Capítulo 23 Oxidaciones biológicas y bioenergética

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Capítulo 23Oxidaciones biológicas

y bioenergéticaEdmundo Chávez Cosío, Federico Martínez Montes, Oscar Flores Herrera

Contenido• Potencialredox• Relaciónentreelpotencialredoxyloscambiosde

energía libre • Cadenarespiratoria• CiclodelacoenzimaQ• Supercomplejosrespiratorios• EnzimaATPsintasa• Fosforilaciónoxidativa• Controlrespiratorio• Hipótesisquimiosmótica• Desacoplamientodelafosforilaciónoxidativa• Proteínadesacoplante• Transportedemetabolitosenlasmitocondrias• Transportedecationesenlasmitocondrias• Antibióticosionóforos• Síntesisdecreatinafosfato• Procesosmetabóllcosmitocondrialesalternosala

fosforilación oxidativa • Genomamitocondrial• Relevanciadelestudiodelabioenergéticaen

medicina • Estrésoxidante• Transicióndelapermeabilidadyapoptosis

1 El agente reductor dona electrones, el agente oxidante acepta electrones.

2 El valor positivo del ΔE predice un valor negativo del ΔG, lo que indica que la transferencia de electrones ocurre de manera espontánea.

3 Los complejos I, III y IV bombean protones al interior de la cresta mitocondrial, generando el gradiente electro-químico de protones necesario para la síntesis de ATP.

4 Los complejos respiratorios I, III y IV se asocian en super-complejos llamados respirasomas.

5 El dímero de la F1F0-ATP sintasa participa en el plega-miento de las crestas mitocondriales.

6 La F1F0-ATP sintasa es un nanomotor que emplea el gra-diente electroquímico para sintetizar ATP a partir de ADP y fosfato.

7 El control respiratorio refleja la armonía entre el funcio-namiento de la cadena de transporte de electrones y la síntesis de ATP.

8 La Teoría Quimiosmótica explica cómo se traduce la energía almacenada en el gradiente electroquímico de protones en energía química en forma de ATP.

9 Los desacoplantes son ácidos débiles liposolubles que disipan el gradiente electroquímico de protones, estimu-lando la respiración pero no hay síntesis de ATP.

10 La translocasa de adenín nucleótidos transporta el ADP necesario para la síntesis mitocondrial de ATP.

11 El acarreador de fosfatos transporta el fosfato necesario para la síntesis mitocondrial de ATP.

12 La actividad de los diferentes transportadores permite el correcto funcionamiento de la mitocondria.

13 Los ionóforos permiten el flujo iónico a favor de su gra-diente electroquímico.

14 La creatina fosfato sirve para sintetizar ATP a partir de la fosforilación a nivel de sustrato del ADP.

15 Mutaciones del DNAmit afectan la producción mitocon-drial de ATP.

16 La mitocondria desempeña un papel importante en la muerte celular programada.

Conceptos clave

Bioquímica de Laguna y Piña (8a. ed.), edited by Montes, Federico Martínez, et al., Editorial El Manual Moderno, 2018. ProQuest Ebook Central, http://ebookcentral.proquest.com/lib/buufsc-ebooks/detail.action?docID=5635070.Created from buufsc-ebooks on 2020-12-01 13:35:43.

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394 Bioquímica de Laguna

Cuando se escucha la palabra energía, pueden suceder dos cosas: tal vez se piense en algo intangible, difícil de definir, o tal vez en algo muy tangible como el petróleo o los ali-mentos. Si se piensa en los alimentos, puede ser que la si-guiente pregunta sea: “¿Por qué éstos tienen energía?” La respuesta es que para formar las moléculas que los consti-tuyen se requirió de energía. Por ejemplo, para establecer una unión C-C se requieren unas 80 kcal/mol, pero “¿Cómo y de dónde se obtuvo la energía para formar esa unión?” La respuesta es: a través de la fotosíntesis, proceso que utiliza la energía radiante del Sol. De lo expuesto se deduce que los alimentos proporcionan energía debido a que durante su metabolismo se rompen uniones, por ejemplo, la unión C-C antes citada y se liberan las 80 kcal/ mol que se gastaron para formarla. Ahora surge otra pregunta: “¿Cómo aprovechar la energía que se libera de los alimentos para usarla en las actividades celulares?” La respuesta es: de pre-ferencia en forma de ATP; y entonces, “¿Cómo se forma el ATP?” En este capítulo se dará la respuesta, basta aquí señalar que en dicha formación interviene la degradación de los alimentos a través de las rutas metabólicas presen-tes en las células. De este modo, se sabe que 90% de las necesidades energéticas de las células animales y vegetales en la oscuridad, así como de diversos microorganismos eu-cariotes y procarióticos, se cubren mediante la oxidación de sustratos, cuyos electrones se transfieren a través de un sistema multiproteico membranal formado por enzimas, incluidas las que llevan a cabo procesos de óxido-reducción y que por lo general tienen como aceptor final el oxígeno molecular. El 10% restante lo aporta la glucólisis anaeróbica (capítulo 17).

En este capítulo también se revisan, de manera breve, los sistemas de transporte a través de la membrana mito-condrial de los principales aniones y cationes que la atra-viesan, así como de los sustratos o metabolitos que de alguna manera participan en los procesos de oxidación y reducción. Dichos sistemas son indispensables para el ade-cuado funcionamiento mitocondrial responsable de la sín-tesis de ATP.

Potencial redox La oxidación se define como la pérdida de electrones, en tanto que la reducción es la ganancia de electrones. Adi-cionalmente, la ganancia o pérdida de electrones puede acompañarse de la ganancia o pérdida de protones (H+). Por ejemplo:

l. Pérdida o ganancia de un electrón:

Ion ferroso Ion férricored

oxFe 2+ Fe 3+ + 1e-

2. Pérdida o ganancia de hidrógenos:

red

CH3CH3

COH

Lactato

CH O + 2H

COO –COO –

Piruvato

ox

(Reducido) (Oxidado)

Siempre que se pierden hidrógenos o electrones debe dis-ponerse de un aceptor; esto significa que si un sustrato se oxida, otro debe reducirse; por lo tanto, en una reacción acoplada de óxido-reducción el agente reductor terminará oxidado, mientras que el agente oxidante terminará reducido. Dos metabolitos que reaccionen entre sí, forman un sistema de óxido-reducción llamado sistema redox. Se desprende entonces que hay reacciones químicas reversibles acopla-das que permiten la transferencia de hidrógenos o electro-nes, constituyendo así los sistemas redox que se encuentran en las células; por ejemplo, las coenzimas FAD o NAD(P)+ de las deshidrogenasas, o el grupo hemo que contienen los citocromos. Considerando que en un sistema redox existe transferencia de electrones, una solución que contenga tal sistema constituye la mitad de una pila galvánica y puede afectar el potencial eléctrico de un electrodo que entre en contacto con la solución (figura 23-1).

El oxidante tenderá a separar electrones del electrodo, mientras que la tendencia del reductor será cederle elec-trones al electrodo. Como resultado, el electrodo adquirirá un potencial eléctrico que dependerá del sistema redox.

Figura 23-1. Corrimiento de electrones a través de un electrodo debido al sistema.

e- e- e-

Electrodo

Fe2+Fe3+


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Oxidaciones biológicas y bioenergética 395

Para determinar la tendencia del oxidante a separar electro-nes del electrodo, se establece un circuito eléctrico com-pleto mediante una unión adecuada entre la solución que contiene el sistema redox y otra solución provista de su propio electrodo, el cual debe tener un potencial conocido; si entre las dos soluciones se intercala un voltímetro, puede estimarse la diferencia de potencial entre ambos sistemas (figura 23-2).

Para calcular el potencial redox (E°) de una solución se utiliza la siguiente ecuación:

Eº E log[oxidante][reductor]

RTnF

en donde E es una constante característica de cada sistema redox y por lo tanto su valor puede ser variable; R es la cons-tante universal de los gases (1.99 cal K-1 mol-1); T la tem-peratura absoluta; n el número de electrones que son transferidos y F es la constante de Faraday (96 485 cou-lombs/mol).

Conocer el potencial redox sirve para establecer la ca-pacidad de un compuesto de aceptar o ceder electrones. Aquellos compuestos que tengan un potencial redox muy negativo (o menos positivo), tenderán a ceder electrones a aquellos compuestos que tengan valores menos negativos (o más positivos).

Relación entre el potencial redox y los cambios de energía libre

Si se conocen los valores del potencial redox en condiciones estándares (E°) de los sistemas involucrados, es posible

calcular el cambio de energía libre cuando un sistema re-acciona con otro sistema si se utiliza la siguiente ecuación:

G° nF E°

en donde ΔG° es el cambio de energía libre en condiciones estándares, esto es, cuando los componentes del sistema se encuentran en un medio de reacción a una concentración de 1 M, pH 7.0 y 25 °C; n es el número de electrones trans-feridos; F es igual a 23 062 calorías mol-1 V-1, el equivalen-te calórico de la constante de Faraday y ΔE° la diferencia de potencial redox entre los componentes del sistema. Por ejemplo, si se considera la transferencia de electrones y H+ desde el NADH al O2, el potencial redox del NADH es -0.32 volts (V) y el del oxígeno de +0.820 V, puede dedu-cirse que los dos electrones serán transferidos, mediante intermediarios, del NADH (por tener un potencial nega-tivo) al O2 (por tener un potencial positivo). Además, aplicando la ecuación anterior podemos calcular el ΔG° de la manera siguiente:

∆Gº = -2 � 23 062 � 1.14

Por lo tanto:

∆Gº = -52.6 kcal/mol

Si se toma en cuenta que el ΔG° para la síntesis de ATP es de 7.3 kcal/mol, y que en la mitocondria el paso de los dos electrones del NADH al O2 las condiciones para la sínte-sis de 2.5 moléculas de ATP, se puede calcular que se al-macenan (7.3) (2.5) = 18.25 kcal/mol de las 52.6 que se liberan. Por lo tanto, el rendimiento de la cadena respirato-ria es de 34.8%. Este rendimiento es mejor, con mucho, al de la más eficiente máquina construida con la tecnología más avanzada. Se debe puntualizar que la cadena respira-toria se encuentra en la membrana interna mitocondrial. La permeabilidad a través de esta membrana es altamente selectiva; incluso partículas subatómicas como los H+ no pueden cruzarla sino es por medio de un canal específico.

El espacio intermembranal contiene como enzimas carac-terísticas la carnitina acil-transferasa y la adenilato-cinasa. En la matriz mitocondrial se localizan principalmente las enzimas del ciclo de Krebs, a excepción de la succinato deshidrogenasa, que se localiza en la membrana interna. En la matriz se encuentran también las enzimas de la β-oxidación de los ácidos grasos y, dependiendo del tejido, algunas enzimas del ciclo de la urea y de la biosíntesis del grupo hemo (figura 23-3).

El número de mitocondrias contenido en cada célula es muy variable. Por ejemplo, en la amiba gigante Chaos chaos se ha calculado un promedio de 500 mil mitocon-drias; una célula hepática contiene alrededor de mil mito-condrias, en tanto que un miocito cardiaco tiene menos; esto se compensa con la extensión de la superficie de la Figura 23-2. Dos medias celdas para medir el potencial redox.

e-

Puente de agar

Atmósfera

1 M Oxidante1 M Reductor

H+ 1MH2 a 1


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membrana interna. Se calcula que la membrana interna de las mitocondrias aisladas de un gramo de tejido miocárdi-co tiene una superficie de 50 m2. Esto es importante, ya que la membrana interna contiene la maquinaria necesa-ria para la síntesis del ATP y, sin lugar a dudas, el corazón requiere un elevado aporte energético. Debe hacerse no-tar que, según cálculos hechos tomando en cuenta una ingesta calórica normal, la velocidad de síntesis de ATP y el porcentaje que representan las mitocondrias en los teji-dos, un adulto de 70 kg puede llegar a sintetizar y degra-dar el equivalente a tres veces su propio peso en forma de moléculas de ATP cada 24 h, es decir, 3 g de ATP/segundo.

Cadena respiratoria La función de la cadena respiratoria o de transporte de elec-trones es aceptar el poder reductor proveniente de los alimen-tos, generar el gradiente electroquímico de protones (ΔμH

+) y reducir al oxígeno molecular en agua. Los aspectos im-portantes de esta cadena que deben estudiarse son: a) su naturaleza química; b) la secuencia de sus componentes, y c) los sitios de entrada de los equivalentes reductores.

La estructura química de los grupos prostéticos y co-factores que participan en el flujo de hidruros, electrones e hidrógenos se relaciona con los derivados de la nicotina-mida como el NAD+ y el NADP+; las flavinas como el FAD y FMN; las quinonas como la coenzima Q y el grupo hemo como el que contienen los citocromos.

Los distintos constituyentes de la ruta del flujo de los elec-trones se distribuyen en los complejos respiratorios (cuadro 23-1). La ruta de los electrones se estableció cuantificando los potenciales redox mediante inhibidores específicos. Una representación esquemática de la cadena respiratoria, con-siderando los valores de E°, se ilustra en la figura 23-4.

En general, en los mamíferos, los electrones tienen dos puntos de ingreso a la cadena de transporte de electrones (CTE), desde el NADH al complejo I (NADH:ubiquinona oxidorreductasa) y del succinato al complejo II (succinato: ubiquinona oxidoreductasa o succinato deshidrogenasa); a continuación los electrones llegan a la ubiquinona o coen-zima Q (Q), reduciéndola a ubiquinol (UQH2). Del UQH2, los electrones pasan a través del complejo III (ubiquinol: citocromo c oxidorreductasa) al acarreador periférico de elec-trones, el citocromo c, el cual reduce al complejo IV (citocromo c oxidasa), cediendo los electrones al aceptor final, el oxígeno molecular. Los complejos I, III y IV son, además de centros

Figura 23-3. Fraccionamiento de las mitocondrias.


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redox, bombas de protones, los cuales generan el ΔμH+

que usa el complejo V (F1F0-ATP sintasa) para la síntesis de ATP (figura 23-5).

Los inhibidores de la transferencia de electrones en el complejo I son la rotenona (k0.5 = 0.033 nmol/mg de proteína) y el amital (k0.5 = 3.2 × 10-4 M), y es estimulada por el K+.

Durante el flujo de los dos electrones del NADH, este complejo obtiene la energía necesaria para el bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. El sitio de oxidación del NADH se encuentra en la porción soluble del complejo que está orientada hacia la matriz. Debido a que la membra-na interna es impermeable al NAD+/NADH, el complejo I debe oxidar los equivalentes reductores que provienen de las deshidrogenaciones de los sustratos del ciclo de Krebs y de la β-oxidación de los ácidos grasos, ambas localizadas en la matriz mitocondrial. En términos estructurales, el com-plejo I contiene FMN, Fe no hémico y azufre ácido-lábil; la estequiometria varía de 1:2:2, a 1:18:28, dependiendo del tipo de mitocondrias. Estos grupos se encuentran situados en un macropolímero de 42 cadenas polipeptídicas.

Cuadro 23-1. Concentración de los constituyentes de la cadena respiratoria presentes en mitocondrias de corazón de res

Constituyentes mmol/g proteína

Citocromo a 0.80

Citocromo a3 1.13

Citocromo b 0.60

Citocromo c + c1 0.65

FMN 0.08

FAD 0.26

Coenzima Q 3.8

Hierro 8.85 × 10-3

Cobre 1.43 × 10-3

Figura 23-4. Representación esquemática de la organización secuencial de la cadena de transporte de electrones. Se indican los valores aproximados de potenciales redox en V (E°) y los valores de ΔG (kcal/mol) para las reacciones correspondientes.

-0.03V

-0.05V

0.10V

0.07V

0.22V

0.29V

0.52V

0.83V

-0.32V -0.17V

-12.4 kcal/mol

-4.1 kcal/mol

-10.1 kcal/mol

-1.4 kcal/mol

-24 kcal/mol

Malato

OxalacetatoFumarato

Succinato

FAD

Dihidroubiquinona

Citocromo b+++

Citocromo c++

Citocromo a+++

Citocromo a3++

1/2 O2 H2O

Citocromo a3+++

Citocromo a++

Citocromo b++

Citocromo c+++

Ubiquinona

FADH2

NADH

NAD+


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La enzima succinato deshidrogenasa, que forma casi la totalidad del complejo II, es un tetrámero de 140 kDa; su grupo prostético es el FAD y además tiene dos centros fierro-azufre. Esta enzima forma parte del ciclo de Krebs, donde oxida al succinato en fumarato. El sitio activo de la succinato deshidrogenasa se encuentra situado en la cara interna de la membrana interna. Por lo tanto, en las mito-condrias íntegras, el succinato debe generarse en la matriz, o bien transportarse hacia ese espacio para su oxidación. La enzima succinato deshidrogenasa es inhibida por el oxaloa-cetato (k0.5 de 1.5 × 10-6 M) y por el malonato (k0.5 = 2.8 × 10-5 M). Tanto el complejo I como el II tienen al ubiqui-nol como producto final.

El complejo III se encuentra situado en un punto crucial en la cadena respiratoria, ya que recibe electrones del ubi-quinol y los cede al citocromo c; durante el flujo de los dos electrones se obtiene suficiente energía para el bombeo de 4 H+ hacia el espacio intramitocondrial. La unidad funcio-nal de este complejo es un homodímero; el monómero tiene peso molecular de 240 kDa, y está formado por 10 subuni-

dades, además de tres centros de óxido-reducción constituidos por un complejo 2 Fe-S y los grupos hemo b562, b566 y c1. La corriente electrónica en este complejo se inhibe por el antibiótico antimicina (k0.5 = 5 × 10-6 M).

El citocromo c es una proteína pequeña de 13 kDa, que se encuentra situada hacia el lado citosólico de la membrana interna; es reducido por el complejo III y transporta los elec-trones al complejo IV. Este citocromo se reduce de forma artificial por ascorbato y tetrametil-parafenilen-diamina (TMPD). Se libera de la membrana utilizando soluciones con concentraciones altas de sales como el KCl.

Ciclo de la coenzima Q La figura 23-6 muestra el ciclo de la ubiquinona. La Q se reduce por los complejos I y II a UQH2 y se oxida por el complejo III. Durante su reducción, en el complejo I se realiza el bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. En el complejo III se verifica lo que se conoce como el ciclo

Figura 23-5. Complejos mitocondriales que constituyen la cadena respiratoria y fosforilación oxidativa.

Matriz

Espaciointermembranal H+ H+ H+

H+H+

H+

NAD+

NADH + H+

SuccinatoFumarato ATP

ADP + PI

Q QQH2 QH2

H2OO2

Cit c

NADH: ubiquinonaóxido-reductasa

Complejo I Complejo II Complejo III Complejo IV Complejo V

Succinato: ubiquinonaóxido-reductasa

Ubiquinol: citocromo cóxido-reductasa

Citocromo coxidasa

F1F0-ATPsintasa

Figura 23-6. Ciclo redox de la coenzima Q.


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Q, donde ocurre la oxidación de dos moléculas de UQH2 y la reducción de una Q, con la formación de una semiqui-nona (HQ•) como intermediario; durante el ciclo Q, el complejo III convierte la energía libre disponible de la re-acción de transferencia de electrones en el bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. Como se mencionó, la mem-brana interna es impermeable el paso de H+, lo cual per-mite que se establezca el ΔμH

+. El electrón transferido de la UQH2 al citocromo c1 del complejo III es cedido al cito-cromo c, el cual es el agente reductor del complejo IV.

La reacción del ciclo Q puede expresarse de manera resumida con la siguiente ecuación:

QH2 + 2 H+int + 2 C ox � Q + 4 H+ext + 2 C red

en la cual Cox y Cred se refieren al Citocromo c oxidado y reducido; H+

int y H+ext a los protones dentro y fuera, res-

pectivamente. El complejo IV comprende los citocromos a y a3, que

forman la oxidasa terminal; está formado de 6 a 13 subu-nidades y, además de los grupos hemo, contiene tres áto-mos de cobre iónico (2 CuA y 1 CuB) que son necesarios para la función redox de la enzima. El complejo IV oxida el citocromo c y reduce al oxígeno, además de bombear 2 H+ al espacio intermembranal por cada dos electrones, contribuyendo así a la formación del ΔμH

+. Citocromo oxidasa da por cianuro, azida de sodio o monóxido de car-bono. La figura 23-7 resume la participación de los cuatro complejos estudiados.

Figura 23-7. Continúa.


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Supercomplejos respiratorios Una de las principales funciones de la mitocondria es la conversión de la energía liberada por los procesos metabó-licos en la matriz mitocondrial en la energía celular alma-cenada en forma del ATP. Los complejos de la cadena de transporte de electrones generan un ΔμH

+ a través de la mem-brana interna mitocondrial. Los complejos respiratorios son proteínas de membrana y se encuentran en la membrana interna mitocondrial, la cual es una gran área de superficie que se pliega en estructuras llamadas crestas que pueden presentar desde una estructura tubular de 30 a 40 nm de diámetro hasta una forma lamelar plana. Los complejos res-piratorios se encuentran en las crestas de la membrana interna mitocondrial. De manera tradicional, la interacción entre los diferentes complejos se explica, mediante el llamado mode-lo del “mosaico fluido”, el cual considera a los complejos entidades que flotan libremente en la membrana, y que la transferencia de los electrones ocurre gracias a la difusión azarosa de los acarreadores móviles de electrones (ubiqui-

nol y citocromo c). Ésta es la versión que se recupera ma-yoritariamente en los libros de texto, hasta ahora.

La contraparte al modelo del estado fluido es el llama-do modelo del “estado sólido”, el cual fue propuesto hace más de 50 años, y en el que se sugiere que los complejos presentan interacción entre ellos, permitiendo que los sus-tratos se canalicen de una enzima a la siguiente dentro de la vía. En la actualidad se tienen muchas evidencias que apoyan el modelo del estado sólido. Los protocolos para purificar los diferentes complejos han arrojado evidencias de co-purificación de los complejos; sin embargo, esas obser-vaciones fueron consideradas artificios y no una asociación entre los complejos. Como consecuencia, la idea de una in-teracción entre las proteínas de la cadena respiratoria fue dejada de lado por la comunidad científica durante muchos años. Sin embargo, en el último decenio diferentes grupos de investigación han aportado evidencias que sugieren que los complejos respiratorios se ensamblan en supercomplejos, apoyando el modelo del estado sólido. Por ejemplo, en la

Inhibidores del paso de electrones

Inhibidores de la síntesis de ATP

Inhibidores de transporte

Sitio de acción Inhibidor Inhibidor

Inhibidor

NADH deshidrogenasaCitocromo b, c1

Succinato deshidrogenasaCitocromo oxidasa

Rotenona, amital

Antimicina A

Malonato

CO, CN, azida

Sitio de acción

F1F0-ATP sintasa Aurovertina

Sitio de acción

IonóforoSitio de acción

Adenín nucléotido translocasaCanal de H+ de la F0

ATR, CAT, BK

Oligomicina

Membrana internamitocondrial

DNP, CCCPvalinomicina,gramicidina

Inhibidores de la síntesis de ATP y estímulo delconsumo de oxígeno

C

Figura 23-7. A) Como se señala, los hidrógenos son cedidos por los metabolitos a las enzimas deshidrogenasas que contienen NAD+ o FAD, los cuales se convierten en NADH + H+ y FADH2, respectivamente. El NADH + H+ es a su vez oxidado por el complejo I (la NADH deshidrogenasa), en tanto que el FADH2 de la succinato deshidrogenasa transfiere sus hidrógenos a la coenzima Q. Esta coenzima trans-fiere sus electrones al cit b, reduciéndolo. Los citocromos c1, c y aa3 se reducen y oxidan sucesivamente, y al final los electrones reducen el oxígeno. B) Se muestra el sitio en donde actúan los inhibidores que afectan la cadena de transporte de electrones y proteínas relacio-nadas con la síntesis de ATP. C) Se muestran los inhibidores y el segmento que bloquean en el sistema fosforilante mitocondrial.

Rotenonaamital

H+

H+Malonato

Antimicina A

CO, CN,azida

Aurovertina

ATP

ATP

ADP

ADP

ATR, CAT, BK

DNP, CCCP,gramicidina

Matriz


H+H+

H+

NAD+

NADH + H+

SuccinatoFumarato

ATP

ADP + PI

Q QQH2 QH2

H2OO2

Cit c

B

Rotenonaamital

H+

H+Malonato

Antimicina A

CO, CN,azida

Aurovertina

ATP

ATP

ADP

ADP

ATR, CAT, BK

DNP, CCCP,gramicidina

Matriz


H+H+

H+

NAD+

NADH + H+

SuccinatoFumarato

ATP

ADP + PI

Q QQH2 QH2

H2OO2

Cit c

B


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levadura se ha demostrado, por medio de la inhibición con antimicina A, que el complejo III y el IV se comportan como una unidad funcional. Además, el análisis del control de flujo en las mitocondrias del corazón de bovino ha demos-trado la asociación entre los complejos I y III, aunque no el IV, mientras que el complejo II es del todo independiente. Los supercomplejos pueden ser aislados de la membrana si se solubilizan con un detergente suave como la digitonina.

Los primeros supercomplejos caracterizados de forma bioquímica fueron los de Saccharomyces cerevisiae, que con-sistían en un dímero del complejo III y una o dos copias del complejo IV, y los aislados de las mitocondrias de corazón de bovino, los cuales están formados por una copia del com-plejo I, un dímero del complejo III, y más de cuatro copias del complejo IV. Desde entonces, los supercomplejos de la cadena respiratoria han sido encontrados en la bacteria Paracoccus denitrificans, en las mitocondrias de hongos, en plantas superiores y en mamíferos. En esos estudios, la este-quiometria para los diferentes supercomplejos es: un mo-nómero del complejo I, una o dos copias del dímero del complejo III y varias copias del complejo IV. Hasta ahora, no se ha identificado la asociación del complejo II en los supercomplejos. Aunque los estudios han aportado evi-dencias sobre la organización supramolecular de la cadena respiratoria, los supercomplejos pueden ser una interpre-tación equivocada de agregados inespecíficos producidos por la presencia del detergente. Sin embargo, con el uso de la microscopía electrónica se ha obtenido información es-tructural de estos supercomplejos.

La proyección 2D de la estructura de los supercomple-jos de tres diferentes organismos (Saccharomyces cerevisiae, Arabidopsis thaliana y bovino) muestra una clara asociación

de los complejos respiratorios. Se tiene ya el mapa 3D de los supercomplejos de bovino.

En los mamíferos el supercomplejo compuesto por el com-plejo I y el complejo III (I1III2) tiene una masa molecular de ~1 500 kDa. A partir de la reconstrucción de las imáge-nes 2D de microscopía electrónica de la tinción negativa del supercomplejo, se ha propuesto que el complejo III está asociado con el brazo membranal del complejo I. El supercomplejo constituido por el complejo I, el dímero del III y una copia del complejo IV (I1III2IV1), con masa molecular de ~1 700 kDa, presenta mayor estabilidad que los demás supercomplejos, además de ser el más abundante. Su estructura ha sido determinada a partir de su tinción negativa, con resolución de ~36 Å, lo que ha permitido determinar la orientación y ubicación de los complejos individuales. Tanto el complejo III como el IV están aso-ciados al brazo membranal del complejo I, y además están en contacto entre sí (figura 23-9).

Se cree que el sitio de unión para la quinona del com-plejo I está en el brazo soluble que protruye hacia la ma-triz mitocondrial, cerca de la conexión entre el brazo soluble y el membranal.

En el complejo III, el sitio para la ubiquinona se locali-za entre la proteína Rieske y el citocromo b; asimismo, estas subunidades del complejo III están en contacto con el complejo I, cerca de la conexión entre el brazo mem-branal y el soluble. Se ha sugerido que la proximidad del sitio del complejo I donde se reduce la quinona, y el sitio en el complejo III donde se oxida al UQH2, están próxi-mos, lo que podría repercutir en una mayor velocidad del flujo de los electrones del complejo I al III a través de la Q.

Por otra parte, al parecer la región globular de la subu-nidad II del complejo IV interactúa con el citocromo c;

Figura 23-8. Estado redox en mitocondrias, en condiciones control y en presencia de inhibidores.

Rotenonao amitalB

CNCoQ

Fp

b

c

a+a

c

a+a3

a+a3

C

Antimicina A

100% Red 100% Ox

D

CN

50

100 100

50

A

% d

e re

ducc

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Equilibrio redox en aerobiosis

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esta subunidad del complejo IV está orientada hacia el sitio de unión del complejo III con el citocromo c. Con base en la información estructural obtenida del mapa 3D, el sitio de unión para los acarreadores de los electrones (la ubiqui-nona o el citocromo c) en cada complejo respiratorio está orientado hacia el sitio de unión del complejo que le ante-cede en la cadena respiratoria. En este ensamble, ambos acarreadores de electrones tienen que difundir cortas dis-tancias entre los complejos respiratorios, los que apoya la noción de un transporte de electrones más eficiente en los supercomplejos, en contraposición del modelo del estado fluido, donde la transferencia de los electrones depende del encuentro al azar de los componentes respiratorios.

No obstante, este modelo para el flujo de los electrones en los supercomplejos no considera que el complejo III sólo sea activo como un dímero. Esta evidencia no es com-patible con la canalización del flujo de electrones entre el complejo I y el III. Asimismo, los estudios de control de flujo han demostrado que los supercomplejos no son la entidad funcional esencial de la cadena respiratoria; es de-cir, los complejos respiratorios pueden flotar libres en la cresta mitocondrial y realizar así la transferencia de los electrones y formar el ΔμH

+ necesario para la síntesis del ATP. Además, se sabe que hay una gran población de los complejos III y IV que no están incorporados a los supercom-plejos y que son activos en la mitocondria; esto indica que dicha estructura no es la única unidad funcional de la ca-dena de transporte de electrones. De este modo, se ha su-gerido que la organización de los complejos respiratorios

en supercomplejos responde más a una característica de la arquitectura mitocondrial. Por otro lado, se ha determina-do que la presencia del complejo III y del IV es esencial para el ensamblaje y la estabilidad del complejo I. En las mitocondrias de corazón de bovino, los supercomplejos que contienen los complejos I, III y IV son más estables y activos que aquellos a los cuales se les ha removido el complejo IV. Hasta ahora no se han identificado las subu-nidades responsables de la formación de estas estructuras.

Además de los supercomplejos formados por los com-plejos respiratorios, se han descrito los formados por el complejo V o la F1F0-ATP sintasa. Aunque se han identifi-cado diferentes oligómeros del complejo V, los más abun-dantes y estables son los dímeros (V2). Se ha demostrado que estos dímeros pueden asociarse en un arreglo helicoidal alrededor de la cresta mitocondrial, lo que ha permitido sugerir su participación en la arquitectura de la cresta. El estudio de los oligómeros del complejo V de la levadura revela la presencia de cuatro subunidades específicas de V2, la e, g, k y 8, las cuales no son esenciales para la actividad del complejo y se asocian a la porción F0. Las mutantes de las subunidades e y g no sólo impiden la formación de V2, sino que también alteran la morfología de las crestas mito-condriales. En los mamíferos, se ha determinado la partici-pación de la proteína inhibidora (IF1) en la dimerización del complejo V (figura 23-10).En fecha reciente se ha especulado que la curvatura de la cresta provocada por el arreglo espacial del V2 repercute en un incremento del gradiente de pH a través de la mem-

Figura 23-9. Modelo hipotético de la estructura del supercomplejo I1III2IV1. La estructura de rayos X del dímero del complejo III de bo-vino, el monómero del complejo IV y el citocromo c son filtrados a 20 Å. El complejo III se muestra al centro y el complejo IV a la izquier-da. El citocromo c, unido al complejo III, se muestra en la parte inferior en el espacio intermembranal. El mapa de microscopía electrónica de la tinción negativa del complejo I se muestra a la derecha. El sitio de unión de la ubiquinona en el complejo I y III se mues-tra en el recuadro. Se ilustra el recorrido de los electrones desde el NADH hasta el O2 para producir agua. Durante el flujo de los electro-nes ocurre la translocación de los H+ en cada uno de los complejos (flechas verticales) desde la matriz hacia el espacio intermembranal, creando un gradiente electroquímico de H+ (ΔμH+) que es usado por el complejo V (no mostrado) para producir ATP.


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brana; de esta forma, el propio complejo V podría optimizar su rendimiento al curvar las crestas como trampas de protones. Más aún, se ha demostrado que la estabilidad de los oligó-meros de la F1F0-ATP sintasa afecta el potencial de mem-brana y pone de manifiesto la hipótesis en que la F1F0-ATP sintasa tiene un cometido importante en la organización de los microdominios donde se localiza la cadena respiratoria. Sin embargo, aún es necesario realizar muchos experimen-tos para esclarecer cuál es la ventaja de la alta organización oligomérica de la F1F0-ATP sintasa en la función bioener-gética de la mitocondria.

Enzima ATP sintasa La ATP sintasa (F1F0-ATPsintasa o Complejo V) es una en-zima multimérica localizada en la membrana interna de las mitocondrias, y se considera un nanomotor. De manera estructural se ha definido que el dominio catalítico hidro-fílico F1 está compuesto por las subunidades α, β, γ, δ y ε, con una estequiometría 3:3:1:1:1, respectivamente, y que está unido por un tallo central y uno periférico a un domi-nio hidrofóbico, embebido en la membrana interna, cono-cido como F0 y formado por las subunidades a, b, c, d, e, F6 y A6L. En términos funcionales, este nanomotor se di-vide en un rotor constituido por las subunidades c del sec-tor F0, y las subunidades γ y ε del sector F1, mientras que el estator está formado por las subunidades a y b del sec-tor F0 y las subunidades α y β del sector F1 (figura 23-10).

Como se mencionó, los protones bombeados generan una diferencia de potencial, que ahora se usa para la síntesis de ATP a partir de ADP y fosfato. El paso de los protones desde el espacio intermembranal hacia la matriz mitocon-drial produce la rotación de la subunidad c del dominio F0 y el tallo del sector F1 formado por las subunidades γ y ε, alrededor de la cual se encuentran localizadas las tres subu-nidades α y las tres subunidades β, que tienen distinta con-formación y diferentes afinidades para los nucleótidos, impuestas por la asimetría del tallo central. Dos de las su-bunidades catalíticas, βDP y βTP, se unen a ADP o ATP; sin embargo, la unión al sitio βDP es más fuerte y es en donde ocurre la catálisis. La tercera subunidad catalítica, conoci-da como βE, es forzada por la curvatura del tallo central hacia una conformación abierta o vacía, y tiene baja afini-dad por los nucleótidos. Du rante la síntesis de ATP la ro-tación del tallo central y las subunidades c del sector F0, en el sentido de las manecillas del reloj, modifica la con-formación de las subunidades β, y cada 360o de rotación se produce la síntesis de tres moléculas de ATP. El meca-nismo rotatorio de la F1F0-ATPasa puede inhibirse por varios compuestos, por ejemplo, dos moléculas del anti-biótico aurovertina B se fijan de forma simultánea a las subunidades βE y βTP impidiendo su rotación. La efrapep-tina inhibe la rotación uniéndose a la subunidad βE. El antibiótico oligomicina inhibe a la ATPasa impidiendo el paso de protones a través de la F0.

El inhibidor natural IF1 se une a la interfase catalítica entre βDP y las subunidades α y b, con lo que se evita la

Figura 23-10. Modelo Del dímero de la ATP sintasa mitocondrial de bovino. La interfaz del dímero involucra las subunidades e y g del sector F0. Se muestra la posible localización de la proteína inhibidora (IF1) y su desplazamiento para permitir la rotación del tallo central durante la síntesis del ATP.


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rotación del tallo central y el flujo de los H+ hacia el inte-rior mitocondrial.

Como un dato interesante, debe mencionarse que es-tudios recientes han demostrado por medio de anticuer-pos monoclonales que las subunidades α y β de la F1 están presentes en la superficie de células endoteliales de la vena umbilical y que sirven de unión para la angiotensina, que es un fragmento proteolítico del plasminógeno y un potente antagonista de la angiogénesis e inhibidor del fac-tor de crecimiento tumoral.

Fosforilación oxidativa En 1940, Kalckar en Dinamarca y Belitzer en la entonces Unión Soviética descubrieron que, cuando varios interme-diarios del ciclo de Krebs eran oxidados por un extracto de tejido, desaparecía el fosfato inorgánico y aparecía ATP. Estudios subsecuentes demostraron que al ser inhibida la respiración por cianuro se bloqueaba la síntesis de ATP. Se concluyó que la síntesis de ATP está acoplada a la oxida-ción de sustratos. También en ese año, Belitzer encontró que el número de moléculas de ATP formadas por átomo de oxígeno consumido era al menos de 2. Desde entonces, la relación entre ATP sintetizado y oxígeno consumido se conoce como P/O. En 1943, mediante ingeniosos experi-mentos, Severo Ochoa demostró que la relación P/O es igual a 3 cuando un sustrato es oxidado por una enzima dependiente de NAD+. Loomis y Lipman, en 1948, halla-

ron que la formación de ATP era inhibida por el 2,4-dini-trofenol, en tanto que la respiración era estimulada. Lardy et al., en 1958, encontraron que el antibiótico oligomicina inhibía la respiración asociada a la fosforilación del ADP y que el 2,4-dinitrofenol era capaz de revertir tal inhibición. Estos experimentos sirvieron como base para establecer hipotéticos intermediarios de alta energía y postular la “hipótesis química”. En 1954, Chance y Williams utiliza-ron un espectrofotómetro de doble haz, construido por el primero, para estudiar los puntos de mayor oxidación y reducción en la cadena respiratoria al añadir distintos in-hibidores (figura 23-8).

Control respiratorio Según Britton Chance, cuando las mitocondrias son sus-pendidas en un medio en el cual existe una alta concentra-ción de sustratos oxidables, fosfato y oxígeno, se encuentran en un estado metabólico llamado estado 4 y la respiración es lenta. Al añadir ADP se induce la síntesis de ATP y se incrementa la velocidad del transporte de electrones, y por lo tanto el consumo de oxígeno; a este estado metabólico se le llama estado 3, y es el que prevalece hasta que se consume el ADP añadido (figura 23-11).

A la relación entre el estado 3 y el 4 se le llama control respiratorio, y se deduce que cuanto mayor sea su valor, mejor acopladas estarán las mitocondrias; esto es, el con-sumo de oxígeno estará más acoplado a la síntesis de ATP.

Figura 23-11. Control respiratorio ejercido por el ADP. Los números al lado de los trazos indican el estado metabólico mitocondrial.

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Si se considera la cantidad de ADP añadido en relación con la cantidad de oxígeno consumido, al valor resultante se le denomina ADP/O. Se ha determinado que cuando se oxidan sustratos que entran en la cadena respiratoria en el sitio uno de bombeo de H+ (complejo I), esto es, a nivel de NADH, el valor de la relación ADP/O se aproxima a 2.5, y cuando se oxida succinato (complejo II, el cual con-tiene un FAD y no bombea H+), el valor es cercano a 1.5; sin embargo, en bacterias estos valores pueden ser de 3 y 2 ATP, respectivamente.

Hipótesis quimiosmótica Durante el periodo de 1961 a 1966, Peter Mitchell enfati-zó que en las mitocondrias o los cloroplastos no se llevaba a cabo la síntesis de ATP si no existía un espacio membra-nal cerrado. Sugirió que durante el transporte de electro-nes, los protones eran transferidos por los componentes de la cadena respiratoria a la parte externa de la membrana interna mitocondrial. El gradiente de pH resultante (ΔpH) y el potencial eléctrico de membrana (ΔΨ) servirían para que el complejo V formara ATP. Esta es la hipótesis “qui-miosmótica” de P. Mitchell. La distribución asimétrica de los protones a los lados de la membrana interna da lugar a un ΔμH

+. Este desequilibrio genera un poderoso impulso para igualar la concentración de H+ a ambos lados de la membrana y volver al equilibrio, esto es, que los protones regresen a la matriz. Lo anterior constituye la fuerza pro-tón-motriz, la cual, junto con la fuerza para igualar el po-tencial eléctrico establecido por la desigual distribución de iones diferentes a los protones y situados a ambos lados de la membrana interna mitocondrial, genera la energía nece-saria para la síntesis de ATP.

Dos postulados principales sirvieron como base de esta hipótesis. El primero de ellos fue que los componentes de la cadena del transporte de electrones deberían estar orien-tados en la membrana interna de tal manera que el bombeo de H+ tuviera el mismo sentido para favorecer la forma-ción del gradiente de protones. Es decir, que el sitio catalítico de las enzimas deshidrogenasas debería localizarse en la cara interna de la membrana interna, en tanto que el sitio de liberación de protones se localizaría en la cara externa de la membrana interna. El segundo postulado de la hipótesis fue que la formación del gradiente de protones o eletro-químico debería estar acoplado a la síntesis del ATP. En otras palabras, los H+ deben regresar hacia la matriz mito-condrial por el sector transmembranal F0. El paso de los H+ asociados a las subunidades c del sector membranal genera el giro del rotor (constituido por las subunidades c del sector F0 y las γ y ε del sector F1), provocando el cam-bio conformacional del estator (principalmente de las su-bunidades β del sector F1) y generando así ATP.

La hipótesis de Mitchell fue apoyada por diversos ex-perimentos, entre los cuales sobresalen tres. El primero, efectuado por Mitchell y Moyle, demostró que el flujo de

electrones en la cadena respiratoria está acoplado a la sali-da de H+ y que los desacoplantes abaten ese gradiente de H+. El experimento consistió en dar un pulso de oxígeno a una suspensión de mitocondrias que contenía en el me-dio de incubación un sustrato oxidable, y detectar la con-centración de H+ en el medio con un electrodo de pH (figura 23-12).

La oxidación del sustrato, en presencia de oxígeno, pro-duce un aumento en la concentración de H+ fuera de las mitocondrias, la que disminuye conforme se consume el oxígeno suplementado. Si se añade un desacoplante, los pro-tones regresan con rapidez al interior de la mitocondria a través de la membrana mitocondrial, pero sin que ocurra síntesis de ATP (figura 23-12). Otro experimento impor-

Figura 23-12. Formación de un gradiente de protones derivado del consumo de oxígeno. DNP se refiere al desacoplante 2,4-dini-trofenol.

N2

Jeringa O2

O2

Electrodo de pH

Mitocondria + sustrato

DNP

Tiempo

[H+] en el exterior


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tante fue el que demostró que, en ausencia de sustratos, y con la adición de inhibidores de la cadena respiratoria, po-día sintetizarse ATP al establecer un gradiente artificial de protones mediante la adición del ionóforo valinomicina en un medio de incubación carente de potasio. Al añadir valinomicina a las mitocondrias incubadas en un medio con pH ácido, el antibiótico vacía las mitocondrias del conte-nido de K+ interno; esto crea un gradiente transmembranal negativo en el interior, que hace que los protones penetren a través del complejo F0 y se utilicen para la síntesis de ATP (figura 23-13).

Un experimento espectacular fue el efectuado por Racker y Stoeckenius en vesículas de fosfolípidos de soya, recons-tituidas con la F1F0-ATPasa de corazón de buey y la enzima bacteriorrodopsina de Halobacterium halobium. Al aplicar un pulso de luz, la bacteriorrodopsina transporta iones H+ al interior de la vesícula, que son extruidos a través del sistema de la ATP sintasa. Si el medio externo contiene ADP y fosfato, se forma ATP (figura 23-14). Debe hacerse notar que el sistema carecía de las enzimas de la cadena respiratoria.

Desacoplamiento de la fosforilación oxidativa

Según la hipótesis quimiosmótica, la síntesis del ATP re-quiere que los H+ localizados en el exterior mitocondrial regresen hacia la matriz, a través del segmento membranal F0 de la ATP sintasa. Si los protones regresan por otra vía,

el ΔΨ se abate sin que haya síntesis de ATP. Existen com-puestos que transportan protones a través de la membra-na, llamados protonóforos (figura 23-15); entre los más comunes están el 2,4-dinitrofenol (DNP) y el carbonil-cia-nuro trifluoro-metoxifenilhidrazona (FCCP). Dado que la cadena respiratoria se encarga de construir el potencial y el protonóforo de abatirlo, se establece una competencia que da por resultado un aumento en la velocidad del consumo de oxígeno. Lo anterior desconecta el transporte de electro-nes de la fosforilación del ADP, por lo que se habla de un desacoplamiento, y a los compuestos que promueven éste se les llama desacoplantes.

El gradiente de protones puede formarse también por la hidrólisis de ATP; de ahí que los desacoplantes estimu-len la hidrólisis de este metabolito, haciendo que la enzima F1F0-ATPasa funcione en sentido contrario al de síntesis. De la facilidad con que un compuesto pueda ceder su pro-tón y cruzar la membrana de manera desprotonada, con su carga negativa deslocalizada, dependerá que tal compues-to sea un buen desacoplante. Esto significa que su eficien-cia guarda relación directa con su pK: cuanto mayor sea el valor de su pK, tanto menor será la concentración del compuesto necesaria para que desacople. Otra propiedad que deben tener los desacoplantes es la de ser solubles en la fase hidrofóbica de la membrana. En otras palabras, los desacoplantes son ácidos débiles incorporados a molécu-las hidrofóbicas.

Como se dijo antes, el desacoplamiento de la fosforila-ción oxidativa puede provocarse, de manera artificial, por

Figura 23-13. Síntesis de ATP inducida por la formación de un gradiente negativo interno, causado por la salida de K+ a través de la valinomicina.

K+

αα β

γ

ε

b2

c0

δ

a


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la adición de compuestos acarreadores de H+. Sin embar-go, existe un mecanismo fisiológico de desacoplamiento, a cargo de una proteína localizada en la membrana interna mitocondrial conocida como proteína desacoplante.

Proteína desacoplante La proteína desacoplante es un transportador de H+ que se expresa en varios tipos de mitocondrias, en especial en los adipocitos de la grasa parda. Tiene mucha similitud con el transportador de adenín-nucleótidos, su masa rela-tiva es de 32 kDa y fija GTP con alta afinidad, Kd = 3 a 6 μM; la unión del GTP bloquea el paso de H+ y favorece la formación de un potencial transmembranal, negativo en el interior. Sin embargo, mientras que la translocasa de ADP/ATP tiene como función el aporte de energía libre (en forma de ATP) hacia el citoplasma, la proteína desaco-plante, al devolver los protones externos sin generar ATP, disipa la energía libre formada por la cadena respiratoria en forma de calor. Este mecanismo fisiológico se emplea en la regulación de la temperatura corporal conocida como termogénesis, que permite, sobre todo a los recién nacidos, mantener una temperatura corporal adecuada.

Transporte de metabolitos en las mitocondrias

La membrana interna mitocondrial es permeable selectiva-mente; es decir, el transporte de ciertos metabolitos, anio-nes (figura 23-16) y cationes (figura 23-17), se lleva a cabo mediante acarreadores específicos, algunos de los cuales han sido aislados y caracterizados.

Transporte de adenín-nucleótidos El transporte de ADP y ATP a través de la membrana inter-na es realizado por la adenín-nucleótido translocasa, pro-teína con peso molecular de 32 kDa que funciona como un dímero. Cada monómero está constituido por 298 amino-ácidos; los estudios de hidropatía sugieren que cruza seis veces la membrana interna. Del lado externo de la mito-condria, o citosólico, la afinidad para el ADP es mayor que para el ATP. Su actividad es inhibida por el atractilósido, el carboxiatractilósido o el ácido bongkrékico. Las propiedades de asimetría de la translocasa fueron establecidas median-te el uso de estos inhibidores. Los sitios de fijación para el carboxiatractilósido y el atractilósido se encuentran en el lado citosólico del acarreador, en tanto que el sitio de fija-ción del ácido bongkrékico se encuentra del lado interno

Figura 23-14. Síntesis de ATP inducida por un gradiente de protones mediante un pulso de luz (indicado en la figura como hv), en su sistema reconstituido.

hv


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de la mitocondria o lado de la matriz. En condiciones fi-siológicas, la translocasa recambia una molécula de ADPex por una de ATPint. Debido a que el ADP tiene tres cargas negativas y el ATP cuatro, el intercambio produce la salida neta de una carga negativa, lo que neutraliza la carga de un H+ del ΔμH

+. La KM es de 1 a 10 μM para el ADP y de 150 μM para el ATP; la mayor afinidad por el ADP que

por el ATP, añadidos en el lado externo de las mitocon-drias, significa que la translocasa está diseñada para trans-portar ADP hacia la matriz y, una vez fosforilado, extraerlo en forma de ATP. La Vmáx para ADP o ATP es de 150 a 200 nmol/min/mg. Este acarreador es el más abun-dante en la membrana interna y representa alrededor de 18% de las proteínas totales.

Figura 23-15. Transporte de protones por desacoplantes a través de la fase lipídica membranal. Estructura química de dos de ellos.

HO

F

F N C

FO

HN

N

C

N

HO HO

O -

NO2NO2

NO2NO2

NO2 NO2

NO2 NO2

- O

NO2

NO2

2,4-dinitrofenol (DNP) Carbonil cianuro p-trifluorometoxifenil hidrazona (FCCP)

H+

H+ H+

H+

Espaciointermembranal

Membrana interna

Matriz

Cadena de transporte de electrones


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Transporte de fosfato El transporte de fosfato es realizado por una molécula di-mérica, y cada uno de los monómeros tiene peso molecular de 33 kDa. Este sistema transporta también arsenato con alta afinidad. La KM para el fosfato es de 2 μM en mito-condrias de corazón; el sistema es inhibido por el reactivo para grupos sulfhidrilo, mersalil, a una concentración de 12 nmol/mg de proteína; ello se debe a que el transporta-dor tiene un grupo -SH en su sitio activo. Este acarreador de fosfatos, al igual que la translocasa, cruza seis veces la membrana interna.

Transporte de α-cetoglutarato Al igual que el de ADP/ATP y el de fosfato, el transporte de α-cetoglutarato es realizado por una proteína de 30 kDa con seis cruces hidrofóbicos que atraviesan la membrana interna; su Vmáx es de 43 nmol/min/mg y su KM de 50 μM. Su actividad es inhibida por N-etil maleimida.

Transporte de piruvato El transporte de piruvato es dependiente de una proteína de membrana con un peso molecular de 28 a 32 kDa, que acumula el anión piruvato en cotransporte con un H+. Su Vmáx es de 32 nmol/min/mg y su KM de 5 μM. La cinética de este transportador es inhibida por mersalil, N-etilmalei-mida y ácido 2-ciano-4-hidroxicinámico.

Transporte de aspartato y glutamato Este transporte es responsabilidad de una proteína de 31 kDa que intercambia aspartato por glutamato, cuya actividad es inhibida también por N-etilmaleimida. La Vmáx es de 9

Figura 23-16. Transporte de metabolitos a través de la membrana interna. Abreviaturas: NEM, N-etilmaleimida; ATR, atractilósido; CAT, carboxiatractilósido; BK, ácido bongkréquico; Pi, fosfáto inorgánico.

Exterior

Pi -

ADP 3-

Succ 2-, Citr 2-

ATP 4-

Malato 2-

Mersalil, NEM

anitinraclicAanitinraclicA

Piruvato -

Ornitina +

Citrulina

H+

H+

Mersalil

NEM

2-ciano 4-hidroxicinámico

Mersalil, NEM

-OH

ATR, CAT, BK

Interior

Tricarboxibenceno

α-cetoácidos α-cetoácidos

Figura 23-17. Transporte de cationes a través de la membrana interna mitocondrial. Abreviatura: RR, rojo de rutenio.

Exterior

RR, La 3+

2H

H+

H+H+

Na +

2 Na +

Na +

Ca 2+

Ca 2+

+

Ca 2+

Benzodiazepinas

K +

K +

Mg2+, Tl+

Interior


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a 30 nmol/min/mg de proteína y la KM de 4 mM. Esta proteína puede transportar también glutamato, junto con un H+, hacia la matriz mitocondrial.

Transporte de ornitina El transporte de ornitina hacia la matriz mitocondrial es necesario para la síntesis de urea. En el interior de las mi-tocondrias, la ornitina fija carbamil-fosfato y es transfor-mada en citrulina, la cual abandona la mitocondria por un transportador específico. El transporte de ornitina requiere un anión permeante, como el fosfato, para neutralizar la carga positiva de la ornitina. Este metabolito también puede ser transportado por intercambio con un H+; por lo tanto, es un transporte que no genera cargas eléctricas (es electro-neutro). Su Vmáx es de 8.3 nmol/min/mg y su KM de 1 mM. Debido a que presenta un grupo tiol en su sitio activo, la cinética de este transportador es inhibida por reactivos para grupos sulfhidrilo como el mersalil.

Transporte de ácidos grasos La β-oxidación de los ácidos grasos ocurre en la matriz mitocondrial; por lo tanto, estos metabolitos deben ser transportados a través de la membrana interna. Antes de su transporte, los ácidos grasos son activados por la enzima acil-CoA sintetasa. A su vez, los derivados acil-CoA for-mados son el sustrato de la enzima carnitina acil-transfe-rasa I, que fija el residuo acilo al hidroxilo de la carnitina en el espacio intermembranal y libera la CoA. El complejo acil-carnitina es transportado hacia la matriz por un meca-nismo de difusión facilitada a cargo del acarreador acil-carnitina/carnitina; la Vmáx del transporte es de 5 nmol/min/mg y la KM de 4.3 μM. El transporte de acil-carnitina es inhibido por mersalil y N-etilmaleimida. En el interior mitocondrial el ácido graso es de nuevo activado por la carnitina acil-transferasa II, que lo une a la CoA.

Transporte de ácidos tricarboxílicos El sistema de transporte para citrato está constituido por un dímero; cada una de las subunidades tiene peso molecular de 20 kDa. Este acarreador cataliza también el intercambio de citrato por malato. La Vmáx para el transporte de citrato es de 338 μmol/min/mg de proteína, y su KM de 280 μM. Su actividad es inhibida por el ácido tricarboxibenceno.

Transporte de ácidos dicarboxílicos El sistema para transporte de ácidos dicarboxílicos implica el intercambio de malonato, malato y succinato, además de fosfato. Aunque este sistema no ha sido bien caracterizado se han purificado tres proteínas con pesos moleculares de 28, 34 y 36 kDa. La actividad de este transporte depende de la presencia de grupos -SH en su sitio activo, ya que es inhibido por p-cloromercuribenzoato y mersalil. La Vmáx para el intercambio de malato por succinato es de 136 nmol/

min/mg, en tanto que la KM es de 5 mM. El transporte de ácidos dicarboxílicos hacia dentro y fuera de la mitocon-dria es un mecanismo indirecto que sirve para transportar equivalentes reductores, ya que la membrana interna es impermeable tanto al NAD(P)H como a su forma oxidada.

Transporte de cationes en las mitocondrias

Transporte de calcio El transporte de calcio a través de la membrana interna mi-tocondrial se lleva a cabo mediante tres mecanismos, un sistema uniportador para la entrada y dos intercambiado-res, para la salida un antiportador Ca2+/H+ y otro Ca2+/Na+ (figura 23-17). La acumulación de calcio en la matriz depende de su gradiente electroquímico y del estableci-miento de un potencial negativo interno.

Este sistema de transporte no ha sido caracterizado; sin embargo, debido a que es inhibido de manera selectiva por el rojo de rutenio con K0.5 de 30 nM, se propone que es una glucoproteína. La KM para el calcio es de 1 a 100 μM y la Vmáx de 600 nmol/min/mg de proteína. En mitocon-drias de tejidos excitables, el calcio sale de la matriz me-diante su intercambio por Na+ con estequiometria 1:2; en otro tipo de mitocondrias, por ejemplo de hígado, el calcio sale por intercambio con un H+.

Transporte de potasio El potasio penetra hacia la matriz mitocondrial a través de un uniportador específico que es inhibido de manera com-petitiva por talio y Mg2+; la I0.5 para el Mg2+ es de 12 mM. El transporte de este catión es estimulado por reactivos para grupos sulfhidrilo como el mersalil. En la salida del potasio interviene un intercambiador K+/H+ que es sensible a diciclohexil-carbodiimida.

Transporte de sodio El transporte de entrada de sodio se lleva a cabo mediante dos mecanismos, uno a través de un uniportador y otro por un intercambiador Na+/H+ (figura 23-17). La salida de so-dio también ocurre por un intercambio electroneutro Na+/H+. Este intercambiador ha sido caracterizado y se sabe que es una proteína de 80 kDa.

El cuadro 23-3 resume las características de los diver-sos sistemas de transporte localizados en la membrana in-terna mitocondrial.

Antibióticos ionóforos Existe una amplia gama de este tipo de compuestos; algu-nos de ellos son producidos por microorganismos y otros mediante síntesis química en el laboratorio. Los más re-


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presentativos son la valinomicina y la gramicidina, para cationes monovalentes y el A23187 y X573-A o lasalóci-do, para cationes divalentes. En 1965, Pressman encontró que la valinomicina y la gramicidina desacoplaban la fos-forilación oxidativa cuando en el medio de incubación existía K+ o Na+. Este desacoplamiento se debía a la acu-mulación intramitocondrial de los cationes inducida por el antibiótico, de tal manera que la energía se utiliza para el transporte de los cationes y no para la síntesis de ATP. Pressman acuñó el término ionóforo, que significa acarrea-dor de iones. Experimentos subsecuentes demostraron que la valinomicina es un acarreador móvil que forma complejos con el K+, pero no con el Na+, solubilizándolo en la fase lipídica de la membrana. La valinomicina es un dodecapép-tido cíclico en forma de dona, cuyo exterior es hidrofóbico en tanto que su interior es hidrofílico con cargas negativas que sirven para unir al K+.

La gramicidina es un antibiótico no cíclico, decapéptido, que transporta sodio o potasio formando túneles a través de la fase hidrofóbica de las membranas. Se sabe que dos moléculas de gramicidina se disponen de forma helicoidal a través de la membrana para la formación del túnel. Los compuestos A23187 y X537-A movilizan Ca2+ y Mg2+, entre otros cationes divalentes. Son antibióticos carboxíli-cos no cíclicos ni peptídicos; el grupo carboxilo es el sitio de unión para el catión. En los compuestos cíclicos, la se-lectividad para los cationes es determinada por el radio iónico y el diámetro interno del antibiótico. El movimiento de los cationes –ayudado por los ionóforos– a través de la membrana interna mitocondrial se efectúa a favor de su gradiente de concentración y del establecimiento de un potencial negativo interno.

Síntesis de creatina fosfato La actividad de la creatina fosfocinasa en las mitocondrias de músculo es relevante; su concentración en plasma tiene gran valor diagnóstico y pronóstico. Esta enzima se locali-za en la cara externa de la membrana interna mitocon-drial, donde fosforila a la creatina usando al ATP que sale de la matriz por vía de la translocasa de adenín-nucleótidos; debido a que el enlace fosfodiéster de la creatina fosfato es de alta energía (ΔGo = -10.3 kcal mol-1) esta molécula sirve de reservorio de energía. La creatina fosfocinasa aso-ciada a las miofibrillas emplea a la creatina fosfato como sustrato para producir ATP a partir de una fosforilación a nivel de sustrato que es utilizado durante la contracción muscular. La concentración elevada de creatina fosfocina-sa en plasma es una prueba que determina la gravedad de una lesión isquémica en el miocardio.

Procesos metabólicos mitocondriales alternos a la

fosforilación oxidativa Si bien en general se acepta que la principal función de las mitocondrias es la producción de energía en forma de ATP, en estos organelos subcelulares se llevan a cabo otras fun-ciones bioquímicas no menos importantes, como la forma-ción de pregnenolona y la hidroxilación de esteroides, así como el alargamiento de los ácidos grasos, la síntesis de porfirina, la síntesis de citrulina y otras funciones descritas en el cuadro 23-4.

Cuadro 23-3. Sistemadetransportesespecíficosenlasmitocondrias

Metabolito Proceso de transporte Inhibidor

Antiportadores

Fosfato Fosfato–/OH– Mersalil, NEM

ADP/ATP ADP3-/ATP4- ATR, CAT, BK

Tricarboxílicos Citrato/malato Tricarboxibenceno

Discarboxílicos Malato/succinato Butilmalato

Malato Malato/fosfato Fenilsuccinato

Glutamato Glutamato/aspartato NEM

Ca2+ y Sr2+ Ca2+/H+ Rojo de rutenio

K+ y Na+ K+/H+ y Na+/H+ Mg2+

Uniportadores

Glutamato Glutamato Avenaciolida

Ca2+ y Sr2+ Ca2+ Rojo de rutenio, La3+

Ornitina Ornitina Mersalil, NEMAbreviaturas: NEM, n-etilmaleimida; ATR, atractilósido; CAT, carboxiatractilósido; BK, ácido bongkréquico; Pi, fosfato inorgánico.


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Genoma mitocondrial El DNA mitocondrial (DNAmit) es una molécula circular de 16 569 pares de nucleótidos que contiene la informa-ción suficiente para constituir 37 genes; 13 de ellos sirven para codificar algunas proteínas de la CTE y del complejo V. De las 42 subunidades del complejo I, el DNAmit codi-fica siete. Una proteína, de las nueve que forman el com-plejo III, es codificada por este DNA, así como tres del complejo IV y dos de la ATP sintasa.

A últimas fechas se han identificado diversas enfermeda-des causadas por mutaciones en el DNAmit. Estas enferme-dades se vinculan con un amplio espectro de manifestaciones clínicas, incluyendo ceguera, sordera, demencia, insuficien-cia cardíaca y renal, así como debilidad muscular.

Dos tipos de mutaciones por sustitución de aminoácidos dan lugar a dos clases de fenotipos asociados con padeci-mientos oftalmológicos y neurológicos conocidos como neu-ropatía óptica hereditaria de Leber y debilidad neurogénica muscular, ataxia y retinitis pigmentosa. La neuropatía óp-tica hereditaria es una ceguera causada por destrucción del nervio óptico, en la cual la visión central se pierde en am-bos ojos, pero permanece funcional la visión periférica. La mutación, el cambio de arginina por histidina, está locali-zada en el nucleótido 11 778 y cambia el aminoácido 340 en la proteína ND4. Ocho mutaciones adicionales pueden estar implicadas, pero es suficiente con la mutación en el nucleótido 11 778 para la aparición del padecimiento.

La epilepsia mioclónica es causada por una mutación en el nucleótido 8 344. Las manifestaciones clínicas de esta enfermedad van apareciendo de manera progresiva y aumen-

tan de manera secuencial desde aberraciones electrofisio-lógicas hasta ceguera, demencia, insuficiencia respiratoria y cardiomiopatía. Es de hacer notar que la mayoría de los padecimientos asociados a cambios en el DNA mitocon-drial se presentan en ancianos. Esto sugiere que a lo largo de la vida hay deleciones en el genoma mitocondrial; por ejemplo, si se analiza el porcentaje de pérdidas en el nu-cleótido 4 977 contra la aparición de isquemia del miocar-dio, se observa que existe una relación lineal; esto es, al aumentar la edad aumenta el número de microdeleciones en el DNAmit y por ende el número de infartos. En estos casos, las mutaciones en el DNAmit afectan la estructura de las subunidades de la citocromo oxidasa y por lo tanto el consumo de oxígeno.

Relevancia del estudio de la bioenergética en medicina

Existen múltiples ejemplos en los que una modificación del metabolismo energético subyace entre las causas de un estado patológico. Algunos de estos ejemplos se men-cionan a continuación.

Estrés oxidante El estrés oxidante es causado por un desequilibrio entre la producción de especies reactivas derivadas del oxígeno (ROS)

Cuadro 23-4. Procesos bioquímicos, distintos de la fosforilación oxidativa, en los cuales participan las mitocondriasProceso Tipo de mitocondria

Síntesis de porfirina La mayoría de las mitocondrias

Síntesis de citrulina Hígado (precursor de la urea)

Lipogénesis Hígado (aporte de citrato)

Cetogénesis Hígado

Gluconeogénesis Hígado

Formación de pregnenolona Corteza adrenal, cerebro

Hidroxilación de esteroides Placenta, gónadas y glándula suprarrenales

Síntesis de proteínas La mayoría de las mitocondrias

Generación de calor Grasa café

Fosforilación de glucosa Cerebro (hexocinasa)

Regeneración de NAD+ Tejidos glucolíticos

Efecto Pasteur Tejidos glucolíticos

Efecto Crabtree Tejidos glucolíticos

Formación de la matriz ósea (fosfato de calcio) Osteocitos


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y la capacidad de un sistema biológico de destoxificar de manera rápida las ROS o reparar el daño que éstas producen en fosfolípidos y proteínas membranales. En el ser huma-no, el estrés oxidante está involucrado en el envejecimiento y algunas afecciones como diabetes y las enfermedades de Parkinson y Alzheimer. También se considera que está vincu-lado con enfermedades cardiovasculares, ya que la oxidación de las LDL es precursora de placas ateromatosas en el endo-telio vascular. Sin embargo, las especies reactivas pueden resultar benéficas, ya que son utilizadas por el sistema in-mune para destruir organismos patógenos. Los principales sitios productores de ROS están en los complejos I y III de la cadena de transporte de electrones de las mitocondrias. Las especies reactivas son: anión superóxido (•O2-), radi-cal hidroxilo (•OH), peróxido de hidrógeno (H2O2) y peroxinitrito (OONO-). Otras enzimas capaces de produ-cir superóxido son xantina oxidasa, NADPH oxidasa y citocromo P450. Metales como hierro, cobre, cromo, vanadio y cobalto son capaces de catalizar reacciones que producen ROS. Las reacciones más importantes son la de Fenton y la reacción de Haber-Weiss, que dan lugar a la formación de radicales hidroxilo y peróxido de hidrógeno. Los antio-xidantes celulares mejor estudiados son las enzimas supe-róxido dismutasa, catalasa y glutatión peroxidasa.

El papel de los radicales libres derivados del oxígeno como promotores de cáncerLas mitocondrias participan en una amplia variedad de im-portantes procesos fisiológicos. Además de ser generado-res de energía en forma de ATP a través de la fosforilación oxidativa, participan en la regulación del proceso apoptó-tico sirviendo de gatillo en la generación de moléculas que inician el proceso de muerte celular. El estrés oxidativo resulta de un imbalance entre la producción de ROS y la disminución en la actividad de los mecanismos de defensa como lo son la superóxido dismutasa y el glutatión.

Los radicales libres derivados del oxígeno (ROS) tie-nen una doble función en el metabolismo celular, tienen efectos deletéreos y benéficos. Está bien establecido que en el interior de las células los ROS actúan como mensajeros en algunas cascadas de señalización en particular activan a AP-1 y al factor nuclear NF-κ β que llevan a la expresión de genes involucrados en la proliferación celular y que cau-san el mantenimiento del fenotipo en células cancerosas, además los ROS pueden también inducir senescencia celu-lar y apoptosis, por lo cual actúan como especies antitu-morogénicas. Esto se observa de manera preponderante en las células cancerosas en comparación de las células nor-males. Este desbalance se relaciona con una estimulación oncogénica. La mutación del DNA por una lesión oxidati-va que produce 8-hidroxi guanina es un paso crítico en el proceso de iniciación en la oncogénesis.

Cáncer El fenotipo más común de las células cancerosas es su alta velocidad glucolítica. Por muchos años se creyó que la respi-ración mitocondrial estaba inhibida y por lo tanto no com-petía de manera eficiente con la glucólisis por el ADP y el fosfato. Sin embargo, las mitocondrias de las células cance-rosas tienen una fosforilación oxidativa normal, aunque el contenido de mitocondrias por célula es menor con relación a las células normales. Por lo tanto, en cierto sentido, la res-piración en las células tumorales es menor. Por otra parte, se ha demostrado que las mitocondrias de células malignas tienen DNA anormal (dímeros concatenados), lo que sugiere cierta participación del aparato genético mitocondrial en la carcinogénesis.

Deficiencia vitamínica La deficiencia de riboflavina produce efectos inhibitorios en la respiración mitocondrial, ya que algunas de las enzimas que contienen FAD como grupo prostético se encuentran en la cadena respiratoria.

Hipertermia maligna La inhalación de anestésicos volátiles, como el halotano, puede desencadenar esta patología, caracterizada por una notable elevación de la temperatura. Se sugiere que puede ser causa-da por la acumulación masiva de calcio en las mitocondrias.

Hipotiroidismo e hipertiroidismo En la bibliografía biomédica abundan los informes que señalan efectos de las hormonas tiroideas en la estructura y función de las mitocondrias. Entre ellos están: a) desacoplamiento de la fosforilación oxidativa; b) estimulación de la síntesis de proteí-nas mitocondriales; y c) aumento de la permeabilidad inespe-cífica al Ca2+.

Estudios sobre el crecimiento de mitocondrias Una de las maneras en que las mitocondrias reaccionan a los trastornos metabólicos es aumentando su tamaño. Por ejem-plo, se han encontrado mitocondrias gigantes, >10 μm, en hepatocitos de ratas sometidas a una dieta deficiente en ribo-flavina o vitamina D. Se han observado también mitocondrias gigantes en casos de microencefalia, diabetes y desnutrición.

Fibrosis quística Esta enfermedad genética, mortal en el primer decenio de la vida, se caracteriza, entre otras muchas anomalías, por au-mento excesivo del calcio en las mitocondrias aisladas de fi-broblastos de pacientes con fibrosis quística. La acumulación masiva de calcio inhibe la fosforilación oxidativa.

Autoanticuerpos contra mitocondrias Las enfermedades autoinmunitarias producen anticuerpos contra antígenos localizados en diferentes tejidos. Se han estudiado de forma amplia los anticuerpos dirigidos contra la cardiolipina, el fosfolípido característico de la membrana interna de las mitocondrias del corazón, así como los anti-cuerpos dirigidos contra el transportador de adenín nucleó-tidos. La presencia de estos anticuerpos inhibe el transporte de electrones en la cadena respiratoria y el intercambio de ADP por ATP.

Cuadro clínico


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Transición de la permeabilidad y apoptosis

Durante un proceso de isquemia (disminución del aporte sanguíneo en un tejido, por ejemplo el corazón), el trata-miento inmediato es restablecer el flujo sanguíneo y por ende la oxigenación tisular. Este procedimiento se efectúa mediante el implante de un tubo (llamado endoprótesis o stent) en la coronaria o bien mediante la instalación de un puente arterial. Si bien estos procedimientos oxigenan de nuevo al miocardio, la entrada abrupta del oxígeno produ-ce la formación de ROS y un estrés oxidativo que se conoce como daño por reperfusión. El blanco principal de las ROS son las mitocondrias, las cuales de manera simultánea acu-mulan cantidades masivas de calcio. Lo anterior provoca que en las mitocondrias se abra un poro transmembranal inespecífico, y como resultado la permeabilidad selectiva se transforma en no selectiva; este proceso se conoce como transición de la permeabilidad (figura 23-18).

El poro inespecífico es un complejo proteínico forma-do por diferentes proteínas, entre ellas la adenín-nucleótido translocasa, porina o VDAC y ciclofilina D; también se han propuesto como formadoras del poro otras proteínas, por ejemplo la hexocinasa mitocondrial y la creatina fosfocina-sa. Este poro es activado por el carboxiatractilósido, inhi-bidor de la translocasa de ADP/ATP, e inhibido de manera selectiva por el inmunosupresor ciclosporina A. La apoptosis (figura 23-19), o muerte celular programada, es indispen-sable para el desarrollo normal de un organismo. Sin embar-go, puede contribuir a exacerbar procesos patológicos.

Existen una vía extrínseca y una vía intrínseca para la inducción de la apoptosis. Las mitocondrias están involu-cradas en la vía intrínseca a través de la transición de la permeabilidad. La sobrecarga de Ca2+ es el gatillo que dis-para esta vía. Al abrirse el poro inespecífico se libera el citocromo c; la liberación de esta proteína a través de la mem-brana externa mitocondrial se lleva a cabo por un poro formado por la oligomerización de las proteínas de la fa-milia Bcl-2, como Bax y Bak. Estas proteínas son determi-nantes para controlar la vida y muerte celulares; algunos de sus miembros, como Bcl-2 y BcI-X, inhiben la apoptosis, mientras que otros, como Bax y Bak, la inducen. El cito-cromo c es liberado de la mitocondria debido al proceso de transición de la permeabilidad y una vez en el citoplasma activa un complejo proteínico llamado apoptosoma, que a su vez activa a las caspasas efectoras como la caspasa 3, lo que desencadena las últimas fases de la apoptosis. La vía mitocondrial puede conectarse también con la vía de recep-tores de muerte, ya que una vez activada la caspasa 8 por dichos receptores, activa la proteína Bid, lo que provoca la apertura del poro de transición mitocondrial. La apoptosis también es estimulada por las proteínas SMAC/DIABLO (segundo activador mitocondrial de caspasas/inhibidor directo de la proteína apoptótica IAPS), liberadas de la mitocon-dria. Al inhibirse la IAPS, que es una proteína que inhibe la activación de la procaspasa 3, se estimula la apoptosis.

Agradecimientos Los autores agradecen a la Biol. Exp. Sofía Olvera Sánchez y la M. en C. Mercedes Esparza Perusquía por la lectura y corrección del texto.

Figura 23-18. Poro inespecífico transmembranal. HK = hexocinasa; ANT = adenín-nucleótido translocasa; Cit c = citocromo c; CD = ci-clofilina D; CiA = ciclosporina A; CK = creatina cinasa; VDAC = canal iónico dependiente de voltaje (del inglés voltage dependent anion channel).


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Figura 23-19. Vías apoptósicas externa y mitocondrial.

Preguntas de reforzamientoExperimentalmente se puede aislar a las mitocondrias y estudiar la fosforilación oxidativa por medio del uso de inhibidores. El me-dio de reacción contiene un osmoregulador, magnesio, fosfato, el sustrato oxidable que se menciona en cada pregunta. Responda:

1 ¿Qué ocurre en las mitocondrias al adicionar succinato y ADP al medio?

4 ¿Qué ocurre si se emplea una mezcla de glutamato-mala-to, oligomicina y se adiciona ADP?

2 ¿Qué ocurre si se emplea succinato y carboxiatractilósido? 5 ¿Qué ocurre si se emplea glutamato-malato, 2, 4-dinitrofenol y se adiciona ADP?

3 ¿Qué ocurre si se emplea succinato, rotenona y se adiciona ADP?

6 ¿Qué ocurre si se emplea succinato, cianuro y se adiciona ADP?

a) Hay síntesis de ATP b) No hay síntesis de ATP

Respuestas: 1. a, 2. b, 3. a, 4. b, 5. b, 6. b.


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Referencias


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Capítulo 23 Oxidaciones biológicas y bioenergética