Bacteriologia 2011-2012

Programa académico de la asignatura de Microbiología y Parasitología

PLAN UNICO

Bacteriología Unidad Temática I

Segundo año

2011-2012

Departamento de Microbiología y Parasitología Facultad de Medicina

Universidad Nacional Autónoma de México

Ciudad Universitaria, D.F., julio de 2011.

Manuales Departamentales

Dr. Enrique Graue Wiechers Director

Dra. Rosalinda Guevara Guzmán Secretario General

Dr. Pelayo Vilar Puig Jefe de la División de Estudios de Posgrado E Investigación

Dr. Leobardo Ruíz Pérez Secretaria de Enseñanza Clínica, Internado Y Servicio Social

Dra. Irene Durante Montiel Secretaria Técnica del H. Consejo Técnico

Dr. Melchor Sánchez Mendiola Secretario de Educación Médica

Dr. Ricardo Valdivieso Calderón Secretario de Servicios Escolares

Dr. Guillermo Robles Díaz Coordinador de Investigación

Dra. Teresa Fortoul van der Goes Coordinadora de Ciencias Básicas

Dr. Arturo Ruiz Ruisánchez Coordinador de Servicios a la Comunidad

Lic. Graciela Zuñiga González Secretaria Administrativa

Lic. Raúl A. Aguilar Tamayo Secretario Jurídico y de Control Administrativo

Dra. Ma. Eugenia Ponce De León Castañeda

Coordinación De Modificación Del Plan De Estudios

DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

Dra. Patricia M. Tato Zaldivar Jefa Del Departamento

Q.F.B. Yolanda García Yáñez Coordinadora De Enseñanza

Dr. Javier R. Ambrosio Hernández Coordinador De Investigación

FACULTAD DE MEDICINA

ACTUALIZACIÓN Y REVISIÓN DE LOS GUIONES

Dra. Ma. del Rosario Morales Espinosa Profesora Titular De Bacteriología

Dra. Albina Martínez Pérez Profesora Titular De Bacteriología y Parasitología

Dr. Rafael García González Profesor Titular De Virología y Bacteriología

CALENDARIO ESCOLAR 2011-2012 PLAN ÚNICO

Bacteriología EXÁMENES ORDINARIOS Inicio: Lunes 08 de agosto Término: Viernes 14 de octubre Primero: Miércoles 09 de mayo 13:00 a 15:00 h Virología Inicio: Lunes 17 de octubre Segundo: Martes 22 de mayo Término: Viernes 25 de noviembre 10:00 a 12:00 h Micología EXAMEN EXTRAORDINARIO Inicio: Lunes 28 de noviembre Término: Viernes 27 de enero de 2012 Lunes 11 de junio 10:00 a 12:00 h Parasitología Inicio: Lunes 30 de enero VACACIONES Término: Viernes 13 de abril • Del 19 de diciembre de 2011 al 04 de enero de

2012. EXÁMENES PARCIALES • Semana Santa del 02 al 06 de abril de 2012. Primero: Lunes 31 de octubre Bacteriología • Del 02 al 20 de julio de 2012. 11:00 a 13:00 h Segundo: Lunes 5 de diciembre Virología 1100 a 13:00 h Tercero: Lunes 13 de febrero Micología 11:00 a 13:00 h Cuarto: Jueves 19 de abril Parasitología 15:00 a 17:00 h

I. BACTERIOLOGIA – SEGUNDO AÑO, 2011-2012

PROGRAMA ACADÉMICO DE LA ASIGNATURA DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

OBJETIVOS DEL ÁREA

OBJETIVOS DEL ÁREA DE BACTERIOLOGÍA MÉDICA 1. Señalar los microorganismos mas frecuentes

asociados a enfermedades infecciosas de los diferentes aparatos y sistemas

2. Explicar los mecanismos moleculares y

factores de virulencia que ejercen las bacterias para producir enfermedad

3. Describir los mecanismos moleculares

desencadenados en el huésped para defenderse de los microorganismos responsables de enfermedad

4. Señalar el tratamiento antimicrobiano

específico para las enfermedades bacterianas más frecuentes, el mecanismo de acción de los mismos

5. Informar de los métodos diagnósticos utilizados, para la identificación del agente etiológico de una enfermedad infecciosa bacteriana.

6. Establecer diagnósticos clínicos y etio-lógicos diferenciales en una enfermedad infecciosa.

ACTIVIDADES DEL PROCESO ENSEÑANZA-APRENDIZAJE DEL PROFESOR TITULAR 1. Discusión dirigida. 2. Seminarios. 3. Dinámica de grupos. 4. Evaluación. DEL PROFESOR DE PRÁCTICAS 1. Discusión dirigida. 2. Demostración. 3. Evaluación. DEL ALUMNO 1. Preparación del tema. 2. Revisión bibliográfica. 3. Desarrollo de habilidades y destrezas. 4. Participación en las clases teóricas y prácticas. PERFIL DEL DOCENTE 1. Tener una licenciatura en medicina o áreas afines. 2. Demostrar aptitud para la docencia. 3. Tener preparación en el área docente por impartir. 4. Enriquecer sus conocimientos en la materia que imparta. 5. Contar con solvencia moral, ética y profesional. 6. Realizar trabajo en equipo. 7. Capacidad para conducir grupos de alumnos. MATERIAL DE APOYO A LA DOCENCIA Físicos 1. Laboratorio.

Materiales 1. Microscopios. 2. Proyectores. 3. Epidiascopios. 4. Transparencias. 5. Preparaciones para la observación al microscopio. 6. Audiovisuales. 7. Películas. 8. Micoteca. 9. Equipo y material de laboratorio. OBRAS DE CONSULTA Fuentes de información electrónica

1. Departamento de Microbiología y Parasitología en:

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/ Libros 1. Champoux JJ, Neidhardt FC, Drew L, Plorde JJ. Microbiología médica. 4a. ed. México: McGraw-Hill Interamericana Editores; 2004. 2. Jawetz E, Melnick JL, Adelberg EA, Brooks GF, Butel JS, Ornston LN. Microbiología médica. 18a. ed. México: Editorial El Manual Moderno; 2005. 3. Kenneth J, Rayan C, George R Sherris. Microbiologia Médica. 5a. ed. México: Mc Graw-Hill; 2011. 80 ejemplares 4. Molina J., Manjarrez ME., Tay J. Microbiología, Bacteriología y Virología. Primera ed. México: Méndez Editores; 2010. 80 ejemplares 5. Murray P, Rosenthal K, Kobayashi G, Pfaller M. Microbiología médica. 6a. ed. España: Editorial Elsevier Mosby; 2010. 6. Tay Zavala J, Gutiérrez Quiroz M, López Martínez R, Manjarrez Z ME, Molina L J. Microbiología y parasitología médicas. 3a. ed. México: Méndez Cervantes Editores; 2003.



CALENDARIO DE ACTIVIDADES:

CALENDARIO SUGERIDO PARA CUBRIR LAS ACTIVIDADES DE LA SEGUNDA UNIDAD

TEMÁTICA (Bacteriología)

EL CALENDARIO SE ENCUENTRA EN LA PAGINA WEB DEL DEPARTAMENTO COMO ARCHIVO INDEPENDIENTE

PRESENTACIÓN

EL PROPÓSITO FUNDAMENTAL DEL CURSO de

bacteriología para los estudiantes de segundo año

de la carrera de Médico Cirujano de la Facultad de

Medicina de la Universidad Nacional Autónoma de

México es el de proporcionar al estudiante, la

información necesaria para entender el

comportamiento de la bacteria como organismo

vivo y su relación con el ambiente que le rodea.

Para este fin, se abordarán temas de bacteriología

básica, que incluirán; estructura bacteriana, función

de los componentes celulares, genética,

metabolismo y mecanismos de resistencia

bacteriana. Así como el conocimiento de las bases

biológicas de la interacción del patógeno con el

huésped a través de la respuesta inmune.

Constituyendo la base para el entendimiento de los

diversos agentes bacterianos productores de

enfermedades infecciosas en diferentes sitios del

cuerpo humano., así como su diagnóstico etiológico

y medidas de prevención y tratamiento.

Aunque resulte reiterativo, es importante mencionar

que este curso no debe ser considerado terminal,

ya que tanto el estudiante como el médico deben

mantenerse constantemente actualizados, debido a

los constantes cambios que se dan en

Microbiología, de la que forma parte la bacteriología.

El presente edición del Manual presenta una

organización temática, en la que incluye once

guiones; tres guiones de bacteriología básica y

siete en la que se abordan las diferentes bacterias

organizadas en base al aparato o sistema que se

ven afectados por ellas y finalizamos con un guión

sobre los procesos infecciosos adquiridos a nivel

hospitalario. Se incluye además, referencias

específicas sobre el área en estudio y una lista de

referencias de Internet que contienen información

sobre bacteriología médica, con el fin de orientar al

estudiante.



GUIONES DE BACTERIOLOGÍA

Guión GUIONES QUE COMPRENDE EL MODULO DE BACTERIOLOGÍA 1. Introducción a la Bacteriología 2. Interacción hospedero-patógeno 3. Bacterias causantes de enfermedades del Tracto Respiratorio 4. Bacterias causantes de enfermedades de los tejidos superficiales y profundos 5. Bacterias causantes de enfermedades del Tracto Gastrointestinal 6. Bacterias causantes de enfermedades Sistémicas 7. Bacterias causantes de enfermedades del Tracto Urinario 8. Bacterias causantes de enfermedades de Transmisión Sexual 9. Bacterias causantes de enfermedades del Sistema Nervioso Central I 10. Bacterias causantes de enfermedades del Sistema Nervioso Central II: Anaerobios esporulados 11. Bacterias causantes de enfermedades transmitidas por vectores

1. INTRODUCCIÓN A LA BACTERIOLOGÍA

Es indudable que el conocimiento de la bacteria desde el punto genético, metabólico y estructural, constituye un elemento fundamental para el alumno, con el fin de poder realizar una clasificación de utilidad en la práctica médica, así como comprender la participación de la expresión de los factores de patogenicidad en la relación hospedero – bacteria y la adquisición de material genético extracromosomal en la síntesis de proteínas que le confieren ventajas de adaptación en un nicho ecológico.

1. Antecedentes histórico de la Bacteriología

2. Formas bacterianas, estructura y función de sus componentes celulares

2.1 Cocos, bacilos y espirilos 2.2 Cápsula 2.3 Pared celular: protoplastos, esferoplastos

y formas L 2.4 Membrana externa y membrana

plasmática 2.5 Pili, fimbrias, flagelos 2.6 Citoplasma (ribosomas, cuerpos de

inclusión) 2.7 Cromosoma, elementos extracromoso-

males 2.8 Esporas

3. Clasificación. Esta deberá ser hecha de acuerdo a criterios útiles para el médico, que le permita hacer una pronta y correcta identificación del microorganismo.

3.1 Morfología 3.2 Agrupación 3.3 Tipo de tinción 3.4 Serológica 3.5 Bioquímica 3.6 Genética

4. Genética bacteriana

4.1 Replicación del cromosoma 4.2 Información genética: genes (estructura y

función: transcripción, traducción). 4.3 Mecanismos de intercambio de

información genética entre las bacterias por conjugación, transformación, transducción.

4.4 Alteración de la información genética: ventajas y desventajas en las bacterias

4.5 Rearreglos cromosómicos, por transferencia horizontal de genes

transposones, secuencias de inserción y eventos de recombinación

4.6 Tipos de mutaciones, factores físicos y químicos que intervienen en la tasa natural de mutación

5. Metabolismo

Autótrofos Heterótrofos Quimiotótrofos Litótrofos Aerobios Anaerobios Facultativos Microaerofílicos Metabolismo fermentativo y oxidativo Serológica Bioquímica Genética

6. Antimicrobianos

6.1 Efectos de los antimicrobianos sobre las bacterias: bacteriostáticos y bactericidas

6.2 Mecanismos de acción en las diferentes estructuras de las bacterias. Antimicrobianos que actúan a nivel de:

6.2.1 Síntesis de pared celular 6.2.2 Membrana citoplasmática 6.2.3 Síntesis de proteínas 6.2.4 Síntesis de ácidos nucleicos 6.2.5 Metabolismo del folato

6.3 Mecanismos de resistencia bacteriana 6.3.1 Elementos genéticos que inter-

vienen en la resistencia 6.3.1.1 Mediada por cromosomas 6.3.1.2 Mediada por plásmidos 6.3.1.3 Mediada por transposones

6.3.2 Tipos de resistencia 6.3.2.1 Alteración de receptores 6.3.2.2 Enzimas que degradan el

antibiótico 6.3.2.3 Bombas de expulsión 6.3.2.4 Enzimas que modifican el

antibiótico 6.3.2.5 Alteración en la permeabi-

lidad del antibiótico 6.3.2.6 Mecanismo de Bypass

6.4 Uso racional de los antibóticos 6.5 Infecciones Intrahospitalarias



2. INTERACCIÓN HOSPEDERO - PARÁSITO En el momento que un microorganismo extraño invade cualquier parte del cuerpo, se desencadena una serie de eventos biológicos moleculares en esta interacción. De parte del huésped, para eliminar lo extraño de su organismo y recuperar la homeostasis y de parte del parásito para asegurar su permanencia y multiplicación en el nuevo nicho colonizado. Si el huésped tiene éxito ocurrirá una infección muchas veces asintomática. Si el microorganismo es el del éxito habrá enfermedad.

1. Conceptos generales 1.1Establecer que es un microorganismo:

comensal, oportunista y patógeno

1.2 Microbiota normal 1.2.1 Origen, nicho ecológico y carga

bacteriana de acuerdo a la edad y distribución en el cuerpo

1.2.2 Función en el cuerpo humano 1.2.3 Participación en el control de

microorganismos patógenos 1.2.4 Factores externos e internos que

mantienen y alteran la flora bacteriana

1.3 Conceptos infección y enfermedad,

bacteremia y septicemia, patogenicidad y virulencia

1.4 Criterios que establecen los postulados

de Koch (tradicional y molecular)

1.5 Principales mecanismos de transmisión

de las enfermedades infecciosas bacterianas

1.6 Entrada de los microorganismos para

producir infección / enfermedad localizada y sistémica

1.7 Factores de virulencia

1.8 Mecanismos moleculares de la bacteria

para producir infección y enfermedad 1.8.1 Adherencia y colonización 1.8.2 Invasión y diseminación 1.8.3 Evasión de la respuesta inmune

3. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO RESPIRATORIO

Las enfermedades del tracto respiratorio superior representan una de las causas frecuente de consulta médica. El tracto respiratorio es un sitio común para el establecimiento de microorganismos patógenos debido al tropismo que tienen ciertos microorganismos al epitelio respiratorio y por encontrarse en real comunicación con el medio ambiente. Las manifestaciones clínicas de la infección dependerán del órgano blanco del microorganismo (otitis media, sinusitis, faringitis, amigdalitis, epiglotitis, bronquitis, neumonía, etc.), de la edad del paciente y de factores predisponentes agregados que presente. En general las infecciones del tracto respiratorio las podemos dividir en infecciones altas y bajas. Aunque existen numerosos microorganismos que pueden producir enfermedad, en este guión solo se hará referencia a aquellos que son más importantes por su frecuencia o por producir cuadros clínicos graves. Un diagnóstico etiológico diferencial correcto hará la diferencia en el éxito del tratamiento y evitará complicaciones con secuelas importantes.

1. Streptococcus pyogenes 1.1 Antecedentes Históricos

Fiebre reumática una enfermedad reemergente en los 80s

1.2 Características Generales

1.2.1 Microcópicas. 1.2.2 Antigénicas.


1.3.1 Evasión de la fagocitosis (proteína M y cápsula)

1.3.2 Adherencia a epitelio (proteína M, ALT y F).

1.3.3 Daño al huésped por enzima y toxinas

1.3.3.1 Enzimas: Hialuronidasa, C5a peptidasa, DNAsas, Estreptoci-nasa Toxinas: Estreptolisinas S y O, Exotoxinas pyrogénicas A, B. C

1.4 Epidemiología 1.4.1 Transmisión por contacto directo

y secreciones faríngeas. 1.4.2 Incidencia de la faringitis en los

grupos de edad 5-15 años. Importancia de cuadros clínicos de repetición

1.4.3 Serotipos asociados a faringoamigdalitis, fiebre reumática, enfermedades infecciosas de piel, síndrome de choque tóxico

1.5 Patogenia

1.5.1 Relación de los factores de virulencia del microorganismo con la enfermedad específica y la inducción de signos y síntomas.

1.5.2 Faringitis. 1.5.3 Enfermedades producidas por

toxinas (Escarlatina y Síndrome de Choque tóxico estreptocócico).

1.5.4 Otitis media, adenitis cervical supurativa, angina de Ludwig, sinusitis aguda.

1.5.5 Otras enfermedades asociadas a estreptococo.

1.6 Participación de la respuesta inmune

en el control de las infecciones

1.7 Complicaciones 1.7.1 Secuelas posestreptocócicas

Fiebre reumática aguda Glomerulonefritis aguda Asociación con síndrome de choque tóxico estreptocócico

1.8 Diagnóstico de laboratorio

1.9 Diagnóstico diferencial

1.9.1 Faringitis de origen de viral y bacteriano

1.9.2 Escarlatina con otras Enfermedades exantemáticas

1.9.3 Fiebre reumática aguda con enfermedades autoinmunes



1.10 Estrategias de Tratamiento 1.10.1 Antimicrobiano 1.10.2 Diferencias del tratamiento en

casos de fiebre reumática y enfermedad reumática del corazón

1.11 Prevención y Control

1.11.1 Identificación de portadores 1.11.2 Bacterias potencialmente

reemergentes 1.11.3 Uso de vacunas

2. Corynebacterium diphtheriae

2.1 Características generales del microorganismo

2.1.1 Características de pared 2.1.2 Morfología (forma pleomórfica,

presencia de gránulos metacromáticos)

2.1.3 Características tintoriales (bacilo que se tiñe irregularmente)

2.1.4 Agrupación (algunos autores refieren que su agrupación es en forma de caracteres chinos)

2.1.5 Cultivo, requerimientos nutricionales


2.2.1 Bacteriófago lisogénico -Toxina diftérica (tipoA-B) 2.2.1.1 Mecanismo de acción de

la toxina

2.3 Epidemiología 2.3.1 Distribución 2.3.2 Portadores asintomáticos 2.3.3 Transmisión 2.3.4 Reservorio 2.3.5 Grupo susceptible de infección 2.3.6 Morbilidad y Mortalidad

2.4 Patogenia

2.4.1 Cuadro clínico (desarrollo de signos y síntomas)

2.4.2 Difteria respiratoria (Tracto respiratorio superior

2.4.3 Seudomembrana en faringe y regiones aledañas)

2.4.4 Difteria cutánea

2.5. Participación de la respuesta inmune en el control de las enfermedades

2.6 Complicaciones 2.6.1 Obstrucción respiratoria 2.6.2 Arritmia cardiaca 2.6.3 Coma

2.7 Diagnostico diferencial

Streptococcus pyogenes Haemophilus influenzae B


2.8.1 Cultivo 2.8.2 Identificación microscópica y

macroscópica a partir de aislamiento en Medio Löffler y Agar cisteina-telurito

2.8.3 Caracterización bioquímica: cata-lasa y nitrato positivo, fermentación de glucosa y maltosa

2.8.4 Pruebas de toxinogenicidad in vivo e in vitro

2.9 Estrategias del tratamiento

2.9.1 Antitoxina diftérica 2.9.2 Antimicrobianos; penicilina y

eritromicina

2.10 Prevención y control 2.10.1 Vacunación con toxoide

diftérico (DPT) 2.10.2 Prueba de Schick 2.10.3 Profilaxis con antimicro--

bianos


3. Bordetella pertussis

3.1 Características generales del microorganismo

3.1.1 Morfología y tinción 3.1.2 Cultivo 3.1.3 Características antigénicas

3.2 Epidemiología

3.2.1 Distribución de la enfermedad 3.2.2 Morbilidad y Mortalidad 3.2.3 Reservorio 3.2.4 Factores de riesgo para

desarrollar la enfermedad 3.2.5 Población de riesgo 3.2.6 Transmisión

3.3 Factores de virulencia 3.3.1 Adhesinas 3.3.2 Hemaglutinina filamentosa 3.3.3 Pili 3.3.4 Pertactin 3.3.5 Toxina pertussis 3.3.6 Toxina Adenilato ciclasa 3.3.7 Toxina dermonecrótica 3.3.8 Citotoxina traqueal 3.3.9 Lipopolisacarido.

3.4 Patogenia

3.4.1 Cuadro clínico (desarrollo de signos y síntomas)

3.4.2 Tos ferina

3.5 Participación de la respuesta inmune en el control de la enfermedad

3.6 Complicaciones

3.6.1 Anoxia del SNC 3.6.2 Agotamiento 3.6.3 Neumonía secundaria por inva-

sión por otros patógenos de la vía respiratoria dañada


Haemophilus influenzae Streptococcus pneumoniae Mycoplasma pneumoniae


3.8.1 Indicaciones en la toma de la muestra (aspirado de nasofaringe) con aplicadores de fibras sintéticas.

3.8.2 Cultivo, requerimiento, condiciones de incubación

3.8.3 Microscopia con anticuerpos fluorescentes

3.8.4 Pruebas serológicas (detección de

IgG e IgA contra la hemaglutinina filamentosa, IgG contra la toxina pertussis)

3.9 Estrategias de Tratamiento

3.9.1 Medidas de apoyo contra los síntomas

3.9.2 Eritromicina

3.10 Prevención y control 3.10.1 Vacuna multivalente DPT ó triple

En algunos países se esta usando una vacuna hecha con antígenos específicos como la hemaglutinina filamentosa o la toxina pertussis, aglutininas fimbriales y pertactina)

3.10.2 Debido a que B. pertussis es altamente contagiosa en poblaciones susceptibles, la eritromicina es usada sobre todo en las familias donde existe un paciente con la enfermedad

4. Streptococcus pneumoniae

4.1. Antecedentes históricos

4.2 Características generales del

microorganismo 4.2.1 Morfología, agrupación y tinción.

Diplococos, Gram positivos, alfa hemolíticos

4.2.2 Serogrupos. Existen más de 80 serotipos capsulares...etc)

4.2.3 Diferencias específicas con estreptococos del grupo viridans


4.3.1 Cápsula 4.3.2 Pared celular 4.3.3 Autolisina 4.3.4.Neumolisina 4.3.5.Factor purpúrico 4.3.6 Neuraminidasa 4.3.7 Amidasa. 4.3.8 Proteínas de unión a colina 4.3.9 Peroxidasa, 4.3.10 Proteasa de IgA

4.4 Epidemiología

4.4.1 Frecuencia 4.4.2 Transmisión 4.4.3 Factores predisponentes del

huésped (edad susceptible) 4.4.4 Portadores sanos


4.5 Patogenia 4.5.1 Cuadro clínico: Desarrollo de

signos y síntomas 4.5.2 Neumonía 4.5.3 Bronquitis aguda

Bronquitis crónica 4.5.4 Complicaciones: derrame pleural,

bacteriemia

4.6 Participación de la respuesta inmune en contra de la infección


Haemophilus influenzae Chlamydia pneumoniae Mycoplasma pneumoniae


4.8.1 Microscopía 4.8.2 Inmunológico. Reacción de

Qüellung, coaglutinación 4.8.3 Cultivo y condiciones de

incubación 4.8.4 Susceptibilidad a optoquina y

sales biliares.

4.9 Tratamiento 4.9.1 Antimicrobiano de elección

Penicilina.eritromicina y cefalosporinas.

4.10 Prevención y control

4.10.1 Vacuna 7-valente es indicada en inmunización pasiva en lactantes y niños pequeños de 6 semanas a 9 años de edad en contra de enfermedad invasiva. Vacuna 23-valente en pacientes con riesgo especial de enfermedad Neumocócica por ejemplo, asplenia, drepanocitosis neoplasias hematológicas, inmunocomprometidos, niños pequeños y ancianos.

4.11 Otras enfermedades producidas por S. pneumoniae

5 Mycoplasma pneumoniae y Chlamydia pneumoniae

5.1 Características generales de los mi-

croorganismos 5.1.1 Envoltura celular 5.1.2 Requerimientos nutricionales 5.1.3 Parásitos intracelulares obligados 5.1.4 Características de cultivo


5.3 Epidemiología 5.3.1. Transmisión y factores

predisponentes

5.4 Patogenia

5.5 Participación de la respuesta inmune en el control de estas infecciones

5.6 Diagnóstico etiológico diferencial

Streptococcus pneumoniae Haemphilus influenzae Chlamydia pneumoniae Mycoplasma pneumoniae


5.7.1 Cultivo 5.7.2 Serológico.

5.8 Tratamiento

5.8.1 Tetracilinas, eritromicina

5.9 Control y prevención

6. Mycobacterium tuberculosis 6.1 Antecedentes históricos

6.2 Características generales del micro-

organismo 6.2.1 Envoltura celular, morfología y

metabolismo 6.2.2 Tinción 6.2.3 Cultivo, crecimiento y

requerimiento nutricionales 6.2.4 Ambiente intracelular 6.2.5 Componentes antigénicos 6.2.6 Resistencia a productos químicos

y físicos

6.3 Factores de virulencia 6.3.1 Factor cordón 6.3.2 Supervivencia en macrófagos 6.3.3 Componentes que intervienen en

la activación de macrófagos 6.3.4 Destrucción de tejido por

respuesta inmune celular 6.3.5 Resistencia a drogas antitubercu-

losas

6.4 Epidemiología 6.4.1 Frecuencia 6.4.2 Incidencia nacional y mundial 6.4.3 Infección emergente (huéspedes

inmunocomprometidos) 6.4.4 Transmisión

6.5 Patogenia 6.5.1 Formas clínicas y complicaciones 6.5.2 Primoinfección 6.5.3 Tuberculosis primaria 6.5.4 Tuberculosis secundaria 6.5.5 Tuberculosis meníngoencefalitis 6.5.6 Tuberculosis diseminada


en el control de la infección

6.7 Diagnóstico diferencial 6.7.1 Otras micobacterias M. bovis, M.

avium-intracellulare 6.7.2 Destacar la importancia de estas

micobacterias no tuberculosas en pacientes inmunodeprimidos (SIDA) y drogas inmunosupresoras

6.7.3 Cancer pulmonar 6.8 Diagnóstico de laboratorio y de

gabinete 6.8.1 Baciloscopía 6.8.2 Cultivo 6.8.3 Métodos moleculares 6.8.4 Valoración del PPD 6.8.5 Radiografía de tórax 6.8.6 Otras técnicas de gabinete

6.9 Estrategia de tratamiento

6.9.1 Esquema de tratamiento antifí-micos en base a la norma mexicana para el tratamiento de la tuberculosis pulmonar

6.10 Control y prevención

6.10.1Vacuna 6.10.2 Otras medidas de prevención



4. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DE TEJIDOS SUPERFICIALES Y PROFUNDOS.

PARTE I.

La piel es el órgano más extenso de nuestro cuerpo, sus principales funciones son cubrir y proteger nuestra superficie corporal. Actúa como una barrera física contra el medio ambiente y es la primera línea de defensa del organismo contra la invasión de cualquier microorganismo. Cuando la piel es dañada, esta barrera se rompe, haciendo susceptible al organismo de la entrada de bacterias (de la flora normal y patógena) hacia dermis y capas más profundas, produciendo una serie de patologías en cada uno de estos tejidos.

1. Staphylococcus aureus y Clostridium perfringens 1.1 Características generales de los

microorganismos 1.1.1 Características bioquímicas

1.2. Factores de virulencia

1.2.1 Staphylococcus aureus: Proteína A, ácido teicocico, cápsula, proteína fijadora de fibronectina, peptidoglicano, factor de agregación); Toxinas exfoliativa, toxina del síndrome de choque tóxico, enterotoxinas. Citotatoxinas: hemolisinas, leucocidina. Enzimas: Coagulasa, Catalasa, Colagenasa, hialuronidasa, fibrinolisina, DNAsas, penicilinasas, nucleasas

1.2.2 Clostridium perfringes: Toxina

alfa, beta, epsilon, lota, delta, theta, kappa, lambda, Mu, Un, enterotoxina y neuraminidasa

1.3 Epidemiología

1.3.1 Importancia del estado de portador. 1.3.1.1 Microorganismos ubicuos:

S aureus 1.3.1.2 C. perfringens en intestino

de rumiantes. 1.3.2 Mecanismos de transmisión y vía

de entrada 1.3.3 Factores predisponentes para

adquirir la infección y desarrollar la enfermedad

1.4 Patogenia 1.4.1 Cuadros clínicos (signos y

síntomas de las enfermedades) 1.4.2 Staphylococcus aureus.

Síndrome de piel escaldada, Foliculitis, forúnculos, ántrax, carbunco y acné

1.4.3 Clostridium perfringe Gangrena gaseosa


en el control de estas infecciones.

1.6 Diagnóstico diferencial Streptococcus pyogenes, Clostridium perfringens Staphylococcus aureus

1.7 Otros microorganismos asociados a

infecciones de tejidos superficial y profundo

1.7.1 Streptococcus pyogenes Staphylococcus aureus Otros Clostridium Streptococcus pyogenes Fiebre escarlatina Erisipela Eccema Artritis septica Celulitis Fasciitis necrozante Miositis

1.7.2 Streptococcus y Staphylococcus Impétigo Osteomielitis Artritis séptica Celulitis Fascitis necrozante Miositis

1.7.3 Propionibacterium acnes Acné

1.8 Otras Enfermedades Asociadas S. aureus y C. perfringens

1.8.1 Staphylococcus aureus Osteomielitis Intoxicación alimentaría. Infecciones en pacientes inmunocomprometidos o con factores de riesgo agregado (infecciones intrahospitalarias)

1.8.2 Clostridium perfringes

Intoxicación alimentaria Colitis ulcerativa Endometritis

1.9 Diagnóstico de laboratorio 1.9.1 Frotis y tinción 1.9.2 Medios de cultivo específicos

para aislamiento y condiciones de incubación

1.9.3 Pruebas bioquímicas específicas y diferenciales para establecer género y especie

1.9.3 Pruebas bioquímicas específicas y diferenciales para establecer género y especie.

1.9.4 Pruebas de sensibilidad a antimicrobianos


1.10.1 Antimicrobianos 1.10.2 Medidas de apoyo

2. Mycobacterium leprae

2.1 Antecedentes históricos de la lepra 2.2 Características del microorganismo

2.2.1 Morfología y metabolismo 2.2.2 Envoltura celular y tinción 2.2.3 Estructuras antigénicas de super-

ficie 2.2.4 Desarrollo en modelo animal


2.3.1 Tropismo por células específicas 2.3.2 Sobrevivencia y multiplicación

intracelular 2.3.3 Estructuras de superficie en el

microorganismo responsables de activar la respuesta inmune humoral y celular

2.3.4 Mecanismos por los cuales se produce el daño en los tejidos

2.4 Epidemiología 2.4.1 Morbilidad y mortalidad de la

lepra en México y otros países 2.4.2 Transmisión 2.4.3 Reservorio natural 2.4.4 Distribución geográfica 2.4.5 Factores de riesgo del individuo

ante la exposición (exposición prolongada con pacientes lepromatosos)

2.5 Patogenia

2.5.1 Invasión de nervios sensitivos periféricos produciendo anestesia.

2.5.2 Respuesta inmune hacia el bacilo. Factores de resistencia del huésped ante la infección: específicos (inmunidad) e inespecíficos (HLA-DR3).

2.5.3 Formas y manifestaciones clínicas. Lepra lepromatosa. Lepra tuberculoide Lepra indeterminada

2.5.4 Relación de cada una de las formas de lepra con la respuesta inmune celular.

2.5.5 Afección ocular en la lepra. 2.5.6 Discapacidades físicas

2.6 Participación de la respuesta inmune en la evolución de la enfermedad

2.7 Diagnóstico Clínico diferencial de las

formas de lepra 2.7.1 Clasificación bacilar de la lepra

2 8 Diagnóstico de Laboratorio y Gabinete

2.8.1 Laboratorio: búsqueda de bacilos en muestras obtenidas de raspado de lesiones (en particular mucosa nasal y orejas).

2.8.2 Estudio histopatológico de biopsias cutáneas.

2.8.3 Pruebas serológicas con PGL-1. 2.8.4 Pruebas cutáneas: Lepromina 2.8.5 Valor diagnóstico de la reacción

de Mitsuda y reacción de Fernández

2.9 Estrategias del Tratamiento.

2.9.1 Norma Mexicana para el tratamiento de la lepra




2.10.1 Profilaxis en contactos con enfermos de lepra.

Otras micobacterias que producen infecciones en piel y tejido subcutaneo:

M. marinum M. ulcerans M. tuberculosis Otros microorganismos Nocardia brasiliensis Nocardia otitidiscaviarum Nocardia asteroides

5. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO GASTROINTESTINAL

En nuestro país, las diarreas siguen siendo una causa común de consulta con el médico general. Aunque, generalmente son enfermedades que se autolimitan, es importante mantener el buen estado de hidratación y de nutrición del paciente para evitar serias complicaciones. La mayoría de ellas no requieren del uso de antimicrobianos para su tratamiento. Sin embargo, existen patógenos importantes que producen diarrea acompañada de moco y sangre produciendo daño en la mucosa o en el epitelio intestinal, que pueden llevar al paciente a presenta complicaciones graves, en estos casos de diarrea, el tratamiento correcto comprende la administración de antibióticos, además, de las medidas generales para obtener la completa recuperación del paciente. Por tal motivo, el médico debe de saber cuales son los microorganismos causales en diarreas acuosas y cuales son productores de diarrea con sangre, con el único fin de hacer un diagnostico etiológico correcto además de diferenciar e instalar el tratamiento adecuado. AGENTE PATÓGENO DEL ESTOMAGO Y DUODENO

1. Helicobacter pylori

1.1 Características del microorganismo 1.1.1 Morfología colonial y

microscópica 1.1.2 Metabolismo y condiciones de

crecimiento 1.1.3 Característica bioquímicas 1.1.4 Diversidad genética 1.1.5 Variación antigénica

1.2 Factores de virulencia 1.2.1 Ureasa 1.2.2 Antígenos de Lewis 1.2.3 Proteína CagA 1.2.4 Citotoxina vacuolizante 1.2.5 Isla de patogenicidad cag

1.11 Epidemiología

1.3.1 Antecedentes históricos 1.3.2 Frecuencia de la infección a nivel

nacional y mundial 1.3.3 Factores predisponentes para

adquirir la infección 1.3.4 Vía de transmisión

1.12 Participación de la respuesta inmune en el control de la infección

1.5 Patogenia

1.5.1 Gastritis 1.5.2 Ulcera péptica 1.5.3 Asociación al desarrollo de

cáncer

1.6. Diagnóstico de laboratorio 1.6.1 Métodos invasivos 1.6.2 Métodos no invasivos

1.7. Estrategia de Tratamiento

1.7.1 Terapia triple 1.7.2 Terapia cuádruple

AGENTES PATÓGENOS DEL INTESTINO DELGADO Escherichia coli enterotoxigenica Escherichia coli enteroagregativa Escherichia coli enteropatogena Vibrio cholerae

2.1 Características de los microorganis-mos

2.1.1 Morfología colonial y microscópica

2.1.2 Metabolismo y medios de cultivo diferenciales para su crecimiento

2.1.3 Característica bioquímicas diferenciales

2.1.4 Estructuras antigénicas base de su clasificación serológica

2.1.5 Variación antigénica 2.2 Factores de virulencia

2.2.1. Escherichia coli enterotoxigénica

Plásmido que codifica para la producción de toxinas

- Toxinas termoestables (STa y STb) - Toxinas termolábiles (LT-1 y LT-2)

Adhesinas CFA/I, /II, /III

2.2.2. Escherichia coli enteroagregativa Plásmido que codifica para la expresión de una fimbria (GVVPQ) que media la unión con la mucosa intestinal.



Patrón de adherencia (formando agregados) Toxina EAST (parecida a la LT)

Hemolisina (formadora de poros en la membrana de las células huésped

2.2.3. Escherichia coli enteropatógena

Plásmido EAF que codifica para una adhesina Bfp (pili) al parecer media la interacción bacteria-bacteria. Proteína de membrana externa llamada intimina codificada por el gen eae que favorece la unión intima entre la bacteria y la célula. Produce el fenómeno llamado unión y esfacelación de las microvellocidades Isla de patogenicidad LEE.

2.2.4 Vibrio cholerae Toxina colérica Pili Tcp

2.3 Epidemiología 2.3.1 Vía de transmisión 2.3.2 Población susceptible 2.3.3 Distribución mundial 2.3.4 Grupos de edad afectados


en el control de estas infecciones

2.5 Patogenia 2.5.1 Diarrea del viajero y diarrea

infantil 2.5.2 Diarrea acuosa persistente 2.5.3 Diarrea grave.

2.6 Complicaciones 2.5.1 Deshidratación 2.5.2 Desnutrición 2.5.3 Muerte


2.7.1 Aislamiento del microorganismo a partir de heces en medios de cultivos selectivos

2.7.2 Pruebas bioquímicas y serológicas

2.7.3 Microscopia de campo oscuro

2.8 Estrategias de Tratamiento 2.8.1 Tratamiento de apoyo: atender el

desequilibrio hidroelectrolítico 2.8.2 Tratamiento antimicrobiano para

cólera.


AGENTES PATÓGENOS DEL INTESTINO

GRUESO

Escherichia coli enteroinvasiva Escherichia coli enterohemorrágica Campylobacter spp. Shigella spp. Salmonella enteritidis. Clostridium difficile

3.1 Características de los microorganismos

3.1.1 Morfología colonial y microscó-pica

3.1.2 Metabolismo y medios de cultivo diferenciales para su crecimiento

3.1.3 Característica bioquímicas dife-renciales

3.1.4 Estructuras antigénicas (antígeno K, O y H)

3.1.5 Variación antigénica


3.2.1 Escherichia coli enteroinvasiva Características genéticas que le confieren el fenotipo de invasión Mecanismo de invasión las células del colón Distribución lateralmente a células adyacentes

3.2.2 Escherichia coli enterohemorrá-

gica Serotipos representativo importante Intimina Toxina Shiga-like(SLT)

3.2.3 Campylobacter jejuni

Enterotoxina, toxinas citopáticas, adhesinas, y movilidad.

3.2.4 Shigella dysenteriae

Toxina Shiga Proteínas que participan en la adhesión, invasión y proliferación:

•IpaD Adherencia •IpaB,C Invasión y escape de la vesícula fagocítica •Proteínas Mxi Excreción de IpaA-D

•IcsA, B Diseminación intracelular

•Olm Movimiento a lo largo de los filamentos de actina •Antígeno O de LPS Inflamación •VacC Regula la expresión de genes Ipa •VacB Control postranscripcional de la expresión de ipa y icsA •KcpA Regula la expresión de icsA

•Fur Regula expresión de stxA/stxB y de los genes de adquisición de hierro •VirF Regulación de la expresión de virB •VirR Proteína parecida a histona, regulación de la expresión de virF

3.2.5 Salmonella enteritidis

Proteínas A-H Enzimas: catalasa, superóxido dismutasa, Antigeno Vi, LPS

3.2.6 Clostridium difficile

Citotoxina Enterotoxina

3.3 Epidemiología

3.3.1 Enfermedades frecuentes en países no industrializados

3.3.2 Vías de transmisión 3.3.3 Reservorios animales

3.4 Patogenia 3.4.1 Disentería 3.4.2 Colitis ulcerosa


en el control de estas infecciones 3.6 Complicaciones

3.6.1 Síndrome Urémico Hemolítico (SUH)

3.6.2 Colitis pseudomembranosa 3.6.3 Síndrome de Guillain-Barré 3.6.4 Artritis reactiva


3.7.1 Aislamiento del microorganismo a partir de heces en medios de cultivos selectivos

3.7.2 Pruebas bioquímicas 3.7.3 Pruebas serológicas

3.8 Estrategia de Tratamiento

3.8.1 Antimicrobiano de elección


OTROS MICROORGANISMOS, PRODUCTORES DE DIARREA POR INTOXICACIÓN ALIMENTICIA 4 Clostridium botulinum

4.1 Características del microorganismo 4.2. Factores de virulencia 4.3 Epidemiología de las diarreas por C.

botulinum 4.3.1 Vía de transmisión endógena o

exógena 4.3.2 Grupos de edad afectados 4.3.3 Fuentes de contaminación 4.3.4 Distribución

4.4 Patogenia

Cuadro clínico característico de este tipo de diarreas



4.6 Diagnóstico

4.7 Estrategias de Tratamiento 4.7.1 Hidratación 4.7.2 Anticuerpos anti-toxinas

5. Microorganismos Gram positivos

5.1 No productores de esporas Staphylococcus aureus,

5.2 Productores de esporas Bacillus cereus



6. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES SISTÉMICAS

I. Brucelosis Algunas infecciones sistémicas bacterianas en el hombre son causadas por agentes patógenos que tienen un huésped vertebrado animal como reservorio y que infectan al humano a través del contacto con animales infectados y sus productos, como la brucelosis humana y leptospirosis entre otras. La brucelosis humana (fiebre ondulante, fiebre de Malta) es causada por bacterias intracelulares del género Brucella, del cual existen cuatro especies: Brucella melitensis que es la causa más frecuente y virulenta, B. abortus, B. suis y B. canis. La enfermedad puede cursar de forma aguda, subaguda y crónica. Brucella pasa desde el lugar de entrada a los ganglios linfáticos locales y regionales, alcanzando el conducto torácico y de éste modo a la sangre. Se infectan las células del sistema retículo endotelial (hígado, bazo, medula ósea, tejido linfoide) y el resultado es una reacción inflamatoria (granulomatosa). Con frecuencia la infección es subclínica. La fase bacteremica y el grado de hipersensibilidad tisular juegan un papel muy importante en la producción de las complicaciones de ésta enfermedad.

1. Brucella. 1.1 Características generales

1.1.1. Morfología, estructura, antígenos A y M.

1.1.2 Diferentes especies de Brucella y especificidad de huésped

1.2 Factores de virulencia.

1.3 Epidemiología de la brucelosis

1.3.1 Mecanismos de transmisión. 1.3.2 Reservorio animal 1.3.3 Distribución mundial y estado

actual en México.

1.4 Patogenia 1.4.1 Manifestación clínica aguda,

subaguda y crónica. 1.5 Participación de la respuesta inmune


1.6 Otros cuadros clínicos 1.6.1 Artritis, Osteomielitis, meningitis,

nefritis, cistitis, orquiepididimitis, endocarditis, hiperesplenismo.

1.7 Diagnóstico diferencial Fiebre Tifoidea Tifo.


1.8.1 Cultivo de sangre, medula ósea o tejidos infectados.

1.8.2 Serología: Prueba de aglutinación con rosa de Bengala, Prueba de Huddleson, ELISA (detección de anticuerpos IgM e IgG).



2. Salmonella typhi

2.1 Características del microorganismo 2.1.1 Morfología colonial y microscó-

pica 2.1.2 Metabolismo y medios de cultivo

diferenciales para su crecimiento 2.1.3 Característica bioquímicas dife-

renciales 2.1.4 Estructuras antigénicas como

base de su clasificación serológica

2.1.5 Variación antigénica

2.2 Factores de virulencia 2.2.1 Adherencia e invasión 2.2.2 Plásmidos de virulencia 2.3.3 Resistencia al suero 2.3.4 LPS 2.3.5 Regulación de los genes de

virulencia 3.3.5.1 Genes de invasividad 3.3.5.2 Genes spv 3.3.5.3 Sobrevivencia en los

fagocitos 3.3.5.4 Sensibilidad al pH ácido

2.3 Epidemiología

3.3.1 Vía de transmisión 3.3.2 Distribución geográfica 3.3.3 Importancia del portador

asintomático

2.4 Patogenia

2.4.1 Fiebre tifoidea. Cuadro clínico 2.5 Participación de la respuesta inmune


2.6 Otras infecciones producidas por S. typhi

2.6.1 Septicemia 2.6.2 Infección urinaria 2.6.3 Osteomielitis

2.7 Complicaciones

2.7.1 Megacolón 2.7.2 Perforación intestinal con abdo-

men agudo

2.8 Diagnóstico diferencial 2.8.1 Brucelosis 2.8.2 Faringoamigdalitis

estreptocóccica 2.8.3 Tifo

2.9 Diagnostico de Laboratorio

2.9.1 Cultivos dependiendo del tiempo de evolución

2.9.2 Pruebas serológicas

2.10 Estrategias de Tratamiento Cloranfenicol y ampicilina


Vacuna

3. Rickettsia prowasekii 3.1 Caracterisiticas del microorganismo

3.1.1 Estructura y morfología 3.1.2 Parásito intracelular


3.3 Epidemiología

3.3.1 Enfermedade re-emergente. 3.3.2 Distribución geográfica a nivel

mundial y en México 3.3.3 Estacion del año 3.3.4 Condiciones favorables para su

transmisión 3.3.5 Reservorio y vector 3.3.6 Población susceptible 3.3.7 Vías de transmisión 3.3.8 Vías de entrada

3.4 Patogenia

3.4.1 Ciclo de vida 3.4.2 Cuadro clínico

3.4.2.1 Tifo epidémico

3.4.2.2 Enfermedad de Brill-

Zinsser

3.5 Participación de la respuesta inmune en el control de la enfermedad.

3.6 Complicaciones 3.7 Diagnostico diferencial

Brucelosis Fiebre tifoidea


3.8.1 Cultivo 3.8.2 Pruebas serológicas 3.8.3 Pruebas moleculares

3.9 Estrategias de tratamiento


4. Leptospira interrogans

4.1 Características del microorganismo

4.1.1 Estructura, morfología, antígenos serotipos de Leptospira interrogans y serovares.


4.3 Epidemiología


en el control de la enfermedad

4.5 Patogenia 4.5.1 Leptospirosis anictérica e icterica.

4.6 Diagnóstico diferencial.

Hepatitis

4.7 Diagnóstico de laboratorio 4.7.1 Microscopía. Tinción con Giemsa

o Wright. 4.7.2 Cultivo. 4.7.3 Serología. Tomar en cuenta las

bacterias y enfermedades asociadas con reacciones cruzadas de las pruebas serológicas.

4.7.4 Prueba de ELISA (detección de antígeno) y Western blot (prueba confirmatoria).

4.7.5 Microscopia de campo oscuro





7. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO URINARIO.

Introducción: Las infecciones del tracto urinario (ITU) son causa frecuente de consulta con el medico general, se ha estimado que aproximadamente hasta un 30% de las mujeres tendrá una infección de vías urinarias en algún momento de su vida, aumentando esta frecuencia en mujeres con vida sexual activa, las bacterias que mas frecuentemente se asocia a ITU en la población son Escherichia coli que forma parte de la microflora normal de intestino y Staphylococcus saprophyticus. Sin embargo, existen ciertos factores predisponentes en el huésped que favorecen la ITU por otros microorganismo, en su mayoría de la familia Enterobacteriaceae, como es la permanencia de sondas utilizadas para drenar la orina, una estancia prolongada en el hospital, pacientes con septicemia, etcétera. La infección bacteriana se adquiere habitualmente por vía ascendente desde la uretra a la vejiga y puede ascender hasta riñón. Ocasionalmente las bacterias que invaden el tracto urinario invaden la corriente sanguínea para producir septicemia, con menos frecuencia, la infección puede ser consecuencia de la diseminación hematógena de un microorganismo al riñón y ser en este órgano donde ocurra la primo infección. Cuando ha habido diseminación hematógena al tracto urinario pueden encontrarse otras especies involucradas, por ejemplo Salmonella typhi, Staphylococcus aureus y Mycobacterium tuberculosis (tuberculosis renal). Bacilos Gram negativos (Características de su envoltura celular) Escherichia coli (agente etiológico mas frecuente) Klebsiella pneumoniae (asociado a infecciones urinarias en pacientes hospitalizados) Proteus mirabilis (produce una orina alcalina, esta asociado a la presencia de piedras en la vejiga) Enterobacter spp. Citrobacter spp. Pseudomonas aeruginosa (generalmente en pacientes inmunocomprometidos) Cocos Gram positivos (Características de su envoltura celular) Staphylococcus saprophyticus (coagulasa negativa, segunda causa de infección de vías urinarias en mujeres con vida sexual activa) Staphylococcus epidermidis (es causa de infección urinaria adquirida en hospital)

Staphylococcus aureus (generalmente se establece por vía sistémica) Estreptococos del grupo D de Lancefield Enterococos - Streptococcus faecalis - Streptococcus faecium

1. Factores de virulencia de cada uno de los enteropatógenos y sus mecanismos de acción 1.1 E. coli

- Adhesina - Pili p - AFAI - AFAIII - Hemolisina - HlyA

1.2 Pseudomonas aeruginosa

- Hemolisina - Colagenasa - Elastasa - Fibrinolisina - Fosfolipasa C - DNAasa - Algunas cepas poseen cápsula

1.3 Klebsiella pneumoniae

- Cápsula

1.4 Proteus mirabilis - Flagelos - Ureasa

2. Epidemiología.

2.1 Transmisión

2.1.1 Ascendente 2.1.2 Hematógena

2.2 Factores predisponentes del huésped

para adquirir la infección 2.2.1 Anatomía de orificios naturales en

la mujer 2.2.2 Edad 2.2.3 Flora normal 2.2.4 Técnicas de aseo 2.2.5 Vida sexual activa y practicas

sexuales


2.2.6 Pacientes hospitalizados 2.2.7 Instalación de sondas de Foley 2.2.8 Pacientes inmunocomprometidos 2.2.9 Diabetes 2.2.10 Mal formaciones congénitas 2.2.11 Embarazo

3. Participación de la respuesta inmune en el

control de las infecciones.

4 Patogenia. 4.1 Infección de vías urinarias bajas

- Cistitis, - Uretritis (en esta entidad clínica hay que hacer diagnóstico etiológico diferencial con Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis [serotipos D-K], Ureaplasma urealyticum) En mujeres, se hace una distinción entre cistitis, uretritis y vaginitis, pero el tracto genitourinario es continuo y los síntomas se superponen a menudo.

4.2 Infección de vías urinarias altas (fiebre, dolor en alguno de los flancos, síntomas generales y de infección de vías urinarias bajas) - Pielonefritis - Pielitis, - Salpingitis.

5. Diagnóstico de laboratorio.

5.1 Toma adecuada de la muestra 5.1.1 Chorro medio 5.1.2 Aspiración suprapúbica 5.1.3 A través de la sonda

5.2 Urocultivo.

Interpretación de urocultivo Criterio de número de colonias que confirman la infección de vías urinarias ≥ 1000 colonias por cultivo, mas sintomatología de vías urinarias ≥ 100, 000 colonias por cultivo En pacientes que se sospeche de infección de vías urinarias y los urocultivos repetidos resulten negativos, debe de sospecharse de micobacterias.

6. Diagnóstico de gabinete.

En infecciones recurrentes es aconsejable una urografía excretora para descartar malformaciones congénitas de tracto urinario o litiasis.

7. Estrategias de tratamiento 7.1 Criterios

Síntomas agudos y aparatosos (inicio empírico de antimicrobianos) Síntomas leves se puede esperar el resultado de urocultivo con pruebas de susceptibilidad antimicrobianos

7.2 Antimicrobianos de elección



8. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DE TRANSMISIÓN SEXUAL

Tradicionalmente las enfermedades de transmisión sexuaL (ETS) se han mantenido como un problema importante de Salud Pública. La sífilis y la gonorrea han ido de la mano con la historia del hombre. El surgimiento del VIH ha favorecido la difusión y promoción de las medidas de control de las ETS con resultados controversiales. Los agentes bacterianos responsables son muy variados incluyendo patógenos como Treponema pallidum, Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, Haemophilus ducreyi, Mycoplasmas y Ureoplasma, y oportunistas como Gardnerella vaginalis y Klebsiella granulomatis. Dependiendo del agente, la enfermedad puede ser local o sistémica u ocasionar infección neonatal. De acuerdo a reportes de los Estados Unidos las tres principales son Chlamydia trachomatis, Treponema pallidum y Neisseria gonorrhoeae con una incidencia anual de 4 millones, 400 mil y 50 mil casos nuevos respectivamente. Las infecciones por clamidia se han considerado una epidemia silenciosa, su elevada incidencia radica en la dificultad para la detección clínica y de laboratorio, puede ocasionar linfogranuloma venéreo, tracoma y como secuelas infertilidad y embarazos ectópicos. La vaginitis bacteriana (antes vaginitis inespecífica) debido al sobre crecimiento de la flora vaginal, representa la forma más frecuente de vaginitis en la mujer, el principal agente involucrado es Gardnerella vaginalis. El tratamiento de las ETS depende del agente involucrado lo que destaca la importancia de un diagnóstico diferencial apropiado

1.-Chlamydia trachomatis.

1.2 Características generales 1.2.1 Morfología y tamaño en función

de la etapa de replicación 1.2.2 Ciclo de replicación 1.2.3 Parásito intracelular obligado. 1.2.4 Serovariedades causantes de

diferentes entidades clínicas. 1.2.5 Características de tinción


1.3.1 Tropismo celular -Cuerpo Elemental, características y participación en la patogenia de la enfermedad

-Cuerpo Reticular, características y participación en la patogenia de la enfermedad

1.3.2 Estrategias para invadir células epiteliales del tracto genital

1.4 Epidemiología.

1.4.1 Distribución geográfica. 1.4.2 Población afectada 1.4.3 Factores predisponentes, distri-

bución, edad.

1.5 Patogenia 1.5.1 Cuadro clínico

Infección asintomática y serotipos asociados Cervicitis, salpingitis, enfermedad inflamatoria pélvica en mujeres Uretritis, epididimitis en hombres Linfogranuloma venéreo

1.5.2 Otras enfermedades asociadas a clamidias: Tracoma, conjuntivitis de inclusión y neumonía en neonato


en el control de la infección.

1.7 Complicaciones

1.7.1 Esterilidad y embarazo ectópico, artritis, perihepatitis, dermatitis en mujeres

1.7.2 Estrechamiento uretral, rectal, abscesos y fístulas peri-rectales, síndrome de Reiter en hombres.

1.7.3 Hepatitis, neumonitis, meningo-encefalitis abscesos supurativos de nódulos linfáticos, elefantiasis genital.


Uretritis gonocócica Otras uretritis no gonocócicas


Cultivo del microorganismo en tejidos (células de McCoy). Tinción de Yodo e inmunofluorescencia En muestras cervicales y raspados uretrales Pruebas inmunológicas Pruebas Moleculares: PCR



1.11 Prevención y control 1.11.1 Terapia preventiva con

antimicrobianos 1.11.2 Control de las personas

infectadas

2. Neisseria gonorrhoeae.

2.1 Antecedentes Históricos.

2.2 Características generales 2.2.1 Morfología, tinción, agrupación,

estructura antigénica variación antigénica

2.2.2 Condiciones de crecimiento, metabolismo, y producción de enzimas (oxidasa, IgA-proteasa y betalactamasas)


2.3.1. Estructuras involucradas en la adherencia e invasibilidad: cápsula, LOS y proteínas de superficie (Opa, Por, Rmp, sideroforos)

2.4 Epidemiología

2.4.1 Gonorrea como problema de salud pública

2.4.2 El hombre como único hospedero natural

2.4.3 Factores de riesgo 2.4.4 Distribución geográfica.

2.5 Patogenia

2.5.1 Infecciones localizadas: En la mujer: endometritis, salpingitis, cervicitis, vulvovaginitis, enfermedad pélvica inflamatoria, gonorrea ano-rectal en la mujer. En el hombre: Uretritis, epididimitis, y gonorrea ano-rectal. Conjuntivitis purulenta en el recién nacido

2.5.2 Infecciones sistémicas:

Meningitis, Endocarditis Artritis séptica Dermatitis

2.5.3 Otras enfermedades

Infección de vías urinarias Faringoamigdalitis



2.7. Diagnóstico diferencial Chlamydia trachomatis

2.8. Diagnóstico de laboratorio

2.8.1 Frotis y tinción de Gram de exudado uretral o de otro tipo

2.8.2 Cultivo

2.9. Estrategias de tratamiento 2.9.1 Antimicrobiano de elección


2.10.1 Control en personas con vida sexual activa (principalmente en sexo-servidores)

2.10.2 Terapia preventiva con antimicrobianos

3. Treponema pallidum.

3.1 Antecedentes Históricos.

3.2 Características del microorganismo 3.2.1 Morfología envoltura celular,

endoflagelo (movilidad), proteínas externas


3.3.1 Capacidad de adherencia a fibronectina soluble y de los tejidos

3.3.2 Movilidad (endoflagelo) y diseminación (enzima metaloproteinasa-1)

3.3.3 Estimulación de la respuesta inflamatoria (proteínas TpN17 y TpN47 estimulan la expresión de moléculas de adhesión ICAM-1, VCAM-1 y selectina-E sobre las células endoteliales de los capilales).

3.4 Epidemiología

3.4.1 La sífilis como un problema de salud pública.

3.4.2 Frecuencia en las últimas décadas.

3.4.3 El hombre como único hospedero natural.

3.4.4 Vía de transmisión. 3.4.5 Factores de riesgo.


3.5 Patogenia

3.5.1 Cuadro clínico Sífilis primaria Sífilis secundaria Sífilis latente Sífilis terciaria Neurosifilis Sífilis congénita Síndromes sifilíticos



3.7 Complicaciones Glomerulonefritis Síndrome nefrótico


3.8.1 Microscoscopía de campo oscuro. 3.8.2 Pruebas serológicas inespecíficas

(no treponemicas): VDRL (Venereal Disease Reserch Laboratory) y prueba rápida de la reagina en plasma (RPR)

3.8.3 Pruebas serológicas específicas (treponemicas): prueba de absorción de anticuerpos fluorescentes treponemicos (FTA-ABS) y prueba de partículas de aglutinación T. pallidum, (TP-PA)



3.10.1 Control en personas con vida sexual activa (principalmente en sexo-servidores):

3.10.2 Terapia preventiva con antimicrobianos.

4. Haemophylus ducreyi


4.1.1 Morfología, tinción, agrupación 4.1.2 Condiciones de crecimiento y

metabolismo 4.2 Factores de virulencia

4.2.1 Proteínas de superficie involucradas en la adherencia a células epiteliales y matriz extracelular

4.2.2 Enzimas y toxinas que intervienen en el daño celular

4.3 Epidemiología

4.3 1 Prevalencia y distribución 4.3.2 Población en riesgo

4.3.3 Factores predisponentes para

adquirir la infección 4.4 Participación de la respuesta inmune


4.5 Patogenia 4.5.1 Chancro blando


4.6.1 Cultivo 4.6.2 Pruebas moleculares 4.6.3 Pruebas serológicas


Sífilis primaria o secundaria Ulcera por herpes



5. Ureaplasma urealyticum Mycoplasma.

5.1 Características de los microorganis-

mos 5.1.1 Morfología, envoltura celular, acti-

vidad enzimática 5.1.2 Medio de cultivo y condiciones de

desarrollo

5.2 Factores de virulencia 5.2.1 Proteínas de superficie 5.2.2 Inducción de citocinas

proinflamatorias a través de macrófagos

5.3 Epidemiología

5.3.1 Incidencia y distribución 5.3.2 Población de riesgo.

5.4 Patogenia

5.4.2. Uretritis no gonocócica 5.4.3. Enfermedad pélvica inflamatoria

5.5 Participación de la respuesta inmune en el control de la infección.

5.6 Complicaciones 5.6.1 Ruptura prematura de membra-

nas 5.6.2 Parto prematuro 5.6.3 Neonatos con bajo peso al nacer 5.6.4 Infertilidad


5.7 Diagnóstico 5.7.1 Cultivo 5.7.2 Pruebas moleculares: PCR


5.9 Estrategias de tratamiento 5.10 Prevención y control

6. Gardnerella vaginalis.


6.1.1 Morfología, tinción, envoltura celular


6.3 Epidemiología

6.3.1 Incidencia y distribución

6.4 Patogenia. 6.4.1 Vaginosis bacteriana 6.4.2 Infección de vías urinarias



6.6 Diagnóstico de laboratorio Examen en fresco-células clave, Prueba de KOH Cultivo


6.7.1 Vaginosis; candidiasis tricomoniasis.

6.7.2 Vaginitis atrófica

6.8 Estrategias de tratamiento 6.9 Prevención y control


9. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES EN EL SISTEMA NERVIOSO CENTRAL (SNC) I

La meningitis bacteriana sigue siendo una enfermedad grave con un alto porcentaje de mortalidad y de secuelas neurológicas que imposibilitan al paciente en su desarrollo social y económico de por vida. Los agentes bacterianos responsables son variados con predominio de algunos en particular según la edad del paciente, por ejemplo, en neonatos las bacterias gram negativas como Salmonella spp., Klebsiella spp., y E. coli K1 son los patógenos mas frecuentemente involucrados, en niños mayores la meningitis bacteriana se presenta mas frecuentemente asociada a Haemophilus influenzae tipo b, Streptococcus pneumoniae, Neisseriae meningitidis y Mycobacterium tuberculosis. Sin embargo la instalación de otros microorganismos considerados oportunistas como causa de meningitis bacteriana son de difícil diagnóstico, por no ser considerados en el laboratorio como responsables en esta patología clínica, además el alto consumo en tiempo para la identificación microbiana y el incremento de multirresistencia de las cepas de origen intrahospitalario involucradas en el desarrollo de meningitis en pacientes susceptibles puede agravar el problema. Haemophilus influenzae serotipo b Neisseria meningitidis Streptococcus pneumoniae

1. Haemophilus influenzae serotipo b

1.2 Características del microorganismo 1.2.1 Morfología, tinción de Gram,

agrupación, satelitismo 1.2.2 Características de envoltura celu-

lar, cápsula Serotipos (antígenos capsulares A-F)

1.2.3 Cultivo: factores de crecimeinto y condiciones de incubación


1.3.1 Adhesinas fimbriales y no fimbriales.

1.3.2 Proteasa de IgA, cápsula, varia-ción de fase en el gen hifAB que codifica para la fimbria

1.3.3 Endotoxina “LPS”, inducción de altos niveles de secreción de citocinas (IL-6 y IL-8)

1.4 Epidemiología:

1.4.1 Mortalidad y morbilidad 1.4.2 Incidencia 1.4.3 Población en riesgo 1.4.5 Portador asintomático 1.4.6 Mecanismo de transmisión

1.5 Patogenia

1.5.1 Meningoencefalitis Signos meníngeos positivos: Kerning y Brudzinsky)

1.5.2 Otras infecciones asociadas al

microorganismo Sepsis, epiglotitis Haemophilus influenzae no capsulado: Sinusitis, otitis media y neumonía.

1.6 Participación de la inmunidad en el

control de la infección

1.7 Complicaciones 1.7.1 Edema cerebral 1.7.2 Alteraciones en la excitabilidad

neuronal 1.7.3 Secuelas neurológicas graves:

hidrocefalia, sordera y retraso mental

1.7.4 Púrpura trombocitopenica

1.8 Diagnóstico diferencial Neisseria meningitidis Streptococcus pneumoniae

1.9 Diagnóstico de laboratorio 1.9.1 Frotis y Tinción de Gram 1.9.2 Cultivo de LCR 1.9.3 Análisis citoquímico del LCR 1.9.4 Pruebas serológicas 1.9.5 Pruebas moleculares: PCR




1.11.1 Vacuna

2. Neisseria meningitidis


2.2 Factores de Virulencia 2.1.1 Tipo IV, proteína Opa, porinas

LPS, peptidoglicano, Inducción de mediadores inflamatorios por las leptomeninges

2.1.2 Polisacárido capsular, IgA proteasa, variación de fase el gen siaD que codifica para la cápsula, variación antigénica de Pili.

2.3 Epidemiología

2.3.1 Mortalidad y morbilidad 2.3.2 Incidencia 2.3.3 Población en riesgo 2.3.4 Portador asintomático 2.3.5 Mecanismo de transmisión

2.4 Patogenía

2.4.1 Meningoencefalitis



Haemophilus influenzae serotipo b y Streptococcus pneumoniae


2.7.1 Frotis y Tinción de Gram 2.7.2 Cultivo de LCR 2.7.3 Análisis citoquímico del LCR 2.7.4 Pruebas serológicas 2.7.5 Pruebas moleculares: PCR

2.8 Estrategias de Tratamiento 2.9 Prevención y Control

3. Otros microorganismos que producen infección del sistema nervioso central

3.1 Streptococcus pneumoniae 3.2 Mycobacterium tuberculosis

Mencionar las diferencias sobresalientes (con los otros agentes etiológicos) que orienten al diagnóstico clínico por este microorganismo


9. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES EN EL SISTEMA NERVIOSO CENTRAL (SNC) II

Anaerobios esporulados 1. Clostridium tetani

1. Características del microorganismo

1.1 Morfología, tinción de Gram, características de pared, formación de esporas, movilidad.

1.2 Condiciones de cultivo.

1.2 Factores de virulencia. 1.2.1 Tetanolisina. 1.2.2 Tetanospasmina (neurotoxina)

1.3 Epidemiología 1.3.1 Distribución 1.3.2 Población de riesgo 1.3.3 Morbilidad y mortalidad 1.3.4 Mecanismos de infección (vías de

penetración en el organismo) 1.4. Patogenia

1.4.1 Tétanos generalizado 1.4.2 Tétanos localizado 1.4.3 Tétanos cefálico 1.4.4 Tétanos neonatal



1.6 Complicaciones Paro respiratorio Falla cardiaca


Rabia Hipocalcemia Intoxicación con venenos

1.8 Diagnóstico de laboratorio. 1.8.1 Aislamiento y cultivo

1.9 Estrategia de tratamiento.

1.9.1 Tratamiento antimicrobiano. 1.9.2 Inmunización pasiva con suero

antitetánico. 1.9.3 Tratamiento quirúrgico.

1.10 Prevención y control.

1.10.1 Vacunación con Toxoide tetánico.

2. Clostridium botulinum

2.1 Características del microorganismo 2.1.1 Morfología, tinción de Gram,

características de pared, formación de esporas, movilidad.

2.1.2 Condiciones de cultivo

2.2 Factores de virulencia: 2.2.2 Neurotoxinas (tipos A-G), meca-

nismo de acción y propiedades fenotípicas

2.3. Epidemiología:

2.3.1 Morbilidad y mortalidad 2.3.2 Mecanismos de infección o de

transmisión 2.3.3 Diseminación 2.3.4 Población en riesgo.

2.4 Patogenia

2.4.1.1 Botulismo clásico. 2.4.1.2 Botulismo del lactante. 2.4.1.3 Botulismo de las heridas. 2.4.1.4 Botulismo por inhalación.



2.6 Complicaciones: 2.6.1 Parálisis respiratoria.

2.7 Diagnóstico clínico y diferencial.

2.7.1 Criterios clínicos que permiten diagnosticar botulismo.

2.8 Diagnóstico de laboratorio y de

gabinete. 2.8.1 Cultivo de las heces y el alimento

contaminado. 2.8.2 Detección de la toxina en suero. 2.8.3 Demostración de actividad de la

toxina (bioensayo en ratón). 2.9 Diagnóstico diferencial con Miastenia

Gravis, Síndrome de Guillain-Barré y Poliomielitis

2.10 Estrategias de tratamiento.

2.10.1 Tratamiento de soporte.

2.10.2 Eliminación del microorganismo

(Antimicrobianos) 2.10.3 Inmunización pasiva con

antitoxina botulínica trivalente (contra las toxinas A, B y E)

2.11 Prevención y control.



10. AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES TRANSMITIDAS POR VECTORES

La fiebre recurrente se manifiesta como una enfermedad septicémica febril, de inicio repentino tras un período de incubación que oscila de 3 a 5 días para continuar posteriormente con un período febril de varios días o semanas, pudiendo repetirse las recibidas en pacientes que no reciben tratamiento. Estas recaídas son consecuencia de las variaciones antigénicas que se presentan en el agente causal, que es Borrelia recurrentis. La que presenta la morfología típica de las espiroquetas, teniendo afinidad por colorantes ácidos y se puede poner en evidencia por medio de tinciones argénicas. Son microaerofílicas y requieren ácidos grasos para su crecimiento. Todas las Borrelias son transmitidas por artrópodos y algunas son patógenas para el hombre, roedores, aves y animales domésticos. Las dos especies de mayor importancia para el hombre son, B. recurrentis y Borrelia burgdorferi. 1. Borrelia recurrentes


1.1.1 Estructura 1.1.2 Complicaciones con su cultivo


1.2.1 Variación antigénica 1.2.2 Liberación de endotoxina

1.3 Epidemiología 1.3.1 El único huésped es el ser

humano 1.3.2 Vectores: piojo (Pediculus

humanus) y garrapata (Ornithodoros)

1.4 Patogenia 1.4.1 Cuadro clínico. Recurrente

epidémica y endémica


1.6 Complicaciones

Insuficiencia cardiaca, necrosis hepática o hemorragia alteraciones cerebral

1.7 Diagnostico diferencial

Tifo Fiebre tifoidea Salmonelosis Paludismo Dengue Leptospirosis Fiebres hemorrágicas virales Tuberculosis

1.8 Diagnóstico de laboratorio.

1.8.1 Frotis y visualización en campo oscuro o tinción de Giemsa o Wright de sangre en episodio febril.

1.8.2 Cultivo, con medios específicos. 1.8.3 Pruebas serologías: 1.8.4 Pruebas moleculares (PCR)

1.9 Estrategia de tratamiento.

2.0 Prevención y control. 2.0.1 Control de vectores.

2.1 Otras especies importantes: Borrelia

burgdorferi:

MICROORGANISMOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR. Enfermedades agudas Streptococcus pneumoniae, H. influenzae Mycoplasma pneumoniae

Bronquitis aguda (secundaria a infección viral)

S. pneumoniae, H. influenzae, Chlamydia trachomatis (neonatos)

Neumonía

Bordetella pertussis Tos ferina M. pneumoniae, Chlamydia pneumoniae, Chlamydia psittaci

Neumonías atípicas

Enfermedades crónicas

Mycobacterium tuberculosis Tuberculosis S. aureus Empiema y derrame pleural Bacteroides spp. Fusobacterium spp. Abscesos pulmonares S. aureus, H. influenzae, Pseudomonas aeruginosa Infecciones en fibrosis quistica

S. pneumoniae, H. influenzae Bronquitis crónica

BACTERIAS CAUSALES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR. Agente causal Enfermedad

Streptococcus pyogenes, Corynebacterium diphtheriae, Haemophilus influenzae, Borrelia vincenti.

Faringitis y amigdalitis

Streptococcus pneumoniae, H. influenzae, S. pyogenes, Staphylococcus aureus

Otitis media aguda Sinusitis aguda

H. influenzae Epiglotitis

S. aureus, Proteus spp. Pseudomonas aeruginosa Otitis externa

Corynebacterium diphtheriae Difteria

OTROS AGENTES PRODUCTORES DE ENFERMEDAD PULMONAR Nocardia, Rhodococcus Nocardia asteroides (inmunodeprimidos, SIDA o pacientes que han recibido transplantes de órganos)

Enfermedad pulmonar Enfermedad sistêmica



BACTERIAS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DE TEJIDOS SUPERFICIALES Y PROFUNDOS Bacteria Estructura implicada Infección Streptococcus pyogenes Staphylococcus aureus

Epidermis Impétigo Síndrome de la piel –escaldada

Staphylococcus aureus Epidermis Síndrome de la piel escaldada

S. pyogenes Dermis Erisipela S. aureus Folículos

Pilosos Foliculitis, forúnculos ántrax

S. pyogenes, S. aureus, Clostridium perfringens

Grasa subcutánea Celulitis

infecciones mixtas con anaerobios y microaerófilos

Fascia Fascitis necrotizante

Clostridium perfringes Músculo Mionecrosis Gangrena

Propionibacterium acnes Conductos pilosebáceos Acné

Mycobacterium lepra Piel, tejido subcutaneo, cartílago, huesos, nervios

Lepra tuberculoide, Lepra indeterminada Lepra lepromatosa

OTRAS BACTERIAS PRODUCTORAS DE INFECCIONES EN PIEL Y TEJIDO SUBCUTANEO Nocardia brasiliensis Nocardia otitidiscaviarum

Micetoma, infección linfocutanea, abscesos superficiales, celulitis. Diseminación hematógena frecuente en pacientes inmunocomprometidos.

Actinomadura, Nocardiopsis, Streptomyces y Nocardia

Micetoma

BACTERIAS CAUSANTES DE ENFERMEDADES SISTEMICAS Agente etiológico Padecimiento Brucella melitensis Brucella abortus Brucella suis

Brucelosis

Salmonella typhi Fiebre tifoidea

Leptospira interrogans Leptospirosis

BACTERIAS CAUSANTE DE ENFERMEDADES DEL TRACTO URINARIO Cocos Gram positivos Staphylococcus saprophyticus

Staphylococcus epidermidis Staphylococcus aureus Streptococcus faecalis Streptococcus faecium

Bacilos Gram negativos Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Proteus mirabilis Enterobacter spp. Citrobacter spp. Pseudomonas aeruginosa Salmonella typhi

Bacilos ácido alcohol resistentes Mycobacterium tuberculosis


BACTERIAS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DEL TRACTO GASTROINTESTINAL Bacteria Órgano blanco Enfermedad

Helicobacter pylori Estómago y duodeno Gastritis atrófica tipo B Ulcera péptica

Escherichia coli enterotoxigenica Escherichia coli enteroagregativa Escherichia coli enteropatogena Vibrio cholerae

Intestino delgado Diarrea acuosa

Escherichia coli enteroinvasiva Escherichia coli enterohemorragica Campylobacter spp. Shigella spp. Shigella dysenteriae Salmonella enteritidis

Intestino grueso Diarrea disenteriforme

Clostridium difficile Shigella dysenteriae

Intestino grueso Colitis pseudomembranosa

Staphylococcus aureus Clostridium botulinum Clostridium perfringens Bacillus cereus

La toxina es absorbida a través del tracto gastrointestinal

Intoxicación adquirida a través de los alimentos


AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DE TRANSMISIÓN SEXUAL Microorganismo Enfermedad infecciosa Neisseria gonorrhoeae

Endometritis, salpingitis, cervicitis, vulvovaginitis, enfermedad pélvica inflamatoria, gonorrea ano-rectal, uetritis, epididimitis. Conjuntivitis purulenta en el recién nacido

Chlamydia trachomatis

Infección asintomática, cervicitis, salpingitis, enfermedad pélvica inflamatoria, uretritis, epididimitis, Linfogranuloma venéreo. Tracoma, conjuntivitis de inclusión y neumonía en neonato

Ureaplasma urealyticum

Uretritis no gonocócica, cervicitis, enfermedad pélvica inflamatoria

Gardnerella vaginalis

Vaginosis bacteriana

Treponema pallidum

Sífilis primaria, sífilis secundaria, sífilis latente, sífilis terciaria, neurosífilis, sífilis congénita.

Haemophilus ducreyi

Chancro blando, uretritis no gonocócica

AGENTES BACTERIANOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES DE TRANSMISIÓN SEXUAL Microorganismos Síndromes de úlcera genital Treponema pallidum Haemophilus ducreyi Chlamydia trachomatis Calymmatobacterium granulomatis

Sífilis (chancro duro) Chancroide (chancro blando) Linfogranuloma venéreo. Granuloma inguinal

MICROORGANISMOS ASOCIADOS A MENINGITIS BACTERIANA POR GRUPO DE EDAD

Grupo de edad Principales patógenos bacterianos

Recién nacido

(0 a 4 semanas)

Bacterias gramnegativas Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis Enterobacter sp. Pseudomonas sp. Salmonella sp. Acinetobacter sp. Citrobacter sp. Bacterias grampositivas Streptococcus agalactiae Streptococcus pneumoniae Staphylococcus aureus Staphylococcus coagulasa-negativa

Haemophilus influenzae tipo b Neisseria meningitidis Listeria monocytogenes Enterococos

De 4 a 12 semanas de edad

Haemophilus influenzae tipo B Streptococcus pneumoniae Neisseria meningitidis Mycobacterium tuberculosis Todos los referidos en el grupo anterior

De más de 3 a36 meses

Haemophilus influenzae tipo B Streptococcus pneumoniae Neisseria meningitidis Mycobacterium tuberculosis

De más de 3 años Haemophilus influenzae tipo B Mycobacterium tuberculosis Streptococcus pneumoniae Neisseria meningitidis

Microorganismos causantes de meningitis crónicas

Mycobacterium tuberculosis, Treponema pallidum, Borrelia burgdorferi

ANAEROBIOS ESPORULADOS CAUSANTES DE ALTERACIONES DEL SISTEMA NERVIOSO Bacterias esporuladas

Padecimiento

Clostridium tetani

Tétanos

Clostridium botulinum

Botulismo



BACTERIAS CAUSANTES DE ENFERMEDADES TRANSMITIDAS POR VECTORES Microorganismos Vector Enfermedad Borrelia burgdorferi Borrrelia garinii Borrelia afzelli Borrelia recurrentis Borrelia hispanica Borrelia mazzotti Borrelia turicatae

Ixodes spp Pediculus humanus Ornithodorus maraccanus Ornitodorus talaje Ornitodorus turicata

Enfermedad de Lyme Fiebre recurrente epidémica

PRÁCTICAS


INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE BACTERIOLOGÍA CLÍNICA

Objetivos del laboratorio de Bacteriología en el la carrera de Medicina. Al finalizar las Prácticas, el alumno sabrá cuales son los procedimientos que sigue el laboratorio de bacteriología y el tiempo que se consume, para llegar a la identificación completa del microorganismo. Comprenderá la importancia de acompañar su solicitud de cultivo bacteriológico, con un diagnostico clínico presuntivo. Conocerá la importancia que tiene la correcta toma de una muestra clínica, para el éxito en la identificación del microorganismo asociado a la enfermedad infecciosa Valorará el riesgo de establecer una terapia antimicrobiana ineficaz en contra de bacterias altamente resistentes.

Desarrollo de las Prácticas de Bacteriología Se sugiere la participación de los profesores titulares durante la ejecución de la práctica en el laboratorio.


BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE BACTERIOLOGÍA. Práctica Núm. 1

I.- Introducción: Es aconsejable que toda persona que labore en un laboratorio de Bacteriología o en cualquier otra área de la Microbiología, no tenga riesgos innecesarios ya que el descuido, la negligencia y las prácticas poco seguras pueden causar daños serios, no solo en los individuos, sino también en los colaboradores o en los pacientes. Es decir, “cada profesional de la salud es responsable por su seguridad y la de sus compañeros” (O.P.S). La bioseguridad se entiende como el conjunto de políticas destinadas a mantener la vigilancia, para proteger el medio ambiente, la salud y la seguridad de los profesionales de la salud que realizan actividades frente a riesgos ocupacionales procedentes de agentes biológicos, físicos o químicos. Su objetivo es implementar una serie de acciones que garantizan una mejor calidad de vida. Por lo cual, se han implementado una serie de normas, tendientes a disminuir el riesgo de transmisión de microorganismos a partir de fuentes reconocidas o no reconocidas de infección en Servicios de Salud, relacionadas a accidentes por exposición a sustancias, sangre y fluidos corporales potencialmente peligrosos. Las siguientes consideraciones generales pueden hacer menos riesgosas las actividades a realizar en el laboratorio: Sugerencias generales e información.

1. Cada persona que labore en el laboratorio, debe ser informado acerca de la ubicación y la operación de cada uno de los equipos de seguridad y las instalaciones, tales como extinguidotes, duchas y lavaojos, los cuales deben ser fácilmente accesibles en el laboratorio.

2. Los equipos de protección personal, que incluyen entre otros; guantes y bata, debe ser utilizados cuando sea indicado. La bata debe ser usada cerrada (abotonada) en todo momento y es necesario quitársela al abandonar el laboratorio.

3. Los hábitos y el arreglo personal debe de tomarse en cuenta. El cabello largo debe atarse, de modo que no interfiera con el trabajo. Se debe evitar la aplicación de cosméticos dentro del área de trabajo. Las

sandalias y zapatos abiertos están contraindicados ya que no protegen al pie. En lo posible, no llevarse los dedos y los lápices a la boca.

4. Es aconsejable no llevar lentes de contacto puestos en el laboratorio ya que absorben solventes. Es recomendable usar lentes de seguridad cuando se trabaja con material cáustico o infeccioso.

5. Esta prohibido comer o almacenar alimentos y bebidas en el laboratorio o en el refrigerador del laboratorio. Por tal motivo se debe designar un refrigerador específico para almacenar alimentos del empleado.

6. Esta absolutamente prohibido pipetear con la boca cualquier material. Por lo que se aconseja emplear accesorios para pipetas.

7. Cada sesión de laboratorio deberá iniciarse con una explicación y tiempo de instrucciones.

8. No inicie a trabajar hasta que haya recibido las instrucciones.

9. Pregunte cuando no entienda el método o la finalidad de algún experimento.

10. La buena técnica de laboratorio depende primordialmente de que se conozca lo que se va a hacer.

11. Anote cuidadosamente todas las observaciones en el momento de hacerlas.

Normas a seguir en el laboratorio.

1. Limpie la superficie de su mesa con una solución germicida, al principio y al final de cada sesión de laboratorio.

2. Mantenga la mesa libre de todo lo que no sea esencial y al final de la sesión déjela limpia y libre de material y equipo.

3. Ponga todo el material sólido en las .canastilla para este fin y el material de vidrio en las gradillas.

4. Debido a que algunos de los microorganismos con que se va a trabajar son patógenos en potencia, es necesario desarrollar técnicas de asepsia al manejarlos y transferirlos.

5. Evite contacto de la boca con las manos, comer o humedecer las etiquetas con la lengua.


6. Informe inmediatamente al instructor de

cualquier accidente tal como cortaduras, quemaduras o derrame de cultivos.

7. Tome todas las precauciones posibles para evitar estos accidentes.

Precauciones sistemáticas de seguridad.

Agujas y material de vidrio. 1. Desechar todo material de vidrio que esté

quebrado o rajado, y colocarlo en recipientes adecuados.

2. Recoger los vidrios rotos con escobillón y pala; no hacerlo con la mano.

3. Los artículos de vidrio no deben ser arrojados a la pileta ni arrojarlos sueltos a un cesto de desperdicios en el que se arrojan artículos de papel.

4. Las agujas y lancetas usadas deben colocarse en recipientes adecuados para agujas usadas, que se elimina de manera adecuada.

5. Evitar, siempre que sea posible, quitar o intercambiar las agujas de las jeringas. La práctica de cambiar las agujas antes de descartar la sangre extraída de la vena dentro de la botella de cultivo ha sido abandonada por la mayoría de los hospitales.

Manejo de muestras y derrames.

1. Las muestras se deben de recolectar en

recipientes sólidos, con cierres adecuados para evitar derrames y pérdidas. Todas las muestras deben ser consideradas potencialmente peligrosas.

2. Las cortaduras en las manos deberán ser adecuadamente protegidas con tela adhesiva. Si la actividad laborar implica en manejo de sangre, suero, plasma u otras muestras, se debe de usar guantes desechables.

3. Si una muestra presenta evidencia de rotura, derrame o suciedad dentro del recipiente, ponerse guantes.

4. Las muestras contaminadas con sangre deben ser rechazadas. Manipularlas solo con guantes. Notificar este hecho como peligroso para la salud.

5. Lavarse las manos minuciosamente con agua y jabón varias veces al día, en particular después de manipular las muestras y antes de retirarse.

6. Inunde con solución desinfectante cualquier área donde haya ocurrido un derrame de

sangre o suero. Utilizando guantes, toallas de papel o gasa para absorber e líquido, y luego realice un lavado minucioso con agua. Guarde en una bolsa todo el material empleado contaminado, para eliminarlo como material infeccioso.

Manipulación de desperdicios. 1. Reserve algunas de las piletas del

laboratorio para eliminar muestras de sangre y orina. No permitir el lavado de manos en estas piletas.

2. Eliminar en recipientes adecuados y rotulados; tubos con sangre, pipetas, puntas, agujas.

3. El material de vidrio o cortante debe ser eliminado en recipientes adecuados de paredes sólidas.

4. Llevar estos recipientes al área de desecho con la frecuencia necesaria para evitar su acumulo.

5. Sumerja el material de vidrio contaminado en solución desinfectante. Enjuague minuciosamente con agua y esterilizarlo antes de usarlo otra vez.

NOTA: Recuerde que las medidas de seguridad están dirigidas al manejo adecuado de productos Corrosivo, Reactivos. Explosivos, Tóxico, Inflamables, Biológicos-infecciosos (CRETIB) y Radioactivos con el fin de evitar riesgos.


EL MICROSCOPIO. Práctica Núm. 2

I.- Objetivos.

• Recordar las partes fundamentales del microscopio compuesto y las funciones que desempeñan.

• Efectuar observaciones con diferentes tipos de bacterias empleando el microscopio compuesto.

• Recordar los cuidados fundamentales que se debe tener en el manejo del microcopio compuesto.

II.- Introducción. El microscopio es un instrumento de gran utilidad en el estudio de la Microbiología. El microscopio puede ser simple, cuando su sistema se basa en una lente biconvexa, en tanto que el microcopio compuesto utiliza dos sistemas de lentes que se encuentran separados, consiguiendo con ello un mayor aumento. Entre estos el más usado es el microscopio de luz, el cual emplea fotones de luz visible para formar imágenes. Sin embargo, el tipo de luz empleada y como se manipula la luz puede variar. Los tipos de microscopios de luz más comunes son; el de campo brillante, campo oscuro, contraste de fase y microcopio de fluorescencia. El microscopio de luz brillante, se encuentra constituido por tres sistemas: 1.- Sistema óptico. 2.- Sistema mecánico. 3.- Sistema de iluminación. III.- Cuidados que hay que tener con el microscopio.

1. El microscopio debe guardarse protegido de la humedad y el polvo.

2. Al trasladarlo, debe sujetarse de su brazo y del soporte o base.

3. Antes de usarlo, debe cerciorarse de que las lentes accesibles (objetivos, oculares y condensador) estén limpias, de no ser así, hay que limpiarlas con papel seda especial para evitar su deterioro.

4. No tocar nunca las lentes.

5. No dejar el portaobjeto puesto, cuando no

se está usando el microscopio. 6. Al terminar la observación con el objetivo

de inmersión debe retirarse el aceite utilizando papel seda o un lienzo suave, limpio y seco, porque de no hacerlo se reseca, dificultando su limpieza y causando deterioro del lente.

7. Si los objetivos de poco aumento se

manchan con aceite, limpiarlos inmediatamente con papel seda.

8. Si el aceite se ha secado o endurecido en las lentes, se puede limpiar con papel humedecido con xilol. Precauciones; un exceso de xilol puede disolver el cemento que une las lentes.

9. Las lentes de los objetivos, el condensador y los oculares han sido cuidadosamente ajustados en la fábrica de origen, por lo tanto, no deben ser desarmados por el observador. Recuerde que el poder de resolución del microscopio, depende de que todas las lentes estén centradas y a la distancia correcta unas de otras.

10. Los objetivos, el condensador y los oculares, pueden limpiarse con agua destilada; la lente de inmersión y la parte superior del condensador con xilol, pero con poca cantidad, humedeciendo ligeramente un lienzo y pasándolo suavemente por la superficie del lente. NO se debe de usar este solvente en exceso, porque las lentes vienen montadas con bálsamo de Canadá, el cual puede disolverse.

11. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarla con un paño. Si se mancha con aceite, limpiarla con un paño humedecido con xilol.

12. La superficie del microscopio se puede limpiar con un lienzo humedecido con agua. La cremallera del tornillo macrométrico debe limpiarse ocasionalmente con una pequeña cantidad de aceite o grasa delgada. El tornillo micrométrico no necesita aceite.


13. No inclinar el microscopio cuando se está

trabajando con aceite de inmersión. Este puede caer al sistema mecánico de la platina de donde es difícil limpiarlo, o puede gotear al condensador y allí solidificarse.

14. Cuando no se usa el microcopio, guardarlo cubierto y en su caja.

Para evitar rotura del microscopio:

1. No forzarlo nunca. 2. Las lentes objetivo no deben tocar nunca

los portaobjetos. 3. No bajar el tubo del microscopio con el

tornillo de enfoque macrométrico mientras se está mirando por el ocular.

4. No intercambiar los objetivos o los oculares de microscopios distintos, y bajo ninguna circunstancia, se deben separar las lentes frontales de los objetivos.

IV.- Material.

1. Microscopios compuestos. 2. Preparaciones fijas de bacterias, protozoos,

hongos y artrópodos de importancia médica. 3. Preparaciones en fresco (cultivo de paja). 4. Portaobjetos. 5. Cubreobjetos. 6. Aceite de inmersión. 7. Papel seda. 8. Diapositivas.


INTRODUCCIÓN A LA BACTERIOLOGÍA. Práctica Núm. 3

En esta práctica, el titular de curso junto con el profesor de laboratorio, explicaran la importancia que tiene el laboratorio de bacteriología clínica en hacer un diagnostico etiológico correcto y en el establecimiento de la terapia antimicrobiana específica. I.- Explicar la importancia de solicitar el cultivo de una muestra clínica, de acuerdo con el diagnóstico clínico presuntivo de una enfermedad infecciosa. Este punto esta en relación con: ¿Cuál es el diagnóstico clínico presuntivo? ¿Qué tipo de análisis bacteriológico se debe solicitar? ¿Cuánto tiempo consumirá el laboratorio para dar el resultado? ¿Se deberá instalar tratamiento empírico de acuerdo a la frecuencia de los microorganismos asociados con la enfermedad infecciosa? El profesor del curso estará en completa libertad de cubrir este tema con base a su experiencia clínica, tomando en cuenta el diagnostico presuntivo, el probable microorganismo involucrado y la rapidez con que se requiera la instalación del tratamiento. Se sugiere a los profesores del curso, que se respalden en ejemplos clásicos y frecuentes en la práctica médica.

a) Paciente masculino de 15 años de edad, que llega a consulta por presentar dolor de cabeza, dolor en garganta, con dificultad a la deglución, mialgias, escalofríos, con dos días de evolución. A la exploración presenta una temperatura corporal de 39 °C, amígdalas inflamadas, ganglios linfáticos inflamados en región paracervical. La madre refiere que este cuadro clínico se presenta dos veces por año. ¿Se sospecha de una faringoamigdalitis estreptocócica? ¿Se solicita un exudado faríngeo? ¿Que espero que me reporte el laboratorio de bacteriología?

b) En un cuadro de diarrea con moco y sangre. ¿Solicito un coprocultivo?

c) Recibo a un paciente con antecedentes de tos crónica, expectoración con sangre y antecedentes de perdida de peso y sudoración nocturna. ¿Cual es mi

diagnóstico presuntivo? ¿Que tipo de cultivo solicito? ¿Cuánto tiempo transcurrirá para tener resultados del cultivo? ¿Solicito una baciloscopia? ¿En que se basa esta ultima prueba? ¿Cuál es la diferencia con el cultivo?

d) Tengo un paciente hospitalizado con infección urinaria recurrente que desarrolló en su internamiento. ¿Solicito un urocultivo? ¿Cuál es la técnica ideal de toma de muestra?, ¿Solicito antibiograma? ¿Inicio terapia antimicrobiana empírica?

II.- Instruir a los alumnos de la manera correcta de tomar la muestra clínica para su análisis en el laboratorio de bacteriología, teniendo cuidado de recolectar la muestra en condiciones adecuadas o de asepsia cuando se requiera, para evitar falsos positivos por contaminación. Además de seleccionar el tiempo adecuado durante el día para la toma de la muestra. Con respecto a este punto, es importante informar al alumno sobre las indicaciones específicas y precauciones necesarias que se requieren en la recolección de las muestras clínicas. Cuando interviene el médico o el paciente (cuando sea el caso) en la recolección de la muestra clínica a cultivar, el objetivo es proporcionar al laboratorio de bacteriología una muestra clínica adecuada y evitar retraso en el resultado. Ejemplos Diferencias en la recolección de muestra de orina (chorro medio, punción suprapúbica, o recolección a partir de sonda) en el paciente (femenino o masculino) con diferentes edades (niño, adulto, anciano) y bajo diferentes situaciones (paciente inconciente, hospitalizado, ambulatorio etcétera). Recolección de secreción purulenta en un paciente con fascitis necrozante, artritis séptica, herida quirúrgica infectada, ulcera de pie diabético, otitis media supurativa, empiema, o secreción de uretra, etcétera (cada condición patológica requiere de una técnica específica para la obtención de la muestra). De igual manera, hacer notar la importancia de tomar una o varias muestras cuando sea el caso en un absceso único o varios diseminados por toda la superficie corporal.


Recolección de esputo de un paciente con tuberculosis, importancia del número de muestras a examinar para evitar falsos negativos, recolección de lavado bronquial o de esputo de un paciente con neumonía. Recolección de materia fecal de un, neonato, lactante adulto o viejo. Recolección de muestra clínica para cultivo de nasofaringe o faringe. III.- Explicar las diferentes técnicas de cultivo y aislamiento en la siembra de muestras clínicas, en medios de cultivo sólidos y líquidos. El profesor Señalará la importancia de obtener cultivos puros o colonias perfectamente aisladas que permitan la identificación del microorganismo asociado a una enfermedad infecciosa bacteriana.

a) Condiciones de transporte de la muestra al laboratorio

b) Considerar el tiempo máximo permitido que tolera una muestra clínica, antes de su procesamiento en el laboratorio.

c) Explicar los tipos de inoculación en los medios de cultivo; sembrado con el asa bacteriológica (perfectamente estéril) por estría, dividiendo la placa de agar en cuatro cuadrantes, con la finalidad de obtener colonias aisladas en el último cuadrante. Sembrado masivo con el asa bacteriológica, a través de toda la superficie del agar (explicar en que tipo de muestra se utiliza esta técnica). Sembrado por picadura, en medios de cultivo sólidos, semisólidos o líquidos.

d) Explicar la importancia de manejar la muestra clínica en condiciones de esterilidad: desde su recolección, almacenamiento y procesamiento. Respetar el radio de trabajo que da la zona de esterilidad del mechero.

e) Mencionar en que muestras clínicas específicas se requiere hacer diluciones para obtener un cultivo cuantitativo, o que muestras clínicas requieren un procedimiento de descontaminación antes de ser sembradas.

IV.- Informar al alumno de los tipos de medios de cultivo que se utilizan en el crecimiento y aislamiento de los diferentes microorganismos involucrados con las enfermedades infecciosas. Señalar las diferencias y especificaciones de cada uno de los medios de cultivo utilizados en la recuperación, crecimiento y aislamiento de los diferentes microorganismos

a) Medios de transporte b) Medios primarios, c) Medios enriquecidos, d) Medios selectivos, e) Medios diferenciales.

En el laboratorio de bacteriología, el éxito de la identificación del microorganismo y el reporte del resultado depende principalmente de la toma correcta de la muestra clínica y de su transporte al laboratorio. El objetivo es garantizar la viabilidad de la bacteria responsable de la enfermedad infecciosa y de su recuperación en el laboratorio, para una correcta identificación. La forma más eficaz de garantizar la supervivencia del agente infeccioso en la muestra clínica recolectada, es utilizar un medio de transporte adecuado, donde será depositado el material clínico de estudio para llevarse lo antes posible al laboratorio de bacteriología para su cultivo. En casos de muestras de heridas y abscesos, es importante transportarlas en medios para microorganismos anaerobios y microaerófilos, que aseguren el aislamiento de este tipo de bacterias. V.- Mencionar las condiciones específicas de incubación y el tiempo que necesitan los diferentes microorganismos para su crecimiento. Los profesores del curso darán ejemplos de bacterias anaerobias, aerobias y microaerofilicas, así como microorganismos de crecimiento lento y rápido. Los medios de cultivo pueden ser: incubados en atmósfera de aerobiosis, anaerobiosis o con concentraciones específicas de CO2 (microaerofilia), dependiendo del microorganismo que se sospeche. VI.- Informar de otras técnicas de laboratorio, que apoyen en la identificación correcta del microorganismo.

a) Examen en fresco (mencionar en que casos es útil y cuál es su diferencia con un frotis).

b) Frotis y tinción de Gram, tinción con azul de metileno (LOEFFLER), tinción de ZIEHL- NEELSEN, tinción con lugol (especificar su utilización y el fundamento de cada una de ellas).

c) Microscopia óptica, campo oscuro, fluorescencia, etcétera.

d) Pruebas bioquímicas e) Pruebas de susceptibilidad a

antimicrobianos: dilución en agar, pruebas de difusión en disco.


f) Pruebas serológicas o inmunológicas g) Pruebas de biología molecular

VII.- Criterios de interpretación de resultados: Hacer énfasis en las distintas formas que utiliza el laboratorio para hacer su reporte, por ejemplo; estreptococo beta hemolítico grupo A, EGA ó Streptococcus pyogenes. Streptococcus pneumoniae ó neumococo,etcétera. Observar que en algunos casos los criterios de interpretación de un cultivo son variables, dependiendo de diferentes factores. Urocultivo (en relación a la técnica de recolección de orina o la sintomatología del paciente) Crecimiento 1-100 UFC 10 000 colonias 100 000 colonias Explicar cual es el criterio de susceptibilidad, susceptibilidad intermedia y resistencia antimicrobiana de un microorganismo Criterios para descartar contaminación ó establecer infección polimicrobiana. VIII.- Material

1. Se proporcionará material demostrativo para su observación:

2. Medios de transporte 3. Medios primarios 4. Medios enriquecidos 5. Medios selectivos 6. Medios diferenciales 7. Cultivos bacterianos (Problema 1 y 2) 8. Asa bacteriológica 9. Mechero 10. Agar nutritivo

IX.- Metodología

1. Manejo del asa bacteriológica

2. El profesor demostrará el manejo adecuado del asa y explicará las precauciones que se debe tener en la toma del inoculo (esterilizar y dejar enfriar para evitar quemar las bacterias.

3. Aislamiento bacteriológico a partir de

medios de cultivo sembrados, mediante el método de estrías en placa.

4. El material será incubado a 35°C por el laboratorio 5 para ser utilizado en la práctica siguiente.


TOMA DE MUESTRA Práctica Núm. 4

El profesor Explicara, que es un exudado faríngeo o nasofaringeo, un urocultivo y un coprocultivo. ¿En que caso clínico están indicados? ¿Porque se utilizan diferentes medios de cultivo para su siembra? ¿Cuales son los microorganismos patógenos más frecuentemente asociados a una faringoamigdalitis, infección de vías urinarias y gastroenteritis y que medios de cultivo selectivos y diferenciales se emplean para su crecimiento?. EL PROFESOR EXPLICARA EL DESARROLLO DE LA PRACTICA

1. Exudado nasofaringeo � Selección de los medios de cultivo � Toma de exudado nasofaringeo y manejo

de la muestra clínica • Técnica de sembrado para la obtención de

colonias aisladas. • Condiciones y tiempo de incubación

2. Urocultivo • Manejo de la muestra de orina • Selección de los medios de cultivo • Técnica de sembrado de la muestra clínica

(cultivo cuantitativo) • Condiciones y tiempo de incubación

3. Coprocultivo • Selección de los medios de cultivo • Técnica de sembrado de la muestra clínica,

para la obtención de colonias aisladas • Condiciones y tiempo de incubación

4. Cultivo de flora bacteriana de piel Relación que guarda la densidad bacteriana con el aseo de las manos Participación del lavado de manos en la prevención de diseminación de enfermedades infecciosas bacterianas. Selección de los medios de cultivo Técnica de inoculación en las placas de cultivo Condiciones y tiempo de incubación

I.- Objetivos El alumno: Conocerá los medios selectivos y diferenciales que se utilizan para sembrar un exudado faríngeo, un urocultivo, un coprocultivo y flora bacteriana de piel. Descubrirá el tipo de flora bacteriana predominante en piel y su variación en la densidad de acuerdo a la técnica de lavado de manos. Se familiarizará con las técnicas de sembrado y de tinción que se utilizarán en el laboratorio de bacteriología. Comprenderá la importancia de manejar la siembra de las muestras clínicas en un campo de esterilidad. II. Material

1. Asas bacteriológicas 2. Portaobjetos de 26 x 75 mm 3. Frasco gotero con agua destilada estéril 4. Puente para tinción 5. Reactivos para tinción de Gram 6. Mecheros 7. Aceite de inmersión 8. Papel limpia lentes 9. Microscopios 10. Preparaciones fijas y teñidas de bacterias

III. Metodología Se emplearán los medios de cultivo sólidos y líquidos sembrados para realizar frotes y tinción de Gram para su observación. Preparación de frotes

1. Trabajar en un área de aproximadamente 10 cm de distancia de la flama del mechero (zona de esterilidad).

2. Esterilizar el asa, flamearla y enfriarla. 3. Tomar una pequeña porción de una colonia

aislada con el asa estéril.


4. Resuspender el material del asa en una gota de agua destilada, colocada previamente en un portaobjeto, mezclar y extender la suspensión en un área no mayor de 2 cm de diámetro.

5. Secar la preparación al aire libre. 6. Fijar la preparación con el calor del

mechero, evitando el calentamiento excesivo.

7. Marcar cada preparación con un marcador indeleble.

8. Colocar el frote sobre el puente de tinción. Tinción de Gram

1. Cubrir los frotes con cristal violeta, durante un minuto.

2. Lavar con agua corriente ligeramente. 3. Cubrir con lugol bacteriológico durante un

minuto. 4. Lavar con agua corriente ligeramente. 5. Decolorar el frote con un a mezcla de

alcohol-acetona (5 a 7 gotas). 6. Lavar con agua corriente ligeramente. 7. Cubrir con safranina durante 30 segundos. 8. Lavar con agua corriente. 9. Secar al aire libre. 10. Observar al microscopio.

Interpretación Las bacterias que retienen el colorante inicial y se tiñen de color violeta son Gram positivas y las que se decoloran y se tiñen con el colorante de contraste son Gram negativas.


EXUDADO FARÍNGEO Practica Num. 5

I.- Objetivos.

• Identificar los microorganismos que forman parte de la flora habitual y aquellos que son patógenos de vías respiratorias superiores (VRS).

• Conocer los diferentes tipos de muestras que se pueden obtener de vías respiratorias superiores.

• Obtener de forma adecuada la muestra de exudado faríngeo.

• Realizar la identificación macroscópica, microscópica, identificación bioquímica y serológica de los microorganismo involucrados en procesos infecciosos de VRS.

II.- Introducción. Entre los microorganismos involucrados en procesos infecciosos de VRS se encuentra; Streptococcus pyogenes también llamado Estreptococo beta hemolítico del grupo A de Lancefield. Así como estreptococos del grupo, Arcano bacterium haemolyticum, Staphylococcus aureus, Neisseria gonorrhoeae, Coryne bacterium diphtheriae, Haemophilus influenzae tipo B, Bordetella pertussis, Borrelia Vincenti, Fusobacterium sp. Es importante mencionar que en caso de pacientes inmunocomprometidos pueden participar Klebsiella pneumoniae y Pseudomonas aeruginosa. Entre los virus tenemos una alta participación de Adenovirus, Epstein-Barr, Coxsackie A, Herpes simple 1 y 2, Virus de la Influenza A y B, Parainfluenza, Coronavirus y Citomegalovirus. Las muestras que se pueden obtener de VRS incluyen, exudado faríngeo, exudado nasal, exudado nasofaríngeo, lavado nasal y aspirado sinusal entre otras. En el caso del exudado faríngeo, su indicación se encuentra dada con el fin de realizar la detección del microorganismo involucrado en el proceso infeccioso de la región. Sin embargo, debemos considerar que siendo una región altamente colonizada por microorganismos que forman parte de la flora habitual, la realización de la toma de muestras debe ser la adecuada para la

recuperación y cultivo de los microorganismos involucrados en el proceso infeccioso. III.- Material Primera sesión (Toma de muestra y cultivo bacteriológico).

1. Placa de gelosa sangre 2. Placa de agar chocolate 3. Placa de gelosa salmanitol 4. Placa Biggy 5. Isopos estériles 6. Abatelenguas estériles 7. Asas bacteriológicas. 8. Mecheros 9. Equipo de Tinción de Gram 10. Material audiovisual.

Segunda sesión (Identificación macroscópica y microscópica).

1. Cultivos demostrativos. 2. Cultivos de la práctica anterior 3. Equipo de Tinción de Gram 4. Laminillas 5. Cubreobjetos 6. Asas bacteriológicas 7. Mecheros 8. Microscopio 9. Aceite de inmersión 10. Papel para la limpieza del microscopio

Pruebas Bioquímicas demostrativas

1. Determinación de hemólisis 2. Prueba de CAMP 3. Manitol salagar 4. Plasma 5. Bacitracina 6. Optoquina 7. Realizar determinación serológica en caso

de probable Streptococcus pyogenes


IV. Método

1. Para realizar el aislamiento de las bacterias del exudado faríngeo, se marcan las zonas de inoculación en cada medio de cultivo.

2. Toma de muestra: se le pide al paciente que abra bien la boca, se hace descender suavemente la lengua con el abatelengua y se introduce un isopo estéril hacia la farínge posterior. Pasar suave y rápidamente el isopo con movimientos hacia arriba y abajo, por detrás de la uvúla y entre los pilares tonsilares.

3. Rotar el isopo en la zona número 1 de la placa de gelosa sangre, agar chocolate y agar salmanitol. Además frotarlo en la superficie del medio de BIggy y finalmente hacer un frote en una laminilla.

4. Continuar con la distribución de la muestra empleando el asa bacteriológica previamente esterilizada con el fin de lograr el aislamiento deseado.

5. Incubar los cultivos a 37°C durante 24 a 48 horas.

6. Fijar y teñir el frote con el método de Gram 7. Observar al microscopio

Interpretación macró y microscópica

1. Gelosa sangre: Observar la morfología colonial, determinar el tipo de hemólisis (Alfa, Beta o Gamma)

2. Agar salmanitol: Medio que permite observar la capacidad de fermentación del manitol por parte de Staphylococcus aureus. El indicador hará un vire en el medio de cultivo hacia el color amarillo en caso positivo. Si no hay cambio en la coloración lo consideramos negativo.

3. Medio de Biggy: Las colonias que se observen de color café obscuro o negro, corresponden a Candida.

4. Plasma: En el caso de Staphylococcus aureus la prueba de coagulasa será positiva.

5. El halo de inhibición de bacitracina será positivo para estreptococo del grupo A.

6. Prueba de CAMP: Permite diferenciar estreptococo beta hemolítico. Es negativa para Streptococcus pyogenes y positiva en el caso de Streptococcus agalactiae.

Prueba de aglutinación para identificación de Estreptococo Beta Hemolítico del grupo A

Es importante su realización con el fin de orientar el tratamiento y pronóstico de infecciones producidas por Streptococcus pyogenes. 1. Colocar una gota de una suspensión de

colonias aisladas de una placa. 2. Añadir igual cantidad de antisuero SBGA. 3. Mezclar y leer a lops dos minutos contra un

fondo obscuro. 4. En otro pozo de la placa de aglutinación

realizar la prueba de control negativo. 5. Comparar resultados.

Interpretación: La presencia de grumos indica SBGA. Esta prueba puede hacerse directamente del exudado faríngeo, lo que permite realizar el diagnóstico rápido. Sin embargo los resultados negativos deben ser comprobados por el cultivo.


CULTIVO DE FLORA BACTERIANA DE PIEL. Práctica Num. 6

I.- Objetivos

• Comprobar la existencia de microorganismos en la piel de las manos.

• Observar el efecto de la limpieza en la eliminación de estos microorganismos.

Introducción: Vivimos inmersos en un mundo de bacterias, las que se encuentran por todos lados y nosotros no somos la excepción. Desde las pocas horas después del nacimiento somos colonizados por bacterias que vivirán con nosotros durante toda la vida, las cuales colonizan la piel, tracto digestivo, vías respiratorias altas, oídos y algunos otros tejidos, constituyéndose en la llamada flora normal o habitual. Su permanencia en estos sitios, hacen que huésped se vea beneficiado por los nutrientes que algunas de ellas fabrican, por la inhibición del desarrollo de microorganismos patógenos, porque estimulan el desarrollo del sistema inmune, y por otras funciones benéficas que realizan. Sin embargo, sabemos que algunas de estas bacterias pueden representar un riesgo para nuestra salud, principalmente en las siguientes situaciones; al multiplicarse de forma anormalmente alta, al encontrarse en un sitio diferente al que les corresponde y cuando existen bacterias en un sitio normalmente estéril. Como es de suponer, el cuerpo es un delicado ecosistema en donde viven simbióticamente un gran número de bacterias y el huésped humano mantiene una relación en donde estas bacterias representan un riesgo potencial cuando el equilibrio se rompe. El número y el tipo de bacteria pueden ser modificados por diferentes factores como son la temperatura, la humedad, el pH y la presencia de determinados nutrientes o de sustancias inhibitorias. Algunos ejemplos de cuando se rompe este equilibrio pueden ser la presencia de diversos tipos de infecciones; caries, acné, etc.

II.- Material

1. Hisopo estéril 2. Placas de agar sangre. 3. Placa de agar Mac Conckey 4. Placa de manitol sal agar 5. Tubo con agua destilado o solución salina

isotónica (SSI) 6. Asa para siembra. 7. Marcador. 8. Mechero. 9. Equipo para tinción de Gram. 10. Portaobjetos. 11. Aceite de inmersión. 12. Microscopio.

III. Método Primera sesión.

1. Manos sin lavar. 2. Humedecer el hisopo estéril con el agua o

SSI estéril. 3. Con el hisopo humedecido, tomar la

muestra bacteriológica de los pliegues interdigitales, dorso y palmas.

4. Sembrar con el hisopo en un extremo de la placa con agar sangre, agar manitol y agar Mac Conkey.

5. Realizar el sembrado para obtener colonias aisladas.

6. Rotular la caja de petri. 7. Incubar a 35-37° C, durante 24-48 horas.

2.- Manos lavadas.

1. Realizar el aseo de manos con agua y jabón de manera tradicional.

2. Frotar las manos enjabonadas durante 30 segundos.

3. Humedecer el hisopo estéril con agua o SSI estéril.

4. Tomar la muestra de los espacios interdigitales, del dorso y palmas.


5. Sembrar en la placa con agar sangre para aislamiento de colonias.

6. Rotular la caja de petri. 7. Incubar a 35-37° C, durante 24 horas. 8. 3.- Limpieza de manos con empleo de gel

desinfectante. 9. Realizar el aseo de manos con el alcohol-

gel. 10. Frotar las manos con al alcohol-gel. 11. Dejar secar durante 40 segundos. NO

REALIZAR SECADO. 12. Humedecer el hisopo estéril con agua o SSI

estéril. 13. Tomar la muestra de los espacios

interdigitales, del dorso y palmas. 14. Sembrar en las placas con agar sangre,

para aislamiento de colonias. 15. Rotular la caja de petri. 16. Incubar a 35-37° C, durante 24 horas.

Segunda sesión:

1. Cuantificar el número de Unidades Formadoras de Colonias.

2. Dibujar el los círculos los resultados. 3. Realizar Tinción de Gram. 4. Observar al microscopio. 5. Realizar el reporte de la práctica.

SIN LAVAR LAVADO CON JABÓN ASEO CON GEL


RESULTADO- INTERPRETACIÓN DE PRUEBAS BIOQUÍMICAS.

COPROCULTIVO Práctica Num. 7

I.- Objetivos:

1. Enlistar los principales agentes etiológicos de enfermedades intestinales.

2. Enlistar las consideraciones asociadas a la toma de muestra por analizar

3. Describir la metodología y los fundamentos asociados al coprocultivo.

4. Interpretar convenientemente los resultados obtenidos en los estudios microbiológicos relacionados con las afecciones bacterianas del tracto intestinal.

II.-Introducción: La flora normal del tracto gastrointestinal, esta constituida por una gran diversidad de especies bacterianas, entre las que se encuentran bacterias de la familia Enterobacteriaceae. Sin embargo, algunos géneros de esta familia son agentes etiológicos de padecimientos como son, la gastroenteritis y disentería bacilar. Las bacterias patógenas del tracto gastrointestinal, las podemos dividen en: Bacterias enteroinvasivas: E. coli enteropátogena (ECEP), E. coli enteroagregativa (ECEA), E. coli enteroinvasiva (ECEI), Salmonella enteritidis (con numerosos varovares), Shigella sp., Yersinia enterocolitica y Campylobacter jejuni. Bacterias enterotoxigénicas: E coli enterotoxigenica (ECET), E. coli enterohemorrágica (ECEH), Vibrio cholerae, Vibrio mimicus, Vibrio vulnificus, Vibrio parahemolyticus y Clostridium difficile. Todos estos microorganismos ocasionan afecciones entéricas a través de la elaboración de toxinas, cuya liberación ocurre después de la colonización del intestino. El diagnóstico etiológico, se realiza mediante el cultivo de los microorganismos presentes en la materia fecal, procedimiento denominado coprocultivo, a través del cual se logra, inicialmente el aislamiento y para posteriormente realizar la

identificación bioquímica y serológica de las bacterias presentes (ver diagrama) Para realizar con éxito este método se recomienda:

•Que el paciente no se encuentre en tratamiento antimicrobiano, antes de recolectar la muestra.

•Que el recipiente para la muestra sea un frasco de vidrio con tapón de rosca, absolutamente limpio, estéril y exento de desinfectantes, detergentes o jabones.

•En pacientes pediátricos, si la muestra no puede obtenerse naturalmente, debe introducirse un hisopo hasta rebasar el esfínter anal y rotarlo suavemente. Cuando sea posible recurrir a la proctoscopía o la sigmoidoscopía, para obtener la muestra procedente de la región afectada.

•Es conveniente analizar y sembrar la muestra en cuanto sea recolectada, ya que la flora intestinal puede continuar la fermentación de los carbohidratos, disminuyendo el pH y con ello, afectando la viabilidad de algunos patógenos delicados. Del mismo modo, las temperaturas de refrigeración suelen resultar perjudiciales para algunas cepas de Shigella sp.

•Cuando la muestra no pueda analizarse inmediatamente después de haberse obtenido, es oportuno el empleo de medios de transporte, tales como el Cary Blair, que carece de nutrimentos y cuyo contenido en sales y tioglicolato preserva la viabilidad de los microorganismos patógenos, sin que ocurra un crecimiento considerable de ellos ni de los miembros de la flora intestinal.


•Si la evacuación es sólida, antes de la siembra debe colocarse en solución salina isotónica buscando que quede en una proporción de 1:8 a 1:10 aproximadamente.

Cuando la muestra presenta moco y/o sangre, estos materiales son los que se siembran. Los medios mas empleados en el coprocultivo para el aislamiento e identificación de bacterias, se clasifican como selectivos y diferenciales, puesto que contienen inhibidores para bacterias Gram positivas y permiten diferenciar entre las colonias lactosa positivo y lactosa negativo, debido a que su formulación incluye lactosa y un indicador que detecta los cambios de pH. Considerar que el pH de los medios mencionados anteriormente es neutro, por lo tanto, su coloración inicial será la de sus respectivos indicadores. Una vez sembrados, las observaciones deben realizarse 24 horas después ya que el indicador del medio habrá virado de acuerdo a la acidez o alcalinidad formada. Las pruebas bioquímicas son otro medio para poder identificar a las enterobacterias. III. Material Primera sesión

1. Placa de eosina azul de metileno (EMB) 2. Placa de Salmonella-Shigella (SS) 3. Placa de Verde Brillante (VB) 4. Tubo de citrato de Simmons 5. Tubo de agar hierro triple azúcar (TSI) 6. Tubo de agar hierro lisina (LIA) 7. Tubo de agar movilidad índol ornitina (MIO) 8. Asas bacteriológicas 9. Problemas 1, 2 y 3

Segunda sesión:

1. Cultivos demostrativos. 2. Pruebas bioquímicas inoculadas

demostrativas. 3. Cultivos de la practica anterior 4. Reactivo de Kovac

IV. Método Primera sesión:

1. Obtener una muestra de material fecal en un frasco estéril y de aquí tomar una

pequeña porción con un hisopo estéril, de preferencia de los sitios con moco y sangre.

2. Con el hisopo, inocular las siguientes medios: EMB, SS y VB, seguir el procedimiento por estrías en placa para el aislamiento de colonias

3. Con el mismo hisopo inocular el caldo de tetrationato, al que previamente se le agregan tres gotas de solución de yodo y dejar el hisopo dentro.

4. Incubar a 37° C durante 24 horas 5. Sembrar en los tubos de citrato, TSI, LIA y

MIO, la bacteria problema, como lo indique el profesor, incubar a 37° C durante 24 horas, identificar al o los microorganismos De a las pruebas bioquímicas.

Nota: En la práctica médica, el coprocultivo se realiza como se indica en el diagrama 1, por lo que el resultado se obtiene de tres a cinco días. Segunda sesión:

1. Observar la morfología colonial en las placas sembradas

2. Comparar la morfología de las cajas demostrativas que se proporcionaron

3. Hacer la lectura de las pruebas bioquímicas demostrativas que se proporcionaron

4. Interpretar e identificar la bacteria sembrada en el juego de pruebas bioquímicas (auxiliarse con las tablas y diagramas anexos)

Interpretación de bioquímicas. Agar citrato de Simmons: Prueba empleada para diferenciar aquellas bacterias que emplean el citrato como única fuente de carbono y energía. Tiene como indicador, al colorante azul de bromotimol, que se alcaliniza al emplear las sales de amonio, que hace que el medio vire a un color azul, cuando es positivo. TSI (Agar triple azucar-hierro).Prueba que permite observar la fermentación de glucosa, lactosa y sacarosa así como la producción de gas, ácido sulfhídrico.

MUESTRA (MATERIA FECAL)

SIEMBRA DIRECTA EMB, SS ,VB.

ENRIQUECIMIENTO TIOGLICOLATO O

SELENITO

INCUBAR A 35-37° C/18-24 HORAS

PRUEBAS BIOQUÍMICAS: CITRATO, TSI, LIA, MIO.

INCUBACIÓN A 35-37° C/18-24 HORAS

LECTURA DE PRUEBAS BIOQUÍMICAS

SEROLOGÍA.


La fermentación acidifica el medio, haciendo que el indicador (rojo de fenol) vire a amarillo. En tanto que el tiosulfato de sodio se reduce a sulfuro de hidrógeno que reacciona con sales de hierro, proporcionando sulfuro de hiero de color negro. LIA (Agar hierro lisina). Prueba basada en la descarboxilación y desaminación de lisina, así como en la producción de ácido sulfhídrico. Descarboxilación de la lisina positiva; Pico violeta/fondo violeta. Prueba negativa: Pico violeta/ fondo amarillo. Desaminación de la lisina; Pico rojizo/fondo amarillo, se presenta en Proteus, Providencia y Morganella sp Producción de ácido sulfhídrico: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite entre el pico y el fondo. MIO (Agar hierro ornitina). Prueba que permite detectar la movilidad del microorganismo, producción de indol y descarboxilación de ornitina. La fermentación de la dextrosa hace que el medio vire a un color amarillo. La descarboxilación de la ornitina alcaliniza el medio dando un vire a color púrpura.

La producción de indol a partir del triptófano se manifiesta al agregar el reactivo de Kovac o de Erlich.

ANOTAR RESULTADOS:

DIAGRAMA DE COPROCULTIVO


UROCULTIVO. PRÁCTICA Núm. 8

I.- Objetivos:

1. Conocer las principales enfermedades que afectan al tracto urinario y los agentes etiológicos más relevantes.

2. Conocer las diferentes técnicas mediante las cuales se obtienen adecuadamente las muestras a analizar, señalando sus respectivas ventajas y desventajas.

3. Describir las metodologías y los fundamentos asociados al diagnóstico del laboratorio de los padecimientos urinarios ocasionados por bacterias.

4. Interpretar y reportar convenientemente los resultados que se obtienen en los estudios microbiológicos relacionados con afecciones del tracto urinario.

II. Introducción: Las infecciones urinarias son de las más importantes en el ser humano, afectan con mayor frecuencia a las mujeres, se adquiere con mayor regularidad por vía ascendente o exógena que por la endógena, previa septicemia y se asocia principalmente a la falta de higiene, malformaciones, uropatía obstructiva, alteraciones neurogénicas de vejiga, cateterismo uretral, diabetes mellitus, embarazo, hipertensión arterial, neoplasias, alteraciones de los mecanismos de defensa específicos e inespecíficos. Uno de los riesgos más serios de las infecciones urinarias radica en que, cualquiera de las zonas afectadas del tracto, constituye un importante foco a partir del cual los microorganismos responsables pueden diseminarse hasta el riñón e inclusive migrar de éste hacia la sangre, comprometiendo en ambos casos, la vida del enfermo. En la mujer, la uretrocistitis es la entidad clínica más frecuente y generalmente cursa en forma aguda. En el hombre, esta afección y la prostatitits son las más comunes, aunque la segunda se distingue por el hecho de que puede manifestarse como aguda o crónica, resultando difícil de curar y siendo causa constante de recaídas, además de ser ocasionada hasta en 10 % de los casos por dos o más microorganismos. Sin embargo, la pielonefritis representa en ambos sexos la entidad de mayor gravedad y se debe en un 10 % de los casos a más de una especie, sobre todo cuando se trata de pacientes sometidos a cateterismo

permanente o quienes presentan lesiones obstructivas en el tracto urinario. Los agentes etiológicos de infecciones del tracto urinario están limitados a unos cuantos microorganismos de crecimiento rápido. Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter sp, Proteus sp estafilococos coagulasa negativa, destacando la especie S. saprophyticus, Pseudomonas sp. y Candida albicans, representan los principales aislamientos tanto de pacientes hospitalizados como externos. Las muestras de orina son remitidas para urocultivo a partir de pacientes con síntomas de infecciones del tracto urinario y de pacientes asintomáticos con alto riesgo de infección y si no es colectada apropiadamente, ésta puede contaminarse con microorganismos de la flora normal del periné,la próstata, la uretra o la vagina. La recolección de las mismas se realiza mediante varios métodos, entre los que destacan el de la media micción, el cateterismo, la punción suprapúbica, la habilitación de los catéteres permanentes y el empleo de colectores pediátricos. Colección de la muestra

1. El método que se realiza regularmente es el de la media micción, debido a que no representa mayores problemas para el paciente.

2. Se recomienda que el paciente realice la limpieza adecuada de las zonas cercanas a la uretra. Una vez efectuada la limpieza, se descarta en el inodoro la primera parte de la micción y, sin que esta se suspenda, se recogen los 20 a 30 ml siguientes en un recipiente de boca amplia, con tapón de rosca, estéril, sin trazas de detergente o desinfectantes.

3. Cateterismo vesical. Esta técnica aumenta el riesgo de infecciones del tracto urinario ya que, con frecuencia actúa como vehículo para que los microorganismos, presentes en la sonda o en la porción externa de la uretra, alcancen vejiga, ureteros y riñón, agravando la condición de los enfermos, por lo tanto, este procedimiento no es recomendado de rutina.


4. Orina colectada por punción (aspiración) suprapúbico de la vejiga. Evita la contaminación asociada con la colección de orina emitida espontáneamente. Este método es el método preferido para pacientes en estado de coma o cuando los resultados obtenidos con otras técnicas sean confusos, ya que la muestra se obtiene directamente de la vejiga y, bajo estas condiciones, no se contamina con microorganismos provenientes de otros sitios (siempre que la asepsia previa se haya realizado cuidadosamente).

5. Orina colectada de un asa ileal, después de la remoción del dispositivo externo y la inserción de un catéter después de limpiar la toma

6. Las puntas de sondas (catéter) de Foley no son aceptables para cultivos.

7. Finalmente, la utilización de bolsas colectoras pediátricas es adecuada en los niños en quienes, debido a su corta edad, no se puede emplear el método de la media micción; dichos colectores se fijan a los genitales sin resultar incómodos, dado que el material con el que se confeccionan es blando y plegable.

Momento de la colección de la muestra

1. Obtener la primera orina de la mañana, debido al elevado número de bacterias después de un cultivo durante toda la noche de incubación en la vejiga.

2. No forzar la ingesta de líquidos, ya que diluirá la orina y puede disminuir la cuenta de colonias a menos de cien mil UFC/ml

3. Colectar tres muestras consecutivas de orina temprano en la mañana para pacientes asintomáticos.

Transporte de muestras

1. Transportar la muestra al laboratorio tan pronto como sea posible después de la colección.

2. Cultivar las muestras dentro de las dos horas posteriores a la colección, o refrigerar la muestra y cultivarla dentro de las siguientes 8 horas cuando sea necesario.

3. Las muestras de orina refrigeradas pueden ser conservadas 24 horas o menos , debido a que las cuentas bacterianas a menudo permanecen estables durante 24 h a 4ºC

4. Se requiere repetir una muestra de orina cuando no hay evidencia de refrigeración y la muestra tiene mas de 2 horas de haber sido obtenida.

5. Se requiere repetir la muestra cuando el tiempo y método de colección no han sido observados

6. Si se trata de una muestra colectada, transportada y manejada de manera inadecuada y no puede ser reemplazada, se documenta en el reporte final que la calidad de la muestra no es la adecuada.

7. La refrigeración no es necesaria si la muestra de orina es colectada en tubos de transporte con preservativos

8. Colocar cuando menos 3 ml de orina en un tubo de transporte conteniendo un preservativo para evitar un efecto inhibitorio o diluyente en los microorganismos.

Análisis de las muestras. Los métodos para el análisis de las muestras son cuantitativos debido a la elevada frecuencia con la que las muestras se contaminan durante su obtención, excepto para los escasos especímenes recolectados mediante punciones suprapúbicas, ya que para éstas solo se necesita efectuar análisis cualitativos. DETECCION DE BACTERIURIA Tinción de Gram El método de tinción de Gram puede detectar la presencia tanto de bacterias como leucocitos en muestras de orina Método:

1. Colocar 10 microlitros de orina no centrifugada y bien mezclada sobre un portaobjetos de vidrio y dejar secar al aire sin extender

2. Fijar, teñir e identificar al microorganismo. 3. Determinar el número de microorganismos

por campo de inmersión


Interpretación:

1. Reportar el número de microorganismos por campo de inmersión

2. La presencia de uno o más microorganismos por campo de inmersión correlaciona con una cuenta > 0 = a 105 UFC/ml

3. La presencia de muchas células epiteliales escamosas y diferentes morfotipos microbianos indica contaminación y requiere repetición de la muestra.

METODOS DE CULTIVO 1. Método de estriado en superficie (asa calibrada)

Las asas calibradas presentan características específicas que las habilitan para recoger, si solo se introduce a la muestra la parte circular, un volumen conocido de orina. La siembra se realiza descargando su contenido en toda la superficie del medio seleccionado. Cabe señalar que la elección de los medios es importante. No debe faltar una gelosa sangre u otro medio en el que pueda desarrollar el agente etiológico, aunque este sea exigente en cuanto a sus requerimientos nutricionales, y algunos otros medios con características diferenciales y/o selectivas, que permitan el desarrollo de los patógenos, inhibiendo a los contaminantes. Las placas sembradas se incuban a 35º C en atmosfera normal de aerobiosis y durante 24 a 48 horas. Transcurrido el tiempo, se analizan las características macroscópicas obtenidas, poniendo especial cuidado en detectar si están presentes uno o más microorganismos diferentes y en realizar el recuento correspondiente. Como las asas comerciales más utilizadas son las que recogen un volumen de 0.001 ml de orina, el número de colonias de cada caja deberá multiplicarse por 1000 para conocer la cantidad de microorganismos o de UFC que la muestra contiene por mililitro. Adicionalmente, deben someterse a pruebas de identificación, tomando en cuenta que las infecciones urinarias son causadas, en el 85 a 90 % de los casos, por una sola especie. Para la interpretación de resultados es importante considerar de manera conjunta, la identidad de los microorganismos obtenidos en mayor cantidad y los

denominados criterios de Kass, además de la historia clínica, la sintomatología o la edad avanzada del paciente, entre algunos otros factores que apunten hacia la firme posibilidad de una patología urinaria, debido a que algunas bacterias se pueden presentar como contaminantes de la muestra o se presentan casos en los que no llegan a alcanzar las cifras reconocidas como significativas (según Kass) Los criterios de Kass establecen lo siguiente: No de UFC/ ml INTERPRETACION 100,000 o mas Alrededor de 10,000 1000 o menos

Infección activa Dudosa* Contaminación de la muestra

*Debe analizarse otra muestra del paciente. Considerar:

-Los falsos negativos pueden obtenerse cuando: • El paciente se encuentra bajo

tratamiento antimicrobiano poco antes o durante la recolección de la muestra:

• El causante del cuadro en incapaz de desarrollar en los medios utilizados o bajo las condiciones de incubación que se seleccionaron

• La muestra analizada no fue la primera de la mañana

• El depósito en el que se recoge el espécimen contiene restos de detergente o desinfectante

• El enfermo se encontraba recibiendo líquidos intravenosos

• La calidad y/o la preparación de los medios no es la adecuada

• El asa calibrada recogía volúmenes menores a los esperados

• La muestra no se homogenizó antes de introducir el asa

• La alícuota descargada en la superficie del medio no se distribuyó adecuadamente.

-Los falsos positivos pueden ocurrir cuando:

• El paciente no efectúa la limpieza previa en forma adecuada

• El espécimen se siembra después de haber permanecido una hora o más a temperatura ambiente

•


• El depósito en el que se recoge la

muestra se encuentra contaminado • El asa calibrada recoge mayores

cantidades que las esperadas • La paciente suspendió la micción para

recolectar la parte media • El catéter • se encontraba contaminado

2. Procedimientos de medio mínimo:

Método de las diluciones Este se considera más confiable que el del asa calibrada, Se realiza preparando diluciones 1:10, 1:100 y 1:1000 a partir de la muestra, empleándose SSI estéril como diluyente, y, posteriormente, se coloca 1 ml de la última dilución en una o mas cajas petri estériles, a las que después se le vierten 20 ml de los medios seleccionados cuando estos se han esterilizado y se encuentran a una temperatura de 45 o 50º C. Las cajas se mezclan, de manera que la alícuota se distribuya uniformemente; finalmente, se permite que los medios solidifiquen y la placa se incuba a 35º C en aerobiosis, durante 24 a 48 h. El procedimiento y la interpretación de resultados es similar al descrito para el método del asa calibrada. Considerando en este caso, la posibilidad de falsos negativos cuando los medios se vierten a temperaturas mayores a las señaladas, y la de falsos positivos cuando las diluciones se preparan con una misma pipeta o sin condiciones asépticas.

Consideraciones especiales:

1. No cultivar lo siguiente: a)Puntas de catéter de Foley b)Orina en medio líquido c)Sedimento de orina

2. El criterio de > 105 UFC/ml puede ser

aplicado a la mayoría de las muestras remitidas para cultivo

3. Las cuentas de colonias mayor o igual a 105 UFC en muestras emitidas espontáneamente con disuria y síntomas de infección del tracto urinario puede ser importante.

4. Realizar cultivos en anaerobiosis solo en aspirados por punción suprapúbica cuando sean requeridos

Durante la practica se realizará un urocultivo, se requiere colectar la primera orina de la mañana mediante la técnica de chorro medio, el paciente se debe lavar la región periuretral y el periné con agua jabonosa y enjuagar muy bien con solución salina estéril o agua destilada. Durante la recolección se desecha la primera porción de la orina para eliminar por arrastre mecánico las bacterias residentes en la uretra distal, recolectándose únicamente la porción media de la orina en un recipiente estéril, desechando la porción final. Si la orina no es procesada de inmediato, se debe refrigerar. Material Primera sesión:

1. Placa de eosina azul de metileno (EMB) 2. Placa de gelosa sangre 3. Placa de gelosa sal-manitol. 4. Asa calibrada de 0.001 ml 5. Orina No 1 6. Orina No 2 7. Orina No 3

Segunda sesión:

1. Cultivos demostrativos 2. Cultivos de la practica anterior

Método Estriado en superficie de agar (asa calibrada)

1. Homogenice la orina agitando el frasco por rotación con el asa calibrada estéril, tome asada y descargue en línea recta en el centro de la placa de agar EMB y estríe masivamente (en forma cruzada a la primera descarga)

2. Repetir el procedimiento en la placa de gelosa sangre

3. Incubar las cajas a 37°C durante 24 a 48 horas

4. Contar el número de colonias que desarrollaron en las cajas

5. Si de acuerdo con el criterio de Kass y Stanford, el número de bacterias es mayor de 100 000 UFC/ml, se procede a identificar él o los microorganismos por los métodos usuales.


DETERMINACIÓN DE SENSIBILIDAD A ANTIMICROBIANOS. PRACTICA NÚM. 9

El laboratorio de enseñanza proporcionará por equipo una caja de cultivo con cada una de las cepas empleadas, donde se apreciará el desarrollo de colonias de las diferentes bacterias aisladas, con un período de incubación de 18 a 24 horas, las cuales se usarán como inóculo, que será empleado en la realización del antibiograma. El laboratorio proporcionará cajas de petri con agar Müeller-Hinton, un tubo de MacFarland de 0.5, tubo con solución salina isotónica o caldo; sensidiscos con el antimicrobiano a probar, hisopos estériles y pinzas. El profesor titular y del laboratorio: El profesor describirá la importancia de uno de los grandes avances en medicina durante el siglo XX, como fue el descubrimiento de la penicilina, considerada la precursora del advenimiento de la era moderna de los antibióticos, y como a partir de ella, gran cantidad de antimicrobianos se obtuvieron de microorganismos o por síntesis para su uso clínico. Mencionará la necesidad de las pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos. Como se hizo evidente su empleo, poco después de estar disponibles en el comercio, y la aparición de cepas bacterianas resistentes, como consecuencia de la selección que hace el antimicrobiano de variantes que previamente han sufrido mutación o han adquirido material genético procedente de otras bacterias resistentes por diferentes mecanismos. Mencionará la indicación de determinar la sensibilidad antimicrobiana; para aquellos organismos que participan en el proceso infeccioso y cuya sensibilidad no puede ser predecida por su identificación bacteriológica (bacterias participantes en infecciones intrahospitalarias), en infecciones crónicas o cuadros clínicos de repetición, y la necesidad de seleccionar el antimicrobiano más adecuado para pacientes con problemas (edad, inmunosupresión, etc). Y falta de necesidad de la determinación de sensibilidad a antimicrobianos, cuando no se ha reportado resistencia al agente de elección o en aquellos casos en que se ha reportado rara vez. I.- Objetivos:

El alumno identificara el efecto antibacteriano de los fármacos en bacterias de un cultivo. Demostrará la utilidad de la prueba de sensibilidad antimicrobiana por difusión en disco. Determinará la utilidad de las pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos en la clínica. Se reforzarán los conocimientos de la teoría con el laboratorio de bacteriología: El alumno, en la siguiente práctica empleará la caja de petri con agar Müeller Hinton, para visualizar el efecto del o los antimicrobianos sobre el inóculo bacteriano empleado. Determinará el diámetro de inhibición, realizando la medición del mismo. Realizará un reporte donde documente los siguientes aspectos en una tabla donde integrará estos resultados: Nombre de la bacteria, antimicrobiano empleado, diámetro de inhibición, resultado de este diámetro en base a las tablas proporcionadas. Explicará el mecanismo de acción del antimicrobiano sobre la bacteria usada, y los mecanismos de resistencia empleados por la bacteria. II.- Material: Por equipo:

1. Cajas con gelosa Müeller Hinton con 4 mm de grosor.

2. Tubo de MacFarland de 0.5. 3. Placa de agar Müeller Hinton con colonias

bacterianas aisladas. 4. Sensidiscos con antimicrobianos (penicilina

y estreptomicina). 5. Tubos con 3 mL de solución isotónica o

caldo Müeller Hinton. 6. Regla graduada en milímetros y

centímetros.


Por laboratorio.

1. Hisopos estériles. 2. Pinzas (el alumno traerá la suya) 3. Marcador.

III.- Método:

1. A partir de un cultivo en placa, tomar con un asa bacteriológica estéril, cuatro o cinco colonias bien aisladas del mismo tipo morfológico e inocularlas en un tubo que contenga 3 a 5 mL de solución isotónica o caldo Müeller Hinton.

2. Incubar a 35°C hasta que aparezca una turbidez visible (2 – 5 horas) que se ajusta, con caldo o solución salina, por comparación visual hasta obtener una turbidez de la mitad del estándar 1 de Mac Farland (tubo 0.5). Otra alternativa para preparar el inóculo es resuspender un cultivo de toda la noche en solución salina y ajustar su densidad con el tubo 0.5 de Mac Farland. La suspensión ajustada del inóculo, no debe permanecer más de 15 a 20 minutos antes de proceder a sembrarla en la placa de gelosa Müeller – Hinton.

3. Para inocular la placa, utilizar un hisopo estéril, el cual se moja en la suspensión bacteriana, quitando el exceso de líquido al presionar el hisopo contra las paredes del tubo, sembrar con el hisopo la caja de agar en tres direcciones. Dejar secar unos 5 minutos la placa antes de depositar los discos.

4. Depositar los discos con unas pinzas estériles y apretarlos ligeramente contra el agar. Esperar 5 ó 10 minutos, invertir la placa e incubarla a 35° C durante 16 a 18 horas.

5. Medir con un vernier o la plantilla diseñada para este propósito o con una regla, los diámetros de las zonas de inhibición completas.

6. Comparar los resultados obtenidos con los de la tabla proporcionada por el manual para determinar la sensibilidad del microorganismo.

7. Reportar los resultados obtenidos.


Cultivo Faríngeo

Streptococcus pyogenes

Streptococcus grupo AStreptococcus pneumoniae

Staphylococcus aureus metl resist

Haemophilus influenzae

Neisseria meningitidis

Branhamella catarrhalis

Staphylococcus aureus

Morfología- cocos- bacilos

Agrupación- Cadenas-En pares

-En racimos-Palizadas

Tinción

Gram

positivo

negativo

Agar sangre

Agar chocolate

Agar Sal manitol

Medios de cultivo

Incubación a 35°CMicroaerof ilia y aerobiosispor 24 a 48 horas

Morfología colonial

Hemolisis

Satelitismo

Pruebas Bioquímicas y serológicas

Oxi

das

a, C

ata

lasa

, Coa

gul

asa

Pruebas de susceptibilidad

Ba

citr

acin

a, o

pto

quin

a. C

AM

P


Agar Mac Conkey

Flora bacteriana

Normal

Muestra de florabacteriana de mano

Agar sangre

Agar Sal manitol

Staphylococcus coagulasaNegativaStreptococcus spp.


Escherichia coliKlebsiella spp.Proteus spp.Otras enterobacterias


Oxi

dasa

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4. Desarrollar en el mismo formato prácticas 4.-de pruebas bioquímicas, 5.- Interpretación

de resultados. 6.- Susceptibilidad a antimicrobiana. 7.- Identificación del microorganismo.

Urocultivo

Muestra de orina

Sembrar con asacalibrada

Agar sangre

Agar Sal manitol

Agar Mac Conkey

Con

tar

UF

C/

ml

Staphylococcus coagulasaNegativaStreptococcus spp.


Escherichia coliKlebsiella spp.Proteus spp.Otras enterobacterias

Neisseriae gonorrhoeae


Oxi

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os


Antibiograma

A).- Preparación del inóculo.

Método estándar (Fase Log) Caldo Mueller Hinton Incubar 2 a 8 hrs

Tomar 4 ó 5 colonias McFarland 0.5

Método de suspensión directa de colonias Tomar varias colonias de agar no selectivo Solución salina Agitar por 15 a 20

segundos.

(18 a 24 hrs de incubación) o Caldo MH

B).- Realización de antibiograma con empleo de sensidiscos.


Hisopo Caldo o SSI Sembrado en estrías cerradas Colocar sensidiscos Incubación (35 – 37°C/24 hrs.

Medir diámetro del halo de inhibición.

Documents

Bacteriologia 2011-2012