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CENTRO DE INVESTIGACION CIENTÍFICA DE YUCATÁN A. C. POSGRADO EN MATERIALES POLIMÉRICOS CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE BIOPOLÍMEROS OBTENIDOS DEL EXOESQUELETO DE LA CACEROLITA DE MAR (LIMULUS POLYPHEMUS) Tesis que Presenta Ing. Alejandro Axel Méndez Alpuche En opción al Título de Maestro en Materiales Poliméricos Director de Tesis Dr. Rolando Ríos Soberanis Co-director de Tesis Dr. Emilio Pérez Pacheco Mérida, Yucatán, Julio de 2017

CENTRO DE INVESTIGACION CIENTÍFICA DE YUCATÁN A. C. · 3 AGRADECIMIENTOS Le agradezco a DIOS porque gracias a la fe en El, he podido mantener mi espíritu de superación para alcanzar

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CENTRO DE INVESTIGACION CIENTÍFICA

DE YUCATÁN A. C.

POSGRADO EN MATERIALES POLIMÉRICOS

“CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE

BIOPOLÍMEROS OBTENIDOS DEL EXOESQUELETO DE LA CACEROLITA DE MAR

(LIMULUS POLYPHEMUS)”

Tesis que Presenta

Ing. Alejandro Axel Méndez Alpuche

En opción al Título de

Maestro en Materiales Poliméricos

Director de Tesis

Dr. Rolando Ríos Soberanis

Co-director de Tesis

Dr. Emilio Pérez Pacheco

M é r i d a , Y u c a t á n , J u l i o d e 2 0 1 7

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Mérida, Yucatán, México; Julio 2017

DECLARACIÓN DE PROPIEDAD

Declaro que la información contenida en la sección de materiales y métodos

experimentales, los resultados y discusión de este documento proviene de las

actividades de experimentación realizadas durante el período que se me asignó,

para desarrollar mi trabajo de tesis, en las Unidades y Laboratorios del Centro de

Investigación Científica de Yucatán, A. C., y que dicha información le pertenece en

términos de la Ley de la Propiedad Industrial, por lo que no me reservo ningún

derecho sobre ello.

__________________________

Alejandro Axel Méndez Alpuche

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AGRADECIMIENTOS

Le agradezco a DIOS porque gracias a la fe en El, he podido mantener mi espíritu

de superación para alcanzar esta meta.

A toda mi familia y en especial a mis padres Alejandro y Ana Rosa por el apoyo

incondicional que siempre me brindan, y por enseñarme a lograr las cosas con

honestidad y esfuerzo.

A mis directores de Tesis, el Dr. Carlos Rolando Ríos Soberanis y Dr. Emilio Pérez

Pacheco, agradezco su conocimiento, su paciencia, sus consejos y sobre todo por

la disponibilidad de apoyarme con mis dudas.

A los miembros de mi comité tutoral y revisores, por sus valiosas contribuciones en

esta Tesis.

Al MC José Rodríguez Laviada por su gran apoyo en el trabajo experimental.

Al Centro de Investigación Científica de Yucatán (CICY) y al Instituto Tecnológico

Superior de Calkiní en el Estado de Campeche (ITESCAM), por el uso de su

infraestructura y sus equipos para la realización de mi trabajo de investigación.

Mi agradecimiento al CONACYT por la beca concedida durante la realización de ms

estudios.

Agradezco a mis amigos de la maestría su confianza, su apoyo incondicional y sobre

todo por los buenos momentos que se vivieron durante los estudios.

A mi Esposa Yasuri porque en todo momento me brindó su cariño y comprensión,

por estar siempre conmigo, apoyándome durante mis estudios. Te amo mi amor.

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CONTENIDO

RESUMEN.................................................................................................................... 9

INTRODUCCIÓN......................................................................................................... 10

JUSTIFICACIÓN......................................................................................................... 12

HIPÓTESIS.................................................................................................................. 12

OBJETIVO GENERAL................................................................................................ 12

OBJETIVOS ESPECÍFICOS....................................................................................... 12

CAPÍTULO 1. GENERALIDADES.............................................................................. 13

1.1 Cacerolita de mar (Limulus polyphemus)...................................................... 13

1.1.1Generalidades…..………………..…………………………......................... 13

1.1.2 Hábitat. …………..……..…………………………………………................ 13

1.1.3 Taxonomía. ……………………................................................................ 15

1.1.4 Alimentación. ………………………………………….………..................... 15

1.1.5 Características físicas. …………….......................................................... 15

1.1.6 Reproducción y desarrollo. ……………………......................................... 18

1.1.7 Muda. ………………………………........................................................... 19

1.1.8 Otras aplicaciones del cangrejo Herradura. ............................................ 20

1.2 Biopolímeros. …………………………...…...................................................... 20

1.2.1 Polisacáridos. …………………………………………….…........................ 21

1.3 Quitina. .......................................................................................................... 22

1.3.1 historia. .................................................................................................... 22

1.3.2 Estado natural. ........................................................................................ 23

1.3.3 Propiedades de la quitina…….................................................................. 23

1.3.4 Obtención de quitina……………………….……........................................ 24

1.3.5 Extracción de quitina, método químico. . …………................................... 25

1.3.6 Estructura cristalina. ……..……................................................................ 26

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1.4 Quitosano. ..................................................................................................... 27

1.4.1 Propiedades del quitosano. ……….......................................................... 28

CAPÍTULO 2. ANTECEDENTES. ………………….……………….....…....................... 29

CAPÍTULO 3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL. …………..………....................... 34

3.1 Preparación de la muestra. ........................................................................... 34

3.2 Prueba de análisis fisicoquímicos. ……………….......................................... .35

3.2.1. Microscopía electrónica de Barrido (SEM y EDX)................................... 35

3.2.2. Calorimetría Diferencial de Barrido (DSC). ............................................ 36

3.2.3. Análisis Termogravimétrico. ................................................................... 36

3.4.4. Espectroscopía Infrarrojo por Transformada de Fourier (FTIR)............... 36

3.2.5. Proceso de extracción de la quitina. ...................................................... 37

CAPÍTULO 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. ………….……..………….................... 42

4.1 Microscopía electrónica de Barrido (SEM y EDX). …………......................... 42

4.2 Calorimetría Diferencial de Barrido (DSC). ................................................... 49

4.3 Análisis Termogravimétrico. .......................................................................... 51

4.4. Espectroscopía Infrarrojo por Transformada de Fourier (FTIR)..................... 54

CONCLUSIONES.........................................................................................................57

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................ 59

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1.1. Cacerolita de mar. ……………….............................................................. 14

Figura 1.2. Distribución de la cacerolita de mar en México. ....................................... 14

Figura 1.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar (Limulus polyphemus). A. Vista dorsal;

B. Vista ventral. ............................................................................................................ 16

Figura 1.4. Estructura de la cutícula del artrópodo. .................................................... 17

Figura 1.5. Estructura jerárquica del exoequeleto de la cacerolita de mar (Limulus

polyphemus). ............................................................................................................... 18

Figura 1.6. Proceso de la muda y crecimiento de la epidermis de los artrópodos. ...... 19

Figura 1.7. Quitina……………………………. …………………………………................ 23

Figura 1.8. Proceso de Obtención de quitina. .............................................................. 25

Figura 1.9 Estructura esquemática de la orientación de las cadenas poliméricas de las

diferentes quitinas. .......................................................................................................25

Figura 1.10. Quitosano. ............................................................................................... 27

Figura 3.1. Caparazón de la cacerolita de mar. a) Esquema de la sección transversal

del prosoma. b) Imagen de la parte superior del prosoma y telson. c) Imagen de la parte

inferior. d) Imagen de la estructura de soporte de pilares............................................. 34

Figura 3.2. Exuvia de la cacerolita de mar. a) Exuvia de 21 cm de longitud (Exuvia 1).

b) Imagen de la Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2). .............................................. 34

Figura 3.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar. ……................................................ 37

Figura 3.4. Polvo de dos muestras de caparazón de la cacerolita de mar.................... 38

Figura 3.5. Proceso de calentamiento de las muestras del polvo de caparazón de la

cacerolita de mar ……………………………………………………………………………..38

Figura 3.6. Proceso de desproteinización de las muestras de caparazón de cacerolita

de mar………………………………………………………………………………………....39

Figura 3.7. Proceso de desminerilización delas muestras de polvo de la cacerolita de mar.

………………………………………………………………………………………………….......39

Figura 3.8. Proceso de decoloración de las muestras del caparazón de la cacerolita de

mar. …………………………………………………….………………………………..…....40

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Figura 3.9. Proceso de obtención de quitina para la cacerolita de mar.

.……..........................................................................................................................…40

Figura 4.1. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Prosoma, parte superior Caparazón.

a) Imagen superficie SEM a 1000X. b) Espectro EDX. .............................................. 42

Figura 4.2. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Prosoma, parte Inferior. a) Imagen

SEM de la superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ………………................................. 43

Figura 4.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Estructura de Pilares. a) Imagen SEM

de la superficie a 20X. b) Espectro EDX. ................................................................... 43

Figura 4.4. Exoesqueleto de lacacerolita de mar: telson. a) superficie a 50X. b) Espectro

EDX.............................................................................................................................. 45

Figura 4.5. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 1 a) Imagen SEM de la

superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ………….……………………………………..……45

Figura 4.6. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 2. a) Imagen SEM de la

superficie a 1000X. b) Espectro EDX. ……..……….……………………………………..47

Figura 4.7. Extracto exoesqueleto de la cacerolita de mar: Muestra 1. a) Imagen SEM

de la superficie a 250X. b) Espectro EDX…………………….………………………...…47

Figura 4.8. Extracto exoesqueleto de la cacerolita de mar: Muestra 2. a) Imagen SEM

de la superficie a 250X. b) Espectro EDX……….……………………………………….. 48

Figura 4.9. Curvas DSC muestras exoesqueleto de la cacerolita de mar antes del

proceso de extracción. ……………………………………………………………………. 50

Figura 4.10. Curvas DSC muestras exoesqueleto de la cacerolita de mar, después del

proceso de extracción. …………………………………………………………….…......… 51

Figura 4.11. TGA muestras de caparazón de la cacerolita de mar antes del proceso de

extracción. ....……………………………………………………….…….…….…………… 52

Figura 4.12. Curvas TGA Muestras de caparazón de la cacerolita de mar después del

proceso de extracción de quitina………………………………….…………………......... 53

Figura 4.13. Muestras del exoesqueleto y exuvias de la cacerolita de mar antes del

proceso de extracción. ................................................................................................ 56

Figura 4.14. Espectros FTR muestras de la cacerolita de mar sometidas al proceso de

extracción. ................................................................................................................... 56

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LISTA DE TABLAS

Tabla 4.1. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.1,

4.2 y 4.3 respectivamente. …………………………………………………….…………… 44

Tabla 4.2. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.4,

4.5 y 4.6 respectivamente…………………………………………………………………….... 46

Tabla 4.3. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.7

y 4.8 respectivamente………………………………………………………………………. 48

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RESUMEN

El presente trabajo de investigación tiene como objetivo la caracterización de

los constituyentes biológicos (biopolímeros) que conforman el caparazón y las

exuvias de cacerolita de mar (conocido como mex en el idioma Maya local) (Limulus

polyphemus). Para tal efecto se analizaron diversas muestras de las partes del

exoesqueleto. Después se realizó un proceso de extracción mediante muestras en

polvo. Se emplearon diversas técnicas de caracterización tales como la Microscopía

Electrónica de Barrido (SEM), Espectroscopía de Rayos X (EDX), calorimetría

diferencial de barrido (DSC), análisis termogravimétrico (TGA) y Espectroscopía

infrarroja transformada de Fourier (FTIR). En el SEM y EDX se observó para las

muestras del caparazón la presencia de elementos como el carbono, oxígeno,

calcio, el magnesio, cloro. Sin embargo en las muestras del extracto en polvo se

eliminan estos elementos, quedando únicamente los elementos Carbono, Oxígeno

y aparece el Nitrógeno, indicando que se obtuvo quitina. En las curvas del TGA se

manifestaron de dos a tres eventos térmicos, teniendo en común el valor de la Tmax

cercano a los 350°C en los caparazones y en los extractos en polvo. En el espectro

FTIR se identificaron vibraciones de estiramiento correspondientes al grupo N-H a

3440cm-1, confirmando que se obtuvo quitina al realizar la extracción.

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INTRODUCCIÓN.

El desarrollo de polímeros sintéticos es considerado uno de los grandes

avances del siglo XX, debido a la multiplicación de sus posibilidades de uso, no sólo

en la industria sino en la vida cotidiana. Estos polímeros sintéticos se obtienen

principalmente a partir del petróleo y son creados para funciones específicas. Los

plásticos son populares porque son a la vez, económicos, livianos, resistentes a la

oxidación, inalterables por los agentes atmosféricos, versátiles, aislantes de la

corriente eléctrica y pueden sustituir la madera, la piedra o el metal.

Sin embargo, estas mismas ventajas pueden ser sus peores inconvenientes.

La alta resistencia a la corrosión, al agua y a la descomposición bacteriana los

convierte en residuos difíciles de eliminar y, consecuentemente, en un grave

problema ambiental; es por esto que se busca hacer uso de los polímeros naturales

para que de alguna manera se encuentre la solución de la problemática que se ha

dado por el uso de polímeros sintéticos. Los polímeros biodegradables, se han

presentado como una gran solución a la conservación del medio ambiente y el

desarrollo de nuevas aplicaciones. [1]

Los biopolímeros son polímeros producidos por organismos vivientes. Los

ejemplos más característicos son la celulosa, quitina-quitosano, almidón, pectina,

alginato, proteínas (queratina), RNA y DNA [2], en los cuales las unidades

monoméricas son aminoácidos, nucleótidos y azúcares. Este tipo de monómeros se

darán mediante enlace glucosídicos, con la pérdida de una molécula de agua por

cada enlace. En el caso de la queratina el tipo de enlace se da por enlaces cistina

o azufre, puentes salinos y puentes de hidrógeno. En la naturaleza los biopolímeros

(cangrejo, langosta, cacerolita de mar), tienen funciones estructurales (β-

Glucosídico), o de reserva energética (enlace α-Glucosídico).

Los biopolímeros han sido ampliamente estudiados en aplicaciones

farmacéuticas, eliminación de compuestos fenólicos para tratamiento de aguas

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residuales, elaboración de andamios, geles, matrices, estabilizante de espumas,

etc. [3,4,5].

Los exoesqueletos de artrópodos marinos (crustáceos, arácnidos, insectos y

merostomados, como las cacerolitas) están formados por quitina, la cual se asemeja

a la celulosa y cuya repetición es D-glucosamina acetilada [6]. Se estima que cada

año se producen en la naturaleza un aproximado de 100 billones de toneladas de

quitina presente en crustáceos, insectos, moluscos y hongos [7]. Sin embargo, al no

ser explotada, se genera un problema ambiental debido a la gran cantidad de

residuos de estos exoesqueletos. Este interés de extraer de ellos la quitina, puede

convertirse no sólo en una alternativa de solución al problema medioambiental, sino

que también puede dar apoyo en las diversas aplicaciones con que cuentan estos

biopolímeros.

Es posible encontrar aplicaciones de biopolímeros en diversas áreas del

campo biotecnológico y biomédico [8], debido a que la quitina puede emplearse

como material bioestable y el quitosano como material biodegradable. Por tal

motivo, investigadores probaron su actividad antimicrobiana en la industria

alimentaria y otros evaluaron su biodistribución en la industria farmacéutica [9]. Por

lo expuesto anteriormente, el propósito de este trabajo es caracterizar y conocer las

propiedades fisicoquímicas de biopolímeros obtenidos de artrópodos marinos, en

este caso se estudiará el exoesqueleto de la cacerolita de mar, también llamado

mex, vocablo maya como se le conoce a este artrópodo.

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JUSTIFICACIÓN

Ha sido reportado en la literatura [54,56,57,58,59,60] que el exoesqueleto de

la especie Limulus polyphemus está constituido primordialmente del biopolímero

quitina. Sin embargo estas investigaciones son limitadas en información relevante

con respecto a sus propiedades fisicoquímicas. Es por ello este proyecto surge con

el interés de estudiar el caparazón y exuvias de la cacerolita de mar, para conocer

las propiedades de este animal.

OBJETIVO GENERAL

Caracterizar y analizar fisicoquímicamente los constituyentes biológicos

(biopolímeros) que conforman el caparazón y las exuvias de cacerolita de mar

(Limulus polyphemus).

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1.- Analizar las muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar empleando

técnicas fisicoquímicas.

2.-Desarrollar un proceso de extracción de la quitina para la cacerolita de mar.

3.- Analizar las muestras del extracto en polvo obtenido en las muestras del

exoesqueleto de la cacerolita de mar.

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CAPÍTULO 1

GENERALIDADES

1.1. Cacerolita de mar (Limulus Polyphemus).

1.1.1 Generalidades.

La cacerolita de mar (Limulus polyphemus) es un artrópodo acuático (subclase:

Xiphosura) cuya historia evolutiva ha permanecido esencialmente sin cambios por

más de 200 millones de años. Por lo tanto, ha sido referido como un "fósil viviente”

[10]. La cacerolita no es en realidad un verdadero cangrejo, sino un miembro de un

antiguo grupo de los artrópodos, estrechamente relacionado con las arañas y los

escorpiones. Son de color marrón oscuro y llegan a alcanzar una longitud de 60 cm,

con un caparazón, en la forma de herradura, lisa y convexa. Su forma no solo

favorece el desplazamiento por la arena y el fango, sino que brinda protección a los

apéndices ventrales. Por fuera de cada uno de los rebordes dorso laterales hay un

gran ojo compuesto, y a cada lado del reborde medio del extremo anterior hay uno

o dos pequeños ojos medianos [15].

1.1.2 Hábitat

La cacerolita de mar, que es una de las cuatro especies existentes de la

cacerolita de mar, ocupa la costa atlántica occidental de América del Norte desde

Maine hasta el sur de la península de Yucatán, aproximadamente entre 19°N hasta

42°N [48]. Las poblaciones mexicanas de Limulus polyphemus se limitan a las

costas de la Península de Yucatán, aproximadamente entre 18°N y 21°N [11-13].

Este artrópodo habita en bahías, lagunas costeras de la península de

Yucatán, México. Esta especie ha sido reportada sólo para la zona costera del

estado de Yucatán, sin embargo, se han reportado la existencia de Limulus en el

estado de Quintana Roo y en el estado de Campeche [14,15].

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Figura 1.1. Cacerolita de mar [15].

Figura 1.2. Distribución de Limulus polyphemus en México. Mejía-Ortiz, 2006, [18].

La presencia de cangrejos de herradura en la costa de la Península se deben

a que existen lagunas costeras que proporcionan hábitats adecuados sin exposición

a fuertes corrientes y con el efecto de protección de la barrera de coral

mesoamericana. Estas áreas de aguas poco profundas también proporcionan

valiosos viveros para las cacerolitas juveniles, que requieren muchos años para

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15

madurar [14]. El tipo de ambiente de esta especie es costero-marino, en zonas ricas

de carbonato de calcio [16,17].

1.1.3 Taxonomía

El origen de los merostomados se remonta al Devóico, hace cerca de 400

millones de años. Es un artrópodo perteneciente a los quelicerados, una de las tres

líneas evolutivas de estas especie, denominado así debido a que carece de

antenas, mandíbulas y de una cabeza individualizada.

Este artrópodo corresponde al phylum Artrophoda, a la clase de los

merostomados y de subclase u orden de los Xifosuros (límulos). El nombre científico

de esta especie es Limulus polyphemus, y de manera común se le conoce como

cangrejo de herradura, o cacerolita de mar (mex). Para efectos de esta investigación

se usará sólo el término “cacerolita de mar”.

1.1.4 Alimentación

Se alimenta de crustáceos, mejillones, almejas, y peces muertos; a su vez, en

estado adulto son fuente de alimento de tortugas marinas, mientras que sus huevos

y larvas son el alimento de aves, peces, así como de muchos invertebrados, como

los cangrejos.

1.1.5 Características físicas.

Las principales características de la cacerolita de mar son: un exoesqueleto

o caparazón, duro y segmentado, con apéndices especializados y articulados, y la

muda periódica de su caparazón (exuvia) el cual está formado principalmente por

quitina. El cuerpo de la cacerolita de mar está dividido por el prosoma (cefalotórax),

opistosoma (abdomen) y los segmentos que contienen los 4 pares de patas o

apéndices locomotores, así como el telson. (Figura 1.3). El prosoma se encuentra

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recubierto por un caparazón con forma de herradura, liso y convexo, con sus bordes

laterales sobresaliendo formando un doblez. En posición dorsal presenta un par de

grandes ojos compuestos laterales y un par de ojos más pequeños en la parte

media, mientras que en la parte ventral tiene seis pares de apéndices que emplea

para la alimentación y la locomoción: un par de quelíceros, un par de pedipalpos y

cuatro pares de patas. El opistosoma ofrece un contorno hexagonal. En su cara

dorsal todos los segmentos se encuentran soldados, y lateralmente se aprecian

unas profundas escotaduras. En la cara ventral se sitúan seis apéndices birráneos,

que participan en la natación y en el intercambio gaseoso [19]. En la parte posterior

tiene un telson es una espina triangular [20].

Figura 1.3. Exoesqueleto de la cacerolita de mar (Limulus polyphemus). A. Vista dorsal; B.

Vista ventral. Fuente: Vásquez, 1987 [17].

El caparazón (exoesqueleto) de la cacerolita de mar se encuentra sobre el

cefalotórax del animal y es secretado por una sola capa de células de la epidermis.

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El caparazón de la cacerolita de mar se conforma de una herradura que tiene

como función principal mantener un soporte mecánico contra las cargas que se

imponen externamente por los depredadores y también brinda protección a sus

órganos internos. El exoesqueleto de artrópodos es multifuncional: apoya el cuerpo,

se resiste a cargas mecánicas, y proporciona la protección ante las hostilidades del

medio ambiente [21,22].

Figura 1.4. Estructura de la cutícula del artrópodo [57].

La cutícula se construye de tres capas, a saber, la epicutícula, la exocutícula,

y la endocutícula (Figura 1.4). La cutícula es normalmente de color marrón o negro,

debido a lo bronceado por la formacíon de melanina y de numerosas proteínas [69].

Realizando un corte transversal, del prosoma del exoesqueleto, se observan tres

capas: una "epicutícula", una capa externa que es compacta, y una capa interior

que se compone de "laminillas quitinosas" [23]. Los cristales de quitina tienen un

arreglo helicoidal a lo largo de la exocutícula. También, son altamente cristalinos y

están más separadas de las proteínas que de la endocutícula post-ecdisial [69]. La

Figura 1.5 representa la estructura del exoesqueleto de la cacerolita de mar.

Epicutícula

Exocutícula

Procutícula

Epidermis

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Figura 1.5. Estructura jerárquica del exoequeleto de la cacerolita de mar (Limulus

polyphemus) [59].

1.1.6 Reproducción y desarrollo.

La cacerolita de mar alcanza la madurez sexual hacia los 10 o 12 años. Los

órganos reproductores de ambos sexos consisten en grandes tubos que constan de

una sección posterior triangular y varios lóbulos anteriores anastomosados, con dos

gonoporos en la parte inferior de los opérculos, en el octavo segmento. En el

apareamiento el macho toma a la hembra con sus gonoporos modificados.

La hembra excava un surco en la zona intermareal, donde deposita varios

centenares de huevos que son fecundados una vez depositados; ahí permanecen

varios meses antes de la eclosión. Durante los primeros estadios de desarrollo, las

larvas pasan por una fase “trilobitiforme”, con una región anterior de cuatro

segmentos “primarios” y una región posterior insegmentada [24].

Cacerolita de mar Sección transversal Estructura sándwich

Caparazón + estructura

de pilares Estructura laminar

Fibras de quitina

Celdas

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1.1.7 Muda.

Muchos animales no se desarrollan directamente de un embrión en una forma

“adulta”, sino en una larva, de la cual se desarrollará finalmente en adulto por

metamorfosis. En artrópodos y nematodos, el aumento en el tamaño en los estadios

larval y pre adulto requiere del desprendimiento de la cutícula externa, que es rígida,

proceso conocido como muda [25]. Los artrópodos tienen un exoesqueleto externo

rígido, que es secretado por la epidermis. Esto hace que sea imposible para los

animales aumentar gradualmente de tamaño, por tanto, el aumento del tamaño

corporal se realiza por etapas, asociadas con la pérdida del exoesqueleto anterior y

el depósito de uno nuevo o más grande. yEste proceso se le conoce como muda o

ecdisis [25]. El término ecdisis viene del griego antiguo: ἐκδύω (ekduo), que significa

"para despegar, quitarse" [68].

Al comienzo de la muda, la epidermis se separa de la cutícula mediante un

proceso conocido como apólisis y es secretado un líquido (líquido de muda) hacia

el espacio entre ambas (Figura 1.6). Además de contener el fluido de muda, también

se puede contener células aisladas [69]. Posteriormente, existe un aumento en la

superficie de la epidermis por multiplicación o aumento del tamaño celular, y se

pliega. Todavía en el estado de premuda, el líquido disuelve la vieja endocutícula y

se genera una nueva exocutícula. La exocuticula y la epicuticula viejas se

desprenden y son eliminadas.

Figura 1.6 Proceso de la muda y crecimiento de la epidermis de los artrópodos. Lewis

Wolpert 2009 [25]

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20

El proceso de la muda empieza verdaderamente con la multiplicación de las

células de la epidermis, en una fase de preparación previa a la ecdisis. Una vez que

el artrópodo ha salido de la exuvia, todavía tiene que terminar de depositar parte de

los componentes que caracterizan a la cutícula, especialmente las esclerotinas que

se depositan en la procutícula para dar lugar a la exocutícula, y la capa de ceras

más externa. Sin embargo, en este proceso, La cacerolita de mar es vulnerable

debido a que ya no está protegido y es blanco fácil para ser atacado por

depredadores. La activación de la proteína y de la quitina ocurre después de la

secreción de la nueva epicutícula, este último es resistente a las enzimas para que

proteja la nueva exocuticula no resistente [69].

1.1.8 Otras aplicaciones de la cacerolita de mar.

La cacerolita de mar ha sido muy estudiado por los investigadores, para el

estudio de la visión, el sistema nervioso, la muda de invertebrados, la fagocitosis

celular y el desarrollo embriológico de invertebrados marinos [26], sin embargo, es

también aplicable en la industria biomédica, debido a que la sangre de la cacerolita

de mar (conocido como hemolinfa) contiene amebocitos que producen una

sustancia llamada Lisado de amebocitos de Limulus (LAL) circulante y se utiliza

para detectar cantidades muy pequeñas de endotoxina, permitiendo su uso para la

detección de endotoxina en los dispositivos médicos, implantes, y vacunas [27].

También se usa en la pesquería, ya que utilizan cangrejos de herradura como cebo

para la captura de la anguila y concha, principalmente en los estados del Atlántico

medio. En la agricultura, han sido utilizados como un componente de fertilizante y

de alimentación del ganado [26].

1.2 Biopolímeros.

Un biopolímero es una macromolécula que es sintetizada mediante algún

proceso biológico. En este sentido, las proteínas, el ADN y los polisacáridos son los

biopolímeros más importantes [28] Los biopolímeros naturales provienen de cuatro

fuentes: origen animal (colágeno/gelatina), origen marino (quitina/quitosan), origen

agrícola (lípidos y grasas e hidrocoloides: proteínas y polisacáridos) y origen

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21

microbiano (ácido poliláctico (PLA) y polihidroxialcanoatos (PHA)) [29]. El

biopolímero más abundante en la tierra es la celulosa, otros biopolímeros

abundantes son la quitina (en los exoesqueletos de arácnidos, crustáceos e insectos

y cacerolitas de mar).

Los biopolímeros están basados en recursos renovables y degradables que

cumplen todos los criterios de las normas científicamente reconocidas para

biodegradabilidad y compostaje [30].

El término biodegradación en el campo de los polímeros hace referencia al

ataque de microorganismos a estos materiales, proceso a través del cual se obtiene

la desintegración del polímero en pequeños fragmentos debido a la ruptura de

enlaces en su cadena principal.

La biodegradación de polímeros es un proceso complejo. Debido al tamaño

molecular de los polímeros y a su falta de solubilidad en agua, los microorganismos

no son capaces de transportar el material polimérico a sus células donde la mayoría

de procesos bioquímicos tienen lugar, por lo que inicialmente excretan enzimas

extracelulares que depolimerizan el material fuera de las células. Los productos

finales de este proceso metabólico son agua, dióxido de carbono, metano

(biodegradación anaerobia) y materia orgánica [31].

1.2.1 Polisacáridos

Los polisacáridos, que también se conocen como glucanos, se componen de

monosacáridos unidos por enlaces glucosídicos [32]. Los polisacáridos se

encuentran como cadenas lineales, o bien, ramificadas, que a su vez pueden estar

integradas por un solo tipo de monosacárido (homopolisacarido), como por ejemplo

el almidón y la celulosa, o también por varios tipos de monosacáridos

(heteropolisacarido), como es el caso de la mayoría de las gomas. De cualquier

manera, sus componentes siempre están unidos regularmente con una secuencia

y estructura repetitivas, representando polímeros con un alto grado de ordenación.

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22

De los hidratos de carbono contenidos en la mayoría de los tejidos animal y vegetal,

los polisacáridos son los más abundantes; los azúcares libres generalmente están

en una menor concentración. Interaccionan fuertemente con las proteínas en los

sistemas biológicos lo cual determina muchas de las funciones celulares; la unión

entre estos polímeros se efectúa principalmente por enlaces electrostáticos, aun

cuando pueden existir puentes de hidrógeno, hidrófobos y, en ocasiones,

covalentes. Algunos de estos complejos forman geles cuando se calientan y

producen una estructura ordenada tridimensional en la que queda atrapada el agua.

De acuerdo con su función biológica los polisacáridos se han divido en dos

grandes grupos:

1. Los que constituyen la estructura celular y le confieren rigidez a los tejidos

(celulosa, quitina, pectinas, gomas).

2. Los que representan la reserva energética de animales y vegetales (glucógeno,

inulina y almidón).

Los polisacáridos estructurales confieren estabilidad térmica a las células, los

órganos y los organismos. Los polisacáridos de reserva sirven como almacenadores

de hidratos de carbono y pueden liberarlos según los requerimientos de

monosacáridos [33].

1.3 Quitina

1.3.1 Historia.

La quitina fue descubierta y aislada por Henry Braconot en 1811, mientras que

en 1823 el científico E. Odier encontró la misma sustancia, formando parte de la

estructura de las plantas y en algunos insectos nombrándola quitina. Odier también

identificó quitina en el caparazón desmineralizado del cangrejo y sugirió que es el

material base del exoesqueleto de todos los insectos y posiblemente de los

arácnidos.

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1.3.2 Estado natural.

La quitina se encuentra distribuida ampliamente en la naturaleza. Después de la

celulosa es el polímero natural más abundante, sus fuentes principales son el

exoesqueleto (caparazón) de muchos crustáceos, alas de insectos (escarabajos,

cucarachas), paredes celulares de hongos, algas, etc. [34]. Al igual que la celulosa,

la quitina proporciona soporte y defensa a los organismos que la contienen. La

quitina, poli (b- (1-4) -N-acetil-D-glucosamina), es un polisacárido natural de gran

importancia, identificado por primera vez en 1884. La quitina se produce en la

naturaleza como microfibrillas cristalinas ordenadas formando componentes

estructurales en el exoesqueleto de los artrópodos o en las paredes celulares de los

hongos y la levadura [35].

1.3.3 Propiedades de la quitina.

La quitina se caracteriza por ser blanca, dura, inelástica y es la mayor fuente de

contaminación superficial de las áreas cercanas al mar, por estar contenida en los

caparazones de crustáceos y artrópodos. Su fórmula es C8H13O5N, tiene gran peso

molecular y al igual que la celulosa tiene una estructura de cadenas orientadas

paralelamente.

Figura 1.7.- Quitina.

La quitina es insoluble en agua y en la mayoría de disolventes, debido a su alto

grado de cristalinidad ya que se crean puentes de Hidrógeno, provocando enlaces

muy fuertes y se producen estructuras compactas.

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24

La presencia de la quitina como materia prima química es escasa. La quitina

no se encuentra en estado puro en la naturaleza y rara vez llega al 50% de una

estructura. La quitina de origen animal está íntimamente asociada con proteínas

insolubles en agua y sales inorgánicas que hacen difícil aislarla sin el uso de

medidas extremas [43].

La quitina y su principal derivado el quitosano son considerados como

polímeros biofuncionales con amplia aplicación en el área de la biotecnología, ya

que además de ser recursos abundantes y renovables, también presentan diversas

propiedades que incluyen: la biodegradabilidad y biocompatibilidad [44].

La quitina por ser un biopolímero posee ciertas cualidades que la hace idónea

para ser empleada como materia prima, esto se debe por su bajo costo, es

biocompatible, tiene baja toxicidad, biodegradable, también por su polifuncionalidad,

alta abundancia natural, estabilidad, alta reactividad química, quiralidad, alto poder

quelante y elevada capacidad de adsorción [45].

1.3.4 Obtención de la quitina.

La quitina se obtiene comercialmente del exoesqueleto de crustáceos y

artrópodos, donde se encuentra asociada con carbonato de calcio, proteínas y

pigmentos. Los procesos para obtener la quitina y el quitosano son relativamente

sencillos, aunque el tratamiento con álcali concentrado a temperaturas

relativamente altas implica riesgos importantes para los operadores de las plantas

de producción y para el cuidado hacia el medio ambiente.

Existen varios métodos de obtención de quitina que varían en función de cada

investigador, en la cual consiste en realizar un proceso químico que emplea

soluciones de HCl y de NaOH [36]. Sin embargo también es posible obtener quitina

mediante un proceso biológico empleando bacterias ácidas-lácticas que provocan

la fermentación y conduce a la hidrólisis de proteínas.

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25

1.3.5 Extracción de la quitina, método químico

El método usado a nivel industrial para la obtención de la quitina consiste en un

proceso químico de hidrólisis de la proteína y remoción de material inorgánico. En

algunos casos se incluyen también pasos de decoloración.

En general los procesos de obtención de quitina se realizan mediante los

siguientes pasos consecutivos: Obtención del polvo, extracción de la proteína

(desproteinización), eliminación de las impurezas inorgánicas (desmineralización),

y decoloración de la quitina (Figura 1.7). La quitina resultante se somete a un

tratamiento de desacetilación. Si por este tratamiento la quitina es desacetilada en

más de un 60% se produce el quitosano y cuando el grado de desacetilación

alcanza el 100% el polímero se conoce como quitano [34].

Figura 1.8. Proceso de obtención de quitina.

Obtención del polvo: Todos los tratamientos en la obtención de quitina

involucran reacciones químicas entre una fase sólida y otra líquida, y requieren el

acceso de los reactivos líquidos hasta los sitios sólidos activos. El Proceso consiste

en el lavado con agua de los caparazones a procesar y separación de la masa que

pueda quedar adherida a los mismos. Posteriormente se procede a su molienda

MUESTRA

(Exoesqueleto de crustáceos, artópodos etc.)

Obtención del polvo

desproteinización

Desmineralización

Quitina

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26

hasta el tamaño de partículas adecuado para la extracción, que generalmente es de

varios milímetros, de tal suerte que se facilite el contacto íntimo entre las fases a fin

de obtener condiciones uniformes de reacción.

Desproteinización: El procedimiento más comúnmente utilizado para

desproteinizar consiste en tratar los caparazones de los crustáceos con una

solución acuosa diluida de NaOH a temperatura más bien alta (65–100°C), con el

fin de disolver la proteína. El tiempo de tratamiento suele variar entre 0,5 y 72 horas.

En ocasiones se prefiere realizar dos tratamientos consecutivos por tiempos cortos.

Hay que tener en cuenta que tratamientos por largo tiempo o a temperaturas muy

altas pueden provocar ruptura de las cadenas y la desacetilación parcial del

polímero. También se han utilizado otros agentes para extraer la proteína, entre los

cuales se mencionan los siguientes: Na2CO3, NaHCO3, KOH, K2CO3, Ca(OH)2,

Na2SO3, NaHSO3, Na3PO4 y Na2S.

Desmineralización: El principal componente inorgánico de los caparazones de

los crustáceos es el CaCO3, el cual se suele eliminar empleando soluciones diluidas

de ácido clorhídrico (HCl) a temperatura ambiente [37,38], aunque también se han

utilizado otros ácidos (Ácido nítrico (HNO3), ácido fórmico (HCOOH), ácido sulfúrico

(H2SO4) y ácido acético (CH3COOH)).

1.3.6 Estructura cristalina.

Figura 1.9. Estructura esquemática de la orientación de las cadenas poliméricas de las

diferentes quitinas.

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27

La quitina adopta forma polimórficas llamadas α, β y γ-quitina. La diferencia entre

ellas está en la disposición de las cadenas en la región cristalina [39]. La quitina se

clasifica en tres tipos según las diferentes orientaciones de sus microfibrillas: α-

quitina (cadenas antiparalelas), β-quitina (cadenas paralelas), y γ-quitina (la

combinación de cadenas paralelas y antiparalelas) [40,41]. Cada una de las

estructuras puede ser distinguida fácilmente en base a sus patrones de difracción

de rayos X, de resonancia magnética nuclear y a su espectro en la regíon del

infrarrojo [36].

La α-quitina es la más estable se encuentra en estructuras rígidas y resistentes,

como en la cutícula de los artrópodos, y en estos casos se produce fuertemente

asociada proteínas, materiales inorgánicos o ambos. La β y γ-quitina se encuentran

en especies que se encuentran en altas profundidades del océano. Éstos forman

estructuras flexibles, pero también son resistentes [42].

1.4 Quitosano

El Quitosano es un polisacárido formado por cadenas de 2-N-acetil-D-

glucosamina y 2-D-glucosamina unidas por enlaces β (1-4). Este se encuentra en

la naturaleza cumpliendo funciones estructurales en hongos, principalmente del

género Zygomycetes y también en algunas microalgas como Bacillariophyceae

(Diatomeas) [46]. El quitosano fue descubierto por el profesor C. Rouget en 1859,

quien al tratar qutina con una solución caliente de hidróxido de potasio obtuvo un

producto soluble en ácidos orgánicos; la llamó quitina modificada, pero más tarde

fue estudiado en 1894 por Félix Hoppe-Seyler quien la denominó quitosano [34].

A nivel industrial el quitosano se obtiene por desacetilación de la quitina.

Generalmente se emplean procedimientos termoalcalinos para la remoción del

grupo acetilo enlazado al grupo amida del Carbono 2 de las unidades

glucopiranosas que forman el polímero. Las condiciones específicas de la reacción

dependerán de diversos factores, tales como el material de partida, el tratamiento

previo y el grado de deacetilación deseado [70].

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28

El grado de acetilación es muy importante para obtener un producto soluble,

pero también hay que tomar en cuenta la distribución de los grupos acetilo dentro

de la molécula. El nivel máximo de desacetilación que se puede alcanzar en un solo

tratamiento alcalino es cerca de 75-85%

Figura 1.10. Quitosano.

Su única diferencia estructuralmente con respecto a la quitina es su grado de

acetilación (arriba del 60% es considerada quitina).

A diferencia de la quitina, su característica primordial es ser soluble en medios

ligeramente ácidos, lo que le confiere carácter policatiónico en solución, propiedad

poco frecuente entre los biopolímeros [47].

1.4.1 Propiedades del quitosano.

Las propiedades del quitosano varían dependiendo de la fuente y método de

obtención de la quitina, del método y condiciones de deacetilación. El grupo amino

en el quitosano posee una ligera carga positiva, lo que permite ser soluble en medio

ácidos o en soluciones neutras [70]. Las principales propiedades fisicoquímicas del

quitosano son la solubilidad, viscosidad, peso molecular y grado de deacetilación,

todas ellas estrechamente relacionadas.

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29

CAPÍTULO 2

ANTECEDENTES.

En este capítulo se comentará acerca de diversos tipos de trabajos

relacionados a la caracterización fisicoquímica de los artrópodos en general, y

también se realizará una breve descripción sobre los estudios realizados con la

cacerolita de mar.

F. Boßelmann, P. Romano [51] realizaron una investigación sobre la

composición química de los exoesqueletos de la langosta americana Homarus

americanus y del cangrejo buey del mar Cancer pagurus. Ellos comentan que la

composición varía entre las diferentes partes del esqueleto y también entre las dos

especies, así como también que existen diferencias relacionados con los requisitos

mecánicos y biológicos de estos dos animales. En el dedo y en la uña el contenido

de minerales es alto y por tanto son muy rígidos. La cáscara del cuerpo (el

caparazón) es menos mineralizada y más elástica. Realizando la comparación entre

estas dos especies, el exoesqueleto de cangrejo tenía un contenido mineral superior

a la de la langosta. Este autor menciona que lo anterior está asociado con los

diversos tipos de escape de cada uno de éstos animales. La langosta se escapa

rápidamente y se esconde entre las rocas, es por ello que la cutícula del caparazón

es más elástico y ligero. En cambio, el cangrejo se aferra a la tierra o se esconde

en la arena al ataque de los depredadores, y por lo tanto necesita una cáscara dura,

altamente mineralizada. En consecuencia, el caparazón de la langosta es menos

mineralizada (y tanto más ligera y menos dura) que el caparazón de cangrejo.

Juárez de la Rosa (2007) [52] realizó la caracterización de exoesqueletos de

dos tipos de especies de coral: Antipathes Caribbeana y Antipathes pennacea. Para

identificar las propiedades de estas dos especies, realizaron pruebas de FTIR, y de

Difracción de Rayos X. En los espectros infrarrojos FTIR muestran la presencia de

un material complejo similar a la quitina para ambas especies. Para el análisis de

los espectros de difracción de rayos X realizaron un tratamiento de

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30

desproteinización cuyo fin es el de observar las diferencias significativas en la

estructura cristalina de la quitina. En los espectros de Difracción de rayos X

encontraron que el tamaño de los cristalitos en A. Caribbeana es mayor que en A.

panacea. En la caracterización térmica, realizado por la técnica fotoacústica,

muestra que en el esqueleto de A. Caribbeana la conductividad térmica es más alta

en comparación con la conductividad térmica del esqueleto de A. pennacea. Ellos

concluyen que la diferencia en las propiedades térmicas entre las especies de coral

podría ser debido a la matriz y el embalaje de las fibras de quitina de cada especie.

En otro trabajo, Yanchao Wang (2012) [53] realizó la caracterización de la

estructura cristalina así como de las propiedades térmicas de la quitina del Krill

Antártico (Euphausia superba). La importancia de esta investigación fue la de

conocer las propiedades fisicoquímicas para diversas aplicaciones que puedan ser

utilizadas en diversas áreas. La muestra del Krill Antártico fue proporcionado por la

Japan Fisheries Co., Ltd. En este trabajo realizaron iofilización, y la cascara se

separó para su estudio. También utilizaron muestras comerciales de quitina

extraída de cáscaras de gambas (Metapenaeus affinis) y de conchas de cangrejo

de nieve (Chionoecetes opilio) para realizar una comparación en las propiedades

cristalina y térmicas. Por ello realizaron la caracterización por medio de

espectrometría infrarroja FTIR y Microscopia SEM, Termogravimetría, Calorimetría

Diferencial de Barrido (DSC) y difracción de rayos X. En los resultados muestran

que la quitina extraída del Krill Antártico corresponde a α-quitina y se compone de

pequeños microcristales, estables y uniformes. La energía de activación de la

descomposición de la cadena de polisacárido era 123.35 kJ / mol y las curvas de

DSC encontraron que la transición vítrea (Tg) de la quitina krill antártico fue

164.96°C.

Yeng ming y colaboradores [54] realizaron la caracterización fisicoquímica de

la quitina y quitosano extraída de un cangrejo. En este trabajo se purificó la quitina

de cangrejo comercial usando tratamientos ácidos y alcalinos, seguidos de

decoloración con permanganato de potasio. Esto es para preparar la misma

mediante un tratamiento adicional N-deacetilación con solución de hidróxido de

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31

sodio concentrado, y así obtener quitosano. De igual forma se determinaron los

rendimientos, grados de N-desacetilación (DD), pesos moleculares (Mw) y

características de color de diversos productos de quitosano. Las propiedades

fisicoquímicas de los quitosanos preparadas fueron estudiadas usando análisis

elemental, calorimetría diferencial de barrido (DSC), microscopía electrónica de

barrido (SEM) y los patrones de difracción de rayos X.

Juárez de la Rosa y colaboradores (2012) [55], Estudiaron el efecto de los

tratamientos térmicos en los esqueletos y en la quitina extraída de dos tipos de coral:

A. Caribbeana y A. panacea. Estos efectos tuvieron seguimiento por medio de FTIR

y difracción de rayos X, complementando este trabajo con mediciones de DSC y

termogavimetría (TGA). Los resultados que presentan en este trabajo indican que

el tratamiento térmico produce una mejora en las bandas de infrarrojos para

tratamientos térmicos por debajo de los 210°C, identificando la estructura de α-

quitina.

Por encima de los 210°C se registran cambios en los picos de intensidad en

los espectros de difracción de rayos X, esto genera una pérdida en la cristalinidad

debido a las altas temperaturas. El objetivo de este trabajo es utilizar esta

información para el desarrollo de materiales biomédicos a base de quitina.

N. J. Larsen, en la investigación: Isolation and characterization of proteins

from the cuticle of Limulus polyphemus L. [56] esperaba aislar algunas de las

proteínas de las tres capas. La cutícula del caparazón de la cacerolita de mar

Limulus polyphemus puede ser fácilmente separada en capas bien definidas. La

cutícula en algunos animales se constituye de tres capas, y en otros animales

solamente de dos capas. Con diversos disolventes (agua, de ácido acético 0.2 M,

de amoniaco 0.2 M, dimetil sulfóxido y ácido fórmico) se trataron de extraer las

proteínas de las capas, pero sólo fue posible para extraer aproximadamente el 10

por ciento del peso de la cutícula. También, se obtuvieron algunos animales donde

el caparazón constaba de dos capas, que podrían ser separados fácilmente. La

capa interna mostró una capacidad de extracción mucho mayor. Con ácido acético

al 0.2 M se notó que era posible lograr extraer alrededor del 50 por ciento de

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32

proteína de la capa interna. Por tanto, estas cutículas se eligieron para el

aislamiento de proteínas puras cuticulares. Las proteínas cuticulares son mucho

más solubles en de dos capas que en la de tres capas. A partir de la capa interna

de la cutícula del que contiene dos capas el 83 por ciento de las proteínas podría

ser extraído por medio de ácido acético diluido. El extracto es una mezcla compleja,

y seis proteínas se han aislado de ella. Ellos constituyen la parte principal de las

proteínas solubles.

Raabe D, et al. [57] realizaron investigaciones experimentales utilizando

microscopía óptica, microscopía electrónica, así como difracción de rayos X, cuyo

propósito es el conocer su estructura microscópica, sus fases constituyentes y

texturas cristalográficas del exoesqueleto de tres tipos de crustáceos decápodos, a

saber, langosta, cangrejo y cacerolita de mar. El caparazón de estos animales es

un nano-compuesto biológico multifase que consiste en una matriz orgánica

(proteínas, quitina) y minerales (calcita, fosfato). Las mediciones de sincrotrón de la

quitina cristalina y de los minerales que están incrustados en la matriz de proteína-

quitina (en el caso de la langosta y cangrejo) revelan texturas fuertes. El cangrejo

herradura no parece contener cantidades notables de minerales cristalinos. Los

datos revelan una estructura con texturas fuertes. La distribución de la orientación

observada para la red de quitina revela una muy fuerte textura de fibra donde la

dirección longitudinal de las fibras (que es perpendicular al eje largo de la estructura

de cristal de a-quitina) se orienta perpendicular a la superficie del caparazón.

Mutvei, H. [58] realizó una investigación sobre la ultraestructura de la

cacerolita de mar. El exoesqueleto se fraccionó vertical u horizontalmente,

recubierto con oro evaporado y estudiado con la ayuda de un microscopio

electrónico de barrido SEM. En esta investigación hacen una descripción de las

capas exoesqueléticas: la epicutícula (capa superficial del caparazón), la

exocutícula (capa laminar horizontal), y la endocutícula (capa laminar vertical). En

la exocutícula existen canales de poros que tienen curso vertical, algunos están

ligeramente ondulados. También determinan que en la exocutícula y en la

endocutícula, existen fibras de quitina-proteína. Por otra parte describen la sección

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33

intermedia entre el caparazón de la parte superior y la parte inferior. Ellos lo

denominan estructura de soporte de pilares, son láminas verticales que están

dispuestas concéntricamente y continuo a los de la endocutícula. Su función es

brindar soporte con la finalidad de aumentar la resistencia de la parte marginal del

exoesqueleto.

Chen, P-Y, et al [59], realizaron una investigación en la que reportan avances

innovadores en artrópodos. En este trabajo se realizó microscopia electrónica de

barrido SEM, en donde nos muestra la cáscara exterior y la capa intermedia del

exoesqueleto de la cacerolita de mar. La cáscara tiene una estructura de capas, que

es semejante a los exoesqueletos de cangrejo que consisten epicutícula,

exocutícula y endocutícula. En la macroescala, la forma se optimiza generalmente

para la protección y la defensa. En la forma microestructural, las estructuras

porosas, laminares y fibrosas predominan. Los tejidos mineralizados de estos

artrópodos proporcionan protección y/o actúan como un arma y también imparten

un marco estructural.

B. Juárez de la rosa y colaboradores (2015) [60] realizaron la caracterización

de exoesqueletos de dos especies: el coral negro y la cacerolita de mar. En este

artículo estudiaron las propiedades termomecánicas y estructurales. Los resultados

obtenidos en el análisis mecánico Dinámico (DMTA) indican para la cacerolita de

mar que el punto de transición vítrea (Tg) se encuentra alrededor de los 255°C. En

los resultados de FTIR se comprobó la existencia de quitina, que con ayuda de los

espectros de difracción de rayos X se encontró que la estructura es α-quitina.

Estos autores realizaron diversas pruebas para determinar las propiedades

de los artrópoos, algunos estudios están enfocados a describir las propiedades

mecánicas y térmicas de la cacerolita de mar.

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34

CAPÍTULO 3

METODOLOGÍA EXPERIMENTAL.

3.1. Preparación de la muestra.

Para este proyecto se recolectaron exoesqueletos y exuvias de los cangrejos de

herradura. Se tomaron muestras en el prosoma de la cacerolita de mar, con la

finalidad de hacer un análisis y determinar sus propiedades fisicoquímicas (Figura

3.1).

Del caparazón se tomaron las muestras de:

Prosoma parte superior

Prosoma parte inferior

Estructura de soporte de pilares

Telson

Figura 3.1. Caparazón de la cacerolita de mar. a) Esquema de la sección transversal del

prosoma. b) Imagen de la parte superior del prosoma y telson. c) Imagen de la parte

inferior. d) Imagen de la estructura de soporte de pilares.

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35

De las exuvias se tomaron 2 muestras (Figura 3.2):

Exuvia de 10.2 cm de longitud (Exuvia 1)

Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2)

Figura 3.2. Exuvia de la cacerolita de mar. a) Exuvia de 10.2 cm de longitud (Exuvia 1). b)

Imagen de la Exuvia de 6 cm de longitud (Exuvia 2).

3.2. Prueba de análisis fisicoquímicos

Se realizó la caracterización fisicoquímica de las muestras del exoesqueleto de

la cacerolita de mar y de las exuvias. Posteriormente se tomaron dos exoesqueletos

de esta especie, los cuales fueron sometidos a un proceso de extracción de quitina,

y al término de ésta, se caracterizaron nuevamente; sin embargo en las exuvias

únicamente se caracterizaron las muestras sin tratamiento, debido a que el tamaño

de la muestra fue muy pequeña para realizarle un proceso de extracción.

En cada una de ellas se realizaron las pruebas que describirán a continuación.

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36

3.2.1. Microscopia Electrónica de Barrido (SEM y EDX)

La superficie de las diversas muestras obtenidas de la cacerolita de mar se

observaron en un microscopio electrónico de barrido JEOL JSM -6360LV operado

a 10 KV a diferentes magnificaciones con el objeto de analizar la morfología y la

estructura que conforma el caparazón.

La técnica del EDX se usó para identificar la composición química elemental de

la muestra del espécimen. Se tomaron vistas con el microscopio electrónico de

barrido a diversos aumentos.

3.2.2 Calorimetría Diferencial de Barrido

Las propiedades térmicas se determinaron mediante un Calorímetro Diferencial

de Barrido (DSC por sus siglas en inglés) modelo (DSC -6, Perkin-Elmer). Este

análisis se realizará para obtener los parámetros (eventos térmicos) y conocer su

cambio de entalpía.

3.2.3 Análisis Termogravimétrico.

El análisis termogravimétrico se realizó en un equipo Perkin Elmer TGA-7/DX,

en atmósfera de nitrógeno. Las muestras se analizaron en un intervalos e

temperatura de 30°C a 650°C con una tasa de calentamiento de 10°C/min. A las

curvas calorimétricas obtenidas se calculó la primera derivada, para determinar la

temperatura de máxima velocidad de descomposición.

3.2.4. Espectroscopia infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR)

Se utilizó un equipo de espectro-fotometría de infrarrojo con transformada de

Fourier (FTIR) marca Thermo Scientific (Nicolet 8700). El análisis se realizó por el

método ATR a 100 barridos y una resolución de 4 cm-1, con un rango de espectro

de 4000 - 650 cm-1. El método de reflectancia total atenuada ATR es apropiada para

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37

estudiar sólidos gruesos insolubles o muy absorbentes, muestras líquidas,

incluyendo láminas, recubrimientos, polvos, hilos, adhesivos, polímeros y muestras

acuosas.

La prueba de ATR requiere poca o ninguna preparación para la mayoría de las

muestras y es una de las técnicas de muestreo más versátiles.

3.2.5. Proceso de extracción de la quitina.

Figura 3.3. Proceso de obtención de quitina para la cacerolita de mar.

Para la realización del proceso de extracción de la quitina se tomaron dos

especímenes de caparazón de la cacerolita de mar de 27.5 cm de longitud, los

cuales fueron molidos en polvo, se precalentaron para abrir los poros, se sometió al

Muestra

(Cacerolita de mar)

Obtención del polvo

Moler la muestra en un mortero de ágata y tamizarlo

con malla número 30.

Calentar en agua

Hidratar con agua purificada a 80°C durante 30 minutos,

retirar el agua y secar en una estufa a 160°C durante 2

horas.

Desproteinización

Mezclar 30gr de la muestra en polvo de la en 500 ml de NaOH (2N), durante 2.5h a

45°C, filtrar y secar en estufa a 80°C por 12 hrs.

Desmineralización

Mezclar 30gr de la muestra en polvo en 15ml de HCl en 750 ml de agua durante 30

minutos, filtrar y secar durante 12 hrs a 80°C.

Decoloración

Mezclar 30 gramos de quitina con 300 ml de

acetona (10 min). Filtrar y secar (2 hrs.) a temperatura

ambiente, blanquear con NaOCl al 0.3% por 5 min,

agitar, lavar 3 veces con 100 ml de agua y secar 24 hrs a

70°C

Quitina

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38

proceso de desproteinización, de desmineralización y decoloración. A cada

espécimen se le denominó “muestra 1” y “muestra 2”, para el análisis de los

resultados. En este apartado de describen cada uno de ellos de manera breve.

Figura 3.4. Exoesqueleto de la cacerolita de mar proporcionada por la Universidad

Anáhuac.

Obtención del polvo.

El caparazón de la cacerolita de mar se molió en un mortero de ágata con

nitrógeno líquido, y se tamizó con malla no. 30. Al término de la molienda se obtuvo

30 gramos para cada muestra.

Figura 3.5. Polvo de dos muestras de caparazón de la cacerolita de mar.

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39

Calentamiento en agua.

Las muestras de polvo de los caparazones se hidrataron con agua destilada

a 80°C en un intervalo de tiempo de 1 hora, seguidamente dichas cáscaras fueron

secadas en una estufa por 2 horas a temperatura de 160°C. El polvo quedó

completamente seco.

Figura 3.6. Proceso de calentamiento de las muestras del polvo de caparazón de la

cacerolita de mar.

Desproteinización.

En este proceso se tomaron 30 gramos del polvo obtenido anteriormente para

tratarlos con una solución de 500 gramos de Hidróxido de Sodio (NaOH) a 2N, con

una duración de 2.5 horas. Posteriormente se enjuagó, filtró y por último se secó la

muestra en una estufa a una temperatura de 80°C por 12 horas.

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40

Figura 3.7. Proceso de desproteinización de la quitina.

Desmineralización.

En este proceso se tomaron 30 gramos de polvo y mezclamos con una

solución de 15 mililitros de ácido clorhídrico (HCl) en 750 mililitros de agua durante

30 minutos, se filtró, enjuagó y secó la muestra a 80°C por 12 horas.

Figura 3.8. Proceso de desminerilización delas muestras de polvo de la cacerolita de mar.

Decoloración.

Resguardamos las cáscaras ya tratadas para darles un cuarto proceso;

“decoloración”, en este proceso se tomaron 30 gramos del polvo del caparazón

mezclándolas con 300 mililitros de acetona durante 10 minutos, se filtró y se secó

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41

durante 2 horas. Posteriormente se realizó blanqueamiento con Hipoclorito de sodio

(NaOCl) al 0.3% por 5 minutos. Se filtró, enjuagó y secó a 70°C durante 24 horas.

Figura 3.8. Proceso de decoloración.

Los extractos obtenidos fueron sometidos a caracterización fisicoquímica

similar a los realizados a los exoesqueletos y exuvias tales como SEM/EDX, TGA,

DSC y FTIR. Los resultados finales para ambos tipos de muestras fueron

comparados.

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42

CAPÍTULO 4

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Microscopía Electrónica de Barrido (SEM).

Muestras del exoesqueleto

Se tomaron muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar para observación

microscópica donde es posible apreciar las superficies de cada una de ellas a

diversas áreas y magnificaciones empleando el SEM. En las superficies de las

muestras del caparazón en las partes superior, inferior, y telson (Figuras 4.1 4.2 y

4.3 respectivamente) se aprecian canales de poros; éstos tienen un curso vertical,

sin embargo se observa cierto agrietamiento que en la superficie de la capa inferior

y en la cola. Los canales de poros contienen un filamento lipídico central rodeado

por microfibrillas de quitina fijadas en una matriz proteica [69].

Figura 4.1. Exoesqueleto del caparazón de la cacerolita de mar: Prosoma, parte superior

Caparazón. a) Imagen superficie SEM a 1000X. b) Espectro EDX.

La estructura de pilares (Figura 4.4) está compuesta de láminas verticales que

están dispuestas concéntricamente y continuo a los de la endocutícula, esto es

debido al hecho de que tanto los pilares como la parte más interna de la

endocutícula son secretadas durante la misma (última) fase secretora. Es

importante destacar que la función de los pilares es aumentar la resistencia de la

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43

parte marginal del exoesqueleto [58]. En las exuvias (Figuras 4.5 y 4.6) es posible

observar que la superficie es rugosa, y contienen conglomerados en la mayoría de

las zonas de estas superficies.

Figura 4.2. Exoesqueleto de la Cacerolita de mar: Prosoma, parte Inferior. a) Imagen SEM

de la superficie a 1000X. b) Espectro EDX.

Figura 4.3. Exoesqueleto caparazón de la cacerolita de mar: Estructura de Pilares. a)

Imagen SEM de la superficie a 20X. b) Espectro EDX.

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44

Tabla 4.1. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.1,

4.2 y 4.3 respectivamente.

Fig. 4.1 Fig. 4.2 Fig. 4.3

Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico% Peso % Atómico%

C 64.22 71.11 53.37 62.15 50.31 59.59

O 34.15 28.39 40.69 35.57 41.62 37.01

Na 0.17 0.10 0.13 0.08 0.48 0.30

Cl 0.63 0.24 0.24 0.09 1.27 0.51

Ca 0.15 0.05 3.40 1.19 4.54 1.61

Mg 0.0 0.0 0.63 0.36 0.75 0.44

Si 0.0 0.0 0.89 0.44 0.51 0.26

Al 0.0 0.0 0.0 0.0 0.50 0.27

Total 100.00 100.00 100.00

Con ayuda del Análisis por Energía Dispersa de rayos X acoplado al SEM, se

aprecia en las muestras la presencia de carbono (C), calcio (Ca) y oxígeno (O) lo

cual indicaría que es muy probable que el exoesqueleto se encuentre constituido

principalmente por carbonato de calcio (CaCO3). Por otra parte, se detectaron en

muy bajas concentraciones elementos como cloro (Cl), lo que indica que existe

presencia de cloruros así como trazas de elementos tales como el magnesio (Mg) y

silicio (Si). Sin embargo, no se aprecia un elemento que es primordial para identificar

al biopolímero, es decir el elemento N, que conforma el grupo funcional amida de la

cadena de principal de este biopolímero. Una posibilidad es que en esta prueba se

realizó el análisis en la superficie de las muestras, es decir, en la epicutícula, donde

solo se localizan las proteínas y minerales, y es en la endocutícula donde se

localizan las laminillas quitinosas. Para poder confirmarlo es necesario realizar un

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45

análisis en las muestras sometidas al proceso de extracción, eliminando estas

proteínas y minerales, para confirmar la presencia de fibras quitinosas.

Figura 4.4. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: telson. a) superficie a 50X. b) Espectro

EDX.

Figura 4.5. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 1 a) Imagen SEM de la superficie

a 1000X. b) Espectro EDX.

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46

Figura 4.6. Exoesqueleto de la cacerolita de mar: Exuvia 2. a) Imagen SEM de la

superficie a 1000X. b) Espectro EDX.

Tabla 4.2. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.4,

4.5 y 4.6 respectivamente.

Fig. 4.4 Fig. 4.5 Fig. 4.6

Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico% Peso % Atómico%

C 58.79 66.26 41.24 50.82 40.10 50.46

O 39.23 33.19 47.36 43.80 45.39 42.88

Na 0.0 0.0 0.75 0.48 0.0 0.0

Cl 0.26 0.10 0.36 0.15 0.79 0.34

Ca 0.52 0.18 5.30 1.96 7.98 3.01

Mg 0.19 0.11 2.53 1.54 2.70 1.68

Si 0.0 0.0 1.72 0.91 3.03 1.63

Br 1.02 0.17 0.0 0.0 0.0 0.0

S 0.0 0.0 0.73 0.34 0.0 0.0

Total 100.00 100.00 100.00

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47

Muestras del extracto en polvo

Se realizaron pruebas a 2 muestras de los extractos. Se observó que su forma

es de tipo hojuela, con una superficie rugosa. Asimismo se observan microporos en

cada una de ellas, de aproximadamente 10 Micras de diámetro.

Figura 4.7. Extracto exoesqueleto cacerolita de mar: Muestra 1. a) Imagen SEM de la

superficie a 250X. b) Espectro EDX.

Figura 4.8. Extracto exoesqueleto cacerolita de mar: Muestra 2. a) Imagen SEM de la

superficie a 250X. b) Espectro EDX.

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En las imágenes SEM (Figuras 4.7 y 4.8) se observan que el extracto en polvo

están conformados de pequeñas láminas, con una superficie lisa y en algunos

puntos se presentan algunas superficies onduladas. De igual manera se observan

microporos que corresponden a la estructura del exoesqueleto de este artrópodo.

Tabla 4.3. Resultado elemental EDX correspondiente a las muestras de las Figuras 4.7 y

4.8 respectivamente.

Fig. 4.7 Fig. 4.8

Elemento Peso % Atómico% Peso % Atómico%

C 49.64 56.17 48.28 54.80

N 8.61 8.35 9.31 9.06

O 41.75 35.47 42.42 36.15

Total 100.00 100.00

En los resultados obtenidos en el análisis EDX se observa que los elementos

presentes en ambas muestras son el Carbono (C), el Nitrógeno (N) y Oxígeno (O).

En comparación con los resultados EDX de las muestras sin tratamiento,

desaparece el calcio y otros elementos químicos, quedando únicamente los

elementos que probablemente están asociados con el polisacárido.

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49

4.2. Calorimetría Diferencial de Barrido.

En el análisis DSC para las diversas partes del exoesqueleto de la cacerolita de

mar (Figura 4.9), exhiben varios picos endotérmicos. El comportamiento de los

termogramas DSC de las muestras es similar; sin embargo, la estructura de estas

muestras se descompone completamente a 350°C, cerca de la temperatura

reportada para otras estructuras quitinosas [61]. Es importante notar que el primer

evento térmico muestra picos entre los 96°C y 122°C, y se puede atribuir a la pérdida

de agua (deshidratación). La quitina es un polisacárido, que por lo general tiene una

afinidad fuerte por el agua, y en el estado sólido estas macromoléculas pueden tener

estructuras desordenadas que pueden ser fácilmente hidratadas y deshidratadas

[45], por lo tanto, se esperaría la endoterma relacionada con la evaporación del agua

para reflejar los cambios físicos y moleculares durante el calentamiento

especialmente con grupos hidroxilo hidrófilos [52,60,62]. Al calentar las muestras

del exoesqueleto, aparecen dos picos endotérmicos con una superficie reducida, el

primero cercano a los 240°C y el segundo cercano a los 274°C. Estos picos pueden

estar relacionados con la eliminación completa de los grupos hidroxilo unidos a los

anillos de polisacáridos. Los picos de temperatura más alta a 329°C, se debieron a

la descomposición del polisacárido [63]. En las exuvias 1 y 2 podemos observar que

presenta ligeramente dos eventos endotérmicos. En la exuvia 1 es posible observar

los picos de descomposición a los 312 y 354°C, y para la exuvia 2 los picos a los

320 y a los 360°C. Esto nos hace concluir que las exuvias tienen mayor estabilidad

térmica que las muestras del caparazón del Limulus polyphemus.

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50

Figura 4.9. Curvas DSC de las muestras del exoesqueleto de la cacerolita de mar.

Figura 4.10. Curvas DSC muestras exoesqueleto cacerolita de mar, sometidas al proceso

de extracción.

50 100 150 200 250 300 350 400

15

10

5

0

-5

-10

Temperatura (°C)

Prosoma cap. sup.

Prosoma cap. inf

Estructura de pilares

de soporte

Telson

Exuvia 1

Exuvia 2F

lujo

de

ca

lor

(mW

)

Endo

50 100 150 200 250 300 350 400

30

25

20

15

10

5

Flu

jo d

e c

alo

r (m

W)

Temperatura (°C)

Caparazón 1

Caparazón 2

Endo

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51

En la figura 4.10 se observan las curvas DSC de las muestras del extracto del

caparazón de la cacerolita de mar. Se observan cambios en los endotermas,

desaparecen los picos de temperatura a 240 y 274°C, que pueden estar atribuidos

a que en el proceso de extracción se eliinaron las proteínas y minerales. También

se observa cambios en la temperatura de descomposición, que oscila entre los

370°C, diferente al de las muestras de las diferentes partes del caparazón, pero

tienen similitud con las endotermas de las exuvias 1 y 2 de la figura anterior.

4.3. Análisis Termogravimétrico.

Los Termogramas TGA y DTG muestran que el peso disminuye con la

temperatura. Las curvas DTG (Figura 4.11) muestran que la pérdida de peso sigue

dos etapas bien definidas. También muestra principalmente dos pasos de

descomposición para tanto para las muestras del caparazón Limulus como para el

exoesqueleto de las exuvias. La primera etapa ocurre en el rango de 50-150°C, y

se atribuye a la evaporación del agua libre con una pérdida de peso de 8-10% tanto

para las muestras del caparazón como para las muestras del caparazón de las

exuvias. En la segunda etapa, las transformaciones térmicas relevantes ocurrieron

dentro del rango de 245 hasta 374°C, con una pérdida de peso del 30% y puede

estar relacionada con el comienzo y el progreso de varios procesos tales como la

degradación, la despolimerización, y la desnaturalización. Esto está relacionado con

la degradación de la estructura de polisacárido de la molécula, en el que los

compuestos alifáticos (CH2, CH3, los grupos funcionales) se separan del anillo

estructural quitina y de los grupos amidas I y II, a los 340°C para las muestras del

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caparazón y de los 370 y 380°C para las muestras de las exuvias 1 y 2,

respectivamente.

De acuerdo a lo reportado en la literatura, y comparando con los termogramas

presentados en la figura 4.10, es posible señalar que fueron degradados los grupos

amidas I y II (C=O, N-H) y la estructura del sacárido (C–O–C) [9,51,52,60,64,65].

Figura 4.11. TGA muestras de caparazón de la quitina.

En la Figura 4.12 se observan los espectros de las muestras del extracto del

caparazón. Se observan de igual manera que existen dos eventos térmicos, en la

100 200 300 400 500 600

20

30

40

50

60

70

80

90

100

-10

-8

-6

-4

-2

0

2

Pe

so

(%

)

Temperatura (°C)

Prosoma parte sup.

Prosoma parte inf.

Estructura soporte de pilares

Telson

Exuvia 1

Exuvia 2

DT

G (%

/min

)

TGA

DTG

Exuvia 1

Exuvia 2

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53

que en el primero se da cerca de los 100°C atribuido a la pérdida de agua. El

segundo evento térmico se da en el intervalo de los 250 a los 420°C, teniendo el

pico máximo a los 360°C para la muestra del caparazón 1 y 372°C para la muestra

del caparazón 2, asociados a la degradación del polisacárido. La temperatura de

descomposición de las muestras del caparazón después del proceso de extracción

de quitina es mayor comparado con las de las muestras del caparazón de la figura

4.9. Sin embargo, hay una similitud con los resultados de las muestras de las

exuvias (Figura 4.9).

Figura 4.12. Curvas TGA Muestras de caparazón de quitina sometidas al proceso de

extracción.

100 200 300 400 500 600

20

30

40

50

60

70

80

90

100

-10

-8

-6

-4

-2

0

2

Pe

so

(%

)

Temperatura (°C)

TGA Caparazón 1

TGA Caparazón 2

DTGA Caparazón 1

DTGA Caparazón 2

DT

G (%

/min

)

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54

4.4. Espectroscopia infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR)

Uno de los métodos más usados para la identificación de quitina es la

identificación por Espectrofotometría Infrarroja (IR). En el análisis de estos

compuestos por espectroscopía IR se puede identificar principalmente los grupos

funcionales amida y carbonilo. Para la quitina las vibraciones de estiramiento del

grupo NH tienen dos frecuencias moderadamente intensas.

En los espectros de muestra sólida, estas bandas se observan en rango de 3500 a

3180 cm-1 debido al enlazamiento de hidrogeno; la frecuencia del carbonilo se

observa en la banda intensa en la región de 1680 a 1630 cm-1 y una banda intensa

en la región de 1640 a 1550 cm-1 que corresponde a la deformación del enlace NH,

cuando se examina en estado sólido [56].

Al analizar los espectros IR obtenidos en todas las muestras de la cacerolita de

mar antes del proceso de extracción (Figura 4.13), se observan varios bandas, que

podrían estar asociadas con el polisacárido quitina. En las muestras de las exuvias

se observan ligeros hombros en el rango de 3420 cm-1, y en las muestras del

caparazón a los 3320, 3360, estas bandas pueden ser atribuidas a los grupos OH.

De igual manera se observan bandas en el intervalo en 2920cm-1 y en 2850 cm-1,

asociadas a los C-H simétricos y asimétricos de grupos metílicos y metilénicos (CH,

CH3). A 1640cm-1, 1620cm-1, 1540cm-1, aparecen bandas asignadas a las

vibraciones de las amidas I, II, donde corresponde al C=O y al NH. Sin embargo en

las muestras del telson y exuvia 2 no presentan bandas en la zona de 1540 cm-1, lo

cual nos indica que en estas muestras difícilmente encontremos quitina debido a

que no tienen la banda del grupo NH (Amida II). En algunas muestras se

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55

identificaron bandas a los 1307 cm-1, es posible atribuirlo a las proteínas presentes

en estas muestras. De 1100 a 1000 cm-1, están las bandas de estiramiento C-O,

asimétricos y simétricos. En la región de los 890-860 cm-1 se atribuyen a las bandas

CH de estiramiento correspondiente a la estructura del sacárido.

En la Figura 4.14 se observan los espectros de las muestras de los caparazones 1

y 2 de la cacerolita de mar, después del proceso de extracción de quitina, en donde

encontramos similitud en ambas.

Se observa una banda a los 3440 cm-1, asociado al grupo NH; a los 3110,

asociados al estiramiento de las bandas de la amida II. De igual manera se observan

picos de menor intensidad en el intervalo de los 2970 y 2930, que podrían

corresponder al estiramiento simétrico y asimétrico de los compuestos alifáticos

(CH2 y CH3), bandas a los 1670, 1648 y 1620 cm-1, correspondientes al estiramiento

de las bandas C=O (amida I). En la región de 1541 cm-1, se observan bandas

correspondientes a la flexión y estiramiento de NH. A los 1371 cm-1 a la deformación

de los CH y CH3.

Con la espectroscopía infrarroja, y haciendo comparación con los espectros

reportados en la literatura, se observa cierta similitud con los espectros para la

quitina. [9,52,54,60,62,67]

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Figura 4.13. Muestras del exoesqueleto y exuvias de la cacerolita de mar.

Figura 4.14. Espectros FTIR muestras de la cacerolita de mar, sometidas al proceso de

extracción.

4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500

55

60

65

70

75

80

85

90

95

100

105

% tra

nsm

ita

ncia

Número de onda (cm-1)

Prosoma p. sup.

Prosoma p. inf.

Estructura de

soporte de pilares

Telson

Exuvia 1

Exuvia 2

4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500

0

20

40

60

80

100

% tra

nsm

ita

ncia

Número de onda (cm-1)

Caparazón 1

Caparazón 2

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57

CONCLUSIONES

En las imágenes SEM se observaron las superficies de las muestras del

exoesqueleto de la cacerolita de mar, identificando los canales de poros y el

entramado de la estructura de soporte de pilares.

En el EDX en las muestras del caparazón de la cacerolita de mar se observa

gran cantidad de carbono y oxígeno, sin embargo no encontramos elementos como

el nitrógeno, que es el elemento importante en la estructura de la quitina. al realizar

esta prueba a las muestras del extracto en polvo se apreció este elemento (N), por

lo cual es posible que estas cacerolitas de mar que tomamos como muestras

contiene quitina.

En el TGA y DSC se observan diferencias en la temperatura de descomposición,

registrándose mayor temperatura de degradación en las exuvias que en las

muestras de caparazón de la cacerolita de mar. Es posible que las muestras de las

exuvias tienen mayor estabilidad térmica que las muestras del caparazón, aun

cuando las primeras son más delgadas y flexibles que las segundas. Sin embargo,

al observar las curvas de las muestras de la quitina extraída se notó que en el DSC

desaparecen dos picos y solo se muestra la pérdida de agua y la degradación de

las muestras, aumentando su temperatura de descomposición, lo que nos hace

pensar que al realizar la extracción se eliminaron elementos como lípidos, proteínas,

etc.

Al observar los espectros de FTIR se detectó grupos funcionales característicos

de la quitina; Se confirmó la presencia de ésta al comparar estos espectros con lo

reportado en la literatura. Asimismo en las muestras del prosoma y de la estructura

de pilares se detectó la presencia de proteínas.

El pico asociado a la degradación de la quitina es de pequeño en DSC y alta en

DTG, lo que indica que una disminución significativa de peso en esta etapa implica

un cambio de entalpía inferior.

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Al observar los espectros de FTIR se detectó grupos funcionales característicos

de la quitina; Se confirmó la presencia de ésta al comparar estos espectros con lo

reportado en la literatura. Asimismo las muestras del extracto también tienen estos

grupos funcionales, lo cual se deduce que el proceso de extracción de la cacerolita

no deterioró el biopoímero.

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