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CENTRO DE INVESTIGACION CIENTÍFICA
DE YUCATÁN A. C.
POSGRADO EN MATERIALES POLIMÉRICOS
“CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE
BIOPOLÍMEROS OBTENIDOS DEL EXOESQUELETO DE LA CACEROLITA DE MAR
(LIMULUS POLYPHEMUS)”
Tesis que Presenta
Ing. Alejandro Axel Méndez Alpuche
En opción al Título de
Maestro en Materiales Poliméricos
Director de Tesis
Dr. Rolando Ríos Soberanis
Co-director de Tesis
Dr. Emilio Pérez Pacheco
M é r i d a , Y u c a t á n , J u l i o d e 2 0 1 7
1
Mérida, Yucatán, México; Julio 2017
DECLARACIÓN DE PROPIEDAD
Declaro que la información contenida en la sección de materiales y métodos
experimentales, los resultados y discusión de este documento proviene de las
actividades de experimentación realizadas durante el período que se me asignó,
para desarrollar mi trabajo de tesis, en las Unidades y Laboratorios del Centro de
Investigación Científica de Yucatán, A. C., y que dicha información le pertenece en
términos de la Ley de la Propiedad Industrial, por lo que no me reservo ningún
derecho sobre ello.
__________________________
Alejandro Axel Méndez Alpuche
2
3
AGRADECIMIENTOS
Le agradezco a DIOS porque gracias a la fe en El, he podido mantener mi espíritu
de superación para alcanzar esta meta.
A toda mi familia y en especial a mis padres Alejandro y Ana Rosa por el apoyo
incondicional que siempre me brindan, y por enseñarme a lograr las cosas con
honestidad y esfuerzo.
A mis directores de Tesis, el Dr. Carlos Rolando Ríos Soberanis y Dr. Emilio Pérez
Pacheco, agradezco su conocimiento, su paciencia, sus consejos y sobre todo por
la disponibilidad de apoyarme con mis dudas.
A los miembros de mi comité tutoral y revisores, por sus valiosas contribuciones en
esta Tesis.
Al MC José Rodríguez Laviada por su gran apoyo en el trabajo experimental.
Al Centro de Investigación Científica de Yucatán (CICY) y al Instituto Tecnológico
Superior de Calkiní en el Estado de Campeche (ITESCAM), por el uso de su
infraestructura y sus equipos para la realización de mi trabajo de investigación.
Mi agradecimiento al CONACYT por la beca concedida durante la realización de ms
estudios.
Agradezco a mis amigos de la maestría su confianza, su apoyo incondicional y sobre
todo por los buenos momentos que se vivieron durante los estudios.
A mi Esposa Yasuri porque en todo momento me brindó su cariño y comprensión,
por estar siempre conmigo, apoyándome durante mis estudios. Te amo mi amor.
4
CONTENIDO
RESUMEN.................................................................................................................... 9
INTRODUCCIÓN......................................................................................................... 10
JUSTIFICACIÓN......................................................................................................... 12
HIPÓTESIS.................................................................................................................. 12
OBJETIVO GENERAL................................................................................................ 12
OBJETIVOS ESPECÍFICOS....................................................................................... 12
CAPÍTULO 1. GENERALIDADES.............................................................................. 13
1.1 Cacerolita de mar (Limulus polyphemus)...................................................... 13
1.1.1Generalidades…..………………..…………………………......................... 13
1.1.2 Hábitat. …………..……..…………………………………………................ 13
1.1.3 Taxonomía. ……………………................................................................ 15
1.1.4 Alimentación. ………………………………………….………..................... 15
1.1.5 Características físicas. …………….......................................................... 15
1.1.6 Reproducción y desarrollo. ……………………......................................... 18
1.1.7 Muda. ………………………………........................................................... 19
1.1.8 Otras aplicaciones del cangrejo Herradura. ............................................ 20
1.2 Biopolímeros. …………………………...…...................................................... 20
1.2.1 Polisacáridos. …………………………………………….…........................ 21
1.3 Quitina. .......................................................................................................... 22
1.3.1 historia. .................................................................................................... 22
1.3.2 Estado natural. ........................................................................................ 23
1.3.3 Propiedades de la quitina…….................................................................. 23
1.3.4 Obtención de quitina……………………….……........................................ 24
1.3.5 Extracción de quitina, método químico. . …………................................... 25
1.3.6 Estructura cristalina. ……..……................................................................ 26
5
1.4 Quitosano. ..................................................................................................... 27
1.4.1 Propiedades del quitosano. ……….......................................................... 28
CAPÍTULO 2. ANTECEDENTES. ………………….……………….....…....................... 29
CAPÍTULO 3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL. …………..………....................... 34
3.1 Preparación de la muestra. ........................................................................... 34
3.2 Prueba de análisis fisicoquímicos. ……………….......................................... .35
3.2.1. Microscopía electrónica de Barrido (SEM y EDX)................................... 35
3.2.2. Calorimetría Diferencial de Barrido (DSC). ............................................ 36
3.2.3. Análisis Termogravimétrico. ................................................................... 36
3.4.4. Espectroscopía Infrarrojo por Transformada de Fourier (FTIR)............... 36
3.2.5. Proceso de extracción de la quitina. ...................................................... 37
CAPÍTULO 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. ………….……..………….................... 42
4.1 Microscopía electrónica de Barrido (SEM y EDX). …………......................... 42
4.2 Calorimetría Diferencial de Barrido (DSC). ................................................... 49
4.3 Análisis Termogravimétrico. .......................................................................... 51
4.4. Espectroscopía Infrarrojo por Transformada de Fourier (FTIR)..................... 54
CONCLUSIONES.........................................................................................................57
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................ 59
6
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1. Cacerolita de mar. ……………….............................................................. 14
Figura 1.2. Distribución de la cacerolita de mar en México. ....................................... 14
Figura 1.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar (Limulus polyphemus). A. Vista dorsal;
B. Vista ventral. ............................................................................................................ 16
Figura 1.4. Estructura de la cutícula del artrópodo. .................................................... 17
Figura 1.5. Estructura jerárquica del exoequeleto de la cacerolita de mar (Limulus
polyphemus). ............................................................................................................... 18
Figura 1.6. Proceso de la muda y crecimiento de la epidermis de los artrópodos. ...... 19
Figura 1.7. Quitina……………………………. …………………………………................ 23
Figura 1.8. Proceso de Obtención de quitina. .............................................................. 25
Figura 1.9 Estructura esquemática de la orientación de las cadenas poliméricas de las
diferentes quitinas. .......................................................................................................25
Figura 1.10. Quitosano. ............................................................................................... 27
Figura 3.1. Caparazón de la cacerolita de mar. a) Esquema de la sección transversal
del prosoma. b) Imagen de la parte superior del prosoma y telson. c) Imagen de la parte
inferior. d) Imagen de la estructura de soporte de pilares............................................. 34
Figura 3.2. Exuvia de la cacerolita de mar. a) Exuvia de 21 cm de longitud (Exuvia 1).
b) Imagen de la Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2). .............................................. 34
Figura 3.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar. ……................................................ 37
Figura 3.4. Polvo de dos muestras de caparazón de la cacerolita de mar.................... 38
Figura 3.5. Proceso de calentamiento de las muestras del polvo de caparazón de la
cacerolita de mar ……………………………………………………………………………..38
Figura 3.6. Proceso de desproteinización de las muestras de caparazón de cacerolita
de mar………………………………………………………………………………………....39
Figura 3.7. Proceso de desminerilización delas muestras de polvo de la cacerolita de mar.
………………………………………………………………………………………………….......39
Figura 3.8. Proceso de decoloración de las muestras del caparazón de la cacerolita de
mar. …………………………………………………….………………………………..…....40
7
Figura 3.9. Proceso de obtención de quitina para la cacerolita de mar.
.……..........................................................................................................................…40
Figura 4.1. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Prosoma, parte superior Caparazón.
a) Imagen superficie SEM a 1000X. b) Espectro EDX. .............................................. 42
Figura 4.2. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Prosoma, parte Inferior. a) Imagen
SEM de la superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ………………................................. 43
Figura 4.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Estructura de Pilares. a) Imagen SEM
de la superficie a 20X. b) Espectro EDX. ................................................................... 43
Figura 4.4. Exoesqueleto de lacacerolita de mar: telson. a) superficie a 50X. b) Espectro
EDX.............................................................................................................................. 45
Figura 4.5. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 1 a) Imagen SEM de la
superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ………….……………………………………..……45
Figura 4.6. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 2. a) Imagen SEM de la
superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ……..……….……………………………………..47
Figura 4.7. Extracto exoesqueleto de la cacerolita de mar: Muestra 1. a) Imagen SEM
de la superficie a 250X. b) Espectro EDX…………………….………………………...…47
Figura 4.8. Extracto exoesqueleto de la cacerolita de mar: Muestra 2. a) Imagen SEM
de la superficie a 250X. b) Espectro EDX……….……………………………………….. 48
Figura 4.9. Curvas DSC muestras exoesqueleto de la cacerolita de mar antes del
proceso de extracción. ……………………………………………………………………. 50
Figura 4.10. Curvas DSC muestras exoesqueleto de la cacerolita de mar, después del
proceso de extracción. …………………………………………………………….…......… 51
Figura 4.11. TGA muestras de caparazón de la cacerolita de mar antes del proceso de
extracción. ....……………………………………………………….…….…….…………… 52
Figura 4.12. Curvas TGA Muestras de caparazón de la cacerolita de mar después del
proceso de extracción de quitina………………………………….…………………......... 53
Figura 4.13. Muestras del exoesqueleto y exuvias de la cacerolita de mar antes del
proceso de extracción. ................................................................................................ 56
Figura 4.14. Espectros FTR muestras de la cacerolita de mar sometidas al proceso de
extracción. ................................................................................................................... 56
8
LISTA DE TABLAS
Tabla 4.1. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.1,
4.2 y 4.3 respectivamente. …………………………………………………….…………… 44
Tabla 4.2. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.4,
4.5 y 4.6 respectivamente…………………………………………………………………….... 46
Tabla 4.3. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.7
y 4.8 respectivamente………………………………………………………………………. 48
9
RESUMEN
El presente trabajo de investigación tiene como objetivo la caracterización de
los constituyentes biológicos (biopolímeros) que conforman el caparazón y las
exuvias de cacerolita de mar (conocido como mex en el idioma Maya local) (Limulus
polyphemus). Para tal efecto se analizaron diversas muestras de las partes del
exoesqueleto. Después se realizó un proceso de extracción mediante muestras en
polvo. Se emplearon diversas técnicas de caracterización tales como la Microscopía
Electrónica de Barrido (SEM), Espectroscopía de Rayos X (EDX), calorimetría
diferencial de barrido (DSC), análisis termogravimétrico (TGA) y Espectroscopía
infrarroja transformada de Fourier (FTIR). En el SEM y EDX se observó para las
muestras del caparazón la presencia de elementos como el carbono, oxígeno,
calcio, el magnesio, cloro. Sin embargo en las muestras del extracto en polvo se
eliminan estos elementos, quedando únicamente los elementos Carbono, Oxígeno
y aparece el Nitrógeno, indicando que se obtuvo quitina. En las curvas del TGA se
manifestaron de dos a tres eventos térmicos, teniendo en común el valor de la Tmax
cercano a los 350°C en los caparazones y en los extractos en polvo. En el espectro
FTIR se identificaron vibraciones de estiramiento correspondientes al grupo N-H a
3440cm-1, confirmando que se obtuvo quitina al realizar la extracción.
10
INTRODUCCIÓN.
El desarrollo de polímeros sintéticos es considerado uno de los grandes
avances del siglo XX, debido a la multiplicación de sus posibilidades de uso, no sólo
en la industria sino en la vida cotidiana. Estos polímeros sintéticos se obtienen
principalmente a partir del petróleo y son creados para funciones específicas. Los
plásticos son populares porque son a la vez, económicos, livianos, resistentes a la
oxidación, inalterables por los agentes atmosféricos, versátiles, aislantes de la
corriente eléctrica y pueden sustituir la madera, la piedra o el metal.
Sin embargo, estas mismas ventajas pueden ser sus peores inconvenientes.
La alta resistencia a la corrosión, al agua y a la descomposición bacteriana los
convierte en residuos difíciles de eliminar y, consecuentemente, en un grave
problema ambiental; es por esto que se busca hacer uso de los polímeros naturales
para que de alguna manera se encuentre la solución de la problemática que se ha
dado por el uso de polímeros sintéticos. Los polímeros biodegradables, se han
presentado como una gran solución a la conservación del medio ambiente y el
desarrollo de nuevas aplicaciones. [1]
Los biopolímeros son polímeros producidos por organismos vivientes. Los
ejemplos más característicos son la celulosa, quitina-quitosano, almidón, pectina,
alginato, proteínas (queratina), RNA y DNA [2], en los cuales las unidades
monoméricas son aminoácidos, nucleótidos y azúcares. Este tipo de monómeros se
darán mediante enlace glucosídicos, con la pérdida de una molécula de agua por
cada enlace. En el caso de la queratina el tipo de enlace se da por enlaces cistina
o azufre, puentes salinos y puentes de hidrógeno. En la naturaleza los biopolímeros
(cangrejo, langosta, cacerolita de mar), tienen funciones estructurales (β-
Glucosídico), o de reserva energética (enlace α-Glucosídico).
Los biopolímeros han sido ampliamente estudiados en aplicaciones
farmacéuticas, eliminación de compuestos fenólicos para tratamiento de aguas
11
residuales, elaboración de andamios, geles, matrices, estabilizante de espumas,
etc. [3,4,5].
Los exoesqueletos de artrópodos marinos (crustáceos, arácnidos, insectos y
merostomados, como las cacerolitas) están formados por quitina, la cual se asemeja
a la celulosa y cuya repetición es D-glucosamina acetilada [6]. Se estima que cada
año se producen en la naturaleza un aproximado de 100 billones de toneladas de
quitina presente en crustáceos, insectos, moluscos y hongos [7]. Sin embargo, al no
ser explotada, se genera un problema ambiental debido a la gran cantidad de
residuos de estos exoesqueletos. Este interés de extraer de ellos la quitina, puede
convertirse no sólo en una alternativa de solución al problema medioambiental, sino
que también puede dar apoyo en las diversas aplicaciones con que cuentan estos
biopolímeros.
Es posible encontrar aplicaciones de biopolímeros en diversas áreas del
campo biotecnológico y biomédico [8], debido a que la quitina puede emplearse
como material bioestable y el quitosano como material biodegradable. Por tal
motivo, investigadores probaron su actividad antimicrobiana en la industria
alimentaria y otros evaluaron su biodistribución en la industria farmacéutica [9]. Por
lo expuesto anteriormente, el propósito de este trabajo es caracterizar y conocer las
propiedades fisicoquímicas de biopolímeros obtenidos de artrópodos marinos, en
este caso se estudiará el exoesqueleto de la cacerolita de mar, también llamado
mex, vocablo maya como se le conoce a este artrópodo.
12
JUSTIFICACIÓN
Ha sido reportado en la literatura [54,56,57,58,59,60] que el exoesqueleto de
la especie Limulus polyphemus está constituido primordialmente del biopolímero
quitina. Sin embargo estas investigaciones son limitadas en información relevante
con respecto a sus propiedades fisicoquímicas. Es por ello este proyecto surge con
el interés de estudiar el caparazón y exuvias de la cacerolita de mar, para conocer
las propiedades de este animal.
OBJETIVO GENERAL
Caracterizar y analizar fisicoquímicamente los constituyentes biológicos
(biopolímeros) que conforman el caparazón y las exuvias de cacerolita de mar
(Limulus polyphemus).
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1.- Analizar las muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar empleando
técnicas fisicoquímicas.
2.-Desarrollar un proceso de extracción de la quitina para la cacerolita de mar.
3.- Analizar las muestras del extracto en polvo obtenido en las muestras del
exoesqueleto de la cacerolita de mar.
13
CAPÍTULO 1
GENERALIDADES
1.1. Cacerolita de mar (Limulus Polyphemus).
1.1.1 Generalidades.
La cacerolita de mar (Limulus polyphemus) es un artrópodo acuático (subclase:
Xiphosura) cuya historia evolutiva ha permanecido esencialmente sin cambios por
más de 200 millones de años. Por lo tanto, ha sido referido como un "fósil viviente”
[10]. La cacerolita no es en realidad un verdadero cangrejo, sino un miembro de un
antiguo grupo de los artrópodos, estrechamente relacionado con las arañas y los
escorpiones. Son de color marrón oscuro y llegan a alcanzar una longitud de 60 cm,
con un caparazón, en la forma de herradura, lisa y convexa. Su forma no solo
favorece el desplazamiento por la arena y el fango, sino que brinda protección a los
apéndices ventrales. Por fuera de cada uno de los rebordes dorso laterales hay un
gran ojo compuesto, y a cada lado del reborde medio del extremo anterior hay uno
o dos pequeños ojos medianos [15].
1.1.2 Hábitat
La cacerolita de mar, que es una de las cuatro especies existentes de la
cacerolita de mar, ocupa la costa atlántica occidental de América del Norte desde
Maine hasta el sur de la península de Yucatán, aproximadamente entre 19°N hasta
42°N [48]. Las poblaciones mexicanas de Limulus polyphemus se limitan a las
costas de la Península de Yucatán, aproximadamente entre 18°N y 21°N [11-13].
Este artrópodo habita en bahías, lagunas costeras de la península de
Yucatán, México. Esta especie ha sido reportada sólo para la zona costera del
estado de Yucatán, sin embargo, se han reportado la existencia de Limulus en el
estado de Quintana Roo y en el estado de Campeche [14,15].
14
Figura 1.1. Cacerolita de mar [15].
Figura 1.2. Distribución de Limulus polyphemus en México. Mejía-Ortiz, 2006, [18].
La presencia de cangrejos de herradura en la costa de la Península se deben
a que existen lagunas costeras que proporcionan hábitats adecuados sin exposición
a fuertes corrientes y con el efecto de protección de la barrera de coral
mesoamericana. Estas áreas de aguas poco profundas también proporcionan
valiosos viveros para las cacerolitas juveniles, que requieren muchos años para
15
madurar [14]. El tipo de ambiente de esta especie es costero-marino, en zonas ricas
de carbonato de calcio [16,17].
1.1.3 Taxonomía
El origen de los merostomados se remonta al Devóico, hace cerca de 400
millones de años. Es un artrópodo perteneciente a los quelicerados, una de las tres
líneas evolutivas de estas especie, denominado así debido a que carece de
antenas, mandíbulas y de una cabeza individualizada.
Este artrópodo corresponde al phylum Artrophoda, a la clase de los
merostomados y de subclase u orden de los Xifosuros (límulos). El nombre científico
de esta especie es Limulus polyphemus, y de manera común se le conoce como
cangrejo de herradura, o cacerolita de mar (mex). Para efectos de esta investigación
se usará sólo el término “cacerolita de mar”.
1.1.4 Alimentación
Se alimenta de crustáceos, mejillones, almejas, y peces muertos; a su vez, en
estado adulto son fuente de alimento de tortugas marinas, mientras que sus huevos
y larvas son el alimento de aves, peces, así como de muchos invertebrados, como
los cangrejos.
1.1.5 Características físicas.
Las principales características de la cacerolita de mar son: un exoesqueleto
o caparazón, duro y segmentado, con apéndices especializados y articulados, y la
muda periódica de su caparazón (exuvia) el cual está formado principalmente por
quitina. El cuerpo de la cacerolita de mar está dividido por el prosoma (cefalotórax),
opistosoma (abdomen) y los segmentos que contienen los 4 pares de patas o
apéndices locomotores, así como el telson. (Figura 1.3). El prosoma se encuentra
16
recubierto por un caparazón con forma de herradura, liso y convexo, con sus bordes
laterales sobresaliendo formando un doblez. En posición dorsal presenta un par de
grandes ojos compuestos laterales y un par de ojos más pequeños en la parte
media, mientras que en la parte ventral tiene seis pares de apéndices que emplea
para la alimentación y la locomoción: un par de quelíceros, un par de pedipalpos y
cuatro pares de patas. El opistosoma ofrece un contorno hexagonal. En su cara
dorsal todos los segmentos se encuentran soldados, y lateralmente se aprecian
unas profundas escotaduras. En la cara ventral se sitúan seis apéndices birráneos,
que participan en la natación y en el intercambio gaseoso [19]. En la parte posterior
tiene un telson es una espina triangular [20].
Figura 1.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar (Limulus polyphemus). A. Vista dorsal; B.
Vista ventral. Fuente: Vásquez, 1987 [17].
El caparazón (exoesqueleto) de la cacerolita de mar se encuentra sobre el
cefalotórax del animal y es secretado por una sola capa de células de la epidermis.
17
El caparazón de la cacerolita de mar se conforma de una herradura que tiene
como función principal mantener un soporte mecánico contra las cargas que se
imponen externamente por los depredadores y también brinda protección a sus
órganos internos. El exoesqueleto de artrópodos es multifuncional: apoya el cuerpo,
se resiste a cargas mecánicas, y proporciona la protección ante las hostilidades del
medio ambiente [21,22].
Figura 1.4. Estructura de la cutícula del artrópodo [57].
La cutícula se construye de tres capas, a saber, la epicutícula, la exocutícula,
y la endocutícula (Figura 1.4). La cutícula es normalmente de color marrón o negro,
debido a lo bronceado por la formacíon de melanina y de numerosas proteínas [69].
Realizando un corte transversal, del prosoma del exoesqueleto, se observan tres
capas: una "epicutícula", una capa externa que es compacta, y una capa interior
que se compone de "laminillas quitinosas" [23]. Los cristales de quitina tienen un
arreglo helicoidal a lo largo de la exocutícula. También, son altamente cristalinos y
están más separadas de las proteínas que de la endocutícula post-ecdisial [69]. La
Figura 1.5 representa la estructura del exoesqueleto de la cacerolita de mar.
Epicutícula
Exocutícula
Procutícula
Epidermis
18
Figura 1.5. Estructura jerárquica del exoequeleto de la cacerolita de mar (Limulus
polyphemus) [59].
1.1.6 Reproducción y desarrollo.
La cacerolita de mar alcanza la madurez sexual hacia los 10 o 12 años. Los
órganos reproductores de ambos sexos consisten en grandes tubos que constan de
una sección posterior triangular y varios lóbulos anteriores anastomosados, con dos
gonoporos en la parte inferior de los opérculos, en el octavo segmento. En el
apareamiento el macho toma a la hembra con sus gonoporos modificados.
La hembra excava un surco en la zona intermareal, donde deposita varios
centenares de huevos que son fecundados una vez depositados; ahí permanecen
varios meses antes de la eclosión. Durante los primeros estadios de desarrollo, las
larvas pasan por una fase “trilobitiforme”, con una región anterior de cuatro
segmentos “primarios” y una región posterior insegmentada [24].
Cacerolita de mar Sección transversal Estructura sándwich
Caparazón + estructura
de pilares Estructura laminar
Fibras de quitina
Celdas
19
1.1.7 Muda.
Muchos animales no se desarrollan directamente de un embrión en una forma
“adulta”, sino en una larva, de la cual se desarrollará finalmente en adulto por
metamorfosis. En artrópodos y nematodos, el aumento en el tamaño en los estadios
larval y pre adulto requiere del desprendimiento de la cutícula externa, que es rígida,
proceso conocido como muda [25]. Los artrópodos tienen un exoesqueleto externo
rígido, que es secretado por la epidermis. Esto hace que sea imposible para los
animales aumentar gradualmente de tamaño, por tanto, el aumento del tamaño
corporal se realiza por etapas, asociadas con la pérdida del exoesqueleto anterior y
el depósito de uno nuevo o más grande. yEste proceso se le conoce como muda o
ecdisis [25]. El término ecdisis viene del griego antiguo: ἐκδύω (ekduo), que significa
"para despegar, quitarse" [68].
Al comienzo de la muda, la epidermis se separa de la cutícula mediante un
proceso conocido como apólisis y es secretado un líquido (líquido de muda) hacia
el espacio entre ambas (Figura 1.6). Además de contener el fluido de muda, también
se puede contener células aisladas [69]. Posteriormente, existe un aumento en la
superficie de la epidermis por multiplicación o aumento del tamaño celular, y se
pliega. Todavía en el estado de premuda, el líquido disuelve la vieja endocutícula y
se genera una nueva exocutícula. La exocuticula y la epicuticula viejas se
desprenden y son eliminadas.
Figura 1.6 Proceso de la muda y crecimiento de la epidermis de los artrópodos. Lewis
Wolpert 2009 [25]
20
El proceso de la muda empieza verdaderamente con la multiplicación de las
células de la epidermis, en una fase de preparación previa a la ecdisis. Una vez que
el artrópodo ha salido de la exuvia, todavía tiene que terminar de depositar parte de
los componentes que caracterizan a la cutícula, especialmente las esclerotinas que
se depositan en la procutícula para dar lugar a la exocutícula, y la capa de ceras
más externa. Sin embargo, en este proceso, La cacerolita de mar es vulnerable
debido a que ya no está protegido y es blanco fácil para ser atacado por
depredadores. La activación de la proteína y de la quitina ocurre después de la
secreción de la nueva epicutícula, este último es resistente a las enzimas para que
proteja la nueva exocuticula no resistente [69].
1.1.8 Otras aplicaciones de la cacerolita de mar.
La cacerolita de mar ha sido muy estudiado por los investigadores, para el
estudio de la visión, el sistema nervioso, la muda de invertebrados, la fagocitosis
celular y el desarrollo embriológico de invertebrados marinos [26], sin embargo, es
también aplicable en la industria biomédica, debido a que la sangre de la cacerolita
de mar (conocido como hemolinfa) contiene amebocitos que producen una
sustancia llamada Lisado de amebocitos de Limulus (LAL) circulante y se utiliza
para detectar cantidades muy pequeñas de endotoxina, permitiendo su uso para la
detección de endotoxina en los dispositivos médicos, implantes, y vacunas [27].
También se usa en la pesquería, ya que utilizan cangrejos de herradura como cebo
para la captura de la anguila y concha, principalmente en los estados del Atlántico
medio. En la agricultura, han sido utilizados como un componente de fertilizante y
de alimentación del ganado [26].
1.2 Biopolímeros.
Un biopolímero es una macromolécula que es sintetizada mediante algún
proceso biológico. En este sentido, las proteínas, el ADN y los polisacáridos son los
biopolímeros más importantes [28] Los biopolímeros naturales provienen de cuatro
fuentes: origen animal (colágeno/gelatina), origen marino (quitina/quitosan), origen
agrícola (lípidos y grasas e hidrocoloides: proteínas y polisacáridos) y origen
21
microbiano (ácido poliláctico (PLA) y polihidroxialcanoatos (PHA)) [29]. El
biopolímero más abundante en la tierra es la celulosa, otros biopolímeros
abundantes son la quitina (en los exoesqueletos de arácnidos, crustáceos e insectos
y cacerolitas de mar).
Los biopolímeros están basados en recursos renovables y degradables que
cumplen todos los criterios de las normas científicamente reconocidas para
biodegradabilidad y compostaje [30].
El término biodegradación en el campo de los polímeros hace referencia al
ataque de microorganismos a estos materiales, proceso a través del cual se obtiene
la desintegración del polímero en pequeños fragmentos debido a la ruptura de
enlaces en su cadena principal.
La biodegradación de polímeros es un proceso complejo. Debido al tamaño
molecular de los polímeros y a su falta de solubilidad en agua, los microorganismos
no son capaces de transportar el material polimérico a sus células donde la mayoría
de procesos bioquímicos tienen lugar, por lo que inicialmente excretan enzimas
extracelulares que depolimerizan el material fuera de las células. Los productos
finales de este proceso metabólico son agua, dióxido de carbono, metano
(biodegradación anaerobia) y materia orgánica [31].
1.2.1 Polisacáridos
Los polisacáridos, que también se conocen como glucanos, se componen de
monosacáridos unidos por enlaces glucosídicos [32]. Los polisacáridos se
encuentran como cadenas lineales, o bien, ramificadas, que a su vez pueden estar
integradas por un solo tipo de monosacárido (homopolisacarido), como por ejemplo
el almidón y la celulosa, o también por varios tipos de monosacáridos
(heteropolisacarido), como es el caso de la mayoría de las gomas. De cualquier
manera, sus componentes siempre están unidos regularmente con una secuencia
y estructura repetitivas, representando polímeros con un alto grado de ordenación.
22
De los hidratos de carbono contenidos en la mayoría de los tejidos animal y vegetal,
los polisacáridos son los más abundantes; los azúcares libres generalmente están
en una menor concentración. Interaccionan fuertemente con las proteínas en los
sistemas biológicos lo cual determina muchas de las funciones celulares; la unión
entre estos polímeros se efectúa principalmente por enlaces electrostáticos, aun
cuando pueden existir puentes de hidrógeno, hidrófobos y, en ocasiones,
covalentes. Algunos de estos complejos forman geles cuando se calientan y
producen una estructura ordenada tridimensional en la que queda atrapada el agua.
De acuerdo con su función biológica los polisacáridos se han divido en dos
grandes grupos:
1. Los que constituyen la estructura celular y le confieren rigidez a los tejidos
(celulosa, quitina, pectinas, gomas).
2. Los que representan la reserva energética de animales y vegetales (glucógeno,
inulina y almidón).
Los polisacáridos estructurales confieren estabilidad térmica a las células, los
órganos y los organismos. Los polisacáridos de reserva sirven como almacenadores
de hidratos de carbono y pueden liberarlos según los requerimientos de
monosacáridos [33].
1.3 Quitina
1.3.1 Historia.
La quitina fue descubierta y aislada por Henry Braconot en 1811, mientras que
en 1823 el científico E. Odier encontró la misma sustancia, formando parte de la
estructura de las plantas y en algunos insectos nombrándola quitina. Odier también
identificó quitina en el caparazón desmineralizado del cangrejo y sugirió que es el
material base del exoesqueleto de todos los insectos y posiblemente de los
arácnidos.
23
1.3.2 Estado natural.
La quitina se encuentra distribuida ampliamente en la naturaleza. Después de la
celulosa es el polímero natural más abundante, sus fuentes principales son el
exoesqueleto (caparazón) de muchos crustáceos, alas de insectos (escarabajos,
cucarachas), paredes celulares de hongos, algas, etc. [34]. Al igual que la celulosa,
la quitina proporciona soporte y defensa a los organismos que la contienen. La
quitina, poli (b- (1-4) -N-acetil-D-glucosamina), es un polisacárido natural de gran
importancia, identificado por primera vez en 1884. La quitina se produce en la
naturaleza como microfibrillas cristalinas ordenadas formando componentes
estructurales en el exoesqueleto de los artrópodos o en las paredes celulares de los
hongos y la levadura [35].
1.3.3 Propiedades de la quitina.
La quitina se caracteriza por ser blanca, dura, inelástica y es la mayor fuente de
contaminación superficial de las áreas cercanas al mar, por estar contenida en los
caparazones de crustáceos y artrópodos. Su fórmula es C8H13O5N, tiene gran peso
molecular y al igual que la celulosa tiene una estructura de cadenas orientadas
paralelamente.
Figura 1.7.- Quitina.
La quitina es insoluble en agua y en la mayoría de disolventes, debido a su alto
grado de cristalinidad ya que se crean puentes de Hidrógeno, provocando enlaces
muy fuertes y se producen estructuras compactas.
24
La presencia de la quitina como materia prima química es escasa. La quitina
no se encuentra en estado puro en la naturaleza y rara vez llega al 50% de una
estructura. La quitina de origen animal está íntimamente asociada con proteínas
insolubles en agua y sales inorgánicas que hacen difícil aislarla sin el uso de
medidas extremas [43].
La quitina y su principal derivado el quitosano son considerados como
polímeros biofuncionales con amplia aplicación en el área de la biotecnología, ya
que además de ser recursos abundantes y renovables, también presentan diversas
propiedades que incluyen: la biodegradabilidad y biocompatibilidad [44].
La quitina por ser un biopolímero posee ciertas cualidades que la hace idónea
para ser empleada como materia prima, esto se debe por su bajo costo, es
biocompatible, tiene baja toxicidad, biodegradable, también por su polifuncionalidad,
alta abundancia natural, estabilidad, alta reactividad química, quiralidad, alto poder
quelante y elevada capacidad de adsorción [45].
1.3.4 Obtención de la quitina.
La quitina se obtiene comercialmente del exoesqueleto de crustáceos y
artrópodos, donde se encuentra asociada con carbonato de calcio, proteínas y
pigmentos. Los procesos para obtener la quitina y el quitosano son relativamente
sencillos, aunque el tratamiento con álcali concentrado a temperaturas
relativamente altas implica riesgos importantes para los operadores de las plantas
de producción y para el cuidado hacia el medio ambiente.
Existen varios métodos de obtención de quitina que varían en función de cada
investigador, en la cual consiste en realizar un proceso químico que emplea
soluciones de HCl y de NaOH [36]. Sin embargo también es posible obtener quitina
mediante un proceso biológico empleando bacterias ácidas-lácticas que provocan
la fermentación y conduce a la hidrólisis de proteínas.
25
1.3.5 Extracción de la quitina, método químico
El método usado a nivel industrial para la obtención de la quitina consiste en un
proceso químico de hidrólisis de la proteína y remoción de material inorgánico. En
algunos casos se incluyen también pasos de decoloración.
En general los procesos de obtención de quitina se realizan mediante los
siguientes pasos consecutivos: Obtención del polvo, extracción de la proteína
(desproteinización), eliminación de las impurezas inorgánicas (desmineralización),
y decoloración de la quitina (Figura 1.7). La quitina resultante se somete a un
tratamiento de desacetilación. Si por este tratamiento la quitina es desacetilada en
más de un 60% se produce el quitosano y cuando el grado de desacetilación
alcanza el 100% el polímero se conoce como quitano [34].
Figura 1.8. Proceso de obtención de quitina.
Obtención del polvo: Todos los tratamientos en la obtención de quitina
involucran reacciones químicas entre una fase sólida y otra líquida, y requieren el
acceso de los reactivos líquidos hasta los sitios sólidos activos. El Proceso consiste
en el lavado con agua de los caparazones a procesar y separación de la masa que
pueda quedar adherida a los mismos. Posteriormente se procede a su molienda
MUESTRA
(Exoesqueleto de crustáceos, artópodos etc.)
Obtención del polvo
desproteinización
Desmineralización
Quitina
26
hasta el tamaño de partículas adecuado para la extracción, que generalmente es de
varios milímetros, de tal suerte que se facilite el contacto íntimo entre las fases a fin
de obtener condiciones uniformes de reacción.
Desproteinización: El procedimiento más comúnmente utilizado para
desproteinizar consiste en tratar los caparazones de los crustáceos con una
solución acuosa diluida de NaOH a temperatura más bien alta (65–100°C), con el
fin de disolver la proteína. El tiempo de tratamiento suele variar entre 0,5 y 72 horas.
En ocasiones se prefiere realizar dos tratamientos consecutivos por tiempos cortos.
Hay que tener en cuenta que tratamientos por largo tiempo o a temperaturas muy
altas pueden provocar ruptura de las cadenas y la desacetilación parcial del
polímero. También se han utilizado otros agentes para extraer la proteína, entre los
cuales se mencionan los siguientes: Na2CO3, NaHCO3, KOH, K2CO3, Ca(OH)2,
Na2SO3, NaHSO3, Na3PO4 y Na2S.
Desmineralización: El principal componente inorgánico de los caparazones de
los crustáceos es el CaCO3, el cual se suele eliminar empleando soluciones diluidas
de ácido clorhídrico (HCl) a temperatura ambiente [37,38], aunque también se han
utilizado otros ácidos (Ácido nítrico (HNO3), ácido fórmico (HCOOH), ácido sulfúrico
(H2SO4) y ácido acético (CH3COOH)).
1.3.6 Estructura cristalina.
Figura 1.9. Estructura esquemática de la orientación de las cadenas poliméricas de las
diferentes quitinas.
27
La quitina adopta forma polimórficas llamadas α, β y γ-quitina. La diferencia entre
ellas está en la disposición de las cadenas en la región cristalina [39]. La quitina se
clasifica en tres tipos según las diferentes orientaciones de sus microfibrillas: α-
quitina (cadenas antiparalelas), β-quitina (cadenas paralelas), y γ-quitina (la
combinación de cadenas paralelas y antiparalelas) [40,41]. Cada una de las
estructuras puede ser distinguida fácilmente en base a sus patrones de difracción
de rayos X, de resonancia magnética nuclear y a su espectro en la regíon del
infrarrojo [36].
La α-quitina es la más estable se encuentra en estructuras rígidas y resistentes,
como en la cutícula de los artrópodos, y en estos casos se produce fuertemente
asociada proteínas, materiales inorgánicos o ambos. La β y γ-quitina se encuentran
en especies que se encuentran en altas profundidades del océano. Éstos forman
estructuras flexibles, pero también son resistentes [42].
1.4 Quitosano
El Quitosano es un polisacárido formado por cadenas de 2-N-acetil-D-
glucosamina y 2-D-glucosamina unidas por enlaces β (1-4). Este se encuentra en
la naturaleza cumpliendo funciones estructurales en hongos, principalmente del
género Zygomycetes y también en algunas microalgas como Bacillariophyceae
(Diatomeas) [46]. El quitosano fue descubierto por el profesor C. Rouget en 1859,
quien al tratar qutina con una solución caliente de hidróxido de potasio obtuvo un
producto soluble en ácidos orgánicos; la llamó quitina modificada, pero más tarde
fue estudiado en 1894 por Félix Hoppe-Seyler quien la denominó quitosano [34].
A nivel industrial el quitosano se obtiene por desacetilación de la quitina.
Generalmente se emplean procedimientos termoalcalinos para la remoción del
grupo acetilo enlazado al grupo amida del Carbono 2 de las unidades
glucopiranosas que forman el polímero. Las condiciones específicas de la reacción
dependerán de diversos factores, tales como el material de partida, el tratamiento
previo y el grado de deacetilación deseado [70].
28
El grado de acetilación es muy importante para obtener un producto soluble,
pero también hay que tomar en cuenta la distribución de los grupos acetilo dentro
de la molécula. El nivel máximo de desacetilación que se puede alcanzar en un solo
tratamiento alcalino es cerca de 75-85%
Figura 1.10. Quitosano.
Su única diferencia estructuralmente con respecto a la quitina es su grado de
acetilación (arriba del 60% es considerada quitina).
A diferencia de la quitina, su característica primordial es ser soluble en medios
ligeramente ácidos, lo que le confiere carácter policatiónico en solución, propiedad
poco frecuente entre los biopolímeros [47].
1.4.1 Propiedades del quitosano.
Las propiedades del quitosano varían dependiendo de la fuente y método de
obtención de la quitina, del método y condiciones de deacetilación. El grupo amino
en el quitosano posee una ligera carga positiva, lo que permite ser soluble en medio
ácidos o en soluciones neutras [70]. Las principales propiedades fisicoquímicas del
quitosano son la solubilidad, viscosidad, peso molecular y grado de deacetilación,
todas ellas estrechamente relacionadas.
29
CAPÍTULO 2
ANTECEDENTES.
En este capítulo se comentará acerca de diversos tipos de trabajos
relacionados a la caracterización fisicoquímica de los artrópodos en general, y
también se realizará una breve descripción sobre los estudios realizados con la
cacerolita de mar.
F. Boßelmann, P. Romano [51] realizaron una investigación sobre la
composición química de los exoesqueletos de la langosta americana Homarus
americanus y del cangrejo buey del mar Cancer pagurus. Ellos comentan que la
composición varía entre las diferentes partes del esqueleto y también entre las dos
especies, así como también que existen diferencias relacionados con los requisitos
mecánicos y biológicos de estos dos animales. En el dedo y en la uña el contenido
de minerales es alto y por tanto son muy rígidos. La cáscara del cuerpo (el
caparazón) es menos mineralizada y más elástica. Realizando la comparación entre
estas dos especies, el exoesqueleto de cangrejo tenía un contenido mineral superior
a la de la langosta. Este autor menciona que lo anterior está asociado con los
diversos tipos de escape de cada uno de éstos animales. La langosta se escapa
rápidamente y se esconde entre las rocas, es por ello que la cutícula del caparazón
es más elástico y ligero. En cambio, el cangrejo se aferra a la tierra o se esconde
en la arena al ataque de los depredadores, y por lo tanto necesita una cáscara dura,
altamente mineralizada. En consecuencia, el caparazón de la langosta es menos
mineralizada (y tanto más ligera y menos dura) que el caparazón de cangrejo.
Juárez de la Rosa (2007) [52] realizó la caracterización de exoesqueletos de
dos tipos de especies de coral: Antipathes Caribbeana y Antipathes pennacea. Para
identificar las propiedades de estas dos especies, realizaron pruebas de FTIR, y de
Difracción de Rayos X. En los espectros infrarrojos FTIR muestran la presencia de
un material complejo similar a la quitina para ambas especies. Para el análisis de
los espectros de difracción de rayos X realizaron un tratamiento de
30
desproteinización cuyo fin es el de observar las diferencias significativas en la
estructura cristalina de la quitina. En los espectros de Difracción de rayos X
encontraron que el tamaño de los cristalitos en A. Caribbeana es mayor que en A.
panacea. En la caracterización térmica, realizado por la técnica fotoacústica,
muestra que en el esqueleto de A. Caribbeana la conductividad térmica es más alta
en comparación con la conductividad térmica del esqueleto de A. pennacea. Ellos
concluyen que la diferencia en las propiedades térmicas entre las especies de coral
podría ser debido a la matriz y el embalaje de las fibras de quitina de cada especie.
En otro trabajo, Yanchao Wang (2012) [53] realizó la caracterización de la
estructura cristalina así como de las propiedades térmicas de la quitina del Krill
Antártico (Euphausia superba). La importancia de esta investigación fue la de
conocer las propiedades fisicoquímicas para diversas aplicaciones que puedan ser
utilizadas en diversas áreas. La muestra del Krill Antártico fue proporcionado por la
Japan Fisheries Co., Ltd. En este trabajo realizaron iofilización, y la cascara se
separó para su estudio. También utilizaron muestras comerciales de quitina
extraída de cáscaras de gambas (Metapenaeus affinis) y de conchas de cangrejo
de nieve (Chionoecetes opilio) para realizar una comparación en las propiedades
cristalina y térmicas. Por ello realizaron la caracterización por medio de
espectrometría infrarroja FTIR y Microscopia SEM, Termogravimetría, Calorimetría
Diferencial de Barrido (DSC) y difracción de rayos X. En los resultados muestran
que la quitina extraída del Krill Antártico corresponde a α-quitina y se compone de
pequeños microcristales, estables y uniformes. La energía de activación de la
descomposición de la cadena de polisacárido era 123.35 kJ / mol y las curvas de
DSC encontraron que la transición vítrea (Tg) de la quitina krill antártico fue
164.96°C.
Yeng ming y colaboradores [54] realizaron la caracterización fisicoquímica de
la quitina y quitosano extraída de un cangrejo. En este trabajo se purificó la quitina
de cangrejo comercial usando tratamientos ácidos y alcalinos, seguidos de
decoloración con permanganato de potasio. Esto es para preparar la misma
mediante un tratamiento adicional N-deacetilación con solución de hidróxido de
31
sodio concentrado, y así obtener quitosano. De igual forma se determinaron los
rendimientos, grados de N-desacetilación (DD), pesos moleculares (Mw) y
características de color de diversos productos de quitosano. Las propiedades
fisicoquímicas de los quitosanos preparadas fueron estudiadas usando análisis
elemental, calorimetría diferencial de barrido (DSC), microscopía electrónica de
barrido (SEM) y los patrones de difracción de rayos X.
Juárez de la Rosa y colaboradores (2012) [55], Estudiaron el efecto de los
tratamientos térmicos en los esqueletos y en la quitina extraída de dos tipos de coral:
A. Caribbeana y A. panacea. Estos efectos tuvieron seguimiento por medio de FTIR
y difracción de rayos X, complementando este trabajo con mediciones de DSC y
termogavimetría (TGA). Los resultados que presentan en este trabajo indican que
el tratamiento térmico produce una mejora en las bandas de infrarrojos para
tratamientos térmicos por debajo de los 210°C, identificando la estructura de α-
quitina.
Por encima de los 210°C se registran cambios en los picos de intensidad en
los espectros de difracción de rayos X, esto genera una pérdida en la cristalinidad
debido a las altas temperaturas. El objetivo de este trabajo es utilizar esta
información para el desarrollo de materiales biomédicos a base de quitina.
N. J. Larsen, en la investigación: Isolation and characterization of proteins
from the cuticle of Limulus polyphemus L. [56] esperaba aislar algunas de las
proteínas de las tres capas. La cutícula del caparazón de la cacerolita de mar
Limulus polyphemus puede ser fácilmente separada en capas bien definidas. La
cutícula en algunos animales se constituye de tres capas, y en otros animales
solamente de dos capas. Con diversos disolventes (agua, de ácido acético 0.2 M,
de amoniaco 0.2 M, dimetil sulfóxido y ácido fórmico) se trataron de extraer las
proteínas de las capas, pero sólo fue posible para extraer aproximadamente el 10
por ciento del peso de la cutícula. También, se obtuvieron algunos animales donde
el caparazón constaba de dos capas, que podrían ser separados fácilmente. La
capa interna mostró una capacidad de extracción mucho mayor. Con ácido acético
al 0.2 M se notó que era posible lograr extraer alrededor del 50 por ciento de
32
proteína de la capa interna. Por tanto, estas cutículas se eligieron para el
aislamiento de proteínas puras cuticulares. Las proteínas cuticulares son mucho
más solubles en de dos capas que en la de tres capas. A partir de la capa interna
de la cutícula del que contiene dos capas el 83 por ciento de las proteínas podría
ser extraído por medio de ácido acético diluido. El extracto es una mezcla compleja,
y seis proteínas se han aislado de ella. Ellos constituyen la parte principal de las
proteínas solubles.
Raabe D, et al. [57] realizaron investigaciones experimentales utilizando
microscopía óptica, microscopía electrónica, así como difracción de rayos X, cuyo
propósito es el conocer su estructura microscópica, sus fases constituyentes y
texturas cristalográficas del exoesqueleto de tres tipos de crustáceos decápodos, a
saber, langosta, cangrejo y cacerolita de mar. El caparazón de estos animales es
un nano-compuesto biológico multifase que consiste en una matriz orgánica
(proteínas, quitina) y minerales (calcita, fosfato). Las mediciones de sincrotrón de la
quitina cristalina y de los minerales que están incrustados en la matriz de proteína-
quitina (en el caso de la langosta y cangrejo) revelan texturas fuertes. El cangrejo
herradura no parece contener cantidades notables de minerales cristalinos. Los
datos revelan una estructura con texturas fuertes. La distribución de la orientación
observada para la red de quitina revela una muy fuerte textura de fibra donde la
dirección longitudinal de las fibras (que es perpendicular al eje largo de la estructura
de cristal de a-quitina) se orienta perpendicular a la superficie del caparazón.
Mutvei, H. [58] realizó una investigación sobre la ultraestructura de la
cacerolita de mar. El exoesqueleto se fraccionó vertical u horizontalmente,
recubierto con oro evaporado y estudiado con la ayuda de un microscopio
electrónico de barrido SEM. En esta investigación hacen una descripción de las
capas exoesqueléticas: la epicutícula (capa superficial del caparazón), la
exocutícula (capa laminar horizontal), y la endocutícula (capa laminar vertical). En
la exocutícula existen canales de poros que tienen curso vertical, algunos están
ligeramente ondulados. También determinan que en la exocutícula y en la
endocutícula, existen fibras de quitina-proteína. Por otra parte describen la sección
33
intermedia entre el caparazón de la parte superior y la parte inferior. Ellos lo
denominan estructura de soporte de pilares, son láminas verticales que están
dispuestas concéntricamente y continuo a los de la endocutícula. Su función es
brindar soporte con la finalidad de aumentar la resistencia de la parte marginal del
exoesqueleto.
Chen, P-Y, et al [59], realizaron una investigación en la que reportan avances
innovadores en artrópodos. En este trabajo se realizó microscopia electrónica de
barrido SEM, en donde nos muestra la cáscara exterior y la capa intermedia del
exoesqueleto de la cacerolita de mar. La cáscara tiene una estructura de capas, que
es semejante a los exoesqueletos de cangrejo que consisten epicutícula,
exocutícula y endocutícula. En la macroescala, la forma se optimiza generalmente
para la protección y la defensa. En la forma microestructural, las estructuras
porosas, laminares y fibrosas predominan. Los tejidos mineralizados de estos
artrópodos proporcionan protección y/o actúan como un arma y también imparten
un marco estructural.
B. Juárez de la rosa y colaboradores (2015) [60] realizaron la caracterización
de exoesqueletos de dos especies: el coral negro y la cacerolita de mar. En este
artículo estudiaron las propiedades termomecánicas y estructurales. Los resultados
obtenidos en el análisis mecánico Dinámico (DMTA) indican para la cacerolita de
mar que el punto de transición vítrea (Tg) se encuentra alrededor de los 255°C. En
los resultados de FTIR se comprobó la existencia de quitina, que con ayuda de los
espectros de difracción de rayos X se encontró que la estructura es α-quitina.
Estos autores realizaron diversas pruebas para determinar las propiedades
de los artrópoos, algunos estudios están enfocados a describir las propiedades
mecánicas y térmicas de la cacerolita de mar.
34
CAPÍTULO 3
METODOLOGÍA EXPERIMENTAL.
3.1. Preparación de la muestra.
Para este proyecto se recolectaron exoesqueletos y exuvias de los cangrejos de
herradura. Se tomaron muestras en el prosoma de la cacerolita de mar, con la
finalidad de hacer un análisis y determinar sus propiedades fisicoquímicas (Figura
3.1).
Del caparazón se tomaron las muestras de:
Prosoma parte superior
Prosoma parte inferior
Estructura de soporte de pilares
Telson
Figura 3.1. Caparazón de la cacerolita de mar. a) Esquema de la sección transversal del
prosoma. b) Imagen de la parte superior del prosoma y telson. c) Imagen de la parte
inferior. d) Imagen de la estructura de soporte de pilares.
35
De las exuvias se tomaron 2 muestras (Figura 3.2):
Exuvia de 10.2 cm de longitud (Exuvia 1)
Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2)
Figura 3.2. Exuvia de la cacerolita de mar. a) Exuvia de 10.2 cm de longitud (Exuvia 1). b)
Imagen de la Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2).
3.2. Prueba de análisis fisicoquímicos
Se realizó la caracterización fisicoquímica de las muestras del exoesqueleto de
la cacerolita de mar y de las exuvias. Posteriormente se tomaron dos exoesqueletos
de esta especie, los cuales fueron sometidos a un proceso de extracción de quitina,
y al término de ésta, se caracterizaron nuevamente; sin embargo en las exuvias
únicamente se caracterizaron las muestras sin tratamiento, debido a que el tamaño
de la muestra fue muy pequeña para realizarle un proceso de extracción.
En cada una de ellas se realizaron las pruebas que describirán a continuación.
36
3.2.1. Microscopia Electrónica de Barrido (SEM y EDX)
La superficie de las diversas muestras obtenidas de la cacerolita de mar se
observaron en un microscopio electrónico de barrido JEOL JSM -6360LV operado
a 10 KV a diferentes magnificaciones con el objeto de analizar la morfología y la
estructura que conforma el caparazón.
La técnica del EDX se usó para identificar la composición química elemental de
la muestra del espécimen. Se tomaron vistas con el microscopio electrónico de
barrido a diversos aumentos.
3.2.2 Calorimetría Diferencial de Barrido
Las propiedades térmicas se determinaron mediante un Calorímetro Diferencial
de Barrido (DSC por sus siglas en inglés) modelo (DSC -6, Perkin-Elmer). Este
análisis se realizará para obtener los parámetros (eventos térmicos) y conocer su
cambio de entalpía.
3.2.3 Análisis Termogravimétrico.
El análisis termogravimétrico se realizó en un equipo Perkin Elmer TGA-7/DX,
en atmósfera de nitrógeno. Las muestras se analizaron en un intervalos e
temperatura de 30°C a 650°C con una tasa de calentamiento de 10°C/min. A las
curvas calorimétricas obtenidas se calculó la primera derivada, para determinar la
temperatura de máxima velocidad de descomposición.
3.2.4. Espectroscopia infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR)
Se utilizó un equipo de espectro-fotometría de infrarrojo con transformada de
Fourier (FTIR) marca Thermo Scientific (Nicolet 8700). El análisis se realizó por el
método ATR a 100 barridos y una resolución de 4 cm-1, con un rango de espectro
de 4000 - 650 cm-1. El método de reflectancia total atenuada ATR es apropiada para
37
estudiar sólidos gruesos insolubles o muy absorbentes, muestras líquidas,
incluyendo láminas, recubrimientos, polvos, hilos, adhesivos, polímeros y muestras
acuosas.
La prueba de ATR requiere poca o ninguna preparación para la mayoría de las
muestras y es una de las técnicas de muestreo más versátiles.
3.2.5. Proceso de extracción de la quitina.
Figura 3.3. Proceso de obtención de quitina para la cacerolita de mar.
Para la realización del proceso de extracción de la quitina se tomaron dos
especímenes de caparazón de la cacerolita de mar de 27.5 cm de longitud, los
cuales fueron molidos en polvo, se precalentaron para abrir los poros, se sometió al
Muestra
(Cacerolita de mar)
Obtención del polvo
Moler la muestra en un mortero de ágata y tamizarlo
con malla número 30.
Calentar en agua
Hidratar con agua purificada a 80°C durante 30 minutos,
retirar el agua y secar en una estufa a 160°C durante 2
horas.
Desproteinización
Mezclar 30gr de la muestra en polvo de la en 500 ml de NaOH (2N), durante 2.5h a
45°C, filtrar y secar en estufa a 80°C por 12 hrs.
Desmineralización
Mezclar 30gr de la muestra en polvo en 15ml de HCl en 750 ml de agua durante 30
minutos, filtrar y secar durante 12 hrs a 80°C.
Decoloración
Mezclar 30 gramos de quitina con 300 ml de
acetona (10 min). Filtrar y secar (2 hrs.) a temperatura
ambiente, blanquear con NaOCl al 0.3% por 5 min,
agitar, lavar 3 veces con 100 ml de agua y secar 24 hrs a
70°C
Quitina
38
proceso de desproteinización, de desmineralización y decoloración. A cada
espécimen se le denominó “muestra 1” y “muestra 2”, para el análisis de los
resultados. En este apartado de describen cada uno de ellos de manera breve.
Figura 3.4. Exoesqueleto de la cacerolita de mar proporcionada por la Universidad
Anáhuac.
Obtención del polvo.
El caparazón de la cacerolita de mar se molió en un mortero de ágata con
nitrógeno líquido, y se tamizó con malla no. 30. Al término de la molienda se obtuvo
30 gramos para cada muestra.
Figura 3.5. Polvo de dos muestras de caparazón de la cacerolita de mar.
39
Calentamiento en agua.
Las muestras de polvo de los caparazones se hidrataron con agua destilada
a 80°C en un intervalo de tiempo de 1 hora, seguidamente dichas cáscaras fueron
secadas en una estufa por 2 horas a temperatura de 160°C. El polvo quedó
completamente seco.
Figura 3.6. Proceso de calentamiento de las muestras del polvo de caparazón de la
cacerolita de mar.
Desproteinización.
En este proceso se tomaron 30 gramos del polvo obtenido anteriormente para
tratarlos con una solución de 500 gramos de Hidróxido de Sodio (NaOH) a 2N, con
una duración de 2.5 horas. Posteriormente se enjuagó, filtró y por último se secó la
muestra en una estufa a una temperatura de 80°C por 12 horas.
40
Figura 3.7. Proceso de desproteinización de la quitina.
Desmineralización.
En este proceso se tomaron 30 gramos de polvo y mezclamos con una
solución de 15 mililitros de ácido clorhídrico (HCl) en 750 mililitros de agua durante
30 minutos, se filtró, enjuagó y secó la muestra a 80°C por 12 horas.
Figura 3.8. Proceso de desminerilización delas muestras de polvo de la cacerolita de mar.
Decoloración.
Resguardamos las cáscaras ya tratadas para darles un cuarto proceso;
“decoloración”, en este proceso se tomaron 30 gramos del polvo del caparazón
mezclándolas con 300 mililitros de acetona durante 10 minutos, se filtró y se secó
41
durante 2 horas. Posteriormente se realizó blanqueamiento con Hipoclorito de sodio
(NaOCl) al 0.3% por 5 minutos. Se filtró, enjuagó y secó a 70°C durante 24 horas.
Figura 3.8. Proceso de decoloración.
Los extractos obtenidos fueron sometidos a caracterización fisicoquímica
similar a los realizados a los exoesqueletos y exuvias tales como SEM/EDX, TGA,
DSC y FTIR. Los resultados finales para ambos tipos de muestras fueron
comparados.
42
CAPÍTULO 4
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Microscopía Electrónica de Barrido (SEM).
Muestras del exoesqueleto
Se tomaron muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar para observación
microscópica donde es posible apreciar las superficies de cada una de ellas a
diversas áreas y magnificaciones empleando el SEM. En las superficies de las
muestras del caparazón en las partes superior, inferior, y telson (Figuras 4.1 4.2 y
4.3 respectivamente) se aprecian canales de poros; éstos tienen un curso vertical,
sin embargo se observa cierto agrietamiento que en la superficie de la capa inferior
y en la cola. Los canales de poros contienen un filamento lipídico central rodeado
por microfibrillas de quitina fijadas en una matriz proteica [69].
Figura 4.1. Exoesqueleto del caparazón de la cacerolita de mar: Prosoma, parte superior
Caparazón. a) Imagen superficie SEM a 1000X. b) Espectro EDX.
La estructura de pilares (Figura 4.4) está compuesta de láminas verticales que
están dispuestas concéntricamente y continuo a los de la endocutícula, esto es
debido al hecho de que tanto los pilares como la parte más interna de la
endocutícula son secretadas durante la misma (última) fase secretora. Es
importante destacar que la función de los pilares es aumentar la resistencia de la
43
parte marginal del exoesqueleto [58]. En las exuvias (Figuras 4.5 y 4.6) es posible
observar que la superficie es rugosa, y contienen conglomerados en la mayoría de
las zonas de estas superficies.
Figura 4.2. Exoesqueleto de la Cacerolita de mar: Prosoma, parte Inferior. a) Imagen SEM
de la superficie a 1000X. b) Espectro EDX.
Figura 4.3. Exoesqueleto caparazón de la cacerolita de mar: Estructura de Pilares. a)
Imagen SEM de la superficie a 20X. b) Espectro EDX.
44
Tabla 4.1. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.1,
4.2 y 4.3 respectivamente.
Fig. 4.1 Fig. 4.2 Fig. 4.3
Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico% Peso % Atómico%
C 64.22 71.11 53.37 62.15 50.31 59.59
O 34.15 28.39 40.69 35.57 41.62 37.01
Na 0.17 0.10 0.13 0.08 0.48 0.30
Cl 0.63 0.24 0.24 0.09 1.27 0.51
Ca 0.15 0.05 3.40 1.19 4.54 1.61
Mg 0.0 0.0 0.63 0.36 0.75 0.44
Si 0.0 0.0 0.89 0.44 0.51 0.26
Al 0.0 0.0 0.0 0.0 0.50 0.27
Total 100.00 100.00 100.00
Con ayuda del Análisis por Energía Dispersa de rayos X acoplado al SEM, se
aprecia en las muestras la presencia de carbono (C), calcio (Ca) y oxígeno (O) lo
cual indicaría que es muy probable que el exoesqueleto se encuentre constituido
principalmente por carbonato de calcio (CaCO3). Por otra parte, se detectaron en
muy bajas concentraciones elementos como cloro (Cl), lo que indica que existe
presencia de cloruros así como trazas de elementos tales como el magnesio (Mg) y
silicio (Si). Sin embargo, no se aprecia un elemento que es primordial para identificar
al biopolímero, es decir el elemento N, que conforma el grupo funcional amida de la
cadena de principal de este biopolímero. Una posibilidad es que en esta prueba se
realizó el análisis en la superficie de las muestras, es decir, en la epicutícula, donde
solo se localizan las proteínas y minerales, y es en la endocutícula donde se
localizan las laminillas quitinosas. Para poder confirmarlo es necesario realizar un
45
análisis en las muestras sometidas al proceso de extracción, eliminando estas
proteínas y minerales, para confirmar la presencia de fibras quitinosas.
Figura 4.4. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: telson. a) superficie a 50X. b) Espectro
EDX.
Figura 4.5. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 1 a) Imagen SEM de la superficie
a 1000X. b) Espectro EDX.
46
Figura 4.6. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 2. a) Imagen SEM de la
superficie a 1000X. b) Espectro EDX.
Tabla 4.2. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.4,
4.5 y 4.6 respectivamente.
Fig. 4.4 Fig. 4.5 Fig. 4.6
Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico% Peso % Atómico%
C 58.79 66.26 41.24 50.82 40.10 50.46
O 39.23 33.19 47.36 43.80 45.39 42.88
Na 0.0 0.0 0.75 0.48 0.0 0.0
Cl 0.26 0.10 0.36 0.15 0.79 0.34
Ca 0.52 0.18 5.30 1.96 7.98 3.01
Mg 0.19 0.11 2.53 1.54 2.70 1.68
Si 0.0 0.0 1.72 0.91 3.03 1.63
Br 1.02 0.17 0.0 0.0 0.0 0.0
S 0.0 0.0 0.73 0.34 0.0 0.0
Total 100.00 100.00 100.00
47
Muestras del extracto en polvo
Se realizaron pruebas a 2 muestras de los extractos. Se observó que su forma
es de tipo hojuela, con una superficie rugosa. Asimismo se observan microporos en
cada una de ellas, de aproximadamente 10 Micras de diámetro.
Figura 4.7. Extracto exoesqueleto cacerolita de mar: Muestra 1. a) Imagen SEM de la
superficie a 250X. b) Espectro EDX.
Figura 4.8. Extracto exoesqueleto cacerolita de mar: Muestra 2. a) Imagen SEM de la
superficie a 250X. b) Espectro EDX.
48
En las imágenes SEM (Figuras 4.7 y 4.8) se observan que el extracto en polvo
están conformados de pequeñas láminas, con una superficie lisa y en algunos
puntos se presentan algunas superficies onduladas. De igual manera se observan
microporos que corresponden a la estructura del exoesqueleto de este artrópodo.
Tabla 4.3. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.7 y
4.8 respectivamente.
Fig. 4.7 Fig. 4.8
Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico%
C 49.64 56.17 48.28 54.80
N 8.61 8.35 9.31 9.06
O 41.75 35.47 42.42 36.15
Total 100.00 100.00
En los resultados obtenidos en el análisis EDX se observa que los elementos
presentes en ambas muestras son el Carbono (C), el Nitrógeno (N) y Oxígeno (O).
En comparación con los resultados EDX de las muestras sin tratamiento,
desaparece el calcio y otros elementos químicos, quedando únicamente los
elementos que probablemente están asociados con el polisacárido.
49
4.2. Calorimetría Diferencial de Barrido.
En el análisis DSC para las diversas partes del exoesqueleto de la cacerolita de
mar (Figura 4.9), exhiben varios picos endotérmicos. El comportamiento de los
termogramas DSC de las muestras es similar; sin embargo, la estructura de estas
muestras se descompone completamente a 350°C, cerca de la temperatura
reportada para otras estructuras quitinosas [61]. Es importante notar que el primer
evento térmico muestra picos entre los 96°C y 122°C, y se puede atribuir a la pérdida
de agua (deshidratación). La quitina es un polisacárido, que por lo general tiene una
afinidad fuerte por el agua, y en el estado sólido estas macromoléculas pueden tener
estructuras desordenadas que pueden ser fácilmente hidratadas y deshidratadas
[45], por lo tanto, se esperaría la endoterma relacionada con la evaporación del agua
para reflejar los cambios físicos y moleculares durante el calentamiento
especialmente con grupos hidroxilo hidrófilos [52,60,62]. Al calentar las muestras
del exoesqueleto, aparecen dos picos endotérmicos con una superficie reducida, el
primero cercano a los 240°C y el segundo cercano a los 274°C. Estos picos pueden
estar relacionados con la eliminación completa de los grupos hidroxilo unidos a los
anillos de polisacáridos. Los picos de temperatura más alta a 329°C, se debieron a
la descomposición del polisacárido [63]. En las exuvias 1 y 2 podemos observar que
presenta ligeramente dos eventos endotérmicos. En la exuvia 1 es posible observar
los picos de descomposición a los 312 y 354°C, y para la exuvia 2 los picos a los
320 y a los 360°C. Esto nos hace concluir que las exuvias tienen mayor estabilidad
térmica que las muestras del caparazón del Limulus polyphemus.
50
Figura 4.9. Curvas DSC de las muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar.
Figura 4.10. Curvas DSC muestras exoesqueleto cacerolita de mar, sometidas al proceso
de extracción.
50 100 150 200 250 300 350 400
15
10
5
0
-5
-10
Temperatura (°C)
Prosoma cap. sup.
Prosoma cap. inf
Estructura de pilares
de soporte
Telson
Exuvia 1
Exuvia 2F
lujo
de
ca
lor
(mW
)
Endo
50 100 150 200 250 300 350 400
30
25
20
15
10
5
Flu
jo d
e c
alo
r (m
W)
Temperatura (°C)
Caparazón 1
Caparazón 2
Endo
51
En la figura 4.10 se observan las curvas DSC de las muestras del extracto del
caparazón de la cacerolita de mar. Se observan cambios en los endotermas,
desaparecen los picos de temperatura a 240 y 274°C, que pueden estar atribuidos
a que en el proceso de extracción se eliinaron las proteínas y minerales. También
se observa cambios en la temperatura de descomposición, que oscila entre los
370°C, diferente al de las muestras de las diferentes partes del caparazón, pero
tienen similitud con las endotermas de las exuvias 1 y 2 de la figura anterior.
4.3. Análisis Termogravimétrico.
Los Termogramas TGA y DTG muestran que el peso disminuye con la
temperatura. Las curvas DTG (Figura 4.11) muestran que la pérdida de peso sigue
dos etapas bien definidas. También muestra principalmente dos pasos de
descomposición para tanto para las muestras del caparazón Limulus como para el
exoesqueleto de las exuvias. La primera etapa ocurre en el rango de 50-150°C, y
se atribuye a la evaporación del agua libre con una pérdida de peso de 8-10% tanto
para las muestras del caparazón como para las muestras del caparazón de las
exuvias. En la segunda etapa, las transformaciones térmicas relevantes ocurrieron
dentro del rango de 245 hasta 374°C, con una pérdida de peso del 30% y puede
estar relacionada con el comienzo y el progreso de varios procesos tales como la
degradación, la despolimerización, y la desnaturalización. Esto está relacionado con
la degradación de la estructura de polisacárido de la molécula, en el que los
compuestos alifáticos (CH2, CH3, los grupos funcionales) se separan del anillo
estructural quitina y de los grupos amidas I y II, a los 340°C para las muestras del
52
caparazón y de los 370 y 380°C para las muestras de las exuvias 1 y 2,
respectivamente.
De acuerdo a lo reportado en la literatura, y comparando con los termogramas
presentados en la figura 4.10, es posible señalar que fueron degradados los grupos
amidas I y II (C=O, N-H) y la estructura del sacárido (C–O–C) [9,51,52,60,64,65].
Figura 4.11. TGA muestras de caparazón de la quitina.
En la Figura 4.12 se observan los espectros de las muestras del extracto del
caparazón. Se observan de igual manera que existen dos eventos térmicos, en la
100 200 300 400 500 600
20
30
40
50
60
70
80
90
100
-10
-8
-6
-4
-2
0
2
Pe
so
(%
)
Temperatura (°C)
Prosoma parte sup.
Prosoma parte inf.
Estructura soporte de pilares
Telson
Exuvia 1
Exuvia 2
DT
G (%
/min
)
TGA
DTG
Exuvia 1
Exuvia 2
53
que en el primero se da cerca de los 100°C atribuido a la pérdida de agua. El
segundo evento térmico se da en el intervalo de los 250 a los 420°C, teniendo el
pico máximo a los 360°C para la muestra del caparazón 1 y 372°C para la muestra
del caparazón 2, asociados a la degradación del polisacárido. La temperatura de
descomposición de las muestras del caparazón después del proceso de extracción
de quitina es mayor comparado con las de las muestras del caparazón de la figura
4.9. Sin embargo, hay una similitud con los resultados de las muestras de las
exuvias (Figura 4.9).
Figura 4.12. Curvas TGA Muestras de caparazón de quitina sometidas al proceso de
extracción.
100 200 300 400 500 600
20
30
40
50
60
70
80
90
100
-10
-8
-6
-4
-2
0
2
Pe
so
(%
)
Temperatura (°C)
TGA Caparazón 1
TGA Caparazón 2
DTGA Caparazón 1
DTGA Caparazón 2
DT
G (%
/min
)
54
4.4. Espectroscopia infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR)
Uno de los métodos más usados para la identificación de quitina es la
identificación por Espectrofotometría Infrarroja (IR). En el análisis de estos
compuestos por espectroscopía IR se puede identificar principalmente los grupos
funcionales amida y carbonilo. Para la quitina las vibraciones de estiramiento del
grupo NH tienen dos frecuencias moderadamente intensas.
En los espectros de muestra sólida, estas bandas se observan en rango de 3500 a
3180 cm-1 debido al enlazamiento de hidrogeno; la frecuencia del carbonilo se
observa en la banda intensa en la región de 1680 a 1630 cm-1 y una banda intensa
en la región de 1640 a 1550 cm-1 que corresponde a la deformación del enlace NH,
cuando se examina en estado sólido [56].
Al analizar los espectros IR obtenidos en todas las muestras de la cacerolita de
mar antes del proceso de extracción (Figura 4.13), se observan varios bandas, que
podrían estar asociadas con el polisacárido quitina. En las muestras de las exuvias
se observan ligeros hombros en el rango de 3420 cm-1, y en las muestras del
caparazón a los 3320, 3360, estas bandas pueden ser atribuidas a los grupos OH.
De igual manera se observan bandas en el intervalo en 2920cm-1 y en 2850 cm-1,
asociadas a los C-H simétricos y asimétricos de grupos metílicos y metilénicos (CH,
CH3). A 1640cm-1, 1620cm-1, 1540cm-1, aparecen bandas asignadas a las
vibraciones de las amidas I, II, donde corresponde al C=O y al NH. Sin embargo en
las muestras del telson y exuvia 2 no presentan bandas en la zona de 1540 cm-1, lo
cual nos indica que en estas muestras difícilmente encontremos quitina debido a
que no tienen la banda del grupo NH (Amida II). En algunas muestras se
55
identificaron bandas a los 1307 cm-1, es posible atribuirlo a las proteínas presentes
en estas muestras. De 1100 a 1000 cm-1, están las bandas de estiramiento C-O,
asimétricos y simétricos. En la región de los 890-860 cm-1 se atribuyen a las bandas
CH de estiramiento correspondiente a la estructura del sacárido.
En la Figura 4.14 se observan los espectros de las muestras de los caparazones 1
y 2 de la cacerolita de mar, después del proceso de extracción de quitina, en donde
encontramos similitud en ambas.
Se observa una banda a los 3440 cm-1, asociado al grupo NH; a los 3110,
asociados al estiramiento de las bandas de la amida II. De igual manera se observan
picos de menor intensidad en el intervalo de los 2970 y 2930, que podrían
corresponder al estiramiento simétrico y asimétrico de los compuestos alifáticos
(CH2 y CH3), bandas a los 1670, 1648 y 1620 cm-1, correspondientes al estiramiento
de las bandas C=O (amida I). En la región de 1541 cm-1, se observan bandas
correspondientes a la flexión y estiramiento de NH. A los 1371 cm-1 a la deformación
de los CH y CH3.
Con la espectroscopía infrarroja, y haciendo comparación con los espectros
reportados en la literatura, se observa cierta similitud con los espectros para la
quitina. [9,52,54,60,62,67]
56
Figura 4.13. Muestras del exoesqueleto y exuvias de la cacerolita de mar.
Figura 4.14. Espectros FTIR muestras de la cacerolita de mar, sometidas al proceso de
extracción.
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100
105
% tra
nsm
ita
ncia
Número de onda (cm-1)
Prosoma p. sup.
Prosoma p. inf.
Estructura de
soporte de pilares
Telson
Exuvia 1
Exuvia 2
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
% tra
nsm
ita
ncia
Número de onda (cm-1)
Caparazón 1
Caparazón 2
57
CONCLUSIONES
En las imágenes SEM se observaron las superficies de las muestras del
exoesqueleto de la cacerolita de mar, identificando los canales de poros y el
entramado de la estructura de soporte de pilares.
En el EDX en las muestras del caparazón de la cacerolita de mar se observa
gran cantidad de carbono y oxígeno, sin embargo no encontramos elementos como
el nitrógeno, que es el elemento importante en la estructura de la quitina. al realizar
esta prueba a las muestras del extracto en polvo se apreció este elemento (N), por
lo cual es posible que estas cacerolitas de mar que tomamos como muestras
contiene quitina.
En el TGA y DSC se observan diferencias en la temperatura de descomposición,
registrándose mayor temperatura de degradación en las exuvias que en las
muestras de caparazón de la cacerolita de mar. Es posible que las muestras de las
exuvias tienen mayor estabilidad térmica que las muestras del caparazón, aun
cuando las primeras son más delgadas y flexibles que las segundas. Sin embargo,
al observar las curvas de las muestras de la quitina extraída se notó que en el DSC
desaparecen dos picos y solo se muestra la pérdida de agua y la degradación de
las muestras, aumentando su temperatura de descomposición, lo que nos hace
pensar que al realizar la extracción se eliminaron elementos como lípidos, proteínas,
etc.
Al observar los espectros de FTIR se detectó grupos funcionales característicos
de la quitina; Se confirmó la presencia de ésta al comparar estos espectros con lo
reportado en la literatura. Asimismo en las muestras del prosoma y de la estructura
de pilares se detectó la presencia de proteínas.
El pico asociado a la degradación de la quitina es de pequeño en DSC y alta en
DTG, lo que indica que una disminución significativa de peso en esta etapa implica
un cambio de entalpía inferior.
58
Al observar los espectros de FTIR se detectó grupos funcionales característicos
de la quitina; Se confirmó la presencia de ésta al comparar estos espectros con lo
reportado en la literatura. Asimismo las muestras del extracto también tienen estos
grupos funcionales, lo cual se deduce que el proceso de extracción de la cacerolita
no deterioró el biopoímero.
59
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