammenhang mit der Umweltkontamina-
tion durch diesen Erreger hergestellt.(35) Aufgrund dessen wurden bereits
einige Verfahren überprüft, um eine Reduktion der Infektionsraten zu errei-
chen. So konnte durch den Verzicht auf quartäre Ammoniumverbindungen in
Desinfektionsmitteln und die Verwendung von Natriumhypochlorit mit einer
Konzentration von 5.000 ppm eine Reduktion von 48% der CDI-Häufigkeit
erreicht werden. Die übliche Zimmerreinigung blieb hierbei unverändert.(36)
In einer weiteren Studie wurde der Zusatznutzen untersucht, den Wasser-
stoffperoxid auf die Desinfektionsqualität hatte. Unter Beibehaltung der aus-
giebigen Reinigungsmaßnahmen, der Nutzung von Bleichungsmitteln sowie
der zusätzlichen Verwendung von Wasserstoffperoxid konnte die Rate der
10
CDI von 8,8 Fällen auf 5,5 Fälle pro 10.000 Patiententage reduziert wer-
den.(37)
Eine alkoholbasierte Desinfektion der Hände, die bei vitalen Bakterien eine
Reduktion der Keimlast auf den Händen zwischen 60% und 80% erreicht, ist
gegen Sporen wirkungslos.(38) Daher wird zur Reduktion der Sporen von C.
difficile auf Händen aktuell das Händewaschen empfohlen.(39) Das Hände-
waschen mit warmen Wasser und Seife reduziert die Keimlast von C. difficile
auf Händen um etwa 2,1-log-Stufen.(40)
Viele Desinfektionsmaßnahmen haben jedoch nur einen kurzfristigen Erfolg.
Nach ausgiebigem, konventionellen Reinigen einer Stroke-Unit und der Ver-
wendung von H2O2 als Desinfektionsmittel konnte nur auf 3 von 342 (0,9%)
der überprüften Oberflächen C. difficile nachgewiesen werden. Auf den
überprüften Oberflächen waren zu Beginn der Untersuchung fünf verschie-
dene Ribotypen nachgewiesen worden (001/072, 014, 078, 002 und 046).
Bei erneuter Überprüfung derselben Oberflächen nach einem Zeitraum von
20 Wochen konnte jedoch auf 12 (3,6%) der Oberflächen wieder C. difficile
nachgewiesen werden. Auf zehn Oberflächen wurde der Ribotyp 002, auf
zwei Oberflächen der Ribotyp 087 nachgewiesen.(41)
Es werden derzeit verschiedene chemische Desinfektionsmittel gegen
Sporen eingesetzt. Die Überprüfung von 32 Präparaten ergab jedoch nur
eine eingeschränkte Wirksamkeit. Von den 32 chemischen Desinfektionsmit-
teln, die im Alltag gegen Sporen von C. difficile verwendet werden, erreichten
16 Produkte erst nach einer Stunde Einwirkzeit eine Reduktion der Bakte-
rienlast um 3 log-Stufen. Nur mit Produkten, die Chlordioxid enthielten, ge-
lang es, diese Reduktion bereits nach einer Minute zu erreichen. Diese eine
Minute wird im Alltag als realistisches Zeitintervall für eine Desinfektions-
maßnahme angesehen.(42)
Beim Testen der Effizienz von sporoziden Lösungen konnte nur ein Mittel
identifiziert werden, das in der Lage war, auch auf verschmutzten Oberflä-
chen, eine Reduktion um wenigstens 3 log-Stufen zu erreichen. Für diese
11
Reduktion benötigte das Produkt Natriumdichlorisocyanurat in einer Konzent-
ration von 1.000 ppm, jedoch eine Expositionszeit von mindestens 10 min.
Die anderen getesteten Lösungen erreichten in einer Expositionszeit von
mindestens 10 min keine adäquate Reduktion auf stark verschmutzten Ober-
flächen.(43)
1.2. Smartphone und Tablet-PC in Krankenhäusern
Der Einsatz mobiler, elektronischer Hilfsmittel nimmt auch in Krankenhäu-
sern zu und bringt eine ganz neue Art der Oberfläche mit sich. Elektronische
Geräte ermöglichen es alle Patienteninformationen jederzeit direkt abrufen
zu können, wodurch eine größere Flexibilität bei der Versorgung von Patien-
ten möglich wird. Insbesondere junge Ärzte, es wird bereits von „new age
app doctors“ gesprochen, sind bereits mit verschiedensten elektronischen
Geräten aufgewachsen und daher mit ihrem Gebrauch vertraut.(44)
Applikationen (Apps) zur Pharmakotherapie und Differentialdiagnose erfreu-
en sich im klinischen Alltag großer Beliebtheit.(45) Neu entwickelte Apps sol-
len im klinischen Alltag bei der Versorgung der Patienten schnelle Hilfestel-
lung geben. Insbesondere in Kommunikationssituationen mit Patienten kön-
nen einige Apps helfen; beispielsweise bei Sprachbarrieren, die eine Anam-
nese unmöglich gemacht hätten. Die Nutzungsfrequenz dieser neuen Apps
wird durch verbesserte Speicherkapazitäten, W-LAN und höhere Bildschirm-
auflösungen vermutlich sogar noch weiter steigen.(46-48)
Folgerichtig müssen Smartphones und auch Tablets als „neue Oberflächen“
in Krankenhäusern betrachtet werden. Diese neuen Oberflächen werden na-
türlich auch mit Erregern kontaminiert. Eine Studie zur Kontamination von
Mobiltelefonen beschreibt verschiedene Erreger unter anderem MRSA und
anderer Staphylokokken.(49) Durch die Auswertung von 39 Studien aus den
Jahren 2005 bis 2013 gelang es Ulger et. al eine Übersicht zu schaffen: So
ist mit 22,8% S. aureus der am häufigsten nachgewiesene Erreger. Auf 6,1%
der Mobiltelefone wurde sogar ein MRSA detektiert. Koagulase-negative
Staphylokokken waren auf 16,6% der Mobiltelefone zu finden, Bacillus spp.
12
auf 7,9% der Geräte.(50) Die Zahlen zur Kontamination von Mobiltelefonen
variieren zwischen verschiedenen Studien. In einer japanischen Untersu-
chung von Mobiltelefonen von Krankenhausmitarbeitern wurden auf 79,1%
der Mobiltelefone vitale Bakterien nachgewiesen, davon wiederum 68,6% S.
aureus.(51) Andere Untersuchungen zeigten eine bakterielle Kontamination
auf 94,5% der Mobiltelefone in Krankenhäusern, davon waren 31,3% Gram
negative Bakterien. Im Durchschnitt fanden sich auf 9 bis 25% der Mobiltele-
fone eine Besiedelung mit potentiell pathogenen und zum Teil multiresisten-
ten Keimen, unter anderem Acinetobacter spp., Vancomycin-resistente
Enterokokken (VRE) und S. aureus.(52)
Die Erregerlast auf Smartphones ist dabei tendenziell höher als auf her-
kömmlichen Mobiltelefonen (34,5% vs. 20,5%).(53) Die verschiedenen Be-
siedelungen von Mobiltelefonen wurden bereits mit der Transmission von
Bakterien in Verbindung gebracht.(50) Besonders problematisch für die
Krankenhaushygiene ist dabei, dass nur 21,9% der Mobiltelefonnutzer in ei-
ner Studie angaben, ihr Mobiltelefon regelmäßig zu reinigen.(49) In einer
weiteren Untersuchung zu Reinigungsgewohnheiten der Mobiltelefonnutzer
wurde festgestellt, dass nur 36% ihr Telefon jemals sic! gereinigt hat-
ten.(54) Dabei kann eine Reinigung des Mobiltelefons die Kontamination um
79% verringern.(55) Eine zusätzliche, standardisierte Desinfektion von Tab-
lett-PC mit Isopropanol konnte sogar eine Reduktion von bis zu 99% bezüg-
lich Gram positiver Besiedelung erreichen.(56) Jedoch ist weder eine routi-
nemäßige Reinigung noch eine Desinfektion eines Telefons oder eines Tab-
lett-PC im Alltag in aller Regel vorgesehen.
Bei der Überprüfung von sechs verschiedenen Desinfektionsmitteln für Tab-
lets (iPads®) konnte für Clorox® 2%, ein auf Alkohol und Alkyldimethylbenzyl-
Ammoniumchlorid basierendes Produkt, für Sani-Cloth CHG® 2%, bestehend
aus Chlorhexidin 2% und Ethanol 70%, und für Trigene®, bestehend aus
quatären Ammoniumverbindungen, ein antibakterieller Effekt für über sechs
Stunden nachgewiesen werden. Es gelang dabei, das Ausmaß der Kontami-
nation von MRSA und VRE jeweils unter die Nachweisgrenze zu drücken.
Diese antiseptische Wirkung konnte aber insbesondere für C. difficile nicht
gezeigt werden.(57) Um die Reinigungsgewohnheiten von Nutzern von
13
Smartphones und Tablet-PC zu verbessern, wurde bereits eine Applikation
entwickelt, die einen standardisierten, täglichen Desinfektionsablauf emp-
fiehlt. Die Anwendung dieser Applikation konnte die Kontamination mit
hauptsächlich Gram-positiven Erregern der elektronischen Geräte im klini-
schen Alltag bereits um etwa 98% reduzieren.(56)
Die Verwendung von Flüssigkeiten zur Desinfektion von elektronischen Ge-
räten birgt jedoch immer das Risiko eines Geräteschadens.(58) Daher stellt
sich die Frage nach alternativen Desinfektionsmethoden. UV-C Licht ist eine
bekannte und regelmäßig genutzte Möglichkeit Erreger abzutöten. So konnte
die Reinigungsqualiät von Patientenzimmern durch die Verwendung von UV-
Licht sowohl bezüglich nicht-sporenbildender Bakterien, als auch bezüglich
sporenbildender Bakterien, inklusive C. difficile, deutlich verbessert wer-
den.(59,60) In der Praxis konnte die Wirksamkeit von mobilen UV-Lampen
zur Desinfektion von Oberflächen ebenfalls bereits gezeigt werden.(61,62)
Zudem ist die Wirksamkeit von mobilen UV-C auf eine C. difficile Kontamina-
tion von Oberflächen beschrieben.(63)
In der vorliegenden Arbeit soll nun untersucht werden, ob mit einer tragba-
ren, kommerziell erhältlichen UV-C Lampe die Dekontamination glatter Ober-
flächen in einer praktikablen Zeit möglich ist.
14
2. Material
2.1. Allgemeine Geräte
Die folgenden Geräte wurden genutzt:
Geräte (Tabelle 1)
Gerät Hersteller Produkt
Densimat 7-8 V Biomérieux sa France SN: IDN011797
Vortex Omnilab, Bremen Reax 2000
Brutschrank (37 °C) Heraeus/Thermo scienti-
fic, Hanau
Kühlschrank (4 °C) Liebherr Profiline
Brutschrank (56 °C) Heraeus, Instruments,
Hanau
Funktionline
Kamerastativ
TheVerilux® Clean-
Wave®
Verilux Inc., Waitsfield,
USA
Produkt Nr.:
VH01WW4,
Blende Aluminium-Blech selbst hergestellt
2.2. Verbrauchsmaterialien
Die benötigten, allgemein üblichen, mikrobiologischen Verbrauchsmaterialien
wie Pipettenspitzen, Einmalspachtel, Glasspatel, Einmaltupfer, Reagenzglä-
ser wurden bezogen von folgenden Firmen:
Verbrauchsmaterialien (Tabelle 2)
Hersteller Produkt
Eppendorf, Wesseling-Brenzdorf Pipettenspitzen, Pipetten,
Becton Dickinson, Heidelberg,
Deutschland
Columbia-5% Scharfblut-Agar
Oxoid Ltd. Hampshire, UK Brazier’s Clostridium difficile Selective
Agar
Institut für Medizinische Mikrobiologie
und Krankenhaushygiene, Medizini-
sche Hochschule Hannover, Hannover
Sterile Trypticase-Soja-Bouillon, her-
gestellt nach akkreditierter Methode
vom Hersteller.
15
2.3. UV Lichtquelle
Als UV Lichtquelle diente The Verilux® CleanWave® (Produkt Nr.:
VH01WW4, Verilux Inc., Waitsfield, USA). Es handelt sich um ein 53 cm mal
7 cm mal 5 cm großes Gerät, das laut Hersteller zur Desinfektion von häusli-
chen Oberflächen Verwendung finden soll. Diese Lichtquelle gibt überwie-
gend UV-C Strahlung ab. Die Lampe besteht aus einem Plastikgehäuse mit
einem Griff. Dieser wurde benutzt, um die Lampe am Stativ zu befestigen.
Die Lichtquelle befindet sich auf der Unterseite der Lampe. Die eigentliche
Strahlunugsquelle ist 16 cm lang. Der Bereich der Hauptstrahlenemission ist
vom Hersteller auf dem oberen Teil des Gehäuses gekennzeichnet. Die
Energieversorgung erfolgt ausschließlich durch Netzbetrieb. Um eine kon-
stante Energieversorgung zu sichern, wurde die Lichtquelle während der
Versuche konstant mit Netzstrom betrieben.
The Verilux® CleanWave® (Abbildung 1)
16
2.3.1. Leistung der UV Lichtquelle
Die Leistung der Lichtquelle wurde von unseren Kooperationspartnern vom
Laserzentrum Hannover e.V. bestimmt. Die größte gemessene Intensität der
Lichtquelle konnte bei einer Wellenlänge von 256 nm detektiert werden. Dies
entspricht UV-C Licht.(64)
Überblick Lichtspektrum The Verilux® CleanWave® (Abbildung 2)
Die Leistung der Lichtquelle in Abhängigkeit zum Abstand des bestrahlten
Objektes wurde mit einem thermischen Leistungsmessgerät bestimmt. Die
gemessene Leistung gilt für das Gesamtspektrum der Lampe. In einer Ent-
fernung von 12,5 mm entwickelt diese Lampe eine Leistung von 6.253,3 µW
und eine Bestrahlungsstärke von 5.529,2 µW/cm2. Bei einem Abstand von 30
mm wurde eine Leistung von 4.256,7 µW bei einer Bestrahlungsstärke von
3.763,7 µW/cm2 gemessen. In einer Entfernung von 10 cm wird noch eine
Leistung von 1.342 µW bei einer Bestrahlungsstärke von 1.186,6 µW/cm2
erreicht.
Leistung der Lichtquelle in Abhängigkeit zum Abstand (Tabelle 3)
Abstand (mm) Leistung (µW) Bestrahlungsstärke
(µW/cm2)
12,5 6.253,3 5.529,2
30 4.256,7 3.763,7
100 1.342,0 1.186,6
17
2.3.2. Ein- und Ausschaltverhalten
Nach dem Einschalten gibt die Lichtquelle bereits nach zwei Sekunden UV-C
Strahlung ab. In den ersten 400 µs konnte zusätzlich eine Überhöhung fest-
gestellt werden, also eine kurze deutlich stärke Bestrahlungsstärke. Nach
weiteren 84 ms wurde ein gleichmäßiges Leistungsplateau erreicht, das nach
weiteren fünf Sekunden auf eine konstante Lichtintensität von 5.500 µW ab-
fällt.
Das Ausschalten der Lampe erfolgt prompt. So konnte nach Drücken des
Ausschaltknopfes eine Verzögerung von etwa 30 µs gemessen werden, bis
die Leistung der Lichtquelle wieder auf ihren Ausgangswert abgefallen war.
Ein- und Ausschaltvorgang The Verilux® CleanWave® (Abbildung 3)
2.4. Blende
Die Blende wurde speziell für diese Versuche aus einem Aluminiumblech
hergestellt. Die Blende verhinderte die Bestrahlung der Außenflächen der
Agar und hat eine Blendenöffnung von 5,7 cm2. Das Material reflektiert UV-C
Strahlung vollständig, sodass ausschließlich im definierten Bereich Strahlung
auf den Agar gelangen konnte.(65) Verwendung fand die Blende sowohl bei
der Bestrahlung der Agarplatten, als auch bei der Auszählung der Kolonie
bildenden Einheiten (KBE).
18
2.5. Agar-Platten und Bouillons
2.5.1. Columbia-5%-Schafblut-Agar
Der Columbia-5% Schafblut-Agar wurde von der Firma Becton Dickinson aus
Heidelberg, Deutschland bezogen und unverändert für die Bebrütung von E.
coli, E. feacium, A. baumanii, B. subtilis, G. steratothermophilus, B.
athropheus und B. pumilus genutzt.
Laut Herstellerangaben ist dieser Agar wie folgt zusammengesetzt:
Inhaltsstoffe BD Columbia III Agar mit 5% Schafblut (Tabelle 4)
Inhaltsstoffe g/pro Liter destilliertem H2O
pankreatisch abgebautes Casein 12,0
peptisch abgebautes Tiergewebe 5,0
Hefeextrakt 3,0
Rindfleischextrakt 3,0
Maisstärke 1,0
Natriumchlorid 5,0
Agar 13.5
Wachstumsfaktoren 4,0
pH 7,3 ± 0,2
19
2.5.2. Clostridien-Agar
Das Brazier’s Clostridium difficile Selektivmedium wurde für die Bebrütung
von C. difficile von der Firma Oxoid bezogen und zu diesem Zeck unverän-
dert genutzt. Auf diesem Agar wandeln sich C. difficile Sporen besonders gut
in ihre vitale Form um.(66) Laut Herstellerangaben ist dieser Agar wie folgt
zusammengesetzt:
Inhaltsstoffe des Brazier’s Clostridium difficile Selektivmediums (Tabelle 5)
Inhaltsstoff g/l
Peptonmischung 23.0
Natriumchlorid 5.0
lösliche Stärke 1.0
Agar Agar 12.0
Natriumbicarbonat 0.4
Glukose 1.0
Natriumpyuvat 1.0
Cysteinhydrochlorid 0.5
Hämin 0.01
Vitamin K 0.001
L-Arginin 1.0
lösliches Pyrophosphat 0.25
Natriumsuccinat 0.5
Cholsäure 1.0
p-Hydroxyphenylessigsäure 1.0
D-Cycloserin 0.250
Cefoxitin 0.008
Eigelbemulsion 40.0ml
lysiertes Pferdeblut 10.0ml
pH: 7.0 ± 0.2 bei 25°C
20
2.5.3. Trypticase-Soja-Bouillon
Die verwendete Trypticase-Soja-Bouillon zur Herstellung der Sporensuspen-
sionen ist nach Herstellerangaben wie folgt zusammengesetzt:
Inhaltsstoffe Trypticase-Soja-Bouillon (Tabelle 6)
Inhaltsstoff g/l destilliertem Wasser
Bacto Trypton (pankreatisch abgebau-
tes Casein)
17,0
Bacto Soyton (peptisch abgebautes
Sojabohnenmehl)
3,0
Glucose (=Dextrose) 2,5
Natriumchlorid 5,0
Dikaliumhydrogenphosphat 2,5
pH 7,3 ± 0,2
21
2.6. Bakterienstämme
Folgende Bakterienstämme und Sporenstreifen wurden verwendet:
Verwendete Bakterienstämme und Sporenstreifen (Tabelle 7)
Stämme Bezugsquelle
E. coli ATCC 25922 American Type
Culture Collection E. feacium ATCC 19434
S. aureus ATCC 29213
A. baumanii ATCC 19606
B. subtilis ATCC 6051
G. stearothermophilus BAG BioStrips
Ch.-B. 3160811
BAG Healthcare
GmbH, Lich, Ger-
many B. athropheus BAG BioStrips
Ch.-B. 1162921
B. pumilus BAG BioStrips
Ch.-B. 716701
C. difficile Ribotyp 027
(NCTC 13366)
Charge:
E06032013
National Collection
of Type Cultures
sporuliert in die
dormante Form
überführt von Dr.
Stefanie Gemein /
Dr. Jürgen Gebel,
Universität Bonn,
Institut für Hygiene
und Öffentliche
Gesundheit
22
3. Methoden
3.1. Aufbewahrung der Testorganismen
E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium, B. subtilis
Diese Stämme sind Bestandteil der Stammsammlung des akkreditierten In-
stitutes für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene der Medizi-
nischen Hochschule Hannover und wurden bis zur Verwendung in Aliquots
bei -80 °C gelagert. Grundsätzlich erfolgte der Einsatz frischer Kulturen nach
18-stündiger Bebrütung („über Nacht“).
B. athropheus, B. pumilus und G. stearothermophilus
Die Sporenstreifen, die für die Sterilitätstestung von Autoklaven käuflich zu
erwerbenden sind, wurden bis zur Verwendung originalverpackt bei Zimmer-
temperatur UV-geschützt in einem trockenen Raum gelagert.
Clostridium difficile
Die Sporen wurden bereits vom Kooperationspartner (Universitätsklinik
Bonn) in gebrauchsfertiger Suspension zur Verfügung gestellt und bei 4 °C
bis zur Verwendung gelagert. Die weitere Nutzung erfolgte unverändert.
23
3.2. Erstellen von Bakteriensuspensionen
Die Bakteriensuspensionen wurden mit dem Ziel erstellt, nach dem Auspla-
tieren und Bebrüten, einzelne und damit zählbare Kolonien auf den Nährme-
dien zu erhalten. Durch Vorversuche konnten die dafür notwendigen optima-
len Kulturbedingungen ermittelt werden. Für jeden Stamm wurden jeweils
unterschiedliche Methoden für eine optimale Keimausbeute getestet. Die
verschiedene Verdünnungsstufen und unterschiedliche Volumina für die Bak-
teriensuspensionen geprüft und auch unterschiedliche Zahlen von Sporen-
streifen überprüft, sowie die Dauer des Ausschüttelns variiert. Zudem wurde
mit verschiedenen Bebrütungszeiten und Bebrütungstemperaturen experi-
mentiert.
3.2.1. Suspension für E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium, B. sub-
tilis
Für diese Bakteriensuspensionen wurden jeweils die entsprechenden Ali-
quots aufgetaut, frische Übernachtkulturen bei 37 °C bebrütet und am nächs-
ten Tag verwendet. Es wurden jeweils Verdünnungsreihen hergestellt. Dafür
wurden von der Übernachtkultur auf einem Columbia-Blood-Agar mit Hilfe
eines Einmaltupfers Kolonien abgeerntet und in eine 3 ml NaCl Suspension
gegeben. Mit Hilfe des Densimeters erfolgte die Bestimmung des Trübungs-
grades nach McFarland. Zum Einsatz kam eine Lösung mit McFarland ≈ 1.
Dichte der Bakteriensuspensionen (Tabelle 8)
Spezies McF Mittelwert
E. coli 1,12
A. baumanii 1,04
S. aureus 1,24
E. feacium 1,40
B. subtilis 1,02
Im Anschluss erfolgte das Herstellen einer dekadischen Verdünnungsreihe.
Dazu wurden 300 µl der Bakteriensuspension in 3 ml 0,9% NaCl Lösung ge-
24
geben. Vor jedem weiteren Verdünnungsschritt erfolgte die Vermischung
mittels Vortex auf maximaler Stufe. Die weiteren Verdünnungsschritte erfolg-
ten durch das erneute Abpipettieren von 300 µl der Suspension und Umfüllen
in eine weitere 3 ml 0,9% NaCl Lösung. Dies wurde drei Mal wiederholt, so-
dass schließlich eine Verdünnung von 103 erreicht wurde. Die Verwendung
der Suspensionen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.
3.2.2. Sporensuspensionen für B. athropheus, B. pumilus
Zur Herstellung der Sporensuspension erfolgte zunächst das Ausschütteln
der Sporen von den Sporenstreifen. Hierzu wurde mittels einer Pinzette ein
Sporenstreifen in 10 ml sterile Trypticase-Soja-Bouillon gegeben und an-
schließend 1 min mit dem Vortex auf maximaler Kraft ausgeschüttelt, sodass
eine optimale Konzentration in der Suspension erreicht wurde. Die Verwen-
dung der Suspensionen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.
3.2.3. Sporensuspension für G. stearothermophilus
Zur Herstellung dieser Sporensuspension wurde erneut ein Sporenstreifen in
10 ml sterile Trypticase-Soja-Bouillon gegeben. Zusätzlich wurden in diese
Lösung sterile Kügelchen gegeben, um für die Keimausbeute eine bessere
Lösung der Sporen vom Streifen zu gewährleisten. Hierauf wurde die Lösung
mit dem Vortex auf maximaler Stufe 1 min ausgeschüttelt, sodass eine opti-
male Konzentration erreicht werden konnte. Die Verwendung der Suspensi-
onen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.
3.2.4. Sporensuspension für C. difficile
Zur Herstellung dieser Bakteriensuspension wurden aus der bereitgestellten
Suspension (Ribotyp 027 (NCTC 13366) Charge: E06032013) jeweils 20 µl
abpipettiert und in eine 2 ml 0,9% NaCl Lösung gegeben, so dass eine 1:100
Verdünnung entstand. Die Verwendung der Suspension erfolgte unmittelbar
nach deren Herstellung.
25
3.3. Ausplatieren
Von den hergestellten Bakterien- und Sporensuspensionen wurden nun je-
weils unmittelbar im Anschluss an deren Herstellung 100 µl auf Agarplatten
pipettiert. Im Anschluss wurden die 100 µl mittels eines sterilen Glasspatels
gleichmäßig auf dem Agar verteilt.
3.4. Bestrahlung
Nach Abtrocknung der Supsension erfolgte im Abstand von 10 cm die Be-
strahlung mit der UV-C Lichtquelle. Um eine konstante Strahlungsintensität
zu gewährleisten, wurde die UV-Lampe erst nach einer Vorlaufzeit von 10
min zur Bestrahlung eingesetzt. Auf die zu bestrahlenden Agar-Platten wurde
die oben bereits beschriebene Blende auf eine zuvor markierte Stelle gelegt.
Danach erfolgte die Bestrahlung der Agar-Platten in unterschiedlichen Zeit-
abständen. Von jeder Bestrahlungsreihe wurde eine Agarplatte als Negativ-
kontrolle zurückgestellt und nicht bestrahlt. Diese diente zur Überprüfung der
Lebensfähigkeit der eingesetzten Bakterien und zur Bestimmung der exakten
Ausgangseinsaat.
Bestrahlungsvorgang 1 (Abbildung 4) Bestrahlungsvorgang 2 (Abbildung 5)
26
3.5. Dauer der Bestrahlung
Die zur Inaktivierung der verschiedenen Spezies erforderliche Dauer der Be-
strahlung konnte durch die Erfahrungen aus Vorversuchen bereits abge-
schätzt werden. Bei E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium und B. subti-
lis wurden die Platten 3 s, 6 s, 9 s und 12 s bestrahlt. Die Agar-Platten mit
B. athropheus, B. pumilus, G. stearothermophilus und C. difficile wurden 3 s,
6 s, 9 s, 12 s, 15 s, 18 s, 21 s, 24 s, 27 s, 30 s, 33 s, 36 s, 40 s, 50 s, 60 s
und 90 s bestrahlt.
3.6. Bebrütung
E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium und B. subtilis, B. athropheus, B.
pumilus:
Die Bebrütung der bearbeiteten Nährböden erfolgte nun in einem Thermos-
chrank bei 37 °C für 24 Stunden.
G. stearothermophilus:
Die Bebrührung erfolgte für 24 Stunden bei 56 °C.
C. difficile:
Die Bebrütung von C. difficile erfolgte bei 37 °C für 48 Stunden.
3.7. Auszählung
Nach der erfolgten Bebrütung wurden die Nährböden aus den jeweiligen
Thermoschränken genommen und die Kolonien einzeln ausgezählt. Dafür
wurde die Blende erneut auf die markierte Stelle der Agar-Platte gelegt. Im
Anschluss erfolgte die Auszählung aller KBE auf der definierten Fläche. Alle
Experimente wurden in fünf voneinander unabhängigen Versuchswiederho-
lungen durchgeführt.
27
4. Ergebnisse
Im Folgenden werden die verschiedenen Abtötungskinetiken der unter-
schiedlichen Bakterien und Sporen dargestellt. Jeder Keim wurde in fünf
voneinander unabhängigen Versuchswiederholungen getestet. Bei allen
Sporen konnte eine Reduktion der Ausgangskeimlast um 90% innerhalb von
40 s Bestrahlungsdauer erzielt werden. Im Gegensatz hierzu zeigt sich für
die nicht-sporenbildenden Bakterien bereits eine vollständige Reduktion der
Ausgangskeimlast (100%) nach weniger als 6 s. Im Folgenden werden die
Absterbekinetiken der einzelnen Spezies dargestellt.
Die Abbildungen 6 und 7 zeigen exemplarisch für S. aureus den Vergleich
einer unbestrahlten Platte (Negativkontrolle) mit einer Agarplatte nach einer
UV-Bestrahlung über 3 s. Im Bereich der UV-C Bestrahlung ist kein Kolonie-
wachstum zu erkennen. Der Erfolg der Erregerinaktivierung wurde im Ver-
gleich zwischen der zu erwartenden Kolonieanzahl (Negativkontrolle) und
der nach Bestrahlung im Bestrahlungsfeld verbleibenden Koloniezahl ermit-
telt.
S.aureus Negativkontrolle (Abbildung 6) S.aureus nach 3 s Bestrahlung (Abbildung 7)
32
4.1.5. Bacillus subtilis
Die folgende Abbildung zeigt das mittlere Abtötungsverhalten über die Zeit
bei einem konstanten Abstand von 10 cm und konstanter Bestrahlungsstärke
für vegetative Formen von B. subtilis.
Abtötungsverhalten B.subtilis (absolute Koloniezahl) (Abbildung 16)
Die folgende Abbildung zeigt die gemittelte Abtötungskinetik im Bezug auf
die prozentuale Ausgangskeimlast im Verlauf der Bestrahlung.
Abtötungskinetik B. subtilis (relative Verminderung) (Abbildung 17)
Die vollständige Inaktivierung von B. subtilis zeigte sich bereits am ersten
Messpunkt nach einer Bestrahlung von 3 s.
37
5. Diskussion
5.1. Desinfektion elektronischer Geräte
Der wissenschaftlich überprüfte Wirksamkeitsnachweis von Desinfektions-
verfahren oder Geräten zur Desinfektion ist eine grundsätzliche Vorausset-
zung, um diese im klinischen Alltag verwenden zu dürfen. Die Leitlinien und
Empfehlungen zur Desinfektion im Allgemeinen, wie auch zur Flächendesin-
fektion im Besonderen, werden in Deutschland von der Kommission für
Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) des RKI erstellt
und regelmäßig aktualisiert.(67) Das Ziel einer Desinfektion ist demzufolge
die verlässliche Abtötung oder die Reduktion um 5 log-Stufen von pathoge-
nen bzw. fakultativ pathogenen Mikroorganismen. Das RKI unterscheidet
dabei in seinen Hygiene-Richtlinien zur Reinigung und Desinfektion von Flä-
chen verschiedene Aufbereitungsqualitäten: Zum einen wird die Reinigung
als ein „Prozess zur Entfernung von Verunreinigungen unter Verwendung
von Wasser mit reinigungsverstärkenden Zusätzen“ definiert.(67) Zum ande-
ren gilt die Desinfektion als „ein Prozess, durch den die Anzahl vermehrungs-
fähiger Mikroorganismen infolge Abtötung/Inaktivierung unter Angabe eines
standardisierten, quantifizierbaren Wirkungsnachweises reduziert wird“. Ziel
sei es, einen Gegenstand/Bereich in einen Zustand zu versetzen, in dem von
ihm „keine Infektionsgefährdung mehr ausgehen kann.“(67) Von einer Desin-
fektion wird dann gesprochen, wenn eine Reduktion um 5 log-Stufen (=
99,999%) im Vergleich zur Ausgangskeimlast vorliegt. Im Gegensatz zu der
oben beschriebenen Desinfektion wird unter einer Reinigung eine 50%- bis
80%-ige Reduktion der Keimlast verstanden.(67,68)
Zur Festlegung der notwendigen Desinfektionsmaßnahmen empfiehlt das
RKI in der aktuell gültigen Leitlinie die Unterscheidung von Risikobereichen.
Für Bereiche der unmittelbaren Umgebung des Patienten sowie für Flächen
mit häufigem Hand- oder Hautkontakt wie Bettgestelle, Verbandswagen, Toi-
lettenstühle, Monitore oder Computertastaturen empfiehlt die Leitlinie eine
routinemäßige Desinfektion. Für kleine Flächen kann dies auch mit alkoholi-
schen Desinfektionsmitteln erfolgen. Im Gegensatz hierzu wird in der Leitlinie
38
auf eine routinemäßige Desinfektionsempfehlung für Oberflächen ohne häu-
figen Hand- oder Hautkontakt verzichtet.(69) Für Hygienemaßnahmen ist
dabei von besonderer Relevanz, dass auf fast der Hälfte der Oberflächen in
Patientenzimmern dieselben Bakterien nachgewiesen werden können, mit
denen auch der Patient besiedelt ist.(70)
Es stellt sich nun die Frage, mit welchen Methoden die weitere Verbreitung
solcher Erreger unterbunden werden kann. Dafür ist das Absterbeverhalten
von Erregern auf unbelebten Oberflächen zu beachten. Auf nicht belebten
Oberflächen überleben Bakterien, sowohl Gram positive, als auch Gram ne-
gative, mitunter einige Monate.(71) Hier muss zwischen Biofilm-
produzierenden und nicht Biofilm-produzierenden Erregerstämmen unter-
schieden werden. Acinetobacter-Stämme, die einen Biofilm produzieren,
können im Durchschnitt 36 Tage auf trockenen Oberflächen überleben, wo-
bei ein Stamm ohne Biofilm-Produktion im Durchschnitt nur 15 Tage über-
lebt.(72)
Die langen Überlebenszeiten der verschiedenen pathogenen Erreger auf
unbelebten Oberflächen (siehe Tabelle 9) und damit auch auf den Oberflä-
chen elektronischer Geräte wie Smartphones und Tablets bedeuten in der
Konsequenz ein potentiell hohes Übertragungsrisiko auf Patienten.
Überleben von Bakterien auf trockenen, unbelebten Flächen(71): (Tabelle 9)
Bakterium Überlebenszeit
Acinetobacter spp. 3 Tage bis 5 Monate
C. difficile (Sporen) 5 Monate
E. coli 1,5 Stunden bis 16 Monate
Enteroccocus spp. (inkl. VRE) 5 Tage bis 6 Monate
S. aureus (inkl. MRSA) 7 Tage bis 7 Monate
Oberflächenkontaminationen mit C. difficile und Acinetobacter spp., S. au-
reus (inklusive MRSA,), Enterokokken (inklusive VRE) und E. coli konnten
bereits direkt als Ursache nosokomialer Ausbrüche ermittelt werden.(35,73)
War ein Patientenzimmer belegt mit einem Enterokokken-(74,75), S. au-
39
reus-(74), C. difficile-(76) oder A. baumannii-(77) Träger, steigt das Risiko für
nachfolgende Patienten, in diesem Zimmer an denselben Keimen zu erkran-
ken. Bis zu 9% aller Patienten sind von einer MRSA Infektion betroffen, wenn
sie in Patientenzimmern versorgt werden, in denen zuvor mit MRSA infizierte
Patienten lagen. Demgegenüber steht eine Transmissionshäufigkeit von
2,9%, wenn Patienten in ein bis dahin MRSA-freies Zimmer gelegt werden.
Ähnlich verhält es sich in Bezug auf VRE. In einem zuvor VRE freiem Zim-
mer liegt die Infektionsrate bei 2,8%, im Vergleich zu einer Infektionsrate von
4,5%, wenn zuvor ein VRE-Träger das Zimmer belegt hatte.(74) Etwa 11%
aller Patienten entwickelten eine CDI nach vorheriger Belegung des Zimmers
mit einem entsprechend infizierten Patienten, wogegen es nur in 4,6% der
Fälle zu einer Infektion kommt, wenn das Zimmer vorher nicht mit einem infi-
zierten Patienten belegt wurde.(76) Bei A. baumannii zeigte sich ebenfalls
ein deutlicher Zusammenhang zwischen der vorherigen Besiedelung eines
Patientenzimmers und der Folgeinfektion mit A. baumannii mit einer Odds
Ratio von 4,2.(77) Deswegen konnte eine Wechselbeziehung zwischen der
Oberflächendesinfektion und der Übertragung von Keimen auf Patienten
hergestellt werden.(78) Häufig berührte Kontaktflächen wie Bettgitter, Nacht-
tische, Infusionspumpen, Essenwagen oder Bettoberflächen stellen ein ho-
hes Kontaminationsrisiko für die Hände bzw. Handschuhe des Kranken-
hauspersonals dar.(79) Diese Beobachtung wird insbesondere dadurch er-
härtet, dass ein Zusammenhang zwischen der Kontamination von Händen
von Krankenhauspersonal mit MRSA und dem Kontakt mit verunreinigten
Oberflächen durch infizierte Patienten gefunden wurde.(80) Der größte Risi-
kofaktor für die Kontamination von Händen mit multiresistenten Keimen ist
die Kontamination von Oberflächen.(81) Es konnte zusätzlich gezeigt wer-
den, dass Handkontaminationen und die Stärke der Oberflächenkontaminati-
onen korrelieren.(82)
In den letzten Jahren hat der Gebrauch von Smartphones und Tablets in
Krankenhäusern erheblich zugenommen. In den Jahren Mai 2011 und Juli
2015 ist der Besitz von Smartphones in den USA von 35% auf 68% gestie-
gen.(83) Diese Daten schließen zwar selbstverständlich auch privat genutzte
Smartphones mit ein, doch werden erfahrungsgemäß private Smartphones
40
auch in Kliniken genutzt. Noch deutlicher ist der Anstieg der Tablet-Nutzung:
Im Zeitraum von 2010 bis 2014 stieg der Gebrauch bei Mitarbeitern im Kran-
kenhaus von 3% auf 42% an.(83) Einer Umfrage aus den USA zufolge be-
saßen im Jahre 2011 75% aller befragten Ärzte ein Apple® Mobiltelefon.(84)
Aus einer Umfrage der Online-Platform doc-check aus dem Jahre 2012 geht
hervor, dass im Jahr 2016 europaweit 75% aller Befragten des medizini-
schen Fachpersonals ein mobiles Endgerät besitzen; über 60% dieser Be-
fragten nutzen regelmäßig Apps aus dem Gesundheitsbereich.(85) Aus einer
Studie von Illiger et. al. aus dem Jahre 2014 ergab sich, dass knapp 80% der
befragten Ärztinnen und Ärzte ein Smartphone besitzen. Etwa ein Drittel de-
rer, die ein Smartphone besitzen gaben in dieser Studie an, das Telefon
auch beruflich zu nutzen. Ein weiteres Drittel konnte es sich grundsätzlich
vorstellen.(86) Diese Offenheit zeigt auch eine Studie aus den USA, die
ergab, dass etwa 90% aller US-amerikanischen Ärzte ihre Medikamentenin-
formation über diverse Smartphone Apps beziehen.(87)
Der Trend zur Verwendung von Produkten wie Smartphones oder Tablets im
medizinischen Kontext macht die Beschäftigung mit wirksamen Desinfekti-
onsverfahren für diese neuen Oberflächen erforderlich. Grundsätzlich ist von
Herstellern von Medizinprodukten die hygenische Aufbereitung für den Nut-
zer vorzugeben. Die Anforderungen für die notwendige Aufbereitung von
Medizinprodukten werden in verschiedenen europäischen Richtlinien gere-
gelt.(88-90) Auch das RKI veröffentlichte im Jahr 2012 Anforderungen an die
Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten.(69)
Smartphones und Tablets sind keine Medizinprodukte oder Zubehör im Sin-
ne der Richtlinie 93/42/EWG des europäischen Rates.(90) Der Hersteller hat
den Geräten keine medizinische Zweckbestimmung zugeschrieben, womit
sie nicht der staatlichen Regulation unterworfen werden. Ein Medizinprodukt
wird nach der EWG-Richtlinie 93/42 als Instrument, Apparat oder auch Soft-
ware bezeichnet, die vom Hersteller speziell für medizinische Zwecke be-
stimmt worden sind. Medizinische Applikationen für Smartphones können
Medizinprodukte im Sinne dieser Richtlinie darstellen (sofern es der Herstel-
ler so vorsieht), Smartphones und Tablets sind es jedoch nicht.(90) Das be-
deutet, dass die Hersteller nicht verpflichtet sind, wirksame Aufbereitungs-
41
möglichkeiten für die Produkte zur Verfügung zu stellen, bzw. entsprechende
zu empfehlen.
Bis jetzt fehlen für elektronische Geräte, die nicht primär zum Einsatz im me-
dizinischen Bereich konzipiert wurden, in der Regel verlässliche und prakti-
kable Herstellerangaben zu deren Desinfektion, damit diese auch im klini-
schen Alltag sicher genutzt werden können.(56,57) Eine offizielle kranken-
haushygienische Leitlinie zur Aufbereitung solcher Geräte nach deren An-
wendung am Patienten ist bislang ebenfalls nicht verfügbar.
Diese Aufbereitung ist jedoch unerlässlich, da Smartphones und auch Tab-
lets häufig von pathogenen Erregern besiedelt sind. So konnten Skakir et. al.
auf 83% der überprüften Smartphones, die in einem Operationsbereich ge-
nutzt wurden, pathogene Erreger nachweisen.(91) In anderen Untersuchun-
gen konnten auf 89% aller Mobiltelefone der Krankenhausbeschäftigten Bak-
terien nachgewiesen werden. Davon waren 11,5% pathogene Erreger, u.a.
S. aureus, Acinetobacter spp. und Pseudomonaden.(92) Ein relevanter Ana-
logieschluss, da die Kolonisation von Oberflächen ein erhebliches Übertra-
gungsrisiko pathogener Keime auf Patienten darstellt.(73)
Smartphones und Tablets stellen neue Oberflächen in Krankenhäusern dar,
für die eine adäquate und bestmögliche Desinfektion von Nöten ist. In der
Vergangenheit wurden dafür bereits einige Reinigungsverfahren vorgeschla-
gen und empfohlen. Zum einen werden von Seiten der Hersteller in den Ge-
brauchsanweisungen regelmäßige Reinigungen mit Hilfe weicher, fusselfrei-
er Tücher empfohlen.(58) Dies hat allerdings keine desinfizierende Wirkung.
Wie gut die damit erzielte Reinigungsleistung tatsächlich ist, wurde bislang
noch nicht untersucht. Zum anderen sind bereits diverse Apps für diese Ge-
räte verfügbar, die eine regelmäßige Reinigung und Desinfektion unterstüt-
zen sollen.(84) An der Medizinischen Hochschule Hannover wurde bei-
spielsweise eine solche App entwickelt. Sie erinnert den Nutzer täglich an
eine Wischdesinfektion und registriert, ob diese Desinfektion tatsächlich
gründlich und ausreichend durchgeführt wurde.(56) Nichtsdestotrotz können
solche Wischdesinfektionen mit ausschließlich alkoholhaltigen Lösungen
42
bakterielle Sporen nicht sicher abtöten. Somit bieten sie keine verlässliche,
alle relevanten Erreger einschließende Desinfektionsleistung.(93,94)
5.1.1. Thermische und chemische Desinfektionsverfahren
Für eine Desinfektion stehen thermische und chemische Verfahren zur Ver-
fügung. Unter thermischen Desinfektionsverfahren werden beispielsweise
das Verbrennen oder das Kochen in Wasser verstanden.(25) Aus nahe lie-
genden Gründen sind beide thermische Verfahren für ein elektronisches Ge-
rät, das erneut benutzt werden soll, nicht zu empfehlen. Auch die Dampfdes-
infektion als weiteres thermisches Desinfektionsverfahren ist bei elektroni-
schen Geräten aus den gleichen Gründen nicht sinnvoll.(58)
Eine chemische Desinfektion mit Flüssigkeiten (inkl. Sprühdesinfektionen)
wird in der Regel mit einem in Wasser oder Alkohol gelösten Wirkstoff
durchgeführt.(25) Solche Verfahren sind bei elektronischen Geräten auf-
grund von möglichen Schäden am Gerät grundsätzlich nur eingeschränkt
einsetzbar und werden auch von Seiten der Hersteller nicht zur Anwendung
empfohlen.(58)
5.1.2. UV-Strahlung zur Desinfektion
UV-Strahlung könnte bei besonderen Oberflächen eine durchaus sinnvolle
Alternative darstellen.(95) Grundsätzlich lässt sich das UV-Spektrum in drei
Bereiche unterteilen: UV-A, UV-B und UV-C.(96)
Lichtspektrum (Abbildung 26)
43
Das UV-C Licht stellt mit einer Wellenlänge zwischen 100 nm bis 280 nm die
energiereichste UV Strahlung außerhalb eines Vakuums dar. UV-C Licht wird
häufig auch als „germinozides Licht“ bezeichnet, um es von UV-B und UV-A
Licht abzugrenzen, denen die bakterizide Eigenschaft nicht inne-
wohnt.(95,97)
Die bakterizide Wirkung von UV-C Licht auf Organismen beruht darauf, dass
nicht vollständig mit Wasserstoffatomen gesättigte Bindungen oder konju-
gierte Bindungen, wie sie in der DNA vorkommen, UV-C Licht stark absorbie-
ren. Hierbei werden die konjugierten Bindungen destabilisiert, weil eines der
Elektronen auf ein energetisch höheres Orbital gehoben wird. Wenn UV-C
Strahlung beispielsweise Pyrimidin, Purin oder auch aromatische Aminosäu-
ren berührt, kommt es durch die Energie der UV-C Strahlung zwischen den
Pyrimidin-Basen der DNA zu kovalenten Dimerbildungen, eine Konformitäts-
änderung der DNA ist die Folge.(98,99) Dieser Effekt von UV-C Licht wurde
in der Vergangenheit bereits auf verschiedene Weise genutzt. Der bislang
am weitesten verbreitete Gebrauch von germinozidem UV Licht ist in Sicher-
heitslaboren zu finden. Nach Abschluss der Tätigkeiten in einem solchen
Labor wird ein UV-C Licht oberhalb der Arbeitsfläche angeschaltet, um die
Desinfektion der genutzten Arbeitsfläche zu ergänzen.(100) Hierbei ist je-
doch zu beachten, dass die Centers for Disease Control and Prevention
(CDC) insbesondere für Biosicherheitslabore keine eindeutige Empfehlung
zugunsten UV-Licht-gestützter Desinfektionsverfahren herausgegeben hat-
ten, da die UV Lampen wöchentlich auf ihre Strahlungsintensität zu überprü-
fen wären und ein Betreten des Labors bei Betrieb der Lampe nicht möglich
ist.(101)
Eine weitere Anwendung von UV-C Licht stellt die Desinfektion der Luftströ-
mung in Risikobereichen wie Operationsräumen oder Intensivstationen
dar.(102) Auch in Klimaanlagen in Büroräumen wurde UV-C Licht zur Aufbe-
reitung von Luftströmen bereits erfolgreich angewendet und eine 99%-ige
Reduktion von Mikroorganismen auf den Oberflächen der Klimaanlagen er-
reicht. Hierfür war eine UV-C Lampe mit einer Bestrahlungsstärke von 450
mW/cm2 (= 450.000 µW/cm2) mit einer Wellenlänge zwischen 245 nm und
44
266 nm bei einem Abstand von 1 m notwendig.(103) Die UV-C Lampe dieser
Arbeit hatte im Vergleich dazu eine deutlich geringere Bestrahlungsstärke
von 1.186 µW/cm2. Bei einem erheblich geringeren Abstand der Lichtquelle
zur Oberfläche von 10 cm konnten jedoch ähnliche Resultate erzielt werden.
Eine weitere Studie überprüfte den zusätzlichen Nutzen einer UV-C Bestrah-
lung bei der Dekontamination von Luftströmungskanälen. Durch die Bestrah-
lung mit UV-C Licht gelang es hier, die Konzentration von artifiziell eingesetz-
ten Sporen von B. atropheaus um 8 bis 12 log-Stufen zu reduzieren. Die mitt-
lere Bestrahlungsstärke betrug dabei 2.000 µW/cm2, die UV-C Lampe wurde
zentral in einer 51 mal 51 mal 112 cm großen Einheit angebracht und der
Luftstrom hindurchgeleitete. Genauere Angaben über die Bestrahlungsab-
stände werden in der Studie nicht gemacht.(102)
5.1.3. UV-C-Licht zur Desinfektion von Alltagsoberflächen im stationä-
ren Einsatz
Zum Nachweis der Desinfektionswirksamkeit von UV-C Lampen in Patien-
tenzimmern führten bereits andere Arbeitsgruppen Versuche durch. Hierbei
wurden stationäre UV-C Lampen aber auch tragbare UV-C Lampen verwen-
det. Katara et. al. konnten zeigen, dass eine UV-C Lampe mit einer Bestrah-
lungsstärke von 40 W, die zentral in einem Patientenzimmer in 2,44 m Höhe
angebracht worden war, erheblich zur Keimreduktion des Zimmers beitragen
konnte. Durch die Anwendung dieser Lampe konnte nach einer 30 minütigen
Bestrahlungszeit eine Reduktion von E. coli, B. subtilis und C. perfringens
um 4 log-Stufen erreicht werden. Aufgrund dieser Ergebnisse empfahlen die
Autoren eine Zeitspanne von 30 min für eine Desinfektion mit dieser UV-C
Lampe. Längere Zeitintervalle wurden nicht untersucht.(104)
Stibich et. al. nutzten für die Desinfektion von häufig berührten Oberflächen
eines Patientenzimmers eine UV-C Lampe (PX-UV, Xenex Healthcare Ser-
vice), die bei pulsierendem UV-C Licht von 2 Hz eine Mindestbestrahlungs-
leistung von 24 W erreichte. Die UV-C Lampe wurde in diesen Versuchen an
drei verschiedenen Orten im Patientenzimmer platziert, sodass eine genaue
45
Abstandsangabe zur Oberfläche nicht möglich war. Es wurde in diesem Fall
auf die desinfizierende Wirkung von UV-C Strahlung auf VRE fokussiert. Die
Oberflächen wurden dem UV-C Licht nach standardisierter Reinigung für 30
s ausgesetzt. Vor der Bestrahlung konnte auf 27 Oberflächen eine Kontami-
nation mit VRE festgestellt werden. Nach standardisierter Reinigung redu-
zierte sich die Anzahl verunreinigter Oberflächen bereits auf 4. Nachdem die
Oberflächen auch noch mit der UV Lampe bestrahlt wurden, konnte auf kei-
ner Oberfläche mehr VRE nachgewiesen werden. Insgesamt bezifferten die
Autoren die erforderliche Zeit, um ein gesamtes Patientenzimmer zu dekon-
taminieren, auf 18 min. Die für diese Untersuchungen genutzte Lampe hatte
jedoch die Maße von 48 x 40 x 100 cm, sodass eine flexible und mobile An-
wendung dieser UV-C Lichtquelle nicht realistisch ist und ihr Einsatz deswe-
gen nur stationär für die Desinfektion eines gesamten Patientenzimmers
sinnvoll erscheint.(105)
In der Folge wurde die UV-C Lampe, die Stibich et. al.(105) für ihre Versuche
nutzten (PX-UV, Xenex Healthcare Service), an verschiedenen Punkten op-
timiert. Insbesondere erhielt das Gerät eine UV-C Lampe mit einer Leistung
von mindestens 48 W, sodass das Gerät bei den Folgeversuchen von Jina-
datha et. al. eine doppelt so große Leistung aufwies.(106) Die Lichtquelle
wurde an drei verschiedenen Stellen des Zimmers für jeweils 2 bzw. 3 min
verwendet. Bei der Anwendung von nichtpulsierendem UV-C Licht ergab sich
im Vergleich zu einer standardisierten manuellen Reinigung eine Reduktion
von MRSA um 76%. Bei zusätzlicher Verwendung der UV-C Lampe mit pul-
sierendem UV-C Licht konnte die Reduktion sogar auf 98% (ca. 2 log-Stufen)
im Vergleich zur manuellen Reinigung gesteigert werden.(106)
Bei Verwendung einer Bestrahlungsstärke von 12.000 µW/cm2 zur Bestrah-
lung von A. baumannii und VRE bzw. 22.000 µW/cm2 für die Inaktivierung
von C. difficile Sporen konnten Anderson at el.(107) innerhalb eines Zeitin-
tervalls von 25 min eine Reduktion von A. baumannii um 1,07 log-Stufen, von
VRE um 1,68 log Stufen erreichen. Zur Reduktion von C. difficile um 1,16 log
Stufen war hingegen eine Bestrahlungsdauer von 45 min erforderlich. Anga-
ben zu Abständen zwischen der Lampe und den bestrahlten Oberflächen
46
sind jedoch nicht verfügbar, sodass deren Ergebnisse nur eingeschränkt mit
den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit verglichen werden können. Die von
Anderson et. al.(107) genutzte Bestrahlungsstärke von 12.000 µW/cm2 über-
steigt zwar die in der vorliegenden Arbeit genutzte Bestrahlungsstärke von
1.186 µW/cm2. Es ist jedoch davon auszugehen, dass die bei Anderson et al.
verwendeten Abstände zur Dekontamination ganzer Patientenzimmer erheb-
lich größer als der hier in vitro gewählte Abstand von 10 cm waren. Zudem
wurden keine Daten zu Zeitpunkten
47
al.(105) als auch für die Arbeit von Jinadatha et. al.(106) gilt die Einschrän-
kung, keine Abstandswerte erhoben und stattdessen die Bestrahlungsdauer
verlängert zu haben, sodass ein Vergleich ihrer Ergebnisse mit denen dieser
Arbeit nur eingeschränkt möglich ist.
Levin et. al. stellten fest, dass sich UV-Licht zur Oberflächendesinfektion
positiv auf die Infektionsraten mit C. difficile auswirken kann. Bei regelmäßi-
ger Anwendung von UV-C Licht zur Desinfektion von Oberflächen konnte die
Infektionsrate mit C. difficile von 9,4/10.000 Patiententagen auf 4,4/10.000
Patiententage (53% Reduktion; P = 0.01; 95% Konfidenzintervall: 6.40-12.4)
innerhalb eines Jahres in einem Krankenhaus reduziert werden.(109)
5.1.4. UV-C-Licht zur Desinfektion von Alltagsoberflächen im mobilen
Einsatz
Der Versuchsaufbau einer weiteren Studie von Nerandzic et. al.(110) ähnelt
der vorliegenden Arbeit, da für diese Untersuchung ebenfalls ein tragbares
UV-C Gerät genutzt wurde. Mit diesem Gerät wurden Oberflächen in einem
Abstand von 10 cm für 5 s bei einer Bestrahlungsstärke von 100 mJ/cm2 (=
100 mW/cm²s) bestrahlt. Innerhalb dieses Zeitraumes gelang für C. difficile
Sporen eine Reduktion um 4,4 log-Stufen KBE. Die Ergebnisse der hier vor-
liegenden Versuche ergaben erst nach etwa 40 s eine Reduktion um 4 log
Stufen bei einer deutlich geringeren Bestrahlungsstärke von nur 1.186
µW/cm2. Für MRSA beschrieben Nerandzic et. al. eine Reduktion um 5,4 log-
Stufen und für VRE eine Reduktion um 6,9 log-Stufen.(110) In den Versu-
chen der vorliegenden Arbeit zeigte sich bei vergleichbarem Abstand bezüg-
lich S. aureus bereits nach 3 s und bzgl. Enterokokken nach 6 s eine voll-
ständige Inaktivierung aller Bakterien.
Die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen zum einen, dass eine wirksame Oberflä-
chendesinfektion mit einem tragbaren UV-C Gerät mit einer Bestrahlungs-
stärke von mindestens 1.000 µW/cm2 grundsätzlich gelingen kann. Auch der
hierfür notwendige Abstand von etwa 10 cm erscheint für Alltagsanwendun-
gen praktikabel. Aus den Ergebnissen kann zudem geschlussfolgert werden,
48
dass eine Zeitspanne von 45 min, wie sie von Anderson et. al.(107) oder
auch von Nerandzic et. al.(63) angewendet wurde, erheblich unterschritten
werden kann. Zusätzlich ergaben die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit,
dass nach 40 s Bestrahlung mit den gewählten Parametern (Bestrahlungs-
stärke = 1.186 µW/cm2 bei 10 cm Abstand) auch Sporen von C. difficile
grundsätzlich vollständig inaktivert werden können. Die vollständige Elimina-
tion dieses Keimes mit Hilfe einer tragbaren UV-C Lampe konnte hier erst-
malig beschrieben werden.
Inwieweit die hier vorgestellte Methode auch im Routineeinsatz auf anderen
Oberflächen vergleichbar gute Ergebnisse erzielen, bleibt dabei Thema zu-
künftiger Untersuchungen. Es gibt Hinweise darauf, dass unter Alltagsbedin-
gungen eine vollständige Inaktivierung von C. difficile Sporen nicht unbedingt
zu erwarten ist: Nerandzic et. al.(110) konnten zeigen, dass sich der Dekon-
taminationserfolg unter Idealbedingungen in vitro (4,4 log-Stufen) von den
Ergebnissen auf anderen Oberflächen unter Alltagsbedingungen, z.B. Re-
duktion um nur 3,2 log-Stufen auf Computertastaturen, deutlich unterschei-
den kann.(110)
Der Effekt der hier getesteten UV-C Lampe wird durch die Wirkung auf B.
pumilus und G. steratothermophilus bestätigt. Insbesondere B. pumilus wird
als ausgesprochen widerstandsfähiger Keim beschrieben. So zeigte B. pumi-
lus in einer Untersuchung die größte Resistenz gegenüber UV-C Strahlung
im Vergleich zu allen anderen Bacillus spp.(111) Diese Sporen werden routi-
nemäßig zur Sterilitätstestung bei Hygieneüberprüfungen verwendet.(102) G.
steratothermophilus wird unter anderem zur Qualitätstestung von Autoklaven
verwendet, um den Sterilisationserfolg zu validieren.(112) Da zur Sterilitäts-
testung sehr widerstandsfähige Stämme zum Einsatz kommen, wurden diese
Spezies für die vorliegende Arbeit ausgewählt. Auch bei diesen zeigten sich
Eliminationskinetiken ähnlich denen von C. difficile, wobei G. sterathother-
mophilus bereits nach 30 s vollständig inaktiviert worden war. Die Wirkung
der UV-C Lampe auf B. pumilus und G. sterathothermophilus unterstützen
die Ergebnisse: Eine grundsätzliche Wirksamkeit vorgestellten Methode zur
Desinfektion von Oberflächen konnte nachgewiesen werden.
49
Durch die Versuche der vorliegenden Arbeit konnte somit gezeigt werden,
dass die Nutzung einer mobilen UV-C Lampe aufgrund der kurzen Bestrah-
lungsdauer eine Ergänzung zu den bisher etablierten Desinfektionsmethoden
für Oberflächen sein kann. Dies ist besonders bedeutsam, da die hier über-
prüften vegetativen Formen von E. coli, E. faecium, S. aureus und A.
baumannii, sowie Sporen von C. difficile häufige Erreger nosokomialer Infek-
tionen sind.
5.2. Limitierungen
5.2.1. Übertragbarkeit der Ergebnisse
Bei der Einordnung der Versuchsergebnisse muss berücksichtigt werden,
dass die Beschaffenheit der bestrahlten Oberfläche Auswirkung auf die Re-
duktion der Keime haben kann. Viele Oberflächen elektronischer Geräten
werden heutzutage aus Glas oder Kunststoff hergestellt. Dieser Umstand
wurde im Versuchsaufbau der Arbeit nicht berücksichtigt. Stattdessen wurde
als Oberfläche ausschließlich ein Nährmedium verwendet, das dafür seiner-
seits zur späteren Anzucht des Erregers Idealbedingungen bietet. Die Über-
tragbarkeit der so gewonnenen Erkenntnisse auf Oberflächen des Stations-
alltags ist damit nur eingeschränkt möglich. Ob die Beschaffenheit der Ober-
fläche relevanten Einfluss auf die Desinfektionsleistung einer tragbaren UV-C
Lampe haben kann, sollte jedoch Bestandteil zukünftiger Untersuchungen
sein, da hierzu bis jetzt keine Daten vorliegen.
5.2.2. Schäden am bestrahlten Material
Es wurde nicht geprüft, ob UV-C Strahlung zur Dekontamination von Ober-
flächen den bestrahlten Objekten selbst Schaden zufügt. Bekannt ist, dass
es durch die energetische Wirkung von UV-Licht auf Plastikoberflächen zu
einem oxidativen Stress kommt. Dadurch wird der Alterungsprozess, insbe-
sondere eine Versprödung und eine Rissbildung, des Materials beschleu-
nigt.(113) Eine Prüfung durch das Bundesinstitut für Materialfor-
schung/Risikobewertung ist vor dem regelhaften Einsatz einer solchen Me-
50
thode unabdingbar, dies auch vor dem Hintergrund eines möglichen Garan-
tieverlustes elektronischer Geräte.
5.2.3. Eindringtiefe
In dieser Arbeit wurden keine Untersuchungen zur Eindringtiefe der UV-C
Strahlung in Oberflächen durchgeführt. Der Hersteller der verwendeten UV-C
Lampe empfiehlt in seinen Anwendungsvorschlägen auch eine Bestrahlung
„von Matratzen und Bettlaken zur Inaktivierung von Krankheitserregern“ . Ne-
randzic et. al.(110) diskutierten bereits 2012 die mögliche Anwendung der
von ihnen genutzten UV Lampe zur Desinfektion von Bettlaken oder Kissen.
Genaue Untersuchungen und Studien bezüglich der Eindringtiefe von UV-C
Strahlung bei Bettlaken und Matratzen liegen jedoch bislang nicht vor. Insge-
samt ist daher derzeit nicht von einer ausreichenden Eindringtiefe bei der
ausschließlichen Verwendung von UV-C Strahlung auszugehen, sodass die-
se als alleinige Methode zur Desinfektion von Oberflächen mit Struktur nicht
empfohlen werden kann.(110) Dafür wären weitere Untersuchungen erfor-
derlich, die sich mit dieser Fragestellung befassen.
5.2.4. Umweltbedingungen
Bezüglich des Einflusses der Luftfeuchtigkeit auf die Reduktion von Erregern
mittels UV-C Strahlung ergibt sich aus bislang bekannten Veröffentlichungen
kein einheitliches Bild. Bei steigender Luftfeuchtigkeit wird einerseits eine
verminderte Absterberate beschrieben, so zeigten die untersuchten Aerosole
von S. marcescens bei einer Luftfeuchtigkeit zwischen 60% und 70% eine
geringere Sensitivität für UV-C Strahlung, als bei Luftfeuchtigkeit zwischen
25% und 60%. In dieser Studie aus dem Jahre 1972 konnte eine 20% gerin-
gere Reduktion bei entsprechenden Luftfeuchtigkeiten zwischen 60% und
70% gezeigt werden.(114) Andererseits ergaben Untersuchungen von Rent-
schler und Nagy aus dem Jahre 1942 bei steigender Luftfeuchtigkeit eine
unveränderte Abtötungsrate im Bezug auf Streptococcus pyogenes.(115)
Hieraus schlussfolgerten Kowalski et. al. im Jahre 2000, dass aufgrund die-
ser uneinheitlichen Studienlage von eine Speziesabhängigkeit auszugehen
51
ist.(97) Die Versuchsbedingungen der hier vorliegenden Arbeit entsprachen
realistischen Gegebenheiten.
Bezüglich des Einflusses der Temperatur auf die Inaktivierung von Bakterien
zeigte eine Untersuchung von Chen et. al. bei einer Raumtemperatur von 4
°C eine geringere Reduktion von E. feacalis bei Bestrahlung mit UV-C Licht
bei einer Intensität von 16,5 mJ/cm2 im Vergleich zur Bestrahlung bei 25
°C.(116) Bei der hier vorliegenden Arbeit wurde ebenfalls und ausschließlich
bei Raumtemperatur bestrahlt, da dies den Gegebenheiten bei einem Ein-
satz entsprechender Geräte im Routinealltag entspricht. Für Anwendungen
unter anderen klimatischen Bedingungen, z.B. zur Dekontamination eines
Kühlschrankes kann daher mit den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit kei-
ne Aussage getroffen werden.
5.2.5. Distanz und Intensität
In der vorliegenden Arbeit wurden alle Erreger ausschließlich mit einem kon-
stanten Abstand bestrahlt. Auch die Bestrahlungsstärke blieb unverändert,
da die Konstruktion der Lichtquelle keine Regulation der Bestrahlungsstärke
vorsieht. Zur Aufrechterhaltung einer solchen konstanten Bestrahlungsstärke
ist jedoch eine gleichbleibende Stromversorgung notwendig. Die hier ver-
wendete Lampe erlaubte keinen Batteriebetrieb, daher war ein Zugang zu
einer Stromquelle (Steckdose) unerlässlich. Dies schränkt die praktische
Anwendbarkeit jedoch nur minimal ein, denn im Routinealltag könnten Gerä-
te an einem Tisch gesammelt und dort bestrahlt werden.
Bezüglich verschiedener Abstände der Lichtquelle von der zu desinfizieren-
den Oberfläche sind sicherlich noch weitergehende Untersuchungen erfor-
derlich und sinnvoll, weil die Leistung pro Fläche einer gleichmäßig strahlen-
den Energiequelle nach dem Abstandsquadratgesetz mit 1/r2 (r = Abstand)
abnimmt. Daher muss von einer erheblich reduzierten Desinfektionswirkung
der Lampe bei vergrößertem Abstand ausgegangen werden. Welcher Ab-
stand hier maximal praktikabel ist, müsste in ergänzenden Versuchsreichen
geprüft werden.
52
5.2.6. Arbeitssicherheit
Bei der Nutzung von UV Licht stellt sich immer die Frage nach dem Gesund-
heitsschutz für den Anwender. Für das UV-A Licht ist eine DNA-Schädigung
beschrieben worden: Es kommt hier zur Bildung von Thymidindimeren. Zu-
dem bilden sich auch reaktive Sauerstoffradikale, die ihrerseits indirekt die
DNA durch den oxidativen Stress schädigen können.(117-119) Auch UV-B
und UV-C Strahlung werden direkt von der DNA absorbiert, und es kommt
auch hier zur Bildung von Dimeren (meistens Cyclobutan-
Pyrimidindimere).(118,120) Aus den beschriebenen Schäden auf der DNA
erklärt sich auch das kanzerogene Potential.(121)
Außerdem ist bekannt, dass die Exposition gegenüber UV-C Licht zu einer
Photokeratitis und einer Photokonjunktivitis führen kann. Zusätzlich wird
durch langfristige Exposition das Risiko für einen Katarakt erhöht.(122) Da-
her sind die üblichen Schutz- und Sicherheitsmaßnahmen nach der Verord-
nung zum Schutz der Beschäftigten vor Gefährdungen durch künstliche opti-
sche Strahlung des Fachverbandes Strahlenschutz e.V. zu beachten (z.B.
Schutzbrille, Schutzanzug, Abschirmung, Kennzeichnung des Gefahrenbe-
reiches und ggf. Hautschutzcreme etc.).(123) Auch der Hersteller der getes-
teten UV-C Lampe hat diesbezüglich eine Gefahrenbewertung vorgenom-
men und warnt vor der direkten Exposition von Augen und Haut mit dem UV-
C Licht des The Verilux® CleanWave®. Eine CE-Kennzeichnung gemäß der
EU Verordnung 765/2008 dieses Produktes liegt bislang jedoch nicht vor, da
es primär auf dem US-amerikanischen Markt vertrieben wird.
Bei der Nutzung von UV-C Licht stellt die Ozonentwicklung ein weiteres
Problem der Arbeitssicherheit dar.(124) Unter dem Einfluss von UV-C Licht
entsteht Ozon aus gewöhnlichem Sauerstoff, entsprechend der allgemeinen
Reaktionsgleichung:
3 O2 2 O3.
Eine erhöhte Ozonexposition wird durch den entstehenden oxidativen Stress
auf das Lungenepithel mit einer verstärkten Entzündungsreaktion in Verbin-
dung gebracht.(125) Ozon schädigt folglich die Lunge, reizt die oberen
53
Atemwege und wird in der Folge mit der Entstehung von Asthma assoziiert.
Zudem kann es zu Kopfschmerzen und Brustschmerzen führen.(126,127)
Außerdem wurde eine Verbindung zwischen einer erhöhten Ozonexposition
und Lungenkrebs hergestellt.(128)
Bei der für diesen Versuch genutzten UV-Lampe konnte während des Be-
triebs jedoch keine Ozonentwicklung nachgewiesen werden.(129) Auch Ne-
randzic et. al. überprüften die bei ihren Versuchen abgegebene Menge an
Ozon. Sie konnten nur direkt unterhalb der von ihnen benutzten UV-C Lampe
überhaupt Ozon detektieren. Der genaue Wert wird in der Arbeit nicht ge-
nannt, bleibt den Autoren zufolge jedoch unterhalb des von der amerikani-
schen Food and Drug Administration (FDA) erlaubten Grenzwertes von 0,05
ppm.(110,130) Somit wurden weder bei den Versuchen der vorliegenden
Arbeit, noch bei denen von Nerandzic et. al.(110) die Informations- und
Alarmschwelle für Ozonbelastung der Luft der Europäischen Union er-
reicht.(131) Bei der Benutzung der Lampe ist also nicht von einer unmittelba-
ren Gesundheitsgefahr für den Nutzer auszugehen.
5.3. Schlussfolgerung
Die Ergebnisse dieser Arbeit konnten zeigen, dass es mit einem tragbaren
UV-C Gerät gelingt viele, relevante pathogene und für nosokomiale Infektio-
nen verantwortliche Erreger auf Oberflächen abzutöten. Der klinische Nutzen
von tragbaren UV-C Geräten ist für verschiedene Produkte im klinischen All-
tag in früheren Arbeiten auf ihre Wirksamkeit untersucht und belegt worden.
Bekannt ist jedoch ebenfalls, dass UV-C Strahlung ohne eine vorherige suffi-
ziente Reinigung zur Minimierung der Keimlast allein nicht ausreicht, um
Oberflächen zuverlässig zu dekontaminieren.(110) Deswegen handelt es
sich bei der in dieser Arbeit vorgestellten Methode bezüglich der Desinfektion
trockener Oberflächen grundsätzlich nur um eine Ergänzung bereits beste-
hender Hygienemaßnahmen. Auch andere Autoren empfehlen für trockene
Oberflächen UV-C Licht nur als zusätzliche Desinfektionsmöglichkeit zu nutz-
ten.(132)
54
Die hier vorgestellten Ergebnisse zeigen, dass bei der vorgestellten Methode
eine alltagstaugliche Bestrahlungsdauer zu einer signifikanten Keimreduktion
führt. Daher bietet sich die hier vorgestellte Methode zur Dekontamination
„neuer Oberflächen“ in Krankenhäusern für Smartphones und Tablets an, für
die die traditionellen Methoden der Aufbereitung nicht – oder nur sehr einge-
schränkt – genutzt werden können.
55
6. Zusammenfassung
Oberflächendesinfektion spielt eine wichtige Rolle im Rahme von Infektions-
kontrolle. Üblicherweise wird eine Dekontamination mittels einer Wischdesin-
fektion durchgeführt.
In den letzten Jahren hat der Gebrauch von Smartphones und Tablets direkt
am Patienten in Krankenhäusern erheblich zugenommen. Aufgrund dessen
werden diese Geräte häufig mit pathogenen Bakterien kontaminiert. Da der
Gebrauch flüssiger Desinfektionsmittel die Herstellergarantie gefährden und
dem Gerät Schaden würde, sind neue Formen der Desinfektion für diese
Geräte nötig.
Diese Arbeit überprüfte deswegen die Möglichkeit eines neuen tragbaren UV
Gerätes zur Desinfektion von Oberflächen.
Für die Versuche wurde der The Verilux CleanWave Sanitizing Wand als UV
Lichtquelle genutzt. Diese Lichtquelle emittiert hauptsächlich UV-C Licht ei-
ner Wellenlänge von 265 nm bei einer Bestrahlungsstärke von 5,5 W/cm2 in
einem Abstand von 12,5 mm.
Getestet wurde dessen bakteriozide Wirkung auf: Sporen von G. stearother-
mophilus, B. pumilus, B. atropheaus und C. difficile Ribotyp 027, sowie auf
vegetative Form von S. aureus, E. faecium, E. coli und A. baumannii.
Für Bakteriensuspensionen wurden Verdünnungsreihen aus vegetativen
Formen frischer Übernachtkulturen hergestellt.
Die Herstellung der Sporensuspension erfolgte durch das Ausschütteln der
Sporen aus Sporenstreifen. Zur Herstellung der C. difficile Sporensuspension
wurden eine bereitgestellte Suspension verdünnt. Von den so hergestellten
Suspensionen wurden jeweils 100 µl auf Agarplatten pipettiert und mittels
eines sterilen Glasspatels gleichmäßig verteilt.
Im Abstand von 10 cm erfolgte die Bestrahlung mit der UV-C Lichtquelle
durch eine Blende von 5,7 cm2 für verschiedene Zeitintervalle (0-90 sek.)
56
C difficile wurde im Anschluss für 48 Stunden bei 36 °C anaerob auf einem
Selektivmedium bebrühtet. Die anderen Organismen wurden auf Schaf-Blut-
Agar für 24 Stunden bei 36 °C, bzw. G stearothermophilus bei 56 °C, bebrü-
tet.
Im Anschluss erfolgte die Auszählung aller Kollonien auf der definierten Flä-
che. Alle Experimente wurden in fünf voneinander unabhängigen Versuchen
durchgeführt.
Es konnte eine mindestens 90%ige Reduktion aller getesteten Sporen nach
40 Sekunden gezeigt werden. Für alle getesteten vegetativen Formen erfolg-
te die vollständige Inaktivierung sogar in weniger als 5 Sekunden.
Die Oberflächen von elektronischen Geräten stellen eine große Herausforde-
rung der Infektionskontrolle da. Neben der grundsätzlich erfolgreichen Re-
duktion pathogener Bakterien sollte diese Reduktion in einem, im klinisch
Alltag praktikablen Abstand und in akzeptabler Zeit erfolgen können. In der
hier vorliegenden Arbeit konnte nach der Bestrahlung mit UV Licht eine signi-
fikante Reduktion der Bakterien und Sporen innerhalb von wenigen Sekun-
den in einem Abstand von nur 10 cm gezeigt werden.
Selbst Sporen von C. difficile konnten dabei inaktivert werden.
Vor einem Einsatz solcher UV-Geräte zur Desinfektion müssen jedoch noch
weitere Untersuchungen zur Arbeitssicherheit, sowie zur potentiellen Schä-
digung bestrahlter Materialien erfolgen. Ferner ist beim Einsatz von auf dem
Markt befindlichen Geräten darauf zu achten, dass es sich um Produkte
handelt, die entsprechend der geltenden regulatorischen Rechtslage im me-
dizinischen Bereich eingesetzt werden dürfen.
57
7. Anhang
7.1. Quellenverzeichnis
(1) Robert-Koch-Institut. Definitionen nosokomialer Infektionen (CDC-Definitionen) 7. Aufla-
ge. Berlin: Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen am
Institut für Hygiene und Umweltmedizin; 2011.
(2) Horan TC, Andrus M, Dudeck MA. CDC/NHSN surveillance definition of health care-
associated infection and criteria for specific types of infections in the acute care setting. Am
J Infect Control 2008 Jun;36(5):309-332.
(3) Robert-Koch-Institut. Deutsche Daten im Rahmen der ersten europäischen Prävalenzer-
hebung zum Vorkommen nosokomialer Infektionen und zur Antibiotikaanwendung. Epidemi-
ol Bull; 2012;26:239-248.
(4) Behnke M, Hansen S, Leistner R, Diaz LAP, Gropmann A, Sohr D, et al. Nosokomiale
Infektionen und Antibiotika-Anwendung. Dtsch Arztebl International 2013 /9/20;110(38):627-
633.
(5) Klauber J, Geraedts M, Friedrich J, Wasem J. Krankenhaus-Report 2012 Schwerpunkt:
Regionalität. Schattauer Verlag 2012.
(6) Gastmeier P, Geffers C. Nosocomial infections in Germany. What are the numbers,
based on the estimates for 2006? Dtsch Med Wochenschr 2008 May;133(21):1111-1115.
(7) Robert-Koch-Institut. Basisdaten der stationären Krankenhausversorgung in Deutschland
- nosokomiale Infektionen. Epidemiol Bull; 2010;36:359-368.
(8) Robert-Koch-Institut. Deutsche Nationale Punkt-Prävalenzstudie zu nosokomialen Infek-
tionen und Antibiotika-Anwendung Abschlussbericht. Berlin: Nationales Referenzzentrum für
Surveillance von nosokomialen Infektionen am Institut für Hygiene und Umweltmedizin;
2011.
(9) Beyersmann J, Gastmeier P, Grundmann H, Barwolff S, Geffers C, Behnke M, et al.
Transmission-associated nosocomial infections: prolongation of intensive care unit stay and
risk factor analysis using multistate models. Am J Infect Control 2008 Mar;36(2):98-103.
(10) Chen YY, Chou YC, Chou P. Impact of nosocomial infection on cost of illness and
length of stay in intensive care units. Infect Control Hosp Epidemiol 2005 Mar;26(3):281-287.
(11) Grube RF, Heinlein W, Scheffer H, Rathmayer M, Schepp W, Lohse AW, et al. Econom-
ic burden of Clostridium difficile enterocolitis in German hospitals based on routine DRG
data. Z Gastroenterol 2015 May;53(5):391-397.
(12) Boyce JM, Pittet D, Healthcare Infection